ESTUDO COMPARATIVO DA HEPATOTOXICIDADE EM Cannis
familiaris SUBMETIDOS À ANESTESIA GERAL COM HALOTANO,
TIOPENTAL SÓDICO E PROPOFOL.
THAÍS DUARTE FONTANA
UNIVERSIDADE ESTADUAL DO NORTE FLUMINENSE
CAMPOS DOS GOYTACAZES – RJ
DEZEMBRO – 2005
ESTUDO COMPARATIVO DA HEPATOTOXICIDADE EM Cannis
familiaris SUBMETIDOS À ANESTESIA GERAL COM HALOTANO,
TIOPENTAL SÓDICO E PROPOFOL.
THAIS DUARTE FONTANA
Tese apresentada ao Centro de
ciências
e
Tecnologias
Agropecuárias da Universidade
Estadual do Norte Fluminense,
como parte das exigências para
obtenção do título de Mestre em
Produção Animal.
Orientador: Prof. Ghendy Cardoso
CAMPOS DOS GOYTACAZES – RJ
DEZEMBRO– 2005
ESTUDO COMPARATIVO DA HEPATOTOXICIDADE EM Cannis
familiaris SUBMETIDOS À ANESTESIA GERAL COM HALOTANO,
TIOPENTAL SÓDICO E PROPOFOL.
THAIS DUARTE FONTANA
Tese apresentada ao Centro de ciências e Tecnologias Agropecuárias da
Universidade Estadual do Norte Fluminense, como parte das exigências para
obtenção do título de Mestre em Produção Animal.
Aprovada em 19 de dezembro de 2005
Comissão Examinadora:
Prof ª. Silvia Regina Ferreira Gonçalves Pereira (Doutora,Microbiologia / virologia) –
UENF
Prof ª. Maria Angélica Vieira da Costa Pereira (Doutora, Parasitologia) - UENF
___________________________________________________________________
Prof. Marcelo Alves Pinto (Doutor, Biologia Parasitária ) - FIOCRUZ
Prof. Ghendy Cardoso (Ph.D., Patologia e Clinica Geral) – UENF
(Orientador)
Á minha mãe, Laurentina Duarte Fontana, a quem devo tudo que sou.
Ao meu pai Frederico Fontana Netto que, é o meu exemplo de vida.
Aos meus sobrinhos, Frederico, Isabel e Mariana, que são a razão da minha força e
alegria.
As minhas irmãs,ao meu cunhado José Marcos,ao meu amor Marlon Boechat e
amigos que sempre me apoiaram e auxiliaram.
Dedico.
ii
AGRADECIMENTOS
Primeiramente, a Deus, razão maior da vida, que permitiu completar mais esta
etapa.
Ao meu Orientador, Professor Ghendy Cardoso, por seus ensinamentos.
Ao Professor Marcelo Alves Pinto, por todo incentivo, apoio constante e
amizade que se construiu.
Ao professor Eulógio Carlos Queiroz de Carvalho, por todo apoio, incentivo e
exemplo profissional.
Aos técnicos e médicos veterinários do laboratório de sanidade animal / setor
de patologia clínica, como Josias Alves Machado, Orlando, Luciana e Luciano, pela
colaboração no preparo das amostras e análise das mesmas.
As amigas da secretaria do programo de pós-graduação, Jovana Ferraz
Campos e Etiene Marques Gomes, pelo apoio constante.
As professoras, Maria Angélica Vieira da Costa Pereira e Silvia Regina
Ferreira Gonçalves Pereira, por terem aceito o convite para fazer parte da comissão
examinadora da tese.
Aos amigos, Denia Fábia, Andréia, Patrícia e Flávio, Pela ajuda, incentivo e
apoio constante.
Ao meu grande amor, Marlon, que se fez presente em todos os momentos,
pela paciência, apoio e incentivo durante a realização deste trabalho.
A UENF, Pelo apoio financeiro e oportunidade concedida.
iii
BIOGRAFIA
THAIS DUARTE FONTANA, filha de Frederico Fontana Netto e Laurentina
Duarte Fontana, nasceu em 03 de novembro de 1976, na cidade de Vitória – ES.
Foi admitida em março de 2003 no Curso de Pós-Graduação em Produção
Animal, Mestrado, Sanidade Animal, da Universidade Estadual do Norte Fluminense
(UENF), em Campos dos Goytacazes - RJ, submetendo-se a defesa de tese para
conclusão do Curso em dezembro de 2005.
iv
CONTEÚDO
LISTA DE TABELAS......................................................................................................v
LISTA DE FIGURAS.....................................................................................................vii
RESUMO.....................................................................................................................viii
ABSTRACT....................................................................................................................x
1. INTRODUÇÃO...............................................................................................................1
2. REVISÃO DE LITERATURA.........................................................................................3
2.1. História da anestesia..................................................................................................3
2.2. Anestesia....................................................................................................................4
2.2.1. Medicação pré-anestésica.......................................................................................4
2.2.1.1. Fármacos tranquilizantes (Fenotiazínicos – Acepromazina)................................5
2.2.1.2. Fármacos benzodiazepínicos (ansiolíticos – Midazolam)....................................7
2.2.2. Anestesia geral........................................................................................................8
2.2.2.1. Anestésico barbitúrico (Tiopental sódico).............................................................9
2.2.2.2. Anestésico não – barbitúrico (Propofol)..............................................................13
2.2.3. Anestesia inalatória................................................................................................15
2.2.3.1. Halotano..............................................................................................................17
2.3. Hepatotoxicidade medicamentosa............................................................................19
2.3.1. Hepatotoxicidade em humanos.............................................................................22
2.3.2.Hepatotoxicidade em Cannis familiaris...................................................................25
3. MATERIAL E MÉTODOS............................................................................................28
3.1. Animais.....................................................................................................................28
3.2. Protocolos anestésicos.............................................................................................28
3.3. Colheita de sangue...................................................................................................30
3.4. Estudo estatístico......................................................................................................30
v
3.5. Avaliação bioquímica sorológica...............................................................................31
3.6. Coleta de fragmento hepático...................................................................................33
3.7. Avaliação histopatológica.........................................................................................33
4. RESULTADOS............................................................................................................35
4.1. Comportamento clinico dos animais após os protocolos anestésicos......................35
4.2. Avaliação bioquímica sorológica...............................................................................35
4.2.1. Função hepática....................................................................................................35
4.2.2. Função renal..........................................................................................................42
4.3. Avaliação histopatológica.........................................................................................48
5. DISCUSSÃO................................................................................................................51
6. CONLUSÕES..............................................................................................................56
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS............................................................................58
APÊNDICE.....................................................................................................................62
vi
LISTA DE TABELAS
Tabela 1. Características farmacológicas do tiopental..............................................13
Tabela 2. Características de preparo do tiopental.....................................................13
Tabela 3. Resumo das propriedades físico-químicas do halotano............................19
Tabela 4. Protocolos anestésicos..............................................................................29
Tabela 5 A. Níveis séricos de AST em animais submetidos ao protocolo A.............36
Tabela 5 B. Níveis séricos de ALT em animais submetidos ao protocolo A..............36
Tabela 5 C. Níveis séricos de FA em animais submetidos ao protocolo A................37
Tabela 6 A. Níveis séricos de AST em animais submetidos ao protocolo B ............37
Tabela 6 B. Níveis séricos de ALT em animais submetidos ao protocolo B ............38
Tabela 6 C. Níveis séricos de FA em animais submetidos ao protocolo B ..............38
Tabela 7 A. Níveis séricos de AST em animais submetidos ao protocolo C.............39
Tabela 7 B. Níveis séricos de ALT em animais submetidos ao protocolo C.............39
Tabela 7 C. Níveis séricos de FA em animais submetidos ao protocolo C...............40
Tabela 8 A. Níveis séricos de AST em animais submetidos ao protocolo D.............40
Tabela 8 B. Níveis séricos de ALT em animais submetidos ao protocolo D ............41
Tabela 8 C. Níveis séricos de FA em animais submetidos ao protocolo D ..............41
Tabela 9 A. Níveis séricos de AST em animais submetidos ao protocolo E.............42
Tabela 9 B. Níveis séricos de ALT em animais submetidos ao protocolo E .............42
Tabela 9 C. Níveis séricos de FA em animais submetidos ao protocolo E................43
Tabela 10 A. Níveis séricos de uréia em animais submetidos ao protocolo A .........43
Tabela 10 B. Níveis séricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo A ..44
Tabela 11 A. Níveis séricos de uréia em animais submetidos ao protocolo B .........44
vii
Tabela 11 B. Níveis séricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo B...45
Tabela 12 A. Níveis séricos de uréia em animais submetidos ao protocolo C..........45
Tabela 12 B. Níveis séricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo C..46
Tabela 13 A. Níveis séricos de uréia em animais submetidos ao protocolo D..........46
Tabela 13 B. Níveis séricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo D..47
Tabela 14 A. Níveis séricos de uréia em animais submetidos ao protocolo E .........47
Tabela 14 B. Níveis séricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo E...48
viii
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Canino. Fígado. Hepatócito tumefeito. Obj. 40 x, H&E............................49
Figura 2. Canino. Fígado. Hepatócito tumefeito. Obj. 40 x, H&E ...........................50
Figura 3. Colisão de tumefação turva e degeneração gordurosa. Obj. 40 x, H&E..50
ix
RESUMO
FONTANA, Thais, M.S., Universidade Estadual do Norte Fluminense; dezembro de
2005; Estudo comparativo da hepatotoxicidade em Cannis familiaris, submetidos à
anestesia geral com halotano, tiopental sódico e propofol; Professor Orientador:
Prof. Ghendy Cardoso. Professor Conselheiro: Prof. Marcelo Alves Pinto.
A hepatotoxicidade induzida pelo agente anestésico halogenado, halotano, é
descrita
no
homem
como
provocada
por
metabólitos
produtos
da
sua
biotransformação por oxidases de função mista presentes no citocromo P450.
Dentre vários o ácido trifluoroacético é o mais relacionado a hepatotoxicidade no
homem, pois se liga a proteínas da membrana do hepatócito ou mesmo a albumina
sérica (hapteno), induzindo a imunoreatividade contra o parênquima hepático o que
leva a um quadro de hepatite imunomediada, que pode evoluir para a total falência
do órgão (necrose hepática). No cão, a descrição desta forma de hepatite não está
bem clara na literatura, faltando esclarecimentos sobre a segurança da droga e seu
possível mecanismo de toxicidade. Em cães, o halotano, inalado é biotransformado
em torno de 15 a 20%, pelo sistema microssomal hepático (P450), envolvendo
reações de oxidação e redução. Nesta espécie, seus metabólitos podem gerar
lesões hepáticas suaves, diagnosticáveis pela elevação das enzimas hepáticas, ou
mesmo surgimento de lesões hepáticas graves com necrose de grande parte do
órgão. No presente estudo empregamos 20 animais, clinicamente sadios, divididos
em 5 grupos de 4 animais. Os animais eram adultos (com idade entre 03 a 05 anos),
sem raça definida, com peso entre 05 a 30 Kg e de ambos os sexos. Os animais
foram agrupados segundo os cinco diferentes protocolos anestésicos: Todos os
x
procedimentos foram repetidos 3 vezes, durante 3 dias consecutivos. Para a
avaliação da toxicidade foram colhidas amostras de sangue, para análise
quantitativa de marcadores de função hepática (fosfatase alcalina, alanina
aminotransferase e aspartato aminotransferase) e renal (uréia e creatinina).
Fragmentos de tecido hepático foram empregados para avaliação histopatológica.
Os resultados demonstraram que a espécie Cannis familiaris, quando submetida a
exposições
repetidas
ao
halotano,
apresentou
alterações
hepatocelulares
compatíveis com as alterações dos valores bioquímicos sorológicos.
Palavras-chaves: biotransformação, metabólitos, hepatite, imunomediada.
xi
ABSTRACT
FONTANA, Thais, M.S., Universidade Estadual do Norte Fluminense; december de
2005; Study of the hepatotoxicity in Cannis familiaris, submitted to general
anesthesia with halothane, sodic thiopental and propofol; Adviser: Ghendy Cardoso.
Counselors: Marcelo Alves Pinto.
xii
1
1. INTRODUÇÃO
A anestesia determina para o animal alterações na fisiologia do organismo,
que são acompanhadas de risco de vida, colocando o médico veterinário a uma
tarefa nem sempre fácil. É de grande utilidade o conhecimento das alterações
fisiológicas orgânicas e dos mecanismos de ação envolvidos na anestesia. Desse
modo é contínuo o esforço no aperfeiçoamento das técnicas anestésicas por meio
de uma melhor compreensão do comportamento dos fármacos a fim de reduzir os
riscos.
Algumas drogas utilizadas em medicina veterinária podem provocar
alterações hepáticas. Os mecanismos de ação se englobam basicamente em
toxicidade intrínseca da droga ou toxicidade idiossincrática que depende da
susceptibilidade individual.
Para que um determinado fármaco provoque lesão, dependerá da dose, de
sua forma estrutural e dos mecanismos que o organismo utilize para conferir-lhe
polaridade e facilitar sua excreção.
Segundo RAPOSO (2002), o fígado executa um grande número de funções,
dentre elas, o armazenamento e a biotransformação das substâncias oriundas da
corrente sanguínea e do sistema portal. Para realizar tais funções, o fígado conta
com um repertório enzimático denominado oxidases de função mista, localizado no
retículo
endoplasmático
e
representado
denominado de sistema microssomal hepático.
pelo
sistema
P-450,
comumente
2
Ao conjunto de caminhos metabólicos, nos quais os tecidos aumentam a
polaridade de uma substância tóxica chama-se biotransformação. Podemos dizer
que a biotransformação de um tóxico consiste fundamentalmente, em converter um
xenobiótico (qualquer substância que não tenha sido produzida pelo organismo,
como drogas terapêuticas) não polar (lipossolúvel) em um composto solúvel em
água (RAPOSO, 2002).
A hepatotoxicidade induzida por agentes anestésicos halogenados é bem
descrita no homem, provocada por metabólitos, produtos da biotransformação por
oxidases de função mista hepática. Estes metabólitos se ligam a proteínas corporais
tornando-se imuno-reconhecidos, determinando um tipo de hepatite imunomediada.
Nos animais domésticos esse processo ainda não está bem descrito na literatura,
havendo a necessidade de maiores esclarecimentos quanto à etiologia e ao
mecanismo de hepatotoxicidade determinado pelo halotano.
O fígado é o órgão predominante no metabolismo de xenobióticos devido a
sua localização entre as circulações porta e sistêmica e à expressão de uma vasta
gama de enzimas metabolizadoras de xenobióticos, as quais muitas vezes podem
produzir metabólitos hepatotóxicos (LIDDLE e GOODWIN, 2002).
A lesão hepática causada por anestésicos é clinicamente indiferenciável de
outras causas de lesão hepática, durante o período pré-operatório, o que dificulta o
diagnóstico preciso da hepatotoxicidade medicamentosa.
Assim, faz-se necessário identificar o potencial hepatotóxico do anestésico
em questão (halotano) nos animais que sofrerem múltiplas exposições.
O estudo teve como objetivos estabelecer o cão como animal modelo para
estudo da hepatotoxicidade pelo halotano, estabelecer um cronograma de
aparecimento de lesões hepáticas de acordo com o protocolo anestésico,
estabelecer o padrão de lesão hepatocelular provocada pelo halotano na espécie
Cannis familiaris e correlacionar a intensidade das lesões hepáticas com os valores
bioquímicos sorológicos.
3
2. REVISÃO DE LITERATURA
2.1.
História da anestesia
As primeiras tentativas de abolir a dor por meio de anestesia foram
realizadas no homem. Aparentemente as vantagens da anestesia em animais não
foram, a princípio, consideradas relevantes.
Na tentativa de se produzir a anestesia, diversos métodos foram utilizados
desde a Antigüidade, todos, porém, pouco eficazes, como asfixia, álcool, narcóticos,
compressão das artérias carótidas, etc (AGUIAR, 2002).
Segundo o autor citado anteriormente, em 1540, o médico e alquimista suíço
Paracelsus produziu o éter, relatando seus efeitos “soporíferos” em galinhas.
Em 1824, Henry Hill Hickman, demonstrou em seus experimentos com
animais, que a dor produzida em procedimento cirúrgico poderia ser aliviada pela
inalação de dióxido de carbono. Esse pesquisador utilizara um agente que, de forma
isolada, não teria futuro (AGUIAR, 2002).
Em 1845 (Harvard/USA), Horace Wells, dentista, extraiu um dente molar de
um estudante, como retirou o equipamento de inalação (óxido nitroso) muito cedo, o
paciente começou a apresentar sinais de excitação, entendidos por muitos como
sinais claros de dor. Wells foi desacreditado (AGUIAR, 2002).
Em 1846 (USA), Willian Thomas Green Morton (dentista/médico) administrou
éter a um jovem do qual foi extraída uma pequena neoplasia da região do pescoço.
4
Estava realmente descoberta a anestesia ou eterização, como ficou conhecida no
início (AGUIAR, 2002).
De acordo com AGUIAR (2002), em veterinária o primeiro relato foi feito por
Edward Mayhew, em 1847, Estados Unidos da América, no qual o autor descreve
seus experimentos em cães e gatos com a inalação de éter.
Em 1852, George H. Dadd, foi o primeiro médico veterinário a utilizar o éter
e clorofórmio em procedimentos cirúrgicos de forma rotineira.
AGUIAR (2002) comenta que os primeiros relatos sobre anestesiologia
veterinária em nosso país datam da década de 1940.
2.2 . Anestesia
A anestesia tem sido motivo de preocupação para profissionais nos campos
biomédicos, médico e veterinário, no que tange à pesquisa ou no dia-a-dia do
atendimento (MASSONE, 1999).
A arte e a prática da anestesia são fundamentadas no entendimento geral
dos termos que descrevem os efeitos dos anestésicos em animais, da farmacologia
dos anestésicos e de seus antagonistas, do método correto de administração dos
agentes anestésicos e do tratamento correto das complicações e emergências
relacionados aos mesmos (MUIR et al., 2001).
De acordo com MUIR et.al, (2001), o propósito da anestesia (processo
reversível) é o de produzir uma contenção química conveniente, segura, eficaz, e
econômica de modo a permitir o procedimento clinico ou cirúrgico com o mínimo de
estresse, dor, desconforto e efeitos adversos ao paciente e ao anestesista.
A anestesia esta dividida, de acordo com as técnicas e vias de
administração, em medicação pré-anestésica e anestesia geral.
2.2.1. Medicação pré-anestésica
Os agentes empregados na medicação pré-anestésica são úteis para
preparar o paciente para a anestesia, promovendo sedação, analgesia, menor
5
incidência de efeitos adversos, tornando o ato anestésico o mais agradável possível
para o animal e também assegurando condições mais favoráveis para o trabalho do
anestesista (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
Diversos fármacos são empregados na medicação pré-anestésica. A
escolha do agente dependerá de diferentes fatores, como tipo de procedimento,
presença da dor pré-operatória, espécie do animal, temperamento, doenças
intercorrentes, estado geral do paciente e grau de sedação requerido (FANTONI e
CORTOPASSI, 2002).
Segundo FANTONI e CORTOPASSI (2002), os objetivos gerais da
medicação pré-anestésica são de promover sedação, analgesia e relaxamento
muscular; diminuir a salivação; diminuir reflexos autonômicos, seja de origem
simpática ou parassimpático; potencializar a ação dos anestésicos; coibir o segundo
estagio da anestesia (Excitação involuntária ou delírio); suprir ou prevenir o vomito e
a regurgitação; diminuir a secreção e a acidez gástrica; promover indução e
recuperação
suaves
da
anestesia;
reduzir
o
estresse;
minimizar
efeitos
potencialmente tóxicos e adversos de drogas administradas conjuntamente e drogas
utilizadas para produzir anestesia geral.
A medicação pré-anestésica de rotina é classificada em cinco categorias:
Tranquilizantes, benzodiazepinicos, anticolinergicos, agonistas de receptores ∝-2 e
opióides.
2.2.1.1.
Fármacos tranqüilizantes (Fenotiazínicos-Acepromazina)
Os fenotiazínicos são agentes capazes de diminuir a ansiedade sem
promover estado de sedação mas obtendo um estado de tranquilização por ação
principalmente subcortical. Diminui a ansiedade sem causar perda ou redução da
consciência (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
O incremento nas doses não aumenta o grau de tranquilização, apenas os
efeitos adversos. Portanto, quando se almeja tranquilização mais intensa, deve-se
associar os agentes fenotiazínicos a outra classe de agentes anestésicos (FANTONI
e CORTOPASSI, 2002).
Os fenotiazínicos promovem seus efeitos calmantes e neurológicos por
bloquearem, no sistema nervoso central, importante gama de neurotransmissores
6
como serotonina e dopamina, bem como por depressão do sistema reticular
(FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
O órgão primário de biotransformação é o fígado, devendo ser evitado em
pacientes com doença hepática leve ou acentuada (MASSONE, 1999).
Seu principal efeito hemodinâmico é a hipotensão arterial, que é resultante
de bloqueio de receptores
-1-adrenérgicos periféricos. Doses clinicamente
recomendadas podem provocar redução da pressão arterial em 15 a 20 mmHg em
relação aos valores basais. Essa redução da pressão arterial é dose-dependente,
podendo acarretar taquicardia reflexa e aumento da concentração de catecolaminas
circulantes (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
Em relação ao sistema respiratório os fenotiazínicos promovem pouca
depressão, mas podem potencializar a ação depressora de outros agentes,
principalmente
dos
anestésicos
gerais.
Diminuem
a
sensibilidade
dos
quimioreceptores ao dióxido de carbono, podendo diminuir também, a freqüência
respiratória e o volume-minuto (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
As fenotiazinas mais usadas são: Levomepromazina, clorpromazina,
prometazina, propiopromazina, promazina, triflupromazina e acepromazina.
A acepromazina, ( Acepran 0,2% e 1% ,Univet S.A. Industria Veterinária,
São Paulo, SP. ), também é conhecida com acetilpromazina, pode ser associada a
outros fármacos hidrossolúveis e
é apresentada sob a forma de maleato. Sua
fórmula molecular é C23H26N2O5S, seu peso molecular é de 442,5, seu ponto de
fusão situa-se entre 220ºC e 240ºC e seu pH a 0,1% é de 5,2, com Dose letal - DL50
via IV em ratos de 70mg/kg (MASSONE, 1999).
Outros efeitos encontrados com a administração da acepromazina são
depressão miocárdica, diminuição da temperatura corporal, aumento da perfusão
cutânea e viceral, ação anti-arrítimica, diminuição da concentração da hemoglobina,
vasodilatação esplênica, diminuição do limiar convulsivo, embora esse fato não seja
de ampla aceitação pela literatura, possui também ação antiemética (inibindo a
dopamina na zona gatilho do vômito no bulbo) e anti-histamínico (FANTONI e
CORTOPASSI, 2002).
Em pequenos animais a dose de acepromazina normalmente empregada
varia de 0,05 a 0,1mg/kg pela via intravenosa (IV) e até 0,2mg/kg pela via
intramuscular (IM). Em cães e gatos não se deve ultrapassar o total de 3mg
(FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
7
2.2.1.2.
Fármacos benzodiazepínicos (ansiolítico-Midazolam)
Entende-se por tal designação todo fármaco capaz de causar ação
ansiolítica, reduzir a agressividade (efeito calmante: deprime o sistema límbico, o
tálamo e o hipotálamo, reduzindo assim o débito simpático), ser anticonvulsivante
(aumenta o limiar para convulsões), estimular o apetite, ser miorrelaxante de ação
central (reduz a atividade reflexa polissináptica), ser hipnótico, não ter praticamente
nenhuma ação analgésica e ter efeito amnésico sem acentuada depressão do
sistema nervoso central (MUIR et al., 2001).
Os fármacos benzodiazipinicos possuem ação facilitadora específica na
neurotransmissão das sinapses GABAérgicas, além de promoverem abertura de
canais de cloro, hiperpolarizando as membranas.Também produzem seu efeito
interagindo-se com receptores benzodiazepinicos no SNC (BZ1,BZ2). Os efeitos
podem ser revertidos pelo antagonista benzodiazepinico, flumazenil (0,01 a 0,02
mg/Kg, IV) (MUIR et al., 2001).
As benzodiazepinas apresentam outra vantagem, pois, quando associados
a tranqüilizantes, causam prostração a tal ponto vantajosa que permitem, inclusive, a
indução
direta de anestesia volátil por máscara, vantagem esta que evita a
aplicação de agentes indutores (barbitúricos), muitas vezes contra-indicados em
pacientes de alto risco (MASSONE, 1999).
Entretanto, um grande cuidado a ser tomado nessas associações é o de
não se excederem às doses específicas de cada benzodizepina, para que não se
obtenham, especialmente em cães, os fenômenos paradoxais (agitação e até
excitação), onde se notarão tremores e até convulsões tipo “pequeno mal” (MUIR et
al., 2001).
A biotransformação ocorre principalmente por ação dos microssomos
hepáticos,
isoenzimas
benzodiazepinicos
pertencentes
utilizados
em
ao
sistema
anestesia,
do citocromo P-450. Os
midazolam
e
diazepam,
são
biotransformados por reações oxidativas, as quais promovem o aparecimento de
metabólitos ativos (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
Os benzodiazipinicos não promovem efeitos periféricos importantes, o que
os torna agentes amplamente empregados, sobretudo como coadjuvantes da
indução anestésica, pelo fato de possuírem intensa ação hipnótica (FANTONI e
CORTOPASSI, 2002).
8
Dentre
os
benzodiazepinicos
sintetizados
e
conhecidos,
temos:
Bromazepam, Clorazepato, Cloxazolam, Clordiazepóxido, Clonazepam , Diazepam
Flunitrazepam, Flurazepam, Lorazepam, Medazepam, Nitrazepam, Oxazepam,
Oxazolazepam e Midazolam (MASSONE, 1999).
O midazolam (Varsed, Roche Laboratories,Inc, Nutley,N.J e Dormonid,
Produtos Roche Química e Farmacologia S.A., São Paulo, S.P) é hidrossolúvel, com
meia-vida de 1,3 a 2,2 horas. Possui efeito hipnótico cerca de 20 vezes maior que o
tiopental nos humanos. Seu período de latência é de 90 segundos quando
administrada pela via intravenosa (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
Sob a forma de maleato, sua fórmula molécular é C22H17CIFN3O4 , seu peso
molecular é de 393,58 , seu ponto de fusão é de 114 a 117°C e a DL50 via IV em
camundongos é de 86mg/Kg. Não altera significativamente a freqüência cardíaca e a
temperatura retal, elevando discretamente a freqüência respiratória, sem nenhum
significado biológico nos primeiros 15 minutos (MASSONE, 1999).
A pressão arterial média e a pressão venosa também se mantêm dentro dos
limites fisiológicos após a administração do fármaco por via subcutânea no cão. O
midazolam normalmente é empregado na dose de 0,2 a 0,5 mg/kg em cães e gatos
(FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
2.2.2. Anestesia geral
Fármacos anestésicos intravenosos e intramusculares podem ser usados
para obter contenção química e anestesia geral. Sua principal desvantagem é que,
uma vez administrados, não podem ser controlados e não são imediatamente
eliminados. Muitos fármacos injetáveis têm efeitos de duração muito curta. Podem
provocar graus progressivos de depressão do sistema nervoso central, desde
sonolência e sedação moderada até anestesia e coma (MUIR et al., 2001).
9
2.2.2.1.
Anestésico barbitúrico (tiopental sódico)
Anestesia geral barbitúrica é toda aplicação de um derivado barbitúrico, por
via oral ou parenteral, capaz de produzir um estado anestésico seguro e reversível
(MASSONE, 1999).
Para que esses anestésicos possam ser aplicados adequadamente, é
necessário que se examine as vantagens e desvantagens, tornando-os úteis de
acordo com a necessidade, e não de maneira indiscriminada, alertando o usuário
ainda sobre o estado do animal, o tempo cirúrgico requerido e os recursos à
disposição do profissional (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
As principais vantagens são: obtenção de bons planos anestésicos,
praticidade de aplicação, preço razoável, tratamento das intoxicações por
anestésicos locais (sobredoses), tratamento das intoxicações estricnicas (os
barbitúricos elevam o limiar dos reflexos medulares, o qual a estricnina diminui), não
são inflamáveis ou explosivos e dispensam aparelhagem específica (FANTONI e
CORTOPASSI, 2002).
Como principais desvantagens, citam-se: inviabilidade em pacientes
cardiopatas, hepatopatas, nefropatas ou chocados, desaconselhável em pacientes
idosos, metabolização lenta, riscos de delírio ou excitação durante a indução,
recuperação tardia quando utilizados sem medicação pré-anestésica, lesões
extravasculares,
não
proporcionam bom relaxamento muscular, a via de
administração é apenas a intravenosa (tiopental), carência de tratamentos
(intoxicação) específicos e eficazes, depressão cardiorespiratória acentuada e são
contra-indicados em cesarianas (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
Segundo FANTONI e CORTOPASSI (2002), os barbitúricos cruzam
rapidamente
a
barreira
hematoencefálica
e
placentária,
atingindo
altas
concentrações no líquido cefalorraquidiano e no feto.
Nos tiobarbituratos quanto maior for a dose inicial, maior será a
concentração cerebral, fenômeno conhecido como tolerância aguda. Eles se
conjugam com albumina plasmática, dependendo fundamentalmente de sua
lipossolubilidade; fator que se reveste de certos cuidados ao se anestesiarem
animais adiposos ou caquéticos. A absorção máxima se dá em trinta segundos,
momento em que se estabelece o sono (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
10
De acordo com FANTONI e CORTOPASSI (2002), a redistribuição pelos
órgãos bem vascularizados como rins, fígado e naqueles em que ocorra um
equilíbrio, torna esses anestésicos de duração ultracurta. A lipossolubilidade extrema
desses anestésicos também contribui para sua duração ultracurta. Quando se efetua
aplicação de forma rápida, o paciente também se recupera rapidamente, fenômeno
este conhecido como dose ou injeção maciça.
Quando são dadas doses complementares, um fenômeno denominado
efeito cumulativo, que é prático para o profissional, mas incômodo e arriscado para o
paciente, retarda a recuperação anestésica com todas as características
indesejáveis como hipotermia, movimentos de pedalar, excitação e ganidos
(FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
Os barbitúricos causam depressão progressiva no sistema nervoso central,
cuja ação pode provocar desde sedação bulbar até excitação, delírio, euforia e
confusão mental (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
A ação hipnótica dos barbitúricos pode estar relacionada, pelo menos em
parte, ao prolongamento dos processos inibitórios centrais que, como se sabe,
podem ser mediados pelo GABA. Os barbitúricos são denominados GABAmiméticos, isto é, interagem com os receptores do GABA para produzir um aumento
na condutância neuronal do cloreto (BOOTH et al., 1992).
Na dose maciça por tiobarbituratos, pode ocorrer apnéia transitória, mas um
estímulo doloroso reverterá este efeito, desencadeando a resposta respiratória
(FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
Em doses que provocam planos profundos, os barbitúricos apresentam ação
parassimpatomimética, os quais produz respostas semelhantes à estimulação do
sistema nervoso autônomo parassimpático (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
FANTONI e CORTOPASSI (2002) comentam que, em relação ao aparelho
respiratório ocorre depressão direta do centro bulbar ocasionando diminuição da
amplitude e da freqüência o que acarreta a queda do volume-minuto. Quando
aplicados lentamente, provocam respirações profundas antes da perda da
consciência com apnéia fulgás por ação sobre o centro respiratório, coincidindo com
o baixo teor de CO2 causado pelas respirações profundas anteriores.
Tosses, espirros, soluços e laringoespasmos ocorrem freqüentemente;
esses são causados por secreção salivar excessiva e minimizadas pela medicação
pré-anestésica (MUIR et al., 2001).
11
A
concentração
sanguínea
que
inibe
o
centro
respiratório
é
consideravelmente menor em relação à necessária para deprimir o coração.
Portanto quando ocorre parada respiratória durante a anestesia a atenção deve ser
dedicada primeiro ao restabelecimento da respiração, uma vez que o coração
continua a funcionar por um breve período (BOOTH et al.,1992).
A anestesia superficial causa vasodilatação por aumento do fluxo periférico,
o que é compensado pela constrição dos vasos sanguíneos esplêncnicos e renais,
para que pressão arterial e o débito cardíaco não se alterem muito, apesar do
bloqueio vagal causado (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
Intra-arterialmente os barbitúricos produzem espasmos da parede arterial
até que ocorra gangrena maciça. As injeções subcutâneas causam necrose de
tecidos (devido ao pH alcalino da solução aquosa do tiopental), que pode ser
minimizada pela infiltração de solução fisiológica e a dor pela injeção de lidocaína 2
% (MUIR et al., 2001).
Todos os barbitúrios deprimem a motilidade intestinal, incluindo o tônus e a
amplitude por sua ação sobre a musculatura lisa. Este aspecto é importante, pois na
recuperação anestésica deve-se observar o retorno da motilidade gastro-intestinal,
para não ser confundida com íleo paralítico observado nas primeiras 48 horas após
as intervenções abdominais com tração exagerada das víceras (MUIR et al., 2001).
Provocam diminuição do fluxo plasmático renal e da filtração glomerular
devido à hipotensão arterial e vasoconstrição renal, ocasionando redução do volume
urinário, graças à maior reabsorção tubular da água causada pela maior liberação de
ADH (MUIR et al., 2001).
Os barbitúricos são eliminados por excreção renal na urina e/ou degradados
pela atividade oxidativa dos tecidos hepático e extra-hepático. Pequenas
quantidades podem ser excretadas no leite. A quantidade de fármaco ativo (não
ionizado, não ligado à proteína plasmática) aumenta na acidose potencializando seu
efeito; a alcalinização da urina acelera a excreção do fármaco (MUIR et al., 2001).
Doses que produzem anestesia cirúrgica deprimem o metabolismo basal de
tal forma que é produzido menos calor corpóreo durante a anestesia, concomitante
com perda excessiva de calor resultante da vasodilatação, logo a temperatura de um
animal anestesiado é menor em relação ao do ambiente que o rodeia (BOOTH et
al.,1992).
12
A duração das ações depressoras dos barbitúricos apresenta variações
individuais não apenas por causa da idade, sexo, peso, estado nutricional, mas
também com respeito ao grau de indução enzimática microssômica, que também
pode estar afetado; isto pode variar qualitativa e quantitativamente entre indivíduos,
tanto quanto entre as espécies (BOOTH et al., 1992).
A ação anestésica dos barbitúricos pode ser potencializada pela injeção
intraperitoneal ou intravenosa de glicose, frutose, metabólitos intermediários como
lactato, piruvato e o glutamato e poucas outras substâncias de natureza diversa
(agentes adrenérgicos, altas doses de aspirina e fenilbutazona, sulfonamidas,
salicilato de sódio, ácido salissílico e doxiciclina) (BOOTH et al., 1992).
Deve-se tomar cuidado durante a administração dos barbitúricos em animais
com grandes perdas sanguíneas. A dose de indução anestésica pode diminuir de 28
a 38% após hemorragia grave (BOOTH et al., 1992).
Em anestesia clínica, uma pequena dose de tiopental tem breve duração de
ação em função da sua rápida distribuição a partir do plasma para os tecidos
adiposos. Realmente, a conversão metabólica do tiopental é lenta (10 a 15% / hora).
Como a gordura é capaz de reter o tiopental, a concentração
plasmática de
anestésico está abaixo do necessário para manter a anestesia e o animal se
recupera logo após a injeção. Após doses grandes ou repetidas, a concentração
plasmática permanece próximo daquele da gordura e dos tecidos e a anestesia
persiste por um período maior, por causa do lento metabolismo do anestésico
(BOOTH et al., 1992).
As concentrações plasmáticas podem ser reduzidos a uma taxa mais rápida
mediante indução enzimática, que deve ser considerada enquanto se tratam animais
domésticos, porque são freqüentemente expostos a indutores potentes das enzimas
microssômicas como os pesticidas halogenados e outros compostos (BOOTH et al.,
1992).
Quantidades excessivas de tiopental (Thionembutal , Abbott Laboratórios do
Brasil Ltda,São Paulo, S.P. e Pentotal, Abbott Laboratories North Chicago, III),
produzem depressão respiratória grave. A administração contínua de oxigênio é
mais benéfica do que qualquer outra medida terapêutica (BOOTH et al., 1992).
Pode-se usar também drogas analépticas respiratórias como o cloridrato de
doxapran (0,1 a 0,4 mg/kg, IV) (MUIR et al., 2001).
13
Tabela 1. Características farmacológicas do Tiopental (FANTONI e CORTOPASSI,
2002).
Barbitúrico
Peso Molecular
PH
Bloqueio Vagal
Tiopental
264,33
10,5
Acentuado
Tabela 2. Características de preparo do Tiopental (FANTONI e CORTOPASSI,
2002).
Barbitúrico Concentração
em %
Tiopental
2.2.2.2.
2,5
Diluição
Doses - mg
Classificação (duração)
Duração (minutos)
40ml/1g
12,5 a 25
Ultracurta
15 a 30
Anestésico não-barbitúrico (propofol)
Há poucos fármacos que não fazem parte do grupo dos barbitúricos. Os
principais fármacos que encabeçavam este tópico eram: alfaxolona e a alfadolona,
substituídos atualmente pelo propofol (agente alquilfenol de curta duração).
O propofol (Rapinovet, Shering Plough Animal Health,Liberty Corner, N.J ;
Diprivon, Zeneca Farmacêutica do Brasil Ltda, Cotia, S.P e Propoflo, Abbott
Laboratories North Chicago, III), ou 2,6-diisopropilfenol, possui um peso molecular
de 178, ph de 6 a 8,5 e fórmula estrutural C6H15O (FANTONI e CORTOPASSI,
2002).
A recuperação do animal é isenta de excitações ou efeitos colaterais, não se
observando efeito cumulativo na repetição de doses subseqüentes (MASSONE,
1999).
O propofol é levemente solúvel em água e se caracteriza pela forma de
emulsão que contém 10 mg de propofol, 100 mg de óleo de soja, 22,5 mg de glicerol
e 12 mg de lecitina de ovo por ml. Uma de suas apresentações é em forma de
ampolas de 20 ml que uma vez aberta deve ser consumida no máximo em 12 horas
pois
facilmente
se
contamina
com
o
crescimento
bacteriano
e
14
endotoxicinas. Induz depressão no sistema nervoso central por aumentar os efeitos
inibitórios sobre o neurotransmissor GABA e por diminuir a atividade cerebral.
Diminui a pressão de perfusão tanto intracerebral como intracraniana. Produz
depressão dose dependente do córtex cerebral e dos reflexos polissináptico do
sistema nervoso central. Possui propriedades anticonvulsivantes semelhantes aos
dos barbitúricos (MUIR et al., 2001).
No sistema cardiovascular produz poucas alterações na freqüência cardíaca
enquanto no sistema respiratório provoca depressão respiratória dose dependente e
períodos iniciais de apnéia (MUIR et al., 2001).
A biotransformação hepática é relativamente rápida e completa. Produz
metabólitos inativos que são eliminados por filtração glomerular. O relaxamento
muscular proporcionado é de bom a excelente (MUIR et al., 2001).
Este fármaco tem rápido início de ação, pois atinge rapidamente
concentrações elevadas no sistema nervoso central. O curto período de ação resulta
da rápida distribuição do cérebro para os outros tecidos e é eficientemente eliminado
do plasma por metabolismo (MUIR et al., 2001).
A dose de indução da anestesia para cão sem medicação pré-anestésica
varia de 6 a 8 mg /kg intravenoso e para animais com medicação pré-anestésica a
dose varia de 2 a 4 mg/kg intravenoso. Também pode ser utilizado por infusão
contínua na dose de 0,15 a 0,4 mg/kg/minuto.
Pode ocorrer apnéia logo após a aplicação do propofol e algumas vezes
pode ocorrer hipercapnia (o qual pode gerar acidose respiratória) em animais
mantidos em respiração espontânea. O propofol é excretado primariamente pelos
rins.
A injeção de propofol extravascular não produz danos aos tecidos. O que
vale ressaltar é que, apesar do propofol ter sido evitado alegando-se um custo um
pouco maior, esse fármaco apresenta qualidade anestésica melhor do que a
barbitúrica pois, além de ser empregado em pacientes de alto risco com uma
margem de segurança superior aos demais agentes indutores , permite uma
recuperação isenta de reações adversas (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
Em estudo comparativo da anestesia com o propofol ou tionembutal em
cães, foi constatado que o propofol foi a droga mais segura quando comparada com
a tiopental, onde as complicações mais freqüentes foram tremor e apnéia, nos dois
grupos analisados, sendo maiores no grupo anestesiado com tiopental.
15
O propofol tem capacidade em limitar lesões oxidativas, ou seja, altas
dosagens (2000mcg/Kg/minuto aplicados em ratos Wistar) de propofol melhoram
significativamente a capacidade antioxidante dos tecidos e de células vermelhas do
sangue que pode servir como medida funcional da atividade tecidual, in vivo. Isto
pode ter aplicação futura na limitação da disfunção dos órgãos após períodos de
isquemia tecidual (RUNZER et al., 2002).
O propofol é um anestésico intravenoso altamente usado para indução e
manutenção de anestesia geral e sedação, e diminui, de maneira dose dependente,
a contratilidade do diafragma fadigado em cães (FUJII et al., 2001).
2.2.3. Anestesia inalatória
Os
fármacos
anestésicos
farmacologicamente ativas
que
inalatórios
são
substâncias
causam inconsciência,
químicas
graus variáveis de
relaxamento muscular e analgesia, além de mudanças funcionais nos sistemas
orgânicos (MUIR et al., 2001).
A anestesia inalatória é obtida por meio da absorção de um princípio ativo
pela via respiratória, passando para a corrente circulatória e atingindo o sistema
nervoso central, produzindo anestesia geral. Permite maior controle do plano
anestésico por parte do anestesista, que aprofunda ou superficializa a anestesia
conforme a necessidade da situação apresentada, em uma velocidade que depende
diretamente das características do agente que está sendo utilizado. De maneira
geral, a recuperação da anestesia é mais rápida quando comparada às técnicas de
anestesia intravenosa total, mas a velocidade é diretamente proporcional ao tempo
de manutenção anestésica e ao tipo de indução anestésica realizada. A
metabolização e a eliminação do agente são rápidas, sendo sua eliminação na
forma intacta em grande parte realizada por via respiratória, um fator importante que
determina essa rapidez. Além disso, o consumo do anestésico em sistemas
circulares é baixo, resultando em uma anestesia econômica (FANTONI e
CORTOPASSI, 2002).
Por outro lado, a realização da anestesia inalatória requer aquisição de
aparelhagem específica e de treinamento dos profissionais que deverão executá-la.
É importante, ainda, que haja monitoração contínua e atenta, evitando-se erros na
16
profundidade do plano anestésico e identificando-se defeitos na aparelhagem que
possam causar riscos para o paciente (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
O mecanismo de ação dos anestésicos inalatórios não estão completamente
elucidado, no entanto esses fármacos atingem não somente o sistema reticular de
ativação, mas também o hipotálamo e o córtex, bem como a medula espinhal,
alterando a transmissão axional e sináptica, podendo produzir efeitos pré ou pós
sinápticos. Essas ações resultam em alterações na produção, liberação e capitação
de vários neurotransmissores, assim como alteração nas concentrações de
acetilcolina, noradrenalina, dopamina, serotonina e adenosina, ácido -aminobutírico
(GABA), aminoácidos como o glutamato e o aspartato, nucleotídeos, cálcio, opióides
endógenos e óxido nítrico (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
O conhecimento completo da interferência dessas substâncias em cada um
das estruturas nervosas é, ainda, um grande desafio e tem sido um dos temas
centrais do estudo da neurofisiologia (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
Dentre os fatores que alteram a captação dos anestésicos inalatórios
podemos citar a concentração inspirada, que é influenciada pela pressão de vapor
do agente (a pressão que as moléculas de vapor exercem em mmHg, no estado de
equilíbrio. Quanto maior a pressão de vapor maior a capacidade de vaporização e
vive-versa); pelo circuito de anestesia (com ou sem re-inalação/volume do circuito) e
pelo fluxo gás diluente (O2). A ventilação alveolar também é um outro fator que altera
a captação dos anestésicos inalatórios, este por sua vez é influenciado pela
alteração da ventilação, ventilação/profundidade da anestesia, ventilação mecânica,
espaço morto (sonda traqueal grande ou uso de extensor) e efeito do segundo gás
(o óxido nitroso aumenta a captação do anestésico) (MUIR et al., 2001).
O fluxo de sangue no pulmão é o fator que altera a distribuição dos
anestésicos inalatórios, pois está relacionados com o coeficiente de partição
sangue/gás, com o fluxo de sangue aos tecidos (individualmente), com o coeficiente
de partição cérebro/sangue e com a relação entre a pressão parcial no sangue
arterial e venoso misto (MUIR et al., 2001).
O coeficiente de solubilidade de um anestésico é a relação entre as
quantidades de um anestésico dissolvido em dois meios diferentes quando há
equilíbrio entre eles (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
Fatores que governam a captação de anestésicos no cérebro e tecidos são
os mesmos que determinam a captação a partir do pulmão. A captação pelo tecido é
17
dependente da captação anestésica, fluxo sanguíneo e da densidade capilar do
tecido. O coeficiente de partição cérebro/sangue varia muito pouco em comparação
com o sangue/gás (exceto para o tecido adiposo) (MUIR et al., 2001).
FANTONI e CORTOPASSI (2002) comentam, que Quanto maior o
coeficiente de partição sangue/gás (potência do fármaco em determinar a velocidade
de estabelecimento do efeito anestésico) maior será a solubilidade do anestésico no
sangue, logo fármacos muito solúveis têm um longo período de indução e
recuperação, pois grandes quantidades do anestésico precisam ser captadas no
sangue antes que a tensão ou a pressão parcial do anestésico aumente de forma
suficiente para produzir anestesia.
A ventilação alveolar, o fluxo sanguíneo, a solubilidade no sangue e tecidos
do agente anestésico e o seu metabolismo são fatores que alteram a eliminação dos
anestésicos inalatórios, pois estes são eliminados principalmente pelo pulmão.
Outras vias pelas quais os anestésicos podem ser excretados em pequenas
quantidades são, a pele, o leite, as membranas mucosas e a urina (MUIR et al.,
2001).
O metabolismo geralmente é realizado pelas enzimas do sistema
microssomal hepático, onde vários metabólitos intermediários são formados, os
quais podem ser responsáveis por certos efeitos tóxicos ou pós-efeitos (MUIR et al.,
2001).
A potência anestésica pode ser expressa de diferentes formas, uma delas
constitui-se na concentração alveolar mínima (CAM), que é definida como a
concentração de um anestésico em 1 atmosfera, necessária para abolir movimentos
em resposta a um estímulo doloroso em metade dos pacientes testados (MUIR et
al., 2001).
2.2.3.1.
Halotano
É um etano multi-halogenado, líquido incolor, volátil, não inflamável ou
explosivo, de rápida indução/recuperação, instável, pois se decompõe em contato
com a luz, sendo então, comercializado em frasco escuro e adicionado a um
estabilizante, o timol. Seu baixo custo em relação aos demais agentes inalatórios
18
tem contribuído para sua grande utilização em anestesia veterinária(FANTONI e
CORTOPASSI, 2002).
No sistema cardiovascular é capaz de provocar hipotensão arterial
acentuada em animais, a qual está estreitamente relacionada à profundidade da
anestesia (BOOTH et al., 1992).
Deprime diretamente a musculatura vascular lisa causando vaso-dilatação e
diminui a resistência periférica total (MUIR et al., 2001).
Promove depressão diretamente sobre o miocárdio diminuindo o débito
cardíaco, o volume sistólico e a contratilidade cardíaca (MUIR et al., 2001).
Sensibiliza o miocárdio às catecolaminas, aumentando as possibilidades de
arritmias e risco de fibrilação, daí ser desaconselhado o uso de adrenalina ou
noradrelanina para corrigir eventuais quedas de pressão (MUIR et al., 2001).
A freqüência cardíaca é pouco afetada, mas normalmente diminui nos
planos profundos de anestesia (MUIR et al., 2001).
A queda da pressão arterial pode levar à redução dos fluxos sanguíneos,
hepático e renal, comprometendo a função desses órgãos levando ao aumento dos
índices de enzimas hepáticas e da uréia plasmática (FANTONI e CORTOPASSI,
2002).
Sobre o sistema nervoso central, o halotano (Fluothane, Zeneca
farmacêutica do Brasil Ltda, Cotia, S.P; Halotano Hoechst do Brasil Química e
farmacêutica S.A., Suzano, S.P e Halothane, Halocarbon Laboratories River Edge,
N.Y.) causa depressão reversível e generalizada que caracteriza a profundidade
anestésica. Provoca vasodilatação cerebral, diminuindo a resistência vascular e
elevando a pressão intracraniana,o qual pode ser prevenido pela utilização de
hiperventilação prévia ao uso do halotano (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
Os movimentos respiratórios são deprimidos em todos os níveis de
anestesia pelo halotano (MUIR et al., 2001).
Durante a anestesia superficial, o relaxamento muscular é somente
moderado, podendo ser necessária a utilização de relaxantes musculares
periféricos. O halotano potencializa a ação de relaxantes musculares não
despolarizantes (MUIR et al., 2001).
Grande parte do halotano é eliminada na forma intacta pela própria via
respiratória. O restante, cerca de 20%, é biotransformado pelo sistema P-450
19
hepático, produzindo o acido trifluoroacético, bromo e íons cloreto, dos quais o
primeiro é o mais importante (FANTONI e CORTOPASSI, 2002).
Em relação ao sistema gastro-intestinal ele diminui a motilidade, o tônus e a
atividade peristáltica (MUIR et al., 2001).
Tabela 3. Resumo das propriedades físico-químicas do Halotano (agente inalatório)
(MUIR et al., 2001).
Propriedades
Halotano
Fórmula Química
C2HBrClF3
Peso Molecular
197,4
Ponto de Ebulição (a 760mmHg ou 1 atm)
50ºC
Gravidade Específica (g/ml)
1,87
Pressão de Vapor (mmHg a 20ºC)
243
Odor
Adocicado, agradável.
Conservante
Timol
Estabilidade
Ametal
Pode reagir
Álcalis
Leve decomposição
Risco de Explosão
Nenhum
Apresentação na Temperatura Ambiental
Líquido incolor
CAM (cães)
0,87
Coeficiente de Partição sangue/gás
2,36
Coeficiente de Partição lipídeo/sangue
65
2.3.
Hepatotoxicidade medicamentosa
O fígado é vulnerável a lesões tóxicas, devido à sua localização estratégica
e ao seu papel central na biotransformação das drogas (SILVA,19997).
A maioria de medicamentos e toxinas (xenobióticos) pode levar à lesão
hepática aguda ou crônica, fenômeno denominado de doença hepática tóxica; em
alguns casos à lesão é acompanhada por inflamação, sendo denominada de
hepatite tóxica.
A maioria dos xenobióticos é lipossolúvel, característica que permite sua
absorção por difusão passiva pela membrana apical lipídica dos enterócitos. Depois
de absorvidos, percorrem o organismo aclopadas a proteínas plasmáticas,
20
basicamente a albumina, ou se ligam ao tecido adiposo. Os sistemas de
desintoxicação preferencialmente hepáticos, servem para dar maior polaridade e
torná-los hidrossolúveis, as quais podem voltar ao plasma e serem eliminadas pela
urina, ou passar para a bile e serem eliminadas com as deposições. Desta forma, a
eficiência da eliminação de substâncias lipofílicas, depende de sua conversão a
substâncias polares e hidrossolúveis, fenômeno que é habitualmente, o fator
limitante na eliminação das drogas do organismo (RAPOSO, 2002).
Dois mecanismos gerais são utilizados para prevenir o acúmulo de
compostos lipofílicos tóxicos: biotransformação e transporte. Para produzir uma
defesa eficiente, estes sistemas devem, necessariamente, ser amplos em termos de
especificidade de substratos e de preferência adaptáveis, para que um organismo
possa sobreviver a uma
gama de ambientes químicos adversos. Receptores
nucleares são capazes de detectar uma faixa de compostos lipofílicos, inclusive
drogas terapêuticas, e que funcionam como reguladores transcricionais para induzir
vários genes metabolizadores e transportadores de drogas (LIDDLE e GOODWIN,
2002).
O estudo das reações que constituem a biotransformação, ocorre
principalmente no reticulo endoplasmático dos hepatócitos, é de grande importância,
porque permitem entender os mecanismos pelos quais os tecidos se defendem dos
tóxicos, e também como em algumas ocasiões ocorre o contrário, aumentando a
toxidade no interior do organismo. Esse mecanismo de biotransformação pode
dividir–se em duas fases, que dependem de distintos processos bioquímicos: fase I
e fase II.
A fase I biotransforma os xenobióticos convertendo-os em substrato das
enzimas da fase II, ao mesmo tempo em que os tornam mais hidrófilos. A fase II
compreende reações de conjugação, nas quais um metabólito com ligação de alta
energia
cede um grupo funcional polar ao xenobiótico, ou seu produto de
transformação pela fase I.
A biotransformação de fase I é caracterizada por um conjunto de reações de
oxidação que preparam os tóxicos para serem transformados pelas reações da fase
II.
Ocorre a transformação dos grupos funcionais do xenobiótico em sítios que
podem levar a reações da fase II ou introdução de grupos novos que lhe dêem está
característica. Para fazer este trabalho as células utilizam os sistemas de enzimas,
que tenham a função de introduzir no substrato um átomo de oxigênio proveniente
21
do oxigênio molecular (oxigenases de função mista). Um desses sistemas e os
citocromos P-450, que estão formados por duas proteínas, uma tem função de
redutase e a outra é uma hemoproteína com atividade de oxigenase. A oxigenase
em estado reduzido e monoxicarbonada, que apresenta um pico de absorção a
450nm (denominação a esta família).
O mecanismo da reação de oxidação do xenobiótico catalisada pelo
citocromo P-450, em termos gerais é o seguinte: o xenobiótico entra em seu sitio
ativo que se encontra na oxigenase; a redutase transfere um elétron
ao ferro
hemático reduzindo–lo de nível III a II; a redução abre o sitio ativo do oxigênio
molecular e o oxigenio molecular entra no seu sitio ativo e oxida ao xenobiotico que
está na surpeficie da enzima transferindo-lhe um átomo dos átomos de oxigênio.
Portanto, a biotransformação de fase I é catalisada pelos sistemas de
citocromo P-450 e afins, levam a formação de metabólitos intermediários mediante
reações metabólicas redutivas e oxidativas. Estes permitem posteriormente a
conjugação dos metabólito intermediários formados, aumentando assim sua
polaridade, na chamada fase I. As reações adversas se relacionam com a presença
de metabólitos intermediários na fase I.
A biotransformação de fase II, consiste em reações de conjugação,
catalisadas por um conjunto de enzimas de tamanho relativamente grande aos
produtos das reações da fase I ou aos xenobióticos originais que contem os grupos
funcionais apropriados para serem substratos das reações de conjugação. Os
doadores dos grupos polares devem ter alta energia, já que as reações de
conjugação não são termodinamicamente favoráveis. O resultado que se busca com
estas reações é aumentar a solubilidade do xenobiótico em água.
Uma das reações de conjugação é a glutatinização, que consiste na adição
de glutathione (GSH), através
de seu
grupo sulfidrílico (nucleofílico), com um
carbono eletrofílico do xenobiótico. A reação é catalisada pela glutathione-Stransferase e a glutathione é o cofator de alta energia (RAPOSO, 2002).
Através de relatos pode-se verificar que com a inibição da enzima
glutathione sintetase hepática (pela administração da buthionine sulfoxime 2mmol/kg
EV), juntamente com a indução seletiva das enzimas P450 houve evidencia de um
possível aumento da hepatotoxidade, em coelhos, causada pelos metabólitos de
acetominofeno
em
HODGSON, 2002).
excesso
(N-acetil-p-benzoquinoneimina)
(RAHMAN
e
22
A bioativação é o conjunto de reações metabólicas que aumentam a
toxidade
dos
xenobióticos,
ou
seja
que
os
metabólitos
resultantes
da
biotransformação da substância absorvida sejam mais tóxicos que o composto
original. Xenobióticos quimicamente estáveis ativam intermediários reativos durante
a biotransformação. Freqüentemente estes são transitórios e não podem ser
isolados. A formação deles geralmente é inferida pela habilidade do fígado em
alquilar ou arilar macromoléculas endógenas. Essas reações formam uma ligação
covalente entre o intermediário eletrofílico e o sítio neutrofílico em macromoléculas
endógenas. O aumento na ligação covalente se correlaciona com a gravidade da
lesão hepática, mas somente poucos intermediários reativos provavelmente se
tornam ligados de forma covalente (RAPOSO, 2002).
A bioativação é medida pela formação de metabólitos específicos ou pela
presença de mudanças estruturais (RAPOSO, 2002).
Geralmente as bioativações são produzidas pelas enzimas da fase I, ainda
que algumas das enzimas da fase II também possam bioativar alguns xenobióticos.
Este efeito colateral indesejável da biotransformação ocorre quando se produzem
espécies químicas muito reativas, usualmente compostos eletrofílicos com grande
afinidade pelos nucleófilos (DNA, proteínas, lipídeos) (RAPOSO, 2002).
Uma das rotas de bioativação é quando o tecido alvo (fígado)
contém as enzimas (sistema citocromo P450) para bioativar o xenobióticos e é sitio
ativo para a espécie tóxica (RAPOSO, 2002).
2.3.1. Hepatotoxicidade em humanos
Os anestésicos inalatório halogenado halotano pode produzir dano
hepatocelular metabólico em humanos a uma extensão variável. Durante o
metabolismo
deste
anestésico,
ocorre
acetilação
devido
à
formação
de
intermediários reativos. Proteínas modificadas por acetilação podem constituir
neoantigenos com potencial de provocar uma resposta imune anticorpo mediada. A
probalidade de sofrer hepatite imune pós – operatória depende da quantidade de
anestésico metabolizado (REICHLE et al., 2003).
Em seres humanos, o registro de segurança global do halotano para
anestesia é excelente. Entretanto, ocorre uma icterícia global (aproximadamente
23
1:7000 a 1:10000 administrações), com mortalidade de até 95% após mais de uma
administração do anestésico. Assim, o halotano foi implicado como agente
hepatotóxico que induz a condição ictérica freqüentemente referida como hepatite
pelo halotano. Ao exame Histológico do tecido hepático verifica-se necrose
centrolobular (BOOTH et al., 1992).
Como grande parte do halotano inalado é eliminada na forma intacta pela via
respiratória; o restante é biotransformado (15 a 20%) pelo sistema P450 hepático
(formados por duas proteínas, uma tem função de redutase e a outra é uma
hemoproteína, com atividade de oxigenase, de membrana ativa no metabolismo de
uma ampla gama de substratos e substâncias lipofílicos), por processos oxidativos,
produzindo ácido trifluoroacético (o mais importante), bromo e íons cloreto. Além da
oxidação, o halotano também sofre redução, havendo formação de 2-cloro-1,1,1trifluoroetano, o 2-cloro-1,1-difluoroetileno, dois metabólito voláteis e o íon fluoreto
(SPINOSA, 1999).
A via de metabolização oxidativa é responsável pela biotransformação de
18 a 40 % do anestésico metabolizado e a via redutiva é responsável por
biotransformar 0.1 % do halotano metabolizado (DÍAZ, 2000).
Lesão hepática idiossincrática e definida como uma lesão provocada por
droga que ocorre imprevisivelmente em uma pequena porcentagem dos pacientes,
usualmente apenas após exposição prolongada ou repetida, como expressão de
suscetibilidade individual incomum e não por toxidade intrínseca do agente
(GONÇALVES, 2001).
Segundo CARLTON e MCGAVIN (1998), a patogenia da lesão hepática
idiossincrática não é bem entendida e é bem difícil estabelecer uma prova do efeito
tóxico dessas substancias químicas.
O dano hepático pode ser atribuído à hipersensibilidade quando é
acompanhada de quadro clínico (febre e eosinofilia) e histológico (inflamação
granulomatosa ou eosinofílica) compatível. Essas características, somadas à pronta
recidiva da síndrome após resposta a um teste de desafio, permitem a inferência de
que houve alergia à droga ou que esta ou um de seus metabólicos agiu como um
hapteno. O período de sensibilidade varia de 1 a 5 semanas (GONÇALVES, 2001).
Há diferentes tipos de lesões hepáticas tóxicas relacionadas ao uso de
halotano; uma delas se trata de uma lesão suave, onde se observa apenas uma
elevação das enzimas hepáticas (no homem TGO e TGP, no animal AST e ALT), o
24
qual geralmente não é detectado e é reversível em humanos. O outro tipo de lesão é
as entidades clínicas de hepatotoxidade, que se manifesta por uma necrose
hepática com alta mortalidade, conhecida como hepatite por halotano (DÍAZ, 2000).
Existe indícios que essa mesma é devido a metabólitos oxidativos que
produzem uma resposta alérgica. Esta
hipótese alérgica propõe que a
biotransformação do halotano a acido trifluoroacético, principal metabólico do
halotano, e seguida de uma união deste metabólito a uma molécula protéica
formando um complexo imunologicamente ativo, onde o acido trifluoroacético atua
como um hapteno (o acido trifluoroacético é denominado de antígeno parcial, pois
precisa se ligar covalentemente a outra substância-proteínas ou lipoproteínas, para
ocorrer à reação autoimune das células hepáticas.) e a molécula como um
carreador, sendo este composto capaz de estimular o aparecimento de uma
resposta alérgica contra o fígado. Estudos em pacientes que apresentaram icterícia
depois da exposição ao halotano, mostraram a presença de anticorpos que reagiam
com o acido trifluoroacético-proteina (complexo) (DÍAZ, 2000).
Uma outra forma de hepatite está relacionada com a produção de
metabólitos, realizados por processo de redução durante os períodos de hipóxia
hepática, com grande acúmulo de metabólitos tóxicos capazes de exercer uma ação
tóxica direta e levar a necrose hepática, se sabe que esse processo de metabolismo
redutivo acontece em baixas condições de hipóxia hepática, onde ocorre uma
redução anaeróbia por ação do citocromo P450, produzindo como metabólitos dois
radicais
intermediários
voláteis;
os
quais
têm
capacidade
de
produzir
lipoperoxidação e necrose hepática (DÍAZ, 2000).
Anestesia com halotano deuterado, o qual é resistente a biotransformação
por
via oxidativa, diminuiu significativamente as concentrações de ácido
trifluoroacético no plasma e reduziu a ligação do trifluoroacetila às proteínas
hepáticas em cobaias em 30-60%. Além disso, a atividade da alanina transferase
(ALT) plasmática permaneceu menor no mesmo modelo animal e não foi detectada
necrose centrolobular que foram feitas comparações com halotano normal. Uma
intensificação da via redutiva do metabolismo do halotano pela diminuição da fração
de oxigênio inspirada foi associada com aumento do fluoreto inorgânico ligado à
proteína hepática, mas, novamente, não resultou em necrose centrolobular. Estes
resultados sugerem que a biotransformação do halotano pela via oxidativa é a
principal causa de hepatotoxidade grave (REICHLE et al., 2003).
25
2.3.2. Hepatotoxicidade em Cannis familiaris
Quando a lesão hepática acomete uma minoria de indivíduos e varia de
forma imprevisível entre os animais denominamos as toxinas e/ou medicamentos
causadores dessa lesão em toxinas imprevisíveis ou idiossincráticas (halotano). A
idiossincrasia pode ser imunológica (hipersensibilidade) ou metabólica. A ultima
reflete um metabolismo aberrante da droga no paciente susceptível.
De acordo com CARLTON e MCGAVIN (1998), a morfologia da lesão
hepática induzida por toxinas varia consideravelmente com o tipo, a dose e a
duração da exposição à toxina. Reações do hepatócito à agressão tóxica aguda
incluem tumefação celular e degeneração gordurosa ou esteatose, acompanhada ou
não de colestase, que pode progredir para necrose se a intoxicação for
suficientemente grave.
O anestésico inalatório halotano que é um exemplo de toxina idiossincrática,
foi incriminado como causador de icterícia e necrose hepática aguda em cães devido
múltiplas exposições ou exposições prolongadas (SANTOS et al., 1999).
Até aproximadamente 80% do halotano administrado é excretado através
dos pulmões, sendo menores quantidades excretadas também por esta via durante
vários dias. Este fato está relacionado com a elevada solubilidade do halotano no
tecido adiposo. O seu coeficiente de partição tecido adiposo/sangue é mais alto do
que a maioria dos anestésicos voláteis. Para além daquele que é excretado pelos
pulmões, é também eliminado halotano não metabolizado através da bílis (SANTOS
et al., 1999).
No organismo dos cães, é metabolizado cerca de 15-20% do halotano
administrado, sendo que essa metabolização, que ocorre principalmente no fígado, é
tanto mais ativa quanto menor for a concentração do anestésico. Isto resulta do fato
de os produtos dessa degradação inibirem as enzimas responsáveis pela sua
produção. Um dos principais produtos da degradação do halotano é o ácido
trifluoroacético que tem um papel determinante no surgimento da hepatite induzida
pelo halotano (SANTOS et al.,1999).
O ácido trifluoroacético pode formar ligações covalentes com proteínas alvo
específicas recentemente identificadas. Em pacientes susceptíveis, o halotano pode
causar lesão hepática grave através de uma resposta imunomediada direcionada
contra esse metabólito anestésico reativo ligado covalentemente a proteínas
26
hepáticas. A formação desse metabólito é conseqüência da bioativação do halotano
pelo citocromo P450 presente nas células hepáticas, levando à formação de cloreto
trifluoracetil (que hidrolisado transforma-se em um metabólito estável, o ácido
trilfuoroacético), o qual pode prontamente acetilar proteínas hepáticas. Esta ligação
covalente entre a porção ácido trifluoroacético e a proteína pode resultar na
formação de um hapteno, levando à indução de uma resposta imunomediada e,
conseqüentemente, à hepatite induzida pelo halotano. O balanço entre a bioativação
do halotano (com formação de proteínas hepáticas trifluoracetiladas) e a
desintoxicação de metabólito reativos, promovida por mecanismos de proteção
celulares, determina o surgimento da hepatite. Histopatologicamente, essa hepatite
resulta em necrose centrolobular (SANTOS et al., 1999).
Efeitos patológicos mínimos foram descritos no fígado e rins de cães
anestesiados por longos períodos com halotano, na presença de hipóxia e em certas
doenças (SANTOS et al., 1999).
O halotano pode ser degradado por diferentes vias redutoras, em presença
de tensões baixas de oxigênio, com a produção de metabólitos tóxicos que podem
produzir danos hepáticos, como necrose hepática (SANTOS et al., 1999).
A biotransformação do halotano é efetuada principalmente pela oxidase
presente no retículo endoplasmático dos hepatócitos. Os níveis dos íons resultantes
da metabolização do halotano sobem significativamente durante a anestesia e até
duas horas após o seu término, mantendo-se elevados no sangue durante
aproximadamente dez dias após a anestesia. Os íons cloreto e brometo são
prontamente removidos do halotano pela oxidase, a ação desta enzima requer a
participação do NADPH, ocorrendo a degradação do halotano através de um
mecanismo oxidativo, mas a energia da ligação covalente entre os íons flúor e
carbono é maior e, então, esta ligação é mais dificilmente quebrável. Assim, as
quantidades de íon fluoreto produzidas estão bastante abaixo das necessárias para
causarem nefrotoxicidade (SANTOS et al.,1999).
Se as enzimas microssomais forem induzidas pela exposição repetida ao
halotano a proporção entre o halotano administrado e aquele que é metabolizado vai
estar aumentada. Este mecanismo de indução das enzimas é particularmente
evidente nos anestesistas, que podem metabolizar o halotano em maior quantidade
que outras pessoas, o que é comprovado pelo fato de eles excretarem mais
produtos da degradação do halotano na urina (SANTOS et al., 1999).
27
Swerczek e Prickett (1971) estabeleceram que o uso repetido do halotano
em eqüinos também pode produzir lesão hepática similar à registrada em seres
humanos (BOOTH et al., 1992).
Embora não totalmente comprovado, suspeita-se que a lesão hepatotóxica
após exposição ao halotano pode estar diretamente relacionada além da exposição
múltipla, também ao sexo, idade, obesidade e reação imuno-mediada (DUQUE,
2001).
Algumas enzimas do sistema P450 envolvidas no metabolismo de
xenobiótico são notáveis por seus padrões de excreção altamente induzíveis.
Freqüentemente, o indutor é um substrato para enzima indusível e, como tal,
intensifica seu próprio metabolismo. Expressão elevada da enzima detoxificante
persiste apenas enquanto o indutor/substrato permanecer no organismo. A indução
de enzimas que metabolizam drogas formam a base de muitas interações de drogas
reportadas e é de considerável importância para pacientes sujeitos a terapia de
drogas combinadas (LIDDLE e GOODWIN, 2002).
Há evidência que um agente indutor de enzima microssômica, como
fenobarbital ou outro indutor, é uma condição aparentemente importante no
desenvolvimento da hepatite pelo halotano, além da já existência de um estado
hepatotóxicico durante anestesia pelo halotano. Os fármacos que produzem indução
enzimática podem, portanto interferir na biotransformação hepática do halotano
(BOOTH et al., 1992).
28
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1.
Animais
No presente trabalho foram empregados 20 cães de posse irresponsável
(¨cão-de-rua¨), clinicamente sadios, que foram doados para o hospital veterinário da
Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro / UENF, divididos em 5
(cinco) grupos de 4 (quatro) animais. Os animais eram adultos (com idade entre 03 a
05 anos), sem raça definida, com peso entre 05 e 30 Kg, e de ambos os sexos.
Cada grupo foi submetido a um dos cinco protocolos anestésicos. As
repetições eram feitas em um mesmo intervalo de tempo para todos os animais de
todos os grupos, ou seja, um a cada 24 horas, durante 03 dias consecutivos. O
período de anestesia foi de 60 minutos para todos os animais.
O projeto foi aprovado pela comissão de ética da UENF, registro em anexo.
3.2.
Protocolos anestésicos
Todos os animais submetidos aos 05 protocolos, receberam pela via
intramuscular (IM) no membro posterior direito a medicação pré-anestésica, que
consistiu em midazolam (0,5 mg / kg) associado a maleato de acepromazina (0,1 mg
/ kg) na mesma seringa. Após 15 a 20 minutos da administração, todos os animais
dos protocolos receberam pelo cateter intra-venoso instalado no seu membro
anterior direito fluidoterapia com solução de cloreto de sódio 0,9%. Em seguida
29
administrou-se medicação para indução anestésica pelo cateter de nº 24, instalado
na veia cefálica no membro anterior direito. As doses e drogas empregadas como
medicação para indução e manutenção de plano anestésico em cada grupo, foram
descritas conforme a tabela 4.
Tabela 4. Protocolos anestésicos
Protocolo
Pré-anestésico
A
*1
B
*1
Indução
Tiopental
Sódico 2,5%
(12,5mg/kg)
IV
Dose única
Propofol
(4,0mg/kg)
IV
Dose única
Tiopental
Sódico 2,5%
(12,5mg/kg)
IV
Dose única
Manutenção
Halotano 2%
Halotano 2%
Tiopental
Sódico 2,5%
*1
(12,5mg/kg)
C
IV
Dose única
Propofol
(0,4mg/kg /
Propofol
minuto)
(4,0mg/kg)
*1
D
IV
IV
Infusão
Dose Única
Contínua
*1
E
*1 : Midazolam (0,5mg/kg) + Acepromazina (0,1mg/kg) IM, na mesma seringa.
Para a manutenção da anestesia nos protocolos em que ocorreu a
manutenção anestésica com halotanlo 2%, os animais foram submetidos a
entubação endotraqueal com cânula. Então estes foram colocados em decúbito
esternal e com auxílio de um abre-boca e compressa de algodão, delicadamente
tracionou-se a língua lateralmente para exposição da entrada da laringe e suave
introdução da cânula traqueal com auxílio de um laringoscópio de lâmina reta. Em
seguida inflou-se o manguito ou balonete até começar fazer resistência, para
fornecimento de oxigênio e halotano 2%.
Os animais pertencentes aos protocolos C e D receberam a manutenção
anestésica pelo cateter intra-venoso instalado no seu membro anterior direito,
respectivamente tiopental sódico e propofol. Permanecendo infundidos com solução
de cloreto de sódio 0,9% durante 60 minutos.
30
Os animais controle pertenceram ao protocolo E, estes receberam apenas a
medicação pré-anestésica, midazolam (0,5 mg / kg) associado a maleato de
acepromazina (0,1 mg / kg) na mesma seringa pela via intramuscular, no membro
posterior direito, e infundidos com solução de cloreto de sódio 0,9% durante 60
minutos.
3.3. Colheita de sangue
Todos os animais foram mantidos em jejum por 12 horas e em seguida
receberam fluidoterapia com solução de cloreto de sódio 0,9%; Para isso foi
cateterizado a veia cefálica direita, utilizando cateter (jelco nº 24). A via de acesso
venoso permitiu a coleta de 1 ml de sangue, utilizando agulha (0.70 mm x 25 mm) e
seringa de 3ml. O mesmo foi feito 30 minutos antes e depois de cada anestesia. As
amostras de sangue, já colocadas nos tubos com gel, foram devidamente
identificadas, acondicionadas em isopor com gelo e encaminhadas ao laboratório de
patologia clínica (Laboratório de Sanidade Animal-LSA/CCTA/UENF) para serem
centrifugadas a 3200 rpm durante 5 minutos (centrifuga LS – 3 plus), obtendo assim
o soro.
Os soros
bioquímica
foram estocados em freezer, até a realização da
sorológica
(mensuração
das
enzimas
hepáticas:
análise
Alanina
aminotransferase / ALT, aspartato aminotransferase / AST e fosfatase alcalina / FA
e prova de função renal: uréia e creatinina).
3.4. Estudo estatístico
As médias dos valores bioquímicos de cada grupo foram comparadas
empregando o teste T student considerando valores significativos quando p< 0,05.
31
3.5. Avaliação bioquímica sorológica
Para análise bioquímica das amostras de soro, empregamos a metodologia
cinética para determinar a atividade da fosfatase alcalina (FA) e creatinina, a
metodologia cinética em ultravioleta para determinar a atividade da alanina
aminotransferase (ALT) e da aspartato aminotransferase (AST) e a metodologia
colorimétrica em ultravioleta para determinar a atividade da uréia. Para todas as
metodologias foi utilizado o analisador para espectrofotometria semi – automático
(MICROLAB / 200 MERCK). Em todas as mensurações (FA, ALT, AST, uréia e
creatinina) foi feito o controle, usando o qualitol 1 e 2 (LABTEST). O qualitol 1 e 2 é
uma preparação liofilizada,em matriz protéica humana, contendo vários analitos e se
destina ao controle interno da qualidade em ensaios de química clínica, imunologia,
hormônios e drogas terapêuticas.
Na analise da fosfatase alcalina (FA), utilizamos 20 µL (microlitros) do soro
misturados a 1 ml do reativo de trabalho (reagente), inseridos no analisador para
espectrofotometria semiautomático (MICROLAB / 200 MERCK) para fazer a leitura.
Este reativo de trabalho, que determina a atividade da FA no soro, e composto de
100 ml de tampão (pH 10.4 de 2-amino-2-metil-1-propanol (AMP) 350mmol/L,
acetato de magnésio 2 mmol/L, sulfato de zinco 1 mmol/L e ácido nhidroxietilenodiaminotriacético 2 mmol/L.) e o conteúdo de um frasco de substrato (
dissolvido contém 4-nitrofenilfosfato 12mmol/L.). Somente para uso diagnóstico in
vitro e fica estável por 2 meses entre 2 – 8 ºC.
Na analise da alanina aminotransferase (ALT), utilizamos 400 µL(
microlitros) do reativo de trabalho 1(reagente) misturados com 100 µL (microlitros)
do reativo de trabalho 2 (reagente) e 25 µL (microlitros) do soro, inseridos no
analisador para espectrofotometria semi – automático (MICROLAB / 200 MERCK)
para fazer a leitura. O reativo de trabalho 1 é denominado de tampão (contém
tampão Tris 150 mmol/L pH 7.3, L-alanina 750 mmol/L e LDH >1350 U/L.) e o reativo
de trabalho 2 de Coezima (contém 2-cetoglutarato 75 mmol/L e NADH 1,3 mmol/L.).
Esses reagentes determinam quantitativamente a atividade da ALT no soro, somente
para uso diagnóstico in vitro e fica estável por 2 meses entre 2 – 8 ºC.
Na analise da aspartato aminotransferase (AST), utilizamos 400 µL
(microlitros do reativo de trabalho 1 (reagente) misturados com 100 µL (microlitros)
do reativo de trabalho 2 (reagente) e 25 µL (microlitros) do soro, inseridos no
32
analisador para espectrofotometria semi – automático (MICROLAB / 200 MERCK)
para fazer a leitura. O reativo de trabalho 1 é denominado de tampão (contém Tris
121 mmol/L pH 7.8, L-aspartato 362 mmol/L, MDH> 460 e LDH > 660 U/L.) e o
reativo de trabalho 2 de coezima ( contém 2-cetoglutarato 75 mmol/L e NADH 1,3
mmol/L.). Esses reagentes determinam quantitativamente a atividade da AST no
soro, somente para uso diagnóstico in vitro e fica estável por 2 meses entre 2 – 8 ºC.
Na analise da creatinina, utilizamos 500µL
(microlitros) do reativo de
trabalho (reagentes:Ácido Pícrico e Tampão) misturados com 50 µL (microlitros) de
soro e 500 µL (microlitros) do reativo de trabalho (reagentes: Ácido Pícrico e
Tampão ) com 50 µL (microlitros) do padrão (reagente). O reativo de trabalho é
composto da mistura de volumes iguais de ácido pícrico (25 mmol/L) e tampão
(Hidróxido de sódio 400 mmol/L e Brij 35 1 g/L.) e o reagente padrão de creatinina 2
mg/dL. Esses reagentes determinam quantitativamente a atividade da creatinina no
soro, somente para uso diagnóstico in vitro e fica estável por 1 mês entre 2 – 8 ºC.
Na analise da uréia, utilizamos 1 ml do reativo de trabalho 1 (reagente),
sozinho em um tubo de ensaio, que será denominado tubo branco, 1 ml do reativo
de trabalho 1 misturado com 10 µL do padrão (reagente) que será denominado de
tubo padrão e 1 ml do reativo de trabalho 1 misturado com 10 µL do soro que será
denominado de tubo teste. Esses tubos de ensaio são colocados em banho – Maria
(37ºC) por 5 minutos e posteriormente é colocado 1 ml do reativo de trabalho 2
(reagente) em todos os tubos. Em seguida são inseridos no analisador para
espectrofotometria semi – automático (MICROLAB / 200 MERCK) para fazer a
leitura. O reagente padrão deve ser armazenado entre 2 – 8 ºC, bem vedado para
evitar evaporação e contém azida sódica 7,7 mmol/L. O reativo de trabalho 1 contém
tampão 10 mmol/L, pH9.5; 2-cetoglutarato 16 mmol/L; NADH 300 µmol/L; azida
sódica 15 mmol/L e sufactante e o reagente de trabalho 2 contém tampão 380
mmol/L, pH 8.0; ADP 4 mmol/L; urease
15 mmol/L e sufactante.
17700 U/L; GLDH
2000 U/L; azida sódica
33
3.6.
Coleta de fragmento hepático
Após término dos protocolos anestésicos, todos os animais foram
submetidos à anestesia profunda, para isso cada animal recebeu novamente seu
protocolo anestésico , para então serem posicionados em decúbito lateral direito e
em seguida submetido à punção cardíaca intra-ventricular esquerda para serem
eutanasiados por exanguinação. Cada animal foi então colocado em decúbito lateral
esquerdo,
com uma pequena elevação toraco-lombar para facilitar abordagem
hepática e coleta dos fragmentos.
3.7.
Avaliação histopatológica
As amostras de fígado eram fixadas imediatamente em formalina tamponada
a 10%, na proporção de 10:1 de fixador para o tecido, e encaminhadas ao
Laboratório de Sanidade Animal / setor de Morfologia e Anatomia Patológica
(LSA/CCTA/UENF), para serem processadas.
Para a inclusão das amostras em parafina, foi utilizado o processador
automático de tecidos (“Leica – TP1020”), no qual realizavam-se as etapas de
desidratação com álcool etílico, diafanização com xilol e infiltração com parafina a
uma temperatura próxima do seu ponto de fusão (60ºC). O tratamento com álcool
etílico foi realizado com uma bateria de álcool a 70% (1 hora), 90% (1 hora) e 100%
(5 etapas de 1 hora), com o objetivo de retirar toda a água dos tecidos de fígado,
facilitando a infiltração da parafina, uma vez que água e parafina não se misturam; a
diafanização pelo xilol (2 etapas de 1 hora) proporcionou a total remoção da água e
do álcool. A infiltração das amostras com parafina (2 etapas de 30 minutos) eliminou
completamente o xilol contido nas amostras e permitiu a total penetração da parafina
nos espaços vazios deixados pela água e gordura, além de proporcionar uma
consistência adequada para a realização dos cortes histológicos. Logo depois foi
realizado o emblocamento
manual das amostras em parafina (PROPHET, 1994
modificado). Em seguida as amostras foram cortadas em micrótomo semiautomático (“Leica – RM2145”), obtendo cortes histológicos de 5 µm de espessura,
os quais eram aderidos a lâminas de vidro e coradas pelo método de H & E, que
34
emprega um corante básico (hematoxilina) e um corante ácido (eosina), para serem
então analisadas em microscópio óptico (PROPHET, 1994 modificado).
Os cortes posteriormente corados em lâminas, montados em bálsamo e
cobertos com lamínulas, eram analisados em microscópio óptico (“Nikon Eclipse
E400”) com câmera digital (“Nikon Coolpix 995”).
35
4. RESULTADOS
4.1. Comportamento clínico dos animais após os protocolos anestésicos
Todos os animais submetidos aos diferentes protocolos apresentaram-se
estáveis clinicamente durante e depois dos procedimentos anestésicos, não
ocorrendo nenhum óbito durante o experimento.
4.2.
4.2.1.
Avaliação bioquímica sorológica
Função hepática
Os níveis séricos de AST dos animais submetidos ao protocolo A mantiveramse semelhantes aos níveis anteriores ao experimento conforme descrito na tabela 5
A, contudo os valores de ALT e FA mostraram-se alterados quando comparamos as
médias, de acordo com as tabelas 5 B e 5 C.
36
Tabela 5A Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de AST em animais submetidos ao protocolo A: Acepromazina
associada ao midazolam com indução com tiopental sódico e
manutenção com halotano. Realizada em Campos dos Goytacazes,
Rio de Janeiro, 2004/2005.
Animais
1. Cocker
2. Marrom G.
Velho
3. Negona
4. Grisalha
Média
Desvio padrão
Tabela 5B
Animais
Antes
(A1)
72
32
Dia 1
Depois
(D1)
69
21
40
46
47,50
17,3109
35
28
38,25
21,2818
AST / (UI/L)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
48
40
38
30
65
79
57,50
18,5767
105
49
56,00
33,5758
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
36
51
40
32
63
32
42,75
13,8894
48
45
44,00
8,3666
Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de ALT em animais submetidos ao protocolo A:
Acepromazina associada ao midazolam com indução com tiopental
sódico e manutenção com halotano. Realizada em Campos dos
Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.
Dia 1
Antes
Depois
(A1)
(D1)
26
32
20
19
1. Cocker
2. Marrom G.
Velho
3. Negona
43
4. Grisalha
30
Média
29,75
Desvio Padrão
9,7425
♣P= 0,0161, ♠p= 0,0372
ALT / (UI/L)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
50
40
27
34
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
17
25
20
17
36
45
95
69
70
20
30
38
33
57
42,25
26,75♣ 38,00♣ 51,75♠ 34,75♠
8,5391 11,2250 28,9410 23,865 25,3163
37
Tabela 5C Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de FA em animais submetidos ao protocolo A: Acepromazina
associada ao midazolam com indução com tiopental sódico e
manutenção com halotano. Realizada em Campos dos Goytacazes,
Rio de Janeiro, 2004/2005.
Animais
Dia 1
Antes
Depois
(A1)
(D1)
159
83
77
84
FA / (UI/L)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
127
128
103
87
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
119
133
85
95
1. Cocker
2. Marrom G.
Velho
3. Negona
74
78
103
70
66
72
4. Grisalha
173
189
255
222
222
176
Média
120,75 108,50♣ 147,00♣♠ 126,75 123,00♠ 119,00
Desvio
52,5761 53,7308
72,8835 68,0067 69,5461 45,5705
Padrão
♣P=0,0360, ♠P=0,0375
Os níveis séricos de ALT dos animais submetidos ao protocolo B mantiveramse semelhantes aos níveis anteriores ao experimento conforme descrito na tabela 6
B, contudo os valores de AST e FA mostraram-se alterados quando comparamos as
médias, de acordo com as tabelas 6 A e 6 C.
Tabela 6A Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de AST em animais submetidos ao B: Acepromazina associada
ao midazolam com indução com propofol e manutenção com halotano.
Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.
Animais
1. Preto
2. Focinho
3. Pretinha
4. Poodle Preta
Média
Desvio Padrão
♣p= 0,0386
AST / (UI/L)
Dia 1
Dia 2
Dia 3
Antes
Depois
Antes
Depois
Antes
Depois
(A1)
(D1)
(A2)
(D2)
(A3)
(D3)
57
48
139
110
55
50
34
33
142
62
41
39
49
39
86
61
70
89
85
26
40
48
54
81
56,25
55,00
64,75
36,50♣ 101,75
70,25♣
21,4068 9,3274 48,5412 27,2565 11,8603 24,0330
38
Tabela 6B Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de ALT em animais submetidos ao B: Acepromazina associada
ao midazolam com indução com propofol e manutenção com halotano.
Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.
Animais
1. Preto
2. Focinho
3. Pretinha
4. Poodle Preta
Média
Desvio padrão
Dia 1
Antes
Depois
(A1)
(D1)
23
24
26
29
24
19
28
20
25,25
23,00
2,2174
4,5461
ALT / (UI/L)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
42
38
64
25
25
21
26
25
39,25
27,25
18,2460
7,4106
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
30
54
71
30
31
39
31
84
40,75
51,75
20,1722 23,6696
Tabela 6C Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de FA em animais submetidos ao B: Acepromazina associada
ao midazolam com indução com propofol e manutenção com halotano.
Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.
FA / (UI/L)
Animais
1. Preto
2. Focinho
3. Pretinha
4. Poodle Preta
Média
Desvio Padrão
♣p= 0,0315
FA / (UI/L)
Dia 1
Dia 2
Dia 3
Antes
Depois
Antes
Depois
Antes
Depois
(A1)
(D1)
(A2)
(D2)
(A3)
(D3)
131
83
97
98
173
124
45
46
36
56
56
104
143
64
111
153
226
143
67
95
58
128
215
84
96,50
72,00
108,75
167,50
75,50♣
103,75♣
47,8714 21,5252 34,5881 41,7403 77,7625 25,4346
Os níveis séricos de AST, ALT e FA dos animais submetidos ao protocolo C
mantiveram-se semelhantes aos níveis anteriores ao experimento conforme descrito
nas tabelas 7 A, 7 B e 7 C.
39
Tabela 7A Modelo de hepatoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de AST em animais submetidos ao protocolo C: Acepromazina
associada ao midazolam com indução e manutenção com tiopental.
Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.
Animais
1. Labrador
2. Amiga V. P.
3. Vovô
4. Rotweiller
Média
Desvio padrão
Dia 1
Antes
Depois
(A1)
(D1)
43
36
123
51
36
46
69
30
67,75
40,75
39,4747
9,5000
AST / (UI/L)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
54
43
122
50
59
41
46
42
70,25
44,00
34,9130
4,0825
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
30
54
64
35
38
31
45
35
44,25
38,75
14,5230 10,3401
Tabela 7B Modelo de hepatoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de ALT em animais submetidos ao protocolo C: Acepromazina
associada ao midazolam com indução e manutenção com tiopental.
Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.
Animais
1. Labrador
2. Amiga V. P.
3. Vovô
4. Rotweiller
Média
Desvio padrão
Dia 1
Antes
Depois
(A1)
(D1)
21
14
45
23
34
25
60
22
40,00
21,00
16,5529
4,8305
ALT / (UI/L)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
24
21
52
21
27
20
29
20
33,00
20,50
12,8323
0,5774
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
21
35
28
24
23
22
25
19
24,25
25,00
2,9861
6,9761
40
Tabela 7C Modelo de hepatoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de FA em animais submetidos ao protocolo C: Acepromazina
associada ao midazolam com indução e manutenção com tiopental.
Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.
Animais
1. Labrador
2. Amiga V. P.
3. Vovô
4. Rotweiller
Média
Desvio padrão
Dia 1
Antes
Depois
(A1)
(D1)
10
33
21
20
33
22
64
70
32,00
36,25
23,3095 23,2146
Os níveis séricos de ALT e FA
FA / (UI/L)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
79
14
70
68
43
60
59
24
62,75
41,50
15,5000 26,5016
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
37
19
59
95
92
46
65
103
63,25
65,75
22,6329 40,0780
dos animais submetidos ao protocolo D
mantiveram-se semelhantes aos níveis anteriores ao experimento conforme descrito
nas tabelas 8 B, 8 C, contudo os valores de AST mostraram-se alterados quando
comparamos as médias, de acordo com a tabela 8 A.
Tabela 8A Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de AST em animais submetidos ao protocolo D: acepromazina
associada ao midazolam com indução e manutenção com propofol.
Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.
AST / (UI/L)
Dia 1
Dia 2
Dia 3
Animais
Antes
Depois
Antes
Depois
Antes
Depois
(A1)
(D1)
(A2)
(D2)
(A3)
(D3)
1. Adestrado
63
57
66
31
84
39
2. Botafogo
67
31
72
102
46
46
3. Vira lata
52
66
110
77
74
299
4. Lesse
48
36
89
63
57
57
Média
57,50 47,50♣♠ 84,25♠
68,25
110,25
65,25♣
Desvio Padrão
8,9629 16,7033 19,7379 29,6128 16,9975 126,0512
♣p= 0,0223; ♠p= 0,0314
41
Tabela 8B Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de ALT em animais submetidos ao protocolo D: acepromazina
associada ao midazolam com indução e manutenção com propofol.
Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.
Animais
1. Adestrado
2. Botafogo
3. Vira lata
4. Lesse
Média
Desvio padrão
Dia 1
Antes
Depois
(A1)
(D1)
36
23
21
10
57
92
23
18
34,25
35,75
16,5605 37,8803
ALT / (UI/L)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
25
33
18
18
54
48
91
27
47,00
31,50
33,2165 12,6095
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
27
23
15
13
57
235
33
32
33,00
75,50
17,6635 106,6161
Tabela 8C Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de FA em animais submetidos ao protocolo D: acepromazina
associada ao midazolam com indução e manutenção com propofol.
Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.
Animais
1. Adestrado
2. Botafogo
3. Vira lata
4. Lesse
Média
Desvio padrão
Dia 1
Antes
Depois
(A1)
(D1)
87
58
120
88
87
143
48
72
85,50
90,25
29,4449 37,2413
FA / (UI/L)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
77
175
132
89
88
38
68
38
91,25
85,00
28,3711 64,6375
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
103
75
180
148
115
90
49
105
111,75
104,50
53,7982 31,4802
Os níveis séricos de AST, ALT e FA dos animais submetidos ao protocolo E
mantiveram-se semelhantes aos níveis anteriores ao experimento conforme descrito
nas tabelas 9 A, 9 B e 9 C.
42
Tabela 9A
Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de AST em animais submetidos ao protocolo E:
Acepromazina associada ao midazolam. Realizada em Campos dos
Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.
Animais
1. Marrom Grande
2. Branca
3. Maria
4. Bernadete
Média
Desvio padrão
Tabela 9B
Dia 1
Antes
Depois
(A1)
(D1)
66
36
57
79
47
42
50
44
55,00
50,25
8,4459
19,4658
AST (UI/L)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
52
24
38
32
55
48
86
42
57,75
36,50
20,2382 10,6301
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
48
65
91
33
38
35
54
46
57,75
44,75
23,1283 14,6600
Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de ALT em animais submetidos ao protocolo E:
Acepromazina associada ao midazolam. Realizada em Campos dos
Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.
Animais
1. Marrom Grande
2. Branca
3. Maria
4. Bernadete
Média
Desvio padrão
Dia 1
Antes
Depois
(A1)
(D1)
80
65
72
72
23
25
37
44
53,00
51,50
27,3618 21,2995
ALT (UI/L)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
62
58
44
42
29
38
59
43
48,50
45,25
15,1987
8,7702
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
64
65
108
62
20
19
44
33
59,00
44,75
37,2916 22,4258
43
Tabela 9C
Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de FA em animais submetidos ao protocolo E: Acepromazina
associada ao midazolam. Realizada em Campos dos Goytacazes,
Rio de Janeiro, 2004/2005.
Dia 1
Antes
Depois
(A1)
(D1)
722
387
Animais
1. Marrom
Grande
2. Branca
3. Maria
4. Bernadete
Média
Desvio padrão
4.2.2.
FA (UI/L)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
420
380
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
258
317
429
192
347
395
406
654
34
51
59
109
92
65
380
386
354
294
302
420
391,25
254,00
295,00
294,50
264,50
364,00
282,0016 163,4687 160,7337 131,4293 130,6739 244,1625
Função renal
Os níveis séricos de uréia e creatinina dos animais submetidos ao protocolo A
mantiveram-se semelhantes aos níveis anteriores ao experimento conforme descrito
nas tabelas 10 A e 10 B.
Tabela 10A Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de uréia em animais submetidos ao protocolo A: acepromazina
associada ao midazolam com indução com tiopental sódico e
manutenção com halotano. Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio
de Janeiro, 2004/2005.
Animais
1. Cocker
2. Marrom G. Velho
3. Negona
4. Grisalha
Média
Desvio padrão
Dia 1
Antes
Depois
(A1)
(D1)
14
16
22
13
31
30
27
27
23,50
21,5
7,3258
8,2564
Uréia / (mg/dl)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
13
17
15
23
24
16
27
26
19,75
20,50
6,8007
4,7958
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
31
34
29
12
30
29
12
44
25,50
29,75
9,0370
13,3760
44
Tabela 10B Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo A:
Acepromazina associada ao midazolam com indução com tiopental
sódico e manutenção com halotano. Realizada em Campos dos
Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.
Animais
1. Cocker
2. Marrom G. Velho
3. Negona
4. Grisalha
Média
Desvio padrão
Dia 1
Antes
Depois
(A1)
(D1)
0,51
0,47
1,20
0,84
0,80
0,40
0,82
0,90
0,8325
0,6525
0,2830
0,2540
Creatinina / (mg/dl)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
0,56
1,03
0,78
1,00
1,20
1,26
0,65
0,53
0,7975
0,9550
0,2831
0,3062
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
0,60
0,60
1,10
1,10
0,58
0,81
0,70
0,69
0,7450
0,8000
0,2424
0,2177
Os níveis séricos de uréia e creatinina dos animais submetidos ao protocolo B
mantiveram-se semelhantes aos níveis anteriores ao experimento conforme descrito
nas tabelas 11 A e 11 B.
Tabela 11A Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de uréia em animais submetidos ao protocolo B:
Acepromazina associada ao midazolam com indução com propofol e
manutenção com halotano. Realizada em Campos dos Goytacazes,
Rio de Janeiro, 2004/2005.
Animais
1. Preto
2. Focinho
3. Pretinha
4. Poodle Preta
Média
Desvio padrão
Dia 1
Antes
Depois
(A1)
(D1)
34
33
44
34
34
32
35
31
36,75
32,50
4,8563
1,2910
Uréia / (mg/dl)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
37
47
24
24
23
39
16
30
25,00
35,00
8,7560
10,0995
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
29
23
23
39
33
37
18
17
25,75
29,00
6,6018
10,7083
45
Tabela 11B Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo B:
Acepromazina associada ao midazolam com indução com propofol e
manutenção com halotano. Realizada em Campos dos Goytacazes,
Rio de Janeiro, 2004/2005.
Animais
1. Preto
2. Focinho
3. Pretinha
4. Poodle Preta
Média
Desvio padrão
Dia 1
Antes
Depois
(A1)
(D1)
0,90
0,86
1,10
1,21
0,71
0,69
0,43
0,60
0,7850
0,8400
0,2852
0,2692
Creatinina / (mg/dl)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
1,04
0,85
0,57
1,20
0,57
0,80
0,48
0,67
0,6650
0,8800
0,2536
0,2264
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
0,80
0,68
0,38
0,70
0,60
0,43
0,60
0,87
0,5950
0,6700
0,1716
0,1813
Os níveis séricos de uréia e creatinina dos animais submetidos ao protocolo C
mostraram-se alterados quando comparamos as médias, conforme descrito nas
tabelas 12 A e 12 B.
Tabela 12A Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de uréia em animais submetidos ao protocolo C:
Acepromazina associada ao midazolam com indução e manutenção
com tiopental sódico. Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de
Janeiro, 2004/2005.
Uréia / (mg/dl)
Dia 1
Dia 2
Dia 3
Animais
Antes
Depois
Antes
Depois
Antes
Depois
(A1)
(D1)
(A2)
(D2)
(A3)
(D3)
1. Labrador
16
13
11
20
14
22
2. Amiga V. P.
09
10
12
21
19
15
3. Vovô
13
20
08
11
22
15
4. Rotweiller
19
25
16
26
12
25
Média
17,00
16,75
14,25♦
19,25♦♠
11,75♣♠ 19,50♣
Desvio Padrão
4,2720 6,7823
3,3040
6,2450 4,5735
5,0580
♣p= 0,0168; ♦p=0,0154; ♠p=0,0219
46
Tabela 12B Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo C:
Acepromazina associada ao midazolam com indução e manutenção com
tiopental sódico. Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de
Janeiro, 2004/2005.
Creatinina / (mg/dl)
Dia 1
Dia 2
Dia 3
Animais
Antes
Depois
Antes
Depois
Antes
Depois
(A1)
(D1)
(A2)
(D2)
(A3)
(D3)
1. Labrador
0,60
0,48
0,30
0,88
0,80
0,49
2. Amiga V. P.
0,31
0,37
0,04
0,70
0,72
1,10
3. Vovô
0,48
0,38
0,84
0,63
0,70
0,80
4. Rotweiller
0,61
0,90
0,88
0,26
0,70
0,90
Média
0,5000♣ 0,5325 0,5150 0,6175 0,7300♣ 0,8225
Desvio Padrão
0,1398
0,2500 0,4126 0,2606
0,0476
0,2543
♣p= 0,0406; Valor ainda incluso na faixa da normalidade para cães (0,50 – 1,50
mg/dl) segundo MEYER et al.,1995.
Os níveis séricos de creatinina dos animais submetidos ao protocolo D
mostraram-se alterados quando comparamos as médias, conforme descrito na
tabela 13 B, contudo os valores de uréia mantiveram-se semelhantes aos níveis
anteriores ao experimento conforme descrito na tabela 13 A.
Tabela 13A Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de uréia em animais submetidos ao protocolo D: Acepromazina
associada ao midazolam com indução e manutenção com propofol.
Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.
Animais
1. Adestrado
2. Botafogo
3. Vira lata
4. Lesse
Média
Desvio padrão
Dia 1
Antes
Depois
(A1)
(D1)
20
16
25
16
28
15
26
25
24,75
18,00
3,4034
4,6904
Uréia / (mg/dl)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
16
14
36
51
18
9
25
36
23,75
27,50
9,0323
19,5704
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
32
8
27
32
11
17
28
14
24,50
17,75
9,2556
10,2103
47
Tabela 13B Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo D:
Acepromazina associada ao midazolam com indução e manutenção
com propofol. Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio de Janeiro,
2004/2005.
Creatinina / (mg/dl)
Dia 1
Dia 2
Dia 3
Animais
Antes
Depois
Antes
Depois
Antes
Depois
(A1)
(D1)
(A2)
(D2)
(A3)
(D3)
1. Adestrado
0,63
0,77
1,00
1,30
0,56
0,60
2. Botafogo
0,49
0,68
0,64
0,49
0,61
0,69
3. Vira lata
0,70
0,86
1,06
0,10
0,84
0,36
4. Lesse
0,80
0,90
1,03
0,94
0,90
1,00
Média
0,6550♣♠ 0,8025♣ 0,9325♠ 0,7075 0,7275 0,6625
Desvio Padrão
0,1303
0,0981
0,1965
0,5233 0,1676 0,2646
♣p= 0,0044; ♠p= 0,0137
Os níveis séricos de uréia dos animais submetidos ao protocolo E mostraramse alterados quando comparamos as médias, conforme descrito na tabela 14 A.
Contudo os valores de creatinina mantiveram-se semelhantes aos níveis anteriores
ao experimento conforme descrito na tabela 14 B.
Tabela 14A Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de uréia em animais submetidos ao protocolo E: Acepromazina
associada ao midazolam. Realizada em Campos dos Goytacazes, Rio
de Janeiro, 2004/2005.
Uréia / (mg/dl)
Dia 1
Dia 2
Dia 3
Animais
Antes
Depois
Antes
Depois
Antes
Depois
(A1)
(D1)
(A2)
(D2)
(A3)
(D3)
1. Marrom Grande
56
27
23
24
27
46
2. Branca
46
15
13
37
08
37
3. Maria
20
51
18
19
59
36
4. Bernadete
70
73
30
54
29
59
Média
48,00
41,50
33,50
30,75
21,00♣
44,50♣
Desvio Padrão
21,1029 25,7876 7,2572 15,6312 21,0772 10,6615
♣p= 0,0019
48
Tabela 14B Modelo de hepatotoxicidade aguda experimental pelo halotano: Níveis
séricos de creatinina em animais submetidos ao protocolo E:
Acepromazina associada ao midazolam. Realizada em Campos dos
Goytacazes, Rio de Janeiro, 2004/2005.
Animais
1. Marrom Grande
2. Branca
3. Maria
4. Bernadete
Média
Desvio padrão
4.3.
Dia 1
Antes
Depois
(A1)
(D1)
0,60
0,57
0,70
0,80
0,45
0,70
0,80
0,70
0,6375
0,6925
0,1493
0,0943
Creatinina / (mg/dl)
Dia 2
Antes
Depois
(A2)
(D2)
0,86
0,37
0,80
0,60
0,90
0,70
0,55
0,80
0,7775
0,6175
0,1571
0,1841
Dia 3
Antes
Depois
(A3)
(D3)
0,81
0,60
0,73
0,60
0,90
0,60
0,66
0,70
0,7750
0,6250
0,1034
0,0500
Avaliação histopatológica
Na analise macroscópica, o fígado apresentou-se normal, com coloração
marrom / avermelhada, friável e com superfície capsular lisa, em todos os animais
dos cinco protocolos.
Na análise microscópica dos animais submetidos ao protocolo A, observamos
a presença de tumefação turva bem pronunciada (figura 2), que são alterações
morfológicas anormais da célula. A célula fica tumefeita, na qual o citoplasma
apresenta uma aparência uniformemente inchada e turva ( tecidos não-corados).
Houve, também, a presença de degeneração hidrópica, que é um estágio mais
avançado da tumefação turva.
Na avaliação histológica dos animais pertencentes ao protocolo B, que foi
realizada em cortes de tecido hepático corados pelo método H&E, observamos
microscopicamente a presença de tumefação turva (figura 1) e degeneração
gordurosa (figura 3), que é o acumulo anormal de gordura no citoplasma das células
parenquimatosas (lipidose hepática, fígado gordo ou degeneração gordurosa no
fígado).
49
Nos animais submetidos ao protocolo C, D e E, na avaliação
histopatológica, microscopicamente, observamos a presença de tumefação turva
difusa.
Figura 1.Canino. Fígado. Hepatócito tumefeito. Obj. 40 x, H&E.
50
Figura 2. Canino. Fígado. Hepatócito tumefeito. Obj. 40 X, H&E.
Figura 3. Canino. Fígado. Colisão de tumefação turva e degeneração
gordurosa. Obj. 40 x, H&E.
51
1
5. DISCUSSÃO
As informações literárias que abordam o tema hepatotoxicidade pelo
halotano, devida exposições repetidas, até o momento enfatizam que o organismo
dos cães metabolizam o halotano administrado, produzindo metabólitos que têm
papel determinante no surgimento de lesões hepáticas.
A discussão a seguir visa a caracterizar as alterações observadas neste
estudo valorizando os relatos direcionados exclusivamente para a hepatotoxicidade
em Cannis familiaris submetidos à anestesia geral, onde o halotano foi utilizado para
manutenção da anestesia.
No protocolo A, na comparação entre as médias, pelo teste T student (p <
0,05),
dos valores bioquímicos, de uréia, creatinina e da aspartato aminotransferase (AST)
não houve diferença significativa, da alanina aminotransferase (ALT) houve
diferença significativa do dia 01 depois (D1) com o dia 02 antes (A2) e do dia 02
depois (D2) com o dia 03 antes (A3) e da fosfatase alcalina (FA) houve diferença
significativa do dia 01 depois (D1) com o dia 02 antes (A2) e do dia 02 antes (A2)
com o dia 03 antes (A3), estando, assim, de acordo com o que relata DÍAZ (2000),
que
há diferentes tipos de lesões hepáticas tóxicas relacionadas ao uso de
halotano; uma delas se trata de uma lesão suave, onde se observa apenas uma
elevação das enzimas hepáticas, a qual geralmente não é detectada e é reversível
em humanos.
52
De acordo com o que relatam COUSINS et al. (1987), aumentos significativos
da alanina aminotransferase sérica foram vistos após cirurgia sob regime de plano
anestésico com manutenção com halotano. Dois pacientes, após halotano,
mostraram vários focos de necrose celular hepática aguda. Entretanto os achados
histopatológicos deles diferenciam dos nossos.
Na análise microscópica, observamos a presença de tumefação turva bem
pronunciada e de degeneração hidrópica. No entanto, a biotransformação do
halotano, segundo SANTOS (1999), efetuada principalmente pela oxidase presente
no reticulo endoplasmático dos hepatócitos, produzindo metabololitos, os quais
podem formar ligações covalentes com proteínas endógenas, levando à indução de
uma resposta imunitária e, conseqüentemente à hepatite pelo halotano, que resulta
em necrose centrolobular, não ocorreu no nosso estudo, somente efeitos patológicos
mínimos.
Conforme CARLTON e MAGAVIN (1998), nosso estudo informa que a
morfologia da lesão hepática induzida por toxinas varia consideravelmente. Reações
do hepatócito à agressão tóxica aguda incluem tumefação celular e degeneração
gordurosa ou esteatose, acompanhada ou não de calestase, que pode progredir
para necrose se a intoxicação for suficientemente grave.
No protocolo B , a comparação entre as médias, pelo teste T student (p <
0,05),
dos valores bioquímicos de uréia, creatinina e alanina aminotransferase (ALT) não
houve diferença significativa, no decorrer dos dias de anestesia, da aspartato
aminotransferase (AST) houve diferença significativa do dia 01 depois (D1) com o
dia 02 depois (D2) e da fosfatase alcalina houve diferença significativa do dia 02
antes (A2) com o dia 03 depois (D3), no decorrer dos dias de anestesia.
De acordo com REICHLE e CONZEN (2003), a forma branda de lesão
hepática pode ser clinicamente detectada com elevações transitórias das enzimas
do fígado.
A avaliação histológica, que foi realizada em cortes de tecido hepático,
corados pela H & E, observamos microscopicamente a presença de tumefação turva
e degeneração gordurosa.
SILVA (1997) comenta que, como a maioria das moléculas das drogas
(halotano) são relativamente pequenas, não têm tendência a criar resposta imune;
para se tornarem imunogénicas, ela ou os seus metabólitos têm que formar ligações
53
covalentes com macromoléculas (tais como proteínas endógenas). Esta ligação a
macromoléculas (que atuam como hapteno) é mais a exceção do que a regra, mas
pode acontecer, em certo grau, com algumas drogas. Também pode ocorrer, em
casos de administração repetida da droga. Esta resposta imune não ocorreu em
nosso estudo, pois os animais submetidos aos protocolos, nos quais a manutenção
foi com halotano, não apresentaram hepatite imunomediada.
Assim como comentado anteriormente, a hepatite pelo halotano ocorre
porque os pacientes susceptíveis erguem respostas imunes aos antígenos de
proteínas trifluoroacetiladas (hapteno), relatam ELIASSON et al. (1998).
Nosso estudo, assim como os dos autores abaixo, afirma que o anestésico
hepatotoxicico halotano, quando metabolizado oxidativamente pelo citocromo P450
do fígado, produz metabólitos tóxicos. O ácido trifluoroacético in vivo em ratos, de
acordo com STIER (1964) e URBAN e DEKANT (1994), in vitro em microssomos
hepáticos de ratos, de acordo com SATOH et al. (1985) e GODIN et al. (1993), e em
humanos, in vivo, segundo REHNDER et al. (1967) e TANAKA et al. (1998).
Conforme citado por SHENTON et al. (2003), as reações idiossincráticas a
drogas representam um grande problema. Na maioria dos casos, os mecanismos
destas reações são desconhecidos, mas as evidências circunstanciais indicam um
envolvimento dos metabólitos reativos e as características das reações sugerem
envolvimento do sistema imune. Reação idiossincrática à droga (hepatotoxicidade
induzida por halotano) então designa reações que não ocorrem na maioria dos
pacientes a qualquer dose e nas quais o mecanismo não envolve as propriedades
farmacológicas conhecidas da droga.
COUSINS et al. (1987) relatam que o metabolismo redutivo do halotano é
comum em pacientes cirúrgicos sob condições normais.
No protocolo C, na comparação entre as médias, pelo teste T student (p <
0,05),
do valores bioquímicos da aspartato aminotransferase (AST), alanina
aminotransferase (ALT) e fosfatase alcalina (FA), não houve diferença significativa,
no decorrer dos dias de anestesia, da uréia houve diferença significativa do dia 01
antes (A1) com o dia 03 depois (D3), do dia 02 antes (A2) com o dia 02 depois (D2)
e do dia 02 antes (A2) com o dia 03 depois (D3) e da creatinina houve diferença
significativa
do
dia
01
antes
(A1)
54
com o dia 03 antes (A3), no decorrer dos dias de anestesia. Desse modo, as
alterações observadas nos valores bioquímicos sorológicos, uréia e cratinina
demonstram alterações na prova de função renal, não tendo alteração nos valores
bioquímicos que indicasse hepatotoxicidade.
Na avaliação histopatológica, microscopicamente, observamos a presença de
tumefação turva difusa demonstrando que a análise histopatológica (microscópica),
revelou a presença de lesões inespecíficas, que associadas às alterações
bioquímicas que ocorreram, apenas nos valores da uréia e creatinina (prova de
função renal), não houve hepatotoxicidade, que o tiopental sódico utilizado para
indução e manutenção da anestesia deste protocolo C e para indução no protocolo
A não influencia no aparecimento de necrose hepática.
No protocolo D, a comparação entre as médias, pelo teste T student (p <
0,05), dos valores bioquímicos da uréia, alanina aminotransferase (ALT) e fosfatase
alcalina (FA) não houve diferença significativa, no decorrer dos dias de anestesia, da
creatinina houve diferença significativa do dia 01 antes (A1) com o dia 01 depois
(D1) e do dia 01 antes (A1) com o dia 02 antes (A2) e da aspartato aminotransferase
houve diferença significativa do dia 01 depois (D1) com o dia 02 antes (A2) e do dia
01 depois (D1) com o dia 03 antes A3), no decorrer dos dias de anestesia.
A análise histopatológica (microscópica) revelou a presença de lesões
inespecíficas, que, associadas às alterações bioquímicas que ocorreram, na
aspartato aminotransferase (AST), que não é hepatoespécifica para caninos, e na
creatinina, demonstram que não houve hepatotoxicidade, que o propofol utilizado
para indução e manutenção da anestesia deste protocolo e para indução no
protocolo B não influencia no aparecimento de necrose hepática.
No protocolo E a comparação entre as médias pelo teste T student (p < 0,05)
dos valores bioquímicos da uréia, houve diferença significativa do dia 02 antes (A2)
com o dia 03 depois (D3), da alanina aminotransferase (ALT), aspartato
aninotransferase (AST), fosfatase alcalina (FA) e creatinina não houve diferença
significativa, no decorrer dos dias de anestesia.
A avaliação histopatológica (microscópica) revelou a presença de lesões
inespecíficas, que, associadas às alterações bioquímicas que ocorreram, apenas
55
nos valores da uréia, demonstram que não houve hepatotoxicidade, que a
medicação pré-anestésica, utilizada neste protocolo e em todos os outros protocolos
(A, B, C e D), não influencia no aparecimento de necrose hepática.
56
6. CONCLUSÕES
Os animais do protocolo E, nos quais apenas utilizamos a medicação préanestésica, acepromazina associada ao midazolam, não apresentaram alterações
hepáticas significativas, demonstrando que esses medicamentos não influenciariam
no aparecimento da hepatotoxicidade pelo halotano na espécie Cannis familiaris.
Os animais do protocolo D, que receberam acepromazina associada ao
midazolam, na mesma seringa, como medicação pré – anestésica e propofol para
indução e manutenção da anestesia, também não apresentaram alterações que
caracterizassem uma hepatotoxicidade pelo halotano ao exame histopatológico e
análise bioquímico sorológica, estabelecendo, assim, que o propofol não está
relacionado ao aparecimento de alterações hepáticas causadas pelo halotano em
Cannis familiaris .
Os animais do protocolo C receberam a mesma medicação pré – anestésica
que todos os outros protocolos, já a indução e manutenção foi através do tiopental
sódico, que não proporcionou nenhuma influencia significativa para o aparecimento
de alterações hepáticas pelo halotano.
Ao animais do protocolo B e A receberam para indução anestésica,
respectivamente, propofol e tiopental sódico e para manutenção anestesia inalatória,
halotano 2%. Esses animais, que receberam o agente anestésico alogenado,
halotano, na manutenção da anestesia, apresentaram lesões hepáticas na análise
histopatológica
(microscopia)
compatíveis
com as
alterações
nos
valores
bioquímicos sorológicos, determinando um tipo de lesão hepática tóxica relacionada
ao uso repetido de halotano, estabelecendo, assim, o cão como modelo para estudo
57
da hepatotoxicidade pelo halotano. O nosso estudo teve como padrão de alteração
hepática, provocada pela múltipla exposição ao halotano, a associação de
alterações histopatológicas (tumefação turva acentuada, degeneração hidrópica e
gordurosa) com alterações significativas na avaliação quantitativa de marcadores de
função
hepática
amiotransferase).
(fosfatase alcalina,
alanina
aminotransferase
e
aspartato
58
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRAFIAS
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