Universidade Estadual de Santa Cruz
Programa Regional de Pós-Graduação em Desenvolvimento e Meio Ambiente
Mestrado em Desenvolvimento Regional e Meio Ambiente
AVALIAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO DO FENOL EM RESÍDUOS DE
LABORATÓRIOS DE ANÁLISES CLÍNICAS
MARIA CLARINDA DE ARAUJO ALMEIDA
ILHÉUS – BAHIA
2009
MARIA CLARINDA DE ARAUJO ALMEIDA
DETERMINAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO DO FENOL EM RESÍDUOS DE
LABORATÓRIOS DE ANÁLISES CLÍNICAS
Dissertação apresentada ao Programa
de Pós-graduação em Desenvolvimento
Regional
e
Meio
Ambiente
da
Universidade Estadual de Santa Cruz,
como parte dos requisitos para a
obtenção do título de Mestre em
Desenvolvimento Regional e Meio
Ambiente, Sub-área de concentração:
Qualidade Ambiental e Saúde.
ORIENTADOR: PROF. DRA. ANDRÉA DE AZEVEDO MORÉGULA
CO - ORIENTADOR: PAULO CÉSAR LIMA MARROCOS
ILHÉUS – BAHIA
2009
ii
MARIA CLARINDA DE ARAUJO ALMEIDA
AVALIAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO DO FENOL EM RESÍDUOS DE
LABORATÓRIOS DE ANÁLISES CLÍNICAS
Ilhéus, 20 de julho de 2009.
_____________________________________________
Dra. Andréa de Azevedo Morégula
(Orientadora - UESC)
______________________________________________
Dra. Adélia Carvalho Melo Pinheiro
(UESC)
______________________________________________
Dr. Paulo César Lima Marrocos
(UESC)
______________________________________________
Dr. Ricardo David Couto
(UFBA)
iii
A Deus, que nos proporciona a magia que é viver.
Aos meus pais, Arlindo (in memorian) e Josefa, pelos exemplos de vida.
A Erivaldo, pai dos nossos dois tesouros, Ana Clara e Mariana.
Aos meus irmãos e amigos Antero e Tadeu, pelo zelo de pais.
iv
AGRADECIMENTOS
À Professora Doutora Andréa de Azevedo Morégula pela orientação no
desenvolvimento deste trabalho e por sua amizade.
Ao Professor Doutor Paulo César Lima Marrocos, pela co-orientação, atenção,
amizade e generosidade dispensadas a minha pessoa e no desenvolvimento deste
trabalho.
À Soraya Maria Moreira de Souza, Química Analista Industrial, responsável
pelas análises, pessoa que aprendi a gostar e pela amizade constituída.
À Professora Doutora Rosilene Aparecida de Oliveira e o Professor Doutor
Fernando Faustino de Oliveira, por todo apoio e disponibilidade em ajudar.
À Universidade Estadual de Santa Cruz pela oportunidade de realizar esta
pesquisa.
Ao Professor Doutor Neylor Calazans e Maria Schaun, coordenador e
secretária do PRODEMA, por todo apoio ao realizar esta pesquisa.
Ao Professor Fermin Velasco chefe do CPqCTR, Centro de Pesquisas
Ciências e Tecnologia das Radiações, Núcleo, que me acolheu e que muito me
incentivou.
Ao Professor Doutor Alex-Allan Furtado de Almeida, chefe do Departamento de
Fisiologia Vegetal pela franquia da utilização do Cromatógrafo.
Ao chefe do Centro de Pesquisa do Cacau - CEPEC, Dr. Jonas de Souza pela
confiança depositada e o apoio para utilização das acomodações e equipamentos.
Ao chefe do Setor de Tecnologia e Engenharia Agrícola, SETEA, Raimundo
Camelo Mororó e toda sua equipe, pela acolhida e disposição em ajudar.
Ao Dr. Miguel Antonio Ruiz, presença marcante num dos momentos mais
difíceis da realização dessa dissertação.
v
Às Amigas, Maria Bernadeth Cruz e Carmênia Guimarães por todo
companheirismo, respeito e alegria em partilhar a nossa amizade.
À amiga, Ms. Patrícia Costa Oliveira pelo seu incentivo e por ser espelho para
minha pessoa juntamente ao seu esposo João Corrêa.
Ao Professor Doutor Francisco de Paula, por acreditar em minha possível
superação.
À amiga, Professora Agnes Fausto e ao Professor Doutor Anderson Mol, por
todo carinho e atenção dispensados.
À Ms. Candice Messias Barbosa, amiga de todas as horas, obrigada por tudo,
sempre.
Ao Ms. Marcel Tavares Farias, que muito contribuiu para o desenvolvimento
das análises.
Ao Ms. Miguel Antonio Quinteiro Ribeiro por suas contribuições.
À Mayara Messias, estagiária de Agronomia do SETEA, pelo companheirismo
e disposição em ajudar.
À Ms. Silmara Hora, amiga a quem aprendi a admirar e que muito contribuiu no
desenvolvimento desta pesquisa.
A todos os colegas de Pós-graduação que mediante as diversidades de
saberes foi possível extrair o melhor de cada um. Saudades.
A toda minha equipe de trabalho no laboratório. À minha sócia, Sônia Carvalho.
E em especial à Elizabeth e Terezinha, amigas irmãs.
À Edna, por cuidar dos meus dois tesouros.
À minha família que eu amo tanto e a todos aqueles que de alguma maneira
contribuíram.
vi
AVALIAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO DO FENOL EM RESÍDUOS DE
LABORATÓRIOS DE ANÁLISES CLÍNICAS
RESUMO
Durante as últimas décadas, em especial a década de 80, com o advento da
AIDS, houve uma maior conscientização a respeito das atividades geradoras de
resíduos. Os laboratórios que até então eram considerados como pouco
impactantes ao meio, tiveram essa situação de comodidade abalada, devido a
mobilização da sociedade civil que vem exigindo mudanças. A ANVISA,
implementou a RDC n° 306 de 07/12/2004, criando o PGRSS, Plano de
Gerenciamento de Resíduos de Serviços de Saúde e a Prefeitura Municipal de
Itabuna, através do Decreto de nº 8.066 de 14/07/08, estabeleceu prazo de
sessenta dias para adequação da resolução anteriormente citada, uma vez que o
gerenciamento de resíduos sólidos não urbanos, é de responsabilidade do gerador
desde sua geração até sua disposição final. A expectativa dessa pesquisa foi
avaliar quais as concentrações de fenol, no seu momento de descarte na pia,
investigar processos que minimizem os riscos ao ambiente e à saúde pública e
validar técnica para extração do fenol. Substância química sólida, tóxica, corrosiva,
causadora de agravos aos que o manuseiam dentro ou fora do estabelecimento
gerador, constituinte dos reativos utilizados nas análises de colesterol, gerados no
setor da bioquímica, de laboratórios de análises clínicas. A Legislação Brasileira
permite que um efluente de descarte de qualquer fonte poluidora tenha uma
concentração máxima de fenóis de 0,5 µg.ml-¹. Para tanto, utilizou-se a técnica de
Cromatografia Gasosa, que no decorrer da pesquisa. Tendo sido capaz de qualificar
e quantificar fenol tanto nas amostras do laboratório semi-automatizado quanto
automatizado, havendo decréscimo e em seguida, constância nas concentrações de
fenol como resultado.
Palavras-chave: Resíduos; fenol; meio ambiente; saúde.
vii
FENOL CONCENTRATION EVALUATION IN CLINICAL ANALYSIS
LABORATORIES REMAINDERS
ABSTACT
During the last decades, specially in the 80th decade, with AIDS advent, there
was a bigger awareness about the remainder generator activities.The laboratories
that until then were considered as less impacting to the environment, had this
comfortableness situation affected, due to the civil society mobilization that has
demanded changes. The ANVISA implemented the RDC nº 306 of 12/07/2004,
creating the PGRSS, Plan of Health Services Remainder Management, and Itabuna
City Hall, through the edict nº 8.066 of 07/14/08, established the time of sixty days for
the adjusting previously mentioned, once non urban solid remainders management is
of the responsibility of the producer, since its generation until its final disposition. The
expectation of this research was to evaluate what fenol concentrations, in its moment
of discard in the sink, investigate processes that diminish the environment and public
health risks, and validate technique for the fenol extraction. Corrosive toxic solid
chemical substance, motivator of damages to those who deal with it inside or outside
of the generator establishment, constituting of reactives used in the analyses of
cholesterol, produced in the biochemistry sector, of clinical analysis laboratories.
Brazilian Legislation permits that a effluent of discarding from any polluting source
has a maximum fenol concentration of 0,5 µg.ml-¹. Therefore, it was used the
technique of Gaseous Chromatography, in the course of the research. It has been
able to qualify and quantify fenol in samples of semi-automated and automated
laboratories, with the existence of a diminish and in the sequence, steadiness in the
fenol concentrations as a result.
Keywords: Remainders; fenol; environment; health.
viii
LISTA DE FIGURAS
1 Fundamento do métodode dosagem de colesterol....................................
8
2 Fórmula estrutural do fenol (hidroxi- benzeno)..........................................
17
3 Principais vias de biotransformação do fenol............................................
20
4 Principais vias de entrada de agentes químicos no organismo.................
20
5 Representação de uma Bacia Hidrográfica...............................................
24
6 Representação esquemática e funcional de um cromatógrafo à gás........
25
7 Cromatogramas.........................................................................................
26
8 Setores da bioquímica com utilização de equipamento semi-automatizado
(A) e automatizado (B)................................................................................... 28
9 Exames realizados no setor da bioquímica do laboratório semiautomatizado............................................................................................. 29
10 Amostras coletadas em um único dia (28.01.09), fracionadas e
congeladas de um laboratório manual e automatizado.............................
30
11 Imagem do Setor de Tecnologia e Engenharia Agrícola e do Centro de
pesquisas do cacau...................................................................................
32
12 Cromatógrafo VARIAN 3800- SATURNO e Software Varian Star
Workstation………………….........….…………………………………………
33
13 Bloco de aquecimento e Banho Seco (Thermolyne Dri Bath), utilizados
na extração do fenol..................................................................................
34
14 Centrífuga com refrigeração e Agitador de tubos (Vortex) e centrífuga,
utilizados na extração do fenol..................................................................
34
15 Soluções mães de fenol e orto-cresol........................................................
35
16 Representação esquemática do Protocolo para extração de fenol em
urina...........................................................................................................
17 Representação esquemática, para extração de fenol em resíduos de
laboratórios................................................................................................
37
38
18 Representação esquemática, para extração de fenol em resíduos de
laboratórios................................................................................................
39
19 Amostras descongeladas...........................................................................
39
ix
20 orto- Cresol adicionado às amostras descongeladas................................
40
21 Ácido Clorídrico adicionado às amostras e posterior agitação..................
40
22 Amostras dos resíduos aquecidos em Thermolyne Dri Bath.....................
40
23 Separação da fase orgânica da reação de extração de fenol de
resíduos.....................................................................................................
24 Injeção da fase orgânica da extração........................................................
41
42
25 Cromatograma.............................................................................................................
43
26 Curva de calibração do fenol em metanol, utilizando-se o-Cresol como
Padrão Interno (método 1).........................................................................
45
27 Curva de calibração do fenol em éter, utilizando-se o-Cresol como
Padrão Interno realizada 30.04.09 (Método 2)..........................................
46
28 Curva de calibração do fenol em éter, utilizando-se Nitrobenzeno como
Padrão Interno realizada 19.05.09 (Método 3)..........................................
46
29 Cromatogramas para otimização das condições cromatográficas............
47
30 Amostra testemunha..................................................................................
48
31 Amostra testemunha com adição de fenol e do orto-Cresol......................
48
32 Gráfico da relação da concentração de fenol em relação ao tempo, das
amostras do laboratório semi-automatizado coletada dia 03.11.08
(método 2)..................................................................................................
50
33 Gráfico da relação da concentração de fenol em relação ao tempo das
amostras do laboratório automatizado coletada dia 04.11.08 (método 2).
50
34 Gráfico da relação da concentração de fenol em relação ao tempo das
amostras do laboratório semi-automatizados coletada dia 03.11.08
(método 3)..................................................................................................
51
35 Gráfico da relação da concentração de fenol em relação ao tempo das
amostras do laboratório automatizado coletadas dia 04.11.08 (método
3)................................................................................................................
36 Gráfico da relação da concentração de fenol em relação ao tempo das
amostras do laboratório semi-automatizado coletadas dia 28.01.09
(método 3)..................................................................................................
37 Gráfico da relação da concentração de fenol em relação ao tempo das
amostras do laboratório automatizado coletadas dia 28.01.09 (método
3). do laboratório hospitalar coletadas dia 28.01.09 (Método 3)................
x
52
53
53
LISTA DE TABELAS
1 Número de exames de colesterol comparados a totalidade de exames
diários.............................................................................................................. 31
2 Relação entre as concentrações do padrão Interno e fenol utilizados para
cada método.................................................................................................... 36
3 Áreas de orto-Cresol e fenol e concentração de fenol na amostra
testemunha....................................................................................................
49
4 Porcentagem da recuperação do fenol adicionados à amostra....................
49
5 Expectativas teóricas das concentrações de descarte de fenol....................
55
xi
LISTA DE QUADROS
1
Tipos de resíduos gerados em estabelecimentos de saúde...........................
2
Sub -classificações dos resíduos químicos que representam risco à saúde
pública e ao meio ambiente (Grupo B)............................................................
6
7
3
Classificação de resíduos de serviços de saúde por categoria, OMS, 1985..
9
4
Propriedades físico-químicas do fenol............................................................
18
5
Principais agentes químicos segundo tipo de risco e modo de ação..............
23
6
Tempo decorrido entre a coleta e o congelamento das amostras colhidas
03 e 04.11.08...................................................................................................
30
Tempo decorrido entre a coleta e o congelamento das amostras de
28.01.09...........................................................................................................
31
7
xii
SUMÁRIO
Dedicatória.............................................................................................................
iv
Agradecimentos ....................................................................................................
v
Resumo.................................................................................................................
vii
Abstract .................................................................................................................
viii
Lista de Figuras....................................................................................................
ix
Lista de Tabelas....................................................................................................
xi
Lista de Quadros...................................................................................................
xii
1. INTRODUÇÃO..................................................................................................
1
1.1 Objetivos..........................................................................................................
2
1.2 Objetivo Geral..................................................................................................
2
1.3 Objetivo Específico..........................................................................................
2
2. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.................................................................
3
2.1 Resíduos sólidos e resíduos sólidos de serviços de saúde (RSS).................
3
2.1.1 Classificações dos RSS................................................................................
5
2.2 Impactos ambientais causados pelos resíduos sólidos e sólidos de serviços
de saúde................................................................................................................
2.3 Gerenciamento ambiental................................................................................
9
12
2.4 Legislação aplicada aos resíduos de serviços de saúde................................
14
2.5 O fenol............................................................................................................... 17
2.5.1 Aspectos gerais............................................................................................
17
2.5.2 Toxicidade do fenol.......................................................................................
18
2.5.3 Metabolismo cinético e dinâmico..................................................................
19
2.5.4 Efeito a saúde humana, ocupacional e animal.............................................
20
2.5.5 Efeito no meio ambiente...............................................................................
21
2.6 Principal técnica para separação de uma mistura: A cromatografia...............
24
3. MATERIAIS E MÉTODOS................................................................................
28
3.1 Estudo de área................................................................................................
28
xiii
3.1.1 Coleta e armazenamento das amostras.......................................................
28
3.2 Local onde foram preparadas as amostras.....................................................
32
3.3 Local onde foram realizadas as análises........................................................
32
3.4 Padronização das condições analíticas..........................................................
32
3.4.1 Solventes e reagentes..................................................................................
32
3.4.2 Padrões de referência..................................................................................
33
3.5 Aparelhos, equipamentos e vidrarias..............................................................
33
3.5.1 Aparelhos e equipamentos...........................................................................
33
3.5.2 Vidrarias........................................................................................................
34
3.6 Procedimentos.................................................................................................
35
3.6.1 Limpeza das vidrarias...................................................................................
35
3.6.2 Curva de calibração......................................................................................
35
3.7 Metodologia para extração do fenol nos resíduos...........................................
36
3.8 Otimização das condições cromatográficas....................................................
41
3.9 Injeção das amostras no cromatógrafo...........................................................
42
3.10 Validação do método.....................................................................................
43
3.11 Especificidade e seletividade........................................................................
43
3.11.1 Linearidade.................................................................................................
43
3.11.2 Limite de detecção e quantificação............................................................
44
3.11.3 Recuperação..............................................................................................
44
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO........................................................................
45
4.1 Curva de calibração.........................................................................................
45
4.2 Otimização das condições cromatográficas....................................................
47
5. CONCLUSÃO....................................................................................................
57
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.....................................................................
58
xiv
1 - INTRODUÇÃO
Resíduos de Serviço de Saúde (RSS), por serem sólidos ou semi-sólidos
resultantes de tais serviços constituem um risco constante à saúde humana e ao meio
ambiente e vem se transformando em objeto de debates, estudos e pesquisas a nível
mundial. Os laboratórios que eram considerados como pouco impactantes passam a
ser chamados a suas devidas responsabilidades, sendo considerados atividades
também impactantes.
Nos Estados Unidos, a Legislação específica sobre a destinação final dos
resíduos, embora seja bastante rígida, classifica as unidades geradoras de resíduos
de acordo com a quantidade produzida mensalmente. No Brasil, os RSS chamam a
atenção das autoridades públicas relacionadas ao meio ambiente e vigilância
sanitária, que publicam Resoluções, estabelecendo padrões e diretrizes para o correto
gerenciamento no manejo e disposição final desses resíduos, entendendo a
necessidade de proteção à saúde pública e meio ambiente através de uma conduta
responsável.
De acordo com o Chamamento Público n° 001/2005 da Prefeitura Municipal de
Itabuna (PMI, 2005), há 16 laboratórios clínicos habilitados para análises, além de 27
serviços médico-hospitalares que geram um grande número de consultas e exames.
Levando-se em consideração o exame de colesterol, sendo a sua demanda de 13100
exames de colesterol/mês para a rede pública de saúde do município e região.
Dessa maneira, o presente trabalho visa, diante da demanda de resíduos
gerados, em especial, os químicos, em um laboratório clínico e em um laboratório
hospitalar da cidade de Itabuna, determinar o teor de Fenol.
A metodologia utilizada será a da cromatografia gasosa, objetivando conhecer
em que medida esta substância utilizada na composição dos reativos de colesterol,
1
nas mais diversas concentrações, podem vir a causar danos à saúde pública e ao
meio ambiente.
Informações sobre a problemática serão geradas buscando uma maneira
adequada para o descarte dos resíduos, uma vez que na indústria a necessidade de
tratamento é justificada a partir de tratamento de efluentes e resíduos, enquanto no
caso dos pequenos geradores se faz a terceirização destes serviços (KAUFMAN,
1990) ou mesmo ainda hoje prevalece a cultura do descarte na pia (GERBASE et al.,
2005).
1.1 - Objetivos
1.2 - Objetivo Geral
Avaliar os teores do fenol lançados por um laboratório semi-automatizado e
automatizado em Itabuna, no momento do seu descarte em pia, sem tratamento
prévio adequado.
1.3 - Objetivos Específicos

Avaliar se os teores do fenol provenientes de laboratórios de análises clínicas
no momento do seu descarte nas pias estão dentro dos valores permitidos
pela Legislação em vigor;

Identificar processos que minimizem os riscos ao ambiente e à saúde pública,
seja através da utilização de menores quantidades de reativos ou do tempo
de repouso dos resíduos gerados, para posterior descarte;

Validar técnica para extração de fenol.
2
2. - REFERENCIAL TEÓRICO
2.1 - Resíduos sólidos e resíduos sólidos de serviço de saúde (RSS)
A qualidade de vida do homem e a deterioração ambiental são conseqüências
da evolução industrial, que culminou com a elevação da quantidade de resíduos, das
mais diversas naturezas, biodegradáveis, não-biodegradáveis, recalcitrantes ou
xenobióticos
estando
diretamente
relacionados ao
crescimento
populacional,
características de sexo e faixas etárias, além questões culturais, nível e hábito de
consumo, rendas e padrões de vida das populações (BIDONE; POVINELLI, 1999).
Além de salientar que o seu volume está associado à produção industrial de bens de
consumo e intimamente ligado ao crescimento populacional e, em todos os países, os
problemas decorrentes são semelhantes (BIDONE, 2001).
A origem antrópica do conceito de resíduo permite defini-lo sob diferentes
pontos de vistas: etimológico; econômico; jurídico; sociológico e ambiental. Possuindo
como definição francesa, qualquer bem móvel largado ou que seja destinado ao
abandono pelo seu dono, originados por substâncias, rejeito de produção,
transformação ou de utilização (BIDONE, 2001).
Para Barros (2002), a responsabilidade do gerenciamento dos resíduos sólidos
urbanos é da Administração Pública Municipal, porém, o gerenciamento de outros
tipos de resíduos sólidos é de responsabilidade do seu gerador, conforme Resolução
do CONAMA de n°283, do ano de 2001 (BRASIL, 2001).
De acordo com Fundação Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística (IBGE,
1992) através de dados da Pesquisa Nacional de Saneamento Básico, 228.413
toneladas de resíduos são coletados diariamente no Brasil, sendo que apenas cerca
de 1% desses corresponde aos resíduos de serviços de saúde, em um total
3
aproximado de 2.300 toneladas diárias. Sendo que 74% dos municípios brasileiros
depositam “lixo hospitalar” a céu aberto, 57% separam os dejetos nos hospitais e
apenas 14% das prefeituras tratam adequadamente os resíduos de serviços de
saúde.
Dessa forma, à proporção que crescem a consciência e a preocupação pública
ambiental quanto aos resíduos sólidos produzidos pela sociedade, cresce o interesse
para com os RSSS, resíduos sólidos de serviço de saúde (BIDONE, 2001).
Segundo Mattoso (1996), os RSS são resíduos sólidos e semi-sólidos
resultantes de atividades hospitalares e demais estabelecimentos prestadores de
serviços de saúde, sendo fonte de risco à saúde humana e ao meio ambiente devido
ao aparecimento de vetores de disseminação de doenças, perigosos tanto para a
equipe de trabalhadores dos estabelecimentos de saúde quanto para os pacientes e
que possuem potencial de risco, devido presença de materiais biológicos capazes de
causar infecção. Como é o caso dos produtos químicos perigosos, objetos pérfurocortantes ou potencialmente contaminados, rejeitos radioativos, frutos de assistência
médica, odontológica, laboratorial, farmacêutica, instituições de ensino e pesquisas
médicas, relacionados tanto à população humana quanto veterinária e que necessitam
de cuidados específicos de acondicionamento, transporte, armazenamento, coleta,
tratamento e disposição final (BERTUSSI, 1997).
Microorganismos como Mycobacterium tuberculosis, Staphylococcus aureus,
Escherichia coli, o vírus da hepatite A e da hepatite B encontram-se presentes nos
resíduos de serviços de saúde e apresentam capacidade de persistência ambiental,
possibilitando agravos à saúde humana e ambiental associados a diferentes
microorganismos patogênicos (SILVA et al., 2002). Sendo muitos os favoráveis ao
tratamento diferenciado dos resíduos de serviços de saúde por considerarem que
esses resíduos apresentam risco para a saúde do trabalhador, para a saúde pública e
para o meio ambiente (GARCIA; RAMOS, 2004).
Todavia, outros acreditam que os resíduos de serviços de saúde não tragam
risco infeccioso para a o meio e a comunidade à medida que não existem evidências
4
científicas comprovando a existência de lógica causal entre veiculação de doenças e o
contato com o resíduo acreditando que a indução de uma doença infecciosa é
necessária a presença de um patógeno, de sua virulência, dose de inoculação e da
sensibilidade do hospedeiro (ZANON,1991; RUTALA; MAYHALL,1992).
De forma consciente, autores ressaltam que a idéia da ausência de riscos dos
resíduos de serviços de saúde não deva servir de justificativa para que as instituições
de saúde não estabeleçam procedimentos gerenciais que reduzam os riscos
associados a tais resíduos (FERREIRA; ANJOS, 2001). E que o gerador de resíduos
de serviços de saúde ao cumprir as normas de biossegurança estará prevenindo
acidentes aos seres humanos e ao meio ambiente, sendo essa a postura que a
sociedade espera dele, não deixando que a idéia da ausência de risco dos RSSS
possa induzir a diminuição de custos, as custas de vidas (REBELLO, 2003).
Dessa forma a questão dos resíduos sólidos têm sido uma das principais
preocupações vividas pelo ser humano. Os resíduos de serviço de saúde, RSS
chamam a atenção das autoridades públicas relacionadas ao meio ambiente e
vigilância sanitária, que publicam resoluções, estabelecendo padrões e diretrizes para
o correto gerenciamento do manejo e disposição final desses resíduos, entendendo a
necessidade de proteção à saúde pública e meio ambiente através da conduta
responsável, consoante com uma política nacional que concorre com o atual estágio
do conhecimento técnico-científico estabelecido e adverte ainda para a função do
Estado, através de legislações específicas de normatização cabendo a ele a tomada
de medidas para o correto gerenciamento dos resíduos de serviços de saúde
(REBELLO, 2003).
2.1.1 - Classificações dos RSS
Várias são as classificações encontradas para os RSS. Tanto a ANVISA,
quanto a Organização Mundial de Saúde e a Agência Americana de proteção
Ambiental, possuem suas próprias classificações para resíduos por categoria. A
ANVISA, Agência Nacional de Vigilância Sanitária implementou a RDC n° 302 de
07/12/2004 (BRASIL, 2005), que regulamentou o funcionamento Técnico dos
5
laboratórios e determina a necessidade de se implantar o Plano de Gerenciamento de
Resíduos de Serviços de Saúde (PGRSS), atendendo aos requisitos da RDC nº 306
de 07/12/2004 (BRASIL, 2004), onde os mesmos geradores de resíduos sólidos e
semi-sólidos, dos tipos: A, B, C, D e E, com potenciais riscos, (biológicos, químicos,
radioativos e comuns), possam vir a buscar minimização de agravos (Quadro 1).
Quadro 1 - Tipos de resíduos gerados em estabelecimentos de saúde
LABORATÓRIO
GRUPO A
Resíduos
com Risco
Biológico
X
GRUPO B
Resíduos
com Risco
Químico
X
GRUPO C
Rejeitos
Radioativos
GRUPO D
Resíduos
Comuns
X
X
Microbiologia
X
X
X
X
Hematologia
X
X
X
X
Coleta
X
X
X
X
Patologia Clínica
X
X
X
X
Bioquímica
Fonte: Adaptado (Projeto REFORSUS, 2001).
E ainda, a partir da Resolução 33, de 25 de fevereiro de 2003 (ANVISA,
2003), foi inserido o Grupo E, o dos pérfuro-cortantes, objetos e instrumentos
contendo cantos, bordas ou protuberâncias rígidas e agudas capazes de cortar ou
perfurar (Quadro 2). Assim, os Laboratórios Clínicos, encontram-se diretamente
relacionados com a questão, uma vez que, os mesmos, são potenciais geradores
dos mais diversos tipos de resíduos anteriormente citados.
Por terem sido considerados pequenos geradores, os laboratórios clínicos,
durante muito tempo, passaram despercebidos quanto ao seu potencial poluidor.
Diferente dos resíduos domiciliares, os RSS podem apresentar grande quantidade
de substâncias químicas desinfetantes, antibióticos e outros medicamentos
acarretando o risco químico além do biológico (BIDONE, 2001). E por haver a
dificuldade de se implantar regras de controle e fiscalização eficientes aos pequenos
geradores, infelizmente, ainda hoje, prevalece a cultura do descarte na pia
(GERBASE et al., 2005), incluindo substâncias químicas do Grupo B, resíduos com
riscos químicos, descartadas muitas vezes de forma aleatória, diretamente na rede
6
de esgotos. Ou através de terceirização como o caso da indústria, onde o
tratamento e a disposição dos resíduos acontecem através de uma estação de
tratamento de efluentes e resíduos, prática bastante cara (KAUFMAN, 1990). Assim
a disposição dos resíduos contendo microrganismos e substâncias químicas podem
provocar um aumento das populações bacterianas resistentes a certos antibióticos,
detectadas no esgoto de hospitais (KÜMMERER, 2003).
Quadro 2 – Sub -classificações dos resíduos químicos que representam risco à saúde pública
e ao meio ambiente (Grupo B)
CATEGORIA
GRUPO B Químicos
Resíduo
contendo
substâncias químicas que
apresentam risco à saúde
e ao meio ambiente,
independente de suas
características
de
inflamabilidade,
corrosividade, reatividade,
toxicidade.
CONSTITUINTE
B1 - os resíduos dos medicamentos ou dos insumos
farmacêuticos
quando
vencidos,
contaminados,
apreendidos para descarte, parcialmente utilizados e
demais medicamentos impróprios para consumo, que
oferecem risco (hormônio de uso sistêmico e tópico,
antibacterianos de uso sistêmico e tópico, citostáticos,
antineoplásicos,
digitálicos,
imunossupressores,
imunomoduladores, anti-retrovirais).
B2 - os resíduos dos medicamentos ou dos insumos
farmacêuticos
quando
vencidos,
contaminados,
apreendidos para descarte, parcialmente utilizados e
demais medicamentos impróprios para consumo, que, em
função do seu princípio ativo e forma farmacêutica, não
oferecem risco. Incluem-se neste grupo todos os
medicamentos não classificados no Grupo B1 e os
antibacterianos e hormônios para uso tópico, quando
descartados individualmente pelo usuário domiciliar.
B3 - os resíduos e insumos farmacêuticos dos
medicamentos controlados pela Portaria MS 344-98 e suas
atualizações.
B4 - saneantes, desinfetantes e desinfestantes.
B5 - substâncias para revelação de filmes usados em
Raios-X.
B6 – resíduos contendo metais pesados.
B7 - reagentes para laboratório, isolados ou em conjunto.
B8 – outros resíduos contaminados com substâncias
químicas perigosas.
Fonte: Resolução nº 33, ANVISA, 2003 (Adaptada).
7
Em especial no setor da bioquímica de qualquer laboratório, os exames de
colesterol que utilizam reativos químicos do tipo B7 (Quadro 2), são exemplos
relevantes de tal descarte, pela quantidade e freqüência com que os mesmos são
realizados corriqueiramente e em sua metabolização (fundamento do método)
podermos encontrar concentrações de fenol, substância tóxica, corrosiva e muito
deletéria tanto à saúde pública quanto ao meio ambiente, e que, de acordo com a
Legislação Brasileira em vigor, segundo o Conselho Nacional do Meio Ambiente,
CONAMA (1992), um efluente de descarte de qualquer fonte poluidora deve ter uma
concentração máxima de fenóis de 0,5 µg.ml-¹. A Figura 1 nos mostra o fundamento
do método para análise do colesterol.
Figura 1 - Fundamento do método de dosagem de colesterol.
Fonte: Metodologia para o exame de Colesterol – (oxidase- peroxidase) – Biosystens, 2009.
O Quadro 3, a seguir nos mostra que os resíduos de serviços de saúde
também podem ser classificados por categorias. Dentre elas os dos resíduos
químicos estudados encontram-se presentes.
8
Quadro 3 - Classificação de resíduos de serviços de saúde por categoria, OMS, 1985
CATEGORIA
Resíduo Comum
CONSTITUINTE
Resíduos semelhantes aos domésticos, embalagens, camas de animais
não infectados, efluentes de lavanderia e outras substâncias que não
apresentem problemas de manejo e não ofereçam perigo ao meio ambiente
e à saúde pública.
Resíduo Patológico
Tecidos, órgãos, peças anatômicas, fetos, carcaças de animais, sangue e
outros fluídos corpóreos.
Resíduo Radioativo
Resíduos sólidos, líquidos ou gasosos contaminados por radionuclídeos
gerados por análises in vitro de fluidos e tecidos corpóreos, pela localização
de tumores no corpo e por procedimentos terapêuticos.
Resíduo Químico
Resíduos sólidos, líquidos ou gasosos, gerados em processo de pesquisa,
diagnóstico, desinfecção e limpeza. Podem ser divididos em perigosos os
resíduos tóxicos, corrosivos (ácidos com pH < 2 e bases com pH > 12)
inflamáveis, genotóxicos (carcinogênicos, mutagênicos, teratogênicos e
outros capazes de modificar o material genético) e reativos (explosivos,
hidroativos e sensíveis ao choque). Os resíduos não perigosos são os
açúcares, aminoácidos e determinados sais orgânicos e inorgânicos.
Resíduo Infeccioso
Patógenos em quantidade e concentração tais que a exposição a eles pode
resultar em doenças. Esta categoria inclui culturas de microorganismos
infecciosos, resíduos de autópsias e de cirurgias de pacientes com doenças
infecciosas, resíduos da área de isolamento, da hemodiálise e que
entraram em contato com animais contaminados por agentes infecciosos.
Resíduo
Perfurocortantes
Seringas, lâminas, agulhas, escalpes, vidros quebrados, pregos e outros
que cortem ou furem a pele.
Resíduo Farmacêutico
Medicamentos contaminados, vencidos e restos daqueles administrados
aos pacientes.
Embalagens
Pressurizadas
Embalagens que contém gases inertes ou aerossóis e que explodem
quando incineradas ou perfuradas.
Fonte: OMS, (1985) apud SALOMÃO (2003).
2.2 - Impactos ambientais causados pelos resíduos sólidos e semi-sólido de
serviço de saúde
Modelos tecnológicos e de crescimento que elevam ao máximo os lucros
revertendo seus custos em pouco tempo sobre os sistemas naturais e sociais são
responsáveis pela detração do ambiente (LEFF, 1993), colocando em risco o futuro da
humanidade, uma vez que a manutenção desses padrões ou modelos tornará cada
vez mais precária as condições de vida dos seres humanos, chegando ao ponto de
inviabilizá-las (GUNTHER et al., 2004).
9
Feld (1971) acredita que os resíduos sólidos podem provocar alterações no
solo, água e ar se forem dispostos de maneira inadequada, havendo a possibilidade
de causar agravos a todos os tipos de vida, que podem levar anos para aparecer
depois de sua disposição final. A destinação inadequada de resíduos sólidos estão
relacionadas com a emergência e reemergência de doenças infecciosas (LUNA,
2002).
A economia de um país interfere diretamente na geração de resíduos, pois, em
períodos de recessão econômica a quantidade de resíduos coletados diminui devido
ao aumento da reutilização e decréscimo na geração (POVINELLI, 1999). Muito
embora, as externalidades ambientais, devam ser internalizadas à racionalidade dos
sistemas produtivos e de mercado como conseqüências indiretas de iniciativas
econômicas sobre a natureza (GUNTHER et al., 2004).
Câmara e Tambellini (2003) mostram como é difícil a identificação de fontes de
emissão de poluentes devido a sua variabilidade e dispersão. “Normalmente, a
população é afetada por baixas doses e por tempo prolongado de exposição a
diversos poluentes, sendo prejudicada a avaliação da freqüência, magnitude e
duração de cada um deles”. E ainda fazem considerações, elucidando que a
diversidade do conceito de ambiente amplia o número de saberes exigindo diferentes
formas de abordagem metodológica. A Saúde Ambiental, anteriormente relacionada
ao saneamento e qualidade da água, incorporou questões como poluição química,
pobreza, equidade, condições psicossociais e a necessidade de um desenvolvimento
sustentável que possa garantir uma expectativa de vida saudável para as gerações
atuais e futuras.
A poluição constitui, talvez, a mais devastadora das atividades humanas em
relação às populações naturais, exercendo um efeito geralmente deletério sobre
grande parte dos organismos que vivem em uma massa d’água, fazendo–se
necessária a distinção entre poluição e contaminação.
A poluição constitui, talvez, a mais devastadora das atividades humanas em
relação às populações naturais, exercendo um efeito geralmente deletério sobre
10
grande parte dos organismos que vivem em uma massa d’água, fazendo-se
necessária a distinção entre poluição e contaminação, aspecto de proteção do
manancial, os efeitos que dos despejos causa ao manancial e o aspecto da
potabilidade da água, ou melhor, dos efeitos que o lançamento pode causar saúde da
população abastecida (BRANCO, 1986).
Juridicamente, poluição é a adição de qualquer coisa à água que altere suas
qualidades naturais de tal modo que o vizinho a jusante não receba, em condições
naturais, as águas que lhe são transmitidas (COULSON; FORBES, 1952).
Biologicamente, quaisquer tipos de substâncias que alterem a composição ou
distribuição das populações aquáticas, através da modificação de quaisquer fatores
ecológicos como: composição química e física da água, natureza do leito, correnteza
(HAWKES, 1957).
De acordo com os dados da EMASA (2008), o sistema de esgotamento
sanitário de Itabuna utiliza-se de coleta efetuada em redes de drenagem, redes de
esgotos convencionais e redes de esgotos no modelo condominial, com lançamentos
diretos no Rio Cachoeira ou em seus afluentes, sendo apenas uma pequena parcela
tratada. Segundo o Cadastro de Fontes de Poluição (EMASA, 2008), o Rio Cachoeira
dispõe de dez pontos de lançamentos de efluentes, in natura que em sua maioria são
descriminados como resíduos domésticos. O nível de atendimento, hoje, é de 64% da
população total, sendo que apenas 10% são tratados. Sendo, o Rio Cachoeira o
receptor de 90% do esgoto, in natura, coletado na cidade, uma vez que apenas 10%
do efluente coletado são tratados na Estação de Tratamento de Esgoto existente.
Analisando-se prática acima e para Fonseca (1999), é comum a disposição
inadequada de lixo nas coleções hídricas, resultando em quatro tipos de poluição:
física; química; biológica e bioquímica. Como conseqüência disso, a Organização
Mundial de Saúde (OMS) estima que 25 milhões de pessoas no mundo morre por ano
devido a doenças transmitidas pela água como cólera e diarréia.
Garcia e Ramos (2004) relatam que no Brasil, o mau gerenciamento dos
resíduos acarreta vários agravos que afetam a saúde da população através da
11
contaminação da água, do solo, da atmosfera e da proliferação de vetores
provenientes dos resíduos de serviços de saúde. Resíduos geralmente denominados
de “lixo hospitalar”, por serem provenientes de hospitais, clínicas médicas e outros
grandes geradores e que devido ao gerenciamento inadequado, não existem
estatísticas precisas quanto ao número de geradores nem das quantidades geradas
diariamente.
Quando acontecem emissões de efluentes, ocorrem alterações químicas na
composição dos compostos. Observam-se presença de compostos, químico tóxicos,
metais pesados com alterações na cor, pH, turbidez, odor, aumento na temperatura
provocando desequilíbrio ecológico do corpo receptor, observa-se nutrientes em
excesso (eutrofização), além dos sólidos dissolvidos e em suspensão. Os métodos de
maior uso para se avaliar impacto ambiental devido a lançamento de efluentes nos
corpos receptores são a Demanda Bioquímica de Oxigênio (DBO) e a Demanda
Química de Oxigênio (DQO). Métodos de análise simples e de custo baixo, para a
quantificação do potencial poluidor dos efluentes. Quanto maior o grau de poluição
orgânica, maior a DBO do curso d'água (VON SPERLING, 1996).
A multidisciplinaridade comporta uma infinidade de abordagens e articulações
inter e transdisciplinares que compreende o ambiente como resultado de processos
ecológicos conduzidos pela sociedade, mediante a aplicação das tecnologias e
técnicas com as quais os humanos interagem com a natureza. Em saúde ambiental é
fundamental a articulação de saberes de diversas áreas do conhecimento, além de
não ser possível agir sem a parceria da população (PALÁCIOS et al., 2004).
2.3 - Gerenciamento ambiental
O ambiente é definido pela Organização Mundial de Saúde, WHO (1992) como
a soma de dados externos que interferem nas condições de saúde e qualidade de
vida dos indivíduos ou comunidades.
12
Para
Moreira
(1999), as abordagens da
problemática ambiental em
determinado momento apontam a necessidade de paralisação do crescimento
populacional ou econômico, ora a correção de danos ambientais, a desocupação
humana de alguns ecossistemas, a redistribuição de poder e de recursos produtivos,
ora a sustentabilidade ambiental e social, tendo em comum o mesmo conceito de
ambiente. Em outras palavras as relações dos homens com a natureza para
preservação dos recursos naturais a abordagem majoritária, da Comissão Bruntland
(1988; apud MOREIRA, 1999), reconhece o vínculo entre ambiente, ações, ambições
e necessidades humanas, tornando o ambiente inseparável do desenvolvimento e em
especial do sustentável.
Um dos grandes desafios a ser enfrentado é o da conscientização da
importância da água para a qualidade de vida da população e como insumo produtivo,
através de disseminação de dados, informações, conhecimentos e boas práticas, para
a sociedade e seus segmentos, sobre como melhor aproveitar o recurso disponível,
conservá-lo em termos quantitativos e qualitativos garantindo os usos múltiplos e
visando a sua sustentabilidade (SOARES, 2005; ANA, 2002).
Qualquer estratégia adotada para saúde, segurança e impacto ambiental, deve
sempre ser considerada tanto por grandes, quanto por pequenos geradores
(BINIECKA et al., 2005). Por sua vez, Foster (2005) endossa a idéia, acreditando que
a política de redução de resíduos é uma tendência que vem se estendendo também a
pequenos geradores como instituições de ensino e laboratórios de pesquisa. Tendo
na implantação de gerenciamento, o intuito de garantir higidez e segurança de
trabalhadores, população e meio ambiente, devido ao risco do manejo de substâncias
químicas (MONTESANO; HALL, 2001; SORENSEN et al.,1998). Segundo Zancanaro
Jr (2002, p.133), “O gerenciamento de resíduos é um trabalho que se torna cada vez
mais importante, porém, por ser uma atividade relativamente nova no setor de ensino
e pesquisa, ainda sofre rejeição e indiferença”.
Diante de um mundo globalizado, cada vez mais exigente e alicerçado por
Legislação comprometida o controle de processos reduz custos, diminuindo o número
de repetições, reduzindo matéria prima e insumos, gerando menos subprodutos,
13
menos resíduos e gastando menos com o manejo e controle da poluição e
recuperação ambiental. Além de colocar em prática as diretrizes implementadas,
tornando-as realidade, permitindo o controle dos efeitos ambientais de todo o seu
processo de produção, desde a escolha da matéria-prima até o destino final (MAZER;
CAVALCANTI, 2004).
O inventário de passivos e ativos é necessário para que se conheça o caráter e
quantidade dos resíduos gerados, ou seja, a dimensão do problema (FOSTER, 2005;
JARDIM, 2004). A empresa geradora é a responsável pela separação entre resíduos
perigosos e comuns e após a identificação e sua separação, os mesmos devem ser
colocados em recipientes adequados, para que a sua coleta, tratamento e destinação
final de acordo com suas características (SIQUEIRA, 2001).
A necessidade de se ter um ambiente saudável e higiênico como condição
básica para predominância de indivíduos sadios, nos conduz a acreditar que “a
higiene um dia se tornará guia do administrador assim como do legislador e a
economia política, em vez de se devotar exclusivamente à investigação da riqueza
nacional, tomará a situação sanitária das populações como ponto de partida de suas
doutrinas” (MEYNNE 1944, apud ROSEN 1979:103).
2.4 - Legislação aplicada aos resíduos de serviços de saúde
Brasil (1995) define no artigo nº 225 da Constituição Federal promulgada em
1988: “Todos tem o direito ao meio ambiente ecologicamente equilibrado, bem de uso
comum do povo e essencial à sadia qualidade de vida, impondo-se ao poder público e
à coletividade o dever de defendê-lo e preservar para as presentes e futuras
gerações”.
A Associação Brasileira de Normas Técnicas, (ABNT, 1987) dispõe de
normatizações referentes aos RSS, dentre elas, NBR-10.004, de setembro de 1987 Classificação de Resíduos Sólidos quanto aos riscos ao meio ambiente e à saúde
pública. A denominação de Resíduo Sólido, residuu, do latim significa o que sobra de
determinadas substâncias. Definidos como aqueles resíduos nos estados sólido e
14
semi-sólido que resultam da atividade da comunidade de origem: industrial,
doméstica, hospitalar, comercial, de serviços, de varrição ou agrícola. Incluem-se
lodos de ETAS, (Estações de Tratamento de Água) e ETES (Estações de Tratamento
de Esgotos), resíduos gerados em equipamentos e instalações de controle de
poluição, e líquidos que não possam ser lançados na rede pública de esgotos, em
função de suas particularidades, estabelecendo critérios de periculosidade como
inflamabilidade, corrosividade, reatividade, toxicidade, patogenicidade. Além de outras
normatizações:
• NBR 12807 – de janeiro de 1993 - Terminologia dos Resíduos de serviços de
saúde, RSS.
• NBR 12808 – de janeiro de 1993 - Classificação dos Resíduos de serviços de
saúde, RSS.
• NBR 12809 – de fevereiro de 1993 - Manuseio de Resíduos de serviços –
Procedimentos.
• NBR 12810 – de janeiro de 1993 - Coleta de Resíduos de serviços de saúde –
Procedimentos.
O Regulamento Técnico para funcionamento de laboratórios clínicos, RDC 302
de 13 de abril de 2005; a RDC 306 de 7 de Dezembro de 2004, da ANVISA que foca a
saúde pública e prevenção de acidentes, abrangendo todos os serviços relacionados
à saúde humana e animal, destacando, porém, os aspectos ambientais.
Os resíduos do Grupo B, gerados em quantidades reduzidas permanecem
armazenados em seus locais de geração, até o esgotamento do volume do
reservatório, sendo depois, descartados na rede de esgoto com diluição,
tendo em vista que os produtos químicos que compõe a mistura não são, de
acordo com a FISQP, nocivos à saúde pública e ao meio ambiente, na
concentração descartada”. (RDC 302 comentada, 2005, p.63).
A Resolução CONAMA 20 de 18 de Junho de 1986 (BRASIL, 1986), que foca o
Meio Ambiente e controle da poluição aquática, talvez seja uma das principais leis
pertinentes ao gerenciamento de resíduos químico-farmacêuticos desde o tratamento
até a disposição final. Dispõe sobre a classificação e respectivo nível de qualidade
aceitável das águas doces, salobras e salinas.
15
A Resolução CONAMA 238/2001, que dispõe sobre o tratamento e a
destinação final dos resíduos dos serviços de saúde, entre outras normas de
referência citadas, sendo revogada pela Resolução CONAMA 358/2005 de 29 de Abril
de 2005 (BRASIL, 2005), atualizando e complementando a Resolução CONAMA
238/2001, enfatizando a necessidade da minimização da geração de resíduos e
redução dos riscos ocupacionais e ambientais.
Nos Estados Unidos, a Legislação específica sobre a destinação final dos
resíduos, embora seja bastante rígida, classifica as unidades geradoras de resíduos
de acordo com a quantidade produzida mensalmente. No Brasil, há uma carência de
trabalhos que quantifique e comprove que estes resíduos químicos descartados,
possam não estar em conformidade com a legislação. A legislação brasileira permite
que um efluente de descarte de qualquer fonte poluidora tenha uma concentração
limite máxima de fenóis de 0,5 mg/L (CONAMA,1992).Tal índice ambiental dificulta o
encontro de processos de separação químicos e biológicos capazes de atender a
essa restrição. Como o fenol é tóxico aos microorganismos e organismos aquáticos, o
tratamento biológico se torna mais difícil à medida que a concentração de fenol
aumenta, sendo preferível a alternativa da extração por solvente. Contudo Macêdo
(2000) acredita que se faz necessário uma fiscalização mais rígida e mais freqüente,
apesar da Legislação ser considerada moderna e os consumidores escolherem linhas
de produção que não degradem o meio ambiente.
No entanto, a Prefeitura Municipal de Itabuna (PMI, 2008) através do Decreto nº
8. 066, de 14 de julho de 2008, artigo 1º, diz que “fica estipulado o prazo de 60
(sessenta) dias, contados da data de publicação do presente decreto, para que os
gestores de resíduos oriundos da prestação dos serviços de saúde promovam as
devidas adequações ao quanto disposto na Resolução ANVISA nº 306 de 07 de
dezembro de 2004 e Resolução CONAMA nº 358, de 29 de abril de 2005, assumindo
responsabilidade e custeio integral”.
16
2.5 - O fenol
2.5.1 - Aspectos gerais
O fenol é chamado hidroxi-benzeno, apresentando-se no estado sólido, com
aspecto cristalino e coloração fracamente rósea ou branca, odor acre e caráter
higroscópico em contato com o ar (WHO, 1994; CHEMINFO, 2003). Segundo World
Health Organization, WHO (1994) “é uma substância química moderadamente volátil à
temperatura ambiente, fracamente ácido, sendo ionizado por reações eletrofílicas e de
oxidação”. A Figura 2 mostra a fórmula estrutural do fenol.
Figura 2 - Fórmula estrutural do fenol (hidroxi-benzeno).
Fonte: Peixe, 2006.
Substância bastante utilizada na manufatura de desinfetantes, resinas
sintéticas, indústria química e medicinal, estando também presente em águas
residuais industriais e de refinaria de petróleo (HUBER; TÁPIA, 1972).
No programa denominado IRIS - Integrated Risk Information System (USEPA,
2002), são sugeridas algumas propriedades físico-químicas do fenol, apresentadas a
seguir (Quadro 4):
17
Quadro 4 - Propriedades físico-químicas do Fenol
Fonte: Peixe, 2006.
2.5.2 - Toxicidade do fenol
“A origem da poluição ambiental está indiscutivelmente associada aos
ambientes de trabalho, ou mais precisamente aos processos produtivos” (AUGUSTO
et al., 2003). Onde ocorre desde a extração das matérias-primas, sua transformação
em produtos e seu consumo até o destino final em forma de resíduos. Tendo na
variabilidade e dispersão dos mesmos a causa da dificuldade em se identificar fontes
emissoras poluentes, geradores de agravos, podendo ser explicada pelo elevado
número de substâncias químicas, envolvidas nas diversas atividades econômicas.
Para (WHO, 1994; U.S. EPA, 2002; CHEMINFO, 2003), o fenol possui
toxicidade moderada nas exposições agudas. Em humanos a dose letal (DL) é
18
estimada em 70 mg/kg, já em ratos e coelhos a DL é de 340 e 850 mg/kg,
respectivamente (WHO, 1994; U.S. EPA, 2002; CHEMINFO, 2003).
2.5.3 - Metabolismo cinético e dinâmico
A toxicocinética nos informa sobre a maneira como os poluentes penetram no
organismo humano, se transformam, são acumulados ou eliminados. “Nesta fase
ainda não ocorreram as primeiras reações em âmbito molecular no indivíduo”
(CÂMARA; TAMBELLINI, 2003). Por sua vez, é na toxicodinâmica onde acontece o
aparecimento de sinais e sintomas que compõem o quadro clínico das intoxicações.
“É difícil diagnosticar intoxicações por poluentes químicos porque não existe um
quadro clínico clássico para a maioria das substâncias químicas” (CÂMARA;
TAMBELLINI, 2003).
Ainda segundo Augusto et al. (2003), pesquisas vêm priorizando a identificação
de indicadores ambientais, biológicos e clínicos que possibilitem antecipar o
desenvolvimento de agravos que possam indicar poluições danosas à saúde;
identificar as exposições humanas a situações ambientais potencialmente patogênicas
aos seres vivos e particularmente ao homem; e diagnosticar as fases iniciais ainda
não aparentes do processo da doença.
O fenol é rapidamente absorvido após exposição inalatória, dérmica e oral,
sendo distribuído por todos os tecidos. Tendo, os órgãos como fígado, pulmões e
mucosa gastrointestinal, envolvidos na biotransformação do mesmo, onde são
formados conjugados glicurônicos e sulfatos, bem como, catecol e hidroquinona
(WHO, 1994; LEITE, 2003). Podendo sofrer ação na medula por mieloperoxidases
liberando quinonas reativas, que seriam, via NQO1, reduzidas novamente a
hidroquinona. Tal situação metabólica poderia aumentar o estresse oxidativo e
posteriormente alterar o crescimento e diferenciação celular no compartimento
medular. A Figura 3 mostra as principais vias de biotransformação do fenol.
19
Figura 3 - Principais vias de biotransformação do fenol.
Fonte: Peixe, 2006.
2.5.4 - Efeito à saúde humana, ocupacional e animal
São referidos casos de morte após intoxicações dérmica e oral (WHO, 1994). A
Figura 4 evidencia as vias de entrada de agentes químicos no organismo e por
conseqüência, implicações tóxicas outras associadas como eritema, necrose tecidual,
efeitos
cardiovasculares,
acidose
metabólica,
efeitos
neurológicos
e
metahemoglobinemia severa (WHO, 1994).
Figura 4 - Principais vias de entrada de agentes químicos no organismo.
Fonte: Hirata e Mancini Fo, 2002.
20
O fenol, quando inalado, causa irritações nos olhos e no nariz, afeta o sistema
respiratório, provoca convulsões e pode levar à morte. Quando em contato com os
olhos, causa irritações severas e pode causar cegueira; quando em contato com a
pele pode causar irritações severas e queimaduras e quando ingerido pode causar
gangrena (morte de tecido ou órgão geralmente por perda de suprimento sanguíneo
(pode ser por obstrução de vasos, isquemia, etc.) e ulcerações no sistema digestivo
(FAENQUIL, 2006).
2.5.5 - Efeito no meio ambiente
Bentur et al. (1998) estimaram a meia-vida biológica (t ½) para o fenol de 13,86
horas. Por sua vez Cheminfo (1994) acredita que a meia vida biológica é de, em
média, 12 horas e sua eliminação através da urina, fezes, saliva e suor, sendo a urina
a principal via de excreção, podendo ser degradada por fotólise e ter uma meia vida
de menos de 1 dia. Quando jogado no solo este material é biodegradável e tem uma
meia vida de 1 a 10 dias. Já em contato com a água, tem uma meia vida de 10 a 30
dias, sendo uma substância tóxica para a vida aquática.
O fenol desprende um odor doce irritante detectável para a maioria das
pessoas em concentrações de 40 ppb no ar e entre 1-8 ppm na água. É menos volátil
que a água e moderadamente solúvel na mesma (EPA, 2006). O maior problema
causado pela presença de fenol na água é que, ao reagir com o cloro adicionado no
tratamento, ele produz compostos chamados clorofenóis, que, mesmo em baixas
concentrações, produzem um gosto e cheiro característico na água (gosto “de
remédio”). Sendo que as concentrações que podem causar algum efeito à saúde são
muito superiores àquelas que alteram o sabor e o odor da água, o que reduz muito os
riscos de problemas sanitários ocasionados por essas substâncias (HUBER; TÁPIA,
1972). Nas águas naturais, os padrões para os compostos fenólicos são bastante
restritivos. No tratamento da água os fenóis reagem com o cloro livre formando os
clorofenóis, dioxinas e furanos, substâncias cancerígenas que produzem sabor e odor
na água. Por este motivo, os fenóis constituem-se em padrão de potabilidade, sendo
imposto o limite máximo bastante restritivo de 0,001 mg/L pela Portaria 1469 do
Ministério da Saúde.
21
O fenol é tóxico para bactérias e fungos e, portanto, componente de fungicidas
e desinfetantes. Devido aos seus efeitos anestésicos, é utilizado em remédios, loção
para herpes labial, pastilhas e “sprays” para garganta e loções anti-sépticas (EPA
U.S., 2006).
Em certas concentrações, os fenóis são tóxicos ao homem, aos organismos
aquáticos e aos microrganismos que tomam parte dos sistemas de tratamento de
esgotos sanitários e de efluentes industriais. Em sistemas de lodos ativados,
concentrações de fenóis na faixa de 50 a 200 mg/L, sendo que 40 mg/L já são
suficientes para a inibição da nitrificação. Na digestão anaeróbia, 100 a 200 mg/L de
fenóis também provocam inibição. Estudos recentes têm demonstrado que, sob
processo de aclimatação, concentrações de fenol superiores a 1000 mg/L podem ser
admitidas em sistemas de lodos ativados. Em pesquisas em que o reator biológico foi
alimentado com cargas decrescentes de esgoto sanitário e com carga constante de
efluente sintético em que o único tipo de substrato orgânico era o fenol puro,
conseguiu-se ao final a estabilidade do reator alimentado somente com o efluente
sintético contendo 1000 mg/L de fenol (CETESB, 2006).
Takayanagui (1993) acredita que os resíduos produzidos na área de saúde,
representam um risco potencial, e neste caso, trazem grandes danos tanto a saúde do
usuário, quanto ao trabalhador que nela atua, bem como ao próprio meio ambiente,
Portanto, a população necessita usar corretamente os recursos colocados a sua
disposição para que as cidades tenham um estado geral de limpeza satisfatório por
maior que seja a influência de serviços (PLASCAK, 1982). O Quadro 5 mostra os
riscos e o modo de ação de determinados agentes químicos.
22
Quadro 5 - Principais agentes químicos segundo tipo de risco e o modo de ação
Agente Químico
Modo de Ação
Substâncias que oferecem riscos físicos
Asfixiantes
Os vapores no ambiente causam sufocação
Combustíveis
Queimam quando submetidos a temperaturas entre 70 e 93,3°C
Corrosivos
Queimam quimicamente os tecidos biológicos com os quais tem contato
Explosivos
Explodem repentinamente sob choque pressão, gás ou calor.
Inflamáveis
Queimam quando submetidos a temperatura inferior a 70° C
Irritantes
Substâncias não corrosiva que causam prurido, irritação ou inflamação quando
em conto com a pele, olhos ou mucosas
Pirofóricos
Queimam espontaneamente no ar a temperatura abaixo de 100ºC
Peróxidos Orgânicos
Explodem espontaneamente em virtude da formação de peróxidos instáveis
Oxidantes
Promovem ou iniciam a queima de substâncias combustíveis ou inflamáveis
Reativos com Água
Reagem com a água formando gás tóxico ou inflamável
Instáveis ou Reativos
Podem explodir mediante pressão, choque ou aquecimento
Substância que oferecem risco a saúde
Carcinogênicos
Causam câncer
Mutagênicos
Produzem alterações na formação genética hereditária
Veneno
Causam perigo a vida por danificarem tecidos ou órgãos internos em pequenas
quantidades
Sensibilizantes
São responsáveis por reação alérgica após repetidas exposições com reações
adversas severas e risco de morte
Teratogênicos
Provocam más – formações fetais
Tóxicos
Causam perigo a vida e a saúde danificando tecidos ou órgão internos
entretanto diferente dos venenos por atuarem em quantidade maiores
Fonte: Erickson, 1996, adaptada Norma Regulamentadora nº 20 - Líquidos Combustíveis e inflamáveis.
Branco (1977) diz que os mananciais hídricos comportam, igualmente, a
possibilidade de uso múltiplo, desde que as diferentes atividades, geração de energia,
pesca, esportes náuticos, recreação, não implique em prejuízos para a qualidade da
água.
Likens (1992) nos mostra que vários autores ressaltam a importância do uso do
conceito de Bacias Hidrográficas, BH, como análogo ao de ecossistema, definido
como unidade espacialmente explícita que inclui todos os componentes bióticos e
abióticos e que dentro de suas fronteiras e sua unidade de gerenciamento representa
uma estratégia de agregar valor à busca pelo Desenvolvimento Sustentável (Figura 5).
23
Sua consolidação somente acontecerá quando a conservação com desenvolvimento
for uma regra para todos, tendo como metas, o desenvolvimento econômico, equidade
social, econômica e ambiental, além da sustentabilidade ambiental.
Figura 5: Representação de uma Bacia Hidrográfica
Fonte: Agência Nacional das Águas /1997.
A Organização das Nações Unidas (ONU) crê que a escassez de água no
mundo é agravada em virtude da desigualdade social e da falta de manejo e usos
sustentáveis dos recursos naturais. Segundo dados da Cetesb (2006), a nação que
detiver o controle sobre o uso de tão nobre recurso natural será também detentora de
poder e para abastecimento público sendo que a água usada para abastecimento
doméstico deve apresentar características sanitárias e toxicológicas adequadas, tais
como estar isenta de organismos patogênicos e substâncias tóxicas, para prevenir
danos à saúde e ao bem-estar do homem (BRAGA, 1986).
2.6 - Principal técnica para separação de uma mistura: a cromatografia
Diversos autores sugerem diferentes metodologias para separação e
determinação de substâncias. Entretanto, entre os meios mais modernos, a
cromatografia aparece com destaque pela facilidade em efetuar a separação,
identificação e quantificação das espécies químicas.
24
A cromatografia é um método físico-químico em que os componentes de
determinada mistura se encontram distribuídos em duas fases, sendo uma,
estacionária e a outra, móvel.
A técnica da cromatografia gasosa (CG) é uma técnica para separação e
análise de misturas de substâncias voláteis. Descrita em 1941, pela primeira vez por
HESSE et al., que separaram dois ácidos graxos, no vapor a 100º C, arrastando-os
sobre sílica com o gás, dióxido de carbono, sendo que a descrição do cromatógrafo
gasoso ocorreu através de Cremer e Prior (COLLINS et. al, 1990).
A amostra é vaporizada e introduzida em um fluxo de um gás adequado
denominado de fase móvel ou gás de arraste. O gás arrasta substâncias presentes na
amostra através da coluna e fora dela, sendo os mais utilizados, H 2, Ne, He e Ar
devendo ser inerte para impossibilitar interação com a amostra ou fase estacionária e
compatível com o detector usado. Com poder de resolução excelente, com ela faz-se
possível analisar dezenas de substâncias de uma mesma amostra, além de sua
sensibilidade, podendo-se encontrar concentrações baixíssimas que variam de
picogramas a miligramas.
Este fluxo de gás com a amostra vaporizada passa por um tubo contendo a
fase estacionária (coluna cromatográfica), onde ocorre a separação da mistura. A
Figura 6 evidencia o esquema de um cromatógrafo a gás.
Figura 6 - Representação esquemática e funcional de um cromatógrafo a gás.
Fonte: Hackbart, 2007.
25
1- Indica o reservatório de gás e controles de vazão/pressão
2- O injetor (vaporizador) de amostra
3- A coluna cromatográfica e o forno da coluna
4- O detector
5- O amplificador de sinal
6- O registro de sinal (computador).
A amostra, através de um sistema de injeção, é introduzida em uma coluna
contendo a fase estacionária. A injeção acontece através de válvulas ou microseringas mais comumente utilizadas apesar de terem menor reprodutibilidade devido
a possibilidade de acontecer a volatilização do solvente dentro da agulha.
O uso de temperaturas convenientes no local de injeção da amostra e na
coluna possibilita a vaporização destas substâncias que, de acordo com as suas
propriedades e as da fase estacionária, são retidas por tempos determinados e
chegam à saída da coluna em tempos diferentes.
Com o desenvolvimento do detector por ionização em chama por ampliou-se a
sensibilidade do método cromatográfico que quando adequado na saída da coluna
torna-se possível a obtenção de resultados quantitativos. Tendo sido a introdução de
colunas capilares por Golay 1990, a responsável por tornar o método analítico de
separação e determinação mais utilizado no mundo (COLLINS et al., 1990). A Figura
7 a seguir nos mostra o resultado de uma análise cromatográfica, um cromatograma.
Figura 7: Cromatogramas.
Fonte: Peixe, 2006.
26
Em se tratando do fenol, não foi encontrado na literatura trabalhos referentes a
extração do fenol em resíduos. Dessa forma, para realização deste trabalho optou-se
em fazer uma adaptação da metodologia utilizada por Peixe (2006) que realizou
estudos sobre a concentração de fenol na urina de trabalhadores e no ar de ambiente
de trabalho e para uma melhor resolução na determinação de fenol utilizou como
condições cromatográficas: coluna HP com 15 m de comprimento, diâmetro de
0,53mm e tamanho de película de 1,5µm.
27
3 - MATERIAIS E MÉTODOS
3.1 - Estudo de área
3.1.1 - Coleta e armazenamento das amostras
A coleta das amostras para análises aconteceu a partir de resíduos gerados por
um laboratório semi-automatizado e por um laboratório automatizado da cidade de
Itabuna.
As amostras de ambos os serviços foram coletadas no final do dia de trabalho,
contendo a totalidade de todos os reativos utilizados na diária.
O primeiro laboratório é um pequeno laboratório, onde os exames são
realizados com a utilização de 1,0 mL de reativo por reação e o outro, é um laboratório
de hospital, onde os exames são realizados utilizando-se de 0,3 mL de reativo. A
Figura 8 mostra ambos os serviços.
A)
B)
Figura 8- Setores da bioquímica com utilização de equipamento semi-automatizado (A) e automatizado
(B).
Os resíduos químicos analisados foram oriundos do Setor da Bioquímica, setor
esse, muito rico no uso das mais diversas substâncias químicas, entre elas o fenol,
28
constituinte do reativo para determinação de colesterol livre e que no mercado pode
ser encontrado nas mais diversas concentrações. Em ambos os serviços abordados, o
reativo utilizado é da mesma marca, da mesma concentração, utilizado em larga
escala, por se tratar de exame corriqueiro. Na Figura 9, podem ser visualizados
exames realizados no setor da bioquímica de um laboratório manual e que
posteriormente são descartados na rede de esgoto, todos juntos de forma aleatória.
Figura 9 - Exames realizados no setor da bioquímica do laboratório semi-automatizado.
Em um primeiro momento, foram colhidas duas únicas amostras, sendo uma do
laboratório clínico e outra do hospitalar no dia 03 e 04 de novembro de 2008,
respectivamente. Da mesma forma , em um segundo momento, foram colhidas duas
amostras, também sendo uma do laboratório clínico e outra do hospitalar no dia
28.01.09. A partir delas, foram retiradas alíquotas em dias consecutivos, sendo em
seguida congeladas para posteriores análises. Estas aconteceram de início com as
coletadas no dia 28.01.09 e posteriormente com as dos dias 03 e 04.11.08 que se
encontravam fracionadas e congeladas, já tendo sido feitas análises estando as
mesmas com zero hora, 15 horas e 48 horas de congelamento sob o método 1 de
condições cromatográficas.
As amostras foram mantidas em frascos fechados, em local fresco, seco,
ventilado, para observar o tempo necessário para tornar o fenol inerte no universo
proposto, uma vez que o período de meia-vida dessa substância é de 30 dias em
meio aquoso, podendo assim, vir a ser descartadas de maneira mais segura tanto
29
para a saúde pública quanto para o meio ambiente, sem custos adicionais para as
empresas.
A Figura 10 retrata as coletas de amostras
realizadas no dia 28.01.09 de
resíduos realizadas em um único dia, seu fracionamento e congelamento (-20ºC).
Figura 10- Amostras coletadas em um único dia (28.01.09), fracionadas e congeladas de um
laboratório manual e automatizado.
Os Quadros 6 e 7, mostram em que dias em repouso, aconteceram o
congelamento das amostras tanto das acima citadas quanto as dos dias 03 e
04.11.08.
Quadro 6 – Tempo decorrido entre a coleta e o congelamento das amostras colhidas 03 e
04.11.08
TEMPO DECORRIDO
ENTRE A COLETA E O
CONGELAMENTO DAS
AMOSTRAS
( DIAS)
0
2
22
23
25
30
65
LABORATÓRIO
(SEMI-AUTOMATIZADO)
LABORATÓRIO
(AUTOMATIZADO)
03.11.08
04.11.08
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
30
Quadro 7-Tempo decorrido entre a coleta e o congelamento das amostras de 28.01.09
TEMPO DECORRIDO
ENTRE A COLETA E O
CONGELAMENTO DAS
AMOSTRAS
( DIAS)
LABORATÓRIO (SEMIAUTOMATIZADO)
LABORATÓRIO
(AUTOMATIZADO)
28.01.09
28.01.09
0
X
X
5
X
X
9
X
X
12
X
X
16
X
X
22
X
X
24
X
X
30
X
X
32
X
X
60
X
X
A Tabela 1 seguir nos mostra as quantidades de exames de colesterol
realizados com relação ao total de exames do dia, em ambos momentos de
experimentos.
Tabela 1 - Número de exames de colesterol comparados a totalidade de exames diários
DATAS
LABORATÓRIO
CLÍNICO
LABORATÓRIO
HOSPITALAR
03 e 04 11.08
EXAMES
COLESTEROL
36
TOTAL EXAMES
179
EXAMES
COLESTEROL
55
TOTAL EXAMES
536
28.01.09
49
181
39
330
A totalidade de exames de colesterol por dia, são bem parecidas em ambos os
serviços. Porém, fazendo-se uma comparação com o número de exames realizados
diariamente, iremos observar que no laboratório automatizado a quantidade de
exames é bem maior, chegando-se a quantidades entre duas ou três vezes maiores
que no laboratório semi-automatizado. Levando-se em consideração que a variedade
de exames realizados no laboratório automatizado é muito maior que no semiautomatizado, havendo em seus resíduos uma variedade maior de reativos.
31
3.2 - Local onde foram preparadas as amostras
Após congeladas, as mesmas foram levadas para o Setor de Tecnologia e
Engenharia Agrícola, SETEA, situado no Centro de Pesquisas do Cacau, CEPEC,
onde ocorreu a preparação das amostras, através de metodologia para extração do
fenol. A seguir a imagem nos mostra o setor acima citado, que dispunha de infraestrutura adequada para realização das extrações de fenol (Figura 11).
Figura 11 - Imagem do Setor de Tecnologia e Engenharia Agrícola e do Centro de pesquisas do cacau.
3.3 - Local onde foram realizadas as análises
As determinações do fenol aconteceram no Laboratório de Fisiologia Vegetal,
da UESC, Universidade de Santa Cruz, Instituição de ensino e pesquisa que dispõe
de cromatógrafo gasoso, recurso técnico utilizado para separação e identificação de
resíduos.
3.4 - Padronização das condições analíticas
3.4.1 - Solventes e reagentes
Para realização da Metodologia proposta foram utilizados: Metanol grau
cromatográfico Merck ® (Darmstadt, Alemanha), Ácido Clorídrico P.A. Synth ® (São
Paulo, Brasil) e Éter etílico P.A. Synth ® (São Paulo, Brasil).
32
3.4.2 - Padrões de referência
Utilizou-se fenol (Padrão de Fenol P. A. 500 g Riedel-de-Haën ® - Seelze,
Alemanha) e orto–Cresol 500mg (Fluka) e Nitrobenzeno (Riedel-de-Haën ®) para
realização da pesquisa.
3.5 - Aparelhos, equipamentos e vidrarias
3.5.1 - Aparelhos e equipamentos
O cromatógrafo utilizado foi o cromatógrafo a gás Varian ® Modelo Saturno
3800, equipado com detector por ionização de chama (FID) e injetor “split/splitless” e
Software Varian Star Workstation para aquisição dos dados (Figura 12). A coluna
utilizada foi a Varian – Metil Silicone.
Figura 12- Cromatógrafo VARIAN 3800 - SATURNO e Software Varian Star Workstation.
Utilizou-se os seguintes aparelhos: Balança analítica Sartorius® – modelo
R200D; Bloco de aquecimento para tubos e Banho Seco – 150°C Thermolyne Dri Bath
(Ver Figura 13); Freezer Brastemp.
33
Figura 13- Bloco de aquecimento e Banho Seco (Thermolyne Dri Bath), utilizados na extração do fenol.
Além de pH Checker, Centrífuga com refrigeração e Agitador de tubos (Vortex)
e centrífuga (Figura 14).
Figura 14 - Centrífuga com refrigeração e Agitador de tubos (Vortex) e centrífuga, utilizados na
extração do fenol.
3.5.2 - Vidrarias
As vidrarias utilizadas foram:

Seringa de vidro Hamilton ® de 5 µL ;

Balões volumétricos de 5 e 25 mL;

Pipetas automáticas Finpipette-Labsystems (10-100 e 200 -1000 µL);

Pipetas de vidro em volumes de 1 e 5 mL;

Béqueres;

Tubos de vidro com tampa para 15 mL;

Tubos de centrífuga;

Funis;
34

Vidros coletores para as amostras;

Frascos de vidro âmbar de 5 mL;
3.6 - Procedimentos
3.6.1 - Limpeza das vidrarias
O procedimento de limpeza das vidrarias aconteceu a partir da lavagem em
água corrente com detergente neutro e enxágüe final com água destilada.
3.6.2 - Curvas de calibração
Soluções estoque mãe de fenol, Nitrobenzeno e orto - Cresol foram feitas. A
solução do fenol teve uma concentração de 1000 µg/mL em metanol. As soluções de
Nitrobenzeno e do orto - Cresol tiveram a concentração de 2500 µg/mL, também em
metanol (figura 15), evidencia a solução de o-Cresol e fenol.
Figura 15 - Soluções mães de fenol e orto-Cresol.
As análises aconteceram em momentos distintos e para tanto, soluções
padrões foram preparadas com o intuito de se conseguir a curva de calibração
inerente a cada experimento. A preparação dos padrões denominada (método1) é
concentração de fenol em metanol, com o-Cresol como Padrão interno, preparada
para adequação das condições cromatográficas, citadas no item (3.8), onde fez-se a
injeção de 2µL no cromatógrafo para posteriores medidas cromatográficas dos
padrões e averiguação das áreas detectadas tanto de fenol quanto de o-Cresol para
35
determinação das concentrações dos padrões e assim, caracterização da Curva de
calibração.
Houve ainda, dois outros momentos de preparação de padrões. Para tanto,
realizou-se outras duas curvas de calibração nas mais diversas concentrações, tanto
do padrão interno quanto de fenol, citados no item (3.7), como nos mostra a Tabela 9.
O (método 2), fenol em éter com o-Cresol como padrão interno e o (método 3), fenol
em éter com Nitrobenzeno como padrão interno (Tabela 2).
Tabela 2 - Relação entre as concentrações do Padrão Interno e fenol utilizados para cada
método
Padrão
Métodos
interno
1
o-Cresol
Conc.
Padrão
interno Padrão Padrão Padrão
(µg/ml)
01
02
03
50
5
10
20
Padrão Padrão Padrão Padrão
04
05
06
07
R²
50
100
200
0,996201
2
o-Cresol
500
5
20
50
100
200
-
-
0,999443
3
Nitrobenzeno
250
25
50
75
100
150
200
250
0,995153
3.7 - Metodologia para extração do fenol dos resíduos
Foi utilizada uma adaptação do trabalho de Peixe (2006) que pesquisou a
concentração de fenol na urina de trabalhadores e no ar do ambiente de trabalho.No
trabalho citado, foi adicionado 5,0 mL de urina (controle negativo), 50 L do padrão
interno – PI, 1,0 mL de ácido clorídrico 37% e aquecimento em estufa a 95° por 1,5 h.
Posteriormente, adicionou-se 5,0 mL de éter etílico e 1,0 g de NaCl e agitou-se, em
uma mesa agitadora por 10 minutos. Assim, coletou-se 3 mL da fase orgânica e 2,0
µL foram injetados no Cromatógrafo (CG/FID), (PEIXE, 2006). Em resumo, na Figura
16.
36
Figura 16 - Representação esquemática do Protocolo para extração de fenol em urina.
Fonte: Peixe, 2006.
Nessa pesquisa foram necessárias adaptações da metodologia anteriormente
citada (Figura 16). A matriz da amostra utilizada não é a urina e sim, resíduos do
setor da bioquímica de laboratório clínico e hospitalar.
Dessa forma, várias tentativas de extrações foram efetuadas para que se
chegar a uma concentração de volumes e de substâncias adequadas à extração e
quantificação do fenol. Tendo sido realizados procedimentos utilizando-se tanto a
substância Nitrobenzeno quanto orto-Cresol como padrão interno.
Devido às pequenas quantidades de amostras coletadas, propôs-se a
adequação da metodologia de Peixe (2006), a seguir, onde pode-se observar:
Redução no volume da amostra, redução do volume do padrão interno
(alteração de sua concentração), redução do volume de HCl, agitação em vórtex,
redução da temperatura e tempo de aquecimento, homogeinização durante 1 minuto
após adição do éter etílico e em seguida após a separação da fase orgânica, essa é
37
acondicionada em frasco âmbar, para posterior retirada de 2uL para injeção no
cromatógrafo
gasoso. A representação esquemática (Figura 17) nos mostra a
adaptação utilizada para as amostras coletadas (28.01.09).
Figura 17 - Representação esquemática, para extração de fenol em resíduos de laboratórios.
Fonte: Adaptado de Peixe, 2006 utilizando as coletas de 28.01.09.
Propôs-se outra adequação da metodologia de Peixe, 2006:
Com aumento do volume da amostra em relação a adaptação anterior do
padrão interno (elevação de sua concentração), redução do volume de HCl, agitação
em vortex, redução da temperatura e tempo de aquecimento, homogeinização durante
1 minuto após adição do éter etílico e em seguida após a separação da fase orgânica,
essa é acondicionada em frasco âmbar, para posterior retirada de 2uL para injeção no
cromatógrafo gasoso. A representação esquemática a seguir (Figura 18), nos mostra
a adaptação de metodologia utilizada para as amostras coletadas (03 e 04.11.08).
38
Figura 18 - Representação esquemática, para extração de fenol em resíduos de laboratórios.
Fonte: Adaptado de Peixe, 2006 utilizando as coletas de 03 e 04.11.08.
A partir da Figura 19, ilustraremos a pesquisa com imagens de amostras
colhidas que haviam sido previamente congeladas e posteriormente descongeladas.
As determinações aconteceram em triplicata.
Figura 19 - Amostras descongeladas.
Adicionado a seguir, o volume do padrão interno (orto-Cresol ou Nitrobenzeno),
volume relativo de padrão para uma concentração proposta (padrão interno) a cada
um dos tubos com o objetivo de avaliar a reprodutibilidade do método. Como nos
mostra a Figura 20.
39
Figura 20 - orto- Cresol adicionado às amostras descongeladas.
Na Figura 21 abaixo, pôde-se observar o momento em que acrescentou - se
ácido clorídrico concentrado, a cada uma delas, com agitação das amostras em
agitador de tubos com o objetivo de extrair componentes orgânicos que tenham
polaridade semelhante ao éter, voláteis ou não voláteis.
Figura 21 - Ácido Clorídrico adicionado às amostras e posterior agitação.
Em seguida, aqueceu-se as reações em bloco de aquecimento, no Thermolyne
Dri Bath (Figura 22).
Figura 22 - Amostras dos resíduos aquecidos em Thermolyne Dri Bath.
40
Após o período de aquecimento, os tubos foram retirados do aquecedor e
resfriados em banho de água e a seguir o éter etílico é dispensado em cada tubo.
Novamente as amostras foram homogeinizadas e centrifugadas por 1 minuto a 3000
r.p.m. A seguir, separa-se a fase orgânica (superior) e despreza-se a fase aquosa
(inferior). A fase orgânica foi acondicionada em tubos com tampas da cor âmbar,
cuidadosamente rotulados, ver na Figura 23.
Figura 23 - Separação da fase orgânica da reação de extração de fenol de resíduos.
As amostras colhidas das pessoas envolvidas com a Bioquímica de ambos
serviços pesquisados e das pessoas envolvidas na pesquisa, foram enviadas ao
Laboratório H. Pardini para dosagem do fenol.
3.8 - Otimização das condições cromatográficas
Para a realização desse experimento, o método utilizado foi a Cromatografia
Gasosa, método físico-químico de separação dos componentes de uma mistura,
realizada através da distribuição desses componentes entre duas fases. Sendo uma
delas estacionária e a outra fase móvel, encontrando – se no estado físico de um gás.
Método que ocupa um lugar de destaque devido a sua facilidade em efetuar a
separação, identificação e quantificação das espécies químicas. Para tanto foi
utilizado um cromatógrafo com detector de ionização de chama (CG/FID), VARIAN3800 SATURNO.
41
Para tanto, foram utilizados:

Coluna VARIAN de Metil Silicone - 15 m X 0,53mm X 0,15 micro m.

Temperatura do injetor: 200º C

Temperatura do detector: 250º C

Fluxo de gás de arraste (Hélio): 8,0 mL/ min

Temperatura da coluna:
Inicial: 60º C / 2min
Rate: 10º C / min
Final: 120º C / 2 min

Modo de injeção: Split ratio 1/10
3.9 - Injeção das amostras no cromatógrafo
Foram injetados 2µL das amostras extraídas no CG/ FID, VARIAN SATURNO
3800, como pode ser visto na Figura 24 para posterior observação de cromatograma
demonstrados na Figura 25.
Figura 24 - Injeção da fase orgânica da extração.
42
Figura 25 – Cromatograma.
3.10 - Validação do método
Com o objetivo da validação do método analítico foi utilizada amostra
testemunha de resíduo onde supostamente não continha o reativo de colesterol que
possui fenol em sua constituição mesmo de outras fontes, como alimentos, que
possam ser excretados na forma fenólica (SCALBERT, WILLIAMSON, 2000). Sendo
acrescentado fenol e orto-Cresol a essas amostras foram extraídas da mesma
maneira que as amostras dos resíduos em estudo (3.7), nas mesmas condições para
se concretizar as análises cromatográficas, assegurando qualidade, confiabilidade e
aplicabilidade ao método.
3.11 - Especificidade e seletividade
As extrações foram efetuadas em triplicatas a partir das amostras colhidas e
sendo os seus resultados comparados aos conseguidos com solução do fenol em
metanol, numa concentração próxima ao limite de quantificação e detecção. Assim,
observando-se a possibilidade de serem encontrados picos interferentes nos tempos
de retenção do fenol e do orto-Cresol (padrão interno).
3.11.1 - Linearidade
Uma curva de calibração foi construída nas concentrações de fenol
previamente conhecidas, com a finalidade de se detectar concentrações crescentes
entre 5 e 200 µg/mL de fenol contendo 50 µg/mL do orto-Cresol (padrão interno),
descritas anteriormente. A linearidade das curvas foi analisada através das equações
43
da reta e coeficiente de determinação (r²) que deve ser superior a 0,98 (CAUSON,
1997; CHASIN et al.,1999; QUEIROZ et al.,2001; ANVISA, 2003).
3.11.2 - Limite de detecção e quantificação
Foi possível verificar através da observação das concentrações do fenol
encontradas nos resíduos com o passar dos dias, analisando-se a meia-vida da
substância.
3.11.3 - Recuperação
É a relação entre a concentração encontrada em uma amostra fortificada e a
concentração da mistura de padrões adicionados na amostra testemunha no processo
de fortificação, expressa em porcentagem. Utilizada para se determinar a eficiência da
extração acontecida durante a metodologia proposta. A eficiência de recuperação
deverá ter valores entre 95 A 105%%.
Concentração da amostra X 100
RECUPERAÇÃO =
Concentração após adição de padrão
44
4 - RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1 - Curva de Calibração
Curvas de calibração foram preparadas para cada experimento, a partir de
padrões nas mais diversas concentrações. A preparação dos padrões denominada,
(método 1) foi processada para adequação das condições cromatográficas, citadas no
item (3.8), onde fez-se a injeção de 2µL no cromatógrafo para posteriores medidas
cromatográficas dos padrões e averiguação das áreas detectadas tanto de fenol
quanto de o -Cresol para determinação das concentrações dos padrões e assim,
caracterização da Curva de calibração (Figura 26).
Figura 26 - Curva de calibração do fenol em metanol utilizando-se o -Cresol como Padrão
Interno (método 1).
Houve dois momentos de coletas e fracionamento de amostras. Além da coleta
das urinas de pessoas envolvidas nos serviços estudados e das pessoas envolvidas
no trabalho. Para tanto, foi necessária a realização de curvas de calibração distintas,
devido às análises terem acontecido em momentos diferentes, tendo havido ajustes
de metodologia.
45
A injeção dos padrões deu origem às curvas de calibração do fenol utilizadas
para realização desse trabalho, cujas concentrações de padrões e o R² encontrados já
foram descritos anteriormente no item (3.6.2).
As Figuras 27 e 28 nos mostram essas curvas utilizadas para as análises.
Figura 27 - Curva de calibração do fenol em éter, utilizando-se o -Cresol como Padrão Interno realizada
30.04.09 ( método 2).
Figura 28 - Curva de calibração do fenol em éter, utilizando-se Nitrobenzeno como Padrão Interno
realizada 19.05.09 (método 3).
46
4.2 - Otimização das condições cromatográficas
Com o objetivo de avaliar se o aparelho estava respondendo bem às
condições cromatográficas previamente adotadas pela metodologia proposta e se
não sairia nenhuma outra substância no tempo de retenção que não, o fenol, foram
injetados no aparelho 2 µL de éter etílico, em seguida 2µL de metanol e 2µL da
solução mãe de fenol. Assim, os cromatogramas que se seguem nos dão a certeza
de que o aparelho se encontrava em perfeitas condições para análises
cromatográficas (Figura 29).
Figura 29 - Cromatogramas para otimização das condições cromatográficas.
Os cromatogramas foram obtidos através da análise de amostra testemunha,
controle negativo, tendo como objetivo de se observar a ausência do fenol e presença
do o - Cresol (Padrão Interno), além de picos interferentes nos devidos tempos de
retenção. Assim, nos foi possível obter os cromatogramas confirmando a suposição
(Figura 30).
47
Figura 30 - Amostra testemunha.
Na Figura 31 foi possível evidenciar picos de fenol e o - Cresol, a partir da
adição do fenol e do o - Cresol à amostra testemunha. Foram realizadas cinco
extrações dessa amostra testemunha, podendo ser vistos abaixo, quatro dos
cromatogramas conseguidos.
Figura 31 - Amostra testemunha com adição de Fenol e de o –Cresol.
A Tabela 3 nos mostra as áreas de fenol, as áreas relativas de orto-Cresol e as
concentrações de fenol encontradas na amostra testemunha.
48
Tabela 3 - Áreas de o -Cresol e fenol e concentração de fenol na amostra testemunha
CONCENTRAÇÃO
AMOSTRA
ÁREA
ÁREA DO FENOL
TESTEMUNHA
DO O-CRESOL
DO FENOL µg ml-¹
1
2502234
1398360
86,38
2
2069887
1129487
84,34
3
1903429
1037393
84,24
Os resultados da recuperação de fenol adicionado a uma amostra podem ser
observados na Tabela 4.
Tabela 4 - Porcentagem de recuperação de fenol adicionados à amostra
AMOSTRA
CONCENTRAÇÃO
DE FENOL
NO RESÍDUO (µg ml-¹)
RECUPERAÇÃO
COM RELAÇÃO
AO RESÍDUO (%)
RECUPERAÇÃO
COM RELAÇÃO
AO ÉTER (%)
1
86,38
17,28
31,09
2
84,34
16,86
30,36
3
84,24
16,84
30,32
A Tabela 4 nos mostrou que o índice de recuperação da amostra na extração
foi baixo tanto em relação ao volume da amostra de resíduo quanto ao éter utilizado.
Lembrando que na reação do exame de colesterol, o fenol em presença da
peroxidase tem como produto final a Quinonaimina e água (2.1.1), podendo ser esse
um motivo para os resultados encontrados.
A partir das amostras colhidas nos dias 03.11.08 e 04.11.08 foram
determinadas as concentrações de fenol em triplicatas objetivando melhor evidenciar
a reprodutibilidade dos resultados do fenol e da variação de sua concentração no
decorrer do tempo.
Após 48 horas foi possível observar decréscimo nas concentrações de fenol em
ambas as amostras. Nas amostras coletadas no dia 03.11.08 foram detectadas em
média 261,0 µg ml-¹ com zero hora em repouso, permanecendo com suas
concentrações em 80,3 µg ml-¹ em média após dois dias (48 horas). Concentração
essa, 522 vezes maior que o permitido pela Legislação em vigor para descarte que é
de 0,5 µg ml-¹ no momento do descarte em pia e 160,6 vezes maior que o permitido,
49
mesmo tendo se passado horas. As Figuras 32 e 33 a seguir nos mostram dados
obtidos através de recálculo dos mesmos, necessários uma vez que esses dados
foram obtidos pelo (método1), método diferente do utilizado na seqüência de amostras
que foram coletadas e congeladas para posteriores análises, sendo possível
visualização da caída de concentração.
Concentração de Fenol (ug ml -1)
320
280
y = -4,159x + 295,7
R2 = 0,8391
240
200
160
120
80
40
0
0
10
20
30
40
50
60
Tempo (Horas)
Figura 32 - Gráfico da relação da concentração de fenol em relação ao tempo, das amostras
do laboratório semi-automatizado coletada dia 03.11.08 (método 2).
Da mesma maneira foi possível observar decréscimo nas concentrações de
fenol nas amostras coletadas no laboratório automatizado no dia 04.11.08. Tendo sido
detectada queda nas concentrações de fenol no decorrer dos dois dias (48 horas)
partindo as mesmas de uma concentração de 71, 28 µg ml-¹, chegando a zero, esses
Concentração de Fenol (ug ml -1)
dados foram obtidos por recálculo.
100
80
y = -1,7021x + 90,382
R2 = 0,7424
60
40
20
0
0
10
20
30
40
50
60
Tempo (horas)
Figura 33 - Gráfico da relação da concentração de fenol em relação ao tempo das amostras do
laboratório automatizado coletada dia 04.11.08 (método 2)
50
Através dos resultados da Tabela 33, foi possível perceber um declínio mais
acentuado na concentração de fenol por parte dos resíduos do laboratório hospitalar
com o passar das horas comparando-se com os dos resíduos clínicos. Podendo ter
uma explicação na variação dos volumes das soluções, sendo as soluções do
laboratório automatizado, mais volumosas tanto em quantidade quanto em número de
substâncias utilizadas, comparando-se às do laboratório semi-automatizado.
A Figura 34 mostra as alíquotas dessa mesma amostra coletadas em 03.11.08
do laboratório semi-automatizado. Cujas extrações e análises aconteceram em outro
momento e sob outras condições de análises (método 3). Tais dados permitem
averiguar um decréscimo de resultados na concentração da substância analisada uma
vez que em zero hora de repouso a concentração encontrada por recálculo foi de
261,0 µg ml-¹, havendo um decréscimo da concentração, porém mesmo com o passar
dos dias, sendo que com 30 dias em repouso tal concentração ainda era de 246,11
µg.ml-¹. Através desta figura foi possível observar presença de fenol mesmo com 65
Concentração de Fenol (ug mL -1)
dias em repouso numa concentração de 233,57 µg.ml-¹.
270,00
240,00
y = -0,4311x + 261,7
R2 = 0,9534
210,00
0
10
20
30
40
50
60
70
Tempo (Dias)
Figura 34 - Gráfico da relação da concentração de fenol em relação ao tempo das amostras do
laboratório semi-automatizados coletada dia 03.11.08 (método 3).
51
Diferente aconteceu com as amostras coletadas em 04.11.08 do laboratório
automatizado. Observou-se que as concentrações de fenol tenderam a se manter
constantes, apesar do ligeiro acréscimo de concentração próximo ao 30° dia, podendo
ter sido decorrente da quimiosorção da coluna, onde algum dos componentes
orgânicos da mistura se liga a fase estacionária quimicamente. Além da possibilidade
de ter sido a própria espessura do filme de coluna utilizada, cerca de 0,15 mm um
coadjuvante importante na aquisição de tais respostas. Peixe, 2006 propunha
utilização de filme com 1,5mm de espessura. A Figura 35 nos mostra a variação de
comportamento das análises com relação às anteriores, uma vez que tais amostras
foram analisadas utilizando o mesmo método para curva de calibração (método 3). O
Concentração de Fenol (ug mL -1)
gráfico explica apenas 36,1% do experimento.
120
80
y = -0,0092x 2 + 1,0066x + 68,349
R2 = 0,3613
40
0
0
10
20
30
40
50
60
70
Tempo (dias)
Figura 35 - Gráfico da relação da concentração de fenol em relação ao tempo das amostras
do laboratório automatizado coletadas dia 04.11.08 (método 3)
Mediante tais resultados encontrados e em busca de melhores esclarecimentos
sobre a degradação do fenol com o passar dos dias, as amostras colhidas em
28.01.09 foram analisadas. As Figura 36 e 37 evidenciam as tendências das amostras
do laboratório semi-automatizado e automatizado sob o mesmo método de análises.
As amostras do clínico tiveram queda em sua concentração em seguida tenderam a
estabilizar enquanto que as do laboratório automatizado tiveram suas concentrações
estabilizadas após um crescimento de suas concentrações, ambas em patamares de
concentração elevados. As do laboratório clínico decrescendo de 79,66 a 70,20,
próximo do 30° dia e as do laboratório hospitalar crescendo de 20,70 a 28,20 próximo
52
ao 60° dia em repouso. Dados que nos leva acreditar que realmente houve a
quimiosorção da coluna em uso e assim não sendo possível observar a variação de
Concentração de Fenol (ug ml -1)
concentração do fenol.
y = 0,0338x 2 - 1,4951x + 82,787
R2 = 0,7611
90
75
60
45
30
15
0
0
5
10
15
20
25
30
35
Tempo (dias)
Figura 36 - Gráfico da relação da concentração de fenol em relação ao tempo das amostras
do laboratório semi-automatizado coletadas dia 28.01.09 (método 3).
Concentração de Fenol (ug ml -1)
35,0
30,0
25,0
20,0
y = -0,0036x 2 + 0,3531x + 20,199
R2 = 0,8937
15,0
10,0
5,0
0,0
0
10
20
30
40
50
60
70
Figura 37 - Gráfico da relação da concentração de fenol em relação ao tempo das amostras
do laboratório automatizado coletadas dia 28.01.09 (método 3).
53
Em ambas as adaptações do Protocolo de Peixe (2006), foi retirado o NaCl.
Sua adição, no entanto poderia vir a diminuir a solubilidade de uma substância
orgânica na água, aumentando a distribuição do composto orgânico em um
determinado solvente orgânico, fenômeno esse chamado de salting-out.
A epidemiologia na saúde ambiental impõe desafios aos empreendedores,
tendo na interdisciplinaridade, o envolvimento das inúmeras disciplinas do
conhecimento nas discussões do monitoramento das situações de riscos e efeitos à
saúde relacionados ao ambiente e a multidisciplinaridade, essencial, comportando
uma enorme quantidade de abordagens e articulações inter e transdisciplinares que
compreendem o ambiente como resultado de processos ecológicos conduzidos pela
sociedade, mediante aplicação de metodologias e técnicas com as quais os humanos
interagem com a natureza e quando se pensa em uma possível contribuição da
mesma deve ser considerada o processo de produção-ambiente-saúde (PALÁCIOS,
2004).
Teoricamente, a concentração do reativo de colesterol utilizado em ambos os
serviços corresponde à 28 mmoles/L. Cada mol de fenol corresponde à 94g, 1mmol
corresponde à 94 mg e 0,028 mmoles, que foi a concentração do reativo de colesterol
utilizado corresponde a 2,63 mg/mL. Comparando-se os serviços levando-se em
consideração uma média de 20 exames de colesterol por dia (Tabela 5), no caso do
laboratório semi-automatizado descartaria 2,63 mg de fenol por exame realizado, pois
se utiliza 1,0 mL do reativo para cada reação. Já no automatizado esse descarte seria
de 1/3 menos por utilizar cerca de 0,3 mL do reativo por exame. Com relação as
amostras, no laboratório semi-automatizado se é utilizado 10 µL enquanto que no
hospital
apenas 3 µL.
A Tabela 5 evidencia as expectativas teóricas das
concentrações de descarte de fenol em pia numa rotina de vinte pacientes tanto de
um laboratório semi-automatizado quanto automatizado e nos mostra que pode as
concentrações tão elevadas como as esperadas mas que estão muitas vezes acima
do permitido pela Legislação.
54
Tabela 5 - Expectativas teóricas das concentrações de descarte de fenol
LOCAIS DE COLETA
QUANTIDADE
DE FENOL /
20 EXAMES
(mg)
DESCARTE
(ml)
FENOL
DESCARTADO
(mg/L)
QUANTIDADE DE
VEZES MAIS QUE
CONC.PERMITIDA
(0,5 µg ml-¹)
20 EXAMES
AUTOMATIZADO
52,60
20,20
2603,96
5207,92
LAB. AUTOMATIZADO
15,93
6,06
2628,71
5257,42
LAB. SEMI-
É necessário que as análises aconteçam sem que haja repetições, a partir de
um controle de qualidade atuante, onde os profissionais busquem a precisão de seus
resultados, através de sua reprodutibilidade e a exatidão dos mesmos sem que para
tanto estejam repetindo incessantemente o número de reações, descartando
aleatoriamente substâncias poluentes ao meio, agredindo e sendo causa de riscos a
saúde pública e ao meio e que de maneira sistemática podem-se reconstruir as
situações que envolvem as relações saúde-ambiente a partir de elementos como o
poluente, o ambiente, a população exposta.
A determinação experimental da concentração das amostras foi obtida a partir
do da correlação do sinal (área) de cada componente obtido no equipamento com as
das amostras padrão. Assim, sendo obtida uma relação entre a concentração do
composto de interesse e a área do padrão. Através da Cromatografia Gasosa,
utilizando-se a metodologia de (Peixe, 2006), foi possível no decorrer da pesquisa
qualificar o fenol tanto nas amostras do laboratório clínico quanto nas do laboratório
hospitalar, porém não foi possível quantificá-lo. Por isso foram propostos os ajustes
que se seguiram ao protocolo, devido a necessidade buscar a quantificação exata do
fenol nas mesmas, acreditando-se que o não sucesso teria sido por conta da não
extração do padrão interno utilizado, o Nitrobenzeno. Na realidade, a metodologia
proposta era para urina e não para uma mistura aquosa de resíduos composta das
mais diversas qualidades de reativos em concentrações diversas.
Por ser o fenol tóxico aos microorganismos e organismos aquáticos, o
tratamento biológico se torna mais difícil à medida que a concentração de fenol
aumenta, sendo preferível a alternativa da extração por solvente, o éter di-isso55
propílico é citado como possível solvente capaz de extrair fenol de água, mas que não
apresentam em literatura dados experimentais de equilíbrio líquido-líquido para o
sistema formados com fenol e água.
56
5. CONCLUSÃO
Os teores de fenol das amostras de ambos os serviços, no momento de
descarte em pia estavam acima do permitido pela Legislação em vigor.
Foi possível observar a queda da concentração de fenol com o passar de horas
(dois dias). No entanto, sua meia-vida não foi possível ser identificada. Devido aos
resultados das amostras seguintes tenderem a uma constância de concentrações.
A metodologia de (Peixe, 2006), não nos permite validar essa técnica para
extração de fenol em resíduos, pela complexidade das amostras sanguíneas e
condições dos estudos nesta área.
Assim sendo, faz-se necessário um cuidado especial com o descarte dos
resíduos provenientes do setor da bioquímica de laboratórios de análises clínicas. Por
ser um setor rico na utilização de substâncias químicas, muitas vezes não totalmente
decompostas e que vir a ser causa de agravos à saúde e ao meio ambiente.
57
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