UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA
FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA
CÂMPUS DE BOTUCATU
EXTRATO OLEOSO DE URUCUM NA ALIMENTAÇÃO DE
FRANGOS DE CORTE
FABIANA GOLIN LUIGGI
Tese apresentada ao Programa
de Pós-graduação em Zootecnia
como parte das exigências para
a obtenção do título de Doutor.
BOTUCATU - SP
Março – 2015
UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA
FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA
CÂMPUS DE BOTUCATU
EXTRATO OLEOSO DE URUCUM NA ALIMENTAÇÃO DE
FRANGOS DE CORTE
FABIANA GOLIN LUIGGI
Zootecnista
Orientador: Prof. Dr. José Roberto Sartori
Coorientadora: Profa. Dra. Aline Mondini Calil Racanicci
Tese apresentada ao Programa
de Pós-graduação em Zootecnia
como parte das exigências para
a obtenção do título de Doutor.
BOTUCATU - SP
Março - 2015
FICHA CATALOGRÁFICA ELABORADA PELA SEÇÃO TÉCNICA DE AQUISIÇÃO E TRATAMENTO
DA INFORMAÇÃO – SERVIÇO TÉCNICO DE BIBLIOTECA E DOCUMENTAÇÃO - UNESP - FCA
- LAGEADO - BOTUCATU (SP)
L952e
Luiggi, Fabiana Golin, 1985Extrato oleoso de urucum na alimentação de frangos de
corte / Fabiana Golin Luiggi. – Botucatu : [s.n.], 2015
xii, 154 f.: tabs.
Tese (Doutorado) - Universidade Estadual Paulista, Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Botucatu, 2015
Orientador: José Roberto Sartori
Coorientador: Aline Mondini Calil Racanicci
Inclui bibliografia
1. Frango de corte. 2. Frango de corte – Alimentação. 3.
Urucum. 4. Óleos vegetais. I. Sartori, José Roberto. II.
Racanicci, Aline Mondini Calil. III. Universidade Estadual
Paulista “Júlio de Mesquita Filho” (Campus de Botucatu).
Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia. IV. Título.
i
“Ser feliz é reconhecer que vale a pena viver apesar de todos os
desafios, incompreensões e períodos de crise. Ser feliz é deixar de
ser vítima dos problemas e se tornar autor da própria história. É
atravessar desertos fora de si, mas ser capaz de encontrar um
oásis no recôndito da sua alma.”
Fernando Pessoa
ii
Dedico
Dedico a minha tese de doutorado e todo o crescimento que obtive durante essa
formação a Deus, aos meus pais Antônio Prado Luiggi Junior e Leonora Golin, às
minhas irmãs Fernanda Golin Luiggi e Renata Golin Alves, aos meus avós Antônio e
Maria Luiggi e Sérgio e Neyde Golin, ao meu noivo Ricardo Fasanaro, aos meus
amigos tão maravilhosos e importantes na minha vida, e aos professores José Roberto
Sartori, Aline Mondini Calil Racanicci, Dirlei Antonio Berto, Roberto de Oliveira Roça
e Edgar Orlando Oviedo-Rondón.
iii
A gradeço
À Deus e à Nossa Senhora por esta vida mais do que iluminada. Pelo amor dos meus
familiares e amigos e pela força para lutar sempre pelos meus sonhos. Por estarem
SEMPRE presentes.
Aos meus pais Antonio e Leonora, por serem tão incríveis, tão presentes, tão amigos.
Por me encherem de amor nas suas mais diversas maneiras e por sempre me
estenderem as mãos.
Aos meus avós Antonio, Maria, Sérgio e Neyde pelo amor, ensinamentos e velas
milagrosas acesas por mim.
Às minhas irmãs Fernanda e Renata, por serem minhas melhores amigas, minhas
parceiras, meus verdadeiros amores.
Ao meu noivo Ricardo Fasanaro, que transformou a minha vida ajudando-me a estar
em dois lugares ao mesmo tempo sempre que necessário, ensinando-me a ser menos
egoísta, mostrando-me o valor dessa parceria linda e dando-me o seu coração e seu
colo de presente!
Aos meus “bonsdrastos” Wellington e Audrey, pela amizade, torcida, carinho e bom
humor em todos os momentos!
Aos demais familiares, por sempre acreditarem em mim e em meus sonhos e torcerem
verdadeiramente pelo meu sucesso e felicidade.
iv
À todos os meus AMIGOS, pelo amor que sentimos uns pelos outros! Rê Vidotto, Elis,
Bia, Kellyn, Mari Rossi, Dan, Mi Leoratti, Rodrigo Semprebom (Jegue), Rodrigo
Diorio, Marcelo Marcom (Mikuin), Mariana Rossi, Erica Zeni, Mariana Piva, Jovacir
Vitoreli, Valdete Sena, Marcio Pompermaier, João Victor Tamanini Corrêa.
Aos amigos que conquistei na FMVZ, Vanessa, Priscila, Ana Cristina, Lúcio, Thaila,
Cristiano Magalhães, Peterson, Carolina Miranda, Giovanni (Kodak), Dani e Nara,
por todo o apoio durante essa fase e por terem aberto os seus corações para mim!
Às meninas do Laboratório de Nutrição da Universidade Estadual de Brasília, Cris,
Danni Migotto, Giovana Soares, Luiza Ribeiro, Thais de Souza, Cristiane de Lima e
Geovana Rocha, por mais do que me ajudarem e tornarem possível a realização de
algumas análises. Meninas, eu nunca vou esquecer o modo como me receberam e
fizeram os meus dias em Brasília um momento gostoso e que deixou muita saudade.
Vocês são uma equipe especial.
Ao meu orientador Prof. Dr. José Roberto Sartori, por TUDO isso. Por essa conquista.
Amadureci de diversas maneiras, aprendi a entender e respeitar o momento das
pessoas, aprendi a conhecer e a controlar a minha ansiedade, aprendi o quanto sou
capaz de resolver os meus problemas sem entrar em pânico, aprendi a trabalhar duro e
a enfrentar a vida. Muito obrigada professor Sartori por todo carinho e dedicação que
teve por mim, quero registrar a admiração que sinto pelo senhor desde o meu
mestrado, o respeito, a amizade e a satisfação em ter sido sua orientada.
À minha coorientadora, a Prof.ª Dr.ª Aline Mondini Calil Racanicci (UnB,
Universidade de Brasília) por acreditar em mim, acreditar em nossa pesquisa e aceitar
fazer parte dessa equipe. Obrigada, professora, pelos conselhos, ensinamentos e
momentos divertidos que passamos juntas!
À pesquisadora Dr.ª Érika Salgado Politi Braga Saldanha (APTA, Unidade de Pesquisa
de Desenvolvimento de Brotas), por todo carinho que demonstrou por mim desde o
primeiro momento, por receber-me de braços e coração abertos, abrir as portas da sua
v
casa, ensinar-me muito sobre pesquisa e ajudar-me a enfrentar as dificuldades.
Obrigada pelas risadas e por tornar-se uma amiga.
Ao Prof. Dr. Roberto de Oliveira Roça por me receber com carinho e atenção em seu
laboratório e me ajudar a decifrar os enigmas das análises. Agradeço pelas conversas
sempre divertidas e pelas importantes lições que me passou. É com grande respeito e
admiração que agradeço por ter contribuído de forma essencial na minha formação
não somente profissional, mas pessoal.
Ao Prof. Dr. Edgar Orlando Oviedo-Rondón (NCSU, North Carolina State University),
por ter acreditado em mim. Por dar oportunidade àquela menina nervosa e confusa que
encontrou pela primeira vez. Por me receber em seu laboratório com paciência e
dedicar o seu tempo a ajudar-me com a minha pesquisa.
Ao Prof. Dr. Dirlei Antonio Berto, meu orientador durante o mestrado e por quem eu
tenho muito carinho, admiração e respeito.
À Prof.ª Drª. Marcia Maria Pereira Sartori, pela paciência comigo e com as minhas
tabelas lindas!
Ao Programa de Pós-Graduação em Zootecnia da FMVZ - UNESP, Câmpus de
Botucatu, pela oportunidade e confiança.
Aos colegas da FMVZ - UNESP, Câmpus de Botucatu, agradeço carinhosamente por
toda a ajuda e apoio.
À todos os professores da UNESP de Botucatu que estiveram presentes em minha
formação. Alguns com bastante frequência, outros menos, mas todos se fizeram muito
importantes para mim. Em especial aos professores Antonio Celso Pezzato, Luiz
Edivaldo Pezzato, Ricardo Orsi e Margarida Maria Barros.
vi
Aos funcionários da seção de Pós-Graduação em Zootecnia da FMVZ - UNESP,
Câmpus de Botucatu, Seila e Carlos, por sempre me salvarem nos momentos de
dúvidas. Por toda a atenção e carinho que recebi durante todos esses anos na pósgraduação.
Aos funcionários da Fábrica de Ração, Supervisão de Fazendas, Laboratório de
Nutrição de Aves, Dep. Nutrição e Melhoramento Animal e Dep. de Produção Animal
da FMVZ - UNESP, Câmpus de Botucatu, pelos auxílios prestados e momentos de
descontração.
Aos amigos que conheci na NCSU durante o doutorado sanduíche, sem vocês teria sido
difícil! Vocês tornaram esse momento delicioso e mais especial! Albaraa, Thays, Nádia,
Abdoullah, Jenna, Catherine, China! Agradeço também aos funcionários da NCSU que
me acolheram com muito carinho!
À FAPESP – Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo, pela bolsa e
auxílio-pesquisa concedidos, permitindo a realização do meu doutorado (Processo
2011/23731-5 e Processo 2012/05415-1.)
À CAPES – Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior, pela bolsa
de Programa de Doutorado Sanduíche no Exterior, que tornou possível o meu sonho.
Às empresas KRATOS – Indústria e Comércio de Aditivos e CONDITEM –
Condimentos e Temperos, por acreditarem no meu trabalho e pela doação de grande
parte do Extrato Oleoso de Urucum utilizado no projeto.
À todas as pessoas que, direta ou indiretamente, contribuíram para a feliz e bem
sucedida realização do meu doutorado.
vii
Durante o doutorado tive a oportunidade de realizar estágio no exterior, conhecido
como doutorado sanduíche, experiência que recomendo a todos que tenham
oportunidade. Não tenho palavras para explicar o quanto cresci, o quanto sou grata. E
deixo os meus sinceros agradecimentos às pessoas que tornaram isso possível: meus
pais, meu noivo e meus orientadores Prof. Dr. Sartori e Prof. Dr. Oviedo. Incrível.
viii
SUMARIO
Página
CAPÍTULO 1......................................................................................................
1
CONSIDERAÇÕES INICIAIS............................................................................
2
Introdução.......................................................................................................
2
Revisão de Literatura......................................................................................
3
1. Espécies Reativas.................................................................................
3
1.1.
Espécies Reativas de Oxigênio – ERO.........................................
4
1.1.1.
Oxigênio Singlete (1O2)...................................................
7
1.1.2.
Radical Superóxido (O2-)................................................
8
-
1.1.3.
Radical Hidroxila (OH )...................................................
8
1.1.4.
Peróxido de Hidrogênio (H2O2).......................................
8
1.2.
Espécies Reativas de Nitrogênio – ERN....................................
9
2.
Lipídios.......................................................................................
10
2.1.
Lipídios de armazenamento.......................................................
10
2.2.
Lipídios estruturais de membranas............................................
11
2.3.
Lipídios no organismo.................................................................
12
2.4.
Lipídios nos alimentos................................................................
12
2.5.
Composição Lipídica da Carne de Frango................................
13
3.
Oxidação / Reação de Óxido-Redução.....................................
14
3.1.
Estresse Oxidativo......................................................................
15
3.2.
Oxidação Lipídica.......................................................................
16
3.3.
Oxidação Lipídica na Carne de Frango......................................
20
3.4.
Uso de óleos e gorduras oxidados na alimentação animal........
22
4.
Antioxidantes..............................................................................
24
4.1.
Antioxidantes de Origem Endógena...........................................
25
4.2.
Antioxidantes de Origem Exógena.............................................
26
4.3.
Carotenoides..............................................................................
28
5.
Urucum e Bixina.........................................................................
31
5.1.
A bixina como antioxidante na nutrição animal..........................
34
5.2.
A bixina como antioxidante na indústria de alimentos...............
35
5.3.
Características hipolipidêmicas da bixina..................................
36
Referências........................................................................................................
39
ix
SUMARIO
CAPÍTULO 2......................................................................................................
59
NÍVEIS DE SUPLEMENTAÇÃO DE EXTRATO OLEOSO DE URUCUM EM
DIETAS DE FRANGOS DE CORTE................................................................
60
Resumo..........................................................................................................
60
Introdução.......................................................................................................
61
Material e Métodos.........................................................................................
62
Resultados e Discussão.................................................................................
68
Agradecimentos..............................................................................................
77
Referências.....................................................................................................
77
CAPÍTULO 3......................................................................................................
97
O EXTRATO OLEOSO DE URUCUM COMO ANTIOXIDANTE NATURAL
EM DIETAS DE FRANGOS DE CORTE SUPLEMENTADAS COM ÓLEO DE
SOJA FRESCO OU OXIDADO.........................................................................
98
Resumo...........................................................................................................
98
Introdução.......................................................................................................
100
Material e Métodos.........................................................................................
101
Resultados e Discussão.................................................................................
110
Conclusão.......................................................................................................
124
Agradecimentos..............................................................................................
124
Referências.....................................................................................................
124
CAPÍTULO 4......................................................................................................
152
IMPLICAÇÕES..................................................................................................
153
x
LISTA DE TABELAS
Página
CAPÍTULO 2....................................................................................................
59
Tabela 1. Composição percentual e valores nutricionais calculados das
rações basais..................................................................................................
85
Tabela 2. Tabela 2. Laudo de Análise. Suspensão concentrada de urucum..
86
Tabela 3. Efeitos de níveis de extrato oleoso de urucum no desempenho
de frangos de corte Cobb 500 de 1 a 7 dias de idade.....................................
87
Tabela 4. Efeitos de níveis de extrato oleoso de urucum no desempenho
de frangos de corte Cobb 500 de 1 a 21 dias de idade...................................
88
Tabela 5. Efeitos de níveis de extrato oleoso de urucum no desempenho
de frangos de corte Cobb 500 de 1 a 42 dias de idade...................................
89
Tabela 6. Valores de peso vivo e rendimentos de carcaça, peito, coxa e
gordura abdominal de frangos de corte alimentados com ração
suplementada com bixina................................................................................
90
Tabela 7. Parâmetros de qualidade de carne analisados na carne do peito
de frangos de corte alimentados com ração suplementada com extrato
oleoso de urucum ...........................................................................................
91
Tabela 8. Teor de colesterol (mg/100 g de amostra) em amostras de carne
de peito (sem pele), carne de coxa (com pele) e porcentagem de gordura
abdominal de frangos de corte alimentados com ração suplementada com
extrato oleoso de urucum ...............................................................................
92
Tabela 9. Valores médios de substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrico
(µmol de MDA/kg de amostra) na carne de peito de frangos de corte crua e
após cozimento (dia 0) e armazenada sob refrigeração (4ºC) por até 10
dias ........................................................................................................
93
Tabela 10. Valores médios de substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrico
(µmol de MDA/kg de amostra) na carne da coxa crua e após cozimento (dia
0)
e
armazenada
sob
refrigeração
(4ºC)
por
até
10
dias..................................................................................................................
94
Tabela 11. Valores médios de substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrico
(µmol de malonaldeído/kg de amostra) na gordura abdominal de frangos de
corte crua, após 10 dias de armazenamento resfriado (4ºC)..........................
Tabela 12. Perfil lipídico e ‘status’ oxidativo (nmol de MDA/mL) plasmático
95
xi
de frangos de corte suplementados com extrato oleoso de urucum na
dieta.................................................................................................................
96
CAPÍTULO 3
97
Tabela 1. Composição percentual e valores nutricionais calculados das
rações basais..................................................................................................
135
Tabela 2. Tabela 2. Laudo de Análise. Suspensão concentrada de
urucum.............................................................................................................
Tabela
3.
Parâmetros
analíticos
do
óleo
utilizado
nas
136
rações
experimentais..................................................................................................
137
Tabela 4. Resultados do ensaio de metabolismo realizado na fase inicial de
criação (ensaio 14 a 21 dias)..........................................................................
138
Tabela 5. Resultados do ensaio de metabolismo realizado na fase de
crescimento (ensaio 28 a 35 dias)...................................................................
139
Tabela 6. Efeitos de níveis de extrato oleoso de urucum no desempenho
de frangos de corte Ross 308 de 1 a 7 dias de idade.....................................
140
Tabela 7. Efeitos de níveis de extrato oleoso de urucum no desempenho
de frangos de corte Ross 308 de 1 a 21 dias de idade...................................
141
Tabela 8. Efeitos de níveis de extrato oleoso de urucum no desempenho
de frangos de corte Ross 308 de 1 a 35 dias de idade...................................
142
Tabela 9. Efeitos de níveis de extrato oleoso de urucum no desempenho
de frangos de corte Ross 308 de 1 a 42 dias de idade...................................
143
Tabela 10. Valores de peso vivo e rendimentos de carcaça, peito, coxa e
porcentagem de gordura abdominal de frangos de corte aos 42 dias de
idade................................................................................................................
144
Tabela 11. Parâmetros de qualidade de carne analisados na carne do peito
de frangos de corte aos 42 dias de idade.......................................................
145
Tabela 12. Análise sensorial de aroma característico de carne de frango e
aroma estranho (ranço), realizada em amostras de carne de peito cruas e
cozidas............................................................................................................
146
Tabela 13. Teor de colesterol (mg/100 g de amostra) em amostras de
peito, coxa (carne com pele, apenas carne e apenas pele) e gordura
abdominal de frangos de corte........................................................................
Tabela 14. Valores médios de substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrico
(µmol de MDA/kg de amostra) na carne de peito crua e após cozimento
147
xii
(dia 0) e armazenada sob refrigeração (4ºC) por até 10 dias.........................
148
Tabela 15. Valores médios de substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrico
(µmol de MDA/kg de amostra) na carne da coxa crua e após cozimento (dia
0) e armazenada sob refrigeração (4ºC) por até 10 dias................................
149
Tabela 16. Valores médios de substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrico
(µmol de MDA/kg de amostra) na gordura abdominal de frangos de corte
crua, após 10 dias de armazenamento resfriado (4ºC)...................................
150
Tabela 17. Perfil lipídico e status oxidativo (nmol de MDA/ml) plasmático de
frangos de corte...............................................................................................
151
LISTA DE FIGURAS
Página
CAPÍTULO 2....................................................................................................
59
Figura 1. Figura 1. Médias diárias de temperatura do ar (T ºC......................
69
CAPÍTULO 3....................................................................................................
97
Figura 1. Figura 1. Médias diárias de temperatura do ar (T ºC)....................
112
CAPÍTULO 1
2
CONSIDERAÇÕES INICIAIS
INTRODUÇÃO
Segundo o relatório de 2013 da Food and Agricultural Organization of The
United Nation (Statistic Division) - FAOSTAT, a produção mundial de carne de frango
foi de 108.669.145 de toneladas, e a produção brasileira foi de 12.915.253 toneladas.
Para manter crescente a demanda da carne, produtores e indústrias de alimento
devem estar sempre atentos às exigências feitas pelos consumidores.
Compostos antioxidantes são adicionados aos alimentos e às rações com
objetivo de proteger os nutrientes dos efeitos da oxidação e reduzir os danos
causados pelas reações de óxido-redução no organismo. Antioxidantes sintéticos,
como o butilato de hidroxianisol (BHA) e o butilato de hidroxitolueno (BHT) têm sido
muito utilizados. Porém, relatos da possível ação carcinogênica dessas substâncias
têm levado os consumidores a rejeitar produtos que os contenham (LUNA et al.,
2010). Dessa forma, os antioxidantes naturais passaram a ser considerados
alternativas interessantes para combater e retardar as alterações oxidativas nas
rações e produtos cárneos.
Atualmente tem crescido a preocupação com a qualidade do alimento por parte
do consumidor, que passou a exigir alimentos cada vez mais saudáveis e naturais.
Sabe-se que o teor de lipídios consumido está diretamente ligado à ocorrência de
doenças cardíacas, sendo prejudicial quando em excesso. Assim, uma vez que há na
literatura pesquisas citando a bixina como um composto natural capaz de atuar como
agente antioxidante e hipolipidêmico, o experimento teve como objetivo avaliar se o
extrato oleoso de urucum (bixina 7%) adicionado às dietas de frangos de corte possui
propriedades antioxidantes e hipolipidêmicas.
3
REVISÃO DE LITERATURA
1.
ESPÉCIES REATIVAS
Por meio do desenvolvimento natural das atividades e dos processos
metabólicos dos organismos, como a produção de energia, a fagocitose, a regulação
do crescimento celular, a sinalização intercelular e a síntese de substâncias biológicas,
ocorre a formação de compostos químicos reativos, ou espécies reativas, presentes
na maioria dos sistemas biológicos (ANDERSON, 1996; YU; ANDERSON, 1997). Em
humanos, essas espécies reativas podem também ser geradas por fatores externos,
como radiação, fumo, poluição ambiental, álcool, estresse, consumo de gorduras
saturadas e diversas substâncias tóxicas, como herbicidas e drogas.
Radicais livres são espécies químicas independentes, que possuem um ou
mais elétrons desemparelhados nos orbitais externos. Esse elétron livre favorece a
entrada de elétrons no orbital externo proveniente de outras moléculas, o que torna os
radicais livres extremamente instáveis e reativos, inclusive com moléculas orgânicas
oxidativas, produzindo reações biológicas lesivas. Como necessitam completar seus
pares de elétrons para se estabilizarem, comportam-se ou como receptores
(oxidantes) ou como doadores (redutores) de elétrons. Nessa definição incluem-se os
átomos de hidrogênio, vários íons metálicos de transição (ferro e cobre) e o oxigênio
molecular (HALLIWELL; GUTTERIDGE, 2007), que pode ser considerado um radical
livre, pois apresenta desemparelhamento de elétrons na sua última camada eletrônica,
conferindo-lhe alta reatividade (ARUOMA; HALLIWELL, 1998).
As espécies reativas podem ser geradas no citoplasma, mitocôndrias ou
membrana citoplasmática (ANDERSON, 1996; YU; ANDERSON, 1997) e são
formadas em virtude das reações de óxido-redução, com a doação de elétron solitário,
oxidando-se, ou recebendo outro elétron, reduzindo-se. Portanto, as ERO ou
provocam ou resultam das reações de óxido-redução (FERREIRA; MATSUBARA,
1997), ocorrendo em concentrações fisiológicas necessárias para o funcionamento
normal da célula. Em quantidades excessivas, causando danos oxidativos, uma vez
que interagem com diversas estruturas celulares por meio dessas reações de óxidoredução (HALLIWELL, 1999; NORDBERG; ARNÉR, 2001; IMAI; NAKAGAWA, 2003).
As principais espécies reativas formadas são as que se encontram centradas
em um átomo ou molécula de oxigênio, chamadas de espécies reativas de oxigênio
(ERO), ou de nitrogênio, as espécies reativas de nitrogênio (ERN).
4
O conhecimento dos mecanismos de formação e de regulação dos níveis das
espécies reativas in vivo é importante para a compreensão de eventos celulares
relacionados ao controle da sobrevivência, da morte e proliferação celular. Além disso,
possibilita a geração de outros conhecimentos que permitem interferir na modulação
de tais processos, para se alcançar efeitos desejáveis em sistemas biológicos animais
e vegetais (RIBEIRO et al., 2005).
3.1.
Espécies Reativas de Oxigênio - ERO
São consideradas ERO todas as moléculas que contêm oxigênio em estado
altamente reativo, com alta capacidade oxidativa (KOHEN; NISKA, 2002), que podem
ser radicais livres (espécies radicalares) como a hidroxila (HO-) e o superóxido (O2-),
ou espécies não-radicalares, como o oxigênio (O2), o peróxido de hidrogênio (H2O2),
os nitritos (NO2−) e os nitratos (NO3−) (HALLIWELL, 1999; CHATGILIALOGLU;
O’NEILL, 2001) (Figura 1).
Figura 1. Principais ERO encontradas nos sistemas biológicos (KOLAKOWSKA & BARTOSZ, 2013).
A reação de oxidação se caracteriza como a perda de elétrons durante a
transferência destes de uma substância a outra, um de cada vez ou em pares. Quando
uma substância é oxidada pela transferência de dois elétrons, formando um produto
final estável, a oxidação pode ocorrer unicamente em um estágio, com transferência
5
dos dois elétrons, ou em dois estágios, pela transferência de um de cada vez, com
formação intermediária de um radical livre (HALLIWELL; GUTTERIDGE, 2007).
Na cadeia transportadora de elétrons, localizada na membrana interna da
mitocôndria, o oxigênio (O2) recebe quatro elétrons e quatro prótons (Figura 2),
resultando na formação de duas moléculas de água (H2O). A redução parcial de
oxigênio por adição de um elétron de cada vez gera intermediários reativos, como os
radicais superóxido (O2-), hidroxila (OH-), hidroperoxila (HO2), e o peróxido de
hidrogênio (H2O2). Normalmente, a redução completa do O2 ocorre na mitocôndria e a
reatividade das ERO é neutralizada pela entrada dos quatro elétrons (FERREIRA;
MATSUBARA, 1997; NORDBERG; ARNÉR, 2001).
Figura 2. Redução do oxigênio molecular na mitocôndria até a formação de água (NORDBER; ARNÉR,
2001).
O oxigênio (O2) inspirado pelo organismo é metabolizado de forma que
aproximadamente 85 a 90% são utilizados pela mitocôndria por meio da cadeia de
transporte de elétrons e 10 a 15% restantes são utilizados por enzimas oxidases e
oxigenases e por reações químicas de oxidação diretas. Na parte terminal da cadeia
de transporte de elétrons, a enzima citocromo oxidase remove um elétron de cada
uma das quatro moléculas reduzidas do citocromo-c, oxidando-as, e adiciona os
quatro elétrons ao O2 para formar água (em torno de 95 a 98% do O2 utilizado pelas
6
mitocôndrias). Os 2 a 5% restantes são reduzidos de forma univalente a espécies
reativas de oxigênio (HALLIWELL; GUTTERIDGE, 2007).
O2 + 4e- + 4H+ → 2 H2O + energia
Reação 1
Porém, em virtude da configuração eletrônica do O2, há uma forte tendência a
receber um elétron de cada vez. A conversão univalente do oxigênio a água processase com a adição de um elétron a uma molécula de oxigênio no estado fundamental e
leva à formação do radical superóxido (O2-).
O2 + e- → O2Reação 2
O superóxido recebe mais um elétron e dois íons hidrogênio, formando o
peróxido de hidrogênio (H2O2), por meio do processo chamado dismutação (YU,
1994). Essa reação é catalisada pela enzima superóxido dismutase (SOD), encontrada
em quantidades elevadas nas células de mamíferos.
2O2- + 2H+ → H2O2
Reação 3
Quando o H2O2 recebe mais um elétron e um íon hidrogênio, é formado o
radical hidroxil (OH•), que é o mais reativo dos intermediários, pois pode reagir e
alterar qualquer estrutura celular que esteja próxima e, assim, influenciar enzimas,
membranas ou ácidos nucléicos (JENKINS, 1988). O radical hidroxil pode ser formado
quando o H2O2 reage com íons ferro ou cobre, reação conhecida como Reação de
Fenton.
Fe2+/Cu+ + H2O2 → OH• + OH- + Fe3+/Cu2+
Reação 4
Os íons de metais de transição podem também catalisar a reação entre H2O2 e
o superóxido, conduzindo à produção de radical hidroxil, na chamada Reação de
Haber-Weiss.
H2O2 + O2- → Fe/Cu → OH• + OH- + O2
Reação 5
7
Os radicais superóxido e hidroxil têm elétrons desemparelhados em sua órbita
mais externa e são, portanto, chamados radicais livres. O peróxido de hidrogênio não
é um radical livre; no entanto, representa um metabólito de oxigênio parcialmente
reduzido. Outras espécies reativas de interesse são os oxigênios singletes, que são
formas de oxigênio spin-alteradas.
Além disso, o radical superóxido pode reagir diretamente com o óxido nítrico
(NO), um radical livre centrado no nitrogênio, gerando peroxinitrito. Este pode levar à
formação de um oxidante com características do radical hidroxil.
O2- + NO → ONOO- → ONOO- + H+ → OH•
Reação 6
Cada ERO tem sua própria característica, mostrando diferentes reatividade e
tempo de meia-vida (DEL MAESTRO, 1980; YU, 1994; HALLIWELL; GUTTERIDGE,
2007).
As ERO ocorrem naturalmente em grande parte das células eucarióticas em
virtude do metabolismo energético dependente do uso de oxigênio (NORDBERG;
ARNÉR, 2001). São metabólitos que desempenham funções importantes para o
organismo nas situações em que há necessidade de ativação do sistema imunológico,
como por exemplo, na utilização do peróxido de hidrogênio pelos macrófagos para
destruição de organismos patogênicos; na desintoxicação de drogas e na produção do
fator relaxante derivado do endotélio, o óxido nítrico, extremamente importante nos
processos que desencadeiam o relaxamento dos vasos sanguíneos (MONCADA;
HIGGS, 2003).
3.1.1. Oxigênio Singlete (1O2)
O oxigênio Singlete (1O2) corresponde ao estado eletronicamente excitado do
oxigênio molecular, que não possui elétrons desemparelhados em sua última camada
e é produzido por reações fotoquímicas ou por outras radiações. O 1O2 reage com
grande número de moléculas biológicas, incluindo lipídeos da membrana, iniciando
processos de peroxidação (HALLIWELL; GUTTERIDGE, 2007; VASCONCELOS et al.,
2007).
A sua formação nem sempre é deletéria, como na defesa contra a infecção,
quando a bactéria estimula os neutrófilos a produzirem espécies reativas com a
8
finalidade de destruir o microrganismo. Contudo, pode ser bastante nocivo quando há
estímulo exagerado na produção dessas espécies, associado a falhas da defesa
antioxidante (FLOYD, 1990; HATHERILL et al., 1991; FERREIRA; MATSUBARA,
1997).
3.1.2. Radical Superóxido (O2-)
O radical superóxido (O2-) é a primeira das espécies formadas pela redução do
oxigênio por um único elétron e pode agir como oxidante ou como redutor
(FRIDOVICH, 1989), dando origem a outras espécies reativas. Sua formação ocorre
espontaneamente, especialmente na membrana mitocondrial por meio da cadeia
respiratória. É também produzido por flavoenzimas, lipoxigenases e cicloxigenases. É
considerado um radical pouco reativo e não apresenta a habilidade de atravessar
membranas, agindo, portanto, apenas no compartimento em que é produzido
(NORDBERG; ARNÉR, 2001).
3.1.3. Radical Hidroxila (OH-)
O radical hidroxila (OH-) é considerado a ERO mais reativa, fato confirmado
pela sua combinação extremamente rápida com metais ou outros radicais no sítio em
que foi produzida. Assim, se for produzida próximo a uma molécula de ácido
desoxirribonucleico (DNA), e esta estiver fixada a um metal, poderão ocorrer
modificações de bases purínicas e pirimidínicas, levando à inativação ou mutação do
DNA. Além disso, pode lesionar moléculas de ácido ribonucleico (RNA), proteínas,
lipídios e membranas celulares do núcleo e mitocondrial. É capaz de inativar algumas
proteínas e iniciar a oxidação dos ácidos graxos poli-insaturados das membranas
celulares (lipoperoxidação) (HALLIWELL; GUTTERIDGE, 1986; BARREIROS et al.,
2006).
3.1.4. Peróxido de Hidrogênio (H2O2)
O peróxido de hidrogênio (H2O2) não é considerado um radical livre, pois
possui número par de elétrons em sua última camada e não possui carga; porém, é
um metabólito extremamente deletério, porque participa da reação que produz o
radical hidroxila (FERREIRA; MATSUBARA, 1997).
9
Trata-se de uma espécie reativa com vida longa, capaz de atravessar
membranas biológicas, o que possibilita reações com alvos biológicos em
compartimentos distantes do seu local de formação (FERREIRA; MATSUBARA, 1997;
HANCOCK et al., 2001). Em virtude da grande capacidade de permear facilmente
membranas e pela existência de metais de transição nas células, ocorre a geração do
radical OH- em seu interior. Os metais de transição mais importantes para a ocorrência
dessa reação no organismo são o Cu1+ e o Fe2+ (BARREIROS et al., 2006).
3.2.
Espécies Reativas de Nitrogênio - ERN
O óxido nítrico (NO●), ou monóxido de nitrogênio, é um radical livre, pois possui
um elétron não pareado em sua camada de valência. Esse radical reage rapidamente
com outras espécies radicalares, produzindo as espécies reativas de nitrogênio (ERN)
que podem modificar diversas macromoléculas, como proteínas, lipídios e ácidos
nucléicos (DAVIS et al., 2001; DROGE, 2002).
Quando o elétron não pareado presente na camada de valência do NO● é
removido por oxidação, ocorre a formação do cátion nitrosônio (NO+), e quando há
redução de um elétron, há formação do ânion nitroxila (NO-). O ânion nitroxila, por ser
bastante reativo, pode gerar óxido nitroso (N2O), radical hidroxila e peroxinitrito
(ONOO-) (HALLIWELL; GUTTERIDGE, 2007).
O peroxinitrito é um oxidante e agente promotor de nitração. Visto as suas
propriedades oxidantes, pode danificar um vasto conjunto de moléculas existentes nas
células, incluindo o DNA e proteínas (PACHER et al., 2007). Estudos bioquímicos in
vitro demonstraram que o ONOO- pode oxidar diversas classes de lipídios, formando
malonaldeído, dienos conjugados, peróxidos lipídicos e hidróxidos de lipídios
(O’DONNELL; FREEMAN, 2001).
10
Exemplos de espécies reativas de nitrogênio radicalares e não-radicalares são
citados na tabela 1.
Tabela 1. Espécies Reativas de Nitrogênio – ERN.
Radicais Livres
Não-radicalares
●
Óxido nítrico (NO )
Dióxido de nitrogênio
Ácido nitroso (HNO2)
●
(NO2 )
Trióxido de dinitrogênio (N2O3)
Tetróxido de dinitrogênio (N2O4)
+
Íon nitrila (NO2 )
+
Cátion nitrosônio (NO )
-
Ânion nitroxila (NO )
-
Peroxinitrito (ONOO )
Alquil peroxinitrito (ROONO)
Nitril clorido (NO2Cl)
Fonte: Adaptado de Halliwell; Gutteridge (2007).
4.
LIPÍDIOS
4.1.
Lipídios de armazenamento
As gorduras e óleos são derivados dos ácidos graxos, e se caracterizam como
as principais formas de armazenamento de energia em muitos organismos. Os lipídios
mais simples construídos a partir de ácidos graxos são os triacilgliceróis. Compostos
de três ácidos graxos, cada um em ligação éster com o mesmo glicerol (NELSON;
COX, 2002).
Os triacilgliceróis que contém o mesmo tipo de ácido graxo nas três posições
são chamados de triacilgliceróis simples como, por exemplo, a tripalmitina e a trioleína.
Porém, a maioria dos triacilgliceróis de ocorrência natural são mistos. As gorduras
naturais, como os óleos vegetais, laticínios e gordura animal são, na maioria, misturas
complexas de triacilgliceróis simples e mistos, que contém uma variedade de ácidos
graxos que diferem no comprimento da cadeia e no grau de saturação (NELSON;
COX, 2002).
11
4.2.
Lipídios estruturais de membranas
A característica central na arquitetura de membranas biológicas é a camada
dupla de lipídios, que age como barreira impedindo a passagem de moléculas polares
e íons. Os lipídios da membrana são anfipáticos; um dos lados da molécula é
hidrofóbico e o outro, hidrofílico. Suas interações hidrofóbicas entre si e suas
interações hidrofílicas com a água direcionam sua organização como bicamadas de
membrana.
Em
geral,
existem
três
tipos
de
lipídios
de
membrana:
os
glicerofosfolipídios, nos quais as regiões hidrofóbicas são compostas de dois ácidos
graxos ligados a um glicerol; os esfingolipídios, com um único ácido graxo ligado a
uma amina graxa chamada esfingosina e os esteróis, compostos caracterizados por
um sistema rígido de quatro anéis hidrocarbônicos fundidos (NELSON; COX, 2002).
Nos glicerofosfolipídios e em alguns esfingolipídios, um grupo-cabeça polar
está unido à porção hidrofóbica por uma ligação fosfodiéster; esses são os
fosfolipídios. Outros esfingolipídios não têm fosfato, mas podem ter um açúcar simples
ou um oligossacarídeo complexo na sua ponta polar; são os glicolipídios (NELSON;
COX, 2002).
Os esteróis são lipídios estruturais presentes na maioria das células
eucarióticas. Sua estrutura característica é o núcleo esteróide formado por quatro
anéis fundidos, três com seis carbonos e um com cinco. O núcleo é quase planar e
relativamente rígido, os anéis fundidos não permitem rotação em torno das ligações CC. O colesterol é o esterol mais importante dos tecidos animais. É anfipático, com um
grupo-cabeça polar (o grupo hidroxila em C-3) e um corpo hidrocarbônico não-polar (o
núcleo esteróide e uma cadeia lateral hidrocarbonada em C-17) de comprimento igual
a um ácido graxo de 16 carbonos na sua forma estendida (NELSON; COX, 2002).
Em outros eucariotos são encontrados esteróis semelhantes, como o
estigmasterol em plantas e o ergosterol em fungos. Bactérias não são capazes de
sintetizar esteróis. Além de constituintes de membrana, os esteróis são precursores de
vários produtos com atividades biológicas específicas, como hormônios esteroidais e
ácidos biliares (NELSON; COX, 2002).
12
4.3.
Lipídios no organismo
Em virtude da insolubilidade de triacilgliceróis e do colesterol, o transporte de
lipídios de um tecido para outro é feito por meio de lipoproteínas (HEGELE, 2009;
NELSON; COX, 2011).
As
principais
lipoproteínas
transportadoras
de
triacilgliceróis
são
os
quilomícrons e as lipoproteínas de muito baixa densidade (VLDL), enquanto as
principais lipoproteínas carreadoras de colesterol são as liproproteínas de baixa
densidade (LDL) e as lipoproteínas de alta densidade (HDL) (HEGELE, 2009). As LDL
transportam colesterol para os tecidos extra-hepáticos, enquanto as HDL transportam
o colesterol para o fígado, local em que é descarregado e convertido em sais biliares.
Para manter as necessidades celulares de lipídios e, ao mesmo tempo, evitar o
seu acúmulo excessivo, existe no organismo um equilíbrio importante, que pode
romper-se, elevando o nível de um ou mais componentes lipídicos na corrente
sanguínea, dando origem a uma dislipidemia (GONÇALVES et al., 2006). O alto
consumo de gordura e de colesterol é importante fator de risco e tem sido condenado
pela maioria dos médicos.
Segundo a Sociedade Brasileira de Cardiologia, um dos fatores de risco para o
desenvolvimento de doenças cardiovasculares é a hipercolesterolemia, condição
caracterizada por elevadas taxas de colesterol no sangue, acima de 200 mg/dL, e que
afeta um quinto da população brasileira, especialmente pessoas com mais de 45 anos.
A base patogênica da doença cardiovascular mais comum é a aterosclerose,
processo multifatorial que predispõe para o enfarte do miocárdio, trombose cerebral e
outras doenças e, em sua origem está a hipercolesterolemia como um dos fatores de
risco (aumento das concentrações plasmáticas de colesterol total e lipoproteínas de
baixa densidade) (DIAZ, 2004; CAKIR et al., 2007).
4.4.
Lipídios nos alimentos
Os lipídios ocorrem em quase todos os alimentos e 90% deles são encontrados
como triglicerídeos. Cada ácido graxo pode conter diferentes números de átomos de
carbono e diferentes graus de instauração. A existência de vários tipos e a
possibilidade de serem alocados em diferentes posições na estrutura do glicerol
significa que pode haver grande número de moléculas possíveis de triglicerídeos no
alimento.
13
Os ácidos graxos naturais presentes nos alimentos possuem cadeia linear e
números pares de carbono, podendo ser saturados ou insaturados com até seis
duplas ligações. Além dos triglicerídeos, os alimentos também possuem fosfolipídios,
glicolipídios, esfingolipídios e lipoproteínas (ARAÚJO, 2011).
O colesterol é um importante componente da carne. A preocupação com os
teores de gordura e/ou colesterol em carne e produtos cárneos é crescente em virtude
dos danos que causam à saúde humana. O colesterol é um constituinte lipídico
insaturado e, portanto, suscetível à oxidação, levando à formação de vários produtos
de oxidação (ARAÚJO, 2011). Os óxidos de colesterol formados são substâncias de
interesse químico, bioquímico, farmacológico, toxicológico, tecnológico e também
clínico,
pela
relação
com
processos
citotóxicos,
angiotóxicos,
aterogênicos,
mutagênicos e carcinogênicos (MORALES-AIZPURÚA; TENUTA-FILHO, 2002).
Os lipídios em geral têm papel fundamental na aceitação da carne e produtos
cárneos pelo consumidor, uma vez que a sua concentração e composição influenciam
fortemente as propriedades organolépticas (textura, sabor, cor e aroma).
4.5.
Composição Lipídica da Carne de Frango
Estão presentes na carne de frango lipídios de depósito e estruturais. Os
lipídios de depósito/reserva são formados, quase que em sua totalidade, por ésteres
de glicerol com ácidos graxos, com predominância de triglicerídeos (COBOS et al.,
1994). O perfil de ácidos graxos desses lipídios pode variar de acordo com a espécie,
raça, tipo de músculo, tecido, dieta e influência ambiental (GERMAN, 1990).
Os lipídios estruturais, presentes nas membranas celulares, apresentam
composição similar em todas as espécies, independente de condições ambientais e de
dieta (GERMAN, 1990).
14
A tabela 2 apresenta os teores de colesterol (mg de colesterol / 100g de carne)
e lipídios totais (%) presentes em alguns cortes de carne de frango.
Tabela 2. Teores de colesterol e lipídios totais na carne de frango.
Colesterol (mg / 100 g)
Lipídios (%)
Peito, cru, com pele
80,0
6,7
Peito, cru, sem pele
59,0
3,0
Coxa, crua, com pele
97,0
9,8
Coxa, crua, sem pele
91,0
4,9
Sobrecoxa, crua, com pele
88,0
20,9
Sobrecoxa, crua, sem pele
84,0
9,6
Frango inteiro, cru, com pele
80,0
6,7
Frango inteiro, cru, sem pele
78,0
4,6
Fonte: Tabela Brasileira de Composição de Alimentos (TACO, 2011).
O perfil de ácidos graxos da carne de frango em seus diferentes cortes
encontra-se na tabela 3.
Tabela 3. Perfil de ácidos graxos da carne de frango (g / 100 g carne).
Saturados (g)
Monoinsaturados (g)
Poliinsaturados (g)
Peito, cru, com pele
2,2
3,2
0,9
Peito, cru, sem pele
1,1
1,3
--
Coxa, crua, com pele
3,0
4,1
2,2
Coxa, crua, sem pele
1,6
2,1
0,8
Sobrecoxa, crua, com pele
6,5
9,6
3,6
Sobrecoxa, crua, sem pele
3,0
4,5
1,6
Frango inteiro, cru, com pele
5,2
7,2
3,9
Frango inteiro, cru, sem pele
1,4
1,9
1,0
Fonte: Tabela Brasileira de Composição de Alimentos (TACO, 2011).
5.
OXIDAÇÃO / REAÇÃO DE OXIDO-REDUÇÃO
Espécies reativas e, principalmente, os radicais livres, podem facilmente reagir
com a maioria das biomoléculas (proteínas, lipídios, carboidratos), iniciando reação em
cadeia de formação de radicais livres, denominada reação de oxido-redução. Essas
reações podem danificar as moléculas, provocando alterações na função celular e
tecidual, além da geração de compostos secundários prejudiciais.
15
O seu alvo celular (proteínas, lipídeos, carboidratos e DNA) está relacionado
com o seu sítio de formação (ANDERSON, 1996; YU; ANDERSON, 1997), e pode
variar, dependendo da célula, do tipo e da intensidade do estresse imposto
(NORDBERG; ARNÉR, 2001; HALLIWELL; GUTTERIDGE, 2007).
Para finalizar essa reação em cadeia, o radical livre recém-formado precisa
eliminar os elétrons desemparelhados, reagindo com outro radical livre, com um
sequestrador de radical livre ou um antioxidante primário (NORDBERG; ARNÉR,
2001; SCHNEIDER; OLIVEIRA, 2004).
5.1.
Estresse Oxidativo
Visto o risco oferecido pelas espécies reativas, o organismo apresenta seus
sistemas de defesa antioxidante. Em situações de desequilíbrio entre os sistemas próoxidantes e antioxidantes no organismo, com predominância do primeiro (SIES, 1986),
ocorre o chamado estresse oxidativo, causando severos danos ao organismo.
A ocorrência de estresse oxidativo moderado, frequentemente é acompanhada
do aumento das defesas antioxidantes enzimáticas, mas a produção de grande
quantidade de espécies reativas pode levar à morte celular (ANDERSON, 1996).
Dessa forma, o estresse oxidativo pode resultar em adaptação ou injúria celular.
Inicialmente, o estresse oxidativo pode ser causado por redução na quantidade de
antioxidantes nos sistemas de defesa celular, como nos casos de mutações, afetando
enzimas de defesa antioxidantes (superóxido dismutase, glutationa peroxidase) e/ou
produção elevada de ERO e ERN, como, por exemplo, com a exposição a
concentrações elevadas de O2, a presença de toxinas que são metabolizadas
produzindo ERO e ERN ou excessiva ativação dos sistemas naturais de ERO e ERN,
como no caso da ativação de células fagocitárias em doenças inflamatórias crônicas
(HALLIWELL; GUTTERIDGE, 2007).
Os danos mais graves são os causados ao DNA e RNA. Se a cadeia do DNA é
quebrada, pode ser reconectada em outra posição, alterando a ordem de suas bases.
Esse é um dos processos básicos da mutação e o acúmulo de bases danificadas
desencadeia a oncogênese. Uma enzima que tenha os seus aminoácidos alterados
pode perder sua atividade ou, ainda, assumir atividade diferente. Ocorrendo na
membrana celular, a oxidação de lipídios interfere no transporte ativo e passivo normal
através da membrana, ou ocasiona a ruptura desta, levando à morte celular. A
oxidação de lipídios no sangue agride as paredes das artérias e veias, facilitando o
16
acúmulo dos lipídios com consequente aterosclerose, podendo causar trombose,
infarto ou acidente vascular cerebral (BARREIROS et al., 2006).
As ERO são mais frequentemente associadas a danos oxidativos do que à
modulação de fenômenos biológicos. As modificações oxidativas reversíveis e os
danos oxidativos diferem
apenas na intensidade com
que os fenômenos
desencadeados por ERO ocorrem, ou seja, danos oxidativos ocorrem quando há
modificações oxidativas numa intensidade muito grande, de forma sustentada ao longo
do tempo e que, portanto, superam a capacidade antioxidante celular levando a
alterações funcionais e estruturais descontroladas e, por vezes, letais às células.
Esta condição caracteriza uma intoxicação por radicais livres, denominada
estresse oxidativo. Por outro lado, os mecanismos de sinalização por ERO envolvem
fenômenos oxidativos brandos, com aumentos transitórios e controlados de tais
espécies. Uma vez cessado o estímulo, a maquinaria antioxidante celular restabelece
o estado redox original, sem a ocorrência e/ou acúmulo de danos oxidativos celulares
(RHEE et al., 2003).
Em seres vivos, o estresse oxidativo desempenha relevante papel ecológico e
evolucionário, uma vez que demanda a alocação de recursos para defesa antioxidante
a fim de manter a homeostasia, comprometendo assim, o crescimento, a reprodução e
a sobrevivência (CONSTANTINI, 2008).
5.2.
Oxidação Lipídica
As reações de oxidação em lipídios estão entre as mais comuns em alimentos.
Ocorrem quando elétrons são removidos de um átomo e, para cada reação de
oxidação, há uma reação de redução correspondente, envolvendo a adição de
elétrons a um átomo, resultando em reações de oxido-redução. Essas reações são
frequentes em sistemas biológicos, sendo algumas benéficas para o alimento,
enquanto outras possuem efeito prejudicial, podendo levar a degradação oxidativa de
vitaminas, pigmentos e ácidos graxos essenciais, com consequente perda do valor
nutritivo, além do desenvolvimento de sabor e odor desagradáveis.
Diversos fatores estão associados à ocorrência da oxidação lipídica, como a
presença de metais, enzimas (lipoxigenase, oxidases e lipases), antioxidantes, luz, pH,
temperatura, oxigênio e peróxidos (ABOTT et al., 2002; HUR et al., 2007). Em
organismos vivos, além das espécies reativas, o exercício físico, o estresse, idade
avançada, infecções/inflamações, hipertemia/hipotermia, metais pesados, poluentes
17
aéreos, agrotóxicos, drogas e alimentos (café, dietas com elevado teor de ácidos
graxos poliinsaturados, a deficiência de vitamina E, carotenoides, selênio e outros
antioxidantes) constituem variáveis relacionadas à gênese da oxidação de gorduras
(DUTHIE, 1993; KEHRER, 1993; HALLIWELL, 1994; MOLLER et al., 1996).
Os lipídios são constituídos por uma mistura de tri, di e monoacilgliceróis,
ácidos graxos livres, glicolipídios, fosfolipídios, esteróis e outras substâncias
lipossolúveis. A maior parte destes constituintes é oxidável em diferentes graus, sendo
que os ácidos graxos insaturados são as estruturas mais susceptíveis ao processo
oxidativo (RAMALHO; JORGE, 2006).
Igene et al. (1980) demonstraram que os triacilgliceróis e os fosfolipídios foram
importantes no desenvolvimento da oxidação lipídica em carne de frangos. A influência
dos triacilgliceróis no desenvolvimento da rancidez foi relacionada com o grau das
insaturações dos lipídios. Os ácidos graxos polinsaturados dos músculos variam entre
as espécies e diminuem na ordem: pescados > aves > suínos > bovinos > carneiros.
Ácidos graxos poli-insaturados são aqueles que contém duas ou mais duplas ligações
carbono-carbono (H2C=CH2) e são, em virtude de suas múltiplas duplas ligações,
excelentes alvos para o ataque de radicais livres (NORDBERG; ARNÉR, 2001;
HALLIWELL; GUTTERIDGE, 2007; ARAÚJO, 2011).
A membrana que recobre as células e organelas celulares contém grandes
quantidades de ácidos graxos poli-insaturados sendo, portanto, um dos componentes
celulares mais atingidos pelas ERO em decorrência da peroxidação dos lipídios. Esse
processo acarreta alterações na estrutura e permeabilidade das membranas celulares,
com perda da seletividade iônica, liberação do conteúdo de organelas e formação de
produtos citotóxicos, culminando em morte celular (FERREIRA; MATSUBARA, 1997;
HALLIWELL; GUTTERIDGE, 2007).
No entanto, para os organismos vivos, os processos de lipoperoxidação não
são obrigatoriamente prejudiciais, pois seus produtos são importantes na reação em
cascata a partir do ácido araquidônico (formação de prostaglandinas) e, portanto, na
resposta inflamatória. Todavia, o excesso de tais produtos é lesivo (HALLIWELL;
GUTTERIDGE, 1990; ROSS; MOLDEUS, 1991).
Em alimentos, a oxidação de lipídios pode ocorrer por várias vias: autooxidação, fotoxidação e oxidação enzimática, em função do meio e dos agentes
catalisadores (ARAÚJO, 2011).
A auto-oxidação é a reação espontânea do oxigênio atmosférico com os
lipídios, sendo o processo mais comum de oxidação. Essa reação não é
18
significativamente inibida por baixas temperaturas de armazenamento do alimento e
pode ocorrer na ausência de luz (ARAÚJO, 2011). É uma reação em cadeia,
representada pelas etapas de iniciação, propagação e terminação. Estas etapas estão
apresentadas nas reações seguintes, em que L representa o lipídio (GARDÉSALBERT et al., 1991):
Iniciação:
LH + OH● (ou LO●) ———> L●+ H2O (ou LOH)
A etapa de iniciação inicia-se com o sequestro do hidrogênio do ácido graxo
poli-insaturado (LH) da membrana celular. Tal sequestro pode ser realizado pelo
OH● ou pelo LO● (radical alcoxila), com consequente formação do L● (radical lipídico).
Propagação:
L● + O2 ———> LOO●
LH + LOO●● ———> L●+ LOOH
Na primeira equação de propagação, o L● reage rapidamente com o O2,
resultando em LOO● (radical peroxila) que, por sua vez, sequestra novo hidrogênio do
ácido graxo poli-insaturado, formando novamente o L● na segunda equação de
propagação.
Terminação:
LOO●+ L● ———> LOOL
LOO● + LOO● ———> LOOL + O2
O término da lipoperoxidação ocorre quando os radicais (L●
e LOO●)
produzidos nas etapas anteriores propagam-se até se destruírem. Ou seja, uma vez
iniciada, a reação segue em cadeia e somente termina quando estiverem esgotadas
as reservas de ácidos graxos insaturados e oxigênio (KIRK, 1984).
A lipoperoxidação pode ser catalisada por íons ferro, por conversão de
hidroperóxidos lipídicos (LOOH) em radicais altamente reativos (alcoxila, LO● e
peroxila, LOO●) que, por sua vez, iniciam nova cadeia de reações, denominada
ramificação. Essas reações, que podem ser rápidas ou lentas, dependem da valência
do ferro (BORG; SCHAICH, 1988), a saber:
LOOH + Fe++ ———> LO● + OH● + Fe+++ (rápida)
LOOH + Fe+++ ———> LOO● + H+ + Fe++ (lenta)
19
O radical hidroxila (OH●) é frequentemente reconhecido como a espécie
iniciadora e a mais importante da lipoperoxidação (GUTTERIDGE, 1988). Entretanto,
estudos recentes indicam que o ferro também desempenha papel determinante na
iniciação desse processo, sendo necessária uma relação equimolar Fe+++ :Fe++ no
meio, para que ocorra a lipoperoxidação (MINOTTI; AUST, 1987; HORTON et al.,
1989).
As reações de propagação levam à formação de diversos peróxidos que
podem ser mensurados, servindo como índice de oxidação lipídica, seja em alimentos
(GRAY, 1978; WANG et al., 1995) ou no organismo humano (HALLIWELL; CHIRICO,
1993). Todavia, como os peróxidos são instáveis, sua mensuração é limitada às fases
iniciais da oxidação lipídica, já que as reações continuam a ocorrer até a fase de
terminação (SEVANIAN; HOCHSTEIN, 1985).
Com o esgotamento dos substratos, as reações de propagação vão cessando
e inicia-se a formação dos produtos finais. Deste modo, as reações de terminação têm
como característica a formação de produtos finais estáveis ou não reativos. Os
principais produtos finais da oxidação lipídica compreendem os derivados da
decomposição de hidroperóxidos, como álcoois, aldeídos, cetonas, ésteres e outros
hidrocarbonetos (ESTERBAUER, 1993). Vários desses produtos são voláteis e
contribuem para o odor característico associado à oxidação dos lipídios (ARAÚJO,
2011).
A segunda via de oxidação é a fotoxidação. O oxigênio pode ser excitado ao
estado singlete pela energia da luz promovido por pigmentos que atuam como
sensibilizadores. Como o oxigênio singlete é bastante eletrofílico, reage rapidamente
com lipídios insaturados, porém, por um mecanismo diferente que o dos radicais livres.
Na presença de sensibilizadores (clorofila, porfirinas, mioglobina, riboflavina, bilirrubina
e outros) a dupla ligação de um ácido graxo reage com o oxigénio singlete gerado pelo
O2 exposto à luz ou radiação UV. Essa reação ocorre mais rapidamente do que a
reação de auto-oxidação (KOLAKOWSKA; BARTOSZ, 2013).
A terceira via de oxidação ocorre por meio da lipoxigenase, enzima presente
em produtos de origem vegetal e animal, que catalisa a oxigenação de alguns ácidos
graxos insaturados, como o linoléico, o linolênico e o araquidônico, para os seus
peróxidos correspondentes, durante o armazenamento e o processamento (ARAÚJO,
2011).
20
5.3.
Oxidação Lipídica na Carne de Frango
A oxidação lipídica está na origem do desenvolvimento do ranço, da produção
de compostos causadores de off flavors e off odors, da reversão e da ocorrência de
um elevado número de reações de polimerização e cisão, que não só diminuem o
tempo de vida e o valor nutritivo dos produtos alimentares, como podem gerar
compostos nocivos (SHERWIN, 1978; FRANKEL, 1993).
Nos alimentos, as reações de oxidação podem ser divididas em duas
categorias. Na primeira, ocorre a oxidação de gorduras altamente insaturadas,
particularmente os poli-insaturados, resultando na formação de produtos poliméricos.
A segunda categoria relaciona-se com a oxidação de gorduras moderadamente
insaturadas e leva ao aparecimento de ranço acompanhado de odores estranhos
(ARAÚJO, 2011).
A peroxidação lipídica é a principal causa da perda de qualidade do alimento
ou da ração, afetando o seu sabor, aroma, cor e textura (SCOTT, 1982) e tornando o
alimento impróprio para o consumo, além de provocar alterações que afetam não
apenas a qualidade nutricional, em virtude da degradação de vitaminas lipossolúveis e
ácidos graxos essenciais, mas também a integridade e segurança dos alimentos, por
meio da formação de compostos poliméricos potencialmente tóxicos (RAMALHO;
JORGE, 2006). A peroxidação é um dos principais fatores limitantes da qualidade e
estabilidade comercial da carne e dos produtos cárneos avícolas (BELTRAN et al.,
2003).
Os fosfolipídios, presentes nas membranas celulares de produtos cárneos, são
os principais alvos da oxidação, por possuírem grandes quantidades de ácidos graxos
insaturados na sua composição (SILVA, 2004). Em carnes pré-cozidas e armazenadas
sob congelamento, o resultado mais evidente da oxidação lipídica é o aparecimento de
sabor e odor desagradáveis que resultam do acúmulo de produtos oriundos de ácidos
graxos, sendo o hexanal o mais volátil e comum. A oxidação lipídica também afeta a
textura e a coloração dos alimentos, além de diminuir seu valor nutricional pela
inativação de vitaminas lipossolúveis antioxidantes e diminuição do teor de ácidos
graxos essenciais (CURI et al., 2002). O aquecimento da carne, pela cocção, gera
uma série de modificações que promovem reações oxidativas. Alterações nas
estruturas celulares acabam expondo os fosfolipídeos à ação do oxigênio. O calor
também atua na desnaturação das proteínas e inativação de enzimas como, por
exemplo, a catalase, que tem como função a inibição do processo oxidativo. As
21
proteínas heme (hemoglobina e mioglobina) liberam ferro ao serem aquecidas. Ainda,
a peroxidase, uma enzima pró-oxidante que acelera a oxidação de vários produtos,
não é inativada pelo calor do cozimento.
Por fim, o calor também provoca a liberação do oxigênio da mioglobina,
transformando-a em metamioglobina que, junto ao ferro, torna-se um catalisador da
oxidação lipídica. Acima de 60°C, esse fenômeno ocorre com maior intensidade
(BRUM, 2004).
A carne de frango é um alimento altamente suscetível à oxidação lipídica em
função do elevado teor de ácidos graxos insaturados na sua composição. A formação
de óxidos de colesterol, alterações na composição de ácidos graxos e a consequente
formação de compostos voláteis provenientes da oxidação lipídica possuem um papel
de destaque entre os fatores responsáveis pela perda de qualidade e das
características nutricionais durante o processamento e armazenamento da carne de
frango (MARIUTTI; BRAGAGNOLO, 2009).
Além das alterações organolépticas, a oxidação lipídica está relacionada
também com a oxidação dos pigmentos da carne, provocando perda de cor. Fatores
ambientais (umidade, temperatura, luz e oxigênio), presença de metais (cobre, ferro e
manganês), enzimas e pigmentos afetam o processo de oxidação (ADAMS, 1999).
Nos últimos anos, a preocupação constante de ofertar aos consumidores
produtos de alta qualidade e valor nutricional levou à adoção de medidas que
permitem limitar o fenômeno de oxidação, estendendo a vida de prateleira dos
alimentos, dentre as quais, a adição de compostos antioxidantes é uma prática
corrente e que justifica o atual interesse pela pesquisa de novos compostos com essa
capacidade.
Um dos principais derivados da decomposição de hidroperóxidos lipídicos é o
malonaldeído (MDA), um dialdeído de três carbonos e grupos carbonil nas posições C1 e C-3. Pode ser encontrado em diversos alimentos; entretanto, nos gordurosos, sua
concentração é dependente do grau de insaturação do ácido graxo, presença de
metais, pH, temperatura e duração da cocção a que os mesmos estiveram submetidos
(DAWSON; GARTNER, 1983). O MDA é considerado o maior produto secundário da
oxidação lipidica e, como um aldeído bifuncional, é muito reativo, podendo interagir por
meio de ligações cruzadas com o DNA e proteínas, promovendo aberrações
cromossômicas e redução da capacidade de síntese protéica (PEARSON et al., 1983;
ADDIS, 1986).
22
3.4.
Uso de óleos e gorduras oxidados na alimentação animal
A ingestão de alimento oxidado representa riscos para a saúde, tanto para os
humanos, como para os animais. Os humanos normalmente evitam o consumo de
gorduras oxidadas em função do odor de ranço; no entanto, os animais muitas vezes
não conseguem evitá-las, por não possuírem outra opção de alimentação (ADAMS,
1999).
Óleos e gorduras são adicionados às dietas de frangos de corte como fontes
de energia e ácidos graxos essenciais, visando melhorar a conversão alimentar e a
palatabilidade das rações, reduzir o incremento calórico e facilitar a absorção das
vitaminas lipossolúveis, além de apresentar vantagens operacionais na fábrica de
ração (DALE; FULLER, 1980; CHURCH; POND, 1988; RACANICCI et al., 2008).
A ingestão de alimento oxidado pode provocar prejuízos no desempenho de
frangos de corte (LIN et al., 1989; SHEEHY et al., 1994), visto o menor valor biológico
do lipídio oxidado em termos de conteúdo energético, principalmente, e à presença de
grandes quantidades dos compostos de ranço, compostos considerados tóxicos e
prejudiciais à absorção de outros nutrientes, uma vez que reduzem a eficiência de
absorção de nutrientes, como as vitaminas lipossolúveis e alguns ácidos graxos
essenciais (CABEL; WALDROUP, 1988; ENGBERG et al., 1996).
Sheehy et al. (1994) avaliaram o efeito do óleo de girassol fresco, oxidado e
oxidado suplementado com α-tocoferol sobre o ganho de peso de frangos, e
observaram que os frangos alimentados somente com óleo oxidado apresentaram
ganho de peso inferior aos 35 dias quando comparados aos animais alimentados com
óleo de girassol fresco e oxidado com α-tocoferol.
Da mesma forma, o uso de gorduras com valores de peróxidos superiores a 5
meq/kg na nutrição de aves demonstrou efeito negativo no ganho de peso, consumo
de ração, conversão alimentar e mortalidade (CABEL; WALDROUP, 1988; ROBEY;
SHERMER, 1994).
Os danos celulares causados pelo consumo do alimento oxidado podem
provocar mudanças na permeabilidade da membrana, viscosidade, atividade
secretória, incluindo enzimas do ciclo do ácido cítrico (ASHIDA et al., 1987). O impacto
sobre a fisiologia dos animais depende do grau do dano oxidativo dos componentes da
dieta. A oxidação severa pode causar deficiência clássica de vitaminas como no caso
da vitamina E, podendo resultar em várias formas de imunoincompetência. A
destruição de vitaminas lipossolúveis A, D, E e K, as quais são essenciais à saúde
23
animal, pode acarretar em doenças e síndromes de deficiências (TURNER; FINCH,
1990).
Em estudo realizado por Dibner et al. (1996) observou-se efeito tóxico da
gordura oxidada e dos produtos secundários da oxidação nas células por meio da
observação da proliferação celular no epitélio do intestino e do fígado. Nos animais
que receberam dieta contendo gordura oxidada houve acentuada redução no tempo
de vida das células do epitélio intestinal e fígado, levando a diminuição no
aproveitamento
dos
alimentos
e
aumento
na
demanda
energética
e,
consequentemente, aumento nas necessidades de mantença desses animais. As
alterações na função intestinal, ou seja, na absorção dos nutrientes das aves que
consumiram gordura oxidada, influenciaram a capacidade de absorção de glicose, que
foi aumentada em resposta ao déficit de energia gerado pela baixa energia
metabolizável da gordura oxidada, podendo indicar que as aves necessitam de mais
energia quando em estresse oxidativo. Essas alterações na absorção de glicose pelo
intestino podem ser reações do organismo às mudanças no metabolismo de
carboidratos do fígado (ROBEY; SHERMER, 1994).
Takahashi e Akiba (1999) observaram diferenças para peso corporal e
conversão alimentar aos 14 e 21 dias de idade em frangos alimentados com dietas
contendo gordura oxidada. Da mesma forma, Jankowski et al. (2000), incluindo 2% de
gordura na dieta com valores de peróxido de <5, 50, 100 e 150 meq/kg de gordura,
não observaram diferenças no ganho de peso de perus às quatro e oito semanas de
idade. Porém, na 12° e 16° semana de idade, os perus alimentados com ração
contendo menor grau de oxidação foram mais pesados quando comparados aos
demais grupos. O grupo alimentado com dieta contendo nível mais alto de peróxidos
na gordura apresentou ganho de peso 11,4% menor quando comparado ao grupo que
recebeu dieta com gordura com nível <5 meq/kg de gordura. O consumo de ração foi
10% menor nos grupos alimentados com gordura oxidada quando comparados ao
grupo recebendo ração com <5 meq/kg de gordura.
Anjum et al. (2004) forneceram ração com 2% de óleo de soja fresco (3 meq de
peróxidos/kg) e oxidado (50 meq de peróxidos/kg) e observaram que o ganho de peso
e conversão alimentar de frangos recebendo ração com óleo de soja fresco foram
melhores quando comparado ao grupo que recebeu ração com óleo oxidado no
período inicial de criação. Segundo os autores, esses resultados podem ser atribuídos
a destruição de vitaminas lipossolúveis, bem como a redução na capacidade de
defesa do organismo, resultando em prejuízos no desempenho.
24
Além disso, a estabilidade oxidativa dos tecidos musculares é seriamente
comprometida quando há consumo de alimento oxidado (ASGHAR; LIN, 1989), pois a
presença de radicais livres resultantes da ingestão reduz a concentração de αtocoferol presente nos tecidos (JENSEN et al., 1997; GRAU et al., 2001), um
importante agente antioxidante, fato que, consequentemente, reduz a vida de
prateleira da carne.
Por outro lado, Engberg et al. (1996) avaliaram a inclusão de 11% de óleo
vegetal fresco (1 meq de peróxido/kg) e oxidado (156 meq de peróxido/kg) na dieta de
frangos de corte alimentados durante um período de quatro semanas e não
encontraram diferenças no consumo de ração e conversão alimentar entre o grupo
alimentado com dietas frescas ou oxidadas.
Da mesma forma, Racanicci et al. (2008) em estudo realizado avaliando o
desempenho de frangos de corte alimentados com óleo de vísceras fresco e oxidado
(4% de inclusão), observaram que adição de óleo de aves oxidado não resultou em
prejuízo no desempenho zootécnico dos animais. Rocha (2010), utilizando diferentes
níveis de oxidação em óleo de soja, não observou diferença para os parâmetros
consumo de ração, ganho de peso e conversão alimentar em perus.
6.
ANTIOXIDANTES
A principal forma de eliminação das espécies reativas e, portanto, da
interrupção das reações de oxidação em cadeia propagadas por elas, depende da
ação de compostos denominados antioxidantes (AUGUSTO et al., 1995), substâncias
que, quando presentes em baixa concentração comparada à do substrato oxidável,
regeneram o substrato ou impedem significativamente a oxidação do mesmo de
maneira eficaz (HALLIWELL; GUTTERIDGE, 2007).
Os antioxidantes são um conjunto heterogêneo de substâncias formadas por
vitaminas, minerais, pigmentos naturais e outros compostos vegetais e, ainda,
enzimas, que podem ser classificados em primários, sinergistas, removedores de
oxigênio, biológicos, agentes quelantes e antioxidantes mistos.
Os antioxidantes primários são compostos fenólicos que promovem a remoção
ou inativação dos radicais livres formados durante a iniciação ou propagação da
reação, através da doação de átomos de hidrogênio. São exemplos desse grupo os
sintéticos butil-hidroxi-anisol (BHA) e butil-hidroxi-tolueno (BHT), e os tocoferóis, que
25
são antioxidantes naturais, e também podem ser considerados antioxidantes
biológicos (FOOD INGREDIENTS BRASIL, 2009).
Os sinergistas possuem pouca ou nenhuma atividade antioxidante, mas podem
aumentar a atividade dos antioxidantes primários quando usados em combinação
adequada. Os removedores de oxigênio capturam o oxigênio do meio, através de
reações
químicas
estáveis,
tornando-os
indisponíveis
para
atuarem
como
propagadores da auto-oxidação. O ácido ascórbico é um exemplo desse grupo (FOOD
INGREDIENTS BRASIL, 2009).
Os antioxidantes biológicos são as enzimas, como a superóxido dismutase e a
catalase, que podem remover oxigênio ou compostos reativos de um sistema. Os
agentes quelantes e/ou sequestrantes complexam íons metálicos, principalmente
cobre e ferro, que catalisam a oxidação lipídica. Por último, os antioxidantes mistos
incluem compostos de plantas e animais que têm sido amplamente estudados (FOOD
INGREDIENTS BRASIL, 2009).
Os antioxidantes podem ser de origem endógena, dividindo-se em enzimáticos
e não enzimáticos (glutationa, ubiquinona, bilerrubina e outros), ou de origem
exógena, obtidos por meio da alimentação, como as vitaminas C e E, β-carotenos,
flavonóides, polifenóis, tanino, entre outros.
6.1.
Antioxidantes de Origem Endógena
Como as ERO são continuamente formadas em pequenas quantidades pelos
processos normais do metabolismo, todas as células possuem mecanismos para
reduzir os efeitos agressores, os antioxidantes de origem endógena (SCHNEIDER;
OLIVEIRA, 2004). Cabe salientar que a composição das defesas antioxidantes difere
de tecido para tecido, tipos de células e, possivelmente, de célula para célula do
mesmo tipo, em um dado tecido (HALIWELL; GUTTERIDGE, 1999).
Fazem parte do sistema de defesa antioxidante enzimático as enzimas
superóxido dismutase (SOD), catalase (CAT), ascorbato peroxidase (APX), guaiacol
peroxidase (GPOX) e glutationa peroxidase (GPx). A enzima SOD atua doando um
elétron ao radical superóxido que se transforma em peróxido de hidrogênio, ou seja, a
sua função é a dismutação do radical superóxido a peróxido de hidrogênio, menos
reativo e que pode ser degradado por outras enzimas, como a CAT e a GPx (DROGE,
2002; BORELLA; VARELA, 2004).
26
As enzimas CAT e GPx atuam evitando o acúmulo de radical superóxido e
peróxido de hidrogênio para que não ocorra a formação de radical hidroxil, contra o
qual não há sistema enzimático de defesa. A CAT age dismutando o peróxido de
hidrogênio formando água e oxigênio molecular, enquanto a GPx converte a glutationa
reduzida (GSH) à glutationa oxidada (GSSG), removendo H2O2 e formando água (YU,
1994).
Existem diversos tipos de SOD, que apresentam como co-fatores o cobre,
zinco, ferro, manganês ou níquel. A MnSOD é encontrada em mitocôndrias de
eucariontes e procariontes, a FeSOD é encontrada no citossol de bactérias e em
cloroplastos de vegetais superiores, e a NiSOD aparece em procariontes (TAINER et
al., 1983; BORGSTAHL et al., 1992; PROHASKA; SUNDE, 1993; AHMAD, 1995;
BARONDEAU et al., 2004; HERMES-LIMA, 2004).
A CAT é encontrada em muitos animais, plantas, bactérias e fungos. A sua
atividade é baixa no cérebro de vertebrados, mas alta no fígado, rins, tecido adiposo e
hemácias (HERMES-LIMA, 2004). A CAT possui o grupo prostético heme, que é
geralmente acompanhado de uma molécula de NADPH (FRIDOVICH, 1998).
6.2.
Antioxidantes de Origem Exógena
Compostos antioxidantes de origem exógena são utilizados nas indústrias de
alimentos, nutrição animal, cosméticos, bebida e também na medicina, sendo que
muitas vezes os próprios medicamentos aumentam a geração intracelular de radicais
livres (DOROSHOW, 1983; HALIWELL et al., 1995; WEIJL et al., 1997).
Na escolha de antioxidantes, são atribuídas algumas propriedades como a
eficácia em pequenas concentrações (0,001 a 0,01%); ausência de efeitos negativos
no odor, sabor e em outras características da ração; compatibilidade com o alimento e
fácil aplicação; estabilidade nas condições de processo e armazenamento e, além
disso, seus produtos de oxidação não podem ser tóxicos, mesmo em doses muitos
acima das que normalmente seriam ingeridas na dieta (BAILEY, 1996). Além disso, a
escolha do antioxidante deve considerar outros fatores, como adequação à legislação
vigente, viabilidade do custo e preferência ou não do consumidor final por
antioxidantes naturais.
Visto o potencial carcinogênico, bem como a comprovação de diversos outros
malefícios dos antioxidantes sintéticos, como aumento do peso do fígado e
significativa proliferação do retículo endoplasmático, tem aumentado o interesse
27
procurar alternativas naturais (SIMÃO, 1985; ZHENG; WAND, 2001; MELO; GUERRA,
2002; YILDIRIM et al., 2002).
Pouca informação é encontrada sobre a relação entre as concentrações de
BHT e BHA (antioxidantes sintéticos) nos tecidos e na dieta de frangos de corte.
Porém, em um estudo com a suplementação de óleo oxidado e antioxidantes para
frangos de corte, Lin et al. (1989) quantificaram os antioxidantes sintéticos nos
músculos e encontraram a presença de BHA no músculo branco e BHT nos músculos
branco e escuro. Ou seja, o antioxidante sintético fornecido ao animal via dieta pode
apresentar resíduos na carne.
Os antioxidantes são capazes de inibir a oxidação de diversos substratos, de
moléculas simples a polímeros e biossistemas complexos, por meio de dois
mecanismos: o primeiro envolve a inibição da formação de espécies reativas que
possibilitam a etapa de iniciação; o segundo abrange a eliminação dos radicais
importantes na etapa de propagação, com a da doação de átomos de hidrogênio a
essas moléculas, interrompendo a reação em cadeia (NAMIKI, 1990; SIMIC;
JAVANOVIC, 1994). Os antioxidantes obtidos por meio da dieta, como as vitaminas,
flavonóides e carotenoides são extremamente importantes na intercepção dessas
espécies (BIANCHI; ANTUNES, 1999).
O mecanismo de ação pode ser apresentado da seguinte forma:
ROO• + AH → ROOH + A•
R• + AH → RH + A•
Em que: R• e ROO• são espécies reativas, AH é um antioxidante com um átomo
de hidrogênio ativo e A• é um radical inerte.
O átomo de hidrogênio ativo do antioxidante é abstraído pelas espécies
reativas R• e ROO•. Assim formam-se espécies inativas para a reação em cadeia e um
radical inerte (A•) procedente do antioxidante. Este radical, estabilizado, não tem a
capacidade de iniciar ou propagar as reações oxidativas (RAMALHO; JORGE, 2006).
Os principais mecanismos de ação de compostos antioxidantes incluem
captadores de radicais e supressores de estados excitados, sistemas catalíticos que
neutralizam ou eliminam ERO/ERN e a ligação de íons metálicos a proteínas, o que os
torna indisponíveis para produção de espécies oxidantes (CERQUEIRA et al., 2007).
O desequilíbrio entre as defesas antioxidantes do organismo e a produção de ERO e
28
ERN leva ao estresse oxidativo, condição biológica em que se formam muitos radicais
livres, com potencial lesivo ao organismo (PERCARIO et al., 1994).
Os mecanismos de ação antioxidante do ácido ascórbico e α-tocoferol in vitro
são conhecidos. Além destes, os carotenoides e polifenóis têm sido estudados
(AUGUSTO, 2006). A principal atividade antioxidante dos carotenoides é a
desativação do oxigênio singlete, sendo que a velocidade para essa reação é superior
à dos tocoferóis (BARREIROS et al., 2006).
6.3.
Carotenoides
O nome carotenoide é derivado do nome científico da cenoura - Daucus carote,
reconhecida como a primeira fonte de caroteno em 1831 (GOODWIN, 1952). Os
carotenoides constituem um dos mais importantes grupos de pigmentos naturais em
virtude da larga distribuição, diversidade estrutural e inúmeras funções. São
responsáveis pela cor laranja, amarela e vermelha em frutas, hortaliças, flores, algas,
bactérias, fungos, leveduras e animais que, apesar de não sintetizarem tais moléculas,
podem obtê-las a partir do consumo de alimentos de origem vegetal (RIBEIRO;
SERAVALLI, 2004).
Existem cerca de 600 carotenoides identificados que podem, nutricionalmente,
ser classificados como pró-vitamínicos (apresentam atividade pró-vitamina A) ou
inativos (apresentam apenas atividade antioxidante ou corante) (OLSON,1999).
Quimicamente, dividem-se em hidrocarbonados (carotenos) e oxigenados (xantofilas)
(GOODWIN, 1952).
Os carotenos e xantofilas são, por sua vez, classificados em 7 subgrupos. 1)
Hidrocarbonetos: apresentam em sua estrutura somente átomos de carbono e
hidrogênio. São os carotenos (α, β, γ e ζ), licopeno, fitoenos e fitofluenos sendo que os
dois últimos são derivados super hidrogenados com até 76 átomos de hidrogênio e
incolores; 2) Álcoois: possuem um grupo hidroxila (OH-) ligado aos anéis iononas da
cadeia. São as verdadeiras xantofilas (como a criptoxantina, encontrada em frutas e
no milho amarelo, e a zeaxantina, também encontrada no milho amarelo) e a xantofila
propriamente dita (também denominada luteína, encontrada nas folhas verdes, flores,
frutos, corpo lúteo e gema de ovo); 3) Cetonas: possuem grupos carbonilas ligados
aos anéis iononas, como a equinenona encontrada em invertebrados marinhos, a
cantaxantina, em cogumelos e a astacina, responsável pela cor da carcaça de
crustáceos; 4) Epóxidos: apresentam oxigênio entre carbonos formando ciclos, como a
29
flavoxantina; 5) Éteres: apresentam oxigênio entre carbonos, como a espiriloxantina;
6) Ácidos (ácidos carotênicos): possuem grupos carboxila ligados na extremidade da
cadeia carbônica, pois não possuem anéis ionona. Um exemplo é a crocetina,
pigmento do açafrão; 7) Ésteres: apresentam o grupo carboxil entre carbonos. São os
ésteres dos ácidos carotênicos (bixina) e os ésteres das xantofilas (VILLELA et al.,
1966).
Os carotenoides são quimicamente definidos como tetraterpenoides C40,
hidrocarbonetos de ocorrência natural e seus derivados, ou seja, união de oito
unidades isoprenoides (C5) de cinco átomos de carbono, formando uma cadeia
carbônica de quarenta átomos de carbono, exceto a crocetina e a bixina, que possuem
menos de quarenta átomos na cadeia carbônica. A cadeia carbônica de alguns
carotenoides apresenta um ou dois anéis β-ionona nas extremidades (VILLELA, 1976).
A estrutura química dos carotenoides permite a essas moléculas absorver luz,
quebrar fisicamente o oxigênio singlete (1O2) e sequestar radicais livres, como as
peroxilas (KOLAKOWSKA; BARTOSZ, 2013).
Há uma série de fatores que influenciam as atividades antioxidantes e próoxidantes dos carotenoides no sistema biológico, como a estrutura, a localização ou
sítio de ação dentro da célula, o potencial de interação com outros carotenoides ou
antioxidantes, a concentração e a pressão parcial de oxigênio (YOUNG; LOWE, 2001).
Em relação à estrutura, o elevado número de duplas ligações alternadas
presente permite a absorção da energia das espécies reativas do oxigênio (ERO),
canalizando-a por meio da longa cadeia de duplas ligações que se encontram em
ressonância. A energia é finalmente liberada na forma de calor, regenerando a
molécula de carotenoide ao seu estado inicial, ou seja, atuam como sequestradores de
radicais livres e como desativadores de espécies reativas de oxigênio por meio da
captação da energia do oxigênio singlete (1O2) que volta ao estado fundamental (O2).
O carotenoide excitado resultante libera energia baixa e inofensiva ao meio celular
(YOUNG; LOWE, 2001; SOUTHON; FAULKS, 2003; EL-AGAMEY et al., 2004;
TAPIERO et al., 2004).
A desativação do oxigênio singlete pode se dar de duas formas: pela
transferência física da energia de excitação do oxigênio singlete para o carotenoide,
na qual ocorre a captação da energia do oxigênio singlete, que volta ao estado
fundamental, resultando em um carotenoide excitado que libera baixa energia e é
considerado inofensivo ao meio celular (DI MASCIO et al., 1989), e pela reação
química do carotenoide com o oxigênio singlete. Em condições normais no organismo,
30
95% da desativação é física, restando somente 5% para reagir quimicamente, o que
torna os carotenoides antioxidantes mais efetivos. A desativação do oxigênio singlete
realizada pelos carotenoides ocorre em velocidade superior à dos tocoferóis
(BARREIROS et al., 2006). Entre os carotenoides, a ordem crescente de capacidade
de sequestrar o oxigênio singlete por parte dos carotenos e xantofilas é licopeno,
astaxantina ou cantaxantina, β-caroteno ou bixina, luteína e crocina (FONTANA et al.,
2000).
Por serem apolares, os carotenoides ficam mergulhados nas membranas
sequestrando radicais gerados neste ambiente (TRUSCOTT, 1996). Ao combaterem
as espécies reativas de oxigênio, podem interagir de três maneiras diferentes:
transferência de elétrons, remoção de íons de hidrogênio e adição de espécies
radicalares, demonstradas, respectivamente, nas reações abaixo, segundo Young e
Lowe (2001), onde o radical é representado por ROO• e o carotenoide por CAR:
ROO• + CAR → ROO- + CAR•
Reação 1
ROO• + CAR → ROOH + CAR•
Reação 2
ROO• +CAR → ROO-CAR•
Reação 3
De acordo com Shami e Moreira (2004), a ação sequestrante de radicais livres
é proporcional ao número de ligações duplas conjugadas presentes nas moléculas dos
carotenoides. Segundo Mello (2002), para apresentar função como antioxidante e
proteção máxima, os carotenoides devem possuir no mínimo nove ligações duplas
conjugadas.
A atividade pró-oxidante dos carotenoides está diretamente relacionada ao
potencial redox da molécula e meio celular onde ela atua, e pode ser também
influenciada pela dose administrada de carotenoide que, em altas doses, pode
acelerar a taxa de oxidação, ou pela presença de outros antioxidantes (PALOZZA,
1998). Em um estudo, observou-se que o efeito pró-oxidante do betacaroteno em
microssomos de ratos foi prevenido pela administração concomitante de alfatocoferol,
o que sugere possível interação entre esses dois compostos lipofílicos (PALOZZA,
1991).
Palozza et al. (1997) estudaram o efeito da pressão parcial de oxigênio no
papel pró e antioxidante do betacaroteno em timócitos normais e malignos de
roedores. Como resultado, encontraram que, com a PO2 de 150 mmHg, o
betacaroteno agiu como antioxidante ao inibir a peroxidação lipídica nos dois tipos de
células. Já com a PO2 de 760 mmHg, o betacaroteno apresentou ação pró-oxidante,
31
com atividade mais pronunciada nas células tumorais de timócitos, sendo esse efeito
dose-dependente.
7.
URUCUM E BIXINA
O urucuzeiro é um arbusto perene da família Bixaceae e gênero Bixa, nativo da
Floresta Tropical da América Central e do Sul. No Brasil, tem sido encontrado como
planta nativa no Norte e Nordeste (BALIANE, 1982 e LINGERFELT, 1984;
FELICISSIMO et al., 2004). A espécie mais frequente e cultivada em nosso meio é a
Bixa orellana L., nome dado em homenagem a Francisco Orellana, primeiro cientista
europeu a navegar e explorar o Rio Amazonas em 1541 (GIULIANO et al., 2003;
FRANCO et al., 2008).
Visto a sua dispersão em diferentes regiões do mundo, a planta do urucum
encontra-se com vasta sinonímia vulgar, sendo conhecida como anatto, achiote ou
urucum, entre outras (GIULIANO et al., 2003; FRANCO et al., 2008). O termo uru-ku,
na língua Tupi, significa vermelho (SANTANA et al., 2008).
O urucuzeiro pode alcançar de 2 a 9 m de altura, sendo uma planta ornamental
pela beleza e colorido de suas flores e frutos (BARBOSA-FILHO, 2006). O sistema
radicular do urucuzeiro é do tipo pivotante, apresentando um eixo principal de onde
saem raízes secundárias e terciárias (REBOUÇAS; SÃO JOSÉ, 1996). As flores
possuem coloração rosa claro e contém uma série de óvulos no interior do seu ovário
(Figura 3). São hermafroditas com cinco sépalas, surgindo nas extremidades dos
ramos, formando fascículos onde nascem cápsulas ovóides com dois carpelos
cobertos de espinhos flexíveis, com cinco pétalas orbiculares, glandulosas na base,
decíduas, ovais, inteiras. Os estames são numerosos e as anteras ovais, pistilo
simples e alongado. O número de flores em cada inflorescência é variável (10 a 80).
As folhas são alternadas, completas, com longos pecíolos, cordiformes, acuminadas,
dispostas alternadamente em relação aos ramos, glabras (quando adultas), medindo
de 8 a 20 cm de comprimento e 4 a 15 cm de largura (FRANCO et al., 2008).
Os frutos são em forma de cápsula, ovóide ou globosa, com 2 a 3 carpelos que
variam de 3 a 4 cm de comprimento e 3 a 4,5 cm de diâmetro, no interior dos quais se
encontram sementes de 5 a 6 mm de comprimento. São revestidos externamente por
espinhos e em seu interior encontram-se, em média, 40 sementes. As sementes são
grosseiramente arredondadas, revestidas por uma polpa mole de coloração
avermelhada,
e se tornam
secas,
duras e de coloração escura com
o
32
amadurecimento. É uma planta de polinização cruzada e, por isso, altamente
heterozigota (RIVERA-MADRID et al., 2006; FRANCO et al., 2008).
Figura 3. Urucum. A: Frutos; B: Sementes; C: Frutos secos e sementes; D: Flor (Fonte: Google Imagens).
Estudos foram conduzidos visando identificar o valor nutricional das sementes
de urucum, demonstrando elevados teores de fibras totais (16%), altas concentrações
de fósforo, baixos teores de cálcio e elevadas quantidades de proteína (13 a 17%). É
importante ressaltar que os autores constataram baixa digestibilidade da proteína,
57% quando comparada a 94% apresentada pela caseína, usada como referência. Em
maiores quantidades foram encontrados os aminoácidos lisina e triptofano e, em
menores quantidades, a metionina, isoleucina, leucina, fenilalanina e treonina. As
sementes apresentaram 17% de lipídios, entre eles o ácido linoléico, α-linoléico e
oléico (BRESSANI et al., 1983).
As sementes também são compostas por carotenoides como o β-caroteno, a
bixina, a norbixina e outros (SANTANA et al., 2008), pigmentos que fazem do urucum
um importante corante, tradicionalmente utilizado pelos índios brasileiros e peruanos
como matéria-prima para tinturas vermelhas e, mais recentemente, na culinária
brasileira, a fim de realçar a cor dos alimentos, sendo conhecido como colorau ou
colorífico (QUEIROZ, 2006).
Existe interesse mundial no desenvolvimento de corantes naturais que possam
ser utilizados no processamento de alimentos, tornando-os mais atraentes
33
visualmente. Do urucum são fabricados os corantes naturais mais difundidos na
indústria de alimentos. De suas sementes pode-se obter grande variação de tons, que
vão desde o amarelo-laranja ao vermelho (NIELSEN, 1990; GHIRALDINI, 1994;
JORGE et al., 1998). Além da utilização do urucum como corante, estima-se que mais
de 2,8 toneladas por ano de bixina e norbixina sejam consumidas em alimentos e
aplicações não alimentícias, como cosméticos e farmacêuticos (FRANCO et al., 2008).
A América Latina é o principal produtor mundial de urucum, apresentando produção
anual de aproximadamente 17 mil toneladas, das quais 12 mil são originárias do Brasil
(IBGE, 2009).
Dos carotenoides presentes na semente do urucum, 80% consistem no
apocarotenoide bixina, lipossolúvel, de coloração vermelho-amarelada (laranja bem
escuro), encontrado, até o momento, apenas em Bixa orellana L. (MERCADANTE;
PFANDER, 1998). A bixina (C25H30O4) (Figura 4) não possui atividade pró-vitamina A,
como a maioria dos carotenoides e, embora menor que os carotenoides usuais, é
também formada por uma cadeia de duplas ligações conjugadas alternadas, que lhe
confere propriedades antioxidantes (CARVALHO; HEIN, 1989; GIULIANO et al., 2003).
A bixina foi o primeiro carotenoide em que o isomerismo geométrico foi
encontrado. A bixina e a norbixina apresentam configurações cis e trans. Diferente da
maioria dos carotenoides, a bixina é encontrada naturalmente na forma não estável cis
(metil-hidrogênio 9’-cis-6,6’ diapocaroteno) na semente da planta, tornando-se logo na
forma estável trans sobre a extração por organosolventes e/ou calor (LYING et al.,
2005).
A cis-bixina é sensível à luz e há estudos mostrando que é instável à
temperatura ambiente, mesmo quando armazenada no escuro, tanto na forma em pó,
quanto em uma solução de clorofórmio. Com o aquecimento, a cis-bixina é convertida
à forma mais estável e solúvel, trans-bixina (HENRY, 1996).
O cromóforo da bixina é o sistema de duplas ligações conjugadas, as quais
conferem a sua coloração particular (FRANCIS, 1996). No entanto, essa série de
duplas ligações conjugadas é também a origem da sensibilidade da bixina aos danos
causados pelo oxigênio, luz e temperatura (NAJAR et al., 1988).
34
Figura 4. Estruturas moleculares da bixina e da norbixina.
A norbixina (C24H27O4) (Figura 4), forma desmetilada da bixina, é um
apocarotenoide hidrossolúvel, de cor vermelha intensa, comercializado na forma de pó
ou pasta após separação e secagem, obtida por meio da remoção hidrolítica do
grupamento metil-ester da bixina por saponificação (CARVALHO; HEIN, 1989;
GIULIANO et al., 2003).
7.1.
A bixina como antioxidante na nutrição animal
Entre os carotenoides naturais, a bixina se destaca como um dos mais efetivos
supressores biológicos de moléculas reativas de oxigênio singlete, contribuindo para
proteção das células e tecidos contra os efeitos deletérios dos radicais livres, sendo
também efetivo inibidor da peroxidação de lipídios (ZHANG et al., 1991; SILVA et al.,
2001).
Zhang et al. (1991) avaliaram o efeito de inibição da peroxidação de alguns
carotenoides (betacaroteno, castaxantina, luteína, licopeno e bixina) e do α-tocoferol e
constataram que eles foram eficazes em inibir os efeitos das transformações
neoplásticas induzidas quimicamente. O α-tocoferol, seguido pela bixina, foram os
inibidores da peroxidação lipídica mais ativos.
Da mesma forma, Zhang e Lindup (1993) estudaram o efeito de inibição da
peroxidação, avaliando alguns carotenoides, entre eles a bixina, constatando sua
eficácia na inibição dos efeitos de transformações neoplásicas induzidas.
Silva et al. (2001) avaliaram a ação antioxidante da bixina (2,5 ou 5,0 mg/kg de
peso corporal) sobre alterações cromossômicas e peroxidação lipídica induzidas por
35
cisplatina em ratos e observaram reduções no número total de alterações, inibição do
aumento da peroxidação lipídica e inibição da depleção de glutationa renal.
Lima et al. (2003) observaram que a ação antioxidante da bixina e norbixina
tem importância na prevenção de aterosclerose. Uma vez que as lesões
ateroscleróticas iniciam-se após algum tipo de lesão no endotélio, cujo dano é
causado principalmente pela LDL oxidada, a inibição da oxidação resulta na proteção
do endotélio.
7.2.
A bixina como antioxidante na indústria de alimentos
Kiokias e Oreopoulou (2006) avaliaram individualmente o extrato de urucum, β-
caroteno, luteína e licopeno quanto a suas capacidades de inibir a formação de
hidroperóxidos em uma emulsão aquosa, cuja oxidação foi estimulada pelo uso do
2,2’-azobisamidinopropano (AAPH), e observaram maior atividade antioxidante do
extrato de urucum comparado às demais substâncias.
Freitas Castro (2008) avaliou o efeito antioxidante do urucum durante o
processamento térmico e armazenamento de hambúrgueres elaborados com peito de
frango. A quantificação de MDA demonstrou que, embora a concentração de bixina
seja reduzida durante o processamento térmico, seu uso minimizou o desenvolvimento
da rancidez oxidativa em todas as determinações realizadas durante os 120 dias de
armazenamento a -18ºC. Nas amostras cruas, não foram verificadas diferenças na
oxidação resultantes do uso do colorífico, porém, foi possível identificar um efeito
protetor do urucum sobre os níveis de vitamina E, substância de reconhecido efeito
antioxidante, durante o período de armazenamento do produto, quando utilizados
associados.
Mercadante et al. (2010) avaliaram o uso individual de substâncias naturais
(norbixina, β-caroteno, licopeno e zeaxantina) utilizadas em substituição ao
antioxidante sintético eritorbato de sódio em salsichas formuladas com mistura de
carnes bovina, suína e de frango. Embora todos os pigmentos tenham sido capazes
de manter a estabilidade oxidativa do produto, a norbixina e a zeaxantina
apresentaram
os
maiores
efeitos
antioxidantes,
aproximadamente 20% nos níveis de MDA.
promovendo
redução
de
36
7.3.
Características hipolipidêmicas da bixina
Estudos epidemiológicos indicam que o consumo de frutas e vegetais ricos em
carotenoides
está
associado
a
menor
incidência
de
câncer
e
doenças
cardiovasculares (REDDY et al., 2005).
Luduving (1997), investigando a recomendação popular do uso de urucum para
problemas cardiovasculares, relatou, após testes realizados em cães, ratos e coelhos,
que a água do urucum, obtida por maceração das sementes, é eficiente na redução
dos índices de colesterol.
Segundo Lima et al. (1999), o efeito hipolipidêmico da bixina tem sido atribuído
à ação ativadora da lipase lipoprotéica. Em um estudo com coelhos, Rodrigues et al.
(2007) compararam os efeitos do flavonoide naringenina e do carotenoide bixina sobre
o metabolismo lipídico. Os autores induziram hiperlipidemia nos animais e observaram
que o tratamento contendo bixina reduziu as concentrações de colesterol total (24,52%
após 16 dias e 22,53% após 31 dias) e, no 16º dia, o tratamento com bixina destacouse na redução das concentrações de triacilgliceróis (14,91%).
Lima et al. (2001) avaliaram a ação terapêutica do flavonoide quercetina e dos
carotenoides bixina e norbixina, na dose de 0,01mol/kg em coelhos hiperlipidêmicos
induzidos por dieta contendo colesterol (1%) + ácido cólico (0,1%), durante 28 dias, e
observaram que a bixina apresentou resultado mais expressivo com redução do
colesterol total de 44,03%, além de possibilitar menor redução dos níveis séricos do
HDL-colesterol.
Segundo Lima et al. (2001), no urucum estão presentes substâncias capazes
de reduzir as concentrações séricas de colesterol e triglicerídeos. Lima et al. (2003),
que conduziram um experimento com coelhos hiperlipidêmicos e avaliaram do
flavonóide quercetina e dos carotenoides bixina e norbixina, observaram que a bixina
foi a mais efetiva na redução dos níveis séricos de colesterol, além de ser responsável
por aumento nos níveis de colesterol HDL e redução dos níveis de triacilgliceróis.
Rodrigues (2003) avaliou o efeito do flavonoide naringenina (30 mg/kg) e do
carotenoide bixina (125 mg/kg) e suas associações com o leite em pó de vaca, cabra e
extrato hidrossolúvel de soja, sobre o metabolismo lipídico de coelhos. No tratamento
com dieta baseada em leite de vaca e bixina houve redução do colesterol total
(24,52% no 16º dia para 22,53% no 31º dia).
Lima et al. (2008) verificaram atividade hipocolesterolêmica dos carotenoides
bixina e rutina em coelhos. Os pesquisadores observaram que os tratamentos
37
contendo ração + colesterol + ácido cólico + bixina, rutina ou bixina + rutina diminuíram
os teores de colesterol total em relação ao grupo tratado com ração + colesterol +
ácido cólico. Os valores médios de colesterol total nos tratamentos com bixina + rutina
(-33,73%) e rutina (-34,35%) não diferiram entre si. Porém, o tratamento com bixina
reduziu o colesterol total em 44,03%, sendo essa diferença significativa.
Guerra et al. (2009) em estudo com ratos, observaram que dietas
hipercolesterolêmicas elevaram a concentração do colesterol total e a bixina reduziu. A
interação entre dieta e bixina reduziu os níveis de colesterol não-HDL e elevou
consideravelmente a concentração do colesterol HDL.
Os lipídeos apresentam composição similar em todas as espécies de animais,
mesmo sob diferentes condições ambientais e de dieta (GERMAN, 1990). O fato de
teores de lipídeos de origem animal ingeridos na dieta humana estarem relacionados
com doenças cardiovasculares está promovendo a demanda por fontes de proteína
animal que apresentem menores teores de lipídeos.
Portanto, além de estudos relacionados à capacidade da bixina em reduzir
teores de colesterol e triglicerídeos e elevar os níveis de HDL, a possibilidade de se
produzir carne com reduzido teor de gordura é extremamente atrativa, contribuindo
consideravelmente para a redução da ingestão de calorias na dieta humana,
controlando os níveis sanguíneos de triglicerídeos, fatores de risco para a saúde.
A associação entre baixa toxicidade, o potencial antioxidante e a pouca
literatura de estudos in vivo sobre a possível atuação no metabolismo tornam a bixina
um alvo atraente de pesquisa.
Além das atividades antioxidantes e hipocolesterolêmicas do urucum, outros
estudos têm mostrado resultados positivos da utilização do urucum para diversos fins.
O urucum é anestésico, útil nas dores de cabeça, desordens sanguíneas, pode ser
utilizado como antiemético e para alívio da sede. As sementes são adstringentes,
febrífugas e um bom remédio para a gonorreia, sendo a casca da raiz também um
antipirético. A infusão das folhas e raízes é útil na epilepsia, disenteria e icterícia
(SHILPI et al., 2006).
Shilpi et al. (2006) utilizaram um extrato metanólico de folhas de Bixa orellana
para investigar suas atividades neurofarmacológicas, anticonvulsivas, analgésicas e
antidiarreicas, bem como a motilidade gastrintestinal. Estes estudos preliminares
providenciaram, em parte, um suporte científico para o uso do urucum na medicina
tradicional, particularmente em alvos relacionados às desordens do sistema nervoso
central, dores, diarreia e disenteria.
38
A hipótese de que a inclusão de extrato oleoso de urucum na dieta de frangos
de corte pode apresentar efeitos benéficos à saúde das aves e à qualidade do produto
final, reduzindo a oxidação e o teor de colesterol no plasma das aves e na carne,
justificou a realização desse estudo. Assim, o objetivo foi avaliar se o extrato oleoso de
urucum (bixina 7%) adicionado às dietas de frangos de corte possui propriedades
antioxidantes e hipolipidêmicas.
O capítulo 2 intitulado “Níveis de suplementação do extrato oleoso de urucum
em dietas de frangos de corte” foi escrito de acordo com as normas do Periódico
"Poultry Science".
O capítulo 3 intitulado “O extrato oleoso de urucum como antioxidante natural
em dietas de frangos de corte suplementadas com óleos de soja fresco ou oxidado” foi
escrito de acordo com as normas do Periódico "Meat Science".
39
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CAPÍTULO 2
60
NÍVEIS DE SUPLEMENTAÇÃO DO EXTRATO OLEOSO DE URUCUM EM
DIETAS DE FRANGOS DE CORTE
RESUMO: O objetivo deste experimento foi avaliar a inclusão de níveis
crescentes extrato oleoso de urucum na dieta de frangos de corte e os efeitos
antioxidantes e hipolipidêmicos no plasma e na carne das aves. O delineamento
experimental foi inteiramente casualizado, com cinco tratamentos e seis repetições de
25 aves cada. Os tratamentos consistiram adicionar o extrato oleoso de urucum na ração
(0, 0,714%, 1,428%, 2,142% e 3,571%), visando garantir a inclusão de 0; 0,05%;
0,10%; 0,15% e 0,25% de bixina, uma vez que o extrato oleoso de urucum possui 7%
de bixina. As variáveis de desempenho, rendimento de carcaça, rendimento de cortes e
porcentagem de gordura abdominal não foram influenciadas pelos tratamentos.
Observou-se aumento linear nos valores de b* (intensidade de amarelo) com a inclusão
de extrato oleoso de urucum. A adição de 0,10% de extrato oleoso de urucum na dieta
reduziu a perda de peso por cocção e a adição de 0,15% reduziu a força de
cisalhamento. Não houve efeito de tratamento as variáveis de oxidação e perfil lipídico
na carne e no sangue das aves. Os resultados encontrados no presente estudo nos
permitem concluir que o extrato oleoso de urucum adicionado à dieta de frangos de
corte não apresentou propriedades hipolipidêmicas no plasma e na carne das aves
porém, possui ação antioxidante nas carnes de peito e coxa.
Palavras-chave: antioxidante, bixina, carotenoides, colesterol, qualidade de carne
61
INTRODUÇÃO
Compostos antioxidantes são adicionados aos alimentos e às rações com
objetivos de proteger os nutrientes dos efeitos da oxidação e reduzir os danos às
biomoléculas causados em virtude das reações de óxido-redução que ocorrem no
organismo, sendo benéficos à saúde humana e animal. Antioxidantes sintéticos, como o
butilato de hidroxianisol (BHA) e o butilato de hidroxitolueno (BHT) têm sido muito
utilizados. Porém, relatos da possível ação carcinogênica dessas substâncias têm levado
os consumidores a rejeitar produtos que os contenham (Luna et al., 2010). Assim,
pesquisadores e nutricionistas têm buscado alternativas naturais que possam substituir
os compostos antioxidantes sintéticos.
As sementes do urucum são compostas por carotenoides como o β-caroteno, a
bixina, a norbixina e outros (Santana et al., 2008), pigmentos que fazem do urucum um
importante corante (Queiroz, 2006). Dos carotenoides presentes na semente do urucum,
80% consistem no apo carotenoide bixina, lipossolúvel, de coloração vermelhoamarelada, que possui em sua estrutura uma cadeia de duplas ligações conjugadas
alternadas, que lhe confere as propriedades antioxidantes apresentadas pelos
carotenóides (Carvalho e Hein, 1989; Giuliano et al., 2003).
A bixina se destaca como um dos mais efetivos supressores biológicos de
moléculas reativas de oxigênio singlete, contribuindo para proteção das células e tecidos
contra os efeitos deletérios dos radicais livres, sendo também um efetivo inibidor da
peroxidação de lipídios (Zhang et al., 1991; Silva et al., 2001). Diversos estudos são
encontrados comprovando a ação antioxidante da bixina não apenas no organismo de
62
animais de laboratório, como também adicionada a produtos cárneos (Zhang e Lindup,
1993; Lima et al., 2003; Freitas Castro, 2008; Mercadante, 2010).
Esse carotenoide apresenta, ainda, capacidade hipolipidêmica, demonstrada por
Lima et al. (2003), que realizaram experimento com coelhos hiperlipidêmicos e
observaram que a bixina foi eficaz na redução dos níveis séricos de colesterol, além de
ser responsável pelo aumento dos níveis de colesterol HDL e diminuir os níveis de
triglicerídeos. Sabe-se que o alto consumo de lipídios é prejudicial à saúde humana e
pode resultar em dislipidemias. Assim, a hipótese de que a bixina seja eficiente na
redução do teor de colesterol não apenas no sangue de animais hiperlipidêmicos, mas
também na carne dos frangos de corte suplementados torna atraentes os estudos com a
inclusão de urucum na dieta das aves.
Apesar de comprovadas propriedades antioxidantes e hipolipidêmicas da bixina,
são escassos os estudos realizados com a inclusão de urucum na dieta de frangos de
corte visando avaliar as suas propriedades antioxidantes e hipocolesterolêmicas no
plasma e na carne das aves.
O presente estudo teve como objetivo avaliar a inclusão de níveis crescentes de
extrato oleoso de urucum na dieta de frangos de corte e os efeitos antioxidantes e
hipolipidêmicos no plasma e na carne.
MATERIAL E MÉTODOS
Animais, dietas e delineamento experimental
Todos os procedimentos utilizados foram aprovados pela Comissão de Ética no
Uso de Animais (CEUA) da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia – UNESP,
63
Botucatu sob o protocolo número 273/2011. Os frangos de corte foram criados no
galpão experimental da Agência Paulista de Tecnologia dos Agronegócios – APTA,
Pólo Regional do Centro Oeste, Unidade de Pesquisa e Desenvolvimento, Brotas – SP,
e abatidos no Abatedouro Experimental da Faculdade de Medicina Veterinária e
Zootecnia – UNESP, Botucatu-SP.
Foram utilizados 750 pintos de corte machos Cobb 500 de um dia de idade,
vacinados no incubatório contra doença de Marek e Gumboro. As aves foram alojadas
em 30 boxes (25 aves/boxe) com cama de maravalha, comedouros tubulares e
bebedouros tipo nipple. A temperatura e ventilação foram controladas com o uso de
cortinas e ventiladores.
O delineamento experimental foi inteiramente casualizado, com cinco
tratamentos e seis repetições cada. Os tratamentos consistiram em níveis de inclusão do
extrato oleoso de urucum na ração (0%, 0,714%, 1,428%, 2,142% e 3,571%) visando
garantir a inclusão de 0; 0,05%; 0,10%; 0,15% e 0,25% de bixina, uma vez que o
extrato oleoso de urucum possui 7% de bixina.
As dietas experimentais (Tabela 1) foram formuladas de acordo com as
recomendações nutricionais de Rostagno et al. (2011). Água e ração foram fornecidas à
vontade durante todo o período de criação. As rações foram isoprotéicas e isocalóricas,
e formuladas sem adição de antioxidante sintético.
O extrato oleoso de urucum é um produto comercial que nos foi fornecido pela
empresa KRATOS Indústria e Comércio de Aditivos (Tabela 2). Trata-se da extração da
bixina, principal pigmento da semente, que resulta em 97 a 98% de resíduo, constituído
pelas sementes contendo pigmentos e óleo de soja aderidos (Silva, 2003a; Silva, 2003b).
O produto é extraído em óleo de soja, e foi incluído nas dietas em substituição ao óleo
64
de soja, permitindo que a quantidade adicionada às dietas de óleo de soja fosse sempre a
mesma, independente do tratamento, visando evitar qualquer influência do nível de
inclusão de óleo nos resultados.
Desempenho
Para determinação do peso corporal, as aves de cada boxe foram pesadas, juntas,
ao final de cada fase de criação (7, 21 e 42 dias de idade). O consumo de ração foi
determinado por meio da diferença entre a quantidade de ração fornecida no início e as
sobras existentes ao final de cada período, o resultado obtido foi dividido pelo número
médio de aves de cada boxe. A conversão alimentar foi calculada pela divisão entre o
total de ração fornecida e o total de ganho de peso no período, e corrigida pelo peso das
aves mortas. O ganho de peso foi calculado pela diferença entre o peso das aves no
início e o peso das aves ao final de cada fase de criação. A mortalidade das aves nas
parcelas experimentais foi anotada diariamente. O fator de produção (FEP) foi
calculado aos 42 dias de idade, utilizando-se a fórmula:
FEP = GPMxVB
/10
CA
Em que: GPM = Ganho de peso médio diário (em gramas).
Qualidade de Carne
Aos 42 dias de idade, cinco aves por boxe (30 aves / tratamento) foram retiradas
aleatoriamente, abatidas por sangria após insensibilização elétrica (eletronarcose),
depenadas e evisceradas para avaliações de rendimento de carcaça e cortes e qualidade
da carne. As carcaças foram pesadas, cortadas e desossadas por procedimento do tipo
industrial para obtenção do rendimento de carcaça (sem pés, cabeça, pescoço e vísceras
65
comestíveis) e de gordura abdominal em relação ao peso vivo imediatamente antes do
abate e os rendimentos de peito e pernas obtidos em relação ao peso da carcaça quente.
Peito, coxas e gordura abdominal foram coletados e os peitos e coxas foram
desossados para as futuras análises e mantidos refrigerados (4ºC). Com 24 horas postmortem, o pH, a cor, a perda de água por exsudação (PPE), perda por cocção (PPC) e
força de cisalhamento (FC) foram avaliados em amostras de peito. Para a análise
sensorial de aroma estranho (ranço), essas amostras foram congeladas em freezer -20ºC
por cinco meses.
Os valores de pH foram mensurados utilizando-se pHmetro (Homis, model 238,
São Paulo, Brasil) acoplado a uma sonda (Digimed, model CF1, Campo Grande, Brasil)
diretamente no músculo Pectoralis major. A cor foi determinada, em triplicata, na
superfície ventral do peito utilizando-se o espectrofotômetro portátil (Minolta, CR 400,
New Jersey, USA), no sistema CIELab, no qual foram avaliados os parâmetros L*
(luminosidade), a* (teor de vermelho) e b* (teor de amarelo) de acordo com
metodologia proposta por Van Laack et al. (2000).
Para determinação PPE foram utilizadas amostras de aproximadamente 80
gramas do músculo Pectoralis major, conforme metodologia descrita por Rasmussen e
Anderson (1996). A determinação da porcentagem de perda por exsudação foi realizada
pela diferença entre o peso final e peso inicial da amostra conforme a seguinte equação:
%PE = (Pf - Pi)x100/Pi, sendo que PE = perda de exsudato; Pf = peso final da amostra;
Pi = peso inicial da amostra.
A determinação da PPC foi realizada em amostras de filés de peito de acordo
com o descrito por Honikel (1998). A diferença entre o peso inicial (in natura) e final
(cozido) correspondeu à perda de peso por cozimento, apresentada em porcentagem.
66
A FC foi obtida utilizando o texturômetro TAXT plus (Stable Micro Systems,
Surrey, UK), equipado com dispositivo Razor Blade. O equipamento foi calibrado com
peso padrão de 5,0kg e padrão rastreável, a velocidade de descida do dispositivo foi de
10mm/s e a análise foi realizada como recomendado por Cavitt et al. (2004).
A análise sensorial de aroma estranho (ranço) foi conduzida conforme descrito
por Roça et al. (1988), com oito provadores treinados que avaliaram as amostras para
aroma estranho (ranço), utilizando escala estruturada: 1) nenhum, 2) extremamente
fraco, 3) muito fraco, 4) fraco, 5) moderadamente fraco, 6) moderadamente forte, 7)
forte, 8) muito forte, 9) extremamente forte.
Teor de colesterol
As amostras de carne de peito sem pele, coxas com pele e de gordura abdominal
das cinco aves abatidas por repetição foram trituradas em processador, formando um
pool por repetição, totalizando seis amostras por tratamento. Optou-se por analizar
amostras de carne de peito sem pele e carne de coxas com pele, pois é desta forma que
estes produtos são usualmente mais consumidos. A concentração de colesterol em
gramas, por 100 gramas de amostra foi determinada pelo método enzimático
colorimétrico e utilização de kit comercial (Colesterol Total, Katal, Belo Horizonte,
Brasil) de acordo com metodologia adaptada de Saldanha et al. (2004). A curva de
calibração (0,04 a 0,4mg/mL) foi construída utilizando solução padrão de colesterol
(200mg/dL).
67
Oxidação lipídica
Após o abate, as amostras de carne de peito, coxas com pele e gordura
abdominal foram armazenadas em sacos de polietileno e mantidas congeladas (-20ºC)
até a realização das análises.
O modelo utilizado para o ensaio acelerado da oxidação lipídica foi descrito por
Racanicci et al. (2004) e o método utilizado para a quantificação de compostos de ranço
foi o de Substâncias Reativas ao Ácido Tiobarbitúrico (TBARS), conforme descrito por
Madsen et al. (1998).
A leitura da absorbância foi feita em comprimento de onda de 532 e 600 nm
utilizando um espectofotômetro (Gehaka, modelo UV-400, São Paulo, Brasil), e a
diferença (A532
nm
– A600
nm)
utilizada como valor de correção para a turbidez. Os
resultados foram expressos em micromoles de malonaldeído (MDA) por quilo de carne,
utilizando uma curva padrão (0,1 – 6,0nM) preparada com 1,1,3,3-tetraetoxipropano
(Merck).
As amostras de gordura das aves foram analisadas através da mesma
metodologia, nas amostras cruas após 10 dias de armazenamento a 4ºC.
Variáveis Sanguíneas
Aos 42 dias de idade, uma ave de cada boxe (6 aves por tratamento) foi retirada
aleatoriamente para colheita de 3 mL de sangue por punção da veia braquial. As
amostras foram armazenadas em tubos com heparina, mantidas resfriadas e
centrifugadas a 4.500 rpm por 10 minutos, para obtenção do plasma para análises de
perfil lipídico e oxidação lipídica, as quais foram armazenadas em freezer -80ºC até o
momento da análise.
68
As análises de perfil lipídico das amostras de plasma foram realizadas utilizando
kits comerciais da Bioclin (Bioclin Laboratórios, Athlone, Irlanda) em analisador
bioquímico automatizado BS-200 (Mindray - China), que forneceram os teores de
lipoproteína de alta densidade (HDL), triglicerídeos (TG) e colesterol (CO). O teor de
lipoproteína de muito baixa densidade (VLDL) foi calculado dividindo-se o teor de TG
(mg/dL) por 5. O teor de lipoproteína de baixa densidade (LDL) foi calculado pela
fórmula:
LDL = colesteroltotal − (HDL + VLDL)
A oxidação lipídica plasmática foi mensurada pelo método espectrofotométrico
de determinação de TBARS descrito por Buege e Aust (1978). Os resultados foram
expressos em nmol de MDA/mL mediante curva padrão de MDA com 13 pontos (0,244
a 1000,000nmol/L) realizada em espectrofotômetro.
Análise Estatística
Os dados foram submetidos à análise de variância (ANOVA) complementada
pelo teste de Tukey (α = 5%) e análises de regressão polinomial. Foi utilizado o
programa estatístico Minitab 16 (Minitab Inc., State College, Estados Unidos).
RESULTADOS E DISCUSSÃO
Temperatura ambiente
Segundo Cony e Zocche (2004), as faixas de temperatura do ar no galpão
consideradas confortáveis são de 27 a 29ºC, 25 a 27ºC, 24 a 25ºC, 22 a 24ºC, 21 a 22ºC
69
e 20ºC da primeira à sexta semanas de idade das aves, respectivamente. As temperaturas
do ar médias semanais obtidas no presente experimento, da primeira à sexta semanas de
idade dos frangos, foram 28,9ºC; 28,9ºC; 29,4ºC; 26,9ºC; 25,6ºC e 24,0ºC,
respectivamente. Esses dados indicam que as aves estavam expostas à condições de
brandas de estresse térmico a partir da segunda semana de vida. As médias diárias de
temperatura do ar estão apresentadas na figura 1.
Figura 1. Médias diárias de temperatura do ar (T ºC).
34
33
32
31
30
29
28
27
Valores 26
25
24
23
22
21
20
19
18
TºC
1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41
Dias
Fonte: Cony e Zocchy (2004).
Desempenho
O desempenho de frangos de corte Cobb 500 alimentados com dietas
suplementadas com diferentes níveis de extrato oleoso de urucum foi avaliado aos 7, 21
e 42 dias de idade (Tabelas 3, 4 e 5). Não houve efeito de tratamento para as variáveis
analisadas nos períodos de 1 a 7 e 1 a 21 dias de idade. Esses resultados estão de acordo
70
com os apresentados por Oliveira et al. (2006) que, em estudo realizado com codornas
japonesas alimentadas com colorífico (urucum) e/ou niacina suplementar, não
observaram efeito de tratamento para as variáveis de desempenho. No período total, de
1 a 42 dias de idade, a inclusão de 0,25% de bixina resultou em efeito negativo nas
variáveis de PMF (P = 0,002), GPM (P = 0,002) e FEP (P = 0,005).
Rendimento de Carcaça e Cortes e Qualidade de Carne
Não foi observado efeito de tratamento nos parâmetros de rendimento de carcaça,
rendimento de cortes e porcentagem de gordura abdominal (Tabela 6), resultados que
diferem dos encontrados por Silva et al. (2005), em um estudo com a adição de resíduo
da semente de urucum (RSU) na dieta de frangos de corte de 1 a 47 dias de idade. Os
autores verificaram que, para cada 1% de adição do RSU na ração, o rendimento de
carcaça reduziu em 0,13% e o rendimento de coxas em 0,04% e o rendimento de
gordura abdominal não foi influenciado.
Os parâmetros de qualidade de carne estão apresentados na tabela 7. Houve
aumento linear nos valores de b* (na intensidade do amarelo) (P < 0,001). Sabe-se que
a capacidade de absorção dos carotenoides afeta a pigmentação dos tecidos (Ibarra,
1991). Allen et al. (1998), Barbut (2001) e Qiao et al. (2002) afirmaram que a coloração
da carne de frango in natura é importante, uma vez que os consumidores associam a cor
dos produtos com as características de frescor e de boa qualidade. Assim, essa
característica interfere diretamente na decisão de compra do consumidor. Contudo, não
foram definidos valores desejáveis ou limitantes de amarelo para a carne de peito de
frangos de corte.
71
O fato de a intensidade da cor amarela ter sido alterada progressivamente com o
aumento da inclusão do extrato oleoso de urucum na dieta mostra que o aditivo foi
transferido ao músculo e acumulado. Essa constatação é importante para futuros
trabalhos.
A adição de 0,10% de bixina na dieta reduziu a perda de peso por cocção (P =
0,008) e a adição de 0,15% reduziu a força de cisalhamento (P = 0,027) (Tabela 7). A
capacidade de retenção de água da carne é determinada pela quantidade de água perdida
por meio de aplicação de força externa, como corte, aquecimento, trituração ou
prensagem do tecido muscular. A menor capacidade de retenção de água implica em
perdas do valor nutritivo pelo exsudato liberado, além de resultar em carnes mais secas
e com menor maciez. As perdas por cocção são as perdas que ocorrem durante o
processo de preparo da carne para o consumo, calculadas pela diferença entre o peso
inicial e final das amostras. De acordo com Bressan et al. (2001) o mercado
consumidor, atualmente, apresenta elevada exigência quanto à qualidade das
características físicas da carne. Dessa forma, um aditivo natural que seja eficiente na
redução da perda de água por cocção se faz importante para a qualidade da carne
(Pinheiro et al., 2007).
A força de cisalhamento representa a maciez da carne, característica de qualidade
importante, uma vez que irá influenciar na opinião do consumidor. Segundo Castillo
(2001), a qualidade da carcaça e da carne de frangos é cada vez mais exigida, devido a
uma série de mudanças no hábito de consumo, como o aumento na procura de cortes e
produtos desossados e o crescimento do consumo de produtos de preparo rápido. Assim,
com a comercialização de cortes e de produtos desossados, muitos defeitos na carne se
tornaram aparentes ocasionando a rejeição dos mesmos. Além disso, as características
72
sensoriais de cada corte, como aparência e maciez puderam ser melhor percebidas pelo
consumidor (Beraquet, 1999)
Outros parâmetros como o pH, a perda de água por exsudação, força de
cisalhamento e a presença de aroma estranho (Tabela 7) não foram influenciados pela
suplementação de bixina na dieta, o que representa um resultado positivo, uma vez que
a bixina não influenciou negativamente na qualidade da carne, características que
influenciam diretamente na aceitação da carne pelo consumidor.
Teor de Colesterol na Carne
Visando avaliar o potencial de redução de colesterol da bixina, foram realizadas
análises em amostras de peito, coxa e gordura abdominal das aves abatidas aos 42 dias
de idade. Os resultados estão apresentados na tabela 8. Os níveis de inclusão de bixina
utilizados não foram eficientes na redução do teor de colesterol na carne de peito e coxa
dos frangos. Para gordura abdominal, a inclusão de níveis iguais ou superiores a 0,15%
de bixina aumentou o teor de colesterol (P < 0,001).
Diversos trabalhos são encontrados na literatura com a utilização de urucum para
redução de teores de colesterol em ovos e em sangue de animais de laboratório, porém
são escassos os trabalhos visando reduzir o teor de colesterol da carne por meio da
suplementação de urucum / bixina na dieta.
Em um estudo realizado com poedeiras, Harder (2005) observou redução nos
teores de colesterol nas gemas dos ovos quando as aves receberam dietas suplementadas
com 1,0; 1,5 e 2,0% de urucum.
73
Oxidação da Carne
Os valores médios de oxidação lipídica da carne de peito, da coxa e gordura
abdominal estão apresentados nas tabelas 9, 10 e 11 respectivamente.
Para a carne de peito crua, o tratamento com adição de 0,10% de bixina na dieta
dos frangos apresentou menores teores de oxidação (P < 0,001), porém esse resultado
não foi observado após o tratamento térmico, independente do tempo de armazenamento
(Tabela 8).
No 4º dia após o cozimento das amostras (Tabela 8), o tratamento com inclusão
de 0,15% de bixina apresentou os teores mais elevados de oxidação (P < 0,001).
De maneira geral, o cozimento provocou um aumento na produção dos
compostos de ranço da carne do peito de forma contínua durante o armazenamento em
refrigeração 4ºC (Tabela 9). Da mesma forma, Nieto et al. (2011) evidenciaram
aumento dos níveis de aldeídos e álcoois característicos da peroxidação lipídica na carne
de cordeiros após o cozimento. Com o cozimento, o calor altera a permeabilidade das
membranas, facilitando a interação entre agentes oxidantes, como os grupamentos heme
de ferro e os ácidos graxos insaturados das membranas. Elevadas temperaturas
incrementam a desnaturação das proteínas musculares e favorecem a liberação de íons
de ferro que, por sua vez, massificam o processo oxidativo (Lima Junior et al., 2013).
Para a carne de coxa crua (Tabela 9), a adição de níveis iguais ou superiores a
0,15% de bixina na dieta levou à mais elevados teores de malonaldeído (P < 0,001).
Após o cozimento das amostras, foi observado que a adição de bixina na dieta,
independente do nível utilizado, causou aumento nos teores de malonaldeído nas
amostras (P < 0,001). O mesmo efeito foi observado no 4º dia após o cozimento (P =
74
0,014). Apenas 10 dias após o tratamento térmico a inclusão de 0,25% de bixina na
dieta apresentou efeito antioxidante (P = 0,012).
Para a gordura abdominal não houve efeito dos tratamentos (Tabela 10). De
acordo com Lee e Foglia (2000), a gordura de frango contém cerca de 60% de ácidos
graxos insaturados, sendo, portanto, altamente insaturada quando comparada ao sebo
bovino. Entre os ácidos graxos insaturados, os monoinsaturados (AGMI), tais como o
ácido oléico, são considerados desejáveis no que se refere à redução do risco de
enfermidades cardiovasculares, pois reduzem os níveis de colesterol sanguíneo em
indivíduos não-hipertrigliceridêmicos. No estudo de Chiu et al. (2008), os autores
caracterizaram gordura abdominal de frango e os resultados mostraram que a gordura
apresentou em sua composição principalmente os ácidos oléico (43,4%), palmítico
(24,7%) e linoléico (17,2%).
Observa-se que, no decorrer do armazenamento das amostras pré-cozidas, houve
aumento natural e gradativo da produção de compostos de ranço na carne, como
esperado. Os maiores valores de TBARS encontrados na carne da coxa em relação a
carne do peito podem ser explicados pelas diferenças de metabolismo (musculatura
escura) e composição. A carne da coxa, ou musculatura escura, é constituída
predominantemente por fibras oxidativas, e a carne do peito, musculatura branca, é
formada predominantemente por fibras glicolíticas (Banks, 1992). Ramos et al. (2012)
afirmaram que os músculos de maior atividade são os possuidores de maiores teores de
ferro. Pode-se inferir que os músculos mais ricos em mioglobina (carne da coxa) têm
maior suscetibilidade à oxidação lipídica (Kathirvel e Richards, 2012). Além de possuir
um tipo diferente de musculatura, a carne da coxa também é mais rica em lipídios do
que a carne do peito (Taco, 2011).
75
Os resultados encontrados após 10 dias de armazenamento sugerem que, para a
carne de peito, níveis mais baixos de inclusão de bixina (0,05%) atuam melhor como
antioxidantes, enquanto que para a carne da coxa são necessários maiores níveis de
inclusão de bixina para obter resultados favoráveis, provavelmente em decorrência do
maior desafio em proteger uma carne com teor maior de lipídios em sua composição.
A necessidade de se encontrar compostos naturais que possam ser utilizados em
substituição aos antioxidantes sintéticos em produtos alimentícios torna promissora e
crescente a realização de pesquisas com os carotenoides. Freitas Castro (2008) avaliou o
efeito do colorífico (urucum) durante o processamento térmico e o armazenamento de
hambúrgueres elaborados com peito de frango (Pectoralis major). A quantificação de
MDA demonstrou que, embora a concentração de bixina seja reduzida durante o
processamento térmico, seu uso minimizou a rancidez oxidativa em todas as
determinações realizadas durante os 120 dias de armazenamento a -18°C.
Outras substâncias naturais foram estudadas por Mercadante et al. (2010), que
avaliaram o uso individual da norbixina, β-caroteno, licopeno e da zeaxantina, utilizadas
como substituintes do antioxidante sintético eritorbato de sódio em salsichas formuladas
com mistura de carnes bovina, suína e de frango. Embora todos os pigmentos tenham
sido capazes de manter a estabilidade oxidativa do produto, a norbixina e a zeaxantina
apresentaram os maiores efeitos antioxidantes, promovendo uma redução de
aproximadamente 20% nos níveis de MDA.
Variáveis Sanguíneas
Não foi observado efeito de tratamento para as variáveis de perfil lipídico
(Tabela 12). Esses resultados estão de acordo com os encontrados por Oliveira et al.
76
(2006) que, em um trabalho suplementando dietas de codornas com colorífico e/ou
niacina suplementar, concluíram que a bixina do colorífico e a niacina suplementar não
apresentaram atividade hipolipidêmica sobre o perfil lipídico no sangue de codornas
japonesas sem indução de hiperlipidemia. Resultados diferentes foram obtidos por
Souza (2001), que encontrou redução nos níveis de triglicerídeos no sangue de ratos que
receberam, diariamente, ração com 700 mg de corante industrial com 28% de bixina, em
relação ao tratamento com apenas ração. Silva et al. (2011) avaliaram a suplementação
de extrato de urucum para ratos hipercolesterolêmicos e observaram a redução dos
teores do colesterol não HDL e maiores teores de colesterol HDL. Esses resultados
corroboram com os encontrados por Rodrigues et al. (2007), que, em um estudo com
coelhos, compararam os efeitos do flavonoide naringenina e do carotenoide bixina sobre
o metabolismo lipídico. Os autores induziram hiperlipidemia nos animais e observaram
que o tratamento contendo bixina reduziu as concentrações de colesterol total (24,52%
após 16 dias e 22,53% após 31 dias) e, no 16º dia, o tratamento com bixina destacou-se
na redução das concentrações de triacilgliceróis (14,91%).
O estado oxidativo do sangue das aves não foi influenciado pela inclusão de
extrato oleoso de urucum na dieta (Tabela 12), o que pode ter ocorrido visto à ausência
de desafio capaz de aumentar a concentração de radicais livres, levando ao estresse
oxidativo, que poderia ser controlado com a inclusão do agente antioxidante. O estresse
oxidativo desempenha relevante papel ecológico e evolutivo, uma vez que demanda a
alocação de recursos para defesa antioxidante a fim de manter a homeostasia,
comprometendo assim, o crescimento, a reprodução e a sobrevivência dos seres vivos
(Constantini, 2008).
77
Fontes variadas de urucum e/ou bixina, métodos diferentes de submissão dos
indivíduos testados ao componente e variados meios de análise foram/são utilizados são
variáveis que influenciam os resultados, explicando a diferença entre os resultados
encontrados e os apresentados na literatura.
Os resultados encontrados no presente estudo nos permitem concluir que o
extrato oleoso de urucum adicionado à dieta de frangos de corte não apresentou
propriedades hipolipidêmicas no plasma e na carne das aves porém, possui ação
antioxidante nas carnes de peito e coxa.
AGRADECIMENTOS
Agradecemos à FAPESP pelo apoio financeiro a essa pesquisa (Processo
2012/05415-1 e Processo 2011/23731-5) e às empresas KRATOS Indústria e Comércio
de Aditivos (Rio Claro, São Paulo, Brasil) e CONDITEM Condimentos e Temperos
(Rio Claro, São Paulo, Brasil) pela doação do extrato oleoso de urucum.
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85
Tabela 1. Composição percentual e valores nutricionais calculados das rações basais.
Pré-Inicial
Inicial
Crescimento
Final
(1-7 dias)
(8-21 dias)
(22-35 dias)
(36-42 dias)
Milho, moído
51,11
56,14
59,52
63,76
Soja, farelo
39,66
36,28
32,62
28,76
Fosfato bicálcico
1,92
1,56
1,35
1,13
Calcário calcítico
0,91
0,96
0,89
0,80
Sal comum
0,51
0,49
0,46
0,45
Soja, óleo bruto
3,57
3,57
4,35
4,28
Treonina
0,11
0,08
0,07
0,07
DL - Metionina
0,23
0,20
0,19
0,18
L - Lisina
0,27
0,23
0,23
0,26
1,39
0,19
0,00
0,00
0,33
0,33
0,33
0,33
100,00
100.00
100,00
100,00
EMAn (kcal/kg)
2.960
3.050
3.150
3.200
Proteína Bruta (%)
22,41
21,20
19,80
18,41
Cálcio (%)
0,92
0.85
0,76
0,67
Fósforo disponível (%)
0,47
0,40
0,36
0,31
Sódio (%)
0,22
0,21
0,20
0,20
Lisina (%)
1,33
1,22
1,13
1,06
Metionina (%)
0,52
0,48
0,46
0,43
Metionina + Cistina (%)
0,82
0,77
0,73
0,68
Triptofano (%)
0,26
0,24
0,22
0,20
Treonina (%)
0,86
0,80
0,74
0,69
Arginina (%)
1,43
1,34
1,24
1,13
Ingredientes
Inerte (caulim)
1
Premix vitamínico mineral
TOTAL
Composição calculada
Aminoácidos digestíveis
1
Suplemento vitamínico e mineral Vaccinar (mín. por kg de ração): fase pré-inicial – ácido fólico 1,50 mg; ácido pantotênico 14,00 mg; biotina 0,08
mg; cobre 8,00 mg; colina 350 mg; etoxiquim 4,00 mg; ferro 0,05 g; fitase 0,75 ftu; iodo 0,90 mg; manganês 0,08 g; niacina 50 mg; nicarbazina 130
mg; selênio 0,33 mg; virginiamicina 16,50 mg; vitamina A 10.000 UI; vitamina B1 2,00 mg; vitamina B12 17,50 µg; vitamina B2 6,00 mg; vitamina
B6 3,00 mg; vitamina D3 3.000 UI; vitamina E 35 UI; vitamina K3 3,00 mg; zinco 70 mg. / fase inicial – ácido fólico 1,25 mg; ácido pantotênico 13,00
mg; biotina 0,07 mg; cobre 8,00 mg; colina 300 mg; etoxiquim 4,00 mg; ferro 50 mg; fitase 0,75 ftu; iodo 0,90 mg; manganês 80 mg; niacina 130 mg;
nicarbazina 40 mg; selênio 0,30 mg; virginiamicina 16,50 mg; vitamina A 10.000 UI; vitamina B1 1,50 mg; vitamina B12 15,00 µg; vitamina B2 5,00
mg; vitamina B6 3,00 mg; vitamina D3 3.000 UI; vitamina E 30 UI; vitamina K3 3,00 mg; zinco 70 mg. / fase de crescimento - ác. fólico 0,66 mg;
ácido pantotênico 9,08 mg; biotina 0,04 mg; cobre 6,60 mg; colina 210 g; etoxiquim 3,30 mg; ferro 40 mg; fitase 0,62 ftu; iodo 0,74 mg; manganês 60
mg; niacina 0,02 mg; salinomicina 50 mg; selênio 0,25 mg; virginiamicina 13,61 mg; vitamina A 6.600 UI; vitamina B1 1,24 mg; vitamina B12 9,90
µg; vitamina B2 3,30 mg; vitamina B6 2,06 mg; vitamina D3 2.062,50 UI; vitamina E 16,50 UI; vitamina K3 1,65 mg; zinco 60 mg. / fase final - ácido
fólico 0,50 mg; ácido pantotênico 9,90 mg; cobre 13,20 mg; colina 330 mg; etoxiquim 1,65 mg; ferro 70 mg; fitase 0,83 ftu; iodo 1,16 mg; manganês
100 mg; niacina 30 mg; salinomicina 110 mg; selênio 0,41 mg; virginiamicina 16,50 mg; vitamina A 8.250 UI; vitamina B1 0,83 mg; vitamina B12
8,25 µg; vitamina B2 4,13 mg; vitamina B6 1,16 mg; vitamina D3 1.650 UI; vitamina E 16,50 UI; vitamina K3 2,48 mg; zinco 100 mg.
86
Tabela 2. Laudo de Análise. Suspensão concentrada de urucum.
Produto
Suspensão oleosa de urucum para fins alimentícios
Atributos de Qualidade
Aspecto
Líquido escuro
Cor
Avermelhado
Odor
Característico do urucum
Análise Físico-Química
Teor de bixina
7,00 %
Densidade
0,96 g / mL
pH direto
2,10
Microbiologia*
Contagem total, máx. (UFC / g)
1000.000
Coliformes totais, máx. (NMP / g)
100
Coliformes fecais / E.coli
Ausência em 1g
Bolores / Leveduras, máx (UFC / g)
1.000
Staphylococcus aureus
Ausência em 0,01 g
Salmonella sp
Ausência em 25 g
*
O produto atende a legislação vigente do Ministério da Saúde – Resolução 12/2001 – ANVISA.
87
Tabela 3. Efeitos de níveis de extrato oleoso de urucum no desempenho de frangos de corte Cobb 500 de
1 a 7 dias de idade.
BIXINA
PI
PFM
GPM
CMR
CA
VIAB
(%)
------------------------------(g)----------------------------
0,00
43,4
188,9
145,6
165,4
1,139
100,0
0,05
43,0
190,1
147,1
165,3
1,124
100,0
0,10
43,4
188,4
145,0
164,8
1,138
99,3
0,15
43,5
183,8
140,3
166,9
1,196
99,3
0,25
43,5
184,6
141,1
165,8
1,179
99,3
CV %
1,97
3,01
3,83
4,89
5,20
1,23
Valor de P
0,830
0,207
0,131
0,995
0,172
0,736
PI: peso médio inicial;
PFM: peso médio final;
GPM: ganho de peso médio;
CMR: consumo médio de ração;
CA: conversão alimentar;
VIAB: Viabilidade;
CV: Coeficiente de variação;
ab
Médias seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P < 0,05).
(%)
88
Tabela 4. Efeitos de níveis de extrato oleoso de urucum no desempenho de frangos de corte Cobb 500 de
1 a 21 dias de idade.
BIXINA
PFM
(%)
GPM
CMR
----------------(g)--------------
VIAB
(%)
0,00
994,1
950,7
1284,5
1,357
99,3
0,05
991,4
948,5
1256,8
1,330
98,7
0,10
985,9
942,5
1263,9
1,346
98,0
0,15
970,3
926,8
1250,0
1,367
97,3
0,25
947,3
903,8
1249,2
1,376
99,3
CV %
3,33
3,46
3,49
3,25
2,26
Valor de P
0,061
0,053
0,656
0,442
0,476
PFM: peso médio final;
GPM: ganho de peso médio;
CR: consumo médio de ração;
CA: conversão alimentar;
VIAB: Viabilidade;
CV: Coeficiente de variação;
ab
CA
Médias seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P < 0,05).
89
Tabela 5. Efeitos de níveis de extrato oleoso de urucum no desempenho de frangos de corte Cobb 500 de
1 a 42 dias de idade.
BIXINA
(%)
PFM
GPM
CMR
CA
FEP
-----------------------(g)-----------------------
VIAB
(%)
0,00
2852,4a
2809,0a
4298,2
1,543
422,2a
96,7
0,05
2827,5a
2784,5a
4222,5
1,532
413,0ab
95,3
0,10
2734,6ab
2691,2ab
4407,1
1,651
372,8b
96,0
0,15
2724,2ab
2680,7ab
4123,9
1,571
376,5ab
92,7
0,25
2646,5b
2603,0b
4184,7
1,627
365,7b
96,0
CV %
3,99
4,05
6,15
5,59
9,06
4,55
Valor de P
0,002
0,002
0,395
0,068
0,005
0,567
2
PFM: peso médio final (Y = 2850 - 845,4x; R = 45,3%; P < 0,001);
GPM: ganho de peso médio (Y = 2807 – 846,7x; R2 = 45,5%; P < 0,001);
CR: consumo médio de ração;
CA: conversão alimentar;
FEP: fator de produção (Y = 415,9 – 234,9x; R2 = 33,8%; P = 0,001);
VIAB: Viabilidade;
CV: Coeficiente de variação;
abc
Médias seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P < 0,05).
90
Tabela 6. Valores de rendimentos de carcaça, peito, coxa e porcentagem de gordura abdominal de frangos
de corte alimentados com ração suplementada com extrato oleoso de urucum.
BIXINA
Carcaça
(%)
Peito
Pernas
Gordura Abdominal
----------------------------------(%)--------------------------------
0,00
74,7
40,5
29,8
1,4
0,05
74,1
39,9
30,6
1,4
0,10
75,2
39,7
29,4
1,3
0,15
74,3
40,6
30,0
1,2
0,25
73,6
38,2
29,7
1,3
CV %
4,43
13,08
9,69
53,76
Valor de P
0,358
0,296
0,523
0,811
Os rendimentos de carcaça e de gordura abdominal foram obtidos em relação ao peso vivo antes do abate e os rendimentos de peito e coxa em relação
ao peso da carcaça quente.
abc
Médias seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P < 0,05).
91
Tabela 7. Parâmetros de qualidade de carne analisados na carne do peito de frangos de corte alimentados
com ração suplementada com extrato oleoso de urucum.
BIXINA (%)
pH
0,00
Cor
PPE
PPC
FC
L*
a*
b*
(%)
(%)
(N/mm)
5,9
52,6
3,4
5,8e
1,79
26,9a
154,0a
2,8
0,05
5,8
53,0
3,5
8,7d
1,68
26,1ab
148,3ab
2,5
0,10
5,8
52,6
3,7
10,4c
1,82
23,8b
138,9ab
2,1
0,15
5,8
53,0
3,7
11,5b
1,93
24,3ab
133,3b
2,8
0,25
5,8
52,2
3,5
12,6a
1,84
24,3ab
144,3ab
3,0
CV %
3,09
5,00
27,69
29,49
45,82
15,68
20,13
70,66
Valor de P
0,449
0,748
0,686
< 0,001
0,999
0,008
0,027
2
2
L*: luminosidade; a*: teor de vermelho; b*: teor de amarelo (Y = 5,922 + 56,36x – 119,1x ; R = 70,1%; P < 0,001);
PPE: perda de água por exsudação;
PPC: perda de água por cocção (Y = 27,10 – 35,76x + 98,50x2; R2 = 8,5%; P = 0,040);
FC: força de cisalhamento (Y = 156,2 – 274,6x + 891,6x2; R2 = 6,5%; P = 0,010);
abc
Aroma
Médias seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P < 0,05).
Estranho
92
Tabela 8. Teor de colesterol (mg/100 g de amostra) em amostras de carne de peito (sem pele), carne de
coxa (com pele) e gordura abdominal de frangos de corte alimentados com ração suplementada com
extrato oleoso de urucum.
BIXINA (%)
Peito
Coxa (carne com pele)
Gordura Abdominal
0,00
85,68
109,06
8,61c
0,05
82,54
116,34
10,39bc
0,10
80,86
113,00
10,88bc
0,15
81,42
110,97
19,65a
0,25
76,25
107,64
13,74b
CV %
10,96
5,40
33,15
Valor de P
0,502
0,089
< 0,001
2
2
Teor de colesterol na gordura abdominal (Y = 9,080 – 87,71x + 1865 x ; R = 77,3%; P = 0,019);
abc
Médias seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P < 0,05).
93
Tabela 9. Valores médios de substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrico (µmol de MDA/kg de amostra)
na carne de peito de frangos de corte crua e após cozimento (dia 0) e armazenada sob refrigeração (4ºC)
por até 10 dias.
BIXINA (%)
Crua
0,00
Após cozimento
Dia 0
Dia 4
Dia 7
Dia 10
2,39ab
1,96c
41,63b
55,37
67,87ab
0,05
2,48a
3,04a
36,11b
49,40
62,07b
0,10
1,74c
2,14c
40,98b
61,10
72,43a
0,15
2,52a
2,94ab
49,12a
55,59
72,97a
0,25
2,15b
2,61b
41,92b
51,44
65,77ab
CV %
14,22
18,65
11,24
8,34
7,68
Valor de P
< 0,001
< 0,001
< 0,001
0,129
0,002
2
2
Dia 0 crua (Y = 2,371 + 3,569x – 17,79x ; R = 54,5%; P = 0,008);
Dia 0 cozida (Y = 1,957 + 33,41 x - 262,5 x2 + 557,4 x3; R2 = 93,4%; P < 0,001);
Dia 4 cozida (Y= 41,65 - 272,5 x + 3721 x2 - 10505 x3; R2 = 83,7%; P < 0,0014);
Dia 10 cozida (Y = 66,97 - 155,8 x + 2547 x2 - 7783 x3; R2 = 51,2%; P = 0,009);
abc
Médias seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P < 0,05).
94
Tabela 10. Valores médios de substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrico (µmol de MDA/kg de amostra)
na carne da coxa de frangos de corte crua e após cozimento (dia 0) e armazenada sob refrigeração (4ºC)
por até 10 dias.
BIXINA (%)
Crua
0,00
Após cozimento
Dia 0
Dia 4
Dia 7
Dia 10
3,13b
2,78d
59,26b
81,99
107,19a
0,05
3,45b
3,74c
59,78ab
72,87
104,85ab
0,10
3,11b
4,21ab
66,07a
76,75
103,49ab
0,15
4,20a
4,54a
66,44a
77,37
108,59a
0,25
4,31a
3,85bc
62,44ab
71,80
99,32b
CV %
15,44
16,62
6,43
7,71
3,84
Valor de P
< 0,001
< 0,001
0,014
0,118
0,012
2
Dia 0 crua (Y = 3,076 + 5,124x; R = 64,8%; P < 0,001);
Dia 0 cozida (Y = 2,787 + 22,03x - 70,90x2; R2 = 91,0%; P = 0,011);
Dia 4 cozida (Y = 58,60 + 101,1x - 337,9x2; R2 = 55,8%; P = 0,008);
Dia 10 cozida (Y = 107,6 - 177,7x + 2124x2 – 6177x3; R2 = 70,2%; P = 0,015);
abc
Médias seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P < 0,05).
95
Tabela 11. Valores médios de substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrico (µmol de malonaldeído/kg de
amostra) na gordura abdominal crua, após 10 dias de armazenamento resfriado (4ºC).
abc
BIXINA (%)
µmol de malonaldeído/kg de amostra
0,00
6,73
0,05
5,64
0,10
8,84
0,15
6,34
0,25
5,81
CV %
33,88
Valor de P
0,203
Médias seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P < 0,05).
96
Tabela 12. Perfil lipídico e ‘status’ oxidativo (nmol de MDA/mL) plasmáticos de frangos de corte
suplementados com extrato oleoso de urucum (EOU) na dieta.
BIXINA (%)
Colesterol
Triglicerídeos
HDL
--------------------(mg/dL)-------------------
LDL
-----(g/mL)----
Oxidação
(nmol de MDA/ml)
0,00
107617
34044
78395
19,2
6,8
29,8
0,05
104391
41239
76369
21,2
8,3
30,6
0,10
105674
37096
78611
19,6
7,3
29,0
0,15
107283
35326
78378
21,8
7,1
27,4
0,25
116005
43362
83499
23,9
8,6
32,2
CV %
14,73
43,78
12,75
37,54
44,43
25,31
Valor de P
0,173
0,774
0,523
0,113
0,780
0,772
HDL: lipoproteína de alta densidade;
LDL: lipoproteína de baixa densidade;
VLDL: lipoproteína de muito baixa densidade;
abc
VLDL
Médias seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P < 0,05).
CAPÍTULO 3
98
O extrato oleoso de urucum como antioxidante natural em dietas de frangos de
corte suplementadas com óleo de soja fresco ou oxidado
RESUMO: O objetivo desse trabalho foi avaliar as propriedades antioxidantes e
hipolipidêmicas do extrato oleoso de urucum adicionado à dieta de frangos de corte
formuladas com óleo de soja fresco ou oxidado. O delineamento experimental foi
inteiramente casualizado, disposto em fatorial 3x2+2 com oito tratamentos e cinco
repetições. Os tratamentos foram constituídos de: 1) dieta basal (DB) com inclusão de
óleo de soja fresco (OF); 2) DB com inclusão de óleo de soja oxidado (OO); 3) DB +
0,714% de extrato oleoso de urucum (EOU) + OF; 4) DB + 0,714% de EOU + OO; 5)
DB + 1,428% de EOU + OF; 6) DB + 1,428% de EOU + OO; 7) DB + OF +BHT
(controle positivo 1); e 8) DB + OO + BHT (controle positivo 2). O extrato oleoso de
urucum possui 7% de bixina, o que representa inclusão de 0,05% de bixina nos
tratamentos 3 e 4 e 0,10% de bixina nos tratamentos 5 e 6. Foram avaliadas variáveis de
desempenho, sanguíneas e de qualidade de carne. A adição de EOU na dieta melhorou a
conversão alimentar das aves, reduziu a porcentagem de gordura abdominal e aumentou
os valores de a* (vermelho) e b* (amarelo) na carne. Não foi observado efeito de
tratamento para as variáveis lipídicas no plasma e na carne, e no controle da oxidação
plasmática. Na carne de peito o EOU apresentou atividade antioxidante nas amostras
cruas e após o tratamento térmico, porém, para a carne de coxa, foi observado efeito
antioxidante apenas no 10º dia após o cozimento das amostras. O extrato oleoso de
urucum adicionado à dieta de frangos de corte não apresenta propriedades
hipolipidêmicas, contudo, melhora a digestibilidade proteica, a conversão alimentar e
reduz a gordura abdominal. Apesar de, em alguns momentos, ter sido observada ação
99
antioxidante nas carnes de peito e coxa, o extrato oleoso de urucum não pode, ainda, ser
recomendado como uma alternativa natural aos antioxidantes sintéticos. O uso de óleo
degomado de soja oxidado prejudica a conversão alimentar e aumenta a deposição de
gordura abdominal nos frangos.
Palavras-chave: antioxidante, carotenoides, colesterol, óleo oxidado, oxidação lipídica
100
1.
Introdução
O rápido crescimento apresentado pelas linhagens atuais de frangos de corte
exige elevada demanda energética, o que estimula a utilização dos óleos e gorduras nas
rações por serem ingredientes de alta concentração calórica (Macari & Furlan, 2002).
No entanto, esses ingredientes reagem espontaneamente com o oxigênio e sofrem
deterioração por meio do processo de rancidez oxidativa ou peroxidação lipídica,
principal causa da perda de qualidade da ração, afetando o seu sabor, aroma, cor, textura
e valor nutritivo (Scott, 1982).
A ingestão de alimento oxidado pode provocar prejuízos no desempenho
zootécnico de frangos de corte (Lin, Asghar, Gray, Buckley, Booren, Cracker, & Flegal,
1989; Sheehy, Morrissey, & Flynn, 1994), visto o menor valor biológico do lipídio
oxidado (reduzido conteúdo energético) e a presença de grandes quantidades de
compostos de ranço, considerados tóxicos e prejudiciais à absorção de outros nutrientes,
como as vitaminas lipossolúveis e alguns ácidos graxos essenciais (Cabel & Waldroup,
1988; Engberg, Lauridsen, Jensen, & Jajobsen, 1996).
Para evitar a oxidação e reduzir os danos causados pelo consumo de alimentos
oxidados, a utilização de produtos com propriedades antioxidantes é comum na
alimentação animal e indústria de alimentos. Antioxidantes sintéticos, como o butilato
de hidroxianisol (BHA) e o butilato de hidroxitolueno (BHT) têm sido muito utilizados.
Porém, relatos da possível ação carcinogênica dessas substâncias, bem como
pela comprovação de diversos outros males, como o aumento do peso do fígado e
proliferação significativa do retículo endoplasmático, o interesse em encontrar
alternativas naturais tem aumentado consideravelmente (Simão, 1985; Zheng & Wand,
2001; Yildrim, Mavi, & Kara, 2001; Melo & Guerra, 2002).
101
A bixina, carotenoide presente em grande quantidade na semente do urucum,
apresenta propriedades antioxidantes que foram confirmadas em diferentes estudos
(Silva, Antunes, & Bianchi, 2001; Lima, Oliveira, & Nagem, 2003; Garcia, Bolognese,
Dias, Miguel, & Costa, 2012). Não se sabe ainda se a bixina pode atuar como
antioxidante natural adicionado à ração de frangos de corte ou, ainda, se pode proteger
as aves dos danos causados pelo consumo de alimento oxidado.
Assim, o objetivo desse trabalho foi avaliar as propriedades antioxidantes e
hipolipidêmicas do extrato oleoso de urucum adicionado à dieta de frangos de corte
formuladas com óleo de soja fresco ou oxidado no plasma e na carne das aves.
2.
Material e Métodos
2.1.
Animais, dietas e delineamento experimental
Todos os procedimentos utilizados foram aprovados pela Comissão de Ética no
Uso de Animais (CEUA) da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia – UNESP,
Botucatu, sob o protocolo de número 273/2011. Dois experimentos foram conduzidos
na Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia – UNESP com pintos de corte
machos Ross 308, de um dia de idade, vacinados no incubatório contra doenças de
Marek, Gumboro, Bronquite e New Castle. Para o primeiro experimento (ensaios de
metabolismo) foram alojados 240 pintos em dois ensaios com 120 pintos cada e, para o
segundo experimento (desempenho, saúde e qualidade de carne), 1000 pintos foram
utilizados.
O delineamento experimental foi inteiramente casualizado em esquema fatorial 3
x 2 + 2 com oito tratamentos e cinco repetições de 3 aves para o experimento 1 e de 25
102
aves para o experimento 2, por unidade experimental (gaiola e boxe, respectivamente).
As dietas experimentais foram formuladas de acordo com as recomendações
nutricionais de Rostagno et al. (2011) (Tabela 1). Água e ração foram fornecidas à
vontade durante todo o período de criação e o programa de luz foi de 8 horas de escuro
por dia, a partir dos 14 dias de idade.
Para compor os tratamentos foram utilizados o antioxidante sintético butilhidroxi-tolueno (BHT) e o extrato oleoso de urucum, um produto comercial que nos foi
fornecido pela empresa KRATOS Indústria e Comércio de Aditivos (Tabela 2). Trata-se
da extração da bixina, principal pigmento da semente, que resulta em 97 a 98% de
resíduo, constituído pelas sementes contendo pigmentos e óleo de soja aderidos (Silva,
2003a; Silva, 2003b).
Os tratamentos foram constituídos de: 1) dieta basal (DB) com inclusão de óleo
de soja fresco (OF); 2) DB com inclusão de óleo de soja oxidado (OO); 3) DB +
0,714% de extrato oleoso de urucum (EOU) + OF; 4) DB + 0,714% de EOU + OO; 5)
DB + 1,428% de EOU + OF; 6) DB + 1,428% de EOU + OO; 7) DB + OF +BHT
(controle positivo 1); e 8) DB + OO + BHT (controle positivo 2). O extrato oleoso de
urucum possui 7% de bixina, o que representa inclusão de 0,05% de bixina nos
tratamentos 3 e 4 e 0,10% de bixina nos tratamentos 5 e 6.
As rações foram isoproteicas e isocalóricas, formuladas sem adição de
antioxidante sintético. O extrato oleoso de urucum (extraído em óleo de soja) foi
incluído nas dietas em substituição ao óleo de soja, permitindo que a quantidade
adicionada às dietas de óleo de soja fossem sempre as mesmas, independente do
tratamento, visando evitar qualquer alteração nos resultados. O BHT foi adicionado às
dietas em uma concentração de 150 mg / kg.
103
O lote de óleo de soja degomado adquirido foi dividido, sendo parte foi
submetida à oxidação e parte mantida visando preservar a qualidade. A oxidação do
óleo de soja bruto, sem adição de antioxidantes, foi induzida por aquecimento
intermitente por 12 horas por dia com temperatura em torno de 80 a 90o C em fritadeira
elétrica, com constante aeração por um período de 37 dias (Racanicci et al., 2004). O
óleo de soja fresco foi mantido fora do alcance de luz e calor e, ao final do período, uma
amostra foi coletada para confirmação da qualidade.
Durante o período de oxidação do óleo, foram retiradas amostras periódicas para
quantificação de produtos da oxidação (dienos e trienos) presentes no óleo, visando
acompanhar o estado oxidativo do ingrediente. O método utilizado foi descrito por
Dieffenbacher & Pocklington, (1992), que determina a absorbância do óleo no espectro
ultravioleta e fornece seu grau de deterioração dos lipídios decorrente da oxidação
lipídica. Além disso, antes do início da oxidação e ao final do processo, foram
realizadas análises de nível de acidez e índice de peróxidos do óleo.
O processo de oxidação do óleo foi eficiente uma vez que ao final do período, o
óleo oxidado apresentou níveis de peróxido, dietos (absortividade a 232nm) e trienos
(absortividade a 268nm) muito mais elevados (Tabela 3). Segundo Warner et al. (1989),
o óleo de soja é considerado oxidado com índice de peróxido de 20 meq/kg, enquanto
que o óleo de girassol apresenta forte aroma com índice de peróxido de 8 e aroma
estranho com índice de peróxido de 13 meq/kg.
2.2.
Experimento 1 - Ensaios de Metabolismo
Dois ensaios metabólicos foram conduzidos nas fases inicial e de crescimento
(14 aos 21 dias e 28 aos 35 dias de idade). Para cada ensaio foram utilizados 120 pintos.
104
As aves foram alojadas em 40 gaiolas (3 frangos/gaiola), comedouro frontal, bebedouro
tipo nipple e bandejas para recolhimento das excretas.
As aves foram submetidas por três dias de adaptação às dietas experimentais e
quatro dias de coleta das excretas, utilizando-se o método de coleta total de excretas
(Albino, Rostagno, Tafuri, & Almeira, 1992). As excretas foram recolhidas duas vezes
ao dia (8 e 17h), acondicionadas em sacos plásticos, identificadas por repetição e
armazenadas em freezer (-20°C). A quantidade de ração consumida e de excretas
produzidas foram determinadas ao final de cada ensaio. Posteriormente, as excretas
foram descongeladas, pesadas, homogeneizadas, e uma amostra foi pesada e colocada
em estufa de ventilação forçada a 65°C, para pré-secagem por 48 horas. As amostras
foram retiradas da estufa e expostas ao ar para o equilíbrio com a temperatura e
umidade ambiente. Em seguida, foram pesadas e moídas para realização das análises de
matéria seca, nitrogênio e extrato etéreo, segundo metodologia descrita por Silva &
Queiroz (2002) e energia bruta utilizando-se bomba calorimétrica (IKA, Breisgau,
Germany).
Os coeficientes de metabolizabilidade da energia bruta (CMEB) foram
calculados pela razão do valor de energia metabolizável aparente corrigida pelo
nitrogênio (EMAn) e de energia bruta (EB) expressos em porcentagem. Também foram
obtidos os coeficientes de metabolizabilidade da matéria seca (CMMS), nitrogênio
(CMN), extrato etéreo (CMEE) pela seguinte fórmula (Sakomura & Rostagno, 2007):
CMNT(%) = ((NTCON − NTEXC)*X100
NTCON
105
Em que: CMNT = coeficiente de metabolizabilidade do nutriente; NTCON =
quantidade do nutriente consumido em gramas; NTEXC = quantidade do nutriente
excretado em gramas.
Os valores de energia metabolizável aparente (EMA) e energia metabolizável
aparente corrigida para nitrogênio (EMAn) foram calculados por meio das equações
propostas por Matterson et al. (1965) e expressos em kcal/kg com base na matéria
natural, calculados pela seguinte fórmula:
EMAdaração(kcal/kgMS) = EMAndaração(kcal/kgMS) = EBingerida − EBexcretada
MSingerida
EBingerida − (EBexcretada ± 8,22xBN)
MSingerida
Em que: EB = energia bruta; MS = matéria seca; BN = balanço de nitrogênio (N
ingerido – N excretado).
2.3.
Experimento 2 – Desempenho, Saúde e Qualidade de Carne
As aves foram alojadas em 40 boxes com cama de maravalha, equipados com
comedouros tubulares e bebedouros tipo nipple. Todo o período de criação foi realizado
em temperatura de conforto para as aves, que foi obtida com uso de aquecedores
elétricos no início da criação e por ventilação negativa (túnel de vento) com uso de
exaustores e nebulizadores associados.
106
2.3.1. Desempenho
Para determinação do peso corporal, as aves de cada boxe foram pesadas, juntas,
ao final de cada fase de criação (7, 21, 35 e 42 dias de idade). O consumo de ração foi
determinado por meio da diferença entre a quantidade de ração fornecida no início e as
sobras existentes ao final de cada período, o resultado obtido foi dividido pelo número
médio de aves de cada boxe. A conversão alimentar foi calculada pela divisão entre o
total de ração fornecida e o total de ganho de peso no período, e corrigida pelo peso das
aves mortas. O ganho de peso foi calculado pela diferença entre o peso das aves no
início e o peso das aves ao final de cada fase de criação. A mortalidade das aves nas
parcelas experimentais foi anotada diariamente. O fator de produção (FEP) foi calculado
aos 42 dias de idade, utilizando-se a fórmula:
GPMxVB
FEP = /10
CA
Em que: GPM = Ganho de peso médio diário (em gramas).
2.3.2. Qualidade de Carne
Aos 42 dias de idade, cinco aves por boxe (30 aves / tratamento) foram retiradas
aleatoriamente, abatidas por sangria após insensibilização elétrica (eletronarcose),
depenadas e evisceradas para avaliações de rendimento de carcaça e cortes e qualidade
da carne. As carcaças foram pesadas, cortadas e desossadas por procedimento do tipo
industrial para obtenção do rendimento de carcaça (sem pés, cabeça, pescoço e vísceras
comestíveis) e de gordura abdominal em relação ao peso vivo imediatamente antes do
abate e os rendimentos de peito e pernas obtidos em relação ao peso da carcaça quente.
Peito, coxas e gordura abdominal foram coletados e os peitos e coxas foram
desossados para as futuras análises e mantidos refrigerados (4ºC). Com 24 horas post-
107
mortem, o pH, a cor, a perda de água por exsudação (PPE), perda por cocção (PPC) e
força de cisalhamento (FC) foram avaliados em amostras de peito. Para a análise
sensorial de aroma estranho (ranço), essas amostras foram congeladas em freezer -20ºC
por cinco meses.
Os valores de pH foram mensurados utilizando-se pHmetro (Homis, model 238,
São Paulo, Brasil) acoplado a uma sonda (Digimed, model CF1, Campo Grande, Brasil)
diretamente no músculo Pectoralis major. A cor foi determinada, em triplicata, na
superfície ventral do peito utilizando-se o espectrofotômetro portátil (Minolta, CR 400,
New Jersey, USA), no sistema CIELab, no qual foram avaliados os parâmetros L*
(luminosidade), a* (teor de vermelho) e b* (teor de amarelo) de acordo com
metodologia proposta por Van Laack et al. (2000).
Para determinação PPE foram utilizadas amostras de aproximadamente 80
gramas do músculo Pectoralis major, conforme metodologia descrita por Rasmussen e
Anderson (1996). A determinação da porcentagem de perda por exsudação foi realizada
pela diferença entre o peso final e peso inicial da amostra conforme a seguinte equação:
%PE = (Pf - Pi)x100/Pi, sendo que PE = perda de exsudato; Pf = peso final da amostra;
Pi = peso inicial da amostra.
A determinação da PPC foi realizada em amostras de filés de peito de acordo
com o descrito por Honikel (1998). A diferença entre o peso inicial (in natura) e final
(cozido) correspondeu à perda de peso por cozimento, apresentada em porcentagem.
A FC foi obtida utilizando o texturômetro TAXT plus (Stable Micro Systems,
Surrey, UK), equipado com dispositivo Razor Blade. O equipamento foi calibrado com
peso padrão de 5,0kg e padrão rastreável, a velocidade de descida do dispositivo foi de
10mm/s e a análise foi realizada como recomendado por Cavitt et al. (2004).
108
A análise sensorial de aroma estranho (ranço) foi conduzida conforme descrito
por Roça et al. (1988), com oito provadores treinados que avaliaram as amostras para
aroma estranho (ranço), utilizando escala estruturada: 1) nenhum, 2) extremamente
fraco, 3) muito fraco, 4) fraco, 5) moderadamente fraco, 6) moderadamente forte, 7)
forte, 8) muito forte, 9) extremamente forte.
2.3.2. Teor de colesterol
As amostras de carne de peito sem pele, carne de coxas com pele, carnde de
coxas sem pele, pele de coxa e de gordura abdominal das cinco aves abatidas por
repetição foram trituradas em processador, formando um pool por repetição, totalizando
seis amostras por tratamento. A concentração de colesterol em gramas, por 100 gramas
de amostra foi determinada pelo método enzimático colorimétrico e utilização de kit
comercial (Colesterol Total, Katal, Belo Horizonte, Brasil) de acordo com metodologia
adaptada de Saldanha et al. (2004). A curva de calibração (0,04 a 0,4mg/mL) foi
construída utilizando solução padrão de colesterol (200mg/dL).
2.3.3. Oxidação lipídica
Após o abate, as amostras de carne de peito, coxas com pele e gordura
abdominal foram armazenadas em sacos de polietileno e mantidas congeladas (-20ºC)
até a realização das análises.
O modelo utilizado para o ensaio acelerado da oxidação lipídica foi descrito por
Racanicci et al. (2004) e o método utilizado para a quantificação de compostos de ranço
foi o de Substâncias Reativas ao Ácido Tiobarbitúrico (TBARS), conforme descrito por
Madsen et al. (1998).
109
A leitura da absorbância foi feita em comprimento de onda de 532 e 600 nm
utilizando um espectofotômetro (Gehaka, modelo UV-400, São Paulo, Brasil), e a
diferença (A532
nm
– A600
nm)
utilizada como valor de correção para a turbidez. Os
resultados foram expressos em micromoles de malonaldeído (MDA) por quilo de carne,
utilizando uma curva padrão (0,1 – 6,0nM) preparada com 1,1,3,3-tetraetoxipropano
(Merck).
As amostras de gordura das aves foram analisadas através da mesma
metodologia, nas amostras cruas após 10 dias de armazenamento a 4ºC.
2.3.4. Variáveis Sanguíneas
Aos 42 dias de idade, uma ave de cada boxe (6 aves por tratamento) foi retirada
aleatoriamente para colheita de 3 mL de sangue por punção da veia braquial. As
amostras foram armazenadas em tubos com heparina, mantidas resfriadas e
centrifugadas a 4.500 rpm por 10 minutos, para obtenção do plasma para análises de
perfil lipídico e oxidação lipídica, as quais foram armazenadas em freezer -80ºC até o
momento da análise.
As análises de perfil lipídico das amostras de plasma foram realizadas utilizando
kits comerciais da Bioclin (Bioclin Laboratórios, Athlone, Irlanda) em analisador
bioquímico automatizado BS-200 (Mindray - China), que forneceram os teores de
lipoproteína de alta densidade (HDL), triglicerídeos (TG) e colesterol (CO). O teor de
lipoproteína de muito baixa densidade (VLDL) foi calculado dividindo-se o teor de TG
(mg/dL) por 5. O teor de lipoproteína de baixa densidade (LDL) foi calculado pela
fórmula:
LDL = colesteroltotal − (HDL + VLDL)
110
A oxidação lipídica plasmática foi mensurada pelo método espectrofotométrico
de determinação de TBARS descrito por Buege e Aust (1978). Os resultados foram
expressos em nmol de MDA/mL mediante curva padrão de MDA com 13 pontos (0,244
a 1000,000nmol/L) realizada em espectrofotômetro.
2.4.
Análise Estatística
Os dados foram submetidos à análise de variância (ANOVA) sendo
complementada pelo teste de Tukey (α = 5%). Para comparação das médias dos
controles com o fatorial foi utilizado o teste de Dunnet (α = 5%). As análises foram
realizadas utilizando-se o programa estatístico Minitab 16 (Minitab Inc., State College,
Estados Unidos).
Para a análise sensorial foi realizado um modelo fatorial 3 x 2 x 2 (ausência de
antioxidante, 0,10% de bixina ou BHT x óleo fresco ou óleo oxidado x carne crua ou
cozida).
3.
Resultados e Discussão
3.1.
Experimento 1 - Ensaios de Metabolismo
No ensaio realizado na fase inicial (14 a 21 dias de idade das aves) observou-se
redução nos valores de energia metabolizável aparente (EMA) (P = 0,040) e corrigida
pelo balanço de nitrogênio (EMAn) (P = 0,06) e aumento no coeficiente de
metabolizabilidade da proteína bruta (CMPB) (P = 0,001) com a adição de 0,10% de
bixina na dieta. Ao comparar o fatorial com os controles, foi observado que o
111
tratamento sem adição de antioxidante + óleo fresco apresentou o maior valor de EMAn
(P = 0,011) e o menor valor de CMPB (P = 0,003).
Na fase de crescimento (28 a 35 dias de idade das aves) o ensaio de
metabolizabilidade apresentou maiores valores de CMPB para os tratamentos com
inclusão de EOU, independente do nível utilizado (P = 0,048). Ao comparar o fatorial
com os controles, menores valores de EMA foram apresentados pelos tratamentos sem
adição de antioxidante + óleo de soja oxidado, com adição de BHT + óleo de soja
oxidado e com adição de 0,10% de bixina + óleo de soja fresco (P = 0,016). Para
EMAn, os menores valores foram observados nos tratamentos sem adição de
antioxidante + óleo de soja oxidado, com adição de BHT + óleo de soja oxidado e com
adição de 0,05% e 0,10% de bixina + óleo de soja fresco (P = 0,010). Os menores
valores de CMPB foi apresentado pelo tratamento sem adição de antioxidante + óleo de
soja oxidado (P = 0,049).
Em ambas as fases não foi observado efeito da utilização do óleo de soja
oxidado nos teores de EMA e EMAn. Esses resultados diferem dos apresentados por
Wiseman et al. (1991), que verificaram redução no conteúdo de energia metabolizável
aparente (EMA) de fontes de gordura para aves à medida que o nível de saturação ou de
ácidos graxos livres foi aumentado e por Racanicci et al., (2004), que observaram
redução de cerca de 17% nos valores de EMA e EMAn do óleo oxidado em relação ao
mesmo ingrediente mantido fresco.
112
3.2.
Experimento 2 – Desempenho, Saúde e Qualidade de Carne
3.2.1. Temperatura do ar
Segundo Cony & Zocche (2004), as faixas de temperatura do ar no galpão
consideradas confortáveis são de 27 a 29ºC, 25 a 27ºC, 24 a 25ºC, 22 a 24ºC, 21 a 22ºC
e 20ºC da primeira à sexta semanas de idade das aves, respectivamente. As médias de
temperatura do ar semanais obtidas no presente experimento foram 27,1ºC; 23,6ºC;
23,4ºC; 22,2ºC; 23,9ºC e 24,7ºC, da primeira à sexta semanas de idade das aves,
respectivamente. Esses dados indicam que as aves estavam expostas à condições de
estresse térmico brando nas 2ª, 3ª, 5ª e 6ª semanas de vida. As médias diárias de
temperatura do ar estão apresentadas na figura 1.
Figura 1. Médias diárias de temperatura do ar (T ºC).
32
31
30
29
28
27
26
Valores 25
24
TºC
23
22
21
20
19
18
1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41
Dias
Fonte: Cony e Zocchy (2004).
113
3.2.2. Desempenho
As tabelas 6, 7, 8 e 9 apresentam os resultados de desempenho aos 7, 21, 35 e 42
dias de idade, respectivamente. Não houve efeito de tratamento para as variáveis
estudadas aos sete dias de idade das aves (Tabela 6).
A partir dos 21 dias de idade das aves é possível observar redução no consumo
de ração médio (CRM) e melhora na conversão alimentar (CA) com a inclusão do EOU
na dieta (Tabela 7). A melhora na CA deve-se ao fato de a inclusão do EOU ter
proporcionado melhor CMPB. Em relação ao CRM, sabe-se que as linhagens
comerciais de frangos de corte regulam o consumo de acordo com a quantidade de
energia fornecida pela mesma (Leeson et al., 1996). Assim, o CRM deveria ter
aumentado com a adição de EOU, uma vez que observou-se redução da EMA e da
EMAn. Porém, a redução do CRM pode ter ocorrido em virtude do sabor característico
do urucum, que pode ter alterado a palatabilidade da dieta.
Aos 35 dias de idade (Tabela 8) já foi possível observar efeito negativo do óleo
de soja oxidado na CA das aves (P = 0,004) e, este efeito foi mantido até os 42 dias de
idade (Tabela 9). Esse resultado era esperado, visto os efeitos negativos apresentados
pela ingestão de alimento oxidado (Lin, Asghar, Gray, Buckley, Booren, Cracker, &
Flegal, 1989; Sheehy, Morrissey, & Flynn, 1994).
Os resultados apresentados estão em conformidade com os obtidos por Anjum et
al. (2004), que observaram que frangos de corte que receberam ração com 2% de óleo
de soja fresco (3 meq/kg) apresentaram melhores ganho de peso e conversão alimentar
do que os que receberam ração com óleo oxidado (50 meq/kg) no período inicial de
criação. Por outro lado, diferem dos achados por Racanicci et al. (2008) em estudo
realizado avaliando o desempenho de frangos de corte alimentados com óleo de vísceras
114
fresco e oxidado (4% de inclusão), que observaram que a adição de óleo de vísceras
oxidado não resultou em prejuízo no desempenho zootécnico dos animais.
No período total de criação, de 1 a 42 dias de idade (Tabela 9), a inclusão do
EOU na dieta melhorou a CA (P = 0,004). Estudos que avaliaram a utilização de
resíduo de semente de urucum (RSU) em dietas de frangos de corte, poedeiras
comerciais e suínos, apresentaram resultados divergentes dos apresentados nesse
experimento. Silva et al. (2005) sugeriram que o máximo de inclusão de RSU em ração
para para frangos de corte de 1 a 47 dias de idade é de 9,9%. Miyada et al. (2002),
sugeriram uma inclusão de até 10% de RSU na ração de suínos em crescimento, e Silva
& Ribeiro (2005) recomendaram o nível de até 12% de RSU na dieta de poedeiras
comerciais.
3.2.3. Rendimento de Carcaça e Cortes e Qualidade de Carne
Não houve efeito de tratamento sobre o rendimento de carcaça e peito.
Observou-se que a utilização de óleo de soja fresco na dieta reduziu (P = 0,003) a
quantidade de gordura abdominal em relação às aves alimentadas com ração formulada
com óleo de soja oxidado. A inclusão de extrato oleoso de urucum na dieta também
reduziu a quantidade de gordura abdominal (P = 0,007) (Tabela 10). Este resultado é
bastante interessante, uma vez que esta gordura não é apreciada pelo consumidor e,
segundo Carter (1993), o novo perfil da taxa de crescimento do frango “moderno” que
resultou na elevação da taxa metabólica no início do ciclo produtivo, tem sido relatada
como a maior responsável por um maior acúmulo de gordura na carcaça dos frangos de
corte. Sendo assim, a ação da bixina no metabolismo dos frangos merece maiores
estudos. Esses resultados não corroboram com os resultados encontrados por Silva et al.
115
(2005) em um trabalho realizado com a inclusão do resíduo da semente de urucum na
dieta de frangos de corte, onde não foram observados efeitos sobre sobre a porcentagem
de gordura abdominal.
O rendimento de coxas foi influenciado pelos tratamentos (P = 0,037).
Observou-se que o tratamento sem antioxidante e óleo oxidado e os tratamentos com
inclusão de 0,05% de bixina apresentaram melhores rendimentos de coxa. Não houve
diferença entre o fatorial e os tratamentos controle (contendo BHT) (Tabela 10).
Os resultados encontrados no presente experimento diferem dos observados por
Racanicci et al. (2008) em estudo realizado com óleo de vísceras fresco e oxidado na
dieta de frangos de corte, em que não se verificou efeito do óleo oxidado no rendimento
de coxas e na quantidade de gordura abdominal depositada, porém, a inclusão do óleo
oxidado reduziu o rendimento do peito.
Nas variáveis de qualidade de carne, observou-se efeito da inclusão do extrato
oleoso de urucum nos teores de amarelo (P < 0,001) e vermelho (P < 0,001) da carne
de peito, que aumentaram linearmente com o aumento dos níveis adicionados às dietas
(Tabela 11). Segundo Harder et al. (2010), o urucum pode ser utilizado como agente
pigmentante para melhorar a coloração dos cortes de carne de frangos. A cor da carne e
da pele é uma característica importante que influencia diretamente a aceitabilidade da
carne pelo consumidor no momento da compra, porém não há valores considerados
padrão para a carne de frango.
Nos tratamentos contendo BHT, a perda de peso por cocção foi afetada pela
qualidade do óleo, sendo maior no tratamento com óleo oxidado e BHT do que no
tratamento com óleo fresco e BHT (P = 0,015).
116
A utilização de óleo de soja oxidado não afetou os valores de pH da carne, que
variaram de 5,8 a 5,9. Segundo Venturini et al. (2007), o pH da carne de frango diminui
visto à formação de ácido lático e a carne de peito deve apresentar pH final entre 5,7 e
5,9. Após 24 horas, se o pH estiver superior a 6,2, a carne de frango irá apresentar
grande retenção de água, o que implica em curto tempo de conservação e o
estabelecimento da coloração escura, caracterizando a carne DFD. Caso o pH se
encontre abaixo de 5,8 em menos de 4 horas, teremos a carne PSE caracterizado pela
má retenção de água além do aspecto pálido e mole.
A perda de água por exsudação e de luminosidade (L*) também não foram
influenciados pelos tratamentos. Os resultados da análise sensorial para aroma
característico de carne de frango e aroma estranho (de ranço) estão apresentados na
tabela 12.
Para aroma característico de carne de frango foi observada diferença apenas
entre o preparo das amostras, ou seja, a carne cozida apresentou aroma característico
mais forte do que a carne crua (P < 0,001). Para o aroma estranho (ranço) o contrário
foi observado, e, como era esperado, as amostras de carne crua apresentaram aroma
mais forte do que as amostras cozidas (P = 0,001). Sabe-se que a estabilidade oxidativa
dos tecidos musculares é seriamente comprometida quando há consumo de alimento
oxidado (Asghar & Lin, 1989), assim, uma vez que a peroxidação lipídica é a principal
causa da perda de qualidade do alimento ou da ração, afetando o seu sabor, aroma, cor e
textura (Scott, 1982), o alimento torna-se impróprio para o consumo.
Foi observada interação entre presença de antioxidante e qualidade do óleo (P =
0,002) utilizado na ração, e as amostras referentes ao tratamento com extrato oleoso de
urucum e óleo fresco apresentaram menores valores de aroma estranho (ranço) e as
117
amostras referentes ao tratamento com adição de extrato oleoso de urucum e óleo
oxidado e ao tratamento sem adição de antioxidante e óleo fresco apresentaram valores
mais elevados. Entre os demais tratamentos não houve diferença significativa. Segundo
Lanari et al. (1995), a detecção da oxidação em painéis sensoriais treinados ocorre para
valores de TBARS acima de 10-20 umol/kg de carne.
3.2.4. Teor de Colesterol na Carne
Não houve efeito de tratamento para o teor de colesterol em amostras de carne e
gordura abdominal. Para a carne de peito, os tratamentos com óleo oxidado
apresentaram menor teor de colesterol (Tabela 13).
São escassos os estudos com a suplementação do urucum em dietas animais
visando avaliar seus efeitos no teor lipídico da carne. Porém, estudos vêm sendo
realizados com a suplementação de urucum na dieta de poedeiras para observação dos
efeitos na cor e no teor de colesterol gema. Observou-se que o teor de colesterol nas
gemas dos ovos foi reduzido quando as aves receberam dietas suplementadas com 1,0;
1,5 e 2,0% de urucum (Harder, 2005).
Segundo Madruga et al. (2004), as indústrias de alimentos vêm aceitando o
desafio no desenvolvimento de produtos e tecnologias para a redução de colesterol em
alimentos, quer seja através do emprego de enzimas, de pectinas como substitutos de
gordura, ou, ainda, utilizando saponinas e ciclodextrinas.
3.2.5. Oxidação da Carne
Os valores do teor de malonaldeído obtidos nas amostras de carne de peito e
coxa estão apresentados nas tabelas 14 e 15, respectivamente. Para a carne de peito
118
crua, não houve diferença entre o tratamento com 0,05% de bixina e o tratamento com
BHT, ambos formulados com óleo de soja fresco (P = 0,001). Esse resultado mostra
ação antioxidante apresentada pelo extrato oleoso de urucum. Porém, quando o óleo
oxidado foi utilizado (maior desafio oxidante), o extrato oleoso de urucum não foi capaz
de controlar a oxidação de maneira tão eficiente como o BHT (P = 0,001). Observou-se
maiores valores de oxidação com o aumento da inclusão de extrato oleoso de urucum
(de 0,05% para 0,10% de bixina), o que pode ter ocorrido em virtude da possível
atividade pró-oxidante apresentada pelo carotenóide bixina.
A atividade pró-oxidante dos carotenoides está diretamente relacionada ao
potencial redox da molécula e meio celular em que ela atua. Além disso, pode ser
influenciada pela dose administrada de carotenoide, que em altas doses pode acelerar a
taxa de oxidação, ou pela presença de outros antioxidantes (Palozza, 1998).
O efeito pró-oxidante do betacaroteno em microssomos de ratos foi prevenido
pela administração concomitante de alfa-tocoferol, o que sugere possível interação entre
esses dois compostos lipofílicos (Palozza, 1991).
Segundo Young e Lowe (2000), a proteção sinérgica conferida pelos
carotenoides e outros co-antioxidantes presentes (como as vitaminas C e E) é
dependente de um equilíbrio entre todos estes componentes. Um aumento na
concentração de um desses componentes pode perturbar esse equilíbrio, reduzindo a
eficácia antioxidante. Um aumento da concentração de determinado carotenoide pode
resultar na formação de radicais cátion em um nível além do que os demais compostos
antioxidantes (tocoferol / ascorbato) podem efetivamente reparar, resultando em efeitos
pró-oxidantes.
119
Após o tratamento térmico, observou-se que, para dietas formuladas com óleo de
soja fresco, a inclusão de 0,10% de bixina controlou a oxidação tão bem quanto o
antioxidante sintético BHT (P = 0,021). Sabe-se que o tratamento térmico favorece o
processo oxidativo (Lima Junior, Rangel, Urbano, & Moreno, 2013), o que explica o
resultado um pouco mais elevado apresentado pelo tratamento com 0,05% de bixina, e,
diante dessa situação, foi necessária a adição de maior quantidade de antioxidante
natural.
Após três dias de armazenamento resfriado (4 ºC) não houve diferença entre os
tratamentos. Observou-se apenas que os tratamentos com óleo oxidado tiveram valores
de TBARS mais altos, o que era esperado.
Após
dez
dias
de
armazenamento
resfriado,
a
adição
de
0,05
% de bixina na dieta reduziu a oxidação (P = 0,003). O tratamento com inclusão de
0,05% de bixina em óleo de soja oxidado apresentou os melhores resultados (P =
0,038), controlando a oxidação de maneira tão eficiente quanto o antioxidante sintético.
Esse controle pode ter ocorrido visto o melhor equilíbrio da quantidade do carotenoide
necessária, não havendo ação pró-oxidante da bixina, o que aconteceu nos tratamentos
com inclusão de 0,10%.
Para a carne de coxa crua não houve diferença entre os tratamentos (Tabela 14).
Após o tratamento térmico das amostras, o controle da oxidação aumentou com o
aumento da inclusão de extrato oleoso de urucum na dieta (P < 0,001), de modo que os
tratamentos com 0,10% de bixina, independentemente da qualidade do óleo utilizado,
apresentaram melhores resultados, porém o antioxidante sintético BHT foi mais efetivo
no controle da oxidação.
120
No 4º dia após o cozimento das amostras não foi observado efeito entre os
tratamentos e não houve diferença quando as médias foram comparadas com os
tratamentos controle.
No 7º dia após o cozimento, os melhores resultados foram encontrados nas
amostras referentes aos tratamentos sem adição de antioxidante e com adição de 0,10%
de bixina e óleo oxidado (P = 0,004). Os teores de oxidação mais elevados nos
tratamentos com 0,05% e 0,10% de bixina e óleo fresco podem ter ocorrido em virtude
da ação pró-oxidante, que pode ter ocorrido uma vez que houve excesso do carotenóide.
Nos tratamentos com óleo oxidado, o desafio maior exigiu maior concentração de
bixina para o controle da oxidação, não havendo o excesso.
Após dez dias de armazenamento resfriado, o tratamento com 0,10% de bixina +
óleo oxidado apresentou o mais alto teor de oxidação (P = 0,001), possivelmente visto o
esgotamento da capacidade antioxidante da bixina frente à grande concentração de
radicais livres. O melhor controle da oxidação após 10 dias de armazenamento da carne
de coxa foi observado no tratamento com BHT e óleo fresco (P = 0,001), que não
diferiu do tratamento com 0,05% de bixina e óleo oxidado, novamente indicando
potencial antioxidante da bixina.
A diferença observada no modo de ação da bixina nas carnes de peito e da coxa
de frangos de corte pode ser explicada em virtude da diferente constituição da
musculatura e do seu metabolismo. A carne da coxa é composta por musculatura escura,
constituída predominantemente por fibras oxidativas, e a carne do peito é composta por
musculatura branca, formada predominantemente por fibras glicolíticas (Banks, 1992).
A coloração vermelha do músculo está ligada à alta concentração de enzimas de
metabolismo aeróbio, de mioglobina e com a densidade de vascularização (Kelly &
121
Rubistein, 1994; McComas, 1996). Ramos et al. (2012) afirmaram que os músculos de
maior atividade são os possuidores de maiores teores de ferro. Pode-se inferir que os
músculos mais ricos em mioglobina têm maior suscetibilidade à oxidação lipídica
(Kathirvel & Richards, 2012). Além disso, a carne da coxa também é mais rica em
lipídios do que a carne do peito (Taco, 2011). Dessa forma, conclui-se que a carne da
coxa se apresenta mais susceptível à oxidação lipídica.
A utilização de óleo oxidado aumentou significativamente a oxidação da gordura
abdominal e o uso da bixina não promoveu proteção aos lipídios da gordura abdominal
(Tabela 16).
O antioxidante sintético utilizado promoveu melhor proteção da gordura do que
o extrato oleoso de urucum. Esse resultado pode ter sido visto o diferente método de
ação dos antioxidantes sintéticos. A estrutura fenólica desses compostos permite a
doação de um próton a um radical livre, regenerando, assim, a molécula do acilglicerol
e interrompendo o mecanismo de oxidação por radicais livres. Dessa maneira, os
derivados fenólicos transformam-se em radicais livres. Entretanto, esses radicais podem
se estabilizar sem promover ou propagar reações de oxidação (Buck, 1981).
Por outro lado, a bixina destaca-se como um dos mais efetivos supressores
biológicos de moléculas reativas de oxigênio singlete, contribuindo para proteção das
células e tecidos contra os efeitos deletérios dos radicais livres, sendo também efetivo
inibidor da peroxidação de lipídios (Zhang, Cooney, & Bertram, 1991; Silva, Antunes,
& Bianchi, 2001).
Diversas pesquisas buscam avaliar as propriedades antioxidantes dos compostos
do urucum quando adicionados a produtos cárneos (Mercadante, Capitani, Decker, &
122
Castro, 2010; Garcia, Bolognese, Dias, Miguel, & Costa, 2012), com resultados
divergentes, sugerindo a necessidade de mais estudos.
3.3.
Variáveis Sanguíneas
As variáveis do perfil lipídico estão apresentadas na Tabela 17. Não houve efeito
de tratamento para nenhuma das variáveis analisadas. Os resultados estão de acordo
com os apresentados por Oliveira et al. (2006) que, em um trabalho suplementando
dietas de codornas com colorífico e/ou niacina suplementar, concluíram que a bixina do
colorífico e a niacina suplementar não apresentaram atividade hipolipidêmica sobre o
perfil lipídico no sangue de codornas japonesas sem indução de hiperlipidemia. Por
outro lado, os resultados encontrados nesse experimento diferem dos apresentados por
Lima et al. (2003), que conduziram experimento com coelhos hiperlipidêmicos e
avaliaram a ação hipolipidêmica do flavonóide quercetina e dos carotenoides bixina e
norbixina. Os autores observaram que a bixina foi a mais efetiva na redução dos níveis
séricos de colesterol, além de ser responsável por aumento nos níveis de colesterol HDL
e redução dos níveis de triacilgliceróis. A concentração de LDL foi reduzida nos
tratamentos com óleo oxidado. Diante dessas informações, é possível afirmar que a
bixina apresenta propriedades hipolipidêmicas em animais hiperlipidêmicos, porém, em
animais considerados saudáveis, a bixina não reduz o teor de lipídios.
Os teores de colesterol (127,5 a 143,8 mg/dL) e triglicerídeos (44,9 a 70,2
mg/dL) encontrados no sangue dos frangos de corte estão de acordo com valores citados
por González et al. (2001) como valores de referência em um estudo realizado em 450
granjas no Estado do Paraná, de 124,4 ± 28,8 mg/dL e 76,2 ± 39,1 mg/dL para
123
colesterol e triglicerídeos, respectivamente. A variação nos valores pode ocorrer visto à
idade, dieta e genética dos animais utilizados.
Não houve diferença entre os tratamentos em relação à oxidação plasmática
(Tabela 17). Os tratamentos com óleo de soja oxidado apresentaram maior concentração
de malonaldeído / mL de sangue, o que era esperado, uma vez que o consumo de
alimento oxidado aumenta a concentração de peróxidos no organismo. Apesar disso,
não houve diferença entre os tratamentos com adição de agente antioxidante (extrato
oleoso de urucum ou BHT) e os tratamentos que não tiveram essa adição.
Sabe-se que é necessária a descoberta de novos compostos naturais que possam
atuar como antioxidante, uma vez que os sintéticos vêm sendo proibidos. Os resultados
observados nessa pesquisa nos permite afirmar que ocorre a transferência do
antioxidante fornecido aos frangos de corte via dieta para os músculos, ou seja, há a
presença de resíduos na carne, como encontrado anteriormente por Lin et al. (1989).
Essa afirmação reforça a importância da busca por alternativas aos antioxidantes
sintéticos. Portanto, pesquisas que utilizem a bixina como aditivo na dieta de frangos de
corte podem resultar na descoberta de um antioxidante natural. A fonte de bixina
utilizada, os níveis, as diferentes formas de suplementação, os desafios aos quais as aves
são submetidas e os métodos de análise podem afetar os resultados obtidos.
Há uma série de fatores que influenciam as atividades antioxidantes e próoxidantes dos carotenoides no sistema biológico, como a estrutura, a localização ou sítio
de ação dentro da célula, o potencial de interação com outros carotenoides ou
antioxidantes, a concentração e a pressão parcial de oxigênio (Young & Lowe, 2001).
124
4.
Conclusão
O extrato oleoso de urucum adicionado à dieta de frangos de corte não apresenta
propriedades hipolipidêmicas, contudo, melhora a digestibilidade proteica, a conversão
alimentar e reduz a gordura abdominal. Apesar de, em alguns momentos, ter sido
observada ação antioxidante nas carnes de peito e coxa, o extrato oleoso de urucum não
pode, ainda, ser recomendado como uma alternativa natural aos antioxidantes sintéticos.
O uso de óleo degomado de soja oxidado prejudica a conversão alimentar e aumenta a
deposição de gordura abdominal nos frangos.
5.
Agradecimentos
À FAPESP pelo apoio financeiro a essa pesquisa (Processo 2012/05415-1 e
Processo 2011/23731-5) e às empresas KRATOS Indústria e Comércio de Aditivos (Rio
Claro, São Paulo, Brasil) e CONDITEM Condimentos e Temperos (Rio Claro, São
Paulo, Brasil) pela doação do extrato oleoso de urucum utilizado.
6.
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Tabela 1. Composição centesimal e valores nutricionais calculados das rações basais.
Pré-inicial
Inicial
Crescimento
Final
(1-7 dias)
(8-21 dias)
(22-35 dias)
(36-42 dias)
Milho, grão
51,11
56,14
59,52
63,76
Soja, farelo
39,66
36,28
32,68
28,76
Fosfato bicálcico
1,92
1,56
1,35
1,13
Calcário calcítico
0,91
0,96
0,89
0,80
Sal comum
0,51
0,49
0,46
0,45
Soja, óleo bruto
3,57
3,57
4,35
4,28
Treonina
0,11
0,08
0,07
0,07
DL – Metionina
0,23
0,20
0,19
0,18
L – Lisina
0,27
0,23
0,23
0,26
1,39
0,19
0,00
0,00
0,33
0,33
0,33
0,33
100,00
100,00
100,00
100,00
EMAn (kcal/kg)
2.960
3.050
3.150
3.200
Proteína Bruta (%)
22,40
21,20
19,80
18.41
Cálcio (%)
0,92
0,85
0,76
0.67
Fósforo disponível (%)
0,47
0,40
0,36
0.31
Sódio (%)
0,22
0,21
0,20
0.20
Lisina (%)
1,33
1,22
1,13
1,06
Metionina (%)
0,52
0,48
0,46
0,43
Metionina + Cistina (%)
0,82
0,77
0,73
0,68
Triptofano (%)
0,26
0,24
0,22
0,20
Treonina (%)
0,86
0,80
0,74
0,69
Arginina (%)
1,43
1,34
1,24
1,13
Ingredientes
Inerte (caulim)
1
Premix vitamínico mineral
TOTAL
Composição calculada
Aminoácidos digestíveis
1
Suplemento vitamínico e mineral Vaccinar (mín. por kg de ração): fase pré-inicial – ácido fólico 1,50 mg; ácido pantotênico 14,00 mg; biotina 0,08
mg; cobre 8,00 mg; colina 350 mg; etoxiquim 4,00 mg; ferro 0,05 g; fitase 0,75 ftu; iodo 0,90 mg; manganês 0,08 g; niacina 50 mg; nicarbazina 130
mg; selênio 0,33 mg; virginiamicina 16,50 mg; vitamina A 10.000 UI; vitamina B1 2,00 mg; vitamina B12 17,50 µg; vitamina B2 6,00 mg; vitamina
B6 3,00 mg; vitamina D3 3.000 UI; vitamina E 35 UI; vitamina K3 3,00 mg; zinco 70 mg. / fase inicial – ácido fólico 1,25 mg; ácido pantotênico 13,00
mg; biotina 0,07 mg; cobre 8,00 mg; colina 300 mg; etoxiquim 4,00 mg; ferro 50 mg; fitase 0,75 ftu; iodo 0,90 mg; manganês 80 mg; niacina 130 mg;
nicarbazina 40 mg; selênio 0,30 mg; virginiamicina 16,50 mg; vitamina A 10.000 UI; vitamina B1 1,50 mg; vitamina B12 15,00 µg; vitamina B2 5,00
mg; vitamina B6 3,00 mg; vitamina D3 3.000 UI; vitamina E 30 UI; vitamina K3 3,00 mg; zinco 70 mg. / fase de crescimento - ácido fólico 0,66 mg;
ácido pantotênico 9,08 mg; biotina 0,04 mg; cobre 6,60 mg; colina 210 g; etoxiquim 3,30 mg; ferro 40 mg; fitase 0,62 ftu; iodo 0,74 mg; manganês 60
mg; niacina 0,02 mg; salinomicina 50 mg; selênio 0,25 mg; virginiamicina 13,61 mg; vitamina A 6.600 UI; vitamina B1 1,24 mg; vitamina B12 9,90
µg; vitamina B2 3,30 mg; vitamina B6 2,06 mg; vitamina D3 2.062,50 UI; vitamina E 16,50 UI; vitamina K3 1,65 mg; zinco 60 mg. / fase final - ácido
fólico 0,50 mg; ácido pantotênico 9,90 mg; cobre 13,20 mg; colina 330 mg; etoxiquim 1,65 mg; ferro 70 mg; fitase 0,83 ftu; iodo 1,16 mg; manganês
100 mg; niacina 30 mg; salinomicina 110 mg; selênio 0,41 mg; virginiamicina 16,50 mg; vitamina A 8.250 UI; vitamina B1 0,83 mg; vitamina B12
8,25 µg; vitamina B2 4,13 mg; vitamina B6 1,16 mg; vitamina D3 1.650 UI; vitamina E 16,50 UI; vitamina K3 2,48 mg; zinco 100 mg.
136
Tabela 2. Laudo de Análise. Suspensão concentrada de urucum.
Produto
Suspensão oleosa de urucum para fins alimentícios
Atributos de Qualidade
Aspecto
Líquido escuro
Cor
Avermelhado
Odor
Característico do urucum
Análise Físico-Química
Teor de bixina
7,00 %
Densidade
0,96 g / mL
pH direto
2,10
Microbiologia*
Contagem total, máx. (UFC / g)
1000.000
Coliformes totais, máx. (NMP / g)
100
Coliformes fecais / E.coli
Ausência em 1g
Bolores / Leveduras, máx (UFC / g)
1.000
Staphylococcus aureus
Ausência em 0,01 g
Salmonella sp
Ausência em 25 g
*
O produto atende a legislação vigente do Ministério da Saúde – Resolução 12/2001 – ANVISA.
137
Tabela 3. Parâmetros analíticos do óleo utilizado nas rações experimentais.
Óleo degomado
Óleo degomado
Óleo oxidado
(Inicial)
(Final 37dias)
(37dias)
1,32
1,83
1,55
0,66
0,92
0,78
Índice de peróxido (mEq O2/kg de óleo)
< 2,00
10,88
51,67
Absortividade a 232 nm
2,573
4,434
14,684
Absortividade a 268 nm
0,259
0,700
2,290
Parâmetros
Índice de acidez (mg KOH/g de óleo)
AGL (% ácido oleico)
1
Ácidos graxos livres
1
138
Tabela 4. Resultados do ensaio de metabolismo realizado na fase inicial de criação (ensaio 14 a 21 dias).
% BIXINA
ÓLEO
EMA
EMAn
----(kcal/kg)--0,00
0,05
-
3433,9
A
3427,4
A
B
0,10
-
3379,3
-
Fresco
3415,2
-
Oxidado
0,00
3247,6
A
3240,1
A
CMPB
CMEE
CMEB
(%)
(%)
69,5
70,1
(%)
(%)
60,5
B
86,2
70,4
60,9
B
85,9
70,8
A
85,5
70,1
70,4
65,0
3220,1
70,2
62,6
86,1
70,5
3411,9
3218,9
69,7
61,6
85,6
70,2
Fresco
3409,5
3217,8x
69,4
61,4x
86,1
70,0
0,00
Oxidado
3458,3
3277,3y
69,6
59,7y
86,3
70,7
0,05
Fresco
3449,6
3263,6x
70,3
61,1x
86,5
71,2
0,05
Oxidado
3405,3
3216,6x
69,9
60,6x
85,2
70,3
0,10
Fresco
3386,5
3175,4x
71,0
65,3x
85,7
70,4
0,10
Oxidado
3372,1
3166,2x
69,7
64,7x
85,2
69,7
0,00 + BHT
Fresco
3406,7
3199,6xy
70,9
63,7xy
86,9
70,8
0,00 + BHT
Oxidado
3408,7
3198,5x
70,2
64,1x
85,0
70,2
1,55
1,88
1,55
4,90
1,94
1,61
Bixina
0,040
0,006
0,148
0,001
0,609
0,463
Óleo
0,856
0,954
0,204
0,322
0,417
0,462
Bixina*Óleo
0,118
0,093
0,273
0,863
0,618
0,274
Controles
0,953
0,975
0,396
0,757
0,086
0,410
Controle*Fatorial
0,088
0,011
0,152
0,003
0,837
0,545
CV (%)
3170,8
B
CMMS
Probabilidade
EMA: energia metabolizável aparente; EMAn: energia metabolizável aparente corrigida para nitrogênio; CMMS: coeficiente de metabolizabilidade da
matéria seca; CMPB: coeficiente de metabolizabilidade da proteína bruta; CMEE: coeficiente de metabolizabilidade do extrato etéreo; CMEB:
coeficiente de metabolizabilidade da energia bruta.
A,B
Médias para cada fator seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de
Tukey (P<0,05). x,y Médias seguidas por letras distintas diferem do controle pelo teste de Dunnet (P<0,05).
139
Tabela 5. Resultados do ensaio de metabolismo realizado na fase de crescimento (ensaio 28 a 35 dias).
% BIXINA
ÓLEO
EMA
EMAn
----(kcal/kg)--0,00
0,05
-
3467,5
3496,9
3299,2
3315,4
CMMS
CMPB
CMEE
CMEB
(%)
(%)
72,1
73,4
(%)
(%)
B
86,1
72,6
66,1
A
85,7
73,3
A
85,3
72,8
62,1
0,10
-
3429,5
3249,2
73,4
65,9
-
Fresco
3438,9
3261,5
73,1
66,1
85,1
72,9
-
Oxidado
3490,3
3314,3
72,7
63,3
86,3
73,1
0,00
Fresco
3477,8x
3301,3x
71,2
64,9x
84,9
71,9
0,00
Oxidado
3457,1y
3297,1y
72,9
59,3y
87,3
73,2
0,05
Fresco
3478,8x
3298,7y
73,6
65,9x
85,7
73,5
0,05
Oxidado
3515,0x
3332,1x
73,1
66,4x
85,7
73,0
0,10
Fresco
3360,2y
3184,5y
74,5
67,6x
84,7
73,2
0,10
Oxidado
3498,7x
3313,8x
72,2
64,3x
85,9
72,4
0,00 + BHT
Fresco
3617,1x
3443,8x
74,3
67,1x
83,7
74,9
0,00 + BHT
Oxidado
3504,1xy
3332,2xy
73,1
64,6xy
85,5
73,4
2,90
2,96
2,77
6,68
2,47
2,45
Bixina
0,211
0,172
0,221
0,048
0,615
0,648
Óleo
0,103
0,081
0,610
0,062
0,072
0,978
Bixina*Óleo
0,115
0,174
0,079
0,209
0,322
0,381
Controles
0,069
0,057
0,369
0,363
0,338
0,200
Controle*Fatorial
0,016
0,010
0,153
0,049
0,355
0,358
CV (%)
Probabilidade
EMA: energia metabolizável aparente; EMAn: energia metabolizável aparente corrigida para nitrogênio; CMMS: coeficiente de metabolizabilidade da
matéria seca; CMPB: coeficiente de metabolizabilidade da proteína bruta; CMEE: coeficiente de metabolizabilidade do extrato etéreo; CMEB:
coeficiente de metabolizabilidade da energia bruta.
a,b,c
Médias seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P<0,05).
x,y,z Médias seguidas por letras distintas diferem do controle pelo teste de Dunnet (P<0,05).
140
Tabela 6. Efeitos de níveis de extrato oleoso de urucum (EOU) no desempenho de frangos de corte Ross
308 de 1 a 7 dias de idade.
PIM
PFM
GPM
CRM
CA
VIAB.
% BIXINA
ÓLEO
0,00
-
45,6
166,1
120,5
167,6
1,41
98,4
0,05
-
45,1
164,9
119,8
160,8
1,39
96,8
0,10
-
44,9
161,6
116,7
152,8
1,34
96,8
-
Fresco
45,5
163,8
118,3
163,1
1,41
96,8
-
Oxidado
44,9
164,6
119,7
157,6
1,35
97,9
0,00
Fresco
46,3
169,7
123,4
173,3
1,42
98,4
0,00
Oxidado
44,9
162,5
117,6
161,8
1,40
98,4
0,05
Fresco
45,0
160,1
115,1
163,0
1,49
94,4
0,05
Oxidado
45,2
169,7
124,5
158,5
1,29
99,2
0,10
Fresco
45,2
161,7
116,5
153,0
1,32
97,6
0,10
Oxidado
44,6
161,5
116,9
152,5
1,35
96,0
0,00 + BHT
Fresco
45,1
161,2
116,2
151,7
1,32
99,2
0,00 + BHT
Oxidado
44,8
152,5
107,7
155,9
1,54
92,8
2,42
7,16
9,50
13,36
12,92
4,92
Bixina
0,354
0,672
0,721
0,335
0,603
0,683
Óleo
0,144
0,859
0,741
0,502
0,301
0,535
Bixina*Óleo
0,302
0,272
0,309
0,855
0,308
0,304
Controles
0,734
0,238
0,232
0,764
0,061
0,357
Controle*Fatorial
0,544
0,090
0,088
0,425
0,396
0,421
CV (%)
------------------(g)----------------------
(%)
Probabilidade
PIM: peso inicial médio; PFM: peso final médio; GP: ganho de peso médio; CR: consumo de ração médio; CA: conversão alimentar; VIAB:
viabilidade.
141
Tabela 7. Efeitos de níveis de extrato oleoso de urucum no desempenho de frangos de corte Ross 308 de 1
a 21 dias de idade.
% BIXINA
ÓLEO
0,00
-
0,05
-
PFM
GPM
CRM
CA
VIAB.
----------------(g)---------------947,5
949,1
902,4
904,0
1309,3
(%)
A
1250,2
B
B
A
96,8
1,40
B
95,2
1,39
B
96,0
1,47
0,10
-
950,6
905,7
1241,6
-
Fresco
949,9
904,4
1269,0
1,42
95,5
-
Oxidado
948,2
903,6
1265,0
1,42
96,5
0,00
Fresco
959,0y
912,8y
1314,1
1,45xy
96,8
0,00
Oxidado
936,0y
892,0y
1304,5
1,48xy
96,8
0,05
Fresco
938,4y
893,4y
1245,4
1,42xy
92,0
0,05
Oxidado
959,7y
914,6y
1255,0
1,38y
98,4
0,10
Fresco
952,3y
907,1y
1247,6
1,38y
97,6
0,10
Oxidado
948,9y
904,2y
1235,6
1,39y
94,4
0,00 + BHT
Fresco
927,9xy
882,9x
1262,2
1,44x
96,8
0,00 + BHT
Oxidado
909,1x
864,2x
1232,0
1,46x
90,4
4,32
4,49
5,19
3,43
5,82
Bixina
0,988
0,981
0,027
< 0,001
0,735
Óleo
0,919
0,953
0,851
0,762
0,519
Bixina*Óleo
0,447
0,462
0,898
0,107
0,078
Controles
0,567
0,570
0,586
0,498
0,195
Controle*Fatorial
0,037
0,036
0,413
0,044
CV (%)
Probabilidade
PFM: peso final médio; GPM: ganho de peso médio; CRM: consumo de ração médio; CA: conversão alimentar; VIAB: viabilidade.
0,231
A,B
Médias para
cada fator seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P<0,05). x,y Médias seguidas por letras distintas diferem do
controle pelo teste de Dunnet (P<0,05).
142
Tabela 8. Efeitos de níveis de extrato oleoso de urucum no desempenho de frangos de corte Ross 308 de 1
a 35 dias de idade.
% BIXINA
0,00
0,05
ÓLEO
-
PFM
GPM
CRM
CA
VIAB.
----------------(g)----------------2332,3
2313,1
2286,7
2268,0
3805,9
(%)
A
3619,1
C
B
A
96,4
1,62
B
93,2
1,64
B
94,9
1,68
0,10
-
2335,3
2290,4
3705,4
-
Fresco
2347,2
2301,7
3691,5
1,62B
94,4
A
95,2
-
Oxidado
2306,6
2261,7
3728,6
1,67
0,00
Fresco
2388,8
2342,5
3801,9
1,64
96,0
0,00
Oxidado
2275,8
2230,9
3809,8
1,72
96,8
0,05
Fresco
2313,6
2268,6
3597,6
1,61
90,4
0,05
Oxidado
2312,6
2267,4
3640,5
1,62
96,0
0,10
Fresco
2339,1
2293,9
3675,1
1,61
96,8
0,10
Oxidado
2331,4
2286,8
3735,6
1,67
92,9
0,00 + BHT
Fresco
2365,0
2220,0
3729,9
1,62
96,8
0,00 + BHT
Oxidado
2344,6
2299,7
3733,4
1,65
90,4
3,04
3,07
3,74
3,08
5,80
Bixina
0,743
0,742
0,020
0,007
0,292
Óleo
0,123
0,126
0,468
0,004
0,615
Bixina*Óleo
0,152
0,153
0,910
0,118
0,077
Controles
0,651
0,654
0,963
0,245
0,195
Controle*Fatorial
0,286
0,279
0,677
0,695
CV (%)
Probabilidade
PFM: peso final médio; GPM: ganho de peso médio; CRM: consumo de ração médio; CA: conversão alimentar; VIAB: viabilidade.
cada fator seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P<0,05).
0,529
A,B,C
Médias para
143
Tabela 9. Efeitos de níveis de extrato oleoso de urucum no desempenho de frangos de corte Ross 308 de 1
a 42 dias de idade.
% BIXINA
0,00
0,05
ÓLEO
-
PFM
GPM
CRM
CA
VIAB.
-------------(g)--------------2912,5
2914,9
2866,9
2869,8
4982,5
FEP
(%)
A
4753,2
C
B
A
94,0
372,6
1,68
B
91,2
380,4
1,71
B
94,5
390,9
1,77
0,10
-
2934,0
2889,0
4865,8
-
Fresco
2952,4
2906,8
4851,4
1,69A
92,8
388,6
B
93,6
373,9
-
Oxidado
2888,5
2843,6
4882,9
1,74
0,00
Fresco
2987,0
2940,7
4974,3
1,73
92,0
380,9
0,00
Oxidado
2838,0
2793,1
4990,6
1,80
96,0
364,2
0,05
Fresco
2937,3
2892,3
4729,2
1,66
89,6
381,4
0,05
Oxidado
2892,5
2847,3
4777,2
1,70
92,8
379,4
0,10
Fresco
2932,8
2887,5
4850,7
1,69
96,8
403,6
0,10
Oxidado
2935,1
2890,5
4880,9
1,72
92,1
378,2
0,00 + BHT
Fresco
2944,9
2899,8
4909,6
1,71
96,8
401,7
0,00 + BHT
Oxidado
2946,5
2901,7
4907,2
1,72
90,4
373,3
3,12
3,15
3,54
3,44
6,60
8,74
Bixina
0,861
0,853
0,024
0,004
0,405
0,471
Óleo
0,081
0,081
0,624
0,024
0,688
0,234
Bixina*Óleo
0,216
0,217
0,979
0,800
0,201
0,729
Controles
0,970
0,966
0,979
0,658
0,195
0,266
Controle*Fatorial
0,456
0,449
0,520
0,807
0,888
0,618
CV (%)
Probabilidade
PFM: peso final médio; GPM: ganho de peso médio; CRM: consumo de ração médio; CA: conversão alimentar; VIAB: viabilidade; FEP: fator de
produção. A,B Médias para cada fator seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P<0,05).
144
Tabela 10. Valores de rendimentos de carcaça, peito, coxa e porcentagem de gordura abdominal de
frangos de corte aos 42 dias de idade.
Carcaça
Peito
Coxas
Gordura Abdominal
% BIXINA
ÓLEO
0,00
-
73,3
36,5
30,5
1,7A
0,05
-
74,0
37,0
30,4
1,4B
0,10
-
73,3
37,5
29,8
1,4B
-
Fresco
73,7
37,2
30,05
1,4B
-
Oxidado
73,4
36,7
30,42
1,6A
0,00
Fresco
74,0
36,9
29,63c
1,47
0,00
Oxidado
72,6
36,1
31,40a
1,87
37,2
30,62
b
1,32
b
1,53
0,05
Fresco
---------------------------(%)------------------------------
73,4
0,05
Oxidado
74,5
36,7
30,22
0,10
Fresco
73,6
37,6
29,91bc
1,33
c
1,43
0,10
Oxidado
73,0
37,3
29,65
0,00 + BHT
Fresco
73,4
37,1
30,45
1,44
0,00 + BHT
Oxidado
73,1
36,8
29,44
1,26
6,20
8,04
6,78
30,61
Bixina
0,774
0,356
0,219
0,007
Óleo
0,720
0,332
0,323
0,003
Bixina*Óleo
0,498
0,950
0,037
0,300
Controles
0,753
0,927
0,111
0,179
Controle*Fatorial
0,805
0,741
0,455
CV (%)
Probabilidade
A,B,C
Médias para cada fator seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P<0,05).
distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P<0,05).
0,085
a,b,c
Médias seguidas por letras
145
Tabela 11. Parâmetros de qualidade de carne analisados na carne do peito de frangos de corte aos 42 dias
de idade.
% BIXINA
ÓLEO
0,00
-
0,05
-
pH
Cor (CIELab)
L*
5,8
5,9
54,4
54,1
a*
4,0
B
4,2
B
A
b*
PPE
PPC
FC
(%)
(%)
(N/mm)
7,5
C
1,8
24,7
180,8
9,4
B
1,6
22,3
167,6
1,7
21,8
169,9
11,0
A
0,10
-
5,9
54,8
5,0
-
Fresco
5,8
54,5
4,3
9,6
1,8
23,4
173,8
-
Oxidado
5,9
54,4
4,4
9,0
1,6
22,5
171,6
0,00
Fresco
5,8
54,9
3,8
8,1xy
1,88
24,56
181,2
0,00
Oxidado
5,8
53,9
4,1
6,9y
1,65
24,77
180,3
0,05
Fresco
5,9
54,1
4,3
9,6x
1,59
22,56
168,3
0,05
Oxidado
5,9
54,1
4,1
9,1x
1,65
22,11
166,9
0,10
Fresco
5,8
54,5
4,9
11,0z
1,82
23,18
172,0
0,10
Oxidado
5,9
55,1
5,0
10,9z
1,53
20,50
167,7
0,00 + BHT
Fresco
5,9
55,8x
4,0
8,7x
1,64
22,19y
176,5
0,00 + BHT
Oxidado
5,9
54,2y
4,3
7,3y
1,80
24,90x
183,3
4,28
4,57
32,57
25,77
29,18
24,47
15,74
Bixina
0,754
0,442
< 0,001
< 0,001
0,351
0,201
0,084
Óleo
0,848
0,850
0,859
0,759
0,049
0,475
0,666
Bixina*Óleo
0,352
0,507
0,654
0,917
0,145
0,665
0,959
Controles
0,977
0,021
0,297
0,017
0,541
0,015
0,456
Controle*Fatorial
0,220
0,307
0,772
0,006
0,780
0,591
0,145
CV (%)
Probabilidade
PPE: perda de água por exsudação; PPC: perda de água por cocção; FC: força de cisalhamento.
na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P<0,05).
a,b,c
A,B,C
Médias para cada fator seguidas por letras distintas
Médias seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey
(P<0,05). x,y,z Médias seguidas por letras distintas diferem do controle pelo teste de Dunnet (P<0,05).
146
Tabela 12. Análise sensorial de aroma característico de carne de frango e aroma estranho (ranço),
realizada em amostras de carne de peito cruas e cozidas.
ANTIOXIDANTE
ÓLEO
PREPARO
Aroma Característico
Aroma Estranho (Ranço)
Ausente
--5,0
3,3
0,10% bixina
--5,0
3,2
BHT
4,9
3,2
-Fresco
-5,1
3,0
-Oxidado
-4,2
3,4
--Crua
4,5A
3,6B
--Cozida
5,5B
2,78A
Ausente
Fresco
-5,3
3,6a
Ausente
Oxidado
-4,8
3,0ab
0,10% bixina
Fresco
-5,1
2,5b
0,10% bixina
Oxidado
-4,9
3,8a
BHT
Fresco
-4,9
2,9ab
BHT
Oxidado
-5,0
3,5ab
Ausente
-Crua
4,4
3,4
Ausente
-Cozida
5,6
3,2
0,10% bixina
-Crua
4,5
3,5
0,10% bixina
-Cozida
5,5
2,8
BHT
-Crua
4,6
3,8
BHT
-Cozida
5,3
2,5
-Fresco
Crua
4,6
3,4
-Fresco
Cozida
5,5
2,6
-Oxidado
Crua
4,3
3,8
-Oxidado
Cozida
5,5
3,1
Ausente
Fresco
Crua
4,6
4,0
Ausente
Fresco
Cozida
6,0
3,3
Ausente
Oxidado
Crua
4,3
2,9
Ausente
Oxidado
Cozida
5,3
3,1
0,10% bixina
Fresco
Crua
4,7
2,9
0,10% bixina
Fresco
Cozida
5,4
2,1
0,10% bixina
Oxidado
Crua
4,2
4,2
0,10% bixina
Oxidado
Cozida
5,6
3,5
BHT
Fresco
Crua
4,6
3,5
BHT
Fresco
Cozida
5,1
2,4
BHT
Oxidado
Crua
4,5
4,2
BHT
Oxidado
Cozida
5,5
2,7
CV (%)
0,43
0,63
Probabilidade
Antioxidante
0,944
0,839
Óleo
0,477
0,054
Preparo
< 0,001
0,001
Antioxidante X Óleo
0,523
0,002
Antioxidante X Preparo
0,737
0,162
Óleo X Preparo
0,533
0,609
Antioxidante X Óleo X Preparo
0,623
0,514
a,b,c
Médias seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P<0,05).
147
Tabela 13. Teor de colesterol (mg/100 g de amostra) em amostras de peito, coxa (carne com pele, apenas
carne e apenas pele) e gordura abdominal de frangos de corte.
% BIXINA
OLEO
Peito
Coxa (carne e
Coxa
Coxa
Gordura
pele)
(carne)
(pele)
abdominal
----------------------------(mg/100 g de amostra)----------------------------0,00
-
82,2
142,2
138,9
128,4
10,1
0,05
-
88,5
134,3
132,7
147,0
13,9
0,10
-
82,7
-
Fresco
91,3
127,8
118,6
118,2
19,5
A
133,1
126,6
133,2
17,4
B
136,4
133,5
129,2
11,6
-
Oxidado
77,6
0,00
Fresco
87,96
152,33
142,48
134,70
9,20
0,00
Oxidado
76,49
132,05
135,35
122,18
10,90
0,05
Fresco
102,69
130,81
129,96
149,47
14,07
0,05
Oxidado
74,29
137,71
135,41
144,43
13,74
0,10
Fresco
83,33
116,21
107,36
115,45
28,94
0,10
Oxidado
82,13
139,33
129,80
120,93
10,04
0,00 + BHT
Fresco
69,76
149,18
133,12
119,85
11,18
0,00 + BHT
Oxidado
82,54
137,34
135,60
131,17
12,25
18,32
19,90
22,64
25,60
90,68
Bixina
0,507
0,563
0,405
0,215
0,283
Óleo
0,009
0,768
0,593
0,762
0,231
Bixina*Óleo
0,086
0,277
0,596
0,855
0,171
Controles
0,170
0,424
0,877
0,580
0,867
Controle*Fatorial
0,138
0,405
0,689
0,650
0,557
CV (%)
Probabilidade
A,B
Médias para cada fator seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P<0,05).
na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P<0,05).
a,b,c
Médias seguidas por letras distintas
148
Tabela 14. Valores médios de substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrico (µmol de MDA/kg de amostra)
na carne de peito crua e após cozimento (dia 0) e armazenada sob refrigeração (4ºC) por até 10 dias.
Após cozimento
% BIXINA
ÓLEO
Crua
Dia 0
Dia 3
Dia 7
Dia 10
---------------(µmol de MDA/kg de amostra)-----------------0,00
-
0,8
5,5
23,9
35,9
49,0A
0,05
-
0,7
4,1
22,0
34,1
43,0B
0,10
-
0,8
3,9
26,6
39,4
52,3A
-
Fresco
0,7
4,3
22,1B
36,6
49,4
A
36,3
46,8
38,53aby
49,02xy
-
Oxidado
0,8
4,7
26,2
0,00
Fresco
0,75y
6,39az
24,32
0,00
Oxidado
0,75y
b
4,59 x
c
23,55
b
48,95xy
b
33,33 z
0,05
Fresco
0,62x
3,81 x
20,20
33,75 z
44,91y
0,05
Oxidado
0,77y
4,32bcx
23,73
34,52by
41,08z
0,10
Fresco
0,76y
d
2,79 y
b
21,79
ab
54,31xy
a
37,60 y
0,10
Oxidado
0,77y
5,05 z
31,42
41,10 x
50,33xy
0,00 + BHT
Fresco
0,57x
2,82y
21,88y
39,11y
50,51y
0,00 + BHT
Oxidado
0,61x
4,20x
33,60x
44,20x
56,22x
16,20
27,64
24,92
10,77
10,92
Bixina
0,333
0,001
0,131
0,022
0,003
Óleo
0,360
0,014
0,019
0,572
0,147
Bixina*Óleo
0,719
0,001
0,106
0,040
0,555
Controles
0,714
0,002
0,022
0,045
0,048
Controle*Fatorial
0,001
0,021
0,171
0,003
0,038
CV (%)
Probabilidade
A,B
Médias para cada fator seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P<0,05).
a,b,c,d
Médias seguidas por letras
distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P<0,05). x,y,z Médias seguidas por letras distintas diferem do controle pelo teste de Dunnet
(P<0,05).
149
Tabela 15. Valores médios de substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrico (µmol de MDA/kg de amostra)
na carne da coxa crua e após cozimento (dia 0) e armazenada sob refrigeração (4ºC) por até 10 dias.
Após cozimento
% BIXINA
ÓLEO
Crua
Dia 0
Dia 3
Dia 7
Dia 10
-------------(µmol de MDA/kg de amostra)-------------------0,00
-
1,1
11,5
46,7
60,7
92,7AB
0,05
-
1,2
10,1
50,5
65,4
90,6B
0,10
-
1,1
6,7
51,2
59,3
98,3A
-
Fresco
1,1
9,5
48,1
64,4
93,3
-
Oxidado
1,2
9,3
50,8
59,2
94,4
0,00
Fresco
1,19x
11,05aby
45,48
59,24abxy
91,94x
0,00
Oxidado
1,03xy
a
12,03 y
b
47,88
ab
93,37x
a
62,08 xy
0,05
Fresco
1,00xy
10,17 y
48,10
67,16 x
93,15x
0,05
Oxidado
1,35x
9,93by
52,90
63,70axy
88,01xy
0,10
Fresco
1,13x
c
7,33 y
c
50,82
a
94,75x
b
66,82 x
0,10
Oxidado
1,10xy
6,03 y
51,60
51,84 y
101,83z
0,00 + BHT
Fresco
1,13x
4,41x
44,37
55,30y
81,24y
0,00 + BHT
Oxidado
0,88y
3,60x
45,27
63,16xy
86,40x
19,44
37,23
8,65
10,69
7,69
Bixina
0,938
0,000
0,104
0,039
0,012
Óleo
0,758
0,511
0,146
0,013
0,566
Bixina*Óleo
0,441
0,012
0,650
0,004
0,057
Controles
0,004
0,085
0,686
0,077
0,049
Controle*Fatorial
0,001
< 0,001
0,020
0,001
0,001
CV (%)
Probabilidade
A,B
Médias para cada fator seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P<0,05).
a,b,c
Médias seguidas por letras distintas
na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P<0,05). x,y,z Médias seguidas por letras distintas diferem do controle pelo teste de Dunnet (P<0,05).
150
Tabela 16. Valores médios de substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrico (µmol de MDA/kg de amostra)
na gordura abdominal de frangos de corte crua, após 10 dias de armazenamento resfriado (4ºC).
% BIXINA
ÓLEO
µmol de MDA/kg de amostra
0,00
-
1,9
0,05
-
2,6
0,10
-
2,3
-
Fresco
1,6B
-
Oxidado
2,9A
0,00
Fresco
1,01x
0,00
Oxidado
2,81y
0,05
Fresco
2,17y
0,05
Oxidado
2,98y
0,10
Fresco
1,65xy
0,10
Oxidado
2,98y
0,00 + BHT
Fresco
1,03x
0,00 + BHT
Oxidado
1,05x
CV (%)
42,65
Probabilidade
Bixina
0,056
Óleo
0,000
Bixina*Óleo
0,176
Controles
0,947
Controle*Fatorial
0,001
A,B
Médias para cada fator seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de Tukey (P<0,05). x,y,z Médias seguidas por letras
distintas diferem do controle pelo teste de Dunnet (P<0,05).
151
Tabela 17. Perfil lipídico e status oxidativo (nmol de MDA/ml) plasmático de frangos de corte.
Col Total
Trig
HDL
VLDL
Oxidação
22,1
11,5
34,7
104,0
24,5
11,7
32,9
97,5
21,1
% BIXINA
ÓLEO
0,00
-
139,4
57,6
105,8
0,05
-
140,2
58,8
0,10
-
129,4
54,3
LDL
---------------------(mg/dL)---------------------
10,9
31,7
A
10,6
31,7B
-
Fresco
138,5
52,7
103,0
25,0
-
Oxidado
134,1
61,0
101,8
20,1B
12,1
34,5A
0,00
Fresco
143,6
44,9
108,3
26,3
9,1
33,3
0,00
Oxidado
135,1
70,2
103,2
17,9
13,9
36,0
0,05
Fresco
140,7
62,2
103,6
24,6
12,4
30,0
0,05
Oxidado
139,6
55,4
104,3
24,3
11,0
35,8
0,10
Fresco
131,2
51,1
97,0
24,0
10,3
31,7
0,10
Oxidado
127,5
57,4
97,9
18,2
11,4
31,6
0,00 + BHT
Fresco
143,8
58,7
107,2
24,9
11,7
31,0
0,00 + BHT
Oxidado
130,6
48,8
100,4
20,3
9,7
33,8
14,05
44,47
13,86
35,35
44,16
16,21
Bixina
0,295
0,906
0,269
0,609
0,913
0,186
Óleo
0,255
0,166
0,488
0,015
0,195
0,040
Bixina*Óleo
0,768
0,179
0,772
0,440
0,191
0,212
Controles
0,211
0,430
0,317
0,315
0,439
0,179
Controle*Fatorial
0,824
0,552
0,689
0,873
0,534
0,650
CV (%)
Probabilidade
Col Total: colesterol total; Trig: triglicérides; HDL: lipoproteína de alta densidade; LDL: lipoproteína de baixa densidade; VLDL: lipoproteína de
muito baixa densidade; Oxidação: (nmol MDA/mL);
Tukey (P<0,05).
A,B
Médias para cada fator seguidas por letras distintas na coluna diferem entre si pelo Teste de
CAPÍTULO 4
153
IMPLICAÇÕES
A avicultura brasileira tem se destacado nos últimos anos pelo aumento da
exportação de produtos com maior valor agregado, ou seja, produtos embalados e
prontos para o consumo, um conceito de alimentos saudáveis com rápido preparo e
cada vez mais procurado no exterior. A carne de frango é um alimento altamente
susceptível a oxidação lipídica em função do elevado teor de ácidos graxos
insaturados na sua composição.
Compostos antioxidantes são adicionados aos alimentos e às rações com
objetivos de proteger os nutrientes dos efeitos da oxidação e reduzir os danos às
biomoléculas causados em virtude das reações de óxido-redução que ocorrem no
organismo, sendo benéficos à saúde humana e animal.
Pesquisas com antioxidantes sintéticos foram intensas na década passada, e
observaram o potencial tóxico desses compostos, documentado em inúmeros ensaios
in vivo, o que corroborou para a restrição da sua utilização em diversos países e para
a crescente oposição dos consumidores ao emprego destas substâncias.
Por outro lado, tem sido relatado que fitoquímicos naturais como flavonóides,
carotenóides e esteróis extraídos de alguns vegetais são potenciais antioxidantes, que
podem vir a ser utilizados como substitutos naturais aos antioxidantes sintéticos.
No que se refere aos carotenoides, juntamente com as vitaminas, vêm sendo
investigados como agentes quimiopreventivos, funcionando como antioxidantes em
sistemas biológicos. Os carotenoides seqüestram o oxigênio singlete, removem os
radicais peróxidos, modulam o metabolismo carcinogênico, inibem a proliferação
celular, estimulam a comunicação entre células (junções gap), e elevam a resposta
imune. Testes in vitro e in vivo sugerem que os carotenóides são excelentes
antioxidantes, seqüestrando e inativando os radicais livres. Contudo, há uma série de
fatores que influenciam as atividades antioxidantes e pró-oxidantes dos carotenoides
no sistema biológico, como a estrutura, a localização ou sítio de ação dentro da célula,
o potencial de interação com outros carotenoides ou antioxidantes, a concentração e a
pressão parcial de oxigênio.
A bixina, carotenoide presente em maioria nas sementes do urucum se destaca
como um dos mais efetivos supressores biológicos de moléculas reativas de oxigênio
singlete, contribuindo para proteção das células e tecidos contra os efeitos deletérios
dos radicais livres, sendo também efetivo inibidor da peroxidação de lipídios.
154
Dessa forma, ao estudar a utilização do urucum e de seus subprodutos (em
especial a bixina) como antioxidantes naturais na nutrição animal, estudantes e
pesquisadores precisam conhecer e considerar os diversos fatores que irão influenciar
os resultados obtidos como, por exemplo, a concentração de carotenoides e as
possíveis interações com outros compostos antioxidantes presentes nas dietas como
algumas vitaminas (A e C) e minerais (selênio).