UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARANÁ
DAFNE BORGO
“Produção
de Artemia adulta em cultivos intensivos sob
diferentes dietas para servir de alimento vivo em larvicultura
de polvos”
PONTAL DO PARANA
2011
1
DAFNE BORGO
Produção de Artemia adulta em cultivos intensivos sob diferentes dietas
para servir de alimento vivo em larvicultura de polvos
Monografia apresentada à disciplina de
Trabalho de Conclusão de Curso,como
requisito parcial à conclusão do curso
Superior de Tecnologia em Aquicultura, Setor
de Ciências de Terra, Universidade Federal do
Paraná
Orientador: Prof° Dra Érica A. G. Vidal
PONTAL DO PARANA
2011
2
Dedico este trabalho a minha família
por todo apoio dedicado a mim e a
todos que tenham algum interesse
pela Aquicultura.
III3
AGRADECIMENTOS
A todos que participaram de alguma forma direta ou indiretamente para a realização deste
trabalho...
A minha Orientadora Prof° Dra Érica A. G. Vidal, por me convidar à participar do Laboratório
de cultivo de Cefalópodes e Ecologia Experimental, bem como me auxiliar durante toda a
realização deste trabalho.
Ao Prof° Dr° Luiz Mafra Jr. pelo apoio nos dias iniciais e acompanhamento do experimento
, com dicas e ajuda em cálculos necessários com as microalgas.
Ao Prof° Dr° José Guilherme Bersano, pelas dicas e auxilio durante a realização do
experimento, bem como por ceder seu laboratório e equipamentos essenciais para a
realização deste.
A Prof° Dra Hedda Elizabeth Kolm por ceder equipamentos de seu laboratório e assim tornar
possível a realização deste trabalho.
Ao mestrando José Hugo pela ajuda com os scripts do R e análises estatísticas!!!
A Técnica de Laboratório Vanessa Coquemala Bonilauri pelo cultivo das preciosas
microalgas.
A todos os alunos da primeira turma do curso de Aquicultura
A todos os companheiros do Laboratório de Cultivo de Cefalópodes e Ecologia Experimental
A todos os professores do curso de Aquicultura que se esforçam para torná-lo cada vez
melhor...
A todas as pessoas muito especiais que fizeram parte essencial durante estes três anos de
Faculdade pela parceria, amizade, risadas,banquetes gastronômicos e dias de sol e chuva...
Nina, Gabi, Mah, Naths, Nanessa, Jay, Fer... Quero agradecer também ao meu
companheiro amor e amigo, Icaro nestes quase três anos, por todos os momentos bons e
difíceis que passamos juntos e que nos fizeram e fazem crescer.
Vocês são muito importantes pra mim. Amo vocês! Obrigada por tudo!!!
A Laíza e a Bruna pelos cafés da tarde e risadas na reta final deste trabalho
Quero também agradecer muitíssimo a minha família, que mais uma vez me apoiou e
acreditou em minha capacidade, evolução como pessoa, como profissional e sempre me
deu o suporte para seguir em frente!! Amo muito todos vocês!
Por fim agradeço as oportunidades, experiências, sentimentos, dedicação, trabalho
realização que todos me propiciaram.
e
Obrigado!!!!!!
IV4
A cada passo dado
Uma Conquista...
Uma Vitória...
Uma Perda....
Um Aprendizado...
Não sabemos o que vem pela
frente...
Mas nunca deixe de caminhar!
V5
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1.(A) Cistos de artêmia hidratados (200µm); (B) Náuplio de artêmia (500µm);(C) Metanáuplio
enriquecido(900µm);(D) artêmia enriquecida em estagio pré adulto(4,5mm).........................................................16
FIGURA 2. Esquema da utilização de Artêmia como vetor de transferência de nutrientes específicos para larvas
de organismos marinhos.........................................................................................................................................17
FIGURA 3. Crescimento da Artêmia ......................................................................................................................18
FIGURA 4 . Esquema da disposição dos tratamentos no experimento..................................................................20
FIGURA 5 . Composição do meio de cultivo de microalgas....................................................................................22
FIGURA 6. Amostra de Rhodomonas lens para determinação do biovolume........................................................23
FIGURA 7 . Amostra de Thalassiossira weisflogii para determinação do biovolume..............................................23
FIGURA 8. Rotina de Enriquecimento de náuplios.................................................................................................24
FIGURA 9. Crescimento em comprimento de Artemia sp. submetida a três dietas microalgais. Valores são
médias de 30 organismos ± Desvio Padrão de cada dieta. ...................................................................................28
FIGURA 10. Crescimento em peso seco de Artemia sp. cultivada com a microalga Rhodomonas lens. Valores
são médias de 300 organismos ± Desvio Padrão. ................................................................................................29
FIGURA 11. Crescimento em peso seco de Artemia sp. cultivada com a dieta MIX (50% Rhodomonas lens +
50% Thalassiossira weisflogii). Valores são médias de 300 organismos ± Desvio Padrão. ..................................29
FIGURA 12. Crescimento em peso seco de Artemia sp. cultivada com a microalga Thalassiossira weisflogii.
Valores são médias de 300 organismos ± Desvio Padrão. ....................................................................................30
FIGURA13. Fêmea da dieta Rho com ovos aos 22 dias de cultivo.......................................................................31
FIGURA 14. Fêmea da dieta Rho com marsúpio após 24° dia de cultivo...............................................................31
FIGURA 15. Fêmea da Dieta Mix com marsúpio no 26° dia de cultivo...................................................................32
FIGURA 16. Fêmea da dieta Tha com ovos no 28° dia de cultivo.........................................................................32
FIGURA 17. Sobrevivência de Artemia sp. cultivadas sob diferentes dietas microalgais.......................................33
FIGURA 18.Boxplot dos valores de
comprimento (mm) de Artemia sp. cultivadas em três dietas
microalgais.Mix=50+50%,Rho=R lens , Tha=T. weisflogii.......................................................................................34
FIGURA 19.Boxplot dos valores de
Peso seco (mg) de Artemia sp. cultivadas em três dietas
microalgais.Mix=50+50%,Rho=R lens , Tha=T. weisflogii .....................................................................................36
FIGURA 20. Boxplot com os valores médios de sobrevivência das artêmias cultivadas em três dietas microalgais
Mix=50+50%,Rho=R lens , Tha=T. weisflogii .........................................................................................................37
FIGURA 21. Boxplot dos valores médios ao residual de células dos cultivos de Artêmia entre as três dietas
microalgais a partir de 7000 cel/ml..........................................................................................................................38
FIGURA 22. : Boxplot dos valores médios ao residual de células dos cultivos de Artêmia entre as três dietas
microalgais a partir de 8500 cel/ml..........................................................................................................................38
VI
6
LISTA DE TABELAS
TABELA
1.
Principais
gêneros
de
microalgas
e
cianobactérias
utilizadas
em
aquicultura.............................................................................................................................................19
TABELA 2. Distribuição Esquemática dos tratamentos........................................................................20
TABELA 3. Valores dos parâmetros Físico - químicos na dieta Rho..................................................27
TABELA 4. Valores dos parâmetros Físico químicos na dieta Tha......................................................27
TABELA 5. Valores dos parâmetros Físico químicos na dieta Mix......................................................27
TABELA 6. Teste da ANOVA para as medições de Crescimento das artêmias para as três dietas
microalgais.............................................................................................................................................34
TABELA 7. Valores do Teste de Tukey relacionando as médias entre as três dietas
microalgais.............................................................................................................................................35
TABELA 8. Teste ANOVA para medições de Peso seco das artêmias para três dietas
microalgais.............................................................................................................................................35
TABELA 9.Teste de Tukey para as médias de peso seco das artêmias entre as três dietas
microalgais.............................................................................................................................................35
TABELA 10. Teste ANOVA para sobrevivência das artêmias cultivadas em três dietas microalgais
...............................................................................................................................................................36
TABELA 11. Teste da ANOVA para o residual de células dos cultivos de Artêmia entre as três dietas
microalgais a partir de 7000 cel/ml........................................................................................................37
TABELA 12. Teste da ANOVA para o residual de células dos cultivos de Artêmia entre as três dietas
microalgais a partir de 8500 cel/ml........................................................................................................38
VII 7
ANEXOS
Anexo 1. Residual da contagem células remanescentes no cultivo de Artemia sp. em três diferentes
dietas a partir de 7000 cel/ml.............................................................................................................47
Anexo 2. Residual da contagem células remanescentes no cultivo de Artemia sp. em três diferentes
dietas a partir de 8500 cel/ml.............................................................................................................47
VIII
8
RESUMO
Os polvos são organismos aquáticos que têm gerado grande interesse em razão do seu alto
valor de mercado e grande potencial para aquicultura, sendo apontado como uma das
espécies mais promissoras para a aquicultura. No entanto, o cultivo desde a fase
embrionária até sub adulto tem sido realizado com sucesso somente em escala
experimental, assim, o cultivo de polvos é restrito à engorda de animais capturados na
natureza. Atualmente, o gargalo tecnológico para o cultivo de polvos, reside nas altas taxas
de mortalidade, registradas durante a larvicultura, sendo que os principais problemas estão
na falta de conhecimento sobre as necessidades nutricionais das paralarvas, e influenciam
nas taxas de sobrevivência e crescimento. Objetivo deste trabalho foi avaliar a sobrevivência
e o crescimento de Artemia sp., cultivada sob três diferentes dietas microalgais. Em um
contexto mais amplo, a proposta é desenvolver um protocolo de produção de artêmias de
boa qualidade nutricional para utilização como alimento vivo na larvicultura de polvos. Neste
trabalho foram testadas três dietas, duas constituídas integralmente pelas microalgas
Rhodomonas lens e Thalassiossira weisflogii e a terceira dieta foi uma mistura de 50% de
cada microalga (Mix). O experimento durou 25 dias e foram monitorados parâmetros físicoquímicos, pH, oxigênio dissolvido e salinidade. A temperatura foi mantida a 26 ± 1 ºC.
Foram avaliados a cada quatro dias crescimento em peso seco e comprimento, bem como
taxa de sobrevivência e maturação sexual. Os resultados obtidos em relação a
comprimento, peso seco, maturação sexual e sobrevivência, demonstraram estatisticamente
que o melhor desempenho foi obtido com a dieta R. lens. As artêmias submetidas a esta
dieta atingiram comprimento de 8 mm (P<0,001) e 7,13 mg de peso seco (P<0,001) no
último dia do cultivo, maturação sexual ao 18° de cultivo, liberação de cistos no 28° dia e
sobrevivência de 82,15%. A dieta Mix apresentou resultados de comprimento 7,31mm
(P<0,001), peso seco 5,49mg (P<0,05),maturação sexual no 21° dia e sobrevivência de
81,67% ao final do experimento. O comprimento das artêmias no último dia de experimento
para a dieta T. weisflogii, foi de 6,88mm, peso seco de 5,24mg, maturação sexual após o
22° dia, porém fêmeas com marsúpio não foram observadas até o 28° dia de cultivo, e taxa
de sobrevivência foi de 80,15%. O desempenho superior da microalga R. lens pode ser
remetido aos elevados teores de proteína e lipídeos constituintes dessa microalga. A dieta
Mix, se mostrou eficiente nos desempenhos relacionados a comprimento, peso seco e
também maturação sexual, provavelmente, pelo efeito da diluição da microalga R. lens, que
constituía em 50% a dieta. Em relação à dieta Thalassiossira weisflogii, não foram obtidos
bons resultados, esta se mostrou pouco interessante para enriquecimento de artêmias, uma
vez que o crescimento e maturação sexual obtidos foram lentos e estatisticamente inferiores
as outras duas dietas testadas.
IX9
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO.....................................................................................................12
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA................................................................................15
2.1 Produção e enriquecimento de Artemia sp..........................................................16
2.2 Microalgas............................................................................................................18
3. OBJETIVOS.........................................................................................................19
3.1 Objetivos específicos..........................................................................................19
4. MATERIAIS E MÉTODOS....................................................................................20
4.1 Cultivo de Microalgas............................................................................................21
4.2 Protocolo para cultivo de Microalgas....................................................................21
4.3 Protocolo para Eclosão de Artêmias.....................................................................24
4.4 Taxa de Sobrevivência........................................................................................25
4.5 Determinação do comprimento.............................................................................25
4.6 Determinação do peso seco ................................................................................25
4.7 Contagem do residual de células..........................................................................26
4.8 Maturação sexual e Fecundidade.........................................................................26
4.9 Análise Estatística.................................................................................................26
5. RESULTADOS.......................................................................................................27
5.1 Parâmetros Ambientais.........................................................................................27
5.2 Crescimento em comprimento..............................................................................28
5.3 Crescimento em Peso Seco................................................................................28
5.4 Maturação Sexual e Fecundidade........................................................................30
5.5 Sobrevivência........................................................................................................32
5.6 Residual de células...............................................................................................33
6. ANÁLISE ESTATÍSTICA........................................................................................33
6.1 Crescimento em Comprimento.............................................................................33
10
X
6.2 Crescimento em Peso seco................................................................................35
6.3 Sobrevivência ...................................................................................................36
6.4 Residual de células ............................................................................................37
7. DISCUSSÃO.........................................................................................................37
8. CONCLUSÃO........................................................................................................42
9. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.....................................................................43
ANEXOS...................................................................................................................47
XI
11
1. INTRODUÇAO
Os polvos (ordem Octopodida) são exclusivamente marinhos, sendo representados
por várias famílias. Os polvos Octopus, são costeiros, apresentam distribuição global e são
animais epibentônicos, que vivem no substrato ou próximo a este. Normalmente, estão
associados a habitats rochosos ou pedregosos, onde podem encontrar refúgio e uma vasta
gama de fontes alimentares. Muitas espécies de polvo também vivem amplamente
distribuídas no fundo de lama ou de areia, onde muitas vezes se enterram (BOYLE et
al.,2005).
O polvo comum Octopus vulgaris é uma espécie que tem gerado grande interesse,
em razão de seu alto valor de mercado e grande potencial para a Aquicultura (MAZÓN et al.,
2007). Ele tem sido apontado nos últimos anos como uma das espécies mais promissoras
para a aquicultura por uma série de vantagens, tais como: 1) alta taxa de conversão
alimentar, incorporando de 40% a 60% do alimento ingerido (MANGOLD; BOLETZKY, 1973;
WELLS, 1978; MANGOLD, 1983); 2) altas taxas de crescimento (cerca de 3-8% de taxa de
crescimento diário) (MANGOLD; BOLETZKY, 1973); 3) conteúdo protéico elevado,
representando 70% a 90% do peso seco da composição do seu corpo (O’DOR; WELLS,
1987) e 4) alta fecundidade, produzindo de 100 a 500 mil ovos por fêmea (WELLS, 1978;
MANGOLD, 1983; IGLESIAS et al., 1997).
Na Espanha, a engorda de polvos está concentrada ao longo da Costa Atlântica e no
Mediterrâneo (MAZÓN et al., 2007). Os experimentos realizados com alimentos na Galícia
(NW Espanha) (IGLESIAS et al., 1997; LUACES; REY, 1999; CHAPELA et al., 2006) e no
Mediterrâneo (AGUADO GIMÉNEZ; GARCÍA GARCÍA, 2002) têm mostrado resultados
excelentes usando uma dieta com misturas de caranguejo, mexilhão e peixe. No entanto, o
cultivo desde a fase embrionária até sub-adulto, tem sido realizado com sucesso somente
em laboratório e em escala experimental (CARRASCO et al., 2003; IGLESIAS et al., 2004),
significando que o cultivo de polvo é atualmente restrito à engorda de sub-adultos
capturados na pesca (MAZÓN et al., 2007). Embora a pesca do polvo em todo o mundo
tenha experimentado um crescimento significativo nos últimos 20 anos, a sua produção
ainda se encontra longe de atender a grande demanda do mercado por este molusco.
A espécie Octopus insularis, apresenta tamanho médio a grande, com manto e
cabeça largos, braços relativamente pequenos e grossos e membrana interbraquial
moderadamente profunda. A superfície ventral do manto, cabeça e membrana são cobertas
com pequenas papilas, e papilas maiores são observadas na superfície dorsal do manto e
cabeça (LEITE, 2007). Recentemente descrita, difere morfologicamente e geneticamente do
Octopus vulgaris (LEITE et al., 2002) e é a espécie dominante em todas as ilhas oceânicas
12
e nas águas rasas do NE brasileiro. O ciclo de vida dessa espécie é comum as espécies do
gênero, a longevidade é inferior a dois anos, o crescimento é rápido, seguido da maturação
sexual, cópula, desova, cuidado dos embriões por parte da mãe, e morte após a eclosão
dos ovos (BOYLE, 1987). Uma vez que ainda não existem informações suficientes sobre a
espécie do presente estudo, foram utilizados conhecimentos sobre o polvo comum (O.
vulgaris)
como base para os estudos
de larvicultura que serão realizados com
O.
insulares.
Atualmente, o gargalo tecnológico para o cultivo de polvos em larga escala reside
nas altas taxas de mortalidade registradas durante a larvicultura. Ao eclodir, alguns polvos
são planctônicos, nadam ativamente e têm altas taxas metabólicas, sendo denominados de
paralarvas. Os principais problemas da larvicultura residem na falta de conhecimento sobre
as necessidades nutricionais das paralarvas e no ambiente físico de cultivo, os quais
influenciam nas taxas de sobrevivência. (IGLESIAS et al., 2007; VIDAL et al.,2010)
O sucesso da aquicultura como bioindústria depende do desenvolvimento de
alimentos que atendam todos os requerimentos nutricionais das espécies cultivadas e que
apresentem viabilidade técnica e comercial para produção em larga escala (BLANCO &
TACON, 1989). O desempenho de uma dieta depende de fatores como sua digestibilidade,
seu conteúdo energético e sua composição (PIÑA, et al., 2004), que por sua vez, afetam
diretamente a sobrevivência e o tempo de desenvolvimento larval (NEW et al., 2000). Além
disso, a eficiência nutricional de um alimento larval é determinada pela sua ingestibilidade e,
conseqüentemente, pelo seu tamanho e forma (CASTRO et al., 2006; AGH &
SORGELOOS, 2005). Assim, apenas alimentos de tamanho apropriado para o consumo
eficiente por parte dos organismos cultivados devem ser fornecidos. Entretanto, à medida
que as larvas crescem, o fornecimento de alimentos maiores passa a ser necessário
(DUERR et al., 1998). Quando o tamanho das presas deixa de interferir no mecanismo de
ingestão, o uso de presas maiores (com um maior conteúdo energético individual) passa a
ser vantajoso, pois deste modo o predador despenderá menos energia para suprir suas
necessidades nutricionais do que se alimentando de várias presas menores (AGH &
SORGELOOS, 2005).
Dentre os organismos utilizados como alimento vivo na larvicultura de organismos
aquáticos, o cultivo de artêmias (Artemia sp.) é o mais amplamente utilizado (SCHAUER et
al., 1980; BLANCO & TACON, 1989; LAVENS & SORGELOOS, 1996). As razões para este
sucesso estão na praticidade e conveniência de sua obtenção, visto que os cistos são
facilmente obtidos em grandes quantidades e secos, em uma fase dormente (DUERR et al.,
1998). Após cerca de 24 horas de incubação, em água salgada, estes cistos eclodem,
13
liberando náuplios que podem servir diretamente de alimento para uma grande variedade de
larvas de organismos marinhos (DUERR et al., 1998; LAVENS & SORGELOOS, 1996). A
artêmia pode ainda, ter seu valor nutricional potencialmente melhorado através da ingestão
de enriquecedores naturais ou artificiais (AGH & SORGELOOS, 2005).
Apesar dos contínuos estudos para se conseguir fechar o ciclo de vida dos polvos
em cultivos, a mortalidade das paralarvas durante a fase planctônica, segue sendo quase
total. A formulação de microdietas inertes, a busca por novas presas vivas e a melhora na
composição de Artêmia sp., mediante as técnicas de enriquecimento apropriadas tem sido
destacadas como áreas prioritárias para solucionar os problemas de cultivos das paralarvas
(revisado por IGLESIAS et al., 2007).
O objetivo deste projeto foi produzir artêmias adultas com um nível nutricional
adequado, obtendo uma boa taxa de sobrevivência destas para servir como alimento vivo
para o cultivo de paralarvas de Octopus spp., em sistema fechado de recirculação, bem
como avaliar a sobrevivência e o crescimento de Artemia sp., cultivada sob três diferentes
dietas microalgais. Em um contexto mais amplo, a proposta é desenvolver um protocolo de
produção de artêmias de boa qualidade nutricional para utilização como alimento vivo na
larvicultura de polvos.
14
2
REVISÃO BIBLIOGRAFICA
A transição da alimentação endógena para exógena é um fator crítico no cultivo de
organismos aquáticos. Apesar dos maiores cuidados nos manejos empregados, as taxas de
mortalidade são frequentemente altas durante o inicio da alimentação. Estas taxas podem
ser creditadas aos diferentes valores nutricionais dos alimentos oferecidos ( LAVENS &
SORGELOOS, 1984).
Ácidos graxos poliinsaturados (PUFA), tais como o linoléico 18:2n6,constituído por
18 carbonos e dupla ligação a partir do carbono 6, o linolênico (18:3n3), o
eicosapentaenóico (20:5n3 – EPA) e o docosahexaenóico (22:6n3 –DHA), sendo os dois
últimos conhecidos como ácidos graxos altamente insaturados-n3 (HUFA-n3), são
nutricionalmente importantes para o crescimento e sobrevivência de organismos aquáticos
(KAYAMA et al.,1980; FENUCCI et al.,1981;
De acordo com LEGER et al., 1986, a deficiência destes ácidos graxos é a provável causa
de altas taxas de mortalidades .Vários estudos tem mostrado que estes ácidos graxos são
essenciais para uma variedade de animais marinhos e de água doce.
O crustáceo
branquiópodo Artemia sp.
é provavelmente a presa viva
mais
amplamente utilizado na aquicultura mundial. Sua utilização para a substituição de presas
naturais de larvas de peixes, remete ao início de 1930 (DHONT & VAN STAPPEN,
2003).Em meados do século XIX, havia apenas duas fontes comerciais de cistos deste
crustáceo:O Grande Lago Salgado em Utah e na Baía de São Francisco, ambos nos EUA.
Devido ao crescente desenvolvimento da aquicultura nas últimas décadas, e a intensa
elevação do preço dos cistos a exploração de novos bancos naturais surgiram em outras
localidades como, China, Argentina, Canadá, Colômbia, Austrália e França ou em países
com gestão
controlada da
produção
de Artemia,
como
Brasil
e
China
(DHONT
& VAN STAPPEN, 2003).
Artemia sp. tem movimentos relativamente lentos e é facilmente capturada e ingerida.
O uso de juvenis ou adulto como presa viva, é reservado a algumas espécies de crustáceos
decápodes, (DHERT et al., 1993; CONKLIN, 1995;RITAR et al., 2003; TLUSTLY et al, 2005)
de peixes, a maioria ornamentais (LIM et al, 2001) e estágios iniciais de várias espécies de
cefalópodes (DOMINGUES et al 2001;IGLESIAS et al., 2007). As artêmias se apresentam
como uma opção viável para alimentação em cultivos aquícolas durante a fase larval devido
a algumas características que tornam sua utilização adequada como, por exemplo: Amplo
conhecimento sobre biologia, ecologia e características de cultivo, fácil processo de
manipulação e eclosão dos cistos,cultivo até a fase adulta relativamente simples,
possibilidade de consumo desde náuplios até a forma adulta.(Figura 1)
15
Figura 1: (A) Cistos de artêmia hidratados (200µm); (B) Náuplio de artêmia (500µm); (C) Metanáuplio
enriquecido (900µm); (D) Artêmia enriquecida em estagio pré adulto(4,5mm)
O valor nutritivo das artêmias varia de acordo com seu estágio de desenvolvimento,
da origem dos cistos e do alimento ofertado às mesmas.
2.1 Produção e enriquecimento de Artemia sp.
Em comparação com outros crustáceos a artemia, tem um mecanismo de
alimentação muito primitivo, sendo um filtrador obrigatório, não seletivo e contínuo
(PROVASOLI et al.,1959). Devido a estas características, são considerados críticos na
seleção da dieta os seguintes fatores: tamanho da partícula, (que não deve ser maior que 50
µm),digestibilidade, valor nutritivo do alimento e solubilidade das partículas. Esta
característica de filtração não seletiva permite que se enriqueça o tubo digestivo das
artêmias com produtos ricos em compostos variados como nutrientes essenciais (ácidos
graxos, fosfolipídios, vitaminas, proteínas, aminoácidos) (SORGELOOS et al.,2001). Para o
crescimento até a fase adulta tem se utilizado distintas dietas como por exemplo: leveduras,
microalgas, bactérias, protozoários, farinha de algas e arroz (revisado por DHONT &
LAVENS, 1996), obtendo se os melhores resultados de crescimento com microalgas. Tais
taxas de crescimento dependem de vários fatores bióticos e abióticos, sendo a quantidade e
qualidade do alimento disponível e a temperatura do cultivo os fatores considerados os mais
importantes (DHONT & LAVENS, 1996).
WATANABE et al.,(1978) analisaram
a composição de ácidos graxos de varias
linhagens de Artemia sp., classificaram-nas em dois tipos: um de água doce , caracterizado
pelo teor de 18:3n3, ácido linolênico, que é um ácido graxo essencial (EFA) para peixes de
água doce,e o marinho,com alto teor de 20:5n3, eicosapentaenóico, que é um EFA para
peixes marinhos.Embora qualquer tipo de cistos de artêmia possam ser satisfatórios para
peixes de água doce, é necessário conhecer a composição de ácidos graxos da Artemia
quando for utilizá-las para organismos marinhos (WATANABE et al.,1980), pois a classe
quantitativa e qualitativa de EFA é o principal fator na variação nutricional de artêmia. A
deficiência no teor de HUFA poderá ser corrigida adicionando dietas fortalecidas com HUFAn3(LEGER et al., 1989). O enriquecimento de organismos utilizados como alimentos vivos
pode ser desenvolvido alimentando-os com diferentes algas unicelulares, emulsões de
16
óleos, micro cápsulas e dietas comerciais de enriquecimento, tanto separadamente como
em varias combinações (SAKAMOTO;HOLLAND;JONES; 1982).
De fato, as técnicas de enriquecimento não só tornarão as presas vivas em transportadora
de vários produtos, como também em alimentos atraentes para as larvas predadoras
(SORGELOOS et al.,1986). (Figura 2)
BENGTSON et al. (1991) destacaram as principais técnicas de enriquecimento de
Artêmia. Na técnica britânica, os náuplios são enriquecidos com a microalga Isochrysis
galbana, a desvantagem desse método é a obrigatoriedade da manutenção constante do
cultivo algal, além da variabilidade da composição de ácidos graxos poliinsaturados (AGP)
nas algas. Na técnica japonesa (“método direto”), utiliza-se emulsão de óleo de peixe
adicionada a uma mistura metíl-éster de AGP (n-3), que, quando ofertada aos náuplios, é
ingerida e suas gotículas acumuladas no trato digestivo. Na técnica francesa, utiliza-se uma
dieta composta de pó de Spirulina, levedura, aminoácidos, vitaminas, colesterol e óleo de
peixe como enriquecedor. Na técnica belga, é utilizada uma mistura auto-dispersante de
diferentes fontes de AGP (n-3),vitaminas, carotenóides e fosfolipídios. Neste trabalho serão
utilizadas as técnicas britânicas e japonesas em conjunto.
Figura 2: Esquema da utilização de Artêmia como vetor de transferência de nutrientes específicos para
larvas de organismos marinhos de acordo com Merchie,1996
No que se refere as paralarvas de polvos, o tamanho mais adequado de juvenis de
artêmia para ser ofertado as paralarvas ao longo do cultivo é de 1,5 a 4,0 mm (IGLESIAS et
al., 2004,2006, 2007). Ainda que, outros autores tenham observado que tamanhos inferiores
a 1,5mm são aptos a serem oferecidos as paralarvas,
nos primeiros dias de vida
(NAVARRO & VILLANUEVA, 2000, 2003; VILLANUEVA et al., 2002,2004.), estes tamanhos
se tornam pouco atrativos após os primeiros 20 dias de cultivo. Por isso, a otimização do
17
crescimento de náuplios de Artêmia até os tamanhos mais adequados e a melhora do perfil
nutricional são importantes metas a serem alcançadas no cultivo de paralarvas de polvo,
tendo ainda a finalidade de facilitar a gestão e disponibilidade do alimento vivo durante os
experimentos e melhorar as taxas de crescimento e sobrevivência das paralarvas.
CRESCIMENTO DA ARTÊMIA
Náuplios -> desenvolvimento / biomassa
Figura 3. Crescimento da Artêmia
Fonte: Adaptado de DHONT,J.2005
2.2 Microalgas
Apesar de existirem milhares de espécies de microalgas, relativamente poucas são
utilizadas na aqüicultura. Na Tabela 1, é feita a referência aos principais gêneros de
microalgas e cianobactérias produzidos em aqüicultura a nível mundial. Nas últimas
décadas, centenas de espécies de microalgas foram testadas como alimento larval,
entretanto não mais do que vinte espécies tiveram seu uso disseminado na aqüicultura
(BROWN, 2002). Dentre os principais gêneros fornecidos direta e/ou indiretamente como
alimento estão Chaetoceros, Thalassiosira, Tetraselmis, Isochrysis e Nannochloropsis
(DUERR et al, 1998).
Vários fatores podem influenciar no valor nutricional das microalgas, incluindo a sua
forma e tamanho, digestibilidade (relacionada à estrutura e composição da parede celular),
composição bioquímica (nutrientes, enzimas, toxinas se presentes) e os requerimentos dos
organismos alvo da alimentação (BROWN, 2002). De acordo com BROWN et al. (1997), a
composição nutricional das microalgas pode variar também em função de diferentes
condições de cultivo e da fase de crescimento da cultura.
18
Tabela 1. Principais famílias e gêneros de microalgas e cianobactérias utilizadas em aquicultura
Os métodos de cultivo de microalgas variam amplamente dependendo não só da
espécie, mas também da intenção do uso do cultivo. As variações na oferta de nutrientes
podem produzir alterações na composição bioquímica e, principalmente nos estoques de
lipídeos.
A espécie Thalassiosira weisflogii é uma diatomácea e pertence à família
Thalassiosiraceae (HOEK et al., 1995) e apresenta a seguinte composição segundo (RIZZI,
2010) 26,8% de carboidratos totais, 19,2% de proteínas e 27,5% de lipídeos.A espécie
Rhodomonas lens, é uma alga unicelular marinha pertencente à classe Cryptophyceae,
ordem Pyrenomonadales e família Pyrenomonadaceae (HOEK et al., 1995; TOMASELLI,
2004) e segundo (SEIXAS, 2009)
é
constituída por alto teor de proteínas 62%, 12%
lipídeos e 11% carboidratos. Ambas apresentam boas características nutritivas, sendo de
substancial interesse na aqüicultura, principalmente na alimentação de moluscos, peixes e
crustáceos em estágios iniciais de desenvolvimento (BOUGARAN et al., 2003). Estas
informações foram utilizadas como base para a escolha das microalgas usadas neste
experimento.
3. OBJETIVOS
Avaliar a sobrevivência e o crescimento de Artemia sp., cultivada sob três diferentes
dietas microalgais. Em um contexto mais amplo, a proposta é desenvolver um protocolo
de produção de artêmias de boa qualidade nutricional para utilização como alimento vivo
na larvicultura de polvos.
3.1 Objetivos Específicos

Testar três dietas microalgais, para a produção de artêmias em cultivos intensivos;

Avaliar a sobrevivência e o crescimento de artêmias sob estas diferentes dietas.
19
4. MATERIAIS E METODOS
Para a produção de artemia sob diferentes dietas microalgais, realizou-se um
experimento no Centro de Estudos do Mar, localizado na cidade de Pontal do Paraná,
Campus da Universidade Federal do Paraná. Tal experimento foi realizado no Laboratório
de Cultivo de Cefalópodes e Ecologia Experimental Marinha, tendo duração de 25 dias, com
inicio em 27 de outubro e termino em 20 de novembro de 2011.
Para a realização do experimento foi necessária a montagem da estrutura física que
consistia de uma mesa de madeira com suporte para nove galões de água de 20 litros cada
cortados no fundo e com torneiras acopladas nas saídas para facilitar o manejo. Em seguida
foi coletada a água do mar com salinidade de 30, a qual foi filtrada com peneira de 40 µm
para reter partículas em suspensão e em seguida foi clorada na proporção de 1ml de cloro a
12% para cada 5 litros de água e por fim neutralizada com solução de tiossulfato, na
proporção de 1 ml para cada
litro de água filtrada. Em seguida, 15 l de água foram
transferidos para cada um dos nove galões. Quatro lâmpadas de 60 watts foram instaladas
na altura da parte mediana dos galões para promover o crescimento homogêneo das
microalgas nos galões de cultivo. Todos os tratamentos foram mantidos a 26° C , com o uso
de aquecedores de 300w com termostato e oxigenação constante com uso de compressor
de ar distribuídos em cada galão. Foram avaliados a diariamente temperatura e salinidade e
a cada dois dias oxigênio dissolvido e compostos nitrogenados (Amônia, Nitrito e Nitrato,
com uso de kit colorimétrico)
Foram testadas três dietas, sendo que cada uma delas tinha três repetições sendo estas
respectivamente:
Rhodomonas lens
T1, T2,T3 (Dieta Rho)
Thalassiossira weissflogii
T3,T4,T5 (Dieta Tha)
Rhodomonas + Thalassiossira (50%+50%)
T7,T8,T9 (Dieta Mix)
Tabela 2. Distribuição esquemática das dietas testadas
T1
T2
T3
T4
T5
T6
T7
T8
T9
Figura 4. Esquema da disposição dos tratamentos no experimento
20
4.1 Cultivo de microalgas
Existem vários métodos de cultivo de microalgas, mas o mais comumente utilizado é
baseado na indução artificial de condições eutróficas que levam a um rápido
desenvolvimento de explosões populacionais (blooms). Este método consiste na adição de
um inóculo puro de microalga a um meio de cultivo (água do mar filtrada e esterilizada e
adicionada de nutrientes) (LOURENÇO, 2006).
Os cultivos microalgais da maioria dos
laboratórios de larvicultura comumente utilizam meio de cultura estéril baseado no protocolo
Guillard´s F/2 (DUERR et al, 1998).
4.2 Protocolo para cultivo das microalgas
O cultivo de microalgas utilizado foi fechado e contínuo (batch) pois este, permite que
as taxas de crescimento e produção sejam máximas e quando em condições adequadas, a
população microalgal se mantêm em fase de crescimento exponencial permanente,
proporcionando uma biomassa de maior qualidade nutritiva, sendo que o mesmo apresenta
volume e condições constantes a longo prazo. A temperatura do cultivo será mantida em
25±2°C e as culturas foram desenvolvidas com iluminação artificial (lâmpadas fluorescentes
de 40 W), sendo submetidas a fotoperíodo integral. Para o cultivo das espécies
Rhodomonas lens e Thalassiosira weisflogii, foi utilizado o meio F/2 Guillard (Figura 5), em
uma salinidade de 29 (29‰). As culturas serão mantidas com agitação (aeração) constante,
com um fluxo de ar atmosférico de 0,3L minˉ¹.
21
Figura 5. Composição do meio de cultivo de microalgas
Fonte: Ohse et al.,(2008)
Após o inoculo do meio de cultivo, foram realizadas repicagens do cultivo afim de,
facilitar o crescimento exponencial das microalgas que servirão de fonte de alimento para as
artêmias. As microalgas utilizadas durante todo o experimento, são produzidas seguindo
este protocolo de cultivo e foram fornecidas pelo Laboratório de Microalgas, do Centros de
Estudos do Mar.
Para produção de artêmias adultas como fonte de alimento vivo foram realizados um
cultivo das microalgas, Rhodomonas lens e Thalassiosira weisflogii,que foram ofertados aos
náuplios de artêmias recém eclodidos. Estas microalgas foram previamente fotografadas
com Câmera de Cabeça SC2 acoplada em microscópio eletrônico usando o software de
captura de imagem AnaliSYS getIT.Posteriormente, foi retirada uma amostra de 30 células
aleatórias, para serem medidas no programa de edição de imagens Photoshop CS2® para
se obter uma média de tamanho das células e se determinar o biovolume de cada espécie
sendo que estes para R. lens e T. weisflogii , foram respectivamente 1378 µm³ e 1648 µm³.
As microalgas foram também contadas em Câmara de Sedgwick-Rafter para estimar a
densidade por ml de células e se obter as quantidades necessárias em volume de
microalgas a serem ofertadas as artêmia. Os valores obtidos na contagem inicial do estoque
foram de 880.000 cel/ml de R. lens e 1.107.000 cel/ml de T. weisflogii.Após o 15° dia
devido a um problema no cultivo das microalgas as densidades do estoque contadas foram
de 600.000 cel/ml R. lens e 515.000 cel/ml T. weisflogii.
22
Figura 6. Amostra de Rhodomonas lens para determinação do biovolume
Figura 7.Amostra de Thalassiossira weisflogii para determinar o biovolume
Após a obtenção do biovolume foi determinado um fator de correção de 1.1957
(volume de uma célula de Thalassiosira / volume de uma célula de Rhodomonas) que serve
de equivalência para que sempre fosse ofertado a mesma quantidade de microalgas em
todas as dietas. Inicialmente foi estabelecido uma densidade de 7000 cel/ml e após o
15°dia , este valor foi elevado para 8500 cel/ml por dieta. Foi então ofertado 117 ml de R.
lens, 73ml de T. weisflogii
e o valor dividido pela metade para a dieta mix de cada
microalga. Após o 15° dia foram estabelecidos os volumes de 213 ml de R. lens e 207 ml de
T. weisflogii
23
As diferentes dietas testadas foram avaliadas em função das taxas de sobrevivência,
comprimento e peso seco das artêmias. Tais parâmetros eram monitoradas a cada 4 dias, a
partir do dia da eclosão dos náuplios.
4.3 Protocolo para Eclosão de Artêmias
Os cistos de Artemia sp. , previamente adquiridos, foram submetidos ao seguinte
protocolo de eclosão: Inicialmente foi realizada a hidratação dos cistos que foram colocados
em um béquer com água doce filtrada, adicionado solução de 20ppm de hipoclorito e
deixados durante 1 a 2 horas com intensa aeração para hidratação e desinfecção dos
cistos. Após este período foram bem lavadas com água doce em uma peneira de 120 µ
para retirar o cloro e colocados para eclodir. A eclosão se baseou na transferência dos
cistos para um galão cilíndrico-cônico, com água marinha filtrada, pré-aquecida a 28°C, com
aeração intensa e Mantidos por 24 horas até eclosão dos náuplios. Após estas 24 horas ,
foi desligada a aeração e colocada uma fonte de luz intensa na parte inferior do galão para
atrair os náuplios e facilitar assim a retirada dos cistos , uma vez que estes tendem a flutuar.
A coleta dos náuplios foi realizada após cerca de 30 minutos , retirando-os pela torneira
acoplada no galão, com auxilio de uma peneira de 120 μm. Por fim, realizou-se o
enriquecimento dos náuplios no 2° dia de cultivo, com o produto comercial Super-Selco® ,
emulsão rica em lipídeos em todas as dietas.
Rotina para enriquecimento dos
cistos de artemia
.
Figura 8.Rotina de enriquecimento de náuplios .Fonte: adaptado de DHONT,J.2005
Para o enriquecimento foram realizadas as seguintes etapas: Depois de separados, colocou
- se os náuplios em água marinha filtrada e previamente aquecida em um béquer para evitar
mortalidade dos organismos. O Selco foi pesado em uma Placa de Petri, na quantidade
ideal a ser utilizada na proporção de 0,3g/l de água marinha filtrada, totalizando para cada
galão 4,5g de emulsão. Esta quantidade de Selco foi batida em liquidificador com 1,5l de
24
água marinha filtrada por três minutos para melhor homogeneização e a mistura foi
adicionada nos galões de cultivo com temperatura de 26°C e mantida por 24 horas, após
este período, as artêmias foram muito bem lavadas em água doce com auxílio de uma
peneira de 120 µ e adicionadas novamente aos galões de cultivo para começar a receber a
alimentação com as dietas testadas durante o experimento.
4.4 Taxa de Sobrevivência
As taxas de sobrevivência foram obtidas a cada dois dias ao longo do experimento e
se baseou no número de indivíduos presentes em cada réplica em relação ao número
original do início do experimento. O procedimento de contagem se baseou na retirada de
uma alíquota de 100 ml ao acaso de cada galão, e realizada a coleta aleatória de dez
alíquotas de 1ml, dos 100ml iniciais. O número de indivíduos por ml foi contado com auxilio
de um microscópio estereoscópico. Os indivíduos amostrados para coleta de comprimento e
peso seco foram considerados nas contagens de sobrevivência.
4.5 Determinação do Comprimento
Para determinação do comprimento, foram retiradas alíquotas de 100 ml e ao acaso
retirava-se alíquotas menores para então os indivíduos serem fixados em álcool 70% e
mensurados. Foram medidos em média 30 indivíduos por dieta a cada 4 dias.O tamanho
total dos exemplares foi medido da extremidade da cabeça até o fim do abdômen em
microscópio estereoscópico com ocular micrométrica para se acompanhar o crescimento
das artêmias nas três dietas, sendo que os indivíduos coletados, foram fotografados e
posteriormente medidos com suas devidas conversões de escala no programa de edição de
imagens Adobe PhotoshopCS2.
4.6 Determinação do Peso Seco
Para as medições de peso seco foram confeccionados cadinhos de papel alumínio
previamente tarados em balança de precisão (cinco casas decimais) modelo Discovery
OHAUS®. Posteriormente, foi coletada também de forma aleatória uma alíquota de 100ml e
separados em alíquotas menores.
Após a eclosão dos náuplios, foram retirados os
indivíduos de cada dieta, e colocados 60 náuplios por cadinho para se obter um valor
mensurável devido ao pequeno peso que os mesmos apresentaram no dia da eclosão. Após
25
o 2° dia de cada pesagem foram utilizados 10 indivíduos por cadinho, totalizando 30
cadinhos e 300 artêmias por dieta, as amostras foram levadas em estufa de cultura modelo
FANEM 002CB a 60°C por 24 h e após este período, foram colocadas em dissecador de
vidro por mais 30 minutos e então pesados. Os valores de peso seco foram obtidos através
da subtração do peso dos cadinhos com as artêmias menos os cadinhos previamente
confeccionados sendo que o resultado obtido foi dividido por 10 para se obter o peso médio
individual de artemia para cada tratamento. A pesagem inicial foi realizada com 60
indivíduos por cadinho para obter um valor mensurável devido ao pequeno peso que estas
apresentavam no dia da eclosão o valor obtido foi de 0,345 mg/indivíduo.
4.7 Contagem do residual de células
Para a contagem de células consumidas pelas artêmias nas diferentes dietas foi
realizado o seguinte procedimento: diariamente foi retirada uma alíquota de 1 ml de cada
dieta, em seguida adicionado uma gota de Lugol, para fixar as microalgas.Em seguida esta
alíquota era colocada em Câmara de Sedgwick-Rafter e se
realizava a contagem das
células, seguida do seguinte cálculo: valor inicial de células (7500/ml até o 8° dia de cultivo e
8500 a partir do 9° dia) – número de células presentes na contagem diária. O valor
resultante era então calculado para reposição diária do valor inicial em biovolume. Para a
dieta Mix os residuais foram contados separadamente e posteriormente somados como
dado único referente a cada dia de cultivo (anexos 1 e 2).
4.8 Maturação Sexual e Fecundidade
As artêmias das três dietas testadas foram avaliadas em função do tempo de
maturação sexual por observação do comportamento reprodutivo, bem como a visualização
de ovos e marsúpio cheio.Foi ainda coletado cinco fêmeas aleatórias de cada tratamento
para se realizar a retirada do marsúpio e a contagem do número de cistos em cada fêmea.
4.9 Análise Estatística
As análises estatísticas foram realizadas no Software livre R, através da analise de
variância (ANOVA) e do teste de médias (Teste de Tukey), para avaliar as diferenças
significativas entre as dietas à nível de significância de P<0,05
26
5.RESULTADOS
5.1 Parâmetros ambientais
Durante os 25 dias de cultivo, os parâmetros
físico químicos,não apresentaram
grande oscilações entre as diferentes dietas.Os valores de oxigênio dissolvido sempre se
mantiveram acima de 7,0mg/l
Dieta
Rhodomonas lens
Parâmetros
Oxigênio Dissolvido
Temperatura
Salinidade
Amônia
Nitrito
Nitrato
pH
Médias ± DP
7,4 ± 0,42mg/l
26 ± 1°C
32 ± 2 ups
0,25± 0,25mg/l
0
0
8,25± 0,25
Tabela 3.Valores dos parâmetros Físico - químicos na dieta Rho
Dieta
T. weisflogii
Parâmetros
Oxigênio Dissolvido
Temperatura
Salinidade
Amônia
Nitrito
Nitrato
pH
Médias ± DP
7,3 ± 0,37mg/l
26 ± 1°C
32 ± 2ups
0,25±0,25mg/l
0
0
8,25± 0,25
Tabela 4. Valores dos parâmetros Físico químicos na dieta Tha
Dieta
Dieta Mix
Parâmetros
Oxigênio Dissolvido
Temperatura
Salinidade
Amônia
Nitrito
Nitrato
pH
Médias± DP
7,45± 0,43mg/l
26 ± 1°C
32 ± 2ups
0,25±0,25mg/l
0
0
8,25± 0,25
Tabela 5. Valores dos parâmetros Físico químicos na dieta Mix
Em relação à temperatura, as médias ao longo do cultivo se mantiveram constantes
em todos os tratamentos (26±1 °C). Quanto aos valores de salinidade, todas as dietas
apresentaram média de 32 ups.,sendo o menor valor de 30 ups e a maior de 34 ups. Já
quanto aos valores de compostos nitrogenados (amônia, nitrito e nitrato) os mesmos se
27
mantiveram próximos a zero. Quando estes valores de amônia se aproximavam de 0,5
mg/L, foram realizadas trocas parciais de 30% do volume de água dos galões de cultivo.
5.2 Crescimento em comprimento
Em relação ao comprimento das artêmias entre as três dietas testadas, a que
apresentou os maiores comprimentos
médios finais foi a dieta composta apenas pela
microalga Rhodomonas lens, seguida pela dieta Mix e a dieta que apresentou o menor
comprimento final foi a dieta Thalassiossira weissflogii. As artêmias submetidas a dieta de
Rhodomonas lens apresentaram comprimento superior em todas as medições realizadas
após o inicio da alimentação, atingindo um comprimento médio final entre as repetições de
8 mm no 25° dia de cultivo, seguido da dieta Mix em que as artêmias alcançaram 7,49 mm
e, por fim, a dieta com a microalga T. weisflogii apresentou comprimentos médio no ultimo
dia de pesagem de 6,88 mm. Abaixo pode - se observar o crescimento em mm ao longo dos
dias de cultivo para as três dietas ofertadas.
(mm)
9
Comprimento
8
7
6
Dieta Rho
5
Dieta Tha
4
Dieta Mix
3
2
1
0
1
4
8
12
16
20
24
Dias de medições
Figura 9. Crescimento em comprimento de Artemia sp., submetida a três dietas microalgais. Valores são médias
de 300 organismos ± Desvio Padrão de cada dieta.
5.3 Crescimento em peso
Ao avaliar os dados referentes às medições de peso seco, foi possível observar um
maior peso em miligramas na dieta composta por R. lens, sendo que em todas as medições
realizadas, os pesos obtidos para as artêmias cultivadas com esta microalga foram sempre
28
superiores em relação as duas outras dietas avaliadas, resultando em um peso médio final
7,13 mg.
Dieta Rho
Peso Seco (mg)
8
7
y = 0,2845x - 0,5534
R2 = 0,94
6
5
4
3
2
1
0
0
5
10
15
20
25
Dias de Cultivo
Figura 10. Crescimento em peso seco de Artemia sp., cultivada com a microalga Rhodomonas lens. Valores são
médias de 300 organismos ± Desvio Padrão.
Em relação à dieta Mix, os valores de peso seco obtidos foram intermediários entre os
tratamentos Rho e Tha, sendo que peso seco médio da dieta no último dia de pesagem foi
de 5,49 mg.
Dieta Mix
Peso Seco (mg)
8
7
6
y = 0,209x - 0,5121
R2 = 0,90
5
4
3
2
1
0
0
5
10
15
20
25
Dias de cultivo
Figura 11. Crescimento em peso seco de Artemia sp., cultivada com a dieta MIX (50% Rhodomonas lens
+ 50% Thalassiossira weisflogii). Valores são médias de 300 organismos ± Desvio Padrão.
29
A dieta Tha, apresentou sempre os menores valores médios de peso seco em todas as
medições ao longo do experimento, sendo o peso médio no último dia de cultivo de 5,24 mg.
Dieta Tha
Peso Seco (mg)
8
7
6
y = 0,1982x - 0,4948
R2 = 0,89
5
4
3
2
1
0
0
5
10
15
20
25
Dias de Cultivo
Figura 12. Crescimento em peso seco de Artemia sp., cultivada com a microalga Thalassiossira weisflogii.
Valores são médias de 300 organismos ± Desvio Padrão.
A dieta Rho resultou em um peso médio final de 1,64 e 1,89 mg superior em relação ao
tratamento Mix e Thalassiossira respectivamente.
5.4 Maturação sexual e Fecundidade
Entre as três dietas avaliadas durante o experimento, verificou-se que a dieta Rho
apresentou indivíduos adultos e também comportamento reprodutivo após o 18° dia de
cultivo, sendo que no 21° dia foi possível observar fêmeas fecundadas e no 23° dia fêmeas
com marsúpio cheio. De algumas fêmeas foram coletados o marsúpio e realizada a
contagem do número de ovos que foi em média de 40 ± 3 por fêmea. O ciclo de vida durou
28 dias quando se observou a liberação de cistos da água.
30
Figura 13. Fêmea obtida da dieta Rho com ovos aos 22° dia de cultivo.
Figura 14 . Fêmea obtida na dieta Rho com marsúpio após 24° dia de cultivo.
Na dieta Mix a presença de adultos e o comportamento reprodutivo teve início no
20° e 21° dia de cultivo respectivamente e fêmeas com ovos e foram observadas a partir
do 23° e com o marsúpio cheio após o 26° dia de cultivo respectivamente. A liberação dos
cistos ocorreu após o 30° dia de cultivo.
31
Figura 15. Fêmea obtida na dieta Mix com marsúpio cheio no 26° dia de cultivo.
Na dieta Tha, a presença de adultos e o comportamento reprodutivo foi observado
após 22° dia, sendo que no 25°dia de cultivo, poucas fêmeas apresentavam ovos e no 28°
dia, ainda não havia sido observado fêmeas com marsúpio.
Figura 16. Fêmea obtida na dieta Tha com ovos no 28° dias de cultivo
5.5 SOBREVIVÊNCIA
Em relação à sobrevivência todos os tratamentos apresentaram taxas elevadas,
sendo a dieta Rho, a que apresentou a maior sobrevivência, sendo de 82,15%, seguido da
dieta Mix com taxas de sobrevivência de 81,67% e a dieta Tha obteve taxa de 80,15%
32
Figura 17. Sobrevivência de Artemia sp., cultivada sob diferentes dietas microalgais.
5.6 Residual de células
A contagem do residual de células nos nove dias iniciais de cultivo foi semelhante
entre as dietas sendo que a dieta Rho o maior valor residual foi de 1950 cel/ml e o menor foi
de 10 cel/ml, no Tratamento Tha os valores de residual ficaram entre 1500 e 13 cel/ml e a
dieta Mix os valores ficaram entre 1200 e 12 cel/ml. Os valores de contagem baixos em
todas as dietas no 10° e 11°dia de cultivo ocorreram devido a um problema com o cultivo
das microalgas ofertadas no experimento.
Em relação ao residual de células a partir do 9° dia de cultivo, os valores da contagem
ficaram entre 201 e 1798 cel/ml para a dieta Rho, 268 e 1685cel/ml para a dieta Tha e 279
e 1840 cel/ml para a dieta Mix.
6.ANÁLISE ESTATÍSTICA
6.1 Crescimento em comprimento
De acordo com as sete medições e pesagens realizadas ao longo do experimento,
as análises realizadas evidenciaram a diferença estatística entre as dietas Rho e Tha em
relação ao comprimento, sendo que a dieta Rho obteve as maiores médias de comprimento
durante todo o experimento.
33
Figura 18. Boxplot dos valores de comprimento (mm) de Artemia sp., cultivadas em três dietas microalgais.
Mix=50+50%,Rho=R lens , Tha=T. weisflogii.
O gráfico, evidência as médias de comprimento final de cada dieta, bem como os valores
mínimos e máximos , os quais a dieta ofertada as artêmias com a microalga Rhodomonas
lens foi a que obteve as maiores médias de comprimento.
A ANOVA evidenciou a diferença estatística entre as três dietas, sendo que a
microalga Rhodomonas lens foi superior em comparação as outras dietas.
Tabela da
ANOVA
G.L
Soma dos
Quadrado
quadrados
médio
Fator
2
13.8258
6.9179
Resíduos
87
14.4788
0.1664
F
P valor
41.568
2,135e-13***
Tabela 6. Teste da ANOVA para as medições de Crescimento das artêmias para as três dietas microalgais.
A análise dos dados obtidos com o teste da ANOVA, mostra que houve diferença
significativa (P<0,05).
34
Dieta/Comprimento
Centro
Lwr
Upr
P valor
Rho-mix
0.05416667
0.2905046
0.7928288
0.0000049
Tha- mix
-0.4160000
-0.6671621
-0.1648379
0.0004623
Rho-Tha
-0.9576667
-1.2088288
-0.7065046
0.0000000
Tabela 7. Valores do Teste de Tukey relacionando as médias entre as três dietas microalgais.
O Teste de Tukey evidenciou diferença significativa ao nível de P< 0.001 entre as
três dietas, sendo que a dieta R. lens foi muito superior em comparação as demais. A dieta
Mix também apresentou diferença estatística em relação à dieta Tha P<0.001, apresentando
maiores valores médios de comprimento em relação a dieta T. weisflogii.
6.2 Crescimento em peso
ANOVA
G.L
Soma dos
Quadrado
quadrados
médio
Fator
2
71.123
35.561
Resíduos
87
36.442
0.419
F
84.897
P valor
2,2e-16***
Tabela 8. Teste da ANOVA para medições de Peso seco das artêmias para três dietas microalgais
Dieta/Peso seco
Centro
Lwr
Upr
P valor
Rho -mix
1.647397
1.2489318
2.04586150
0.0000000
Tha- mix
-0.409470
-0.8079348
-0.01100517
0.0425968
Rho-Tha
-2.056867
-2.4553315
-1.65840184
0.0000000
Tabela 9. Valores do teste de Tukey para as médias de peso seco das artêmias entre as três dietas microalgais.
Os dados da Anova comprovam a
significância entre as dietas, e o Teste de Tukey
evidenciou diferença significatica entre as dietas Rho e Tha, bem como com a dieta Mix.
35
Mix
Figura 19. Boxplot dos valores de Peso seco (mg) de Artemia sp., cultivadas em três dietas
microalgais.Mix=50+50%,Rho=R lens , Tha=T. weisflogii.
6.3 Sobrevivência
A sobrevivência não apresentou diferença estatística entre as dietas, sendo que as
taxas de mortalidade média em todas as dietas não ultrapassaram 20%.
Soma dos
Quadrado
quadrados
médio
2
75.55
37.77
74
2436.31
32.92
ANOVA
G.L
Fator
Resíduos
F
1.1473
P valor
0.3231
Tabela 10. Teste da ANOVA para sobrevivência das artêmias cultivadas em três dietas microalgais
36
Figura 20. Boxplot com os valores médios de sobrevivência das artêmias cultivadas em três
dietas microalgais Mix=50+50%,Rho=R lens , Tha=T. weisflogii
6.4 Residual de células
Em relação a contagem do residual de células, diferenças significativas não foram
verificadas entre dietas, tanto em relação a contagem inicial de 7000, como também na
contagem de 8500 células por ml.
Soma dos
Quadrado
quadrados
médio
2
247926
123963
69
23894751
346301
ANOVA
G.L
Fator
Resíduos
F
0.358
P valor
0.7004
Tabela 11. Teste da ANOVA para o residual de células dos cultivos de Artêmia entre as três dietas microalgais
a partir de 7000 cel/ml
37
Figura 21. Boxplot dos valores médios ao residual de células dos cultivos de Artêmia entre as três dietas
microalgais a partir de 7000 cel/ml
Rho
Tha
Dieta
Figura 22. Boxplot dos valores médios ao residual de células dos cultivos de Artêmia entre as três dietas microalgais
a partir de 8500 cel/ml
Soma dos
Quadrado
quadrados
médio
2
319478
159739
105
17591808
167541
ANOVA
G.L
Fator
Resíduos
F
0.9534
P valor
0.3887
Tabela 12.Teste da ANOVA para o residual de células dos cultivos de Artêmia entre as três dietas microalgais a
partir de 8500 cel/ml
38
7. DISCUSSÃO
As artêmias submetidas à dieta composta exclusivamente pela microalga
Rhodomonas lens obtiveram as maiores taxas de crescimento em peso, comprimento,
sobrevivência, fecundidade e maturaram mais cedo, consequentemente, esta foi a melhor
dieta, entre as testada para produção intensiva de artemia.
Segundo LAVENS e SORGELOOS (1996), no manual de produção e uso de
alimento vivo para aquicultura publicado pela FAO, tanto a temperatura quanto a salinidade
podem ter efeitos significativos em relação ao crescimento, sendo o efeito da temperatura
mais pronunciado. Porém, os valores de temperatura e salinidade não tiveram variações
acentuadas entre as dietas, por esta razão, a composição nutricional das microalgas foi o
fator determinante das taxas de crescimento em comprimento e em peso das artêmias. Tais
fatores resultaram em um melhor desempenho obtido pela dieta composta pela microalga R.
lens. Estes resultados podem estar relacionados aos altos teores de proteína (62%), lipídeos
(12%) e carboidratos (11%) da microalga Rhodomonas lens (SEIXAS, 2009). Já o gênero
Thalassiossira apresenta a seguinte composição, 19,2% de proteínas, 26,8% de
carboidratos totais e 27,5% de lipídeos (RIZZI, 2010) podendo então ter sido o elevado
conteúdo protéico da microalga Rhodomonas lens em relação à Thalassiossira que
influenciou os resultados em ganho de peso, uma vez que, as proteínas são responsáveis
pela formação de massa muscular e as proteínas do músculo produzem esqueletos
carbônicos que podem ser utilizados como fonte energética ou lipogênese. (SEIXAS, 2004)
A superioridade da dieta composta por Rhodomonas lens pôde também ser
evidenciada através da pequena variação entre as repetições em relação ao crescimento
em comprimento, uma vez que todos os valores ficaram próximos a 8 mm na última medição
realizada, diferentemente das outras dietas, em que a variação entre as repetições foi mais
pronunciada. A dieta Mix também se mostrou superior em relação a dieta Thalassiossira.
No que se refere às paralarvas de polvos, o tamanho mais adequado de juvenis de
artêmia para serem, ofertado as paralarvas ao longo do cultivo, é de 1,5 a 4,0 mm
(IGLESIAS et al., 2004,2006, 2007).
Ainda que outros autores tenham observado que
tamanhos inferiores a 1,5mm são aptos a serem, oferecidos as paralarvas nos primeiros
dias de vida (NAVARRO & VILLANUEVA, 2000, 2003; VILLANUEVA et al., 2002,2004.),
estes tamanhos se tornam pouco atrativos para as paralarvas após os primeiros 20 dias de
cultivo. Por esta razão, a otimização do crescimento de náuplios de artêmia até os tamanhos
maiores, mais adequados, e a melhora do perfil nutricional são importantes metas a serem
39
alcançadas no cultivo de paralarvas de polvo. Neste contexto, os resultados obtidos através
do presente trabalho representam um importante passo para a produção intensiva de
artêmias de boa qualidade nutricional para serem oferecidas as paralarvas de polvo durante
a larvicultura.
Segundo (DHONT e LAVENS 1996) os fatores que estão diretamente associados a
taxas de sobrevivência das artêmias, são temperatura e salinidade. Porém, como as
artêmias são organismos muito resistentes às variações de salinidade e, como este
parâmetro não apresentou grande variações entre as três dietas testadas, não podem ter
influenciado as taxas de sobrevivência e durante o experimento.
Quanto aos residuais de células, como não foi observada diferenças significativas entre as
três dietas, a densidade de células remanescentes não pode ser considerada como um
fator que influenciou no crescimento em peso, comprimento e sobrevivência entre as dietas.
Mesmo se considerarmos o tamanho das células de cada microalga ofertada nas três dietas,
de 8-12µm para Rhodomonas lens e 12-40µm para Thalassiossira sp (FERREIRA,2009)
uma vez
que as artêmias podem filtrar partículas de tamanhos entre 1 e 50µm
(SEIXAS,2009) e segundo (REEVE, 1963), a taxa de filtração das artêmias independe do
tamanho das células, então não podemos considerar que o fator tamanho celular das
diferentes microalgas, tenham influenciado nestas taxas,tal fato evidencia a influência da
composição nutricional
das microalgas no desempenho eficaz do cultivo intensivo de
artêmias.
Fatores ambientais como baixas concentrações de oxigênio dissolvido ou salinidades
muito elevadas desencadeiam a formação dos embriões até a fase de gástrula sendo então
recobertos por uma casca marrom, isto é, os cistos, gerando assim uma paralisação
metabólica (DHONT e VAN STAPPEN 2003). Porém, como os valores de oxigênio
dissolvido se mantiveram acima de 7,0 mg/l, este fator não dever ter influenciado. Porém, a
salinidade que se manteve por volta dos 32 ups pode ter influenciado no processo de
produção de cistos, pois as artêmias naturalmente habitam ambientes com maiores
salinidades, geralmente acima de 35 ups. Os valores de pH também podem ter influenciado
na formação de cisto, já que a faixa ideal para as artêmias é de 6,5 a 8,0. Durante o
experimento, todos as dietas mantiveram uma média de pH em torno de 8,5 fato que pode
ter sido responsável, pelo menos parcialmente, pela na formação de cistos ao invés da
liberação direta de náuplios na água.
A dieta Mix apresentou sempre resultados intermediários entre as dietas, em todos
as medições de crescimento em peso, em comprimento e em relação a maturação sexual e
fecundidade, tais resultados podem ser remetidos ao efeito de diluição da dieta , uma vez
40
que 50 % da composição desta era da microalga R. lens. Em relação à dieta que ofertou a
microalga Thalassiossira weisflogii, não foram obtidos bons resultados. Esta dieta se
mostrou pouco eficiente para o cultivo intensivo de artêmias, uma vez que tanto o
crescimento em comprimento e em peso foram inferiores as demais dietas testadas e a
maturação sexual foi tardia, tornando assim os cultivos intensivos mais onerosos.
41
8. CONCLUSÃO

A dieta com a microalga Rhodomonas lens resultou em um melhor desempenho para
o cultivo intensivo de artêmias.

A microalga R. lens, pode ser considerada uma ótima opção de cultivo intensivo
para artêmias, pois promove um rápido crescimento e aceleração da maturação
sexual, bem com taxas altas de sobrevivência em cultivos intensivos.

Em relação à dieta Thalassiossira weisflogii, não foram obtidos bons resultados. Esta
dieta se mostrou pouco eficiente para o cultivo intensivo de artêmias, uma vez que
tanto o crescimento em comprimento e peso seco foram inferiores as demais dietas
testadas e a maturação sexual foi tardia.

O desempenho superior da dieta R. lens pode ser remetido aos altos teores de
proteína e lipídeos constituintes dessa microalga. O Tratamento Mix se mostrou
eficiente no que se refere ao crescimento em comprimento, peso seco e também à
maturação sexual, provavelmente, pelo efeito da diluição, já que 50% da composição
desta dieta era da microalga R. lens. Estudos mais aprofundados em relação ao
perfil de ácidos graxos e teores nutricionais devem ser avaliados, para confirmar o
melhor desempenho em relação aos outros tratamentos realizados no experimento.
42
9. REFERÊNCIAS
AGH, P. e P. SORGELOOS., 2005. Handbook of protocols and guidelines for culture and enrichment
of live food for use in larviculture. Artemia & Aquatic Animals Research Center. Urmia - Iran. 60 pp.
AGUADO GIMÉNEZ, F.; GARCÍA GARCÍA, B.,2002. Growth and food intake models in Octopus
vulgaris Cuvier (1797):infl uence of body weight, temperature, sex and diet. Aquaculture International,
v. 10, n. 5, p. 361-377.
BENGTSON,D.A.;LÉGER,P.;SORGELOOS,P.,1991. Use of Artemia as a food source for
Aquaculture. Em: CRC press Inc. (Ed.) Artemia biologia . 1.ed. Boca Raton: CRC Press
Inc.,.v.3,p.255-285.
BLANCO, l. T. e A. G. J. TACON. 1989. La produccion de alimento vivo y su importância en
acuicultura AQUILA - Apoyo a las Actividades Regionales de Acuicultura para America Latina y el
Caribe. Programa Cooperativo Gubernamental FAO – ITALIA. Documento de campo 12. 90 pp.
BOUGARAN,G.;LE DEAN,L.; LUKOMSKA,E.; KAAS, R.; BARON, R. 2003. Transient initial phase
in continuous culture of Isochrysis galbana affi nis Tahiti. Aquatic Living Resources, 16: 389-394.
BOYLE, P.R.,1987. Cephalopod Life Cycles, Vol. II. Academic Press, London. 441p.
BOYLE, P.R;RODHOUSE, P. G. 2005. Cephalopods: ecology and fisheries. Blackwell Science, UK.
464p.
BROWN, M. R., 2002. Nutritional value of microalgae for aquaculture. In: Cruz-Suárez, L. E., RicqueMarie, D., Tapia-Salazar, M., Gaxiola-Cortés, M. G., Simoes, N. (Eds.). Avances em Nutrición
Acuícola VI. Memorias del VI Simposium Internacional de Nutrición Acuícola. 3 al 6 de Septiembre
del 2002. Cancún, Quintana Roo, México.
BROWN, M. R., S. W. JEFFREY, J. K. VOLKMAN e G. A. DUNSTAN. 1997. Nutritional properties of
microalgae for mariculture. Aquaculture 151: 315-331.
CASTRO J., T. CASTRO, J. SÁNCHEZ, G. CASTRO, A. CASTRO, J. ZARAGOZA, R. de LARA e
M. del C. MONROY. 2006. Cysts and nauplii biometry characteristics of seven Artemia franciscana
(Kellog, 1906) populations from Mexico. Revista de Biología Marina y Oceanografía 41(2): 187-193.
CARRASCO, J. F. et al. 2003 Cultivo intensivo de paralarvas de pulpo (Octopus vulgaris, Cuvier
1797) utilizando como base de la alimentación zoeas vivas de crustáceos. In: CONGRESO
NACIONAL DE ACUICULTURA, 9., 2003, Cádiz.Anais... Cádiz: CNA. p. 255-256.
CHAPELA, A. et al.,2006 Growth of common octopus (Octopus vulgaris) in cages suspended from
rafts. Scientia Marina,v. 70, n. 1, p. 121-129.
CONKLIN, D.E., 1995. Digestive physiology and nutrition. In: Factor, J.R. (Ed.), Biology of the Lobster
Homarus americanus. Academic Press, San Diego, California, pp. 441-458.
DHERT, P.H., BOMBEO, R.B., SORGELOOS, P., 1993. Use of ongrown Artemia in nursery culturing
of the tiger shrimp. Aquacult. Int. 1, 170-177.
DHONT, J., LAVENS, P., 1996. Tank production and use of ongrown Artemia. In: Sorgeloos, P.,
Lavens, P. (Eds.), Manual on the Production and Use of Live Food for Aquaculture. Fisheries
Technical Paper No. 361. Food and Agriculture Organization of the United Nations, Rome. pp. 164194.
DHONT, J., VAN STAPPEN, G., 2003. Biology, Tank Production and Nutritional Value of Artemia. In:
Støttrup, J.G., McEvoy, L.A., (Eds.). Live feeds in marine aquaculture.
Blackwell Science Ltd., pp. 145-195.
43
DHONT,J. 2005. Ongrown Artemia as a life food. Laboratory of Aquaculture & Artemia Reference
Center.Faculty of Bioscience Engineering. Workshop on Octopus Culture. Vigo, November 7-11.
DOMINGUES, P.M., SYKES, A., ANDRADE, J.P., 2001. The use of Artemia sp. or mysids as food
source for hatchlings of the cuttlefish (Sepia officinalis L.); effects on growth and survival throughout
the life cycle. Aquac. Int. 9, 319-331.
DUERR, E. O., A. MOLNAR e V. SATO. 1998. Cultured microalgae as aquaculture feeds.Journal of
Marine Biothecnology 7:65-70.
FENUCCI, J.L; LAWRENCE,A.L.;ZEIN-ELDIN,Z.P.1981. The Effects of fatty acid and shrimp meal
composition of prepared diets on grown of juvenile shrimp, Penaeus stylirostris. J world Maricul.
Soc.,12 (1): 315-324.
FERREIRA,P.M.P.,2009 Manual de cultivo e bioencapsulação da cadeia alimentar para a larvicultura
de peixes marinhos. Instituto Nacional de Recursos Biológicos. IPIMAR. 231pp.
HOEK, V. D.; MANN, D. G.; JAHNS, H. M. 1995. Algae: an introduction to phycology. Cambridge
University Press, Cambridge, UK, 623pp.
IGLESIAS, J.;SANCHÉZ,F.J.; OTERO,J.J., 1997. Primeras experiencias sobre el cultivo integral del
pulpo (Octopus vulgaris) en el Instituto Español de Oceanografía. En: Costa, J., Abellan, E., García,
B., Ortega, A. y Zamara, S., (Eds.). Actas del VI Congreso Nacional de Acuicultura, Cartagena. ISBN:
84-491-0323-1. pp. 221-226.
IGLESIAS,J.; OTERO,J.J.; MOXICA, C.;FUENTES,L.;SANCHÉZ, F.J. 2004. The completed life
cycle of the octopus (Octopus vulgaris, Cuvier) under culture conditions: paralarvae rearing using
Artemia and zoeae, and first data on juvenile growth up to eight months of age. Aquacult. Int. 12, 481487.
IGLESIAS, J., FUENTES, L., SÁNCHEZ, J., OTERO, J.J., MOXICA, C., LAGO, M.J., 2006. First
feeding of Octopus vulgaris Cuvier, 1797 paralarvae using Artemia: Effect of prey size, prey density
and feeding frequency. Aquaculture 261, 817-822.
IGLESIAS, J., SÁNCHEZ, J., BERSANOB , J., CARRASCO J., DHONT, J., FUENTES L., LINARES,
F.,MUNÕZ, J., OKUMURA, S., ROO, J., VAN DER MEEREN, T., VIDAL, E., VILLANUEVA, R.,
2007. Rearing of Octopus vulgaris paralarvae: Present status, bottlenecks and trends. Aquaculture
266, 1-15.
KAYAMA,M.;HIRATA,M.;KANAZAWA,A.;TOKIWA,S.;SAITO,M., 1980 Essential fatty acids in the
diet of prawn-III.Lipid metabolism and fatty acid composition. Bul.Japan.Soc.Scient, Fish., Tokyo, 46
(4): 483-488
LAVENS,P. E P.SORGELOOS.1984. Controlled production os artemia cysts under standart
condictions in a recirculating culture system. Aquacult. Eng. 3:221-235.
LAVENS, P. e P. SORGELOOS. 1996. Manual on the Production and Use of Live Food
forAquaculture. FAO Fisheries Technical Paper 361, 295 pp.
LÉGER, P.; BENGTSON, D.A.; SIMPSON, K.L. et al.1986 The use and nutritional value
of Artemia as food source.Oceanograph Marine Biology Annual Review, n.24, p.521-623.
LEITE, T.S. 2002. Caracterização da fauna de polvos (Cephalopoda: Octopodidae) de águas rasas
do litoral e ilhas oceânicas do nordeste brasileiro. Dissertação de mestrado, curso de Pós Graduação
em Oceanografia Biológica, Fundação Universidade Federal do Rio Grande, Rio Grande do Sul.
LEITE, T. S. 2007. Taxonomia, distribuição, ecologia alimentar, pesca e opções de manejo de uma
nova espécie de polvo (Octopus insularis: Cephalopoda), no Arquipélago de Fernando de Noronha,
44
Brasil. Dissertação de doutorado (curso de Pós graduação em Oceanografia Biológica), Fundação
Universidade Federal do Rio Grande, Rio Grande do Sul.
LUACES, M.; REY, M.,1999 El engorde industrial de pulpo (Octopus vulgaris) en jaulas: análisis de
dos años de cultivo en La Ría de Camariñas (Galicia). In: FERNÁNDEZ-PALACIOS, H.; IZQUIERDO,
M. (Ed.). Convergencia entre investigación y empresa: un reto para el Siglo XXI. Las Palmas de Gran
Canaria: ICCM.n. 4, p. 184-268.
MANGOLD, K.,1983. Food, feeding and growth in cephalopods. Memoirs of the National Museum of
Victoria, v. 44, n. 2, p. 81-93.
MANGOLD, K.; BOLETZKY, S. V. 1973 New dates on reproductive biology and growth of Octopus
vulgaris. Marine Biology, v. 19, v. 1, p. 7-12.
MAZÓN, M. J. et al.,2007. Evaluation of environmental nitrogen and phosphorus contributions as a
result of intensive ongrowing of common octopus (Octopus vulgaris). Aquaculture, v. 266, n. 1/4, p.
226-235.
MERCHIE, G., 1996. Use of nauplii and meta-nauplii. In: Sorgeloos, P., Lavens, P. (Eds.), Manual on
the Production and Use of Live Food for Aquaculture. Fisheries Technical Paper No. 361. Food and
Agriculture Organization of the United Nations, Rome. pp. 137-163.
NAVARRO, J., VILLANUEVA, R., 2000. Lipid and fatty acid composition of early stages of
cephalopods: an approach to their lipid requirements. Aquaculture 183, 161-177.
NAVARRO, J., VILLANUEVA, R., 2003. The fatty acid composition of Octopus vulgaris paralarvae
reared with live and inert food: deviation from their natural fatty acid profile. Aquaculture 219, 613-631.
NEW, M. B., L. R. D'ABRAMO, W. C. VALENTI e S. SINGHOLKA., 2000. Sustainability of freshwater
prawn culture. In: New, M. B. & Valenti, W. C. (Ed.) Freshwater Prawn Culture:The farming of
Macrobrachium rosenbergii. Oxford, Blackwell Science. p. 429-434.
O’DOR, R. K.; WELLS, M. J.1987 Energy and nutrient fl ow. In: BOYLE, P. R. (Ed.). Cephalopod life
cycles. London: Academic Press. v. 2, p. 109-133.
OHSE,S.;DERNER,R.B.;OZORIO,R.A.BRAGA,M.V.C.;CUNHA,P.,LAMARCA,C.P.;SANTOS
2008.Crescimento de microalgas em sistema estacionário. Biotemas ,21 (2):7-18 UEPG
M.E.,
PIÑA, P., M. NIEVES, D. VOLTOLINA e C. O. ORTEGA. 2004. Crecimiento, desarrollo y
supervivencia de mysis de Litopenaeus vannamei alimentadas con nauplios de artemia y con el
rotífero Brachionus plicatilis. Investigaciones Marinas 25(3): 245-251.
PROVASOLI, L., SHIRAISHI, K., LANCE, J.R., 1959. Nutritional idiosyncrasies of Artemia and
Tigriopus in monoxenic culture. Ann. N.Y. Acad. Sci. 77, 250-261.
REEVE,M.R., 1963. The filter feeding of artemia. Great Britain. J. Exp.Biol 40, p 195-205.
RITAR, A.J., SMITH, G.G., DUNSTAN, G.A., BROWN, M.R., HART, P.R., 2003. Artemia prey size
and mode of presentation: effects on survival and growth of phyllosoma larvae of southern rock lobster
(Jasus edwardsii). Aquacult. Int. 11, 163 182.
RIZZI, J. 2010 Potencial Biotécnologico dos Polissacarídeos de Microalgas marinhas. Dissertação de
mestrado.Universidade Federal do Paraná.
SAKAMOTO, M.;HOLLAND,D.L.;JONES,D.A. 1982. modification of the nutricional composition of
Artemia by incorporation of polyunsaturated fatty acids using micro-encapsulated diets. Aquaculture,
Amsterdam 25 (1):77-87 , july.
45
SCHAUER, P. S., D. M. JOHNS, C. E. OLNEY e K. L. SIMPSON. 1980. International study on
Artemia: XI. Lipid level, energy content and fatty acid composition of cysts and newly hatched nauplii
from five geographical strains of Artemia. In: The brine shrimp Artemia. Vol3. Ecology, Culturing, Use
in Aquaculture. (eds G. Persoone, P. Sorgeloos, O. Poels, and E.Jaspers). pp 365-373. Universa
Press, Wetteren, Bélgica.
SEIXAS,J.T.F.2004. Uma revisão sobre o papel do carboidrato e da proteína no metabolismo de
peixes com habito alimentar carnívoro e onívoro. Augustus V 09, N°18 Jan/Jun Semestral. Rio de
Janeiro.
SEIXAS,P.F.2009. Composición bioquímica y crecimiento de paralarvas de pulpo (Octopus vulgaris
Cuvier, 1797), alimentadas con juveniles de Artemia enriquecidos com microalgas y otros
suplementos nutricionales. PhD Tesis. Universidade de Santiago de Compostela.
SORGELOOS,P.,LAVENS,P.,LÉGER,P.,TACKAERT,W.,VERSICHELE,D.1986.Manual for the culture
and use of Brine shrimp Artemia in Aquaculture. Artemia Ref. Center (ed), 319 pp.
SORGELOOS, P., DHERT, P., CANDREVA, P., 2001. Use of the brine shrimp, Artemia spp., in
marine fish larviculture. Aquaculture 200, 147-159.
TOMASSELI, L. 2004. The microalgal cell. In: Richmond, A. (ed.). Handbook of microalgal culture:
Biothecnology and applied Phycology. Blackwell Publishing, Oxford, USA, p. 3-19.
TLUSTY, M.F., FIORE, D.R., GOLDSTEIN, J.S., 2005. Use of formulated diets as replacement for
Artemia in the rearing of juvenile American lobsters (Homarus americanus). Aquaculture 250, 781795.
VIDAL, E. A. G.;FUENTES, L. ;SILVA, L.B., 2010. Defining Octopus vulgaris populations: A
comparative study of the morphology and chromatophore pattern of paralarvae from Northeastern and
Southwestern Atlantic. Fish. Res. (2010), doi: 10.1016/j.fishres.2010.08.009;
VILLANUEVA, R. 2010. Experimental rearing and growth of planktonic Octopus vulgaris from
hatching to settlement. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, v. 52, n. 11, p. 26392650, 1995.
VILLANUEVA, R., KOUETA, N., RIBA J., BOUCAUD-CAMOU, E., 2002. Growth and proteolytic
activity of Octopus vulgaris paralarvae with different food rations during first feeding, using Artemia
nauplii and compound diets. Aquaculture 205, 269–286.
VILLANUEVA, R., RIBA, J., RUÍZ-CAPILLAS, C., GONZÁLEZ, A.V., BAETA, M., 2004. Amino acid
composition of early stages of cephalopods and effect of amino acid dietary treatments on Octopus
vulgaris paralarvae. Aquaculture 242, 455-478.
WATANABE,T.;OOWA,F.;KITAJIMA,C.;FUJITA,S. 1978. Nutricional quality of brine shrimp Artemia
salina, as a living feed from the view point of essential fatty acids for fish. Bull. Jpn. Soc. Sci., Tokyo,
44 (10): 1115-1121.
WATANABE, T.; OOWA, F.; KITAJIMA, C. et al.1980. Relationship between dietary value of brine
shrimp Artemia salinaand their content of w-3 HUFA. Bulletin of Japanese Society of Scientific
Fisheries, n.46, p.35-41.
WELLS, M. J.1978. Octopus: physiology and behaviour of an advanced invertebrate. London:
Chapman and Hall.
46
ANEXOS
Anexo 1. Residual da contagem células remanescentes no cultivo de Artemia sp. em três diferentes
dietas a partir de 7000 cel/ml
Anexo 2. Residual da contagem células remanescentes no cultivo de Artemia sp. em três
diferentes dietas a partir de 8500 cel/ml
47