CENTRO DE CIÊNCIAS MÉDICAS
FACULDADE DE VETERINÁRIA
PÓS-GRADUAÇÃO EM MEDICINA VETERINÁRIA –
CLÍNICA E REPRODUÇÃO ANIMAL
FRANCISCO FERREIRA LIMA JÚNIOR
DETERMINAÇÃO DAS CONCENTRAÇÕES DE LACTATO DESIDROGENASE E
FOSFATASE ALCALINA NO SORO E NO FLUIDO ABDOMINAL DE CÃES (Canis
familiaris – Linnaeus – 1758) PARA CLASSIFICAÇÃO DAS EFUSÕES E
DIFERENCIAÇÃO ENTRE FLUIDOS NEOPLÁSICOS E NÃO NEOPLÁSICOS
NITERÓI
2008
FRANCISCO FERREIRA LIMA JÚNIOR
2
DETERMINAÇÃO DAS CONCENTRAÇÕES DE LACTATO DESIDROGENASE E
FOSFATASE ALCALINA NO SORO E NO FLUIDO ABDOMINAL DE CÃES (Canis
familiaris – Linnaeus – 1758) PARA CLASSIFICAÇÃO DAS EFUSÕES E
DIFERENCIAÇÃO ENTRE FLUIDOS NEOPLÁSICOS E NÃO NEOPLÁSICOS
Dissertação apresentada ao Programa de
Pós-Graduação em Medicina Veterinária
da Universidade Federal Fluminense,
como requisito parcial para obtenção do
Grau de Mestre. Área de Concentração:
Clínica e Reprodução Animal.
Orientador: Prof. Dr. NAYRO XAVIER DE ALENCAR
NITERÓI
2008
3
FRANCISCO FERREIRA LIMA JÚNIOR
DETERMINAÇÃO DAS CONCENTRAÇÕES DE LACTATO DESIDROGENASE E
FOSFATASE ALCALINA NO SORO E NO FLUIDO ABDOMINAL DE CÃES (Canis
familiaris – Linnaeus – 1758) PARA CLASSIFICAÇÃO DAS EFUSÕES E
DIFERENCIAÇÃO ENTRE FLUIDOS NEOPLÁSICOS E NÃO NEOPLÁSICOS
Dissertação apresentada ao Programa de
Pós-Graduação em Medicina Veterinária
da Universidade Federal Fluminense,
como requisito parcial para obtenção do
Grau de Mestre. Área de Concentração:
Clínica e Reprodução Animal.
Aprovado em Abril de 2008.
BANCA EXAMINADORA
PROF. DR. NAYRO XAVIER DE ALENCAR – Orientador
UFF
PROFA. DRA. MÁRCIA CAROLINA SALOMÃO SANTOS
UFF
PROF. DR. RAIMUNDO SOUZA LOPES
UNESP/BOTUCATU
NITERÓI
2008
4
À minha mãe Wildnísia que me incentivou
nos momentos mais difíceis desse
caminho estreito e longo, rumo à docência
do ensino superior.
5
AGRADECIMENTOS
Ao meu orientador, pelos ensinamentos
passados e pelo estímulo constante de
luta e determinação, que me auxiliaram
bastante.
À professora Keila, pelo valioso auxílio e
orientação em relação às análises
estatísticas desse trabalho.
Ao meu pai Francisco, que sempre me
mostrou
valores éticos e
morais
principalmente no tocante à nossa
profissão.
Aos meus irmãos Frederico e Micheline,
pela amizade e cumplicidade que sempre
tiveram comigo.
À minha namorada, pelo companheirismo,
amor e paciência que tem comigo.
A todos os colegas que contribuíram para
a execução dessa pesquisa, em especial
a Katrin Paim e Damasceno Filho.
Aos amigos cariocas: Daniel Lessa, Diogo,
Juliana Jorge, Gracy, Gilberto, Guilherme,
Gustavo e Leonardo, pela troca de idéias
durante esse período.
À Deus, que me iluminou no cumprimento
de mais uma missão na vida.
E a você que achava que tinha sido
esquecido, mas que no momento em que
precisei de tão pouco teve tanto a me
oferecer: OBRIGADO !
6
RESUMO
O acúmulo de fluido no interior da cavidade abdominal é denominado ascite. A formação de
efusão pode ser decorrente de várias enfermidades e, nessa situação, a coleta do fluido tem valor
terapêutico, bem como a avaliação tem importância diagnóstica nas doenças hemorrágicas,
inflamatórias, cardiovasculares, linfáticas, biliares ou neoplásicas. Esta pesquisa teve como objetivo,
mensurar as atividades das enzimas fosfatase alcalina (FA) e lactato desidrogenase (LDH) no fluido
abdominal e no soro de cães, estabelecendo sua utilidade para diferenciação dos fluidos
classificados como transudato, transudato modificado e exsudato, bem como na separação de
efusões neoplásicas das não neoplásicas. Foram utilizados 16 cães portadores de efusão
abdominal, atendidos pelo setor de clínica médica de pequenos animais no Hospital Universitário de
Medicina Veterinária Firmino Mársico Filho (UFF) e demais clínicas veterinárias de Niterói e do Rio
de Janeiro (RJ). Foram coletadas amostras de sangue e fluido abdominal, encaminhando-se este
material para análise laboratorial. Após o processamento das amostras, quatro foram classificadas
como transudatos, oito como transudatos modificados e quatro como exsudatos. A atividade da LDH
no fluido e sua relação fluido/soro, conseguiram diferenciar os transudatos dos transudatos
modificados e exsudatos. Já a atividade sérica de LDH desses cães não possibilitou a diferenciação
entre os três grupos. Os níveis de FA no fluido e no soro desses cães, também não conseguiram
estabelecer diferenças entre os três grupos. Em contraste, a relação fluido/soro de FA conseguiu
diferenciar os transudatos dos transudatos modificados e exsudatos. A distinção do grupo neoplásico
em relação ao não neoplásico se deu pela atividade da LDH no fluido, pela sua relação fluido/soro e
pela celularidade. Esta separação não ocorreu quando a atividade da FA foi mensurada no fluido, no
soro e na relação fluido/soro. Os resultados sugerem que a LDH pode ser um eficiente marcador
bioquímico para separação dos fluidos neoplásicos e não neoplásicos, podendo auxiliar na
classificação das efusões abdominais. A fosfatase alcalina não demonstrou resultados satisfatórios
de forma geral.
Palavras-Chave: ascite, cão, marcadores bioquímicos, neoplasia.
ABSTRACT
The accumulation of fluid in the abdominal cavity is called ascite. The formation of effusion
can be the result of several illnesses and, in this situation, the collection of the fluid have a
therapeutic value, as well as the evaluation have diagnostic importance in lymphatic, cardiovascular,
inflammatory, hemorrhagic, biliary or neoplasic diseases. The main goal of this survey was to
measure the activity of alkaline phosphatase enzymes (ALP) and lactate dehydrogenase (LDH) in the
abdominal fluid and serum to determine its availability to the differentiation of fluids classified as
transudate, modified transudate and exudate as well as in the distinction of neoplasic to nonneoplasic effusions. Sixteen dogs with abdominal effusion were used, supervisioned by the small
animal medical clinic subdivision of the Hospital Universitario de Medicina Veterinaria Firmino
Marsico Filho (UFF) and further veterinary clinics from Niteroi city and Rio de Janeiro state (RJ).
Blood and abdominal fluid samples were collected and analyzed quickly in the laboratory. After the
sample processing, four abdominal fluids were classified as transudate, eight as modified transudate
7
and four as exudate. The activity of lactate dehydrogenase (LDH) in the fluid and its fluid/serum ratio
enabled the differentiation of transudate from modified transudate and exudate. The serum activity of
LDH in these dogs did not differentiate the three groups. It was not possible to determine differences
between the three groups using the ALP levels in the fluid and in the serum of these dogs. However,
the ALP fluid/serum ratio differentiated the transudates from the modified transudates and exudates.
The distinction between the neoplasic and non-neoplasic groups was noted by the LDH activity in the
fluid, its fluid/serum ratio and cellularity. This distinction didn’t occurred when ALP activity was
measured in the fluid, in the serum and in the fluid/serum ratio. The results suggest that LDH can be
used as an efficient biochemistry marker to the separation of neoplasic and non-neoplasic effusion,
and help in the abdominal effusion classifications. Alkaline phosphatase doesn’t demonstrated
satisfactory results.
Key-words: ascite, dog, biochemistry markers, neoplasia.
8
LISTA DE TABELAS
TABELA 1 -
Valores de referência da Fosfatase Alcalina (FA) e Lactato Desidrogenase (LDH) em
cães saudáveis. Niterói – RJ, UFF, 2008, p.30
TABELA 2-
Resultados das análises da Lactato Desidrogenase (LDH) nos grupos transudato,
transudato modificado e exsudato. Niterói – RJ, UFF, 2008, p.35
TABELA 3-
Resultados das análises da Fosfatase Alcalina (FA) nos grupos transudato, transudato
modificado e exsudato. Niterói – RJ, UFF, 2008, p.38
TABELA 4-
Distribuição de freqüências dos fluidos neoplásicos e não neoplásicos nos grupos
transudato (T), transudato modificado (TM) e exsudato (E). Niterói – RJ, UFF, 2008,
p.41
TABELA 5-
Valores das médias e desvios-padrão das concentrações de Lactato Desidrogenase
(LDH) e Fosfatase Alcalina (FA) no fluido, soro e na relação fluido/soro encontrados
nos grupos neoplásicos e não neoplásicos. Niterói – RJ, UFF, 2008, p.41
TABELA 6-
Valores de Lactato Desidrogenase (LDH) e Fosfatase Alcalina (FA) mensurados no
fluido dos grupos neoplásicos e não neoplásicos. Niterói – RJ, UFF, 2008, p.43
9
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
FIGURA 1-
Cão, Macho, 13 anos. Tricotomia e antissepsia do abdômen ventral (A, B) com povidine ®.
Introdução de cateter 20G no tecido subcutâneo (C, D). Niterói – RJ, UFF, 2008, p.25
FIGURA 2-
Cão, Macho, 13 anos. Cateter 20G inclinado para subseqüente introdução na cavidade
abdominal (E). Paracentese abdominal (F, G). Fluido removido - 225mL (H). Niterói – RJ,
UFF, 2008, p.26
FIGURA 3-
Analisador bioquímico semi-automático, modelo BIO 200 - F®. Niterói – RJ, UFF, 2008,
p.30
FIGURA 4-
A e B – Grande quantidade de neutrófilos exibindo moderado grau de degeneração –
100X e 200X; C – Células epiteliais displásicas – formação acinar (seta branca) – 400X;
D – Células mesoteliais reativas (seta branca) e displásicas (seta preta) em grupos ou
isoladas – 400X; E e F – Linfoblastos – anisocitose, basofilia e microvacuolização
citoplasmática, multinucleação (seta preta) e nucléolos evidentes – 400X. Niterói – RJ,
UFF, 2008, p.33
FIGURA 5-
Medianas das atividades da Lactato Desidrogenase (LDH) no soro e fluido dos grupos
classificados como transudato, transudato modificado e exsudato. Niterói – RJ, UFF,
2008, p.36
FIGURA 6-
Medianas das atividades da Fosfatase Alcalina (FA) no soro e fluido dos grupos
classificados como transudato, transudato modificado e exsudato. Niterói – RJ, UFF,
2008, p.39
FIGURA 7-
Associação da Lactato Desidrogenase e Fosfatase Alcalina para classificação do fluido
abdominal. Niterói – RJ, UFF, 2008, p. 44
10
LISTA DE ABREVIATURAS, SIGLAS E SÍMBOLOS
CTI
ºC
EDTA
FA
g/dL
g
HUMVFMF
INPA
LDH
mg/dL
µL
µm
PCR
rpm
SPSS
U.I.
U/L
U.S.
VETMAR
x
s
C.V.
Centro de Terapia Intensiva
grau celsius
Ácido Etilenodiaminotetracético
Fosfatase Alcalina
grama por decilitro
Força relativa da centrífuga
Hospital Universitário de Medicina Veterinária Firmino Márcico Filho
Instituto Nacional de Proteção Animal
Lactato Desidrogenase
miligrama por decilitro
microlitro
micrômetro
Reação em Cadeia da Polimerase
rotações por minuto
Statistical Package for the Social Science
Unidade Internacional
Unidade por Litro
Unidade Sigma
Clínica Veterinária Mário Ronconi
Média
Desvio-padrão
Coeficiente de variação
11
L732
Lima Júnior, Francisco Ferreira.
Determinação das concentrações de lactato desidrogenase e fosfatase
alcalina no soro e no fluido abdominal de cães (Canis familiaris – Linnaeus –
1758) para classificação das efusões e diferenciação entre fluidos
neoplásicos e não neoplásicos / Francisco Ferreira Lima Júnior. – Niterói:
[s.n.], 2008.
71f.
Dissertação (Mestrado em Clínica
Universidade Federal Fluminense, 2008.
Orientador: Nayro Xavier de Alencar
e
Reprodução
Animal)
–
1. Patologia Clínica Veterinária. 2. Cão. 3. Ascite. 4. Marcador
Bioquímico. 5. Neoplasia. I. Título
CDD 636.0896075
12
SUMÁRIO
RESUMO, p. VI
ABSTRACT, p. VII
LISTA DE TABELAS, p. VIII
LISTA DE ILUSTRAÇÕES, p. IX
LISTA DE ABREVIATURAS, SIGLAS E SÍMBOLOS, p. X
1- INTRODUÇÃO
O peritônio é uma membrana serosa composta por células mesoteliais
que se sobrepõe a uma camada de colágeno, fibras elásticas, células adiposas
e reticulares. Sua porção parietal reveste a fáscia transversal da parede
abdominal, e a porção visceral envolve as vísceras abdominais (KRUTH,
2004).
Ascite
significa
o
acúmulo
de
fluido
na
cavidade
peritoneal.
Classicamente esta definição aplica-se aos fluidos transudativos e exsudativos,
podendo ser utilizada também quando se refere ao acúmulo de sangue, quilo,
urina ou bile (KING e GELENS, 1992). Ressalta-se que algumas causas de
ascite em cães incluem hipertensão portal, hipoproteinemia, neoplasias
abdominais, peritonite, coagulopatias, trauma e obstruções na drenagem
linfática (NESTOR et al., 2004).
O aumento da pressão hidrostática no interior dos vasos sanguíneos, a
queda da pressão oncótica plasmática, as obstruções linfáticas e a alteração
da permeabilidade vascular, são os mecanismos primários de formação das
efusões. Além desses mecanismos e colaborando com eles, devem ser
consideradas as enfermidades relacionadas à retenção de sódio, que facilitam
a formação de edemas e efusões, visto que, o sódio total do organismo é o
principal determinante do volume fluídico extracelular (KUMAR et al., 1994;
SMITH et al., 1972).
O cão portador de ascite apresenta aumento abdominal, ganho de peso,
atividade reduzida, inapetência e frequência respiratória aumentada. A
taquipnéia pode resultar de deslocamento cranial do diafragma por massas ou
líquido, causando ventilação restrita (KRUTH, 2004).
Para determinar a classificação do fluido ascítico, se faz necessário a
realização prévia de abdominocentese. Tal procedimento deve ser realizado
com agulha ou cateter, após tricotomia e preparo cirúrgico com povidine em
uma área entre a bexiga e o umbigo, próxima à linha média (BOOTHE, 1998;
SHELLY, 2003). As amostras devem ser acondicionadas em tubos com e sem
anticoagulante (ácido etilenodiaminotetracético – EDTA), e encaminhadas para
2
análise
laboratorial
das
características
físico-químicas,
citológicas
e
bioquímicas (COWELL et al., 1999).
As efusões são geralmente classificadas como transudatos, transudatos
modificados e exsudatos, dependendo da concentração de proteínas,
contagem de células nucleadas e tipos celulares presentes (MEYER e
FRANKS, 1993). As células mais comumente encontradas em efusões são os
macrófagos, linfócitos, células mesoteliais, neutrófilos, hemácias, eosinófilos,
mastócitos e células neoplásicas (COWELL et al., 1993).
Algumas efusões são oriundas de enfermidades específicas, como a
efusão quilosa, hemorrágica, neoplásica, biliar, eosinofílica, parasitária e
uroperitônio (SHELLY, 2003; COWELL et al., 1999).
Em humanos, alguns parâmetros bioquímicos aferidos no fluido
abdominal têm auxiliado na detecção da causa da efusão, particularmente
quando diferenciam efusões neoplásicas de efusões associadas à cirrose e
tuberculose (BANSAL et al., 1998).
A lactato desidrogenase (LDH) foi utilizada como marcador bioquímico
de fluidos abdominais e pleurais em humanos, auxiliando na diferenciação
entre transudatos e exsudatos (PARAMOTHAYAN e BARRON, 2002). As
concentrações de fosfatase alcalina (FA) também demonstraram seu valor,
quando mensuradas no fluido abdominal de outras espécies, a exemplo dos
caprinos e eqüinos (NAZIFI et al., 2000; SAULEZ et al., 2004).
De acordo com Metintas et al. (1997), a mesma enzima (FA) quando
mensurada no fluido pleural e no soro de humanos, demonstrou ser um bom
marcador bioquímico, auxiliando na diferenciação entre transudatos e
exsudatos. A relação fluido/soro dessa enzima também possibilitou a
diferenciação entre os grupos.
O presente trabalho teve como objetivo mensurar as concentrações de
LDH e FA no soro sanguíneo e em fluidos abdominais de cães, com o intuito
de demonstrar a eficácia dessas enzimas como marcadores bioquímicos para
separação entre transudatos, transudatos modificados e exsudatos. Objetivouse também com esse trabalho, separar as efusões neoplásicas das não
neoplásicas através desses possíveis marcadores, em conjunto com a
celularidade dos líquidos dos grupos
3
2 – REVISÃO DE LITERATURA
2.1 – ESPAÇO PERITONEAL
O peritônio é uma membrana serosa e delgada que anatomicamente
divide-se em três camadas: parietal, visceral e de conexão, sendo todas
interligadas. A camada parietal reveste a superfície interna da cavidade
abdominal, encontrando-se aderida a musculatura do abdômen que separa os
espaços extra e intraperitoneais. O revestimento completo ou em partes dos
órgãos da cavidade abdominal é feito pela camada visceral. A camada de
conexão envolve o mesentério, omento e ligamentos intra-abdominais. O
espaço retroperitoneal situa-se entre a margem dorsal do peritônio parietal e a
parede abdominal. Este espaço acomoda as glândulas adrenais, rins, ureteres,
vasos sanguíneos calibrosos e linfonodos (MAHAFFEY e BARBER, 1998).
2.2 – FISIOPATOLOGIA DA ASCITE
Aproximadamente dois terços da água total do organismo encontra-se
no interior das células; o restante compõe o fluido extracelular, que encontrase distribuído entre o compartimento vascular e o espaço intersticial (BRIGHT,
1995). A análise quantitativa de como as pressões osmótica e hidrostática
afetam o movimento da água através das paredes capilares, foi inicialmente
obtida por Starling (1892), citado por Hyatt e Smith (1954). Portanto, a
interação das pressões osmótica e hidrostática ficou conhecida como o
equilíbrio das forças de Starling (CUNNINGHAM, 1992). Normalmente, a
relação eficiente entre essas pressões nos espaços vascular e intersticial,
quando associada à drenagem linfática adequada, correspondem aos fatores
responsáveis pela filtração e absorção de líquidos na microcirculação, não
ocorrendo desta maneira acúmulo de líquido intersticial (ROCHA e SILVA,
1994).
4
O líquido abdominal é um ultrafiltrado plasmático. Em cães, a cavidade
peritoneal contém 0-15mL de líquido com coloração amarelo-palha, pH 7,4,
densidade de 1,016, concentração protéica < 3,0g/dL e contagem celular <
3000/µL (FELDMAN, 1984). Normalmente, esta pequena quantidade de fluido
tem a função de facilitar uma melhor movimentação dos órgãos abdominais
(MEYER e FRANKS, 1993).
O desenvolvimento do quadro efusivo, se dá principalmente devido ao
aumento da pressão hidrostática no espaço intravascular, a queda da pressão
coloidosmótica,
as
obstruções linfáticas,
e
por
fim a
alteração
na
permeabilidade vascular (MEGNER e TRUMP, 2002).
A elevação da pressão hidrostática intravascular aumenta a pressão de
filtração, promovendo um fluxo maior de fluido para o espaço intersticial (NETO
et al., 1999). Neste caso, a presença da cirrose hepática associada com a
obstrução do fluxo sanguíneo portal, e da insuficiência cardíaca com o
processo de congestão hepática são comuns para o desenvolvimento da ascite
(JONES et al., 1996; MEGNER e TRUMP, 2002).
As concentrações plasmáticas de albumina e globulina, determinam a
diferença de pressão existente entre os compartimentos intravascular e
intersticial. Ao ocorrer esse evento, a predominância da pressão hidrostática
do sangue e, uma posterior saída de fluido para o interstício se dá devido a
uma queda da pressão coloidosmótica do plasma (CUNNINGHAM, 1992;
JONES et al., 1996). As enfermidades hepáticas e renais (síndrome nefrótica),
presença de endoparasitas e dietas com baixo teor protéico, são as principais
causas da diminuição da pressão coloidosmótica plasmática (SMITH et al.,
1972).
O acúmulo de linfa nas cavidades corporais é provocado pelo bloqueio
dos vasos linfáticos, quando esses são comprometidos por neoplasias,
processos inflamatórios, infecciosos e por cirurgia. Nesses casos, o fluxo
normal do líquido intersticial para os vasos linfáticos fica impedido. Ocorre
dilatação dos vasos linfáticos e, se esses estiverem próximos às superfícies
serosas que revestem as cavidades corporais, podem extravasar causando um
quadro efusivo (CHEVILLE, 2004; SMITH et al., 1972; SHIBATA, 2006).
A
permeabilidade
vascular
quando
aumentada,
permite
o
extravasamento de um fluido rico em proteínas, reduzindo a pressão
5
coloidosmótica intravascular e elevando a pressão coloidosmótica intersticial.
O comprometimento da permeabilidade vascular é um evento característico de
processos inflamatórios, possibilitando desta forma, a liberação de substâncias
como prostaglandinas, histamina, heparina e serotonina, que promovem
vasodilatação e aumento da permeabilidade endotelial (CUNNINGHAM, 1992;
CHEVILLE, 2004; KUMAR et al., 1994).
A formação da ascite está associada também a uma elevação no teor
de sódio do organismo, devido a falha na excreção urinária desse íon, que
resulta secundariamente na retenção de água. Esse mecanismo pode ocorrer
principalmente
na
insuficiência
cardíaca
congestiva,
nefrose,
nefrite,
glomerulonefrite e cirrose hepática (SMITH et al., 1972; NETO et al., 1999).
2.3 – ABDOMINOCENTESE
Antes da realização da abdominocentese, aconselha-se avaliar o
paciente através de exames radiográficos e ultrassonográficos (ETTINGER e
BARRET, 1995). A avaliação radiográfica consiste em um método diagnóstico
aceitável para as efusões peritoneais e pleurais, podendo ser utilizada também
para quantificar o quadro efusivo como leve, moderado ou severo. A natureza
da efusão não pode usualmente ser determinada pela radiografia (STEYN e
WITTUM, 1993). A ultrassonografia abdominal é um recurso bastante útil para
demonstrar efusões de pequeno volume ou localizadas (KRUTH, 2004). Para
que não ocorra cistocentese acidental, deve-se esvaziar a bexiga do paciente
antes do procedimento (COWELL e TYLER, 1993).
Após a tomada dessas medidas, o paciente deve ser colocado em
decúbito lateral, sendo efetuada sua contenção. Em seguida, realiza-se a
tricotomia e antissepsia do abdômen ventral. A introdução de agulhas ou
cateteres de calibre 18 a 20G deve ser feita dois centímetros caudalmente ou a
direita da cicatriz umbilical, inclinada para o interior da cavidade, acoplando-se
uma seringa de 10 a 12mL para remoção do fluido (SHELLY, 2003; MARKS,
2002; MEYER et al., 1995; BOOTHE, 1998). O fluido coletado é armazenado
em tubo contendo o anticoagulante ácido etilenodiaminotetracético (EDTA10%), para avaliação citológica, determinação de proteínas totais, e posterior
6
contagem total de células nucleadas. Outra parte da amostra é acondicionada
em tubo sem anticoagulante, para determinação de testes bioquímicos e
encaminhamento para cultura bacteriana (COWELL et al., 1999).
A utilização do cateter para o procedimento de paracentese abdominal,
demonstrou uma acurácia maior quando comparada ao uso da agulha
(KOLATA, 1976). O emprego do cateter de diálise peritoneal também foi o
método preferido para a coleta de líquido abdominal, demonstrando um
aumento na acurácia diagnóstica de 82,9%, quando comparado à utilização da
agulha em relato feito por HUNT (1980).
2.4 – AVALIAÇÃO LABORATORIAL DO FLUIDO ASCÍTICO
A avaliação do fluido ascítico apresenta normalmente grande valor
diagnóstico. Essa análise físico-química e citológica quando realizada
adequadamente,
pode
definir
um
diagnóstico
etiológico
ou
mais
frequentemente, uma classificação geral do distúrbio de base (MEYER et al.,
1995). O procedimento rotineiramente utilizado para avaliar as características
físico-químicas do fluido, inclui a observação da cor, aspecto, densidade,
concentração protéica, glicose e sangue oculto. Em relação à avaliação
citológica, deve-se realizar a contagem global e diferencial das células
nucleadas, não esquecendo de analisar cautelosamente a morfologia das
mesmas (PRASSE e DUNCAN, 1976; PARRY, 1997). Caso a análise
citológica do fluido caracterize uma infecção, o mesmo deve ser submetido a
cultura microbiológica para bactérias aeróbias e anaeróbias (COWELL et al.,
1999). O fluido deve ser avaliado o mais breve possível. Caso haja algum
contratempo que comprometa essa avaliação em tempo hábil, é prudente que
se faça o armazenamento desse material em geladeira até o momento do
exame. Este período não pode ultrapassar 24 horas (LARKIN, 1994).
2.4.1 – Avaliação físico-química
Normalmente, a coloração do fluido ascítico oscila entre incolor e
amarelo-palha (FELDMAN, 1984). Alguns componentes do fluido interferem
nessa coloração natural, a exemplo dos fluidos que apresentam coloração
7
amarelo-escuro em decorrência da presença de bilirrubina. Já as efusões
vermelhas a acastanhadas, são compostas por eritrócitos e/ou hemoglobina
(ALLEMAN, 2003).
O número total e a natureza das células presentes no fluido, estão
relacionados diretamente com o aspecto da efusão. Desta forma, efusões com
pouca ou elevada celularidade demonstram-se límpidas ou turvas (PARRY,
1997).
Um fluido ascítico naturalmente apresenta densidade de 1,016
(FELDMAN, 1984) porém, valores maiores podem ser encontrados em
decorrência do aumento na concentração protéica desse fluido (ALLEMAN,
2003).
A maioria dos laboratórios de patologia clínica veterinária, utiliza o
refratômetro para a determinação rápida da concentração de proteínas no
plasma e nos fluidos corporais (GEORGE e O´NEILL, 2001; GEORGE, 2001).
Essa
determinação
também
pode
ser
realizada
por
meio
da
espectrofotometria, da utilização de tiras testes de urina ou através de um
analisador automático. Em relação aos fluidos turvos ou sanguinolentos,
recomenda-se a centrifugação prévia para posterior determinação protéica do
sobrenadante (TYLER e COWELL, 1989; BRAUN et al., 2001; SHELLY, 2003).
A concentração protéica considerada usualmente normal nos fluidos cavitários,
encontra-se abaixo de 2,5mg/dL (BAKER e LUMSDEN, 2000). A determinação
da glicose e do sangue oculto, também é realizada no fluido através da
imersão de tiras testes de urina (GARCIA-NAVARRO, 1996).
2.4.2 – Contagem de hemácias e células nucleadas
O conhecimento do número total de hemácias e células nucleadas se
faz necessário para uma classificação adicional do tipo de fluido (SHELLY,
2003). A contagem total de células nucleadas inclui os neutrófilos, macrófagos,
células mesoteliais e outras células nucleadas encontradas no fluido. A
contagem celular pode ser realizada pelos métodos manuais (hemocitômetro)
ou automáticos. Os contadores automatizados podem contar debris celulares,
limitando o seu aproveitamento para fluidos relativamente claros (TYLER e
8
COWELL, 1989; BAKER e LUMSDEN, 2000; COWELL et al., 1999; BAUER e
MORITZ, 2005). A amostra de fluido para essa contagem deve ser
armazenada em tubo contendo EDTA. Nesse caso, o EDTA também auxilia
prevenindo a coagulação da amostra, quando a mesma apresenta alta
concentração protéica (SHELLY, 2003).
2.4.3 – Exame citológico
A contagem diferencial de células nucleadas se faz pela avaliação de
uma lâmina confeccionada diretamente ou após centrifugação da amostra
(MEYER, 2003; COWELL et al., 1999). Alguns profissionais realizam um
diferencial verificando três tipos de células (mononucleadas pequenas e
grandes e neutrófilos), contando 100 células, enquanto outros avaliam todos os
tipos celulares, também em 100 células (SHELLY, 2003).
A citologia em amostras de fluidos pode ser realizada de forma rápida,
fácil e barata, sendo esse procedimento mais efetivo, quando avaliadas
amostras com celularidade moderada a elevada. Para uma avaliação citológica
ideal, o material deve ser fixado e corado adequadamente (TYLER e COWELL,
1989).
A análise citológica tem auxiliado bastante no diagnóstico de neoplasias,
infecções bacterianas e processos inflamatórios, podendo ser realizada
inclusive durante os procedimentos cirúrgicos (ELSE e SIMPSON, 1988;
CLINKENBEARD et al., 1995; ROGERS et al., 1996).
Os esfregaços devem ser realizados através do sedimento ou
diretamente do fluido, dependendo da celularidade apresentada pelo mesmo
(TYLER e COWELL, 1989). Um esfregaço direto, provavelmente é suficiente
para avaliar amostras com elevada celularidade (>50.000 células/µL). Já nas
amostras que apresentam celularidade moderada (2.000 a 50.000 células/µL),
deve-se preparar um esfregaço direto e outro do fluido centrifugado. A
citocentrifugação é recomendada para amostras que apresentem menos que
2.000 células/µL (SHELLY, 2003).
Quando necessário, o fluido deve ser centrifugado por cinco minutos em
velocidade de 1000 a 1500 rotações por minuto (rpm). O sobrenadante nesse
caso é desprezado, ficando apenas uma pequena parte do mesmo associado
9
ao sedimento. Após homogeneização, uma gota do fluido é colocada em
lâmina de vidro limpa, e uma outra lâmina é sobreposta sobre a amostra.
Realiza-se a compressão e o deslizamento (squash) entre ambas, sendo o
material distribuído de uma área espessa multicelular para um esfregaço de
camada única (COWELL et al., 1999; SHELLY, 2003).
Após o preparo do squash, o material pode ser fixado ao ar, quando o
corante de escolha for do grupo Romanowsky ou o azul de metileno. Caso o
material não seja corado imediatamente após a secagem ou se a remessa do
material para exame demorar alguns dias, torna-se necessário a fixação do
esfregaço em álcool metílico a 95% durante três a cinco minutos. Tal
procedimento previne a deterioração das células e maximiza as propriedades
tintoriais dos corantes de rotina (MOTA e OLIVEIRA, 1999).
Os principais grupos de corantes utilizados na citologia são o novo azul
de metileno, o papanicolau e os corantes do grupo Romanowsky. Esse último
inclui os corantes de Wright, Giemsa e Leishman, que são caracteristicamente
policromáticos, possuindo propriedades tintoriais de coloração azul e vermelha.
Na medicina veterinária essas colorações são bastante utilizadas, pelo fato de
serem permanentes e de fácil execução (ELSE e SIMPSON, 1988;
JÖRUNDSSON et al., 1999).
A avaliação dos esfregaços se dá por meio de microscopia óptica.
Inicialmente utilizando-se a objetiva de 10x para observação de estruturas
maiores, examinando-se logo em seguida a morfologia celular com as
objetivas de 40x e 100x (CLINKENBEARD e COWELL, 1994).
2.4.3.1 – Características citológicas das efusões cavitárias
Diversos tipos celulares podem estar presentes nas efusões, dentre
eles, hemácias, células mesoteliais, leucócitos, dentre outros.
As hemácias podem ser visualizadas na avaliação citológica das
efusões que ocorrem secundariamente a processos hemorrágicos, ou em
acidentes de punção no momento da coleta. Essa diferença é feita pela
presença ou não de eritrofagocitose e plaquetas na efusão (TYLER e
COWELL, 1989).
10
As células mesoteliais também compreendem o revestimento seroso da
cavidade peritoneal, podendo apresentar-se isoladas ou agregadas. Esta
célula pode ser oval ou redonda, possuindo diâmetro que varia de 12 a 30
micrômetros (µm).
Seu
citoplasma
é
basofílico,
sem vacúolos,
não
apresentando material fagocitado. O núcleo central tem uma membrana
nuclear proeminente e uma cromatina roxo-escura, possuindo também um ou
dois nucléolos azuis. Quando apresentam-se reativas, essas células exibem
um bordo citoplasmático com “fímbrias” róseas a vermelhas (SHELLY, 2003;
MEYER et al., 1995). As células mesoteliais reativas não podem ser
confundidas com células neoplásicas. Quando neoplásicas, as células
apresentam citoplasma extremamente basofílico, podendo conter material
fagocitado (COWELL et al., 1999).
A fagocitose é uma importante função dos macrófagos. Estas células
derivam-se dos monócitos do sangue, possuindo um citoplasma granular de
coloração azul-pálido, que muitas vezes apresenta-se vacuolizado, e em
algumas circunstâncias contêm células, debris celulares, bactérias ou
pigmentos fagocitados. Os macrófagos apresentam-se em menor número
quando encontrados em efusões exsudativas de caráter crônico, podendo
apresentar-se também em transudatos e hemorragia crônica (PRASE e
DUNCAN, 1976; DJALDETTI et al., 1997).
Os linfócitos apresentam-se em pequeno número nas efusões, podendo
ser o tipo celular predominante nas efusões quilosas e provenientes de
linfoma. Quando presentes nas efusões quilosas, usualmente consistem em
linfócitos pequenos e maduros. Por sua vez, a presença de linfoblastos
grandes e imaturos é característica primária dessas células em efusões
linfomatóides.
Os
linfócitos
encontrados
em
efusões
quilosas
são
numericamente maiores que os neutrófilos, apresentando uma pequena
quantidade de citoplasma azulado, núcleo oval a riniforme e um padrão de
cromatina nuclear condensada, não evidenciando-se nucléolo. Os linfoblastos
presentes nas efusões linfomatóides, usualmente são maiores que os
neutrófilos, possuindo uma quantidade pequena a moderada de citoplasma
azulado, núcleo de forma irregular, padrão de cromatina fina ou reticular, e
presença de um ou mais nucléolos evidentes (TYLER e COWELL, 1989).
11
Os neutrófilos encontram-se em quantidades variadas na maioria das
efusões, predominando nas que possuem caráter inflamatório. Citologicamente
eles classificam-se em neutrófilos degenerados e não degenerados. Os
neutrófilos degenerados sofrem alterações na permeabilidade da membrana
celular, ocasionadas por toxinas bacterianas, que levam a vacuolização
citoplasmática e tumefação nuclear, indicadas pela perda do padrão da
cromatina. Em contrapartida, os neutrófilos não degenerados apresentam
padrão de cromatina nuclear basofílica, e sua presença sugere que o fluido
seja asséptico (COWELL et al., 1999; THRALL et al., 2007).
Eosinófilos são células reconhecidas facilmente pela característica
particular de seus grânulos “laranja”. Uma quantidade moderada a elevada no
número de eosinófilos pode ser vista em efusões associadas ao mastocitoma,
dirofilariose, síndrome eosinofílica e granuloma eosinofílico pulmonar (DE
SOUZA et al., 2001; TYLER e COWELL, 1989).
Os mastócitos podem ser prontamente identificados por seus grânulos
de coloração vermelho-púrpura. Os mastocitomas dentro das cavidades
corporais podem estar associados a quadros efusivos, esfoliando por sua vez
uma grande quantidade destas células. Entretanto, estas células são
observadas em pequena quantidade nas efusões de cães e gatos com
enfermidades inflamatórias diferentes (FOSSUM et al., 1992; COWELL et al.,
1999).
As células neoplásicas podem ser observadas em efusões que
apresentam diversos tipos de neoplasias. Os carcinomas, adenocarcinomas,
linfomas, mastocitomas, hemangiossarcomas e mesoteliomas, podem esfoliar
células neoplásicas para o interior da cavidade peritoneal. A correta
identificação destas células depende da habilidade do examinador no
reconhecimento do tipo e dos critérios de malignidade (COWELL et al., 1999).
2.5 – CLASSIFICAÇÃO DAS EFUSÕES
2.5.1 – Transudato
Um líquido para ser classificado como transudato, deve possuir uma
concentração protéica menor que 2,5g/dL e uma contagem total de células
12
nucleadas inferior a 1000/µL (MEYER et al., 1995). A citologia também tem a
sua importância nesse critério de classificação, encontrando-se uma população
celular pequena e constituída por uma reduzida quantidade de eritrócitos,
neutrófilos, macrófagos, linfócitos e possivelmente células mesoteliais. Este
líquido apresenta-se límpido a ligeiramente turvo (LARKIN, 1994).
Essa efusão transudativa é causada primariamente pela diminuição da
pressão coloidosmótica (PRASSE e DUNCAN, 1976). As condições que
contribuem para a formação de um transudato são a hipoproteinemia,
enfermidade hepática crônica, nefropatias, enteropatias, e má nutrição
associada ao endoparasitismo (KING e GELENS, 1992; CARUSO et al., 2003).
2.5.2 – Transudato Modificado
A caracterização do transudato modificado se dá por uma concentração
protéica compreendida entre 2,5 e 7,5g/dL, e pela presença de 1000 a 7000
células/µL (COWELL et al., 1993). Na avaliação citológica observamos um
grande número de eritrócitos, neutrófilos, linfócitos, macrófagos, células
mesoteliais, e eventuais eosinófilos ou mastócitos. As células mesoteliais
podem apresentar-se reativas, como resultado da irritação do revestimento
seroso. Este líquido pode apresentar-se límpido, ligeiramente turvo ou turvo
(LARKIN, 1994).
Caso haja dúvida na classificação de um líquido em transudato e
transudato modificado, deve-se considerar a concentração de proteínas do
mesmo para a diferenciação (COWELL et al., 1999). A maioria dos transudatos
modificados ocorre como resultado do aumento da pressão hidrostática, da
permeabilidade vascular, ou em decorrência da obstrução na drenagem
linfática (TYLER e COWELL, 1989). Esse tipo de líquido pode se desenvolver
nos quadros de insuficiência cardíaca congestiva direita, tamponamento
cardíaco e nas obstruções das veias cava caudal e hepática. Algumas
neoplasias que comprimem os grandes vasos também estão envolvidas nesse
processo (KING e GELENS, 1992).
13
2.5.3 – Exsudato
O exsudato contém elevada concentração protéica e alta contagem de
células nucleadas. O teor de proteína total geralmente é superior a 3,0g/dL,
enquanto a contagem celular encontra-se acima de 5000 células/µL (MEYER
et al., 1995). Na avaliação citológica ocorre o predomínio de neutrófilos, com a
presença de macrófagos e linfócitos em menor número. Usualmente, este
fluido apresenta-se turvo e/ou sanguinolento (LARKIN, 1994). A presença de
fluidos exsudativos usualmente indica uma resposta inflamatória generalizada
do peritôneo. Essa inflamação é responsável pelo aumento da permeabilidade
vascular com conseqüente vasculite, as quais são acompanhadas pela perda
de líquido, proteína e células para o interior da cavidade peritoneal (KING e
GELENS, 1992). Os fluidos que apresentam características mistas entre
transudato modificado e exsudato, devem ser diferenciados pelo número total
de células nucleadas (COWELL et al., 1999). Causas inflamatórias infecciosas
e não infecciosas podem ser caracterizadas pelo exame microscópico,
separando-se desta forma, os exsudatos em sépticos e não sépticos (MEYER
e FRANKS, 1993).
No exsudato séptico, a contagem de células nucleadas e de proteínas
apresenta-se elevada, podendo o mesmo apresentar variações na coloração
desde o branco, amarelo, amarelo-esverdeado ou vermelho. O predomínio de
neutrófilos degenerados e bactérias localizadas intra e extracelularmente, são
as características principais desse líquido. Outras células como os macrófagos
e linfócitos podem ser observadas, porém em menor quantidade (PRASSE e
DUNCAN, 1976).
As efusões de caráter séptico desenvolvem-se como conseqüência de
perfurações traumáticas, gastroenterite, abscessos internos envolvendo
próstata e fígado, piometra e infecções fúngicas e parasitárias (BAKER e
LUMSDEN, 2000; HOLMBERG et al., 2006; ISRAEL et al., 2002).
No exsudato não séptico a contagem celular e a concentração protéica
dessa efusão também encontram-se elevadas. Esse tipo de exsudato pode
apresentar coloração branca, rosada ou vermelha, apresentando-se muitas
vezes opaca. A presença de neutrófilos não degenerados ou a ausência de
bactérias, caracterizam melhor esse exsudato. Uma quantidade variável de
14
macrófagos, linfócitos e eritrócitos estão usualmente presentes (PRASSE e
DUNCAN, 1976).
A migração parasitária, esteatite, presença de corpos estranhos na
cavidade, processos hemorrágicos, ruptura da vesícula biliar e da bexiga,
presença de neoplasias, como também a torção de vários órgãos, contribuem
para a formação do exsudato não séptico (BAKER e LUMSDEN, 2000; MEYER
e FRANKS, 1993; GANNON e MOSES, 2002; ARGYRES et al., 1998; KELCH
e RABAUT, 1978; LARKIN, 1994).
2.6 – CLASSIFICAÇÕES ESPECÍFICAS DAS EFUSÕES
2.6.1 – Efusão hemorrágica
A efusão hemorrágica pode resultar de um trauma hepático direto,
torção esplênica, alterações na coagulação, ou por compressão dos vasos
sanguíneos através de neoplasia (LARKIN, 1994; MONGIL et al., 1995). A
citologia resultante de uma efusão hemorrágica patológica, demonstra a
presença de hemácias e leucócitos com morfologia e proporções semelhantes
às encontradas no sangue periférico. A presença de plaquetas pode ser
observada quando, no momento da coleta, ocorre acidente de punção
(PRASSE e DUNCAN, 1976).
2.6.2 – Efusão quilosa
Efusão quilosa é uma condição rara, que resulta no extravasamento do
quilo para o interior da cavidade peritoneal ou pleural, sendo esta condição
uma manifestação clínica de várias enfermidades. A ruptura de um vaso
linfático mesentérico e a obstrução linfática, são fatores que podem levar a
formação dessa efusão (FOSSUM et al., 1992). A coloração pode variar entre
branco leitoso a amarelo ou rosa, dependendo da dieta ingerida e do número
de eritrócitos presentes no fluido (COWELL et al., 1999). A análise citológica
demonstra desde o predomínio de pequenos linfócitos nos estágios iniciais, até
uma população de células mista com vários neutrófilos e macrófagos
vacuolizados, quando o fluido se mantém por algum tempo na cavidade
(SHELLY, 2003). A comparação entre as concentrações de triglicerídeos e
15
colesterol no fluido e no soro, confirmam esse tipo de efusão. Fluidos quilosos
apresentam concentrações elevadas de triglicerídeos e baixas de colesterol
em relação às do soro (TYLER e COWELL, 1989).
2.6.3 – Efusão biliar
A ruptura do sistema biliar resulta em efusão biliar, podendo ocorrer
espontaneamente, ou em decorrência de complicações associadas à
enfermidades inflamatórias, alterações do trato biliar ou trauma (ARGYRES et
al., 1998; KELCH e RABAUT, 1978; PARCKMAN e FLANDERS, 1990;
WATKINS et al., 1983).
O extravasamento de bile para o interior da cavidade abdominal pode
causar peritonite asséptica, requerendo intervenção cirúrgica imediata
(THOMPSON, 1981; BELENGER, 1973). Esse tipo de efusão pode apresentar
coloração tipicamente amarelada, alaranjada ou esverdeada (TYLER e
COWELL, 1989). A análise citológica revela pigmento biliar localizado extra ou
intracelularmente, demonstrando variação na coloração de amarelo a azulesverdeado.
A
celularidade
consiste
principalmente
de
neutrófilos
discretamente degenerados e macrófagos (MATTHIESEN e LAMMERDING,
1984). Quando suspeita-se de peritonite biliar, deve-se dosar a concentração
de bilirrubina no fluido abdominal e no soro do paciente. Caso a concentração
do fluido apresente-se bastante elevada em relação à do soro, confirma-se
laboratorialmente esse quadro efusivo (COWELL et al., 1999).
2.6.4 – Uroperitônio
O uroperitônio ou uroabdômen refere-se ao acúmulo de urina livre na
cavidade abdominal, causado pelo extravasamento desse fluido através dos
rins, ureteres, bexiga, e/ou uretra (GANNON e MOSES, 2002). De acordo com
LARKIN (1994), esse fluido pode apresentar aspecto turvo e coloração
avermelhada, como também pode assemelhar-se às características da urina.
Os neutrófilos expostos à essa substância irritante podem evidenciar cariólise
com bordos nucleares irregulares. Cristais urinários são encontrados em
alguns casos na avaliação citológica, auxiliando no diagnóstico de uroperitônio
(SHELLY, 2003). A mensuração de uréia e creatinina no fluido abdominal e
16
sangue periférico, deve ser realizada quando se suspeita desse tipo de efusão.
O resultado esperado para a confirmação laboratorial é que as concentrações
dessas substâncias estejam elevadas no fluido abdominal quando comparadas
às do sangue periférico (COWELL et al., 1999).
2.6.5 – Efusão eosinofílica
Uma efusão é definida como eosinofílica, quando um número ≥10% do
número total de células nucleadas são eosinófilos. Esse tipo de efusão tem
sido relatado com baixa freqüência em medicina veterinária, e quando
presente, associa-se à dirofilariose, mastocitose sistêmica, granuloma
eosinofílico disseminado e neoplasias. Fatores imunológicos devem ser
levados em consideração nessa etiologia, devido ao fato de uma proporção
relativamente alta de linfócitos serem encontrados algumas vezes no fluido
abdominal (FOSSUM et al., 1993).
Um estudo realizado por ALLISON et al. (2006), encontrou 88% de
eosinófilos no fluido peritoneal de um cão com três meses de idade. Os
achados da microscopia eletrônica foram consistentes com o diagnóstico de
sarcocistose.
2.6.6 – Efusão parasitária
De acordo com pesquisa realizada por Caruso et al. (2003), a
cestodíase abdominal causada pelo Mesocestoides sp foi relatada com mais
freqüência como causa das efusões parasitárias. O fluido abdominal de quatro
cães portadores de ascite apresentou coloração bege a rosa, aspecto
ligeiramnte turvo e levemente viscoso. A contagem diferencial de células
nucleadas consistiu em 84% de neutrófilos não degenerados, 4% de pequenos
linfócitos, 8% de macrófagos e 4% de eosinófilos. O diagnóstico citológico foi
compatível com infecção pelo Mesocestoides sp.
Crosbie et al. (1998), avaliaram 11 cães com ascite. Os fluidos
coletados demonstraram cestódeos móveis, e em nove desses cães os
mesacestóides eram acefálicos. A técnica da reação em cadeia da polimerase
(PCR) foi utilizada, para confirmação do diagnóstico de ascite por
Mesocestoides sp.
17
2.6.7 – Efusão neoplásica
O termo “efusão neoplásica”, apenas pode ser utilizado para descrever
quadros
efusivos
que
contenham
população
de
células
neoplásicas
identificadas no fluido (ALLEMAN, 2003). O reconhecimento das células
neoplásicas fica mais dificultado, quando uma inflamação se faz presente. Isto
se deve ao fato da displasia celular ser significativamente induzida por um
processo inflamatório (COWELL et al., 1999). As efusões neoplásicas
diagnosticadas com maior freqüência são os linfomas (CARTER et al., 1986;
MADEWELL et al., 1988), mastocitomas (DE SOUZA et al., 2001),
hemangiossarcomas (BROWN et al., 1985), e os mesoteliomas (DI PINTO et
al., 1995; HARBISON e GODLESKI, 1983; SMITH e HILL, 1989; CRAIG et al.,
1985; GENINET et al., 2003).
2.7 – UTILIDADE DIAGNÓSTICA DA LACTATO DESIDROGENASE (LDH) NO
FLUIDO ABDOMINAL.
A lactato desidrogenase (LDH) é uma enzima tetramérica que apresenta
cinco isoenzimas, que catalizam a conversão do lactato a piruvato em todos os
tecidos. Essas isoenzimas são encontradas em concentrações variadas
nesses tecidos. A atividade sérica de LDH não é bastante específica,
entretanto, necrose muscular, hepática e hemólise, são as maiores causas da
sua elevação (TURK e CASTEEL, 1997).
Uma pesquisa realizada por Spak (1960), teve o objetivo de dosar as
concentrações de LDH no soro e no fluido de 61 pacientes humanos
portadores de efusão abdominal de causas diversas. Os pacientes portadores
de neoplasias apresentaram concentrações elevadas de LDH no fluido
abdominal e diminuídas no soro. Já os pacientes pertencentes ao grupo não
neoplásico, apresentaram concentrações diminuídas desta enzima no fluido
abdominal e elevadas no soro. A atividade sérica de LDH nesse estudo
demonstrou um coeficiente de variação amplo, não podendo ser considerada
como marcador para diferenciação das diversas enfermidades envolvidas no
estudo. Porém, ao ser mensurada no fluido abdominal, demonstrou ser um
18
bom marcador bioquímico, separando os grupos neoplásicos dos não
neoplásicos.
Um avanço bastante importante para a diferenciação entre transudatos
e exsudatos em seres humanos portadores de efusão pleural foi dado por Light
et al. (1972). Esta pesquisa preconizou a coleta do fluido pleural e sangue de
150 pacientes, submetendo as respectivas amostras a análise de suas
concentrações protéica e de LDH, para posterior relação entre os dados. As
amostras que possuíam uma relação fluido/soro de proteína > 0,5, uma
concentração de LDH no fluido > 200U.I, e uma relação fluido/soro de LDH >
0,6, foram classificadas como exsudato. Desta forma, o inverso ocorreu
levando a classificação das outras amostras como transudatos.
Baseando-se no estudo proposto por Light et al. (1972), alguns autores
(BOYER et al., 1978) desenvolveram trabalho semelhante, utilizando fluido
abdominal de seres humanos. As concentrações de LDH encontradas no fluido
abdominal de pacientes portadores de doença hepática, não excederam o
limite de 400 unidades sigma (US) estabelecido como critério do estudo.
Quando avaliados os fluidos de origem neoplásica, pancreática e relacionados
à tuberculose, os valores de LDH encontrados foram superiores a 500 US em
sua maioria. Mesmo com esses dados, não se pôde estabelecer um
diagnóstico diferencial entre ascite de cunho neoplásico, quando comparada à
ascite de origem hepática, tendo em vista que alguns fluidos neoplásicos não
excederam o limite de 400 US.
Num estudo realizado por Attanasio et al. (1987), observou-se que a
relação de LDH no fluido e no soro de 98 pacientes humanos não foi
significativa, quando utilizada como critério de diferenciação das diversas
categorias de fluidos abdominais.
Olmos et al. (1990), avaliaram o fluido ascítico de 45 pacientes com
hepatopatias crônicas, neoplasias e peritonite espontânea. As concentrações
de LDH encontradas no fluido e a relação fluido/soro dessa enzima não foram
significativas para diferenciar os fluidos classificados como neoplásicos, dos
relacionados à hepatopatias crônicas.
As atividades elevadas da enzima LDH no fluido abdominal relacionadas
a neoplasias extra-hepáticas em humanos, demonstraram boa sensibilidade e
19
especificidade, possibilitando a diferenciação de fluidos atribuídos à cirrose e
neoplasias hepáticas (SALERNO et al., 1990).
Os valores de LDH encontrados no soro e no fluido peritoneal de
mulheres com câncer de ovário, foram altamente significativos em relação aos
encontrados em mulheres com tumor ovariano benigno ou outras neoplasias
ginecológicas. Dessa forma, Schneider et al. (1997), concluíram que o LDH
demonstrou ser um importante marcador bioquímico no diagnóstico do câncer
ovariano.
Em trabalho semelhante, as concentrações de LDH no fluido e sua
relação fluido/soro demonstraram diferenças significativas entre pacientes com
neoplasias
ovarianas
e
pacientes
com
tumores
ovarianos
benignos
(HALPERIN, 1999).
Avaliando-se 104 casos de ascite no Estado do Qatar (Oeste da Ásia),
concluiu-se que as concentrações de LDH no fluido abdominal de pacientes
humanos com câncer, foram maiores do que as encontradas em pacientes
com ascite relacionada à tuberculose (KHAN, 2007).
A atividade da LDH avaliada no fluido abdominal e pleural de 61
pacientes humanos, demonstrou ser um bom marcador bioquímico para
separação entre transudatos e exsudatos (PARAMOTHAYAN e BARRON,
2002).
O primeiro e único estudo utilizando a determinação da LDH como
marcador bioquímico na tentativa de diferenciar transudatos de exsudatos no
fluido ascítico de cães, foi realizado na Alemanha por Hirchberger e Sauer
(1991). Este estudo demonstrou valor limitado para tal separação. Porém,
conseguiu provar que a LDH no fluido de cães é um importante parâmetro para
diferenciar ascite de origem cardiovascular, infecciosa e neoplásica.
2.8 – UTILIDADE DIAGNÓSTICA DA FOSFATASE ALCALINA (FA) NO
FLUIDO ABDOMINAL.
A fosfatase alcalina é uma enzima de indução sintetizada no fígado,
osteoblastos, epitélios intestinal e renal e na placenta. Porém, os hepatócitos
respondem pela maior parte da atividade sérica normal dessa enzima. A
20
elevação na sua produção e atividade sérica, pode ser notada em casos de
maior atividade osteoblástica, colestase, indução por fármacos e várias
doenças crônicas (THRALL et al., 2007).
Ao realizar paracentese abdominal após infusão de solução salina na
cavidade peritoneal de cães, Hunt (1980) determinou as atividades da amilase,
bilirrubina e creatinina no fluido aspirado, detectando aumento dessa última
substância. Esse autor sugere que o aumento nas concentrações de fosfatase
alcalina, alanina aminotransferase, amilase e outras enzimas do fluido
abdominal, deveria ser interpretado em relação aos valores das enzimas
séricas.
Experimento realizado por Bjorling et al. (1983), preconizou a lavagem
peritoneal no pré e pós-operatório de cães submetidos a procedimentos
cirúrgicos. As concentrações da fosfatase alcalina dos fluidos de lavagem
peritoneal coletados nesses dois momentos, demonstraram variações. As
atividades enzimáticas encontradas nos fluidos de lavagem peritoneal do préoperatório desses cães foram extremamente baixas. Em contraste, as
concentrações enzimáticas avaliadas no fluido peritoneal do pós-operatório
demonstraram
aumento
significativo,
sendo
esta
elevação
atribuída
parcialmente a anestesia utilizada durante a cirurgia. A participação da
inflamação não ficou elucidada por esses autores, como causa de um possível
aumento na atividade da fosfatase alcalina.
Numa pesquisa envolvendo 60 cavalos, dentre os quais dez eram do
grupo controle e 50 portadores da síndrome cólica, concentrações de fosfatase
alcalina foram aferidas no soro e fluido peritoneal (FROSCHER e NAGODE,
1981). As concentrações séricas de fosfatase alcalina não apresentaram
alterações significativas nos dois grupos. Quando aferidas no fluido peritoneal,
tais concentrações apresentaram-se elevadas apenas em 10 animais
portadores de cólica, sendo associadas a origem granulocítica. Conclui-se
nesse estudo, que a fosfatase alcalina encontrada no fluido peritoneal não
pode ser considerada um bom indicador de cólica equina, devido a suas taxas
elevadas encontrarem-se relacionadas apenas aos casos de origem
granulocítica.
Para diferenciar transudatos de exsudatos, Metintas et al. (1997),
avaliaram as atividades da fosfatase alcalina no fluido pleural de seres
21
humanos, como também a relação fluido/soro de tal enzima. A atividade da
enzima possibilitou a diferenciação proposta nos meios pesquisados.
Quando analisadas as concentrações de fosfatase alcalina no fluido
peritoneal de dez caprinos submetidos ao procedimento de enterotomia,
constatou-se que houve aumento significativo de tal enzima após a cirurgia
(NAZIFI et al., 1999).
As concentrações de fosfatase alcalina total e de origem intestinal,
foram mensuradas no soro e no fluido peritoneal de 126 cavalos com cólica. As
atividades séricas de tais enzimas não foram significativas na classificação da
severidade e do tipo da injúria intestinal. Quando aferidas no fluido peritoneal
desses mesmos animais, as concentrações de fosfatase alcalina total e de
origem
intestinal
apresentaram-se
elevadas,
associando-se
à
injúrias
intestinais graves, como também ao aumento de intervenções cirúrgicas e a
prognósticos desfavoráveis. Por fim, a fosfatase alcalina total no fluido
peritoneal pode auxiliar na identificação das lesões intestinais isquêmicas ou
inflamatórias em cavalos com cólica aguda (SAULEZ et al., 2004).
Análises bioquímicas realizadas no fluido abdominal de 15 cães
portadores de efusões abdominais, tentaram diferenciar os grupos neoplásicos
dos não neoplásicos. A fosfatase alcalina não demonstrou ser um bom
marcador bioquímico para a separação entre os dois grupos nesse estudo
(NESTOR et al., 2004).
22
3 – MATERIAL E MÉTODOS
3.1 – ANIMAIS E LOCAL DO ESTUDO
O presente estudo utilizou 16 cães (Canis familiaris – Linnaeus – 1758)
adultos, machos ou fêmeas, de variadas raças, com idade compreendida entre
três e 14 anos, e variações no peso de 2 a 36kg. Esses animais foram
provenientes dos atendimentos ambulatoriais realizados pelo Hospital
Universitário de Medicina Veterinária “Firmino Mársico Filho” da Universidade
Federal Fluminense (HUMVFMF – UFF), e demais clínicas veterinárias (CTI,
INPA e VETMAR) situadas nos municípios de Niterói e do Rio de Janeiro (RJ).
O processamento de todo material incluído nessa pesquisa, foi realizado no
Laboratório Clínico Veterinário do HUMVFMF – UFF.
3.2 – CRITÉRIOS DE INCLUSÃO
Para o envolvimento nessa pesquisa, os cães portadores de efusão
abdominal (ascite) foram atendidos pelo serviço de clínica médica de
pequenos animais, não encontrando-se sob tratamento clínico. O exame físico
foi realizado aferindo-se as freqüências cardíaca e respiratória, pulsações por
minuto, temperatura corporal, tempo de preenchimento capilar, percussão
abdominal
e
estado
ultrassonográficas
e/ou
geral,
segundo
radiográficas
Darke
do
(2000).
abdômen,
As
avaliações
também
foram
procedimentos adotados para confirmação do quadro efusivo (STEYN e
WITTUM, 1993; KRUTH, 2004).
23
Por fim, um termo de consentimento livre e esclarecido foi utilizado,
sendo assinado pelos proprietários abordados e pelos médicos veterinários
responsáveis pelo atendimento clínico do paciente (ANEXO 1).
3.3 – COLETA DE SANGUE
Cada cão foi contido manualmente, procedendo-se a coleta de 3mL da
amostra sangüínea a partir da veia jugular em momento único, utilizando-se
seringa descartável de 5mL e agulha hipodérmica 21G. Essa amostra foi
transferida para um tubo de ensaio sem anticoagulante, para a realização das
provas bioquímicas. A amostra foi mantida em temperatura ambiente durante
30 minutos, para que ocorresse a coagulação da mesma (THRALL et al.,
2007). Em seguida, foi encaminhada ao Laboratório Clínico Veterinário do
HUMVFMF – UFF, para posterior centrifugação e obtenção do soro. A
centrifugação da amostra foi realizada na velocidade de 1500g, durante 10
minutos, em centrífuga TDL 80 – 2B da marca Centribio, para separação do
soro sanguíneo. Com o auxílio de um pipetador automático de volume fixo,
acondicionou-se uma alíquota do soro em frasco de polietileno tipo
Eppendorff®, armazenando-a em um freezer a – 20ºC, até o momento do
processamento (SERAKIDES, 1996).
3.4 – COLETA DE FLUIDO ABDOMINAL
Para esse procedimento, os cães foram colocados em decúbito lateral e
contidos adequadamente. Foi realizada tricotomia do abdômen ventral, e
posterior antissepsia com povidine para o preparo cirúrgico da pele (SHELLY,
2003; BOOTHE, 1998). O sítio de coleta foi delimitado três centímetros
caudalmente e a direita da cicatriz umbilical, sendo colocado um cateter
intravenoso (20G) inicialmente no tecido subcutâneo (Figura 1), e introduzido
em movimento angular para o interior da cavidade abdominal. O cateter foi
acoplado logo em seguida a uma seringa descartável de 20mL, onde iniciou-se
a remoção do fluido (Figura 2) (BJORLING et al., 1983; MEYER et al., 1995;
MARKS, 2002). A amostra coletada (13mL) foi acondicionada em dois tubos de
24
ensaio,
um
contendo
o
anticoagulante
(EDTA-10%)
e
outro
sem
anticoagulante, destinado a realização das provas bioquímicas e citologia
(COWELL et al., 1999). Este material foi encaminhado para processamento no
Laboratório Clínico Veterinário do HUMVFMF – UFF.
A amostra de fluido abdominal contida no tubo sem anticoagulante, foi
centrifugada na velocidade de 400g, durante 5 minutos em centrífuga TDL 80 –
2B da marca Centribio, para separação do sobrenadante. Através de uma
pipeta automática, uma alíquota do sobrenadante foi acondicionada e
armazenada, de maneira similar à utilizada com o soro sanguíneo, até o
momento do processamento (ALLEMAN, 2003).
Figura 1: Cão, Macho, 13 anos. Tricotomia e antissepsia do abdômen ventral (A, B)
com povidine®. Introdução de cateter 20G no tecido subcutâneo (C, D). Niterói – RJ,
UFF, 2008.
25
Figura 2: Cão, Macho, 13 anos. Cateter 20G inclinado para subseqüente introdução
na cavidade abdominal (E). Paracentese abdominal (F, G). Fluido removido - 225mL
(H). Niterói – RJ, UFF, 2008.
3.5 – GRUPOS EXPERIMENTAIS
3.5.1 – Grupo I (GI): Foram incluídos nesse grupo, quatro cães com efusão
abdominal que apresentaram características de transudato. Nesse caso, a
concentração protéica do líquido foi inferior a 2,5g/dL, e a contagem de células
nucleadas por microlitro (µL) menor que 1000. Citologicamente, observamos
nesse grupo uma população celular mista contendo eritrócitos, neutrófilos,
macrófagos, linfócitos e células mesoteliais (SHELLY, 2003; KOLATA, 1976).
3.5.2 – Grupo II (GII): Nesse grupo foram incluídos oito cães com efusão
abdominal, que apresentaram características de transudato modificado. O
líquido desse grupo apresentou concentração protéica ≥ 2,5g/dL, e a contagem
total de células nucleadas variou entre 1000 e 5000 células por microlitro (µL).
Ao exame microscópico, observamos uma população celular de eritrócitos,
26
neutrófilos, linfócitos, macrófagos, células mesoteliais, e em algumas
situações, eosinófilos e mastócitos (SHELLY, 2003; LARKIN, 1994).
3.5.3 – Grupo III (GIII): Pertenceram a esse grupo, quatro cães com efusão
abdominal que apresentaram características de exsudato. O líquido desse
grupo foi caracterizado por concentração protéica > 3,0g/dL, e contagem de
células nucleadas superior a 5000 células por microlitro (µL), sendo composta
predominantemente por neutrófilos degenerados e não-degenerados, e um
menor número de macrófagos e linfócitos (SHELLY, 2003).
3.6 – ANÁLISE LABORATORIAL
3.6.1 – Avaliação físico – química do fluido abdominal
O volume foi estimado na seringa de acordo com a coleta, sendo
acondicionados três mL do líquido no tubo com EDTA, e 10mL no tubo sem
anticoagulante (PARRY, 1997).
A cor foi diferenciada pela observação macroscópica da amostra, a
exemplo do amarelo-claro, amarelo-escuro, vermelho e marrom, dependendo
dos componentes que estavam presentes nas amostras avaliadas (TYLER e
COWELL, 1989).
O aspecto da amostra foi visualmente classificado como límpido,
ligeiramente turvo e turvo (TYLER e COWELL, 1989; PARRY, 1997).
A densidade foi mensurada através da refratometria, após a colocação
de uma gota do sobrenadante do líquido sem EDTA no prisma do refratômetro
RTP-20ATC, com posterior leitura da escala correspondente (GEORGE, 2001).
Mencionava-se a presença ou não de coágulo, pelo fato da presença do
mesmo interferir na análise do fluido, principalmente na contagem total e
diferencial de células nucleadas (ALLEMAN, 2003).
A concentração de proteínas foi inicialmente mensurada na tira de urina
reagente Combur
10
Test® até 2+ (100mg/dL). A partir de 3+ (500mg/dL),
quantificou-se a concentração protéica do fluido no tubo sem EDTA, através da
refratometria (BRAUN et al., 2001; GEORGE & O`NEILL, 2001). As amostras
que apresentaram turvação ou presença de sangue, foram centrifugadas na
27
centrífuga TDL 80-2B, da marca Centribio por 5 minutos a 400g, e a partir do
sobrenadante
realizou-se
a
determinação
protéica,
evitando
assim
interferências na avaliação (COWELL et al., 1999).
Para determinação do pH, da concentração de glicose e sangue oculto,
realizou-se a imersão da tira de urina reagente Combur
10
Test® na amostra do
líquido sem anticoagulante, aguardando-se 60 segundos para efetuar a leitura,
comparando sempre as cores de reação das áreas de teste com as do rótulo.
Essa metodologia é semelhante à empregada no exame químico da urina
(GARCIA-NAVARRO, 1996).
3.6.2 – Contagem global de células nucleadas do fluido abdominal
Foi obtida de forma semelhante à contagem de leucócitos no sangue. O
líquido coletado foi acondicionado em tubo com EDTA para evitar a presença
de coágulo, que quando ocorre reduz a contagem celular. Utilizou-se uma
pipeta automática previamente conectada a uma ponteira, para adicionar 20µL
do líquido em um tubo de ensaio preparado com 0,4mL de ácido acético.
Nesse caso, as membranas citoplasmáticas foram lisadas mantendo apenas
partículas nucleadas. Após o processo de homogeneização e incubação
apropriadas, uma alíquota da amostra foi transferida para um hemocitômetro.
O hemocitômetro foi observado em microscópio binocular, modelo ITMBB –
200, utilizando-se para contagem a objetiva de 10x. Dessa forma, a contagem
de células nucleadas da amostra foi feita nos quatro conjuntos de 16
quadrados encontrados nos quatro extremos do hemocitômetro, sendo esse
valor multiplicado por 50 (GARCIA-NAVARRO e PACHALY, 1994; THRALL et
al., 2007).
3.6.3 – Contagem de hemácias do fluido abdominal
Os líquidos foram avaliados quanto ao aspecto da amostra para
determinar a necessidade de diluição em solução fisiológica. Dessa forma,
uma alíquota da amostra foi transferida para o hemocitômetro, que foi
observado em microscópio binocular, modelo ITMBB – 200, utilizando-se
28
objetiva de 40x. A contagem das hemácias foi realizada nos cinco grupos dos
25 quadrados menores situados no centro do hemocitômetro (GARCIANAVARRO e PACHALY, 1994). Quando diluídos, os resultados obtidos foram
multiplicados pelo fator de diluição (SHELLY, 2003).
3.6.4 – Citologia do fluido abdominal
A amostra do tubo sem EDTA foi centrifugada no aparelho TDL 80-2B,
da marca Centribio por 5 minutos, a uma velocidade de 400g. Em seguida, o
sobrenadante foi desprezado, ficando apenas uma pequena quantidade do
mesmo em contato com o sedimento. Ocorreu o processo de homogeneização
e uma gota do material foi colocada em uma lâmina para microscopia limpa, a
frente da superfície fosca. Outra lâmina foi sobreposta à primeira, sendo
realizada a compressão e o deslizamento entre elas (squash), espalhando o
material sobre a primeira lâmina (TYLER et al., 1999).
O material contido na lâmina foi seco ao ar e fixado em álcool metílico
P.A (95%), durante cinco minutos (MOTA e OLIVEIRA, 1999), sendo corado
em seguida pelo método de Romanowsky (Giemsa) por 30 minutos (ELSE e
SIMPSON, 1988; JÖRUNDSSON et al.,1999). Por fim, a citologia foi realizada
em microscópio binocular, modelo ITMBB – 200, em aumento de 40x a 100x
(CLINKENBEARD e COWELL, 1994).
3.6.5 – Determinação da Atividade Enzimática da FA e LDH no Soro e
Fluido Abdominal
Em um período não superior a 48 horas (FARIA, 2000), uma alíquota de
soro e outra do sobrenadante do fluido abdominal foram retiradas do freezer,
esperando o descongelamento a temperatura ambiente, para determinação da
atividade da fosfatase alcalina (FA) e da lactato desidrogenase (LDH),
utilizando-se os “kits” da marca Bioclin®. O método colorimétrico foi utilizado
para determinar a atividade da FA, sendo o método cinético escolhido para
avaliar a atividade da LDH nas respectivas amostras. Essas determinações
foram feitas em analisador bioquímico semi-automático, modelo BIO 200-F
29
(Figura 3). A tabela 1 descreve os valores de referência da fosfatase alcalina
(FA) e da lactato desidrogenase (LDH) no soro de cães saudáveis, utilizados
para comparação dos resultados desse trabalho.
Tabela 1: Valores de referência da Fosfatase Alcalina (FA) e Lactato Desidrogenase
(LDH) no soro de cães saudáveis. Niterói – RJ, UFF, 2008.
Fosfatase Alcalina U/L
Lactato Desidrogenase U/L
VR
20 – 156
45 – 233
REFERÊNCIA
Kaneko et al., 1997
Kaneko et al., 1997
Figura 3: Analisador bioquímico semi-automático, modelo BIO 200 - F®. Niterói –
RJ, UFF, 2008.
30
3.7 – ANÁLISE ESTATÍSTICA
Os dados coletados foram analisados pelo programa SPSS (Statistical
Package for the Social Science), versão 13.0. Todas as discussões foram
realizadas ao nível de 5% (p-valor<0,05%) de significância (ARANGO, 2005).
Para comparar as atividades da FA e LDH no soro e no fluido, como também
na relação fluido/soro dos três grupos (transudato, transudato modificado e
exsudato), optou-se pelo teste de Kruskall-Wallis. Os testes de Mann-Whitney
e Post-Hoc Student Newman-Keuls, foram utilizados para comparar a média de
dois grupos independentes (transudato / transudato modificado, transudato /
exsudato e transudato modificado / exsudato), para verificar a existência de
diferenças nas atividades de LDH e FA no soro e no fluido, como também na
relação fluido/soro dessas enzimas. Para avaliar a dependência de duas
variáveis categóricas (x= classificação dos fluidos e y= condição neoplásica ou
não neoplásica), foi utilizado o teste Qui-Quadrado. O teste de Mann-Whitney
foi utilizado também para verificar diferenças significativas nas atividades da
FA e LDH, na celularidade e na relação fluido/soro dessas enzimas, que
possibilitassem a diferenciação dos grupos neoplásicos e não neoplásicos.
31
4 – RESULTADOS E DISCUSSÃO
A literatura veterinária encontra-se com um número bastante reduzido
de trabalhos relacionados aos marcadores bioquímicos, principalmente quando
se trata da atividade das enzimas fosfatase alcalina (FA) e lactato
desidrogenase (LDH) no soro, no fluido abdominal e na relação fluido/soro
para auxiliar como critério de diferenciação dos fluidos classificados como
transudato, transudato modificado e exsudato. Desta forma, a literatura
humana referente a esse assunto serve como fonte de pesquisa para o
desenvolvimento de novos trabalhos na medicina veterinária.
Sendo assim, serão apresentados a seguir, os resultados da atividade
das enzimas fosfatase alcalina e lactato desidrogenase no soro, no fluido e na
relação fluido/soro dos cães envolvidos nessa pesquisa, como também a
relação com a celularidade dos grupos neoplásicos e não neoplásicos.
Os resultados da avaliação físico-química (volume, cor, aspecto,
densidade, coagulação, concentração de proteínas, pH, glicose e sangue
oculto), da contagem de hemácias e células nucleadas realizadas no fluido
abdominal dos animais dos grupos transudato, transudato modificado e
exsudato, encontram-se representados no Anexo 2. A presença de algumas
alterações observadas no exame citológico encontram-se na Figura 4.
32
Figura 4: A e B – Grande quantidade de neutrófilos exibindo moderado grau de
degeneração – 100X e 200X; C – Células epiteliais displásicas – formação acinar (seta
branca) – 400X; D – Células mesoteliais reativas (seta branca) e displásicas (seta preta)
em grupos ou isoladas – 400X; E e F – Linfoblastos – anisocitose, basofilia, e
microvacuolização citoplasmática, multinucleação (seta preta) e nucléolos evidentes –
400X. Niterói – RJ, UFF, 2008.
33
4.1 – LACTATO DESIDROGENASE SÉRICA E DO FLUIDO ABDOMINAL
Ao analisar os resultados da LDH no soro do grupo transudato, o menor
valor foi de 176U/L, obtendo-se atividade máxima de 641U/L. A x da atividade
de LDH no soro foi de 398,25U/L  196,41U/L. Constatou-se que nos fluidos
classificados como transudato, o valor mínimo encontrado foi de 16U/L e o
máximo de 40 U/L. No fluido abdominal a x da atividade dessa enzima foi bem
menor, de apenas 30,00U/L  10,07U/L. O coeficiente de variação (C.V.) por
sua vez foi igual a 0,49 para os valores obtidos no soro e 0,34 para os do
fluido. Nesse caso, pode-se afirmar que a distribuição da concentração de LDH
nos meios pesquisados apresenta alta variabilidade (Tabela 2). A relação
fluido/soro de LDH também foi avaliada nesse grupo, apresentando valor
mínimo de 0,06U/L e máximo de 0,09U/L. A x
dessa relação foi de
0,08U/L  0,01U/L, com coeficiente de variação (C.V.) igual a 0,12.
No grupo classificado como transudato modificado (Tabela 2), a
atividade sérica de LDH variou de 120U/L a 585U/L, apresentando também alta
variabilidade. A x foi de 321,12U/L  141,21U/L com C.V.= 0,44. A atividade de
LDH no fluido desse grupo apresentou alta variabilidade, com valores
compreendidos
entre
40U/L
e
641U/L.
A
x
encontrada
foi
de
207,12U/L  212,40U/L, resultando num coeficiente de variação igual a 1,03.
Quando avaliada a relação fluido/soro de LDH nesse grupo, o valor mínimo
encontrado foi de 0,10U/L e o máximo de 2,16U/L. A x dessa relação foi de
0,68U/L  0,71U/L, com coeficiente de variação (C.V.) igual a 1,04.
A alta variabilidade nos valores das amostras coletadas, também foi
verificada no grupo dos animais cujos fluidos foram classificados como
exsudato (Tabela 2). A atividade sérica da enzima variou de 176U/L a
1667U/L, e no fluido de 112U/L a 1804U/L. O C.V. na distribuição dos valores
do soro foi de 0,77 e nos dados coletados no fluido foi de 1,21. As x foram de
949,75U/L  728,69U/L e 649,25U/L  785,75U/L respectivamente. A relação
fluido/soro de LDH nesse grupo apresentou valor mínimo de 0,07U/L e máximo
de 2,73U/L. A x dessa relação foi de 1,10U/L  1,19U/L, com coeficiente de
variação (C.V.) igual a 1,08.
34
A variabilidade observada nas concentrações séricas de LDH dos
diversos grupos, pode ter ocorrido devido à inespecificidade dessa enzima ou
por uma lesão hepática pré-existente nos animais envolvidos na pesquisa
(TURK e CASTEEL, 1997). A atividade sérica de LDH também apresentou
coeficiente de variação amplo em pesquisa realizada por Spak (1960), onde
demonstrou não ser um bom marcador bioquímico na diferenciação de várias
enfermidades.
Tabela 2: Resultados das análises da Lactato Desidrogenase (LDH) nos grupos
transudato, transudato modificado e exsudato. Niterói – RJ, UFF, 2008.
Número
1
2
3
4
x
s
C.V.
5
6
7
8
9
10
11
12
x
s
C.V.
13
14
15
16
x
s
C.V.
Soro
Fluido
Relação Fluido/Soro
Transudato
641
40
0,06
328
32
0,09
448
32
0,07
176
16
0,09
398,25
30,00
0,08
196,41
10,07
0,01
0,49
0,34
0,12
Transudato Modificado
585
336
0,57
304
72
0,23
392
40
0,10
408
88
0,21
240
328
1,36
224
104
0,46
120
48
0,40
296
641
2,16
321,12
207,12
0,68
141,21
212,40
0,71
0,44
1,03
1,04
Exsudato
1667
112
0,07
176
481
2,73
489
200
0,40
1467
1804
1,22
949,75
649,25
1,10
728,69
785,75
1,19
0,77
1,21
1,08
A Figura 5 exibe em colunas, as medianas das concentrações de LDH
no soro e no fluido. As barras vão do mínimo ao máximo valor obtido nas
análises.
35
Figura 5: Medianas das atividades da Lactato Desidrogenase (LDH) no soro e
fluido dos grupos classificados como transudato, transudato modificado e
exsudato. Niterói – RJ, UFF, 2008.
Ao comparar a atividade sérica de LDH nos três grupos, o p-valor obtido
pelo teste de Kruskall Wallis foi de 0,451. Daí conclui-se que não há diferença
significativa na atividade dessa enzima no soro dos animais dos grupos
classificados como transudato, transudato modificado e exsudato, ficando de
acordo com os resultados da pesquisa realizada por Spak (1960), que
demonstrou que a LDH sérica não pode ser considerada importante marcador
bioquímico, devido a ampla distribuição do coeficiente de variação nos
resultados obtidos.
Nos dados coletados no fluido, o teste de Kruskall Wallis indicou que
existe pelo menos um grupo que apresenta diferença significativa (p-valor=
0,008) na atividade da enzima LDH. Através do teste de Mann-Whitney
verificou-se que o grupo transudato, apresentou no fluido abdominal atividades
de LDH significativamente diferentes em relação aos outros grupos (p-valor=
0,008 com o grupo transudato modificado e p-valor=0,020 com o grupo
exsudato). Convêm lembrar, que o grupo transudato apresentou valores de
LDH (Tabela 2) bem menores em relação aos encontrados no transudato
modificado e exsudato. Entretanto, vale ressaltar que não há diferença
significativa entre as concentrações do transudato modificado e exsudato (pvalor= 0,126).
36
Alguns trabalhos utilizando o LDH como marcador bioquímico nos
fluidos
pleural
e
abdominal
de
humanos
(LIGHT
et
al.,
1972;
PARAMOTHAYAN e BARRON, 2002), conseguiram realizar a separação entre
transudatos e exsudatos. Em cães, a utilização de LDH para esta classificação
demonstrou valor restrito, apenas diferenciando a origem de alguns quadros
efusivos (HIRCHBERGER e SAUER, 1991). Embora os fluidos classificados
como transudato modificado e exsudato não tenham sido separados como
citado anteriormente, o LDH demonstrou ser um bom marcador bioquímico
para diferenciar os transudatos dos demais grupos.
As relações fluido/soro dos três grupos (transudato, transudato
modificado e exsudato) foram comparadas pelo teste de Kruskall Wallis,
obtendo p-valor=0,039. Através do teste Post-Hoc Student Newman-Keuls
ficou demonstrado que o grupo transudato apresenta relação fluido/soro
significativamente diferente em relação aos outros grupos (p-valor= 0,016 com
o grupo transudato modificado e p-valor=0,037 com o grupo exsudato). A
relação fluido/soro não demonstrou diferença significativa entre o grupo
transudato modificado e exsudato (p-valor=1,00). De acordo com os critérios
propostos por Light et al. (1972), houve separação entre o grupo transudato e
exsudato através da relação fluido/soro de LDH. Na nossa pesquisa, a relação
fluido/soro conseguiu separar o grupo transudato do grupo transudato
modificado e exsudato.
4.2 - FOSFATASE ALCALINA SÉRICA E DO FLUIDO ABDOMINAL.
Ao analisar os resultados da fosfatase alcalina no soro dos pacientes do
grupo transudato, constatou-se valor mínimo de 21U/L e máximo de 408U/L. A
x nesse caso foi de 209,00U/L  162,00U/L, com C.V=0,78. Os resultados da
atividade dessa enzima no fluido desse grupo, oscilaram de 1 a 35U/L. A x
encontrada foi de 11,00U/L  16,06U/L, com C.V=1,46. A distribuição destes
dados demonstrou-se muito heterogênea, tanto no soro quanto no fluido
(Tabela 3). A relação fluido/soro de FA avaliada nesse grupo, apresentou valor
mínimo de 0,01U/L e máximo de 0,08U/L. A x
dessa relação foi de
0,04U/L  0,03U/L, com coeficiente de variação (C.V) igual a 0,75.
37
Tabela 3: Resultados das análises da Fosfatase Alcalina (FA) nos grupos transudato,
transudato modificado e exsudato. Niterói – RJ, UFF, 2008.
Número
1
2
3
4
x
s
C.V.
5
6
7
8
9
10
11
12
x
s
C.V.
13
14
15
16
x
s
C.V.
Soro
Fluido
Transudato
157
4
21
1
408
35
250
4
209,00
11,00
162,00
16,06
0,78
1,46
Transudato Modificado
315
163
14
10
39
21
112
1
43
13
54
26
39
12
42
33
82,25
34,87
98,13
52,72
1,19
1,51
Exsudato
13
3
15
5
63
37
132
74
55,75
29,75
55,84
33,36
1,00
1,12
Relação Fluido/Soro
0,02
0,05
0,08
0,01
0,04
0,03
0,75
0,51
0,71
0,54
0,01
0,30
0,48
0,31
0,78
0,45
0,25
0,55
0,23
0,33
0,59
0,56
0,42
0,17
0,40
Os dados da fosfatase alcalina mensurados no soro do grupo transudato
modificado, variaram de 14 a 315U/L, com x de 82,25U/L  98,13U/L e
C.V=1,19. A atividade da FA mensurada no fluido desse mesmo grupo, variou
de 1 a 163U/L. A x nesse caso foi de 34,87U/L  52,72U/L, com C.V=1,51
(Tabela 3). As distribuições dos resultados da FA no soro e fluido
apresentaram-se com maior variabilidade ainda, do que aquela medida no
grupo transudato. Quando avaliada a relação fluido/soro da FA nesse grupo, o
valor mínimo encontrado foi de 0,01U/L e o máximo de 0,78U/L. A x dessa
relação foi de 0,45U/L  0,25U/L, com coeficiente de variação (C.V) igual a
0,55.
A fosfatase alcalina encontrada no soro e no fluido dos animais do grupo
exsudato (Tabela 3), também apresentou alta dispersão. Os valores
38
encontrados no soro variaram de 13U/L a 132U/L. A x nesse caso foi de
55,75U/L  55,84U/L com C.V= 1,00. Em relação aos valores encontrados no
fluido, houve variação de 3 a 74U/L, com x igual a 29,75U/L  33,36U/L e
C.V=1,12. A relação fluido/soro de FA nesse grupo também foi avaliada,
apresentando valor mínimo de 0,23U/L e máximo de 0,59U/L. A x dessa
relação foi de 0,42U/L  0,17U/L, com coeficiente de variação (C.V) igual a
0,40.
Nos três grupos podemos analisar que as médias da fosfatase alcalina
no fluido encontram-se elevadas, quando comparadas com as médias das
atividades enzimáticas de FA mensuradas no fluido peritoneal do pósoperatório de cães, no trabalho realizado por Bjorling et al. (1983), que apesar
de atribuírem essa elevação parcialmente ao procedimento anestesiológico
utilizado durante a cirurgia, não deixaram claro que o processo inflamatório
pudesse levar a esse aumento. Trabalhos envolvendo outras espécies
(caprinos e eqüinos), também demonstram aumento dessa enzima no fluido
quando ocorre alguma injúria orgânica (NAZIFI et al., 1999; SAULEZ et al.,
2004).
A Figura 6 exibe em colunas, as medianas das concentrações de
fosfatase alcalina no soro e no fluido. As barras vão do mínimo ao máximo
valor obtido nas análises.
Figura 6: Medianas das atividades da FA no soro e fluido dos grupos classificados
como transudato, transudato modificado e exsudato. Niterói – RJ, UFF, 2008.
39
Ao comparar as atividades da fosfatase alcalina nos três grupos pelo
teste de Kruskall Wallis, obteve-se p-valor de 0,258 para o teste nas
concentrações séricas, e p-valor de 0,443 no teste envolvendo as
concentrações no fluido.
A análise desses resultados revelou que não há diferença significativa
nas atividades da fosfatase alcalina no soro e no fluido abdominal,
impossibilitando a separação entre os grupos, discordando desta forma da
pesquisa realizada por Metintas et al. (1997).
Quando
comparadas
as
relações
fluido/soro
nos
três
grupos
(transudato, transudato modificado e exsudato), obteve-se p-valor=0,05.
Através do teste de Mann-Whitney demonstrou-se que o grupo transudato
apresentou relação fluido/soro significativamente diferente quando comparado
aos outros grupos (p-valor= 0,041 com o grupo transudato modificado e pvalor=0,021 com o grupo exsudato). Não houve diferença significativa na
relação fluido/soro entre o grupo transudato modificado e exsudato (pvalor=1,00). Metintas et al. (1997), também utilizaram a relação fluido/soro de
fosfatase alcalina para separação dos transudatos e exsudatos em humanos,
conseguindo estabelecer valores no grupo exsudato com diferença significativa
em relação ao grupo transudato. Desta forma, foi possível dentro da nossa
classificação, separar os transudatos das demais categorias, utilizando a
relação fluido/soro da fosfatase alcalina.
4.3 – LACTATO DESIDROGENASE E FOSFATASE ALCALINA NOS
FLUIDOS NEOPLÁSICOS E NÃO-NEOPLÁSICOS.
Dos 16 fluidos avaliados, 5 deles eram neoplásicos. A Tabela 4 traz a
distribuição de freqüências destes fluidos de acordo com as classificações
entre transudato, transudato modificado e exsudato. O teste Qui-Quadrado
revela que esta classificação é independente do estado neoplásico do animal
(p-valor= 0,063). Os fluidos considerados neoplásicos, foram diagnosticados
citologicamente como carcinoma (n=2), linfoma (n=2) e neoplasia maligna
indiferenciada (n=1). Os critérios científicos que permitiram este diagnóstico
encontram-se descritos na Figura 4.
40
Tabela 4: Distribuição de freqüências dos fluidos neoplásicos e não neoplásicos nos
grupos transudato (T), transudato modificado (TM) e exsudato (E). Niterói – RJ, UFF,
2008.
Não neoplásico
Neoplásico
Total
T
4
0
4
TM
6
2
8
E
1
3
4
Total
11
5
16
Na Tabela 5, estão apresentados os valores de média e desvios-padrão
dos dois grupos. O teste de Mann-Whitney foi utilizado para comparar esses
grupos (neoplásicos e não neoplásicos). Foram verificadas diferenças
significativas entre as concentrações de LDH no fluido (p-valor=0,015), entre a
relação fluido/soro de LDH (p-valor=0,036) e entre a celularidade (pvalor=0,009) dos grupos estudados.
Tabela 5: Valores das médias e desvios-padrão das concentrações de Lactato
Desidrogenase (LDH) e Fosfatase Alcalina (FA) no fluido, soro e na relação fluido/soro
encontrados nos grupos neoplásicos e não neoplásicos. Niterói – RJ, UFF, 2008.
LDH-Soro (U/L)
LDH-Fluido (U/L)
FA-Soro (U/L)
FA-Fluido (U/L)
Relação F/S LDH
Relação F/S FA
Celularidade
Grupo Não Neoplásico (n=11) Grupo Neoplásico (n=5)
465,91  430,32
567,2  516,64
105,45  115,98
642,8  685,28
123  139,65
72,8  48,54
26,54  46,49
30  29,41
0,32  0,39
1,35  1,09
0,30  0,24
0,46  0,30
2.832,73  4.266,51
16.650  12.966,01
Concordando com estes resultados, vários trabalhos (SPAK, 1960;
SALERNO et al., 1990; HIRCHBERGER e SAUER, 1991; SCHNEIDER et al.,
1997; HALPERIN, 1999; KHAN, 2007) demonstraram que as concentrações de
LDH no fluido e a sua relação fluido/soro quando elevadas nos grupos
neoplásicos, diferenciaram-se significativamente dos grupos não neoplásicos.
Esses mesmos autores relatam que os tecidos neoplásicos têm atividade
glicolítica elevada e, portanto pode-se esperar um aumento concomitante na
atividade enzimática de LDH no fluido e na relação fluido/soro de pacientes
portadores de enfermidades neoplásicas. Entretanto, esta relação não foi
significativa quando avaliada por outros autores (ATTANASIO et al., 1987;
OLMOS, et al.,1990). Isto se deve ao fato das neoplasias estudadas não
apresentarem potencial agressivo, a ponto de não aumentar o processo de
41
glicólise, não apresentando assim, níveis de destruição celular elevados que
justifiquem o aumento da atividade enzimática de LDH no fluido e na relação
fluido/soro.
A separação dos grupos pela celularidade está de acordo com o
proposto por Cowell et al. (1999), quando relatam que a esfoliação de células
neoplásicas para o interior da cavidade peritoneal, aumenta a contagem celular
em relação aos fluidos não neoplásicos. Em contraste, uma pesquisa
desenvolvida por Salerno et al. (1990), demonstrou maior celularidade no fluido
abdominal de humanos com cirrose não complicada, em relação ao fluido de
pacientes portadores de neoplasias hepáticas e extra-hepáticas. Tal fato
ocorreu pelo caráter não esfoliativo apresentado pelas neoplasias envolvidas
no trabalho. As neoplasias envolvidas na nossa pesquisa (carcinoma, linfoma e
neoplasia de origem indiferenciada), apresentaram características esfoliativas
já conhecidas, possibilitando o aumento significativo na celularidade do grupo
neoplásico, e como conseqüência disso, diferenciaram-se citologicamente do
grupo não neoplásico.
Sob o ponto de vista estatístico, não houve diferença significativa na
concentração da fosfatase alcalina encontrada no soro (p-valor=0,455), nem na
sua relação fluido/soro (p-valor=0,282), discordando da pesquisa realizada por
Metintas et al. (1997), que demonstrou diferenças significativas na separação
de fluidos pleurais neoplásicos, dos relacionados à tuberculose e outros
exsudatos.
Também não foi encontrada diferença significativa da fosfatase alcalina
(p-valor=0,496) entre os fluidos neoplásicos e não neoplásicos, concordando
com trabalho realizado por Nestor et al. (2004).
4.4 – ASSOCIAÇÃO DA LACTATO DESIDROGENASE E FOSFATASE
ALCALINA PARA CLASSIFICAÇÃO DO FLUIDO ABDOMINAL.
Embora os resultados tenham revelado diferenças significativas na
maioria das mensurações das atividades enzimáticas de LDH nos meios
pesquisados, a associação entre esses resultados pode trazer vantagens na
classificação das efusões.
42
Os resultados inferenciais e os valores máximos de LDH-F no grupo
transudato e mínimos nos grupos transudato modificado e exsudato, traz
evidências de que se a concentração de LDH no fluido abdominal for abaixo ou
igual a 40U/L, então o fluido será um transudato. Quando LDH-F>40U/L ele
pode ser transudato modificado ou exsudato. Contudo, pôde-se observar que
neste grupo de animais com LDH-F>40U/L e  88U/L, o fluido será um
transudato modificado. Através de tabela de freqüência (tabela 6) pôde-se
observar também que se LDH-F>88U/L e a fosfatase alcalina for menor ou
igual a 12U/L, o fluido será um exsudato. Quando a LDH-F>88U/L, a fosfatase
alcalina for maior que 12U/L e se o fluido for neoplásico, a classificação
também será de exsudato. Caso o fluido não seja neoplásico, a classificação
será de um transudato modificado (Figura 7).
Tabela 6: Valores de Lactato Desidrogenase (LDH) e Fosfatase Alcalina (FA)
mensurados no fluido dos grupos neoplásicos e não neoplásicos. Niterói – RJ, UFF,
2008.
Número
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
LDH (F)
40
32
32
16
336
72
40
88
328
104
48
641
112
481
200
1804
FA(F)
4
1
35
4
163
10
21
1
13
26
12
33
3
5
37
74
Neoplasia
Não neoplásico
Não neoplásico
Não neoplásico
Não neoplásico
Não neoplásico
Não neoplásico
Não neoplásico
Neoplásico
Não neoplásico
Não neoplásico
Não neoplásico
Neoplásico
Não neoplásico
Neoplásico
Neoplásico
Neoplásico
Classificação
T
T
T
T
TM
TM
TM
TM
TM
TM
TM
TM
E
E
E
E
Dentro desta regra classificatória todos os animais estudados se
enquadram perfeitamente na classificação atribuída aos fluidos cavitários, ou
seja, esta regra tem sensibilidade e especificidade de 93,75% nos dados
encontrados (somente um fluido, nº 7 não se enquadra nesta classificação, por
ter LDH-F=40U/L e não ser um transudato). Contudo não podemos generalizar
e fazer desta regra (baseada apenas em análise descritiva) uma regra
definitiva, pois dispomos de uma amostra pequena para uma variável que tem
43
distribuição não normal. Além disso, o tamanho amostral também afeta
indiretamente as significâncias dos testes de dependência associados (Quiquadrado) a estas freqüências. Estudos futuros com amostras maiores podem
gerar resultados mais significativos.
Figura 7 – Associação da Lactato Desidrogenase e Fosfatase Alcalina para classificação
do fluido abdominal. Niterói – RJ, UFF, 2008.
44
5 – CONCLUSÕES
A determinação da lactato desidrogenase (LDH) no fluido abdominal de
cães, como também a sua relação fluido/soro pode ser utilizada para
diferenciar transudato de transudato modificado e exsudato.
A lactato desidrogenase (LDH) mensurada no fluido abdominal de cães,
sua relação fluido/soro e a celularidade, diferenciam grupos neoplásicos e não
neoplásicos.
A atividade sérica de LDH não varia em cães com efusões classificadas
como transudato, transudato modificado e exsudato.
A relação fluido/soro da fosfatase alcalina (FA) pode ser utilizada para
diferenciar transudato de transudato modificado e exsudato.
A determinação da FA no soro e no fluido abdominal de cães, não
possibilta diferenciação entre transudato, transudato modificado e exsudato,
como também não separa os grupos neoplásicos e não neoplásicos através
destes meios e da sua relação fluido/soro.
A associação entre os valores de LDH e FA encontrados no fluido
abdominal de cães é um método sensível e específico para classificação das
efusões abdominais.
45
6 – BIBLIOGRAFIA
ALLEMAN, A. R. Abdominal, Thoracic, and Pericardial Effusions. The Veterinary
Clinics of North America: Small Animal Practice, v. 33, n. 1, p. 89-118, 2003.
ALLISON, R.; WILLIAMS, P.; LANSDOWNE, J. et al. Fatal Hepatic Sarcocystosis in a
Puppy with Eosinophilia and Eosinophilic Peritoneal Effusion. Veterinary Clinical
Pathology, v. 35, n. 3, p. 353-357, 2006.
ARANGO, G. H. Bioestatística: teórica e computacional. 2ed. Rio de Janeiro:
Guanabara Koogan, 2005, 423p.
ARGYRES, M. I.; PORTER, J.; RIZEQ, M.N. Diagnosis of Clinically Unsuspected
Gallblader Rupture by Peritoneal Fluid Cytology. Acta Cytologica, v. 42, n. 4, p. 973977, 1998.
ATTANASIO, A.; CASTELLARO, I.; ZAPPALÀ, G. et al. L´esame Chimico e Citologico
nella Diagnosi Differenziale Dell´Ascite. Minerva Medica, v. 78, p. 297-301, 1987.
BAKER, R.; LUMSDEN, J. H. Pleural and Peritoneal Fluids. In: ______. Color Atlas of
Cytology of the Dog and Cat. Philadelphia: Mosby, 2000. 288 p. cap. 9, p. 159-165.
BANSAL, S.; KAUR, K.; BANSAL, A. K. Diagnosing Ascitic Etiology on a Biochemical
Basis. Hepato-Gastroenterology, v. 45, p. 1673-1677, 1998.
BAUER, N.; MORITZ, A. Flow Cytometric Analysis of Effusions in Dogs and Cats with
the Automated Haematology Analyzer ADVIA 120. The Veterinary Record, v. 156, n.
21, p. 674-678, 2005.
46
BELFORD, C.; LUMSDEN, J. H. Citopatología. In: DAVIDSON, M.; ELSE, R.;
LUMSDEN, J. Manual de patología clínica en pequeños animales. Madrid: Harcourt,
2000. 512 p. cap. 7, p. 169-193.
BELLENGER, C. R. Surgery for Bile Duct Rupture and Obstruction in the Dog.
Australian Veterinary Journal, v. 49, n. 6, p. 298-306, 1973.
BJORLING, D. E.; LATIMER, K.S.; ROWLINGS, C. A. et al. Diagnostic Peritoneal
Lavage Before and After Abdominal Surgery in Dogs. American Journal of Veterinary
Research, v. 44, n. 5, p. 816-820, 1983.
BOOTHE, H. W. Antiseptics and Disinfectants. The Veterinary Clinics of North
America: Small Animal Practice, v. 28, n. 2, p. 233-248, 1998.
BOYER, T. D.; KAHN, A. M..; REYNOLDS, T. B. Diagnostic Value of Ascitic Fluid
Lactic Dehydrogenase, Protein and WBC Levels. Archives of Internal Medicine, v.
138, n. 7, p. 1103-1105, 1978.
BRAUN, J. P.; GUELFI, J. F.; PAGES, J. P. Comparison of four methods for
determination of total protein concentrations in pleural and peritoneal fluid from dogs.
American Journal of Veterinary Research, v. 62, n. 3, p. 294-296, 2001.
BRIGHT, J. M. Peripheral edema. In: ETTINGER, S. J.; FELDMAN, E.C. Textbook of
Veterinary Internal Medicine. 4. ed. Philadelphia: Saunders, 1995, p. 100-103.
BROWN, N. O.; PATNAIK, A. K.; MACEWEN, G. Canine Hemangiosarcoma:
Retrospective Analysis of 104 Cases. Journal of American Veterinary Medical
Association, v. 186, n. 1, p. 56-58, 1985.
CARTER, R. F.; VALLI, V. E. O.; LUMSDEN, J. H. The Cytology, Histology and
Prevalence of Cell Types in Canine Lymphoma Classified According to the National
Cancer Institute Working Formulation. Canadian Journal of Veterinary Research, v.
50, n. 2, p. 154-164, 1986.
CARUSO, K. J.; JAMES, M. P.; FISCHER, D. et al. Cytologic Diagnosis of Peritoneal
Cestodiasis in Dogs Caused by Mesocestoides sp. Veterinary Clinical Pathology, v.
32, n. 2, p. 50-60, 2003.
47
CHEVILLE, N. F. Distúrbios do Equilíbrio Hídrico e do Volume Sanguíneo. In: ______.
Introdução à Patologia Veterinária. 2. ed. São Paulo: Roca, 2004. 334 p. cap. 7. p.
186-208.
CLINKENBEARD, K. D.; COWELL, R. L. Características citológicas de las neoplasias
malignas. Waltham Focus, v. 4, n. 3, p. 2-8, 1994.
CLINKENBEARD, K. D. et al. Diagnostic Cytology: Bacterial Infections. The
Compendium, v. 17, n. 1, p. 71-79, 1995.
COWELL, R. L.; TYLER, R. D.; MEINKOTH, J. H. Abdominal and Thoracic Fluid. In:
______. Diagnostic Cytology and Hematology of the Dog and Cat. 2. ed. St. Louis:
Mosby, 1999. 338 p. cap. 12, p. 142-158.
COWELL, R. L.; TYLER, R. D.; MEINKOTH, J. H. Abdominal and Thoracic Fluid. In:
COWELL, R. L.; TYLER, R. D. Diagnostic Cytology of the Dog and Cat. California:
American Veterinary Publications, 1993. 260 p. cap. 13, p. 151-166.
CRAIG, J, A.; HELMAN, R. G.; WALKER, M. Costal Bone Changes Similar to
Hypertrophic Osteopathy Associated with Pulmonary and Abdominal Mesothelioma in
a Dog. Journal of American Veterinary Medical Association, v. 186, n. 10, p. 11001101, 1985.
CROSBIE, P. R.; BOYCE, W.M.; PLATZER, E. G. et al. Diagnostic Procedures and
Treatment of Eleven Dogs with Peritoneal Infections Caused by Mesocestoides spp.
Journal of American Veterinary Medical Association, v. 213, n. 11, p. 1578-1583,
1998.
CUNNINGHAM, J. G. Os Capilares e as Trocas de Líquidos. In: ______. Tratado de
Fisiologia Veterinária. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1992. 454 p. cap. 22, p.
143-151.
DARKE, P. G.; BONAGURA, J. D.; KELLY, D. F. O Exame Clínico. In: ______. Atlas
Ilustrado de Cardiologia Veterinária. São Paulo: Manole, 2000. 186 p. cap. 3, p. 2131.
48
DE SOUZA, M. L.; TORRES, L. F.; ROCHA, N. S. et al. Peritoneal Effusion in a Dog
Secondary to Visceral Mast Cell Tumor. Acta Cytologica, v. 45, n. 1, p. 89-92, 2001.
DI PINTO, M. N.; DUNSTAN, R. W.; LEE, C. Cystic, Peritoneal Mesothelioma in a
Dog. Journal of the American Animal Hospital Association, v. 31, n. 5, p. 385-389,
1995.
DJALDETTI, M.; SALMAN, H.; BERGMAN, M. et al. Simple Method for Evaluation of
Latex Phagocytosis by Rat Peritoneal Macrophages. Acta Haematologica, v. 98, n. 1,
p. 56-57, 1997.
ELSE, R. W.; SIMPSON, J. W. Diagnostic Value of Exfoliative Cytology of Body Fluids
in Dogs and Cats. The Veterinary Record, v. 123, n. 3, p. 70-76, 1988.
ETTINGER, S. J.; BARRET, K. A. Ascites, Peritonitis and other causes of Abdominal
Distention. In: ETTINGER, S. J.; FELDMAN, E. C. Textbook of Veterinary Internal
Medicine. 4. ed. Philadelphia: Saunders, 1995, p. 64-71.
FARIA, E. P. Influência da Armazenagem de Amostras de Sangue nas Dosagens
Bioquímicas e Hormonais. Cadernos Técnicos de Veterinária e Zootecnia, n. 31, p.
21-52, 2000.
FELDMAN, D.B. Examination of Body Fluids: A discussion of examination of the
serous body cavities, as well as synovial and cerebrospinal fluid analysis. Modern
Veterinary Practice, p. 295-298, 1984.
FOSSUM, T. W.; HAY, W. H.; BOOTHE, H. W. et al. Chylous Ascites in Three Dogs.
Journal of American Veterinary Medical Association, v. 200, n. 1, p. 70-76, 1992.
FOSSUM, T. W.; WELLMAN, M.; RELFORD, R. L. et al. Eosinophilic Pleural or
Peritoneal Effusions in Dogs and Cats: 14 cases (1986-1992). Journal of American
Veterinary Medical Association, v. 202, n. 11, p. 1873-1873, 1993.
FROSCHER, B. G.; NAGODE, L. A. Origin and Importance of Increased Alkaline
Phosphatase Activity in Peritoneal Fluids of Horses with Colic. American Journal of
Veterinary Research, v. 42, n. 5, p. 888-891, 1981.
49
GARCIA-NAVARRO, C. E. K.; PACHALY, J. R. Técnicas Hematológicas. In: ______.
Manual de Hematologia Veterinária. São Paulo: Varela, 1994. 169 p. cap. 9, p. 69-93.
GARCIA-NAVARRO, C. E. K. Manual de Urinálise Veterinária. São Paulo: Varela,
1996. 95 p.
GANNON, K. M.; MOSES, L. Uroabdomen in Dogs and Cats. The Compendium, v.
24, n. 8, p. 71-79, 2002. Disponível em: <http:// www.vetlearn.com/ ME2/dirmod.asp>.
Acesso em 07 de outubro de 2007.
GENINET, C.; BERNEX, F.; RAKOTOVAO, F. et al. Sclerosing Peritoneal
Mesothelioma in a Dog – A Case Report. Journal of Veterinary Medicine, v. 50, n. 8,
p. 402-405, 2003.
GEORGE, J. W. The Usefulness and Limitations of Hand-held Refractometers in
Veterinary Laboratory Medicine: An Historical and Technical Review. Veterinary
Clinical Pathology, v. 30, n. 4, p. 201-210, 2001.
GEORGE, J. W.; O`NEILL, S. L. Comparison of Refractometer and Biuret Methods for
Total Protein Measurement in Body Cavity Fluids. Veterinary Clinical Pathology, v. 30,
n. 1, p. 16-18, 2001.
HALPERIN, R.; HADAS, E.; BUKOVSKY, I. et al. Peritoneal Fluid Analysis in the
Differentiation of Ovarian Cancer and Benign Ovarian Tumor. European Journal of
Gynaecological Oncology, v. 20, n. 1, p. 40-44, 1999.
HARBISON, M. L.; GODLESKI, J. J. Malignant Mesothelioma in Urban Dogs.
Veterinary Pathology, v. 20, n. 5, p. 531-540, 1983.
HIRSCHBERGER, J.; SAUER, U. G. Klinisch-chemische Untersuchung von
Körperhöhlenergüssen. Tierärztliche Praxis, v. 19, n. 4, p. 431-434, 1991.
HOLMBERG, T. A.; VERNAU, W.; MELLI, A. C. et al. Neospora Caninum Associated
with Septic Peritonitis in an Adult Dog. Veterinary Clinical Pathology, v. 35, n. 2, p.
235-238, 2006.
HUNT, C. A. Diagnostic Peritoneal Paracentesis and Lavage. The Compedium, v. 2,
n. 6, p. 205-207, 1980.
50
HYATT, R. E.; SMITH, J. R. The Mechanism of Ascites. American Journal of
Medicine, v. 6, p. 434-448, 1954.
ISRAËL, N. V.; KIRBY, B. M.; MUNRO, E. A. C. Septic Peritonitis secondary to
unilateral pyometra and ovarian bursal abscessation in a dog. Journal of Small Animal
Practice, v. 43, n. 10, p. 452-455, 2002.
JONES, T. C.; HUNT, R. D.; KING, N. W. Disturbances of Circulation. In: ______.
Veterinary Pathology. 6. ed. Pensilvania, 1996. 1392 p. cap. 6, p. 159-176.
JÖRUNDSSON, E.; LUMSDEN, J. H.; JACOBS, R. M. Rapid Staining Techniques in
Cytopathology: A Review and Comparison of Modified Protocols for Hematoxylin and
Eosin, Papanicolaou and Romanowsky Stains. Veterinary Clinical Pathology, v. 28, n.
3, p. 100-108, 1999.
KELCH, W. J.; RABAUT, S. M. Traumatic Rupture of the Bile Duct in a Dog.
Veterinary Medicine: Small Animal Clinician, v. 73, n. 6, p. 732-734, 1978.
KHAN, F. Y. Ascites in the State of Qatar: Aetiology and Diagnostic Value of Ascitic
Fluid Analysis. Singapore Medical Journal, v. 48, n. 5, p. 434-439, 2007.
KING, L. G.; GELENS, H. C. J. Ascites. Compendium Continuing Education for the
Practicing Veterinarian, v. 14, n. 8, p. 1063-1075, 1992.
KOLATA, R. J. Diagnostic Abdominal Paracentesis and Lavage: Experimental and
Clinical Evaluations in the Dog. Journal of American Veterinary Medical Association, v.
168, n. 8, p. 697-699, 1976.
KRUTH, S. A. Distensão Abdominal, Ascite e Peritonite. In: ETTINGER, S. J.;
FELDMAN, E. C. Tratado de Medicina Interna Veterinária: Doenças do Cão e do
Gato. 5. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2004. 1038 p. cap. 39, v. 1, p. 142144.
KUMAR, V.; COTRAN, R. S.; ROBBINS, S. L. Distúrbios do Fluxo Vascular e Choque.
In: ______. Patologia Básica. 5. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1994. 606 p.
cap. 4, p. 51-67.
51
LARKIN, H. A. Collection and Examination of Body Cavity Fluids in Animals.
Veterinary Cytology, v. 47, p. 211-219, 1994.
LIGHT, R. W.; MACGREGOR, M. I.; LUCHSINGER, P. C. et al. Pleural Effusions: The
Diagnostic Separation of Transudates and Exsudates. Annals of Internal Medicine, v.
77, p. 507-513, 1972.
MADEWELL, B. R.; JAIN, N. C.; PADRID, P. et al. Bizarre Lymphoid Cells in Serous
Effusion of a Dog with Mediastinal Lymphoma. Journal of Comparative Pathology, v.
99, n. 2, p. 229-233, 1988.
MAHAFFEY, M. B.; BARBER, D. L. The Peritoneal Space. In: THRALL, D. E.
Textbook of Veterinary Diagnostic Radiology. 3. ed. Philadelphia: Saunders, 1998.
663 p. cap. 37, p. 441-455.
MARKS, S. L. Condutas em Emergência e Terapia Intensiva. In: TILLEY, L. P.;
GOODWIN, J. K. Manual de Cardiologia para cães e gatos. 3. ed. São Paulo: Roca,
2002. 489 p. cap. 20, p. 395-404.
MATTHIESEN, D. T.; LAMMERDING, J. Gallblader Rupture and Bile Peritonitis
Secondary to Cholelithiasis and cholecystitis in a dog. Journal of American Veterinary
Medical Association, v. 184, n. 10, p. 1282-1283, 1984.
MEGNER, W. J.; TRUMP, B. Distúrbios Hemodinâmicos. In: RUBIN, E.; FABER, J. L.
Patologia. 3. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2002, p. 275-300.
METINTAS, M.; ALATAS, Ö.; ALATAS, F. et al. Comparative Analysis of Biochemical
Parameters for Differentiation of Pleural Exsudates from Transudates Light´s Criteria,
Cholesterol, Bilirubin, Albumin Gradient, Alkaline Phosphatase, Creatine Kinase, and
Uric Acid. Clinica Chimica Acta, v. 264, n. 2, p. 149-162, 1997.
MEYER, D. J. Obtenção e Manuseio das Amostras para Exame Citológico. In:
RASKIN, R. E.; MEYER, D. J. Atlas de Citologia de Cães e Gatos. São Paulo: Roca,
2003. 354 p. cap. 1, p. 1-14.
52
MEYER, D. J.; COLES, E. H.; RICH, L. J. Avaliação das Efusões. In: ______.
Medicina de Laboratório Veterinária: Interpretação e Diagnóstico. São Paulo: Roca,
1995. 308 p. cap. 11, p. 111-115.
MEYER, D. J.; FRANKS, P. T. Effusion: Classification and Cytologic Examination. In:
______. Veterinary Laboratory Medicine: In Practice, The Compendium collection.
New Jersey, 1993, p. 86-91.
MONGIL, C. M.; DROBATZ, K. J.; HENDRICKS, J. C. Traumatic Hemoperitoneum in
28 Cases: A Retrospective Review. Journal of the American Animal Hospital
Association, v. 31, n. 3, p. 217-222, 1995.
MOTA, E. F. F.; OLIVEIRA, S. R. Diagnóstico Citológico em Medicina Veterinária.
Cadernos Técnicos de Veterinária e Zootecnia, n. 30, p. 29-47, 1999.
NAZIFI, S.; DEHGHANI, S.; BARZEGAR, M. R. Evaluation of Cellular and
Biochemical Parameters of Blood and Peritoneal Fluid Following Enterectomy in the
Goat. Small Ruminant Research, v. 37, n. 1-2, p. 65-71, 2000.
NESTOR, D. D.; McCULLOUGH, S. M.; SCHAEFFER, D. J. Biochemical Analysis of
Neoplastic Versus Nonneoplastic Abdominal Effusions in Dogs. Journal of the
American Animal Hospital Association, v. 40, n. 5, p. 372-375, 2004.
NETTO, M. B.; SANTOS, J. L.; MONTENEGRO, M. R. Perturbações Circulatórias. In:
MONTENEGRO, M. R.; FRANCO, M. Patologia: Processos Gerais. 4. ed. São Paulo:
Atheneu, 1999. 320 p. cap. 5, p. 95-107.
OLMOS, M.; MARINEZ, A.; RAFFO, C. et al. Valoracion de la Utilidad del Estudio
FisicoQuimico del Liquido Ascitico en Pacientes con Hepatopatias Cronicas,
Neoplasias y Peritonitis Espontanea. Acta Gastroenterológica Latinoamericana, v. 20,
p. 145-158, 1990.
PARAMOTHAYAN, N. S.; BARRON, J. New Criteria for the Differentiation between
Transudates and Exsudates. Journal of Clinical Pathology, v. 55, p. 69-71, 2002.
53
PARCHMAN, M. B.; FLANDERS, J. A. Extrahepatic Biliary Tract Rupture Evaluation
of the Relationship between the Site of Rupture and the Cause of Rupture in 15 Dogs.
The Cornell Veterinarian, v. 80, n. 3, p. 267-272, 1990.
PARRY, B. W. Miscellaneous Laboratory Techniques. In: PRATT, P. W. Laboratory
Procedures for Veterinary Technicians. 3. ed. St. Louis: Mosby, 1997. 660 p. cap. 12,
p. 561-579.
PRASSE, K. W.; DUNCAN, J. R. Laboratory Diagnosis of Pleural and Peritoneal
Effusions. The Veterinary Clinics of North America: Symposium on Clinical Laboratory
Medicine, v. 6, n. 4, p. 625-636, 1976.
ROCHA, A.; SILVA, A. M. Distúrbios da Circulação. In: FILHO, G. B.; PITTELLA, J. E.
H.; PEREIRA, F. E. L. et al. Patologia. 5. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan,
1994. 220 p. cap. 6, p. 89-110.
ROGERS, K. S.; BARTON, C. L.; HABRON, J. M. Cytology During Surgery. The
Compendium, v. 18, n. 2, p. 153-163, 1996.
SALERNO, F.; RESTELLI, B.; INCERTI, P. et al. Utility of Ascitic Fluid Analysis in
Patients with Malignancy-Related Ascites. Scandinavian Journal of Gastroenterology,
v. 25, n. 3, p. 251-256, 1990.
SAULEZ, M. N.; CEBRA, C. K.; TORNQUIST, S. J. The Diagnostic and Prognostic
Value of Alkaline Phosphatase Activity in Serum and Peritoneal Fluid from Horses with
Acute Colic. Journal of Veterinary Internal Medicine, v. 18, n. 4, p. 564-567, 2004.
SCHNEIDER, D.; HALPERIN, R.; LANGER, R. et al. Peritoneal Fluid Lactate
Dehydrogenase in Ovarian Cancer. Gynecologic Oncology, v. 66, n. 3, p. 399-404,
1997.
SERAKIDES, R. Colheita e Remessa de Material para Exames Laboratoriais.
Cadernos Técnicos de Veterinária e Zootecnia, n. 16, p. 39-57, 1996.
SHIBATA, S. J.; HIRAMATSU, Y.; KASEDA, M. et al. The Time Course of Lymph
Drainage from the Peritoneal Cavity in Beagle Dogs. The Journal of Veterinary
Medical Science, v. 68, n. 11, p. 1143-1147, 2006.
54
SHELLY, S. M. Fluidos de Cavidades Corporais. In: RASKIN, R. E.; MEYER, D. J.;
Atlas de Citologia de Cães e Gatos. São Paulo: Roca, 2003. 354 p. cap. 6, p. 157171.
SMITH, D. A.; HILL, F. W. G. Metastatic Malignant Mesothelioma in a Dog. Journal of
Comparative Pathology, v. 100, n. 1, p. 97-101, 1989.
SMITH, H. A.; JONES, T. C.; HUNT, R. D. Disturbances of Circulation. In: ______.
Veterinary Pathology. 4. ed. Philadelphia: Lea & Febiger, 1972. 1521 p. cap. 5, p. 104144.
SPAK, I. On the Clinical Value of Chemical Analysis of Ascites: A study of the Main
Proteins and Some Enzymes in Ascites of Differing Etiology. Acta Chirurgica
Scandinavica. Suppl. 261, 128 p. cap. 7, p. 100-101, 1960.
STEYN, P. F.; WITTUM, T. E. Radiographic, epidemiologic, and clinical aspects of
simultaneous pleural and peritoneal effusions in dogs and cats: 48 cases (1982-1991).
Journal of American Veterinary Medical Association, v. 202, n. 2, p. 307-312, 1993.
THOMPSON, S. M. R. Biliary Tract Surgery in the Dog: A review. Journal of Small
Animall Practice, v. 22, n. 7, p. 437-450, 1981.
THRALL, M. A.; BAKER, D. C.; CAMPBELL, T. W. et al. Tecnologia Laboratorial em
Medicina Veterinária. In: ______. Hematologia e Bioquímica Clínica Veterinária. São
Paulo: Roca, 2007. 582 p. cap 1, p. 3-36.
THRALL, M. A.; BAKER, D. C.; CAMPBELL, T. W. et al. Coleta e Processamento de
Amostras e Análise das Opções de Serviços Laboratoriais. In: ______. Hematologia e
Bioquímica Clínica Veterinária. São Paulo: Roca, 2007. 582 p. cap. 2, p. 37-42.
THRALL, M. A.; BAKER, D. C.; CAMPBELL, T. W. et al. Interpretação da Resposta
Leucocitária nas Doenças. In: ______. Hematologia e Bioquímica Clínica Veterinária.
São Paulo: Roca, 2007. 582 p. cap. 12, p. 127-140.
THRALL, M. A.; BAKER, D. C.; CAMPBELL, T. W. et al. Avaliação Laboratorial do
Fígado. In: ______. Hematologia e Bioquímica Clínica Veterinária. São Paulo: Roca,
2007. 582 p. cap. 23, p. 335-354.
55
TURK, J. R.; CASTEEL, S. W. Clinical Biochemistry in Toxicology. In: KANEKO, J. J.;
HARVEY, J. W.; BRUSS, M. L. Clinical Biochemistry of Domestic Animals. 5. ed.
California: Academic Press, 1997. 932 p. cap. 23, p. 829-843.
TYLER, R. D.; COWELL, R. L. Evaluation of Pleural and Peritoneal Effusions. The
Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice, v. 19, n. 4, p. 743-768,
1989.
TYLER, R. D.; COWELL, R. L.; BALDWIN, C. J. et al. Introduction. In: COWELL, R.
L.; TYLER, R. D.; MEINKOTH, J. H. Diagnostic Cytology and Hematology of the Dog
and Cat. 2 ed. St. Louis: Mosby, 1999. 338 p. cap. 1, p. 1-19.
WATKINS, P. E.; PEARSON, H.; DENNY, H. R. Traumatic Rupture of the Bile Duct in
the Dog: A Report of Seven Cases. Journal of Small Animall Practice, v. 24, p. 731740, 1983.
56
ANEXOS
57
ANEXO 1
UNIVERSIDADE FEDERAL FLUMINENSE
CENTRO DE CIÊNCIAS MÉDICAS
FACULDADE DE VETERINÁRIA
PÓS-GRADUAÇÃO EM MEDICINA VETERINÁRIA
TERMO DE CONSENTIMENTO LIVRE E ESCLARECIDO
Eu, Francisco Ferreira Lima Júnior, Médico Veterinário (CRMV-RJ 8419), encontrando-me
regularmente matriculado no curso de Mestrado com área de concentração em Clínica e Reprodução
Animal, na Faculdade de Veterinária da Universidade Federal Fluminense sob o número
M002.106.008, informo que realizo uma pesquisa para minha dissertação de final de curso sobre efusão
abdominal. O presente estudo pretende identificar e analisar diversos perfis bioquímicos no soro e no
sobrenadante do fluido de cães, portadores da condição efusiva supracitada. Para isto, venho
respeitosamente solicitar a autorização do proprietário do paciente, como também do colega Médico
Veterinário que atende e é responsável pelo caso clínico, para proceder as coletas referentes ao fluido
cavitário e sangue, inserindo desta forma os dados do referido paciente na pesquisa. Os procedimentos
de coleta, bem como as análises laboratoriais não terão custo adicional ao proprietário, por se tratar de
um instrumento de pesquisa. Os resultados serão disponibilizados ao proprietário e ao Médico
Veterinário responsável pelo caso. Todos os procedimentos ambulatoriais e laboratoriais serão
rigorosamente os mesmos que se utilizam como conduta profissional de rotina frente a esses casos.
Nenhuma das informações obtidas será divulgada de forma a permitir sua identificação. Pretendo como
resultado desta pesquisa, colaborar expressivamente para o estudo das efusões cavitárias.
Esta pesquisa está sendo supervisionada e orientada pelo professor Dr. Nayro Xavier de
Alencar, da Universidade Federal Fluminense. Agradeço sua participação e estou a sua disposição para
esclarecer quaisquer dúvidas sobre a pesquisa.
___________________________
Francisco Ferreira Lima Júnior
e-mail: [email protected] / Tel.: 8214-1198
Declaramos que nos sentimos suficientemente esclarecidos sobre os objetivos da pesquisa e
concordamos em autorizar.
______________________________
________________________________________
Assinatura do Proprietário
Assinatura e carimbo do Médico Veterinário
Niterói, ____/____/20____.
Avaliação Físico-Química e Citológica dos Fluidos dos Animais Envolvidos no Experimento. Niterói – RJ, UFF, 2008.
58
ANEXO 2