UNIVERSIDADE ESTADUAL DO CEARÁ – UECE
PRÓ-REITORIA DE PÓS-GRADUAÇÃO E PESQUISA
FACULDADE DE VETERINÁRIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS
BENEDITO NEILSON ROLIM
DIAGNÓSTICO DA RAIVA: TÉCNICA DE COLETA DE MEDULA CERVICAL E
IMPLANTAÇÃO DA METODOLOGIA NO ESTADO DO CEARÁ BRASIL
Fortaleza – Ceará
Julho 2011.
BENEDITO NEILSON ROLIM
DIAGNÓSTICO DA RAIVA: TÉCNICA DE COLETA DE MEDULA CERVICAL E
IMPLANTAÇÃO DA METODOLOGIA NO ESTADO DO CEARÁ BRASIL
Tese apresentada ao Programa de Pós-Graduação em
Ciências Veterinárias da Faculdade de Veterinária da
Universidade Estadual do Ceará, como requisito parcial
para a obtenção do título de Doutor em Ciências
Veterinárias
Área de Concentração: Reprodução e Sanidade
Animal.
Linha de Pesquisa: Reprodução e Sanidade de
Carnívoros, Onívoros, Herbívoros e Aves
Orientadora: Profa. Dra. Maria Fátima da Silva
Teixeira
Fortaleza – Ceará
Julho 2011.
BENEDITO NEILSON ROLIM
DIAGNÓSTICO DA RAIVA: TÉCNICA DE COLETA DE MEDULA CERVICAL E
IMPLANTAÇÃO DA METODOLOGIA NO ESTADO DO CEARÁ BRASIL
Tese apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Ciências
Veterinárias da Faculdade de Veterinária da Universidade
Estadual do Ceará, como requisito parcial para a obtenção do
título de Doutor em Ciências Veterinárias.
Aprovado em: 27/07/2011
BANCA EXAMINADORA
_____________________________________
Profa. Dra. Maria Fátima da Silva Teixeira
Universidade Estadual do Ceará - UECE.
Orientadora
_______________________________
_________________________________
Profa. Dra. Salette Lobão Torres Santiago
Universidade Estadual do Ceará - UECE.
Dra. Tânia Valeska Medeiros Dantas
Examinadora - EMBRAPA
______________________________
Profa. Dra. Maria Irismar de Almeida.
Universidade Estadual do Ceará - UECE.
____________________________________
Dr. Francisco Selmo Fernandes Alves.
Pesquisador - EMBRAPA
IN MEMÓRIA
Aos meus pais, Manoel de Moura Rolim e
Francisca Tabosa Rolim, carinhosamente dona
Nenem, pelos incentivos a ingressar nessa
belíssima e gratificante profissão, que com muito
orgulho exerço. Como também, pela criação e
ensinamentos formadores do meu caráter e da
minha personalidade; estes valores deixaram um
marco profundo em nosso convívio.
Com carinho
Benedito Neilson Rolim
A Deus, pois, nos momentos angustiantes, quando me
achei sozinho, achando que não podia mais, Nele,
encontrei coragem e determinação para seguir adiante em
busca dos meus objetivos.
Com muito carinho a minha esposa Josimeire Barreto de
Sousa Rolim, meus filhos: Pedro Tabosa Moura Neto,
Benedito Neilson Rolim Filho, Brenno Barreto de Sousa
Rolim, Luísa Barreto Rolim, as minhas irmãs e irmão,
sobrinhos (a), cunhados (a) e amigos, que de uma forma
direta ou indireta contribuíram com esta realização.
DEDICO
AGRADECIMENTOS
A DEUS, por ter me dado a vida, a profissão de Médico Veterinário, meu destino, princípios
de liberdade, igualdade, fraternidade, e sabedoria suficiente para superar e conduzir todas as
dificuldades em busca do saber.
A professora Dra. Maria Fátima da Silva Teixeira, por ter idealizado e nos orientado nesse
estudo, possibilitando sua realização, pela confiança, estímulo, eficiência, dedicação e
valiosas ajudas dadas no decorrer do meu aprendizado, mais do que uma orientadora, uma
amiga, a ela, toda minha gratidão.
A Universidade Estadual do Ceará, berço dos meus conhecimentos e grande parte da minha
vida, como estudante do curso de Medicina Veterinária (1974 - 1978), do mestrado
profissional em Ciências Avícolas (11/2005), do mestrado em Ciências Veterinárias
(07/2007), e atualmente (07/2011), quando me submeterei ao exame para galgar o título de
doutor em Ciências Veterinárias, nela me sinto em casa, meu reconhecimento e gratidão.
Ao Programa de Pós Graduação em Ciências Veterinária - PPGCV, pelo apoio, competência e
presença assumida na condução do Mestrado Acadêmico em Ciências Veterinária, a vocês
nosso total reconhecimento e gratidão.
Aos professores do Programa de Pós Graduação em Ciências Veterinária, pelos valiosos
conhecimentos e experiências repassados, preparando para o mercado de trabalho e a
pesquisa. Vossas orientações, apoio e materiais, muito contribuíram para concretização desta
etapa da minha vida, o sonho da pós graduação.
A vocês, Dra. Edmara Chaves Costa, Dra. Tânia Valeska Medeiros Dantas, Dra. Valeska
Shelda, M.V. Naylê Francelino Holanda Duarte, M.V. Jaliana Holanda dos Santos, Téc.
Leonília Fernandes, por suas importantes contribuições, indispensáveis para conclusão deste
estudo, que aqui se encerra para dar início a outros, meus profundos e sinceros
agradecimentos.
Aos funcionários do Programa de Pós Graduação em Ciências Veterinária, em especial:
Adriana Maria Sales Albuquerque, Ana Cristina Sabóia do Nascimento, Frederico Rocha
Cavalcanti, António César Camelo e André Gurgel Passos, por toda disponibilidade,
colaboração e paciência para nos ajudar.
Aos colegas do PPGCV, pela rica e agradável convivência durante o curso, e em especial, aos
que fazem á família “LABOVIR – Laboratório de Virologia”: Tereza D’ Ávila de Freitas
Aguiar, Aryana Lima, Francisco Esmaile de Sales Silva, Igor Ciríaco Barroso, Carlos Alberto
Furtado Lopes Júnior, Rosivaldo Quirino Bezerra Junior, Ronaldo Pereira Dias, Luís Antônio
de Oliveira Alves, Gabrielle Rosemblit Martins, pela amizade, companheirismo, imensas e
efetivas colaborações no nosso trabalho, além de ricas sugestões, críticas construtivas que
colaboraram com a realização deste experimento.
Ao Dr. José Maria dos Santos Filho, pelos incentivo e decisivo apoio para cursar e concluir
esse conceituado curso de pós-graduação.
Ao Prof. Dr. Francisco Militão de Souza, por sua inédita visão de educação e competência
para despertar em seus alunos os valores do conhecimento, os lançando no mundo científico,
obrigado, pela valiosa e indispensável colaboração no processo de aprendizado, e disposição
de ajudar sempre que solicitado.
Aos colegas veterinários, que acreditaram e incentivaram a efetivação do presente estudo, por
entenderem sua importância para saúde pública: Dr. Nélio Batista de Morais, Dr. Jarier de
Oliveira Moreno, Dr. Ángelo Raniere Santos Palácios, Dr. José Cleonardo Alves da Costa,
Francisco Atualpa Soares Junior, Dra. Lúcia Lima de Araújo, Dra. Samile de Andrade Maia,
Dra. Katariny de Araújo Pinheiro e Dr. David Caldas Vasconcelos, tanto acreditou que pôs
em prática, tais resultados otimizaram o estudo, meus agradecimentos pela importante
participação de vocês.
A equipe técnica responsável pelo planejamento, coordenação e capacitação da implantação
da Técnica de Coleta de Medula Cervical no Estado do Ceará: Dra. Naylê Francelino Holanda
Duarte, Dra. Leonília Maria Fernandes Targino, Dra. Evanisa Alves Ventura, Dr. Francisco
Barroso Pinto, por tudo que vocês fizeram meus reconhecidos agradecimentos.
A equipe de apoio técnico, João Batista de Oliveira Passos, Emanuel Deniz Araújo, Paulo
César Araújo e Francisco Edilson Araújo, meus agradecimentos pela importante e sempre
disponível ajuda de vocês.
A meus filhos, Pedro Neto, Neilson Filho, Brenno e Luísa, pela compreensão da minha
ausência nos momentos importantes de suas vidas.
A meus irmãos (a), cunhados (a), sobrinhos (a) e amigos, pela solidariedade, apoio, e
conformação, por minha ausência nas confraternizações, encontros e momentos importantes
da nossa família, pelo amor que tenho a vocês, muito obrigado.
A minha esposa Josimeire Barreto de Sousa Rolim, pela compreensão da minha ausência em
momentos importantes da família, para está presente nessa nova trajetória em busca da
conclusão da minha realidade. A você, tenho profundo agradecimento, carinho, respeito e
admiração.
O AUTOR.
i
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
CCZ - Centro de Controle de Zoonoses
CDC - Center for Disease Control (Centro de Controle de Doenças)
CEUA - Comissão de ética para uso de animais
DUVV - Vírus Duvenhage
EBL V-1- European Bat Lyssavirus 1
EBL V-2 – European Bat Lyssavirus 2
EPI - Equipamento de Proteção Individual
ELISA - Ensaio de imunoabsorção ligado a enzimas
EU - União Européia.
IC - Intracerebral
IFD - Imuno Fluorescência Direta
MS- Ministério da saúde
OMS - Organização Mundial de Saúde
OPAS - Organização Pan-Americana de Saúde
PCR - Reação em Cadeia pela Polimerase
pH - Potencial hidrogeniônico
PMC- Período médio clínico da doença
PMI - Período médio de incubação
RNP - Ribonucleoproteína
RREID - Imunodiagnóstico Enzimático Rápido da Raiva
RT - Transcriptase Reversa
SNC - Sistema Nervoso Central
TCMC- Técnica de Coleta de Medula Cervical
VRG - Glicoproteína do Vírus Rábico
WHO - WORLD HEALTH ORGANIZATION
ii
LISTA DE FIGURAS
Revisão da Literatura
Figura 1: Ciclos Epidemiológicos da Raiva ................................................................. 18
Figura 2: Cães irrestritos ............................................................................................... 22
Figura 3: Vírus da Raiva vistos ao microscópio eletrônico. ......................................... 24
Figura 4: Proteínas dos vírus da Raiva ......................................................................... 27
Figura 5: Estrutura dos vírus da Raiva ......................................................................... 27
Figura 6: Acidentados por cães e atendidos no Centro de Saúde – Ceará - BR. .......... 31
Figura 7: Transmissão da Raiva ................................................................................... 32
Figura 8: Dispersão dos vírus da Raiva ...................................................................... 322
Figura 9: Ciclo infeccioso da célula. ............................................................................ 33
Figura 10: Cérebro apresentando edema e hiperemia difusa. ....................................... 37
Figura 11: Corpúsculos de Negri .................................................................................. 38
Figura 12: Corpúsculos de Negri. ................................................................................. 38
Figura 13: Raiva encefálica ou furiosa ......................................................................... 41
Figura 14: Raiva muda ou paralitica ............................................................................. 41
Figura 15: Animais silvestres que desenvolveram Raiva. ............................................ 41
Figura 16: Sistema nervoso central de um cão ............................................................. 43
Figura 17: Sellers .......................................................................................................... 44
Figura 18: Imunofluorescência ..................................................................................... 44
Figura 19: Prova Biológica ........................................................................................... 44
Figura 20: Vacinação de cães ....................................................................................... 46
Figura 21: Captura de cães ......................................................................................... 466
iii
Figura 22: Profilaxia da Raiva humana ........................................................................ 46
Figura 23:Educação em saúde. ..................................................................................... 46
Figura 24: Medula Cervical .......................................................................................... 49
Capítulo I
Figura2501: Jeanna Giese, deixando o hospital após o tratamento, 04/01/2005 ........... 72
Figura2602: Jeanna Giese em sua graduação, 05/07/2011............................................. 72
Figura2703: Marciano em tratamento de Raiva ............................................................. 72
Figura2804: Marciano curado de Raiva ......................................................................... 72
Capítulo III
Figura2901: Incisão para coleta da medula cervical ...................................................... 96
Figura3002: Exposição da medula cervical após incisão ............................................... 96
Figura3103: Coleta de outros segmentos do SNC, utilizando o coletor. ....................... 96
Figura3204: Demonstração prática da TCMC ............................................................... 98
Figura3305: Visualização do forâmen do occipital, coleta do SNC .............................. 98
Figura3406: Alunos praticando a TCMC. ...................................................................... 98
Figura3507: Técnica de coleta indicada pelo Ministério da Saúde ............................... 98
Figura3608: Demonstração prática da TCMC adotada pelo CDC (incisão ventral)...... 99
Figura3709: Medula cervical coletada com auxilio de uma pinça ................................. 99
iv
LISTA DE TABELAS
Revisão da Literatura
Tabela 1: Filogenia do gênero Lyssavirus ....................................................................... 26
Capítulo II
Tabela 1: Clinical observation terms and results of brain and cervical medulla samples
using IFD and IC proofs .......................................................................................... 85
Tabela 2: Consolidated diagnostic and clinical monitoring results from five repetitions
of each Subgroup ..................................................................................................... 87
Capítulo III
Tabela 1: Curso para capacitação e implantação da TCMC..................................................... 99
Tabela 2: Amostras enviadas ao laboratório para diagnóstico da Raiva, 2009 – 2010...........100
v
RESUMO
A Raiva é uma doença infectocontagiosa, causada por vírus neurotrópicos que atuam no
sistema nervoso central, produzindo uma encefalomielite aguda e fatal. Várias descrições da
doença foram registradas através dos séculos, tais como: tratamentos aplicados a humanos,
medidas básicas de prevenção e controle desenvolvidas para interromper sua progressão, e
seus aspectos históricos. Tais descrições tiveram por base relatos de historiadores, além da
literatura médica ao longo das distintas épocas a qual ressaltou os avanços impetrados nessa
área do conhecimento, o que nos ajudou a compreender melhor essa doença. O Brasil é um
dos países da América Latina que apresenta a maior incidência de Raiva humana transmitida
por cães, cuja persistência está relacionada com a baixa procura pelo diagnóstico laboratorial,
fato atribuído à dificuldade de coleta de material (cérebro, cabeça ou cadáver),
acondicionamento e remessa. Com o objetivo de minimizar tais dificuldades e riscos, técnicos
do laboratório de virologia – LABOVIR, do Programa de Pós Graduação em Ciências
Veterinárias – PPGCV/UECE, testaram a eficácia da medula cervical como material para o
diagnóstico laboratorial da raiva, a qual se mostrou tão eficaz quanto o cérebro, assegurando
seu uso no diagnóstico laboratorial da raiva. Com base nesses resultados, idealizou-se a
Técnica de Coleta de Medula Cervical - TCMC, esta, de efetivação prática, fácil e segura,
viabiliza a coleta da medula cervical e demais segmentos do sistema nervoso central (SNC)
sem abrir o crânio dos animais. Para aperfeiçoar os procedimentos de coleta, embalagem e
remessa, em estado adequado de conservação, idealizou-se um coletor de SNC e um
recipiente, ambos apropriados para coletar e acondicionar as amostras. Tal aperfeiçoamento
produziu os registros de duas patentes no Instituto Nacional de Propriedade Industrial - INPI.
A implantação da TCMC foi proposta à Coordenação do Programa Estadual de Controle da
Raiva da Secretaria da Saúde do Estado do Ceará, o que resultou em uma parceria
proporcionando a capacitação na TCMC dos 91 médicos veterinários responsáveis pelos
serviços de controle de zoonoses nos 184 municípios. Desta maneira, implantou-se a
supracitada técnica nos serviços públicos de saúde do Estado do Ceará. Através desses
fundamentos, o LABOVIR/PPGCV/UECE tornaram a pesquisa aplicável, contribuindo de
forma significativa com toda a cadeia do diagnóstico laboratorial da Raiva, epidemiologia e
controle da doença no estado do Ceará.
Palavras-chave: Raiva; Diagnóstico laboratorial; Medula cervical.
vi
ABSTRACT
Rabies is an infectious and contagious disease caused by neurotropic viruses that act in the
central nervous system, which produce an acute fatal encephalomyelitis. Various descriptions
of the disease were recorded through the centuries, such as: treatments applied to humans,
basic preventive measures designed to control and stop its progression, and its historical
aspects. These descriptions were based on accounts of historians, besides that, the medical
literature over the different ages emphasized this field advances, which helped us better
understand this disease. Brazil is one of the countries of Latin America that has the highest
incidence of human rabies transmitted by dogs, whose continuation is related to low demand
for laboratory diagnosis, which was attributed to the difficulty of collecting material (brain,
head or body), packaging and shipment. In order to minimize these difficulties and risks, the
technicians from the virology laboratory - LABOVIR, from the Postgraduate Program in
Veterinary Science (PPGCV / UECE) - tested the effectiveness of the cervical spinal cord as
material for the laboratory diagnosis of rabies, which proved as effective as the brain,
ensuring its use in laboratory diagnosis of rabies. Based on these results, the devised Cervical
Cord Collection Technique (TCMC) showed it was of practical, easy and safe effectiveness,
which enables the collection of the cervical cord and other parts of the central nervous system
(CNS) without opening the skull of animals. For the improvement of the procedures for
collection, packaging and shipment, in the appropriate state of preservation, it was conceived
a CNS collector and a container, both appropriate to collect and pack samples. This
improvement has brought forth registrations of two patents at the National Institute of
Industrial Property (INPI). The implementation of the TCMC was brought forward to the
Coordination of the State Program for Rabies Control from the Department of Health of Ceará
State, which resulted in a partnership providing training in TCMC for the 91 veterinarians in
charge of zoonoses control services in 184 municipalities. Thus, the technique was
implemented in public health services of the State of Ceará. Through these bases, LABOVIR,
PPGCV and UECE have made this research applicable, and have significantly contributed to
the Rabies laboratory diagnosis, the epidemiology and the disease control in the state of
Ceará.
Key-words: Rabies; Laboratory diagnosis, Cervical spinal cord.
vii
SUMÁRIO
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS .............................................................................. i
LISTA DE FIGURAS............................................................................................................... ii
LISTA DE TABELAS ............................................................................................................. iv
RESUMO................................................................................................................................... v
ABSTRACT ............................................................................................................................. vi
INTRODUÇÃO ...................................................................................................................... 16
1. Caracterização Epidemiológica ...................................................................................... 17
2. Aspectos Microbiológicos .............................................................................................. 23
3. Propriedade Antigênica .................................................................................................. 28
4. Transmissão .................................................................................................................... 30
5. Fisiopatologia da Raiva .................................................................................................. 34
6. Período de incubação ...................................................................................................... 36
7. Alterações Patológicas .................................................................................................... 37
8. Resposta Imune .............................................................................................................. 39
9. Manifestação Clínica ...................................................................................................... 40
9.1.
Manifestações Clínicas em Cães e Gatos ................................................. 40
9.2.
Manifestações Clínicas em Animais Silvestres e Herbívoros ...................... 41
10. Diagnóstico ................................................................................................................... 42
11. Prevenção e Controle .................................................................................................... 45
JUSTIFICATIVA ................................................................................................................... 48
HIPÓTESE CIENTÍFICA ..................................................................................................... 49
OBJETIVOS ........................................................................................................................... 50
1. Geral
......................................................................................................................... 50
2. Específicos ...................................................................................................................... 50
CAPÍTULO I .......................................................................................................................... 51
RAIVA: uma abordagem dos primórdios à atualidade ............................................................ 51
viii
CAPÍTULO II ......................................................................................................................... 78
Medula cervical como material para o diagnóstico laboratorial da Raiva ............................... 78
CAPÍTULO III ....................................................................................................................... 90
Raiva: Técnica de coleta de medula cervical e implantação no Estado do Ceará. ................... 90
CAPÍTULO IV...................................................................................................................... 107
I - PATENTE - Registrada no Instituto Nacional de Propriedade Industrial – INPI ............. 107
CAPÍTULO V ....................................................................................................................... 114
II – PATENTE - Registrada no Instituto Nacional de Propriedade Industrial – INPI ........... 114
CONCLUSÕES GERAIS .................................................................................................... 116
PERSPECTIVAS DA TESE ................................................................................................ 117
REFERÊNCIAS ................................................................................................................... 118
ANEXOS ............................................................................................................................... 129
16
INTRODUÇÃO
As doenças de difícil controle, incluindo as imunopreveníveis, ocorrem em grande
escala devido às baixas condições socioeconômicas e culturais da população. Dentre aquelas
que despertam especial preocupação na saúde pública, está a Raiva, cuja distribuição mundial
vem ocorrendo ao longo dos séculos devido á passagem dos vírus entre as várias espécies de
animais domésticos e silvestres, possibilitam a dispersão da doença com consequente ameaça
aos seres humanos (TORDO et al., 1998).
A Raiva é uma doença infectocontagiosa, causada por vírus neurotrópicos que
atuam no sistema nervoso central (SNC), produzindo uma encefalomielite aguda e fatal,
decorrente de sua replicação com conseqüente destruição das células do sistema nervoso
(TORDO et al., 1998).
De acordo com a Organização Panamericana de Saúde - OPAS (2005), a
persistência da Raiva está sempre associada à baixa imunidade dos animais domiciliados, a
superpopulação de cães abandonados na periferia das grandes cidades, e á falha ou falta de
um sistema de vigilância epidemiológica, que para ser boa, bastaria enviar anualmente 0,1%
de amostras da população canina para o diagnóstico laboratorial da Raiva,
Com a intenção de melhorar a vigilância epidemiológica da Raiva, o Ministério da
Saúde – MS (2009) pactuou com os Estados e municípios o envio de 0,2% de amostras da
população canina para o laboratório de diagnóstico da Raiva, e recomenda em seu manual de
diagnóstico laboratorial da Raiva, a técnica de colheita de SNC desenvolvida e utilizada pelo
Instituto Pasteur-SP, a qual tem sido classificada pelos profissionais da área, como sendo de
difícil execução a campo por demandar o uso de ferramentas, a exemplo de (torno, arco de
serra, serra, cinzel, malho e outras também adaptadas), além de propiciar elevados riscos de
contaminação para os profissionais que realizam a coleta (MS, 2008).
Por mais de 30 anos ter sido coordenador no programa estadual de controle da
Raiva, e atualmente, coordenador do laboratório de diagnóstico da Raiva, instalado, no
Laboratório de Saúde Pública do Estado do Ceará (LACEN – CE), vivenciei as dificuldades
ligadas ao controle da Raiva, dentre estas, o material que chega de forma imprópria (cabeça
ou cadáver de animal), no laboratório para diagnóstico, tentando minimizar tais dificuldades e
17
riscos, nos interessamos como objeto de estudo, o diagnóstico da Raiva: Técnica de coleta de
medula cervical e implantação da metodologia no estado do Ceará.
REVISÃO DA LITERATURA
1. Caracterização Epidemiológica
O complexo da Raiva é formado por seus ciclos epidemiológicos, (silvestre,
urbano e rural) (Figura 1), por ser considerado como primeiro, o ciclo silvestre pode ter
originado os demais, hipótese fortalecida por acometer animais silvestres terrestres e aéreos,
ambos com maiores possibilidades de transmissão (ROLIM et al., 2006). Neste contexto,
distinguem-se duas caracterizações epidemiológicas principais: a Raiva urbana, mantida e
transmitida principalmente pelo cão e o gato; e a silvestre, cujos reservatórios e transmissores
são os animais silvestres, principalmente os carnívoros e quirópteros. Os carnívoros
envolvidos na cadeia de transmissão da doença variam conforme a fauna autóctone,
destacando-se por maior envolvimento, os canídeos, felídeos e mustelídeos (PALÁCIO,
2003).
Na maioria das cidades brasileiras, o ciclo urbano ainda é mantido pelo cão, que
no período de 1994 a 2003, foi responsável por 80% dos casos de Raiva humana (OPAS,
2004).
18
Complexo Epidemiológica
Manutenção
Raiva
CICLO AÉREO
CICLO
SILVESTRE
CICLO URBANO
CICLO
RURAL
Figura 1: Ciclos Epidemiológicos da Raiva
Fonte: Chaves (2006).
A distribuição mundial da Raiva vem ocorrendo ao longo dos séculos entre as
várias espécies de animais domésticos e silvestres, devido á passagem dos vírus e a
suscetibilidade dos hospedeiros (CAREY,1985), que também, possibilitam a disseminação da
doença com conseqüente ameaça aos seres humanos, constituindo-se em um grave problema
de saúde pública, principalmente nos países em desenvolvimento da Ásia, África e América
Latina, aonde os principais transmissores são os cães irrestritos.
A dispersão da Raiva animal varia com os aspectos geográficos e as espécies de
animais afetadas, de acordo com os países e as regiões, não havendo uma distribuição
uniforme nos países infectados, já que em muitos deles existem áreas livres, de baixa e alta
endemicidade (OPAS, 1996). De forma geral, a Raiva canina predomina na Ásia, África e
América Latina, cujos continentes são responsáveis por 90% dos casos. A Raiva silvestre,
principalmente dos carnívoros, apresenta uma maior incidência nos países da Europa e
América do Norte, onde atualmente é responsável por mais de 95% dos casos (BELLOTO,
2001).
A Raiva humana transmitida por cães está controlada nos países desenvolvidos, os
quais demonstram grande preocupação com a transmissão por animais silvestres, por
constituir um grave problema na saúde pública, cujos principais riscos estão no deslocamento
19
de raposas, guaxinins e morcegos infetados, provenientes de áreas enzoóticas (MUHAMUDA
et al., 2006).
Estima-se que a cada ano ocorra á morte por Raiva de aproximadamente 70.000
pessoas em todo mundo, onde 10 milhões recebem terapia através de imunobiológicos devido
a agressões por animais susceptíveis de contrair e transmitir a doença (SANOFI PASTEUR,
2005). Mais da metade da população mundial (cerca de três bilhões de pessoas) vive em áreas
de risco de contrair a doença, e a cada 10 ou 15 minutos, morre uma pessoa por Raiva no
planeta (BELLOTO, 2001).
A WORLD HEALTH ORGANIZATION – WHO (1996) descreveu a ocorrência
média de 35.000 a 55.000 casos de Raiva humana por ano na Ásia. Segundo Germano (1994),
destes, 20.000 ocorrem na Índia e 5.000 na China. Na África, o número de óbitos oscila entre
5.000 e 15.000. A Região das Américas registrou nas décadas de 70-79, 80-89 e 90-99, a
média anual respectiva de 255, 293 e 168 óbitos por Raiva humana. Na América Latina, no
período de 1990 a 1999 confirmou-se 1.647 óbitos por Raiva humana, uma média de 165
casos por ano (WHO, 2000).
Atualmente a América Latina apresenta uma grande concentração de Raiva
humana transmitida por cães, onde mais de um milhão de pessoas são mordidas por animais
raivosos, e destas, morrem em média 200 por ano. No período de 1990 a 2003, ocorreram 71.
768 casos de Raiva canina, e 1.835 casos de Raiva humana, destes, 1.215 (66%) foram
transmitidos por cães, resultando na proporção de 59 casos caninos para um óbito humano.
Apesar dos esforços, e do acordo político coordenado pela OPS, para controlar o ciclo urbano
da Raiva até 2005. No período acima citado, mais de 60% dos Países membros não
conseguiram controlar o ciclo urbano da Raiva, destacando-se por apresentar o maior número
de óbitos por Raiva humana o Brasil (412 casos), destes 329 (80%), foram transmitidos por
cães, seguido pelo, México (321), Peru (275), Equador (222), Bolívia (121) e El Salvador
(104) (OPAS, 2005).
O México foi o segundo país da América Latina em número de óbitos (321) por
Raiva humana. Destes, 237 (74%) foram transmitidos por cães; é o primeiro País da América
Latina em número de casos de Raiva canina 27.903, o que correspondeu a uma proporção de
118 casos de Raiva canina para um óbito por Raiva humana. No Peru, Equador, Bolívia e El
Salvador, esta proporção foi respectivamente de 36; 37; 95; 18 (OPAS, 2005).
20
A qualidade da vigilância epidemiológica da Raiva de um país, estado, ou cidade,
pode ser avaliada pela proporção entre os casos de Raiva canina e humana; quanto menor for
á proporção mais falho é o sistema de vigilância (ROLIM, 2006).
De acordo com a WHO/OPAS (2005), uma área (Estado) é considerada como
livre de Raiva, quando por mais de 10 anos não registrar circulação de vírus na população
canina, e possuir uma vigilância epidemiológica confiável. Os Estados brasileiros vêm
alcançando estágios distintos, no controle da Raiva, acarretando situações epidemiológicas
diferentes para o país, onde os números de casos de Raiva humana e canina, bem como, o
desenvolvimento das ações de controle, apresentam uma grande variação entre as regiões e
seus estados (FUNDAÇÃO NACIONAL DE SAÚDE - FUNASA, 2002).
Com relação à Raiva humana nas cinco regiões do Brasil, Norte, Nordeste,
Sudeste, Sul, e Centro-Oeste, nos anos de, 1986: registraram, 10, 22, 1, 0 e 6; em 1995: 9, 12,
7, 0 e 3; e em 2005: 17, 26, 1, 0, 0; óbitos. Avaliando estes 3 anos, e considerando seus
intervalos de 10 anos, pôde-se concluir que, a Raiva humana está controlada apenas na região
sul, encontrando-se em processo de controle as regiões sudeste e centro-oeste, enquanto, as
regiões Norte e Nordeste apresentaram os maiores índices da doença, e consequentemente a
maior incidência nestas duas últimas décadas (MS, 2006).
No período de 2002 a 2005, as regiões Norte, Nordeste, Sudeste, Sul, e Centro
Oeste, notificaram respectivamente, 230, 771, 47, 4 e 114 casos de Raiva canina. Os quatro
casos notificados na região Sul, ocorreram no estado do Paraná, sendo, três em 2002, e um em
2005. Esta avaliação mostra que a Raiva canina não está controlada em nenhuma região
brasileira, e que a região Nordeste apresenta a maior concentração da Raiva canina
(SECRETARIA DE VIGILÂNCIA EM SAÚDE - SVS, 2006).
A região Nordeste do Brasil, no período de 2002 a 2005, foi confirmado em
laboratório, casos de Raiva canina nos estados: (70) no Maranhão, (11) no Piauí, (175) no
Ceará, (3) no Rio Grande do Norte, (24) na Paraíba, (203) em Pernambuco, (17) em Alagoas,
(25) em Sergipe e (247) na Bahia, o que indica uma elevada circulação de vírus rábico em
cães. Estes quatro estados possuem a maior concentração de Raiva canina, como também, a
maior incidência de Raiva humana transmitida por cães, constituindo-se em uma área de alto
risco (SVS, 2006).
21
O Estado do Ceará liderou os casos de Raiva humana no Brasil no período de
1980 a 1985, sendo o cão responsável por 87% da transmissão dos mesmos (MORAIS et al.
1996). Assumindo novamente esta liderança nos anos de 1989, e 2003, quando registrou
respectivamente 8 e 7 óbitos por Raiva humana, os quais, (100%) foram transmitidos por
cães, evidenciando a importância destes animais como reservatório e transmissores da doença
aos seres humanos no estado do Ceará (SECRETARIA DE SAÚDE-CE, 2004).
No período de 1990 a 2003, o estado do Ceará e sua capital Fortaleza, notificaram
respectivamente 40 e 15 óbitos por Raiva humana. Destes, 27 (67,5%) e 15 (100%) foram
transmitidos por cães. Através destes resultados, Fortaleza se destacou como a cidade que
apresentou a maior porcentagem de Raiva humana transmitida por cães na América Latina
(ROLIM, 2006).
A Raiva é tida como um dos grandes e graves problemas de saúde pública,
particularmente das grandes cidades de países pouco desenvolvidos, onde a transmissão
ocorre em subúrbios ou áreas metropolitanas com elevada densidade de cães vadios
(WIDDOWSON et al., 2002). Dentro deste perfil, o estado do Ceará notificou no período de
1999 a 2003, a ocorrência 12 óbitos por Raiva humana transmitida por cães, sendo, (4) em
Fortaleza e (8) na área metropolitana. Notificações semelhantes foram registradas em
Shandong (uma província no Leste da China), onde de janeiro a setembro de 2006 ocorreram
16 óbitos por Raiva humana, destes, nove foram na região metropolitana de Beijing, cidade da
China, evidenciando a importância da área metropolitana na manutenção da doença
(PROGRAM OF THE INTERNATIONAL SOCIETY FOR INFECTIOUS DISEASES PROMED, 2006).
As áreas com maior concentração de casos de Raiva humana transmitida por cães
encontram-se nas periferias das grandes cidades, como, Porto Príncipe no Haiti, Salvador em
São Salvador e Fortaleza no Brasil. Esta elevada transmissão comprova á circulação dos vírus
da Raiva nas grandes populações de cães irrestritos existentes nas ruas destas cidades sem
qualquer controle ou vacinação (Figura 2) (OPAS, 2005).
22
Figura 2: Cães irrestritos
Fonte: ROLIM (2006).
Nos últimos cinco anos (2006-2010) o Brasil registrou 17 óbitos por Raiva
humana, destes, 18% (3/17) ocorreram no Estado do Ceará, e 59% (10/17) foram transmitidos
por cão. Em 2009, 84% (369.600/440.000) dos atendimentos foram por exposições a cães
domésticos, aumentando o risco de contrair a Raiva e elevando o consumo de
imunobiológicos, fato observado a cada ano, podendo ser minimizado através da observação
dos animais agressores e remessa de amostras para o diagnóstico laboratorial da Raiva (MS,
2010).
No entanto, os morcegos participam da cadeia de transmissão da doença
assumindo um papel cada vez mais relevante. De acordo com Silva (1999) a associação entre
morcegos e Raiva foi feita pela primeira vez por Carini (1911) estudando um surto epizoótico
da doença em bovinos no Estado de Santa Catarina, Região Sul do Brasil (BAER, 1991a).
Entretanto, o primeiro caso de Raiva em morcegos no Brasil foi relatado por Haupt and
Rehaag, em 1921, em um espécime identificado como Artibeus planirostris, o qual, de acordo
com sugestão de Baer, poderia ter sido um morcego vampiro erroneamente identificado
(BRASS,1994).
Torres e Queiroz Lima relataram no Brasil no ano de 1935, a primeira descrição
da Raiva em um morcego não-hematófago, Artibeus lituratus. No entanto, um diagnóstico
definitivo, com isolamento viral, foi obtido em um morcego frugívoro Artibeus planirostris,
em 1931, em Trinidad. A Raiva foi relatada em mais de 50 espécies de morcegos não
hematófagos na América Latina (BAER, 1991b), e em 27 espécies no Brasil, incluindo
23
morcegos hematófagos, insetívoros, frugívoros e onívoros, (UIEDA, 1996), confirmando a
independência do ciclo silvestre aéreo da Raiva, e sua importância na manutenção da doença.
O Laboratório de Virologia Clínica e Molecular do Instituto de Ciências
Biomédicas da Universidade de São Paulo, utilizando-se da técnica de anticorpos
monoclonais, tipificou 18 amostras de vírus rábico provenientes de morcegos não
hematófagos de várias espécies provenientes da Região de Presidente Prudente, SP, Brasil.
Destas amostras, 15 (82,3%) foram definidas como variante 3 (compatível com amostras
isoladas de morcegos Desmodus rotundus) e 3 (16,7%) como variante 4 (compatível com
amostras isoladas de morcegos Tadarida brasiliensis (ALBAS et al., 2009).
No Brasil, o ciclo urbano predomina sobre o ciclo silvestre, sendo o cão e o gato
as principais fontes de infecção para outras espécies de animais domésticos e seres humanos
(ELKHOURY et al., 2002).
ROLIM et al (2008), estudando os ciclos epidemiológicos da Raiva no Estado do
Ceará, no período de 2004 a 2008, consolidaram 171 casos de Raiva em animais, nos
referidos ciclos: silvestre - 75 casos (43,85%) envolvendo [raposa (51), morcego (8), sagüis
(16)]; rural - 64 casos (37,42%), [bovino (51), eqüino (7), caprino (2), ovino (4)]; urbano - 32
casos (18,71%), [cão (28), gato (4)]. Concluíram que, pela primeira vez no estado do Ceará, o
ciclo silvestre sobrepõe o urbano e o rural, aonde o número de raposas diagnosticadas com
Raiva foi igual ao de bovinos e superior ao de cães e todas as demais espécies estudadas,
tornando evidente sua importância como reservatório e fonte de infecção para outras espécies
animais e humanos, representando um risco potencial para saúde pública do Estado.
2. Aspectos Microbiológicos
Os vírus da Raiva pertencem à Ordem Mononegavirales, família Rhabdoviridae, e
gênero Lyssavirus. Analisados em microscopia eletrônica todos têm uma estrutura física
bastante semelhante entre si, e são os únicos a infectar mamíferos (TORDO et al., 1998.;
VAN REGENMORTEL et al., 2000).
A variabilidade dos vírus da Raiva contrasta fortemente com sua notável
similaridade na morfologia, estrutura, e mecanismos de replicação. No microscópio eletrônico
(Figura 3) os vírus da Raiva são vistos sob a forma de bastonetes cilindrogivais, ou com uma
io eletrônico.
24
das extremidades arredondada e a outra formando ângulo reto, com aparência de um projétil
(TORDO et al., 1998).
Figura 3: Vírus da Raiva vistos ao microscópio eletrônico.
Fonte: Centers for Disease Control and Prevention - CDC, Atlanta – EUA (2002).
Os rhabdovírus possuem aproximadamente 180 nm de comprimento por 75 nm de
largura, e são compostos por: 74% de proteína, 22% de lipídeos, 3% de carboidratos e 1% de
RNA (composição dependente da célula hospedeira). Seu genoma é formado por um pequeno
ácido ribonucléico (RNA) cujo tamanho varia de 11 a 15 Kb (aproximadamente 12.000
nucleotídeos), de fita simples, linear e não-segmentada, de polaridade negativa (3‟ - 5‟)
complementar ao RNA mensageiro, o que inviabiliza a tradução direta das proteínas
(FENNER et al., 1992; TORDO, 1996; SCHNELL et al., 2010).
Os vírus da Raiva em sua forma natural são denominados vírus de rua ou vírus
selvagens (por existirem na natureza). Estes são muito patogênicos e têm afinidade por células
nervosas, pelo epitélio respiratório e por tecido glandular seromucoso. Seu isolamento é feito
a partir de animais infectados em ciclos de transmissão natural, cujo período de incubação é
variável e prolongado, caracterizando-se por invadir o cérebro e glândulas salivares induzindo
a formação de corpúsculos intracitoplasmáticos (Corpúsculos de Negri) no interior dos
neurônios (VERONESI & FOCACCIA, 1997).
A cepa conhecida como "vírus fixo ou fixado" é obtida através da replicação em
laboratório dos vírus de rua por passagens seriadas intracerebrais, com conseqüente seleção de
subpopulação de vírus com virulência definida. A cepa possui período de incubação mais
25
curto, entre quatro e sete dias, relativamente estável, perde a capacidade de infectar as
glândulas salivares e não produz Corpúsculos de Negri (VERONESI & FOCACCIA, 1997).
As cepas virais eram inicialmente diferenciadas por sua atividade patogênica, pela
resposta da sensibilidade de animais inoculados, e principalmente, pela titulação em
camundongos. Desse modo, as cepas de vírus silvestres ou vírus de rua eram diferenciados
das cepas de vírus modificados ou vírus fixo, obtidas após passagens seriadas do vírus
silvestre in vivo, in ovo ou in vitro (ACHA & SZYFRES, 1986).
A cepa clássica de vírus da Raiva é considerada o arquétipo do gênero Lyssavirus
(FOOKS, 2004), ou seja, é considerada como o padrão original ou modelo universalizado da
doença, bem como, de sua representação e impacto no inconsciente coletivo. Na verdade, até
o incremento de técnicas capazes de revelar sua diversidade em genótipos, a Raiva
permaneceu sendo atribuída à manifestação de um único exemplar viral (RUPPRECHT,
HANLON e HEMACHUDHA, 2002).
Até o início da década de 70 consideravam-se os vírus da Raiva como uma única
unidade antigênica. Com os estudos dos anticorpos monoclonais e soro-neutralização, os
Lyssavirus foram subdivididos em quatro sorotipos: Sorotipo 1 - linhagens de vírus rábico
clássico; Sorotipo 2 - vírus Lagos Bat; Sorotipo 3 - vírus Mokola; e o Sorotipo 4 - vírus
Duvenhage (WHO, 1990; BLACK et al., 2000).
Através dos estudos com anticorpos monoclonais, e da soro-neutralização, podese classificar os seguintes sorotipos de Lyssavirus (Tabela 1): Tipo 1 - Clássico, consiste na
cepa CVS (Standard Virus Challenge), e na maioria das cepas silvestres e de laboratórios de
várias regiões do mundo, sendo que a este sorotipo pertencem todas as cepas isoladas até o
momento na América do Sul; Tipo 2 - Lagos Bat, isolado em 1956, originariamente de
cérebro de morcegos frugívoros (Eidolon helvum), na Ilha Lagos da Nigéria (sem caso
humano); Tipo 3 - Mokola, isolado em 1968, de um roedor na Nigéria (sem caso humano),
somente em 1970 foi classificado como sorotipo; Tipo 4 - Duvenhage, isolado de um homem
mordido por um morcego insetívoro na África do Sul, em 1970; Tipo 5 - (EBLV-1) Lissavírus
Europeu 1 (morcego), isolado de um caso humano na Rússia, identificado em 1985; Tipo 6 –
(EBLV-2) Lissavírus Europeu 2 (morcego), isolado de um caso humano na Finlândia,
identificado em 1985 (Bourhy, et al., 1993); e por último o Tipo 7 - (ABLV) Lissavírus
Australiano isolado em morcego (CHRISTINE et al., 2001).
26
Tabela 1: Filogenia do gênero Lyssavirus
SOROTIPO
AMOSTRAS
1
RABV, ABLV
2
LBV
3
MOKV
4
DUVV, EBLV-1 e EBL-2
GENÓTIPO
AMOSTRAS
1
RABV
2
LBV
3
MOKV
4
DUVV
5
EBLV-1a; ELBV-1b
6
EBLV-2
7
ABLV
Fonte: FOOKS (2004); TORDO (2006).
O sorotipo 1 dos vírus da Raiva possui distribuição geográfica praticamente
mundial, tendo sido isolado em quase todos os países do globo. Contudo, os sorotipos 2, 3, 4,
5, e 6, possuem ampla distribuição na África e na Europa, porém, registros na literatura
confirmam o isolamento do sorotipo 4 em morcegos frugívoros na Europa Central,
constituindo até hoje uma preocupação para as autoridades da saúde (ATANASIU &
SUREAU, 1987). Com a exceção do sorotipo Lagos Bat, o qual não tem sido isolado de seres
humanos, todos os vírus da Raiva, incluindo os aparentados (relacionados) são patogênicos
para mamíferos, inclusive humanos, e podem levar à encefalite rábica (KING & TURNER,
1997).
Os avanços registrados na Biologia Molecular - BM possibilitaram, em 1981, o
relato da primeira seqüência dos genes dos vírus da Raiva, possibilitando codificar as cinco
proteínas do genoma rábico, e determinar a extensão total do nucleotídeo dos genes
estruturais: nucleoproteína (N), fosfoproteína (P), matriz protéica (M), glicoproteína (G),
polimerase (L), (Figura 4), como também, descrever suas estruturas e funções; mapear e
27
definir os sítios antigênicos; reconhecer as exigências estruturais necessárias para a atividade
imunogênica; constatar as diferenças de qualidade entre antígeno solúvel e a glicoproteína
inteira; identificar as regiões imunogênicas essenciais para a indução de anticorpos
neutralizantes; e comprovar que fragmentos de peptídeos podem ser utilizados como
determinantes antigênicos para linfócitos B e T (BOURHY et al., 1990; TORDO et al., 1998).
Figura 4: Proteínas dos vírus da Raiva
Fonte: Tordo (2006) - Instituto Pasteur, Paris, França.
Na estrutura do vírus da Raiva (Figura 5), podemos observar as trimeres ou
epítopos do vírus, formadas por glicoproteínas, em seguida as camadas concêntricas:
membrana do envelope, proteína M e o RNA firmemente condensado, (TORDO et al, 1998,
SCHNELL, 2010). A glicoproteína (G) do envelope viral é a mais importante, por ser
considerado o antígeno capaz de induzir a síntese de anticorpos neutralizantes, conferindo
proteção à doença e responsável pela adsorção vírus-célula (TORDO, 2006).
Figura 5: Estrutura dos vírus da Raiva
Fonte: Tordo (2006) - Instituto Pasteur de Paris - França
28
Todos os rhabdovírus possuem duas estruturas principais: uma ribonucleoproteína
central helicoidal (RNP) e um envelope envoltório. Na RNP, o RNA genômico é firmemente
ligado á nucleoproteína. Duas outras proteínas virais, a P, é a proteína maior (ou polimerase
L) estão associadas á RNP. A proteína G, que forma o envelope, possui aproximadamente 400
espículas trimétricas, que se encontram firmemente aderida á superfície do vírus. A proteína
M está associada ao envelope e ao RNP e provavelmente pode ser a proteína central da
montagem do rhabdovírus (TORDO, 2006).
Os carnívoros, que constituem os principais reservatórios do vírus rábico,
apresentam a tendência de se agregarem em relação às outras espécies, tornando as agressões
intra-espécies mais comuns do que as inter-espécies, levando a uma circulação mais intensa
do vírus rábico dentro de uma determinada espécie. Esse isolamento faz com que certas
mutações no genoma viral fiquem compartimentalizadas em determinadas espécies
reservatórios levando à formação de cepas (ACHA & SZYFRES, 1986; MORENO, 2002;
PALÁCIO, 2003).
3. Propriedade Antigênica
O vírus da Raiva apresenta dois antígenos principais: um antígeno interno
constituído por uma nucleoproteína a qual é grupo-específica, e um antígeno externo ou de
superfície, constituído por uma glicoproteína responsável pela formação de anticorpos
neutralizantes. Os anticorpos que correspondem à nucleoproteína podem ser detectados por
fixação de complemento, imunofluorescência, gel-precipitação e reações imunoenzimáticas.
Podem servir para identificação dos vírus, porém não parece ter ação protetora. A
glicoproteína é responsável pela formação de anticorpos neutralizantes. Os vírus não possuem
hemaglutinina (KNIPE et al., 2001).
A resposta imune contra os Lyssavirus é complexa e extensivamente estudada.
Embora todas as proteínas virais sejam antigênicas, o papel delas na proteção é diferenciado
(XIANG et al., 1995). As respectivas importâncias têm sido descritas pela técnica de DNA
recombinante. Duas destas proteínas, a G e N, apresentam uma importância primária, já a
fosfoproteína M1 é menos significativa. As propriedades da proteína G dependem da
preservação da estrutura tridimensional, embora um epítopo linear neutralizante tenha sido
identificado. Por outro lado, porções da glicoproteína com as proteínas N e M1 da RNP
29
induzem a resposta celular, envolvendo respectivamente células T helper (Th) e células T
citotóxicas (Tc) (TORDO et al.,1998).
4. Resistência e Conservação de Amostras Infectadas por Vírus da Raiva
Os vírus rábicos são inativados por diversos agentes físicos, tais como, radiação
ultravioleta, raios X, calor, luz solar, dessecação, pasteurização, e agentes químicos do tipo
detergentes e sabões, álcalis, bicloreto de mercúrio, desoxicolato de sódio, fenol, éter,
acetona, álcool, compostos iodados, formol, ácidos com pH < 3 e bases com pH > 11
(VERONESI & FOCACCIA, 1997).
Apresenta baixa resistência fora do ambiente, sendo inativado pelo formol a 2% e
NaOH a 3%. Resiste dois minutos quando em temperatura de 80°C, cinco minutos a 60°C,
quatro horas a 40°C e vários dias a 4°C. A dessecação lenta mata-o, embora preservando sua
capacidade imunogênica, o mesmo acontecendo com o tratamento por doses adequadas de
fenol, raios ultravioletas ou beta-propiolactona. Tira-se proveito deste fato para o preparo de
vacinas inativadas (VERONESI & FOCACCIA, 1997).
Os vírus conservam-se muito bem em glicerina a 50%, na geladeira a 4°C, no
freezer a -70°C e em estado liofilizado. Os cadáveres de animais em putrefação e autólise
podem conservar material virulento durante semanas. Na saliva ressecada os vírus perdem
suas virulências em poucas horas à temperatura ambiente. Álcool a 70% pode ser utilizado
para desinfetar as mãos e no caso de mordida lavar com sabão ou então com soluções ácidas
como suco de limão (VERONESI & FOCACCIA, 1997).
A forma ideal de conservar a atividade dos vírus consiste nas preparações que
contém 2% de proteína do soro normal ou 0,75% da fração V de albumina bovina,
preparações essas que devem ser liofilizadas e mantidas a -70°C (VERONESI &
FOCACCIA, 1997). Sua infecciosidade mantém-se estável em extratos de tecidos submetidos
a protocolos de congelação ou liofilização (DULBECCO & GINSBERG, 1980).
5. Cultura dos Vírus em Células
O vírus da Raiva se multiplica em vários tipos de culturas celulares,
particularmente em células de embrião de galinha, células renais de hamster e células de
30
linhagem contínua com BHK-21, clone 13 (Baby Hamster Kidney), EpO (astromicina de
camundongo) ou células diplóides humanas (WI-38). As células infectadas não exibem efeito
citopático, porém os vírus podem ser evidenciados à microscopia eletrônica sob a forma de
partículas dispersas no citoplasma ou formando aglomerados (MORENO, 2002).
O cultivo celular é mais indicado para produção de imunobiológicos e diagnóstico
laboratorial, onde a linhagem celular preconizada é a de neuroblastoma murino (NA-C1300),
cuja replicação dos vírus é revelada pela IFD. O resultado do teste é obtido em 18 horas pósinoculação; geralmente a incubação é continuada por 48 horas e, em alguns laboratórios, por
até quatro dias. Esse teste é tão sensível quanto o teste de inoculação em camundongos. Uma
vez existindo a unidade de cultura celular no laboratório, esse teste deve substituir o teste de
inoculação em camundongos, evitando, assim, o uso de animais vivos; é menos oneroso e
apresenta resultado mais rápido (MAPA, 2005).
Resultados duvidosos de diagnóstico positivo para Raiva, feitos pela técnica de
imunofluorescência, foram reavaliados em um teste de produção viral sobre células de
neuroblastoma murino, no qual, das 37 amostras suspeitas, 17 tiveram positividade
confirmadas para Raiva (TSIANG, 1988).
6. Transmissão
A Medicina Humana e Veterinária possuem uma grande inserção, onde a maioria
dos agravos e das doenças são transmitidas aos seres humanos pelos animais, cujos agentes
etiológicos podem ter como hospedeiros (intermediário ou definitivo) tanto o homem quanto
os animais. Mesmo alguns agentes sendo espécie-específicos, suas caracterizações
bioquímicas e sorológicas são feitas através dos mesmos testes laboratoriais, fazendo com que
a microbiologia humana e veterinária avancem juntas no mundo científico, que utiliza como
principal modelo os animais (PALÁCIO, 2003).
O cão e o gato são os animais relatados com maior freqüência como fonte de
infecção e transmissores da doença aos seres humanos, enquanto que para os herbívoros são
os morcegos; essa realidade é muito diferente na maioria dos países do mundo. Tais
diferenças existem devido ao grande número de espécies de animais capazes de atuarem como
31
reservatórios da doença e das diversas formas que elas interagem em seus habitates (GOMES
& ROLIM, 2005).
A Raiva humana transmitida por cães é favorecida pela estreita relação afetiva da
população com estes animais, principalmente com crianças, que somada ás baixas condições
de vida e de trabalho de seus habitantes, ao longo período do tratamento profilático para
Raiva, com difícil acesso ao posto de saúde, por o atendimento não está descentralizado, a
falta de recursos por parte dos acidentados para se transportarem em busca de atendimento,
falta de conhecimento da gravidade dos acidentes, o receio de sofrer descontos salariais ou de
faltar e perder o emprego. O grande número de pessoas agredidas por cães nas áreas urbanas
(Figura 6) constitui fatores básicos responsáveis pelos casos de Raiva humana transmitidos
por cães (ROLIM, et al 2006).
Figura 6: Acidentados por cães e atendidos no Centro de Saúde – Ceará - BR.
Fonte: ROLIM (2007) - Centro de Saúde Paulo Marcelo – PMF – Ceará – BR
A transmissão da Raiva ocorre, comumente, pela mordedura com conseqüente
inoculação dos vírus presentes na saliva dos animais infectados, ou arranhaduras, lambeduras
(Figura 7), exposição de mucosas e/ou pele lesionada, em casos raros por aerosóis ou
transplantes de órgãos. Os vírus podem alcançar diretamente as terminações nervosas
sensoriais e/ou motoras, ou permanecer por tempo indeterminado nas células musculares
estriadas do tecido atingido, onde acontece a amplificação viral, que propiciará a infecção dos
nervos periféricos (TSIANG, 1988; COSTA et al., 2000; XAVIER, 2005; MS, 2006; PARK
et al., 2006; ZACHARY, 2007).
32
Figura 7: Transmissão da Raiva
Fonte: www.saudeanimal.com.br (2011)
Após inoculação intramuscular, as partículas dos vírus da Raiva, provavelmente,
são replicadas nas células musculares estriadas e do tecido subepitelial até que atinjam
concentrações suficientes para sofrerem dispersão de forma ascendente pelos nervos
periféricos, destes, para a medula espinhal, invariavelmente o primeiro segmento a ser
atingido, acompanhados dos demais do SNC (Figura 8), provocando em seguida, um quadro
clínico característico de encefalomielite aguda, acompanhada de alterações comportamentais
e motoras (DULBECCO & GINSBERG, 1980; LENTZ et al., 1982; TSIANG et al. 1991;
FENNER et al.,1993; JACOB et al., 2000; HEMACHUDHA et al., 2002).
Cérebro
Medula espinhal
Células musculares e Nervos periféricos
Figura 8: Dispersão dos vírus da Raiva
Fonte: www.look fordiagnosis.cpm (2011)
33
Para materializar a transmissão da doença, um vírion do gênero Lyssavirus deve
encontrar uma célula hospedeira susceptível e nesse momento, uma série de eventos são
desencadeados, podendo ser classificados como, adsorção, penetração, desnudamento,
transcrição, tradução, replicação, montagem e brotamento, determinando o processo de
infecção (Figura 9). Tais eventos resultam na liberação da progênie viral (WAGNER &
ROSE, 2001).
Figura 9: Ciclo infeccioso da célula.
Fonte: Adaptado Centers for Disease Control and Prevention – CDC (2002).
A interação dos vírus rábicos com as células hospedeiras caracteriza a infecção, e
pode ser mediada por receptores nicotínicos da acetilcolina (AChR) das células susceptíveis,
ao reconhecerem as trimeres de glicoproteína dos virions, através desta interação os vírus são
internalizados em um endossomo celular, dentro do qual a alteração do pH implica em
discretas mudanças conformacionais da glicoproteína, proporcionando a fusão com a
membrana do endossomo, com conseqüente liberação da Ribonucleoproteína (RNP) dentro do
citoplasma, dando início a transcrição do RNA viral, tais eventos caracterizam o inicio da
doença e o final da incubação (Figura 13) (GAUDIN et al., 1993; TORDO et al., 1998;
SCHNELL et al., 2010).
34
7. Fisiopatologia da Raiva
A patogenia da Raiva ainda não está totalmente esclarecida, embora haja muitas
similaridades na patogênese em vários hospedeiros e sobre diferentes condições
experimentais, onde certos aspectos podem ser modificados de acordo com a espécie animal,
idade, linhagem viral, dose, taxa de inoculação e a resposta imune (TORDO et al., 1998).
No mundo, a Raiva é uma das doenças infectocontagiosas que possui o maior
número de animais como reservatórios, cujas espécies, foram classificadas de acordo com sua
susceptibilidade: espécies de alto risco (cães, gatos e animais silvestres), médio risco
(bovinos, caprinos, ovinos, suínos e eqüinos) e de baixo risco (coelhos e roedores), não
existindo na literatura registro de transmissão a humanos por este último grupo (VERONESI
& FOCACCIA, 1997).
A progressão dos vírions para o SNC é modulada pela concentração viral no ponto
de inoculação, proximidade da lesão com o cérebro, gravidade da ferida, idade do hospedeiro
e seu estado imunológico. Ocorre freqüentemente, uma fase latente, conhecida como eclipse,
onde os vírus não são detectáveis, e isto pode ser a razão do longo período de incubação
observado nos animais infectados (FISHBEIN & ROBINSON, 1993.; MORENO, 2002),
sendo este determinado pela amplificação dos vírus até a apresentação dos primeiros sinais
clínicos da doença (NORMA TÉCNICA DA RAIVA-MS, 2002).
Os vírus da Raiva são considerados “neurotrópicos”, mas infectam vários outros
órgãos que não fazem parte do SNC. O genoma viral é transportado no interior dos neurônios,
centripetamente, à razão de 50 a 100 mm por dia, até alcançar o SNC (TSIANG, 1991). A
virulência depende mais da integridade dos vírus do que do nível de disseminação ou de
distribuição topográfica da infecção, porém, a via sanguínea não tem importância na
distribuição dos vírus pelo corpo (TOLLIS et al., 1991; GERMANO et al, 1998.; JOGAI et
al., 2002).
A replicação dos vírus da Raiva é restrita, quase exclusivamente ao tecido
nervoso. Os vírus multiplicam-se no local da inoculação, em músculo estriado, permanecendo
no local por dias ou meses, antes de passar aos nervos periféricos, fator determinante do
período de incubação. A progressão dos vírus para o Sistema Nervoso Central (SNC),
denominada de via centrípeta, é modulada pela: concentração do vírus no inóculo inicial,
35
proximidade da lesão com o cérebro, gravidade da ferida (profunda, múltiplas, dilacerantes),
idade e estado imunológico do hospedeiro. Até o momento não foi documentado nenhum
estágio virêmico significativo (MORENO, 2002).
A partir do momento que os neurônios encontram-se infectados, tem início a
propagação viral neurônio a neurônio no interior dos axônios e ao longo das conexões
neuroanatômicas. Desta forma os vírus são conduzidos em direção ao sistema nervoso central
(SNC) através de axônios tanto motores quanto sensoriais mediante transporte axonial
retrógrado, como sentido peculiar à propagação de vírus da Raiva (KELLY & STRICK,
2000). Muitos tipos de células nervosas são infectadas, contudo, a infecção de células não
neuronais é menos freqüente. A replicação do vírus da Raiva in vivo é quase que inteiramente
adstrita ao tecido nervoso, sendo o neurotropismo a principal característica da infecção por
esse vírus (DIETZSCHOLD et al., 1985).
Os fusos neuromusculares (placas mioneurais) servem como ponte para entrada
dos vírus da Raiva nos nervos sensoriais periféricos. Por via sentrípeta seguem através das
bainhas mielínicas até infiltrarem-se na medula espinhal, rota obrigatória para determinar a
infecção do cérebro. Cujas áreas afetadas incluem o tronco cerebral, bubo, cerebelo, tálamo,
hipotálamo, cérebro, células ganglionares dos núcleos pontinos e células de Purkinje do
cerebelo. Do encéfalo, e novamente passando pela medula espinhal por via centrífuga, os
vírus disseminam-se através dos neurônios aferentes para locais altamente inervados, como a
pele da cabeça e pescoço, glândulas salivares, retina, córnea, mucosa nasal, medula suprarenal, parênquima renal, e células acinares pancreáticas. Antígenos virais já foram detectados
em células da epiderme, folículos pilosos, retina, córnea, glândulas lacrimais, glândulas
salivares, pulmão, músculo cardíaco, mucosas gástrica e intestinal, pâncreas, parênquima
renal, glândulas adrenais, ureteres, bexiga e uretra (MORENO, 2002, GERMANO et al.,
1988; ROLIM, 2007).
A disseminação dos vírus da Raiva do SNC para SNP pela rota centrífuga, ocorre
mediante seus deslocamentos ao longo dessas vias neuronais, em particular, pelo
envolvimento do sistema nervoso parassimpático, sendo este responsável pela infecção de
vários órgãos vitais, nos quais, os vírus produzem destruição das células nervosas levando-os
a falência e consequentemente ao óbito. (CHARLTON, 1988; LARGHI & OUBINA, 1998).
A
infecção
do
sistema
límbico,
responsável
pelo
comportamento
e,
36
conseqüentemente, pela agressividade manifestada pelos hospedeiros durante a doença, bem
como a infecção das glândulas salivares, através da qual há a eliminação de grande quantidade
dos vírus, são fatores fundamentais para a transmissão da Raiva. Estudos realizados com
miotubos comprovam a replicação viral a esse nível e revelam que a junção neuromuscular
representa uma ponte para deslocamento dos vírus para os nervos periféricos (TSIANG et al.,
1991).
Estudos mais detalhados sobre a patogenia da Raiva tornam-se de fundamental
importância para elucidar qual a forma que os vírus da Raiva adquirem durante o período de
incubação, o papel específico do tecido muscular e da junção neuro-muscular, assim como,
dos nervos periféricos na progressão dos vírus no organismo dos hospedeiros
(HEMACHUDHA et al., 2002).
8. Período de incubação
O período de incubação da Raiva tanto em animais quanto em seres humanos é
muito variável, e depende de fatores que se encontram relacionados com a cepa viral,
quantidade de vírus inoculado, local de inoculação, tipo de lesão e fatores relacionados ao
sistema imune do animal ou pessoa agredida. No ser humano, o período médio de incubação é
de 30-60 dias, embora haja relatos de períodos excepcionalmente longos, Por sua vez, a
determinação do período de incubação da Raiva de forma natural nos animais é de difícil
comprovação, pela dificuldade em registrar o momento exato da inoculação dos vírus, e da
manifestação dos sintomas, que surgem antes dos sinais clínicos, normalmente relacionados
com o comportamento do animal doente (GOMES, 2005).
Estudos experimentais realizados em diferentes animais, utilizando amostras de
vírus da Raiva de origens distintas, demonstraram variações com períodos extremamente
longos ou demasiadamente curtos. Em cães, o período médio é de 3-8 semanas, com extremos
de 10 dias a 6 meses. Em gambás (Mephitis mephitis), de 105 -177 dias. Em bovinos expostos
a morcegos Desmodus rotundus infectados, de 20 - 165 dias; em bovinos mantidos em
condições de campo, 60 – 75 dias; em bovinos inoculados por via intramuscular, 25 – 611
dias. Ovinos e caprinos inoculados por via intramuscular com amostras obtidas de raposa
Dusicyon vetulus, do Nordeste brasileiro, 17 – 18 dias. Em asininos inoculados por via
intramuscular com a mesma amostra, 92 – 99 dias, e em eqüinos, 179 – 190 dias. A
37
variabilidade do período de incubação depende de fatores como: capacidade invasiva,
patogenicidade,
carga
viral
do
inóculo
inicial,
ponto
de
inoculação,
idade
e
imunocompetência do animal (MAPA, 2005).
Esses aspectos assumem relevância, quando observados casos de Raiva humana
com períodos de incubação longos, tais como, os verificados nos EUA com imigrantes
provenientes do México (11 meses), do Laos (4 anos) e das Filipinas (6 anos), e, na Austrália,
com imigrante procedente do Vietnã (6 anos e 4 meses) (BENMANSOUR et al., 1991).
9. Alterações Patológicas
A Raiva é uma encefalite com degeneração neuronal do cérebro e da medula
espinhal. Ao exame macroscópico do cérebro pode mostrar edema e hiperemia difusa (Figura
10). Ao exame microscópico, as alterações inflamatórias predominam no tronco cerebral,
medula espinhal e gânglios sensitivos, notando-se, infiltrado linfocitário perivascular, nódulos
gliais, e necrose de neurônios (VERONESI & FOCACCIA, 1997).
Figura 10: Cérebro apresentando edema e hiperemia difusa.
Fonte: Costa, 2006.
Os corpúsculos de inclusão citoplasmática, denominados de corpúsculos de Negri
(Figuras 11 e 12), se encontram dentro dos neurônios afetados constituindo uma característica
patognomônica da Raiva. Essa inclusão é um corpúsculo esférico ou oval, bem definido,
eosinófilo, limitado por um halo claro, negativo pela reação de Feulgen, medindo de dois a 10
micrômetros de diâmetro, com uma massa central de grânulos basófilos constituídos por
ribonucleoproteínas virais e componentes celulares (VERONESI & FOCACCIA, 1997).
38
Figura 11: Corpúsculos de Negri.
Fonte: Palácio (2003).
Figura 12: Corpúsculos de Negri.
Fonte: Pedro et al (2010).
Através da imunofluorescência e microscopia eletrônica os Corpúsculos de Negri
demonstraram ser constituídos de vírus rábicos completos, margeando um centro de proteínas
virais. Normalmente são encontrados um ou vários em uma mesma célula, sendo mais
comuns nas células do Corno de Amon (hipocampo), podendo também ser localizados em
outros locais do cérebro e da medula espinhal, bem como no cerebelo (em células de
Purkinje) (VERONESI & FOCACCIA, 1997).
Frequentemente estes corpúsculos estão distribuídos tanto no corpo neural como
nos dendritos, devido à neurólise, podem ser encontrados livres no tecido de sustentação,do
mesmo modo em neurônios relativamente bem conservados, como também na ausência de
alterações inflamatórias. Curiosamente, nas regiões onde os corpúsculos são mais encontrados
(hipocampo e cerebelo) as alterações inflamatórias são discretas ou ausentes. Por isto, é
importante que o exame histopatológico do cérebro, inclua, além destes, fragmentos de tronco
cerebral ou de medula espinhal para pesquisa de infiltrado inflamatório. Estes Corpúsculos
não são encontrados em todos os casos, mas são maiores e mais numerosos em pacientes com
sobrevida maior (mais que cinco dias) e raros ou ausentes com menos de 48 horas, sendo
importante salientar que em cerca de 20% dos casos não é possível encontrá-los (VERONESI
& FOCACCIA, 1997).
39
10. Resposta Imune
A relação infecção viral seguida de imunidade foi notada há mais de 200 anos.
Seguindo esta evidência, Knipe e colaboradores descreveram os mecanismos imunológicos
relacionados aos processos de infecção viral, mostrando a importância da compreensão da
resposta imune antiviral, para avaliar problemas clínicos e descobrir os mecanismos do
sucesso das vacinas antivirais, tanto vírus vivo modificado quanto inativados induzem altos
títulos de anticorpos neutralizantes, o que ocorre normalmente entre sete e 21 dias após a
vacinação (período negativo de imunidade) (KNIPE et al., 2001).
A resposta imune é o resultado da expressão, ou não, de doenças que ocorrem
naturalmente. Estudos experimentais sugerem que a resposta imune pode influenciar a
susceptibilidade, período de incubação e morbidade, os tipos de sinais clínicos e a excreção
dos vírus. Estes fatos freqüentemente dependem da interação da resposta imune com outras
variáveis, como, idade, espécie animal, linhagem viral, taxa de inoculação e dose viral
(MORENO, 2002).
Os “vírus de rua” da Raiva induzem a produção de interferon, de fixadores de
complemento e anticorpos neutralizantes; estes últimos constituem um componente crítico da
resposta imune, por serem produzidos em resposta à glicoproteína dos vírus da Raiva, ou seja,
sua produção são células T- dependentes, que requerem células T CD4+ e células B. São
também considerados mais efetivos nos estágios iniciais da infecção, antes da entrada dos
vírus no interior dos nervos periféricos, no momento que a infecção atinge o SNC, os
anticorpos tornam-se relativamente ineficientes (TORDO et al., 1998).
As Infecções virais agudas são mediadas pela replicação viral e a imunidade dos
seres vivos infectados, tendo como resultado a morte ou a conclusão da infecção seguida de
recuperação. Muitos dos sintomas clínicos sistêmicos manifestados durante a infecção viral
são conseqüências da reação imune do ser vivo infectado, e não da replicação viral em si, pois
as citocinas liberadas em resposta a infecção podem também levar a sintomas sistêmicos
(KNIPE et al., 2001).
40
Manifestação Clínica
Espécie animal, susceptibilidade, período de incubação, morbidade, sinais clínicos
e excreção viral, são pontos - chaves ao considerar as manifestações clínicas da Raiva.
Variações nesses fatores ocorrem com diferentes linhagens de vírus (TORDO et al, 1998).
Embora muitas espécies de mamíferos possam ser infectadas com vírus da Raiva,
há uma grande variação na susceptibilidade, na qual as espécies são classificadas de acordo
com o grau de susceptibilidade (VERONESI & FOCACCIA, 1997).
10.1. Manifestações Clínicas em Cães e Gatos
Em cães e gatos, a presença de vírus na saliva pode ser detectada de dois a cinco
dias antes do aparecimento dos sinais clínicos, persistindo durante toda evolução da doença.
Os animais mais jovens são mais susceptíveis à infecção, embora, período de incubação
extenso tenha sido observado em animais infectados experimentalmente. A fase prodrômica
dura aproximadamente três dias. O animal demonstra alterações de comportamento, anorexia,
esconde-se, parece desatento e por vezes, não atende o próprio dono. Alguns sintomas
também ocorrem nessa fase, como aumento de temperatura, desidratação, amigdalite,
faringite, dilatação das pupilas e reflexos corneais lentos. Há duas formas de apresentação da
sintomatologia clínica:
a) Furiosa ou encefálica (Figura 13): ocorre angústia, inquietação, excitação,
tendência a agressão (morde tudo e a todos), alterações do latido (latido rouco), dificuldade de
deglutição, sialorréia, procura por locais escuros (fotofobia), fuga de seu habita, irritação no
local da agressão, incoordenação motora, crise convulsiva, paralisia, coma e morte;
b) Muda ou paralítica (silenciosa) (Figura 14): fase de excitação ausente,
inaparente ou curta, procura por locais escuros (fotofobia), sinais predominantemente
paralíticos, iniciando pelos músculos da cabeça, mandíbula, e pescoço, paralisia dos músculos
posteriores, estendendo-se por todo o corpo do animal, dificuldade de deglutição, sialorréia,
coma e morte. O animal geralmente vem a óbito entre cinco a sete dias após o aparecimento
dos sinais clínicos (FUNDAÇÃO NACIONAL DE SAÚDE - FUNASA, 1998).
41
Figura 13: Raiva encefálica ou furiosa
Fonte: WHO (2000).
Figura 14: Raiva muda ou paralitica
Fonte: WHO (2000).
10.2. Manifestações Clínicas em Animais Silvestres e Herbívoros
A sintomatologia clínica em animais silvestres (Figura 15), (raposas, gambás,
guaxinins, sagüis) infectados de modo natural e experimental é similar à dos cães; a maioria
apresentando Raiva do tipo furiosa, e com menor freqüência a Raiva paralítica. A duração da
enfermidade é variável, assim como o período de incubação, o qual raramente é menor que 10
dias ou maior que seis meses. Há poucos estudos sobre o período de transmissão, sabendo-se
que varia de espécie para espécie, contudo, o morcego é relatado como o que apresenta maior
período. Quando acomete os carnívoros, a Raiva apresenta com maior freqüência a forma
furiosa (ACHA & SZYFRES, 1986).
Figura 15: Animais silvestres que desenvolveram Raiva.
Fonte: Rolim (2008).
42
O comportamento da Raiva em morcegos também é pouco conhecido. Há relato
de eliminação dos vírus da Raiva na saliva do morcego D. rotundus, por um período de até
202 dias, sem sinais aparentes da doença, comprovando seu poder de albergar os vírus da
Raiva em sua saliva e ser infectante antes de adoecer, por períodos maiores que nas outras
espécies. Alguns aspectos da doença em morcegos foram observados, como: Raiva furiosa
típica, com paralisia e morte; Raiva furiosa e morte sem paralisia; e Raiva paralítica típica e
morte (MAPA, 2005).
Com relação aos herbívoros não se sabe exatamente o período durante o qual
podem transmitir a doença. Mesmo não possuindo uma dentição adequada que permita causar
ferimentos profundos, há relatos de Raiva humana transmitida por herbívoros. Assim,
recomenda-se não introduzir as mãos na boca de qualquer espécie de animal sem o uso de
luvas apropriadas (MAPA, 2005).
Analisados 14 equídeos (13 equinos e 1 muar) com diagnóstico clínico e
histológico de Raiva provenientes de quatro regiões do Brasil, o curso clínico médio foi de
quatro dias de evolução, incluindo incoordenação motora, paralisia dos membros pélvicos,
paresia dos membros torácicos e decúbito (PEDRO et al., 2010).
Deve-se considerar que os sinais e sintomas das diferentes apresentações não
seguem necessariamente seqüências obrigatórias ou apresentam-se em sua totalidade. Em
conseqüência das características da doença, o animal raivoso é facilmente atropelado em vias
públicas e estradas, o que exige muito cuidado ao socorrer estes animais. Existem relatos de
animais e humanos que se recuperaram de Raiva, mas o número é insignificante. (MAPA,
2005).
11. Diagnóstico
A Raiva é uma doença de notificação compulsória, cuja confirmação é feita
através do diagnóstico laboratorial. Na maioria dos países do mundo, a Raiva em animais e
seres humanos continua sendo diagnosticada com base em sinais e sintomas clínicos, tempo
de evolução até a morte do animal, sendo necessários, testes laboratoriais para a confirmação
da doença (KING & TURNER, 1997; WHO, 2004; MORENO, 2007).
43
O diagnóstico clínico nos animais, às vezes torna-se difícil, existindo casos em
que cães raivosos são considerados não-infectados, podendo também, antes dos primeiros
sinais e sintomas, apresentar vírus nas glândulas salivares e serem liberados junto com a
saliva, aumentando a situação de risco para seres humanos. Nestes, o diagnóstico também
pode ser confundido com outras doenças que apresentam sinais neurológicos ou paralíticos
(WHO, 1992).
Para realizar o diagnóstico laboratorial da Raiva, o material escolhido é o SNC
(Figura 16), principalmente as porções do cérebro, cerebelo, e os cornos de Amon. Alguns
estudos conduzidos para detectar em quais as regiões do cérebro os antígenos da Raiva são
encontrados com maior freqüência, revelaram o tálamo e a medula espinhal como às
estruturas de escolha para o diagnóstico da Raiva (BINGHAM et al., 2002).
Cérebro
Cerebelo
Medula cervical
Figura 16: Sistema nervoso central de um cão
Fonte: Costa (2007).
Negri, confirmando os trabalhos de Babes (1887), descreveu a presença de
corpúsculos de inclusão citoplasmáticos nas células nervosas, que ficaram conhecidos como
Corpúsculos de Negri, aínda hoje utilizados como método de diagnóstico post-mortem. No
ano de (1958), Goldewasser e Kissling realizaram uma prova de IFD para diagnosticar
laboratorialmente os vírus da Raiva, de tal relevância, que o MS (2008) continua exigindo em
associação com a prova de inoculação em camundongos (IC), como requisito para realização
44
das medidas de prevenção, controle e registro de casos de Raiva tanto em humanos quanto em
animais (MS, 2008).
Nos últimos anos, várias técnicas têm sido utilizadas para realização dos exames
laboratoriais da Raiva, a saber: Prova de Sellers - detecção da presença dos corpúsculos de
Negri (Figura 17); Prova de Imunofluorescência - detecção de antígenos (Figura 18); Prova
biológica (Figura 19); Isolamento do vírus in vitro - cultivos celulares; Identificação dos vírus
empregando anticorpos monoclonais; Detecção através de técnicas moleculares –
Transcriptase reversa – Reação em Cadeia da Polimerase - RT-PCR; Titulação de anticorpos prova Rápida de Inibição Focal de Fluorescência – RFFIT (DAVID, 2002).
Figura 17: Sellers,
Fonte: WHO (2004)
Figura 18: Imunofluorescência;
Fonte: ROLIM (2007)
Figura 19: Prova Biológica
Fonte: ROLIM (2007)
De acordo com a OPAS (1983 e 2005), até o presente momento, as técnicas de
IFD e IC são recomendadas e utilizadas como provas de rotina para o diagnóstico laboratorial
da Raiva (Figuras 18 e 19).
O problema para realização do diagnóstico laboratorial da Raiva está relacionado
com as dificuldades na coleta e envio do SNC. As primeiras coletas de SNC foram realizadas
por Pasteur no ano de 1882, quando passou a coletar medula espinhal de cães raivosos e
inocular intracerebral em coelhos como comprovação da doença e manutenção de material
para estudo. A técnica de coleta consistia na dessecação da coluna vertebral, e em seguida, a
quebra da parte dorsal das vértebras, iniciando pela região cervical em direção a coccígea,
45
com conseqüente exposição da medula espinhal e acompanhada coleta, para posterior
utilização (SANTOS, 1888).
Desde 1973, quando foi institucionalizado o Programa Nacional de Controle da
Raiva no Brasil, a técnica de coleta de SNC é realizada abrindo a calota craniana com
exposição e coleta do encéfalo como material para o diagnóstico laboratorial da Raiva (MS,
2006). Os Estados Unidos da América, através do CDC, divulgam e utilizam a medula
cervical como material para o diagnóstico laboratorial da Raiva, cuja técnica de coleta, consta
da incisão transversal na região dorsal do pescoço com desarticulação atlantoaxóide e coleta
da medula (HANLON, 2002). Em 2008, o MS editou o manual de diagnóstico laboratorial da
Raiva, com a finalidade de orientar a coleta de SNC, porém, a técnica descrita é complexa, de
difícil execução e impraticável no campo e dentre as dificuldades ressalta-se, prender a cabeça
do animal em uma morsa, remover o couro da cabeça, serrar a cabeça na frente e nas laterais,
levantar a parte óssea serrada, visualizar o encéfalo e coletar.
12. Prevenção e Controle
A formulação de programas para controle da Raiva está diretamente relacionada
às diferentes espécies animais infectados pelo vírus e responsáveis pela disseminação da
doença (OPAS, 2004).
O Programa de Prevenção e Controle da Raiva humana é muito oneroso, e
constitui-se, de campanhas de vacinação de cães e gatos (Figura 20), captura/retirada dos cães
errantes das ruas (Figura 21), vacinação profilática humana pré e pós – exposição (Figura 22)
e na educação em saúde (Figura 23) (ZHANG et al., 2005). Ressalta-se ainda que, a
vacinação profilática não está totalmente livre de riscos, por isso, não deve ser utilizada
quando podemos observar o animal e este não apresenta sinais da doença, e mesmo assim, é
muito utilizada (NOAH et al.;1996).
46
Figura 20: Vacinação de cães
Fonte: Programa de controle da Raiva – Ceará.
Figura 21: Captura de cães
Figura 22: Profilaxia da Raiva humana
Fonte: Programa de controle da Raiva – Ceará.
Figura 23:Educação em saúde.
A vacina contra a Raiva foi utilizada pela primeira vez em humanos no dia 6 de
julho de 1885, quando Louis Pasteur com êxito tratou de forma profilática uma criança de
nove anos de idade (Joseph Meister) por ter sido mordido por um cão raivoso. A partir de
então foram feitas melhorias nas técnicas de produção das vacinas, e no ano de 1956, os
pesquisadores chilenos Fuenzalida e Palácios desenvolveram uma vacina produzida em
cérebro de camundongo lactente, um produto biológico muito mais inócuo e potente do que as
vacinas até então utilizadas, sendo essa vacina utilizada nos programas de controle da Raiva
em diversos países. No Brasil vem sendo gradualmente substituída pelas atuais e excelentes
vacinas de cultivo celular (MS, 2008).
47
Apesar da evidência de que o controle da Raiva canina, através dos programas de
vacinação animal e eliminação de cães de rua, podem reduzir a incidência de Raiva humana,
porem, a exposição a cães irrestritos ainda é a causa de mais de 90% de exposições humanas
para Raivas. Fato inadmissível, porque vacinas para prevenir Raiva humana encontram-se
disponíveis ha mais de 100 anos, e a maioria das mortes por Raiva acontecem em países com
recursos de saúde pública inadequados e acesso limitado para tratamento preventivo. Estes
países também possuem poucos laboratórios para diagnóstico e quase nenhuma vigilância
para Raiva (CDC, 2011).
De acordo com ROLIM et al (2006), não existe hipótese que justifique a
ocorrência de casos de Raiva humana, principalmente transmitidos por cães e gatos, por ser
uma doença das mais antigas, que por sua letalidade e sintomas, tornou-se conhecida e temida
por todos, alem de possui enorme período de incubação possibilitando um tratamento
profilático, o qual existe comprovadamente desde 1885 para animais e humanos, possui fácil e
rápido diagnóstico laboratorial, e conta com a existência de imunobiológicos eficientes e
descentralizados em todo país, onde possui técnicos capacitados porém sub-utilizados,
faltando gestão e pretensão política para consolidar o controle da doença.
48
JUSTIFICATIVA
De acordo com o CDC (1995), o SNC (cérebro) é o local de escolha para a coleta
de material para exame de Raiva em animais após o óbito. Este processo deve ocorrer de
forma rápida, e quando isso não for possível, o material deve ser acondicionado no gelo e em
seguida transportado ao laboratório para exame.
Por não existir uma padronização para coleta e envio de amostras de SNC ao
laboratório, os animais suspeitos de Raiva chegam inteiros ou com a cabeça dentro de
recipientes em condições inadequadas, por conseguinte, conservados impropriamente,
propiciando a perda destes materiais com graves conseqüências para os acidentados, alem dos
riscos de infecção por ocasião da coleta e da remessa ao laboratório.
Somente no ano de 2008 o MS editou o Manual de Diagnóstico Laboratorial da
Raiva, onde recomenda a técnica de colheita de encéfalo de cão, a qual tem sido classificada
pelos profissionais da área, como sendo de difícil execução a campo por demandar o uso de
ferramentas pesadas, além de propiciar elevados riscos de contaminação.
Visando reduzir tais dificuldades e riscos, assim como, facilitar o diagnóstico e
incrementar a remessa de material (SNC) para o laboratório de diagnóstico da Raiva,
idealizou-se a técnica de coleta de medula cervical com subsequente implantação no Estado
do Ceará.
Por a medula cervical fazer parte do SNC, e deste, ser a primeira região infectada
durante o progresso de infecção rábica; pela comprovada concordância com o cérebro quanto
á presença de antígenos da Raiva, e ainda mais, ser passagem obrigatória dos vírus rábicos
para o cérebro, onde se multiplicam com intensidade e novamente por ela se disseminam para
todo corpo, justifica-se a sua utilização como material para o diagnóstico laboratorial da
Raiva, e sua coleta através da Técnica de Coleta de Medula Cervical - TCMC, a qual
proporciona de forma prática, fácil, e segura, a coleta da medula cervical, e de outros
segmentos do SNC (tronco cerebral, tálamo, corno de Amon, cerebelo, cérebro) também
indicados para o diagnostico laboratorial da Raiva, sem abrir o crânio do animal. Por estas
conveniências essa técnica foi implantada como rotina no sistema público de saúde do Estado
do Ceará – Brasil.
49
A anatomia e localização da medula cervical nos mamíferos (Figura 24) facilitam
a coleta, acondicionamento, remessa e estocagem, assim, viabiliza o diagnóstico, reduzindo os
riscos de infecção por manipulação de materiais inadequados, restringindo os tratamentos
profiláticos humanos, e diminuindo os abandonos de tratamentos profiláticos, contribuindo de
forma significativa com a vigilância epidemiológica e o controle da doença.
Medula Cervical
Figura 24: Medula Cervical
Fonte: www.saudeanimal.com.br/image/Raiva (2011)
HIPÓTESE CIENTÍFICA
A medula espinhal pode ser utilizada como material no diagnóstico laboratorial da
Raiva, a facilidade de coleta promoverá incremento no envio de amostras com conseqüente
melhoria em toda cadeia do diagnóstico, resultando na produção de indicadores confiáveis
para orientação das ações de epidemiologia e controle da Raiva.
50
OBJETIVOS
1. Geral
Desenvolver a Técnica de Coleta de Medula Cervical com subsequente Implantação
da Metodologia no Estado do Ceará.
2. Específicos
Demonstrar a eficácia da medula cervical para o diagnóstico laboratorial da Raiva;
Validar uma técnica de coleta de medula cervical – TCMC;
Inventar um coletor de SNC;
Idealizar um recipiente para acondicionamento de SNC;
Implantar a TCMC nos serviços públicos de saúde do Estado do Ceará;
Monitorar o envio de amostras sob forma de alíquotas para o laboratório diagnóstico
da Raiva.
51
CAPÍTULO I
___________________________________________
TÍTULO DO ARTIGO
RAIVA: uma abordagem dos primórdios à atualidade
(RABIES: an approach of the origins to present time)
Periódico: Revista Ciência Animal da Universidade Estadual do Ceará – UECE.
Autores:
Benedito Neilson Rolim1 (Mestre em Ciências Veterinárias – UECE); Edmara ChavesCosta1
(Doutora em Ciências Veterinárias – PPGCV/ UECE); Phyllis Catharina Romijn2 (Doutora
em Microbiologia Veterinária - University of Surrey). Maria Fátima da Silva Teixeira*1
(Doutora em Biologie Humaine - Université Claude Bernard Lyon).
1
Laboratório de Virologia do Programa de Pós-Graduação em Ciências Veterinárias,
Faculdade de Veterinária – Universidade Estadual do Ceará, CE, Brasil
2
PESAGRO – Empresa de Pesquisa Agropecuária do Estado do Rio de Janeiro, RJ, Brasil
*Endereço para correspondência: Laboratório de Virologia do Programa de Pós-
Graduação em Ciências Veterinárias (PPGCV), Faculdade de Veterinária (FAVET) –
Universidade Estadual do Ceará (UECE) - Av. Paranjana, 1700 - Itapery - Fortaleza,CE,
Brasil. CEP 60740-903 – email: [email protected]
Benedito Neilson Rolim – email: [email protected]
52
RESUMO
A Raiva é considerada uma das enfermidades mais antigas e a de maior letalidade entre todas
as patologias infecciosas conhecidas. A despeito das inúmeras intervenções e dos avanços nos
diversos setores da ciência, a Raiva manifesta expansão contínua e, freqüentemente,
exacerbada, permanecendo até hoje, com apenas dois casos de cura. Além disso, apresenta um
longo histórico, tornando-se amplamente conhecida em todo mundo pelo sofrimento causado
às pessoas acometidas e pelo pavor gerado mediante a noção de sua, praticamente invariável,
evolução para a morte. Através dos séculos foram registradas várias descrições da doença,
inclusive dos tratamentos aplicados a humanos doentes, bem como, das medidas básicas de
prevenção e controle desenvolvidas para barrar sua progressão. Nesse contexto, o trabalho de
revisão que se segue tem por objetivo descrever os aspectos históricos da Raiva tomando
como base os relatos de historiadores, bem como, da literatura médica ao longo das distintas
épocas, ressaltando os avanços impetrados nessa área do conhecimento.
Palavras-Chaves: Raiva, Doença, História.
ABSTRACT
Rabies is considered one of the most ancient diseases and higher mortality among all
infectious diseases known. In despite of the numerous interventions and the scientific
progresses, the rabies virus expresses continued expansion and often exacerbated, remaining
until today, with only two cases of cure. Moreover, it has a long history, becoming widely
known throughout the world because of the suffering caused to those involved and the fear
generated by the notion of its almost invariable progression to death. Through the centuries,
the disease has been recorded several descriptions, including treatments applied to human
patients, as well as the basic arrangements of prevention and control designed to stop its
progression. In this context, the aim of the present work is to describe the historical aspects of
rabies, based on the historians’ reports, as well as the medical literature over the different
history periods, highlighting the advances of this knowledge area.
Key-words: Rabies, Disease, History.
53
INTRODUÇÃO
A Raiva é uma doença infecto-contagiosa, causada por vírus neurotrópicos que
atuam no sistema nervoso central (SNC), produzindo uma encefalomielite aguda e fatal,
decorrente de sua replicação com conseqüente destruição das células do sistema nervoso,
provocando freqüentemente alterações comportamentais e motoras, tais como: inquietação,
fúria, agressividade, paralisia dos membros posteriores, da mandíbula, laringe, faringe e
epiglote, TORDO (1996); TAKAOKA (2003).
É considerada uma das enfermidades mais antigas e a de maior letalidade entre
todas as patologias infecciosas conhecidas. Além disso, apresenta um longo histórico,
tornando-se amplamente conhecida em todo mundo pelo sofrimento causado as pessoas
acometidas e pelo pavor gerado mediante o conhecimento de sua quase invariável evolução
para a morte. Através dos séculos foram registradas várias descrições da doença, inclusive dos
tratamentos aplicados a humanos doentes, bem como, das medidas básicas de prevenção e
controle desenvolvidas para impedir sua progressão, ROLIM (2007).
O conceito de doença reflete a conjuntura social, econômica, política e cultural.
Dependerá do momento histórico, do lugar, da classe social, bem como, dos valores
individuais, das concepções científicas, religiosas e filosóficas vigentes. Houve um tempo em
que o desejo de fuga dos escravos era interpretado com um distúrbio mental denominado
drapetomania (do grego drapetes, escravo), cujo diagnóstico foi proposto em 1851 por
Samuel A. Cartwright, médico do estado da Louisiana, no escravagista sul dos Estados
Unidos o tratamento recomendado era o açoite, SCLIAR (2007).
Portanto, o resgate histórico dos fatos científicos permite considerar, para uma
determinada época, elementos (fatos do saber) cujo elo não podia ser percebido no momento,
mas cuja reunião se mostra em seguida estruturalmente significante para uma dada ciência e
permite caracterizar factualmente, no tempo histórico, o progresso de um capítulo do
conhecimento científico, PATY (2005).
Nesse sentido, o trabalho de revisão que se segue tem por objetivo descrever os aspectos
históricos da Raiva tomando como base os relatos de historiadores, bem como, da literatura
médica ao longo das distintas épocas, ressaltando os avanços impetrados nessa área do
conhecimento.
54
1 IDADE ANTIGA (4.000 a.C. – séc. IV)
Uma das referências mais remotas à Raiva pode ser evidenciada no Código de
Eshnunna da era pré-mosaica (antes do profeta Moises, i.e.,1500 a.C.). A cidade de Eshnunna
fazia parte da Antiga Mesopotâmia, sendo capturada por Hamurabi em 1756 a.C. O Código de
Eshnunna (cerca de 1930 a.C) trazia aproximadamente 60 artigos, sendo uma mistura de
direito penal e civil, que futuramente seria a base do Código de Hamurabi. O código continha
uma passagem mencionando as implicações das mordidas de cães, FIELDS (2001).
“se o cachorro é louco e as autoridades avisam ao dono; e esse não
prende o animal e o cão morde um homem causando sua morte, então
o proprietário do animal deverá pagar 40 ’shekels’ de prata. Se o cão
morder um escravo e este morrer, o proprietário do cão deverá pagar
15 ‘shekels’ de prata”.
No poema épico grego “A Ilíada”, Homero (século VII a.C.) parece se referir à
Raiva quando menciona Sirius, a estrela Cão da constelação de Orion, exercendo uma
influência maligna sobre a saúde humana. O despontar no firmamento da estrela cão Sirius era
associado a cães ‘loucos’ em toda a extensão do Mediterrâneo Oriental, do Egito e, mais
tarde, em Roma. Ainda hoje, persiste a crença popular, amplamente difundida, que refere o
mês de agosto como o “mês do cachorro louco”, SCHNEIDER & SANTOS-BURGOA
(1994).
Os gregos denominavam a doença de Lyssa ou Lytta, traduzida como “loucura”.
A doença no homem era descrita como hidrofobia, situação na qual a pessoa doente é
atormentada ao mesmo tempo por sede extrema e medo da água. A palavra “Raiva” do latim
originou-se do antigo termo Sânscrito “rabhas” que significa “ser violento”. A expressão
germana “tollwut” é procedente do Indogermano “Dhvar” para dano e “wuot” que denota
Raiva/fúria. A terminologia francesa “rage”, por sua vez, é derivada do vocábulo “robere”,
designação para loucura, PATY (2005)
Nesse período histórico, a medicina grega representou uma importante inflexão na
maneira de encarar a doença. É verdade que, na mitologia grega, várias divindades estavam
vinculadas à saúde. Os gregos cultuavam, além da divindade da medicina, Asclepius, ou
55
Aesculapius (que é mencionado como figura histórica na Ilíada), duas outras deusas, Higieia,
a Saúde, e Panacea, a Cura. A figura mitológica Higieia era uma das manifestações de
Athena, a deusa da razão, e o seu culto, como sugere o nome, representava uma valorização
das práticas higiênicas; e se Panacea representa a idéia de que tudo pode ser curado - uma
crença basicamente mágica ou religiosa -, deve-se notar que a cura, para os gregos, era obtida
pelo uso de plantas e de métodos naturais, e não apenas por procedimentos ritualísticos24. À
deusa Artemisa era legada a responsabilidade pela cura da Raiva, enquanto o Deus Artiste,
filho de Apolo, combatia os efeitos da doença, SCLIAR (2007).
Essa visão religiosa antecipa a entrada em cena de um importante personagem: o
pai da Medicina, Hipócrates de Cós (460-377 a.C.). Pouco se sabe sobre sua vida; poderia ser
uma figura imaginária, como tantas na Antigüidade, mas há referências à sua existência em
textos de Platão, Sócrates e Aristóteles. Os vários escritos que lhe são atribuídos, e que
formam o Corpus Hipocraticus, provavelmente foram o trabalho de várias pessoas, talvez em
um longo período de tempo. O importante é que tais escritos traduzem uma visão racional da
medicina, bem diferente da concepção mágico-religiosa antes descrita. O texto intitulado “A
doença sagrada” começa com a seguinte afirmação: “A doença chamada sagrada não é, em
minha opinião, mais divina ou mais sagrada que qualquer outra doença; tem uma causa
natural e sua origem supostamente divina reflete a ignorância humana”, SCHNEIDER &
SANTOS-BURGOA, (1994).
A primeira descrição registrada da Raiva canina é atribuída ao filósofo grego
Demócritos (460-370 a.C.). Aristóteles (384-322 a.C.) escreveu em sua obra “História Natural
dos Animais”, livro 8, capítulo 22, sobre a transmissão da doença, detalhando que “cães
acometidos por loucura tornam-se irritadiços e todos os animais mordidos por eles adoecem”.
Ademais, supõe-se que a sintomatologia da Raiva humana tenha sido referida pela primeira
vez nos escritos de Hipócrates (460-377 a.C.) quando expõe que “pessoas loucas bebem muito
pouco, são perturbadas e amedrontadas, apresentando tremores ao menor barulho, BAER
(1991).
Aulus Coenelius Celsus (25 a.C.-50 d.C), médico e naturalista romano, fez da
Raiva seu objeto de estudo pessoal no século I. Ele enfatizou em seus escritos que as
mordidas de todos os animais que continham vírus eram perigosas aos homens e aos outros
animais. De fato, Celsus e seus contemporâneos reconheciam apenas a saliva como lócus de
56
agentes venenosos. Nesse sentido, era recomendado, como tratamento preventivo, a prática de
se lançar mão de substâncias cáusticas, da cauterização, da sangria, bem como, da sucção das
lesões de indivíduos mordidos por cães raivosos. Por outro lado, Galeno (131-200 d.C.)
sugeria a excisão cirúrgica das feridas provocadas por animais raivosos, os indivíduos
agredidos deviam beber vinho por ser considerado um antídoto contra vários venenos. Essas
precauções não apenas evidenciavam que a doença era bem compreendida, mas que era mais
ou menos prevalente e desafiava os conhecimentos médicos da época, STEELE &
FERNADEZ (1991).
Os romanos receberam como legado dos gregos muitos conhecimentos sobre
saúde e medicina, com os quais desenvolveram muito bem os aspectos sanitários. O escritor
romano Cardanus descreveu, no século I, a infecciosidade da saliva de cães raivosos. Outros
escritores da época retrataram o material infeccioso como um veneno que, em latim, tinha o
significado de “vírus”. Outra causa da doença mencionada por Plínio e Ovídio como o “verme
da língua” do cão. Na tentativa de se prevenir o desenvolvimento da Raiva, mediante os
recursos médicos da época, se realizava a extirpação do freio da língua (membrana mucosa
localizada da região ventro-medial da língua) supondo-se ser a área que albergava o parasita.
Esse conceito se manteve até o século XIX, quando Louis Pasteur e seus colaboradores
demonstraram a causa da Raiva, SCLIAR (2007).
De um modo geral, a medicina pouco havia avançado, a tradição hipocrática, que
de certa forma tivera continuidade com Galeno, entrara em declínio. Por outro lado, a
medicina árabe e a medicina judaica, que se desenvolveu, sobretudo, nas regiões muçulmanas,
estava fora do alcance da cristandade. Dessa forma, os europeus tiveram pouco ou nenhum
contato com os trabalhos dos médicos árabes e judeus que acrescentaram ao acervo grego
importantes conhecimentos em farmacologia, cirurgia e, até mesmo, oftalmologia, SCLIAR
(2002).
2 IDADE MÉDIA (séc. V – séc. XV)
No Ocidente, a Idade Média ficou conhecida como a Era das Trevas, e do ponto
de vista dos cuidados à saúde a denominação é exata. A queda do Império Romano e a
ascensão do regime feudal tiveram profundas e desastrosas conseqüências na conjuntura de
57
saúde, na prevenção e no tratamento das doenças. Na Idade Média européia, a influência da
religião cristã manteve a concepção da doença como resultado do pecado e a cura como
questão de fé; o cuidado de doentes estava, em boa parte, entregue a ordens religiosas, que
administravam inclusive o hospital, instituição que o cristianismo desenvolveu muito, não
como um lugar de cura, mas de abrigo e de conforto para os doentes. O Cristianismo
impunha, portanto, uma conexão fundamental entre a enfermidade e o pecado.
Conseqüentemente, a forma de tratamento era por meio de orações, penitências e invocação
de santos, como São Humberto, grande protetor contra a Raiva nesse período, SCLIAR
(2002); SCLIAR (2007).
Outra referência da extensão da Raiva ao plano espiritual pode ser evidenciada na
seguinte oração: “São Roque, São Roque, não permita que esse cão me toque!”. Essa súplica
por proteção a uma entidade protetora era ensinada às crianças tanto no Velho Mundo
(Europa, Ásia e África) quanto no Novo Mundo (hemisfério ocidental) para ser invocada
sempre que se encontrasse um cão na rua, FIELDS (2001).
Até a Idade Média os relatos de epizootias de Raiva eram de rara ocorrência e,
apesar de freqüentes, os casos apresentavam-se de forma isolada. A maioria das ocorrências
era ocasionada por agressões de cães raivosos e, eventualmente, por lobos, texugos, raposas e,
mesmo, ursos. Há referência histórica sobre uma invasão a Lion por um urso raivoso, por
volta do ano 900, o qual atacou cerca de 20 pessoas que tentavam matá-lo. Seis dessas
pessoas desenvolveram a doença e chegaram a óbito nos 27 dias seguintes, STEELE &
FERNADEZ (1991).
O médico árabe Avicenna (980-1037) fala sobre a Raiva em seus escritos que
datam do século XI, onde determina que a lesão rábica deva ser mantida aberta por 40 dias,
sendo utilizados vesicatórios (fármaco que induz a formação de vesículas na pele) sobre o
local. Em sua obra, Avicena sugeri que pessoas com hidrofobia latem como cães e têm o
desejo de morder outras pessoas; pacientes que tentam beber sufocam e a doença evolui para
apoplexia (paralisia repentina com perda total ou parcial da consciência e das sensações). No
geral, suas observações marcaram um importante passo na compreensão da doença. No século
XII, o médico e estudioso talmudista (doutrina e jurisprudência da lei mosaica – Torá) Moses
Maimonides também discutiu o tratamento da Raiva. No seu tratado “Venenos e seus
58
antídotos”, escrito em 1198, a pedido do Sultão Al Afdal, Maimonides enumerou vários
“remédios contra a mordida de cães loucos, STEELE & FERNADEZ (1991).
A mais precoce menção da doença na Grã-Bretanha pode ser evidenciada nas leis
de Howell the Good em Wales (1026), ano no qual um surto é mencionado como o evento
mais notável da região, pela afirmação da existência de uma loucura” observada entre os cães
nesse ano. Contudo, o primeiro grande episódio da doença foi descrito em 1271 quando lobos
raivosos invadiram cidades e vilas da França, atacando os rebanhos e não menos que 30
pessoas morreram vitimadas pelas mordidas infligidas. Em 1500, relata-se um episódio
devastador na Espanha provocado por cães raivosos, STEELE & FERNADEZ (1991).
O fim da Idade Média foi marcado por inúmeras pestilências. Epidemias
naturalmente já haviam sido registradas, tanto no Oriente como na Grécia e no Império
Romano; Tucídides em Atenas (430 a.C) e Galeno em Roma (164 a.C) faziam menção desses
episódios, sem falar no próprio Hipócrates. No entanto, os movimentos populacionais, a
miséria, a promiscuidade e a falta de higiene dos burgos medievais, além dos conflitos
militares, criaram as condições ideais para a explosão de graves surtos epidêmicos, SCLIAR
(2007).
3 ERA MODERNA (séc. XVI – séc. XVIII)
A transição gradual da Idade Medieval marcada pelas crenças religiosas e
superstições para o Renascimento, período abalizado pelo pragmatismo e experimentação,
resultaram numa nova forma de interpretar os processos patológicos. Já nesse período, o suíço
Paracelsus (1493-1541) afirmava que as doenças eram provocadas por agentes externos ao
organismo. Naquela época, e no rastro da alquimia, a química começava a se desenvolver e
influenciava a medicina. Dizia Paracelso que, se os processos que ocorrem no corpo humano
são químicos, os melhores remédios para expulsar a doença seriam também químicos, e
passou então a administrar aos doentes pequenas doses de minerais e metais. Já o
desenvolvimento da mecânica influenciou as idéias de René Descartes, no século XVII. Ele
postulava um dualismo mente-corpo, o corpo funcionando como uma máquina. Ao mesmo
tempo, o desenvolvimento da anatomia, também conseqüência da modernidade, afastou a
concepção humoral da doença, que passou a ser localizada nos órgãos, SCLIAR (2007).
59
Seguindo essa nova linha, em uma obra singular, publicada no ano de 1546 sob o
título de “A ferida incurável”, o médico italiano Girolamo Fracastoro (1478-1553) claramente
declarava a susceptibilidade dos seres humanos à Raiva e descreveu, em detalhes, um caso
clínico, FIELDS (2001).
“Sua incubação [subseqüente à mordida de um animal raivoso] é tão
furtiva, lenta e gradual que a infecção muito raramente se revela antes
do vigésimo dia, na maioria dos casos após o trigésimo, e em muitos
casos não antes de um lapso de quatro ou seis meses. Há casos
relatados nos quais a doença manifestou-se um ano após a agressão.
[Uma vez manifesta a doença,] o paciente pode tanto permanecer de
pé quanto ficar acamado; como um louco, ele se movimenta para lá e
para cá, feri seu corpo com suas próprias mãos e experimenta uma
sede intolerável. Esse é o sintoma mais desolador, pois o paciente
recua diante da água e qualquer outro líquido, preferindo morrer a
beber ou ser colocado próximo; então ele passa a morder outras
pessoas, espumar pela boca, seus olhos parecem embaraçados e,
finalmente, eles ficam exaustos e respiram dolorosamente pela última
vez” (p.1018).
A descrição da Raiva humana pelo autor é acurada especialmente no que diz
respeito ao período de incubação se estender por meses a anos após a exposição inicial, mas a
agressão oral de um paciente resultar em doença manifesta é um evento incomum. Vale
salientar que a obra de Fracastoro sobre o contágio foi escrita em uma época na qual o
misticismo da Idade Média não havia desaparecido e a ciência moderna não havia nascido.
Prevaleciam, ainda, teorias antigas sobre a transmissão das doenças, considerando-se que
nessa época nem sequer o microscópio existia, seu trabalho “De contagione” é,
fundamentalmente, uma obra de transição, FIELDS (2001); SCLIAR (2002).
Por volta de 1586, ocorreram epizootias de Raiva entre cães em Flanders (região
ao noroeste da Europa que compreende partes da Bélgica, França e Holanda), Austria,
Hungria e Turquia. Em 1604, a Raiva canina se expandiu até Paris causando grande alarme.
No decorrer de 1700, a Raiva despontou em muitas localidades da Europa. De 1719 até 1721,
os episódios de Raiva foram incomumente freqüentes, especialmente na França e Silésia
60
(região histórica entre a Polônia, a República Checa e a Alemanha), persistindo como um
problema na Europa Central, onde a doença irrompeu entre lobos e raposas. Na Inglaterra, a
Raiva apareceu entre os anos de 1734 e 1735, sendo identificados muitos cães raivosos no
último verão desse período, STEELE & FERNADEZ (1991).
Em 1752, casos de Raiva manifestaram-se nas proximidades de St. James em
Londres. As ordens expressas eram de abater todos os cães da região, o que incluía mesmo os
cães guia de cegos. Logo essa orientação foi estendida para as demais cidades do país. Os
anos de 1759 a 1760 testemunharam uma séria epidemia da doença em Londres e seus
arredores. As determinações oficiais eram de confinar por um mês e, em seguida, sacrificar
todos os cães de rua, sendo estabelecida uma recompensa de dois xelins (unidade monetária
inglesa da época) por cão morto. Episódios de extrema crueldade resultaram do uso de
suborno para incentivar a matança de cães e cenas bárbaras foram executadas por multidões
premiadas por um comportamento de declarada selvageria, STEELE & FERNADEZ (1991).
A epidemia em Londres durou até 1762. Por volta de 1774, a doença era comum
na Inglaterra e as pessoas eram desencorajadas a possuir cães. Ademais, os indigentes eram
terminantemente proibidos de manter cães. Nesse período, mais de cinco xelins eram pagos
por cada cão raivoso abatido. Em 1763, a Raiva foi identificada na França, na Itália e na
Espanha. As autoridades desses países adotaram o sistema de eliminação de cães errantes e
passaram a sacrificar os cães às centenas. Em Madrid, 900 cães foram mortos em apenas um
dia. A partir de 1800, propagou-se um extenso surto de Raiva silvestre em raposas nos Alpes
Ocidentais, com agressões a pessoas, cães, suínos e outros animais, dispersando-se para a
França Ocidental, Alemanha, Suíça, Itália, Noruega e Rússia, STEELE & FERNADEZ
(1991).
Neste período era muito comum matar os enfermos ou suspeitos de Raiva,
chegando ao ponto de ser proposta na França, em 1810, uma Lei concebida nestes termos:
”Abaixo pena de morte, proibido estrangular, asfixiar, sangrar, ou matar de qualquer outra
maneira as pessoas atacadas de Raiva, hidrofobia ou qualquer outra enfermidade que
provoque acessos, convulsões ou loucura furiosa. Correspondendo a pólicia e a família das
vítimas, tomarem precauções para protegerem a saúde publica e a particular, SCHNEIDER &
SANTOS-BURGOA, (1994).
61
4. ERA CONTEMPORÂNEA (séc. XIX - atualidade)
No século XIX a Raiva se encontrava disseminada por toda Europa, onde se
apresentava como uma grave epidemia em muitas cidades. Pesquisadores da época estudavam
a doença tentando compreender o modo de transmissão e o agente causal, em busca de
medidas de prevenção e tratamento. Em 1804, o cientista alemão Zinke comprovou a natureza
transmissível da saliva infectada, coletando amostras de cães raivosos e inoculando-as em
cães sadios. Em 1856 ocorreram vários surtos de Raiva humana na Áustria, Hungria e
Turquia, todos precedidos por Raiva canina, Steele & Fernadez (1991); RUPPRECHT et al
(2002).
Em 1869, instalou-se um surto de Raiva em cães em Paris, vitimando várias
pessoas. Alguns anos antes, o médico francês Armand Trousseau (1801-1867) havia descrito
os sintomas da Raiva e levantou a hipótese da doença ser causada por um vírus específico e
transmitida somente pela mordedura de animais raivosos. Galtier adaptou experimentalmente
a doença ao coelho durante o ano de 1879 e esse modelo foi, mais tarde, utilizado pelo
cientista francês Louis Pasteur em suas substanciais contribuições à investigação da Raiva
durante o final do século XIX, Steele & Fernadez (1991); RUPPRECHT et al (2002).
Nessa época nascia a epidemiologia, baseada no estudo pioneiro do cólera em
Londres, feito pelo médico inglês John Snow (1813-1858), e que se enquadrava num contexto
de “contabilidade da doença”. Se a saúde do corpo individual podia ser expressa por números
- os sinais vitais - o mesmo deveria acontecer com a saúde do corpo social. Ela teria seus
indicadores, resultado desse olhar contábil sobre a população e expresso em uma ciência que
então começava a emergir, a estatística, SCLIAR (2007).
A ciência continuava avançando e no final do século XIX registrou-se aquilo que
depois seria conhecido como a revolução pasteuriana. No laboratório de Louis Pasteur e em
outros laboratórios, o microscópio, descoberto no século XVII, mas até então não muito
valorizado, estava revelando a existência de microorganismos causadores de doença e
possibilitando a introdução de soros e vacinas. Era uma revolução porque, pela primeira vez,
fatores etiológicos até então desconhecidos estavam sendo identificados; doenças agora
poderiam ser prevenidas e curadas, Steele & Fernadez (1991); SCLIAR (2007).
62
4.1 A revolução Pasteuriana e o combate a Raiva
O bioquímico Louis Pasteur (1822-1895), cientista vinculado às experiências
sobre a geração espontânea e as diferentes técnicas de fermentação, foi responsável pela
descoberta do carbúnculo, da septicemia, do cólera das galinhas, da erisipela suína; esteve
envolvido na atenuação de diversos vírus e sua conversão em vacinas, além de desenvolver
pesquisas sobre as moléstias do bicho da seda e conservação do vinho, da cerveja e do
vinagre. Seus primeiros estudos sobre Raiva se iniciaram em dezembro de 1880, tendo como
colaboradores os estudiosos Chamberland, Roux, Thuillier, Grancher, Charrin, Chantemesse e
Terrillon, SANTOS (1888); ALLEN (2002); LIGON (2002); BORDENAVE (2003).
Nessa época se conhecia os sintomas e a transmissão do agente pela saliva dos
animais raivosos. Desse ponto de partida, Pasteur iniciou suas experiências, colhendo pela
primeira vez, em dezembro de 1880, a saliva de um menino acometido, proveniente de Santa
Eugênia e encaminhado ao serviço de Lannelongue. Nessa mesma época, recebeu uma
mensagem telegráfica informando a ocorrência de dois cães em pleno acesso de Raiva.
Pasteur seguiu para o local, conduzindo seis coelhos, sendo esses inoculados com algumas
gotas da saliva dos cães acometidos, SANTOS (1888).
Vale salientar que até então os experimentos eram conduzidos mediante
inoculações subcutâneas de saliva infectada, método pouco prático, extremamente incomodo
e perigoso. Essa técnica além de falha, pois, nem sempre, a doença era transmitida, possuía
um demorado período de incubação (de até seis meses ou mais), atrasando o desenvolvimento
dos numerosos protocolos experimentais. Além disso, as impurezas presentes na saliva
provocavam, constantemente, acidentes septicêmicos. Esses transtornos induziram Pasteur a
procurar um meio mais prático de inocular vírus puros que, ao mesmo tempo, reduzisse o
tempo de incubação e cuja transmissão se desse de forma eficiente, SANTOS (1888).
Ciente de que a Raiva provocava desordens no sistema cérebro-medular, Pasteur
deduziu que o sítio predileto do vírus rábico era o tecido nervoso. Seguindo esse princípio,
passou a realizar inoculações subcutâneas com material cerebral, procedimento ainda de
caráter rudimentar. Contudo, interpretando como pura a amostra viral, conduziu seu depósito
no cérebro pelo processo de trepanação, o qual consistiu da inoculação do inóculo sob a duramáter, resultando na redução do período de incubação e fixação dos vírus. Com esse método,
63
Pasteur inoculou um fragmento do bulbo de um cão raivoso, diluído em caldo de vilela, em
coelhos e observou que a doença se manifestava em aproximadamente 15 dias, sobrevindo à
morte nos 20 dias subseqüentes, SANTOS (1888); LIGON (2002).
Não sendo capaz de isolar os vírus da Raiva a fim de cultivá-los e atenuá-los,
Pasteur recorreu a “cultura” em organismos vivos. Prosseguiu com sucessivas inoculações do
vírus da Raiva provenientes de cães de rua em coelhos, podendo observar que o período de
incubação diminuía e a virulência aumentava nas sucessivas passagens. Entre a 20ª e a 25ª
passagem o tempo de incubação era de 7 a 8 dias, a partir da 80ª passagem esse intervalo se
alterava para menos de 6 a 7 dias. Quando esse mesmo experimento foi reproduzido em
macacos, evidenciou-se um mecanismo inverso, no qual a virulência diminuiu e a incubação
aumentou. Estes dois resultados, atenuação da virulência nos macacos e incremento nos
coelhos, foram o ponto de partida para idealização da vacina, produção, e vacinação de cães
contra a Raiva, SANTOS (1888).
Partindo desse princípio, um contingente significativo de cães foi desafiado
através da deposição sob a pele de material cerebral de um animal morto por Raiva. Em
seguida, esses cães foram inoculados com uma amostra do sistema nervoso central de um
coelho trepanado com material nervoso de um macaco. Após cinco ou seis inoculações
sucessivas, os cães tornavam-se refratários à Raiva, podendo ser expostos a animais raivosos
sem contrair a doença. Esse fato foi verificado por uma comissão oficial designada por
Falliéres, então ministro da instrução pública da França. Contudo, esse método não era prático
ou seguro e deixava a desejar por não ser eficaz em todos os casos, teve apenas o valor
científico da descoberta da imunidade, devendo ser procurado outro método, SANTOS
(1888).
Pasteur já detinha o conhecimento de que a medula espinhal dos coelhos mortos
por Raiva é virulenta em toda sua extensão e, quando conservada em frascos esterilizados,
num sistema de ar seco, a temperatura de 20 a 25ºC, a virulência desaparece progressivamente
ao fim de 14 dias. Desse modo, as medulas eram extraídas e submetidas à dessecação lenta
desenvolvendo uma escala de virulência, começando com a primeira medula como parâmetro
máximo e terminando, como mínimo ou nulo, em 14 dias. Além disso, Pasteur havia
conseguido produzir um vírus fixo, pela inoculação primitiva do bulbo de um cão raivoso em
64
um coelho por trepanação e desse aos outros, de forma sucessivas até 176ª passagens,
SANTOS (1888); LIGON (2002); BORDENAVE (2003).
Essas medulas foram empregadas na constituição do substrato para a vacinação
preventiva dos cães. Os fragmentos de medula com virulência ascendente foram inoculados
por via subcutânea em cinco cães diariamente, durante 15 dias consecutivos.
Subseqüentemente, esses animais eram expostos à mordedura por cães raivosos ou
submetidos ao processo de trepanação e, mesmo assim, não desenvolviam a doença, em
contraste ao grupo testemunha, tornando-se refratários à Raiva, Santos (1888); LIGON
(2002).
Durante cinco anos, as multiplicadas experiências de Pasteur alcançaram
resultados de transcendental importância na etiologia e profilaxia da Raiva, tal aquisição
científica, tornava seu método preventivo potencialmente aplicável aos indivíduos agredidos
por animais raivosos. Contudo, a idéia da primeira inoculação humana envolvia uma série de
implicações éticas, SANTOS (1888).
Às oito horas, do dia 04 de julho de 1885, Joseph Meister, um menino de nove
anos de idade, residente na localidade de Alsacia, a caminho da escola, foi gravemente ferido
por um cão raivoso. O número excessivo de mordeduras, totalizando quatorze, nas principais
áreas descobertas do corpo (mãos, coxas e pernas), algumas tão profundas que lhe
comprometiam a marcha, levava a crer que Joseph Meister sucumbiria à Raiva, SANTOS
(1888); ALLEN (2002); LIGON (2002); BORDENAVE (2003).
Face ao perigo que estava exposta a criança, a Seção de Medicina e Cirurgia da
Academia das Ciências de Paris autorizou Pasteur a aplicar no menino o tratamento
experimental desenvolvido em cães. Às 20h do dia 06 de julho de 1885, Joseph Meister foi
submetido à primeira inoculação das 12 previstas para o intervalo de 10 dias, correspondentes
ao protocolo de tratamento anti-rábico, SANTOS (1888); LIGON (2002).
As doze medulas de coelhos utilizadas no tratamento anti-rábico de Meister,
possuíam virulência ascendente e, no sentido de avaliá-las, cada uma das suspensões foi
inoculada por trepanação em dois coelhos. Ao final do intervalo de observação, pôde-se
afirmar que as amostras de medula dos dias 6, 7, 8, 9 e10 de julho não eram virulentas, pois
não tornavam os coelhos raivosos. Porém, as medulas dos dias 11, 12, 14, 15 e 16 de julho
65
mostravam-se significativamente virulentas, provocando o desenvolvimento da doença no
espaço de oito dias quando inoculadas em coelhos, SANTOS (1888); BORDENAVE (2003).
Passado o período de risco e com base na recuperação de Joseph Meister, Pasteur
pronunciou-se afirmando que:
“nos últimos dias inoculei em Meister, vírus rábicos mais virulentos
do que os do cão que havia lhe mordido, capazes de transmitir a Raiva
para coelhos em sete dias e para cães em oito ou dez. Todavia, quando
se atinge o estado de imunidade fica consolidado o estado refratário a
doença. Portanto, ele escapou não só da Raiva que com certeza seria
acometido, como também, dos vírus da Raiva que lhe inoculei
tentando imunizá-lo por ocasião do tratamento”.
Tem início as primeiras aplicações do tratamento profilático da Raiva na espécie
humana, tornando-se necessária a organização de um serviço de tratamento da Raiva pelo
método Pasteur, para que os indivíduos agredidos por animais raivosos pudessem usufruir dos
benefícios dessa descoberta, SANTOS (1888).
No ano de 1886, Louis Pasteur registrou o atendimento vacinal de mais de 350
casos, concretizando o estabelecimento da profilaxia da Raiva. Contudo, nessa época ainda
havia carência de um centro estruturado para a vacinação contra a doença. Foi então que a
Academia de Ciências de Paris propôs a criação do primeiro Instituto Pasteur. No final de
1886, mais de 2000 pessoas haviam sido atendidas e o índice de mortalidade pela doença,
decrescido significativamente. Nos dez anos seguintes, vários Institutos foram distribuídos em
todo o mundo, assumindo a responsabilidade pela pesquisa, estudo e tratamento da Raiva,
WILKINSON (2002).
Desde então, os avanços científicos em torno da Raiva têm caminhado a largos
passos, especialmente, no decorrer do século XX. A verificação histopatológica feita em 1903
por Negri, relativa à existência de inclusões citoplásmicas nas células nervosas,
particularmente ao nível do corno de Ammon e dos núcleos ópticos da base do cérebro, foram
grande interesse para o diagnóstico da Raiva. Tais inclusões, batizadas corpúsculos de Negri,
apresentam-se como massas de forma e tamanho variáveis, que se coram em vermelhovioláceo pelo método aprimorado, posteriormente, por Sellers em 1927, STEELE &
FERNADEZ (1991).
66
O emprego de camundongos albinos (Swiss), com vistas ao diagnóstico da Raiva,
teve início em 1935, por Webster e Dawson. Até hoje, a técnica de inoculação em
camundongos é amplamente utilizada não apenas como técnica diagnóstica, mas também na
avaliação do potencial imunizante das vacinas anti-rábicas e determinação dos títulos de
anticorpos anti-rábicos BAER (1991); KOPROWSKI (1996).
Em 1956, os pesquisadores chilenos Fuenzalida e Palácios desenvolveram uma
vacina produzida em cérebro de camundongos lactentes, um produto biológico muito mais
inócuo e potente do que as vacinas até então produzidas, atualmente essa vacina ainda é
utilizada nos programas de controle da Raiva em diversos países. Contudo, diferentes tipos de
vacinas anti-rábicas de uso humano foram desenvolvidas ao longo dos últimos anos, o mesmo
sucedendo para os imunógenos específicos para o controle da Raiva animal. Observa-se que
os melhores resultados foram alcançados com as vacinas preparadas em culturas celulares, e
dentre essas a de melhor qualidade é, até o momento, a preparada com células diplóides
humanas (CDH), embora não seja completamente isenta de riscos pós-vacinais, GERMANO
(1994); SCHNEIDER & SANTOS-BURGOA, (1994).
GOLDWASSER & KISSLING (1958), descreveram a relevância do uso da
reação de imunofluorescência direta para a demonstração da presença do antígeno referente
ao vírus da Raiva nos tecidos animais infectados e, ainda nos dias atuais, essa técnica vem
sendo largamente empregada no diagnóstico da doença, na maioria das vezes, em associação
com a técnica de inoculação em camundongos.
Desde o início da década de 1980, as técnicas de biologia molecular têm sido
extensivamente empregadas no estudo dos vírus da Raiva, evidenciando sua etiologia e
patogênese, porém, a maioria das pesquisas concentram-se no desenvolvimento de vacinas,
incluindo os procedimentos de licenciamento e liberação.
4.2 A Raiva nas Américas
Apesar de ser notório o fato de a Raiva ter se difundido no Velho Mundo por
milhares de anos, sua ocorrência no hemisfério ocidental é menos compreendida devido
escassez de registros, prévios, à chegada dos europeus. Contudo, a hipótese mais plausível
para sua introdução no Novo Mundo é a de que durante a época dos descobrimentos nos
67
séculos XV e XVI, os europeus não apenas tenham navegado para ilhas distantes, mas
também importaram a Raiva mediante o transporte de animais em estado de incubação da
doença que sobreviveram durante as jornadas a bordo dos navios, STEELE & FERNADEZ
(1991); FIELDS (2001).
4.2.1 Ingresso da Raiva no Continente Americano
A Raiva nas Américas foi descrita no México pelo reverendo Marmolejo já no ano
de 1709, mas há uma suspeita de sua presença mesmo antes da chegada de Colombo no
século XV. Esse fato pode ser evidenciado, por exemplo, num episódio ocorrido logo após a
descoberta das Américas. O bispo Anglerius escreveu em seu De Rebus Oceanicis et de Orbi
Novi Decades Octo: “Em vários lugares, morcegos, muito menores do que pombos, costumam
voar sobre eles [marinheiros e soldados espanhóis] cedo da noite com fúria brutal, suas
mordidas ‘venenosas’ trazem aqueles ferimentos que levam a loucura... [e] os morcegos vêm
dos pântanos atacando nossos homens com mordidas mortais”. Esse deve ter sido uma das
primeiras descrições da transmissão da Raiva por morcegos vampiros. Em 1753, cerca de 200
anos após a invasão da América do Norte por espanhóis, a Raiva canina foi descrita na
colônia de Virginia e, mais tarde, identificada em raposas, FIELDS (2001).
Um correspondente escrevendo de Charles Town (Virginia – EUA), em 10 de
novembro de 1750, relatou que, desde o primeiro dia do ano, um tipo de loucura havia
acometido os cães, primeiro no interior e, mais tarde, na cidade. Os arquivos do estado da
Virginia contêm referências da Raiva em cães que datam de 1753 e no estado da Carolina do
Norte desde 1762. Em 1768, a Raiva já se apresentava alarmantemente freqüente em Boston e
em outras cidades na América do Norte, quando a primeira epizootia de grandes proporções
foi relatada, continuando até 1771, quando raposas e cães carrearam a doença para suínos e
animais domésticos. Em 1779, a Raiva era muito comum na Filadélfia e em Maryland,
STEELE & FERNADEZ (1991).
A Raiva canina, em especial, mostrava índices extremos em todas as colônias da
America do Norte em 1785 e, assim, permaneceu até 1789. Nesse ano, um homem morreu de
hidrofobia em Nova Iorque após remover a pele de uma vaca acometida pela doença. Em
1797, a doença surge na ilha de Rhode como uma epizootia entre cães e animais domésticos.
68
Reapareceu no leste dos Estados Unidos em 1810 e em Ohio a epizootia se manifestava entre
cães, raposas e lobos. Por volta de 1860, a Raiva tinha se difundido por toda a América e era
enzoótica em muitas regiões da Europa, STEELE & FERNADEZ (1991).
4.2.2 Progressão da Raiva na America Central e do Sul
Em 1741, um grande número de cães raivosos adentrou Barbados (uma das ilhas
das Antilhas), nessa ocasião até mesmo os rebanhos bovinos foram acometidos. Em 1803, o
Peru registrou o primeiro surto de Raiva, o qual se estendeu de Norte a Sul por todo país,
onde 42 pessoas morreram em Ica; como medida de controle, sua capital Lima, adotou o
sacrifício dos cães e, assim, defendeu a cidade de uma epizootia. Essa prática perdurou por
vários anos. Em 1808, a doença declinou, mas permaneceu enzoótica. Por volta de 1806, a
Raiva foi introduzida na Argentina por cães de caça trazidos por oficiais ingleses. Em 1835, a
Raiva invadiu o Chile, onde se tornou prevalente, inúmeras pessoas foram mordidas e
morreram vitimadas pela doença, STEELE & FERNADEZ (1991).
4.2.3 A Raiva Chega ao Brasil
No início do século XX (1906 a 1908), em Santa Catarina - Brasil, houve a
primeira notificação de Raiva em herbívoros. O episódio foi denominado de Epizootia de
Biguaçu e estudado por Parreiras Horta, médico do Instituto Oswaldo Cruz, no Rio de Janeiro.
Porem foi Carini, médico do Instituto Pasteur de São Paulo, quem identificou o agente
causador da epizootia e levantou a hipótese da Raiva ser transmitida por morcegos
hematófagos, PARREIRAS & FIGUEIREDO (1911); CARINI (1911); MARCOVISTZ et al
(2005).
Preocupado com as elevadas taxas de incidência da Raiva humana, em 1973, o
governo brasileiro institucionalizou o Programa Nacional de Controle da Raiva – PNCR,
como um dos programas prioritários da política nacional de saúde, mediante convênio
firmado entre o Ministério da Saúde – MS (Central de Medicamentos; Centro Nacional de
Epidemiologia – CENEPI; Fundação dos Serviços Especiais de Saúde Publica – FSESP;
Secretarias de Saúde dos Estados – SSE, e suas respectivas Coordenações Estaduais do
69
Programa de Controle da Raiva5 ), e Ministério da Agricultura - MA, com o apoio da
Organização Mundial de Saúde (OMS) e Organização Panamericana de Saúde (OPS),
SCHNEIDER et al (1996).
Com a implantação gradual do PNCR foi possível: elaborar as normas técnicas
para o controle da Raiva; produção de imunobiológicos utilizados no PNCR e sua distribuição
para as SES; viabilizar o diagnóstico laboratorial, ampliar a rede de laboratórios; instituir
Centros de Controle de Zoonoses – CCZ em diversos Estados, os quais foram os primeiros da
America Latina e se tornaram modelos internacionais; realizar capacitação técnica e organizar
um sistema de vigilância epidemiológica, incluindo a profilaxia humana e a vacinação dos
cães e gatos, tais atividades iniciaram nas zonas urbanas e áreas metropolitanas das capitais,
contudo, posteriormente foram descentralizadas para as cidades do interior e zonas rurais,
atendendo a totalidade dos Estados a partir de 1977, SCHNEIDER et al (1996).
Mediante o crescente número de óbitos por Raiva humana na América Latina (1982 –
355 óbitos), os países membros, representados por suas autoridades da saúde, assumiram em
1983 durante a Reunião de Guaiaquil, o compromisso político de eliminar a Raiva urbana das
grandes cidades das Américas , até o final da década de 1980, com o apoio e coordenação da
OPS. Por não terem alcançado a meta prevista, outras reuniões aconteceram, e nelas o cão foi
reconhecido como o principal transmissor da doença, o que motivou a renovação do acordo
para eliminar a Raiva humana transmitida por cães até o ano de 2005, apesar de novante não
terem conseguido o objetivo, conseguiram a redução do número de casos para 35 em 2003,
representando um decréscimo de 91%. Resultados positivos também foram obtidos no
controle da Raiva canina, que no mesmo período (1982 a 2003) regrediu de 15.686 para 1.131
casos, proporcionando um arrefecimento de 93% dos casos. Estimulados com estes resultados
e proximidade do controle ampliaram o pacto para 2012, OPAS (2005).
O Brasil foi um dos primeiros países da América Latina a capacitar médicos para
implantar o método preventivo de Pasteur contra a Raiva, para tanto, o Ministério dos
Negócios do Império, a cargo do Exmo. Sr. Conselheiro Barão de Mamoré , enviou a Paris,
equipe de médicos chefiada pelo Dr. Augusto Ferreira dos Santos, a qual permaneceu no
Instituto Pasteur da França, o período de 14 de Junho de 1886 a 4 de Julho de 1887, com o
objetivo de acompanhar os estudos e o tratamento profilático da Raiva praticados pelo Dr.
Luis Pasteur, SANTOS (1888).
70
No ano de 1960 um triste episódio aconteceu no Brasil, quando ainda não existia
o programa de controle da Raiva. O envio involuntário de amostras de vírus vivo para
fabricação de vacinas do tipo Fermi, ocasionou encefalites rábica em 27,3 % das pessoas
vacinadas, levando a morte 18 pessoas na cidade de Fortaleza-Ceará, Schneider & Santosburgoa (1994). Ressaltamos também, que no ano de 1997 o Brasil registrou o primeiro caso
de Raiva humana transmitida por guaxinim (Procyon cancrivorus), o qual ocorreu no Estado
do Ceará, precisamente na cidade de Maranguape, SESA (2004).
Nas últimas três décadas o Brasil registrou 1451 óbitos por Raiva humana, nos
quais, os principais transmissores foram os cães e os animais silvestres. Na primeira década
(1980), ocorreram 877 óbitos, destes, 732 (84%) foram transmitidos por cães e 53 (6%) por
animais silvestres; na segunda (1990), 411 óbitos, 298 (72,5%) por cães e 66 (16%) por
animais silvestres; na terceira (2000), 163 óbitos, 77 (47,23%) por cães e 78 (47,85) por
animais silvestres. Nesta avaliação observou-se uma redução de (53%) dos casos de Raiva na
segunda década, e de 81,41% na terceira, assim como, a sobreposição da transmissão silvestre
em relação à canina (urbana). Vale salientar, que nos últimos cinco anos da terceira década
(2005 a 2009), dos 58 casos de Raiva humana registrados, 10 (17,24%) foram transmitidos
por cães, e 47 (81%) por animais silvestres. Demonstrando uma tendência no controle da
Raiva urbana e um grande e grave problema de saúde pública com o aumento da transmissão
silvestre, ROLIM (2007).
O estado do Ceará liderou os casos de Raiva humana no Brasil no intervalo de
1980 a 1985, sendo o cão responsável por 87% da transmissão dos mesmos. Assumindo
novamente essa condição nos anos de 1989 e 2003, quando registrou, respectivamente, um
quantitativo de oito e sete óbitos por Raiva humana, todos transmitidos por cães, o que
evidencia a importância desses animais como transmissores da doença aos seres humanos,
ROLIM (2007).
Os primeiros relatos sobre a Raiva em soim (Callithrix jaccus) ocorreram no
Estado do Ceará na década de 1970, cuja confirmação sobreveio com a notificação de dois
casos nos municípios de Maranguape (1981), e Itapipoca (1984). Contudo, a escassez de
registros da época, o diagnóstico laboratorial contemplando apenas quatro espécies (humana,
canina, felina e bovina), consolidando as demais como outros, dificultou compreender melhor
esta doença nestes primatas, ROLIM (2007).
71
No período de 1991 a 1998, o Estado do Ceará consolidou nove óbitos por Raiva
humana transmitidos por soim (Callithrix jaccus jaccus), destes, três ocorreram no ano de
1998, época em que o Estado do Ceará isolou uma variante dos vírus da Raiva em soim: Três
amostras, duas humanas e uma de soim, de casos de Raiva notificados e confirmados em
laboratório (IFD e ICC) no ano de 1998, foram enviadas ao Instituto Pasteur de São Paulo, e
em seguida, ao Centro de Controle de Doenças (CDC) de Atlanta, E. U. A, nas quais, após a
realização de provas de anticorpos monoclonais, reação em cadeia da polimerase (PCR), e
sequenciamento de aminoácidos, os resultados demonstraram que os vírus segregaram em um
ramo independente na árvore filogenética, com elevado grau de homologia (98,7 a 100%),
revelando uma variante dos vírus da Raiva, Favoretto et al (2001). Contudo, o aparecimento
de casos de Raiva transmitida por primatas no Ceará, MORAIS et al (2000), representa uma
alteração no perfil epidemiológico da doença no Brasil, materializando um novo episódio nos
rumos da história da doença no país.
Relatada nos primórdios (séc. XXIV a.C), na Mesopotâmia, a Raiva tornou-se
rapidamente conhecida em todo mundo, por sua sintomatologia e o temor mediante
conhecimento de sua invariável evolução para morte, no entanto, na atualidade, séc. XXI
d.C, ou seja, após 45 séculos, exatamente no ano de 2004, o mundo conheceu o primeiro caso
de cura da Raiva humana. A jovem, Jeanna Giese de 15 anos de idade foi infectada por
morcego nos Estados Unidos da América, tornando-se a primeira paciente com comprovação
laboratorial da Raiva a obter a cura, após ter sido submetida ao tratamento, baseado na
administração de antivirais e indução de coma profundo, denominado de protocolo de
Milwaukee, foi desenvolvido pelo médico Dr. Rodney Willoughby, de Atlanta (EUA). Na
Figura 01, podemos vê-la em cadeira de rodas deixando o hospital, e na Figura 02, totalmente
recuperada participando de sua graduação.
72
Figura2501: Jeanna Giese, deixando o hospital após o tratamento, 04/01/2005
Figura2602: Jeanna Giese em sua graduação, 05/07/2011
Fonte: www.theage.com.br (2011)
O segundo caso de cura de Raiva humana ocorreu no ano 2008 no Brasil, na
cidade de Recife, onde o estudante, Marciano Menezes da Silva, de 15 anos de idade, foi
infectado por um morcego hematófago, mediante diagnóstico clínico e comprovação
laboratorial da doença, foi submetido ao tratamento (Figura 03) pelo mesmo método de
Milwaukee com algumas atualizações, o que resultou em sua cura (Figura 04). Todavia, o
Ministério da Saúde reuniu especialistas no assunto e baseado no protocolo americano,
elaborou o primeiro protocolo brasileiro para tratamento da Raiva humana, com o objetivo de
orientar a conduta clínica para pacientes suspeitos ou doentes de Raiva, doravante
denominado protocolo de Recife, SVS (2009).
03
04
Figura2703: Marciano em tratamento de Raiva
Fonte: Fotos e Reprodução TV Globo
Figura2804: Marciano curado de Raiva
O Hospital São José (HSJ), situado em Fortaleza – Ceará - BR, é referência para o
tratamento da Raiva no Estado do Ceará, e no ano de 2010 realizou sem êxito dois
tratamentos: o primeiro no Sr. Expedito dos Santos, de 26 anos de idade, agredido por sua
73
cadela no dia 25/05/2010, em sua residência no Município de Chaval – CE, contudo,
apresentou sintomas compatíveis com a Raiva no dia 27/08/2010, mas só procurou a unidade
de saúde no dia 31/08/2010, quando foi transferido para o HSJ, a onde, foi submetido ao
tratamento com base no protocolo de Recife, vindo a falecer no dia 18/09/2010.
O segundo tratamento foi realizado em António Silas da Silva Lima, de 11 anos
de idade, agredido no rosto por um soim no dia 15/09/2010, desenvolveu sintomas e procurou
atendimento no Hospital Municipal de Ipu - CE no dia 16/11/2010, onde permaneceu
internado até o dia 20/11/2010, data em que foi transferido para Santa Casa, em Sobral-CE, e
no dia 22/11/2010 para o HSJ, quando foi iniciado o tratamento para Raiva utilizando o
protocolo de Recife, evoluindo para óbito no dia 27/11/2010. A falha ou falta de atendimento
e diagnósticos precoces comprometem o tratamento.
Em pleno século XXI, com os avanços em diversos setores da ciência, tais como a
biologia molecular e a engenharia genética, a Raiva permanece como um grande desafio no
campo científico e da saúde pública, por continuar manifestando o maior índice de letalidade
entre as enfermidades infecciosas já descritas, bem como, drenar um alto volume de
investimentos nas ações de controle e de assistência preventiva às pessoas expostas ao risco
de adoecer e morrer, NORMA TÉCNICA- MS (2002).
CONSIDERAÇÕES FINAIS
A doença seja de caráter real ou imaginário, sobretudo a doença transmissível, é
reconhecida como um antigo associado da espécie humana, fato esse evidenciado por
pesquisas paleontológicas. Portanto, não é de admirar que desde muito cedo a humanidade
tenha se empenhado em enfrentar essa ameaça das mais diversas formas, baseadas em
diferentes conceitos do que vem a ser a doença (e a saúde), SCHNEIDER et al (1996).
A história da Raiva se mescla com a própria história da ciência e do acúmulo de
conhecimentos que, através do espaço e do tempo, inventam-se, transmitem-se, aplicam-se,
modificam-se e também se refletem sobre si próprios, por meio do pensamento crítico e
filosófico e pela interpenetração com outras instâncias culturais. Assim, o resgate de aspectos
históricos da ciência, materializado nesse contexto pela revisão cronológica da Raiva, ensina
não apenas que os conhecimentos se movem e se modificam sem cessar, mas que eles não são
74
uniformes e de natureza semelhante uns em relação aos outros, quando são consideradas tanto
a variedade das disciplinas quanto a heterogeneidade dos sistemas de saberes nas diferentes
civilizações e nas diversas épocas, PATY (2005).
De acordo com o conhecimento proporcionado por esta revisão de literatura,
conclui-se que nas últimas décadas, expressivos avanços no âmbito da pesquisa com o vírus
da Raiva têm sido alcançados, especialmente no campo da biologia molecular e da
imunologia. Contudo, apesar de se conhecer, há séculos, o comportamento desse vírus e a
despeito do acúmulo de informações em torno do tema, ainda resta um longo percurso até se
alcançar a cura ou a erradicação da doença.
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78
CAPÍTULO II
_____________________________________________
TÍTULO DO ARTIGO
Medula cervical como material para o diagnóstico laboratorial da Raiva
Cervical medulla as material for laboratorial diagnosis of the rabies
Benedito Neilson Rolim1, Edmara Chaves Costa1, Nélio Batista de Morais2, Katariny
M. A. Pinheiro2, José Cleonardo da Costa Filho2, Phyllis Catharina Romijn3, Maria
Fátima da Silva Teixeira1.
Endereço dos autores e local de origem
1* Universidade Estadual do Ceará, Faculdade de Veterinária, Programa de PósGraduação em Ciências Veterinárias, Laboratório de Virologia, Av. Paranjana, 1700 Campus do Itaperi, CEP 60740-903, Fortaleza, CE, Brasil. E-mail:
[email protected]. 2* Secretaria da Saúde do Estado do Ceará, Av.
Almirante Barroso, 600 – Praia de Iracema, 60.000 – 400. Fortaleza, CE, Brasil. 3*
Empresa de Pesquisa Agropecuária do Estado do Rio de Janeiro - PESAGRO-RIO, Rio
de Janeiro, RJ, Brasil
ROLIM, Benedito Neilson et al. Cervical medulla as laboratory diagnosis material for Rabies.
Rev. Inst. Adolfo Lutz (Impr.), São Paulo, v.68, n. 1, abr. 2009. Disponível em
<http://periodicos.ses.sp.bvs.br/scielo>.Acessos a partir de 02 jun. 2011.
79
Cervical medulla as laboratory diagnosis material for Rabies
Medula cervical como material para diagnóstico laboratorial da
Raiva
Benedito Neilson ROLIM1, Maria Fátima da Silva TEIXEIRA*1, Edmara Chaves
COSTA1, Nélio Batista de MORAIS2, Katariny Michelli de Araújo PINHEIRO2, Tania
Valeska Medeiros DANTAS1, Suzana Aparecida Costa de ARAUJO1, Valeska Shelda
Pessoa de MELO2, Aryana Lushese Vasconcelos de Lima FEITOSA2, Phyllis
Catharina ROMIJN3
* Endereço para correspondência: Virology Laboratory of the Post-Graduate Program in
Veterinary Science at the State University Ceará Av. Paranjana, 1700 Itapery
Fortaleza,CE, Brasil. CEP 60740-903, email: [email protected]
1 Virology Laboratory of the Post-Graduate Program in Veterinary Science at the State
University Ceara;CE,Brasil
2 Ceara Secretariat of Health, CE, Brazil
3 Pesagro-Rio de Janeiro and Rio de Janeiro Ceará Secretariat of Health,RJ, Brasil
Recebido: 30/07/2008 – Aceito para publicação: 30/04/2009
ABSTRACT: Rabies is a contagious, neurotropic zoonosis associated with abandoned
street dogs and low immunity. The disease has a reduced laboratory diagnosis rate
because it is diffi cult to gather and transport sample material (brain). Based on this
challenge, we studied the cervical medulla (CNS) as the pathway of the Rabies virus
from the body to the brain. The cervical medulla was an ideal candidate for our study
because its anatomy and location make it an easy material to gather. Our objective was
to analyse the use of cervical medulla in the laboratory diagnosis of Rabies. Rabies
viruses were intramuscularly inoculated into fi ve Rattus species. After death, the brain
and cervical medulla of each animal were intra-cerebrally macerated and inoculated.
Five Rattus species were used in the study (a total of twenty-fi ve brains). Twenty-fi ve
of the medullas were 100% positive for Rabies using the direct immunofl uorescence
(DIF) test and intracerebral inoculation. Overall, there was agreement between the
analyses of the brains and the cervical medullas. Therefore, we propose the use of
cervical medulla as a material for the laboratory diagnosis of Rabies.
80
Key words. Rabies, Diagnosis, Laboratory, Cervical Medulla.
RESUMO: A Raiva é uma zoonose neurotrópica infecto-contagiosa, cuja persistência
está associada aos cães abandonados nas ruas com baixa imunidade, reduzida procura
pelo diagnóstico laboratorial devido a difícil coleta e transporte do material (cérebro).
Portanto, justifica-se o estudo da medula cervical (SNC), por ser via obrigatória dos
vírus rábicos para o cérebro e deste para todo corpo, cuja anatomia e localização,
facilitam a coleta. Assim, objetivou-se testar sua eficácia como material para o
diagnóstico laboratorial da Raiva. Para tanto, inoculou-se vírus da Raiva intramuscular
em cinco Rattus. Após o óbito, o cérebro e a medula cervical de cada animal foram
macerados e inoculados intracerebral em cinco Rattus (repetições). Os 25 cérebros e 25
medulas foram 100% positivo para Raiva, pelas provas de imunofl uorescência e
inoculação intracerebral. Apesar da concordância entre o cérebro e a medula cervical,
este estudo propõe a utilização da medula cervical como material para o diagnóstico
laboratorial da Raiva.
Palavras-chave. Raiva, Diagnóstico, Medula Cervical.
Rabies is a contagious zoonosis caused by a neurotropic virus that acts on
the Central Nervous System (CNS). The virus produces an acute and deadly
encephalomyelitis because its replication leads to nervous system cell destruction1. The
virus often causes behavioural and motor alterations, including restlessness, rage,
aggressiveness and hind limb paralysis2.
Rabies infection in humans is associated with domestic animals of low
immunity, an overpopulation of abandoned cats and dogs, and a failure or lack of
epidemiological monitoring. According to OPS3, 0.1% of annual samples from the
canine population should undergo Rabies laboratory diagnosis. Despite these
recommendations, there are challenges related to the gathering, preservation, and
transport of these samples (brain, head, or whole animal).
According to the literature, the encephalus is the sample of choice for postmortem diagnosis of Rabies in animals, but the diagnostic procedure must be completed
quickly. The sample should be preserved on ice and transported to the laboratory4 in a
rapid fashion.
Animals suspected of having Rabies often arrive whole, or with their head
inside an appropriate container. These methods lead to an increased infection risk to
81
personnel during transportation to the laboratory. In the state of Ceara, samples for
Rabies examination are received 24 hours a day, including weekends and holidays.
After long holidays, the freezer used to store the samples (whole animals or heads) often
gets full. Frequently, the cover to the freezer is left half-open. Consequently, the
samples are inappropriately conserved, leading to the loss of samples and serious
consequences for the victims.
A study of the cervical medulla is justifiable because it is a part of the CNS.
It is an obligatory pathway of the Rabies virus to the brain (where the virus multiplies).
Once the virus is in the brain, it disseminates to the rest of the body. This study aims to
test the efficiency of the cervical medulla as a sample for Rabies diagnosis.
The anatomy and location of the cervical medulla make it easy to gather,
store, and transport. The use of the cervical medulla may reduce the risk of infection
due to mishandling of materials. This reduction may lead to a decrease in human
prophylactic treatments. A decrease in prophylactic vaccination would strongly
contribute to epidemiological monitoring and disease control. The objective of this
study was to test the effectiveness of the cervical medulla as an alternative material for
the laboratory diagnosis of Rabies.
METHODS AND MATERIAL
The experiment was carried out at the Virology Laboratory of the Post-Graduate
Program in Veterinary Science at the State University Ceará and at the Laboratory of
Medical Entomology of the state of Ceará Secretariat of Health. Work was also
completed at the Rabies Diagnostic Laboratory in the Zoonosis Control Center at CratoCCZC.
Viruses used in the experiment
A sample of dog brain that was positive for Rabies was kindly donated by the Rabies
Diagnostic Laboratory in the Zoonosis Control Center at Crato-CCZC. To create
samples with easily identifiable anatomy and increased reliability, the virus from this
sample was replicated. To accomplish this, 5 g of the sample was macerated in 95 mL
of sodium chloride solution (NaCl 0.9%) and fi ltered through gauze. After this
filtration, 0.3 mL was inoculated by intra-cerebral (IC) into three organisms of Rattus
82
norvegicus wistar. The first animal to die was confirmed to have Rabies. Laboratory
corroboration was completed throughout the experiment.
Animals used in the experiment
To perform this experiment, 65 Rattus norvegicus winstar from the Central Animal
House – BIOCEM of the Federal University of Ceará-UFC were used. All of the
protocols used were in accordance with the ethics committee for the use of animalsUECE, number 07175988-5. Thirty-day-old rats of both genders with live weights
between 85 g and 100 g were used. The rats were assigned randomly into two groups
and eleven subgroups (each subgroup contained five animals). The rats remained
confined in 13 cages appropriate for R. norvegicus during the entire experiment.
Experimental Design
The experiment was conducted in three stages:
1st Stage (two groups with fi ve animals each)
Group I: served as the control group. Five R. norvegicus were inoculated with 0.5 mL
of a sodium chloride physiological solution (NaCl 0.9%) by an intramuscular route
(IM). This administration corresponded to the same dose and solution as the diluent in
the experiment.
Group II: served as the challenge group and was infected by the Rabies virus. The first
rat brain that evolved to obit was macerated in 95 mL of sodium chloride physiological
solution (NaCl 0.9%) and filtered through gauze. This treatment resulted in a
suspension containing first passage Rabies virus. A half millilitre of the solution was
inoculated intramuscularly into the inner surface of the thigh of each of the five R.
norvegicus in Group II. According to Germano5, an observation time of 30 days was
set. After death, the cervical medulla and the brain of each rodent were gathered
separately using clean utensils. The laboratory diagnoses were 100% positive by direct
immunofl uorescence (IFD) and biological proofs (IC).
2nd Stage
Every R. norvegicus in experimental group II tested positive for Rabies. Throughout the
experiment, the samples were stored in individual containers. The brain and medullar
samples were macerated separately in 10ml sodium chloride physiological solution
(NaCl 0.9%) and filtered through gauze. This process resulted in five brain filtrates and
five medullar filtrates. Five R. norvegicus were inoculated with 0.3 mL of brain filtrate
by intracerebral administration (IC). The five subgroups (C1; C2; C3; C4; C5) were
repeated five times. A total of 25 rodents were challenged with the Rabies virus derived
from the brain. Similarly, the medullar filtrates were inoculated by the IC route in five
83
R. norvegicus. These five subgroups (M1;M2; M3; M4; M5) underwent five
replications, leading to a total of 25 rodents challenged with Rabies virus from the
medullar source.
The control subgroup was inoculated by the IC route with 0.3 mL sodium
chloride physiological solution (NaCl 0.9%). This dose correlated with the solution
used as diluent in the other experimental groups. Overall, there were a total of eleven
subgroups.
3rd Stage
The clinical term and the infection onset were monitored in the R. norvegicus. The
clinical characteristics of the animals that received brain and medullar inoculate were
compared to the sham group.
RESULTS
Rattus norvegicus belonging to Group I and the control subgroups did not
go to obit. Every Rattus norvegicus winstar belonging to experimental Group II evolved
to obit. These rats had a mean incubation time of 15.2 days and a clinical term of 4.2
days.
The rats had clinical findings compatible with Rabies, including isolation
from the group, loss of appetite, acute weight loss, bristled hair, agitation, lack of
coordination, paralysis, death, and aggressive rage. These findings demonstrate the
pathogenic power of the inoculated suspension.
The laboratory results of the brain and cervical medulla from Rattus
belonging to experimental Group II were 100% positive for Rabies. This finding
demonstrates the presence of the virus in the cervical medulla and brain. There was
perfect conformity of the techniques of direct immunofluorescence (DIF) and intracerebral inoculation (IC) (Table 1).
84
Laboratory diagnoses of 25 brain samples and 25 cervical medulla samples
(repetition subgroups) were 100% positive for Rabies using DIF. These results
corroborated the presence of the Rabies virus inside both regions of the Central Nervous
System (Table 2).
The mean incubation terms in the subgroups inoculated with brain and
medulla filtrates were 6.36 and 6.2 days, respectively. The mean clinical terms of the
subgroups inoculated with medullar filtrates were 2.88 and 2.8 days, respectively.
DISCUSSION
Comparison of the results of the brain and medullar samples in this
experiment demonstrated agreement between these two areas of the nervous system.
These results are in agreement with those reported by Ito4, who detected 100% Rabies
antigen in the brain and spinal medulla of naturally infected dogs using direct
immunofluorescence (DIF) and intra-inoculation (IC). This group utilised intramuscular
inoculation (IM) at the masseter with a Rabies virus suspension.
In this experiment, Rabies virus was detected in the brain and medullar
tissue of every Rattus norvegicus winstar inoculated with Rabies virus by the
intramuscular route. This finding was in agreement with the results of Germano5, who
analysed viral dissemination through different organs (brain, medulla, tongue, heart,
lungs, kidneys and liver). Germano used three groups of mice infected by the
intramuscular route with three different Rabies strains. Jales and Nigéria used two
85
canines and one desmodine (DR19). Both groups detected Rabies antigen inside the
brain and medulla of every animal, regardless of the inoculated strain. This consistency
did not occur with the rest of the researched organs. These results disagree with those
found by Silva et al.6, who reported hydrophobic dogs with the virus in their salivary
glands and absent in their encephalus. However, Heuschele7 stated that the
neurotropism of the Rabies virus was not controversial. The studies of Fishbein,
Robinson8 and Tsiang9 demonstrated that the Rabies virus reaches the spinal medulla
via a centripetal mechanism after reaching the peripheral nerves. Using this mechanism,
it invariably reaches the brain and replicates with great intensity.
In the first stage of this study, a natural infection (infected animal bite) was
simulated in Rattus norvegicus winstar. Brain filtrate containing Rabies virus was
inoculated intramuscularly, leading to the death of all animals. These results are in
agreement with Tsiang9. After inoculation with an animal bite, the Rabies virus reaches
sensory and/or motor nerve endings, or remains for an unidentified time in the affected
muscle cells. At these locations, the process of viral amplification occurs, leading to
propitious nerve infection.
According to Germano et al.5, the material of choice for the laboratory
diagnosis of Rabies is the Central Nervous System (hippocampus, cerebral trunk,
thalamus, cortex, cerebellum and medulla oblongata).
Table 2. Consolidated diagnostic and clinical monitoring results from five repetitions of each subgroup
86
This rule does not apply to equidae species (horse, ass, and donkey), except
in cases where the material gathered in these animals is the medulla. In this paper, we
conclude that Rabies viruses are present in the cervical medulla of animals killed by
Rabies.
In this study, agreement was found between the tests on the brain and the
cervical medulla. The sensitivities of immunofluorescence and intracerebral inoculation
were similar to those reported by Smith10. Smith showed that the brain and cervical
marrow are the best areas for the laboratory diagnosis of Rabies. These areas have
sensitivities that are greater than the hippocampal, cortical and cerebellar areas.
Charlton11, cited by Carrieri12, observed that human paralytic Rabies is
characterised by the destruction of nerve cells, microglial proliferation, and perivascular
infiltration. These findings are mainly observed in the brain and cervical marrow. In
classic Rabies (furious), the inflammatory reaction, vascular modifications, and
inclusion bodies are more diffuse in the thalamus, hippothalamus, cerebellum and
cervical medulla. Perl and Good13 confirmed that paralytic Rabies lesions are always
found in the cervical medulla and brain. The results of these studies showed the
inevitable presence of large amounts of viral antigen in the brain and cervical medulla.
Therefore, these two CNS regions should be targeted for laboratory diagnosis.
In this experiment, Rabies antigens were present in all medullar samples of
animals that died. This finding is in agreement with those of Lee and Becker14, Ito7,
Germano et al.5, Binghan and Van der Merwe15, and Rolim et al. 16. Due to its
location and anatomy, several features of the medulla make it an ideal sample. The
medulla can be gathered without contamination, is easy to contain, is easy to transport
and store, has a reduced infection risk during manipulation, and has greater resistance to
decomposition. Overall, these qualities paired with credible and incontestable results
make the routine use of this organ feasible in the laboratory diagnosis of Rabies.
87
CONCLUSION
The cervical medulla is the region of the CNS that is most suitable for the
laboratory diagnosis of Rabies using direct immunofluorescence (IFD) and intracerebral
inoculation (CI).
Rabies viruses, regardless of the inoculation site, are present in the cervical
medulla and brain of animals killed by Rabies.
AGRADECIMENTOS
The authors thank the Graduate Program in Veterinary Sciences at the State
University of Ceará (Veterinary Sciences Pos-Graduation Program of the Ceara State
University), the Central Biotery of the Universidade Federal do Ceará (Federal
University of Ceará), the Medical Entomology Laboratory of the Ceará State Secretariat
for Health, and the Ceará Foundation for Support for Scientific and Technlogical
Development. The authors would also like to thank the teachers, employees, friends,
family and others that directly or indirectly contributed to this study.
88
REFERENCES
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microbial infect 1998; 01: 665 - 92.
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89
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transmitida por cães: na América Latina, no Brasil, no Ceará e em Fortaleza, 1990 a
2003. Universidade Estadual do Ceará. Fortaleza - Brasil, 2006.
90
CAPÍTULO III
_____________________________________________
TÍTULO DO ARTIGO
Raiva: Técnica de coleta de medula cervical e implantação no Estado do Ceará.
Rabies: Technique for collection of cervical medulla and implantation of the
methodology in the state of Ceara.
Periódico: Revista do Instituto Adolfo Lutz (Enviado)
Benedito Neilson Rolim1, Edmara Chaves Costa1, Tereza D’Ávila de Freitas
Aguiar1, Nélio Batista de Morais1, Maria Fátima da Silva Teixeira1.
1* Universidade Estadual do Ceará, Faculdade de Veterinária, Programa de PósGraduação em Ciências Veterinárias, Laboratório de Virologia, Av. Paranjana, 1700 Campus
do
Itaperi,
CEP:
60740-903,
Fortaleza,
CE,
Brasil.
E-mail: [email protected].
Present address: Programa de Pós-Graduação em Ciências Veterinárias, Faculdade de
Veterinária, Universidade Estadual do Ceará, Av. Paranjana, 1700 - Campus do Itaperi CEP 60740-000 - Fortaleza, Ceará, Brasil. Tel.: +55 85 31019849; fax: +55 85
31019840.
*Corresponding author. E-mail address: [email protected] (M.F.S.
TEIXEIRA) 1 Institution where the work was performed: Laboratory of Virology,
University of Ceara State, Brazil.
91
RESUMO
A Raiva é causada por vírus neurotrópicos que atuam no Sistema Nervoso Central
(SNC) produzindo uma encefalomielite aguda e fatal. Por falhas na adoção das medidas
de prevenção e controle, dificuldades e riscos nas coletas e envio das amostras para o
laboratorial, a doença apresenta elevada incidência. Com a finalidade de reduzir tais
problemas, desenvolveu-se a Técnica de Coleta de Medula Cervical - TCMC, que de
forma prática, fácil, e segura, permite a coleta da medula cervical e de outros segmentos
do SNC, sem abrir a cabeça do animal. Face suas vantagens, foi demonstrada para
Coordenação do Programa Estadual de Controle da Raiva da Secretaria da Saúde do
Estado do Ceará (SESA), que decididamente aceitou e se responsabilizou por toda
organização e custos, resultando em parceria com o objetivo de implantar a TCMC no
Estado do Ceará, para tanto, foi realizado seis cursos com carga horária de 40 h/a, com a
finalidade de capacitar os veterinários da SESA na TCMC. De forma teórica e prática
demonstrou-se as principais técnicas de coleta de SNC, desta forma, capacitou-se 91
veterinários, os quais trabalham de forma descentralizada nos 184 municípios do Estado
do Ceará-Brasil, aonde são responsáveis pelo controle das zoonoses, dentre estas a
Raiva. Como forma de avaliar a aceitação das técnicas pelos profissionais, ao final dos
cursos, solicitou-se aos veterinários para comentarem sobre as técnicas de coleta de
SNC expostas e praticadas durante os cursos. Como resposta, todos elogiaram a TCMC,
ressaltando suas vantagens e praticidade, doravante seria a técnica por eles utilizada.
Após a realização dos cursos, passou-se a monitorar a chegada das amostras no
laboratório de diagnóstico da Raiva. Comparando os dois últimos anos (2009 e 2010),
identificou-se um incremento de 103% no envio de amostras, e melhoria na qualidade
de toda cadeia do diagnóstico.
Palavras-chave: Raiva, Coleta, Medula
92
ABSTRACT
Rabies is caused by neurotropic viruses that act in the central nervous system (CNS)
producing a fatal acute encephalomyelitis. The disease has the highest incidence due to
failing to adopt measures to prevent and control risks and difficulties in collecting and
sending samples to the laboratory. In order to reduce such problems, we have developed
the Technique for Collecting Cervical Medulla - TCMC, which allows the collection of
the cervical medulla and other parts of the CNS in a practical, easy, and secure way
without opening the animal's head. Given its advantages, it has been demonstrated to the
Coordination of the State Program for Rabies Control Department of Health of the State
of Ceará (SESA), which accepted and took responsibility for the entire organization and
costs, resulting in partnership with the goal of deploying the TCMC Ceará. For this
reason, it was held six hours of courses with 40h, in order to train veterinarians SESA in
the TCMC. The main collection techniques has been shown theoretically and
practically, thus making this technic available to 91 veterinarians, who work in a
decentralized way in 184 municipalities of the State of Ceara, Brazil, where they are
responsible for the control of zoonosis, including rabies. In order to evaluate the
acceptance of technical professionals, at the end of the training veterinarians were asked
to comment on the collecting techniques applied and CNS demonstrated during the
courses. In response, everyone approved the TCMC, highlighting their advantages and
convenience and that from that point it would be the technique they would use. After
completion of the courses, we started to monitor the arrival of samples in the laboratory
rabies of diagnosis. Comparing the last two years (2009 and 2010), we identified an
increase of 103% in the shipment of samples, and improved quality of the entire chain
of diagnosis.
Key words: Rabies, Collects, Medulla.
93
INTRODUÇÃO
As doenças de difícil controle, incluindo as imunopreveníveis, ocorrem em
grande escala devido às baixas condições socioeconômicas e culturais da população.
Dentre aquelas que despertam especial preocupação na saúde pública está a Raiva, cuja
distribuição mundial vem ocorrendo ao longo dos séculos em várias espécies de animais
domésticos e silvestres, devido à passagem dos vírus e a suscetibilidade dos
hospedeiros, propriedades que possibilitam a dispersão da doença com conseqüente
ameaça aos seres humanos, principalmente nos países em desenvolvimento da Ásia,
África e América Latina (TORDO et al., 1998).
A Raiva é uma zoonose infectocontagiosa causada por vírus neurotrópicos
que atuam no sistema nervoso central (SNC), produzindo uma encefalomielite aguda e
fatal, decorrente da destruição das células do sistema nervoso, provocando
freqüentemente alterações comportamentais e motoras, tais como: inquietação, fúria,
agressividade, paralisia dos membros posteriores e da mandíbula (TORDO et al., 1998;
PENA et al.; 1998).
Os primeiros relatos sobre esta doença ocorreram na Mesopotâmia no
século XXIV a.C. (SILVA, 2000), contudo, até o ano de 1882, eram conhecidos apenas
os sinais da doença e a via de transmissão do agente pela saliva de animais raivosos,
fatos que lhe credenciaram como uma das enfermidades mais antigas e de maior
letalidade entre todas as patologias infecciosas já descritas. Tornando-se amplamente
conhecida em todo mundo, pelo sofrimento causado as pessoas acometidas e pelo pavor
gerado mediante o conhecimento de sua invariável evolução para a morte (ROLIM, et al
2007).
O desenvolvimento dos conhecimentos em torno da etiologia e prevenção
da Raiva, propiciaram ao longo dos anos importantes avanços científicos, tanto no
diagnóstico quanto nas medidas de prevenção e controle da doença, contudo, por falhas
na adoção dessas medidas, a transmissão por cães ainda apresenta elevada incidência na
América Latina, o que motivou a Organização Panamericana de Saúde – OPS, a
coordenar o compromisso político de eliminar a Raiva humana transmitida por cães a
partir de 1983 até o ano de 2012 (OPS, 2005, MINISTÉRIO DA SAÚDE, 2008).
94
Vale salientar que, a persistência da Raiva está sempre associada à baixa
imunidade dos animais, a ausência de diagnóstico laboratorial dos casos suspeitos e à
falha ou falta de um sistema de vigilância epidemiológica, que segundo a (OPS, 2005),
para ser excelente, deveria enviar anualmente 0,1% de amostras do SNC da população
canina para o diagnóstico laboratorial da Raiva. Os primeiros entraves para o
cumprimento dessa normativa estão relacionados com a coleta (cérebro, cabeça, animal
inteiro), acondicionamento e transporte de amostras para o laboratório (ROLIM et al,
2007).
O Ministério da Saúde, em seu manual de diagnóstico laboratorial da Raiva
(Brasil, 2008), recomenda e descreve a técnica de colheita da amostra, a qual tem sido
classificada pelos profissionais da área, como sendo de difícil execução a campo por
demandar o uso de ferramentas, a exemplo de (torno, arco de serra, serra, cinzel, malho
e outras também adaptadas), além de propiciar elevados riscos de contaminação.
Com o objetivo de reduzir tais dificuldades e riscos, assim como, facilitar o
diagnóstico e incrementar a remessa de material (SNC) para o laboratório de
diagnóstico da Raiva, desenvolveu-se a Técnica de Coleta de Medula Cervical, a qual,
proporciona a coleta da medula cervical, como também, dos demais segmentos do SNC
(tronco cerebral, ponte, bulbo, cerebelo, tálamo, hipotálamo, cérebro) indicados para o
diagnóstico laboratorial da Raiva.
MATERIAL E MÉTODOS
Local De Realização Da Pesquisa
A Técnica de Coleta da Medula Cervical (TCMC) foi idealizada por
técnicos do Laboratório de Virologia do Programa de Pós- Graduação em Ciências
Veterinárias - PPGCV e desenvolvida no Laboratório de Anatomia Animal, ambos, da
Faculdade de Veterinária - FAVET da Universidade Estadual do Ceará – UECE. Para
tanto, utilizou-se, como modelo experimental, cadáveres de cães, previamente
diagnosticados positivos para leishmaniose visceral e como norma foram eutanasiados
no Centro de Controle de Zoonoses de Fortaleza, para o estudo.
95
Descrição da Técnica
As principais técnicas de coleta de SNC (encéfalo e medula espinhal)
descritas na literatura foram desenvolvidas por, LOUIS PASTEUR (1882), SANTOS
(1888); LEE E BECKER (1972); ITO (1983); HANLON (2004); ROLIM (2007);
MINISTÉRIO DA SAÚDE (2008), após detalhada revisão da literatura, idealizou-se,
essa nova técnica proposta para a coleta da medula cervical.
Inicialmente o cadáver do animal deve ser posicionado em decúbito dorsal,
sobre uma superfície limpa que facilite a manipulação, na região ventral cranial do
pescoço, colocar um apoio, no intuito de direcionar a cabeça para baixo e permitir que o
pescoço mantenha-se distendido, facilitando o procedimento. Utilizando uma faca de
esfola afiada, com tamanho ideal de oito a dez polegadas, realizar incisão transversal na
região da nuca, permitindo acesso a musculatura do pescoço (Figura 01). Utilizando
pinças de dissecação “dente de rato” de tamanho médio, tesouras de ponta reta e curva,
bisturi de tamanho n04 e lâmina n0 24, aprofundar a incisão seccionando os músculos do
pescoço (Esplênio, semi-espinhal cervical, obliquo caudal da cabeça, e multífidos) e
ligamentos em direção a articulação atlantoccipital, que após ser desarticulada, torna
visível a medula cervical (Figura 02). Esta deve ser seccionada na parte inferior, dentro
do atlas, e na superior, dentro do forâmen do occipital. Com o auxílio de uma pinça,
realizar a coleta da amostra, acondicionar no recipiente apropriado, armazenar em
isopor com gelo para o transporte imediato ou conservar em freezer a -200C.
Para coletar os demais segmentos do SNC, sem abrir a cabeça do animal,
deve-se introduzir no encéfalo, através do forâmen do occipital, um coletor de SNC
(Figura 03), espátula ou colher adaptada, de preferência entre a medula cervical e a
meninge (dura-mater medular). Introduzir o coletor no sentido cranial, a uma
profundidade média de 5cm, variando com o tamanho do crânio do animal, em seguida,
girar o dispositivo 1800 para ambos os lados, voltar à posição inicial e
recolher
caudalmente, pressionando o instrumento levemente para cima. Retirar, então, o coletor,
que deverá está cheio de SNC (tronco encefálico), Em seguida, encostar sua ponta no
fundo do recipiente e, com o auxilio de uma pinça ou tesoura, empurrar o conteúdo para
96
dentro de um recipiente para acondicionar e, em condições adequadas (dentro de um
isopor com gelo), identificada, enviar a amostra ao laboratório de diagnóstico da Raiva.
Figura 01
Figura 02
Figura 03
Figura2901: Incisão para coleta da medula cervical
Figura3002: Exposição da medula cervical após incisão
Figura3103: Coleta de outros segmentos do SNC, utilizando o coletor.
Fonte: ROLIM, 2010
Implantação da Técnica de Coleta da Medula Cervical
A Secretaria da Saúde do Estado do Estado do Ceará - SESA descentraliza
suas atividades através das suas 21 Coordenadorias Regionais de Saúde - CRES, as
quais atendem os 184 municípios que integram o Estad., Com base nesse organograma
administrativo, no período de 12/04 a 17/07 de 2010, realizaram-se seis cursos, com
módulos teórico e prático, para a capacitação de todos os veterinários das CRES,
segundo a TCMC desenvolvida. Vale salientar que a aplicação dos cursos seguiu uma
ordem de prioridades preconizada com base nos indicadores epidemiológicos da Raiva.
Os supracitados cursos constaram com a participação e patrocínio da Secretaria da
Saúde do Estado do Ceará - SESA, do Programa de Pós Graduação em Ciências
Veterinárias da Universidade Estadual do Ceará - UECE e com os Centros de Controle
de Zoonoses de Fortaleza (CCZ), e de Juazeiro do Norte (CCZJN). Dos seis cursos,
cinco foram realizados na cidade de Fortaleza, capital do estado, por apresentar
melhores condições para a realização.
O quarto evento ocorreu na cidade de Juazeiro do Norte, sendo destinado
aos veterinários das CRES desta região, por ser a mais distante regional de Fortaleza.
97
Todos os treinamentos tiveram uma carga horária de 40/horas aula (h/a), sendo 16h de
aulas teóricas ministradas no auditório do Hotel Mareiro em Fortaleza e do hotel Verdes
Vales em Juazeiro do Norte, e 24h de aulas práticas realizadas nas salas de necropsia
dos Centros de Controle de Zoonoses de Fortaleza e de Juazeiro do Norte.
No primeiro módulo, o teórico, mediante o emprego de recursos áudiosvisuais e programação abordando os aspectos históricos da Raiva, dos primeiros relatos
à cura; enfatizando sua etiologia, epidemiologia, técnicas de diagnóstico, importância da
coleta e integridade da amostra na fidelidade do diagnóstico laboratorial e, conseqüente,
controle da doença. Como preparação para o seguimento do módulo prático, todos os
participantes foram previamente vacinados contra a Raiva, e nestes, realizou-se a coleta
de amostras de sangue para realização da titulação de anticorpos anti-rábicos.
O segundo módulo do curso, referente à parte prática, foi realizado nas salas
de necropsia dos Centros de Controle de Zoonoses de Fortaleza e Juazeiro do Norte,
tendo como requisito obrigatório á utilização do EPI (luvas de procedimentos, máscara
facial, óculos de proteção, jaleco ou avental, calça comprida e botas). Para praticar a
TCMC, utilizou-se como modelo os cadáveres dos cães que foram sacrificados nos CCZ
por estarem comprovadamente por exames laboratoriais, positivos para calazar. O
veterinário instrutor, usando o material necessário, demonstrava de forma prática para
os alunos, como coletar a medula cervical (Figura 04), e outros segmentos do SNC
empregando a Técnica de Coleta de Medula Cervical (Figura 05). Em seguida, cada
aluno recebia o material necessário para que, sob a supervisão dos instrutores,
executassem a coleta das amostras de SNC de acordo com as duas técnicas descritas e
executadas pelo instrutor (Figura 06).
98
Figura – 04;
Figura – 05;
Figura – 06.
Figura3204: Demonstração prática da TCMC
Figura3305: Visualização do forâmen do occipital, coleta do SNC
Figura3406: Alunos praticando a TCMC.
Fonte: ROLIM, 2010
Deve-se ressaltar também que foi demonstrada as técnicas preconizada pelo
Ministério da Saúde e Centers for Disease Control and Prevention (CDC), para coleta
de amostras do SNC, evidenciadas nas figura 07, 08 e 09, nestas, podemos observar a
cabeça do animal presa em uma morsa (torno mecânico), sendo serrada, e em seguida,
rebatida com malho e cinzel (martelo e talhadeira) até abrir a calota craniana (Figura
07), o que torna o cérebro exposto, permitindo a coleta. Essa é a técnica de coleta de
SNC recomendada pelo MS/SVS (MINISTÉRIO DA SAÚDE, 2008).
Figura3507: Técnica de coleta indicada pelo Ministério da Saúde
Fonte: Ministério da Saúde, 2008
As figuras, 08 e 09, confirmam a técnica de coleta de medula cervical
utilizada no CDC e demonstrada no Brasil por HANLON (2004), e por MANANGAN
(2008), durante o curso de Raiva silvestre, promovido pela coordenação nacional do
programa de controle da Raiva, MS/SVS, 2008. Através de incisão na região ventral do
pescoço, seccionar a musculatura em direção a uma articulação cervical, que depois de
99
desarticulada torna visível e possível a coleta da medula cervical. Como demonstrado,
tem a inconveniência de seccionar as duas jugulares e contaminar a medula com o
sangue.
Figura – 08
Figura – 09
Figura3608: Demonstração prática da TCMC adotada pelo CDC (incisão ventral);
Figura3709: Medula cervical coletada com auxilio de uma pinça;
Fonte: CDC - JAIME MANANGAN, 2008
Tabela 1: Curso para capacitação e implantação da TCMC
Data
Curso
CRES
Municípios
Veterinários
12 a 16/04/2010
1a
1a , 3a , 5a
24
19
03 a 07/05/2010
2
a
2a , 4a , 6a
25
11
Nível central
12
12
10 a 14/05/2010
3a
7a,, 8a, 9a
20
11
24 a 28/05/2010
4
a
28
14
21 a 25/06/2010
5a
11 a, 12 a, 15 a, 16 a
47
12
05 a 09/07/2010
6a
10a, 13a, 14a, 17a,18a
39
12
21
184
91
Total
a
a
19 , 20 , 21
a
Fonte: Grupo técnico do programa estadual de controle da Raiva.
100
No segundo curso, 03 a 07/05/2010, participaram também os veterinários do
nível central da SESA e do Centro de Controle de Zoonoses de Fortaleza – CCZF,
vinculados ao Programa de Controle da Raiva - PCR.
Durante os cursos foram capacitados 91 veterinários, os quais de forma
descentralizada trabalham nos 184 municípios do Estado do Ceará – Brasil, a onde são
responsáveis pelo controle das zoonoses, dentre estas a Raiva.
Como forma de avaliar a aceitação das técnicas, ao final solicitou-se aos
veterinários para comentarem sobre as técnicas de coleta de SNC praticadas no curso.
Qual técnica doravante seria utilizada por eles ao retornarem ao seu trabalho. Como
resposta, todos elogiaram a TCMC ressaltando suas vantagens e praticidade, doravante
seria a técnica por eles utilizada.
Após o curso passamos a monitorar a remessa das amostras remetidas para o
laboratório de diagnóstico da Raiva. Para tanto, de forma aleatória escolheu-se um
animal de cada ciclo (cão/urbano, raposa/silvestre, bovino/rural), assim, comparou-se a
remessa dos dois últimos anos (2009 e 2010). Como resposta, identificou-se um
incremento, com melhoria e qualidade em toda cadeia do diagnóstico, Tabela - 02.
Tabela 2: Amostras enviadas ao laboratório para diagnóstico da Raiva, 2009 - 2010
Cão
Raposa
Bovino
Ano
Enviada
Positiva
Enviada
Positiva
Enviada
Positiva
2009
500
5
27
7
12
2
2010
830
5
57
15
28
10
Inc/%
330 (66%)
30 (111%)
8 (114%)
16 (133%)
8 (400%)
Fonte: UNILAN/ESTATÍSTICA SESA.
Inc/% - Incremento e percentual.
101
RESULTADOS
A Técnica de Coleta de Medula Cervical – TCMC foi idealizada e
implantada nos serviços públicos de saúde do Estado do Ceará - Brasil.
Na prática a TCMC permite, de forma fácil, prática, rápida e segura, a
coleta da medula cervical e de outros segmentos do SNC sem abrir o crânio do
animal.
As amostras coletadas através da TCMC facilitam o acondicionamento, a
remessa, o processamento e estocagem no laboratório de diagnóstico da Raiva.
Capacitou-se 91 veterinários do serviço público de saúde do Estado do
Ceará, em resposta, todos elogiaram e optaram pela utilização da TCMC.
Registrou-se um incremento de 103% na quantidade de amostras
recebidas, (cão 66%, raposa 111%, bovino 133%), uma melhoria na qualidade,
beneficiando a cadeia de execução do diagnóstico.
102
DISCUSSÃO
Os resultados científicos demonstrados por LUIS PASTEUR, 1885 citado
por SANTOS, 1888; os estudos sobre medula realizados por, LEE & BECK, 1972; ITO,
1985; GERMANO, P. M. L et al,1998; JOHN BINGHAM e MARIA VAN DER
MERWE, 2002; CATHLEEN A. HANLON (2004); assim como os encontrados no
presente trabalho, concordam com a utilização da medula espinhal como material para o
diagnóstico laboratorial da Raiva, cuja anatomia e localização nos animais, facilitam a
técnica de coleta, o acondicionamento e a remessa ao laboratório, reduzindo os riscos de
infecção por manipulação imprópria de materiais, até certo ponto desnecessários, os
quais, na maioria são coletados no campo.
Os resultados desse estudo comprovam que a TCMC proporciona
melhores condições de execução, segurança e vantagens, sem ter que abrir a cabeça do
animal, quando comparada com a técnica de coleta do SNC recomendada pelo
Ministério da Saúde - MS (MINISTÉRIO DA SAÚDE, 2008), por ser complexa, de
difícil realização, e ainda requerer, local apropriado e várias ferramentas para abrir a
cabeça do animal (fixador de cabeça, morsa, arco de serra com lâmina, cinzel, pedra de
afiar), impossibilitando sua efetivação em nível de campo.
Apesar da similaridade quanto os objetivos das técnicas, estas contrastam na
execução. A técnica praticada pelo CDC (CATHLEEN A. HANLON (2004); JAIME
MANANGAN (2008), o animal é posto em decúbito ventral, e através de corte
profundo no pescoço, até desarticular a junção atlantoaxoide, torna visível e fácil a
coleta da medula cervical. Porém, de forma inevitável é seccionada a traquéia e as
jugulares, propiciando a indesejada contaminação da amostra com resíduos e sangue. O
que não acontece coletando o mesmo material pela técnica de coleta de medula cervical.
Avaliando a presença de antígenos da Raiva, no sistema nervoso central
“SNC” dos animais de várias espécies, LEE & BECK, 1972; encontraram concordância
entre o encéfalo e a medula espinhal, precisamente nas vértebras C2 e C3, cujas técnicas
de coleta utilizadas, foram, a secção transversal das cervicais, as quais proporcionam a
obtenção de pouco material (SNC), e a abertura da calota craniana com disponibilidade
103
de muito material do (SNC), tais técnicas, demonstram ser superadas após a idealização
da TCMC, que somente com uma incisão na região da nuca em direção a articulação
atlantoccipital, que após ser desarticulada, torna visível a medula e o forâmen do
occipital, possibilitando a coleta da medula cervical, como também, de outros
segmentos do SNC, tais como: tronco cerebral, tálamo, hipotálamo, cerebelo e cérebro.
Entendendo que os vírus da Raiva não infectam igualmente todas as
estruturas do SNC, os cientistas, BINGHAM, J, 2002; e ITO, F. H, 1983, realizaram
estudos com o objetivo de determinar quais estruturas do SNC eram mais confiáveis
para detectar a presença de antígeno da Raiva, como resultados identificaram: medula
espinhal, tronco cerebral (Ponte, Bulbo), e o tálamo, contudo, concluíram como sendo
estas, as estruturas mais fidedignas, para realização do diagnóstico laboratorial da
Raiva. Tais resultados estão de acordo com os obtidos por, SILVA et al, 1974, quando
descobriu a ocorrência dos vírus da Raiva na medula e no bulbo de eqüinos
naturalmente infectados e sua ausência nas diferentes regiões do sistema nervoso
central. Estes estudos se completam com a utilização da TCMC idealizada no presente
trabalho, por permitir a coleta destas estruturas avaliadas como fidedignas para o
diagnóstico laboratorial da Raiva.
As ações de controle da Raiva são determinadas pela vigilância
epidemiológica, que se orienta pelo diagnóstico laboratorial, esse, segundo TANÁSIO,
1995, ROLIM, 2007; com freqüência se torna comprometido pela inadequada qualidade
da amostra (Cabeça, cérebro inteiro, cadáver de animais), muitas vezes determinada
pelo inconveniente acondicionamento e transporte. Corroborando, BARRAT, 1998,;
MONTANO HIROSE et al, 1991; em suas pesquisas desaconselham esses materiais
(peças) como amostra ao mesmo tempo que recomendam a realização de biópsia no
SNC sem abrir o crânio. Por está de acordo, JOHN BINGHAM, 2002, acrescenta, a
amostra coletada por biópsia poderá ser mais fidedigna quando realizada pelo forâmen
do occipital onde inevitavelmente inclui partes do tronco cerebral. Tais resultados
concordam com os encontrados no atual estudo, cuja técnica idealizada (TCMC),
permite a coleta da medula cervical e dos demais segmentos do SNC sem abrir o crânio.
104
CONCLUSÕES
A Técnica de Coleta de Medula Cervical permite a coleta da medula
cervical e dos demais segmentos do SNC de forma fácil, prática e segura, sem abrir a
cabeça dos animais, estimulando o incremento do envio de amostras com qualidade e
segurança para o laboratório de diagnóstico da Raiva, contribuindo de forma
significativa com a epidemiologia e o controle da doença.
As invenções do coletor de SNC, e do frasco para biópsia, contribuem de
forma expressiva no processo de coleta, manipulação, acondicionamento, conservação,
envio e estocagem das amostras de SNC.
PERSPECTIVAS
O estado do Ceará, assim como outros estados brasileiros, se encontra na
fase de controle da Raiva, condição que exige maior atuação da vigilância
epidemiológica. Para tanto, o Ministério da Saúde- MS através da Portaria n0 3.008/Art.
10. 01.12.2009. Determina que, a partir de 2010 na Programação das Ações de
Vigilância em Saúde (PAVS), já pactuado pelas esferas Federal, Estadual e Municipal,
como norteador para ações de controle, seja realizado o monitoramento da circulação
dos vírus da Raiva, com envio 0,2% de amostra de SNC da população canina estimada
para o diagnóstico laboratorial da Raiva (MINISTÉRIO da SAÚDE, 2009). Com esta
decisão o MS aumentou em 100% o N0 de amostras enviadas aos laboratórios, com
recomendação de segurança e agilidade em todo processo. Pelo exposto, tem-se a
perspectiva que o MS, e as coordenações dos programas de controle da Raiva, adotem a
TCMC com a finalidade de cumprir a determinação ministerial, assim como, viabilizar
o diagnóstico e o consequente controle da doença.
105
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TORDO, N.; CHARLTON, K.; WANDELER, A. I. Rhabdoviruses: Rabies,
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107
CAPÍTULO IV
_______________________________________________________
I - PATENTE
REGISTRADA NO INSTITUTO NACIONAL DE PROPRIEDADE
INDUSTRIAL – INPI
TÍTULO DA PATENTE: Frasco para biópsias
NÚMERO DE DEPÓSITO DA PATENTE: 000018
DATA DE DEPÓSITO: 02 Jun de 2011.
Desenvolvida no Laboratório de Virologia – LABOVIR, Programa de pós Graduação
em Ciências Veterinárias – PPGCV, Universidade Estadual do Ceará – UECE,
Fortaleza – Ceará - Brasil.
108
109
110
111
112
TERMO DE CESSÃO DE PATENTE DE MODELO DE UTILIDADE
Por este instrumento, eu, Benedito Neilson Rolim, brasileiro, nascido na data de 28 de
Abril de 1953, Médico Veterinário, casado, portador do RG: 2007518494-4 expedido em 26 de
Abril de 2010, CPF: 071.361.883-34, Residente na rua, Dom Sebastião Leme, 512, no Bairro de
Fátima, CEP: 60.050 – 160, Telefones: Residencial (085) 3226 - 7625, Celular: (085) 8844-7625,
doravante denominado CEDENTE, sendo um dos INVENTORES da Patente de Modelo de
Utilidade intitulada “RECIPIENTE PARA BIÓPSIAS”, cede e transfere à Fundação Universidade
Estadual do Ceará (FUNECE), estabelecida na Av. Paranjana, n° 1700, Bairro Itaperi, FortalezaCeará, CEP: 60.740-903, inscrita no CNPJ sob o no. 07.885.809/0001-97, doravante
denominada CESSIONÁRIA, neste ato representado pelo seu Presidente, Sr. Francisco de Assis
Moura Araripe, todos os direitos à referida invenção e dá pleno consentimento para que a
referida CESSIONÁRIA possa requerer e processar direitos de propriedade intelectual e mantêlos em vigor com amplos e ilimitados poderes para assinar petições e documentos, pagar taxas
e emolumentos, anotar transferências, fazer prova de uso das invenções patenteadas e da
marca quando registrada, apresentar oposições, recursos, réplicas, desistir, renunciar, anotar,
averbar contratos de licença e transferências de tecnologia, elaborar notificações
extrajudiciais, proceder a publicação de editais de chamamento para instruir, elaborar e
acompanhar contratos de transferência de tecnologia e/ou de licenciamento com
exclusividade ou não, e praticar todos os atos necessários perante as autoridades
administrativas competentes no Brasil e no exterior.
Este Instrumento é assinado em condição irrevogável e irretratável pelo prazo de
vigência da Patente de Modelo de Utilidade supracitada.
O CEDENTE declara, sob as penas da lei, que todas as informações fornecidas são
verdadeiras.
Fortaleza, 20 de maio de 2011.
113
Cedente.: _____________________________________
Benedito Neilson Rolim
CPF.: 071.361.883-34
Cessionária: ___________________________________________
Francisco de Assis Moura Araripe
Fundação Universidade Estadual do Ceará
Testemunhas:
____________________________________________________
Nome:
CPF:
____________________________________________________
Nome:
CPF:
114
CAPÍTULO V
_____________________________________________
II – PATENTE
REGISTRADA NO INSTITUTO NACIONAL DE PROPRIEDADE
INDUSTRIAL – INPI
TÍTULO DA PATENTE: Coletor de Sistema Nervoso Central – SNC
NÚMERO DE DEPÓSITO DA PATENTE: Fase de minuta
DATA DE DEPÓSITO: Fase de minuta aguardando depósito
Desenvolvida no Laboratório de Virologia – LABOVIR, Programa de pós Graduação
em Ciências Veterinárias – PPGCV, Universidade Estadual do Ceará – Brasil.
115
GOVERNO DO ESTADO DO CEARÁ
Secretaria da Ciência, Tecnologia e Educação Superior
Universidade Estadual do Ceará – UECE
Pró-Reitoria de Planejamento – PROPLAN
Fortaleza, 08 de junho de 2011.
Ao Coordenador do
Programa de Pós-Graduação em Ciências Veterinárias (PPGCV)
Universidade Estadual do Ceará
Declaramos, por meio deste, para fins de defesa de tese de doutorado, que a patente
de modelo de utilidade por ora intitulada “Coletor de Sistema Nervoso Central”, de autoria
dos alunos Neílson Benedito Rolim, vinculado ao Laboratório de Virologia do PPGCV, e Nélio
Batista de Morais, este por sua vez vinculado ao Curso de Doutorado da RENORBIO, encontrase neste Núcleo de Inovação Tecnológica (NIT-UECE) em fase de minuta, a ser depositada em
breve no Instituto Nacional de Propriedade Industrial (INPI).
Atenciosamente,
116
CONCLUSÕES GERAIS
De acordo com os resultados desse estudo, conclui-se que:
A medula cervical é o segmento do Sistema Nervoso Central (SNC) mais
credenciada para o diagnóstico laboratorial da Raiva, através das provas de
imunofluorescência direta (IFD) e inoculação intracerebral (IC).
A Técnica de Coleta de Medula Cervical (TCMC) foi idealizada, avaliada e
implantada no estado do Ceará, tornando possível a coleta da medula cervical e dos
demais segmentos do SNC, de forma fácil, prática e segura, sem abrir a cabeça dos
animais.
O serviço público de saúde do Estado do Ceará, doravante, está capacitado
para coletar, acondicionar, e enviar amostras de SNC, para o laboratório de diagnóstico
da Raiva, utilizando tecnologia de ponta.
A remessa das amostras foi incrementada significativamente com melhoria
na qualidade, e passaram a ser enviadas sob forma de alíquotas e não mais de cadáveres
ou peças anatômicas, contribuindo de forma significativa com os laboratórios de
diagnósticos da Raiva.
O coletor de SNC e o frasco para biópsia são de extrema importância no
processo de coleta, manipulação, acondicionamento, conservação, envio e estocagem
das amostras de SNC.
117
PERSPECTIVAS DA TESE
Pelo interesse demonstrado pelo Ministério da Saúde (MS) de controlar a
Raiva humana transmitida por cães, tanto que, como medida para interromper a
circulação de vírus da Raiva em cães, pactuou com os Estados e Municípios na
Programação das Ações de Vigilância em Saúde (PAVS), o envio de 0,2% de amostras
da população canina para exame laboratorial da Raiva (MS, 2010). Para realização
dessa vontade política e pactuação, temos a perspectiva que os resultados obtidos nesse
estudo, sejam utilizados pelo MS/Programa Nacional de Controle da Raiva, indicando a
medula cervical, a Técnica de Coleta de Medula Cervical, o coletor de sistema nervoso
central, e o recipiente para acondicionar biópsia, como materiais e procedimento de
rotina para o diagnóstico laboratorial da Raiva, contribuindo decisivamente com a
epidemiologia e o controle desta zoonose.
118
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ANEXOS
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131
1. REIVINDICAÇÃO DE PATENTE
1.1 – TITULO: Recipiente para acondicionar amostras de Sistema Nervoso
Central – SNC.
1.2 – DEPOSITANTE: Benedito Neilson Rolim. [email protected]
1.3 – INVENTOR: Benedito Neilson Rolim. Fone: 3226-7625 e 8844-7625
2. Resumo da patente de invenção:
O supracitado recipiente, denominado “potinho da Raiva”, será confeccionado
(fabricado) com matéria prima de polietileno, e terá capacidade para acondicionar
(armazenar) 100g de tecido nervoso, proporcionado por suas dimensões, conforme Fig,
01: Altura – 5,5 cm; diâmetro – 4,5 cm; e raio – 2,25 cm. Na sua extremidade superior,
possui uma borda de segurança medindo 4mm de largura contornando o diâmetro (boca)
do recipiente; acompanhada por três roscas grossas externas, seguida de um parte
chanfrada medindo 5mm de largura que circula todo recipiente. A extremidade inferior
(fundo) é plana e possui 4,5 cm de diâmetro. Sua tampa, Fig – 01, será produzida com o
mesmo material e cor diferente, medindo 4,5cm de diâmetro e 1cm de altura, possuindo
em sua parte interna (fundo da tampa) Fig – 02, um ressalto fixo formando um anel de
vedação, seguido por três roscas grossas internas.
2.1 Finalidade da invenção - O recipiente tem por finalidade acondicionar, transportar,
e armazenar, amostras de SNC, que necessitam de diagnósticos laboratoriais para Raiva.
Contudo, pode ser utilizado para outras finalidades, tais como: acondicionamento e
transporte de insetos, aracnídeos, artrópodes, cadáveres de pequenos animais, e biópsias
variadas.
2.2 Relatório descritivo da patente de invenção: Recipiente para acondicionar
amostras de sistema nervoso central – SNC.
2.3 Campo da invenção: Esta invenção disponibiliza para o mercado da saúde pública
e da pesquisa, um recipiente até então não encontrado, feito de polietileno por ser capaz
de suportar baixas temperaturas, dilatação, ser impermeável e não permitir a passagem
de microrganismos (vírus, bactérias...) para o meio externo, condições necessárias de
bio- segurança e de manutenção da integridade das amostras (alíquotas), que após serem
coletadas devem ser acondicionadas no recipiente, e conservados em isopores ou caixas
132
térmicas contendo gelo, e em seguida transportados para o laboratório, onde depois do
exame, o restante ficará armazenado em freezer.
2.4 Fundamentos da invenção: A Raiva é uma doença infectocontagiosa causada por
vírus neurotrópicos que atuam no SNC produzindo uma encefalomielite aguda e fatal.
De notificação compulsória internacional necessita da comprovação laboratorial, a qual
é feita através das provas laboratoriais (Imunofluorescéncia Direta - IFD e Inoculação
em Camundongos – IC) utilizando amostras de SNC.
3. Problema
O MS determina o envio de amostras de SNC correspondendo a 0,2% da
população canina do Estado, MS, 2010. Por não existir um recipiente ou depósito
adequado para acondicionamento e transporte de amostras de SNC para o laboratório de
diagnóstico da Raiva, o envio (remessa) delas fica reduzido, comprometendo as ações
de controle e epidemiologia da doença, apenas os interessados na realização dos exames
improvisam recipientes, tais como: sacos plásticos, caixas de papelão, isopores
reaproveitados alguns furados ou rachados, etc. Tal conduta aumenta os riscos de
infecção por manipulação e transporte inadequado das amostras, como também, afetam
a qualidade e consequentemente os resultados dos exames, assim como, as atividades de
profilaxia, vigilância e controle da doença.
4. Solução
Idealizar um recipiente (depósito) com tecnologia adequada para acondicionar
(embalar), transportar e armazenar em baixas temperaturas (- 20 0C), amostras de SNC
de animal que for a óbito suspeito de Raiva e que obrigatoriamente deve fazer
diagnóstico laboratorial.
5. Objetivo
Disponibilizar para saúde pública e a pesquisa um recipiente apropriado para
acondicionar, transportar e armazenar de forma mais segura, amostras de SNC de
133
animal que for a óbito suspeito de Raiva, contribuindo assim, com o diagnóstico,
profilaxia, epidemiologia e controle da doença.
6. Descrição geral
O supracitado recipiente, denominado potinho da Raiva, será confeccionado
(fabricado) com polietileno, matéria prima que proporciona alta produção e
produtividade, de baixo custo e fácil aquisição. Por suas dimensões: Altura – 5,5 cm;
diâmetro – 4,5 cm; e raio – 2,25 cm, terá capacidade para acondicionar (armazenar)
100g de tecido nervoso, quantidade suficiente para realizar o diagnóstico laboratorial da
Raiva pelas duas provas (IFD e IC) exigidas pelo Ministério da Saúde – MS; com
sobras de aproximadamente 80g para estudos futuros. Na sua extremidade superior,
possui uma borda de segurança medindo 4mm de largura contornando o diâmetro (boca)
do recipiente, tendo por finalidade evitar que parte da amostra role pela parede externa
do recipiente, e por ficar pressionada pelo anel de vedação da tampa, que se encontra
firmemente apertado por três roscas grossas, determina a completa vedação e
acondicionamento seguro da amostra; a parte chanfrada medindo 5mm de largura que
circula todo recipiente, protege a tampa para não ser sacada de forma brusca. A
extremidade inferior (fundo) é plana e possui diâmetro de 4,5 cm, o que lhe assegura
uma base estável e contribui para melhor armazenamento dos recipientes. Sua tampa
será produzida com o mesmo material e cor diferente, assegurando a orientação no
armazenamento e transporte, medindo 4,5 cm de diâmetro e 1 cm de altura, acompanha
o designer do recipiente e facilita a abertura de três roscas grossas internas que se
enroscaram com as externas do recipiente aproximando a borda de segurança ao anel de
vedação (ressalto fixo situado na parte interna da tampa) produzindo a vedação e a
segurança necessária para o acondicionamento e transporte da amostra de SNC.
134
RECIPIENTE PARA ACONDICIONAR AMOSTRAS DE SISTEMA NERVOSO CENTRAL – SNC.
DESCRIÇÃO DETALHADA
DETALHES, Figura - 01:
Material - polietileno
Capacidade – 100g
Dimensões:
Altura – 5,5 cm
Diâmetro – 4,5 cm
Raio – 2,25 cm
Fig - 01
DETALHES, Figura - 02:
01 Rosca externa,
02 Borda de segurança,
03 Espaço chanfrado,
04 Anel de vedação,
05 Rosca interna.
Fig - 02
Responsável pelo desenho: Arquiteto Pedro Paulo Dias Rolim.
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Relatório Descritivo de Patente de Modelo de Utilidade
RECIPIENTE PARA BIÓPSIAS
Campo da Invenção
O presente modelo de utilidade descreve um recipiente para biópsias. Em
especial, a presente modelo de utilidade descreve um recipiente de biópsias com borda
de segurança para evitar que o conteúdo do recipiente seja derramado. O presente
modelo de utilidade se situa no campo da Medicina.
Antecedentes da Invenção
A Raiva, ou Hidrofobia, é uma zoonose que ocorre em mamíferos, incluindo seres
humanos, e é causada por um vírus que se instala no sistema nervoso. Para o diagnóstico
de tal doença, é necessário a biópsia de tecidos do sistema nervoso central (SNC).
Uma das grandes dificuldades neste procedimento de biópsia e outros
semelhantes está no fato de que atualmente não existem recipientes disponibilizados no
mercado para que estas amostras sejam seguramente acondicionadas. Frascos de biópsias
convencionais possuem em geral uma borda fina que pode facilmente derramar amostras
líquidas ou viscosas. Portanto, idealizou-se um recipiente compreendendo borda de
segurança que evita que o conteúdo seja derramado, e uma tampa com um anel de
vedação compatível com a borda do recipiente, para seguramente acondicionar amostras.
Portanto, o recipiente tem por finalidade acondicionar, transportar, e armazenar,
amostras de materiais biológicos que necessitam de diagnósticos laboratoriais como, por
exemplo, para Raiva, assim como o recipiente também permite acondicionar e
transportar insetos, aracnídeos, artrópodes, cadáveres de pequenos animais, e biópsias
variadas.
No âmbito patentário, foram localizados alguns documentos relevantes que serão
descritos a seguir.
O documento US 5.174.965 revela um recipiente para biópsias compreendendo
um cabo de segurança para evitar que o usuário entre em contato com o material
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coletado. A presente invenção difere deste documento por não requerer um cabo e por
possui uma borda de segurança e anel de vedação, além de outras vantagens técnicas.
O documento US 6.024.709 revela um recipiente de urina compreendendo uma
aba flexível conectada a uma abertura na tampa. A presente invenção difere deste
documento por não requerer uma aba flexível e por possui uma borda de segurança e anel
de vedação, além de outras vantagens técnicas.
O documento US 4.428.384 revela um recipiente para coleta de urina
compreendendo um aro removível para proteção da borda do mesmo. A presente
invenção difere deste documento por compreender uma borda de segurança nãoremovível, que constitui uma parte do corpo do referido recipiente, além de outras
vantagens técnicas.
Do que se depreende da literatura pesquisada, não foram encontrados
documentos antecipando ou sugerindo os ensinamentos do presente modelo de
utilidade, de forma que a solução aqui proposta possui novidade e atividade inventiva
frente ao estado da técnica.
Sumário da Invenção
O presente modelo de utilidade descreve um recipiente para biópsias. Em
especial, a vantagem do presente modelo de utilidade está no fato de que o recipiente de
biópsias compreende uma borda de segurança para evitar que o conteúdo do recipiente
seja derramado, além de um anel de vedação de dimensões compatíveis com as da
borda.
É, portanto, um objeto do presente modelo de utilidade o recipiente para
biópsias compreendendo (1) borda de segurança contornando a boca do recipiente; (2)
anel de vedação de dimensões compatíveis com a referida borda; (3) rosca
significativamente grossa; e (4) porção chanfrada.
Em uma realização preferencial, o referido recipiente é destinado ao
armazenamento e transporte de amostras de materiais biológicos que necessitam de
diagnósticos laboratoriais.
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Em uma realização preferencial, o referido recipiente é destinado ao
armazenamento e transporte de amostras de tecidos do sistema nervoso
Em uma realização preferencial, o referido recipiente é destinado ao
armazenamento e transporte de biópsias selecionadas do grupo que compreende insetos,
aracnídeos, artrópodes, cadáveres de pequenos animais, e combinações.
Em uma realização preferencial, o referido recipiente é composto de polietileno.
Em uma realização preferencial, o referido anel de vedação é composto do
mesmo material que a tampa.
Em uma realização preferencial, a referida borda é confeccionada no mesmo
material do referido recipiente.
Estes e outros objetos da invenção serão imediatamente valorizados pelos
versados na arte e pelas empresas com interesses no segmento, e serão descritos em
detalhes suficientes para sua reprodução na descrição a seguir.
Breve Descrição das Figuras
A Figura 1 ilustra uma vista em perspectiva de um frasco para biópsia de acordo
com o presente modelo de utilidade, exibindo as partes internas da tampa.
A Figura 2 ilustra uma vista adicional em perspectiva de um frasco para biópsia
de acordo com o presente modelo de utilidade.
Descrição Detalhada da Invenção
Os exemplos aqui mostrados têm o intuito somente de exemplificar uma das
inúmeras maneiras de se realizar o modelo de utilidade, contudo, sem limitar o escopo
da mesma.
Recipiente para Biópsias
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O recipiente para biópsias do presente modelo de utilidade compreende: (1)
borda de segurança contornando a boca do recipiente; (2) anel de vedação de dimensões
compatíveis com a referida borda; (3) rosca significativamente grossa; e (4) porção
chanfrada.
Em uma realização preferencial, o referido recipiente é destinado ao
armazenamento e transporte de amostras de tecidos do sistema nervoso.
Em uma realização preferencial, o referido recipiente é destinado ao
armazenamento e transporte de biópsias selecionadas do grupo que compreende insetos,
aracnídeos, artrópodes, cadáveres de pequenos animais, e combinações.
Em uma realização preferencial, o referido recipiente é composto de polietileno.
Borda de Segurança
Entende-se por borda de segurança no presente modelo de utilidade um aro
horizontalmente plano que percorre toda a borda interna da boca do referido recipiente,
impedindo que o conteúdo do recipiente derrame ou escorra pela borda externa do
mesmo.
Em uma realização preferencial, a referida borda é confeccionada no mesmo
material do referido recipiente.
Anel de Vedação
De acordo com o presente modelo de utilidade, entende-se por anel de vedação
um sulco na parte interna da tampa que, no fechamento do recipiente, é comprimido ao
redor da borda de segurança do recipiente, proporcionando uma completa vedação do
mesmo.
Em uma realização preferencial, o referido anel de vedação é composto do
mesmo material que a tampa.
Porção Chanfrada
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No presente modelo de utilidade, a porção chanfrada protege a tampa para não
ser sacada de forma brusca. Em uma realização preferencial, a referida parte chanfrada
está localizada logo abaixo da rosca e circula todo o recipiente.
Exemplo 1. Realização Preferencial
Foi confeccionado um recipiente para biópsias de polietileno conforme as
Figuras 1 e 2. Na sua extremidade superior, possui uma borda de segurança medindo
4mm de largura contornando o diâmetro (boca) do recipiente, tendo por finalidade
evitar que parte da amostra role pela parede externa do recipiente, e por ficar
pressionada pelo anel de vedação da tampa, que se encontra firmemente apertado por
três roscas grossas, determina a completa vedação e acondicionamento seguro da
amostra; a parte chanfrada
medindo 5mm de largura que circula todo recipiente,
protege a tampa para não ser sacada de forma brusca. A extremidade inferior (fundo) é
plana e possui diâmetro de 4,5 cm, o que lhe assegura uma base estável e contribui para
melhor armazenamento dos recipientes. Sua tampa foi produzida com o mesmo material
e cor diferente, assegurando a orientação no armazenamento e transporte, medindo 4,5
cm de diâmetro e 1 cm de altura, acompanha o perfil do recipiente e facilita a abertura
de três roscas grossas internas que se enroscaram com as externas do recipiente
aproximando a borda de segurança ao anel de vedação (ressalto fixo situado na parte
interna da tampa) produzindo a vedação e a segurança necessária para o
acondicionamento e transporte da amostra de biópsia.
O supra citado recipiente possui capacidade para acondicionar (armazenar) cerca
de 100g de material biológico. Na sua extremidade superior, possui uma borda medindo
4mm de largura contornando o diâmetro (boca) do recipiente; acompanhada por três
roscas grossas externas, seguida de um parte chanfrada medindo 5mm de largura que
circula todo recipiente. A extremidade inferior (fundo) é plana e possui 4,5 cm de
diâmetro.
O recipiente do presente exemplo se mostrou adequado para armazenamento de
diversas amostras, em especial às amostras de sistema nervoso central destinadas ao
diagnóstico da Raiva.
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Os versados na arte valorizarão os conhecimentos aqui apresentados e poderão
reproduzir o modelo de utilidade nas modalidades apresentadas e em outros variantes,
abrangidos no escopo das reivindicações anexas.
Reivindicações
RECIPIENTE PARA BIÓPSIAS
1. Recipiente para biópsias caracterizado por compreender (1) borda de segurança
contornando a boca do recipiente; (2) anel de vedação de dimensões compatíveis com a
referida borda; (3) rosca significativamente grossa; e (4) porção chanfrada.
2. Recipiente, de acordo com a reivindicação 1, caracterizado por ser composto de
polietileno.
3. Recipiente, de acordo com a reivindicação 1 ou 2, caracterizado por ser destinado à
coleta, transporte e armazenamento de amostras do sistema nervoso central.
Resumo
ECIPIENTE PARA BIÓPSIAS O
presente modelo de utilidade descreve um recipiente para
biópsias. Em especial, o presente modelo de utilidade descreve um recipiente de iópsias
com borda de segurança para evitar que o conteúdo do recipiente seja derramado.
Figura 1
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Figura 2
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REIVINDICAÇÃO DE PATENTE
01 – TITULO: Coletor de Amostras de Sistema Nervoso Central – SNC.
02 – DEPOSITANTE: Benedito Neilson Rolim. [email protected]
03 – INVENTOR: Benedito Neilson Rolim. Fone: 3226-7625 e 8844-7625
04 – Resumo da patente de invenção: O supra citado coletor, intitulado “coletor de SNC”,
será fabricado com matéria prima de alumínio ou aço inox maciço, no tamanho de 170mm de
comprimento e largura variando entre 10, 15 e 30mm; com cabo em forma de bola medindo
40 ou 60 mm de diâmetro, ou de forma oblonga (modelo cabo de chave de fenda ou colher de
pedreiro), conforme desenho em anexo, continuado por uma calha, cujo designer, permitirá a
coleta da medula cervical e demais seguimentos do SNC sem ter que abrir a cabeça dos
animais, principalmente dos humanos.
05 – Finalidade da invenção - O Coletor de SNC, tem por finalidade coletar amostras do
Sistema Nervoso Central – SNC de animais que foram a óbito com suspeita de Raiva, e de
acordo com legislação sanitária nacional e internacional, obrigatoriamente devem ser
submetidos aos diagnósticos laboratoriais da Raiva para confirmação e consequente tomada
de decisões.
06 – Relatório descritivo da patente de invenção:
de Sistema Nervoso Central – SNC
Coletor de Amostras
- Campo da invenção: Esta invenção disponibiliza para o mercado da saúde pública e da
pesquisa científica um coletor de amostras de SNC, instrumento até então não idealizado. Será
fabricado em alumínio maciço ou aço inox, cuja resistência proporcionada pela qualidade da
matéria prima, possibilita a coleta de amostras de SNC sem danificar o instrumento, e por ser
capaz de suportar altas temperaturas pode ser esterilizado para reutilizações.
- Fundamentos da invenção: A Raiva é uma doença infectocontagiosa causada por vírus
neurotrópicos que atuam no SNC produzindo uma encefalomielite aguda e fatal. De
notificação compulsória nacional e internacional necessita da comprovação laboratorial, a
qual é feita através das provas laboratoriais de Imunofluorescéncia Direta - IFD e Inoculação
em Camundongos – IC, utilizando amostras de SNC, MS/SVS; 2008.
Problema: O Ministério da Saúde – MS/Secretaria de Vigilância em Saúde – SVS, determina
o envio de amostras de SNC correspondendo a 0,2% da população canina, para os
laboratórios de referência no diagnóstico laboratorial da Raiva dos Estados, MS/SVS, 2008.
De acordo com o Manual de Diagnóstico Laboratorial da Raiva, MS/CVS, p.37- 43, 2008.
Para a adequada colheita do material destinado ao diagnóstico laboratorial da Raiva, a cabeça
do animal deve ser retirada e fixada em uma mossa (torno comum em oficina), proceder a
dissecação dos músculos da cabeça até expor a calota craniana por inteira, em seguida,
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utilizando serra com lâmina (utilizada na construção civil), serra as laterais do crânio, do
occipital ao frontal, as partes serradas são unidas por uma terceira serrada de forma horizontal
acima dos olhos, rebater o osso com o cinzel deixando o encéfalo exposto, com a pinça de
dissecação e a tesoura se extrai o encéfalo.
Mesmo essa colheita sendo feita no laboratório por pessoas capacitadas, em local e com
ferramentas apropriadas, torna-se difícil e muito trabalhosa. Porém, a maioria das colheitas
são feitas a campo e por pessoas não habilitadas, mas, interessadas no exame, até mesmo por
orientação dos profissionais da saúde que atendem pessoas agredidas por animais, e
recomendam, se o animal agressor morrer, levar a cabeça ou o animal inteiro para o
laboratório de diagnóstico da Raiva, cujos resultados definem a profilaxia e as medidas de
controle da doença. Os laboratórios de diagnóstico da Raiva querem receber a amostra
(alíquota) e não o animal inteiro ou a cabeça, pelo problema gerado com o armazenamento e
descarte das carcaças. Estes laboratórios estão sempre localizados nas grandes cidades
(Capitais), mas atendem os demais municípios, os quais são responsáveis pela remessa do
maior número de amostras do Estado.
Por não existir um coletor adequado para coletar tais amostras, os animais chegam ao
laboratório, inteiros ou suas cabeças acondicionadas em caixas de papelão ou isopores
reutilizados, contaminando por onde for passando e desta forma, propagando a doença. Tal
conduta aumenta os riscos de infecção por manipulação inadequada deste material infectado,
reduz o número de amostras enviadas, como também, compromete a qualidade e
consequentemente os resultados dos exames, assim como, as atividades de profilaxia,
vigilância e controle da doença.
Solução: Idealizar um coletor de SNC com tecnologia adequada para coletar amostras de
SNC sem abrir a cabeça do animal que for a óbito suspeito de Raiva, o qual deve ser
submetido ao diagnóstico laboratorial para Raiva.
Objetivo: Disponibilizar para saúde pública e a pesquisa um coletor de SNC apropriado para
coletar de forma prática e segura amostras de SNC de animal que for a óbito suspeito de
Raiva, sem abrir a cabeça, contribuindo assim, com o diagnóstico, profilaxia, epidemiologia e
controle da doença.
Descrição geral: O supra citado coletor de SNC (instrumento), será fabricado em alumínio ou
aço inox maciço, matéria prima que por sua solidez (resistência) proporcionara: segurança e
facilidade durante o procedimento de coleta, qualidade pela forma e aparência da amostra
coletada, e economia pela possibilidade de ser lavado (higienizado), esterilizado, desinfetado
e reutilizado em outras coletas, sendo de baixo custo e fácil aquisição.
Os animais se encontram classificados de acordo com o porte físico (tamanho) em pequenos,
médios e grandes, para atender esta variedade, os coletores serão fabricados em tamanhos e
largura proporcional a necessidade de penetração no encéfalo e diâmetro do forame do
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occipital dos animais; com comprimento único de 170mm, largura e ponta romba (reta)
variando nos tamanhos: pequeno 10mm X 0,5mm, médio 15mm X 10mm, e grande 30 X
15mm. Possui cabo esférico e maciço em forma de bola, medindo 40 ou 60 mm de diâmetro,
garantindo apoio, firmeza e facilidade durante a manipulação para coleta; continuado por uma
calha elíptica e côncava que mede 100mm de comprimento e possui bordos chanfrados de
dentro para fora na altura de 0,2mm. Outros tipos de cabo podem ser utilizados, como o de
uma chave de fenda, ou, o de uma colher de pedreiro, sempre resguardando a qualidade do
material, conforme modelo abaixo. O designer desse instrumento permitira a coleta da medula
cervical e demais seguimentos do SNC, de forma simples, rápida e segura, sem ter que abrir a
cabeça dos animais, especialmente dos humanos, reduzindo os riscos de infecção e
otimizando o processo de coleta de medula cervical e demais segmentos do SNC,
consequentemente contribuindo com a saúde pública e a pesquisa científica.
Referência bibliográfica, Manual de diagnóstico laboratorial da Raiva, Ministério da Saúde,
Secretaria de Vigilância em Saúde, Brasília-DF, MS/SVS: 2008.
MODELOS E VISÃO BÁSICA DE UM COLETOR DE SNC
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