MANUAL DE COLHEITA DE ANÁLISES
PARA O
LABORATÓRIO
2012
MANUAL DE COLHEITA DE ANÁLISES PARA O LABORATÓRIO
MANUAL DE COLHEITA DE ANÁLISES PARA O LABORATÓRIO
As solicitações de exames laboratoriais devem ser acompanhadas de requisição preenchida com
letra legível e com data, hora, nome do paciente, idade, espécie, raça, sexo, exames solicitados,
medicamentos em uso e anamnese completa. É importante informar-nos sobre a finalidade do
exame (ex. confirmação de diagnóstico, monitorização). Em caso de confirmação de diagnóstico,
descrever quais os sinais clínicos apresentados pelo animal, e todos os dados relevantes para o
caso em questão; a data provável de início da patologia e em caso de necrópsia descrever os
dados mais significativos. Identificar bem o perfil ou os parâmetros e testes pretendidos.
HEMATOLOGIA
1. Introdução
O sangue representa cerca de 8% do peso corporal de um animal. As análises de sangue são um
importante apoio ao diagnóstico clínico. Pode ser colhido com seringa e agulha e transferido para
recipientes de diferentes capacidades, com ou sem anticoagulante, ou colhido em tubos de vácuo
que, por serem herméticos, garantem a esterilidade da amostra, o que é desejável em todas as
recolhas venosas. Para serem representativas, as amostras de sangue devem manter a sua
composição e integridade durante as fases pré-analíticas de colheita, manuseio, transporte e
eventual armazenagem. Antes da colheita de sangue para a realização de exames laboratoriais, é
importante conhecer, controlar e, se possível, evitar algumas variáveis que podem interferir na
exatidão dos resultados. Classicamente, são referidas como condições pré-analíticas, como a
variação na dieta e uso de medicamentos. Outros aspetos, como o uso de gel separador,
anticoagulantes, conservantes e a hemólise podem também ser causa de variação dos
resultados.
O sangue deve ser colhido para um tubo com EDTA (roxo), que é um anticoagulante, enchendo
até à seta indicada no tubo (1ml em tubos pequenos) e homogeneizar suavemente, invertendo o
tubo (cerca de 6 vezes).
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Nos répteis e algumas espécies de aves o anticoagulante aconselhável é a heparina (verde).
O sangue não pode possuir coágulos.
Deve verificar-se uma proporção entre sangue e anticoagulante; o excesso de anticoagulante
pode produzir falso hematócrito, destruição de hemácias, degeneração de neutrófilos,
vacuolização de monócitos e hemólise (falso resultado para hemoglobina).
O sangue deve ser colhido, evitando-se o stress do animal e o animal deve encontrar-se em
jejum.
1.1 Temperatura da amostra para transporte
Refrigerada de 2ºC a 8º C (nunca encostada ao termoacumulador).
1.2 Tempo crítico até entrega em laboratório
48 horas.
1.3 Colheita de sangue com sistema de vácuo
- Rosquear a agulha no adaptador. Retirar a capa protectora da agulha somente no momento da
colheita;
- Realizar a anti-sepsia do local escolhido para colheita; passar algodão embebido em álcool a
70%, na direcção do pêlo;
- Retirar a capa da agulha e fazer o garrote;
- Puncionar a veia;
- Introduzir o tubo no adaptador, pressionando-o até ao limite;
- Esperar que o sangue flua para dentro do tubo, retira-se o tubo assegurando a devida
proporção sangue/anticoagulante.
- Soltar o garrote e só depois retirar o tubo e em seguida a agulha;
- Separar a agulha do adaptador e descarta-la em recipiente próprio.
1.4 Colheita seringa agulha
- Encaixar a agulha na seringa, sem retirar a capa protectora. Certifique-se de que a agulha
esteja bem encaixada;
- Movimentar o êmbolo da seringa (para a frente e para trás) para retirar o ar;
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- Fazer a anti-sepsia do local escolhido para a colheita, passar o algodão embebido em álcool a
70% na direcção do pêlo;
- Retirar a capa da agulha e fazer garrote;
- Introduzir a agulha na veia e puxar o êmbolo da seringa lentamente, para que o sangue flua.
- Colher aproximadamente 10 ml de sangue;
- Soltar o garrote após venopunção;
- Separar a agulha da seringa. Descartar a agulha em recipiente próprio. Lembre-se nunca
reencapar as agulhas;
- Transferir o sangue da seringa para um tubo de ensaio com ou sem anticoagulante. Para evitar
hemólise, o sangue deve fluir lentamente pela parede do tubo;
- Descartar a seringa em saco plástico apropriado ou no mesmo recipiente que se descartou a
agulha.
1.5 Boas práticas de colheita para prevenção de hemólise
- Antes de iniciar a punção, deixar que o álcool utilizado na assepsia seque;
- Evitar usar agulhas de menor calibre;
- Não colher sangue de áreas com hematoma ou equimose;
- Em colheitas de sangue a vácuo, puncionar a veia do animal com o bisel voltado para cima.
Perfurar a veia com a agulha num ângulo oblíquo de inserção, de 30 graus ou menos. Este
procedimento visa prevenir o choque directo do sangue na parede do tubo, o que pode hemolisar
a amostra, e também evitar o refluxo do sangue do tubo para a veia do animal. Esperar que o
sangue pare de fluir para dentro do tubo, antes de trocar o tubo por outro, assegurando a devida
proporção sangue/anticoagulante;
- Tubos com anticoagulante com volume insuficiente ou com excesso de sangue alteram a
proporção correcta de sangue/aditivo, podendo levar a hemólise e a resultados incorrectos;
- Em colheitas com seringa, verificar se a agulha está bem adaptada, a fim de evitar a formação
de espuma; não puxar o êmbolo da seringa com muita força. Descartar a agulha, passar o
sangue, fazendo-o deslizar cuidadosamente pela parede do tubo e tendo o máximo cuidado para
que não haja contaminação do bico da seringa com o anticoagulante ou o activador de coágulo
contido no tubo;
- Não espetar a agulha na tampa do tubo, para transferência do sangue da seringa para o tubo,
porque pode ocorrer uma pressão positiva, o que provoca, além da hemólise, o deslocamento da
rolha do tubo.
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1.6 Boas práticas pós-colheita para evitar hemólise
- O sangue colhido não deve ficar exposto a temperaturas muito elevadas ou mesmo exposto à
luz directa, para evitar hemólise e/ou degradação;
- Homogeneizar a amostra de sangue com anticoagulante suavemente por inversão de 5 a 10
vezes, não agitar o tubo;
- O sangue total nunca deve ser congelado, se necessário, manter refrigerado, lembrando que
deverá chegar no laboratório dentro de 48 horas;
- O soro poderá ser congelado a - 20°C, até um mês. Nunca congelar soro com coágulo em tubo
sem gel separador;
- Não deixar o sangue em contacto directo com gelo;
- Não centrifugar a amostra de sangue em tubo para obtenção de soro antes do término da
retração do coágulo, pois se a formação do coágulo ainda não está completa, pode haver ruptura
celular;
- Quando utilizar um tubo primário com gel separador, a separação (centrifugação) do soro deve
ser efectuada dentro de no mínimo 30 minutos e no máximo 2 horas após a colheita;
- Tubos com gel separador não podem ser centrifugados em baixas temperaturas, uma vez que
as propriedades de fluxo do gel relacionam-se com a temperatura. A formação da barreira de gel
pode ser comprometida caso o tubo seja refrigerado antes ou durante a centrifugação. Para
optimizar o fluxo e evitar aquecimento, ajustar as centrífugas refrigeradas a 25º C;
- Não usar o freio da centrífuga com o intuito de interromper subitamente a centrifugação dos
tubos, pois esta brusca interrupção pode provocar hemólise.
2. Preparação de esfregaços
- Colher o sangue para um tubo com EDTA;
- Homogeneizar o sangue, devagar, invertendo o tubo 7 vezes;
- Colocar uma gota de sangue numa das extremidades de uma lâmina;
- Colocar uma segunda lâmina em contacto com a primeira, perpendicular a esta;
- Deslocar a lâmina até tocar na gota e deixar que a gota se espalhe pelo bordo da lâmina;
- Deslizar a gota de sangue, num movimento rápido, sem exercer demasiada pressão e sem
deslocar até ao fim da lâmina.
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BIOQUÍMICA
O sangue deve ser colhido para um tubo com esferas separadoras (vermelho), que permite a
formação do coágulo.
A amostra deve ser centrifugada a 3000 rpm durante 15 minutos e separar o soro para um tubo
eppendorf.
O sangue total (no tubo vermelho) ou o soro (no tubo eppendorf) devem ser enviados em
refrigeração, nunca colocando os tubos directamente em contacto com os termoacumuladores,
porque altera a sua composição.
HEMOSTASE
O sangue (cerca de 2,5 ml, ou seja, até ao risco) deve ser colhido para um tubo com citrato de
sódio (azul), que é um anticoagulante.
A amostra deve ser centrifugada a 3000 rpm durante 15 minutos e separar o plasma para um
tubo eppendorf.
BACTERIOLOGIA
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1. Introdução
As amostras para bacteriologia devem ser colhidas em recipientes estéreis.
No caso de se colher com zaragatoas, estas devem ser enviadas em meio de transporte.
O transporte deve ser efectuado em refrigeração.
Ao animal não deve ser aplicada qualquer terapia anti-microbiana, por um período mínimo de 5
dias (8 dias idealmente).
2. Procedimentos para recolha das amostras
2.1 Pele e Ouvido
- Passar uma zaragatoa sobre a lesão e envia-la em meio de transporte.
- Nas lesões ulceradas é aconselhável biopsia para cultura bacteriológica e histopatologia.
- Em lesões com fluido interior, utilizar uma agulha e seringa estéreis, enviando uma quantidade
significativa de líquido. A amostra pode enviada na própria seringa (com ou sem a agulha) ou
num recipiente estéril.
- É preferível enviar o material purulento numa seringa, em vez de numa zaragatoa.
- Se a lesão for produtiva, descartar o fluído exterior, dando preferência ao que se encontra no
interior da ferida.
2.2 Olhos
- Raspagens conjuntivais colhidas assepticamente. Pode ser necessário aplicar umas gotas de
solução salina fisiológica.
- Zaragatoas humedecidas com solução fisiológica (nem sempre as mais indicadas, porque
desidratam facilmente).
2.3 Urina
- A cistocentese é o método ideal de colheita (livre de contaminação, principalmente em fêmeas).
- As amostras devem ser enviadas em recipientes estéreis e em refrigeração.
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2.4 Sistema Respiratório
- Importante o diagnóstico presuntivo, uma vez que, a flora normal deste sistema pode também
ser cultivada.
- Pode ser efectuada uma aspiração transtraqueal, usar-se uma agulha de biopsia de pulmão ou
uma toracocentese.
2.5 Líquido Cefalo-raquidiano
- É necessário cerca de 1ml desde fluído, em condições assépticas.
- Alguns agentes podem não sobreviver, independentemente das boas condições de transporte e
armazenamento.
MICOLOGIA
A colheita de material para cultura micológica deve ser feita antes de se iniciar o tratamento.
As amostras para pesquisa de dermatófitos podem vir numa embalagem esterilizada, bem
fechada.
Os pêlos deverão ser enviados com raiz e serem colhidos nos bordos das lesões com alopécia.
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HISTOPATOLOGIA
1. Introdução
Numa biópsia de pele e mucosa deve-se colher preferencialmente na área de transição com e
sem lesão. A colheita é feita com um “punch”, tesoura, pinça ou bisturi.
Realizar tricotomia e antissepsia
- Inserir o punch, girá-lo e retirar fragmento;
- Com auxílio de pinça e tesoura cortar o fragmento para biopsia;
- Fragmento extraído.
As restantes massas ou fragmentos de órgão enviados serão extraídos por intervenção cirúrgica
com bisturi, devendo sempre possuir a área de transição entre tecido são (aspeto normal) e
tecido afetado.
As peças devem ser enviadas em formol a 10% (1 parte formol:9 partes água), num frasco de
rosca, limpo e seco.
O volume ideal de formol no frasco corresponde a cerca de 10 vezes o volume da peça a ser
fixada.
Deve-se cortar a amostra em fragmentos finos (1 cm).
Os tecidos que tendem a flutuar, como o pulmão, devem ser envolvidos em gaze.
2. Processamento
- As amostras devem ser mantidas em formol a 10% por 24 horas;
- Depois devem ser submetidas a concentrações crescentes de álcool (70%, 90%, 100%), por
períodos de um mínimo de 2 horas;
- As amostras são posteriormente clarificadas com xilol;
- Depois são incluídas em parafina;
- Segue-se o seu seccionamento por um micrótomo;
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- Continua-se com a colagem do corte à lâmina;
- Seguidamente temos a coloração da lâmina (normalmente por H-E);
- Por último faz-se a montagem da lâmina com lamela, com o auxílio do Enttelan.
CITOLOGIA
1. Introdução
Os esfregaços enviados para citologia devem ser secos ao ar e não necessitam de fixação.
É importante que a coloração seja efectuada no laboratório.
Não refrigerar as amostras e não colocar em contacto com formol.
No caso de fluidos, estes devem ser enviados num tubo com EDTA (roxo).
2. Técnicas citológicas
2.1 Raspagem
Indicada para avaliação de epitélios, caracterização de exsudados ou para visualização de
agentes infecciosos e parasitários.
- Fazer raspagem da lesão para obtenção das células mais superficiais.
2.2 Aposição
Técnica é utilizada para lesões cutâneas.
Pressiona-se a lâmina contra a lesão.
- Colher um fragmento de 1-2 cm do tecido a ser analisado;
- Remover o excesso de sangue com papel absorvente;
- Fazer a impressão numa lâmina limpa. Fazer várias aposições na mesma lâmina.
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2.3 Citologia aspirativa por agulha fina
Utilizada para massas e órgãos superficiais.
- Usar seringa de 5 ou 10 ml com agulha 21/23G.
- Aspirar uma quantidade representativa de material, colocar na lâmina e deslizar suavemente o
material com auxílio de outra lâmina.
- As lâminas devem ser secas ao ar e enviadas ao laboratório.
3. Procedimentos para recolha das amostras
3.1 Líquido Cefalo-raquidiano
- Cortar um tubo seco de forma que fique com aproximadamente 5 cm em altura;
- Colar uma das extremidades do tubo a uma lâmina de microscópio com a ajuda de verniz de
unhas convencional, deixe secar;
- Pipetar aproximadamente 500 μL de LCR para dentro do tubo;
- Deixar repousar durante 1 hora;
- Retirar o sobrenadante e parta o tubo pela base e deixe o sedimento secar ao ar;
- Enviar para o laboratório bem acondicionado.
3.2 Medula Óssea
- Usar agulhas para aspiração de medula óssea de 16-18G.
- Os esfregaços devem ser preparados imediatamente a seguir à colheita.
- A preparação da lâmina faz-se esmagando levemente as espículas com uma segunda lâmina,
que é depois arrastada num plano horizontal.
- Se não se usar um anticoagulante, a preparação deve ser feita antes que a amostra coagule
(aproximadamente 30 segundos).
- As lâminas deverão secas ao ar e enviadas bem acondicionadas.
3.3 Líquidos cavitários
- Enviar o fluido num tubo com EDTA (roxo);
- Enviar lâminas já preparadas, secas ao ar ou coradas.
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3.4 Lavagens Traqueo-bronquiais
- Fazer centrifugação do líquido;
- Efectuar um esfregaço directo.
3.5 Citologia vaginal
- Zaragatoa estéril embebida em soro fisiológico.
- Passar a zaragatoa pela lâmina, em movimentos circulares, e fixar logo a seguir.
3.6 Líquido sinovial
- Colocar o líquido em tubos com EDTA.
- Preparar esfregaços no momento da colheita.
3.7 Prova da fita-cola
Bom para pesquisa de Malassezia spp. a partir da superfície cutânea.
A fita-cola pode ser corada como os esfregaços em lâmina.
PARASITOLOGIA
1. Introdução
É aconselhada, em amostras de fezes, a recolha de fezes diarreicas, por um período de 3 dias
consecutivos.
Colher, pelo menos, 5 g de fezes e envia-las em refrigeração.
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O Material deve ser enviado, bem acondicionado, em frascos de vidro ou plástico, de boca larga,
com tampa de rosca ou de pressão; pode também ser enviado em sacos plásticos mas ter o
cuidado de remover o ar (para evitar o desenvolvimento das formas parasitárias): pretende-se um
ambiente o mais anaeróbio possível.
Está contra indicado o envio de material em caixas/embalagens de madeira, papelão ou cartão:
a água contida nas fezes vai ser absorvida por estes materiais, promovendo a desidratação dos
elementos parasitários;
É importante o envio de material fresco, isto é, de fezes recentes: as fezes devem ser analisadas
nas 24h seguintes à colheita, devendo manter-se os frascos ou sacos com fezes refrigerados a 4
ºC até ao envio para o laboratório, se o transporte demorar várias horas, as fezes devem ser
incluídas em formol a 10% ou álcool a 70% (atenção que este procedimento impossibilita a
coprocultura por inviabilizar as formas parasitárias). Os parasitas adultos devem ser colocados
em água até morrerem e depois deverão ser enviados em álcool a 70%;
Atenção que amostras velhas e desidratadas dificultam a execução dos métodos coprológicos e a
identificação das formas parasitárias:
- nos ovos há desenvolvimento embrionário e pode ocorrer eclosão;
- oocistos tendem a desenvolver-se e degradar-se;
- os parasitas adultos e larvas podem entrar em autólise.
2. Pesquisas parasitológicas
2.1 Pesquisa de parasitas fecais e pulmonares
- A colheita deve ser feita a partir do recto.
- A amostra ser acondicionada em frasco de plástico estéril e refrigerada.
2.2 Pesquisa de hemoparasitas
- O sangue colhido deve ser enviado num tubo com EDTA (roxo);
- Preferencialmente deve ser enviado sangue periférico, colhido na ponta da orelha.
2.3 Pesquisa de ácaros
- Deve-se efectuar uma raspagem cutânea feita com lâmina de bisturi;
- A raspagem deve ser feita em profundidade, até ao aparecimento de uma ligeira hemorragia
capilar.
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- Enviar a amostra dentro de recipientes apropriados.
URIANÁLISE
A urina deve ser colhida preferencialmente por cistocentese. Apesar de se poder colher por
micção normal ou cateterismo.
As amostras devem ser enviadas em recipientes estéreis, de boca larga e com tampa de rosca e
em refrigeração.
A primeira amostra de urina de manhã é a melhor para a análise.
Para análise de cálculos urinários, estes devem ser colocados num frasco limpo e seco e
mantidos em temperatura ambiente.
A amostra para sedimento urinário deve ser centrifugada, num tubo eppendorf, a 6000 rpm
durante 6 minutos. Observando-se apenas o sedimento.
ENDOCRINOLOGIA
1. Introdução
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Para a determinação de ACTH, ADH, Renina colher sangue para um tubo com EDTA (roxo), para
obtenção de plasma. Para os restantes parâmetros, o sangue deve ser colhido para um tubo com
esferas separadoras (vermelho), para obtenção de soro.
2. Testes endócrinos
2.1 Racio cortisol/creatinina urinários
- Colheita de 10 ml de urina.
2.2 Teste de estimulação com ACTH
- Colheita de sangue para o doseamento do cortisol basal;
- Administrar 0.25 mg/cão IM de ACTH sintética;
- Colheita de sangue, após 1 hora, após a administração de ACTH, para doseamento do cortisol.
2.3 Teste de supressão com dexametasona a doses baixas
- Colheita de sangue para o doseamento do cortisol basal;
- Administrar 0.01 mg/kg IV de dexametasona;
- Colheita de sangue 4 e 8 horas após a administração da dexametasona, para doseamento do
cortisol basal.
2.4 Teste de supressão com dexametasona a doses altas
- Colheita de sangue para o doseamento de cortisol basal;
- Administrar 0,1 mg/kg IV de dexametasona;
- Colheita de sangue 8 horas após a administração da dexametasona, para medição do cortisol.
2.5 Concentração plasmática de ACTH
- Colheita de sangue para o doseamento de ACTH.
2.6 Concentração de T3 (Triodotironina)
- Colheita de sangue para doseamento da T3.
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2.7 Concentração de T4 total (Tiroxina total) ou T4 livre (Tiroxina livre)
- Colheita de sangue para doseamento da T4 total ou T4 livre.
2.8 Concentração de TSH (Tirotropina)
- Colheita de sangue para doseamento da TSH.
TOXICOLOGIA
Parta a determinação de chumbo, o sangue colhido deve ser enviado num tubo com EDTA (roxo).
Os restantes parâmetros devem ser avaliados em soro, ou seja, o sangue deve ser colhido para
um tubo com esferas separadoras (vermelho).
Junto com o material deve-se enviar a anamnese completa e qual é o agente tóxico suspeito.
As descrições clínicas e epidemiológicas auxiliam na diferenciação de envenenamento.
SEROLOGIA
Existe uma grande variedade de métodos de detecção de antigénios (Ag) de um determinado
microrganismo ou de anticorpos (Ac) contra esse mesmo microrganismo. Entre eles temos, IFI
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(indirect immunofluorescence), ELISA (enzyme-linked immunoabsorbent Assay), RIA (rare
isotope accelerator), AGID (agar gel immunodiffusion), AL (latex agglutination), IFD (direct
immunofluorescence),
WB
(western
blot),
NV
(viral
neutralizing
test),
IR
(radial
immunodiffusion), MAT (gel microagglutination), IH (immunohistochemistry), FAVN (fluorescent
antibody virus neutralisation).
Os resultados positivos nos testes de Ac séricos devem ser interpretados somente como evidência
da presença de infecção ou infecção prévia pelo agente em questão. Resultados positivos nos
testes de Ag séricos comprovam a infecção, o que contrasta com os com os procedimentos de
detecção de Ac, que apenas documentam a exposição a um determinado agente infeccioso.
O sangue deve ser colhido para tubos com EDTA (roxo) ou sem anticoagulante (vermelho), de
acordo com o tipo de serologia pretendido e técnica desejada.
Dados sobre as vacinações são importantes.
Teste
Método
laboratorial
Amostra
Quantidade mínima
(ml)
Adenovírus Canino I e II (Acs)
IFI
Soro
0.5
Anaplasma phagocytophilum (Acs)
ELISA
Soro
0.2
Anaplasma phagocytophilum + A. platys (Acs)
fELISA
EDTA
0.2
Anaplasma spp.
ELISA
Soro
0.5
Anticorpos Antinucleares (ANA)
IFI
Soro
0.5
Anticorpos Receptores de Acetilcolina (Miastenia Gravis)
RIA
Soro
1
Aspergillus fumigatus (Ag)
AGID
Soro
0.7
Babesia canis (Acs)
IFI
Soro
0.2
Borrelia burgdorferi (doença de Lyme - Acs)
ELISA
Soro
0.3
Borrelia burgdorferi (doença de Lyme - Acs)
fELISA
EDTA
0.2
Brucella canis (Acs)
AL
Soro
0.2
Calicivírus Felino (Acs)
IFI
Soro
0.2
Chlamydophila (Acs)
ELISA
Soro
0.2
Chlamydophila psittaci (Acs)
ELISA
Soro
0.2
Clostridium perfringens (enterotoxina)
ELISA
Fezes
0.2
Coronavírus entérico canino (Ag)
ELISA
Fezes
-
Coronavírus felino (Acs)
IFI
Soro
0.2
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Coronavirus felino (Acs) + proteinograma
IFI/Elect.
Soro
0.3
Cryptococcus neoformans (Ag)
AL
Soro
0.5
Cryptosporidium parvum (Ag)
ELISA
Fezes
-
Dirofilaria immitis (Ag de formas adultas)
ELISA
Soro
0.2
Dirofilaria immitis (Ag de formas adultas)
fELISA
EDTA
0.2
Ehrlichia canis (Acs)
IFI
Soro
0.2
Ehrlichia canis (Acs)
fELISA
EDTA
0.2
Encephalitozoon cuniculi (Acs)
IFI
Soro
0.2
Esgana IgG (Acs)
ELISA
Soro
0.2
Esgana IgM (Acs)
ELISA
Soro
0.2
Esgana (Acs: IgG + IgM)
ELISA
Soro
0.2
Esgana (Ag)
IFD
Esfregaço
conjuntival
-
FeLV (Vírus da Leucemia Felina - Ag)
ELISA
EDTA
0.2
FIV (Vírus da Imunodeficiência Felina - Acs)
ELISA
Soro
0.2
FIV (Acs por Western Blot)
WB
Soro
0.2
FIV (Acs) + FeLV (Ag)
ELISA
Soro/EDTA
0.3
FIV (Acs) + FeLV (Ag)
fELISA
EDTA
0.3
FIV + FeLV + Coronavírus felino (Acs)
ELISA
Soro/EDTA
0.4
FIV + FeLV + Dirofilaria immitis (Acs)
fELISA
EDTA
0.3
Giardia (Ag)
ELISA
Fezes
-
Giardia (Ag)
fELISA
Fezes
-
Herpesvírus + Calicivírus + Panleucopénia (gato)
ELISA
Soro
0.3
Herpesvírus Canino (Acs)
NV
Soro
0.3
Herpesvírus Felino (Acs)
ELISA
Soro
0.3
Histoplasma capsulatum (Acs)
AGID
Soro
0.5
Imunoglobulina G
IR
Soro
0.2
Imunoglobulina M
IR
Soro
0.2
Leishmania (Acs)
IFI
Soro
0.2
Leishmania (Acs)
fELISA
EDTA
0.2
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MANUAL DE COLHEITA DE ANÁLISES PARA O LABORATÓRIO
Leishmania (Acs) + Ehrlichia canis (Acs) + PTG
IFI / Electr.
Soro
0.3
Leishmania (Acs) + PTG
fELISA / Electr.
Soro
0.2
Leptospirose (Acs)
MA
Soro
0.3
Neospora caninum (Acs)
IFI
Soro, LCR
0.2
Panleucopénia Felina (Vírus-Acs)
IH
Soro
0.2
Panleucopénia Felina (Vírus - Ag)
ELISA
Fezes
-
Parvovírus Canino (Acs)
fELISA
Fezes
1
Parvovírus Canino (Ag)
ELISA
Fezes
-
Perfil de hemoparasitas cão (A. phagocytophilum, B. burgdorferi, D
immitis, E. canis)
fELISA
EDTA
0,8
Raiva (Acs)
FAVN
Soro
1
Rickettsia conorii (Acs)
ELISA
Soro
0.2
Rotavirus (Ag)
AL
Fezes
-
Sarcoptes scabiei (Acs)
ELISA
Soro
0.2
Toxoplasma (Acs; IgG)
IFI
Soro
0.2
Toxoplasma (Acs; IgM)
IFI
Soro
0.2
Toxoplasma (Acs; Ig Policlonal)
AL
Soro
0.2
BIOLOGIA MOLECULAR
O PCR (polymerase chain reaction) é uma técnica útil para a detecção de um pequeno número de
microrganismos em amostras biológicas. Geralmente, o PCR é muito mais sensível do que as
técnicas citológicas ou histopatológicas e é comparável à cultura e à inoculação em animais de
laboratório. Dada a sua grande sensibilidade, pode gerar falsos positivos, se a amostra for
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MANUAL DE COLHEITA DE ANÁLISES PARA O LABORATÓRIO
contaminada durante a colheita ou realização do método laboratorial. É uma técnica que detecta
microrganismos vivos ou mortos e, pode ser positiva mesmo que a infecção se encontre
controlada. Desta forma, resultados positivos comprovam a infecção e não a doença induzida
pela infecção.
O material a ser colhido deve estar de acordo com o tipo de teste pretendido e técnica desejada.
Teste
Amostra
Quantidade
mínima (ml)
Adenovírus Canino tipo II (CADV-2)
EDTA, fígado,amostra nasal, traqueal ou
conjuntival
0.5
Anaplasma spp. (DNA)
Medula Óssea, Líquido Sinovial, Carraças
0.5
Babesia felis (DNA)
EDTA
0.5
Babesia spp. (DNA)
EDTA
0.5
Bartonella spp. (DNA)
EDTA, Aspirado ganglionar, amostra
conjuntival
0.5
BFD (Poliomavírus - DNA)
EDTA; amostra cloacal; penas; post
mortem: rim, fígado, baço
0.5
Borrelia burgdorferi (DNA)
Aspirado articular; biopsia; LCR; EDTA
(fase aguda)
0.5
Calicivírus Felino (RNA)
EDTA; amostra conjuntival, nasal,
faríngea
0.5
Chlamydophila felis (RNA)
Amostra conjuntival, traqueal
-
Chlamydophila psittaci (DNA)
Amostra cloacal, conjuntiva, traqueal;
fezes
-
Chlamydophila spp. (DNA)
Amostras cloacal, conjuntiva, nasal,
faringe, genital; fezes (aves)
-
Circovírus (PBF - DNA)
EDTA + amostra cloacal; penas ; post
mortem: rim, fígado, baço
0.5
Clostridium perfringens (enterotoxina - DNA)
Fezes
-
Coronavirus Entérico Canino (RNA)
Fezes, amostra rectal
-
Coronavirus felino (RNA)
Fezes, amostra rectal líquido efusão, soro
0.5
Coronavirus respiratorio canino (RNA)
Amostra nasal, traqueal
-
Cryptosporidium spp. (DNA)
Fezes
-
Dirofilaria spp. (DNA)
EDTA
0.5
Ehrlichia canis (DNA)
EDTA, Medula óssea, carraça
0.5
20
MANUAL DE COLHEITA DE ANÁLISES PARA O LABORATÓRIO
Ehrlichia spp. (DNA)
EDTA, Medula óssea, carraça
0.5
Esgana (RNA)
EDTA (fase febril); amostra conjuntival,
rectal, nasal, LCR
0.5
FeLV (Progenoma DNA)
EDTA, Medula Óssea em EDTA
0.5
FIV (Progenoma DNA)
EDTA, Medula Óssea em EDTA
0.5
Giardia spp. (DNA)
Fezes
-
HCM (Cardiomiopatia Hipertrófica; Gato)
EDTA
0.5
Helicobacter spp. (DNA)
Fezes, biopsia gástrica
-
Hepatozoon canis (DNA)
EDTA, carraças
-
Herpesvírus Canino (DNA)
Amostra ocular, genital; material de
aborto; fígado, pulmões, rim, baço
-
Herpesvírus Felino (DNA)
Amostra conjuntival, corneal, nasal,
faríngea, vaginal; material de aborto
-
Influenza canina (RNA)
Amostra nasal, traqueal
-
Leishmania (DNA)
EDTA, urina, lesões de pele; biopsia;
medula óssea em EDTA
0.5
Leptospira spp. (DNA)
EDTA, urina, LCR
0.5
MDR (Hipersensibilidade à Ivermectina)
EDTA
1.0
Mycoplasma felis (DNA)
Amostra nasal, ocular ou genital,
secreção traqueal/nasal
-
Mycoplasma spp. (DNA)
Amostra conjuntival, traqueal, genital,
secreção traqueal/nasal.
-
Panleucopénia Felina (Parvovírus) (DNA)
Fezes, amostra rectal
-
Parainfluenza canina tipo 3 (Virus - RNA)
Amostra nasal e traqueal
-
Parentesco
EDTA, pêlo com raiz, amostra de mucosa
0.5
Parvovirus Canino (DNA; CPV2a, CPV2b, CPV2c)
EDTA (Virémia), fezes amostra rectal
0.5
PBFD, Circovirus (Psittacine Beak & Feather disease)
EDTA + penas; amostra cloacal (diarreia);
penas ; post mortem: rim, fígado, baço
0.5
Pedigree genético
EDTA, pêlo com raiz,
0.5
Perfil de Diarreia Canina (Giardia spp,. Cryptosporidium spp., Salmonella spp., Clostridium
Fezes
-
Perfil de Diarriea Felina (Tritrichomonas foetus, Giardia spp., Crypstosporidium spp.,
Toxoplasma gondii, Salmonella spp., Clostridium perfringensenterotoxina, Coronavírus felino,
Panleucopénia felina)
Fezes
-
Perfil PCR de hemoparasistas (Anaplasma spp., Babesia spp., Ehrlichia spp., Hepatozoon
EDTA
0.8
perfringens enterotoxina, Coronavírus entérico canino, Parvovírus canino e Esgana)
canis)
21
MANUAL DE COLHEITA DE ANÁLISES PARA O LABORATÓRIO
Perfil Oftalmológico Felino (Chlamydophila felis, Mycoplasma felis, Herpesvírus Felino 1)
Amostra conjuntival
-
Perfil Respiratório Canino (Adenovírus canino tipo II, Coronavírus entérico canino,
Amostra conjuntival, amostra cavidade
orofaríngea
-
Mycoplasma felis)
Amostra conjuntival, amostra cavidade
orofaríngea
-
PKD (Doença renal poliquística felina)
EDTA
1.0
Poliomavirus (BFD-Virus; DNA)
EDTA; fezes; amostra cloacal; penas; rim,
fígado, baço
0.5
Poliomavirus + Circovirus Plumas
EDTA, penas
0.5
Poliomavirus + Circovirus + Chlamydophila psittaci
Fezes, amostra cloacal, EDTA + Penas
0.5
Poliomavirus + Circovirus + Chlamydophila psittaci + Sexagem de aves
Fezes, amostra cloacal, EDTA + Penas
0.5
Poliomavirus + Circovirus + Sexagem de aves
EDTA + Penas
0.5
Salmonella spp. (DNA)
Fezes
-
Sexagem de aves
Penas
-
Toxoplasma gondii (DNA)
EDTA (febre); LCR, amostra vaginal,
placenta; lavagem bronquial
-
Trichomonas foetus (DNA)
Fezes
-
Herpesvírus canino, Influenza canina, Esgana, Parainfluenza canina tipo III)
Perfil Respiratorio Felino (Chlamydophila felis, Calicivírus felino, Herpesvírus Felino 1,
DIAGRAMAS
22
MANUAL DE COLHEITA DE ANÁLISES PARA O LABORATÓRIO
Melena
Epistaxis
Petéquias
Equimoses
Hematemese
Hematúria
Contagem plaquetas
Exposição rodenticidas/tóxicos
Hemoptise
Hemorragias
Hematomas
Tempo de hemorragia bucal
Contagem plaquestas
Provas de coagulação
Avaliar rodenticidas
Resposta à vitamina K
Avaliar cavidade oral
Radiografia tórax
23
MANUAL DE COLHEITA DE ANÁLISES PARA O LABORATÓRIO
Linfadenopatia
Aspiração gânglio
linfático
Cultura
Repetir aspiração
Repetir cultura
Hemagrama
Bioquímica
FeLV/FIV
Avaliação de doenças
infecciosas
Aspiração MO
Biópsia gânglio
linfático
24
MANUAL DE COLHEITA DE ANÁLISES PARA O LABORATÓRIO
Esplenomegalia
Hemograma
Bioquímica
FeLV/FIV
Cirurgia exploratória
Abdominocentese
Aspiração
Biópsia
25
MANUAL DE COLHEITA DE ANÁLISES PARA O LABORATÓRIO
Mucosas pálidas
Hemograma
Anemia
Reticulograma
Regenerativa
Proteínas plasmáticas
Não regenerativa
Exame coprológico
Sangue oculto nas fezes
Hemograma
Exame coprológico
Urianálise
Morfologia celular e Fe
Bioquímica
Urianálise
FelV
T4
Estimulação ACTH
Morfologia celular
Ácidos biliares
Aspiração MO
Avaliação cavidades corporais
Exame coprológico
Urianálise
Hemograma
Teste de Combs
Coagulograma
Cirurgia exploratória
26
MANUAL DE COLHEITA DE ANÁLISES PARA O LABORATÓRIO
Icteríca
Hemograma
Reticulócitos
Bioquímica
Verificação perda sangue
Evaliação T4
Esfregaço sanguíneo
Aspiração fígado
Coagulograma
Biópsia fígado
27
MANUAL DE COLHEITA DE ANÁLISES PARA O LABORATÓRIO
Vómito
Vacinação
Teste parvovirose
Esfregaço descargas oculonasais
Teste FIV e FeLV
Exposição tóxicos ou drogas
Avaliação dieta
Exame físico
Imagiologia abdominal
28