1 Universidade Federal da Bahia Escola de Medicina Veterinária e Zootecnia Programa de Pós Graduação em Ciência Animal nos Trópicos ESTUDO DA RESISTÊNCIA ANTI-HELMÍNTICA EM POPULAÇÕES DE NEMATOIDES GASTRINTESTINAIS DE CAPRINOS DO MUNICÍPIO DE CANSANÇÃO, BAHIA Simone Lopes Borges Salvador - Bahia 2013 2 SIMONE LOPES BORGES ESTUDO DA RESISTÊNCIA ANTI-HELMÍNTICA EM POPULAÇÕES DE NEMATOIDES GASTRINTESTINAIS DE CAPRINOS DO MUNICÍPIO DE CANSANÇÃO, BAHIA Dissertação apresentada à Escola de Medicina Veterinária e Zootecnia da Universidade Federal da Bahia, como requisito para a obtenção do título de Mestre em Ciência Animal nos Trópicos, na área de Saúde Animal. Área de veterinária Concentração: Orientadora: Prof. Dra. Maria Angela Ornelas de Almeida Co-Orientadora: Prof. Dra. Mariana Borges Botura Salvador – Bahia 2013 Parasitologia 3 SIMONE LOPES BORGES ESTUDO DA RESISTÊNCIA ANTI-HELMÍNTICA EM POPULAÇÕES DE NEMATOIDES GASTRINTESTINAIS DE CAPRINOS DO MUNICÍPIO DE CANSANÇÃO, BAHIA Dissertação defendida e aprovada pela comissão examinadora em 19 de fevereiro de 2013. Comissão Examinadora: ___________________________________________ Profª. Drª Maria Angela Ornelas de AlmeidaUniversidade Federal da Bahia Orientadora ___________________________________________ Prof. Dr. George Rêgo Albuquerque Universidade Estadual da Santa Cruz ____________________________________________ Profª. Drª Silvia Lima Costa Universidade Federal da Bahia SALVADOR-BA FEVEREIRO - 2013 4 BIOGRAFIA DO AUTOR SIMONE LOPES BORGES - filha de Sostenes Carvalho Borges e Maria Suzana Lopes Borges nasceu em 01 de outubro de 1981, na cidade de Conceição do Coité, no estado da Bahia. Iniciou o curso de graduação em Medicina Veterinária 01 de março de 2005 e em 05 de agosto de 2010 concluiu a graduação. Em 01 de março de 2011, ingressou na Pós-graduação em Ciência Animal nos Trópicos pela Universidade Federal da Bahia, sob orientação da professora Dra. Maria Angela Ornelas de Almeida, defendendo a dissertação de mestrado em 19 de Fevereiro de 2013. 5 Este trabalho é dedicado a minha mãe Maria Suzana Lopes Borges por exercer fundamental apoio em todas as etapas de minha formação profissional, propiciando coragem e determinação para continuar e superar os obstáculos impostos. 6 AGRADECIMENTOS A Deus, por ter me proporcionado força e coragem para conclusão de mais uma etapa da vida. A meus pais, Sóstenes Carvalho Borges e Maria Suzana Lopes Borges, meus irmãos Rodrigo Lopes Borges, Malena Lopes Borges e Mary Jose Lopes Carneiro, e demais familiares por todo carinho, confiança, assim como, a compreensão da necessidade da ausência nas diversas datas comemorativas. A minha orientadora, Professora Maria Angela Ornelas de Almeida pela confiança, amizade e paciência desde a época de iniciação cientifica. A minha Co-orientadora Mariana Borges Botura, por estar sempre disponível nos momentos de necessidade, assim como sugestões relevantes nesse trabalho desenvolvido. Aos colegas de profissão e amigos formados durante essa trajetória, Sabrina Lambert, Sandra Nishi, Barbara Paraná, Lívia Ribeiro, Carlos José Souza Filho, Hélimar Lima e Natalia pela ajuda na execução das etapas do experimento e paciência de conviver durante esses momentos estressantes. Ao laboratório de Toxicologia (LATOX) da Escola de Medicina Veterinária e Zootecnia, pela concessão dos equipamentos necessários para desenvolvimento da pesquisa. A coordenação Aperfeiçoamento de pessoal de Nível Superior (CAPES) pela concessão da bolsa de estudos. 7 LISTA DE FIGURAS REFERENCIAL TEÓRICO Página Figura 1. Distribuição da população caprina no Brasil (FAO, 2010) 04 Figura 2. Situação da resistência anti-helmíntica no Nordeste Brasileiro 18 8 LISTA DE GRÁFICOS CAPÍTULO 1 Gráfico 1. Média e desvio padrão do percentual de inibição, por Página 36 tiabendazole, da eclosão de ovos de nematódeos gastrintestinais de caprinos entre as áreas Alto Lindo, Morada Nova, Nova Vida e Belo Monte Gráfico 2. Média e desvio padrão do percentual de migração de larvas de nematódeos gastrintestinais de caprinos após incubação com ivermectina 37 9 LISTA DE TABELAS CAPÍTULO 1 Tabela 1. Médias das contagens de ovos nas fezes (OPG) de caprinos Página 31 e percentuais de eficácia de anti-helmínticos por áreas do município de Cansanção Tabela 2. Médias das contagens de ovos nas fezes (OPG) de caprinos 33 e percentuais de eficácia da moxidectina e closantel na área de Belo Monte do município de Cansanção. Tabela 3. Eficácia (%) do albendazole, levamisole, ivermectina para 34 os gêneros Haemonchus e Trichostrongylus de caprinos Tabela 4. Percentuais de eficácia da ivermectina pelo Teste de 38 Migração Larvar, por áreas do município de Cansanção Tabela 5. Concentração efetiva (CE50) de thiabendazole para o Teste de Eclosão de Ovos e CE50 e coeficiente de determinação (R2) para ivermectina para o Teste de Migração Larvar 39 10 BORGES, S.L. Estudo da resistência anti-helmíntica em populações de nematoides gastrintestinais de caprinos do município de Cansanção, Bahia. Salvador, Bahia, 2013, 73pg. Dissertação (Mestrado em Ciência Animal nos Trópicos) – Escola de Medicina Veterinária e Zootecnia, Universidade Federal da Bahia. RESUMO A produção de caprinos, no nordeste brasileiro, apresenta uma importante função social e econômica, sendo responsável por geração de emprego e renda para os pequenos produtores. No entanto, os rebanhos caprinos são acometidos por helmintos gastrintestinais que afetam o desempenho desses sistemas pecuários, necessitando de medidas de controle das parasitoses para evitar as perdas econômicas, decorrentes da morbidade e mortalidade dos animais. O controle das verminoses gastrintestinais tem sido realizado com antiparasitários de amplo aspecto e poder residual. Contudo, a dosificação inadequada e a frequência constante de tratamentos têm causado a seleção de populações de parasitos geneticamente resistentes aos anti-helmínticos. A resistência parasitária é observada quando há perda de eficácia de composto químico contra os parasitos, após sucessivos tratamentos. Esse estudo foi promovido com objetivo de estimar a resistência anti-helmíntica aos benzimidazois e avermectinas através dos testes de Eclosão de ovos, de migração larvar em ágar modificado e de Redução da Contagem de Ovos nas Fezes em caprinos no município Cansanção no estado da Bahia. Nematódeos resistentes aos benzimidazois, lactonas macrociclicas, levamisole e closantel foram encontrados em rebanhos caprinos em região semiárida em teste in vivo e in vitro, e a alta frequência de resistência foi registrada em diferentes áreas de estudo. Palavras chaves: BZs, lactonas macrocíclicas, pequenos ruminantes, resistência, testes in vivo, testes in vitro 11 BORGES, S.L. Study of anthelmintic resistance in populations of goat gastrointestinal nematodes in the municipality of Cansanção, Bahia. Salvador, Bahia, 2013, 73pg. Dissertation (Master's degree of Animal Science in Tropics) – School of Veterinary Medicine and Livestock, Federal University of Bahia, 2013 SUMMARY In the northeastern Brazil, goat production has an important social and economic function, generating employment and income for small farmers. However, goat herds are affected by gastrointestinal helminths that reduce the performance of these livestock systems, requiring control measures to prevent parasitic economic losses, arising from the morbidity and mortality of animals. The control of gastrointestinal worms have been conducted by using broad spectrum antiparasitic drugs and residual power. However, inadequate dosage and constant treatments have caused the selection of populations of genetically resistant parasites to anthelmintics. The parasitic resistance is observed when there is a loss of efficacy of a chemical compound against the parasite, after successive treatments. This study was promoted with the objective of estimate anthelmintic resistance to benzimidazoles and avermectins through Egg Hatch Inhibition, Larval Migration inhibition and Faecal egg count reduction test in goats in Cansanção municipality in the state of Bahia . Nematodes resistant to benzimidazoles, macrocyclic lactones, levamisole and closantel were found in goat herds in semiarid region by in vivo and in vitro tests, and high frequency of resistance was recorded in different areas of study. Palavras chaves: BZS, macrocyclic lactones, small ruminants, resistance, in vivo tests, in vitro 12 SUMÁRIO Estudo da resistência anti-helmíntica em populações de nematoides ......... Página gastrintestinais de caprinos do município de Cansanção, Bahia Introdução .............................................................................................................................. 14 Referencial Teórico .............................................................................................................. 17 1. Caprinocultura no Brasil e no Nordeste ............................................................................... 17 2.Nematódeos gastrintestinais ................................................................................................. 19 3. Fatores que influenciam o parasitismo dos caprinos ........................................................... 20 4. Anti-helmínticos .................................................................................................................. 25 4.1. Mecanismo de ação e desenvolvimento da resistência ..................................................... 25 5. Resistência anti-helmíntica .................................................................................................. 29 5.1. Problemática da Resistência ............................................................................................. 29 5.2. Detecção da Resistência anti-helmíntica por ensaios in vivo ........................................... 30 5.3. Detecção da Resistência anti-helmíntica por ensaios in vitro .......................................... 32 Objetivo .................................................................................................................................. 37 Capítulo 1 Resistência anti-helmíntica múltipla em rebanhos caprinos no bioma caatinga Resumo ......................................................................................................................... 38 Abstract ......................................................................................................................... 38 Introdução ..................................................................................................................... 39 Material e Métodos ....................................................................................................... 40 13 Resultado ...................................................................................................................... 44 Discussão ...................................................................................................................... 44 Conclusão ..................................................................................................................... 54 Referências Bibliográficas ............................................................................................ 55 Considerações Finais .................................................................................................. 59 Referências Bibliográficas ......................................................................................... 60 14 INTRODUÇÃO A produção de caprinos, no nordeste brasileiro, apresenta uma importante função social e econômica, sendo responsável por geração de emprego e renda para os pequenos produtores. A caprinocultura é uma atividade estratégica para o desenvolvimento da região Nordeste, apesar de apresentar ainda níveis muito pobres de desempenho. O centro geral do efetivo caprino encontra-se nesta região (98% da população), sendo a Bahia o maior estado produtor, seguido de Pernambuco, Piauí, Ceará e Paraíba (IBGE, 2010). Porém, quando se analisa a evolução da população caprina, verifica-se uma assimetria, com queda expressiva nos últimos anos, em virtude da substituição de caprinos pelos ovinos em algumas regiões e a introdução e desenvolvimento da agricultura irrigada, principalmente nos polos de fruticultura. Associados a estes fatores, o sistema de produção de caprinos sofre com a deficiência alimentar e o elevado parasitismo dos animais, dois grandes entraves para a sustentabilidade desta atividade. Outro problema em potencial para caprinocultura é a fragilidade do bioma caatinga, pela degradação dos seus recursos físicos e bióticos, especialmente o déficit hídrico. O produtor convive com ambientes completamente opostos, no período das chuvas ou de seca prolongados, com alto índice de morbidade e mortalidade dos animais. Sem dúvida alguma a infecção por nematoides gastrintestinais (NGIs) é um dos grandes gargalos para exploração caprina. Os rebanhos caprinos são acometidos por helmintos gastrintestinais que afetam o desempenho desses sistemas pecuários, necessitando de medidas de controle das parasitoses para evitar as perdas econômicas (JACKSON e MILLER, 2006). No estudo de diagnóstico da Situação de Saúde da População Caprina do Município de Cansanção, Bahia, 99% dos 100 pecuaristas familiares questionados, 15 indicaram a verminose como principal problema de saúde dos animais (dados não publicados). As nematodeoses gastrintestinais constituem uma dos principais problemas sanitários a pecuária, e são causadas especialmente pelos gêneros Haemonchus, Trichostrongylus, Strongyloides e Oesopagostomum. As infecções são geralmente mistas e os animais podem apresentar perda de peso, diarreia, desidratação, anemia, redução da produção de leite e alterações reprodutivas (VIEIRA, 2005). Diante destes fatos o controle de parasitos é uma das estratégias para garantir a sustentabilidade da cadeia produtiva caprina e para isto dispomos de tecnologias básicas, sociais e inovadoras. Contudo, a pesquisa sobre parasitoses de caprino é muito pobre quando comparada a espécie ovina e nem sempre o modelo ovino é apropriado para caprinos. Por outro lado, as diretrizes do Programa Nacional de Sanidade dos Caprinos e Ovinos sobre a forma de intervenção no processo Saúde-doença, tratam as parasitoses como doença de manejo, portanto não é necessário o controle sanitário oficial, pois não impõem restrições ao comércio de animais e seus produtos, ficando este controle a cargo do produtor. Um dos grandes desafios para o controle de nematoides é a escolha de critérios de seleção de caprinos, para o tratamento anti-helmíntico. Vários indicadores como os parasitológicos, patofisiológicos e de desempenho produtivo, vem sendo estudado, objetivando dificultar o desenvolvimento da resistência anti-helmíntica, em virtude da ocorrência da resistência múltipla em vários rebanhos caprinos no Brasil (BARRETO et al. 2005; LIMA, M. et al. 2010; VIEIRA e CAVALCANTE, 1999; MELO et al. 2009) O anti-helmíntico é um componente indispensável nos programas de controle de NGIs, contudo poucos registros de medicamentos anti-helmínticos discrimina o caprino (RINALDI et al., 2012) e a alta frequência de tratamentos e uso de subdoses (KUMSA e 16 ABEBE, 2009) e a rotação contínua de bases químicas tem favorecido o surgimento da resistência (BARNES e DOBSON, 1990). A resistência parasitária é observada quando há perda de eficácia de composto químico contra os parasitos, após sucessivos tratamentos (CONDER e CAMPBELL, 1995), com redução da carga parasitária inferior a 95% (MOLENTO et al., 2004). No tratamento das nematodeoses são empregados principalmente os três grupos de anti-helmínticos: benzimidazóis, que se ligam à β-tubulina e evitam a polimerização dos dímeros de tubulina em microtúbulos, e também inibem a fumarato-redutase e o transporte de glicose; imidazotiazóis que são agonistas de receptores de acetilcolina e provocam contração muscular e paralisia e as lactonas macrocíclicas e milbemicinas, que abrem canais de cloro direcionados por glutamato e ocasionam paralisia da neuromusculatura, inclusive da faringe (AYRES e ALMEIDA, 1996; COLES et al., 2006). Apesar da complexidade destes mecanismos de ação, o tratamento anti-helmíntico não elimina todos os nematoides adultos suscetíveis do hospedeiro (LEIGNEL e HUMBERT, 2001). Assim sendo, os helmintos que sobrevivem à utilização constante desses medicamentos passam esta característica a sua progênie, assegurando o desenvolvimento progressivo de populações resistentes (PAPADOPOULOS, 2008; PRICHARD, 2001) Diante deste panorama, várias metodologias vêm sendo aplicadas para o diagnóstico da resistência parasitária aos anti-helmínticos, pois o conhecimento da distribuição da resistência é necessário para redução do impacto da infecção parasitária nas criações de caprinos, por melhoria do manejo e racionalização da pecuária. Por este motivo, no presente estudo testamos a eficácia de benzimidazois, lactonas macrocíclicas, levamisole e closantel para nematoides de caprinos em região semiárida. 17 REFERENCIAL TEÓRICO 1. Caprinocultura no Brasil e no Nordeste A caprinocultura é uma das atividades econômica explorada mundialmente, com um rebanho estimado de 745 milhões de cabeças (FAO, 2010). O Brasil possui aproximadamente 9,3 milhões, distribuídos em todas as regiões do país, mas com maior concentração na região Nordeste (98%) (Fig. 01), com destaque para o Estado da Bahia que possui o maior rebanho do país, com cerca de 2,8 milhões, o que representa 30,6% do efetivo nacional, seguida de Pernambuco (18,6%), Piauí (14,9%) e Ceará (11%) (IBGE, 2010). Figura 1: Distribuição da população caprina no Brasil (FAO, 2010). Uma série de aspectos justifica esse número de caprinos no nordeste brasileiro, entre estes se destacam a capacidade de adaptação ao ambiente semiárido e a função socioeconômica por consistir em uma fonte de renda complementar de subsistência dos criadores, oportunidades de emprego e fixação do homem no campo (MORAES NETO et al., 2003). Além disso, esta atividade não exige altos investimentos em infraestrutura 18 e na aquisição de animais, além de apresentar rápido retorno do capital investido (NOGUEIRA FILHO; ALVES, 2002). No estado da Bahia, 80% dos rebanhos de caprino concentram-se na região do semiárido, sendo as principais regiões produtoras são Remanso, Casa Nova, Curaçá, Juazeiro, Uauá e Monte Santo. O município de Cansanção possui o segundo maior rebanho de caprinos do território do sisal, com 36.127 cabeças, estando em primeiro lugar o município de Monte Santo (87 mil) (SEI, 2010). Os principais produtos da caprinocultura na Bahia são a carne e a pele/couro, possuindo um grande diferencial competitivo no mercado de carne, por ser considerada pela comunidade internacional (OIE), zona livre de aftosa, podendo comercializar seus produtos para outros estados e países. Porém, um fator limitante da comercialização está relacionado com a qualidade e a uniformidade dos produtos oferecidos, visto que é estimado que mais de 90% do abate total da carne de caprinos ainda é clandestino, contribuindo inclusive para riscos para a saúde dos consumidores (CONAB, 2006). Apesar de numericamente expressiva, a caprinocultura baiana tem apresentado níveis reduzidos de desempenho, baixo padrão racial dos animais, difusão tecnológica incipiente, inadequada assistência técnica e gerencial, desarticulação dos atores da cadeia produtiva, inexistência de estudos de mercados, baixo nível de capacitação dos produtores, limitados recursos forrageiros e hídricos, carência de laboratórios especializados e sem falar na baixa qualidade das peles que veem contribuindo significativamente para que os resultados da exploração de caprinos no Nordeste não sejam compensatórios e não apresentem competitividade, considerando as exigências crescentes do mercado globalizado (NOGUEIRA FILHO e ALVES, 2002; ROSANOVA, 2004). 19 Esses problemas acontecem principalmente, por haver um grande percentual de rebanhos caprino em posse de pequenos produtores, sendo explorados em sistema extensivo onde são adotadas práticas inadequadas de manejos alimentar e sanitário e por deficiência na difusão de tecnologias economicamente viáveis à região para a atividade pecuária. Desta forma, se faz necessário promover o uso de tecnologias adequadas, visando melhorias na produção, sustentabilidade e no desenvolvimento local e regional, gerando excedentes para os subsistemas de produção, processamento e distribuição (NETO et al., 2011; ROSANOVA, 2004). 2. Nematódeos gastrintestinais de caprinos Em criações extensivas de caprinos, o parasitismo gastrintestinal é um dos maiores obstáculos na obtenção de bons índices zootécnicos (RINALDI et al., 2012) sendo estes responsáveis por perdas econômicas (SILVA et al., 2003). Caprinos da região nordeste do Brasil são mais frequentemente parasitados por Haemonchus contortus, Trichostrongylus colubriformis, Strongyloides papillosus e Oesophagostomum columbianum (VIEIRA et al., 1997), sendo que o gênero Haemonchus tem maior ocorrência nos rebanhos caprinos (ALMEIDA, et al. 1997; LIMA, M. et al., 2010; MELO et al., 2003). As alterações fisiológicas e comportamentais mais comuns observadas em ruminantes parasitados com nematódeos relacionam-se a disfunção gástrica, diminuição da ingestão de alimentos e consequentemente perda de peso e mudanças nos metabolismos energético, proteico e mineral levando a diarreias e em alguns casos a morte do animal (FOX et al., 1993; SARGISON et al., 2012). Haemonchus contortus é também mais prevalente nos caprinos de regiões temperadas (HOSTE et al., 2010; RINALDI et al., 2007). Este parasito tem ação espoliativa sobre a mucosa do abomaso e devido seu habito hematófago podem causar anemia severa, edema submandibular, ascite e letargia (TAYLOR et al., 2010). Em relação ao gênero 20 Trichostrongylus, duas espécies acometem os caprinos, T.axei e T. colubriformis que se localizam, respectivamente, no abomaso e intestino delgado e causam diarreias prolongadas e como consequencia perda rápida de peso (Bizimenyera et al., 2006). Outro nematódeo frequente em caprinos é o genero Oesophagostomum, cuja as larvas migram pela mucosa do intestino, levando a formação de nódulos, em decorrência de reação inflamatória com presença de neutrófilos e macrófagos (NWOSU et al., 2012). A infecção por este nematódeo provoca nesses animais uma diarreia esverdeada, rápida perda de peso e prostração (TAYLOR et al., 2010). 3. Fatores que influenciam o parasitismo dos caprinos As interações de fatores alimentar, ambiental e imunitário, regulam o complexo sistema da relação hospedeiro-parasita-ambiente nas infecções parasitárias (HOSTE et al., 2008). Em condições de semiárido nordestino, os caprinos são criados em sua maioria em sistemas extensivos, alimentando-se de vegetações nativas e demonstram um comportamento seletivo quando comparados a ovinos, ingerindo além de gramíneas, espécies arbustivas principalmente em períodos de seca (HOSTE et al., 2001). Por possuírem dietas compostas por forrageiras arbustivas, as espécies caprinas são mais vulneráveis a infecções por nematódeos gastrintestinais (NGI) do que ovinas, provavelmente por não terem sidos expostos durante o processo de domesticação a cargas parasitárias elevadas (COSTA JÚNIOR et al., 2005). VLASSOFF et al. (1999) afirma que alguns fatores como frequência de exposição e idade dos caprinos quando acometidos por helmintoses levam precocemente a sinais clínicos da infecção. Isso ocorre, devido pequenos ruminantes naturalmente infectados 21 responderem imunologicamente de maneiras distintas ao parasitismo por NGI ainda que compartilhando o mesmo pasto. Outro fator que favorece o parasitismo é a gestação. Fêmeas preenhes mostram-se mais susceptíveis às infecções parasitárias em decorrência de uma resposta imunológica menos eficiente para promover condições de crescimento seguro ao feto. No entanto, no terço final de gestação a imunodeficiência favorece a infecção por nematódeos e as fêmeas apresentam maior taxa de excreção de ovos nas fezes, o que aumenta a contaminação das pastagens e, por conseguinte dos neonatos. Conforme relatado por Pinto et al. (2008) que as maiores contagens de OPG foram coincidentes com a maior concentração de partos, existindo uma relação direta entre a eliminação de ovos de nematódeos gastrintestinais em fêmeas da espécie caprina próximo ao parto. Trabalhos realizados por Hennessy (1993) e Sangster (1991) mostraram que os comportamentos farmacocinéticos de medicamentos anti-helmínticos de amplo espectro são diferenciados entre as espécies de pequenos ruminantes. Caprinos apresentam biotransformação mais acelerada e consequentemente uma menor biodisponibilidade sistêmica dos anti-helmínticos sob os nematódeos em relação aos ovinos, o que explica que a pratica de sub-dosagens induzem parcialmente taxas de eficácia reduzidas aos tratamentos com anti-helmínticos (SILVESTRE et al. 2002a). Hennessy (1997) e Torres-Acosta (2008) sugerem a necessidade de administrar doses mais elevadas em cabras para alcançar uma maior eficácia. No entanto, Hennessy (1997) sugerem dupla aplicação do medicamaneto em caprinos, sendo administrada outra dose, 12 horas após a primeira aplicação garantindo assim que o principio ativo permaneça mais tempo presente no plasma. Fenômenos relacionados ao parasito podem garantir seu desenvolvimento e sobrevivência, a exemplo da Hipobiose, mecanismo pelo qual NGIs asseguram sua sobrevivência no hospedeiro. Com metabolismo reduzido, larvas podem permanecer inativas por meses, a espera de condições favoráveis de crescimento (COSTA, 2011). 22 Quando as condições climáticas melhoram, a maturação dessas larvas se normaliza promovendo uma rápida contaminação do pasto (ROMERO e BOERO, 2001). Segundo Vieira et al. (1997) esse mecanismo é comum em regiões tropicais e subtropicais e em períodos secos. A capacidade de gerar o maior número de indivíduos possíveis ao longo do tempo se caracteriza o potencial biótico de uma espécie de parasita (ARMOUR, 1980). Espécies de nematódeos possuem taxas de posturas que foram moldadas conforme a sua adptações ao ambiente. A exemplo, o gênero Haemonchus apresenta a maior oviposição entre helmintos, entre 5.000 e 10.000 ovos por dia (ROMERO e BOERO, 2001). As condições climáticas favoráveis ao desenvolvimento e sobrevivência dos NGIs no semiárido nordestino, ocorrem em meados da estação chuvosa e início da estação seca. Desta forma, tratamentos preventivos são capazes de impedir a ocorrência de surtos por reduzir a contaminação das pastagens no período de crescimento das larvas (COSTA et al., 2009). Entre os fatores ambientais que influenciam a atividade de eclosão de ovos e desenvolvimento de larvas infectantes destacam-se a temperatura, umidade e índices pluviométricos (STROMBERG, 1997), sendo estes parâmetros climáticos determinantes no processo de desenvolvimento do ovo e da infectividade das larvas (O'CONNOR et al., 2006). Smith (1990) mostrou que larvas de H. contortus levaram 16 dias para eclodirem a 10°C e que o aumento da temperatura para 37,8 °C reduziu o tempo de eclosão para 2,5 dias. De acordo com Zajac (2006) faixas de temperaturas variando de 10°C a 36°C e clima quente e úmido são ideais para o desenvolvimento dos estagios larvais de Trichostrongylideos. Conforme este último autor, a depender das espécies de parasitas e das condições climáticas a eles atribuídas, larvas infectantes de NGIs podem sobreviver no pasto por longos períodos, uma vez que a bainha que envolve os estádios infectantes capacitam os parasitas a resistir a condições adversas do ambiente. 23 Para prolongar a sobrevivência em variações drásticas impostas pelo ambiente, larvas de nematódeos de ruminantes utilizam a anidrobiose como um comportamento adaptativo (CROWE e CROWE, 1992), esses parasitos são capazes de tolerar até sete ciclos de dessecação e reidratação sem influenciar no desenvolvimento de larvas no meio ambiente (LETTINI e SUKHDEO, 2006). A associação de métodos alternativos e a utilização correta dos anti-helmínticos para controlar as infecções são preconizados, como a menor frequência de tratamentos, sem evitar por completo a exposição dos ruminantes aos parasitas, uma vez que este contato é necessário para o estímulo à resposta imune dos primeiros (CEZAR et al. 2008; FLOATE, 2006; MARTÍNEZ e LUMARET, 2006; VIEIRA e CAVALCANTE, 1999). Também foi observado que animais em pastejo restrito apresentavam uma curva de reinfestação helmíntica menos ascendente do que em pastejo livre, sendo assim, a restrição do pastejo nos horários de maior teor de umidade no pasto, em função de uma menor ocorrência de larvas infectantes, apesar de não propiciar isoladamente um controle efetivo, pode ser adotada como prática complementar, ao uso de antihelmínticos, no controle da infecção por helmintos (SANYAL, 1993; RODA et al., 1995; CUNHA et al., 1997). Esses resultados corroboram com os estudos de Herd et al. (1984), Banks et al. (1990) e Reinecke (1994) que obtiveram resultados positivos no controle da infestação helmíntica com a associação de rotação de pastagens e restrição do horário de pastejo, possibilitando a diminuição na frequência de uso de medicamentos anti-helmínticos. Por outro lado, em sistemas semi-intensivos de produção pode ocorrer um aumento significativo na frequência das helmintoses gastrintestinais em caprinos, pois a introdução de pastagens cultivadas proporcionam sombreamento e evita a dessecação de ovos e larvas, além do aumento das lotações e a inserção de raças importadas com maior produtividade e sensibilidade em relação a raças nativas (COSTA et al. 2011). 24 Outro método para diminuir o risco de infecção parasitária de caprinos é a integração de animais e culturas em um único sistema, permitindo, por exemplo, que a agricultura reduza o número de larvas no pasto (MOLENTO, 2009) ou alternar o pastoreio de animais ruminantes com não ruminantes, uma vez que, não havendo perigo de infecção cruzada, contribuindo para o que se chama de “diluição de larvas infectantes” na pastagem (MOLENTO, 2004). Outra forma interessante para reduzir a infecção parasitária é a utilização de forrageiras adequadas para corte, obtidas em áreas sem pastoreio, para produção de concentrado, silagem ou feno, nos quais larvas L3 não sobrevivem (TORRES-ACOSTA e HOSTE, 2008). Dentre as alternativas no controle de verminose gastrintestinal, pode-se destacar o método FAMACHA que proporcionou uma economia de vermífugos da ordem de 40%, em relação ao método estratégico. Além disto, a rotina de avaliação e identificação dos animais do rebanho necessários para correta utilização deste método, possibilitou identificar 10% de animais sensíveis, que necessitaram de vermifugação cinco ou mais vezes durante o período experimental. São esses animais, os principais responsáveis pela contaminação do rebanho e aumento dos gastos com vermífugos (MEDEIROS et al., 2008). Sob condições de criação intensiva, a ocorrência maciça de endoparasitas obriga o controle da infecção por meio do uso de anti-helmínticos a cada três a quatro semanas (BANKS et al., 1990), exigindo maior atenção na aplicação desses químicos, a fim de evitar o desenvolvimento de resistência anti-helmíntica (RA), a exemplo da rotação anual dos vermífugos; seleção de antiparasitários após realização de testes de RA; determinação correta do peso dos animais a serem tratados; evitar a subdose; restringir o alimento antes do tratamento, pois promove redução da motilidade gastrintestinal permitindo uma melhor absorção e maior permanência do medicamento no organismo animal (CÉZAR et al., 2008; COSTA et al., 2009; MOLENTO, 2005). 25 4. Anti-helmínticos Vários princípios ativos de anti-helmínticos vêm sendo utilizados no tratamento das helmintoses gastrintestinais, dentre os quais se pode destacar os grupos químicos: benzimidazóis, avermectinas, imidazotiazoles e salicilanilidas (BORGES, 2003). Produtos anti-helmínticos de diferentes princípios ativos tem sido utilizados e a não eficiência tem evoluído à medida que essas drogas são lançados no mercado (BORGES, 2003). O uso indiscriminado de fármacos tem selecionado populações de parasitas resistentes aos principais grupos químicos. 4.1. Mecanismo de ação e desenvolvimento da resistência Benzimidazóis (BZs) Os benzimidazóis (tiabendazol, albendazol, febendazol, mebendazol, oxfendazol, oxibendazol) e pró-benzimidazóis (febantel, tiofanato, netobimim) possuem ação antinematódeo e em geral têm alta eficácia contra estágios adultos e imaturos (em desenvolvimento ou inibido) de nematódeos gastrointestinais e pulmonares de ruminantes e é ovicida (LANCEY, 1988). Seu mecanismo de ação é baseado no impedimento da formação de microtúbulos do parasito. A ligação dos benzimidazóis seletivamente a subunidade tubulina-β do parasito modifica o padrão da sua despolimerização para formação dos microtúbulos, interrompendo processos vitais para a função celular, como a divisão mitótica, transporte de nutrientes e alterações na forma da célula (ALMEIDA e AYRES, 2006 ; MARTIN, 1997). Oxberry (2001), Martin (1997) e Lacey (1987) relatam que os BZs, agem inibindo a polimerização da tubulina, está responsável pela síntese de microtúbulos do parasita. 26 Em células eucarioticas, os microtúbulos desempenham uma variedade de funções incluindo de motilidade e secreção celular, absorção de nutrientes e transporte celular, mitoses e meiose (CALVISTON e HOLZBAUR, 2006, SARGISON 2012). O desequilíbrio provocado pelo BZs à tubulina livre no citoplasma das células intestinais, promovem a interrupção na formação de microtubulos, o que ocasiona alterações na homeostasia nas células de nematódeos (BRUCE, 1987; KÖHLER, 2001). Segundo Prichard (1973), os benzimidazóis também inibem a enzima fumarato redutase e causam uma menor captação da glicose pelas células intestinais dos nematódeos, e como via compensatória, o organismo desses parasitas utiliza de suas reservas energéticas, ocasionando a morte do mesmo por inanição. Os benzimidazoles são comumente utilizados no controle de infecções por nematódeos gastrintestinais em ruminantes, e como consequência o aparecimento de nematódeos resistente. A resistência aos benzimidazóis está associada à mutação nos genes para βtubulina; causando a perda de receptores de ligação de alta afinidade para os benzimidazóis e, deste modo, o seu efeito sobre a polimerização da β-tubulina. Diferentes mutações na proteína alvo, a β-tubulina está associada à resistência a este composto, só para o H. contortus são conhecidos três variedades de mutação. A alteração em um único nucleotídeo TTC (fenilalanina) para TAC (tirosina) no aminoácido 200 da β-tubulina; fenilalanina para tirosina ou histidina no aminoácido 167, ou a substituição do ácido glutâmico por alanina na posição 198 (Kwa, et al. 1994). Waller, et al. 1996 relatam a resistência aos BZN respectivamente no Uruguai, Paraguai e Argentina. Em um estudo realizado por Torres-Acosta et al. (2003) foi demonstrado a resistência aos BZD em fazendas de caprinos no México. 27 Imidazotiazois e Piramidinas Conhecidas como medicamentos agonistas colinérgicos, os imidazotiozóis (levamisol, tetramisol) e tetrahidropirimidinas (pirantel, morantel) se ligam aos receptores nicotínicos de acetilcolina (AChRs) presentes em nervos e superficie dos músculos dos nematódeos (MARTIN et al., 2005; ROBERTSON et al., 2000), causando paralisia espástica nos parasitas (CHARVET et al., 2012; MARTIN et al., 1998). A ligação desses grupos quimicos aos receptores de acetilcolina altera abertura dos canais iônicos, promovendo a entrada exagerada de cálcio para as células musculares dos nematóides (PUTTACHARY et al., 2010). O excesso de cálcio no citoplasma dessas células induzem contrações contínuas (ROBERTSON et al., 2010) facilitando a expulsão do parasita (KOLHER et al., 2001). Segundo Bogan e Armour (1987) são larvicidas, porém perdem eficácia sobre larvas em hipobiose. A resistência ao levamisol, morantel e pirantel, segundo Prichard (2008) pode ter ocorrido em virtude de modificações nos receptores nicotínicos. Kohler et al. (2001) sugere que cepas resistentes ao levamisol possuem uma menor resposta contrátil que cepas sensíveis, podendo ser explicado por um menor tempo de abertura dos canais iônicos. Lactonas macrocíclicas O modo de ação das avermectinas (ivermectina) e milbemicinas (moxidectina) incluem paralisia flácida por aumentar a permeabilidade das células musculares dos nematódeos, mediada pela ligação entre o anti-helmíntico e receptores GABA que promovem a abertura dos canais de cloro (MARTIN et al., 1999). Outro efeito é a inibição da alimentação pelo parasita em decorrencia do bloqueio da bomba faríngea (GEARY et 28 at.,1993). Em um estudo realizado com H.contortus, Paiement et al., (1999) sugeriram que o bombeamento da faringe é inibido pelo glutamato. Sangster (1996) relata haver diferenças na ingestão de alimentos em resposta a ação da ivermectina entre cepas resistentes e susceptíveis. Os anti-helmínticos dessa classe agem contra nematódeos adultos e em larvas em hipobiose (BOGAN e ARMOUR, 1987). Os mecanismos de desenvolvimento da resistência as avermectinas, ainda não é completamente entendido, porém sabe-se que essa resistência está associada a vários genes, e estes parecem codificar subunidades especificas presentes no músculo faringeais e não faringeais dos canais de cloro com o portão glutamato (KOHLER et al., 2001). Os mecanismos pelos quais os parasitos desenvolvem resistência frente à exposição às macrolactonas parecem estar associados à: (a) alteração de conformação dos canais de cloro; e (b) expressão da proteína de membrana conhecida como glicoproteína-P (P-gp). A P-gp atua como uma bomba de efluxo em diversos tipos celulares e está envolvida na regulação da concentração de anti-helmínticos dentro das células. Assim, a P-gp pode reduzir a concentração intracelular destas macrolactonas favorecendo a seleção de nematódeos mutantes. Nas cepas de H. contortus resistentes a ivermectina e moxidectina, se observou a ligação destes medicamentos a P-gp, permitindo maior efluxo destes produtos e, conseqüentemente, diminuição da sua concentração no interior das células do sistema nervoso do parasito (LESPINE et al., 2008; LE JAMBRE et al., 2000; LANUSSE et al., 2008). Estudo realizado por Xu et al. (1998) mostrou a alta expressão de glicoproteina A em cepas de H. contortus resistentes a ivermectina. Outro estudo realizado por Prichard; Roulet (2007) mostraram que tratamentos com ivermectina e moxidectina selecionaram a expressão de cinco glicoproteinas (A, B, C, D e E) em larvas adultas de Haemonchus sp. 29 Salicilanilidas O mecanismo de ação das salicilanilidas inclue paralisia epástica por promover o aumento de íons de cálcio nas celulas musculares dos parasitos. Este grupo quimico atuam sobre parasitas hematófagos, reduzindo as reações mitocondriais envolvidas no transporte de elétrons e assim a sintese de ATP. O meccanismo de resistência ainda não foi bem esclarecido (SPINOSA et al., 2011). 5. Resistência anti-helmíntica (RA) 5.1. Problemática da resistência Os parasitos gastrintestinais causam grandes perdas econômicas, devido à redução da produtividade, aumento da mortalidade dos animais, além de gastos com antihelmínticos e mão-de-obra. Desta forma, as infecções por NGIs são as maiores limitações na criação de pequenos ruminantes, e o controle dessas parasitoses e suas consequências representam cerca de 30% com gastos com anti-helmíntico (IFAH Relatório Anual, 2009; http//:www.ifahsec.org). A utilização inadequada dos anti-helmínticos para a profilaxia de infecções NGIs pode favorecer o estabelecimento de populações de parasitas resistentes (GETACHEW et al. 2007) e de acordo com Conder e Campbell (1995) a RA é entendida como a diminuição de sensibilidade da ação de um medicamento dentro de uma população de parasitas, sobrevivendo apenas os parasitas resistentes ao medicamento. 30 A manutenção da pressão de seleção levará a morte de parasitas sensíveis, sobrevivência das espécies mais resistentes numa determinada população e consequente contaminação das pastagens com larvas resistentes (PAPADOPOULOS, 2008). No entanto, a resposta dos nematódeos aos tratamentos anti-helminticos está associada à diversidade genética do parasito e algumas espécies, como Haemonchus contortus, apresentam uma alta diversidade genética, permitindo a rápida seleção de parasitos resistentes, que transmite os alelos responsáveis pela resistência à sua progênie (PRICHARD, 2001). 5.2. Detecção da Resistência anti-helmíntica por ensaios in vivo O teste de redução na contagem de ovos nas fezes (TRCOF) é o teste mais utilizado para o diagnóstico da RA in vivo devido sua fácil aplicabilidade (DEMELER et al., 2010). Este teste se baseia na porcentagem de redução da contagem de ovos nas fezes antes e após tratamento com anti-helmíntico. No mapa é mostrada a situação da resistência antihelmintica em alguns estados do Nordeste Brasileiro. Figura 2: Situação da resistência anti-helmíntica no Nordeste Brasileiro (Fonte : http://www.redebrasileira.com/mapas/regioes/nordeste.asp). 31 A resistência de nematódeos aos diversos anti-helmínticos está presente nos rebanhos de caprinos brasileiros. No Estado da Bahia, Barreto et al. (2005) verificaram que os caprinos de corte da região semiárida apresentaram resistência múltipla às principais bases químicas da anti-helmínticos, com variação de eficácia de 17% a 100% para ivermectina, de 0% a 97% para albendazole, de 66% a 100% para levamisole e de 0% a 100% para abamectina. Lima, M. et al. (2010) avaliaram a eficácia de produtos anti-helmínticos à base de moxidectina, ivermectina, albendazole e levamisole em propriedades de criação caprina em sistemas semi-intensivo e intensivo no estado de Pernambuco, encontrando percentuais eficácia de 11 e 61 %, 14 e 76% e 67 e 89% nos rebanhos tratados com albendazole, ivermectina e levamisole, respectivmente, enquanto a moxidectina a 1% foi a única recomendada por apresentar percentuais indicativos de eficácia. No levantamento sobre a resistência anti-helmíntica em rebanhos caprinos no Estado do Ceará, Vieira e Cavalcante (1999) constataram que sete (20,6%) apresentaram resistência aos imidazotiazóis, seis (17,6%) aos benzimidazóis e a resistência múltipla foi notada em 12 (35,3%) rebanhos. Neste mesmo Estado, Melo et al. (2003) confirmou a ocorrência de resistência aos anti-helmínticos em propriedades comerciais de criação de caprinos, com 87,5% de nematódeos resistentes ao oxfendazole, 75% ao levamisole e 37,5% à ivermectina. Em Mossoró, no Rio Grande do Norte, Coelho et al.(2010) demonstraram que os rebanhos caprinos criados extensivamente apresentavam 90% de resistência antihelmíntica ao albendazole contra 43,3% da ivermectina. A redução na contagem de ovos nas fezes (TRCOF) pós-tratamento mostrou variação na sua eficácia de 43% a 100% para ivermectina e 29% a 100% para albendazole. 32 A eficiência do albendazole, ivermectina e moxidectina foram avaliadas por meio de coletas de fezes realizadas antes e pós-tratamento em caprinos da zona da mata do Estado de Alagoas, no qual foi verificada variação no 7º, 14º e 21º dia pós-tratamento da eficácia de 97,89%, 71,2% e 80%, para albendazole, respectivamente, 98,74%, 88,3% e 87% para ivermectina e de 83,6%, 96% e 96,3% para moxidectina (AHID et al., 2007). Chagas et al. (2013) avaliaram o grau de resistência do Haemonchus (isolado Embrapa 2010), por meiodo teste de redução da contagem de ovos nas fezes (TRCOF), constatando que este isolado ovino mostrou-se sensivel ao triclorfon, closantel e levamisole com percentual de redução de ovos nas fezes superiores a 90% apartir do 7º dia pós tratamento, no entanto múltipla resistência foi revelado pela baixa eficácia aos tratamentos com albendazole (-26%), ivermectina (12%) e moxidectina (88%). Thomaz-Soccol et al. (2004) estimaram uma alta prevalência de resistência aos antihelmínticos no estado do Paraná de 88,1%, 78,6% e 56,4%, respectivamente, para o benzimidazois, ivermectina e closantel. 5.3. Detecção da Resistência anti-helmíntica por ensaios in vitro Nos últimos 30 anos, foram produzidos vários testes in vitro para a detecção de resistência (Taylor et al., 2002). Os testes in vitro têm mostrado eficiência para detecção do desenvolvimento de resistência anti-helmíntica (VARADY et al. 1999), isso devido há não interferência do hospedeiro no estabelecimento da infecção pelo parasita. Além disso, apresentam vantagem de facilidade de execução, baixo custo e rapidez (MACEDO et, al 2009). Entre os testes in vitro utilizados para a avaliação da atividade anti-helmíntica destacam-se os testes de inibição da eclosão de ovos, do desenvolvimento larvar e da migração larvar. 33 Teste de eclosão de ovos (TEO) Este teste pretende avaliar o desenvolvimento de ovos após a incubação com produtos com ação ovicidas (COLES et al., 1992). Várady et al. (2007) testaram isolados resistentes e sensíveis de H. contortus aos BZs, constataram que em todos os isolados sensíveis os valores de DE50 foram semelhantes (< 0,05 µg/mL-1) enquanto que isolados resistentes variaram de 0.1 a 0.5 µg/mL-1. Em estudo realizado em ovinos na Eslováquia por Várady et al. (2006) buscou-se detectar a presença de resistência dos NGI aos benzimidazois por meio do teste de eclosão de ovos, sendo detectados três rebanhos resistentes (EC50 > 0,1µg/mL de TBZ) ao BZs sendo EC50 estimado em 0,190 µg/mL de TBZ. Na Etiópia foi avaliada a susceptibilidade de H. contortus de ovinos aos antihelmínticos por inibição de eclosão de ovos. Foi observado que na concentração mais alta (0.25µg/mL) as médias dos percentuais de inibição de ovos foram 84,90%, 78,77%, 76,66%, 78,89%, respectivamente, para ivermectina, albendazole, triclobendazole e tetramisole. Os valores em µg/mL do CE50 variaram de 0,024 para albendazole, 0,039 para triclobendazole, 0,045 para tetramisole e 0,0355 para ivermectina (BELEW et al., 2012). Demeler et al. (2012) mediram a validação dos testes in vitro TEO e TML, detectando a resistência anti-helmíntica dos NGI em rebanhos de bovinos leiteiros no Norte da Alemanha. Foram comparados os resultados dos TRCOFs mostrados por Demeler et al. (2009) com os resultados previamente obtidos dos Teste de eclosão de ovos e teste de migração larval utilizando respectivamente os anti-helmínticos tiabendazol (TBZ) e a ivermectina (IVM). No TEO foi achado CE50 de 0,027 a 0,038 µg / mL de TBZ, sendo 34 que no TRCOF com albendazole a eficácia foi de 100% mostrando susceptibilidade dos nematódeos aos benzimidazois. Para a ivermectina a eficácia reduzida em algums rebanhos pós-vermifugação, mostrou grandes variações no CE50 no TML, que apresentaram valores de 124 a 929 nM no 7° e entre 525 e 924 nM no 14° dia para larvas de Cooperia oncophora, o que indicou que o decréscimo na eficácia da ivermectina pelo TRCOF foi correlacionada com o aumento do valor da CE50. Teste de migração larvar (TML) Este teste se baseia na exposição de larvas a diferentes concentrações de antihelmínticos com ação sobre motilidade das larvas (DEMELER et al. 2010). El-Abdellati et al. (2010) relataram a resistência de nematódeos a lactonas macrociclicas ao acompanharem novilhas durante quatro anos consecutivos. Para isso, utilizaram TRCOF e TML. Larvas de C.oncophora resistentes (CoIVR07 e CoIVR08) a ivermectina e moxidectina foram isoladas após os testes de redução da contagem de ovos nas fezes e posteriormente avaliados pelo TML confirmando o potencial deste testes para diferenciar isolados, nos quais altos valores de CE50 de 542 nM (CoIVR07) e 698 nM (CoIVR08) foram encontrados para os isolados resistentes comparados ao baixo valor (120nM) do isolado susceptivel(CoSusc). Demeler et al. (2010) avaliou isolados resistentes e susceptíveis de larvas de Ostertagia ostertagi, C. oncophora e H. contortus obtidos de infecçõoes experimentais de bovinos e ovinos. Seis diferentes laboratórios distribuídos em cinco países utilizaram o mesmo protocolo de TML para verificar a possibilidade de variações nos resultados. Para os gêneros Cooperia e Haemonchus foi confirmada resistência dos isolados resistentes em todos os laboratórios e estes isolados mostraram os maiores valores de CE50 de 886,4 35 nM para C.oncophora e de 7679 Nm para H.contortus, enquanto a CE para os susceptíveis foi de 107nM para C.oncophora e de 914 nM para H.Contortus. Para o gênero Ostertagia foram utilizadas apenas isolados susceptíveis que apresentou CE50 equivalente a 307 nM. No Mato Grosso do Sul, Almeida et al. (2013) obteve a eficácia a ivermectina empregando o TML em isolados de campo de Cooperia spp que infectava bovinos. Os valores de CE50 encontrados variaram de 2,5 a 11,35 nM para os sete isolados de campo resistentes. Kotze et al. (2006) observou a sensibilidade TML por meio de combinação larvas resistente (HcMOX-R) com larvas suscetíveis (Kirby) em três experimentos com distintas proporções de larvas na detecção de resistência para H. Contortus. TMLs também foram realizados separadamente com populações puras de larvas (sensiveis/resistentes) para servir de comparação as populações mistas. Foram mostrados neste experimento que populações mistas que continham proporções maiores de indivíduos resistentes apresentavam percentuais superiores de migração. Teste de desenvolvimento larvar (TDL) Várady et al., (2007) avaliaram pelo teste de Desenvolvimento Larvar (TDL) a resistência com isolados resistentes e susceptíveis de H.contortus aos benzimindazóis, verificando que os isolados resistentes foram de 4,3 a 63,1 vezes mais tolerante ao fármaco do que os isolados sensíveis. 36 Utilizando isolados BZs resistentes e susceptíveis de H.contortus, Bártiková et al.(2010) compararam o flubendazole nesses isolados pelo TDL, sendo o tiabendazole utilizado como anti-helmíntico de referência. Os valores da concentração letal de 50% da população (CL50) para flubendazole (0,0039) foram menores quando comparados ao tiabendazole (0,0051) para cepa de Haemonchus sensíveis ao BZs. O mesmo fato foi observado nos isolados resistentes a BZs, onde o CL50 foi menor para flubendazole (0,0109) do que para o tiabendazole (0,0190). Nesse estudo, o anti-helmíntico flubendazole, mostrou-se mais eficaz em cepas resistentes de Haemonchus. Sobre as larvas de C. oncophora e O.ostertagi resistentes e susceptíveis foram aplicados TML e TDL, no qual pôde ser comprovada a capacidade de detectar e confirmar resistência dessas larvas. Foram testados os anti-helmínticos ivermectina e tiabendazole no TDL e ivermectina para TML. Quando utilizado o TBZ observaram que entre os isolados de C. oncophora resistentes e susceptíveis não havia diferença significativa, sendo seus respectivos EC50 de 0,0056 µg/mL e 0,0051 µg/mL no TDL. Utilizando a IVM sob as mesmas larvas, foram observados maiores valores de EC50 (16,3 nM) tanto no TDL quanto para o TML com EC50 de 621nM em larvas C. oncophora resistentes. Todos os anti-helmínticos utilizados (IVM, TBZ e LEV) mostraram ter EC50 maiores em larvas de O.ostertagi susceptíveis do que em C. oncophora susceptível (DEMELER et al. 2010) 37 OBJETIVO OBJETIVO GERAL Testar a eficácia de benzimidazóis, lactonas macrocíclicas, levamisole e closantel para nematoides de caprinos em região semiárida. 38 CAPÍTULO 1 _____________________________________________________________________ Resistência anti-helmíntica múltipla em rebanhos caprinos no bioma caatinga Multiple anthelmintic resistence in goat herds in the caatinga biome Simone Lopes Borges1, Mariana Borges Botura2, Hélimar G. de Lima1, Lívia Ribeiro Mendonça1, Sabrina Mota Lambert1, Alex Aguiar de Oliveira1, Bárbara Maria Paraná da Silva Souza1, Juliana Macedo Viana1, Sandra Mayumi Nishi1, Maria Angela Ornelas de Almeida1. 1 Universidade Federal da Bahia (UFBA), Salvador, BA, Brasil; 2Universidade Estadual de Feira de Santana, Feira de Santana, BA, Brasil. Resumo A utilização de anti-helmnticos por longos periodos como principal medida de controle das parasitoses gastrintestinais, levou a ineficácia aos benzimidazois e lactonas macrocíclicas. A capacidade de teste de eclodibilidade de ovos (TEO) e do teste de migração Larval (TML) em condições de campo foi avaliada em populações naturais de nematódeos de caprinos criados no bioma caatinga e o teste de redução na contagem de ovos nas fezes (TRCOF). Os resultados indicaram baixa eficácia dos albendazole, levamisole, ivermectina, moxidectina e closantel contra nematódeos gastrintestinais de caprinos, o que caracteriza resistência múltipla. Palavras-chave: Nematódeos; benzimidazole; avermectina; imidazotiazole; ruminante. Abstract The use of anthelmintic drugs for long periods as the main measure control of gastrointestinal parasits has led to the inefficacy of benzimidazoles and macrocyclic lactones. The ability Egg Hatch Inhibition Test (EHT) and Larval Migration inhibition 39 Test (LMT) were evaluated under field conditions in natural populations of goat nematodes raised at caatinga bioma and the Faecal egg count reduction test (FECRT). The results suggest low efficacy of albendazole, levamisole, ivermectin, moxidectin and closantel against goat GI nematodes characterizing occurrence of multidrug resistance. Key words: Nematodes; benzimidazole; avermectin; imidazothiazoles; ruminant. Introdução O bioma caatinga se distingue por médias de temperaturas elevadas, baixos índices de pluviosidade, sendo a caprinocultura desenvolvida por pequenos e médios produtores, em sistema de manejo extensivo. Como conseqüência verifica-se alteração na estrutura biológica e ecológica da caatinga e interferência no o controle das parasitoses, uma vez que a circulação dos animais favorece mudanças nas populações de parasitos com introdução de cepas resistentes (SILVESTRE et al., 2002a, SILVESTRE et al. 2002b). A complexidade do controle das helmintoses em pequenos ruminantes é cada vez maior em consequência da resistência de nematódeos gastrintestinais (NGI) aos antihelmínticos. O alto índice de endemismo de nematódeos resistentes no bioma caatinga tem modificado a dinâmica da produção caprina por maior parasitismo dos animais e ineficiência do controle antiparasitário. No nordeste brasileiro a resistência de nematódeos aos imidazotiazoles, benzimidazois e lactonas macrociclícas vem sendo cada vez mais documentada (LIMA, M. et al., 2010; LIMA,W. et al., 2010; VIEIRA; CAVALCANTE, 1999). A resistência múltipla ocorre pela exposição dos parasitos aos vários grupos químicos e como uma consequência da habilidade da população de trichostrongilídeos de se adaptar. Os fatores que influenciam a seleção de populações resistentes incluem o uso indiscriminado e excessivo de anti-helmínticos, a falta de biossegurança nas 40 propriedades, freqüente circulação de animais entre rebanhos e insuficientes procedimentos de quarentena para os recém-chegados (HOWELL et al., 2008). A resistência anti-helmíntica para caprinos ainda não é bem documentada mundialmente ao contrário dos ovinos. Poucos estudos foram realizados com caprinos criados em condições semiáridas, em pastagens comunais, e um número existentes destes estudos foram desenvolvidos no nordeste brasileiro (LIMA, M. et al., 2010; LIMA,W et al., 2010; PEREIRA et al., 2000; RODRIGUES et al., 2007) e na África (KUMSA; ABEBE, 2009;WARUIRU et al., 1998). Nos estudos a campo, o Teste de Redução da Contagem de Ovos nas Fezes (COLES et al., 1992) é o mais amplamente empregado, obtendo-se resultados que indicam a ocorrência de resistência parasitária múltipla em caprinos (ZAJAC; GIPSON, 2000). Os testes de Eclosão de Ovos e de Desenvolvimento Larvar são frequentemente utilizados para a detecção in vitro da resistência anti-helmíntica (VÁRADY et al. 2007), enquanto o Teste de Migração Larvar em Ágar foi mais empregado para avaliação de extratos de plantas em pequenos ruminantes (BOTURA et al., 2013,ALONSO-DÍAZ et al., 2008) e em bovinos (ALMEIDA et al., 2013; DEMELER et al., 2012). Outros métodos para detecção da resistência têm sido desenvolvidos, mas seu uso para diagnóstico em caprinos a campo ainda não foi empregado, sendo este o primeiro estudo, que avaliou a resistência parasitária de caprinos por meio de testes in vitro. Outro objetivo foi verificar a resistencia pelo Teste de Redução da Contagem de Ovos nas Fezes em rebanhos caprino do semiarido baiano. Material e Métodos O município de Cansanção, situado no bioma caatinga, com área de 1.324,9 km², apresenta tipos climático semiárido e árido, e médias anuais de temperatura e 41 precipitação pluviométrica de 23,6ºC e 477 mm, respectivamente (CPRM – Serviço Geológico do Brasil, 2005). Teste de Redução da Contagem de Ovos nas Fezes (TRCOF) Foram entrevistados 100 caprinocultores familiares, sendo selecionados doze, distribuídos em quatro áreas: Alto Lindo (rebanho 1), Morada Nova (rebanho 2), Nova Vida (rebanho 3 a 9) e Belo Monte (rebanho 10 a 12), conforme o número mínimo de animais disponíveis no rebanho para realização dos testes. Participaram do estudo 430 animais, sendo 10,7% machos e 89,3% fêmeas. De cada rebanho foram separados aleatoriamente de 30 a 40 animais, sem raça definida, de seis a 18 meses, mantidos em regime extensivo e infectados naturalmente por nematódeos gastrintestinais. Os animais estavam em estado de higidez adequado e não foram tratados com anti-helmíntico por no mínimo 60 dias antes do teste. Apenas os animais com contagem de ovos por grama de fezes (OPG) superior a 200, foram incluídos no experimento e distribuídos em grupos de oito a 10 indivíduos, para tratamento com albendazole (ABZ) (5 mg/kg de peso vivo, via oral - Aldazol®/Vallée ); ivermectina (IMV) (0,2 mg/kg, via oral –Ivomec ovino®/Merial); levamisole (LEV) (5 mg/kg, oral - Ripercol®/Fort Dodge); moxidectina (MXD) (0,2 mg/Kg, via oral Cydectin/Fort Dodge) e closantel (10 mg/Kg-via oral-Diantel®/Irfa). Como não há indicação na bula para tratamento em caprinos, usou-se a dose recomendada para ovinos. Em um grupo de caprinos não se efetuou o tratamento, servindo como controle. As amostras de fezes foram coletadas de cada animal no dia do tratamento e 14 dias após, sendo processadas para contagem de ovos e de larvas de 3º estádio obtidas de coproculturas (UENO; GONCALVES, 1998). A população de nematódeos é considerada resistente quando a redução da contagem de ovos após o tratamento for inferior ou igual a 90% (VERCRUYSSE et al., 2001) 42 Teste de Eclosão de Ovos (TEO), Coles et al. (1992) modificado por Chagas et al. (2008) Para a avaliação in vitro foram realizadas pool das amostras de fezes dos caprinos por áreas. As fezes obtidas diretamente da ampola retal de caprinos foram estocadas anaerobicamente no período máximo de 24 h. A suspensão de ovos foi obtida por homogeneização das amostras das fezes com água destilada e filtrada em tamis de 1 mm, 100, 55 e 25 µm e os ovos coletados na última malha e centrifugados a 1500 xg durante cinco minutos (HUBERT; KERBOEUF, 1984). Ao sedimento adicionou-se solução saturada de cloreto de sódio para centrifugação nas condições anteriores. O sobrenadante foi filtrado no tamis de 25µm, lavado em água destilada para recuperação dos ovos, e 2 mL da suspensão foi ajustada para 100 ovos/ 20µL. As concentrações do tiabendazole foram avaliadas por experimentos pilotos, usando o protocolo de von Samson-Himmelstjerna et al. (2009) modificado. Nos testes foram usadas as concentrações de 0,05; 0,1; 0,2; 0,3; 0,4; 0,5 e 0,8 µg tiabendazole (TBZ)/mL e como controles água destilada e solução aquoso de dimetilsulfóxido (DMSO). Para realização do teste foram utilizados 100 ovos/poço, sendo adicionado uma solução de 0.5% de TBZ e 7% de meio nutritivo em um volume total de 2 mL. A preparação do meio nutritivo foi baseado em Hubert; Kerbouef, (1992) e modificado por Bizimenyera et al. (2006) com Escherichia coli liofilizada (ATCC 9637 Sigma). Foram feitas 10 repetições para cada concentração do TBZ e controles. Após a incubação das placas a 26 ºC em B.O.D., por 48 horas, foi acrescido gotas de lugol e os ovos e larvas de 1º estádio foram contados de cada poço, utilizando o microscópio invertido. A resistência é demonstrada quando a concentração efetiva (CE) para 50% de inibição da eclosão (CE50) é superior a 0,1 µg/mL de TBZ (COLES et al., 1992). 43 Teste de Migração Larvar em Ágar modificado (TML), Molento; Prichard (2001) As larvas 3º estádio (L3) obtidas das coproculturas do TRCOF foram desembainhadas com solução de hipoclorito de sódio a 1,5%, durante 30 minutos, e em seguida lavadas três vezes com solução aquosa centrifugando em 1500 xg por cinco minutos. As larvas foram resuspendidas em solução tampão fosfato (PBS) 0,2M (pH7,4) e então distribuídas em microplacas de 24 poços (400 larvas/0,5 mL/poço). A cada poço foi adicionado o mesmo volume das diferentes concentrações de IVM ( 1; 5; 10; 50; 100; 500 e 1000 nM) (DEMELER et al., 2010), e como controle foi utilizado uma solução de PBS com DMSO a 0,1%. A placa foi incubada a 26ºC em estufa B.O.D por seis horas e após este período acrescido 1 mL de solução de ágar (1,4%) a 35ºC, sendo a solução final (2mL) transferida para uma placa de Petri com um cilindro sobreposto a duas telas de nylon, sendo que a menor tela possui abertura de 38 µm contendo água destilada congelada. As placas foram novamente incubadas a 26°C, expostas a uma fonte de luz incandescente (60 Watts) por 18 horas. As larvas que migraram do ágar para a porção aquosa foram transferidas para um tubo tipo Falcon, centrifugadas a 1500 xg por cinco minutos. O sobrenadante foi descartado, mantendo-se um volume final de 2 mL da solução com as larvas. Para quantificação usou-se uma alíquota homogênea de 200 µL, sendo o número de larvas multiplicado por 10. Para cada concentração e controle foram realizadas 10 replicatas. Análise dos dados Os resultados do OPG e do percentual de larvas obtidos no TRCOF foram analisados pelo programa RESO 2.01 (CSIRO), para determinação dos percentuais de eficácia dos anti-helmínticos. 44 O percentual de eficácia do TML foi calculado pela fórmula: E = [(Mc – Mtr)/Mc] x 100, onde Mc corresponde a média aritmética do número de larvas contada no grupo controle, e Mtr é a média aritmética do número de larvas contadas no grupo tratado, utilizando o Microsoft Excel software. Os resultados in vitro (TEO e TML) foram comparados pelo teste ANOVA seguido Tukey (5%). A CE50 (concentração efetiva), para ambos os testes, foi calculada por análise de regressão não linear pelo programa GraphPrism, versão 5.0 Resultados e Discussão Analisando o questionário respondido pelos produtores, verificou-se que a frequência anual de desparasitação variou de um a quatro, que em 77 % dos rebanhos o vermífugo é aplicado a todos os animais na mesma ocasião, e para isto, o peso dos animais é estimado visualmente para cálculo da dosagem do medicamento por 100% dos criadores. Também se constatou o uso mais frequente das avermectinas (72,7%), e posteriormente os imidotiazóis e benzimidazois (54,5%). Teste In Vivo A resistência múltipla anti-helmíntica foi demonstrada em rebanhos caprinos do município de Cansanção, Bahia. Os valores do OPG variaram de 560 a 1455 no grupo controle, com média de 897,4, indicando, em geral, uma infecção moderada (Tabela 1). As médias dos percentuais de eficácia dos rebanhos foram 33,3%, 29,6% e 54,6% para ABZ, IVM e LEV respectivamente. Não houve diferença estatística entre as médias de OPG dos animais dos grupos controle e tratado, e os diferentes anti-helmínticos e as áreas. 45 Tabela 1. Médias das contagens de ovos nas fezes (OPG) de caprinos e percentuais de eficácia de anti-helmínticos por áreas do município de Cansanção. OPG Áreas Rebanho Controle Alto Lindo Morada Nova Albendazole Eficácia OPG (%) Ivermectina Eficácia OPG (%) Levamisole Eficácia OPG (%) 1 1411 664 53 968 31 - - 2 815 517 37 400 51 - - Nova Vida 3 4 5 6 7 8 9 685 831 785 830 1320 1455 595 461 750 67 842 1028 1100 1413 33 0 92 0 22 24 0 360 1219 195 619 737 2185 1046 47 0 75 25 44 0 0 61 286 312 2233 422 600 450 91 66 60 0 68 59 24 Belo Monte 10 11 12 851 631 560 897,4 317 356 389 658,7 63 44 31 33,3 730 444 345 770,7 14 30 38 29,6 747 143 560 581,4 12 77 89 54,6 Média A resistência de NGI ao ABZ foi observada em todas as áreas, e apenas um rebanho apresentou redução da contagem de ovos de 92%, porém, o limite inferior do intervalo de confiança a 95% foi 55%, o que indicou resistência. A ineficácia do anti-helmíntico albendazole ocorrido nesse estudo foi condizente com os resultados de Lima, W. et al. (2010), onde rebanhos caprinos da região do Cariri Paraibano, obtiveram baixas eficácias pós-tratamento durante o período seco. Quando Melo et al. (2009) utilizou a dose duplicada do produto obteve uma média de eficácia de 68,4 % para oxfendazole, diferindo da eficácia obtida do TRCOF em Cansanção (33,3%). Este resultado também diverge de estudo prévio de Ahid et al. (2007) na Zona da Mata em Alagoas, no qual, encontraram sensibilidade para o ABZ no 7° dia pós vermifugação. Embora os estudos tenham sido desenvolvidos em rebanhos na região nordeste, deve-se considerar que a 46 taxa de desenvolvimento da resistência parasitária aos anti-helmínticos varia geograficamente (LEIGNEL e HUMBERT, 2001; SAEED et al., 2010). Em relação à ivermectina, verificou-se em 83,3% dos rebanhos eficácia inferior a 50%. Uma das possíveis justificativas para esses resultados é o fato de que a maioria (72,7%) dos animais eram frequentemente tratados com ivermectina, conforme informações obtidas dos produtores. Diferentemente, em outra área do nordeste brasileiro, de 30 rebanhos caprinos amostrados, somente um, teve o percentual de redução do OPG de 43%, nos demais o percentual de eficácia foi superior a 56% (COELHO et al., 2010 ). Na análise dos estudos realizados com caprinos no semiárido paraibano pode-se perceber a evolução da redução da eficácia do levamisole, uma vez que Rodrigues et al. (2007) verificaram eficácias superiores a 94,2%, qualificando os nematódeos como moderadamente sensíveis, e posteriormente, Lima, W. et al. (2010) registraram no mesmo Estado, a eficácia de 79% no período seco e 69% no período chuvoso. Nos rebanhos dos assentamentos Nova Vida e Belo Monte, as médias de eficácia foram de 52,6% e 59,3%, respectivamente, o que indica essa tendência à resistência. A moxidectina e closantel foram testados na última área (Belo Monte), em virtude da ineficácia dos demais anti-helmínticos testados (Tabela 2). As eficácias a MXD foram 69%, 80% e 97%, deste modo, apenas um dos três rebanhos foi encontrado NGI suscetível. Em Pernambuco, Lima, M. et al. (2010) registraram que a MXD não atingiu o nível necessário indicativo de eficácia, que foi de 91% em rebanhos caprinos. No entanto, Rodrigues et al. (2007) descreveram que nas fêmeas caprinas tratadas com MXD por via oral, os percentuais de eficácia foram de 92,8, 88,7 e 89,8 aos 7, 14 e 21 dias após o início do tratamento, respectivamente, e nos machos de 92,6, 96,2 e 98,1. No nosso estudo coletamos as amostras de fezes no 14º dia do tratamento, sendo a maioria fêmea, o que confirmam estes resultados. As maiores eficácias encontradas neste estudo para a MDX, apesar de não totalmente efetivas, podem ser esclarecidas pelo menor uso deste grupo químico ou por seu perfil 47 farmacocinético, mais lipofílica do que outros endectocidas e maior biodisponibilidade no organismo animal, o que explica a maior área sob a curva de concentração plasmática como descrito por Lespine et al. (2012). A redução da contagem de ovos nas fezes de caprinos tratados com ivermectina foi muito baixa. A IVM e MXD estão na mesma classe de anti-helmíntico (avermectina-milbemicina), mas a maior potência de MXD produz elevada eficácia in vivo contra parasitas resistentes a ivermectina em caprinos (HOWELL et al., 2008), embora estes autores destaquem que a resistência é uma característica da classe do medicamento e não do fármaco específicamente. Foi evidenciada ainda a ocorrência da resistência ao closantel nas três propriedades de Belo Monte, com eficácias de 0%, 63% e 85%. Este produto também não foi eficaz contra T. colubriformis e H. contortus de ovinos (ALMEIDA et al., 2010). Tabela 2. Médias das contagens de ovos nas fezes (OPG) de caprinos e percentuais de eficácia da moxidectina e closantel na área de Belo Monte do município de Cansanção. Área Belo Monte Média Rebanho Moxidectina OPG Closantel Controle OPG Eficácia (%) OPG Eficácia (%) 10 851 260 69 932 0 11 631 21 97 231 63 12 560 111 80 85 85 681 131 75 416 49 Apesar de não haver diferença estatística entre os níveis de resistência de NGI entre as áreas estudadas, percebe-se que estas foram mais semelhantes entre os rebanhos mais próximos, como observado por CALVETE et al. (2012), onde auto correlação espacial positiva para resistência parasitária foi encontrada entre os rebanhos localizados dentro de 30 km. O sistema de manejo semelhantes entre os produtores, assim como o uso dos mesmos grupos de anti-helmínticos e práticas similares de frequência e via de administração dos fármacos pode ser uma razão para justificar nossos resultados. 48 Entre outros pontos a serem destacados, vale ressaltar o modelo de produção da região semiárida, o qual é predominantemente extensivo com os animais, sendo criados em pastagens comunais. Embora se acredite que este sistema exerça uma menor pressão de seleção sobre cepas de parasitos (CALVETE et al., 2012), neste estudo este fato não foi observado. Associado a isto, a movimentação de animais entre as áreas por pastejo ou compra e venda, provavelmente favoreça a circulação e estabelecimento de parasitos resistentes (SILVESTRE et al., 2002). Para o gênero Haemonchus, a eficácia foi baixa entre os medicamentos testados, constatando-se apenas em um rebanho a eficácia de 98% para o albendazole, e em outro de 95% para ivermectina (Tabela 3). Em relação ao gênero Trichostrongylus, existiu a resistência para os diferentes grupos químicos, com baixos níveis de eficácia para a ivermectina, seguido do albendazole e levamisole. Poucas larvas do gênero Oesophagostomum, foram observadas nas coproculturas, por este motivo não se analisou a eficácia. Tabela 3. Eficácia (%) do albendazole, levamisole, ivermectina para os gêneros Haemonchus e Trichostrongylus de caprinos. Haemonchus Áreas Trichostrongylus Frequência ABZ LEV de larvas Frequência de larvas ABZ LEV IVM 91,9 98 - 65 8,1 2 - 1 Morada Nova 79,3 61 - 95 20,7 39 - 5 Nova Vida 66,7 27,1 2,9 15,7 33,2 72,9 86,6 81 Belo Monte 6,5 11,3 3,3 34 93,5 88,7 96 66 Alto Lindo IVM ABZ= albendazole; LEV= levamisole e IVM= ivermectina Estes resultados revelam a dificuldade da indicação de medicamentos anti-helmínticos para controle de nematódeos gastrintestinais de caprinos, visto o desenvolvimento da 49 resistência dos nematódeos mais frequentes na região para os três principais grupos químicos. Estes eventos sinalizam que a prática do uso contínuo de várias bases químicas, diversas vezes por ano, e a subdosagem, têm proporcionado à seleção de nematódeos resistentes (CALVETE et al., 2012; KUMSA e ABEBE, 2009). A subdosagem pelo emprego de doses recomendadas para ovinos é evidentemente praticada, uma vez que poucos registros de medicamentos anti-helmínticos discrimina o caprino (RINALDI et al., 2012). A comparação da exposição à endectocidas entre caprino e ovino, mostrou que existem particularidades das espécies em termos de cinética dos anti-helmínticos, e esta diferença é devido a menor biodisponibilidade em caprinos, por maior capacidade de biotransformação, quando comparado a outras espécies (LESPINE et al., 2012). Porém, quando a dosagem foi ajustada para 0,3 mg/kg de ivermectina, via oral, em caprinos, constatou-se a ausência de resistência (PARAUD et. al., 2010). Teste de eclosão de ovos (TEO) A inibição da eclosão de ovos variou de 9,4% a 99% nos rebanhos das diferentes áreas. Apenas na maior concentração de tiabendazole (0,8 µg/mL), foi observada eficácia superior a 95%, com exceção das amostras oriundas dos caprinos de Nova Vida. As duas maiores concentrações do anti-helmíntico foram associadas (p <0,05) a elevação das percentagens de inibição da eclosão de ovos como mostrado no gráfico 1. Avaliando as áreas, observou-se maiores percentuais de inibição de eclosão nas quatro maiores concentrações do TBZ para Alto Lindo, sugerindo uma possível menor resistência. As médias de inibição dos controles variaram de 8,8 ± 1,3 a 9,8±1,3 (Gráfico 1). Não foram observadas diferenças estatísticas entre controles das diferentes áreas. 50 Gráfico 1. Média e desvio padrão do percentual de inibição, por tiabendazole, da eclosão de ovos de nematódeos gastrintestinais de caprinos entre as áreas Alto Lindo, Morada Nova, Nova Vida e Belo Monte. a ab a b a a b b a b a b c c a a b a b c a a b c c b b b Letras diferentes nas colunas indicam diferença estatisticamente significativa (p<0,05). A CE50 para TEO variou de 0,3 a 0,5 µg/mL (Tabela 5). Considerando que, a concentração efetiva para 50% de inibição da eclosão é superior a 0,1 µg/mL de TBZ (COLES et al., 1992), observa-se que 100% dos rebanhos apresentaram resistência antihelmíntica ao TBZ, e o mesmo foi constatado no TRCOF. Estes resultados se assemelham ao de Maingi; Bjørn; Dangolla (1998), quando verificaram que na maioria das propriedades caprinas (90%) declaradas resistentes ao BZs pelo TRCOF, os valores da CE 50 foram superiores a 0,1µg/mL de TBZ. Vale ressaltar que, a concentração de 0,3µg/mL de TBZ no TEO, pode ser considerada o limiar da dose discriminante para H. contortus (VÁRADY et al., 2006). Teste de migração larvar (TML) As médias dos percentuais de migração das larvas variaram de 28,2 a 85,4 nas diferentes áreas (Gráfico 2). O percentual do controle diferiu estatisticamente de todas 51 as concentrações de ivermectina, com o menor percentual de 92,2±4,5. Uma análise dos resultados permite observar uma resposta dose dependente, exceto na concentração 50 nM da área de Nova Vida. Foi notado entre áreas que a partir da concentração 100 nM, houve uma diminuição do percentual de migração, entretanto, de modo geral não houve diferença estatística. A eficácia foi baixa em todas as concentrações (Tabela 3). Em relação a CE50, houve uma variação expressiva entre os locais (Tabela 4), mas em áreas próximas, como Alto Lindo e Morada Nova, as CE50 foram mais altas do que para Nova Vida e Belo Monte. Este fato pode está relacionado com a presença de infecções mistas de NGI encontradas no campo. Conforme Kotze et al. (2006), o TML é um ensaio útil para monitorar no campo situações onde há predominância de H. contortus, pois áreas nas quais o T. colubriformis são mais ocorrentes o teste tem seu uso limitado. Gráfico 2: Média e desvio padrão do percentual de migração de larvas de nematódeos gastrintestinais de caprinos após incubação com ivermectina. Letras diferentes nas colunas indicam diferença estatisticamente significativa (p<0,05). 52 Os valores de CE50 variaram entre os estudos, de 0,34 a 0,5 µM e de 0,8 a 2,6 µM para isolados de H. contortus suscetíveis e resistentes a IVM, respectivamente (GILL et al., 1991). Por outro lado, a concentração de 4 µM para IVM foi estimada para CE50 contra cepas selecionadas de H. contortus para IVM (IVF17), sendo a eficácia de 55% (MOLENTO e PRICHARD, 2001). Também foi demonstrado por DEMELER et al. (2012) que a concentração de IVM adequada para populações mistas de parasitos variou de 0,5 a 50 µM, e valores CE50 obtidos de vários animais em único rebanho e área variaram consideravelmente (199 a 283 nM). No Brasil, as CE50 obtidas de sete isolados de campo de Cooperia spp resistentes a IVM foram de 2,5 a 11,35 nM (ALMEIDA et al., 2013). Tabela 4. Percentuais de eficácia da ivermectina pelo Teste de Migração Larvar, por áreas do município de Cansanção. Concentrações (nM) 1 5 10 50 100 500 1000 % de Eficácia Alto Lindo Morada Nova Nova Vida Belo Monte 10 11 12 25 40 56 68 21 25 33 47 48 52 72 21 28 38 66 47 57 55 21 27 27 51 56 61 62 O coeficiente de determinação (R2) para tiabendazole e ivermectina das curvas de doseresposta, variaram de 0,59 a 0,89 e 0,56 a 0,94 respectivamente. Com população mista de NGI a curva de melhor qualidade foi obtida em Alto Lindo para ambos os antihelmínticos, provavelmente em virtude do maior frequência de larvas de Haemonchus nos cultivos e os valores de R2de 0,94 (TBZ)e 0,89 (IVM), o certifica a qualidade da curva dose-resposta. Para isolados de Cooperia sp., no Brasil, a média de R2 foi 0,83 (0.74–0.87) (ALMEIDA et al., 2013). 53 Tabela 5. Concentração efetiva (CE50) de thiabendazole para o Teste de Eclosão de Ovos e CE50 e coeficiente de determinação (R2) para ivermectina para o Teste de Migração Larvar. Tiabendazole (µg/mL) Áreas Ivermectina (nM) R2 CE50 R2 Alto Lindo CE50 0,30 0,94 181,5 0,89 Morada Nova 0,47 0,85 132,9 0,59 Nova Vida 0,50 0,83 16,2 0,81 Belo Monte 0,48 0,56 46,6 0,82 A comparação entre os valores de CE50 pelo TML para IVM e os dados da eficácia do TRCOF gerou uma razoável correlação entre os isolados de H. contortus (GILL et al., 1991), no atual estudo, também confirmamos a resistência para IVM pelo TRCOF e a baixa eficácia pelo TML. Estes resultados apresentam a possibilidade de utilizar o TML para avaliar a eficácia da ivermectina com populações mistas de NGI oriundas do campo, no qual exista predominância do gênero Haemonchus como citado por Kotze et al. (2006). Os resultados do TRCOF e dos testes in vitro foram comparáveis em estudo a campo (DEMELER et al., 2012). No presente estudo encontraram-se níveis elevados de resistência de NGI de caprinos, predominantemente infectados pelos generos Haemonchus e Trichostrongylus, ao ABZ, LEV, IVM, MXD e CLS. No entanto, outros estudos utilizando isolados de nematódeos susceptíveis e resistentes, são necessários para definição do ponto de corte para resistência aos anti-helmínticos com populações naturais. 54 Conclusão Nematódeos resistentes aos benzimidazois, lactonas macrociclicas, levamisole e closantel foram encontrados em rebanhos caprinos em região semiárida em teste in vivo e in vitro, e a alta frequência de resistência foi registrada em diferentes áreas de estudo. Agradecimentos A FAPESB (Edital PRONEN) pelo financiamento da pesquisa e a CAPES pela bolsa de mestrado concedida. 55 Referências bibliográficas AHID, S.M.M.; CAVALCANTE, M.D.A.; BEZERRA, A.C.D.S.; SOARES, H.S.; PEREIRA, R.H.M.A. Eficácia anti-helmíntica em rebanho caprino no Estado de Alagoas, Brasil. Acta Veterinaria Brasílica, v. 1, p.56-59, 2007. ALMEIDA, G.D.; FELIZ, D.C.; . HECKLER, R.P.; BORGES, D.G.L.; ONIZUKA, M.K.V.; TAVARES, ONIZUKA, L.E.R.; PAIVA, F.; BORGES, F.A. Ivermectin and moxidectin resistance characterization by larval migration inhibition test in field isolates of Cooperia spp. in beef cattle, Mato Grosso do Sul, Brazil. Veterinary Parasitology, v.191, p. 59– 65, 2013. ALONSO-DÍAZ, M.A.; TORRES-ACOSTA, J.F.J.; SANDOVAL-CASTRO, C.A.; AGUILAR-CABALLERO, A.J.; HOSTE, H. In vitro larval migration and kinetics of exsheathment of Haemonchus contortus larvae exposed to four tropical tanniniferous plant extracts. Veterinary Parasitology, v. 153, p.313–319, 2008. ALMEIDA, F.A.; GARCIA, K.C.O.D.; TORGERSON, P.R.; AMARANTE, A.F.T. Multiple resistance to anthelmintics by haemonchus contortus and trichostrongylus colubriformis in sheep in brazil. Parasitology International, v.59, p. 622–625, 2010. BIZIMENYERA, E. S.; GITHIORI, J. B.; ELOFF, J. N.; SWAN, G. E. In vitro activity of Peltophorum africanum Sond. (Fabaceae) extracts on the egg hatching and larval development of the parasitic nematode Trichostrongylus columbriformis. Veterinary Parasitology 142: 336-343,2006. BOTURA, M. B.; SANTOS, J. D. G.; SILVA, G. D.; LIMA, H. G. OLIVEIRA, J. V. A.; ALMEIDA, M. A. O.; BATATINHA, M. J. M.; BRANCO, A. In vitro ovicidal and larvicidal activity of Agave sisalana Perr. (sisal) on gastrointestinal nematodes of goats. Veterinary Parasitology, v. 192, p.211– 217, 2013. CALVETE, C.; CALAVIA, R.; FERRER, L.M.; RAMOS, J.J.; LACASTA,D.; URIARTE, J. Management and environmental factors related to benzimidazole resistance in sheep nematodes in Northeast Spain. Veterinary Parasitology v.184, p. 193– 203, 2012. COELHO, W.A.C.; AHID, S.M.M.; LUIZ DA SILVA VIEIRA, L.S.; FONSECA, Z.A.A.S; SILVA, I.P. Resistência anti-helmíntica em caprinos no município de Mossoró. Ciência Animal Brasileira, v. 11, n. 3, p. 589-599, 2010. COLES, G.C.; BAUER, C.; BORGSTEEDE, F.H.M.; GEERTS, T.R.; KLEI,T.R.; TAYLOR, M.A.; WALLER, P.J. World Association for the Advancement of Veterinary Parasitology (W.A.A.V.P.) methods for the detection of anthelmintic resistance in nematodes of veterinary importance. Veterinary Parasitology, v. 44, p. 35-44, 1992. 56 DEMELER, J.; VAN ZEVEREN, A.M.J.; KLEINSCHMIDT, N.; VERCRUYSSE, J.; HÖGLUND, J.; KOOPMANN, R.; CABARET, J.; CLAEREBOUT, E.; ARESKOG, M.; VON SAMSON-HIMMELSTJERNA, G. Monitoring the efficacy of ivermectin andalbendazole against gastrointestinal nematodes of cattle in Northern Europe. Veterinary Parasitology, v.160, p. 109–115, 2009. DEMELER, J.; KUTTLER, U.; EL-ABDELLATI, A.; STAFFORD, K.; RYDZIK, A.; VARADY, M.; KENYON, F.; COLES, G.; HOGLUND, J.; JACKSON, F.; VERCRUYSSE, J.;VON SAMSON-HIMMELSTJERA, G. Standardization of the larval migration inhibition test for the detection of resistance to IVM in gastrointestinal nematodes of ruminants. Veterinary Parasitology, v. 174, p. 58–64, 2010a. DEMELER, J.; KLEINSCHMIDT, N.; KÜTTLER, U.; KOOPMANN, R.; Von SAMSON-HIMMELSTJERNA, G. Evaluation of the Egg Hatch Assay and the Larval Migration Inhibition Assay to detect anthelmintic resistance in cattle parasitic nematodes on farms. Parasitology International, v. 61, n.4, p.614-618, 2012. GILL, J.H.; REDWIN, J.M.; VAN WYK, J.A.; LACEY, E. Detection of resistance to ivermectin in haemonchus contortus. International Journal for Parasitology, v. 21, n. 7, p.771-776, 1991. HOWELL, S.B.; BURKE, J.M.; MILLER, J.E.; TERRILL,T.H.; VALENCIA,E.; WILLIAMS, M.J.; WILLIAMSON, L.H.; ZAJAC, A.M.; KAPLAN, R.M. Prevalence of anthelmintic resistance on sheep and goat farms in the southeastern United States. Journal of the American Veterinary Medical Association, v. 233, N. 12, 2008. HUBERT, J.; KERBOEUF, D. A microlarval development assay for the detection of anthelmintic resistence in sheep nematodes. Veterinary Record 130: 442-446, 1992 KOTZE, A.C.; LE JAMBRE, L.F.; O’GRADY, J. A modified larval migration assay for detection of resistance to macrocyclic lactones in Haemonchus contortus, and drug screening with Trichostrongylidae parasites. Veterinary Parasitology, v.137, p.294– 305, 2006. KUMSA, B. e ABEBE, G. Multiple anthelmintic resistance on a goat farm in Hawassa (southern Ethiopia).Tropical Animal Health and Production, v.41, p.655–662, 2009 LEIGNEL,V.; HUMBERT,J.F. Mitochondrial DNA Variation in BenzimidazoleResistant and Susceptible Populations of the Small Ruminant Parasite Teladorsagiacircumcincta.The Journal of Heredity, v.92, n.6, 2001. 57 LESPINE, A.; CHARTIER, C.; HOSTE, H.; ALVINERIE, M. Endectocides in goats: Pharmacology, efficacy and use conditions in the context of anthelmintics resistance. Small Ruminant Research, v.103, p.10– 17, 2012. LIMA, W.C.; ATHAYDE, A.C.R.; MEDEIROS, G. R.;LIMA, D.A.S.D.; BORBUREMA, J.B.;SANTOS, E.M.;VILELA, V.L.R.; AZEVEDO, S.S. Nematóides resistentes a alguns anti-helmínticos emrebanhos caprinos no Cariri Paraibano. Pesquisa Veterinaria Brasileira,v.30, n.1, p.1003-1009, 2010. LIMA, M.M.; FARIAS, M.P.O.; ROMEIRO, E.T.; FERREIRA, D.R.A.; ALVES, L.C.; FAUSTINO, M. A. G. Eficácia da moxidectina, ivermectina e albendazole contra helmintos gastrintestinais em propriedades de criação caprina e ovina no estado de Pernambuco. Ciência Animal Brasileira, v. 11, n. 1, p. 94-100, 2010. MAINGI, N.; BJØRN, H.; DANGOLLA, A. The relationship between faecal egg count reduction and the lethal dose 50% in the egg hatch assay and larval development assay. Veterinary Parasitology, v. 77, p.133–145, 1998. MELO, A.C.,F.,L; BEVILAQUA, .C.;M.; L.; REIS, I. F. Resistência aos antihelmínticos benzimidazóis em nematóides gastrintestinais de pequenos ruminantes do semiárido nordestino brasileiro. Ciência animal brasileira, v. 10, n. 1, p. 294-300, 2009. MOLENTO, M. B.; PRICHARD, R. K. Effect of multidrug resistance modulators on the activity of ivermectin and moxidectin against selected strains of Haemonchus contortus infective larvae. Pesquisa Veteterinária Brasileira, v. 21, p. 117-121, 2001. PAPADOPOULOS, E. Anthelmintic resistance in sheep nematodes. Small Ruminant Research, v. 76; p. 99-103, 2008 PARAUD, C.; PORS, I.; . REHBY, L.; CHARTIER, C. Absence of ivermectin resistance in a survey on dairy goat nematodes in France. Parasitology Research, v.106, p. 1475–1479, 2010. RINALDI, L. E CRINGOLI, G. Parasitological and pathophysiological methods for selective application of anthelmintic treatments in goats. Small Ruminant Research, v. 103, p.18– 22, 2012. RODRIGUES, A. B; ATHAYDE A.C. R.; RODRIGUES, O. G.; SILVA,W.W.; FARIA, E. B. Sensibilidade dos nematóides gastrintestinais de caprinos a antihelmínticos na mesorregião do Sertão Paraibano. Pesquisa Veterinária. Brasileira, v. 27, n.4, p.162-166, 2007. SAMSON-HIMMELSTJERNA G. VON; COLES, G.C.; JACKSON, F.; BAUER, C.; BORGSTEEDE, F; CIRAK, V. Y.; DEMELER, J.; DONNAN, A.; DORNY,P.; EPE, C.; HARDER, A.; HÖGLUND, J.; KAMINSKY, R.; KERBOEUF, D.; KÜTTLER, PAPADOPOULOS, U.; POSEDI, E.; SMALL, J.; VÁRADY, J.; VERCRUYSSE., 58 M. J.; WIRTHERLE, N. Standardization of the egg hatch test for the detection of benzimidazole resistance in parasitic nematodes. Parasitology Research, v.105, p. 825834, 2009. SAEED, M.; IGBAL, Z.; JABBAR, A.; MASOOD, S.; HAFIZ, BABAR, W.; SADDIGI, H.A.; YASEEN M.; SARWAR, M.; ARSHAD, M. Multiple anthelmintic resistance and the possible contributory factors in Beetal goats in an irrigated area (Pakistan). Research in Veterinary Science, v.88, p. 267–272, 2010. SILVESTRE, A.LEIGNEL, V.; BERRAG, B.; GASNIER, N.; HUMBERT, J-F.; CHARTIER, C.; CABARET, J. Sheep and goat nematode resistance to anthelmintics: pro and cons among breeding management factors. Vet. Res, v. 33, p. 465–480, 2002a. SILVESTRE, A.; HUMBERTB, J.F.; Diversity of benzimidazole-resistance alleles in populations of small ruminant parasites. International Journal for Parasitology, v. 32, p. 921–928, 2002b. WARUIRU, R.M.; KOGI, J.K.; WEDA, E.H.; NGOTHO, J.W. Multiple anthelmintic resistance on a goat farm in Kenya. Veterinary Parasitology, v. 75, p.191-197, 1998. UENO, H.; GONÇALVES, P. C. Manual para diagnóstico das helmintoses de ruminantes, 4ª. Ed. Tokio: Japan International Cooperation, p. 143, 1998. VÁRADY, M.; CÚDEKOVÁ, P.; CORBA, J. In vitro detection of benzimidazole resistance in Haemonchus contortus: Egg hatch test versus larval development test. Veterinary Parasitology, v.149, p.04-110, 2007. VERCRUYSSE, J.; HOLDSWORTH, P.; LETONJA, T.; BARTH, D.; CONDER, G.HAMAMOTO,K.; OKANO, K. International harmonization of anthelmintic efficacy guidelines. Veterinary Parasitology, v.96, p.171–193, 2001. VIEIRA, L. S.; CAVALCANTE, A. C. R. Resistência antihelmíntica em rebanhos caprinos no Estado do Ceará. Pesquisa Veterinária Brasileira, v. 19, n. 3-4, p. 99-103, 1999. ZAJAC, A. M.; GIPSON, T.A. Multiple anthelmintic resistance in a goat herd. Veterinary Parasitology, v. 87, p.163-172,2000. 59 CONSIDERAÇÕES FINAIS Os resultados deste estudo indicaram que rebanhos caprinos do município de Cansanção, Bahia apresentaram baixos níveis de eficácia indicando resistência múltipla aos benzimidazois, lactonas macrocíclicas, levamisole e closantel. A alta frequência de vermifugação, a via de administração do fármaco, a estimativa visual do peso de animais, a utilização de subdosagens, o uso prolongado dos mesmos grupos químicos podem ter sido os principais fatores que propiciaram a circulação e estabelecimento de parasitas resistentes. 60 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS AHID, S.M.M.; CAVALCANTE, M.D.A.; BEZERRA, A.C.D.S.; SOARES, H.S.; PEREIRA, R.H.M.A. Eficácia anti-helmíntica em rebanho caprino no Estado de Alagoas, Brasil. Acta Veterinaria Brasílica, v. 1, p.56-59, 2007. ALMEIDA, F. A.; GARCIA, K.C.O.D.; TORGERSON P.R.; AMARANTE, A.F.T. Multiple resistance to anthelmintics by Haemonchus contortus and Trichostrongylus colubriformis in sheep in Brazil. Parasitology International, v.59, p. 622–625, 2010. ALMEIDA, G. D.; ALMEIDA, G.D.; FELIZ, D.C; HECKLER, R.P.; BORGES, D.G.L.; ONIZUKA, M.K.V.; TAVARES, L.E.R.; PAIVA, F.; BORGES F.A. Ivermectin and moxidectin resistance characterization by larval migration inhibition test in field isolates of Cooperia spp. in beef cattle, Mato Grosso do Sul, Brazil. Veterinary Parasitology, v.19, p. 59-65, 2013. AYRES, M. C. C.; ALMEIDA, M. A O. Agentes antinematódeos. In: SPINOSA, H. S., GORNIAK, S. L.; BERNARDI, M. M. Farmacologia aplicada à Medicina Veterinária. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, Cap. 45. p. 453-465. 1996. ARMOUR, J. The epidemiology of helminth disease in farm animals. Veterinary Parasitology, v. 6, p. 7-46, 1980. BANKS, D.J.D.; SINGH, R.; BARGER, J.A.; PRATAP, B.; LE JAMBRE, L.F. Development and survival of infective larvae of Haemonchus contortus and Trichostrongylus colubriformis on pasture in a tropical environment. International Journal for Parasitology, v. 20, n.2, p.155-160, 1990. BARNES, E. H.; DOBSON, R. J. Population dynamics of Trichostrongylus colubriformis in sheep: Computer model stimulate grazing systems and the evaluation of anthelmintic resistance. International Journal for Parasitology, v.20, p.823-831, 1990. BARRETO, M.A.; MEDEIROS, M.A.; ALMEIDA, M.A.O.; SILVA, A.; MENDONÇA, L.R. Resistência de nematódeos gastrintestinais de caprinos a ivermectina, albendazole, levamisole e abamectina nos pólos Remanso, Coité e 61 Jaguarari no semi-árido baiano. In: Anais... do XIX CONGRESSO BRASILEIRO DE PARASITOLOGIA VETERINÁRIA (Porto Alegre, Brasil), 2005. BÁRTÍKOVÁ, H.; SKÁLOVÁ, L.; LAMKA, J.; SZOTÁKOVA, B.; VÁRADY, M. The effects of flubendazole and its metabolites on the larval development of Haemonchus contortus (Nematoda: Trichostrongylidae): an in vitro study. Helminthologia, v. 47, n.4, p.269-271, 2010. BELEW, S.; HUSSIEN, J.; REGASSA, F.; BELAY, K.; TOLOSA, T. Susceptibility assay of Haemonchus contortus to commonly used anthelmintics in Jimma, southwest Ethiopia. Tropical Animal Health and Production, v. 44, p.1599-1603, 2012. BIZIMENYERA, E. S.; GITHIORI, J. B.; ELOFF, J. N.; SWAN, G. E. In vitro activity of Peltophorum africanum Sond. (Fabaceae) extracts on the egg hatching and larval development of the parasitic nematode Trichostrongylus columbriformis. Veterinary Parasitology, v.142, p. 336-343, 2006. BOGAN, J.; ARMOUR, J. Anthelmintic for ruminants. International Journal for Parasitology, v.17. p. 483-491, 1987. BORGES, C. C. L. Atividade in vitro de anti-helmínticos sobre larvas infectantes de nematódeos gastrintestinais de caprinos, utilizando a técnica de coprocultura quantitativa (Ueno, 1995). Parasitología latinoamericana, v. 58, p. 142 -147, 2003. BRUCE, J. I. New Anthelmintics. Helminth Chemotherapy, p. 131-140, 1987. CALVISTON, J. P.; HOLZBAUR, E. L. F. Microtubule motors at the intersection of trafficking and transport. Trends in cell biology, v. 16, n. 10. p. 530-537, 2006. CEZAR, A. S.; CATTO, J. B.; BIANCHIN, I. Controle alternativo de nematódeos gastrintestinais dos ruminantes: atualidade e perspectivas. Ciência Rural, v 38, n. 7, p. 2083-2091, 2008. CEZAR, A. S.; TOSCAN, G.; CAMILLO, G.; SANGIONI, L. A.; RIBAS, H. O.; VOGEL, FERNANDA, S. F. Multiple resistance of gastrointestinal nematodes to nine 62 diferente drugs in a sheep flock in southern Brazil. Veterinary Parasitology, v. 173, p. 157–160, 2010. CHAGAS, A. C. S.; KATIKI, L.M.; SILVA, I.C.; GIGLIOTI, R.; ESTEVES, S. N.; OLIVEIRA, M.C.S.;JUNIOR, W.B. Haemonchus contortus: A multiple-resistant Brazilian isolate and the costs for its characterization and maintenance for research use. Parasitology International, v. 62, p. 1-6, 2013. CHARVET, C. L.; ROBERTSON, A. P.; CABARET, J.; MARTIN, R. J.; NEVEU, C. Selective effect of the anthelmintic bephenium on Haemonchus contortus levamisolesensitive acetylcholine receptors. Invert Neurosci, v. 12, n.01, p. 43-51, 2012. COELHO, W. A. C.; AHID, S. M. M., VIEIRA, L. S., FONSECA, Z. A. A. S.; SILVA, I. P. Resistência anti-helmíntica em caprinos no município de Mossoró, RN. Ciência Animal Brasileira, v. 11, n. 3, p. 589-599, 2010. COLES, G.C.; JACKSON, F.; POMROY, W.E.; PRICHARD, R.K.; SAMSON-HIMMELSTJERNA, G. VON; SILVESTRE, A.M.; .TAYLOR, A. J.; VERCRUYSSE, J. The detection of anthelmintic resistance in nematodes of veterinary importance. Veterinary Parasitology, v.136, p.167-185, 2006. CONAB. Compahia Nacional de Abastecimento. Caprinocultura da Bahia 2006. Disponivel em: <http://www.conab.gov.br/conabweb/download/sureg/ BA/caprinocultura_na_bahia.pdf> Acesso em: 20 dez. 2012. CONDER, G.A; CAMPBELL, W.C. Chemotherapy of nematode infections of veterinary importance, with special reference to drug resistance. Advances in Parasitology, v. 35, n. 1-84, 1995. COSTA JÚNIOR, G. S.; MENDONÇA, I.L.; CAMPELO, J.E.G.; CALVACANTE, R.R.; FILHO, L.A.D.; NASCIMENTO, I.M.R.; ALMEIDA, E.C.S.; CHAVES, R. M. Efeito de vermifugação estratégica, com princípio ativo à base de ivermectina na incidência de parasitos gastrintestinais no rebanho caprino da UFPI. Ciência Animal Brasileira, v. 6, n. 4, p. 279-286, 2005. 63 COSTA, V. M. de M.; SIMÕES, S. V.D.; RIET-CORREA, F. Doenças parasitárias em ruminantes no semi-árido brasileiro. Pesquisa Veterinária Brasasileira, v. 29, n.7, p. 563-568, 2009. COSTA, V.M.M.; SIMÕES, S.V.D.; RIET-CORREA, F. Controle das parasitoses gastrintestinais em ovinos e caprinos na região semiárida do Nordeste do Brasil. Pesquisa Veterinária Brasileira, v. 31, n. 1, p.65-71, 2011. CRINGOLI, G.;VENEZIANO, V.; RINALDI, L.; SAUVÉ, R. R; FEDELE, V.; CABARET, J. Resistance of trichostrongyles to benzimidazoles in Italy: a first report in a goat farm with multiple and repeated introductions. Parasitology Research, v. 101, p. 577-581, 2007. CROWE, L. M.; CROWE, J. H. Anhydrobiosis: A strategy for survival. Advances in Space Research, v. 12, p. 239–247, 1992. CUNHA, E. A.; SANTOS, L. E.; RODA, D. S.; POZZI, C. R.; OTSUK, I. P.; BUENO, M. S.; RODRIGUES, C. F. C. Efeito do sistema de manejo sobre o comportamento em pastejo, desempenho ponderal e infestação parasitária em ovinos Suffolk. Pesquisa Veterinária Brasileira, v. 17, n. 3, p. 105-111, 1997. DEMELER, J.; VAN ZEVEREN , A.M.J.; KLEINSCHMIDT , N.; VERCRUYSSE , J.; HO¨GLUND , J.; KOOPMANN , R.; CABARET , J.; CLAEREBOUT , E.; ARESKOG , M.; SAMSON-HIMMELSTJERNA, G. VON. Monitoring the efficacy of ivermectin and albendazole against gastro intestinal nematodes of cattle in Northern Europe. Veterinary Parasitology, v. 160, p. 109-115, 2009. DEMELER, J.; KUTTLER, U.; SAMSON-HIMMELSTJERNA, von G. Adaptation and evaluation of three different in vitro tests for the detection of resistance to anthelmintics in gastro intestinal nematodes of cattle. Veterinary Parasitology. v. 170, p. 61–70. 2010. DEMELER, J.; KLEINSCHMIDT, N.; KÜTTLER , U.; KOOPMANN, R.; SAMSONHIMMELSTJERNA, von G. Evaluation of the Egg Hatch Assay and the Larval Migration Inhibition Assay to detect anthelmintic resistance in cattle parasitic nematodes on farms. Parasitology International, v. 61, p. 614-618 , 2012. 64 WALLER, P.J.; ECHEVARRIA, E.; EDDI, C.; MACIEL, S.; NARI, A.; HANSEN, J.W. The prevalence of anthelmintic resistance in nematode parasites of sheep in southern Latin America: general overview. Veterinary Parasitology, v. 62, p. 181– 187, 1996. EL-ABDELLATI, A.; GELDHOF, P.;CLAEREBOUT, E.;VERCRUYSSE, J.;CHARLIER, J. Monitoring macrocyclic lactone resistance in Cooperia oncophora on a Belgian cattle farm during four consecutive years. Veterinary Parasitology, v.171, p. 167–171, 2010. FAO. Agriculture Department – Animal Production and Health Division. Disponível em: < http://faostat.fao.org/site/573/DesktopDefault.aspx?PageID=573#ancor>. Acesso em: 20 dez. 2012. FLOATE, K. D. Endectocide use in cattle and fecal residues: environmental effects in Canada. Canadian Journal of Veterinary Research, v.70, p.1-10, 2006. FOX, M.T. Pathophysiology of infection with Ostertagia ostertagi in cattle. Veterinary Parasitology, v. 46, p. 143-158, 1993. GENNARI, S. M. e AMARANTE, A. F. T. Helmintos de ovinos e caprinos. Biológico, v.67, n.1/2, p.13-17, 2006. GETACHEW, T.; DORCHIES, P.; JACQUIET, P. Trends and challenges in the effective and sustainable control of Haemonchus contortus infection in sheep. Review Parasite, v.14, p.3-14, 2007. GEARY,T.G.; SIMS, S.M.; THOMAS, E.M.; VANOVER, L.; DAVIS, J.P.; WINTERROWD, C.A.; KLEIN, R.D.; HO, N.F.H.; THOMPSON, D.P.Haemonchus contortus: Ivermectin-Induced Paralysis of the Pharynx. Experimental Parasitology, v. 77, p. 88-96, 1993. 65 HENNESSY, D.R. Pharmacokinetic Disposition of Benzimidazole Drugs the Ruminant Gastrointestinal Tract. Parasitology Today, v. 9, n.9, p. 329-333, 1993. HENNESSY, D.R. Physiology, Pharmacology and Parasitology. International Journal for Parasitology, v. 27, n. 2, p. 145-152, 1997. HERD, R.P.; PARKER, C.F.; MCCLURE, K.E. Epidemiologic approach to the control of sheep nematodes. Journal of the American Veterinary Medical Association, v. 184, n. 6, p. 680-687, 1984. HOSTE, H.; LEVEQUE, H.; DORCHIES, P. Comparison of nematode infections of the gastrointestinal tract in Angora and dairy goats in a rangeland environment: relations with the feeding behavior. Veterinary Parasitology, v. 101, p. 127-135, 2001. HOSTE, H.; TORRES-ACOSTA, J. F. J.; AGUILAR-CABALLERO, A. J. Nutritionparasite interactions in goats: is immunoregulation involved in the control of gastrointestinal nematodes. Parasite Immunology, v. 30, p.79-88, 2008. HOSTE, H.; SOTIRAKI, S.; LANDAU, S. Y.; JACKSON, F.; BEVERIDGE I. Goat– Nematode interactions: think differently. Trends in Parasitology, v. 26, p. 376–381, 2010. IBGE. Pesquisa Pecuária Municipal. 2010. Disponível em: <http://www.ibge.gov.br>. Acesso em: 20 dez. 2012. IBGE. Cidades, Censo Agropecuario, 2006. Disponivel em: <http://www.ibge.gov.br/ cidadesat/comparamun/compara.php?codmun=290680&coduf=29&tema=censoagro200 6&codv=v111&lang> Acesso em: 20 dez. 2012. IFAH Annual Report, 2009. Disponível em: http://www.ifahsec.org Acesso em: 20 dez. 2012. JACKSON, F.; MILLER, J. E. Alternative approaches to control – Quo vadit? 66 Veterinary Parasitology, v. 139, p. 371-384, 2006. KENYON, F; GREER, A. W.; COLES, G.C.; CRINGOLI, G.; PAPADOPOULOS, E.; CABARET, J.; BERREG, B.; VÁRADY, M.; VAN WYK, J.A.; THOMAS, E.; VERCRUYSSE, J.; JACKSON, F. The role of targeted selective treatments in the development of refugia-based approaches to the control of gastrointestinal nematodes of small ruminants. Veterinary Parasitology, v. 164, p. 3-11, 2009. KÖHLER, P.; The biochemical basis of anthelmintic action and resistance. International Journal for Parasitology, v. 31, p. 335-345, 2001. KOTZE, A.C.; LE JAMBRE, L.F.; O’GRADY, J. A modified larval migration assay for detection of resistance to macrocyclic lactones in Haemonchus contortus, and drug screening with Trichostrongylidae parasites. Veterinary Parasitology, v.137, p.294– 305, 2006. KUMSA, B. e ABEBE, G. Multiple anthelmintic resistance on a goat farm in Hawassa (southern Ethiopia).Tropical Animal Health and Production, v.41, p.655–662, 2009. KWA, M.S.G.; VEENSTRA, J.G.; ROO, H.M. Benzimidazole resistance in Haemonchus contortus is correlated with a conserved mutation at amino acid 200 in fltubulin isotype 1. Molecular and Biochemical Parasitology, v. 63, p. 299-303, 1994. LACEY, E. The role of the cytoskeletal protein, tubulin, in the mode of action and mechanism of drug resistance to benzimidazoles. International Journal Parasitology, v.18, n. 7, p. 886-936, 1988. LANUSSE, C.E.; BALLENT, M.; LIFSCHITZ, A. Modulation of cellular drug efflux: impact on antiparasitic therapy. In: XV CONGRESSO BRASILEIRO DE PARASITOLOGIA VETERINÁRIA E II SEGUNDO SEMINÁRIO DE PARASITOLOGIA VETERINÁRIA DOS PAÍSES DO MERCOSUL, 15, 2008, Curitiba. Anais...Paraná: CBPV, 2008. 1CD-ROM. 67 LEIGNEL,V.; HUMBERT,J.F. Mitochondrial DNA Variation in BenzimidazoleResistant and Susceptible Populations of the Small Ruminant Parasite Teladorsagiacircumcincta.The Journal of Heredity, v.92, n.6, 2001. LE JAMBRE, L. F.; GILL, J. H.; LENANE, I. J.; BAKER, P. Inheritance of avermectin resistance in Haemonchus contortus. International Journal for Parasitology, v.18, p. 885-936, 2000. LESPINE, A.; ALVINERIE, M.; VERCRUYSSE, J.; PRICHARD, R.; GELDHOF, P. ABC transporter modulation: a strategy to enhance the activity of macrocyclic lactone anthelmintics. Trends in Parasitology, v.24, n.7, p. 293-298, 2008. LETTINI, S. E.; M. SUKHDEO, V. K. Anhydrobiosis increases survival of trichostrongyle nematodes. Journal of Parasitology, v. 92, n. 5, p. 1002-1009, 2006. LIMA, M. M. Eficácia da moxidectina, ivermectina e albendazole contra helmintos gastrintestinais em propriedades de criação caprina e ovina no estado de Pernambuco. Ciência Animal Brasileira, Goiânia, v. 11, n. 1, p. 94-100, 2010. MACEDO, I.T.F.; BEVILAQUA, C.M.L.; OLIVEIRA, L.M.B.; CAMURÇAVASCONCELOS, A.L.F.; VIEIRA, L.S.; OLIVEIRA, F.R.; QUEIROZ-JUNIOR, E.M.; PORTELA, B.G.; BARROS, R.S.; CHAGAS, A.C.S. Atividade ovicida e larvicida in vitro do óleo essencial de Eucalyptus globulus sobre Haemonchus contortus. Revista Brasileira Parasitologia, v.18, n.3, p.62-66, 2009. MARTIN, R. J. Modes of Action of Anthelmintic Drugs. The Veterinary Journal, v.154, p.11-34, 1997. MARTIN, R.; MURRAY, L.; ROBERTSON, A. P.; BJORN, H.; SANGSTER, N. Anthelmintics and ion channels after a puncture use a patch. International Journal for Parasitology, v. 28, p. 849-862, 1998. MARTÍNEZ M. I.; LUMARET, J. P. Las prácticas agropecuárias y sus consecuencias em la entomofauna y el entorno ambiental. Folia Entomológica Mexicana, v.45, n.1, p.57-68, 2006. 68 MARTÍNEZ-VALLADARES, M.; FAMULARO, M. R.; FERNÁNDEZ-PATO, N.; CORDERO-PÉREZ, C.; CASTAÑÓN-ORDÓÑEZ, L.; ROJO-VÁZQUEZ, F. A. Characterization of a multidrug resistant Teladorsagia circumcincta isolate from Spain. Parasitology Research , v. 110, p. 2083–2087, 2012. MEDEIROS, H. R.; JUNIOR, E. V. H.; ZAROS, L. G.; VIEIRA, L. S. BOMFIM, M. A. D.; OLIVEIRA, L. S. Avaliação de métodos de controle de endoparasitoses gastrintestinais em rebanho ovino. V Congresso Nordestino de Produção Animal, 2008. MELO, A. C. F. L.; REIS, I. F.; BEVILAQUA, C. M. L.; VIEIRA, L.S.; ECHEVARRIA, F. A. M.; MELO, L. M. Nematódeos resistentes a anti-helmíntico em rebanhos de ovinos e caprinos do amestado do Ceará, Brasil. Ciência Rural, v. 33, n.2, p. 339-344, 2003. MILLER, C. M.; WAGHORN, T. S.; LEATHWICK, D. M.; CANDY, P. M.; OLIVER, M. B.; WATSON, T. G. The production cost of anthelmintic resistance in lambs. Veterinary Parasitology, v. 186, p. 376–381, 2012. MOLENTO, M. B. Resistência de helmintos em ovinos e caprinos. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, v. 13, p.82-85, 2004. MOLENTO, M. B. Avanços no diagnóstico e controle das helmintoses em caprinos. I Simpósio Paulista de Caprinocultura (SIMPAC). Multipress, Jaboticabal, p.101-110, 2005. MOLENTO, M. B. Parasite control in the age of drug resistance and changing agricultural practices. Veterinary Parasitology, v. 163, p. 229–234, 2009. MORAES NETO, O.T.; RODRIGUES, A.; ALBUQUERQUE, A.C.A. MAYER, S. Manual de capacitação de agentes de desenvolvimento rural (ADRs) para caprinoovinocultura. João Pessoa: SEBRAE, p. 114, 2003. NETO, J. V. E.; BEZERRA, M. G. S.; FRANÇA, A. F.; ASSIS, L. C. S. L.C.; DIFANTE, G. S. A agricultura familiar na cadeia produtiva de carne ovina e caprina no 69 semiárido. Revista Brasileira de Agropecuária Sustentável (RBAS), v.1, n.2., p.1219, 2011. NOGUEIRA FILHO, A.; ALVES, M.O. Potencialidades da cadeia produtiva da ovinocaprinocultura na região Nordeste do Brasil. Banco do Nordeste do Brasil. Escritório técnico de estudos econômicos do Nordeste – ETENE, 11/04/2002. NWOSU, C. O.; OKON, E. D.; CHIEJINA, S. N.; IGBOKWE, I. O.; MBAYA, A. W.; COLUMBUS, P. K.; CHAGWA, L. L.; DANIEL-IGWE, G. Natural Oesophagostomum columbianum infection of Sahel goats in northeastern Nigeria. Comparative Clinical Pathology, 2012. O’CONNOR, L. J.;WALKDEN-BROWN, S. W.; KAHN L. P. Ecology of the freeliving stages of major trichostrongylid parasites of sheep. Veterinary Parasitology, v. 142, p.1-15, 2006. OXBERRY, M. E.; TIMOTHY G. G.;WINTERROWD C. A.; PRICHARD R. K. Individual Expression of Recombinant a and Tubulin from Haemonchus contortus: Polymerization and Drug Effects. Protein Expression and Purification, v. 21, p.30-39, 2001. PAIEMENT, J.P.; LEGER, C.; RIBEIRO, P.; PRICHARD, R. K. Haemonchus contortus: Effects of Glutamate, Ivermectin, and Moxidectin on Inulin Uptake Activity in Unselected and Ivermectin-Selected Adults. Experimental Parasitology, v. 92, p. 193-198, 1999. PARAUD, C.; PORS, I.; REHBY, L.; CHARTIER, C. Absence of ivermectin resistance in a survey on dairy goat nematodes in France. Parasitology Research, v. 106, p.1475– 1479, 2010. PAPADOPOULOS, E. Anthelmintic resistance in sheep nematodes. Small Ruminant Research, v. 76, p. 99-103, 2008. PRICHARD, R. K.; The fumarate reductase reaction of haemonchus contortus and the mode of action of some anthelmintics. International Journal for Parasitology, v. 3, p. 409-417, 1973. 70 PRICHARD, R.; TAIT, A. The role of molecular biology in veterinary parasitology. Veterinary Parasitology, v. 98, p.169-194, 2001. PRICHARD, R.K., ROULET, A. ABC transporters and β-tubulin in macrocyclic lactone resistance: prospect for marker development. Parasitology, v. 134, p. 11231132, 2007. PUTTACHARY, S.; ROBERTSON, A. P.; CLARK, C. L.; MARTIN, R. J. Levamisole and ryanodine receptors (II): An electrophysiological study in Ascaris suum. Molecular & Biochemical Parasitology, v. 171, p. 8-16, 2010. REINECKE, R. K. Parasitic control in intensive x non-intensive systems - ruminants. Veterinary Parasitology, v. 54, p. 49-67, 1994. RINALDI, L.; VENEZIANO, V.; CRINGOLI, G. Dairy goat production and the importance ofgastrointestinal strongyle parasitismo. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene, v. 101, p. 745-746, 2007. RINALDI, L.; CRINGOLI, G. Parasitological and pathophysiological methods for selective application of anthelmintic treatments in goats. Small Ruminant Research, v. 103, p.18– 22, 2012. ROBERTSON, A. P.; BJORN H. E.; MARTIN R.J. Pyrantel resistance alters nematode nicotinic acetylcholine receptor single-channel properties. European Journal of Pharmacology, v. 394, p.1-8, 2000. ROBERTSON, A. P.; CLARK, C. L.; MARTIN, R. J. Levamisole and ryanodine receptors (I): A contraction study in Ascaris suum. Molecular & Biochemical Parasitology, v. 171, p. 1-7, 2010. RODA, D. S.; SANTOS, L. E.; CUNHA, E. A.; OTSUK, I. P.; POZZI, C. R. Comportamento e infestação parasitária de caprinos submetidos a diferentes sistemas de pastejo. Boletim de Industria Animal, v. 52, n.2, p. 139-146, 1995. 71 ROMERO, J.; BOERO, C. A. Epidemiología de la gastroenteritis verminosa de los ovinos en las regiones templadas y cálidas de la Argentina. Analecta Veterinaria, v. 21, n. 1, p. 21-37, 2001. ROSANOVA, C. Fatores favoráveis e limitantes ao desenvolvimento da cadeia produtiva da ovinocaprinocultura de corte no Brasil. Monografia apresentada a PósGraduação Lato Sensu em Gestão Agro Industrial, para obtenção do título de Especialista em Gestão Agroindustrial. Lavras, MG, 2004, 42p. SANGSTER, N. C; RICKARD, J. M. Disposition of oxfendazole in goats and efficacy compared with sheep. Research in Veterinary Science, v. 51, p. 258-263, 1991. SANGSTER, N. C.. Pharmacology of anthelmintic resistance. Parasitology, v. 113 Suppl: S201-16 SANYAL, P.K. Studies on monitoring of control strategy against ovine parasitic gastoenteritis in subtemperature Tamil Nadu. Indian Veterinary Medical Journal, v. 15, n. 4, p. 261-65, 1993. SARGISON, N.D. Pharmaceutical treatments of gastrointestinal nematode infections of sheep -Future of anthelmintic drugs. Veterinary Parasitology, v.189, n.1, p. 79- 84, 2012. SILVESTRE, A.; LEIGNEL, V.; BERRAG, B.; GASNIER, N.; HUMBERT, J-F.; CHARTIER, C.; CABARET, J. Sheep and goat nematode resistance to anthelmintics: pro and cons among breeding management factors. Veterinary Research, v. 33, p. 465–480, 2002a. SILVESTRE, A.; HUMBERTB, J.F.; Diversity of benzimidazole-resistance alleles in populations of small ruminant parasites. International Journal for Parasitology, v. 32, p. 921–928, 2002b. SPINOSA, H. DE S.; GÓRNIAK, S.L.; BERNARDI, M. M. Farmacologia aplicada à Medicina Veterinária. 5ª edição. Editora Guanabara Koogan, 2011. 72 TAYLOR M.A.; HUNT, K.R.; GOODYEAR, K.L. Anthelmintic resistance detection methods. Veterinary Parasitology, v. 103, p. 183–194, 2002. TAYLOR, M. A.; COOP, R. L.; WALL, R. L. Parasitologia Veterinária, 3. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, p. 768, 2010. THOMAZ-SOCCOL, V.; SOUZA, F.P.; SOTOMAIOR, C.; CASTRO, E.A.; MILCZEWSKI, V.; MOCELIN, G.; SILVA, M.C.P. Resistance of Gastrointestinal Nematodes to Anthelmintics in Sheep (Ovis aries). Brazilian Archives of Biology and Technology, v.47, n.1, p. 41-47, 2004. TORRES-ACOSTA, J.F.J.; HOSTE H. Alternative or improved methods to limit gastro-intestinal parasitism in grazing sheep and goats. Small Ruminant Research, v. 77, p. 159-173, 2008. VÁRADY, M.; CORBA, J. Comparison of six in vitro tests in determining benzimidazole and levamisole resistance in Haemonchus contortus and Ostertagia circumcincta of sheep. Veterinary Parasitology, v. 80, p. 239-249, 1999. VÁRADY, M.; CERNANSKÁ, D.; CORBA, J.Use of two in vitro methods for the detection of anthelmintic resistant nematode parasites on Slovak sheep farms. Veterinary Parasitology, v. 135, p. 325–331, 2006. VÁRADY, M.; CUDEKOVÁ, P.; CORBA, J. In vitro detection of benzimidazole resistance in Haemonchus contortus: Egg hatch test versus larval development test. Veterinary Parasitology, v. 149, p. 104–110, 2007. VIEIRA L.S.; CAVALCANTE A.G.R.; XIMENES, L.J.F. Epidemiologia e controle das principais parasitoses de caprinos nas regiões semiáridas do Nordeste do Brasil. Circular Técnico, Embrapa Caprinos, Sobral. p. 49, 1997. VIEIRA, L. S.; CAVALCANTE, A. C. R. Resistência antihelmíntica em rebanhos caprinos no Estado do Ceará. Pesquisa Veterinária Brasileira, v. 19, n. 3-4, p. 99-103, 1999. 73 VLASSOFF, A.; BISSET, S.A.; MCMURTRY, L.W. Faecal egg counts in Angora goats following natural or experimental challenge with nematode parasites: within-flock variability and repeatabilities. Veterinary Parasitology, v. 84, p. 113-123, 1999. WYK, van, J.A.; HOSTE, H.; KAPLAN, R.M.; BESIER, R.B.Targeted selective treatment for worm management -How do we sell rational programs to farmers? Veterinary Parasitology, v. 139, p. 336-346, 2006. XU, M.; MOLENTO, M.; BLACKHALL, W.J.; RIBEIRO, P.; BEECH, R.; PRICHARD, R.K. Ivermectin resistance in nematodes may be caused by alteration of Pglycoprotein homolog. Molecular and Biochemical Parasitology , v. 91, p. 327-335, 1998. ZAJAC, A. M. Gastrointestinal Nematodes of Small Ruminants: Life Cycle, Anthelmintics, and Diagnosis. Veterinary Clinics: Food Animal, v. 22, p. 529–54, 2006.