Rafaela Oliveira Barcelos
Ocorrência de endoparasitoses, com potencial zoonótico em
cães (Canis familiaris) domiciliados, nos Municípios de
Niterói e São Gonçalo, RJ.
Análise comparativa
Rio de Janeiro/RJ
2013
Rafaela Oliveira Barcelos
Ocorrência de endoparasitoses, com potencial zoonótico em
cães (Canis familiaris) domiciliados, nos Municípios de
Niterói e São Gonçalo, RJ.
Análise comparativa
Monografia apresentada como requisito para
conclusão do curso de pós graduação,
especialização de Clínica Médica e
Cirúrgica de Pequenos Animais do
CESMAC - Fundação Educacional Jayme de
Altavila, orientada pela Profa. Doutora
Namir Santos Moreira.
Rio de Janeiro/RJ
2013
Rafaela Oliveira Barcelos
Ocorrência de endoparasitoses, com potencial zoonótico em
cães (Canis familiaris) domiciliados, nos Municípios de
Niterói e São Gonçalo, RJ.
Análise comparativa
Monografia apresentada como requisito para
conclusão do curso de pós graduação,
especialização de Clínica Médica e
Cirúrgica de Pequenos Animais do
CESMAC - Fundação Educacional Jayme de
Altavila, orientada pela Profa. Doutora
Namir Santos Moreira.
.
Rio de Janeiro/RJ, _______ de __________________ de 20___
– Orientador –
Rio de Janeiro/RJ
2013
Agradecimento
A Deus, por estar à frente da minha vida, me capacitando a cada dia em prol de um
sonho;
Aos meus pais Dinei e Vilma, por acreditarem em mim, e por isso, não mediram
esforços para que eu chegasse até aqui. Tudo que sou, agradeço a vocês;
A minha irmã Renata pela sua amizade e incentivo;
Ao meu avô, Genário Barcelos (in memória) pelo seu exemplo de honestidade;
A minha orientadora Namir Santos Moreira, pela paciência, confiança e amizade;
Aos mestres pelos seus ensinamentos;
A todos que direta ou indiretamente, colaboraram para a realização deste trabalho.
A mente que se abre a uma nova ideia
jamais voltará ao seu tamanho original.
Albert Einstein.
Resumo
As parasitoses gastrointestinais estão entre as doenças mais importantes dos
cães, principalmente os jovens e neonatos. Além disso, o cão assume o papel de
hospedeiro definitivo de várias parasitoses com potencial zoónotico, o que tem sido
largamente estudado e reconhecido como um importante problema de saúde pública. O
presente estudo teve como objetivo avaliar a incidência de endoparasitoses
gastrointestinais de cães (Canis familiaris) através da análise de fezes recebidas pelo
PCA- Centro de Diagnóstico Veterinário, de cães domiciliados nos Municípios de
Niterói e São Gonçalo, pelas técnicas de Willis, Hoffman e Faust, realizadas no
Laboratório de Doenças Parasitárias e Parasitologia do Centro Universitário Plínio Leite
– Campus Itaboraí, como também o teste ELISA, que consiste em um teste imunoensaio
enzimático rápido para detecção de antígeno de Giardia sp. em cães e gatos. Com
sensibilidade e especificidade de 99,9%. Os resultados demonstraram 57,1 % dos cães
domiciliados positivos para uma ou mais endoparasitoses.
Palavras-chave: Endoparasitoses, cães, zoonose, Saúde Pública.
Listas de Ilustrações, Quadros e Gráficos
Lista de Ilustrações:
Figura 1: Aparelho bucal, extremidade anterior- Ancylostoma caninum ................... 05
Figura 2: Larva de Ancylosma caninun........................................................................ 05
Figura 3: ovo típico de Ancylostoma caninum.............................................................
05
Figura 4: Ciclo biológico do Ancylostoma sp. no cão.................................................. 07
Figura 5: Ciclo biológico do Ancylostoma sp. no homem ..........................................
08
Figura 6: Bicho geográfico (A. braziliense). ...............................................................
10
Figura 7: Ovo de Toxora canis. ..................................................................................
14
Figura 8: Tocorara canis no intestino delgado de cão. ............................................... 14
Figura 9: Lesão ocular em criança causada por larva de Toxocara sp........................
18
Figura 10: Ovo de Trichuris vulpis..............................................................................
21
Figura 11: Trichuris vulpis adulto no ceco de cão.......................................................
21
Figura 12: Ciclo Evolutivo Trichuris trichiura. .......................................................... 22
Figura 13: Criança com prolapso retal por Trichuris trichiuria..................................
.
Figura 14: Morfologia da Giardia lamblia..................................................................
24
Figura 15: Formas evolutivas e transmissão de Giardia sp........................................
29
27
Figura 16: Materiais utilizados na técnica de Willis ................................................... 34
Figura 17: Método de Faust .......................................................................................
36
Figura 18: Centrífuga para realização da técnica de Faust ........................................
36
Figura 19: Materiais utilizados na técnica de Hoffman ..............................................
37
Figura 20: Kit ELISA...................................................................................................
38
Figura 21: 1ª Etapa do Teste ELISA............................................................................
39
Figura 22: 2ª Etapa do Teste ELISA. .......................................................................... 39
Figura 23: 3ª Etapa do Teste ELISA ..........................................................................
40
Figura 24: 4ª Etapa do Teste ELISA ...........................................................................
40
Figura 25: 5ª Etapa do Teste ELISA............................................................................ 41
Figura 26: Oocisto de Eimeria sp. ..............................................................................
.
Figura 27: Oocisto de Isospora sp ..............................................................................
43
43
Figura 28: Ovo de Toxocara sp.................................................................................... 43
Figura 29: Ovos de Ancylostoma sp ............................................................................ 43
Figura 30: Ovos de Trichuris vulpis ..........................................................................
43
Listas de Gráficos
Quadro 1: Porcentagem de endoparasitos nas amostras de fezes de cães
analisadas.................................................................................................................... 44
Quadro 2: Porcentagem de endoparasitos gastrointestinais em cães nos
Municípios de Niterói e São Gonçalo........................................................................
46
Quadro 3: Ocorrência (%) de endoparasitoses mistas................................................ 47
Quadro 4: Porcentagem de infecção por endoparasitas em cães domiciliados em
apartamentos e casas, nos Municípios de Niterói e São Gonçalo.............................
48
Quadro 5: Número de amostras positivas por diferentes técnicas parasitológicas .
49
Quadro 6: Parasitismo por Giardia sp. em função da faixa etária.............................
50
Gráfico 1: Amostras de fezes de cães avaliadas para a presença de
endoparasitoses..........................................................................................................
42
Gráfico 2: Frequência de parasitos encontrados nas amostras fecais
de cães provenientes do Município de Niterói.........................................................
45
Gráfico 3: Frequência de parasitos encontrados nas amostras fecais
de cães provenientes do Município de São Gonçalo..................................................
46
Gráfico 4: Número de amostras analisadas em função do tipo de domicílio e o
Município que reside..................................................................................................
49
Gráfico 5: Número de amostras analisadas em função do tipo de domicílio
e o Município que reside............................................................................................
50
Gráfico 6: Porcentagem de infecções por parasitose intestinais, segundo a
faixa etária..................................................................................................................
51
Lista de Abreviaturas: siglas, símbolos e acrônimos
OMS: Organização Mundial de Saúde
cm: Centímetros
µm: micrometro
L1: larva de primeiro estágio
L2: larva de segundo estágio
L3: larva de terceiro estágio
IgE: Imunoglobulina E
IgG: Imunoglobulina G
LMV: Larva Migrans Visceral
LMC: Larva Migrans Cutânea
%: Porcentagem
PCR: polimerase chain reaction
g: Grama
NaCl: Cloreto de sódio
≤: menor ou igual
SP: São Paulo
SUMÁRIO
1 – INTRODUÇÃO.............................................................................................
01-02
2 – REVISÃO DA LITERATURA.....................................................................
03-32
3 – MATERIAL E MÉTODOS...........................................................................
33-41
4- RESULTADOS...............................................................................................
42-51
5-DISCUSSÃO....................................................................................................
52-55
6- CONCLUSÃO.................................................................................................
56
7- REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS............................................................
57-60
1) INTRODUÇÃO
As doenças
mais
importantes afetando os cães são
as
parasitoses
gastrointestinais, os mais acometidos são os jovens e recém-natos. Além disso, atuam
como animais sentinelas, pois são hospedeiros definitivos de várias parasitoses com
potencial zoónotico, ocasionando risco para saúde pública.
A crescente aquisição de cães como animais de companhia tem aumentado o
número de pessoas expostas ao risco de contrair infecções por parasitos zoonóticos.
(ibib.). Dentre eles destacam-se as formas larvares de Ancylostoma spp.(larva migrans
cutânea) e de Toxocara canis (larva migrans visceral) (LABRUNA et al., 2006).
A presença de infecções por esses parasitos podem também, ser responsáveis por
diarréia, caquexia, anemia (Ancylostoma sp.), convulsões e obstruções intestinais
(Toxocara canis) em cães (VELHO et al., 2007). Larvas migrans viscerais de Trichuris
vulpis, outro parasita de cães, já foi reportadas também em seres humanos. (LEITE et
al.,2004).
Silva et al. (2008) em seu estudo constatou alta prevalência de protozoários em
cães jovens, sendo que nestes animais o gênero Giardia sp. foi encontrado em 38,6%
das amostras fecais. Este é o parasita mais comum encontrado afetando seres humanos
no mundo. E, estudos demonstram que algumas espécies ou genótipos desses
protozoários podem ser compartilhados entre humanos e cães, especialmente em áreas
urbanas (VELHO et al., 2007). A doença, Giardíase, nas diferentes espécies é
caracterizada por determinar fezes pálidas e de odor forte, esteatorréia (BECK et
al.,2005).
Para Vasconcellos et al. (2006), o estudo do parasitismo em animais de
estimação vem despertando grande interesse, frente à associação restrita entre o homem
e os animais e sua conseqüência para a saúde pública.
Dado ao estreito convívio dos cães com o homem torna-se fundamental controle
adequado das endoparasitoses canina, com o objetivo de diminuir a contaminação do
meio ambiente pelas formas infectantes destes parasitos e, consequentemente,
minimizar os riscos de infecção humana e canina (ROBERTSON et al., 2000).
Um ponto importante em um programa de controle de verminoses nos centros
urbanos é com os cães errantes. Eles estão geralmente excluídos de qualquer programa,
embora assumam grande importância na manutenção e disseminação destas parasitoses
no meio urbano. Por outro lado, cães domiciliados também devem assumir importância
na contaminação de locais públicos, uma vez que estes locais também são intensamente
visitados por estes animais, ao passearem com seus proprietários (LABRUNA et al.,
2006).
Considerando que o conhecimento sobre zoonose é essencial sob o ponto de
vista da saúde pública, o presente trabalho objetivou avaliar a ocorrência de
endoparasitoses com potencial zoonótico, em cães domiciliados, nos Municípios de
Niterói e São Gonçalo, utilizando diferentes métodos de diagnóstico parasitológico.
2) REVISÃO DE LITERATURA
2.1.) Parasitoses intestinais de cães
Os estudos sobre verminoses intestinais em cães vêm despertando expressivo
interesse devido ao convívio restrito entre homem e animais e sua conseqüência na
saúde coletiva (FERREIRA et al., 2006).
Embora as zoonoses parasitárias não sejam causa freqüente de óbitos em
humanos, causam alergias, diarréias, anemias, despesas com diagnóstico, tratamento e
perdas econômicas, como a redução da produtividade (CORRÊA et al.,1998; BLAZIUS
et al., 2005).
Como exemplo de zoonoses de importância em saúde pública, podemos citar a
toxocaríase ou Larva Migrans Visceral (LMV), que se caracterizam pela migração do
estágio larval de Toxocara canis ou T. cati pelas vísceras humanas e a Larva Migrans
Cutânea (LMC), responsável pela migração de larvas de nematóides pelo tecido epitelial
provocando dermatite, sendo que no Brasil, Ancylostoma braziliense e A. caninum,
constituem os principais agentes envolvidos (GUIMARÃES et al. , 2005).
A G.lamblia, parasito cosmopolita, tem como reservatório além do homem,
diversas espécies de animais silvestres e domésticos, sendo considerada pela OMS
(organização mundial de saúde) uma zoonose (COURA, 2008).
2.1.1.) Ancylostomíase
2.1.1.1) A Doença
A ancilostomíase é descrita como uma infecção intestinal causada por um
nematóide, o Ancylostoma sp., que leva a anemia, fraqueza e crescimento prejudicado
(FOREYT, 2005). Pode apresentar-se assintomática, quando as infecções são leves,
porém, em crianças com parasitismo intenso pode se manifestar com hipoproteinemia e
baixo desenvolvimento físico e mental. Freqüentemente, acarreta anemia ferropriva,
dependo da severidade da infecção. Dentre as complicações estão: anemia,
hipoproteinemia, podendo ocorrer insuficiência cardíaca e anasarca. Pode, ainda, causar
hemorragia e pneumonite, quando há migração das larvas através dos pulmões
(COURA, 2008).
Urquhart (1998) relatava em razão das suas atividades hematófagas no intestino,
que o Ancylostoma sp era responsável por ampla morbidade em animais.
Ancylostoma caninum e braziliense, parasitos do cão e gato, podem infectar o
homem por via cutânea produzindo a larva migrans cutânea, parasitismo vicariante ou
incompleto. (COURA, 2008).
2.1.1.2) Agentes Etiológicos
2.1.1.2.1) Classificação
Filo Nemathelminthes (Schneider, 1873)
Classe Nematoda (Rudolphi, 1808)
Ordem Strongylida Molin, 1861
Superfamília Ancylostomatoidea (Chabaud, 1965)
Família Ancylostomatidae (Looss, 1905)
Subfamília Ancylostomatinae (Looss, 1905)
Gênero Ancylostoma (Dubini, 1843)
Ancylostoma braziliense Faria, 1910
Ancylostoma caninum (Ercolani, 1859)
2.1.1.3) Identificação
São facilmente identificados pelo seu tamanho (1 a 2 cm), sendo bem menores
que os nematóides ascarídeos comuns que também são encontrados no intestino delgado
e pela postura característica “em gancho”. A cápsula bucal é grande com dentes
marginais, havendo três pares (URQUHART, 1998). Os ovos possuem dimensões de 60
x 40 µm (FOREYT, 2005).
Características Morfológicas do Ancylostoma sp.
Figura 1: Aparelho bucal, extremidade
Figura 2: Larva de Ancylosma
caninun
anterior- Ancylostoma caninum
Fonte: www.catnmore.com
Fonte: www.catnmore.com
Figura 3: ovo típico de Ancylostoma caninum
Fonte: www.akiraso.home.mindspring.com
2.1.1.4) Epidemiologia e Distribuição
Esta parasitose é de distribuição universal. No Brasil, predomina nas áreas
rurais, estando muito associada a áreas sem saneamento e cujas populações têm como
hábito andar descalças (OLIVEIRA E SEQUEIRA, 2002).
Nas áreas endêmicas, a doença é mais comum nos cães com menos de um ano
de idade. Nos animais mais velhos, o desenvolvimento gradual de resistência etária
torna menos provável à doença clínica, particularmente em cães criados em áreas
endêmicas cuja resistência etária é reforçada pela imunidade adquirida (URQUHART,
1998).
A epidemiologia está, sobretudo, associada com as duas principais fontes de
infecção, a transmamária em filhotes lactantes e a percutânea ou oral a partir do
ambiente (URQUHART, 1998). Segundo Velho et al. (2005), pode ser encontrada em
animais de diferentes faixas etárias.
2.1.1.5) Ciclo Evolutivo
O ciclo evolutivo é direto. A infecção dar-se por penetração percutânea ou por
ingestão oral de ovos, ambos os métodos sendo igualmente bem sucedidos. Na infecção
percutânea, as larvas migram via circulação sanguínea para os pulmões, onde se
transformam em L4 nos brônquios e na traquéia, e em seguida são deglutidas e vão para
o intestino delgado, onde ocorre a muda final. Se a infecção for por ingestão, as larvas
podem ou não penetrar na mucosa bucal e sofrer migração pulmonar já descrita ou ir
diretamente para o intestino e tornar-se patente. Qualquer que seja a via adotada, o
período pré-patente é de 14 a 2 dias (URQUHART et al., 1998).
Figura 4: Ciclo biológico do Ancylostoma sp. no cão.
Fonte: www.akiraso.home.mindspring.com Acesso 29 de março, 2009.
Figura 5: Ciclo biológico do Ancylostoma sp. no homem
Fonte: www. atlas.or.kr -Acesso 29 de março de 2009
Os ovos embrionados, quando eliminados com as fezes no solo, as larvas de L1
eclodem em 24-48 horas, evoluem para L2 e em quatro a cinco dias transformam-se em
larvas filarióides (L3) infectantes. Ao penetrarem na pele as larvas filarióides mortas
provocam uma dermatite pruriginosa (COURA, 2008).
2.1.1.6) Transmissão
Ocorre através da penetração cutânea de larvas ou pela ingestão de ovos, além
deste, a infecção transmamária também é possível, quando a larva passa do leite
materno para os filhotes (URQUHART et al., 1998). Segundo Fortes (2004), a via mais
comum de infecção nos cães é a via oral (infecção passiva), que se dá em conseqüência
dos hábitos alimentares destes animais.
O contato com solo contaminado por fezes de cães ou com as próprias fezes
contendo o parasito pode ser responsável pelo aparecimento de casos de larva migrans
cutânea. Isso é particularmente comum em áreas com alta umidade, especialmente entre
banhistas que passeiam em areia molhada contaminada por larvas deste parasito
(FILHO et al., 2008).
Não há transmissão de pessoa a pessoa, entretanto, o homem pode contaminarse através do contato direto com o cão, água ou alimentos contendo ovos de parasitas,
ou por penetração ativa das larvas de Ancylostoma sp. na pele. São descritas, afecções
entéricas provocadas por formas adultas de Ancylostoma caninum como também a pela
ingestão acidental de ovos larvados destes parasitas presentes no solo (geofagia), em
fômites ou nas mãos (LEITE et al., 2004).
2.1.1.7) Sintomas
Nas infecções agudas, há anemia, e ocasionalmente dificuldade respiratória. Nos
cães lactentes, anemia pode ser grave e acompanhada de diarréia, com presença ou não
de sangue e muco (URQUHART, 1998). A sintomatologia respiratória pode ser oriunda
da lesão larval nos pulmões ou dos defeitos anóxicos da anemia (FORTES, 2004).
Nas infecções crônicas, segundo Urquhart (1998), o animal está usualmente com
peso abaixo do normal, a pelagem é escassa, há perda de apetite e pode haver pica. Há
sinais de dificuldade respiratória, lesões cutâneas e claudicação.
Em humanos, o Ancylostoma caninum é responsável por casos de enterite
eosinofílica e dor abdominal inexplicada com eosinofilia periférica (GUIMARÃES et
al.,2005).
2.1.1.8) Larva Migrans Cutânea
As Ancilostomíases são estudadas com grande interesse em saúde pública, visto
que suas larvas são responsáveis em causar a larva migrans cutânea (LMC) ou dermatite
pruriginosa, também conhecida como “bicho geográfico” (COURA, 2008).
Segundo Leite et al. (2006), após contato direto com a pele de seres humanos, a
LMC geralmente desencadeia dermatite acompanhada de prurido e erupções. Conhecida
como “dermatite linear serpiginosa” ou “bicho geográfico”. Localiza-se frequentemente
nos membros inferiores, pés, nádegas, mãos e em menor intensidade na face e couro
cabeludo.
Para Neves (2005), o gênero Ancylostoma braziliense é a espécie mais
comumente envolvida, podendo acidentalmente ou experimentalmente envolver A.
caninum, Uncinaria stenocephla, Bunostomum phlebotomum, Strongyloides stercoralis
e Gnathostoma spp.; larvas de moscas do gênero Gasterophilus e Hypoderma, assim
como formigas da espécie Solenopis germinata, também podem provocar esta
síndrome.
Coura (2008), completa que a infecção pode também ocorrer devido a uma
resposta hiperalérgica do hospedeiro as larvas, que podem eventualmente penetrar em
vasos sanguíneos e linfáticos, alcançando o pulmão produzindo infiltrados (síndrome de
Loffler).
Rey (2001) descreveu que os nematóides que penetram através da pele, por
vezes não conseguem encontrar seu caminho, sendo assim permanecem vagando entre a
epiderme e a derme. Enquanto avança, a lesão vai ficando para trás como um cordão
eritematoso, saliente, irregular e pruriginoso, recoberto por vezes de vesículas. Com o
passar do tempo, em questão de dias, a parte mais antiga do trajeto tende a desinflamar,
deixando em seu lugar apenas uma faixa hiperpigmentada, que desaparecerá mais tarde.
Podendo curar-se espontaneamente ao fim de poucos dias ou persistir por semanas e
meses (REY, 2001).
Figura 6: Bicho geográfico (A. braziliense)
Fonte: www. atlas.or.kr -Acesso 29 de março de 2009
2.1.1.9) Diagnóstico
2.1.1.9.1) Em humanos
Em geral, o diagnóstico em humanos é clínico devido ao prurido característico.
O diagnóstico diferencial se faz com alergias ou outras dermatopatias específicas, aliado
a uma boa anamnese (FERREIRA et al.,2006). Porém, Rey (2001), afirmava que a
suspeita clínica deve ser confirmada através de recursos laboratoriais, através da
demonstração de ovos de Ancilostomídeos nas fezes (REY, 2001). Coura (2008)
completa que a lesão típica na pele, pode ser confirmada pela biópsia e histopatologia,
mas que na maioria das vezes não se faz necessária.
2.1.1.9.2) Em animais
Depende da sintomatologia e história clínica, complementadas por exames
hematológicos e parasitológico de fezes (URQUHART, 1998).
O diagnóstico laboratorial é realizado pelo achado de ovos no exame
parasitológico de fezes, através dos métodos de Lutz, Willis-Mollay ou Faust,
realizando-se, também, a contagem de ovos (FOREYT, 2005).
2.1.1.10) Importância
A infecção por A. caninum possui aspectos importantes. Em cadelas
susceptíveis a infecções, uma proporção das larvas L3 que atingem os pulmões migra
para os músculos esqueléticos, onde permanece latente até a cadela ficar prenhe. São
então reativadas e ainda como L3 são eliminadas no leite da cadela durante três semanas
após o parto. Esta infecção transmamária é responsável por anemia grave em ninhadas
na segunda ou terceira semana de vida. Estresse, doença grave ou grandes doses
repetidas de corticosteróides podem precipitar migrações de L3 latentes nos músculos
meses ou anos mais tarde, amadurecendo no intestino tanto de cães quanto de cadelas
(URQUHART, 1998).
2.1.1.11) Controle Profilático
Deve-se adotar uma terapia anti-helmíntica e higiene regular. Os cães
desmamados e os adultos devem ser tratados a cada três meses. Além disso, os pisos dos
canis não devem ter frestas, devem ser secos e as camas devem ser descartadas
diariamente (URQUHART, 1998).
Em humanos, devem-se desenvolver atividades de educação em saúde pública,
especialmente no que diz respeito a hábitos de higiene, como lavar as mãos antes das
refeições. Uso de calçados, e tratamento de pessoas doentes e dos animais para evitar a
contaminação do solo (CORRÊA et al., 1998; COURA, 2008).
2.1.2) Toxocaríase
2.1.2.1) Descrição da Doença
A toxocaríase é uma zoonose causada por nematóides intestinais de cães e gatos,
sendo importante para saúde pública de países desenvolvidos como daqueles em
desenvolvimento. A Toxocaríase se caracteriza pela migração do estágio larval de
Toxocara canis ou T. cati pelas vísceras humanas, causando processos patológicos
hipereosinofílicos crônicos, que podem ser acompanhados por leucocitose e lesões
granulomatosas (GUIMARÃES et al., 2005).A infecção humana ocorre pela ingestão
acidental de ovos infectivos, geralmente de Toxocara canis, presente no solo, nos
vegetais ou de outras superfícies contaminadas. As crianças são o grupo mais suscetível,
devido ao contato como a forma infectante do parasito ao brincar no solo contaminado.
As manifestações clínicas da toxocaríase podem variar de uma infecção assintomática
até a mais severa, a larva migrans visceral (LABRUNA, et al., 2006), causada pela
resposta inflamatória à migração das larvas através dos órgãos e dos diferentes tecidos
vitais do corpo, incluindo o sistema nervoso central (CAPUANO e ROCHA, 2006).
2.1.2.2) Agentes Etiológicos
2.1.2.2.1) Classificação
Filo Nemathelminthes Schneider, 1873
Classe Nematoda (Rudolphi, 1808)
Ordem Ascaridida Skrjabin & Shulz, 1940
Superfamília Ascaridoidea ( Railliet & Henry, 1915)
Família Ascarididae (Baird, 1853)
Subfamília Toxocarinae (Hartwich, 1954)
Gênero Toxocara (Stiles, 1905)
Toxocara canis (Werner, 1782)
Toxocara mystax (Zeder, 1800)
Toxocara vitulorum (Goeze, 1782 , Hartwitch, 1975)
2.1.2.3) Identificação
As diferentes espécies de Toxocara são grandes vermes brancos e podem ser
confundidos entre si. A diferenciação de Toxoascaris leonina e T.canis são difíceis, pois
a única característica útil é a presença de um pequeno processo digitiforme na cauda do
T.canis macho (URQUHART, 1998).
Segundo Fortes (2004), o corpo é robusto e esbranquiçado. A expansão cervical
é estreita e proeminente, de aspecto lanceolado, e estende-se até a extremidade posterior
do esôfago. O macho com 20 a 30 papilas pré-cloacais e cinco pós-cloacais; apêndice
digitiforme posterior presente. Os ovos são de casca espessa, finamente corrugada, e
medem de 85 a 90 µm por 75 µm. O comprimento dos machos varia de 4 a 10 cm e o
das fêmeas de 9 a 18 cm.
Características Morfológicas do Toxocara sp.
Figura 7: ovo de Toxora canis
Figura 8: Tocorara canis no
intestino delgado de cão
Fonte:www.workforce.up.edu
Fonte:www.workforce.up.edu
Acesso em 29 de março, 2009.
Acesso em 29 de março, 2009.
2.1.2.4) Epidemiologia e Distribuição
Foram efetuados levantamentos de T. canis em muitos países que demonstraram
ampla variação de taxas de infecção, de 5% a mais de 80%. As prevalências mais altas
foram registradas em cães com menos de seis meses de idade, com as menores
quantidades de vermes nos animais adultos (URQUHART, 1998). Rey (2001), já
afirmava que a larva migrans visceral se tratava de um problema de âmbito mundial.
Essa ampla distribuição, segundo Urquhart (1998), é atribuída a três fatores: as
fêmeas são extremamente fecundas, a resistência dos ovos a extremos climáticos e a um
reservatório constante de infecção nos tecidos somáticos das cadelas.
2.1.2.5) Ciclo Evolutivo
Os ovos de Toxocara canis são eliminados, não segmentados, com as fezes do
cão. No exterior, em condições favoráveis de oxigênio, temperatura e umidade,
evoluem, surgindo à larva infectante (FORTES, 2004). Após ingestão e eclosão no
intestino delgado, as L2 seguem pela circulação sanguínea via fígado para os pulmões,
onde tem lugar à segunda muda, e as L3 retornam via traquéia ao intestino delgado,
onde se dão as duas mudas finais. Esta forma de infecção ocorre regularmente apenas
em cães de até três meses de idade. (URQUHART, 1998).
Em filhotes com mais de três meses de idade ocorre o ciclo evolutivo clássico,
com ciclo pulmonar, mas algumas larvas não chegam à faringe via pulmonar, mas
alcançam as veias pulmonares, e o coração são distribuídas a diferentes órgãos pela
grande circulação (FORTES, 2004), incluindo fígado, pulmões, cérebro, coração,
musculatura esquelética e paredes do trato digestivo. Na cadela prenha ocorre infecção
pré-natal, em que as larvas se movem cerca de três semanas antes do parto e migrando
para os pulmões do feto, onde mudam para L 3. Após o parto, o ciclo no filhote
completa-se, quando as larvas seguem para o intestino, ocorrendo às mudas finais
(URQUHART, 1998). Tornando-se adultos maduros ao final da terceira semana de vida
dos filhotes (FORTES, 2004). Rey em 2001 já afirmava que essa infecção pré-natal é a
forma habitual de propagação do parasitismo entre os cães.
O filhote lactante também pode infectar-se por ingestão de L3 no leite durante as
três primeiras semanas de lactação. Não existe migração do mesmo, após infecção por
esta via (URQUHART, 1998).
Os hospedeiros paratênicos, como roedores ou aves, podem ingerir os ovos
infectantes, e as L2 seguem para seus tecidos, onde permanecem até ser ingeridas por
um cão, quando o desenvolvimento subseqüente se restringe ao trato gastrointestinal.
(ibid.)
2.1.2.6) Transmissão
A infecção por T. canis pode ser adquirida pelo homem através de vários
mecanismos. Todavia, o principal mecanismo é a ingestão de ovos larvados, cães
infectados por T. canis eliminam os ovos do parasito nas fezes que, em condições
apropriadas tornam-se infectantes e podem permanecer viáveis por longo período no
ambiente (CASTRO et al., 2005).
Os cães e gatos podem infectar-se ao ingerirem ovos infectantes ou larvas
presentes em tecidos de hospedeiros paratênicos, pela ingestão de larvas de último
estágio ou adultos imaturos eliminados nas fezes ou vômitos de outros animais
infectados (SANTOS et al., 2007). Sales e Menezes (2008) completaram afirmando que
a infecção poderia se dar através das mães, tanto pela placenta quanto pelo do leite.
2.1.2.7) Sintomas
Nas infecções maciças, a fase pulmonar de migração larval está associada à
pneumonia, que às vezes é acompanhada por edema pulmonar; os vermes adultos
causam enterite mucóide, pode haver oclusão parcial ou completa do intestino
(URQUHART, 1998).
O quadro clínico é observado em crianças, com maior freqüência e varia desde,
uma simples e persistente eosinofilia, nas infecções leves, até quadros graves como
febre, hipereosinofilia, hepatomegalia, manifestações pulmonares ou cardíacas, nefrose
e sinais de lesões cerebrais (REY, 2001).
Em filhotes de cães ocorre proeminência do abdômen, perda de apetite, diarréia,
pneumonia e presença de vermes imaturos em vômito (FORTES, 2004).
Segundo Coura (2008), no homem, a ingestão de ovos embrionados do Toxocara
sp. liberam as larvas L3 que penetram no intestino e através da corrente sanguínea ou
linfática migram para o fígado, pulmões, sistema nervoso central (SNC), globo ocular
ou linfonodos, onde ficam aprisionados, formando um granuloma hiperérgico com
intensa reação inflamatória eosinofílica e secreção de IgE. O quadro clínico depende do
número de larvas infectantes e da resposta do hospedeiro, variando de assintomático a
casos agudos em crianças que apresentam febre, hepatomegalia e eosinofilia.
2.1.2.8) Diagnóstico
2.1.2.8.1) Em humanos
O diagnóstico é fundamentado em dados clínicos, hematológicos, radiológicos e
na biópsia de fígado, que permite ver as larvas e os granulomas eosinofílicos. Porém,
não é recomendada por muitos autores, pelos riscos do procedimento. (REY, 2001).
O exame de fezes é sempre negativo, pois este nematóide não completa sua
evolução no homem. Os métodos imunológicos são bastante sensíveis e específicos,
devendo ser utilizados para se conseguir um diagnóstico correto, como a prova de
imunofluorescência. A técnica de ELISA vem sendo empregada com êxito no
diagnóstico de Toxocaríase, procedimento este que representa a melhor relação
especificidade e sensibilidade. O Diagnóstico diferencial da toxocaríase deve ser feito
com síndromes alérgicas, asma, filariose, leucemia eosinofílica e qualquer outra causa
de hipereosinofilia (COURA, 2008).
2.1.2.8.2) Em animais
O diagnóstico se dá pela constatação e identificação microscópica de ovos em
exame de fezes, pelo método de flutuação. (FORTES, 2004; FOREYT, 2005).
Segundo Urquhart (1998), os ovos são subglobulares, com cascas espessas,
escavadas, o que facilita sua identificação. E não há necessidade de utilizar métodos de
flutuação, pois os ovos são facilmente encontrados em simples esfregaços de fezes aos
quais se adiciona uma gota de água.
Além disso, podem ser usadas várias provas imunobiológicas, tais como
hemaglutinação, precipitação em ágar-gel, imunofluorescência e hipersensibilidade
cutânea. Estas provas são de certa utilidade, mas nenhuma é inteiramente satisfatória,
devido à falta de especificidade e a freqüência de reações cruzadas com outras
helmintíases (FILHO et al., 2007).
2.1.2.9) Larva Migrans Visceral
A toxocaríase ou “larva migrans visceral” (LMV) se caracteriza pela migração
do estágio larval de Toxocara canis ou T. cati pelas vísceras humanas causando
processos patológicos hipereosinofílicos crônicos, que podem ser acompanhados por
leucocitose e lesões granulomatosas (GUIMARÃES et al., 2005).
Embora este termo originalmente fosse aplicado à invasão dos tecidos viscerais
de um animal por parasitas cujos hospedeiros naturais fossem outros animais,
atualmente, em uso generalizado, ele representa este tipo de invasão apenas no homem
e, em particular, pelas larvas do Toxocara canis (URQUHART, 1998).
Segundo Rey (2001), estas larvas estão condenadas a morrer depois de longa
permanência nas vísceras, sem poder chegar ao estágio adulto, essa impossibilidade é a
razão da demora dos parasitos nos tecidos, e, portanto, das gravidades das lesões
produzidas.
Em muitos casos, a invasão larval limita-se ao fígado podendo originar
hepatomegalia e eosinofilia, mas em algumas ocasiões uma larva escapa para a
circulação geral e atinge outro órgão, sendo o olho o mais freqüentemente observado.
Formando um granuloma ao redor da larva na retina. Em casos raros o granuloma
envolve o disco óptico, com perda total de visão, e muitos dos relatos são de diminuição
parcial da visão com endoftalmia ou retinite granulosa. Estima-se que por ano, mais de
700 pessoas apresentam perda parcial da visão (XAVIER, 2009).
Alguns autores acreditam que a forma ocular ocorre quando o número de ovos
ingeridos é reduzido (menos de 100). No caso de infecções maiores, o aumento de
eosinófilos sanguíneos e teciduais, assim como a ação de anticorpos e de elementos do
sistema fagocitário mononuclear reteria as larvas no nível do fígado e dos pulmões
(NEVES, 2005).
Figura 9: Lesão ocular provocada pela larva de Toxocara sp., determinando a
formação de granuloma ao redor do disco óptico.
Fonte: www.policlinicaveterinaria.com.br Acesso em 29 de março de 2009.
2.1.2.10) Importância
Possui grande importância em medicina humana, quando os ovos infectantes são
ingeridos pelo homem. Ocorre migração pela via linfática ou circulação sanguínea. As
L2 limitam comumente sua migração para o fígado, sendo responsável por granuloma
eosinófilico. Entretanto, ocasionalmente podem atingir o globo ocular, provocando
deslocamento de retina. Estas larvas não estão em seu hospedeiro adequado e por isso
não conseguem terminar seu ciclo evolutivo são denominadas de larva migrans visceral
(LMV) (FORTES, 2004).
2.1.2.11) Controle Profilático
Tratamento anti-helmíntico de cães e gatos e deve ser realizado periodicamente
para reduzir consideravelmente as fontes de parasitismo e a contaminação do solo com
ovos de Toxocara (REY, 2001).
Fêmeas prenhes devem ser tratadas com anti-helmítico para evitar infecção dos
filhotes e, também, logo após o parto. Para prevenir reinfecção os cães, devem ser
medicados antes de completarem três semanas de vida, com a finalidade de evitar que as
formas adultas do Toxocara realizem ovopostura. Além disso, a higiene e limpeza dos
canis, pisos, pátios, pistas de treinamento, etc. são as medidas mais importantes para o
controle da toxocaríase dos cães (FORTES, 2004).
Para Rey (2001), a redução da população de cães e gatos errantes também se
fazia importante, visto que estes são os que apresentam maiores taxas de prevalência e
mais altas cargas parasitárias.
2.1.3) Tricuríase
2.1.3.1)) Descrição da Doença
Trichuris sp. são parasitas muito raros em gatos, porém encontrados comumente
em cães, tanto em filhotes quanto em adultos, sendo o T.vulpis o mais frequente. Este
verme habita o intestino grosso, especialmente o ceco dos hospedeiros definitivos e
causa anemia, diarréia e desidratação, podendo levar a morte de filhotes em casos
severos (VASCONCELLOS et al., 2005).
Tricuríase ou tricocefalíase é a infecção causada por T. trichura que infecta o
homem através da ingestão de ovos embrionados do parasito veiculados por água
alimentos contaminados (verduras) e pela própria poeira do solo (COURA, 2008).
2.1.3.2) Agente Etiológico
2.1.3.2.1)Classificação
Filo Nemathelminthes (Schneider, 1873)
Classe Nematoda (Rudolphi, 1808)
Subclasse Adenophorea (Chitwood, 1958)
Ordem Enoplida ( Schuurmans, Stekhoven & Deconing, 1933)
Superfamília Trichinelloidea (Railliet, 1916)
Família Trichuridae (Ransom, 1911)
Subfamília Trichurinae (Ransom, 1911)
Gênero Trichuris (Roederer, 1761)
Trichuris vulpis (Froelich, 1789) em cães.
T. trichiura (Linnaeus, 1771) em humanos
2.1.3.3) Identificação
Os adultos têm 4 a 6cm de comprimento, com extremidade posterior espessa
afilando-se rapidamente numa longa extremidade anterior filamentosa, que fica
caracteristicamente encravada na mucosa. Por causa do seu aspecto são chamados
“vermes chicotes” (URQUHART, 1998).
O ovo tem forma de limão, lateralmente convexo, biperculado, de casca espessa
e de intensa cor castanha, medindo 80X70 µm. (FOREYT, 2005; FORTES, 2004).
A fêmea do T. trichiuria produz em média de 5 a 10 mil ovos por dia, os quais
medem entre 50-55X22-23µm (COURA 2008).
Características Morfológicas de Tricuris vulpis
Figura 10 : Ovo de Trichuris vulpis
Figura 11 : Trichuris vulpis adulto no
ceco de cão.
Fonte: www.commons.wikmimedia.org
Fonte: www.cal.vet.uppen.edu
Acesso em 29 de março de 2009
2.1.3.4) Epidemiologia e Distribuição
É de distribuição mundial (URQUHART, 1998), sendo o parasito do gênero
Trichuris encontrado, principalmente, nos trópicos e subtrópicos, onde a falta de
medidas sanitárias e o clima quente e úmido criam as condições necessárias para que os
ovos encubem na terra (FERREIRA et al., 2006).
Os geohelmintos, Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura e aqueles cujo
aparelho bucal contém dentes como Ancylostoma são os mais prevalentes e difundidos.
No Brasil, é estimado que 2.9 a 4.3 milhões de pessoas sofram de infecções múltiplas
causadas por geohelmintos (BLAUZIUS et al., 2005). Além disso, o Trichuris vulpis
parasito de cães já foi registrado com sendo causador aparente de infecção entérica no
homem (COURA, 2008).
2.1.3.5) Ciclo Evolutivo
O estágio infectante é a L1, no ovo, que se desenvolve em um ou dois meses,
após sua eliminação nas fezes, dependendo da temperatura. Em condições ideais podem
sobreviver por vários anos. Após ingestão os opérculos são digeridos e as L1 livres
penetram nas glândulas da mucosa cecal. As quatro mudas ocorrem nessas glândulas, os
adultos emergindo e ficando na superfície mucosa com a extremidade anterior
encravada na mucosa. O período pré-patente varia de seis a doze semanas, dependendo
da espécie (URQUHART, 1998).
Figura 12: Ciclo Evolutivo Trichuris trichiura
Fonte: WWW.randolphanimal.com Acesso em 29 de março de 2009
2.1.3.6) Transmissão
A infecção é transmitida pela ingestão dos ovos embrionados do parasito,
veiculados por água, alimentos contaminados e pela própria poeira do solo (COURA,
2008).
Esta infecção também pode ser transmitida de hospedeiro para hospedeiro
obrigatoriamente passando pelo solo. Os ovos transmitidos através das fezes tornam-se
embrionados somente no solo em condições que incluem temperatura em torno de 22ºC,
umidade e oxigenação adequada (COURA, 2008).
2.1.3.7) Sintomatologia
As infecções, em sua maioria, são leves e assintomáticas. Quando em grandes
quantidades, causam inflamação diftérica da mucosa cecal. (URQUHART, 1998).
Sendo responsáveis por infecções bacterianas ao facilitarem a passagem de bactérias do
intestino. A anemia é conseqüência da secreção de substâncias hemolíticas. (FORTES,
2004).
2.1.3.8) Tricuríase Humana
A tricuríase humana é uma verminose causada pelo nematódeo Trichuris
trichiura (COURA, 2008) são parasitas de intestino grosso, e em infecções leves ou
moderadas, estes vermes habitam principalmente, o ceco e cólon ascendente do
hospedeiro (NEVES, 2005).
Esta infecção tem distribuição geográfica cosmopolita. A prevalência oscila
entre 30 e 80% da população geral, incidindo principalmente em crianças (REY, 2001).
Segundo Coura (2008), no Brasil, estima-se que aproximadamente 30% da população
esteja infectada, principalmente, crianças as quais infecção tem maior prevalência,
maior carga parasitária e gravidade.
Contudo, a transmissão pode ocorrer também pela ingestão de água ou
alimentos contaminados com ovos do parasito. (FERREIRA et al., 2006)
O quadro clínico na maioria dos pacientes adultos ou crianças maiores é
assintomático, porém crianças menores de cinco anos podem apresentar formas graves
com necrose de coagulação do tecido que circunda o verme e através da ação de
substâncias líticas a mucos pode ficar friável, amolecida, propiciando o prolapso retal e
sangramentos. Nas infecções com pequeno número de vermes pode haver perda de
apetite, emagrecimento, tenesmo e dor abdominal baixa. (COURA, 2008).
Figura 13: Criança com prolapso retal por Trichuris trichiuria.
Fonte: original do Prof. Carlos Sckettino, in Camilo-Coura et al. 2005.
2.1.3.9) Diagnóstico
Como os sinais clínicos não são patognomônicos, o diagnóstico pode depender
do achado da quantidade de ovos de Trichuris nas fezes (URQUHART, 1998). Através
da pesquisa de ovos pelo Método de Flutuação ou comprovação de indivíduos por
ocasião da necropsia. (FOREYT, 2005; FORTES, 2004).
2.1.3.10) Importância
O aspecto mais importante é a longevidade dos ovos, que depois de três ou
quatro anos ainda podem sobreviver como reservatórios de infecção em pocilgas e canis
(URQUHART, 1998). O ovo infectante é muito resistente e assim, os cães vivendo em
ambientes contaminados tendem a se tornar reinfectados, após o tratamento (TRILLOALTAMIRO et al., 2003).
2.1.3.11) Controle Profilático
O controle está relacionado à implatação de medidas higiênico- sanitárias. Como
, defecar em locais próprios (banheiro), lavar as mãos após a utilização dos mesmos, e
após as refeições é fundamental. Os alimentos devem ser lavados com água filtrada ou
fervida, ficando protegidos de poeira, moscas, baratas e outros contaminantes (NEVES,
2005).
A área onde os animais ficam devem ser totalmente limpa e desinfetada ou
esterilizada por calor úmido ou seco (URQUHART, 1998).
2.1.4) Giardíase
2.1.4.1) Descrição da Doença
É uma infecção causada pelo protozoário flagelado Giardia lamblia, também
denominado G. intestinalis ou duodenalis (COURA, 2008).
Fortes (2004), afirmou que existem várias espécies de Giárdia, como a G.
lamblia do homem; G. canis do cão e G. duodenalis do coelho registradas em nosso
país, além das espécies G. bovis, dos bovinos, G. cati, dos gatos, G.caprae de caprinos e
G. equi dos eqüinos.
Dentre os protozoários freqüentemente encontrados parasitando animais
domésticos, Giardia sp. têm aumentado o interesse pelos pesquisadores, por causar
doença intestinal nesses animais e pelo possível potencial zoonótico. Entre os
mamíferos, os cães são comumente parasitados e sua prevalência em diferentes regiões
do mundo é variável, dependendo, em sua maior parte da localização geográfica, do
método de detecção utilizado e da população estudada (MUNDIM et al., 2003).
2.1.4.2) Agente Etiológico
2.1.4.2.1) Classificação
Reino Protista
Sub-reino Protozoa
Filo Sarcomastigophora (Honiberg & Balamuth, 1963)
Subfilo Mastigophora (Diesing, 1866)
Classe Zoomastigophorea (Calkins, 1909)
Ordem Diplomonadida (Wenyon, 1926 emend. Brugerolle, 1975)
Subordem Diplomonadina (Wenyon, 1926 emend. Brugerolle, 1975)
Família Hexamatidae,( Kent, 1980)
Subfamília Giardiinae
Gênero Giardia
Espécie: Giardia canis ou G. lamblia ou G. intestinalis
2.1.4.3) Identificação
Este microorganismo é bilateralmente simétrico como Hexamita e também
possui oito flagelos, seis dos quais emergem como flagelos livres em intervalos em
volta do corpo. É singular, pelo fato de possuir um grande disco adesivo na superfície
ventral achatada do corpo, o que facilita a fixação às células epiteliais da mucosa
intestinal
(URQUHART, 1998).
Morfologicamente, o protozoário, apresenta duas formas distintas: o cisto que é
a forma infectante e o trofozoíto (MUNDIM et al., 2003). Segundo NEVES (2005), o
trofozoíto tem forma de pêra, com simetria bilateral e mede 20 µm de comprimento por
10 µm de largura. Já o cisto, é oval ou elipsóide, medindo cerca de 12 µm de
comprimento por 8 µm de largura.
Giardia lamblia
Figura 14 : A) cisto tetranucleado; B) trozoíto (face vental); C) trofozoíto (face
lateral)
Fonte: Coura , Síntese das Doenças Infecciosas e Parasitárias.
2.1.4.4) Epidemiologia e Distribuição
A giardíase é uma doença cosmopolita, sendo principalmente encontradas em
zonas tropicais e temperadas (MUDIM et al., 2003).
Giardia lamblia é um protozoário que acomete mais comumente animais jovens
e que convivem em grupos. Apesar da alta prevalência, nem todos os animais
apresentam a forma clínica da doença (BECK et al., 2005).
Silva et al. (2008) em seu estudo constatou que a prevalência de protozoários em
cães jovens foi de 89,1%, sendo que nestes animais o gênero Giardia sp. foi encontrado
em 38,6% amostras fecais.
Em humanos, acomete igualmente ambos os sexos e com maior prevalência em
crianças menores de 10 anos de idade (COURA, 2008).
A prevalência e a incidência da infecção variam de acordo com o clima, com as
condições de saneamento e suprimento de água, com aglomerações das populações,
com a educação, hábitos de vida e com as condições socioeconômicas das comunidades
(ibid.)
2.1.4.5) Ciclo Evolutivo
1) Os cistos são resistentes e podem sobreviver por vários meses na água fria. A
Infecção ocorre pela ingestão de cistos em águas e alimentos contaminados, ou por
transmissão feco-oral (mãos ou fômites. 2) No intestino delgado cada cisto produz dois
trofozoítas.
3)
Trofozoítas
multiplicam-se
por
divisão
binária
longitudinal,
permanecendo no lúmen intestinal, onde ficam livres ou se fixam à mucosa através de
seu disco suctório. 4) “Encistação” ocorre assim que o parasita transita em direção ao
cólon. O cisto é o estágio mais comumente encontrado em fezes não diarréicas. 5) Os
cistos infectivos permitem transmissão de pessoa a pessoa. Pelos animais serem
infectados por Giardia, a importância destes como reservatório ainda não está
elucidada.
(CDC,
2001-Versão
http://www.dpd.cdc.gov/dpdx/HTML/Giardiasis.htm)
online:
CICLO BIOLÓGICO
Figura 15: Formas evolutivas e transmissão de Giardia sp.
Adaptado de: www.dpdc.cdc.gov/dpdx Acesso em 29 de março de 2009.
2.1.4.5) Transmissão
Segundo Fortes (2004), vetores não são importantes na transmissão da infecção.
A transmissão do protozoário ocorre através da ingestão de alimentos ou água contendo
cistos. Porém, a transmissão direta também é possível, especialmente em áreas em que
os animais se encontram aglomerados, como em canis e gatis (BECK et al.,2005).
Segundo Neves (2005); (Coura, 2008), são consideradas fontes de infecção os
manipuladores de alimentos, pessoas que lidam com crianças em creches e orfanatos ou
em asilos de idosos, pelo contato direto. Além disso, moscas e baratas podem funcionar
como veículos da infecção transportando passivamente o parasito de um alimento
contaminado para outro. A transmissão também é possível, através de contatos
homossexuais e por contato com animais domésticos infectados com Giardia de
morfologia semelhante à humana.
2.1.4.6) Sintomatologia
Segundo Capuano e Rocha (2006), mesmo os cães podendo estar parasitados por
cepas de Giardia potencialmente infectantes para o homem, a giardíase nos cães
geralmente é assintomática, o que dificulta o estabelecimento do diagnóstico desta
parasitose nos animais, que passam a ser uma importante fonte de eliminação de cistos
no meio ambiente, podendo contaminar o homem e outros animais.
Nos sintomáticos, os aspectos específicos da giardíase, quando ocorrem, incluem
aqueles atribuídos à má digestão dos nutrientes: fezes pálidas e fétidas, esteatorréia,
diarréia crônica, perda de peso ou pequeno ganho de peso, apesar do apetite apresentarse normal. Estes sinais podem ser constantes ou intermitentes, podendo desaparecer
durante a administração de antidiarréicos, retornando, porém, após sua retirada.
Diarréias hemorrágicas, febre e vômitos são improváveis de serem unicamente devidas
à giardíase (LEIB e ZAJAC, 1999).
Em humanos, o quadro clínico da Giardíase varia muito, desde formas
assintomáticas, até pacientes sintomáticos que podem apresentar um quadro de diarréia
aguda e autolimitante, ou um quadro de diarréia persistente, com evidência de máabsorção e perda de peso. Segundo Coura (2008), a esteatorréia crônica pode levar à
desnutrição, principalmente em crianças, pela deficiência e perda das vitaminas
lipossolúveis, vitamina B12 e ácido fólico, ácidos graxos e proteínas.
Os sinais clínicos não são patognomônicos e os testes laboratoriais:
hematológico, bioquímica do sangue, radiologia e ultrassonografia apesar de não serem
específicos, podem auxiliar no diagnóstico (BARR et al.,1992; BARTMANN et al.,
2004).
2.1.4.7) Diagnóstico
Para o diagnóstico laboratorial, a identificação de cistos e trofozoítos da Giardia
em amostras fecais é o método mais simples e barato para diagnóstico da infecção
(BARR et al.,1992).
As técnicas de enriquecimento, por centrífugo flutuação dos cistos em solução
saturada de sulfato de zinco, são as mais adequadas para encontrar estas formas do
parasito (REY, 2001).
Os parasitos podem ser vistos também no conteúdo duodenal aspirado por meio
de sonda, onde se encontram as formas vegetativas (REY, 2001).
Com objetivo de simplificar e aumentar a sensibilidade do diagnóstico da
infecção por Giardia sp., vários métodos imunológicos tem sido propostos. Isto foi
possível através do desenvolvimento de culturas axênicas (culturas puras) de Giardia
sp., que possibilitado a obtenção de antígenos puros. Os métodos imunológicos mais
empregados são a imunofluorescência indireta e o método de ELISA. A detecção de
anticorpos anti- Giardia no soro tem apresentado problemas relacionados com a
ocorrência de falso-positivos e baixa sensibilidade e especificidade. Nessas reações os
anticorpos IgG permanecem elevados por um longo período, o que impede a distinção
entre infecções passadas e recentes. Por isso, o diagnóstico sorológico pode auxiliar nos
levantamentos epidemiológicos, contudo não demonstra sensibilidade e especificidade
adequadas para o diagnóstico individual. A detecção de antígenos nas fezes (coproantígeno) empregando a técnica de ELISA tem demonstrado resultados satisfatórios,
apresentando sensibilidade de 85% a 95% e especificidade de 90% a 100% (NEVES,
2005).
Técnicas baseadas no reconhecimento do DNA de Giardia, como, por exemplo,
PCR ( polimerase chain reaction), estão sendo padronizadas para a detecção deste
parasita nas fezes. São técnicas muito específicas e foram inicialmente desenvolvidas
para detecção de cistos em amostras de água (ibid.)
O método imunoenzimático (ELISA) também é utilizado, é muito simples de ser
realizado. A conveniência é dada pela rapidez e objetividade dada sua simplicidade, podendo
ser diagnosticadas várias amostras em um curto espaço de tempo. Sendo uma segunda opção
uma vez que o método de flutuação, primeira opção, é mais econômico. (VIDAL e CAPATANI,
2005).
Snap de Giárdia é um teste rápido que se baseia na detecção de antígenos
específicos produzidos pela multiplicação intestinal da Giárdia, ou seja, não depende da
presença de cistos ou trofozoítas na amostra e, esta, pode ser fresca, refrigerada ou até
mesmo congelada onde, neste último caso pode ser utilizada após seis meses da sua
obtenção (SALLES e MENEZES, 2008).
2.1.4.8) Importância
A Giardíase possui grande importância epidemiológica pelo seu elevado
potencial zoonótico (BECK et al.,2005).
Estudos têm demonstrado que algumas cepas provenientes do homem e animais têm
propriedades antigênicas, genéticas e bioquímicas similares, enquanto outras não apresentam
estas propriedades (LEIB e ZAJAC, 1999; BECK, et al.,2005). Deste modo, medidas preventivas
devem ser adotadas pelo homem quando em contato com fezes ou animais infectados.
Bartmann et al. (2004), afirmavam que, ela pode ser classificada como zoonose pelo fato da
espécie possuir uma baixa especificidade de hospedeiro. Porém, Monis e Thompson (2003),
defendiam que a evidência da giardíase ser uma zoonose ainda era limitada. Apesar de não
haver dúvidas quanto ao potencial zoonótico do único genótipo isolado em humanos e em
animais, a prevalência desse grupo não é conhecida.
2.1.4.9) Controle Profilático
Implantação de medidas higiênicas recomendadas para controlar a propagação
de agentes infecciosos e parasitários disseminados com as fezes e mãos sujas (REY,
2001).
Desta forma, são recomendadas medidas de higiene pessoal, destino correto das
fezes (fossas, redes de esgoto), proteção dos alimentos e tratamento da água (NEVES,
2005).
É importante proceder à desinfecção das fezes dos cães positivos para prevenir a
disseminação dos cistos de Giardia, e realizar o tratamento dos cães parasitados
(FORTES, 2004).
3) MATERIAL E MÉTODOS
No presente estudo, foram analisadas amostras aleatórias enviadas ao PCACentro de Diagnóstico Veterinário (Rua Sete de setembro, 254, Icaraí- Niterói- RJ), de
fezes caninas de diferentes idades, raças e sexo, oriundas dos Municípios de Niterói e
São Gonçalo. O período compreendido pela pesquisa foi entre os meses de março e abril
de 2009. Foram utilizadas 32 amostras de Niterói e 38 amostras de São Gonçalo,
perfazendo um total de 70 amostras submetidas a exames parasitológicos, realizadas no
laboratório de doenças parasitárias da Universidade Plínio Leite e no PCA- Centro de
Diagnóstico Veterinário.
As amostras foram depositadas em “potes” coletores universais (MIF ou a
fresco) e identificadas individualmente. Inicialmente, as amostras foram submetidas ao
Giardia Antigen Test Kit®, no PCA - Centro de Diagnóstico Veterinário, para a
detecção do antígeno da Giárdia nas fezes caninas. Da mesma forma, as 70 amostras
foram acondicionadas em caixas de isopor contendo gelo reciclável, para serem
transportadas ao Laboratório de Doenças Parasitárias e Parasitologia do departamento
de Medicina Veterinária do Centro Universitário Plínio Leite- Campus Itaboraí-RJ.
Sendo mantidas sob refrigeração até a realização do exame.
As amostras foram analisadas no período de no máximo 24 horas após coleta.
Essas análises eram feitas individualmente pelas técnicas de Willis e Mollay (1921),
centrífugo-flutuação em sulfato de zinco. A cada grupo de 10 amostras, retirou-se
aleatoriamente uma amostra para a realização da técnica Hoffman, Pons e Janes (1934),
totalizando sete amostras analisadas por esta técnica e o Método Imunoenzimático
(ELISA) para diagnóstico de Giardia sp
Todas as amostras examinadas foram observadas ao microscópio óptico com
objetivas de 10x, com confirmação na objetiva de 40x. Por se tratarem de métodos
qualitativos, os resultados foram expressos em positivo ou negativo. Sendo considerado
positivo o resultado, quando visualizado pelo menos um ovo de nematoda ou oocisto de
coccídeo. Os gêneros de nematodas foram identificados de acordo com os caracteres
morfológicos de seus ovos.
3.1-Técnica de Willis e Molay (1921) (NEVES, 2005)
3.1.1- Colocar 10g de fezes em um frasco Borrel (pode ser usado o próprio frasco no
qual as fezes foram enviadas).
3.1.2- Diluir as mesmas em solução saturada de açúcar ou sal (NaCl).
3.1.3- Completar o volume até a borda do frasco.
3.1.4- Colocar na boca do frasco uma lâmina, que deve estar em contato com o líquido.
3.1.5- Deixar em repouso por cinco minutos.
3.1.6- Findo esse tempo, retirar rapidamente a lâmina, voltando a parte molhada para
cima
3.1.7- Levar ao microscópio e examinar com objetiva de 10x e/ou de lamínula é
facultativo.
Figura 16: Materiais utilizados na Técnica de Willis.
Fonte: Autoria própria, 2009.
3.2- Método de centrifugo-flutução no sulfato de zinco (REY, 2001)
É uma das técnicas mais utilizadas para pesquisa de cistos nas fezes.
Preparar solução de sulfato de zinco a 33% e densidade 1,180. Proceder como segue:
3.2.1- Desmanchar a amostra fecal em água, na proporção de 1 para 10 partes,
aproximadamente, utilizando-se água filtrada para evitar contaminação co
protozoários de vida livre.
3.2.2- Filtrar, através de gaze dobrada em quatro, para um tubo de centrifuga a 2.500
rotações por minuto, durante um minuto.
3.2.3- Decantar o sobrenadante, ressuspender o sedimento em água e centrifugar
novamente. Repetir esta operação até que o sobrenadante fique relativamente claro. Em
geral, bastam três lavagens.
3.2.4- Decantar a água da última lavagem e ressuspender o sedimento na solução de
sulfato de zinco. Centrifugar. Nesta operação, dada à densidade do meio, os cistos de
protozoários e algumas espécies de ovos de helmintos passam a flutuar e algumas
espécies de ovos de helmintos passam a flutuar e concentram-se numa película fina,
situada na superfície do líquido sobrenadante.
3.2.5- Com uma alça de platina, tocar levemente a superfície do líquido para que a
película, aderindo à alça, possa ser removida e transportada para uma lâmina de
microscopia. Repetir este procedimento umas quatro ou cinco vezes.
3.2.6- Adicionar à preparação uma gota de lugol a fim de tornar os cistos suas
estruturas internas mais visíveis, cobrir com uma lamínula e examinar ao
microscópio
(aumento médio ou grande, a seco).
Figura 17: Método de Faust.
Fonte: Autoria própria, 2009.
Figura 18: Centrífuga para realização da Técnica Faust.
Fonte: Autoria própria, 2009.
3.3- Método de sedimentação espontânea, (REY, 2001).
Também conhecido como método de Lutz, ou método de Hoffman, Pons & Janer,
autores que descreveram e divulgaram a técnica.
3.3.1- Tomar 2 a 4 gramas de fezes, colocá-los em um frasco de Borrel e desmanchálos em água, com um bastão de vidro ou plástico.
3.3.2- Coar a emulsão através de gaze ou uma tela (de plástico ou de metal,
absolutamente limpa) para dentro de um cálice cônico.
3.3.3- Completar o volume do cálice juntando mais água e misturando bem seu
conteúdo.
3.3.4- Deixar sedimentar por meia hora ou mais; derramar o líquido sobrenadante e
substituí-lo por água limpa, ressuspendendo o sedimento.
3.3.5- Repetir a operação duas a três vezes, até que o sobrenadante fique relativamente
claro.
3.3.6- Com uma pipeta Pasteur, retira pequena amostra de sedimento do vértice do
cálice, colocá-la sobre uma lâmina de microscopia e cobrir com lamínula. Não é
necessário corar os ovos, mas se houver interesse em reconhecer também oocistos de
protozoários, juntar um pouco de lugol.
Figura 19: Materiais utilizados na técnica de Hoffmam.
Fonte: Autoria própria, 2009.
3.4- Teste Elisa1
3.4.1- O tubo que recobre o bastonete deve ser removido do dispositivo de
conjugado/bastonete. Deve-se envolver toda a superfície da ponta do bastonete
com uma camada fina de material fecal, então reposiciona-se o frasco sobre o
bastonete.
3.4.2- O apêndice da válvula plástica é quebrado dentro do bulbo do reagente ao
entornar o conjunto e então dobra-se novamente na direção oposta. Ao segurar o
dispositivo com a ponta do bastonete virada para baixo, deve-se pressionar e
soltar o bulbo por três vezes para transferir a solução de conjugado no bulbo
através da ponta do bastonete.
3.4.3- Coloca-se o dispositivo do SNAP em uma superfície plana. Ao usar o bastonete
como pipeta, aplica-se cinco gotas da solução da amostra na cavidade do
dispositivo SNAP. Após o preenchimento da amostra no círculo de ativação,
deve-se pressionar o ativador com firmeza próximo ao corpo do dispositivo.
3.4.4- Espera-se oito minutos, para então ler os resultados.
Figura 20: Snap -IDEXX
Fonte: Autoria própria, 2009.
1-
IDEXX - Laboratories
Figura 21: Remoção do tubo que recobre o bastonete.
Fonte: autoria própria, 2009.
Figura 22: Envolver toda superfície da ponta do bastonete com uma camada fina de
material fecal.
Fonte: autoria própria, 2009.
Figura 23: O apêndice da válvula plástica é quebrado dentro do bulbo.
Fonte: autoria própria, 2009.
Figura 24: Transferência da solução de conjugado no bulbo através da ponta do
bastonete.
Fonte: Autoria própria, 2009.
Teste ELISA
negativo
Figura 25: Resultado, após 8 (oito) minutos.
Fonte: Autoria própria, 2009.
Teste ELISA
positivo
4-RESULTADOS
4.1-Resultados pelo número total de animais examinados
Das 70 amostras de fezes examinadas, 40 (57,1%) apresentaram resultado
positivo, para diferentes endoparasitoses, sendo 30 (42,9%) o número de amostras
consideradas negativas, como demonstrado no gráfico abaixo:
Gráfico1-Amostras de fezes de cães avaliadas para a
presença de ovos de endoparasitas n=70
0 0
42,90%
Amostras Positivas n=40
57,10%
Amostras Negativas n=30
As amostras foram positivas para ovos de helmintos do gênero Ancylostoma
sp.,Toxocara sp., Trichuris sp.,para o protozoário Giardia sp., Isospora sp.e oocistos de
Eimeria. Como demonstra as figuras a baixo:
Figura 26: Oocisto de Eimeria sp
Figura 27: Oocisto de
Isospora sp.
Fonte:www.ufrgs.br
Figura 28: Ovo de Toxocara sp.
Fonte:www.ufrgs.br
Figura 29: Ovos de
Ancylostoma sp.
Fonte: Autoria própria, 2009.
própria, 2009.
Figura 30: Ovo de Trichuris vulpis
Fonte: www.commons.wikmimedia.org Acesso, 29 de março de 2009.
Fonte: Autoria
O quadro a seguir, demonstra o percentual de ocorrência dessas endoparasitoses.
Quadro 1: Percentual da ocorrência de parasitos gastrointestinais nas amostras de fezes
de
cães dos Municípios de Niterói e São Gonçalo.
Amostras Positivas
% Positivas
Ancylostoma sp.
27 (40/70)
67,5
Toxocara sp.
12 (40/70)
30
Trichuris sp.
2 (40/70)
5
Giardia sp.
17 (40/70)
42,5
Oocistos de Eimeria sp.
2 (40/70)
5
Isospora sp.
1 (40/70)
2.5
Parasitas Intestinais
4.2- Resultados por procedência
Sendo 32 amostras provenientes do Município de Niterói, destas 13 (40,6%)
apresentaram resultado positivo para uma ou mais endoparasittoses, sendo 19 (59,4%)
consideradas negativas. Enquanto que, 38 amostras eram provenientes do Município de
São Gonçalo, nas quais 27 (71,1%) eram positivas e 11 (28,9%) eram negativas.
Resultados, demonstrados nos gráficos seguintes:
Gráfico 2- Frequência de ovos e oocistos de parasitos encontrados nas amostras
fecais de cães provenientes do Município de Niterói.
50,00% 46,20%
45,00%
40,00%
35,00%
30,00%
25,00%
20,00%
15,00%
10,00%
5,00%
0,00%
46,20%
23,10%
15,40%
7,70%
Gráfico 3- Frequência de ovos e oocistos de parasitos encontrados nas amostras
fecais de cães provenientes do Município de São Gonçalo.
90,00%
77,80%
80,00%
70,00%
60,00%
50,00%
37,04%
40,00%
33,30%
30,00%
20,00%
7,40%
10,00%
0,00%
Ancylostoma Toxocara sp. Trichuris sp. Giardia sp.
sp.
O quadro a seguir descreve a incidência de infecção pelos gêneros de helmintos
e protozoários encontrados nas amostras de fezes de cães de cada Município.
Quadro 2: Ocorrência (%) de endoparasitos gastrointestinais em cães nos Municípios de
Niterói e São Gonçalo.
Parasitas Intestinais
% amostras parasitadas de % amostras parasitadas de
Niterói
São Gonçalo
Ancylostoma sp.
46,2
77,8
Toxocara sp.
23,1
33,3
Trichuris sp.
0
7,4
Giardia sp.
46,2
37,04
Oocistos de Eimeria sp.
15,4
0
Cystoisospora sp.
7,7
0
Total
40,6
71,1
4.3- Resultados das infecções mistas
Endoparasitoses múltiplas ocorreram em 40% (16/40) das amostras pesquisadas,
sendo a combinação Ancylostoma sp./ Toxocara sp. a mais freqüente (12,5%), seguida
de Ancylostoma sp./ Giardia sp.(7,5%). Infecções múltiplas em menor porcentagem
também foram detectadas. (Quadro 3).
Quadro 3: Ocorrência (%) de endoparasitoses mistas.
Parasitas Intestinais
N° positivos
% positivos
Ancylsotoma sp./Toxocara sp.
5
31,3
Ancylostoma sp./ Giardia sp.
3
18,8
sp./ 2
12,5
2
12,5
Toxocara sp./ Giardia sp.
2
12,5
Toxocara sp./ Oocisto Eimeria sp.
1
6,3
Isospora sp./ Giardia sp./ Oocisto 1
6,3
Ancylostoma
sp/
Giardia
Toxocara sp.
Ancylostoma sp./
Toxocara sp./Trichuris sp.
Eimeria sp.
Total
16
40
Nº=número de amostras fecais positivas.
4.4- Resultados por domicílio
Foram descritas as amostras fecais de animais que vivem em apartamento e os
que vivem em casa, correspondendo a 29 e 41 animais, respectivamente. Das 29
amostras provenientes de apartamento, 6 (20,7) apresentaram resultado positivo, 23
(79,3) foram consideradas negativas. Das 6 amostras positivas analisadas, todas (100%)
apresentavam presença de Ancylostoma sp. ,2/6 foram positivas para o gênero Toxocara
sp.,1/6 era parasitada por Giardia sp.
Enquanto que, das 41 amostras de cães que residem em casa 34 (82,9%) foram
positivas e 7 (17,1%) foram consideradas negativas. Destas, 22 foram positivas para
Ancylostoma sp., 10 para o gênero Toxocara sp., 2 eram parasitadas por Trichuris sp.,
14 para Giardia sp. e apenas uma amostra por Isospora sp. (Quadro 4).
Quadro 4: Prevalência (%) de infecção por endoparasitas em cães domiciliados em
apartamentos e casas, nos Municípios de Niterói e São Gonçalo.
Nº
Ancylostom
Toxocar
Trichuris Giardia Isospora
Oocisto de
a
a sp.
sp.
Eimeria
sp.
sp.
sp.
sp.
Apartamento 20,7
100 (6/6)
33,3
0 (0/6)
16,6
(29/70)
(6/29)
Casa (41/70)
82,9
64,7
2,9
5,9
41,2
(34/41
(22/34)
(1/34)
(2/34)
(14/34)
0 (0/6)
0 (0/6)
2,9 (1/34)
5,9(2/34)
(1/6)
(2/6)
)
Nº: porcentagem total de amostras positivas
Das 32 amostras provenientes do Município de Niterói, 22 viviam em
apartamentos e 10 em casas. Enquanto que, das 38 amostras de São Gonçalo, apenas 7
delas eram provenientes de cães que moram em apartamentos e 31 amostras de animais
que vivem em casas.(Gráfico 4).
Gráfico 4: Número de amostras analisadas em função do tipo de domicílio e o
Município que reside.
35
31
30
25
22
20
15
Apartamento
Casa
10
10
7
5
0
Niterói
São Gonçalo
4.5- Resultados de acordo com as técnicas utilizadas
As amostras foram analisadas por diferentes técnicas coproparasitológicas. As
técnicas de Willis, Faust e Teste ELISA, foram realizadas nas 70 amostras de fezes
caninas, enquanto que, o Método de Hoffman, foi feito uma amostra para um grupo de
10 amostras fecais, totalizando 7 amostras analisadas por este método. Sendo os
resultados, descritos no quadro 5.
Quadro 5: nº de amostras positivas por diferentes técnicas parasitológicas.
Parasitoses
Técnica de Willis
Método de Hoffman Técnica de Faust
Ancylostoma sp.
25
2
12
Toxocara sp.
11
0
0
Giardia sp.
0
0
0
Trichuris vulpis
5
0
0
Oocistos de Eimeria 1
0
2
0
1
Intestinais
sp.
Isospora sp.
0
A Técnica de ELISA foi realizada nas 70 amostras de fezes caninas, com o
objetivo de detectar infecção por Giardia sp. Destas 17 eram positivas, enquanto que,
53 foram consideradas negativas. Como ilustrado no gráfico a seguir:
Gráfico5-Ocorrência de infecção por Giardia sp.
pela Técnica de ELISA
00
24,30%
Amostras Positivas
Amostras Negativas
75,70%
4.6- Resultados da infecção por Giardia sp. de acordo com a faixa etária
A infecção por Giardia sp. pode ser avaliada em função da faixa etária das
amostras de fezes de cães positivas. Onde se obteve maior positividade os cães com
idade inferior a 1 ano. (Quadro 6).
Quadro 6: Parasitismo por Giardia sp. em função da faixa etária.
Faixa Etária
% Positivos
% Negativos
Filhotes (< 1 ano)
82,4 (14/17)
17,6 (3/17)
Adultos ((≥1 ano)
17,6 (3/17)
82,4(3/17)
Total
42,5
42,5
4.7- Resultado das Endoparasitoses por faixa etária
As amostras também foram analisadas segundo a faixa etária, onde foi possível
observar, como mostra no Gráfico 9, a maior incidência na faixa etária ≤ 1 (com 66,6%
de amostras positivas e 33,3% de amostras negativas), que corresponde a amostras de
fezes de cães a partir de 45 dias de vida até 1 ano de idade. Seguido das amostras de
animais acima de 1 ano até os três anos (50% de amostras positivas e 50% de amostras
negativas), e das amostras de cães acima de 3 anos (33% de amostras positivas e 66,6%
de amostras consideradas negativas).
Gráfico 6: Prevalência (%) de infecções por parasitose intestinais, segundo a faixa
etária, dos cães dos Municípios de Niterói e São Gonçalo.
100,00%
90,00%
33,30%
80,00%
50%
70,00%
66,60%
60,00%
Colunas1
50,00%
Negativos
40,00%
66,60%
30,00%
50%
20,00%
33,30%
10,00%
0,00%
≤ 1 ano
> 1 -3 anos
> 3 anos
5- DISCUSSÃO
O nematóide mais freqüentemente encontrado neste estudo foi o Ancylostoma
sp. (67,5%), resultado semelhante ao obtido por Leite et al.(2004) (29,17%); Blauzius et
al. (2005) (70,9%); Capuano e Rocha (2006) ( 41,7%); Labruna et al. (2006) (73,7%).
Este resultado é esperado, pois a ancilostomíase tem distribuição universal,
podendo ser encontrada em animais de todas as faixas etárias (VELHO et al., 2007).
Além disso, os cães podem ser parasitados por ancilostomídeos por toda a vida,
enquanto desenvolve na maturidade imunidade contra ascarídeos (URQUHART, 1998;
CAPUANO e ROCHA, 2006).
Autores como Blauzius et al. (2005); Labruna et al. (2006), tiveram como
segunda maior prevalência, o gênero Toxocara sp. . Ao contrário destes, o presente
estudo teve como segunda maior prevalência a Giardia sp. (42,5%), enquanto que o
gênero Toxocara sp. apresentou um índice de infecção, correspondente a 30% (12/40)
das as amostras analisadas.
A maior taxa de ocorrência de Toxocara sp. em cães domiciliados foi relatada na
cidade de São Paulo, observando 8,5% ou 30 em 353 animais. (GENNARI et al.,1999
apud. SANTOS et al., 2007), e no Peru, onde 19,75% ou 32 em 162 cães.(TRILLOALTAMIRO et al.,2003).
Segundo Sakano, 1980; Dunn, 2002, apud. Capuano e Rocha (2006), o encontro
de larvas de Ancylostoma sp. e de ovos embrionados de T. canis, tem uma importância
epidemiológica significante, indicando a existência de condições ambientais favoráveis
ao desenvolvimento destes parasitas, o que representa um risco para a saúde pública,
devido a possibilidade da ocorrência da Larva migrans cutânea (LMC) e da Larva
migrans visceral (LMV).
Guimarães et al. (2005), avaliou 48 amostras de solo e de areia do Município de
Lavras, MG e obteve maior nível de contaminação por ovos de Toxocara sp. e ovos ou
larvas de Ancylostoma sp. em praças públicas (69,6%).
O diagnóstico de Giardia sp. foi obtido somente pelo Teste ELISA, que tem a
finalidade de detectar antígenos nas fezes (copro-antígeno) de cães e gatos (NEVES,
2005). Para Barr et al. (1992) apud. Beck et al. (2005), o diagnóstico de cistos de
Giardia sp. através do Método de Faust e cols. é o mais prático e efetivo, no entanto, o
sucesso do diagnóstico é baixo em cães, devido a liberação intermitente dos cistos.
A ausência de resultado positivo para Giardia sp., através da técnica de Faust e
cols., Willis e Hoffmam pode ser justificado, pelo fato de ter sido colhida apenas uma
amostra de material fecal de cada animal. Pois segundo Bartmanm et al. (2004) para
detecção desse protozoário devem ser analisados no mínimo 3 amostras de fezes, devido
a liberação intermitente de cistos. Porém Salles e Menezes (2008), mesmo analisando
uma só amostra de cada animal, encontraram 42% de positividade através da técnica de
centrífugo- flutuação em solução saturada de açúcar (Técnica de Willis). Em 2005,
BECK et al., das 332 amostras do Município de Canoas, RS analisadas pelo Método de
Faust e cols., 34, 04% estavam positivas para Giardia sp.
Segundo Bartmann et al.(2004), quando a amostra fecal foi analisada uma vez a
positividade foi de 25%, aumentando este índice em 12% quando analisada duas vezes e
em 17% quando analisada três vezes.
Através do teste ELISA, foram diagnosticadas 17/70 amostras positivas para o
gênero Giardia sp., segundo Vidal e Capatani (2005), o teste é positivo mesmo quando
uma significante proporção das correspondentes amostras examinadas por microscopia
ainda é negativa.
A infecção por Giardia sp. pode também ser avaliada em função da faixa etária
dos cães. Das 17 amostras positivas, 14 (82, 4%) eram de animais com menos de 1 ano
de vida, e apenas 3 (17,6%) das amostras correspondiam aos animais acima de 1ano de
idade. Concordando com Beck et al. (2005), que em seus estudos determinou que 26 a
50% dos cães até um ano e meio de idade apresentavam-se infectados, e em canis, a
porcentagem chegou a 100%.
Kirkpatrick (1988) apud. Salles e Menezes (2008), afirmavam que a infecção
por Giardia sp. é mais freqüente em animais jovens, uma vez que a imunidade
específica ao parasito se desenvolve com a idade. Portanto, cães com menos de 3 anos
de idade, especialmente aqueles com menos de 1 ano, são mais susceptível à infecção
do que os animais mais velhos.
Segundo Robertson et al. (2000); Blauzius et al. (2005) o gênero Isospora sp. é
um protozoário patogênico que pode ser transmitido dos animais domésticos para o
homem, através da água e alimentos contaminados com os oocistos, a forma infectante
do parasita, causando desconforto gastrointestinal e diarréia crônica.
Neste estudo, o parasita foi observado em uma frequência de 2,5% (1/40), um
pouco menor do que a observada por Capuano e Rocha (2006), onde se teve uma
incidência de 3,3%. O que não foi encontrado por outros autores com trabalhos
semelhantes. (CASTRO et al., 2005).
Porém, segundo Bartmann et al. (2004) e Beck et al. (2005), através de
levantamentos baseados nos exames coprológicos de cães realizados em diversos
municípios do Brasil, revelaram prevalências de isosporíase entre 0,38% a 8,5% e de
giardíase entre 7,7% a 38%, indicando que estes protozoários são freqüentes nos cães.
O percentual encontrado de Tichuris sp., nos Municípios de Niterói e São
Gonçalo foi de 5% (2/40). Enquanto que Santos et al. (2007), em Londrina-Paraná,
analisando amostras de cães com diarréia aguda obteve como menor taxa de ocorrência
de infecção o Trichuris sp. Em 2008, Silva et al., analisando a incidência de Toxocara
canis em fezes caninas das vias públicas da cidade de São Paulo, encontrou 0,6%
(1/153) de ovos de Trichuris vulpis. Que segundo ele, mesmo a freqüência de fezes
contaminadas serem pequena, o risco potencial de contaminação da população humana
não deve ser desprezado.
Segundo Freitas (1997) apud. Labruna et al. (2006), altas freqüências de
Trichuris sp. estão relacionadas aos cães errantes, que passam a ser importantes fontes
de infecção para os cães domiciliados, uma vez que os ovos de Trichuris sp. podem se
manter infectantes por vários meses no ambiente. Há relatos de sobrevivência desses
ovos por até seis anos no ambiente, sob condições favoráveis de temperatura e umidade.
Capuano e Rocha (2006), afirmaram que os ovos das espécies T. vulpis e T.
trichiura são morfologicamente parecidos e apesar da sua especificidade para
hospedeiros, já ocorreram casos de infecção entérica e de larva migrans visceral
humanas pela espécie canina.
Neste estudo oocistos de Eimeria sp. foram encontrados em 15,4% das amostras
de fezes positivas caninas e somente das provenientes do município de Niterói.
Foi avaliada a prevalência de endoparasitoses, nos Municípios de Niterói e São
Gonçalo, segundo seu habitat. Das 70 amostras analisadas 29 eram de apartamento,
destas apenas 6 (20,7%) foram positivas. E 100% destas amostras apresentavam ovos
do gênero Ancylostoma sp. Apesar das amostras de apartamento ter menor incidência de
parasitos, estes animais são os que mais freqüentam as ruas, principalmente, para
fazerem suas necessidades fisiológicas, fatores que contribuem para a contaminação do
ambiente. E Corrêa, et al. (1996), relatou nos seus estudos em Santa Maria - RS, que
93,3% das 30 praças públicas foram encontrados ovos de Ancylostoma sp.
Das 41 amostras provenientes de casa, 34 (82,9%) eram positivas para
endoparasitoses, sendo que o maior percentual obtido também foi de ovos de
Ancylostoma sp. , correspondendo a 64,7% das amostras. Segundo Salles e Menezes
(2008) a alta prevalência de infecção de ancilostomídeos em seu trabalho teve
associação significativa com a higiene ruim do ambiente, com essas condições, a
contaminação por fezes no quintal provavelmente propiciou a disseminação de formas
infectantes de ancilostomídeos.
Para Labruna et al. (2006), cães domiciliados devem assumir importância na
contaminação de locais públicos, uma vez que estes locais também são intensamente
visitados por estes animais, ao passearem com seus proprietários.
O índice de positividade em animais adultos foi menor que o encontrado em
animais jovens (≤ 1 ano), ao contrário de Ferreira et al. (2006), onde os animais adultos
foram os mais parasitados e apresentaram uma freqüência de 42,9%.
Para Robertson et al. (2000), animais mais velhos, geralmente são resistentes à
doença clínica, porém podem apresentar infecções esporádicas não aparentes, sendo no
geral fontes de infecção para animais jovens.
Quanto à distribuição dos resultados dos exames de fezes dos cães, em relação
às técnicas utilizadas para detecção de endoparasitos, pode-se afirmar que a técnica de
Willis demonstrou sua eficiência sobre as demais técnicas para o diagnóstico de ovos de
helmintos. Resultado semelhante ao encontrado por Ferreira et al.(2006), em que
analisou 22 amostras de fezes caninas e encontraram 11 amostras positivas.
Oliveira-Sequeira et al.(2002) examinando 271 amostras de fezes de cães em
Botucatu, SP, constataram maior eficácia do método de centrífugo-flutuação em relação
aos métodos de sedimentação e de flotação simples, na detecção de Giardia sp. e
Isospora sp. Neste estudo, em relação aos coccídeos, Isospora sp. foi encontrado
somente pela técnica de centrífugo –flutuação em sulfato de zinco.
6- CONCLUSÃO
Após realizar as análises dos resultados obtidos neste estudo, concluiu-se que a
freqüência de infecção por endoparasitos em cães domiciliados, nos Municípios de
Niterói e São Gonçalo foi expressiva. E a maior incidência foi em animais na faixa
etária de 45 dias a 1 ano, e provenientes de casa. Por isso, o ambiente é considerado
uma importante fonte de infecção, principalmente, aqueles que têm maior umidade, a
partir daí, é indispensável à higiene do mesmo, evitando que o animal tratado se
reinfecte.
Contudo, apesar do índice de positividade das amostras de animais de
apartamento ter sido menor, o seu índice foi representativo. Assumindo também, um
papel epidemiológico na disseminação dos estágios infectantes dos parasitos.
Embora as amostras analisadas sejam de animais clinicamente sadios um
número considerável estava infectado por endoparasitos. Por isso, é necessário tanto a
nível da clínica veterinária como da saúde pública, a realização de estudos de
prevalência desses parasitos, pra se estabelecer medidas de controle e profilaxia,
reduzindo os riscos de exposição a parasitos intestinais, potencialmente causadores de
zoonoses.
7- REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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