UNIVERSIDADE DO VALE DO ITAJAÍ
MESTRADO EM CIÊNCIA E TECNOLOGIA AMBIENTAL
Ictioplâncton da baía da Babitonga (SC, Brasil):
instrumento para a definição de áreas
prioritárias para a conservação
Micheli Duarte de Paula Costa
Itajaí
2011
UNIVERSIDADE DO VALE DO ITAJAÍ
MESTRADO EM CIÊNCIA E TECNOLOGIA AMBIENTAL
Ictioplâncton da baía da Babitonga (SC, Brasil):
instrumento para a definição de áreas
prioritárias para a conservação
Micheli Duarte de Paula Costa
Dissertação apresentada a Universidade do
Vale do Itajaí, como parte dos requisitos para
obtenção do grau de Mestre em Ciência e
Tecnologia Ambiental.
Orientador: Dr. Paulo Ricardo Schwingel
Co-orientador: Dr. José Maria de Souza da
Conceição
Itajaí
2011
A minha querida vó, grande amor e grande perda nessa etapa final do mestrado...
Aos meus queridos pais, Rosangela e Cyro, e irmão Ciro, pelo amor e apoio
incondicional em todos os momentos, mesmo que longe tão presentes... É com
todo meu amor que dedico esse trabalho a vocês!
i
“... A Ciência exige toda a sua vida... Mesmo que vocês tivessem duas vidas para
dar, elas não seriam suficientes. A Ciência exige do homem o máximo esforço e a
suprema paixão. Sejam apaixonados em seu trabalho e em suas pesquisas.”
I. P. Pavlov (1849- 1936)
ii
AGRADECIMENTOS
Ao meu orientador, Prof. Dr. Paulo Ricardo Schwingel, pela amizade, confiança e
conhecimento transmitidos durante todo o trabalho, pelo incentivo e apoio para a
continuidade da vida acadêmica e pelas várias “conversas sobre a vida”. Mesmo
com o tempo escasso sempre me deu a segurança necessária para que o trabalho
fosse realizado da melhor maneira possível.
Ao meu co-orientador e amigo, Prof. Dr. José Maria de Souza da Conceição, o Zé,
pela iniciação ao estudo do ictioplâncton há alguns anos e pela confiança em meu
trabalho ao longo desses seis anos. Pelo incentivo, conversas, sugestões e exemplo
em todos os momentos em que precisei.
Aos meus pais, Cyro Fernando e Rosangela, e meu irmão, Ciro, que durante esses
dois anos me apoiaram e incentivaram até a fase final da dissertação. Por
compreenderem que a distância era necessária, e por sempre tentarem estar o mais
próximo possível! Amo vocês!
Ao acadêmico de Oceanografia Thiago dos Santos Martins e ao Prof. Dr. João Luiz
Carvalho, pela parceria com o Laboratório de Oceanografia Física para a realização
da parte de modelagem hidrodinâmica e transporte lagrangeano do trabalho, e por
me iniciarem no mundo da oceanografia física da maneira menos traumatizante.
Obrigada por todo o apoio e conhecimentos transmitidos! Ao acadêmico de
Oceanografia Vinícius Delfim pelo início dessa parceria.
Aos estagiários do Laboratório de Planctologia da Universidade da Região de
Joinville pela ajuda na finalização dos procedimentos de biovolume
zooplanctônico, triagem de ictioplâncton e leitura dos dados de clorofila a.
A todos que participaram das saídas de campo, acadêmicos da UNIVILLE e UFPR,
e ao Edson por sempre propriciarem que as saídas fossem realizadas da melhor
maneira possível e por todos os ensinamentos passados durante os campos.
A Universidade do Vale do Itajaí pelo apoio estrutural para o desenvolvimento da
pesquisa;
Aos professores Dr. José Maria de Souza da Conceição (UNIVILLE) e Dr. Henry
Louis Spach (UFPR) pelo apoio logístico e estrutural durante as saídas de campo
do trabalho.
Aos amigos do Laboratório de Oceanografia Biológica da UNIVALI, Rafael,
Thaís, Bárbara, Vanessa, Fábio, Priscila, Daniela, Camila, Ana Paula e Aline, por
tornarem esses dois anos muito mais agradáveis. Em especial a Thaís por
compartilhar o mundo ictioplanctônico.
A amiga Vah pela ajuda com a parte estatística, além das inúmeras dicas estéticas
para o trabalho. Pela amizade, confiança e parceria ao longo desses dois anos de
luta no mestrado!
iii
Aos meus queridos amigos, em especial Camila, Lia, e Bárbara por me fazerem
enxergar a parte mais engraçada dos momentos mais difícies! As amigas biólogas
marinhas Jamile e Jenyffer por todo o carinho e amizade. Obrigada pelo apoio e
incentivo sempre!
A Coodernação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (Capes) por
concessão de bolsa de mestrado.
A todos que não foram menciodos aqui, mas que contribuíram de alguma
forma para a realização deste trabalho, MUITO OBRIGADA!
iv
SUMÁRIO
AGRADECIMENTOS ..................................................................................................... III
SUMÁRIO........................................................................................................................... V
LISTA DE FIGURAS...................................................................................................... VII
LISTA DE TABELAS........................................................................................................ X
RESUMO.......................................................................................................................... XII
ABSTRACT ....................................................................................................................XIII
1. INTRODUÇÃO ............................................................................................................... 1
1.1 ÁREAS MARINHAS PROTEGIDAS ................................................................................... 6
1.2 BAÍA DA BABITONGA .................................................................................................... 7
2. OBJETIVOS .................................................................................................................. 11
2.1 OBJETIVO GERAL ........................................................................................................ 11
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS.............................................................................................. 11
3. MATERIAIS E MÉTODOS ......................................................................................... 12
3.1 ÁREA DE ESTUDO ........................................................................................................ 12
3.2 AMOSTRAGEM DO ICTIOPLÂNCTON E PROCEDIMENTOS DE LABORATÓRIO .................. 12
3.3 ANÁLISE ESTATÍSTICA ................................................................................................ 16
3.4 IDENTIFICAÇÃO DAS PRINCIPAIS ÁREAS DE RETENÇÃO DE ICTIOPLÂNCTON NA BAÍA DA
BABITONGA ...................................................................................................................... 17
3.5 AVALIAÇÃO DAS ÁREAS PRIORITÁRIAS PARA A CONSERVAÇÃO NA BAÍA DA BABITONGA
......................................................................................................................................... 21
3.5.1 Definição dos objetivos ...................................................................................... 21
3.5.2 Definição dos Critérios ...................................................................................... 23
4. RESULTADOS .............................................................................................................. 26
4.1 CONDIÇÕES AMBIENTAIS DA BAÍA DA BABITONGA ..................................................... 26
ICTIOPLÂNCTON................................................................................................................ 38
4.2.1 Variação espaço-temporal da abundância dos ovos de peixes.......................... 38
4.2.2 Variação espaço-temporal da abundância de larvas de peixes ......................... 40
4.2.3 Composição das larvas de peixes....................................................................... 43
4.2.4 Relação entre os parâmetros abióticos e bióticos.............................................. 77
4.2.5 Identificação das áreas de retenção de ovos e larvas de peixes na baía da
Babitonga .................................................................................................................... 78
4.3 DEFINIÇÃO DE ÁREAS PRIORITÁRIAS PARA A CONSERVAÇÃO NA BAÍA DA BABITONGA81
4.3.1 Avaliação da baia da Babitonga através do método COMPARE ...................... 81
4.3.2 Caracterização ambiental da baía da Babitonga com ênfase na ictiofauna ..... 83
5. DISCUSSÃO .................................................................................................................. 91
5.1 CONDIÇÕES AMBIENTAIS DA BAÍA DA BABITONGA ..................................................... 91
5.2 ESTÁGIOS INICIAIS DE PEIXES EM ESTUÁRIOS .............................................................. 93
5.2.1 Variação espaço-temporal de ovos e larvas de peixes....................................... 93
5.2.2 Composição específica das assembleias de larvas de peixes na baía da
Babitonga .................................................................................................................... 94
v
5.2.3 Influência dos parâmetros ambientais na distribuição e estrutura da assembleia
de larvas de peixes....................................................................................................... 97
5.2.4 Áreas de retenção de ictioplâncton na baía da Babitonga ................................ 97
5.3 ÁREAS PRIORITÁRIAS PARA A CONSERVAÇÃO NA BAÍA DA BABITONGA .................... 101
6. CONCLUSÕES............................................................................................................ 107
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ...................................................................... 108
vi
LISTA DE FIGURAS
Figura 1: Localização dos pontos amostrais na baía da Babitonga, Estado de Santa Catarina
(Brasil). ................................................................................................................................ 14
Figura 2: Domínio utilizado no modelo de transporte lagrangeano de ovos e larvas de
peixes na baía da Babitonga (a malha dos elementos finitos quadráticos está representada
em verde). Datum WGS84, coordenadas UTM. Fonte: Martins (2011). ............................ 18
Figura 3: Localização dos pontos amostrais interior da baía da Babitonga onde foram
efetuados os lançamentos das partículas representando os ovos (losângulos azuis) e larvas
(triângulos vermelhos) de peixes. Datum: WGS, coordenadas geográficas em UTM. Fonte:
Martins (2011). .................................................................................................................... 20
Figura 4: Variação da temperatura em nove pontos amostrais durante o período de outubro
de 2007 a agosto de 2008 na baía da Babitonga.................................................................. 27
Figura 5: Variação da salinidade em nove pontos amostrais durante o período de outubro
de 2007 a agosto de 2008 na baía da Babitonga.................................................................. 29
Figura 6: Variação do oxigênio dissolvido em nove pontos amostrais durante o período de
outubro de 2007 a fevereiro de 2008 na baía da Babitonga. ............................................... 31
Figura 7: Variação do pH em nove pontos amostrais durante o período de outubro de 2007
a agosto de 2008 na baía da Babitonga................................................................................ 32
Figura 8: Variação da transparência em nove pontos amostrais durante o período de
outubro de 2007 a agosto de 2008 na baía da Babitonga. ................................................... 33
Figura 9: Variação da clorofila a em nove pontos amostrais durante o período de novembro
de 2007 a agosto de 2008 na baía da Babitonga.................................................................. 36
Figura 10: Variação da densidade de biovolume zooplanctônico (ml.100-³) coletado com a
rede de plâncton de 200µm e 500µm em nove pontos amostrais durante o período de
outubro de 2007 a agosto de 2008 na baía da Babitonga. ................................................... 37
Figura 11: Variação da densidade de ovos de peixes (nº.100m-³) coletados com a rede de
plâncton de 200µm e 500µm em nove pontos amostrais durante o período de outubro de
2007 a agosto de 2008 na baía da Babitonga....................................................................... 39
Figura 12: Variação da densidade de larvas de peixes (nº.100m-³) coletadas com a rede de
plâncton de 200µm e 500µm em nove pontos amostrais durante o período de outubro de
2007 a agosto de 2008 na baía da Babitonga....................................................................... 42
Figura 13: Variação espacial do número de larvas de peixes dos taxa mais abundantes para
a rede de 200µm (acima de 1%) e 500µm (acima de 2%) durante o período de outubro de
2007 e agosto de 2008 na baía da Babitonga....................................................................... 50
Figura 14: Variação temporal do número de larvas de peixes dos taxa mais abundantes
para a rede de 200µm (acima de 1%) e 500µm (acima de 2%) durante o período de outubro
de 2007 e agosto de 2008 na baía da Babitonga.................................................................. 54
Figura 15: Densidade média de larvas de peixes (nº.100m-³) por ponto amostral para cada
estágio de desenvolvimento encontrado na baía da Babitonga entre outubro de 2007 a
agosto de 2008. .................................................................................................................... 56
Figura 16: Variação mensal da freqüência relativa de larvas de Engraulidae por estágio de
desenvolvimento coletadas com redes de 200µm e 500µm na baía da Babitonga (v: larvas
vitelínicas, pré: larvas em pré-flexão, f: larvas em flexão e pós: larvas em pós-flexão)..... 60
vii
Figura 17: Variação mensal da freqüência relativa de larvas de Gobiidae por estágio de
desenvolvimento coletadas com redes de 200µm e 500µm na baía da Babitonga (v: larvas
vitelínicas, pré: larvas em pré-flexão, f: larvas em flexão e pós: larvas em pós-flexão)..... 61
Figura 18: Variação mensal da freqüência relativa de Haemulidae por estágio de
desenvolvimento coletadas com redes de 200µm e 500µm na baía da Babitonga (v: larvas
vitelínicas, pré: larvas em pré-flexão, f: larvas em flexão e pós: larvas em pós-flexão)..... 62
Figura 19: Variação mensal da freqüência relativa de S. cristata por estágio de
desenvolvimento coletadas com redes de 200µm e 500µm na baía da Babitonga (v: larvas
vitelínicas, pré: larvas em pré-flexão, f: larvas em flexão e pós: larvas em pós-flexão)..... 63
Figura 20: Variação mensal da freqüência relativa de Cynoscion spp. por estágio de
desenvolvimento coletadas com redes de 200µm e 500µm na baía da Babitonga (v: larvas
vitelínicas, pré: larvas em pré-flexão, f: larvas em flexão e pós: larvas em pós-flexão)..... 64
Figura 21: Variação mensal da freqüência relativa de larvas de P. pilicornis por estágio de
desenvolvimento coletadas com redes de 200µm e 500µm na baía da Babitonga (v: larvas
vitelínicas, pré: larvas em pré-flexão, f: larvas em flexão e pós: larvas em pós-flexão)..... 65
Figura 22: Variação mensal da freqüência relativa de larvas de M. meeki por estágio de
desenvolvimento coletadas com redes de 200µm e 500µm na baía da Babitonga (v: larvas
vitelínicas, pré: larvas em pré-flexão, f: larvas em flexão e pós: larvas em pós-flexão)..... 66
Figura 23: Variação mensal do número de larvas de C. chrysurus por estágio de
desenvolvimento coletadas com redes de 500µm na baía da Babitonga (v: larvas
vitelínicas, pré: larvas em pré-flexão, f: larvas em flexão e pós: larvas em pós-flexão)..... 67
Figura 24: Dendograma de similaridades entre meses, baseado em amostras coletadas com
a rede de 200µm na baía da Babitonga (A) e Análise de ordenação pelo método MDS (B),
utilizando a similaridade de Bray-Curtis e método de agrupamento UPGMA sobre a matriz
de densidades de larvas transformadas em log (x+1). ......................................................... 69
Figura 25: Dendograma de similaridades entre meses, baseado em amostras coletadas com
a rede de 500µm na baía da Babitonga (A) e Análise de ordenação pelo método MDS (B),
utilizando a similaridade de Bray-Curtis e método de agrupamento UPGMA sobre a matriz
de densidades de larvas transformadas em log (x+1). ......................................................... 70
Figura 26: Dendograma de similaridades entre os pontos amostrais, baseado em amostras
coletadas com a rede de 200µm na baía da Babitonga (A) e Análise de ordenação pelo
método MDS (B), utilizando a similaridade de Bray-Curtis e método de agrupamento
UPGMA sobre a matriz de densidades de larvas transformadas em log (x+1)................... 73
Figura 27: Dendograma de similaridades entre os pontos amostrais, baseado em amostras
coletadas com a rede de 500µm na baía da Babitonga (A) e Análise de ordenação pelo
método MDS (B), utilizando a similaridade de Bray-Curtis e método de agrupamento
UPGMA sobre a matriz de densidades de larvas transformadas em log (x+1)................... 74
Figura 28: Dispersão das partículas representando os ovos de peixes após 12 (A), 24 (B) e
36 (C) horas do lançamento na baía da Babitonga para três diferentes pontos (P). Fonte:
Martins (2011). .................................................................................................................... 79
Figura 29: Dispersão das partículas representando os ovos de peixes após 48 (A) e 144 (B)
horas do lançamento na baía da Babitonga para três diferentes pontos (P). Fonte: Martins
(2011). ................................................................................................................................. 80
viii
Figura 30: Dispersão das partículas representando as larvas de peixes após 12 (A) e 24 (B)
horas do lançamento na baía da Babitonga para três diferentes pontos (P). Fonte: Martins
(2011). ................................................................................................................................. 80
Figura 31: Dispersão das partículas representando as larvas de peixes após 36 (A) e 108
(B) horas do lançamento na baía da Babitonga para três diferentes pontos (P). Fonte:
Martins (2011). .................................................................................................................... 81
Figura 32: Fotos de áreas representativas das zonas de preservação ambiental na baía da
Babitonga: A) manguezal na margem norte da baía da Babitonga, B) marismas no Saco do
Iperoba (margem leste do estuário), C e D) ilhas estuarinas no centro do estuário. ........... 88
Figura 33: Fotos de áreas representativas das zonas de conservação ambiental na baía da
Babitonga: A) praia estuarina, próxima ao muncípio de Itapoá, no setor externo do estuário
e B) praia estuarina de Laranjeiras, no setor interno da baía, C e D) setor mais externo e
área costeira adjacente. ........................................................................................................ 89
Figura 34: Fotos de áreas representativas de zonas de recuperação ambiental na baía da
Babitonga: A, B e C) áreas adjacentes ao Porto de São Francisco do Sul, e D) área no
centro histórico da cidade de São Francisco do Sul. ........................................................... 90
ix
LISTA DE TABELAS
Tabela I: Latitude, longitude, profundidade e descrição de cada ponto amostral localizado
na baía da Babitonga............................................................................................................ 13
Tabela II: Valores estimados para o tempo em que 90% das partículas são perdidas (T90)
para as famílias de ovos e larvas de peixes mais abundantes no estuário da baía da
Babitonga............................................................................................................................. 19
Tabela III: Pontos amostrais, coordenadas geográficas em UTM, densidades e número de
partículas lançadas no modelo representando os ovos e larvas vitelínicas de peixes na baía
da Babitonga. ....................................................................................................................... 19
Tabela IV: Resultados do teste não paramétrico Kruskal-Wallis e paramétrico ANOVA
para a temperatura, salinidade, oxigênio dissolvido (OD), pH e transparência. (*: variância
significativamente diferente com p<0,05; out: outubro; nov: novembro; jan: janeiro; fev:
fevereiro; abr: abril; mai: maio; jul: julho; ago: agosto; sup: superfície; fun: fundo; ns: não
significativo; -: não aplicável). ............................................................................................ 28
Tabela V: Resultados do teste não paramétrico Kruskal-Wallis e paramétrico ANOVA para
a clorofila a, biovolume zooplanctônico da rede de 200µm e biovolume zooplanctônico da
rede de 500µm (*: variância significativamente diferente com p<0,05; out: outubro; nov:
novembro; jan: janeiro; fev: fevereiro; abr: abril; mai: maio; jul: julho; ago: agosto; ns: não
significativo; -: não aplicável). ............................................................................................ 35
Tabela VI: Resultados do teste não paramétrico Kruskal-Wallis e paramétrico ANOVA
para a as densidades de ovos para a rede de 200µm e para a rede de 500µm (*: variância
significativamente diferente com p<0,05; out: outubro; nov: novembro; jan: janeiro; fev:
fevereiro; abr: abril; mai: maio; jul: julho; ago: agosto; ns: não significativo; -: não
aplicável). ............................................................................................................................ 38
Tabela VII: Resultados do teste não paramétrico Kruskal-Wallis e paramétrico ANOVA
para a as densidades de larvas para a rede de 200µm e para a rede de 500µm (*: variância
significativamente diferente com p<0,05; out: outubro; nov: novembro; jan: janeiro; fev:
fevereiro; abr: abril; mai: maio; jul: julho; ago: agosto; ns: não significativo; -: não
aplicável). ............................................................................................................................ 41
Tabela VIII: Tabela taxonômica das larvas de peixes identificadas na baía da Babitonga
durante o período de outubro de 2007 a agosto de 2008. .................................................... 44
Tabela IX: Guilda vertical (D: demersal, P: pelágico, BP: bentopelágico), hábito alimentar
(B: bentofágico, P: planctofágico, BP: bentofágico/piscívoro, O: omnívoro, BPl:
bentofágico/planctofágico, PP: planctofágico/piscívoro) e ambiente de ocorrência (ME:
marinho/estuarino, M: marinho, E: estuarino) dos taxa de larvas de peixes coletados na
baía da Babitonga (SC) entre outubro de 2007 e agosto de 2008, baseada em: 1: Figueiredo
& Menezes (1978), 2: Figueiredo & Menezes (2000), 3: Menezes & Figueiredo (1980), 4:
Menezes & Figueiredo (1985), 5: Fisher et al. (2004), 6: Queiroz (2005), 7: SouzaConceição (2008), 8: Ignácio (2008), 9: Santos (2009), 10: Froese & Pauly (2011), 11:
Antunes (2010), 12: Fahay (2007), 13: Richards (2006)..................................................... 46
Tabela X: Densidade média e porcentagem (%) para os taxa coletados com a rede de
200µm em nove pontos amostrais na baía da Babitonga durante outubro de 2007 e agosto
de 2008. ............................................................................................................................... 48
x
Tabela XI: Densidade média e porcentagem (%) para os taxa coletados com a rede de
500µm em nove pontos amostrais na baía da Babitonga durante outubro de 2007 e agosto
de 2008. ............................................................................................................................... 49
Tabela XII: Densidade média para os taxa coletados com a rede de 200µm na baía da
Babitonga nos durante outubro de 2007 e agosto de 2008. ................................................. 52
Tabela XIII: Densidade média e porcentagem (%) para os taxa coletados com a rede de
500µm na baía da Babitonga durante outubro de 2007 e agosto de 2008. .......................... 53
Tabela XIV: Variação de tamanho (mm SL) e freqüência relativa das larvas coletadas com
a rede de 200µm para diferentes estágios de desenvolvimento durante o período de outubro
de 2007 a agosto de 2008 na baía da Babitonga.................................................................. 57
Tabela XV: Variação de tamanho (mm SL) e freqüência relativa das larvas coletadas com a
rede de 500µm para diferentes estágios de desenvolvimento durante o período de outubro
de 2007 a agosto de 2008 na baía da Babitonga.................................................................. 58
Tabela XVI: Similaridade de percentagens (SimPer) entre os grupos 1 (outubro, novembro,
janeiro e fevereiro), 2 (abril, maio, julho e agosto), para as amostras de ictioplâncton com a
rede de 200µm na baía de Babitonga. ................................................................................. 71
Tabela XVII: Similaridade de percentagens (SimPer) entre os grupos 1 (outubro,
novembro, janeiro e fevereiro) e 2 (abril, maio, julho e agosto) para as amostras de
ictioplâncton coletadas com a rede de 500µm na baía de Babitonga. ................................. 72
Tabela XVIII: Similaridade de percentagens (SimPer) entre os grupos 1 (pontos amostrais
1, 2 e 3), 2 (pontos amostrais 4 e 6), 3 (ponto amostral 5), 4 (pontos amostrais 7 e 8) e 5
(ponto amostral 9) para as amostras de ictioplâncton com a rede de 200µm na baía de
Babitonga............................................................................................................................. 75
Tabela XIX: Similaridade de percentagens (SimPer) entre os grupos 1 (pontos amostrais 1,
2, 3 e 4) e 2 (pontos amostrais 5, 6, 7, 8 e 9), para as amostras de ictioplâncton com a rede
de 500µm na baía de Babitonga. ......................................................................................... 76
Tabela XX: Resultado das correlações entre as variáveis ambientais (temperatura,
salinidade e transparência) e bióticas (abundância das larvas de peixes coletadas com as
redes de plâncton de 200µm e 500µm) através do procedimento BIO-ENV. Nota: em
negrito as melhores correlações........................................................................................... 77
Tabela XXI: Matriz COMPARE para a avaliação de áreas prioritárias para consrervação da
baía da Babitonga (SC). Nota: ne= critério não efetivo. ..................................................... 82
Tabela XXII: Tabela com a descrição dos principais impactos ambientais na baía da
Babitonga, associados a área de entorno dos pontos amostrais utilizados no presente
estudo................................................................................................................................... 86
Tabela XXIII: Vantagens e desvantagens da utilização do SisBahia® para modelagem do
transporte de ovos e larvas de peixes (com colaboração de Thiago dos Santos Martins). 100
xi
RESUMO
A baía da Babitonga é um complexo estuarino localizado no litoral norte do Estado de
Santa Catarina, Brasil. O presente trabalho descreveu a variação espaço-temporal do
ictioplâncton na baía da Babitonga, como instrumento para a definição de áreas prioritárias
para a conservação. Amostragens de ictioplâncton foram realizadas em nove pontos
amostrais em outubro e novembro de 2007, e janeiro, fevereiro, abril, maio, julho e agosto
de 2008, realizadas com rede do tipo cônica de 200µm e cilindro-cônica de 500µm, com
arrastos de 2 e 5 minutos de duração, respectivamente. A identificação das áreas de
retenção de ovos e larvas de peixes no estuário foi realizada através do módulo de
transporte lagrangeano, parte do software SisBaHiA®. A definição das áreas prioritárias
para a conservação foi realizada de acordo com a avaliação da baía da Babitonga baseada
no método COMPARE, além da compilação de características sobre o ecossistema e a
distribuição das espécies. Com bases nesses aspectos, as áreas prioritárias para a
conservação foram classificadas em forma de zoneamento de acordo com os diferentes
tipos de uso do ambiente. No total, foram coletados 17.443 ovos de peixes, 4.154 com a
rede de 200µm e 13.289 a de 500µm, e 5.420 larvas de peixes, 3.380 com a rede de 200µm
e 2.040 com a 500µm. Um total de 59 taxa foram identificados (11 registros a nível de
família, 18 a nível de gênero e 30 a nível de espécie), sendo Engraulidae, Gobiidae,
Haemulidae, Scartella cristata, Cynoscion spp. e Parablennius pilicornis os mais
abundantes para a rede de 200µm (94,3%), e Engraulidae, Microgobius meeki, Gobiidae,
Chloroscombrus chrysurus e Haemulidae para a rede de 500µm (83%). A assembleia de
larvas de peixes na baía da Babitonga é formada por diferentes grupos, tanto espacialmente
quanto temporalmente. As principais áreas de retenção de ovos e larvas de peixes no
estuário são associadas as zonas de baixa hidrodinâmica próximas as ilhas estuarinas e ao
vórtice na desembocadura da baía. Na avaliação da baía da Babitonga, através da
metodologia COMPARE, os critérios relacionados com a distribuição espaço-temporal do
ictioplâncton, bem como o número de taxa e padrões de utilização do estuário pelos
estágios iniciais de peixes, contribuiram tanto para a proteção da biodiversidade (81%)
quanto para o manejo pesqueiro (85%). O zoneamento ecológico foi estabelecido de
acordo com as características de utilização e ocupação da ictiofauna e seus estágios iniciais
na baía da Babitonga, sendo propostas as zonas de: preservação (manguezais, marismas e
ilhas estuarinas), conservação (praias estuarinas e áreas rasas, setor externo e áreas costeira
adjacente) e recuperação ambiental (áreas próximas as cidades de São Francisco do Sul,
Itapoá e Joinville e áreas portuárias) no ecossistema estuarino.
xii
ABSTRACT
The Babitonga bay is an estuarine complex located in the northern coast of Santa Catarina
State, Brazil. This work aimed to study the spatial-temporal variation of ichthyoplankton
assembly in Babitonga Bay, within the period of October 2007 and August 2008, as a tool
for the definition of priority sites for conservation in the estuarine ecosystem. The samples
were collected in 9 stations, and oblique hauls were used, with a 40cm diameter conical
plankton net fitted with 200µm mesh and with a 50cm diameter cylindrical-conical
plankton net fitted with 500µm mesh (of two and five minutes hauling, respectively). The
identification of retention zones of fish eggs and larvae in the estuary were conducted by
lagrangean transport module of Sisbahia program. The definiton of priority sites for
conservation in Babitonga Bay was based on COMPARE methodology, beyond the
compilation of ecosystem aspects and species distribution. Considering theses aspects, the
priority sites for conservation were classified in zoning based on the use of the estuarine
environment. A total of 17.443 eggs and 5.420 fish larvae were collected, being 4.154
eggs collected with 200µm net and 13.289 with 500µm net, and 3.380 and 2.040 larvae,
respectively. A total of 59 taxa were identified (11 in family level, 18 in genus level and 30
in specie level), being Engraulidae, Gobiidae, Haemulidae, Scartella cristata, Cynoscion
spp., and Parablennius pilicornis more abundant in 200µm net samples (94,3%), and
Engraulidae, Microgobius meeki, Gobiidae, Chloroscombrus chrysurus and Haemulidae in
the 500µm net samples (83%). The larval assembly in Babitonga Bay was represented by
differents groups, spatially and temporally. The retetion zones of icthyoplankton in the bay
were correlated with the zones of low hydrodynamic near the estuarine islands and the
eddy at the estuary mouth. The criteria associated with espatial-temporal distribution of
ichthyoplankton, taxa number and use pattern of early life stages of fishes, in the
Babitonga Bay evaluation with COMPARE methodology, contributed both for biodiversity
protection (81%) and fisheries management (85%). The occupation pattern and use aspects
of ichthyofauna and early life stages were used for the establishment of the ecological
zoning in Babitonga Bay, being proposed: preservation zone (mangroves, saltmarshes, and
estuarine islands), conservation zone (estuarine beaches and estuarine shallow waters,
external sector and adjacent coastal area), and environmental restoration zone (areas close
to the city of São Francisco do Sul, Joinville and Itapoá, and port areas) in the estuarine
ecosystem.
xiii
1. INTRODUÇÃO
Os estuários são ecossistemas de transição entre o continente e o oceano,
caracterizados pela alta produção biológica e sujeitos a intensa ação de forças físicas. Esses
ambientes são considerados importantes áreas de desova e berçário para muitas espécies de
peixes (Able, 1978; Morais & Morais, 1994), os quais exibem gradientes ambientais que
favorecem o recrutamento de várias espécies, incluindo aquelas de interesse econômico
(Mann & Lazier, 1996). Estes ecossistemas são ricos em oferta alimentar para larvas e
juvenis de peixes, além de prover proteção contra predadores e permitir um rápido
crescimento e baixa taxa de mortalidade destes organismos (Morais & Morais, 1994;
Schultz et al., 2000; Coser et al., 2007).
A entrada natural de nutrientes fluviais estimula a produtividade primária de
ecossistemas marinhos, sendo particularmente importante em estuários e outros ambientes
costeiros próximos (Ringuet & Mackenzie, 2005). As constantes flutuações das
características ambientais nos estuários influenciam de maneira ativa o padrão de
distribuição dos organismos planctônicos, uma vez que estes possuem poder natatório
limitado (Berasategui et al., 2004; Coser et al., 2007). O zooplâncton estuarino é
potencialmente limitado por duas características: a turbidez, a qual pode inibir a produção
fitoplanctônica e assim portanto o alimento disponível para o zooplâncton; e as correntes,
que principalmente em pequenos estuários ou naqueles dominados por intensos fluxos
fluviais, podem carregar os membros do zooplâncton para o mar (Mclusky, 1989).
O zooplâncton pode ser classificado em organismos holoplanctônicos, que passam
toda sua vida no plâncton, e organismos meroplanctônicos, que passam apenas alguns
estágios do ciclo de vida na comunidade planctônica. Por definição, o ictioplâncton é
constituinte do meroplâncton, e compreende ovos e larvas de peixes, sendo o componente
mais importante da comunidade planctônica em termos econômicos (Smith & Johnson,
1996; Sumich, 1996; Lalli & Parsons, 1997; Bonecker et al., 2002). Durante seu ciclo de
vida, o peixe pertence a comunidades diferentes, usualmente ao plâncton quando ovos e
larvas, e quando juvenis e adultos, fazem parte do nécton e/ou bentos (Parsons et al.,
1984).
O período larval é evidenciado pela habilidade de capturar alimento, iniciando uma
dependência direta e sensível dos recursos externos de alimentação (Moyle & Cech, 2004;
Lazzari, 2001). Este momento do ciclo de vida dos peixes torna-se decisivo para a
1
sobrevivência, devendo ser previsto nas estratégias das espécies. Tal período é o de maior
mortalidade devido a vulnerabilidade da larva para a predação e inanição (Moyle & Cech,
2004). A sobrevivência e o crescimento das larvas de peixes são amplamente dependentes
da presença de uma densidade suficiente de alimento do tamanho e do tipo adequado
(Raymont, 1983). Além disso, as larvas se apresentam como organismos distintos dos
adultos em relação aos requerimentos ecológicos e na alocação de recursos (Nakatani et
al., 2001).
A distribuição larval é resultado da dinâmica estuarina, de processos a nível de
população, como a mortalidade, assim como a nível de indivíduo, como a desova dos
adultos e o comportamento larval (Boehlert & Mundy, 1988; Schultz et al., 2003), além de
ser potencialmente afetada por diversos fatores físicos (Hare et al., 2005). De acordo com
Katsuragawa (1985), os fatores físicos desempenham um papel-chave na vida dos peixes,
sendo a temperatura determinante na taxa dos processos metabólicos, e sua variação
sempre age como estímulo natural, determinando o início da desova e migração (Govoni,
2005). Os peixes estuarinos estão sujeitos a um complexo mosaico de fatores físicos e
biológicos que interagem entre si, e assim podem influenciar seus padrões de ocorrência e
distribuição (Babler, 2000).
As assembleias de larvas de peixes em estuários podem ser divididas em três
grupos: larvas de peixes que desovam na água doce, larvas de espécies que desovam nos
estuários e larvas de espécies de desovam no oceano adjacente (Babler, 1997; Elliott &
Hemingway, 2002), sendo que as principais vantagens de um estágio de vida dependente
dos estuários estão relacionadas com a diminuição da predação, alta disponibilidade
alimentar para as pós-larvas e juvenis, e abrigo para os estágios iniciais (Babler, 2000).
Outro fato que deve ser ressaltado é a importância entre o tempo e local de desova das
espécies, uma vez que a manutenção da população depende do sucesso no recrutamento
dos juvenis nas áreas de berçário e sua entrada na população adulta (Hinckley et al., 2001).
De acordo com Cremer (2006), estima-se que 70% das espécies que compõem a pesca
costeira comercial ou recreativa são dependentes dos estuários em alguma etapa de seu
ciclo de vida. Nesse contexto, a conservação dos habitats estuarinos torna-se de extrema
importância para a manutenção de muitas pescarias marinhas (Lenanton & Potter, 1987).
Estudos sobre a variação na composição e abundância da assembleia
ictioplanctônica foram realizados em sistemas estuarinos brasileiros, porém ainda é
possível verificar estuários com informações escassas a este respeito. Na região norte,
Sarpedonti et al. (2008) e Barletta-Bergan et al. (2002) descreveram a abundância e
2
diversidade das larvas de peixes no estuário do rio Curaçá e estuário do rio Caeté,
respectivamente. Na região nordeste, Castro & Bonecker (1996) e Bonecker et al. (2009)
apresentaram a composição e a distribuição espacial e sazonal, além da variação nictimeral
ao longo de um ciclo de maré, bem como a influência dos fatores ambientais na
distribuição das larvas de peixes do rio Mucuri. Mafalda Jr. & Silva (1996) e Bonecker et
al. (2007) avaliaram a composição da comunidade de larvas de peixes do sistema
estuarino-lagunar de Jequiá e da baía de São Marcos, respectivamente. Ekau et al. (2001)
investigaram a fauna ictioplanctônica e estimaram a importância do estuário do canal de
Santa Cruz como área de berçário para espécies de peixes comercialmente exploradas no
estuário e áreas adjacentes.
A região sudeste apresenta um grande número de trabalhos sobre a distribuição e a
ocorrência do ictioplâncton. Nesse sentido, Sinque (1980) identificou as larvas de
Sciaenidae no sistema estuarino-lagunar de Cananéia, enquanto que Sinque & Yamanaka
(1982) analisaram a assembleia ictioplanctônica desse mesmo estuário. Soares et al. (1991)
determinaram a composição e a distribuição espacial dos ovos e larvas na laguna de
Marapendi, enquanto Andreata et al. (1998) realizaram investigação similar na laguna de
Jacarepaguá. Bonecker et al. (1995) estudaram o zooplâncton e o ictioplâncton no sistema
estuarino da baía de Ilha Grande, enquanto que na baía de Guanabara, Castro et al. (2005)
analisaram a variação sazonal na abundância das larvas de peixes, e avaliaram a influência
dos ciclos de maré e dia/noite na densidade larval e os estágios iniciais de Cetengraulis
edentulus foram estudados por Kraus e Bonecker (1994). Na baía de Vitória foi realizado
um estudo por Joyeux et al. (2004) que analisaram a estrutura e composição da
comunidade ictioplanctônica, além da variação nictimeral. Coser et al. (2007) descreveram
a comunidade ictioplanctônica no estuário dos rios Piraquê-Açu e Piraquê-Mirim,
analisando as diferenças na distribuição horizontal e vertical, e avaliaram as relações dos
taxa mais abundantes com o ciclo lunar.
Em relação aos trabalhos realizados em sistemas estuarinos no sul do Brasil
destacam-se os realizados na Lagoa dos Patos, Rio Grande do Sul. Mafalda Jr. (1989)
analisou larvas e juvenis de Gobiosoma parri na área industrial da Lagoa dos Patos,
Muelbert & Weiss (1991) apresentaram resultados sobre a abundância e a distribuição das
larvas de peixes, e Bruno & Muelbert (2009) estudaram no mesmo estuário a distribuição
espacial e as variações temporais na abundância de ovos e larvas de Micropogonias
furnieri. No Paraná, tem-se o trabalho de Sinque (1989) que analisou a assembleia
ictioplanctônica na baía de Paranaguá. Em Santa Catarina, Souza-Conceição et al. (2005)
3
avaliaram a dinâmica populacional, a biologia reprodutiva e o ictioplâncton de
Cetengraulis edentulus na enseada do Saco dos Limões e Macedo-Soares et al. (2009)
analisaram a variação espacial e temporal dos ovos e larvas de peixes na lagoa de
Ibiraquera. Em relação ao complexo estuarino da baía da Babitonga, citam-se os trabalhos
desenvolvidos por Costa (2007), Doge (2008), Souza-Conceição (2008) e Costa & SouzaConceição (2009), que estudaram a variação espaço-temporal do ictioplâncton em
diferentes setores do estuário, com exceção da região do canal natural que corta a baía
utilizada como rota de navegação.
Navarro-Rodriguez et al. (2006) afirmam que o ictioplâncton pode ser usado para
estimar a biomassa dos recursos pesqueiros existentes em áreas pouco conhecidas,
estabelecendo medidas para seu aproveitamento sustentável. Conforme Ahlstrom & Moser
(1976) o estudo dos ovos e larvas de peixes ainda pode mostrar: a distribuição e
abundância dos ovos pelágicos de espécies-alvo de pescarias, obtendo estimativas da
biomassa da população adulta desovante; e estimativas do sucesso reprodutivo e
entendimento dos fatores que regem as flutuações da sobrevivência. Assim, apesar da
dificuldade na identificação das formas larvais, os estágios iniciais são um importante
aspecto a ser considerado no universo da biologia pesqueira (Grijalva-Chon et al., 1992).
Lasker & Smith (1976) ressaltam que a maioria das mudanças na biomassa das
populações estudadas através de monitoramento de pescaria parece ser associada a
mudanças no recrutamento de populações disponíveis para a pesca.
A variabilidade
espacial nas condições ambientais e de circulação, as quais podem causar diferenças na
mortalidade e no crescimento entre os indivíduos é importante para os níveis totais de
recrutamento (Hinckley et al., 1996). Um baixo nível de recrutamento para uma
determinada pescaria irá resultar em uma redução no estoque, sendo que a redução no
recrutamento pode ser causada por substituição na população desovante (devido a
emigração), baixa taxa de sobrevivência larval, baixa produção de ovos ou redução no
crescimento (Monvoisin et al., 1999).
A conexão entre a questão puramente biológica e o manejo pesqueiro está na
necessidade comum de entender: o recrutamento dos juvenis no estoque adulto (ou o
porquê da sobrevivência natural das larvas e juvenis varia); e a variação no crescimento
dos peixes (Parsons et al., 1984). Adams (1980) ressalta a necessidade de estudos sobre as
histórias de vida e implicações das estratégias r e k sobre o manejo. Assim, características
morfológicas e reprodutivas, tamanho da população e frequências genéticas das espécies
são ajustadas ao ambiente por seleção natural, e por consequência, espécies que habitam
4
diferentes ambientes apresentam diferentes padrões e características em seu ciclo de vida
(Adams, 1980).
O aumento do esforço pesqueiro com novas tecnologias de captura, associados ao
intenso despejo de substâncias poluentes no mar, têm auxiliado para que os estoques
naturais diminuam de maneira alarmante. Bohnsack & Ault (1996) e Amaral & Jablonski
(2005) colocam que a sobrepesca e a poluição podem ser consideradas as principais
ameaças a manutenção da biodiversidade marinha. Este panorama influencia diretamente
no recrutamento das espécies (Soares et al., 1991). De acordo com Kitahara (1993), desde
os trabalhos pioneiros relacionados ao ictioplâncton, ficou clara a relação existente entre a
sobrevivência das larvas de peixes e o sucesso no recrutamento. Houde (2008) concluiu
que a variabilidade do recrutamento pode ser resultado de inúmeros processos que operam
em diferentes escalas de tempo e espaço, e representa um processo integrado que atua
durante a vida do pré-recruta.
Associado a isso, tem-se a degradação dos habitats que afeta diretamente o estoque
pesqueiro e pode tomar várias formas, desde ações que impedem o uso de uma área por
uma população a ações que podem alterar características importantes dos habitats, como
reduzindo sua função de área de alimentação e/ou desova (Rosenberg et al., 2000). A falta
de conhecimento dos efeitos dos poluentes sobre as espécies também constituem um grave
problema a biodiversidade costeira (Amaral & Jablonski, 2005).
5
1.1 Áreas Marinhas Protegidas
As Áreas Marinhas Protegidas (AMP) surgem no cenário atual como potencial
ferramenta na conservação da biodiversidade e manejo pesqueiro, prevenindo o colapso de
estoques, permitindo o aumento da produção larval (Johnson et al., 1999; Botsford et al.,
2003), e protegendo áreas críticas como áreas de berçário, de desova e que possuam alta
diversidade de espécies (Allison et al., 1998). Johnson et al. (1999) ressaltam que em áreas
de proteção integral, ou seja, onde os recursos não podem ser explorados, uma porção do
ecossistema é protegido e dessa forma a biodiversidade pode retornar a uma condição mais
natural. Com base nos trabalhos realizados por Sumaila (1998), Sainsbury & Sumaila
(2001) e Bohnsack (1999), pode-se citar como os potenciais benefícios da AMP: a)
aumento, proteção e exportação da biomassa, ou seja, como a produção aumenta, ocorre a
dispersão de ovos e larvas de classes de tamanho maiores além de aumentar em quantidade
e aumentar o potencial de desova, b) ajuda no restabelecimento do estoque pesqueiro em
áreas de pescaria através de emigração de juvenis e adultos, c) manutenção da estrutura
etária da população natural, d) manutenção de áreas de habitat protegido, e) segurança
contra o fracasso do manejo em áreas de pescaria e f) proteção da qualidade genética.
Apesar de o papel das reservas marinhas no manejo pesqueiro ainda ser
controverso, a criação de áreas protegidas é um dos tópicos considerados dentro da
abordagem ecossistêmica, oferecendo grande potencial para proteção e restauração da
biodiversidade marinha (Bohnsack & Ault, 1996). Nesse sentido acredita-se que essas
beneficiam a pesca nas áreas adjacentes através de dois mecanismos: emigração dos
adultos e juvenis através dos limites da reserva, e dispersão dos ovos e larvas, uma vez que
incrementada a produção destes dentro das áreas protegidas pode-se esperar um
incremento de juvenis fora dos limites da reserva (Gell & Roberts, 2003). Bohnsack &
Ault (1996) e Halpern (2003) acrescentam que o tamanho dos organismos e a diversidade
também tendem a seguir essa tendência, uma vez que as áreas protegidas permitem que os
organismos alcancem maior comprimento além de fornecer proteção quanto a extinção
local para espécies que normalmente são pescadas em grande escala.
No Brasil, o Sistema Nacional de Unidades de Conservação (BRASIL, 2000)
define dois grupos de unidades de conservação: unidades de proteção integral e unidades
de uso sustentável, sendo que estas possuem diferentes categorias e características
específicas quanto ao tipo de uso dos recursos. O estabelecimento de áreas marinhas
6
protegidas vem sendo utilizado em menor proporção do que nos ambientes terrestres, e
com isso passou a ser meta do Plano Nacional de Áreas Protegidas (PNAP), tendo um
grupo de trabalho específico para as áreas marinhas e costeiras. Tal grupo objetiva a
criação de unidades de conservação para fins de proteção da biodiversidade, assim como, a
recuperação de estoques pesqueiros (Prates, 2007). Os ambientes estuarinos podem ser
destacados como importantes áreas para o suporte de muitos recursos marinhos e sua
biodiversidade (Salm et al., 2000). Apesar do maior esforço para a criação de áreas
marinhas protegidas no ambiente costeiro e oceânico, grandes estuários acabam sendo um
grande desafio para o design de uma unidade de conservação. Isso porque, na maioria das
vezes, as características estuarinas estão associadas a alto nível de atividade humana e seus
consequentes impactos (Neely & Zajac, 2008). Por outro lado, devido a importância desses
ecossistemas, e sua vulnerabilidade a ação antrópica, torna-se vital o seu manejo.
Atualmente, os estudos que definem os protocolos para a identificação e
determinação de áreas costeiras destinadas a conservação (e.g. Edgar et al., 2000; Beck &
Odaya, 2001; Ball & Possingham, 2001; Geselbracht et al., 2008; Keefer et al., 2008;
Verfaillie et al., 2009; Dalleau et al., 2010) não contemplam dados de distribuição espaçotemporal de ovos e larvas de peixes. Áreas protegidas em estuários, como a baía da
Babitonga, podem possibilitar a exportação de ovos e larvas para regiões adjacentes e,
consequentemente, incrementar a biomassa e população adulta desovante. Desta forma, a
delimitação de áreas protegidas torna-se chave para a conservação da ictiofauna e
incremento de biomassa de recursos pesqueiros.
1.2 Baía da Babitonga
No Estado de Santa Catarina, a baia da Babitonga é um dos maiores estuários e
localiza-se no litoral norte, em seu entorno encontram-se os municípios de Garuva,
Araquari, São Francisco do Sul, Joinville e Itapoá, (IBAMA, 1998; Knie, 2002; Cremer,
2006). A oeste, a baía da Babitonga limita-se na porção setentrional pela Serra do Mar e a
leste, a ilha de São Francisco do Sul (IBAMA, 1998; Knie, 2002; Cremer, 2006). De
maneira geral, a baía da Babitonga pode ser dividida em três grandes segmentos: a região
do Canal do Linguado, que contorna a ilha na sua porção sul; a região do Rio Palmital, ao
norte e com características estuarinas em boa parte de sua extensão; e o corpo central da
baía propriamente dito (Cremer, 2006). O estuário da baía da Babitonga, apesar de receber
7
o aporte de vários rios, é considerado como um estuário verticalmente homogêneo, ou seja,
sem a ocorrência de gradientes verticais físico-químicos significativos (IBAMA, 1998). A
baía abriga um grande manguezal, sendo considerada a porção mais importante do Estado.
Além dos manguezais, suas margens são formadas também por praias arenosas e margens
rochosas, apresentando em seu interior 24 ilhas, lajes e planícies de maré (Cremer, 2006).
A mesma autora destaca ainda que apesar de toda a sua importância ecológica, somente a
partir de meados da década de 1990, o estuário da baía da Babitonga passou a ser alvo de
pesquisas voltadas a conhecer os recursos naturais desse ecossistema, com uma crescente
preocupação acerca de sua conservação.
Esse estuário é uma região rica quanto a composição ictiológica, ocorrendo
predominância de Sciaenidae, Engraulidae e Carangidae, de modo que os ciclos de vida de
seus representantes estão associados a este ambiente (Rodrigues, 1998). Segundo o mesmo
autor, a dependência que as espécies exibem com relação as áreas de criadouro está
relacionada com a disponibilidade de alimento, abrigo e aos consequentes movimentos
migratórios.
A pesca nesse ecossistema é predominantemente de pequena escala, para fins de
subsistência ou comercias, sendo a pesca artesanal uma das modalidades mais importantes
para os municípios do entorno, onde as espécies de Centropomidae, Sciaenidae, Mugilidae
e Gerreidae são as mais exploradas (Pinheiro & Cremer, 2003; Bastos, 2006). Bastos
(2006) ressalta ainda que de acordo com a maioria dos pescadores, a pesca local vem
sofrendo reduções em sua produção nos últimos anos decorrente de processos pertinentes a
própria atividade, como o aumento no número de pescadores e a mudança na eficiência dos
petrechos, ou a processos externos, como a degradação ambiental da baía e o fechamento
do Canal do Linguado.
A baía da Babitonga por sua expressividade ambiental e as suas peculiaridades
frente ao acelerado processo de ocupação desordenada e exploração de seus recursos,
destaca-se como área a ser conservada, visando que sua integridade ambiental seja mantida
(Rodrigues, 2000). Knie (2002) ressalta a problemática da poluição neste estuário, o qual é
principalmente proveniente do lançamento de esgotos domésticos das cidades de entorno
(Joinville, São Francisco do Sul e Araquari), de rejeitos e efluentes industriais (Joinville e
Araquari), assim como de defensivos agrícolas e fertilizantes oriundos de áreas rurais
(Joinville, Araquari e Garuva). A atividade portuária do Porto de São Francisco do Sul, a
construção do Porto de Itapoá e a crescente especulação imobiliária na área costeira
também podem ser destacados como fatores que aceleram a degradação ambiental deste
8
ecossistema. Rodrigues (2000) destaca também o fato de que na baía da Babitonga
coexistem comunidades pesqueiras artesanais que dependem da qualidade ambiental para a
manutenção da atividade. Para minimizar estes conflitos é necessária a gestão ordenada
dos recursos naturais, alicerçada na conservação do ecossistema. Apesar de todos os
conflitos existentes nessa região, Camacho & Souza-Conceição (2007) ressaltam que a
baía da Babitonga, apesar do crescente desenvolvimento das cidades de entorno, mantém
suas características naturais em grande parte de suas margens. Tal característica reforça a
necessidade de ações que promovam a conservação desse ecossistema e seus recursos.
Os subambientes estuarinos, principalmente aqueles de habitat raso e vegetado, são
susceptíveis a intensa ação antrópica e devido sua importância ecológica constituem áreas
prioritárias para a conservação (MMA, 2002). Nesse mesmo estudo, a baía da Babitonga
foi definida como área estuarina de extrema prioridade de conservação no sul do Brasil. A
sua importância para a biodiversidade é um dos principais motivos para a iniciativa da
criação de unidades de conservação neste ecossistema. As tentativas de tornar a baía da
Babitonga em uma área protegida datam de 1980, quando a Fundação do Meio Ambiente
(FATMA) propôs o projeto da “Estação Ecológica Babitonga” (Silva, 1995). O mesmo
autor comenta que em 1991, o IBAMA fez a proposta da criação de uma Área de
Preservação Ambiental (APA), uma vez que a categoria estação ecológica seria muito
restritiva, entretanto, tais projetos não chegaram a ser finalizados. Desta forma, desde
2005, está em andamento a proposta do IBAMA para a criação da Reserva de Fauna da
baía da Babitonga, visando a sustentabilidade dos recursos e a conservação desse
ecossistema.
O conhecimento a respeito das fases iniciais de desenvolvimento das espécies de
peixes da baía da Babitonga apresenta diferentes carências, principalmente associadas as
espécies-alvo da exploração comercial. Neste contexto, investigações são necessárias para
responder: como se configura a distribuição da assembleia ictioplanctônica no complexo
estuarino da baía da Babitonga?; qual a influência dos fatores abióticos na distribuição
espaço-temporal das larvas de peixes?; o padrão de ocorrência do ictioplâncton, aliado a
outras características do ecossistema, definem áreas prioritárias para a conservação?
Respostas a essas perguntas podem subsidiar a análise das seguintes hipóteses:
a) A assembleia ictioplanctônica apresenta variações espaço-temporais de distribuição
ao longo da baía da Babitonga em função de oscilações dos fatores físico-químicos
e heterogeneidade de habitats;
b) O padrão de ocupação do ictioplâncton na baía da Babitonga, juntamente com
9
outras características bióticas do ambiente, podem estabelecer diretrizes para a
definição de áreas prioriátrias para a conservação.
10
2. OBJETIVOS
2.1 Objetivo geral
O objetivo do trabalho foi estudar a variação espaço-temporal do ictioplâncton na
baía da Babitonga, litoral norte do Estado de Santa Catarina, entre os anos de 2007 e 2008,
como instrumento para a definição de áreas prioritárias para a conservação do ecossistema
estuarino.
2.2 Objetivos específicos
a) Descrever as condições ambientais para a baía da Babitonga entre outubro de 2007
e agosto de 2008;
b) Determinar a variação espaço-temporal da abundância de ovos e larvas de peixes
coletados na baía da Babitonga;
c) Determinar a composição da assembleia de larvas de peixes que ocorre na baía da
Babitonga;
d) Investigar a influência dos fatores abióticos sobre a composição e abundância da
assembléia de larvas de peixes;
e) Identificar as principais áreas de retenção de ictioplâncton no estuário da baía da
Babitonga;
f) Avaliar áreas prioritárias para a conservação na baía da Babitonga através da
definição de áreas retenção de ictioplâncton.
11
3. MATERIAIS E MÉTODOS
3.1 Área de estudo
A baía da Babitonga (Figura 1) está localizada no norte do Estado de Santa Catarina
entre as coordenadas geográficas de 26º02’-26º28’S e 48º28’-48º50’W. A comunicação da
baía com o Oceano Atlântico ocorre por meio de um canal com profundidade máxima de
28 metros, com cerca de 1,7Km de largura, situado a nordeste (Cremer, 2006), e apresenta
uma superfície de 130Km², profundidade média de 6 metros e amplitude de maré de
aproximadamente 1,30 metros com duração aproximada de seis horas (IBAMA, 1998;
Knie, 2002; Cremer, 2006).
3.2 Amostragem do ictioplâncton e procedimentos de laboratório
O material utilizado neste projeto é proveniente de coletas realizadas pelo
Laboratório de Planctologia da Universidade da Região de Joinville (UNIVILLE),
Unidade de São Francisco do Sul, sendo que os procedimentos de laboratório foram
realizados em parceria entre o Laboratório de Oceanografia Biológica da UNIVALI
(CTTMar) e Laboratório de Planctologia da UNIVILLE (campus Iperoba - São Francisco
do Sul).
A amostragem está inserida no projeto “Distribuição espaço-temporal de peixes em
diferentes fases de vida em praias estuarinas e canal da baía da Babitonga - SC (de Itapoá a
Joinville, incluindo Vila da Glória) e a relação com as variáveis bióticas e abióticas”.
Amostragens foram realizadas em nove pontos amostrais em outubro e novembro de 2007,
e janeiro, fevereiro, abril, maio, julho e agosto de 2008, no canal da baía da Babitonga
(Figura 1). As coordenadas geográficas, profundidade e descrição dos pontos amostrais
estão descritos na Tabela I.
As amostras foram coletadas com dois modelos de rede: a) rede do tipo cônica de
200µm de abertura de malha, 40 centímetros de diâmetro de boca e comprimento de 1,4
metros e b) rede do tipo cilindro-cônica de 500µm de abertura de malha, 50 centímetros de
diâmetro de boca e comprimento de 2,5 metros. Ambas as redes foram equipadas com
fluxômetro para medir o volume de água filtrado durante os arrastos. Os arrastos com a
12
rede de 200µm foram oblíquos com duração de dois minutos. Esta rede foi utilizada para
abranger classes de menores tamanho do ictioplâncton, seguindo Matsuura & Nakatani
(1980), Houde & Lovdal (1984), Johnson & Morse (1994) e Chute & Turner (2001),
reduzindo a extrusão. Os arrastos com a rede de 500µm também foram oblíquos, com
duração de cinco minutos e replicados para reduzir o efeito da evasão. Esta rede foi
utilizada para a coleta de indivíduos de maiores tamanhos. Em todas as amostragens a
ordem amostral foi do ponto 1 ao ponto 9. Posteriormente aos arrastos, todas as amostras
foram fixadas com solução formalina 4%.
Tabela I: Latitude, longitude, profundidade e descrição de cada ponto amostral localizado na baía
da Babitonga.
Ponto
Amostral
Lat/Long
Prof.
(m)
#1
26°11’19,1”/
48°35’44,6”
20
#2
26°11’44,4”/
48°36’52,9”
12
#3
26°12’19,1”/
48°37’59,9”
8
#4
26°13’37,5”/
48°39’38,3”
9
#5
26°14’22,8”/
48°40’33,6”
13
#6
26°15’09,2”/
48°41’25,8”
7
#7
26°15’03,5”/
48°42’50,5”
7
#8
26°14’34,0”/
48°43’55,2”
3
#9
26°14’00,1”/
48°45’03,5”
3
Descrição
Ponto situado mais próximo a barra da baía da
Babitonga, próximo a Itapoá, influenciado diretamente
pelo oceano adjacente. Sedimento tipicamente arenoso.
Ponto situado próximo a Itapoá, com influência de
pequenos rios que deságuam no estuário e margens com
manguezais. Sedimento tipicamente arenoso.
Ponto com influência de pequenos rios, presença de
afloramentos rochosos no fundo e praias estuarinas nas
margens. Sedimento areno-lodoso.
Ponto próximo a ilha do Alvarenga, com afloramentos
rochosos laterais no fundo, margens com manguezais,
marismas ou com estruturas antropogênicas. Sedimento
areno-lodoso.
Ponto próximo a Vila da Glória, margens com
manguezais e praias estuarinas. Múltiplos afloramentos
rochosos no fundo. Sedimento areno-lodoso.
Ponto próximo a várias ilhas da baía da Babitonga.
Presença de bancos de areia e afloramentos rochosos no
fundo e nas margens. Sedimento areno-lodoso.
Ponto situado no setor mais interno do estuário, próximo
a ilha da Rita. Influência do rio Palmital mais presente.
Margens com manguezais, marismas, praias estuarinas e
rochas. Sedimento tipicamente lodoso.
Ponto situado no canal do rio Palmital. Presença de
bancos arenosos, margens com manguezais, praias
estuarinas e marismas. Presença de afloramentos
rochosos no fundo e margem. Sedimento lodoso.
Ponto mais interno em relação ao canal do rio Palmital.
Margens com manguezais, marismas e rochas.
Afloramentos rochosos lateralmente no fundo.
Sedimento areno-lodoso.
13
Figura 1: Localização dos pontos amostrais na baía da Babitonga, Estado de Santa Catarina (Brasil).
14
Parâmetros ambientais foram registrados em cada ponto amostral com um
multianalisador Horiba Modelo U10, incluindo pH, oxigênio dissolvido (mg/L),
temperatura (°C) e salinidade de superfície e fundo. A transparência foi determinada em
centímetros com um Disco de Secchi. Nos meses de maio e julho de 2008, devido a
problemas com o multianalisador, dados de salinidade, temperatura e pH, foram
registrados com refratômetro, termômetro de mercúrio e pH-metro Lutron, sendo que para
o mês de maio foram obtidos somente dados para a superfície.
Para a determinação da clorofila a, em cada ponto amostral foi coletada uma
amostra de água de superfície e uma alíquota foi filtrada com filtro de 25 milímetros de
diâmetro de fibra com 1,2 µm de abertura de poro. Em seguida, os filtros foram
acondicionados em papel alumínio, etiquetados, armazenados e resfriados para posterior
análise em laboratório. Os pigmentos foram extraídos das amostras com acetona 90%
durante 24 horas no escuro a 12ºC. Em seguida foi realizada análise da concentração
(µg/L) em fluorímetro Modelo Trilogy.
Em laboratório, foi determinado o biovolume zooplanctônico (ml) através do
método volumétrico de deslocamento (Kramer et al., 1972) e padronizado para cem metros
cúbicos (ml.100m-3). Em seguida, o ictioplâncton foi triado sob microscópio
estereoscópico binocular, sendo calculadas as densidades de ovos e larvas de peixe por
cem metros cúbicos (nº.100m-3). Para a análise qualitativa, as larvas de peixes foram
identificadas ao menor taxon possível de acordo com referências bibliográficas
especializadas, i.e. Colton & Marak, 1969; Russell, 1976; Weiss & Krug, 1977; Weiss &
Souza, 1977; Figueiredo & Menezes, 1978; Fritzche, 1978; Hardy Jr., 1978a; Hardy Jr.,
1978b; Jones et al., 1978; Johnson, 1978; Martin & Drewry, 1978; Matsuura & Nakatami,
1979; Figueiredo & Menezes, 1980a; Figueiredo & Menezes, 1980b; Sinque, 1980; Fahay,
1983; Leis & Rennis, 1983; Menezes & Figueiredo, 1985; Jug-Dujaković & Glamuzina,
1988; Ditty, 1989; Leis & Trnski, 1989; Órtiz-Galindo et al., 1990; Olivar & Fortuño,
1991; Moser, 1996; Matsuura & Suzuki, 1997; Tucker Jr. & Alshuth, 1997; Kawaguchi et
al., 1998; Ré, 1999; Figueiredo & Menezes, 2000; López et al., 2002; Cuartas et al., 2003;
Machinandiarena et al., 2003; Mata et al., 2004; Faria et al., 2006; Richards, 2006; e
Itagaki et al., 2007. Paralelamente as identificações, as larvas foram medidas
(comprimento da notocorda para as larvas em estágio vitelínico, pré-flexão e flexão, e
comprimento padrão para aquelas em pós-flexão) através de régua micrométrica com
precisão de 0,1mm e os estágios de desenvolvimento ontogenético identificados (vitelínica,
pré-flexão, flexão ou pós-flexão) (Richards, 2006). Para as famílias Engraulidae e
15
Gobiidae somente os indivíduos em pós-flexão foram identificados em nível de gênero e
espécie.
3.3 Análise Estatística
Para verificar diferenças significativas (p<0,05) na variação dos parâmetros de
temperatura, salinidade, oxigênio dissolvido e pH entre os meses, superfície e fundo, e os
pontos de coleta aplicou-se ANOVA e em caso de significância, aplicou-se o teste de
Tuckey. Para os dados que não apresentaram homocedasticidade das variâncias através do
teste de Barllet (p<0,05) aplicou-se o teste não-paramétrico de Kruskall-Wallis e em caso
de significância aplicou-se o teste de Dunn (Zar, 1996). O mesmo procedimento foi
realizado para os dados de clorofila a e biovolume zooplanctônico.
Os dados de ovos e larvas das redes de 200µm e de 500µm foram tratados
separadamente e transformados em log (x+1). As diferenças significativas (p<0,05) para as
densidades de ovos e larvas de peixes entre os pontos e os meses foram verificadas através
da ANOVA, seguido da mesma análise realizada para os parâmetros ambientais. O mesmo
procedimento foi aplicado para verificar diferenças significativas entre as coletas de ovos e
larvas e as duas redes e entre a coleta de diferentes estágios de desenvolvimento das larvas
de peixe e as distintas redes utilizadas.
Para o estudo de padrões de distribuição da assembléia das larvas de peixe foram
realizadas análises de agrupamento cluster hierárquico e técnica de ordenação pelo método
não métrico de escalonamento multidimensional (MDS), ambas através do programa
PRIMER 6.1.7, A matriz de dados foi composta por todos os taxa identificados, e
transformada em log (x+1), utilizando como coeficiente de distância a similaridade de
Bray-Curtis e método de agrupamento pela média de seus valores de similaridade
(UPGMA) (Clarke & Warwick, 1994). A análise de agrupamento foi baseada no modo Q e
realizada tanto para os meses de coleta quanto para os pontos amostrais. Após tal rotina
utilizou-se a análise de similaridade de porcentagem (SIMPER) para identificar quais taxa
contribuíram para a separação de cada grupo e para a similaridade em cada grupo (Clarke
& Gorley, 2006).
A análise da relação entre os parâmetros bióticos e abióticos foi realizada através
do procedimento BIO-ENV do programa PRIMER 6.0, para definir a melhor ligação entre
os padrões multivariados dentre as amostras de uma assembleia e das variáveis ambientais
associadas a estas amostras (Clarke & Gorley, 2006). O método se baseia na comparação
16
entre duas matrizes de similaridade (espécies e dados abióticos), sendo o resultado final
índices de correlação de Spearman para cada combinação possível entre as variáveis
ambientais. Neste procedimento foram utilizados os parâmetros de temperatura e
salinidade de superfície, e transparência.
3.4 Identificação das principais
ictioplâncton na baía da Babitonga
áreas
de
retenção
de
A identificação das áreas de retenção de ictioplâncton na baía da Babitonga foi
realizada em colaboração com o Laboratório de Oceanografia Física da Universidade do
Vale do Itajaí (UNIVALI), associada ao projeto “Caracterização hidrodinâmica e
implementação de um modelo de transporte lagrangeano aplicado a ovos e larvas de peixes
na baía da Babitonga, SC, Brasil” do aluno do Curso de Oceanografia Thiago dos Santos
Martins. Maiores detalhes sobre a modelagem estão disponíveis em Martins (2011), sendo
que o domínio utilizado no modelo é apresentado na Figura 2.
Para a identificação das áreas de retenção de ovos e larvas de peixes no estuário da
baía da Babitonga foi utilizado o módulo de transporte Lagrangeano, parte do software
SisBaHiA® (Sistema Base de Hidrodinâmica Ambiental), utilizado principalmente para
estudos de dispersão de contaminantes, o qual possui ferramentas para modelagem
hidrodinâmica, transportes Euleriano e Lagrangeano, modelo de geração e propagação de
ondas, além de ferramentas para análise e previsão de marés (Rosman, 2010). Tal módulo
assume que as partículas não possuem movimentos natatórios significantes diante da
grandeza escalar associada aos padrões da circulação hidrodinâmica, sendo utilizado em
estudos de dispersão de ovos e larvas de peixes (e.g. Brown et al., 2005; Martins et al.,
2007 e Christie et al., 2010). Para tal, foram considerados somente os dados de ovos e
larvas vitelínicas, devido ao transporte destes estarem diretamente ligados as forçantes
físicas, ou seja, ao transporte passivo (Miller, 1988; Jenkins et al., 1999; Jenkins & King,
2006). Os fatores levados em consideração no modelo foram: batimetria, vento, vazão dos
principais rios, variação de maré, rugosidade de fundo, efeito de coriollis e turbulência.
17
Figura 2: Domínio utilizado no modelo de transporte lagrangeano de ovos e larvas de peixes na
baía da Babitonga (a malha dos elementos finitos quadráticos está representada em verde). Datum
WGS84, coordenadas UTM. Fonte: Martins (2011).
O módulo de transporte Lagrangeano presente no SisBaHiA® aceita diversos tipos
de decaimento, normalmente utilizando curvas de decaimento quando o contaminante em
questão é algum tipo de óleo. Para o presente trabalho, foi utilizado apenas o valor de T90,
ou seja, o tempo em que 90% da massa do contaminante é perdida. Como o intuito do
trabalho é fazer uma avaliação qualitativa da retenção de ovos e larvas de peixes assumidos
como partículas passivas dentro da baía, foram adotados dois diferentes valores para o
T90, sendo 48 horas para ovos e 36 horas para larvas (Helfman et al., 1997; Cuartas et al.,
2003; Mata et al., 2004; Richards, 2006). Esses valores foram assumidos com base em
informações sobre o tempo de duração de cada estágio de desenvolvimento para as
famílias mais abundantes encontradas na baía da Babitonga: Engraulidae, Scianidae,
Gobiidae, Haemulidae e Carangidae (presente estudo, Costa & Souza-Conceição, 2009)
(Tabela II). Os pontos de lançamento das partículas foram determinados de acordo com os
dados de distribuição e abundância encontrados no presente estudo, levando em conta os
pontos amostrais com maiores densidades de ovos e larvas vitelínicas (Tabela III e Figura
18
3). Os dados utilizados para o lançamento das partículas representando os ovos foram
provenientes da coleta do mês de janeiro de 2008 e para as larvas vitelínicas do mês de
fevereiro de 2008, representando um cenário de verão. Ambos, ovos e larvas, foram
coletados com a rede de plâncton de 200µm.
Em cada ponto, o lançamento das partículas foi efetuado de forma instantânea e
pontual (100%) junto a superfície, utilizando uma vazão de 100m³/s, sendo o número de
partículas relativo a densidade encontrada no ponto amostral. Esta metodologia permitiu
uma comparação qualitativa com resultados obtidos por outros autores na área estudada.
Tabela II: Valores estimados para o tempo em que 90% das partículas são perdidas (T90) para as
famílias de ovos e larvas de peixes mais abundantes no estuário da baía da Babitonga.
Família
T90 ovos
(horas)
T90 larvas
(horas)
Referências
Haemulidae
12-15
36
Cuartas et al. (2003),
Mata et al. (2004)
Carangidae
35-37
Richards (2006)
Sciaenidae
12-48
Richards (2006)
Engraulidae
24-48
Richards (2006)
Gobiidae
16-20
Richards (2006)
Tabela III: Pontos amostrais, coordenadas geográficas em UTM, densidades e número de
partículas lançadas no modelo representando os ovos e larvas vitelínicas de peixes na baía da
Babitonga.
Ovos
Ponto amostral
Número do
do presente
ponto amostral
trabalho
no modelo
1
1
2
2
6
3
Ponto amostral
Número do
do presente
ponto amostral
trabalho
no modelo
2
1
7
2
8
3
Latitude
(UTM)
Longitude
(UTM)
7101199,6200
740272,2740
7100455,9100
738361,2860
7094289,6200
730671,2100
Larvas vitelínicas
Latitude
(UTM)
Longitude
(UTM)
7100455,9100
7094506,6020
7095446,3100
738361,2860
728323,6020
726543,8570
Densidade
de ovos
(nº.100m-³)
181,92
184,57
246,54
Número de
partículas
lançadas
182
184
246
Densidade
de larvas
(nº.100m-³)
493,97
1.417,28
602,66
Número de
partículas
lançadas
494
1.417
602
19
Figura 3: Localização dos pontos amostrais interior da baía da Babitonga onde foram efetuados os lançamentos das partículas representando os ovos
(losângulos azuis) e larvas (triângulos vermelhos) de peixes. Datum: WGS, coordenadas geográficas em UTM. Fonte: Martins (2011).
20
3.5 Avaliação das áreas prioritárias para a conservação na baía
da Babitonga
A definição das áreas prioritárias para a conservação foi realizada de acordo com a
avaliação da baía da Babitonga para diversos objetivos e critérios que auxiliam a definir
Áreas Marinhas Protegidas (AMP), baseado no método COMPARE proposto por Hockey
& Branch (1997). O uso do estuário e possíveis impactos associados ao ambiente foram
levantados através de saída de campo, onde a área da baía associada aos pontos amostrais
foi percorrida. Em seguida, como sugerido por Salm et al. (2000), foram compiladas
características sobre o ecossistema e a distribuição das espécies, bem como presença de
espécies raras, ameaçadas e/ou explotadas, importância da área para as pessoas,
necessidades espécíficas de conservação e tipo de uso do estuário e ameaças. Assim, com
bases nesses aspectos, as áreas prioritárias para a conservação podem ser classificadas em
forma de um zoneamento de acordo com os diferentes tipos de uso do ambiente. No
presente estudo o zoneamento proposto foi baseado em Asmus et al. (1988), Asmus et al.
(1989), Clark (1996), Salm et al. (2000) e Tagliani (2007).
O método para a avaliação das áreas prioritárias para a conservação foi adaptado
dos modelos propostos por Hockey & Branch (1997), Roberts et al. (2003a), Roberts et al.
(2003b) e Salm et al. (2000). De acordo com os autores, para o design de uma área
protegida é necessário proteger os componentes funcionais e estruturais da biodiversidade
assim como contribuir para o manejo pesqueiro. Dentre estes objetivos, existem objetivos
secundários e critérios que devem ser considerados, os quais são apresentados a seguir.
3.5.1 Definição dos objetivos
Proteção da Biodiversidade
O principal objetivo das Áreas Marinhas Protegidas (AMP) é a manutenção da
biodiversidade (Hockey & Branch, 1997). Para o presente trabalho os objetivos
secundários para a proteção da biodiversidade foram definidos a partir de modificações
dos conceitos estabelecidos e propostos por Hockey & Branch (1997), Roberts et al.
(2003a) e Roberts et al. (2003b).
Objetivo 1 – Heterogeneidade de habitats: os diferentes tipos de habitats costeiros (e.g.
estuários, dunas, praias arenosas e costões rochosos) suportam diferentes espécies, assim,
21
escolhendo uma área que inclua uma ampla variedade de habitats, maximiza-se o número
de espécies e comunidades conservadas.
Objetivo 2 – Assegurar proteção de espécies raras, endêmicas ou ameaçadas protegendo
seus habitats: a presença de espécies raras, ameaças e endêmicas, ou populações com
composição genética única reforçam a necessidade de se proteger uma área. Dependendo
dos objetivos da área protegida, a presença de algumas espécies pode receber maior peso
do que outras.
Objetivo 3 – Proteger áreas essenciais para o desenvolvimento dos estágios de vida
vulneráveis de espécies costeiras: a inclusão de áreas onde uma espécie é vulnerável ou
áreas que são vitais para o ciclo de vida agregam valor para a conservação. Exemplos
típicos são áreas de desova de espécies comercialmente importantes ou locais onde
determinadas espécies se agregam para a reprodução e assim, tornam-se vulneráveis. Uma
área identificada como essencial para um estágio de vida crítico deve ser prioritária como
candidata para conservação.
Manejo Pesqueiro
No que se refere ao manejo pesqueiro, o primeiro objetivo de uma AMP é prover
refúgio para espécies explotadas, com a intenção de incrementar os estoques de áreas
adjacentes (Bennett & Attwood, 1991; Hockey & Branch, 1997). As AMP podem auxiliar
no manejo pesqueiro de diversas formas, dependendo dos recursos, pescarias e sistemas de
gestão utilizados (National Research Council, 2001). Para o presente trabalho os objetivos
secundários para o manejo pesqueiro foram definidos com base em modificações feitas a
partir de Hockey & Branch (1997), Roberts et al. (2003a) e Roberts et al. (2003b).
Objetivo 4 – Proteger espécies explotadas em locais onde são vulneráveis: espécies
possuem estágios inicias do ciclo de vida que são extremamente vulneráveis; é essencial
que as áreas de berçário e áreas de agregação e desova sejam protegidas (National
Research Council, 2001).
Objetivo 5 – Prevenir a sobre-explotação provendo áreas de refúgio para espécies
explotadas: as áreas marinhas protegidas podem reduzir o esforço pesqueiro e assim, a
mortalidade, e garantir a diversidade genética intraespecífica. Entretanto, é eficaz somente
para espécies sedentárias.
22
3.5.2 Definição dos Critérios
Vários critérios podem ser utilizados para avaliar o grau no qual diferentes AMP
preenchem os objetivos específicos, e assim, podem ser utilizados para desenvolver um
sistema hierárquico para a comparação entre elas (Hockey & Branch, 1997). Para o
presente trabalho os critérios foram definidos com base em modificações feitas a partir de
Hockey & Branch (1997), Roberts et al. ( 2003a) e Roberts et al. ( 2003b).
Critério 1 – Diversidade de habitats, incluindo a presença de habitats frágeis: praias
arenosas, costões rochosos, estuários, lagoas e dunas possuem comunidades bióticas
completamente diferentes, e mesmo dentre essas categorias de habitat, a composição da
comunidade varia com a geologia e/ou a exposição de ondas. Uma área que incorpora uma
grande variedade de habitats irá suportar uma maior diversidade de espécies do que uma
paisagem uniforme. Exemplos de habitats frágeis são manguezais, recifes de coral e dunas
vegetadas. A inclusão de habitats vulneráveis e/ou frágeis reforça a proclamação de uma
AMP.
Critério 2 – Ameaças antrópicas e/ou naturais: idealmente, as AMP não devem ser
planejadas onde estão sujeitas a impactos antrópicos; porém sua presença pode ajudar a
mitigar as ameaças, ou seja, áreas protegidas cuja presença irá minimizar impactos
existentes são de alto valor. Áreas que são fontes de episódios de catástrofes, quando
podem ser identificados, devem ser evitadas como áreas protegidas. Caso estejam
presentes em uma ampla região, tem-se a necessidade de se proteger uma grande porção
da área, além da criação de uma rede de reservas.
Critério 3 – A área a ser conservada está em condições naturais ou é restaurável: Caso
uma área esteja impactada ao ponto de não funcionar para o propósito de conservação e
não haja como restaurá-la, ela deve ser descartada como candidata a AMP.
Critério 4 – Tamanho da área a ser conservada: quanto menor uma AMP, mais ela será
impactada por eventos das áreas adjacentes. Entretanto, o tamanho mínimo efetivo de uma
AMP é associado aos seus objetivos, como exemplo, AMP pequenas são interessantes
quando se tem como objetivo exportação para áreas de pesca e incremento da produção
adjacente. Por outro lado, AMP pequenas podem não suportar populações que são grandes
o bastante para persistir, especialmente no caso de espécies móveis. Se as populações não
conseguem se manter, a AMP não irá servir para nenhum dos principais objetivos, seja
23
manejo pesqueiro ou a conservação. Assim, o tamanho pode depender das espécies
envolvidas e das condições oceanográficas locais.
Critério 5 – Importância da área para as espécies de peixes: o grau no qual certas espécies
comercialmente exploradas dependem da área. Este critério reforça a necessidade da
conservação de habitats críticos para áreas de alimentação, reprodução, migração e
descanso para diversas espécies. Esses habitats necessitam de manejo para suportarem
estoques explotados.
Critério 6 – Importância da área a ser conservada para a atividade pesqueira: o número de
pescadores dependentes e o tamanho da produção pesqueira. Quanto maior a dependência
dos pescadores na área e maior a produção de peixes se torna mais importante a
conservação correta da área e assim, assegurar que a atividade seja sustentável.
Critério 7 – Estágios de vida vulneráveis: Muitas espécies de peixes são vulneráveis aos
efeitos da explotação e perda do habitat, principalmente se estas se agregam para
reprodução ou alimentação. Se uma área é vital para um estágio de vida crítico, esta deve
ser uma forte candidata para AMP.
Critério 8 – Unidade de Conservação terrestre na área adjacente: O manejo de uma AMP
sempre será mais fácil se a sua área adjacente terrestre for protegida.
Critério 9 – Área de alta abundância de ovos de peixes: a área possui alta abundância de
ovos de peixes, sendo esse aspecto indicativo de desova no local.
Critério 10 – Área de alta abundância de larvas de peixes: a área possui alta abundância
de larvas de peixes, indicando que o local serve como área de desenvolvimento para
estágios iniciais de peixes, tanto de importância ecológica como econômica.
Critério 11 – Área de retenção de ictioplâncton: considerando uma AMP onde os
objetivos pesqueiros são multiespecíficos ou a nível ecossistêmico, deve-se considerar
uma abordagem semelhante a da conservação da biodiversidade.
Critério 12 – Área de alto número de taxa no ictioplâncton: a área possui alto número de
taxa de larvas de peixes, indicando os diferentes padrões de uso pelas espécies durante o
estágio larval.
A partir dos objetivos e critérios estabelecidos para a definição das áreas
prioritárias para a conservação na baía da Babitonga, foi gerado uma tabela, adaptada da
metodologia COMPARE (Criteria and Objectives for Marine Protected AReas Evaluation)
proposta por Hockey & Branch (1997), sendo que os critérios 9, 10, 11 e 12 foram
formulados para a proposta do presente estudo.
24
Essa metodologia cruza os objetivos com os critérios apropriados: nem todos os
critérios são relevantes para todos os objetivos. Aqueles que são irrelevantes não foram
preenchidos. O grau no qual cada critério é relevante para cada objetivo foi classificado
usando os seguintes valores:
0: não efetivo
1: moderamente efetivo
2: altamente efetivo
No caso do critério presença de ameaças antrópicas e/ou naturais o valor varia de
zero a dois da seguinte forma:
0: área impactada
1: área com pouco impacto
2: área sem impacto
Uma vez que a matriz do COMPARE está completa e os valores foram
determinados para cada critério, é possível obter um valor total para cada objetivo (A).
Assim, o valor máximo que um objetivo pode alcançar irá depender do número de critérios
usados para a avaliação. Para uma rápida revisão, o grau no qual os dois objetivos
principais (Conservação da biodiversidade e Manejo pesqueiro) estão sendo alcançados, os
totais e porcentagens para cada um desses grupos são obtidos (B).
A relevância para cada critério e objetivo foi determinada subjetivamente pelo
pesquisador, sendo que os valores para cada critério foram baseados em resultados obtidos
no presente estudo, bem como informações da literatura, i.e. IBAMA (1998), Rodrigues
(2000), Cremer et al. (2006); Gerhardinger et al. (2006b); IBAMA (2007); SouzaConceição (2008); Araújo (2009); Costa & Souza-Conceição (2009); Gerhardinger et al
(2009); Santos (2009); Bordin (2010).
25
4. RESULTADOS
4.1 Condições ambientais da baía da Babitonga
Temperatura
De maneira geral, a temperatura apresentou um padrão sazonal definido ao longo do
estudo, ou seja, maiores temperaturas associadas aos meses de verão (24-27ºC) e mais
baixas associadas aos meses de inverno (19-22ºC). Em relação aos estratos da coluna
d’água, superfície e fundo, a variação foi discreta, sendo os valores mais elevados
registrados na superfície. Espacialmente, foi observado um gradiente do setor externo
(pontos 1, 2 e 3) para o interno (pontos 7, 8 e 9) da baía da Babitonga, com temperaturas
mais elevadas no setor interno, exceto para o mês de fevereiro (Figura 4). As análises de
variância permitiram verificar variação significativa da temperatura entre os meses de
coleta (Tabela IV), enquanto que para os pontos e estratos da coluna d’água (superfície e
fundo) não foram verificadas variações significativas.
Salinidade
A salinidade apresentou variação entre pontos amostrais, podendo ser observado
um gradiente decrescente do setor externo para o setor interno do estuário (Figura 5). Em
relação aos estratos da coluna d’água, houve variação discreta, com valores mais altos no
fundo. Ao longo dos meses estudados, foram registrados valores de salinidade mais
elevados nos meses de inverno (26-36), enquanto que valores mais baixos estiveram
relacionados com os meses de verão (10-33). As análises de variância permitiram assinalar
variação significativa tanto entre os pontos amostrais quanto entre os meses de coleta,
porém entre os estratos da coluna d’água (superfície e fundo) não foram verificadas
variações significativas (Tabela IV).
26
Novembro 2007
28
26
26
26
24
22
24
22
20
18
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
24
22
20
18
0
18
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
0
4
5
6
7
Fevereiro 2008
Abril 2008
Maio 2008
26
26
26
24
22
20
Temperatura (ºC)
28
24
22
20
18
3
4
5
6
7
8
9
10
8
9
10
8
9
10
24
22
20
18
2
3
Pontos Amostrais
28
1
2
Pontos Amostrais
28
0
1
Pontos Amostrais
Temperatura (ºC)
Temperatura (ºC)
Temperatura (ºC)
28
20
18
0
1
Pontos Amostrais
2
3
4
5
6
7
8
9
10
0
Pontos Amostrais
1
2
3
4
5
6
7
Pontos Amostrais
Agosto 2008
Julho 2008
28
28
26
26
Temperatura (ºC)
Temperatura (ºC)
Janeiro 2008
28
Temperatura (ºC)
Temperatura (ºC)
Outubro 2007
24
22
Superfície
Fundo
24
22
20
20
18
18
0
1
2
3
4
5
6
7
Pontos Amostrais
8
9
10
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Pontos Amostrais
Figura 4: Variação da temperatura em nove pontos amostrais durante o período de outubro de
2007 a agosto de 2008 na baía da Babitonga.
27
Tabela IV: Resultados do teste não paramétrico Kruskal-Wallis e paramétrico ANOVA para a
temperatura, salinidade, oxigênio dissolvido (OD), pH e transparência. (*: variância
significativamente diferente com p<0,05; out: outubro; nov: novembro; jan: janeiro; fev: fevereiro;
abr: abril; mai: maio; jul: julho; ago: agosto; sup: superfície; fun: fundo; ns: não significativo; -:
não aplicável).
ANOVA/Kruskal-Wallis
Fonte de Variação
Ponto amostral
Superfície/Fundo
Mês de coleta
Temperatura
0,99
0,28
0,00*
Salinidade
OD
pH
0,00*
0,83
0,15
0,29
0,01*
0,62
0,00*
0,00*
0,00*
Teste de Dunn / Teste de Tukey
Transparência
0,06
0,00*
Temperatura
Salinidade
OD
pH
Transparência
Ponto amostral
-
1-6; 1-8; 1-9;
2-8; 2-9; 3-9
-
-
-
Superfície/Fundo
-
-
sup-fun
-
-
out-jan; out-fev;
out-ago; nov-jan;
nov-fev; nov-ago;
jan-jul; jan-ago;
fev-jul; fev-ago;
abr-jul; abr-ago
out-jul; nov-jul;
jan-fev; jan-jul;
fev-abr; fev-jul;
fev-ago; abr-jul
out-nov;
out-jan;
out-fev;
nov-jan;
nov-fev
out-fev;
nov-fev;
jan-fev;
jan-abr;
fev-abr
out-jan; novjan; jan-abr;
jan-mai; jan-jul;
fev-abr;
abr-ago
Ns
p<0,01*
Ns
0,31
0,20
0,04*
-
0,52
0,00*
Dunn
Tukey
Dunn
Dunn
Mês de coleta
Pré-requisitos
ns
Homogeneidade²
Ponto amostral
0,99
0,29
Superfície/Fundo
0,00*
0,26
Mês de coleta
0,68
0,00*
Testes post hoc
Ponto amostral
Tukey
Superfície/Fundo
Mês de coleta
Dunn
Dunn
1) teste de Kolmogorov-Smirnov; 2) teste de Barllet.
Normalidade¹
ns
28
Novembro 2007
40
35
35
35
30
30
30
20
15
Salinidade
40
25
25
20
15
10
1
2
3
4
5
6
7
8
9
20
10
0
1
2
Pontos Amostrais
3
4
5
6
7
8
9
0
Abril 2008
35
35
30
30
30
20
15
Salinidade
35
Salinidade
40
25
25
20
15
10
3
4
5
6
7
8
9
4
5
6
7
1
2
Pontos Amostrais
3
4
5
6
7
8
9
40
35
35
30
30
Salinidade
40
1
2
3
4
5
6
7
Pontos Amostrais
25
20
Superfície
Fundo
15
10
10
0
1
2
3
4
5
6
Pontos Amostrais
7
8
9
9
20
Agosto 2008
Julho 2008
15
8
25
0
Pontos Amostrais
20
9
10
0
25
8
15
10
2
3
Maio 2008
40
1
2
Pontos Amostrais
40
0
1
Pontos Amostrais
Fevereiro 2008
Salinidade
25
15
10
0
Salinidade
Janeiro 2008
40
Salinidade
Salinidade
Outubro 2007
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Pontos Amostrais
Figura 5: Variação da salinidade em nove pontos amostrais durante o período de outubro de 2007
a agosto de 2008 na baía da Babitonga.
29
Oxigênio Dissolvido
Para os meses de outubro e novembro de 2007 e janeiro e fevereiro de 2008, o
oxigênio dissolvido variou entre os pontos amostrais, entretanto, não foi observado um
padrão de variação espacial (Figura 6). Em relação aos estratos da coluna d’água, os
valores mais elevados foram registrados para o fundo, exceto no mês de fevereiro. Para os
meses de outubro e novembro de 2007 foram verificados as maiores concentrações de
oxigênio dissolvido (5-8mg/L). As análises de variância permitiram identificar variações
significativas (p<0,05) entre os meses de coleta e entre superfície e fundo, porém não foi
registrada variação significativa entre os pontos amostrais (Tabela IV).
pH
Dentre os meses e pontos amostrais, o pH variou de forma discreta entre os estratos
da coluna d’água, mantendo-se em geral em torno de 8, exceto para o mês de janeiro de
2008, quando no ponto amostral 1 o valor do pH chegou próximo de 6 (Figura 7). A
análise de variância permitiu verificar variação significativa (p<0,05) entre os meses de
coleta, porém entre os pontos amostrais e entre os estratos da coluna d’água não foram
verificadas variações significativas (p<0,05) (Tabela IV).
Transparência
A transparência, apesar de não apresentar diferença significativa entre os pontos
amostrais, mostrou tendência de maiores valores nos pontos amostrais de maior
profundidade, ou seja, naqueles mais próximos ao setor externo do estuário (Figura 8 e
Tabela IV). Com relação aos meses de coleta, foi possível assinalar variação significativa
entre os dados, sendo que o mês de abril de 2008 registrou os valores mais elevados de
transparência, oscilando entre 1,5 e 3,0m.
30
Outubro 2007
Novembro 2007
8
Oxigênio Dissolvido (mg/L)
Oxigênio Dissolvido (mg/L)
8
7
6
5
4
6
5
4
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
0
1
2
3
4
5
6
7
Pontos Amostrais
Pontos Amostrais
Janeiro 2008
Fevereiro 2008
8
9
8
Oxigênio Dissolvido (mg/L)
8
Oxigênio Dissolvido (mg/L)
7
7
6
5
4
Superfície
Fundo
7
6
5
4
0
1
2
3
4
5
6
Pontos Amostrais
7
8
9
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Pontos Amostrais
Figura 6: Variação do oxigênio dissolvido em nove pontos amostrais durante o período de outubro
de 2007 a fevereiro de 2008 na baía da Babitonga.
31
Novembro 2007
Janeiro 2008
14
14
12
12
12
10
10
10
8
8
8
6
pH
14
pH
pH
Outubro 2007
6
6
4
4
4
2
2
2
0
0
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
0
0
1
2
3
4
5
6
Pontos Amostrais
Pontos Amostrais
Fevereiro 2008
Abril 2008
12
12
10
10
8
8
8
9
0
1
2
3
4
5
6
7
Pontos Amostrais
pH
14
pH
14
7
6
6
4
4
2
2
0
Superfície
Fundo
0
0
1
2
3
4
5
6
Pontos Amostrais
7
8
9
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Pontos Amostrais
Figura 7: Variação do pH em nove pontos amostrais durante o período de outubro de 2007 a
agosto de 2008 na baía da Babitonga.
32
8
9
Novembro 2007
3,0
2,5
2,5
2,5
2,0
1,5
1,0
2,0
1,5
1,0
0,5
0,0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
2,0
1,5
1,0
0,5
0,0
0
0,0
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
0
3
4
5
6
Pontos Amostrais
Fevereiro 2008
Abril 2008
Maio 2008
3,0
2,5
2,5
2,5
2,0
1,5
1,0
0,5
Transparência (m)
3,0
2,0
1,5
1,0
0,5
0,0
2
3
4
5
6
7
8
9
1
2
Pontos Amostrais
3
4
5
6
7
8
9
3,0
2,5
2,5
Transparência (m)
3,0
1
2
3
4
5
6
Pontos Amostrais
2,0
1,5
1,0
0,0
0,0
0
1
2
3
4
5
6
7
Pontos Amostrais
8
9
8
9
1,0
0,5
0,5
7
1,5
Agosto 2008
Julho 2008
1,0
9
2,0
0
Pontos Amostrais
1,5
8
0,0
0
2,0
7
0,5
0,0
1
2
Pontos Amostrais
3,0
0
1
Pontos Amostrais
Transparência (m)
Transparência (m)
Transparência (m)
3,0
0,5
Transparência (m)
Janeiro 2008
3,0
Transparência (m)
Transparência (m)
Outubro 2007
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Pontos Amostrais
Figura 8: Variação da transparência em nove pontos amostrais durante o período de outubro de
2007 a agosto de 2008 na baía da Babitonga.
33
Clorofila a
A concentração de clorofila a variou entre os pontos amostrais, tendo no setor
interno a ocorrência dos maiores valores (20-30µg/L), porém esta variação não foi
significativa (p<0,05) (Tabela V, Figura 9). Entre os meses de coleta foi possível observar
variação significativa (p<0,05), com as maiores concentrações nos meses de verão (janeiro
e fevereiro de 2008), com um incremento no mês de julho, seguido de um decréscimo no
mês de agosto de 2008, quando foram obtidas as menores concentrações de clorofila a.
Biovolume zooplanctônico
O biovolume zooplanctônico para a rede de 200µm variou de 9,68 a
317,31ml.100m-³, enquanto que para a rede de 500µm variou de 1,70 a 45,26ml.100m-³.
Com a rede de 200µm as maiores densidades ocorreram nos meses outubro e novembro de
2007 e janeiro e julho de 2008, entretanto, não foi observado um padrão de variação
espacial do biovolume zooplanctônico (Figura 10). Em relação a rede de 500µm as
maiores densidades ocorreram nos meses de outubro e novembro de 2007 e janeiro e maio
de 2008; sendo que para essa rede também não foi verificado um padrão de variação
espacial nas densidades (Figura 10). A análise de variância permitiu assinalar para ambas
as redes variação significativa (p<0,05) entre os meses de coleta, enquanto que para os
pontos amostrais não foi assinalado variação significativa (p<0,05) (Tabela V).
34
Tabela V: Resultados do teste não paramétrico Kruskal-Wallis e paramétrico ANOVA para a
clorofila a, biovolume zooplanctônico da rede de 200µm e biovolume zooplanctônico da rede de
500µm (*: variância significativamente diferente com p<0,05; out: outubro; nov: novembro; jan:
janeiro; fev: fevereiro; abr: abril; mai: maio; jul: julho; ago: agosto; ns: não significativo; -: não
aplicável).
ANOVA/Kruskal-Wallis
Clorofila a
Fonte de Variação
Ponto amostral
Mês de coleta
Biovolume
500µm
0,07
0,42
0,25
0,00*
0,00*
0,00*
Teste de Dunn / Teste de Tuckey
Clorofila a
Ponto amostral
Biovolume
200µm
Biovolume
200µm
jan-ago;
jan-abr;
Mês de coleta
fev-ago;
fev-jul;
jul-ago
abr-jul
Pré-requisitos
ns
Normalidade¹
ns
Homogeneidade²
Ponto amostral
0,00*
0,42
Mês de coleta
0,00*
0,49
Testes post hoc
Ponto amostral
Mês de coleta
Dunn
Tukey
¹teste de Kolmogorov-Smirnov; ²teste de Barllet.
Biovolume
500µm
out-fev; jan-fev
Ns
0,36
0,01*
Dunn
35
Janeiro 2008
30
30
30
20
10
Clorofila a (µg/L)
40
0
20
10
0
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
20
10
0
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
0
4
5
6
Maio 2008
Julho 2008
30
30
20
10
0
Clorofila a (µg/L)
30
20
10
0
3
4
5
6
7
8
9
1
2
3
4
5
6
Pontos Amostrais
7
8
9
0
1
2
3
4
5
6
Clorofila a (µg/L)
20
10
0
4
5
6
7
8
7
Pontos Amostrais
30
3
8
9
10
40
2
9
20
Agosto 2008
1
8
0
0
Pontos Amostrais
0
7
Abril 2008
40
2
3
Pontos Amostrais
40
1
2
Pontos Amostrais
40
0
1
Pontos Amostrais
Clorofila a (µg/L)
Clorofila a (µg/L)
Fevereiro 2008
40
Clorofila a (µg/L)
Clorofila a (µg/L)
Novembro 2007
40
9
Pontos Amostrais
Figura 9: Variação da clorofila a em nove pontos amostrais durante o período de novembro de
2007 a agosto de 2008 na baía da Babitonga.
36
100
10
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1
1
2
3
7
8
9
1
1
2
3
4
5
6
7
Abril 2008
Maio 2008
3
4
5
6
7
8
9
1000
100
10
1
1
2
Pontos Amostrais
3
10
1
5
6
7
Pontos Amostrais
8
9
Biovolume zooplanctônico (mL.100m-³)
100
4
5
6
7
8
9
8
9
8
9
1000
100
10
1
1
2
3
4
5
6
7
Pontos Amostrais
Agosto 2008
1000
3
4
Pontos Amostrais
Julho 2008
Biovolume zooplanctônico (mL.100m-³)
6
Fevereiro 2008
1
2
5
10
Pontos Amostrais
10
1
4
100
Pontos Amostrais
100
2
100
1000
Pontos Amostrais
1000
1
1000
Biovolume zooplanctônico (mL.100m-³)
1
Janeiro 2008
Biovolume zooplanctônico (mL.100m-³)
Biovolume zooplanctônico (mL.100m-³)
Novembro 2007
Biovolume zooplanctônico (mL.100m-³)
Biovolume zooplanctônico (mL.100m-³)
Biovolume zooplanctônico (mL.100m-³)
Outubro 2007
1000
1000
200µm
500µm
100
10
1
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Pontos Amostrais
Figura 10: Variação da densidade de biovolume zooplanctônico (ml.100-³) coletado com a rede de
plâncton de 200µm e 500µm em nove pontos amostrais durante o período de outubro de 2007 a
agosto de 2008 na baía da Babitonga.
37
Ictioplâncton
4.2.1 Variação espaço-temporal da abundância dos ovos de peixes
No total, foram coletados 17.443 ovos de peixes, sendo que 4.154 com a rede de
200µm e 13.289 com a rede de 500µm. As densidades de ovos variaram de 0 a
3928,8.100m-³ na rede de 200µm, e de 0 a 983,2.100m-³ na rede de 500µm. As maiores
densidades, para ambas as redes, estiveram associadas ao mês de novembro de 2007. Os
pontos amostrais 1, 2 e 3 registraram as maiores densidades para ambas as redes (Figura
11). A análise de variância permitiu assinalar variação significativa para a densidade de
ovos de peixes entre os meses de coleta, tanto para a rede de 200µm quanto para a rede de
500µm, porém, em relação aos pontos amostrais não houve variação significativa para
ambas as redes (Tabela VI). Com relação a análise de variância para os dados de
densidades de ovos das duas redes utilizadas no trabalho, esta não permitiu assinalar
variação significativa (p<0.05) entre os dois métodos de coleta (p=0,12).
Tabela VI: Resultados do teste não paramétrico Kruskal-Wallis e paramétrico ANOVA para a as
densidades de ovos para a rede de 200µm e para a rede de 500µm (*: variância significativamente
diferente com p<0,05; out: outubro; nov: novembro; jan: janeiro; fev: fevereiro; abr: abril; mai:
maio; jul: julho; ago: agosto; ns: não significativo; -: não aplicável).
ANOVA e Kruskal-Wallis
Ovos 200µm
Ovos 500µm
Fonte de Variação
Ponto amostral
0,08
0,52
Mês de coleta
0,00*
0,00*
Teste de Dunn / Teste de Tuckey
Ovos 200µm
Ovos 500µm
Ponto amostral
-
Mês de coleta
out-ago; jan-ago;
fev-jul; fev-ago;
abr-ago; mai-ago
out-jan; nov-jan;
nov-fev; nov-abr;
nov-mai; nov-jul
Pré-requisitos
ns
ns
Homogeneidade²
Ponto amostral
0,73
0,08
Mês de coleta
0,01*
0,00*
Testes post hoc
Ponto amostral
Mês de coleta
Dunn
Dunn
¹teste de Kolmogorov-Smirnov; ²teste de Barllet.
Normalidade¹
38
10000
1000
100
10
2
3
4
5
6
7
8
9
1000
100
10
1
2
3
4
7
8
9
100
10
1
2
3
4
5
6
7
Pontos Amostrais
Fevereiro 2008
Abril 2008
Maio 2008
100
10
2
3
4
5
6
7
8
9
10000
1000
100
10
1
2
Pontos Amostrais
3
100
10
4
5
6
7
Pontos Amostrais
8
9
Densidade de ovos de peixes (nº.100m-³)
1000
3
5
6
7
8
9
1
2
3
4
5
6
7
100
10
3
4
5
6
7
8
9
10
1000
2
8
100
200µm
500µm
1
9
1000
Pontos Amostrais
10000
8
10000
Agosto 2008
10000
2
4
Pontos Amostrais
Julho 2008
Densidade de ovos de peixes (nº.100m-³)
6
1000
Pontos Amostrais
1000
1
5
10000
Pontos Amostrais
10000
1
10000
Densidade de ovos de peixes (nº.100m-³)
1
Janeiro 2008
Densidade de ovos de peixes (nº.100m-³)
Densidade de ovos de peixes (nº.100m-³)
Novembro 2007
Densidade de ovos de peixes (nº.100m-³)
Densidade de ovos de peixes (nº.100m-³)
Densidade de ovos de peixes (nº.100m-³)
Outubro 2007
9
Pontos Amostrais
Figura 11: Variação da densidade de ovos de peixes (nº.100m-³) coletados com a rede de plâncton
de 200µm e 500µm em nove pontos amostrais durante o período de outubro de 2007 a agosto de
2008 na baía da Babitonga.
39
4.2.2 Variação espaço-temporal da abundância de larvas de peixes
No total foram coletadas 5.420 larvas de peixes, sendo que 3.380 com a rede de
200µm e 2.040 com a rede de 500µm. As densidades variaram de 0,00 a 2380,66
larvas.100m-³ com a rede de 200µm, e de 0 a 182,44 larvas.100m-³ com a rede de 500µm.
Com a rede de 200µm as densidades mais elevadas ocorreram nos meses de novembro de
2007 e fevereiro de 2008, nos pontos de coleta mais externos e internos, respectivamente
(Figuras 12). Em outubro de 2007 houve um aumento na densidade até o mês de fevereiro
de 2008, e a partir de abril de 2008 ocorreu um decréscimo nas densidades. Para a rede de
500µm, as maiores densidades foram encontradas nos meses de novembro de 2007 e
janeiro de 2008, nos pontos mais externos e intermediários, respectivamente (Figuras 12).
Um incremento na densidade ocorreu a partir do mês de outubro de 2007 até janeiro de
2008, e a partir de fevereiro houve um decréscimo na densidade até o mês de maio de
2008. A análise de variância permitiu assinalar variação significativa para a densidade de
larvas de peixes entre os meses de coleta, para ambas as redes, porém, em relação aos
pontos amostrais não houve variação significativa (Tabela VII). Quando comparada as
densidades de larvas coletadas entre ambas as redes utilizadas, a análise de variância
apresentou variação significativa (p=0,00) entre a rede de menor (200µm) e maior malha
(500µm).
40
Tabela VII: Resultados do teste não paramétrico Kruskal-Wallis e paramétrico ANOVA para a as
densidades de larvas para a rede de 200µm e para a rede de 500µm (*: variância significativamente
diferente com p<0,05; out: outubro; nov: novembro; jan: janeiro; fev: fevereiro; abr: abril; mai:
maio; jul: julho; ago: agosto; ns: não significativo; -: não aplicável).
ANOVA/Kruskal-Wallis
Larvas 200µm
Larvas 500µm
Fonte de Variação
Ponto amostral
0,50
0,96
Mês de coleta
0,00*
0,00*
Teste de Dunn / Teste de Tuckey
Larvas 200µm
Larvas 500µm
Ponto amostral
-
-
Mês de coleta
out-mai; nov-abr;
nov-mai; nov-jul;
nov-ago; fev-abr;
fev-mai; fev-jul;
fev-ago
nov-abr; nov-mai;
nov-jul; jan-abr;
jan-mai; jan-jul;
fev-mai
Pré-requisitos
ns
ns
Homogeneidade²
Ponto amostral
0,68
0,91
Mês de coleta
0,02*
0,01*
Testes post hoc
Ponto amostral
Mês de coleta
Dunn
Dunn
¹teste de Kolmogorov-Smirnov; ²teste de Barllet.
Normalidade¹
41
10000
1000
100
10
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10000
1000
100
10
1
1
2
Fevereiro 2008
10000
1000
100
10
1
1
2
3
4
5
6
7
8
9
1000
100
10
1
0,1
4
5
6
7
8
9
10000
1000
100
10
1
1
2
1000
100
10
1
1
2
7
Pontos Amostrais
3
4
5
6
7
8
9
3
4
5
6
8
9
1000
10
1
1
2
3
4
5
6
10
1
0,1
5
6
9
100
100
4
8
1000
200µm
500µm
3
9
Maio 2008
7
Pontos Amostrais
10000
2
8
10000
Agosto 2008
1
7
Pontos Amostrais
Abril 2008
Densidade de larvas de peixes (n°.100m-³)
Densidade de larvas de peixes (nº.100m-³)
10000
3
6
Pontos Amostrais
Julho 2008
2
5
10000
Pontos Amostrais
1
4
Janeiro 2008
Pontos Amostrais
Densidade de larvas de peixes (nº.100m-³)
Densidade de larvas de peixes (nº.100m-³)
Pontos Amostrais
3
Densidade de larvas de peixes (nº.100m-³)
1
Novembro 2007
Densidade de larvas de peixes (nº.100m-³)
Densidade de larvas de peixes (nº.100m-³)
Densidade de larvas de peixes (nº.100m-³)
Outubro 2007
7
8
9
Pontos Amostrais
Figura 12: Variação da densidade de larvas de peixes (nº.100m-³) coletadas com a rede de
plâncton de 200µm e 500µm em nove pontos amostrais durante o período de outubro de 2007 a
agosto de 2008 na baía da Babitonga.
42
4.2.3 Composição das larvas de peixes
Um total de 59 taxa foram identificados, compreendendo 11 registros a nível de
família, 18 a nível de gênero e 30 a nível de espécie (Tabela VIII). A rede de 200µm
permitiu identificar 45 taxa, enquanto 48 taxa foram identificados pela rede de 500µm.
Deste total, 11 taxa foram de ocorrência restrita a rede de 200µm e 14 para a rede de
500µm. As famílias com maior número de taxa foram Sciaenidae (n= 9) e Carangidae (n=
6). Com relação a guilda ecológica dos taxa identificados, a maioria compreendeu peixes
marinho-estuarinos (24 espécies), seguido de espécies marinhas (5 espécies) e estuarinas
(1 espécie). A posição vertical mais comum encontrada para as espécies identificadas foi
associada ao fundo (22 espécies demersais), sendo as demais representadas por 5 pelágicas
e 3 bentopelágicas. O hábito alimentar dominante compreendeu a zona bentônica com 7
espécies bentofágicas, 9 bentofágicas/piscívoras e 1 bentofágica/planctofágica, seguido de
4 espécies planctofágicas, 3 planctofágicas/piscívora e 1 omnívora (Tabela IX).
Variação espaço-temporal
Os taxa mais abundantes coletados com a rede de 200µm foram Engraulidae,
Gobiidae, Haemulidae, S. cristata, Cynoscion spp. e P. pilicornis, perfazendo do total de
94,72% das larvas de peixe amostradas (Tabela X). Por outro lado, para a rede de 500µm
os taxa mais abundantes foram Engraulidae, M. meeki, Gobiidae e C. chrysurus, que
contribuíram com 81,56% do total (Tabela XI).
Em relação a variação espacial dos taxa mais abundantes, Engraulidae apresentou
tendência de redução da abundância em direção as áreas mais internas do estuário, tanto
para indivíduos coletados com a rede de 200µm como para a de 500µm (Figura 13). Por
outro lado, larvas de Gobiidae e Haemulidae revelaram incremento na abundância, para
ambas as redes, nos pontos mais internos da baía. S. cristata (200µm) foi registrada com
elevada abundância tanto na região externa quanto na interna da baía da Babitonga,
enquanto que a alta abundância de Cynoscion spp. (200µm) esteve concentrada nos pontos
mais externos. Umbrina spp. (200µm) teve ocorrência somente nos pontos intermediários
e internos, sem apresentar um padrão de distribuição definido, e P. pilicornis (200µm)
teve alta abundância somente em pontos restritos. Por outro lado, M. meeki (500µm)
apesar do alto número de larvas registrado no ponto 4, apresentou tendência de queda na
abundância em direção ao setor interno do estuário, enquanto que C. chrysurus (500µm)
ocorreu somente nos pontos intermediários e internos da baía. A distribuição espacial dos
taxa com menor abundância segue descrita nas Tabelas IX e X.
43
Tabela VIII: Tabela taxonômica das larvas de peixes identificadas na baía da Babitonga
durante
o
período
de
outubro
de
2007
a
agosto
de
2008.
Família
Espécie
Nome vulgar
Engraulidae
Clupeidae
Ariidae
Syngnathidae
Centropomidae
Serranidae
Anchoa sp.
Cetengraulis edentulus (Cuvier, 1829)
Lycengraulis grossidens (Agassiz, 1829)
Ophistonema oglinum (Lesueur, 1818)
Genidens barbus (Lacèpede, 1803)
Syngnathus spp.
Hippocampus reidi (Ginsburg, 1933)
Hippocampus erectus (Perry, 1810)
Centropomus spp.
manjuba
manjuba
manjubão
sardinha-bandeira
bagre-branco
peixe-cachimbo
cavalo-marinho
cavalo-marinho
robalo
Serranus sp.
Carangidae
Chloroscombrus chrysurus (Linnaeus, 1766)
Hemicaranx amblyrhynchus (Cuvier, 1833)
Oligoplites sp.
Pseudocaranx dentex (Bloch & Schneider, 1801)
Selene setapinnis (Mitchill, 1815)
Selene vomer (Linnaeus, 1758)
palombeta
vento-leste
guaivira
garapoá
peixe-galo
peixe-galo-de-penacho
Eucinostomus sp.
carapicu
Haemulon spp.
Orthopristis ruber (Cuvier, 1830)
corcoroca
corcoroca
Archosargus sp.
sargo-de-dente
Lutjanidae
Gerreidae
Haemulidae
Sparidae
Sciaenidae
Bairdiella ronchus (Cuvier, 1830)
Cynoscion spp.
Isophistus parvipinnis (Cuvier, 1830)
Larimus breviceps (Cuvier, 1830)
Macrodon ancylodon (Bloch & Schneider, 1801)
Micropogonias furnieri (Desmarest, 1823)
Pogonias cromis (Linnaeus, 1766)
Stellifer spp.
Umbrina spp.
Dactyloscopidae Dactyloscopus sp.
Blenniidae
Hypleurochilus fissicornis (Quoy & Gaimard, 1824)
Omobranchus punctatus (Valenciennes, 1836)
Parablennius pilicornis (Cuvier, 1829)
Scartella cristata (Linnaeus, 1758)
Gobiesocidae
Gobiesox strumosus (Cope, 1870)
Gobiidae
Microgobius meeki (Evermann & Marsh, 1899)
Microdesmidae Microdesmus longipinnis (Weymouth, 1910)
Ephippidae
Chaetodipterus faber (Broussonet, 1782)
Stromateidae
Peprilus paru (Linnaeus, 1758)
roncador
pescadinha
oveva
pescada
corvina
miraguaia
cangoá
mira-céu-da-areia
macaco
macaco
marachomba
paru, enxada
gordinho
44
(continuação Tabela X)
Paralichthidae
Achiridae
Tetraodontidae
Diodontidae
Citharichthys spp.
Etropus sp.
Paralichthys spp.
Paralichthys brasiliensis (Ranzani, 1842)
Achirus spp.
Trinectes spp.
Trinectes paulistanus (Miranda Ribeiro, 1915)
Sphoeroides spp.
Cyclichthys spinosus (Linnaeus, 1758)
linguado
linguado
linguado
linguado
linguado
linguado
linguado
baiacu
baiacu-de-espinho
45
Tabela IX: Guilda vertical (D: demersal, P: pelágico, BP: bentopelágico), hábito alimentar (B:
bentofágico,
P:
planctofágico,
BP:
bentofágico/piscívoro,
O:
omnívoro,
BPl:
bentofágico/planctofágico, PP: planctofágico/piscívoro) e ambiente de ocorrência (ME:
marinho/estuarino, M: marinho, E: estuarino) dos taxa de larvas de peixes coletados na baía da
Babitonga (SC) entre outubro de 2007 e agosto de 2008, baseada em: 1: Figueiredo & Menezes
(1978), 2: Figueiredo & Menezes (2000), 3: Menezes & Figueiredo (1980), 4: Menezes &
Figueiredo (1985), 5: Fisher et al. (2004), 6: Queiroz (2005), 7: Souza-Conceição (2008), 8: Ignácio
(2008), 9: Santos (2009), 10: Froese & Pauly (2011), 11: Antunes (2010), 12: Fahay (2007), 13:
Richards (2006).
Família
Espécie
P
P
P
D
D
D
P
BP
P
BP
D
-
P
PP
PP
O
P
P
PP
B
BPl
BP
BP
-
ME
ME
ME
M
ME
ME
ME
ME
ME
ME
ME
-
D
BP
ME
Archosargus sp.
-
-
-
Bairdiella ronchus
D
BP
ME
Cynoscion spp.
Isophistus parvipinnis
Larimus breviceps
Macrodon ancylodon
D
D
D
BP
O
BP
ME
ME
ME
Micropogonias furnieri
D
BP
ME
Pogonias cromis
Stellifer spp.
Umbrina spp.
Dactyloscopus sp.
D
-
BP
-
ME
-
Engraulidae NI
Clupeidae
Ariidae
Syngnathidae
Centropomidae
Serranidae NI
Anchoa sp.
Cetengraulis edentulus
Lycengraulis grossidens
Ophistonema oglinum
Genidens barbus
Syngnathus spp.
Hippocampus reidi
Hippocampus erectus
Centropomus spp.
Serranus sp.
Carangidae NI
Chloroscombrus chrysurus
Hemicaranx amblyrhynchus
Oligoplites sp.
Pseudocaranx dentex
Selene setapinnis
Selene vomer
Lutjanidae NI
Gerreidae NI
Eucinostomus sp.
Haemulidae NI
Haemulon spp.
Orthopristis ruber
Sparidae NI
Sciaenidae NI
Dactyloscopidae
Guilda
Hábito
Ocorrência
Vertical Alimentar
Ref. Bib.
7, 8, 10, 11
1, 7, 8, 9, 11
10, 12
1; 5; 6; 9
7, 10
10
3; 5; 6; 8; 9; 11
10,13
10,13
10,13
10
3; 6; 7; 8; 9; 10;
11; 13
3; 7; 9; 8; 10;
11; 13
6, 8; 9; 11; 13
10
10,13
3; 6; 8; 9; 10;
11; 13
10,13
-
46
(continuação Tabela IX)
Microgobius meeki
Microdesmus longipinnis
D
D
D
D
D
D
D
B
B
BP
P
-
M
ME
M
M
ME
ME
M
Blenniidae NI
Gobiesocidae
Gobiidae NI
Microdesmidae
Hypleurochilus fissicornis
Omobranchus punctatus
Parablennius pilicornis
Scartella cristata
Gobiesox strumosus
Ephippidae
Stromateidae
Paralichthidae NI
Chaetodipterus faber
BP
B
ME
Peprilus paru
Achiridae
Citharichthys spp.
Etropus sp.
Paralichthys spp.
Paralichthys brasiliensis
Achirus spp.
Trinectes spp.
Trinectes paulistanus
Sphoeroides spp.
Cyclichthys spinosus
D
D
D
D
B
B
B
-
ME
E
ME
ME
Tetraodontidae
Diodontidae
10
10
10
10
7; 10; 13
7; 10; 13
10; 13
4; 7; 8; 10; 11;
13
9; 10; 13
7; 10; 13
2; 6; 9; 10; 11
9; 10; 11
47
Tabela X: Densidade média e porcentagem (%) para os taxa coletados com a rede de 200µm em
nove pontos amostrais na baía da Babitonga durante outubro de 2007 e agosto de 2008.
Taxa
Engraulidae NI
Gobiidae NI
Haemulidae NI
Cynoscion sp.
Scartella cristata
Parablennius pilicornis
Umbrina sp.
Stellifer sp.
Blenniidae NI
Paralichthys sp.
Achirus sp.
Omobranchus punctatus
Sciaenidae NI
Paralichthyidae NI
Citharichthys sp.
Oligoplites sp.
Micropogonias furnieri
Bairdiella ronchus
Orthopristis ruber
Microdesmus longipinnis
Chloroscombrus chrysurus
Microgobius meeki
Haemulon sp.
Gerreidae NI
Cetengraulis edentulus
Archosargus sp.
Hypleurochilus fissicornis
Sphoeroides sp.
Peprilus paru
Serranidae NI
Ophistonema oglinum
Serranus sp.
Isopisthus parvipinnis
Trinectes paulistanus
Trinectes sp.
Macrodon ancylodon
Gobiesox strumosus
Pogonias cromis
Dactyloscopus sp.
Chaetodipterus faber
Anchoa sp.
Sparidae NI
Carangidae NI
Lutjanidae NI
Syngnathus sp.
Total
1
2
3
4
5
211,96 290,42 101,72 170,52 116,47
27,59
20,56
96,73 108,50
6
7
84,68
82,78
8
Total
%
1157
40,12
19,50 111,05 164,90
71,46 125,69 100,00 15,05
655,8
22,74
20,32 174,35
603,1
20,91
102,1
3,54
97,5
3,38
70,85
2,46
4,63
45,29
1,57
10,46
15,48
0,54
38,35
26,98
36,33
5,79
28,52
7,09
36,39
6,80
7,00
2,95
2,94
41,60
11,61
2,66
5,46
8,54
4,91
4,98
17,74
41,62
17,01
9,69
1,94
0,59
1,94
12,16
0,81
1,26
9
38,11 60,18
1,42
14,67
7,61
89,51 12,00
3,47
2,34
4,57
14,18
14,18
0,49
3,22
0,76
1,98
12,27
0,43
0,97
1,22
1,86
1,15
11,21
0,39
3,68
0,64
8,48
0,29
1,37
0,59
8,3
0,29
7,61
0,26
7,35
0,25
6,69
0,23
6,15
0,21
5,39
0,19
5,16
0,18
4,55
0,16
3,62
0,13
3,82
0,13
3,12
0,11
3,11
0,11
2,72
0,09
2,35
0,08
2,08
0,07
2,01
0,07
1,91
0,07
1,42
1,42
0,05
1,42
1,42
0,05
1,26
1,26
0,04
1,26
1,26
0,04
1,15
0,04
6,31
3,78
1,42
0,81
3,58
1,21
2,7
3,78
2,97
2,60
2,21
0,58
1,28
1,12
4,34
1,02
1,13
0,60
0,65
0,81
2,52
0,69
0,64
0,59
1,29
3,03
1,02
0,64
2,73
2,08
1,15
1,54
2,43
0,66
0,65
1,16
0,6
1,86
1,26
0,60
2,33
0,59
0,69
0,77
1,86
1,48
0,66
0,97
0,60
0,58
1,26
1,54
1,09
0,64
1,44
2,01
0,74
1,17
1,15
1,1
0,04
0,97
1,10
0,97
0,03
0,97
0,97
0,03
0,81
0,81
0,03
0,80
0,8
0,03
0,69
0,02
0,64
0,02
0,61
0,02
0,60
0,6
0,02
0,60
0,6
0,02
0,28
0,01
0,69
0,64
0,61
0,28
456,62 514,57 183,84 376,68 357,64 214,53 408,95 259,33 111,4
2884 100,00
48
Tabela XI: Densidade média e porcentagem (%) para os taxa coletados com a rede de 500µm em
nove pontos amostrais na baía da Babitonga durante outubro de 2007 e agosto de 2008.
Taxa
1
2
3
Engraulidae
27,32 27,01 11,74
Microgobius meeki
1,38 1,09
Gobiidae
0,16 1,66 1,00
Chloroscombrus chrysurus
0,59 0,26
Stellifer sp.
0,96 0,82 0,48
Parablennius pilicornis
0,15 0,54
Haemulidae
0,57 0,34 0,15
Cynoscion sp.
1,20
Hypleurochilus fissicornis
0,11
Achirus sp.
0,26 0,36 0,34
Omobranchus punctatus
0,41 0,51 0,31
Orthopristis ruber
0,17 0,62 0,43
Oligoplites sp.
0,18 0,19 0,07
Scartella cristata
0,85 0,24 0,10
Cetengraulis edentulus
0,08
Trinectes paulistanus
Chaetodipterus faber
0,06
0,11
Ophistonema oglinum
0,35 0,24 0,10
Gobiesox strumosus
0,08 0,25
Selene setapinnis
0,58
Lycengraulis grossidens
Bairdiella ronchus
Sphoeroides sp.
0,09
Micropogonias furnieri
0,09
Haemulon sp.
0,08
Citharichthys sp.
0,22
Pogonias cromis
Syngnathus sp.
Trinectes sp.
Blenniidae
Archosargus sp.
0,10
Genidens barbus
Hippocampus reidi
0,09
Centropomus sp.
Cyclichthys spinosus
Anchoa sp.
0,09
Pseudocaranx dentex
0,09
Selene vômer
0,09
Larimus breviceps
0,09
Macrodon ancylodon
0,09
Microdesmus longipinnis
0,09
Paralichthyidae
Etropus sp.
Paralichthys sp.
0,09
Paralichthys brasiliensis
0,09
Hemicaranx amblyrhynchus
Hippocampus erectus
0,07
Eucinostomus sp.
0,07
Total
4
5
6
7
8
9
Total
%
10,6 12,27 24,68
6,05
6,67 11,46
137,8
67,86
7,27
1,30
0,10
0,41
0,42
0,50
12,47
6,14
1,73
1,32
0,37
0,71
1,11
0,76
8,82
4,34
0,50
0,45
1,24
1,13
1,14
1,23
6,54
3,22
0,98
0,17
0,28
0,09
0,09
3,87
1,91
0,24
0,09
0,08
0,69
0,28
1,44
3,51
1,73
0,09
0,31
0,37
0,44
0,09
0,96
3,32
1,63
0,50
0,08
0,27
0,23
0,74
0,08
3,1
1,53
0,21
0,24
0,11
0,64
0,85
0,47
2,63
1,30
0,69
0,08
0,19
0,43
0,10
2,45
1,21
0,33
0,46
0,31
0,08
2,41
1,19
0,33
1,92
0,95
1,74
0,86
1,55
0,76
1,54
0,76
1,05
0,52
0,82
0,40
0,69
0,34
0,58
0,29
0,58
0,29
0,17
0,5
0,25
0,21
0,49
0,24
0,11
0,45
0,22
0,42
0,21
0,37
0,07
1,23
0,18
0,09
0,09
0,38
0,31
0,28
0,41
0,08
0,38
0,33
0,26
0,08
0,57
0,17
0,08
0,08
0,08
0,15
0,10
0,19
0,17
0,09
0,08
0,16
0,09
0,24
0,08
0,08
0,13
32,5 37,06 16,39 24,08
0,09
0,25
0,28
0,27
0,07
0,15
0,09
0,17
0,08
0,15
0,09
0,06
0,09
0,09
0,08
18,2
31,4 12,18
12,7 18,55
0,4
0,20
0,35
0,17
0,34
0,17
0,28
0,14
0,27
0,13
0,22
0,11
0,19
0,09
0,17
0,08
0,17
0,08
0,15
0,07
0,15
0,07
0,09
0,04
0,09
0,04
0,09
0,04
0,09
0,04
0,09
0,04
0,09
0,04
0,09
0,04
0,09
0,04
0,09
0,04
0,09
0,04
0,08
0,04
0,07
0,03
0,07
0,03
203,06 100,00
49
200µm
Engraulidae
Gobiidae
Haemulidae
400
30
Engraulidae
25
300
Larvas.100m-³
500µm
20
200
15
100
10
0
5
0
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
0
1
2
Pontos amostrais
3
4
5
6
7
8
9
10
Pontos amostrais
S. cristata
Cynoscion spp.
P. pilicornis
Umbrina spp.
50
10
40
8
30
6
20
4
10
2
0
M. meeki
0
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
0
1
2
Pontos amostrais
3
4
5
6
7
8
9
10
Pontos amostrais
2,0
Gobiidae
C. chrysurus
Haemulidae
1,5
1,0
0,5
0,0
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Pontos amostrais
Figura 13: Variação espacial do número de larvas de peixes dos taxa mais abundantes para a rede de
200µm (acima de 1%) e 500µm (acima de 2%) durante o período de outubro de 2007 e agosto de
2008 na baía da Babitonga.
50
Com relação com a variação temporal dos taxa mais abundantes, as larvas de
Engraulidae (200µm e 500µm) apresentaram-se abundantes nos meses de primavera e verão,
padrão similar ao verificado para M. meeki (500µm), Haemulidae (200µm) e Gobbidae
(200µm) (Figura 14). Umbrina spp. (200µm) e Cynoscion spp. (200µm) ocorreram somente
os meses de primavera e verão, enquanto que P. pilicornis (200µm) em novembro e agosto,
sem apresentar um padrão de dstribuição temporal definido. As larvas de S. cristata
(200µm) foram registradas durante todo o período de estudo, porém com tendência de
incremento no número de larvas nos meses de outono e inverno, por outro lado, as larvas de
C. chrysurus (500µm) apresentaram maior abundância no mês de janeiro com redução nos
meses seguintes. A distribuição temporal dos taxa com menor abundância segue descrita nas
Tabelas XII e XIII.
51
Tabela XII: Densidade média para os taxa coletados com a rede de 200µm na baía da Babitonga nos
durante outubro de 2007 e agosto de 2008.
Taxa
out/07 nov/07 jan/08 fev/08 abr/08 mai/08 jul/08 ago/08 Total
Engraulidae NI
Gobiidae NI
Haemulidae NI
Cynoscion sp.
Scartella cristata
Parablennius pilicornis
Umbrina sp.
Stellifer sp.
Blenniidae NI
Paralichthys sp.
Omobranchus punctatus
Sciaenidae NI
Achirus sp.
Paralichthyidae NI
Oligoplites sp.
Citharichthys sp.
Micropogonias furnieri
Bairdiella ronchus
Orthopristis ruber
Microdesmus longipinnis
Microgobius meeki
Chloroscombrus chrysurus
Haemulon sp.
Gerreidae NI
Cetengraulis edentulus
Archosargus sp.
Serranidae NI
Hypleurochilus fissicornis
Sphoeroides sp.
Peprilus paru
Ophistonema oglinum
Serranus sp.
Isopisthus parvipinnis
Trinectes paulistanus
Trinectes sp.
Gobiesox strumosus
Macrodon ancylodon
Pogonias cromis
Dactyloscopus sp.
Chaetodipterus faber
Anchoa sp.
Carangidae NI
Sparidae NI
Lutjanidae NI
Syngnathus sp.
132,12
680,31
110,74
105,12
13,08
88,40
36,66
419,59
9,46
3,64
2,14
11,24
584,21
16,27
21,2
28,11
378,27
68,03
3,46
19,62
0,52
535,48
11,63
69,01
4,12
1,24
1,31
0,56
0,66
88,53
7,72
18,41
2,42
4,82
5,63
32,98
11,68
87,86
9,14
62,98
Total
192,46
1028,29
4,20
53,84
0,86
36,68
1,61
12,69
1,06
1,1
40,25
13,75
12,60
1,12
12,6
4,48
1,42
3,38
1,72
2,28
0,72
0,67
1,86
1,08
5,65
0,69
2,38
2,46
1,54
0,58
1,14
0,52
0,57
2,35
7,53
1,08
1,37
2,34
1,08
0,53
2,16
6,77
6,6
0,65
0,72
6,52
0,72
0,91
1,19
5,47
4,8
1,16
1,61
1,03
2,17
1,76
2,76
2,24
7,37
7,06
4,60
4,62
9,81
1,66
0,77
4,58
4,04
1,31
1,05
3,39
2,69
0,54
3,23
0,62
2,78
1,90
1,37
0,87
2,77
1,05
2,42
2,08
2,08
1,26
0,65
0,57
1,12
1,91
0,69
0,58
0,66
1,04
1,84
1,78
0,66
1,7
1,26
1,26
1,12
1,12
1,12
1,12
1,02
1,02
0,97
0,97
0,87
0,87
0,86
0,86
0,72
0,72
0,71
0,71
0,62
0,62
0,57
1030,54
202,05
0,57
0,54
0,54
0,54
0,54
0,53
0,53
0,24
0,24
920,93
90,76
18,9
65,29
39,16 2560,09
52
Tabela XIII: Densidade média e porcentagem (%) para os taxa coletados com a rede de 500µm na
baía da Babitonga durante outubro de 2007 e agosto de 2008.
Taxa
out/07 nov/07 jan/08 fev/08 abr/08 mai/08 jul/08 ago/08
Engraulidae NI
Microgobius meeki
Gobiidae NI
Chloroscombrus chrysurus
Stellifer sp.
Parablennius pilicornis
Haemulidae NI
Cynoscion sp.
Hypleurochilus fissicornis
Achirus sp.
Omobranchus punctatus
Oligoplites sp.
Scartella cristata
Cetengraulis edentulus
Orthopristis ruber
Trinectes paulistanus
Chaetodipterus faber
Ophistonema oglinum
Gobiesox strumosus
Selene setapinnis
Lycengraulis grossidens
Bairdiella ronchus
Sphoeroides sp.
Micropogonias furnieri
Haemulon sp.
Pogonias cromis
Citharichthys sp.
Syngnathus sp.
Trinectes sp.
Blenniidae NI
Archosargus sp.
Hippocampus reidi
Genidens barbus
Centropomus sp.
Cyclichthys spinosus
Anchoa sp.
Pseudocaranx dentex
Selene vômer
Larimus breviceps
Macrodon ancylodon
Microdesmus longipinnis
Paralichthyidae NI
Paralichthys sp.
Paralichthys brasiliensis
Hemicaranx amblyrhynchus
Etropus sp.
Hippocampus erectus
Eucinostomus sp.
15,85
51,26
40,94
19,04
0,29
1,24
7,05
1,39
0,23
1,70
2,16
0,08
0,22
4,65
0,25
0,58
0,39
2,14
Total
17,67
0,77
0,08
0,06
0,09
0,13
2,83
0,13
0,24
1,86
0,25
0,48
1,44
0,69
0,06
0,22
0,46
0,42
0,77
1,40
0,06
0,08
2,31
0,08
0,18
0,08
0,78
0,08
3,46
0,46
3,11
3,05
0,50
2,68
1,42
2,34
0,26
2,13
1,54
0,23
0,84
7,86
2,19
0,14
1,15
3,60
0,09
0,19
0,15
10,72
5,82
0,08
0,15
127,30
0,75
0,12
0,08
0,21
Total
0,07
0,65
0,37
1,39
1,38
0,15
0,07
0,67
1,32
0,93
0,06
0,73
0,61
0,61
0,30
0,22
0,52
0,52
0,52
0,09
0,13
0,22
0,44
0,44
0,32
0,44
0,08
0,40
0,07
0,08
0,22
0,36
0,37
0,36
0,12
0,12
0,31
0,31
0,07
0,31
0,25
0,25
0,24
0,24
0,06
0,14
0,2
0,09
0,07
0,08
0,08
0,15
0,15
0,15
0,13
0,08
0,13
0,05
0,13
0,08
0,08
0,08
0,08
0,08
0,08
0,08
0,08
0,08
0,08
0,08
0,08
0,08
0,08
0,08
0,08
0,08
0,07
0,08
0,07
0,07
0,06
0,07
0,06
0,06
57,9
0,17
0,06
66,51
27,04
2,16
1,2
3,45
8,7
184,63
53
200µm
800
500µm
Engraulidae
Gobiidae
Haemulidae
60
Engraulidae
50
Larvas.100m-³
600
40
400
30
20
200
10
0
0
out nov jan fev abr mai jul ago
out nov jan fev abr mai jul ago
Meses de coleta
Meses de coleta
80
S. cristata
Cynoscion spp.
P. pilicornis
Umbrina spp.
60
10
M. meeki
8
6
40
4
20
2
0
0
out nov jan fev abr mai jul ago
out nov jan fev abr mai jul ago
Meses de coleta
Meses de coleta
5
Gobiidae
C. chrysurus
Haemulidae
4
3
2
1
0
out nov jan fev abr mai jul ago
Meses de coleta
Figura 14: Variação temporal do número de larvas de peixes dos taxa mais abundantes para a rede
de 200µm (acima de 1%) e 500µm (acima de 2%) durante o período de outubro de 2007 e agosto de
2008 na baía da Babitonga.
54
Estágios de desenvolvimento
Em geral, a maioria das larvas coletadas estava no estágio de desenvolvimento de
pré-flexão (Figura 15). Em relação aos pontos amostrais, 1, 2 e 7 foram os que apresentaram
maior densidade média de larvas vitelínicas coletadas com a rede de 200µm. Os pontos 1, 2
e 5 foram os que apresentaram maior densidade média de larvas em pré-flexão, enquanto
que larvas em flexão foram mais abundantes no ponto 3. As larvas em pós-flexão
apresentaram baixa densidade média, tendo sido mais comum no setor interno do estuário.
As larvas em pré-flexão representaram 98,5% das larvas coletadas para a rede de 200µm e
83,9% para a rede de 500µm. Poucos indivíduos encontravam-se no estágio juvenil, sendo
estes representados por Syngnathus spp., H. reidi, H. erectus, G. barbus e C. chrysurus
(Tabela XIV e XV).
Com relação a análise de variância para o estágio de desenvolvimento das larvas de
peixes coletadas entre as duas redes, esta permitiu observar variação significativa (p<0,05)
entre a captura de larvas vitelínicas (p=0,00), larvas em pré-flexão (p=0,00) e em pós-flexão
(p=0,00) com a rede empregada. Porém, não foi possível verificar variação significativa
entre a captura de larvas em flexão (p= 0,05) e juvenis (p=0,60) com as diferentes redes
usadas durante as coletas.
55
100
10
1
0,1
1
2
3
4
5
6
7
8
9
100
10
1
1
2
3
4
5
6
7
8
Pontos Amostrais
Larvas em flexão
Larvas em pós-flexão
10
1
0,1
2
1000
Pontos Amostrais
100
1
Densidade de larvas de peixe (nº.100m-³)
Larvas em pré-flexão
3
4
5
6
7
Pontos Amostrais
8
9
Densidade de larvas de peixe (n.100m-³)
Densidade de larvas de peixe (nº.100m-³)
Densidade de larvas de peixe (nº.100m-³)
Larvas vitelínicas
9
200µm
500µm
100
10
1
0,1
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Pontos Amostrais
Figura 15: Densidade média de larvas de peixes (nº.100m-³) por ponto amostral para cada estágio de
desenvolvimento encontrado na baía da Babitonga entre outubro de 2007 a agosto de 2008.
56
Tabela XIV: Variação de tamanho (mm SL) e freqüência relativa das larvas coletadas com a rede
de 200µm para diferentes estágios de desenvolvimento durante o período de outubro de 2007 a
agosto de 2008 na baía da Babitonga.
Taxa
Engraulidae
Anchoa sp.
Cetengraulis edentulus
Ophistonema oglinum
Syngnathus sp.
Serranidae
Serranus sp.
Carangidae
Chloroscombrus chrysurus
Oligoplites sp.
Lutjanidae
Gerreidae
Haemulidae
Haemulon sp.
Orthopristis ruber
Sparidae
Archosargus sp.
Sciaenidae
Bairdiella ronchus
Cynoscion sp.
Isopisthus parvipinnis
Macrodon ancylodon
Micropogonias furnieri
Pogonias cromis
Stellifer sp.
Umbrina sp.
Dactyloscopus sp.
Blenniidae
Hypleurochilus fissicornis
Omobranchus punctatus
Parablennius pilicornis
Scartella cristata
Gobiesox strumosus
Gobiidae
Microgobius meeki
Microdesmus longipinnis
Chaetodipterus faber
Peprilus paru
Paralichthyidae
Citharichthys sp.
Paralichthys sp.
Achirus sp.
Trinectes sp.
Trinectes paulistanus
Sphoeroides sp.
Total (%)
Variação
de
Vitelínica
tamanho
2,00 - 7,50
4,02
8,30
8,50 - 10,25
3,80
8,75
2,00
2,20
2,60
3,80 - 7,91
2,00 - 9,70
2,50
0,03
1,50 - 2,40
0,12
1,40 - 4,70
25,56
2,00 - 4,80
0,03
2,50 - 2,90
1,80
0,03
1,86 - 2,26
1,20 - 2,40
0,21
2,25 - 4,41
1,60 - 3,50
0,06
3,75
2,70
1,95 - 4,60
2,46
2,10 - 3,80
1,30 - 2,00
1,18
5,00
1,91 - 2,50
3,58 - 4,83
2,66 - 5,66
2,00 - 3,25
1,66 - 5,25
4,00
0,03
1,50- 4,50
4,40 - 7,70
2,00 - 2,25
3,65
1,15 - 1,90
0,06
1,90 - 2,50
0,24
1,46 - 3,00
1,70 - 3,00
0,12
1,86 - 3,60
3,30
1,90
1,80
0,03
31,75
PréFlexão
Flexão
28,43
0,27
Pósflexão
Jovem
0,03
0,09
0,03
0,03
0,03
0,03
0,03
0,06
0,21
0,09
0,03
0,15
0,06
0,06
0,12
2,57
0,03
0,18
0,03
0,24
0,03
0,30
0,03
0,24
1,80
2,84
28,31
0,09
0,03
0,03
0,03
0,03
0,03
0,03
0,06
0,03
0,06
0,06
0,06
0,24
0,03
0,12
0,18
0,03
0,21
0,21
0,21
0,03
0,03
0,03
66,80
0,09
0,92
0,50
0,03
57
Tabela XV: Variação de tamanho (mm SL) e freqüência relativa das larvas coletadas com a rede de
500µm para diferentes estágios de desenvolvimento durante o período de outubro de 2007 a agosto
de 2008 na baía da Babitonga.
Taxa
Engraulidae
Anchoa sp.
Cetengraulis edentulus
Lycengraulis grossidens
Ophistonema oglinum
Genidens barbus
Syngnathus sp.
Hippocampus reidi
Hippocampus erectus
Centropomus sp.
Chloroscombrus chrysurus
Hemicaranx amblyrhynchus
Oligoplites sp.
Pseudocaranx dentex
Selene setapinnis
Selene vômer
Eucinostomus sp.
Haemulidae
Haemulon sp.
Orthopristis ruber
Archosargus sp.
Bairdiella ronchus
Cynoscion sp.
Larimus breviceps
Macrodon ancylodon
Micropogonias furnieri
Pogonias cromis
Stellifer sp.
Blenniidae
Hypleurochilus fissicornis
Omobranchus punctatus
Parablennius pilicornis
Scartella cristata
Gobiesox strumosus
Gobiidae
Microgobius meeki
Microdesmus longipinnis
Chaetodipterus faber
Paralichthyidae
Citharichthys sp.
Etropus sp.
Paralichthys sp.
Paralichthys brasiliensis
Achirus sp.
Trinectes sp.
Trinectes paulistanus
Sphoeroides sp.
Cyclichthys spinosus
Total (%)
Variação de
tamanho
2,10 - 8,30
15,00
7,00 - 10,75
8,2 - 13,1
3,7 - 5,2
31 - 32
7,25 - 12,98
5,2 - 5,5
28
2
3,0 - 22,0
10,12
2,66 - 4,60
2,4
3,5
8,2
10
1,4 - 2,1
2,8 - 3,9
2,0 - 4,0
1,53 - 2,35
2,4 - 3,12
2,66 - 3,62
2,5
3,73
2,3 - 6,87
2,5 - 3,2
2,4 - 5,5
2,75 - 3,80
3,05 - 7,50
2,91 - 7,5
2,50 - 3,41
2,55 - 3,40
2,65 - 4,3
1,5 - 4,8
4,00 - 11,34
2,1
2,5 - 11,75
2,5
2,4 - 3,33
4,91
2
6
1,86 - 3,58
2,66
2,25 - 2,41
1,85 - 2,5
17 - 21
Vitelínica
3,73
PréFlexão
Flexão
56,23
5,88
0,10
Pósflexão
0,05
0,69
0,29
0,39
0,00
0,10
0,10
0,34
0,05
0,05
Jovem
0,10
0,15
0,10
0,05
0,29
2,94
0,05
0,05
0,20
0,05
0,05
2,21
0,10
0,15
0,98
0,10
0,25
1,72
0,05
0,05
0,10
0,20
1,27
0,15
0,83
1,08
1,72
0,83
0,25
3,97
0,05
0,10
0,10
0,05
0,10
0,05
0,25
0,10
0,49
0,20
0,10
0,05
1,08
2,16
4,36
0,05
0,10
0,05
0,20
0,05
0,05
6,13
1,18
0,05
0,10
0,25
0,10
72,84
11,08
0,05
0,10
0,39
0,10
9,51
0,44
58
Com relação aos estágios de desenvolvimento dos taxa mais abundantes,
Engraulidae apresentou maior número de indivíduos em pré-flexão para ambas as redes
(Figura 16). Por outro lado, pode ser observado que a participação relativa de indivíduos
coletados com a rede de 500µm aumenta da primavera para o verão. Indivíduos da família
Gobiidae foram encontrados nos estágios de pré-flexão e flexão, sendo o primeiro mais
abundante para as duas redes (Figura 17), porém pode ser evidenciada a importância da área
de estudo para larvas em pré-flexão durante o mês de fevereiro. Para a família Haemulidae,
o padrão de uso do estuário é distinto devido ao predomínio do estágio vitelínico (Figura
18), revelando a proximidade dos pontos amostrais com a área de desova.
Os indivíduos de S. cristata encontravam-se, em sua maioria, no estágio de préflexão, sendo registrados poucos em flexão (Figura 19), podendo ser observado a utilização
do estuário pelo estágio de pré-flexão durante todo o ano. As larvas em pré-flexão de
Cynoscion spp. foram as mais abundantes, exibindo um padrão de uso do estuário similar a
Engraulidae, porém em menor escala (Figura 20).
As larvas de P. pilicornis, foram classificadas predominantemente em pré-flexão,
sem apresentar um padrão definido de presença no estuário (Figura 21). Os espécimes de M.
meeki coletados foram identificados nos estágios de flexão e pós-flexão, com predominância
do segundo, podendo ser observado que a espécie utiliza a área de estudo para seu
desenvolvimento em diferentes épocas do ano (Figura 22). Um padrão similar pode ser
observado para larvas de C. chrysurus , sendo que para esta espécie também foi registrado
indivíduos jovens (Figura 23).
59
Outubro 2007
Novembro 2007
10
10
1
1
0,1
0,01
0,1
v
pré
f
pós
10
1
0,1
v
pré
f
pós
v
pré
f
pós
Estágio de desenvolvimento
Estágios de desenvolvimento
Estágios de desenvolvimento
Fevereiro 2008
Abril 2008
Maio 2008
100
10
100
Frequência Relativa (%)
Frequência Relativa (%)
100
Frequência Relativa (%)
100
10
1
0,1
Frequência Relativa (%)
Frequência Relativa (%)
100
Janeiro 2008
10
1
0,1
0,01
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
1
0,1
0,01
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
Agosto 2008
Frequência Relativa (%)
10
200µm
500µm
1
0,1
0,01
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
Figura 16: Variação mensal da freqüência relativa de larvas de Engraulidae por estágio de
desenvolvimento coletadas com redes de 200µm e 500µm na baía da Babitonga (v: larvas vitelínicas,
pré: larvas em pré-flexão, f: larvas em flexão e pós: larvas em pós-flexão).
60
Outubro 2007
Novembro 2007
1
0,1
v
pré
f
10
1
0,1
pós
v
pré
f
pós
v
pré
f
pós
Estágios de desevolvimento
Estágios de desenvolvimento
Estágios de desevolvimento
Fevereiro 2008
Abril 2008
Maio 2008
100
10
100
Frequência Relativa (%)
100
Frequência Relativa (%)
1000
Frequência Relativa (%)
Frequência Relativa (%)
10
100
10
1
10
1
1
0,1
v
pré
f
10
1
0,1
pós
v
Estagios de desenvolvimento
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
Agosto 2008
Julho 2008
100
Frequência Relativa (%)
100
Frequência Relativa (%)
Janeiro 2008
100
Frequência Relativa (%)
Frequência Relativa (%)
100
10
1
200µm
500µm
10
1
0,1
0,01
0,1
v
pré
f
pós
Estágios de desevolvimento
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
Figura 17: Variação mensal da freqüência relativa de larvas de Gobiidae por estágio de
desenvolvimento coletadas com redes de 200µm e 500µm na baía da Babitonga (v: larvas vitelínicas,
pré: larvas em pré-flexão, f: larvas em flexão e pós: larvas em pós-flexão).
61
Outubro 2007
Novembro 2007
10
1
0,1
0,01
100
Frequência Relativa (%)
100
Frequência Relativa (%)
Frequência Relativa (%)
100
10
1
0,1
0,01
v
pré
f
v
Fevereiro 2008
f
pós
v
10
1
0,1
pós
Maio 2008
1
10
1
0,1
pós
v
Estágios de desenvolvimento
f
100
10
0,01
pré
Estágios de desenvolvimento
Frequência Relativa (%)
100
f
0,1
Abril 2008
Frequência Relativa (%)
Frequência Relativa (%)
pré
100
pré
1
Estágios de desenvolvimento
1000
v
10
0,01
pós
Estágios de desenvolvimento
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
Agosto 2008
Julho 2008
100
Frequência Relativa (%)
100
Frequência Relativa (%)
Janeiro 2008
10
200µm
500µm
10
1
0,1
0,01
1
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
Figura 18: Variação mensal da freqüência relativa de Haemulidae por estágio de desenvolvimento
coletadas com redes de 200µm e 500µm na baía da Babitonga (v: larvas vitelínicas, pré: larvas em
pré-flexão, f: larvas em flexão e pós: larvas em pós-flexão).
62
Outubro 2007
Novembro 2007
10
10
1
1
v
pré
f
v
pré
f
pós
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
Estágios de desenvolvimento
Estágios de desenvolvimento
Fevereiro 2008
Abril 2008
Maio 2008
10
100
Frequência Relativa (%)
Frequência Relativa (%)
100
10
1
1
v
pré
f
10
1
pós
v
Estágios de desenvolvimento
pré
f
pós
Estagios de desenvolvimento
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
Agosto 2008
Julho 2008
100
Frequência Relativa (%)
100
Frequência Relativa (%)
10
1
pós
100
Frequência Relativa (%)
100
Frequência Relativa (%)
100
Frequência Relativa (%)
Frequência Relativa (%)
100
Janeiro 2008
10
200µm
500µm
10
1
1
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
Figura 19: Variação mensal da freqüência relativa de S. cristata por estágio de desenvolvimento
coletadas com redes de 200µm e 500µm na baía da Babitonga (v: larvas vitelínicas, pré: larvas em
pré-flexão, f: larvas em flexão e pós: larvas em pós-flexão).
63
Outubro 2007
Novembro 2008
100
Frequência Relativa (%)
10
1
10
1
v
pré
f
pós
10
1
v
pré
f
pós
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
Estágios de desenvolvimento
Estágios de desenvolvimento
Fevereiro 2008
Maio 2008
Julho 2008
10
1
100
Frequência Relativa (%)
100
Frequência Relativa (%)
100
Frequência Relativa (%)
Janeiro 2008
100
Frequência Relativa (%)
Frequência Relativa (%)
100
10
1
v
pré
f
pós
1
v
Estágios de desenvolvimento
10
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
Agosto 2008
Frequência Relativa (%)
100
200µm
500µm
10
1
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
Figura 20: Variação mensal da freqüência relativa de Cynoscion spp. por estágio de desenvolvimento
coletadas com redes de 200µm e 500µm na baía da Babitonga (v: larvas vitelínicas, pré: larvas em
pré-flexão, f: larvas em flexão e pós: larvas em pós-flexão).
64
Novembro 2007
Maio 2008
100
Frequência Relativa (%)
Frequência Relativa (%)
100
10
1
1
v
pré
f
pós
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
Estágios de desenvolvimento
Julho 2008
Agosto 2008
100
Frequência Relativa (%)
100
Frequência Relativa (%)
10
10
1
200µm
500µm
10
1
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
Figura 21: Variação mensal da freqüência relativa de larvas de P. pilicornis por estágio de
desenvolvimento coletadas com redes de 200µm e 500µm na baía da Babitonga (v: larvas vitelínicas,
pré: larvas em pré-flexão, f: larvas em flexão e pós: larvas em pós-flexão).
65
Outubro 2007
Novembro 2007
0,1
100
Frequência Relativa (%)
1
0,01
10
1
v
pré
f
pós
10
1
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
Estágios de desenvolvimento
Fevereiro 2008
Agosto 2008
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
100
Frequência Relativa (%)
100
Frequência Relativa (%)
Janeiro 2008
100
Frequência Relativa (%)
Frequência Relativa (%)
10
10
1
200µm
500µm
10
1
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
v
pré
f
pós
Estágios de desenvolvimento
Figura 22: Variação mensal da freqüência relativa de larvas de M. meeki por estágio de
desenvolvimento coletadas com redes de 200µm e 500µm na baía da Babitonga (v: larvas vitelínicas,
pré: larvas em pré-flexão, f: larvas em flexão e pós: larvas em pós-flexão).
66
Novembro 2007
Janeiro 2008
Frequência Relativa (%)
10
1
10
1
0,1
v
pré
f
pós
j
10
1
v
pré
f
pós
j
Estágios de desenvolvimento
Estágios de desenvolvimento
Abril 2008
Maio 2008
v
pré
f
pós
10
1
200µm
500µm
10
1
v
pré
f
pós
j
Estágios de desenvolvimento
v
pré
f
pós
j
Estágios de desenvolvimento
100
Frequência Relativa (%)
100
Frequência Relativa (%)
Fevereiro 2008
100
100
Frequência Relativa (%)
Frequência Relativa (%)
100
j
Estágios de desenvolvimento
Figura 23: Variação mensal do número de larvas de C. chrysurus por estágio de desenvolvimento
coletadas com redes de 500µm na baía da Babitonga (v: larvas vitelínicas, pré: larvas em pré-flexão,
f: larvas em flexão e pós: larvas em pós-flexão).
67
Análise de agrupamento e de ordenação
A análise de agrupamento da abundância dos taxa coletados com a rede de 200µm
revelou um padrão de variação temporal da assembleia ictioplanctônica da baía da
Babitonga (Figura 24). Nesta análise, foi identificado um grupo formado pelos meses de
primavera e verão, caracterizado pela elevada abundância de indivíduos e número de taxa,
sendo representado por Engraulidae, Haemulidae e Gobiidae (Tabela XVI). Um segundo
grupo, representado pelos meses de abril, maio, julho e agosto de 2008, foi associado a
presença dos taxa Haemulidae, S. cristata e Gobiidae. Com a análise de agrupamento para a
rede de 500µm foi possível verificar padrão temporal distinto, com formação de três grupos
(Figura 25). Os meses de outubro, novembro, janeiro e fevereiro identificam o primeiro
grupo, composto principalmente por Engraulidae, M. meeki, Stellifer spp. Gobiidae e O.
punctatus (Tabela XVI). O segundo grupo, formado pelos meses de abril e maio, foi
representado basucamente por O. punctatus, C chrysurus e Engraulidae, enquanto que o
terceiro grupo, composto pelos meses de julho e agosto compreendeu os blennídeos P.
pilicornis, S. cristata, H. fissicornis, e Gobiidae.
68
A
20
Grupos
1
2
Bray-Curtis Similarity
40
60
80
ago
jul
mai
abr
jan
out
fev
B
nov
100
2D Stress: 0,08
ago
Grupos
1
2
out
jan
nov
mai
jul
fev
abr
Figura 24: Dendograma de similaridades entre meses, baseado em amostras coletadas com a rede de
200µm na baía da Babitonga (A) e Análise de ordenação pelo método MDS (B), utilizando a
similaridade de Bray-Curtis e método de agrupamento UPGMA sobre a matriz de densidades de
larvas transformadas em log (x+1).
69
0
Grupos
1
2
3
Bray-Curtis Similarity
20
40
60
80
abr
ago
jul
mai
abr
fev
nov
jan
out
100
2D Stress: 0,03
Grupos
1
2
3
mai
jan
out
nov
fev
jul
ago
Figura 25: Dendograma de similaridades entre meses, baseado em amostras coletadas com a rede de
500µm na baía da Babitonga (A) e Análise de ordenação pelo método MDS (B), utilizando a
similaridade de Bray-Curtis e método de agrupamento UPGMA sobre a matriz de densidades de
larvas transformadas em log (x+1).
70
Tabela XVI: Similaridade de percentagens (SimPer) entre os grupos 1 (outubro, novembro, janeiro
e fevereiro), 2 (abril, maio, julho e agosto), para as amostras de ictioplâncton com a rede de 200µm
na baía de Babitonga.
Taxa
Similaridade média dos Dissimilaridade média
grupos (%)
entre os grupos (%)
1
2
1x2
56,33
49,61
64,22
Engraulidae
27,20
Gobiidae
18,45
24,57
8,30
Haemulidae
8,86
19,77
7,52
S. cristata
7,64
31,29
3,05
Cynoscion spp.
4,06
4,04
6,18
Umbrina spp.
2,77
4,58
Oligoplites spp.
2,22
2,98
B. ronchus
2,16
2,64
18,80
Paralichthys spp.
4,12
2,05
Sciaenidae
4,08
1,99
Paralichthyidae
3,02
2,30
P. pilicornis
3,87
71
Tabela XVII: Similaridade de percentagens (SimPer) entre os grupos 1 (outubro, novembro, janeiro
e fevereiro) e 2 (abril, maio, julho e agosto) para as amostras de ictioplâncton coletadas com a rede
de 500µm na baía de Babitonga.
Taxa
Similaridade média
dos grupos (%)
1
2
3
49,25 27,61
*
Engraulidae
68,88 14,47
M. meeki
11,21
Stellifer spp.
4,34
Gobiidae
4,08
O. punctatus
2,27
C. chrysurus
Dissimilaridade média
entre os grupos (%)
1x2
1x3
2x3
89,88 86,63
85,66
37,95
31,93
9,13
6,45
4,68
4,31
8,44
5,41
6,86
13,30
57,39
3,18
1,86
9,55
28,14
4,49
3,44
6,70
7,99
21,04
P. pilicornis
37,06
S. cristata
30,83
1,28
3,88
8,04
H. fissicornis
17,04
1,18
4,09
10,23
*: grupo formado por menos de 2 amostras.
A análise de agrupamento para a abundância das larvas coletadas com a rede de
200µm revelou um padrão de variação espacial, onde foi possível identificar a formação de
três grupos (Figura 26). O primeiro grupo foi composto pelos pontos amostrais 1 e 2,
caracterizado por elevada abundância e número de taxa, o qual está associado com a
ocorrência de Engraulidae, Haemulidae, Gobiidae, P. pilicornis, Cynoscion spp. e S. cristata
(Tabela XVIII). O segundo grupo, representado pelos pontos amostrais 3, 4, 5, 6, 7 e 8, foi
distinguido pela ocorrência de Engraulidae, Haemulidae, Gobiidae, S. cristata, Cynoscion
spp., Umbrina spp. e Achirus spp.. Isoladamente, o ponto amostral 9 compôs o terceiro
grupo e caracterizou-se pela baixa abundância e número de taxa, e associado a Haemulidae,
Gobiidae, S. cristata e O. punctatus. Através da análise de agrupamento para a rede de
500µm foi possível verificar um padrão espacial distinto (Figura 27), composto por quatro
grupos: um formado pelos pontos 1 e 2, representado por Engraulidae, Stellifer spp., O.
punctatus, Haemulidae, C. chrysurus, Achirus spp., S. cristata, O. oglinum e Oligoplites
spp.. Um segundo grupo foi composto pelos pelos pontos amostrais 3, 4 e 5 e representado
por taxa como Engraulidae, Stellifer spp., Haemulidae, C. chrysurus, Achirus spp. M. meeki,
72
Gobiidae, H. fissicornis e O. ruber. Isoladamente, o ponto amostral 6 compôs o grupo 3,
enquanto que o grupo 4 foi formado pelos pontos 7, 8 e 9, e representao por Engraulidae,
Haemulidae, C. chrysurus, M. meeki, Gobiidae, H. fissicornis, P. pilicornis e T. paulistanus
(Tabela XIX).
50
Grupos
1
2
3
Bray-Curtis Similarity
60
70
80
90
8
7
6
5
4
3
9
2
1
100
2D Stress: 0,06
8
7
4
Grupos
1
2
3
5
6
2
3
1
9
Figura 26: Dendograma de similaridades entre os pontos amostrais, baseado em amostras coletadas
com a rede de 200µm na baía da Babitonga (A) e Análise de ordenação pelo método MDS (B),
utilizando a similaridade de Bray-Curtis e método de agrupamento UPGMA sobre a matriz de
densidades de larvas transformadas em log (x+1).
73
50
Grupos
1
2
3
4
Bray-Curtis Similarity
60
70
80
90
8
7
9
6
2
1
5
3
4
100
2D Stress: 0,07
4
Grupos
1
2
3
4
2
3
5
8
7
1
9
6
Figura 27: Dendograma de similaridades entre os pontos amostrais, baseado em amostras coletadas
com a rede de 500µm na baía da Babitonga (A) e Análise de ordenação pelo método MDS (B),
utilizando a similaridade de Bray-Curtis e método de agrupamento UPGMA sobre a matriz de
densidades de larvas transformadas em log (x+1).
74
Tabela XVIII: Similaridade de percentagens (SimPer) entre os grupos 1 (pontos amostrais 1, 2 e 3), 2
(pontos amostrais 4 e 6), 3 (ponto amostral 5), 4 (pontos amostrais 7 e 8) e 5 (ponto amostral 9) para as
amostras de ictioplâncton com a rede de 200µm na baía de Babitonga.
Taxa
Similaridade média
dos grupos (%)
1
2
3
66,90 69,22
*
Dissimilaridade média
entre os grupos (%)
1x2
1x3
2x3
41,42 55,53
40,34
Engraulidae
21,11
23,34
5,83
4,50
3,04
Haemulidae
18,05
18,99
3,44
6,65
7,51
Gobiidae
12,09
22,01
4,74
1,40
9,02
P. pilicornis
11,39
9,98
10,65
3,84
S. cristata
9,98
9,11
4,65
10,08
11,08
Cynoscion spp.
7,54
9,10
3,61
2,99
3,35
Citharichthys spp.
5,43
5,28
4,72
Oligoplites spp.
4,59
3,74
3,92
1,15
5,54
4,05
Umbrina spp.
6,11
6,63
Achirus spp.
2,53
2,26
Blenniidae
Stellifer spp.
5,13
3,66
4,37
5,10
12,62
* grupo formado com menos de 2 amostras.
75
Tabela XIX: Similaridade de percentagens (SimPer) entre os grupos 1 (pontos amostrais 1, 2, 3 e 4)
e 2 (pontos amostrais 5, 6, 7, 8 e 9), para as amostras de ictioplâncton com a rede de 500µm na baía
de Babitonga.
Taxa
Similaridade média
dos grupos (%)
1
2
4
66,96 70,51 71,53
Dissimilaridade média entre os grupos (%)
1x2
37,82
1x3
38,49
2x3
43,42
1x4
48,08
2x4
39,80
3x4
40,70
7,90
1,37
10,28
15,17
6,60
16,99
4,28
5,80
3,07
7,50
5,86
2,95
2,89
2,65
3,34
2,56
4,12
2,11
2,86
4,40
3,29
Engraulidae
54,21
47,01
Stellifer spp.
9,74
4,40
O. punctatus
5,59
Haemulidae
4,76
2,01
3,46
3,40
C. chrysurus
3,76
2,14
14,91
3,24
6,62
8,04
5,33
9,08
Achirus spp.
3,76
2,07
2,93
2,79
1,51
1,51
3,71
2,12
S. cristata
3,50
5,16
5,13
5,62
1,95
1,35
O. oglinum
3,50
3,65
3,86
3,38
Oligoplites spp.
2,69
1,96
9,35
10,85
2,19
38,98
12,59
M. meeki
14,49
6,81
13,53
5,94
15,61
5,51
14,00
4,25
Gobiidae
13,96
10,75
7,19
5,79
7,50
5,43
3,99
4,76
H. fissicornis
2,47
8,34
2,69
1,54
6,47
5,77
6,23
O. ruber
1,91
3,40
4,50
3,32
3,36
1,43
3,24
2,89
4,29
7,82
7,37
2,59
3,46
1,91
1,05
7,08
P. pilicornis
6,62
T. paulistanus
2,58
C. faber
3,21
4,76
4,63
6,19
5,61
*: grupo 3 formado por menos de 2 amostras.
76
4.2.4 Relação entre os parâmetros abióticos e bióticos
O resultado do procedimento BIO-ENV, entre os dados abióticos e a assembleia de
larvas de peixes coletadas com a rede de 200µm, permitiu observar que as variáveis
ambientais que melhor explicam o padrão de distribuição das larvas é a combinação entre a
temperatura e salinidade (ρ=0,58), seguida pela combinação temperatura, salinidade e
transparência (ρ=0,55). Com relação a distribuição das larvas coletadas com a rede de
500µm, a variável ambiental que melhor explica o padrão de distribuição é a salinidade
(ρ=0,76), seguida da combinação entre temperatura, salinidade e transparência (ρ=0,69) e
temperatura e salinidade (ρ=0,68) (Tabela XX).
Tabela XX: Resultado das correlações entre as variáveis ambientais (temperatura, salinidade e
transparência) e bióticas (abundância das larvas de peixes coletadas com as redes de plâncton de
200µm e 500µm) através do procedimento BIO-ENV. Nota: em negrito as melhores correlações.
Variáveis Ambientais
Coeficiente de
Correlação de Spearman
200 µm
500 µm
Temperatura
0,51
0,45
Salinidade
0,52
0,76
Transparência
0,12
0,25
Temperatura + Salinidade
0,58
0,68
Temperatura + Transparência
0,53
0,52
Salinidade + Transparência
0,40
0,64
Temperatura + Salinidade + Transparência
0,55
0,69
77
4.2.5 Identificação das áreas de retenção de ovos e larvas de peixes na baía
da Babitonga
Os resultados obtidos pelo modelo de transporte para os ovos de peixes mostraram
para o período de 12 horas (Figura 28A) pouca dispersão das partículas, sendo que o
transporte advectivo resultante das correntes apresentou maior influência do que a difusão
turbulenta. Isso pode ser relacionado com a forma das manchas, que são alongadas no
sentido das correntes prodominantes, causadas frequentemente pela variação da maré. Após
24 horas de lançamento das partículas, foi possível observar o deslocamento em função do
transporte advectivo, principalmente nas manchas 1 e 2, enquanto que as partículas
originadas do ponto 3 tendem a se deslocar em direção ao complexo central de ilhas
estuarinas (Figura 28B). Na sequência, após 36 horas, as partículas originadas do ponto 3 se
concentram junto ao complexo de ilhas, distribuindo-se por toda adjacência das ilhas das
Flores, Grande, e da Rita. Por outro lado, as partículas referentes aos pontos 1 e 2 tendem a
serem transportadas para a margem norte da baía da Babitonga (Figura 28C). Após 48 horas
de simulação, pode ser observado um vórtice formado na desembocadura do estuário,
influenciando a distribuição e retenção das partículas provenientes dos pontos 1 e 2. As
partículas originadas do ponto 3 se concentraram no complexo de ilhas estuarinas, com uma
distribuição em forma de nuvem alongada no sentido noroeste (Figura 29A). Após 144
horas, foi possível observar o incremento da influência da difusão turbulenta na distribuição
das partículas (Figura 29B).
A simulação do transporte de larvas de peixes na baía da Babitonga, após 12 horas
do lançamento das partículas, mostrou efeito advectivo na dispersão das partículas (Figura
30A). Em seguida, após 24 horas, pode ser identificado um padrão de transporte das
partículas para as zonas de sombra, principalmente das originadas do ponto 2 (Figura 30B).
Em 36 horas, foi possível observar a concentração de partículas em áreas de baixa
hidrodinâmica (zonas de sombras), com as originadas dos pontos 1 e 3 junto a margem leste
do estuário e as do ponto 2 no complexo central de ilhas (Figura 31A). Após 108 horas do
lançamento (Figura 31B) as partículas dos pontos 1 e 2 concentraram-se nas áreas
adjacentes ao complexo central de ilhas, enquanto que as originadas do ponto 1 espalharamse por toda área de influência do vórtice.
78
A
B
C
Figura 28: Dispersão das partículas representando os ovos de peixes após 12 (A), 24 (B) e 36 (C) horas do lançamento na baía da Babitonga para três
diferentes pontos (P). Fonte: Martins (2011).
79
A
B
Figura 29: Dispersão das partículas representando os ovos de peixes após 48 (A) e 144 (B) horas
do lançamento na baía da Babitonga para três diferentes pontos (P). Fonte: Martins (2011).
A
B
Figura 30: Dispersão das partículas representando as larvas de peixes após 12 (A) e 24 (B) horas
do lançamento na baía da Babitonga para três diferentes pontos (P). Fonte: Martins (2011).
80
A
B
Figura 31: Dispersão das partículas representando as larvas de peixes após 36 (A) e 108 (B) horas
do lançamento na baía da Babitonga para três diferentes pontos (P). Fonte: Martins (2011).
4.3 Definição de áreas prioritárias para a conservação na baía da
Babitonga
4.3.1 Avaliação da baia da Babitonga através do método COMPARE
Na avaliação da baía da Babitonga, através da metodologia COMPARE, para
definição de áreas prioritárias para a conservação foi possível observar que os critérios alta
diversidade de habitats, tamanho da área a ser conservada, importância para espécies e
atividade pesqueira, e presença de estágios de vida vulneráveis, foram considerados
altamente efetivos, tanto para a proteção da biodiversidade como para o manejo pesqueiro
(Tabela XXI). Os critérios relacionados com a distribuição espaço-temporal do
ictioplâncton, bem como o número de taxa e padrões de utilização do estuário pelos
estágios iniciais de peixes, contribuíram de forma significativa para ambos os objetivos. O
critério ameaças antrópicas e/ou naturais mostrou-se não efetivo para os objetivos,
enquanto que a presença de unidade de conservação (UC) terrestre próxima apresentou-se
moderadamente efetiva para ambos os objetivos. Desta forma, a baía da Babitonga é capaz
81
de contribuir tanto para a proteção da biodiversidade (83,3%) quanto para o manejo
pesqueiro (83,3%) (Tabela XXI).
Tabela XXI: Matriz COMPARE para a avaliação de áreas prioritárias para consrervação da baía
da Babitonga (SC). Nota: ne= critério não efetivo.
Objetivos
MANEJO
PESQUEIRO
PROTEÇÃO DA BIODIVERSIDADE
Prevenir a
sobreexplotação
provendo
áreas de
refúgio
para
espécies
explotadas
Proteção de
habitats
para
estágios
vulneráveis
(espécies
explotadas)
2
2
2
2
2
0
0
0
0
0
1
1
1
1
1
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
1
1
1
1
1
2
2
2
2
2
9. Área de alta abundância de
ovos de peixes
2
2
2
2
2
2
2
2
2
2
10. Área de alta abundância de
larvas de peixes
11. Área de retenção de
ictioplâncton
2
2
2
2
2
20 (83,3)
20 (83,3)
20 (83,3)
20 (83,3)
20 (83,3)
40 (83,3)
Proteção de Proteção de
habitats
habitats
essenciais
vitais para
Heterogeneipara
espécies
dade de
estágios
raras,
habitas
vulneráveis endêmicas
(todas as
ou
espécies)
ameaçadas
60 (83,3)
Critérios
1. Alta diversidade de habitats,
incluindo presença de habitats
frágeis
2. Ameaças antrópicas e/ou
naturais
3. A área a ser conservada está
em condições naturais ou
restaurável
4. Tamanho da área a ser
conservada
5. Importância da área para as
espécies
6. Importância da área para a
atividade pesqueira
7. Presença de estágios de vida
vulneráveis
8. Presença de UC terrestre
próxima
12. Alto número de taxa no
ictioplâncton
A: Total por objetivos
secundários (%)
B: Total por objetivo (%)
82
A metodologia COMPARE, quando aplicada somente com os criterios associados a
distribuição espaço-temporal do ictioplâncton permite observar que a baía da Babitonga é
capaz de contribuir para todos os objetivos de proteção da biodiversidade e manejo
pesqueiro (100%), sendo estes critérios altamente efetivos para todos os objetivos
secundários.
4.3.2 Caracterização ambiental da baía da Babitonga com ênfase na
ictiofauna
Espécies raras, ameaçadas e/ou explotadas
De acordo com estudos pretéritos de ictiofauna (IBAMA, 1998; Côrrea et al., 2006;
Souza-Conceição, 2008; Araújo, 2009; Santos, 2009 e Bordin, 2010), a baía da Babitonga
suporta várias espécies citadas na Instrução Normativa nº5 do MMA (BRASIL, 2004), as
quais incluem peixes sobre-explotados ou ameaçados de sobre-explotação, i.e.
Hippocampus erectus, Hippocampus reidi, Genidens barbus, Mugil platanus, Mugil liza,
Micropogonias furnieri, Umbrina canosai, Epinephelus itajara, Pomatomus saltatrix. Para
o mero, Epinephelus itajara, a captura está proíbida em águas jurisdicionais brasileiras até
2012 (BRASIL, 2002, 2007).
O presente trabalho e estudos pretéritos sobre ictioplâncton (Souza-Conceição,
2008 e Costa & Souza-Conceição, 2009) revelam que o estuário da baía da Babitonga,
além de abrigar adultos e juvenis de espécies sobre-explotadas, serve como área de criação
para muitas destas, e.g. Hippocampus reidi, Hippocampus erectus, Genidens barbus,
Micropogonias furnieri, Macrodon ancylodon, e para espécies raras como Microdesmus
longipinnis.
Habitats
O estuário da baía da Babitonga é composto por diversos habitats, desde
manguezais (considerado como a última grande formação do Hemisfério Sul), marismas,
praias estuarinas, 24 ilhas, margens rochosas, lajes, planícies de maré, áreas de canal, além
de receber o aporte de vários rios (e.g. rio Cubatão, Palmital, Cachoeira, Parati). Estudos
pretéritos na região evidenciam a importância de diversos habitats, como: praias estuarinas,
para os juvenis de diferentes espécies de peixes, incluindo várias com importância
econômica (Souza-Conceição, 2008; Araújo, 2009; Bordin, 2010); manguezais e
83
marismas, para indivíduos adultos e juvenis (IBAMA, 1998; Côrrea et al., 2006); áreas de
desembocadura de rios, como local de concentração de ictioplâncton (Costa, 2007); área de
canal do estuário, para espécies demersais que habitam a baía da Babitonga, sendo em sua
maioria composta por juvenis de peixes (Santos, 2009). O presente estudo e Costa &
Souza-Conceição (2009) mostram que a área externa do estuário também pode ser
considerada como um habitat crítico para os peixes, uma vez que se configura como um
local de desova e alta concentração de ovos e larvas. Ilhas e praias estuarinas, como
revelado no presente estudo, são consideradas áreas de retenção de ictioplâncton, papelchave no sucesso dos estágios inicias de vida destes organismos. Além da importância dos
habitats citados, manguezais e marismas são citados na Resolução CONAMA nº303
(Brasil, 2002) como área de preservação permanente (APP).
Importância humana
Na área de estudo estima-se que existam 1.770 pescadores, que em sua maioria
dependem da pesca artesanal realizada no estuário (Bastos, 2006). O total desembarcado
nos municípios de entorno, com base nos dados entre 1995 e 1998, corresponde a 1,17%
do total de desembarque estadual para o período (Bastos, 2006). Os itens mais capturados
são: caratinga (Eugerres brasilianus), corvina (M. furnieri), parati (Mugil spp.), pescadinha
(Cynoscion spp.), robalo (Centropomus spp.), tainha (Mugil spp.) e tainhota (Mugil spp.).
Ameaças
A baía da Babitonga recebe influência de diferentes atividades antropogênicas
oriundas dos municípios de entorno. Na década de 1990 foi constatada altas concentrações
de silício, fosfato, nitrato, nitrito, amônio, arsênio e zinco na baia, a maioria próximo ao
município de Joinville, sendo estas consequentes dos efluentes domésticos e industriais
lançados direta ou indiretamente nessa região (Kuroshima & Bellotto, 1998; Oliveira et al.,
2006). A Tabela XXII cita para o estuário quais as principais ameaças nas áreas de entorno
dos pontos amostrais utilizados no presente estudo. Destes, pode-se destacar a poluição por
esgoto, atividade pesqueira e portuária.
84
Necessidades específicas para a conservação
Apesar de sua importância ecológica, a baía da Babitonga começou a ser estudada
somente na década de 1990 (IBAMA, 1998; Cremer et al., 2006), sendo que faltam estudos
sobre seus diversos habitats e ciclo de vida das espécies, física e química da água. Além
disso, falta um plano de gerenciamento para o ecossistema estuarino, associado a políticas
públicas nos municípios de entorno, direcionado a sustentabilidade da exploração dos
recursos naturais e a proteção da biodiversidade e habitats que compõem o complexo da
baía da Babitonga. Também, o estabelecimento de legislação específica e delimitação de
unidades para conservação são carências que devem ser supridas para a proteção deste
ecossistema estuarino.
85
Tabela XXII: Tabela com a descrição dos principais impactos ambientais na baía da Babitonga,
associados a área de entorno dos pontos amostrais utilizados no presente estudo.
Ponto
Amostral
Lat/Long
Prof.
(m)
#1
26°11’19,1”/
48°35’44,6”
20
#2
26°11’44,4”/
48°36’52,9”
12
#3
26°12’19,1”/
48°37’59,9”
8
#4
26°13’37,5”/
48°39’38,3”
9
#5
26°14’22,8”/
48°40’33,6”
13
#6
26°15’09,2”/
48°41’25,8”
7
#7
26°15’03,5”/
48°42’50,5”
7
#8
26°14’34,0”/
48°43’55,2”
3
#9
26°14’00,1”/
48°45’03,5”
3
Descrição dos impactos
Porto de Itapoá (no momento da coleta havia somente a
construção do trapiche e do berço, atualmente ambos
estão prontos); saída de esgoto, margem urbanizada
moderadamente, área de pesca.
De maneira geral a margem esquerda encontra-se
conservada. Na margem direita encontra-se o bairro
Paulas pertencente a São Francisco do Sul (margem
urbanizada), área de pesca
Influência de pequenos rios, na margem direita presença
do Porto de São Francisco do Sul (o qual atualmente
passou por obras de extensão – praia da foz do rio
Pedreira atualmente possui muro de arrimo. A margem
esquerda encontra-se de maneira geral conservada, com
poucas moradias. Área de pesca.
Margem direita: cidade de São Francisco do Sul,
presença de saída de esgoto. Margem esquerda:
manguezais, marismas ou com estruturas antropogênicas
(trapiche da Vila da Glória). Colônia de pescadores.
Área de pesca.
Próximo a Vila da Glória, margens com manguezais e
praias estuarinas, pouco urbanizadas, com presença de
algumas moradias. Área de pesca.
Próximo a várias ilhas da baía da Babitonga. Margens
conservadas. Áreas de pesca.
De maneira geral, ambas as margens conservadas.
Margens com manguezais, marismas, praias estuarinas e
rochas. Presença da vila de pescadores, e algumas
moradias. Influência do rio Palmital. Área de pesca.
Ponto situado no canal do rio Palmital. Ambas as
margens conservadas. Presença de bancos arenosos,
margens com manguezais, praias estuarinas e marismas.
Presença de afloramentos rochosos no fundo e margem.
Presença de algumas moradias. Área de pesca.
Maior influência do rio Palmital (aporte fluvial).
Margens com manguezais, marismas e rochas. Na
margem oeste, presença da cidade de Joinville
(Vigorelli). Afloramentos rochosos lateralmente no
fundo. Presença de algumas moradias. Área de pesca.
86
4.3.3 Proposta de zoneamento ecológico com base nos estágios iniciais de
peixes
Através dos resultados obtidos no presente estudo e informações disponíveis na
bibliografia sobre estágios iniciais de peixes na baía da Babitonga, foi estabelecido um
zoneamento ecológico de acordo com as características de utilização e ocupação da
ictiofauna e seus estágios iniciais nesse ambiente, sendo propostas as seguintes zonas:
a) Zonas de Preservação Ambiental: constituídas pelas áreas de manguezal, marismas
e ilhas estuarinas, que devido a sua elevada importância ecológica para o
desenvolvimento de várias espécies de peixes e sua fragilidade ambiental, requerem
a preservação de suas características naturais (Figura 32). Além disso,
correspondem as áreas de preservação permanente definidas pela Resolução
CONAMA 303/02. Esta zona seria referente a área marinha protegida.
b) Zonas de Conservação Ambiental e/ou Amortecimento: áreas onde o uso deve
preservar as funções ecológicas, admitindo o uso sustentável dos recursos, como a
pesca artesanal. Nessa zona estão inseridas as praias estuarinas e áreas rasas, que
constituem importantes habitats para estágios juvenis de peixes. Inclui também a
porção mais externa e a área costeira adjacente do estuário que representam habitats
críticos para o período de desova de muitas espécies (Figura 33).
c) Zonas de Recuperação Ambiental: áreas com maior influência humana e fontes
impactantes. Nesse caso, consideram-se as áreas mais próximas a cidade de São
Francisco do Sul e Joinville e que abrigam as atividades portuárias de São
Francisco do Sul e Itapoá. São áreas que desempenham papel ecológico importante
para o desenvolvimento de estágios iniciais de peixes, sendo áreas de retenção de
ictioplâncton e de juvenis de peixes (Figura 34).
87
A
C
B
D
Figura 32: Fotos de áreas representativas das zonas de preservação ambiental na baía da
Babitonga: A) manguezal na margem norte da baía da Babitonga, B) marismas no Saco do
Iperoba (margem leste do estuário), C e D) ilhas estuarinas no centro do estuário.
88
A
B
C
D
Figura 33: Fotos de áreas representativas das zonas de conservação ambiental na baía da Babitonga: A)
praia estuarina, próxima ao muncípio de Itapoá, no setor externo do estuário e B) praia estuarina de
Laranjeiras, no setor interno da baía, C e D) setor mais externo e área costeira adjacente.
89
A
B
C
D
Figura 34: Fotos de áreas representativas de zonas de recuperação ambiental na baía da Babitonga:
A, B e C) áreas adjacentes ao Porto de São Francisco do Sul, e D) área no centro histórico da
cidade de São Francisco do Sul.
90
5. DISCUSSÃO
5.1 Condições ambientais da baía da Babitonga
Os estuários possuem características peculiares por se constituírem num continuum
espaço-temporal de variáveis ambientais, como a salinidade, e biológicas, como a estrutura
das comunidades (Elliot & McLusky, 2002). O estuário da baía da Babitonga não
apresentou variação significativa (p<0,05) para os parâmetros de temperatura, salinidade e
pH entre superfície e fundo; o que corrobora com a classificação de estuário verticalmente
homogêneo ressaltada por estudos pretéritos na região (IBAMA, 1998; Oliveira et al.,
2006; Camacho & Souza-Conceição, 2007; Costa & Souza-Conceição, 2009). Apesar da
variação vertical não ter sido verificada, foi observado um gradiente horizontal em direção
a região interna do estuário, com decréscimo dos valores de salinidade, pH e transparência.
O mesmo padrão foi encontrado por IBAMA (1998), Oliveira et al. (2006) e Camacho &
Souza-Conceição (2007), que sugerem o decréscimo da salinidade em virtude da mistura
com a água proveniente da drenagem dos rios da região.
A região da baía da Babitonga trata-se de uma área subtropical onde podem ser
encontrados elevados índices pluviométricos durante os meses de primavera e verão
(Camacho & Souza-Conceição, 2007), sendo que os ventos do quadrante norte-nordeste
são os predominantes, e os do quadrante sul-sudeste relacionados com a passagem de
frentes frias (Truccolo, 1998; Martins, 2011). O oxigênio dissolvido apresentou variação
significativa (p<0,05) entre a superfície e o fundo e entre os meses de coleta, com os
valores mais elevados na área interna. Camacho & Souza-Conceição (2007) comentam que
a concentração de oxigênio dissolvido em um ponto pode variar de acordo com um
somatório de fatores físico-químicos, como a salinidade e temperatura, e biológicos, como
a respiração e fotossíntese, além da dinâmica do ambiente. Os mesmos autores explicam
que a menor concentração em direção a área externa do estuário pode estar relacionada
com o maior consumo biológico e a elevada dinâmica ambiental da região da baía da
Babitonga.
No presente estudo a transparência esteve relacionada com a salinidade, sendo os
maiores valores em áreas de maior salinidade, ou seja, próximas ao oceano adjacente. Um
padrão similiar foi descrito para a área por Camacho & Souza-Conceição (2007), onde foi
91
encontrado maiores valores de transparência em praias estuarinas na área externa do
estuário e águas mais turvas na região interna da área de estudo.
No presente estudo, as maiores concentrações de clorofila a foram registradas nos
pontos amostrais internos do estuário, sendo que dentre os meses amostrados, as maiores
concentrações foram associadas aos meses de primavera e verão, podendo ser observado
um segundo pico no mês de julho. Esse resultado está de acordo com estudos pretéritos na
região (Parizzi et al. 2010; Camacho & Souza-Conceição, 2007), sendo observado em
outros sistemas estuarinos do sul do Brasil (Odebrecht & Abreu, 1998; Schettini et al.,
2005; Odebrecht et al., 2010). dcorroborando com estudos pretéritos na região (Camacho
& Souza-Conceição, 2007; Egres et al., 2009). Em sistemas estuarinos, a variação anual e
interanual da clorofila a está relacionada, principalmente, aos regimes de luz e condições
metereológicas (precipitação pluviométrica e direção e intensidade dos ventos), podendo a
variação em pequena escala ser influenciada também pelo impacto direto dos ventos
(Odebrecht & Abreu, 1998; Bastos et al., 2005). Os mesmos autores ressaltam que a alta
produtividade nas áreas rasas associada com a ressuspensão causada pelos ventos, causa
uma maior concentração de biomassa fitoplanctônica comparada com áreas de maiores
profundidades. Altas concentrações podem ocorrer em seguida dos picos de maré enchente
ou vazante, padrão encontrado por Pereira-Filho et al. (2001) no estuário do rio Camboriú.
Com relação a biomassa zooplanctônica, Bonecker et al. (1995) e Bletter &
Bonecker (2007) sugerem que a existência de uma sincronia entre o aumento da biomassa
de fitoplâncton e o incremento da biomassa de zooplâncton, tem seu declínio gradual
associado com a diminuição de nutrientes disponíveis (Smith & Lasker, 1978). No presente
estudo tal padrão também pode ser observado, sendo os maiores valores de biomassa
zooplanctônica encontrados em sincronia com os de fitoplâncton. O incremento na
densidade de zooplâncton no mês de julho pode ter ocorrido devido a presença de
gelatinosos, fato relatado para a área por Costa & Souza-Conceição (2009).
Entre o zooplâncton e o ictioplâncton existe uma complexa interação alimentar,
sendo a abundância de itens alimentares decisiva para a sobrevivência da classe anual de
muitas espécies de peixes (Ali Kan & Hempel, 1974; James et al., 2003; SanvicenteAñorve et al. 2006). De acordo com Souza-Conceição (com. pess.) e Brandini et al. (2006),
Copepoda é o grupo mais abundante dentre a comunidade zooplanctônica da baía da
Babitonga, sendo estes o item alimentar mais comum para espécies de larvas de peixes
(Houde & Lovdal, 1984; Heath, 2007). Os mesmos autores, Ali Kan & Hempel (1974) e
Freitas & Muelbert (2004) ressaltam a ocorrência de sincronia entre o período de intensa
92
desova dos peixes com as estações de maior abundância de zooplâncton, e assim,
aumentando a taxa de sobrevivência de seus estágios iniciais. Por outro lado, estudos
revelam que os grupos Chaetognatha, Siphonophorae, Ctenophora, Hidromedusae,
Schphomedusae, Cubomedusae, Euphausiacea, Amphipoda, Copepoda e larvas e juvenis
de algumas espécies de peixes como predadores ativos de ovos e larvas de peixes (Lasker,
1984; Grimes & Finucane, 1991; Boltovskoy, 1999; Coston-Clements et al., 2009).
5.2 Estágios iniciais de peixes em estuários
5.2.1 Variação espaço-temporal de ovos e larvas de peixes
No presente estudo, as maiores densidades de ovos de peixes estiveram associadas
com o mês de novembro de 2007, e com os pontos do setor externo do estuário. Em estudo
pretérito, Costa & Souza-Conceição (2009) registraram o mesmo padrão para a área de
estudo, com a maior abundância de ovos em novembro relacionada com a desova de
espécies de Engraulidae, sendo obtidos resultados similares por Sinque (1989) para a baía
de Paranaguá (Paraná). Por outro lado, na Lagoa de Ibiraquera, sul de Santa Catarina,
Macedo-Soares et al. (2009) relataram a maior abundância dos ovos no mês de janeiro.
Para a Lagoa dos Patos (Rio Grande do Sul), a temperatura parece ser a responsável pela
distribuição sazonal da desova e do ictioplâncton (Muelbert e Weiss, 1991; Sinque &
Muelbert, 1998), onde nos meses frios de outono e inverno a abundância dos ovos é baixa,
sendo este padrão encontrado para a baía da Babitonga. No estuário de Cananéia (São
Paulo), Sinque & Yamanaka (1982) registraram padrão similar, indicando que a desova
dos peixes possui marcada sazonalidade, com as densidades de ovos mais elevadas durante
os meses de primavera e verão.
Com relação a distribuição da abundância das larvas de peixes, as maiores
densidades ocorreram nos meses de janeiro e fevereiro de 2008, sem variação significativa
entre as densidades e os pontos amostrais. Costa & Souza-Conceição (2009) encontraram
as maiores densidades de larvas no mês de novembro, principalmente na porção
intermediária do estuário da baía da Babitonga. Macedo-Soares et al. (2009) e Sinque
(1989) citam as maiores densidades de larvas durante o mês de novembro para a Lagoa de
Ibiraquera e baía de Paranaguá, respectivamente. Na laguna de Marapendi (Rio de
93
Janeiro), Andreata et al. (1991) descreveram um padrão distinto, com maiores abundâncias
durante os meses março, outubro, novembro e dezembro.
Além das maiores densidades de ovos e larvas de peixes nos estuários do sudeste e
sul Brasil apresentarem variação sazonal, com maiores valores nos meses de primavera e
verão, o ictioplâncton tem sua distribuição também afetada por diferentes condições
ambientais encontradas no ecossistema (Muelbert e Weiss, 1991; Andreata et al., 1991;
Sinque & Muelbert, 1998; Costa & Souza-Conceição, 2009; Macedo-Soares et al., 2009).
Estas condições incluem locais de desova, circulação estuarina e disponibilidade alimentar
adequada (Lafontaine, 1990), as quais, combinadas, determinam o sucesso na
sobrevivência de ovos e larvas e, por consequência, o padrão de distribuição espacial.
No que se refere a abundância de ovos e larvas de peixes coletadas pelos dois tipos
de redes utilizados no trabalho, a rede de 200µm amostrou maior densidade de larvas,
enquanto que as maiores densidades de ovos foram encontradas nas amostras da rede de
500µm. Tal resultado confirma os trabalhos de Matsuura & Nakatani (1980), Houde &
Lovdal (1984) e Johnson & Morse (1994), e pode ser explicado devido o ictioplâncton de
muitas espécies de peixes subtropicais e tropicais serem menores do que espécies
temperadas. Apesar de as redes de 333µm e 505µm serem os amostradores indicados para
a coleta de ictioplâncton, Houde & Lovdal (1984) sugerem que malhas menores sejam
usadas para suavizar o problema da evasão associado as malhas maiores. Sánchez &
Ciechomski (1984) ressaltam que associado a isso, deve-se levar em consideração as
variações de tamanho do ictioplâncton alvo do estudo. Entretanto, como os estuários
apresentam diferentes condições ambientais e características geomorfológicas, deve-se
considerar o efeito das distintas metodologias de amostragem (e.g. uso de redes de 200µm
e 500µm) na descrição das assembleias ictioplanctônicas, fato que pode afetar uma análise
comparativa entre diferentes ambientes estuarinos (Barletta-Bergan et al., 2002; Barletta et
al., 2005; Bonecker et al., 2009)
5.2.2 Composição específica das assembleias de larvas de peixes na baía da
Babitonga
Os resultados do presente estudo permitiram a identificação de 59 taxa, sendo que
as famílias Sciaenidae e Carangidae foram as mais diversas, englobando nove e seis taxa,
respectivamente. Destas, a maioria são espécies marinhas e estuarinas, as quais utilizam o
estuário da Babitonga em diferentes fases do desenvolvimento larval, durante todo o ano
94
(e.g. Blennidae e Gobiidae) ou em épocas específicas (e.g Engraulidae, Haemulidae,
Scianeidae), podendo este padrão ser observado na formação dos diferentes grupos de de
larvas de peixes. De maneira geral, os taxa mais abundantes foram Engraulidae, Gobiidae,
M. meeki, Haemulidae, S. cristata, C.chrysurus, Cynoscion spp. e P. pilicornis. Esse
resultado, aliado a elevada abundância de larvas e a presença dos diferentes estágios de
desenvolvimento na baía da Babitonga, reforça a importância deste ecossistema para os
estágios iniciais de muitas espécies. A alta abundância de larvas das famílias Engraulidae,
Gobiidae e Sciaenidae já foi relatada em outros sistemas estuarinos do Brasil (e.g. Sinque,
1989; Muelbert & Weiss, 1991; Ekau et al., 2001; Barlleta-Bergan et al., 2002; Joyeux et
al., 2004; Castro et al., 2005; Bonecker et al., 2007; Coser et al., 2007; Sarpendoti et al.,
2008; Bonecker et al., 2009; Macedo-Soares et al., 2009; Costa & Souza-Conceição,
2009).
Com relação a distribuição temporal, foi possível observar um maior número de
taxa durante os meses de elevada temperatura, enquanto durante o outono e inverno foram
registradas poucos taxa ocupando o estuário da baía da Babitonga. Em estudo pretérito na
região, Costa & Souza-Conceição (2009) evidenciaram a ocorrência desse mesmo padrão.
Essa sazonalidade foi reportada para a Lagoa dos Patos (RS), onde a maior diversidade e
abundância de larvas ocorrem no verão, enquanto que durante o outono B. pectinata, L.
grossidens e Atherinidae são os dominantes no ecossistema estuarino (Sinque & Muelbert,
1998).
Engraulidae, Gobiidae, M. meeki, Haemulidae, S. cristata, C. chrysurus e
Cynoscion spp. ocorreram em todo o estuário. Os resultados permitiram observar a
formação de grupos quanto ao padrão espacial de utilização da baía da Babitonga. Taxa
como O. oglinum, Serranus sp., Lutjanidae, M. longipinnis e I. parvipinnis ocorreram
somente nos pontos mais próximos ao oceano, enquanto que Syngnathus spp., G. barbus e
Centropomus
spp.
tiveram
ocorrência
restrita
na
parte
interna
do
estuário.
Comparativamente, para o estuário da Lagoa dos Patos, Muelbert et al. (2010) citam a
salinidade e a temperatura como responsáveis pela distribuição das diferentes espécies de
peixes, as quais formam distintos grupos quanto a ocupação do espaço estuarino. Além
disso, a separação espacial pode ser explicada por fatores biológicos, como a interação
entre as espécies, incluindo a competição por recursos. Araújo et al. (2006) explicam que
espécies que habitam áreas próximas devem desenvolver estratégias para a utilização dos
recursos, e assim permitir a coexistência e evitar a exclusão competitiva. Na baía de
Sepetiba (RJ), os trabalhos de Araújo et al. (2002), Araújo et al. (2006), Azevedo et al.
95
(2006), Azevedo et al. (2007), Guedes & Araújo (2008) e Araújo et al. (2008) reportaram a
segregação espacial, evidenciando que diferentes espécies, quando em estágios de
desenvolvimento mais avançado, exploram habitats distintos dentro da baía, e dessa forma,
evitam a competição pelos recursos. Desta forma, os autores sugerem que seleção dos
habitats na baía para diferentes estações do ano podem indicar a existência de assembleias
associadas com diferentes características ambientais.
No presente estudo a maioria das larvas encontravam-se no estágio de pré-flexão,
seguido de larvas vitelínicas, e assim, como tais estágios de desenvolvimento possuem
pouca capacidade de natação e de movimentos contra as correntes, pode-se sugerir que
alguns taxa, como Umbrina spp., são influenciados pelo transporte passivo das áreas
adjacentes para o interior do estuário. O padrão de ocorrência de Umbrina spp. e de
Haemulidae indica a proximidade dos pontos amostrais com a área de desova destes taxa;
enquanto que Gobiidae e as diferentes espécies de Blenniidae e Sciaenidae podem ser
consideradas residentes no estuário, uma vez que foram registradas durante todo o período
de estudo. O estágio de desenvolvimento no qual a larva se encontra pode refletir o grau de
utilização do estuário pela espécie, sendo que muitas vezes este pode ser influenciado pelas
fortes correntes e transporte do ictioplâncton para o interior do estuário.
Dentre os taxa registrados no presente estudo, pode-se destacar a ocorrência do
Blenniidae exótico O. punctatus. Sua distribuição original presume-se que seja no IndoPacífico, do Japão até o Golfo Pérsico, porém foi registrada uma população estabelecida
em Trinidad, provavelmente introduzida por navios de escravos (Springer & Gomon, 1975;
Golani, 2004). No Brasil, indivíduos adultos foram registrados na praia do Coqueiro
(02º53’55’’S-41º34’17’’W) (Loebmann et al., 2010), Baía de Todos os Santos (23º10’S44º30’W) (Mendonça et al., 2005), baía de Ilha Grande (22º50’S-44º00’W) (Gerhardinger
et al., 2006a) e baía da Babitonga (26º00’S-48º20’W) (Gerhardinger et al., 2006a; Freitas
and Velastin, 2010). Outra ocorrência importante foi o Microdesmidae M. longipinnis,
pertencente a um grupo pouco conhecido, o qual tem registro de distribuição somente até a
região sudeste do Brasil (Eskinazi, 1972; Castro et al., 2001; Severi et al., 2008; Marcolin
et al., 2010), sendo este o primeiro registro no litoral catarinense.
96
5.2.3 Influência dos parâmetros ambientais na distribuição e estrutura da
assembleia de larvas de peixes
No presente estudo, as principais forçantes responsáveis pela estruturação da
assembleia larval foram os efeitos interativos das características físico-químicas e as
diferentes respostas as condições ambientais pelos taxa. Harris & Cyrus (2000), em
estuários africanos, citam que dentre inumeros fatores, as variações das condições
ambientais desempenham o papel mais importante na determinação da composição e
estrutura das assembleias de larvas de peixes. Apesar disso, ainda é difícil estabelecer qual
parâmetro ambiental é mais importante. No presente trabalho, para as larvas coletadas com
a rede de menor malha, a temperatura e a salinidade foram as variáveis que melhor
explicaram o padrão de distribuição. Por outro lado, a salinidade foi responsável pela
distribuição das larvas coletadas com a rede de maior tamanho. Conforme Harris & Cyrus
(2000), uma única variável não consegue explicar os padrões observados para a
distribuição na abundância, sendo a correlação entre estes fatores determinantes para o
estabelecimento desses padrões.
Witting et al. (1999) observaram uma estabilidade temporal na assembleia de larvas
de peixes, ou seja, durante seis anos as espéceis mais abundantes não variavam
significativamente entre um ano e outro, sendo a variação nos padrões de abundância
encontrada apenas intra-anualmente. Os mesmos autores sugerem que a ocorrência
repetitiva das assembleias de larvas de peixes nos estuários americanos pode ser devido a
processos ambientais locais. Para a baía da Babitonga pode-se sugerir que tal estabilidade
ocorra, uma vez que durante cinco anos de coletas de ictioplâncton (Costa & SouzaConceição, 2009; Souza-Conceição, 2008; presente estudo) os padrões de variação na
abundância parecem estar associados a sazonalidade, sem variações dos taxa mais
abundantes entre os anos.
5.2.4 Áreas de retenção de ictioplâncton na baía da Babitonga
A maré e a vazão dos rios são os principais agentes influenciadores da circulação
no interior da baía da Babitonga, sendo a maré o fator de maior importância (Martins,
97
2011). Por outro lado, em situações de maré baixa os ventos assumem um papel importante
na hidrodinâmica do estuário, principalmente devido ao seu efeito local (tensão de
cisalhamento) (Truccolo, 1998). A ocorrência de chuvas intensas na região pode aumentar
significativamente a vazão dos rios constituintes do complexo hídrico da Baía da
Babitonga (Silva-Costa, 2004), e nestes eventos extremos, a contribuição fluvial para a
circulação hidrodinâmica sofre um acréscimo significativo (Martins, 2011). A baía possui
uma hidrodinâmica bastante heterogênea, com velocidades máximas de 0,86 m/s
associadas ao canal, e algumas áreas de baixa hidrodinâmica, em geral associadas a zonas
rasas (Ribas, 2004), caracterizando assim o efeito da batimetria.
Nesse cenário hidrodinâmico, os resultados do transporte de ovos e larvas de peixes
permitiram identificar zonas de sombra associadas as principais ilhas no interior do
estuário, além de um vórtice próximo a desembocadura da baía da Babitonga. Diversos
trabalhos mostram a influência das correntes (Clancy & Cobb, 1997), ventos (Clancy &
Cobb, 1997) e frentes estuarinas (Eggleston et al., 1998) na distribuição de organismos
planctônicos, além da compreensão de como vórtices e frentes determinam os habitats para
muitas espécies, incluindo processos de retenção para larvas de peixes (Mann, 1993;
Bakun, 2006; Christie et al., 2010). Tais feições podem contribuir de forma significativa
para a retenção das partículas dentro da baía da Babitonga, indicando que esses locais
podem ter importância como zonas de berçário e desenvolvimento para muitas espécies.
Além dos fatores físicos, características durante o desenvolvimento e variações no
comportamento ontogenético dos peixes podem desempenhar um importante papel no
transporte de seus estágios iniciais (Tzeng & Wang, 1993). As áreas que apresentaram
retenção das partículas no presente estudo compreenderam o complexo central de ilhas
(ilha Grande, Ilha da Rita e Ilha das Flores); margem norte e noroeste ao complexo central
de ilhas; margem norte da baía (adjacente ao município de Itapoá) e área próxima a
desembocadura do estuário. Esse resultado confirma estudos pretéritos de ictioplâncton na
região, onde altas densidades de ovos, larvas e juvenis de peixes foram registradas nesses
locais (Costa, 2007; Souza-Conceição, 2008; Costa & Souza-Conceição, 2009).
O modelo lagrangeano de transporte advectivo-difusivo é amplamente empregado
no estudo de dispersão de ovos e larvas de peixes, entretanto, por assumir que o transporte
é puramente passivo, não leva em consideração características das espécies e suas
migrações verticais. Na Tabela XXIII são apresentadas vantagens e desvantagens da utilização
do programa SisBahia® para modelagem do transporte de ovos e larvas de peixes. A metodologia
empregada buscou diminuir o erro inerente ao método lagrangeano, porém os resultados
98
obtidos devem ser apreciados de forma qualitativa. Desta forma, sugerem-se estudos
futuros com um Modelo Baseado no Indivíduo (IBM), acoplado a modelos
hidrodinâmicos, buscando uma maior precisão dos resultados. Esse tipo de ferramenta (e.g.
Icthyop) permite o estudo dos efeitos físicos e biológicos na dinâmica do ictioplâncton, e
incorporam diversos processos importantes que ocorrem durante o estágio inicial de vida,
e.g. desova, migrações, crescimento, mortalidade e recrutamento (Lett et al., 2008). Porém,
para a área de estudo, a aplicação de um IBM seria acompanhada da necessidade de
estudos que visassem a abordagem dos processos citados acima, uma vez que muitos deles
ainda são desconhecidos na região.
Os estudos de transporte de organismos planctônicos, além de auxiliarem na
compreensão da distribuição e abundância, são necessários para um design eficiente de
uma área marinha protegida (Largier, 2003; Warner et al., 2000). Com os resultados do
presente estudo, ficou evidente a importância do complexo central de ilhas (Ilha da Rita,
Ilha Grande, e Ilha das Flores) e das margens da baía da Babitonga para os estágios iniciais
de peixes, indicando que estas podem desempenhar importante papel como áreas de
retenção. Estudos evidenciam a importância do complexo de ilhas da baía da Babitonga
para outras espécies. Gerhardinger et al. (2009) identifica a área como um dos locais de
maior avistamento de Ephinephelus itajara (mero) e possível zona de agregamento
reprodutivo da espécie. Cremer & Simão-Lopes (2008) mostra o complexo de ilhas como
área de avistamento de franciscanas (Pontoporia blainvillei). Estes resultados, quando
analisados em conjunto, evidenciam a necessidade de conservação do complexo central de
ilhas na baía da Babitonga, buscando garantir a funcionalidade do ecossistema e
manutenção da integridade do ecossistema.
99
Tabela XXIII: Vantagens e desvantagens da utilização do SisBahia® para modelagem do
transporte de ovos e larvas de peixes (com colaboração de Thiago dos Santos Martins).
Vantagens
Desvantagens
Baixo custo de implementação do
modelo, poucas coletas são
necessárias.
A simulação das velocidades de
correntes correta, depende de uma
batimetria atualizada, ou de data
compatível com os dados que
serão usados.
Possibilidade de simulação de
cenários extremos (eventos de
tempestades, ressacas, aumento de
pluviosidade).
O modelo hidrodinâmico não
consegue simular de forma
eficiente os efeitos da maré
meteorológica.
Apresenta mecanismos de autocalibração, portanto a qualidade da
modelagem depende dos dados
inseridos, necessitando de menos
ajustes por parte do modelador.
Despreza a capacidade natatória
das larvas de peixes.
O modelo é freeware, com seu
código fonte aberto, portanto pode
ser modificado de acordo com as
necessidades e conhecimentos do
modelador.
Não considera as migrações
verticais realizadas das larvas de
peixes.
Apresenta interface gráfica
amigável, facilitando a sua
utilização.
Não aborda o efeito das
características biológicas na
dinâmica do ictioplâncton.
Eficiente na avaliação qualitativa da
dispersão de ovos e larvas
vitelínicas de peixes, os quais poder
natatório nulo.
100
5.3 Áreas prioritárias para a conservação na baía da Babitonga
Em conjunto, os resultados do presente estudo mostram a necessidade de
conservação da baía da Babitonga para a ictiofauna. Este estuário compreende a maior área
de manguezal do Estado de Santa Catarina (Cremer, 2006), tornando-a área de elevada
importância ecológica e vital para a conservação da biodiversidade. Além disso, Edgar et
al. (2000), ressaltam que os ambientes estuarinos podem ser assinalados como prioritários
a conservação devido possuírem riqueza em número de espécies ou incluírem taxa raros
e/ou ameaçados. Clark (1996) cita esses ecossistemas como habitats críticos que devem
estar sob programas de conservação, sendo recomendável que a área protegida seja
suportada por um plano de conservação maior (Salm et al., 2000). O programa de manejo
integrado da zona costeira funcionam como um mecanismo de balanço entre o uso e a
preservação, sendo que a determinação de áreas prioritárias para a conservação pode
completar seus objetivos. Um programa de manejo considera áreas de criação de juvenis de
peixes para a produção pesqueira, gera benefícios para turismo e recreação, mantém a
biodiversidade e fornece a base científica e informação sobre o manejo para a operação do
programa (Clark, 1996).
No presente trabalho, os dados utilizados para a aplicação do COMPARE foram
referentes a variação espaço-temporal na distribuição e composição dos diferentes estágios
de desenvolvimento da ictiofauna na baía da Babitonga, sendo que este entendimento pode
auxiliar nas medidas para conservação (Barletta et al., 2010). Além disso, os estudos de
Wunderlich et al. (2008), Cremer & Simão-Lopes (2008), Cremer et al. (2009) e Pereira et
al. (2009) mostram a importância da conservação desse estuário para outros organismos,
como o caranguejo-uçá Ucides cordatus, golfinhos Pontoporia blainvillei e Sotalia
guianensis, e portunídeos Callinectes danae e Callinectes sapidus.
A identificação de quais habitats são utilizados por cada estágio de
desenvolvimento da ictiofauna na área estudada é crucial para o estabelecimento de
medidas baseadas no manejo ecossistêmico (Levin & Stunz, 2005). Desta forma, as Áreas
Marinhas Protegidas (AMP) são destacadas como potenciais ferramentas dentro da
abordagem ecossistêmica, tanto para a conservação da biodiversidade como para as
pescarias. A incorporação da abordagem ecossistêmica no manejo pesqueiro envolve o
acréscimo de várias interações que não são avaliadas nos programas de manejo de
espécies-alvo (Sissenwine & Murawski, 2004), devendo por isso não ser confundida como
101
substituta das práticas atuais de manejo pesqueiro, mas sim como um complemento das
mesmas. Estas necessitam ser ampliadas, abrangendo os componentes bióticos, abióticos e
humanos dos ecossistemas em que a pesca é desenvolvida (FAO, 2003). Dentre as
vantagens de uma AMP, sua eficiência para as pescarias foi comprovada para o incremento
da pesca local através de spillover de larvas (Cristie et al., 2010), adultos e juvenis (Russ et
al., 2004; Forcada et al., 2009) para áreas adjacentes a área protegida, além da proteção de
espécies sedentárias e móveis (Yemane et al., 2009; West et al., 2009; Claudet et al.,
2010). As considerações realizadas por Allison et al. (1998), Bohnsack (1999), Gell &
Roberts (2003), Hilborn et al. (2004), Gaylord et al. (2005), Roberts et al. (2005)
demonstram a efetividade das AMP para os diversos objetivos, sendo necessário um
compreendimento das interações entre as comunidades para a escolha do local e tamanho
das AMP (Yemane et al., 2009).
No cenário atual, apesar de ainda serem poucas as unidades de conservação em
ambientes estuarinos, estudos abordaram diferentes metodologias para o estabelecimento
do manejo e consequente integridade desse tipo de ecossistema (Bricker et al., 2003;
Cardoso da Silva & Carmona Rodrigues, 2004; Keefer et al., 2008; Shokri & Gladstone,
2008). No presente trabalho, a metodologia utilizada foi eficiente na qualificação e
identificação das áreas prioritárias para a conservação de peixes na baía da Babitonga,
porém seriam interessantes estudos que utilizassem e testassem outras metodologias, como
o protocolo para zonação de áreas marinhas de relevância ecológica (Verfaillie et al.,
2009), os programas de seleção para áreas marinhas protegidas, e.g. SITES (Beck &
Odaya, 2001) e MARXAN (Ball & Possingham, 2001; Geselbracht et al., 2008), a
classificação para sistemas estuarinos proposta por Keefer et al. (2008) e o uso de habitats
como substituto da biodiversidade para as propostas de conservação (Dalleau et al., 2010).
A utilização e eficiência de diferentes metodologias podem ser utilizadas para a criação de
um procedimento nacional para a classificação dos estuários, e consequentemente proposta
de uma rede de áreas estuarinas protegidas (AEP), as quais podem contribuir para a
redução da perda da biodiversidade estuarina e que nesse cenário representam um avanço
na conservação da biodiversidade (Edgar et al., 2000).
Halpern & Walter (2003), sobre o tamanho ideal de uma AMP, comentam que uma
AMP individual deve ser grande o bastante para manter as populações em seu interior, e
pequena o suficiente para permitir o spillover para áreas adjacentes. Apesar de o tamanho
exato ainda ser difícil de ser estimado, o princípio da precaução deve ser usado visando
sucesso da AMP e seus programas de manejo (Lauck et al., 1998). Desta forma, pequenas
102
AMP são capazes de alcançar os objetivos de conservação da biodiversidade e auxiliarem
o manejo pesqueiro, mesmo que em menor escala (Halpern, 2003). Trabalhos como o de
Walters (2000) enfatizam que a dispersão, concentração do esforço pesqueiro e as
interações ecológicas tornam uma AMP pequena menos eficiente, e que os efeitos de uma
AMP aumentam proporcionamente ao seu tamanho (Halpern, 2003). No presente trabalho,
apesar da baía da Babitonga ter sido avaliada quanto a sua importância biológica para a
conservação da ictiofauna, esta não foi avaliada quanto a sua efetividade como unidade de
conservação, ficando esta consideração como sugestão para estudos futuros na área. Além
disso, visando o aprimoramento da metodologia utilizada neste estudo, sugere-se a
classificação quanto a significância de conservação dos estuários do Estado de Santa
Catarina com base em atributos bióticos (além do ictioplâncton/ictiofauna utilizados neste
trabalho), físicos e demográficos (Edgar et al., 2000; Turpie et al., 2002), visando a
proteção dos diferentes tipos de estuários, fauna e flora estuarinas existentes.
A identificação das principais características ambientais dos habitats utilizados
pelos peixes ao longo de seu ciclo de vida, e as influências ambientais na conectividade
entre os habitats, é vital para o estudo de dinâmica de populações, manejo dos estoques
pesqueiros, definição de habitats essenciais para a ictiofauna (Essential Fish Habitat EFH), e o design de áreas marinhas protegidas (Barletta et al., 2010). Este, dentro da
abordagem ecossistêmica pode promover a integridade dos estoques pesqueiros e assegurar
a longo-prazo a sustentabilidade dos pescadores e da atividade pesqueira (Rosenberg et al.,
2000). Os mesmos autores definem o EFH como as áreas necessárias para a desova,
reprodução, alimentação e/ou crescimento até a maturidade e ressaltam que possui
implicações amplas e requerem a descrição e identificação dos habitats essenciais para os
peixes para cada espécie-alvo, manejando a extensão dos efeitos adversos no habitat
causados pela pescaria, e identificando outras ações que encorajem a conservação desses
habitats. Os resultados do presente estudo e os trabalhos de Souza-Conceição (2008), Costa
& Souza-Conceição (2009), Santos (2009), Araújo (2009) e Bordin (2010) confirmam a
utilização da baía da Babitonga por larvas e juvenis de espécies de interesse comercial,
porém a carência de estudos sobre a reprodução e alimentação dessas espécies na área
tornam os dados insuficientes para a consideração desse estuário como um EFH.
Mesmo com a crescente preocupação sobre a conservação da biodiversidade e
manejo pesqueiro, ainda são poucas as áreas estuarinas protegidas, devido a importância
econômica das atividades nesses ecossistemas (Johnson et al., 1999; Edgar et al., 2000;
Neely & Zajac, 2008). A realidade para o Brasil segue este padrão, onde somente no
103
Estado de Pernambuco existe lei estadual (Lei 9.931) que define como Áreas de Proteção
Ambiental (APA) as áreas estuarinas do estado, além da APA de Cananéia-Iguape-Peruíbe
no Estado de São Paulo (SP). Por outro lado, nos Estados Unidos, existe o Sistema
Nacional de Reservas Estuarinas (NERRS), o qual consiste da seleção de estuários
designados para a preservação e manejo, com propósitos educacionais e para a pesquisa
(Eichbaum et al., 1996). Os principais obstáculos para a implementação do Sistema
Nacional de Unidades de Conservação (SNUC) são os recursos públicos insuficientes
alocados para o gerenciamento costeiro, participação limitada pela comunidade local nas
tomadas de decisão sobre o manejo e a conservação dos recursos naturais, instabilidade
política em nível local, falta de monitoramento pelas autoridades ambientais, e escassez de
dados biológicos e ecológicos (Barletta et al., 2010).
Os estuários na América do Sul variam extremamente quanto ao seu tipo de uso,
sendo o nível do desenvolvimento social e econômico regional, serviços disponíveis e
opções para a conservação determinantes para a qualidade ambiental (Barletta et al., 2010).
Os mesmos autores e Houde & Rutherford (1993) relatam que os principais impactos
ambientais nestes ecossistemas estão relacionados com a degradação de habitats e a
exploração não sustentável dos recursos pesqueiros, sendo necessário o conhecimento e o
monitoramento dos efeitos dos padrões de pequena e grande escala das condições abióticas
necessários para o compreendimento da dinâmica da ictiofauna e pesca, e assim, a
elaboração de um efetivo manejo. Para a baía da Babitonga já existem trabalhos que
contemplam a distribuição espaço-temporal de vários estágios de desenvolvimento da
ictiofauna, e.g. ovos e larvas (Costa & Souza-Conceição, 2009); juvenis (SouzaConceição, 2008; Araújo, 2009; Bordin, 2010) e adultos (Hostim-Silva et al., 1998; Côrrea
et al., 2006; Santos, 2009), porém ainda são excassos os estudos sobre a dinâmica da pesca
artesanal na região.
Como reportado para a Lagoa dos Patos (Asmus & Tagliani, 1998), os interesses
sócio-econômicos tendem a colidir com os de conservação ambiental na baía da Babionga.
Diversas ações humanas afetam os estuários e a zona costeira, e dentre elas podem-se
destacar a pesca, atividades industriais e agricultura (Babler, 2000; Kennish, 2002), sendo
estas também registradas na baía na Babitonga (Cremer, 2006). Os impactos químicos e
físicos nos habitats de larvas de peixes podem causar redução na sobrevivência devido a
alterações com os recursos alimentares e áreas de refúgio; e desta forma, o manejo deve ser
multidimensional e não direcionado a um determinado habitat ou espécie (Hoss & Thayer,
1993). Babler (2000) destaca que um plano de manejo para estuários baseado na ictiofauna
104
deve requerer a proteção e a manutenção da integridade do sistema, atendendo aos
seguintes princípios: proteção da integridade física do habitat, da qualidade química das
águas, das populações desovantes e dos juvenis da sobre-explotação. Desta forma, a
conservação da ictiofauna em estuários tropicais e subtropicais não pode ser tratada
separada da conservação do sistema estuarino como um todo, muito menos isolada das
atividades humanas no entorno desses ecossistemas (Babler, 2000).
Apesar do presente trabalho não envolver aspectos sociais e econômicos na
avaliação e identificação das áreas prioritárias para a conservação, Pinheiro et al. (2009) e
Kalikoski (2007) ressaltam a importância da percepção da comunidade em relação a
necessidade da proteção do ecossistema em que vive. Por isso, dentre todos os benefícios
de uma AEP, ressalta-se seu papel sócio-econômico. Cristie et al. (2010) demostraram que
além da conectividade dentre as populações de peixes recifais, as comunidades humanas
costeiras também estão relacionadas, sugerindo que o manejo em uma parte do sistema
influencia a comunidade na outra parte, e que o entendimento de todas essas interações é
essencial para o desenvolvimento do manejo ecossistêmico (Hixon et al., 2007). Desta
forma, ambientes como estuários e lagoas costeiras que geralmente estão inseridos em um
cenário de desenvolvimento econômico e de intenso uso, acabam sendo excluídos no
estabelecimento de área marinha protegida. Uma solução é a associação da UC com o
plano de gerenciamento costeiro, onde a AMP é definida através do zoneamento
ecológico-econômico da área (Salm et al., 2000). Com isso, a conservação da baía da
Babitonga inserida num plano de ordenamento costeiro pode facilitar e efetivar as ações de
manejo na região.
A região da baía da Babitonga possui um zoneamento ecológico-econômico
(ZEEC) inserido no Plano de Gerenciamento Costeiro do Estado de Santa Catarina,
elaborado em 2010. Esse zoneamento foi dividido em zonas de proteção marinha, manejo
pesqueiro I e II, recreação, recreação náutica, manejo marinho aquícola, uso de aquaviário
e portuário, uso múltiplo e uso especial marinho. Apesar dos diferentes conflitos de uso
existentes na baía da Babitonga e os impactos antrópicos associados, o estuário ainda
apresenta, de maneira geral, áreas com características naturais saudáveis. Uma vez que tal
zoneamento foi elaborado visando principalmente o ordenamento das atividades
econômicas exercidas no estuário, e que a criação de uma unidade de conservação torna-se
cada vez mais distante, sugere-se a incorporação da área estuarina protegida no
zoneamento, com a inclusão do conceito de essential fish habitat para a delimitação das
áreas para manejo pesqueiro, aumento da zona de proteção marinha, e a criação da zona de
105
conservação marinha. Tais medidas podem alterar o quadro de degradação ambiental atual,
minimizando os impactos das atividades, e assegurando a qualidade do ecossistema da baía
da Babitonga.
106
6. CONCLUSÕES
O presente estudo, sobre o ictioplâncton da baía da Babitonga como base para a
definição de áreas prioritárias para a conservação de peixes, permite estabelecer as
seguintes conclusões:
•
A baía da Babitonga comporta-se como um estuário verticalmente homogêneo, sem
apresentar variações significativas na estrutura físico-química da coluna d’água;
•
a elevada densidade de ovos e larvas de peixes no estuário da baía da Babitonga
durante os meses de primavera e verão está associada a época de desova de
teleósteos que habitam a zona costeira adjacente deste ecossistema;
•
o uso da baía da Babitonga por diferentes estágios de desenvolvimento larval das
famílias Engraulidae, Haemulidae, Gobiidae e Sciaenidae identificam esse estuário
como habitat-chave na história de vida destes organismos;
•
a assembleia de larvas de peixes da baía da Babitonga apresenta um padrão espacial
composto por grupos associados as áreas de influência marinha (externa) e fluvial
(interna), bem como um grupo em área com características intermediárias,
determinados pela salinidade, combinada ou não, com temperatura e transparência
da água;
•
as zonas de baixa hidrodinâmica próximas do complexo central de ilhas estuarinas
e o vórtice na desembocadura da baía da Babitonga são as principais áreas de
retenção larval no estuário, indicando a possível importância de tais locais como
zonas de berçário e desenvolvimento para diversas espécies;
•
um plano de conservação dos habitats e espécies da baía da Babitonga pode
contribuir tanto para a manutenção da biodiversidade quanto para o manejo
pesqueiro, alicerçado por critérios associados ao conhecimento da distribuição
espaço-temporal do ictioplâncton, número de taxa e padrões de utilização do
estuário pelos estágios iniciais de peixes;
•
o ordenamento das atividades inseridas na baia da Babitonga deve estar baseado em
um zoneamento ecológico que englobe zonas de preservação (manguezais,
marismas e ilhas estuarinas), conservação (áreas rasas, praias estuarinas, áreas do
setor externo e área costeira adjacente) e recuperação ambiental (áreas portuárias e
áreas próximas as cidades de Joinville, Itapoá e São Francisco do Sul) neste
ecossistema estuarino.
107
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Able, K.W. 1978. Ichthyoplankton of the St. Lawrence Estuary: composition, distribution,
and abundance. Journal of the Fisheries Research Board of Canada, 35: 1518-1531.
Adams, P.B. 1980. Life history patterns in marine fishes and their consequences for
fisheries management. Fishery Bulletin, 78(1): 1-12.
Ahlstrom, E.H. & Moser, H.G. 1976. Eggs and larvae of fishes and their role in systematic
investigations and in fisheries. Rev. Trav. Inst. Pêches Marit., 40 (3 et 4): 379-398.
Ali-Kan, J. & Hempel, G. 1974. Relationship of fish larvae and zooplankton biomass in the
Gulf of Aden. Marine Biology, 28: 311-316.
Allison, G.W.; Lubchenco, J. & Carr, M.H. 1998. Marine reserves are necessary but not
sufficient for marine conservation. Ecological Aplications, 8(1)Suplement: 79-92.
Amaral, A.C.Z. & Jablonski, S. 2005. Conservação e biodiversidade marinha e costeira do
Brasil. Megadiversidade, 1(1): 43-51.
Andreata, J.V.; Pinet, J.A.X. & Soares, C.L. 1998. Composição e distribuição espacial do
ictioplâncton da laguna de Jacarepaguá, Rio de Janeiro, Brasil. Boletim do Laboratório de
Hidrobiologia. 11: 42-52.
Antunes, A. 2010. Impactos de enchente, dragagem de aprofundamento e dinâmica
estuarina sobre a ictiofauna no estuário do rio Itajaí-Açu, SC, Brasil. Dissertação
apresentada na Universidade do Vale do Itajaí, 101p.
Araújo, C.C.V. 2009. Estrutura, dinâmica espacial e sazonal da ictiofauna de áreas
entremarés da baía da Babitonga. Dissertação apresentada na Universidade Federal do
Paraná. 84p.
Araújo, C.G.; Guimarães, F.J. & Costa, M.R. 2006. Environmental influences on
distributions of four species (Actinopterygii, Perciformes) in a tropical bay at Southeastern
Brazil. Revista Brasileira de Zoologia, 23(2): 497-508.
Araújo, F.G.; Azevedo, M.C.C.; Silva, M.A.; Pessanha, A.L.M.; Gomes, I.D. & CruzFilho, A.G. 2002. Environmental influences on the demersal fish assemblages in the
Sepetiba bay, Brazil. Estuaries, 25(3): 441-450.
Araújo, F.G.; Silva, M.A.; Santos, J.N.S. & Vasconcellos, R.M. 2008. Habitat selection by
anchovies (Clupeiformes: Engraulidae) in a tropical bay at Southeastern Brazil.
Neotropical Ichthyology, 6(4): 583-590.
Asmus, H.E,; Garreta-Harkot, P.F. & Tagliani, P.R. 1988. Geologia Ambiental da região
estuarina da Lagoa dos Patosm Brasil. Anais do VII Congresso Latino-Americano de
Geologia, Belém, Pará, 1: 408-417.
Asmus, H.E.; Asmus, M.L. & Tagliani, P.R. 1989. O estuário da Lagoa dos Patos: um
problema de planejamento costeiro. Anais do III Encontro Brasileiro de Gerenciamento
Costeiro, Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 71-95.
Asmus, M.L. & Tagliani, P.R.A. 1998. Considerações sobre Manejo Ambiental. In:
Seeliger, U.; Odebrecht, C. & Castello, J.P. (Eds). Os ecossistemas costeiro e marinho do
extremo sul do Brasil, 227-229p.
108
Azevedo, M.C.C.; Araújo, F.G.; Pessanha, A.L.M. & Silva, M.A. 2006. Co-occurrence of
demersal fishes in a tropical bay in southeastern Brazil: a null model analysis. Estuarine,
Costal and Shelf Science, 66: 315-322.
Azevedo, M.C.C.; Araújo, F.G.; Cruz-Filho, A.G.; Pessanha, A.L.M.; Silva, M.A. &
Guedes, A.P.P. 2007. Demersal fishes in a tropical bay in southeastern Brazil: partitioning
the spatial, temporal and environmental components of ecological variation. Estuarine,
Coastal and Shelf Science, 75: 468-480.
Babler, S.J.M. 1997. Fish and fisheries of tropical estuaries. Fish and Fisheries Series 22,
367p.
Babler, S.J.M. 2000. Tropical estuarine fishes: ecology, explotation and conservation. Fish
and Aquatic Resources 7, 372p.
Bakun, A. 2006. Fronts and eddies as key structures in the habitat of marine fish larvae:
opportunity, adaptative response and competitive advantage. In: Olivar, M.P. & Govoni,
J.J. (Eds). Recent advances in the study of fish eggs and larvae. Scientia Marina, 70S2:
105-122.
Ball, I.R. & Possingham, H.P. 2001. The design of marine protected areas: adapting
terrestrial techniques. In: Ghassemi, F.; Whetton, P.; Little, R. & Littleboy, M. (Eds).
Integration models for natural resources, management across disciplines, issues and scales:
Proc Int Congr on Modelling and Simulation (MODSIM), vol. 2. The Australian National
University, Camberra, p. 769-774.
Barletta, M.; Barletta-Bergan, A.; Saint-Paul, U. & Hubold, G. 2005. The role of salinity in
structuring the fish assemblages in a tropical estuary. Journal of Fish Biology, 66: 45-72.
Barletta-Bergan, A.; Barletta, M. & Saint-Paul, U. 2002. Structure and seasonal of larval
fish in the Caeté river estuary in North Brazil. Estuaries, Coastal and Shelf. 54: 193-206.
Barletta, M.; Jaureguizar, A.J.; Baigun, C.; Fontoura, N.F.; Agostinho, A.A.; Almeida-Val,
V.M.F.; Val, A.L.; Torres, R.A.; Jimenes-Segura, L.F.; Giarrizzo, T.; Fabré, N.N.; Batista,
V.S.; Lasso, C.; Taphorn, D.C.; Costa, M.F.; Chaves, P.T.; Vieira, J.P. & Corrêa, M.F.M.
2010. Fish and aquatic habitat conservation in South Amarica: a continental overview with
emphasis on neotropical systems. Journal of Fish Biology, 76: 2118-2176.
Bastos, R.B.; Feitosa, F.A.N. & Muniz, K. 2005. Variabilidade espaço-temporal da
biomassa fitoplanctônica e hidrologia no estuário do rio Uma (Pernambuco – Brasil).
Tropical Oceanography, 33(1): 1-18.
Bastos, G.C. 2006. Atividade pesqueira na baía da Babitonga. In: Cremer, M.J.; Morales,
P.R.D. & Oliveira, T.M. (Organizadores). Diagnóstico Ambiental da baía da Babitonga.
Joinville, Santa Catarina: UNIVILLE, 200-244p.
Beck, M.W. & Odaya, M. 2001. Ecoregional planning in marine environments: identifying
priority sites for conservation in he northern Gulf of Mexico. Aquatic Conservation:
Marine and Freswater Ecosystems, 11: 235-242.
Bennett, B.A. & Attwood, C.G. 1991. Evidence for recovery of a surf-zone fish
assemblage following the establishment of a marine reserve on the southern coast of South
Africa. Marine Ecology Progress Series, 75(2/3): 173-181.
Berasategui, A.D.; Acha, E.M. & Araoz, N.C.F. 2004. Spatial patterns of ichthyoplankton
in the Río de la Plata estuary (Argentina-Uruguay). Estuarine, Coastal and Shelf Science,
60: 599-610.
109
Bletter, M.C.M. & Bonecker, C.C. 2007. Longitudinal distribution of microcrustacean
biomass in three tropical reservoirs (Paraná State, Brazil). Acta Sci. Bio. Sci, 29(3): 297304.
Boehlert, G.W. & Mundy, B C. 1988. Roles of behavioral and physical factors in larval
and juvenile fish recruitment to estuarine nursery areas. American Fisheries Society
Symposium, 3: 51-67.
Boltovskoy, D. 1999. South Atlantic zooplankton. Leiden, Backhuys Publishers. 1706p.
Bonecker, A.C.T.; Bonecker, S.L.C.; Nogueira, C.R. & Kraus, L.A.S. 1995. Studies on
zooplankton and ichthyoplankton in the estuarine system of ilha Grande bay (RJ – Brazil).
Arquivos de Biologia e Tecnologia, 38(2): 593-604.
Bonecker, A.C.T.; Bonecker, S.L.C. & Bassani, C. 2002. Plâncton Marinho. In: Gomes,
A.S. & Pereira, R.C. Biologia Marinha. Rio de Janeiro: Interciência, 103-125p.
Bonecker, A.C.T.; Castro, M.S.; Namiki, C.A.P.; Bonecker, F.T. & Barros, F.B.A.G. 2007.
Larval fish composition of a tropical estuary in northern Brazil (2º18’-2º47’S/044º20’044º25’W) during the dry season. Pan-American Journal of Aquatic Sciences, 2(3): 235241.
Bonecker, F.T.; Castro, M.S. & Bonecker, A.C.T. 2009. Larval fish assemblage in a
tropical estuary in relation to tidal cycles, day/night and seasonal variations. Pan-American
Journal of Aquatic Sciences, 4(2): 238-245.
Bohnsack, J.A. & Ault, J.S. 1996. Management strategies to conserve marine biodiversity.
Oceanography, 9(1): 73-82.
Bohnsack, J.A. 1999. Incorporating no-take marine reserves into precautionary
management and stock assessment. Proceedings 5th NMFS NSAW, NOAA Tech Memo,
NMFS-F/SPO – 40: 8-16.
Bordin, D.S. 2010. Peixes de áreas entremarés de diferentes setores da baía da Babitonga,
Santa Catarina. Dissertação apresentada na Universidade Federal do Paraná. 77p.
Botsford, L.W.; Micheli, F. & Hastings, A. 2003. Principles for the design of marine
reserves. Ecological Aplications, 13(1)Suplement: 25-31.
Branco, E.J. & Rodrigues, A.M.T. 1998. Levantamento das comunidades pesqueiras da
baía da Babitonga, Santa Catarina. In: Proteção e Controle de Ecossistemas Costeiros:
Manguezais da baía da Babitonga. Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos
Naturais Renováveis. Coleção Meio Ambiente. Série Estudo Pesca, n°25. Brasília:
IBAMA. 85-99.
Brandini, F.P.; Alquini, F.; Pereira, R.B. & Leite, R.L. 2006. Abundância e estrutura
populacional da comunidade zooplanctônica na baía da Babitonga: subsídios para a
avaliação de impactos ambientais. In: Cremer, M.J.; Morales, P.R.D. & Oliveira, T.M.N.
(Eds). Diagnóstico ambiental da baía da Babitonga, 112-134pp.
BRASIL. Lei nº 9.985 de 18 de julho de 2000. Sistema Nacional de Unidades de
Conservação. Regulamenta e institui o Sistema Nacional de Unidades de Conservação.
BRASIL. Ministério do Meio Ambiente. Instrução Normativa nº5 de 21 de maio de 2004.
Reconhece as espécies ameaçadas de extinção e sobreexplotadas ou ameaçadas de
sobreexplotação de invertebrados aquáticos e peixes.
110
BRASIL. Conselho Nacional do Meio Ambiente. Resolução CONAMA nº303 de 20 de
março de 2002. Dispõe sobre parâmetros, definições, e limites de áreas de preservação
permanente.
BRASIL. Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis,
IBAMA. Portaria nº121 de 20 de setembro de 2002. Proíbe, nas águas jurisdicionais
brasileiras, a captura do mero Epinephelus itajara por um período de cinco anos.
BRASIL. Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis,
IBAMA. Portaria nº42 de 19 de setembro de 2007. Prorroga, por um período de cinco
anos, nas águas jurisdicionais brasileiras, a proibição da espécie Epinephelus itajara.
Bricker, S.B.; Ferreira, J.B. & Simas, T. 2003. Na integrated methodology for assessment
of estuarine trophic status. Ecological Modelling, 169: 39-60.
Brown, C.A.; Jackson, G.A.; Holt, S.A. & Holt, G.J. 2005. Spatial and temporal patterns in
modeled particle transport to estuarine habitat with comparisons to larval fish settlement
patterns. Estuarine, Coastal and Shelf Science, 64: 33-46.
Bruno, M.A. & Muelbert, J.H. 2009. Distribuição espacial e variações temporais da
abundância de ovos e larvas de Micropogonias furnieri, no estuário da lagoa dos Patos:
registros históricos e forçantes ambientais. Atlântica, 31: 49-66.
Camacho, F.P. & Souza-Conceição, J.M. 2007. Distribuição espaço-temporal da clorofila a
e das variáveis ambientais em praias estuarinas da ilha de São Francisco do Sul (baía da
Babitonga, sul do Brasil) Boletim Técnico-Científico do CEPENE, 15(2): 9-16.
Cardoso da Silva, M. & Carmona Rodrigues, A. 2004. Environmental indicators as tools
for management of estuaries – Methodology and case study of the Tejo estuary. Journal of
Coastal Conservation, 10: 13-24.
Castro, M.S. & Bonecker, A.C.T. 1996. Ocorrência de larvas de peixe no sistema estuarino
do rio Mucuri. Arquivos de Biologia e Tecnologia, 39(1): 171-185.
Castro, M.S.; Bonecker, A.C.T. & Valentin, J.L. 2005. Seasonal variation in fish larvae at
the entrance of Guanabara Bay, Brazil. Brazilian Archives of Biology and Technology,
48(1): 121-128.
Castro, L.L.M.; Pereira, B.B., Almeida, H.G. & Joyeux, J.C. 2001. Ocorrência de larvas de
Microdesmus longipinnis (Microdesmidae) no estuário do rio Piraquê-Açu, Santa Cruz,
ES. In: Anais da XIV Semana Nacional de Oceanografia. CD-ROM: 7-9.
Chute, A.S. & Turner, J.T. 2001. Plankton studies in Buzzards Bay, Massachusetts, USA.
V. Ichthyoplankton, 1987 to 1993. Marine Ecology Progress Series, 224: 45-54.
Clancy, M. & Cobb, J.S. 1997. Effect of wind and tidal advection on distribution patterns
of rock crab Cancer irroratus megalopae in Block Island Sound, Rhode Island. Marine
Ecology Progress Series, 152: 217-225.
Clark, J.R. 1996. Coastal Zone Management Handbook. Lewis Publishers, 694p.
Clarke, K.R. & Warwick, R.M. 1994. Change in marine communities: an approach to
statistical analysis and interpretation. Plymouth Marine Laboratory, 144p.
Clarke, K.R. & Gorley, R.N. 2006. PRIMER v6: User Manual and Tutorial. Plymouth
Marine Laboratory, 190p.
Claudet, J.; Osenberg, C.W.; Domenici, P.; Badalamenti, F.; Milazzo, M.; Falcón, J.M.;
Bertocci, I.; Benedetti-Cecchi, L.; García-Charton, J.A.; Goñi, R.; Borg, J.A.; Forcada, A.;
111
De Lucia, G.A.; Pérez-Ruzafa, Á.; Afonso, P.; Brito, A.; Guala, I.; Le Diréach, L.;
Sanchez-Jerez, P.; Somerfield, P.J. & Planes, S. 2010. Marine reserves: fish life history
and ecological traits matter. Ecological Applications, 20(3): 830-839.
Colton, J.B. & Marak, R.R. 1969. Guide for Identifying the Common Planktonic Fish Eggs
and Larvae of Continental Shelf Waters, Cape Sable to Block Island. Bureau of Comercial
Fisheries. Woods Hole Oceanographic Institution, Woods Hole. 43 p.
Côrrea, M.F.M.; Pinheiro, P.C.; Almeida, H.K.; Kersten, M.; Lienstadt, J. & Vollrath, F.
2006. Diagnóstico ambiental da ictiofauna. In: Cremer, M.J.; Morales, P.R.D. & Oliveira,
T.M.N. Diagnóstico Ambiental da baía da Babitonga. 158-186p.
Coser, L.M.; Pereira, B.B. & Joyeux, J.C. 2007. Descrição da comunidade ictioplanctônica
e sua distribuição espacial no estuário dos rios Piraquê-Açu e Piraquê-Mirim, Aracruz, ES,
Brasil. Interciência, 32(4): 233-241.
Costa, M.D.P. 2007. Praia de Laranjeiras e pluma do rio Barbosa (baía da Babitonga, Santa
Catarina, Brasil): Análise quali-quantitativa das comunidades ictioplanctônicas e a
influência ambiental. Monografia apresentada ao curso de Biologia Marinha da
Universidade da Região de Joinville. 58p.
Costa, M.D.P.; Souza-Conceição, J.M. 2009. Composição e abundância de ovos e larvas de
peixes na baía da Babitonga, Santa Catarina, Brasil. Pan-American Journal of Aquatic
Science, 4(3): 372-382.
Coston-Clements, L.; Waggett, R.J & Tester, P.A. 2009. Chaetognaths of the United States
South Atlantic Bight: distribution, abundance and potential interactions with newly
spawned larval fish. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 373: 111-123.
Cremer, M.J.; Morales, P.R.D. & Oliveira, T.M.N. (Eds). 2006. Diagnóstico ambiental da
baía da Babitonga. Editora Univille, Joinville, 256p.
Cremer, M.J. 2006. O estuário da baía da Babitonga. In: Cremer, J.M.; Morales, P.R.D. &
Oliveira, T.M.N. Diagnóstico ambiental da baía da Babitonga. UNIVILLE/Joinville. 1519p.
Cremer, M.J. & Simão-Lopes, P.C. 2008. Distribution, abundance and density estimates of
franciscanas, Pontoporia blainvillei (Cetacea: Pontoporiidae), in Babitonga bay, southern
Brazil. Revista Brasileira de Zoologia, 25(3): 397-402.
Cremer, M.J.; Simão-Lopes, P.C. & Pires, J.S.R. 2009. Occupation pattern of a harbor inlet
by the estuarine dolphin, Sotalia guianensis (P.J. Van Bénéden, 1864) (Cetacea:
Delphinidae). Brazilian Archives of Biology and Technology, 52(3): 765-774.
Cristie, M.R.; Tissot, B.N.; Albins, M.A.; Beets, J.P.; Jia, Y.; Ortiz, D.M.; Thompson, S.E.
& Hixon, M.A. 2010. Larval connectivity in a effective network of marine protected areas.
PLoS ONE, 5(12): e15715. doi:10.1371/journal.pone.0015715.
Cuartas, A.; Rosas, J.; Velásquez, A. & Cabrera, T. 2003. Inducción al desove, desarrollo
embrionário y larval del corocoro rayao Haemulon bonariense Cuvier, 1830 (Pisces:
Haemulidae). Revista de Biologia Marina y Oceanografía, 38(1): 27-37.
Dalleau, M.; Andréfouët, S.; Wabnitz, C.C.C.; Payri, C.; Wantiez, L.; Pichon, M.;
Friedman, K.; Vigliola, L. & Benzoni, F. 2010. Use of habitats as surrogates of
biodiversity for eficient coral reef conservation planning in Pacific Ocean islands.
Conservation Biology, 24(2): 541-552.
112
Ditty, J.G. 1989. Separating early larvae of sciaenids from the western North Atlantic : a
review and comparison of larvae off Louisiana and Atlantic coast of the U.S. Bulletin of
Marine Science, 44(3): 1083-1105.
Doge, F.S. 2008. Estudo da comunidade ictioplanctônica sob influência de uma pluma
fluvial na baía da Babitonga (Santa Catarina, Brasil). Monografia apresentada ao curso de
Biologia Marinha da Universidade da Região de Joinville. 53p.
Edgar, G.J.; Barret, N.S.; Graddon, D.J. & Last, P.R. 2000. The conservation significance
of estuaries: a classification of Tasmanian estuaries using ecological, physical and
demographic attributes as a case study. Biological Conservation, 92: 383-397.
Eggleston, D.B.; Armstrong, D.A.; Elis, W.E. & Patton, W.S. 1998. Estuarine fronts as
conduits for larval transport: hidrodynamics and spatial distribution of Dungeness crab
postlarvae. Marine Ecology Progress Series, 164: 73-82.
Egres, A.G.; Lorenzi, L.; Souza-Conceição. J.M.; Vieira, J.V.; Costa, M.D.P. & BoosJúnior, H. 2009. A ocorrência de portunídeos (Crustacea, Decapoda) na baía da Babitonga
(Santa Catarina, Brasil), sua relação com o sedimento e as variáveis ambientais. Caderno
de Iniciação a Pesquisa, Univille, 11: 11-14.
Eichbaum, W.M.; Crosby, M.P.; Agardy, M.T. & Laskin, S.A. 1996. The role of marine
and coastal protected areas in the conservation and sustainable use of biological diversity.
Oceanography, 9(1): 60-70.
Ekau, W.; Westhaus-Ekau, P.; Macêdo, S.J. & Dorrien, C.von. 2001. The larval fish fauna
of the Canal de Santa Cruz estuary in northeast Brazil. Tropical Oceanography, 29(2): 117128.
Elliott, M. & Hemingway, K.L. (Eds). 2002. Fishes in estuaries. Blackwell Science, 636p.
Elliott, M. & McLusky, D.S. 2002. The need for definitions in understanding estuaries.
Estuarine, Coastal and Shelf Science, DOI: 10.1006/ecss.2002.1031.
Eskinazi, A.M. 1972. Ocorrência de Microdesmus longipinnis (Weymouth) (Pisces:
Microdesmidae) para o Brasil. Trabalhos Oceanográficos da Universidade Federal de
Pernambuco, 13: 303-306.
FAO. 2003. Fisheries Management 2: The ecosystem approach to fisheries. FAO Technical
Guidelines for responsible fisheries, 4(Suppl2): 121p.
Fahay, M.P. 1983. Guide to the early stages of marine fishes occurring in the western north
atlantic ocean, Cape Hatteras to the Southern Scotian Shelf. Journal Northwest Atlantic
Fisheries Science, (4). 423 p.
Fahay, M.P. 2007. Early life stages in the Western North Atlantic Ocean (Davis Strait,
Southern Greenland and Flemish Cap to Cape Hatteras). Disponível em:
http://www.lei.furg.br/transfer/Fahay.zip Acessado em: 01/03/2011.
Faria, C.; Gil, F.; Almada, V.C. 2006. Ontogenetic development of Parablennius pilicornis
(Pisces: Blenniidae) in controlled conditions. Scientia Marina, 70(4): 667-671.
Figueiredo, J.L. & Menezes, N.A. 1978. Manual de peixes marinhos do sudeste do Brasil.
II. Teleostei (1). Museu de Zoologia USP. 110p.
Figueiredo, J.L. & Menezes, N.A. 1980a. Manual de peixes marinhos do sudeste do Brasil.
III. Teleostei (2). Museu de Zoologia USP.
113
Figueiredo, J.L. & Menezes, N.A. 1980b. Manual de peixes marinhos do sudeste do Brasil.
IV. Teleostei (3). Museu de Zoologia USP.
Figueiredo, J.L. & Menezes, N.A. 2000. Manual de peixes marinhos do sudeste do Brasil.
VI. Teleostei (5). Museu de Zoologia USP.
Fisher, L.G.; Pereira, L.E.D. & Vieira, J.P. 2004. Peixes estuarinos e costeiros.
Ecoscientia, Rio Grande, 126p.
Forcada, A.; Valle, C.; Bonhomme, P.; Criquet, G.; Cadiou, G.; Lenfant, P. & SánchezLizaso, J.L. 2009. Effects of habitat on spillover from marine protected areas to artisanal
fisheries. Marine Ecology Progress Series, 379: 97-211.
Freitas, D.M. & Muelbert, J.H. 2004. Ichthyoplankton distribution and abundance off
Southeastern and Southern Brazil. Brazilian Journal of Biology and Technology, 47(4):
601-612.
Freitas, M.O. & Velastin, R. 2010. Ictiofauna associada a um cultivo de mexilhão Perna
Perna (Linnaeus, 1758) Norte Catarinense, Sul do Brasil. Acta Scientiarum Biological
Sciences, 32(1): 31-37.
Fritzsche, R.A. 1978. Development of fishes of the Mid-Atlantic Bight. An atlas of egg,
larval, and juvenile stages. V. Chaetodontidae through Ophidiidae. U.S. Department of the
interior, Fish and Wildlife Service, Biological Sevices Program. FWS/OBS-78/12. 340p.
Gaylord, B.; Gaines, S.D.; Siegel, D.A. & Carr, M.H. 2005. Marine reserves exploit
population structure and life history in potentially improving fisheries yields. Ecological
Applications, 15(6): 2180-2191.
Gell, F.R. & Roberts, C.M. 2003. Benefits beyond boundaries: the fishery effects of marine
reserves. Trends in Ecology and Evolution, 18: 148-155.
Gerhardinger, L.C.; Freitas, M.O.; Andrade, A.B. & Rangel, C.A. 2006a. Omobranchus
punctatus (Teleostei: Blenniidae), an exotic blenny in the Southwestern Atlantic.
Biological Invasions 8: 941-946.
Gerhardinger, L.C.; Marenzi, R.C.; Bertoncini, A.A.; Medeiros, R.P. & Hostim-Silva, M.
2006b. Local ecological knowledge on the goliath grouper Epinephelus itajara (Teleostei:
Serranidae) in Southern Brazil. Neotropical Ichthyology, 4(4): 441-450.
Gerhardinger, L.C.; Hostim-Silva, M.; Medeiros, R.P.; Matarezi, J.; Bertoncini, A.A.;
Freitas, M.O. & Ferreira, B.P. 2009. Fishers’ resource mapping and goliath grouper
Epinephelus itajara (Serranidae) conservation in Brazil. Neotropical Ichthyology, 7(1): 93102.
Geselbracht, L.; Torres, R.; Cumming, G.S.; Dorfman, D.; Beck, M. & Shaw, D. 2008.
Identification of a spatially efficient portfolio of priority conservation sites in marine and
estuarine areas of Florida. Aquatic Conservation: Marine and Freshwater Ecosystems,
DOI: 10.1002/aqc.992.
Golani, D. 2004. First record of the muzzled blenny (Osteichthyes: Blenniidae:
Omobranchus punctatus) from the Mediterranean, with remarks on ship-mediated fish
introduction. J. Mar. Biol. Ass. UK, 84: 851-852.
Govoni, J.J. 2005. Fisheries oceanography and the ecology of early life histories of fishes:
a perspective over fifty years. Scientia Marina, 69(1): 125-137.
114
Grijalva-Chon, J.M.; Castro-Longoria, R. & Bustamante-Monte, A. 1992. Distribucion,
abundacia y diversidade de larvas de peces en la laguna costera Santa Rosa, Sonora,
Mexico. Ciencias Marinas, 18(2): 153-169.
Grimes, C.B. & Finucane, J.H. 1991. Spatial distribution and abundance of larval and
juvenile fish, chlorophyll and macrozooplankton around the Mississiippi River discharge
plume, and the role of the plume in fish recruitment. Marine Ecology Progress Series, 75:
109-119.
Guedes, A.P.P. & Araújo, F.G. 2008. Trophic resource partitioning among five flatfish
species (Actinopterygii, Pleuronectiformes) in a tropical bay in south-eastern Brazil.
Journal of Fish Biology, 72: 1035-1054.
Halpern, B.S. & Warner, R.R. 2003. Matching marine reserve design to reserve objectives.
Proc. R. Soc. Lond. B, 270: 1871-1878.
Halpern, B.S. 2003. The impact of marine reserves: do reserves work and does reserve size
matter? Ecological Aplications , 13(1)Suplement: 117-137.
Hardy Jr., J.D. 1978a. Development of fishes of the Mid-Atlantic Bight. An atlas of egg,
larval, and juvenile stages. II. Anguillidae through Syngnathidae. U.S. Department of the
interior, Fish and Wildlife Service, Biological Sevices Program. FWS/OBS-78/12. 458p.
Hardy Jr., J.D. 1978b. Development of fishes of the Mid-Atlantic Bight. An atlas of egg,
larval, and juvenile stages. III. Aphredoderidae through Rachycentridae. U.S. Department
of the interior, Fish and Wildlife Service, Biological Sevices Program. FWS/OBS-78/12.
394p.
Hare, J.A.; Thorrold, S.; Walsh, H.; Reiss, C.; Valle-Levinson, A. & Jones, C. 2005.
Biophysical mechanisms of larval fish ingress into Chesapeake bay. Marine Ecology
Progress Series, 303: 295-310.
Harris, S.A. & Cyrus, D.P. 2000. Comparison of larval fish assemblages in three large
estuarine systems, KwaZulu-Natal, South Africa. Marine Biology, 137: 527-541.
Heath, M.R. 2007. The consumption of zooplankton by early life stages of fish in the
North Sea. ICES Journal of Marine Science, 64: 1650-1663.
Helfman, G.S.; Collette. B.B. & Face, D.E. 1997. The diversity of fishes: biology,
evolution and ecology. Blackwell Scince. 535p.
Hilborn, R.; Stokes, K.; Maguire, J.; Smith, T.; Botsford, L.W.; Mangel, M.; Orensanz, J.;
Parma, A.; Rice, J.; Bell, J.; Cochrane, K.L.; Garcia, S.; Hall, S.J.; Kirkwood, G.P.;
Sainsbary, K.; Stefansson, G. & Walters, C. 2004. When marine reserves improve fisheries
management? Ocean and Coastal Management, 47: 197-205.
Hinckley, S.; Hermann, A.J. & Megrey, B.A. 1996. Development of a spatially explicit,
individual-based model of marine fish early life history. Marine Ecology Progress Series,
139: 47-68.
Hinckley, S.; Hermann, A.J.; Mier, K.L. & Megrey, B.A. 2001. Importance of spawning
location and timing to successful transport to nursery areas: a simulation study of Gulf of
Alaska walleye pollock. ICES Journal of Marine Science, 58: 1042-1052.
Hixon, M.A.; Francis, R.C.; Clarke, M.E.; Murawski, S.A & Ralston, S. 2007. Ten
commandments for ecosystem-based fisheries scientists. Proceedings of Coastal Zone, 7:
5p.
115
Hockey, P.A.R. & Branch, G.M. 1997. Criteria, objeticves and methodology for evaluating
marine protected areas in South Africa. S. Afr. J. mar. Sci., 18: 369-383.
Hoss, D.E. & Thayer, G.W. 1993. The importance of the habitat to the early life history of
estuarine dependent fishes. American Fisheries Society Symposium, 14: 147-158.
Hostim-Silva, M.; Rodrigues, A.M.T.; Clezar, L.; Ribeiro, G.C. & Souza-Filho, M.A.C.
1998. Ictiofauna. In: IBAMA. Proteção e Controle de Ecossistemas Costeiros: Manguezal
da baía da Babitonga. Coleção Meio Ambiemte, Série Estudos Pesca, 49-58p.
Houde, E.D. & Lovdal, J.A. 1984. Seasonality of occurrence, foods and food preferences
of ichthyoplankton in Biscayne bay, Florida. Estuarine, Coastal and Shelf Science, 18:
403-419.
Houde, E.D. & Rutherford, E.S. 1993. Recent trends in estuarine fishes: predictions of fish
production and yield. Estuaries, 16(2): 161-176.
Houde, E.D. 2008. Emerging from Hjort’s shadow. J. Northw. Atl. Fish. Sci., 41:53-70.
IBAMA. 1998. Proteção e controle de ecossistemas costeiros manguezal da baía da
Babitonga. Instituto Brasileiro do Meio Ambiente. Coleção Meio Ambiente. Série Estudo
Pesca, n°25. Brasília. 145 p.
IBAMA. 2007. Proposta: Reserva de Fauna da baía da Babitonga. 25p.
Ignácio, J.M. 2008. Mudança sazonal e entre o dia e a noite nas características da
ictiofauna do infralitoral raso do Maciel, baía de Paranaguá, Paraná. Dissertação
apresentada na Universidade Federal do Paraná, 83p.
Itagaki, M.K.; Ohkawara, M.H,; Dias, J.F. & Katsuragawa, M. 2007. Description of larvae
and juveniles of Bairdiella ronchus (Sciaenidae: Teleostei) in southeastern Brazil. Scientia
Marina, 71(2): 249-257.
James, A.; Pitchford, J.W. & Brindley, J. 2003. The relationship between plankton blooms,
the hatching of fish larvae, and recruitment. Ecological Modelling, 160: 77-90.
Jenkins, G.P.; Black, K.P. & Keough, M.J. 1999. The role of passive transport and the
influence of vertical migration on the pre-settlement distribution of a temperate, demersal
fish: numerical model predictions compared with fied sampling. Marine Ecology Progress
Series, 184: 259-271.
Jenkins, G.P. & King, D. 2006. Variation in larval growth can predict the recruitment of a
temperate seagrass-associated fish. Oecologia, 147: 641-649.
Johnson, G.D. 1978. Development of fishes of the Atlantic Bight. An atlas of egg, larval,
and juvenile stages. IV. Carangidae trought Ephipiidae. U.S. Department of the Interior,
Fish and Wildlife Service, Biological Services Program. FWS/OBS-78/12. 314 p.
Johnson, D.L. & Morse, W.W. 1994. Net extrusion of larval fish: correction factors for
0.333mm versus 0.555mm mesh bongo mesh. NAFO Sci. Coun. Studies, 20: 85-92.
Johnson, D.R.; Funicelli, N.A. & Bohnsack, J.A. 1999. Effectiveness of an existing
estuarine no-take fish sanctuary within the Kennedy Space Center, Florida. North
American Journal of Fisheries Management, 19: 436-453.
Jones, P.W.; Martin, F.D. & Hardy Jr., J.D. 1978. Development of fishes of the Atlantic
Bight. An atlas of egg, larval, and juvenile stages. I. Acipenseridae trought Ictaluridae.
U.S. Department of the Interior, Fish and Wildlife Service, Biological Services Program.
FWS/OBS-78/12. 366 p.
116
Joyeux, J.C.; Pereira, B.B. & Almeida, H.G. 2004. The flood-tide ichthyoplanktonic
community at the entrance into a brazilian tropical estuary. Journal of Plankton Research,
26(11): 1277-1287.
Jug-Dujaković, J. & Glamuzina, B. 1988. Preliminary studies of reproduction and early life
history of Diplodus vulgaris (E. Geoffroy Saint-Hilarie 1817) in captivity. Aquaculture,
69: 367-377.
Kalikoski, D.C. 2007. Áreas marinhas protegidas, conservação e justiça social:
considerações a luz da teoria dos comuns. In: MMA. Áreas aquáticas protegidas como
instrumentos de gestão pesqueira. Série Áreas Protegidas do Brasil, 4: 65-77.
Katsuragawa, M. 1985. Estudos sobre a variabilidade de amostragem, distribuição e
abundância de larvas de peixes da região Sudeste do Brasil. Dissertação apresentada ao
Instituto Oceanográfico da Universidade de São Paulo, 107p.
Kawaguchi, T.; Kohno, H.; Fujita, K. & Taki, Y. 1998. Early morphological development
of Omobranchus fasciolatoceps and O. punctatus (Blenniidae: Omobranchini) reared in an
aquarium. Ichthyological Research, 46(2): 163-170.
Keefer, M.L.; Peery, C.A.; Wright, N.; Daigle, W.R.; Caudill, C.C.; Clabough, T.S.;
Griffith, D.W. & Zacharias, M.A. 2008. Evaluating the NOAA Coastal and Marine
Ecological Classification Standard in estuarine systems: A Columbia River Estuary case
study. Estuarine, Coastal and Shelf Science, 78: 89-106.
Kennish, M.J. 2002. Environmental threats and environmental future of estuaries.
Environmental conservation, 29(1): 78-107.
Kitahara, E.M. 1993. Estudo sobre o padrão de distribuição, crescimento, e mortalidade
das larvas de anchoita (Engraulis anchoita) na região sudeste do Brasil, e suas relações
com as relações com as condições oceanográficas. Dissertação apresentada ao Instituto
Oceanográfico da Universidade de São Paulo. 51p.
Knie, J.L.W. 2002. Atlas Ambiental da Região de Joinville: complexo hídrico da baía da
Babitonga. Fundação do Meio Ambiente de Santa Catarina. Joinville, 144p.
Kramer, D.; Kalin, K.J.; Stevens, E.G.; Thrailkil, J.R. & Zweifel, J.R. 1972. Collecting and
processing data on fish eggs and larvae in the California Current Region. NOAA Tech
Rep, NMFS, 370: 1-38.
Kraus, L.A.S. & Bonecker, A.C.T. 1994. The spawning and the early life stages of
Cetengraulis edentulus (Cuvier, 1824) (Pisces, Engraulidae) in a fixed point in Guanabara
bay (RJ – Brazil). Revista Brasileira de Biologia, 54(2): 199-209.
Kuroshima, K.N. & Bellotto, V.R. 1998. Caracterização química da coluna d’água da baía
da Babitonga. In: Proteção e Controle de Ecossistemas Costeiros: Manguezais da baía da
Babitonga. Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis.
Coleção Meio Ambiente. Série Estudo Pesca, n°25. Brasília: IBAMA. 75-84.
Lafontaine, Y. 1990. Distribution and abundance of ichthyoplankton in the Manicouagan
river estuary, a tributary of the lower St. Lawrence estuary. Estuaries, 13(1): 43-50.
Lalli, C.M. & Parsons, T.R. 1997. Biological Oceanography: An Introduction. 2nd Ed.
Oxford: Butterworth Heinemann. 314p.
Lasker, R. & Smith, P.E. 1976. Estimation of the effects of environmental variations on the
eggs and larvae of the northern anchovy. California Cooperative Oceanic Fisheries
Investigations Reports, Volume XIX: 128-137.
117
Largier, J.L. 2003. Considerations in estimating larval dispersal distance from
oceanographic data. Ecological Applications, 13(1) Supplement: S71-S89.
Lasker, R. 1984. Marine Fish Larvae: morphology, ecology, and relation to fisheries.
Washington Sea Grant Program, Washington. 131p.
Lauck, T.; Clarck, C.W.; Mangel, M. & Munro, G.R. 1998. Implementing the
precautionary principle in fisheries management through marine reserves. Ecological
Applications, 8(1): Supplement S72-S78.
Lazarri, M.A. 2001. Dynamics of larval fish abundance in Penobscot Bay, Maine. Fishery
Bulletin, 99: 81-93.
Leis, J.M. & Rennis, D.S. 1983. The larvae of Indo-Pacific coral reef fishes. University of
Hawai Press. Hawai . 269 p.
Leis, J.M. & Trnski, T. 1989. The larvae of Indo-Pacific Shorefishes. University of Hawai
Press. Hawai. 1º ed. 371 p.
Lenanton, R.C.J. & Potter, I.C. 1987. Contribution of estuaries to commercial fisheries in
temperate western Australia and the concepto f estuarine dependence. Estuaries, 10(1):2835.
Lett, C.; Verley, P.; Mullon, C.; Parada, C.; Brochier, T.; Penven, P. & Blanke, B. 2008. A
lagrangian tool for modelling ichthyoplankton dynamics. Environmental Modelling &
Software, 23: 1210-1214.
Levin, P.S. & Stunz, G.W. 2005. Habitat triage for exploited fishes: Can we identify
essential “Essential Fish Habitat”? Estuarine, Coastal and Shelf Science, 64: 70-78.
Loebmann, D.; Mai, A.C.G. & Lee, J.T. 2010. The invasion of five alien species in the
Delta do Parnaíba Environmental Protection Area, Northeastern Brazil. Revista de
Biologia Tropical, 58(3): 909-923.
López, P.; Rosas, J.; Velásquez, A.; Cabrera, T. & Manera, C. 2002. Desarrollo
embrionario y larvae del bobo Diplectrum radiale Quoy y Gaimard, 1824 (Pises:
Serranidae). Revista de Biología Marina y Oceanografia, 37(2): 127-137.
Macedo-Soares, L.C.P.; Birolo, A.B. & Freire, A.S. 2009. Spatial and temporal distribution
of fish eggs and larvae in a subtropical coastal lagoon, Santa Catarina State, Brazil.
Neotropical Ichthyology, 7(2): 231-240.
Machinandiarena, L.; Müller, M. & López, A. 2003. Early life stages of development of
the red porgy Pagrus pagrus (Pisces, Sparidae) in captivity, Argentina. Investigaciones
Marinas, 31(1): 5-13.
Mafalda Jr., P.O. 1989. Identificação das larvas e juvenis de Gobiosoma parri (Pisces –
Gobiidae), na área industrial da lagoa dos Patos. II Seminário sobre Ciências do Mar, 155160.
Mafalda Jr., P.O. & Silva, V.R.F. 1996. Caracterização do ictioplâncton do sistema
estuarino-lagunar de Jequiá, Alagoas. Boletim de Estudos em Ciências do Mar, 9: 89-104.
Mann, K.H. 1993. Physical oceanography, food chains, and fish stocks: a review. ICES
Journal of Marine Science, 50: 105-119.
Mann, K.H. & Lazier, J.R.N. 1996. Dynamics of Marine Ecosystems: Biological-Physical
Interactions in the Oceans. 2nd Ed. Massachusetts: Blackwell Science. 394p.
118
Marcolin, C.R.; Conceição, B.L.; Nogueira, M.M.; Mafalda Jr., P. & Johnson, R. 2010.
Mesozooplankton and ichthoplankton composition in two estuaries of Bahia, Brazil. Check
List Journal of species list and distribution, 6(2): 210-216.
Martin, F.D. & Drewry, G.E. 1978. Development of fishes of the Atlantic Bight. An atlas
of egg, larval, and juvenile stages. VI. Stromateidae trought Ogcocephalidae. U.S.
Department of the Interior, Fish and Wildlife Service, Biological Services Program.
FWS/OBS-78/12. 416 p.
Martins, I.M.; Dias, J.M.; Fernandes, E.H. & Muelbert, J.H. 2007. Numerical modelling of
fish eggs dispersion at the Patos Lagoon estuary – Brazil. Journal of Marine Science, 68(34): 537-555.
Martins, T. 2011. Caracterização da hidrodinâmica da baía da Babitonga e teste do modelo
de transporte lagrangeano para avaliar a retenção de ictioplâncton. Relatório TécnicoCientífico, Universidade do Vale do Itajaí, 39p.
Mata, E.; Rosas, J.; Velásquez, A. & Cabrera, T. 2004. Inducción hormonal al desove y
descripción larval del corocoro Orthopristis ruber Cuvier (Pisces: Haemulidae). Revista de
Biologia Marina y Oceanografia, 39(1): 21-29.
Matsuura, Y. & Nakatani, K. 1979. Ocorrências de larvas e jovens de peixes na ilha de
Anchieta (SP), com algumas anotações sobre a morfologia da castanha, Umbrina coroides
CUVIER, 1830. Boletim do Instituto Oceanográfico, 28(1): 165-183.
Matsuura, Y. & Nakatani, K. 1980. Variability in quantity of zooplankton, fish eggs and
larvae associated with two different mesh sizes in bongo nets. Atlântica, 4: 43-52.
Matsuura, Y. & Suzuki, K. 1997. Larval development of two species of barracuda,
Sphyraena guachancho and S. tome (TELEOSTEI: Sphyraenidae), from southeastern
Brazil. Ichthyological Research, 369-378.
Mclusky, D.S. 1989. The estuarine ecosystem. Blackie Academic and Professional, 2nd
Edition, 215p.
Mendonça, H.S.; Nunan, G.W.; Santos, S.R.; Bandeira, W.D.; Santos, A.C. 2005.
Ocorrência de Omobranchus punctatus (Valenciennes, 1986) (Teleostei, Blenniidae) na
baía de Todos os Santos, Bahia: primeiro registro da invasão de uma espécie exótica de
peixe marinho em águas brasileiras. In: Resumos do XVI Encontro Brasileiro de Ictiologia,
pp 69-70, João Pessoa, 2005, Sociedade Brasileira de Ictiologia.
Menezes, N.A. & Figueiredo, J.L. 1985. Manual de peixes marinhos do sudeste do brasil.
V. Teleostei (4). Museu de Zoologia USP.
Miller, J.M. 1988. Physical processes and the mechanisms of coastal migrations of
immature marine fishes. American Fisheries Society Symposium, 3: 68-76.
MMA. 2002. Biodiversidade brasileira: avaliação e identificação de áreas e ações
prioritárias para conservação, utilização sustentável e repartição dos benefícios da
biodiversidade nos biomas brasileiros. Brasília, MMA/SBF, 404p.
Monvoisin, G.; Bolito, C. & Ferreira, J.G. 1999. Fish dynamics in a coastal food chain:
simulation and analysis. Boletín Instituto Español de Oceanografía, 15(1-4): 431-440.
Morais, A.T. & Morais, L.T. 1994. The abundance and diversity of larval and juvenile fish
in a tropical estuary. Estuaries, 17(1B): 216-225.
119
Moser, H.G. 1996. The early stages of fishes in the California Current Region. California
Cooperative Ocean Fisheries Investigations (CALCOFI). ATLAS N° 33. Allen Press, Inc.,
Lawrence, Kansas, USA. XII + 1505 p.
Moyle, P.B. & Cech, J.J. 2004. Fishes: An Introdution to Ichthyology. 5th Ed. Davis.
Prentice Hall. 726p.
Muelbert, J.H. & Weiss, G. 1991. Abundance and distribution of fish larvae in the channel
area of the Patos Lagoon Estuary, Brazil. In: Larval fish recruitment and research in the
Americas: proceedings of the 13° annual fish conference. México, 43-54.
Muelbert, J.H.; Muxagata, E. & Kaminski, S.M. 2010. As comunidades zooplanctônicas.
In: Seeliger, U. & Odebrecht, C. O estuário da Lagoa dos Patos: um século de
transformações. Editora FURG, 64-75pp.
Nakatani, K.; Agostinho, A.A.; Baumgartner, G.; Bialetzki, A.; Sanches, P.V.; Makrakis,
M.C. & Pavanelli, C. S. 2001. Ovos e larvas de peixes de água doce: Desenvolvimento e
manual de identificação. Editora da Universidade Estadual de Maringá. 378p.
National Research Council. 2001. Marine Protected Areas: Tools for sustaining ocean
ecosystems. National Academy Press, Washington, D.C., USA. 288p.
Navarro-Rodríguez, M.C.; Guevara, L.F.G.; Flores-Vargas R.; Ruelasy, M.E.G. &
González, F.M.C. 2006. Composición y variabilidad del ictioplancton de la laguna El
Quelele, Nayarit, México. Revista de Biología Marina y Oceanografia. 41(1): 35 – 43.
Neely, A.E. & Zajac, R.N. 2008. Applying marine protected areas design models in large
estuarine systems. Marine Ecology Progress Series, 373: 11-23.
Odebrecht, C. & Abreu, P.C. 1998. Microalgas. In: Seelifer, U.; Odebrecht, C. & Castello,
J.P. (Eds). Os ecossistemas costeiro e marinho do extreme sul do Brasil. 36-40pp.
Odebrecht, C.; Bergesch, M.; Medeanic, S. & Abreu, P.C. 2010. A comunidade de
microalgas. In: Seeliger, U. & Odebrecht, C. (Eds). O estuário da Lagoa dos Patos: um
século de transformações. 49-63pp.
Olivar, M.P. & Fortuño, J.M. 1991. Guide to icthyoplankton of the Southeast Atlantic
(Benguela Current Region). Scientia Marina, 55(1): 1-383.
Oliveira, T.M.N.; Tureck, C.R.; Bassfeld, J.C.; Torrens, B.M.Ol.; Faria, J.M. & Brasil, K.
2006. Integridade ambiental da baía da Babitonga: características físico-químicas,
microbiológicas e ecotoxicidade. In: Cremer, M.J.; Morales, P.R.D. & Oliveira, T.M.N.
(Eds). Diagnóstico Ambiental da baía da Babitonga, 20-80p.
Ortíz-Galindo, J.L.; Matus-Nivón, E.; Ramírez-Sevilla, R. & González-Acosta, B. 1990.
Embrión, larva y prejuvenil del sol mexicano Achirus mazatlanus (Pisces: Soleidae).
Revista de Biologia Tropical, 38 (2A): 195-204.
Parizii, R.A.; Mira, G.; Oortman, M.S.; Gouveia, C.; Becker, E.C.; Conorath, G.; Bieger,
E.; Lorenzi, L.; Souza-Conceição, J.M. & Mazzer, A.M. 2010. Relação entre clorofila a e
nutrientes dissolvidos no canal do rio Palmital, estuário da baía da Babitonga (Santa
Catarina). 13º Simpósio de Biologia Marinha, nº61, 4p.
Parsons, T.R.; Takahashi, M. & Hargrave, B. 1984. Biological Oceanographic Processes.
Pergamom Press. 3rd Edition. 330p.
Pereira, M.J.; Branco, J.O.; Christoffersen, M.L.; Júnior, F.F.; Fracasso, H.A. & Pinheiro,
T.C. 2009. Population biology of Callinectes danae and Callinectes sapidus (Crustacea:
120
Brachyura: Portunidae) in the south-western Atlantic. Journal of Marine Biology
Association of the United Kingdom, doi: 10.1017/S0025315409000605
Pereira-Filho, J.; Schettini, C.A.F.; Rorig, L. & Siegle, E. 2001. Intratidal variation and net
transport of dissolved inorganic nutrients, POC and clorophyll a in the Camburiú River
estuary, Brazil. Estuarine, Coastal and Shelf Science, 53:249-257.
PERNAMBUCO. Lei Estadual nº 9.931, de 11 de dezembro de 1986. Define como áreas
de proteção ambiental as reservas biológicas constituídas pelas áreas estuarinas do Estado
de Pernambuco.
Pinheiro, L. & Cremer, M.J. 2003. Sistema pesqueiro da baía da Babitonga, litoral norte de
Santa Catarina: uma abordagem etnoecológica. Desenvolvimento e Meio Ambiente, 8: 5968.
Pinheiro, H.T.; Ferreira, A.L.; Molina, R.P.; Protti, L.M.C.; Zanardo, S.C.; Joyeux, J.C.&
Doxsey, J.R. 2009. Perfil de atores sociais como ferramenta para a definição de unidades
de conservação marinha: caso da ilha dos Franceses, litoral sul do Espírito Santo, Brasil.
Natureza & Conservação, 7(1): 67-80.
Prates, A.P.L. 2007. O Plano Nacional de Áreas Protegidas: o contexto das áreas costeiras
e marinhas. In: MMA. Áreas aquáticas protegidas como instrumentos de gestão pesqueira.
Série Áreas Protegidas do Brasil, 4: 17-23.
Queiroz, G.M.L.N. 2005. Caracterização da ictiofauna demersal de duas áreas do
complexo estuarino de Paranaguá, Paraná. Dissertação apresentada na Universidade
Federal do Paraná, 92p.
Raymont, J.E.G. 1983. Plankton and Productivity in the oceans. 2nd Ed. Volume 2:
Zooplankton. Pergamon Press. 824p.
Ré, P.M.A.B. 1999. Ictioplâncton estuarino da península Ibérica (Guia de Identificação dos
ovos e estados larvares planctônicos). Lisboa. 141 p.
Ribas, T.M. 2004. Implementação de um modelo numérico para estudo hidrodinâmico das
baías de Antonina e Paranaguá – PR. Dissertação apresentada na Universidade Federal do
Paraná, 136p.
Richards, W.J. 2006. Early Stages of Atlantic Fishes. An Identification Guide for the
Western Central North Atlantic. CRC / Taylor & Francis. 2 v. 2640p.
Ringuet, S. & Mackenzie, F.T. 2005. Controls on nutrients and phytoplankton dynamics
during normal flow and storm runoff conditions, Southern Kanaohe Bay, Hawaii.
Estuaries, 28(3): 327-337.
Roberts, C.M.; Andelman, S.; Branch, G.; Bustamante, R.H.; Castilla, J.C.; Dugan, J.;
Halpern, B.S.; Lafferty, K.D.; Leslie, H.; Lubchenco, J.; McArdle, D.; Possingham, H.P.;
Ruckelshaus, M. & Warner, R.R. 2003a. Ecological criteria for evaluating candidate sites
for marine reserves. Ecological Applications, 13(1) Supplement: 199-214.
Roberts, C.M.; Branch, G.; Bustamante, R.H.; Castilla, J.C.; Dugan, J.; Halpern, B.S.;
Lafferty, K.D.; Leslie, H.; Lubchenco, J.; McArdle, D.; Ruckelshaus, M. & Warner, R.R.
2003b. Application of ecological criteria in selecting marine reserves and developing
reserve network. Ecological Applications, 13(1) Supplement: 215-228.
Roberts, C.M.; Hawkins, J.P. & Gell, F.R. 2005. The role of marine reserves in achieving
sustainable fisheries. Philosophical Transactions of the Royal Society, 360: 123-132.
121
Rodrigues, A.M.T. 1998. Considerações finais sobre o sistema ecológico manguezal da
baía da Babitonga/SC. In: Proteção e controle de ecossistemas costeiros-manguezal da baía
da Babitonga. Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis.
Coleção Meio Ambiente. Série Estudo Pesca, n°25. Brasília: IBAMA. 103-108p.
Rodrigues, A.M.T. 2000. Diagnóstico sócio-econômico e a percepção ambiental das
comunidades de pescadores artesanais do entorno da baía da Babitonga (SC): um subsídio
ao gerenciamento costeiro. Dissertação apresentada a Universidade Federal de Santa
Catarina. 228p.
Rosenberg, A.; Bigford, T.E.; Leathery, S.; Hill, R.L. & Bickers, K. 2000. Ecosystem
approaches to fishery management through essential fish habitat. Bulletin of Marine
Science, 66(3): 535-542.
Rosman, P.C.C. 2010. Referência Técnica do SisBaHiA: Sistema de Base de
Hidrodinâmica Ambiental. Programa COPPE/UFRJ: Engenharia Oceânica, Área de
Engenharia Costeira e Oceanográfica, 242p.
Russ, G.R.; Alcala, A.C.; Maypa, A.P.; Calumpong, H.P. & White, A.T. 2004. Marine
reserves benefits local fisheries. Ecological Applications, 14(2): 597-606.
Russell, F.S. 1976. The Eggs and Planktonic Stages of British Marine Fishes. Academic
Press. London. 524 p.
Sainsbury, K. & Sumalia, U.R. 2001. Incorporating ecosystem objectives into management
of sustainable marine fisheries, including “best practice”reference points and use of marine
protected areas. Reykjavik Conference on Responsible Fisheries in the Marine Ecosystem,
1-19.
Salm, R.V.; Clark, J. & Siirila, E. 2000. Marine and coastal protected areas: a guide for
planners and managers. IUCN. Washington DC, xxi+371p.
Sánchez, R.P. & Ciechomski, J.D. 1984. Estimación de la biomassa de adultos desovantes
de la anchoíta (Engraulis anchoita) en el área costera bonaerense durante la primavera de
1981 y análisis comparativo de los recuentos de ictioplancton con redes de diferentes
mallas. Revista del Instituto Nacional de Investigación y Desarrollo Pesquero, 4: 49-61.
Santos, L.O. 2009. Ictiofauna demersal em diferentes setores da baía da Babitonga, Santa
Catarina, Brasil. Dissertação apresentada na Universidade Federal do Paraná. 86p.
Sanvicente-Añorve, L; Soto, L.A.; Espinosa-Fuentes, Ma.L. e Flores-Coto, C. 2006.
Relationship patterns between ichthyoplankton and zooplancton: a conceptual model.
Hidrobiologia, 559: 11-22.
Sarpedonti, V.; Anunciação, E.M.S. & Nahun, V.J.I. 2008. Ichthyoplankton variations in
two mangrove creeks of the Curaçá estuary, Pará, Brazil. Ecotrópicos, 21(1): 1-12.
Schettini, C.A.F.; Resgalla Jr., C.; Pereira-Filho, J.; Castro-Silva, M.A.; Truccolo, E.C. &
Rörig, L.R. 2005. Variabilidade temporal das características oceanográficas e ecológicas
da região de influência fluvial do rio Itajaí-Açu. Brazilian Journal of Aquatic Science and
Technology, 9(2): 93-102.
Schultz, E.T.; Cowen, R.K.; Lwiza, K.M.M. & Gospodareck, A.M. 2000. Explaining
advection: do larval bay anchovy (Anchoa mitchilli) show selective tidal-stream transport?
ICES Journal of Marine Science. 57:360-371.
122
Schultz, E.T.; Lwiza, K.M.M.; Fencil, M.C. & Martin, J.M. 2003. Mechanisms promoting
upriver transport of larvae of two fish species in the Hudson River estuary. Marine
Ecology Progress Series, 251: 263-277.
Severi, W.; Urach, B.F. & Castro, M.F. 2008. Occurrence of Microdesmus bahianus and
M. longipinnis (Teleostei: Microdesmidae) larvae and juveniles in estuaries of the State of
Pernambuco. Agrária, 3(4): 360-364.
Shokri, M.R. & Gladstone, W. 2008. Higher taxa are effective surrigates for species in the
selection of conservation reserves in estuaries. Aquatic Conservation: Marine and
Freshwater Ecosystems, DOI: 10.1012/aqc.1013.
Silva, F.J.B. 1995. Unidades de conservação e desenvolvimento regional: um estudo sobre
a região da baía da Babitonga – SC. Dissertação apresentada na Universidade Federal de
Santa Catarina. 182p.
Silva-Costa, B. 2004. Hidrdinâmica. In: Estudo de Impacto Ambiental – Reabertura do
canal do Linguado. Joinville, 30p.
Sinque, C. 1980. Larvas de Sciaenidae (Teleostei) identificadas na região estuarino-lagunar
de Cananéia. Boletim de Zoologia, 5: 39-77.
Sinque, C. & Yamanaka, N. 1982. Fish eggs and larvae survey of Cananéia estuary, São
Paulo - Brazil. Arquivos de Biologia e Tecnologia, 25(3/4): 301-311.
Sinque, C. 1989. Ictioplâncton do ecossistema da baía de Paranaguá. Arquivos de Biologia
e Tecnologia, 32(3): 473-490.
Sinque, C. & Muelbert, J.H. 1998. O ambiente e a biota do estuário da Lagoa dos Patos:
Ictioplâncton. In: Seeliger, U.; Odebrecht, C. & Castello, J.P. Os ecossistemas marinho e
costeiro do extremo sul do Brasil. 56-60p.
Smith, D.L. & Johnson, K.B. 1996. A Guide to marine Coastal Plankton and Marine
Invertebrate Larvae. 2nd Ed. Iowa: Kendall/Hunt Publishing Company. 221p.
Smith, P.E. & Lasker, R. 1978. Position of larval fish in an ecosystem. Rapp. P. Réun.
Cons. Int. Explor. Mer, 173: 77-84.
Sissenwine, M. & Murawski, S. 2004. Moving beyond ‘intelligent tinkering’: advancing an
Ecosystem Approach to Fisheries. In: Browman, H.I. & Stergiou, K.I. (Coord).
Perspectives on ecosystem-based approaches to the management of marine resources.
Marine Ecology Progress Series, 274: 269-303.
Soares, C.L.; Andreata, J.V. & Marca, A.G. 1991. Composição e sazonalidade do
ictioplâncton da laguna de Marapendi, Rio de Janeiro, Brasil. Biotemas, 4(2):35-49.
Souza-Conceição, J.M.; Rodrigues-Ribeiro, M. & Castro-Silva, M. 2005. Dinâmica
populacional, biologia reprodutiva e o ictioplâncton de Cetengraulis edentulus Cuvier
(Pisces, Clupeiformes, Engraulidae) na enseada do Saco dos Limões, Florianópolis, Santa
Catarina, Brasil. Revista Brasileira de Zoologia. 22(4): 953-961.
Souza-Conceição, J.M. 2008. Praias estuarinas como habitat de criação para estágios
iniciais de peixes na ilha de São Francisco do Sul (baía da Babitonga, Santa Catarina).
Tese apresentada a Universidade Federal do Paraná. 198p.
Springer, V.G.; Gomon, M.F. 1975 Revision of the blenniid fish genus Omobranchus with
descriptions of three new species and notes on the others species of the tribe
Omobranchini. Smithsonian Contributions to Zoology, 177: 1-135.
123
Sumalia, U.R. 1998. Protected marine reserves as hedges against uncertainty: an
economist’s perspective. In: Pitcher, T.J.; Hart, P.J.B. & Pauly, D. Reinventing Fisheries
Management. The Kluwer Academic Publishers, 303-309.
Sumich, J.L. 1996. An Introduction to the Biology of Marine Life. 6th Ed. VW. C. Browm
Publishers. 461p.
Tagliani, P.R.A. (Coord). 2007. Plano Ambiental Municipal de Rio Grande. 213p.
Truccollo, E.C. 1998. Maré metereológica e forçantes atmosféricas locais em São
Francisco do Sul, SC. Dissertação apresentada na Universidade Federal de Santa Catarina,
112p.
Tucker Jr., J.W. & Alshut, S.R. 1997. Development of laboratory-reared sheepshead,
Archosargus probatocephalus (Pisces, Sparidae). Fishery Bulletin, 95: 394-401.
Turpie, J.K.; Adams, J.B.; Joubert, A.; Harrison, T.D.; Colloty, B.M.; Maree, R.C.;
Whitfield, A.K.; Wooldridge, T.H.; Lamberth, S.J.; Taljaard, S. & Van Niekerk, L. 2002.
Assessment of the conservation priority status of South African estuaries for use in
management and water allocation. Water SA, 28(2): 191-206.
Tzeng, W.N. & Wang, Y.T. 1993. Hydrography and distribution dynamics of larval and
juvenile fishes in the coastal waters of the Tanshui River estuary, Taiwan, with reference to
estuarine larval transport. Marine Biology, 116: 205-217.
Verfaillie, E.; Degraer, S.; Schelfaut, K.; Willems, W. & Van Lancker, V. 2009. A
protocol for classifying ecologically relevante marine zones, a statistical approach.
Estuarine, Coastal and Shelf Science, 83: 175-185.
Walters, C. 2000. Impacts of dispersal, ecological interactions, and fishing effort dynamics
on efficacy of marine protected areas: how large should protected areas be? Bulletin of
Marine Science, 66(3): 745-757.
Warner, R.R.; Swearer, S.E. & Caselle, J.E. 2000. Larval accumulation and retention:
implications for the design of marine reserves and essential fish habitat. Bulletin of Marine
Science, 66(3): 821-830.
Weiss, G. & Krug, L.C. 1977. Características do desenvolvimento e metamorfose de
Lycengraulis olidus (Engraulidae) e Brevoortia pectinata (Clupeidae) no estuário da lagoa
dos Patos, Brasil. Atlântica, Rio Grande, 2(1): 83:117
Weiss, G. & Souza, J.A.F. 1977. Estudo comparativo preliminar de pós-larvas e juvenis
das três espécies de Engraulidae da costa sul do Brasil, Uruguai e Argentina. Atlântica, Rio
Grande, 2(1): 1-20.
West, C.D.; Dytham, C.; Righton, D. & Pitchford, J.W. 2009. Preventing overexplotation
of migratory fish stocks: the efficacy of marine protected areas in a stochastic environment.
ICES Journal of Marine Science, 66: 1919-1930.
Witting, D.A.; Able, K.W. & Fahay, M.P. 1999. Larval fish of a Middle Atlantic Bight
Estuary: assemblage structure and temporal stability. Canadian Journal of Fisheries and
Aquatic Sciences, 56: 222-230.
Wunderlich, A.C.; Pinheiro, M.A.A. & Rodrigues, A.M.T. 2008. Biologia do caranguejouçá, Ucides cordatus (Crustacea: Decapoda: Brachyura), na baía da Babitonga, Santa
Catarina, Brasil. Revista Brasileira de Zoologia, 25(2): 188-198.
124
Yemane, D.; Shin, Y. & Field, J.G. 2009. Exploring the effect of marine protected areas on
the dynamics of fish community in the southern Benguela: an individual-based modeling
approach. ICES Journal of Marine Science, 66: 378-387.
Zar, J.H. 1996. Biostatistical analysis. New Jersey, Prentice Hall. 662p.
125