Juliana Moreirão Lima de Souza
Hemoterapia Veterinária: terapia transfusional em cães
e gatos
SÃO PAULO
2010
Juliana Moreirão Lima de Souza
Hemoterapia Veterinária: terapia transfusional em cães
e gatos
Trabalho de conclusão de curso apresentado ao
Instituto Qualittas de Ensino Superior, como
exigência parcial para obtenção do título de Pós Graduação em Patologia Clínica Veterinária.
Orientadora MSa. Thais S. Porfida Ferreira
SÃO PAULO
2010
Souza, Juliana Moreirão Lima de
Hemoterapia Veterinária: terapia transfusional em cães e gatos/
Juliana Moreirão Lima de Souza – São Paulo, 2010.
51 f.
Trabalho de conclusão de curso apresentado ao Instituto Qualittas de
Ensino Superior. Pós - Graduação Patologia Clínica Veterinária.
Orientadora: MSa. Thais S. Porfida Ferreira
1. Hemoterapia Veterinária 2. Transfusão em cães e gatos 3. Tipos
sanguíneos de cães e gatos
"A vida é valor absoluto. Não existe vida menor ou maior, inferior ou superior.
Engana-se quem mata ou subjuga um animal por julgá-lo um ser inferior.
Diante da consciência que abriga a essência da vida, o crime é o mesmo."
(Olympia Salete)
Resumo
Os grupos sanguíneos são classificados como DEA (Dog Erythrocyte Antigen),
denominados antígenos eritrocitários caninos, são representados por oito tipos
sanguíneos (DEA 1.1, 1.2, 3, 4, 5, 6, 7 e 8) nos cães e nos felinos temos três
tipos de sangue A, B e AB.
Este trabalho tem como propósito contribuir com a medicina transfusional
veterinária, por sabemos que este assunto é pouco conhecido, apesar de
extremamente importante e interessante.
Conhecer os principais tipos sanguíneos e anticorpos caninos e felinos, apontar
ações para minimizar os riscos relativos às reações transfusionais, descrever o
funcionamento do organismo desses pacientes na hora da transfusão,
estabelecer a ocasião para uma transfusão sanguínea e, para onde podem ser
destinados os hemocomponentes, são alguns dos requisitos necessários para
minimizar as reações transfusionais e a possibilidade de incompatibilidade
sanguínea em cães e gatos.
Temos como compromisso o bem estar de nossos pacientes, além de trazer à
veterinária novos conhecimentos.
Palavras-chave: Hemoterapia veterinária, transfusão em cães e gatos, Tipos
sanguíneos de cães e gatos.
Abstract
The blood groups are classified as DEA (Dog Erythrocyte Antigen) presented by
eight blood types (DEA 1.1, 1.2, 3, 4, 5, 6, 7 and 8) in dogs, and in cats have
three blood groups A, B and AB.
This paper has the purpose to contribute with the veterinary transfusion
medicine, because we know that this matter is not well known, in spite of be
extremely important and interesting.
To know the main blood types and canine and feline antibodies, indicate actions
to minimize the relative risks to transfusion reactions, describe this animals
organism functions at time of transfusion, establish the occasion of a blood
transfusion and, to where can be directed the blood components, are some of
necessary requirements to minimize the transfusion reactions and the possible
canine and feline blood incompatibility.
Having the well being commitment of our patients, besides to bring new
knowledge to veterinary.
Keywords: Veterinary blood therapy, Canine/feline transfusion, canine/feline
blood types.
SUMÁRIO
i capa
ii contra capa
iii epígrafe
iv resumo
v abstract
vi sumário
1 INTRODUÇÃO ..............................................................................9
2 GRUPOS SANGUÍNEOS .............................................................12
2.1 ANTÍGENOS ERITROCITÁRIOS .............................................12
2.2 DEA (Dog Erythrocyte Antigen) .................................................14
2.2.1 DEA 1 .....................................................................................14
2.2.2 DEA 3 ....................................................................................15
2.2.3 DEA 4 ....................................................................................16
2.2.4 DEA 5 ....................................................................................16
2.2.5 DEA 6 ....................................................................................17
2.2.6 DEA 7 ....................................................................................17
2.2.7 DEA 8 ....................................................................................18
2.2.8 Tipo Sanguíneo dos Felinos ..................................................18
2.2.9 Outros tipos sanguíneos.........................................................18
3 FREQUENCIA DOS TIPOS SANGUINEOS ...............................19
4 ANTICORPOS .............................................................................22
4.1 Anticorpos naturais ...................................................................22
4.2 Aloanticorpos ............................................................................22
4.3 Auto-anticorpos .........................................................................23
5 TESTE DE REAÇÃO CRUZADA OU CROSSMATICHING TEST...23
5.1 Procedimento ............................................................................24
6 TIPAGEM SANGUÍNEA ..............................................................25
6.1 Cartões de tipagem ..................................................................25
6.1.1 Procedimento .........................................................................27
6.2 Tipagem em tubo ......................................................................27
6.2.1 Procedimento .........................................................................27
7 TESTE DE COOMBS ..................................................................28
8 PRINCIPIOS GERAIS E INDICAÇÕES TRANSFUSIONAIS......29
9 SELEÇÕES DE DOADORES .....................................................29
9.1 Colheita do sangue total ...........................................................30
.
9.1.1 Procedimento .........................................................................30
9.2 Coleta de Sangue Total em Gatos............................................31
9.2.1 Procedimento..........................................................................31
.
10 ANTICOAGULANTES ...............................................................32
11 ADMINISTRAÇÃO ....................................................................33
11.1 Volume de sangue a ser infundido .........................................34
11.2 Velocidade ..............................................................................34
11.3 Pré-Medicação.........................................................................35
12 MONITORAMENTO DO PACIENTE .........................................35
13 TERAPIA COM COMPONENTES DO SAGUE ........................35
13.1 Liberação dos produtos ..........................................................36
13.2 Sangue Total ..........................................................................36
13.3 Concentrado de hemácias ......................................................37
13.4 Plasma Fresco Congelado .....................................................38
13.5 Plasma Congelado .................................................................38
13.6 Plasma Rico em Plaquetas ou Concentrado de plaquetas.....39
13.7 Crioprecipitado ........................................................................39
13.8 Leucócitos ...............................................................................39
13.9 Preparação de CE e PFC .......................................................39
13.10 Preparação de PRP e PC .....................................................40
13.11 Preparação de CP, FP e CH ................................................40
14 COMPLICAÇÕES OU REAÇÕES TRANSFUSIONAIS ...........41
15
AUTOTRANSFUSÃO,
DOAÇÃO
AUTÓLOGA,
HEMODILUIÇÃO............................................................................45
16 CONCLUSÃO ............................................................................46
17 REFERÊNCIAS .........................................................................47
Introdução
Os profissionais veterinários se interessaram pela hemoterapia no 87ª Annual Meeting
of the American Veterinary Medical Association, em 1950. Desde essa data, os avanços na
hemoterapia humana levaram a avanços na hemoterapia veterinária, um exemplo disto, tem
sido a terapia com hemocomponentes (FELDMAN & SINK, 2007).
A primeira transfusão sanguínea em cães acredita-se ter sido feita por volta do ano de
1665 na Inglaterra por Richard Lower (HOHENHAUS,1992).
A transfusão sanguínea é um tipo de transplante, no qual o sangue, com suas
hemácias (He) transportadoras de oxigênio (O2), proteínas da coagulação e plaquetas, é
transferido de um doador para o receptor, visando corrigir temporariamente uma deficiência ou
disfunção (NOVAIS, 2004).
Os antígenos (Ag) de grupos sanguíneos são marcadores de superfície celular, que
foram herdados e localizados sobre a superfície das hemácias (He). Para se detectar e
descrever estes antígenos usamos a sorologia pelos anticorpos (Ac) policlonais ou
monoclonais e, estes antígenos variam em imunogenicidade e significado clínico (ANDREWS,
2000).
Na veterinária, este significado clínico está associado à ocorrência de isoeritrólise
neonatal, reações transfusionais e disputa de paternidade. Os antígenos dos grupos
sanguíneos podem ter algum papel na anemia hemolítica imunomediada e atuarem como
marcadores de doenças, mas estas informações ainda não são comprovadas (ANDREWS,
2000).
O mais importante tipo sanguíneo dos cães é chamado de DEA (dog erythrocyte
antigen) ou antígeno eritrocitário canino. Foram descritos mais de 20 grupos sanguíneos
caninos, porém os mais importantes tipos sanguíneos dos cães consistem de cinco grupos
compostos por sete determinantes antigênicos. São eles: DEA 1 (1.1, 1.2 e 1.3), DEA 3, DEA
4, DEA 5, DEA 6, DEA 7, DEA 8 (NOVAIS, 2004).
Os anticorpos naturais ou aloanticorpos não foram documentados, de forma que não
ocorrem reações transfusionais nas primeiras transfusões (HALE, 1995).
Outros
sistemas
antigênicos
já
foram
descritos,
mas
não
estão
padronizados
internacionalmente (SYMONS & BELL, 1992).
Os gatos possuem três tipos sanguíneos, tipo A, tipo B e tipo AB, sendo, o tipo A o
mais comum e o AB o mais raro (FELDMAN & SINK, 2007; NOVAIS, 2004; THRALL & col.,
2006).
O sucesso de uma transfusão é dependente do diagnóstico preciso. Nos cães a média de
hematócrito é de 37 a 55% e a transfusão só é indicada em animais que apresentem
hematócrito (Ht) inferior a 15%; em gatos a média de hematócrito é de 28 a 45% sendo
indicada a transfusão de animais com hematócrito abaixo de 12%, ou em animais que
obtiveram perda de sangue superior a 30% do volume sanguíneo (30ml/kg em cães e 20ml/kg
em gatos), nestes casos deve-se ser avaliado o estado clínico animal, pois em uma hemorragia
aguda o valor do Ht parece inalterado nas primeiras horas (NOVAIS, 2004; TRHALL, 2006).
A transfusão de sangue total ou de componentes sanguíneos é indicada em várias
situações clínicas. A transfusão de sangue total e de papa de He é mais requerida, pois
restaura a capacidade de carrear O2 em animais anêmicos (NELSON e COUTO, 2001).
A segurança e eficácia da transfusão requerem que o componente sanguíneo seja
obtido de um doador de baixo risco, pois a administração destes componentes coloca o animal
receptor a um risco inerente de transmissão de doenças e de reações adversas, portanto, a
transfusão só deve ser feita após a avaliação de sua importância e benefícios reais ao paciente
(NOVAIS, 2004).
Para se obter um banco de sangue veterinário ou mesmo a recrutação de doadores,
será preciso elaborar um programa desses doadores. Devendo sempre ser claro com os
proprietários, explicando os procedimentos e lhes tirando toda e qualquer dúvida e, se houver
aceitação deste proprietário, este deve assinar um termo de consentimento (FELDMAN &
SINK, 2007).
São usadas bolsas de coletas sanguíneas humanas (450 ml) para doação em cães
(FELDMAN & SINK, 2007). Por isso os doadores devem pesar acima de 25 kg, ter hematócrito
superior a 40%, estar clinicamente sadio e não possuir histórico de doenças endócrinas,
imuno-mediadas, neurológicas, cardíacas e infecções recorrentes. Estas doações podem ser
feitas a cada 21-28 dias, mas se for de preferência dos proprietários a cada 3-4 meses
(NOVAIS, 2004).
Assim como nos cães, os gatos também devem estar clinicamente sadios e não
possuir histórico de doenças endócrinas, imuno-mediadas, neurológicas, cardíacas e infecções
recorrentes, além de não serem portadores ou serem negativos à toxoplasmose, dirofilariose,
micoplasmose, FeLV, FAIDS e FIV (NOVAIS, 2004).
Para os felinos, fazemos o uso de seringas de 60 ml contendo o anticoagulante, sendo
que o doador precisa pesar no mínimo 4 kg e possuir um hematócrito superior a 35% (NOVAIS,
2004).
Toda terapia transfusional é capaz de produzir somente uma melhoria transitória na
condição clínica do paciente. A menos que o paciente consiga produzir endogenamente o
componente em deficiência, outras transfusões serão necessárias (FELDMAN & SINK, 2007).
Para se evitar a ocorrência de reações transfusionais, utilizamos o teste de reação
cruzada ou “Crossmatching Test” e, também a tipagem sanguínea (FELDMAN, 1999).
A reação cruzada deve ser realizada antes de qualquer transfusão de sangue, pois
este teste foi feito para evitar reações transfusionais em pacientes naturalmente ou
previamente sensibilizados (NOVAIS, 2004). Este teste é dividido em reação cruzada principal
e secundária (FELDMAN & SINK, 2007).
A tipagem sanguínea nos dá a possibilidade de se determinar os tipos sanguíneos de
potenciais doadores e receptores caninos e felinos, mas este teste é limitado pela escassez de
laboratórios que produzem os reagentes para a tipagem. Geralmente estes laboratórios estão
localizados nos Estados Unidos e no Japão, sendo necessário a importação dos antisoros
(NOVAIS, 2004). Para se fazer a terapia transfusional é necessário seguir alguns passos, que
se iniciam na coleta, passando pelo processamento, armazenamento e transporte do sangue
(FELDMAN & SINK, 2007). É importante lembrar que o animal deve estar sempre bem
monitorado, antes, durante e após o procedimento. Qualquer alteração no estado clínico do
paciente a transfusão deve ser suspensa imediatamente, enquanto se analisa a situação
tentando determinar a possível causa. Não esquecendo também de monitorar e calcular a
velocidade com que o sangue deve ser administrado (NOVAIS, 2004).
O sangue é um recurso precioso considerando seu potencial terapêutico, e a
separação de hemocomponentes permite que em uma única doação satisfaça as necessidades
individuais do paciente (FELDMAN & SINK, 2007).
Ou seja, o fracionamento do sangue e a utilização de seus hemocomponentes,
permitem o uso mais econômico do sangue total, evitando assim a exposição desnecessária do
receptor a outros componentes e antígenos presentes no sangue total do doador (NOVAIS,
2004).
A medicina veterinária é um campo em constante mudança. Devem ser adotadas
medidas de segurança padronizadas e, à medida que novas pesquisas e experiências clínicas
expandem nossos conhecimentos, pode haver necessidade de mudanças ou adequação no
protocolo terapêutico e no uso de medicamentos (FELDMAN & SINK, 2007).
2. Grupos Sanguíneos
Os cães possuem no mínimo 12 grupos sanguíneos, e estes tem sido modificados ao
longo dos anos (BRACKER & DRELLICH, 2005). Primeiramente os grupos sanguíneos caninos
eram representados por letras do alfabeto (A,B,C,D,E,F,G), mas após um consenso, passou a
denominar-se DEA (Dog Erythrocyte Antigen) seguido do número correspondente (SYMONS &
BELL, 1992).
Para alguns autores os grupos caninos padronizados internacionalmente são 8 e para
outros seriam 7. No entanto, há acordo a respeito da disponibilidade de antisoros para apenas
5 desses grupos sanguíneos (GRACNER & col., 2007).
Já os gatos possuem 3 tipos sanguíneos: A, B e AB (FELDMAN & SINK, 2007;
NOVAIS, 2004; THRALL & col., 2006).
2.1 Antígenos Eritrocitários
A classificação dos grupos ou tipos sanguíneos tem como base antígenos espécieespecíficos na superfície das hemácias. Os antígenos eritrocitários também podem ser
encontrados nas plaquetas, nos leucócitos e nos tecidos e fluídos corporais. Aloanticorpos são
anticorpos produzidos que atuam contra outro tipo sanguíneo do animal, mesmo que esse
animal não tenha sido exposto a tais antígenos eritrocitários (THRALL & col., 2006), ou seja,
são anticorpos formados por sensibilização contra antígenos reconhecidos como “não-próprios”
ao animal, sendo provenientes de animais da mesma espécie (GIRELLO & KÜNH, 2002).
Geralmente as reações imunológicas à transfusão eritrocitária compreendem
basicamente a aloimunização a antígenos eritrocitários - formação de anticorpos - (o que no
cão diferencia-se de outras espécies animais, como veremos mais adiante) e a hemólise por
incompatibilidade (GIRELLO & KÜNH, 2002), geralmente, os anticorpos contra antígenos
eritrocitários são produzidos em resposta à exposição, decorrentes de transfusão sanguínea ou
contato transplacentário (THRALL & col., 2006).
Os antígenos eritrocitários são marcadores de superfície celular com características
herdadas (GIGER & col., 2005), podendo induzir à formação de anticorpos (imunogenicidade),
cuja força irá depender da sua conformação química, número e localização na membrana
eritrocitária (VERRASTRO, LORENZI & WENDEL NETO, 2005). A maioria dos antígenos é um
componente integral de membrana composto por glicossacarídeos complexos associados a
lipídeos ou proteínas, inseridos na membrana eritrocitária, sendo chamados de glicolipídeos ou
glicoproteínas conforme a estrutura conjugada. Independente disto, a especificidade sorológica
é determinada pela estrutura do carboidrato (REID & WESTHOFF, 2003). Alguns antígenos já
são bem definidos bioquimicamente, um deles é o carboidrato (onde um gene codifica a
formação de enzimas que irão adicionar açúcares a substratos específicos) (VERRASTRO,
LORENZI & WENDEL NETO, 2005), estes carboidratos que são associados à membrana dos
eritrócitos possuem, ainda, a função de glicocálix, criando um campo elétrico negativo, que
impede a adesão entre os eritrócitos, além de impedir que imunoglobulinas como IgG liguemse diretamente aos antígenos de superfície, principalmente aqueles localizados próximos à
bicamada lipídica da membrana. Dessa forma, o glicocálix afeta a capacidade dos anticorpos
IgG de causarem aglutinação direta. Assim, à distância na qual o antígeno se localiza da
bicamada lipídica possui maior importância em reações de aglutinação do que a quantidade de
anticorpos presentes (REID & WESTHOFF, 2003). Sabe-se que alguns antígenos eritrocitários
humanos, que dependem de estruturas protéicas, necessitam de cadeias de glicossacarídeos
ou proteínas adicionais para a sua expressão (BANCHER & col., 2000).
As características moleculares e bioquímicas da superfície dos antígenos eritrocitário
canino ainda é pouco conhecida, havendo uma necessidade de conhecimento e caracterização
dessas estruturas, para que novos antisoros possam ser desenvolvidos, aperfeiçoando assim,
as técnicas de tipagem disponíveis e o conhecimento do mecanismo de ação de doenças
relacionadas (CORATO & col., 1997).
Os glicolipídeos de caninos são similares aos felinos, onde os esfingoglicolipídeos
possuem resíduos de ácido siálico (HOHENHAUS, 2004).
Tem-se a teoria de que eritrócitos caninos expressam moléculas homólogas aos
grupos sanguíneos humanos Rh, pois, em um cão com AHAI, observou-se capacidade de
precipitação das proteínas de membrana com mobilidade semelhante às proteínas e
glicoproteínas relacionadas ao fator Rh de eritrócitos humanos. Estudos prévios já haviam
comprovado a existência de antígenos Rh conservados em diversas espécies, inclusive em
cães (CORATO & col., 1997; REID & WESTHOFF, 2003; HOHENHAUS, 2004).
O sistema Rh é o segundo sistema eritrocitário em importância clínica e o primeiro em
complexidade, envolvendo um total de 46 antígenos. Apesar de tratar-se de uma proteína com
importante papel na integridade da membrana eritrocitária, sua estrutura bioquímica não é
totalmente elucidada e, enquanto esta estrutura bioquímica do sistema Rh não estiver
elucidada, vários fatores permanecerão inexplicados (VERRASTRO, 2005).
Os sistemas de tipos sanguíneos caninos e felinos são utilizados para verificar a
compatibilidade entre doador e receptor em procedimentos de transfusão sanguínea,
transplantes de órgãos, testes de paternidade e em medicina experimental. No Japão, o grupo
D (pertencente a outro sistema de classificação) é comumente utilizado para atribuição de
paternidade (EJIMA & KUROKAWA, 1980).
O sistema de classificação proposto por pesquisadores japoneses, não é reconhecido
pelo Comitê Internacional de Imunogenética Canina (EJIMA & KUROKAWA, 1980).
Recentemente, estudos demonstram a existência de um novo tipo sanguíneo,
denominado Dal, com base na detecção de aloanticorpos (da classe IgG) em um paciente
Dálmata previamente sensibilizado e outros animais doadores de sangue de raças distintas.
Sua identificação também foi comprovada a partir de técnicas de compatibilidade
(crossmatching) como responsável por reações transfusionais. Neste mesmo estudo, verificouse que tal tipo sanguíneo é bastante comum, não possuindo correlação com os demais tipos
sanguíneos reconhecidos do sistema DEA (BLAIS & col., 2007).
2.2 DEA (Dog Erytrocyte Antigen)
2.2.1
DEA 1
O grupo DEA (antígeno eritrocitário canino) 1 é composto por três fatores (1.1, 1.2 e
1.3) e quatro fenótipos (1.1, 1.2, 1.3 e negativo) (WARDROP, 2000).
Cada indivíduo exibe somente um dos fenótipos para o grupo DEA 1, como
característica, o antisoro isoimune produzido contra um dos antígenos pode exibir graus de
reatividade cruzada com os outros antígenos desse grupo (WARDROP, 2000).
Este grupo tem sido considerado o mais importante no que se refere às transfusões de
sangue. Apesar dos anticorpos naturais contra este grupo serem extremamente raros, ele
possui um alto potencial para estimulação antigênica e, dessa forma, pode provocar a
produção de anticorpos se um receptor DEA 1.1 negativo receber uma transfusão de sangue
DEA 1.1, levando a uma reação transfusional hemolítica em uma segunda transfusão com
hemácias do tipo DEA 1.1. As reações contra DEA 1.2 são clinicamente significativas, porém
são menos graves do que o grupo DEA 1.1. Neste caso, o seqüestro e destruição das
hemácias ocorrem 12 á 24 horas após a administração de eritrócitos do tipo 1.2. O subgrupo
1.3 ainda não foi avaliado quanto às transfusões (NOVAIS, 2004).
Portanto, a raridade de anticorpos naturais contra este grupo, diminui as chances de
reações transfusionais nas primeiras transfusões, mas, uma vez sensibilizados em transfusões
prévias, os pacientes podem desenvolver reações transfusionais hemolíticas graves após uma
transfusão incompatível subseqüente (HALE, 1995).
Exceto os antígenos do sistema DEA 1, os quais não podem ocorrer juntos na mesma
célula por serem alelos do mesmo lócus, um cão pode apresentar qualquer combinação dos
antígenos eritrocitários reconhecidos sobre a superfície das hemácias (BULL, 1992).
Aproximadamente 15% da população canina possuem anticorpos naturais contra os
grupos DEA 3, 5 e 7, e isto explica, as baixas reações transfusionais em transfusões iniciais,
sendo estas reações de caráter tardio e, em geral, envolvem os anticorpos naturais nãohemolisantes contra o grupo DEA 7. Sendo assim, mesmo não ocorrendo hemólise, as
hemácias são seqüestradas e destruídas pelo sistema monocítico-fagocitário dentro do período
de 72 horas (HALE, 1995). Este tipo de reação transfusional tardia só é significativa se a
capacidade regenerativa do receptor estiver comprometida (NOVAIS, 2004).
Para se evitar a formação de anticorpo contra estes determinantes pelo receptor, e
também a possibilidade de uma reação transfusional inicial causada por anticorpos naturais
anti-DEA 7 (que ocorrem com maior freqüência), usamos sangue negativo para os grupos DEA
1.1, DEA 1.2 e DEA 7 (HALE,1995).
Há uma teoria de que o tipo DEA 1.2 seja um alelo mais fraco do alelo DEA 1.1. Esta
teoria é ressaltada pelos autores quando se avalia o fato de que os reagentes policlonais DEA
1. X (MSU- Michigan State University) reconhecem tanto células DEA 1.1 quanto DEA 1.2
(reação cruzada), provavelmente devido à similaridade entre os antígenos (ANDREWS, 2000).
Cada indivíduo exibe somente um dos fenótipos para o grupo DEA 1. Como característica, o
antisoro isoimune produzido contra um dos antígenos pode exibir graus de reatividade cruzada
com os outros antígenos desse grupo (WARDROP, 2000).
Cerca de 50% da população canina é positiva para o tipo DEA 1. Relatos demonstram
freqüência de 45% de animais DEA 1.1 positivos e 20% de DEA 1.2 positivos nos Estados
Unidos (ANDREWS, 2000).
Pelas técnicas de imunoprecipitação e a utilização de anticorpos monoclonais anti-DEA
1.1 é possível definir que este subgrupo é composto por duas proteínas de membrana com 50
e 200 kDa, respectivamente (ANDREWS, 2000). Já o subgrupo DEA 1.2 é composto por
apenas uma proteína de membrana, cujo peso molecular é de 85 kDa (CORATO & col., 1997).
Através da imunização de um cão DEA 1 (DEA 1.1, DEA 1.2) negativo com células
DEA 1.1 positivas que obtemos o antisoro policlonal anti-DEA 1.X, este antisoro promove a
aglutinação e
forte hemólise (na presença do complemento) em células DEA 1.1 positivas e promove
variados graus de aglutinação, mas que não provocam hemólise, em células vermelhas
positivas para DEA 1.2 positivo com células vermelhas DEA 1.1 positivas. Além disso, o
antisoro reage apenas com células DEA 1.1 positivas. Tentou-se produzir antisoro específico
para DEA 1.2, mas não obtiveram sucesso (ANDREWS, 2000).
Em cães recém-nascidos com Doença hemolítica ou Isoeritrólise neonatal, ocorre
quando a cadela, imunizada por transfusão prévia, envia anticorpos aos filhotes através do leite
(YOUNG & col., 1951).
2.2.2
DEA 3
Este grupo tem sido pouco considerado devido à baixa incidência na população canina
dos Estados Unidos (6%). Contudo, os cães da raça Greyhound apresentaram uma
prevalência de 23% (HALE, 1995).
Este grupo sanguíneo é determinado por um único fator, tendo assim, dois fenótipos
(DEA 3 positivo e DEA 3 nulo), caracterizando como dominante o tipo DEA 3 positivo. O perfil
de proteínas de membrana com formação de 5 bandas com pesos moleculares
correspondentes de 34 a 71 kDa, foram obtidos através da imunoprecipitação (HOHENHAUS,
2004).
Os anticorpos naturais são encontrados em 20% dos cães DEA 3 negativos, e os
estudos indicam que podem causar reações transfusionais de caráter tardio (HALE, 1995). Já,
ANDREWS (2000), cita que as reações transfusionais deste grupo tendem a serem agudas
severas em cães previamente sensibilizados, e que geralmente, as células transfundidas são
retiradas rapidamente da circulação em um prazo de até 5 dias.
2.2.3
DEA 4
Segundo HALE (1995), este grupo possui alta incidência na população canina (98%).
Os cães positivos para este antígeno e negativos para todos os outros grupos são
chamados de “doadores universais“. Os anticorpos naturais não ocorrem contra o grupo DEA
4. Além disso, não foi constatado hemólise intra ou extra-vascular das hemácias nos animais
DEA 4 negativos sensibilizados, após receberem células DEA 4 positivas. Sendo assim, os
cães DEA 4 são excelentes doadores (FELDMAN & SINK, 2007).
As técnicas de imunoprecipitação, determinam proteínas de membrana presentes
numa mesma banda difusa, com pesos moleculares correspondentes a 32 a 40 kDa (CORATO
& col., 1997). Não há relatos de reações transfusionais ou isoeritrólise neonatal neste tipo
sanguíneo, mas a sua importância ainda não foi esclarecida completamente (ANDREWS,
2000).
Segundo BLAIS & col. (2007), a importância do antígeno DEA 4 como potencial indutor
de reações transfusionais, foi salientada através do relato recente em que um cão sensibilizado
desenvolveu reação hemolítica aguda após transfusão. Esse antígeno não era levado em
consideração, justamente pelo fato de ter elevada freqüência na população geral, porém isso
não diminui a sua importância, devendo ser considerado no momento da escolha de um doador
compatível, assim como ocorre com o antígeno Dal.
2.2.4
DEA 5
Este grupo é de incidência baixa (aproximadamente 23% na população canina) e os
anticorpos naturais são encontrados em cerca de 10% dos cães DEA 5 negativos. Este
anticorpo é capaz de causar uma reação transfusional tardia, semelhante ao anti-DEA 3
(HALE, 1995).
Assim como os antígenos DEA 3 e DEA 4, este é definido por dois fenótipos (DEA 5
positivo e DEA 5 nulo), sendo o tipo DEA 5 considerado dominante. (ANDREWS, 2000).
Este antígeno de membrana possui uma freqüência elevada (aproximadamente 30%)
em cães da raça Greyhound (ANDREWS, 2000). Não há relatos de ocorrência de isoeritrólise
neonatal, porém, a transfusão de hemácias DEA 5 positivas em cães sensibilizados ocasionam
perda destas hemácias por seqüestro esplênico em três dias (FELDMAN & SINK, 2007) e
(ANDREWS, 2000).
A técnica de imunoprecipitação não conseguiu determinar seus pesos moleculares
(CORATO & col., 1997).
2.2.5
DEA 6
Anteriormente descritos e reconhecidos no “Segundo Encontro Internacional sobre
Imunogenética Canina”, não tem sido estudados por inexistência de antisoro para este
antígeno (VRIESENDORP & col., 1976) e (HOHENHAUS, 2004). As últimas tentativas de
isoimunização em cães não obtiveram sucesso na produção de anticorpos policlonais anti-DEA
6 (HALE, 1995).
Segundo FELDMAN & SINK (2007), não foram relatados anticorpos naturais anti-DEA
6.
ANDREWS (2000), define o DEA 6 por dois fenótipos, sendo o DEA 6 positivo dominante ao
nulo. Além disso, a literatura cita que aproximadamente 100% dos cães são positivos para o
tipo sanguíneo, mas devem-se considerar variações existentes entre raças e diferentes regiões
geográficas, não há relatos de isoeritrólise neonatal e acredita-se que cães sensibilizados
tenham células rapidamente retiradas da circulação (ANDREWS, 2000).
2.2.6
DEA 7
O DEA 7 é moderadamente antigênico a receptores negativos. Esse grupo sanguíneo
pode causar reações transfusionais leves a moderadas e diminuir a sobrevida das hemácias
quando administrado a cães DEA 7 negativos previamente sensibilizados (FELDMAN & SINK,
2007).
O fator DEA 7 não é um antígeno integral da membrana eritrocitária. Acredita-se que
seja secretado no plasma e adsorvido sobre a superfície das hemácias (BULL, 1992).
Estudos mostram que anticorpos DEA 7 ocorrem naturalmente em 20-50% dos cães
DEA 7 negativos (FELDMAN & SINK, 2007).
Contudo, este anticorpo natural é fraco, raramente produzindo um título maior do que
1:8, porém capaz de provocar uma reação transfusional numa primeira transfusão, que
geralmente é de caráter tardio. Devido a isto, os cães DEA 7 positivos não são recomendados
como doadores (HALE, 1995).
Se for transfundido em cão sensibilizado, ocorrerá perda das hemácias dentro de três
dias (FELDMAN & SINK, 2007).
Para FELDMAN & SINK 2007, os cães que são DEA 1.1, 1.2 e 7 negativos, são
considerados “doadores universais”.
Através de técnicas de imunoprecipitação determinam-se três bandas com pesos
moleculares de 53, 58 e 63 kDa (CORATO & col., 1997).
2.2.7
DEA 8
Inicialmente denominado de hemácia, este antígeno foi descoberto através de antisoro
proveniente de isoimunizações (ANDREWS, 2000).
As últimas tentativas de isoimunização em cães não obtiveram sucesso na produção
de anticorpos policlonais anti-DEA 8 (HALE, 1995).
2.2.8
Tipos Sanguíneos dos Felinos
Temos três tipos sanguíneos dos felinos sendo A, B e AB, onde o tipo A consiste em
Ácido N-Glicolilneuramínico e Ácido N-Acetilneuramínico, o B consiste em Ácido NAcetilneuramínico e o AB consiste na combinação dos dois primeiros (MEDEIROS, 2008).
Segundo Lacerda 2008, o sistema AB dos felinos possui pelo menos dois alelos (A e b)
no mesmo locus, sendo o alelo A dominante sobre o alelo B e, portanto, gatos com fenótipos A
podem possuir genótipo A/A ou A/b, enquanto somente os felinos homozigotos para o alelo b
(b/b) expressam antígenos eritrocitários B e não expressam o antígeno A. Sabe-se que o
terceiro alelo AB é recessivo ao alelo A e dominante ao alelo B, mas ainda não foi determinado
a herança do tipo sanguíneo AB.
2.2.9
Outros Grupos Sanguíneos
Os grupos sanguíneos também têm sido estudados por pesquisadores do Japão, estes
desenvolveram 16 antisoros denominados: anti- D1, D2, A, B, C, E, F, G, H, I, L, M, 2a, 43, 44
e 180a. Os dois primeiros antisoros foram obtidos a partir de coelhos imunizados com
hemácias caninas. Anti- A, E, F, G, 2, M e 2a foram produzidos em cães através de
isoimunização. Anti- B, H, I, 44, 43 e 180a são anticorpos naturais e anti-C é uma lecitina
extraída da semente de “Clerodendron trichotomun” (EJIMA & KUROKAWA, 1980).
Entretanto, a comparação entre os antisoros japoneses e americanos apenas
conseguiu detectar especificidade semelhante entre anti-D e anti-E com anti-DEA 3, anti-A com
anti-DEA 5 e anti-180a com anti-DEA 8. Nenhum antisoro possui a mesma especificidade de
anti-DEA 1.1, 1.2, 4, 6 ou 7 (NOVAIS, 1996).
Há grande desvantagem na utilização de antisoros policlonais, por isso, pesquisas tem
sido desenvolvidas no sentido de obter linhagens celulares capazes de produzir anticorpos
monoclonais. Até o momento a produção de anticorpos monoclonais foi bem sucedida para o
tipo DEA 3 (HARA & col., 1991).
Os procedimentos do protocolo utilizado para tipagem usando esses antisoros é o
mesmo empregado para os antisoros do sistema DEA, inclusive utilizando os mesmos padrões
para leitura (EJIMA & KUROKAWA, 1980).
Foram descobertos alguns glicolipídeos na membrana das hemácias, e estes, parecem
estar relacionados a grupos sanguíneos específicos (CORATO & col., 1997).
Através da imunoprecipitação na membrana dos eritrócitos utilizando um pool de
antisoros conhecidos, que foi possível determinar o peso molecular desses antígenos. Neste
mesmo estudo, foi comprovado através da imunoprecipitação de auto-anticorpos isolados do
soro de um cão com anemia Hemolítica Auto-imune (AHAI) que estes eram capazes de
precipitar proteínas de membrana com mobilidade semelhante às proteínas e glicoproteínas
relacionadas ao fator Rh de eritrócitos humanos, surgindo, assim, a teoria de que hemácias
caninas expressam moléculas homólogas aos grupos sanguíneos humanos Rh. Alguns
estudos já haviam comprovado a existência de antígenos Rh mantidos em diversas espécies,
incluindo os cães (CORATO & col.,1997; REID & WESTHOFF, 2003; HOHENHAUS, 2004).
3
Freqüência dos tipos sanguíneos
A determinação da freqüência dos grupos sanguíneos tem sido pesquisada ao longo dos
anos por diversos autores (ESTEVES, 2008).
Todos os estudos mostram unanimidade quanto à elevada incidência do grupo DEA 1,
sendo o tipo DEA 1.1 o mais freqüente seguido de DEA 1.2 e DEA 1 negativo (EJIMA & col.,
1986; GIGER, 2005).
O estudo de SWISHER & YOUNG (1961), estabeleceu a freqüência do tipo DEA 1.1 em
uma população composta por 332 cães mestiços, encontrando-o em 44% das amostras. Este
mesmo autor em 1973 encontrou resultados semelhantes, com 40% dos animais testados
positivos para o tipo DEA 1.1.
Diferentes estudos foram realizados, alguns apresentaram diferenças nas porcentagens,
mas todos foram unânimes quanto o tipo mais comumente encontrado, em 1975, SUZUKI,
verificou que a freqüência para o tipo DEA 1 .1 era de 36% em 61 cães, assim como
VRIESENDORP & col. (1976), que também obtiveram freqüência de 36% em cães mestiços,
para o tipo DEA 1.1, encontraram também, 43% em Beagles e 29% em Retrievers. Segundo
GRACNER & col. (2007), o pesquisador Kohn em1998, testou 88 animais para o tipo DEA 1.1,
estabelecendo uma freqüência de 52%.
EJIMA & col. (1986), realizaram um estudo sobre as freqüências dos tipos sangüíneos em
diferentes raças, onde observou que para o tipo DEA 1, as freqüências mais elevadas foram
em cães de origem japonesa (Keeshond, Shiba, Mongrel, Akita) e em Yorkshire Terrier. Já o
tipo DEA 3, as freqüências positivas foram maiores nas raças Akita, Mongrel e Shiba. Por outro
lado as raças americanas e européias apresentaram baixa freqüência, sendo que 100% dos
animais eram das raças Collie, English Pointer, English Setter, Pastor Alemão, Keeshond, Shih
Tsu e outros foram negativos para DEA 3. Neste mesmo estudo, cães da raça Pastor Alemão
(6 animais), não apresentaram positividade para o tipo DEA 1.1, que é considerado o mais
freqüente, dividindo-se entre os tipos DEA 1.2 (40% dos animais) e tipo nulo (60% dos
animais). Ainda sobre esta raça, não foram identificadas amostra positivas para o tipo DEA 3 e
o tipo DEA 5 apresentou uma baixa freqüência (EJIMA & col., 1986).
NOVAIS & col. (1999), realizaram no Brasil um experimento para detectar as freqüências
mais comumente encontradas, para este estudo foram analisadas 150 amostras de cães de
diferentes raças, tendo como resultado um índice de 91,3% para o tipo DEA 1, sendo destes
51,3% DEA 1.1 positivo, 40% do tipo DEA 1.2 e 8,7% para o tipo DEA 1.1 negativo.
Na tabela (1) apresentada abaixo são relatadas os diferentes tipos sanguíneos relatados
nos estudos (ESTEVES, 2008).
Grupo sanguíneo DEA (%)
N° de cães 1.1 1.2
3
4
5
332
40
20
6
98
22
Nd
40
20
5
98
25
217
36
51
10
nd
nd
31
37
4
5
56
8
545
44
22
24
nd
nd
224
33
7
nd
97
nd
150
51
40
nd
nd
nd
200
60,5 38,5 10,5 96,4 10,5
23
39 17,4 13 91,3 22
30
66,7 nd
nd
nd
nd
100
62
21
7
100
9
7
45
45
nd
31
nd
8
nd
9,5
nd
nd
16
Autor
SWISHER & YOUNG (1961)
SWISHER & col. (1973)
SUZUKI & col. (1975)
VRIESENDORP (1976)
EJIMA & col. (1986)
GIGER & col. (1993)
NOVAIS (1996)
NOVAIS (2004)
GIGER & col. (2005)
GRACNER & col. (2007)
ESTEVES (2008)
Nd: não descrito
A maior parte das pesquisas realizadas aponta o tipo A como o mais comum seguido
pelo tipo B e em último lugar o tipo AB, abaixo segue a tabela (MEDEIROS, 2008) de estudos
que comprovam a freqüência dos tipos sanguíneos dos felinos.
Nº DE
TIPO A
TIPO B
TIPO AB
(%)
(%)
(%)
PAÍS
REFERÊNCIAS
3.785
98,2
1,7
0,1
USA
GIGER & col. (1991)
105
98,1
1,9
0
COPENHAGEN
JENSEN & col. (1994)
0,14
USA+CANADÁ
GRIOT-WENK & col.
ANIMAIS
4.148
(1996)
125
88,0
8,0
4,0
UK
KNOTTENBELT & col.
(2001)
139
87,1
7,9
5,0
UK
KNOTTENBELT & col.
(2001)
207
78,9
20,3
1,4
GRÉCIA
MYLONAKIS (2001)
132
90,2
3,8
6,0
PORTUGAL
SILVESTRE & col.
(2004)
159
89,3
4,4
6,3
PORTUGAL
SILVESTRE & col.
(2004)
312
72,7
25,8
2,24
TURQUIA
GURKAN & col. (2005)
100
97,0
3,0
0
BRASIL (RS)
LACERDA (2008)
172
94,77
2,91
2,33
BRASIL (RJ)
MEDEIROS (2008)
Em Porto Alegre/RS-Brasil, foi feito um estudo com 140 gatos e destes, eram do tipo A,
102 gatos Sem Raça Definida (SRD), 18 Persas, 1 Himalaio, 17 Siameses , 1 Exótico e 1
Oriental, dentre os que oito gatos que sobraram 7 foram do tipo B, sendo eles: 2 SRD, 2
Persas e 3 Himalaios e o único AB tipado era SRD (LACERDA, 2007).
Ainda segundo Lacerda (2007), este estudo coincidem com os estudos de outros
países, entretanto, as diferenças nas prevalências dos tipos sanguíneos vem sendo observada
em gatos de raça pura. As raças Abissínios, Birmaneses, Persas, Devon Rex, Van Turco e
Turco Angorá vêm apresentando prevalências do tipo B acima de 10%. E, por outro lado,
algumas raças como o Siamês, Oriental de pêlo curto e Tonquinês possuem exclusivamente
tipo sanguíneo A. No Brasil, foram estudados poucos animais de raça pura, sendo que neste
estudo, Lacerda tipou 17 gatos Siameses e 1 Oriental sendo eles 100% do tipo A, o que
confirmou as afirmações descritas na literatura.
A biologia molecular das estruturas responsáveis pela determinação dos grupos
sanguíneos, os genes responsáveis por codificar proteínas relacionadas e as enzimas
responsáveis por sua síntese ainda permanecem pouco estudadas em medicina veterinária
(BLANCHER & col., 2000; ESTEVES, 2008).
4
Anticorpos
Anticorpos ou imunoglobulinas são substâncias (proteínas globulares) produzidas a partir
da ativação de glóbulos brancos do sangue (linfócitos B), que se transformam em plasmócitos
e secretam anticorpos, em resposta à introdução de um antígeno (imunógeno). Estes
anticorpos possuem funções que, serão iniciadas após sua ligação com o antígeno. Dentre
estas funções as principais e mais conhecidas são: neutralização do antígeno, opsonização,
ativação dos fatores do complemento, ligação dos receptores de anticorpos dos linfócitos B
com antígenos e citoxicidade (GIRELLO & KÜHN, 2002).
4.1 Anticorpos naturais
Alguns autores citam que cães não apresentam anticorpos naturais contra antígenos
eritrocitários estranhos (anticorpos de ocorrência natural), e que quando são encontrados no
soro de cães não submetidos a transfusões prévias, sua importância clínica é limitada
(FELDMAN, 1999).
Já nos felinos temos a comprovação de que possuem anticorpos naturais contra os
antígenos A e B ausentes nas suas próprias hemácias. Estes anticorpos são os responsáveis
pelas reações transfusionais e isoeritrólise neonatal (FELDMAN & SINK, 2007).
Anticorpos de origem natural ou induzidos através de transfusões prévias ou gestação
podem ser detectados através da prova cruzada maior em testes de compatibilidade (GIGER &
col., 2005).
Nos felinos há a ocorrência de anticorpos naturais, onde temos atividade hemaglutinante e
hemolítica. Os gatos do tipo A possuem aglutininas (> IgM) com títulos de 0 a 1:16 e
hemolisinas com partes iguais de IgM e IgG tendo títulos de 0 a 1:8. Já gatos do tipo B
possuem maior quantidade de IgM com atividade tanto de aglutininas como de hemolisinas,
sendo os títulos agutinantes uma proporção de 1:64 a 1:2048 e os títulos hemolisantes ficam
entre 1:8 e 1:64 (MEDEIROS, 2008).
4.2 Aloanticorpos
São anticorpos formados por sensibilização contra antígenos reconhecidos como “nãopróprios” ao animal, sendo provenientes de animais da mesma espécie (GIRELLO & KÜHN,
2002).
Aloanticorpos induzidos são originados a partir do estímulo do sistema imune através de
transfusões sanguíneas incompatíveis (HOHENHAUS, 2004). Sabe-se que anticorpos contra o
tipo sanguíneo DEA 1.1 desenvolvem-se num período de aproximadamente nove dias após a
administração de células incompatíveis, podendo ocasionar episódios severos de hemólise e
manifestações de reações transfusionais (LANEVSCHI & WARDROP, 2001).
Os aloanticorpos em felinos ocorrem de maneira natural, com exceção dos gatos do grupo
AB. Todos os gatos do grupo B possuem altas concentrações séricas de aloanticorpos,
considerando fortes hemaglutininas e hemolisinas contra hemácias do grupo A e, este grupo A
possuem hemaglutininas e hemolisinas fracas. Já os filhotes não apresentam aloanticorpos
porque suas mães possuem placenta endoteliocorial, mas, ocorre transferência colostral de
IgG e, em menor grau de IgM (THRALL & col., 2006).
Por possuírem altas concentrações de aloanticorpos, uma pequena quantidade de sangue
é capaz de provocar uma reação que pode ser fatal.
O tipo AB, por não possuir aloanticorpos contra os tipos A e B, pode receber qualquer um
dos dois tipos sanguíneos numa transfusão, mas, pelo fato dos tipos A e B apresentarem altos
títulos de aloanticorpos poderá ocorrer hemólise em gatos tipo AB se receberem outro tipo de
sangue (LACERDA, 2008).
4.3 Auto-anticorpos
Estão presentes em animais com doenças auto-imunes, como a anemia hemolítica autoimune. Pesquisadores verificaram a presença de imunoglobulinas das classes IgG e IgM nos
eritrócitos de cães afetados pela doença (HOHENHAUS, 2004).
5 Teste de Reação Cruzada ou "Crossmatching Test"
O teste de reação cruzada deve ser realizado antes de qualquer transfusão de sangue.
Ele é feito para evitar reações transfusionais em pacientes naturalmente ou previamente
sensibilizados. Mas este teste não impede a sensibilização do receptor aos antígenos do
doador que não estejam presentes nas suas próprias células (NOVAIS, 1996).
A reação cruzada revela a presença de ocorrência natural de iso-anticorpos ou
anticorpos (gerais) nas respostas prévias em transfusões incompatíveis (HOHENHAUS, 1992).
Temos dois tipos de reação cruzada, chamadas de maior e menor (NOVAIS, 1996), ou
segundo FELDMAN & SINK (2007), reação principal e secundária, estas são realizadas para
auxiliar no fornecimento de hemocomponentes compatíveis e, possivelmente, na diminuição
das reações adversas à transfusão.
Na reação principal, geralmente, fazemos a detecção de anticorpos no soro do receptor
que possam aglutinar ou provocar a lise das hemácias do doador. Já na secundária,
detectamos anticorpos no plasma do doador direcionados contra as hemácias do receptor. O
auto-controle pode detectar auto-anticorpos (FELDMAN & SINK, 2007).
Nos pacientes que possuem doença auto-imune o resultado do teste torna-se duvidoso
(NOVAIS, 1996).
5.1 Procedimento
Coletar 3 ml de sangue do doador e do receptor, em tubo com anticoagulante, e outro
sem anticoagulante, centrifugar os tubos (3.000 rpm durante 2 minutos). Após esta
centrifugação retiramos o plasma sobrenadante usando uma pipeta. A papa de hemácias que
restou nos dois tubos será adicionada solução de salina 0,9% (preencher o tubo até cerca de 1
cm da borda) ou PBS (salina tamponada), e os tubos serão agitados para ressuspender as
células, logo em seguida, os tubos devem ser centrifugados a 3.000 RPM por dois minutos e,
após a centrifugação, o sobrenadante deve ser descartado bastando à inversão rápida do tubo.
Repetir este procedimento três vezes (NOVAIS, 1996).
Preparar a suspensão de hemácias a 4% de cada animal, pipetando 100µl da papa de
hemácias lavada e adicionando 2,4ml de solução salina em tubo, rotulando-os: hemácias do
receptor (HR) e hemácias do doador (HD) (NOVAIS, 1996).
Após isto, rotular três tubos, colocando no tubo 1 duas gotas do soro do receptor e
duas gotas da suspensão de células do doador e misturando-o (sistema maior). No tubo 2
colocar duas gotas de soro do doador e duas gotas de suspensão de eritrócitos do receptor
(sistema menor). Para avaliar a auto-aglutinação, preparar controles adotando os mesmos
procedimentos, misturando eritrócitos do doador com seu próprio soro e, em seguida, fazer o
mesmo procedimento com os eritrócitos e o soro do receptor. Agitar os tubos, incubá-los
durante 30 minutos em temperatura ambiente e, em seguida, centrifugue por 1 minuto a 3.400
rpm. Finalmente examina-se o sobrenadante, observando se ocorreu hemólise, agita-se os
tubos dando leves “pancadinhas” com o dedo para verificar aglutinação macroscopicamente
visível nas hemácias (figura 1) (THRALL, 2006).
Ainda segundo THRALL (2006), se não
houver aglutinação, deve-se transferir uma pequena amostra para uma lâmina de vidro e, em
seguida, examiná-la ao microscópio em pequeno aumento, reduzindo o condensador para
aumentar o contraste. Não havendo aglutinação, os eritrócitos estarão distribuídos de maneira
uniforme e, se houver aglutinação teremos agregados eritrocitários, lembrando “cachos de
uva”.
Figura 1 – Reação de aglutinação em tubo 4 (+) – FONTE: TRHALL, 2006
6 Tipagem Sanguínea
A metodologia da tipagem sanguínea baseia-se na ligação dos antígenos de superfície
do eritrócito a um conhecido anticorpo monoclonal ou policlonal, resultando numa
hemaglutinação visível (GIGER & col., 1995).
Atualmente, a possibilidade de se determinar os tipos sanguíneos de potenciais
doadores e receptores caninos e felinos é limitada pela escassez de laboratórios que produzam
os reagentes para tipagem sanguínea desses animais (NOVAIS, 1996).
6.1 Cartões de Tipagem
Cartões
para
tipagem
sanguínea,
impregnados
por
anticorpos
monoclonais,
desenvolvidos na Universidade do Estado de Kansas (USA) ou anticorpos policlonais
produzidos na Universidade de Michigan (MSU), que possuem a desvantagem de não serem
homogêneos, são as técnicas mais empregadas em medicina veterinária (GIGER & col., 2005).
Na maioria dos casos, os doadores caninos são tipados somente para o grupo DEA 1
utilizando-se, como reagentes, os antisoros policlonais caninos anti-DEA 1.1,2 e anti-DEA 1.1
produzidos através de isoimunização. Os cães que reagem positivamente são considerados
DEA 1 positivos e não devem ser utilizados como doadores de sangue, uma vez que há grande
possibilidade de que suas hemácias sensibilizem os receptores que não possuam este
antígeno eritrocitário (NOVAIS, 1996).
Temos cartões para tipagem sanguínea (figura 2) de cães e gatos (Rapid Vet-H feline e
canine blood-typing; DMS Laboratories, Flemington, New Jersey, USA), sendo este teste rápido
e simples. O procedimento completo requer menos do que cinco minutos. No entanto, os
reagentes podem se deteriorar com o tempo, então é recomendado o teste das amostras de
controle para cada amostra do paciente, esses controles estão incluídos no kit (THRALL,
2006).
Esse teste tem desvantagem de produzir fraca reação com sangue de cães positivos
para DEA 1.2, reconhecendo apenas o tipo DEA 1.1 (GIGER & col., 2005). Portanto, o cartão
canino deve ser utilizado somente como um teste de triagem para tipagem sanguínea de
doadores potenciais, pois, além do DEA 1.2, o DEA 7 também não consegue ser detectado
(THRALL, 2006).
Outros métodos para tipagem sanguínea de cães surgiram baseados em técnicas de
tipagem para humanos que utilizam uma coluna de gel (matriz), as quais estão ligados
anticorpos monoclonais contra o tipo DEA 1.1 (BLAIS & col., 2007).
Atualmente, existem dois anticorpos monoclonais distintos que são utilizados nos
testes de cartão e gel para o grupo DEA 1.1. Os anticorpos policlonais (MSU) necessitam do
reagente de Coombs (anti-imunoglobulina G policlonal) para apresentarem aglutinação
satisfatória (BLAIS & col., 2007).
A tipagem de cartão nos felinos consiste em um cartão com três poços prédeterminados como controle com: solução salina (C), teste paciente tipo A contendo soro felino
anti-A (A) e teste paciente tipo B contendo Triticum vulgaris, uma lectina de germe de trigo, que
induz aglutinação de células tipo B (B) (LACERDA, 2008)
.
Figura 2 – Cartões de Tipagem DMS Laboratories – FONTE: TRHALL, 2006.
6.1.1
Procedimento
Uma gota de salina tamponada (fornecida) é adicionada ao reagente seco do cartão e
uma gota de sangue total obtida em EDTA é adicionada e misturada por meio de rotação do
cartão. A constatação macroscópica de aglutinação indica qual o tipo sanguíneo da amostra
(THRALL, 2006).
6.2
Tipagem em Tubo
Este método de tipagem foi desenvolvido por pesquisadores japoneses, onde há a
utilização de anticorpos monoclonais (hemaglutinação em tubo). Contudo, este método ainda
não é padronizado e não foram feitos estudos comparativos que estabelecessem com sucesso
a relação entre os anticorpos utilizados pelos pesquisadores japoneses e os demais reagentes
reconhecidos internacionalmente. Este método utiliza quatro tipos de anticorpos monoclonais,
classificando os antígenos caninos da seguinte forma: A, B, D e E (GIGER & col., 2005).
Recentemente em um estudo, GIGER & col. (2005), compararam os métodos de tipagem
disponíveis comercialmente nos Estados Unidos da América (USA). Ao comparar os reagentes
internacionalmente reconhecidos do sistema DEA (produzidos pela MSU) e os sugeridos pelos
pesquisadores japoneses, encontraram correlação apenas entre o tipo DEA 3 e o tipo A do
sistema japonês. Os outros tipos sanguíneos aparentemente não demonstraram nenhuma
correlação entre si. Ainda neste mesmo estudo, concluiu-se que há correlação satisfatória entre
os diferentes métodos de tipagem em relação ao tipo sanguíneo DEA 1.1 (GIGER & col.,
2005).
O método do tubo é utilizado para pesquisa dos tipos sanguíneos DEA 1.1 e DEA 1.2
(DEA 1.2,2) em cães. Prefere-se utilizar o sangue total obtido em EDTA, mas o sangue
coagulado também pode ser usado, tendo o cuidado de remover quaisquer agregados de
células com a ajuda de um aplicador. A amostra deve ser obtida recentemente e livre de
hemólise (THRALL, 2006).
Já nos felinos utilizamos um tubo controle (C), tubo contendo anti-A (A) e um tubo
contendo anti-B (B) preparada com Triticum vulgaris (lectina) (LACERDA, 2008).
6.2.1
Procedimento
Segundo ESTEVES (2008), no canino testado devem ser identificados dois tubos (tubo
1 e tubo 2), onde serão adicionados 50µl de PBS a 0,9% (solução de salina tamponada) no
tubo 1 e 50µl de anti-DEA 1.X no tubo 2, seguido do acréscimo de 50µl de suspensão de
hemácias a 5% em cada tubo. Após incubação durante 15 minutos a 37°C, e realizada
centrifugação a 2.250 g, durante 15 segundos, procede-se a leitura para a reação de
aglutinação.
No estudo de ESTEVES (2008), todas as reações negativas foram submetidas a três
lavagens com PBS (1 ml), obedecendo mesmo esquema de centrifugação descrito acima e,
após estas lavagens, retirou-se o sobrenadante (PBS) e foi acrescentado 50µl do reagente de
Coombs canino (antisoro de cabra anti IgG, anti IgM, anti C3 canino; Washington, USA) para
realização do teste da antiglobulina direta. O resultado obtido só foi considerado definitivo após
a realização do teste de Coombs (ESTEVES, 2008).
Já segundo THRALL (2006), o procedimento a ser seguido seria identificar dois tubos
para cada amostra a ser testada, além de um tubo identificado com a letra C (para controle) e
outro tubo identificado com a letra D (DEA 1.1,2) onde serão adicionadas duas gotas da
suspensão de hemácias lavadas a 4%, em cada tubo, seguidamente, adicionar duas gotas de
PBS a 0,9% ao tubo controle e adicionar duas gotas do anti-soro DEA 1.1,2 ao tubo D. Agitar
vigorosamente o tubo e, em seguida, incubar a 37°C, durante 15 minutos, após centrifugar os
tubos em 3.400 RPM, por 15 segundos.
Depois é só observar o sobrenadante para verificar se houve algum grau de hemólise,
deve-se agitar cuidadosamente o tubo, pesquisando aglutinação macro e microscópica
(THRALL, 2006).
Assim como ocorreu a tipagem para DEA 1.1,2, o estudo de ESTEVES (2008), também
fez o mesmo procedimento para detectar anti-DEA 3, 4, 5 e 7.
Segundo LACERDA (2008), centrifuga-se as amostras de sangue com EDTA, para a
separação do plasma, capa leucocitária e eritrócitos e, apenas este último é utilizado, onde são
feitas três lavagens consecutivas com PBS (tampão fosfato-pH 7,2), centrifugação a 3.500
RPM durante 5 minutos. Após a última lavagem, foi preparada uma suspensão de hemácias a
5% (50 ml do concentrado de hemácias diluídos em 950 ml de PBS). Em seguida, foi colocado
50 ml de PBS (tubo C- controle), 50 ml do soro anti-A (tubo A) e 50 ml da solução anti-B
preparada com a lectina (tubo B) foram colocados em três tubos diferentes e 25 ml das
hemácias lavadas foram colocadas em cada tubo e em seguida homogeneizados. Faz-se uma
incubação à temperatura ambiente durante 15 minutos e depois esses tubos são centrifugados
durante 15 segundos a 3.500 RPM, onde finalmente ressuspendem-se as células e faz a
observação de aglutinação.
7
Teste de Coombs
Em 1945, Coombs, Mourant e Race demonstraram que, sensibilizando-se animais
(cabras ou coelhos) com injeções de imunoglobulinas humanas, haveria produção de
anticorpos contra as frações Fc dessas imunoglobulinas (GIRELLO & KÜHN, 2002).
Na medicina veterinária, o teste de Coombs (anti-imunoglobulina G policlonal) ou Teste
da Antiglobulina Direta (TAD) é utilizado para demonstrar a presença de anticorpos ligados à
membrana das hemácias sensibilizadas in vivo, como ocorre em reações transfusionais ou
auto-anticorpos como ocorre em casos de Anemia hemolítica auto-imune (AHAI) ou na Doença
de aglutinina fria (CHAD) (REID & WESTHOFF, 2003). No caso de pacientes com AHAI ocorre
reconhecimento de auto-anticorpos ou complemento (C3) presentes na membrana (DAY & col.,
1999).
A aglutinação indireta ou Teste da antiglobulina indireta (TAI ou Coombs indireto) é
utilizado para pesquisar a presença de anticorpos no soro/plasma. Esse teste é realizado para
pesquisa e identificação de anticorpos irregulares, tipagem sanguínea e testes de
compatibilidade pré- transfusional (Crossmatching) (REID & WESTHOFF, 2003; GIRELLO &
KÜHN, 2002). Na tipagem sanguínea, o reagente reconhece os anticorpos (do antisoro) ligados
aos antígenos de superfície do eritrócito (REID & WESTHOFF, 2003).
8 Princípios Gerais e Indicações Transfusionais
Os animais não devem ser submetidos à transfusão sanguínea sem antes realizar
tipagem sanguínea e/ou reação cruzada entre o receptor e o doador, com o intuito de minimizar
o risco de reação transfusional. Além disso, a menor sobrevida de células transfundidas
erroneamente resulta em uma terapia ineficaz (THRALL, 2006).
A maioria das transfusões é realizada visando-se fornecer hemácias viáveis para
aumentar a capacidade de transporte de oxigênio do paciente anêmico (NOVAIS, 2004). A
anemia pode ser Causada por hemorragia, distúrbio medular, eritropoiese ineficaz, anemia
hemolítica auto-imune e neoplasia (NOVAIS, 2004; THRALL, 2006).
A transfusão sangüínea não é livre de risco, portanto, deve ser realizada apenas
quando for justificada, além disso, os proprietários devem ser questionados a respeito de
qualquer histórico de hemoterapia anterior, pois uma transfusão prévia justifica o teste de
reação cruzada (THRALL, 2006).
Os animais devem ser submetidos ao exame clínico individual. Uma regra prática para
tratar pacientes anêmicos, é fazer a transfusão quando o hematócrito for inferior a 10 a 15%
em cães e 10 a 12% nos gatos. Mas, em animais com anemia aguda, a transfusão é
necessária, mesmo que o hematócrito não reduza a menos de 15% ou 12 %, ao contrário do
que ocorre nos casos de anemia crônica (THRALL, 2006).
Outras causas de indicações para transfusão sanguínea incluem hipovolemia,
disfunções plaquetárias, deficiência de fatores da coagulação e hipoproteinemia (NOVAIS,
2004; THRALL, 2006).
9 Seleção de Doadores
Todos os potenciais doadores caninos devem ser adultos (1 a 8 anos) e vacinados,
pesar mais de 25 quilos, ter hematócrito superior a 40%, e os potenciais doadores felinos
devem pesar no mínimo 4 Kg e ter hematócrito de 35%, todos devem estar clinicamente sadios
e não possuir histórico de endocrinopatias, doenças imuno-mediadas, disfunção neurológica,
infecções recorrentes ou doença cardíaca (NOVAIS, 2004).
Os doadores deverão passar por exame físico de rotina, bem como exames
hematológicos e bioquímicos do soro (THRALL, 2006). Os gatos domésticos são os preferidos
como doadores por possuírem alta incidência do sangue tipo A, além disso, estes animais
devem ser negativos para toxoplasmose, micoplasmose,dirofilariose, FeLV, FIV e FAIDS
(NOVAIS, 2004).
Cães podem doar de 13 a 20 ml de sangue/Kg os gatos podem doar 15 ml/Kg de peso
corporal, em intervalos de três a quatro semanas (NOVAIS, 2004; THRALL, 2006).
Além disso, os doadores devem ser negativos a Hematozoários, Tripanossomíase,
Erliquiose, Doença de Lyme, Dirofilariose, Leishmaniose e Brucelose (GONÇA LVES, 2009;
NOVAIS, 2004; THRALL, 2006).
Devem ainda ser negativos para o grupo DEA 1 (subgrupos 1.1 e 1.2) e não terem
sofrido transfusões prévias. Os greyhounds são preferidos como doadores devido ao seu porte
grande, personalidade dócil, facilidade de punção da jugular, hematócrito alto e alta incidência
de “doadores universais” (tipo DEA 4) (NOVAIS, 2004).
Os doadores não devem ser sedados com acepromazina, pois esse medicamento
interfere na função plaquetária. Esses animais devem ser submetidos à sangria menos de uma
vez por mês para evitar deficiência de ferro, receber alimentação adequada e ferro suplementar
por via oral (THRALL, 2006).
9.1 Coleta do Sangue Total em Cães
Para iniciar a colheita é necessário ter em mãos a bolsa de transfusão (única, dupla ou
tripla), balança de cozinha, pinça hemostática, tesoura, algodão e álcool iodado e material para
tricotomia (NOVAIS, 2004).
9.1.1
Procedimento
Utilizar a bolsa dupla se desejar usar duas unidades contendo 250 ml de sangue total
em cada uma delas ou se preferir fracionar o sangue, obtendo uma bolsa com papa de
hemácias e outra com plasma fresco. Não esquecendo de que o anticoagulante contido na
bolsa (63 ml de CPDA1) é adequado para a coleta de aproximadamente 480 ml de sangue.
Caso precisar coletar menor volume, não se esquecer de retirar o excesso de CPDA1
(NOVAIS, 2004).
Ainda segundo NOVAIS (2004), deve-se posicionar o animal em decúbito lateral e, se
necessário, tranqüilizá-lo utilizando Vallium (0,5 mg/kg) e Ketamina (5mg/kg), associando-os
numa mesma seringa por via intra-venosa (IV). Fazer a tricotomia da área a ser puncionada e a
devida anti-sepsia do local com álcool iodado. Após isso, posiciona-se a bolsa vazia sobre a
balança para poder zerá-la, colocar uma pinça hemostática a aproximadamente 15cm da
agulha de punção, pedindo a ajuda de um auxiliar para fazer o garrote no animal (este garrote
deve ser mantido durante toda a coleta), então, introduz-se a agulha com o bisel voltado para
cima e deve-se evitar mexer muito a agulha ou fazer mais de uma tentativa, pois, pode ocorrer
perda de plaquetas e formação de coágulos. Então, retira-se a pinça hemostática e o sangue
deve fluir facilmente pelo tubo de sangria e preencher a bolsa, mexendo sempre a bolsa
gentilmente com intervalos de 15 segundos. E por fim, quando a balança marcar 480g
(equivalente a 450 ml de sangue) deve-se liberar o garrote sobre a veia, interrompendo o fluxo
de sangue novamente com a pinça hemostática a aproximadamente 15cm da agulha, remover
a agulha e pressionar o local de punção por 1 minuto ou até parar o sangramento. Então retirase a pinça hemostática, para que o sangue possa fluir pelo tubo de sangria até
aproximadamente 10 cm da bolsa, recolocando então a pinça hemostática. Fechar o tubo (com
clipes próprios ou selador térmico ou com dois nós), cortando-o no intervalo entre os nós,
desprezando o restante do tubo, juntamente com a seringa.
Não esquecer de identificar as bolsas com a data da coleta e de expiração, nome do
doador, número de identificação, tipo de sangue (se realizado a tipagem) e peso da bolsa
(NOVAIS, 2004).
9.2
Coleta de Sangue Total em Gatos
Segundo NOVAIS (2004), para iniciar a coleta deve-se ter em mãos, seringa esterelizada
(60ml),
escalpe
nº19,
10
ml
de
ACD
ou
CPDA-1,
Oximorfone/Acepromazina
ou
Ketamina/Diazepan, além de algodão e álcool.
9.2.1
Procedimento
Fazer a sedação do animal por via IV (não usar a veia jugular) e logo após a tricotomia
da área medial do pescoço (5x5 cm) para se obter a exposição da veia jugular (NOVAIS,
2004).
Colocar 10ml do anticoagulante na seringa de 60ml e logo após a anti-sepsia do local com
álcool, com a ajuda de um assistente faz-se o garrote da veia jugular e puncione-a com o
escalpe nº19, sendo que o sangue deve fluir do escalpe para o interior da seringa facilmente,
não esquecendo de fazer movimentos circulares suaves com a seringa para que ocorra a
mistura do sangue com o anticoagulante, coletar 50ml de sangue (NOVAIS, 2004).
Uma observação importante, é saber que a associação do sangue retirado com a
utilização dos sedativos podem ocasionar queda de pressão do doador, sendo necessário a
administração de solução salina por via IV (na dose de 2 a 3ml de salina para cada ml de
sangue retirado) (NOVAIS, 2004).
10
Anticoagulantes
O citrato-fosfato-dextrose-adenina (CPDA1) é o melhor anticoagulante porque mantém
teores mais elevados de 2,3-difosfoglicerato (2,3-DPG) e trifosfato de adenosina (ATP).
Quando obtido em CPDA1, o sangue pode ser armazenado por 35 dias, já o ácido-citratodextrose (ACD) permite armazená-lo por 21 dias, quando se utiliza um desses dois, adicionase 1 ml de anticoagulante para cada 7 ml de sangue (THRALL, 2006).
A heparina ativa as plaquetas, não sendo recomendada para coleta de sangue, caso seja
utilizada como anticoagulante (625 U para cada 50ml de sangue), este sangue deve ser
utilizado imediatamente (THRALL, 2006).
Segundo NOVAIS (2004), a heparina e o citrato de sódio a 3,8% (1ml/9ml de sangue)
como anticoagulantes devem ser utilizados num período máximo de 12 horas, pois eles não
possuem capacidade de preservação.
As soluções aditivas (AS-1; AS-3 Nutricel; AS-5 Optisol) podem ser adicionadas à papa de
hemácias após a remoção do plasma, para aumentar sua viabilidade, pois contém grande
quantidade de dextrose e adenina para o metabolismo energético dos eritrócitos. Acredita-se
que podem aumentar a vida média das hemácias para 37 dias (NOVAIS, 2004).
Segundo THRALL (2006), a solução de Ringer lactato provoca quelação do cálcio pelo
citrato e conseqüente formação de coágulo. Dextrose diluída em fluídos ocasiona tumefação e
hemólise, enquanto fluídos hipotônicos causam lise de hemácias. Além disso, a aplicação de
anticoagulantes que contenham citrato não diluído pode provocar parada cardíaca.
11 Administração
O sangue a ser administrado através de um sistema de filtro (170 a 200 µm) para
minimizar a infusão de microagregados de plaquetas, leucócitos, gordura e êmbolos. O sangue
deve preencher a câmara acima do nível do filtro, para evitar danos às células. Para neonatos,
deve-se utilizar filtro de linha de 18 a 20 µm, pois os microagregados que passarem pelo filtro
convencional podem causar problemas (NOVAIS, 2004; THRALL, 2006).
Para evitar a hipotermia, deve-se aquecer o sangue a uma temperatura não superior a
37° C, antes da administração, pois temperaturas mais elevadas provocam hemólise e
inativação de fatores de coagulação. O sangue é aplicado por via intravenosa utilizando-se
aparato que contém solução salina a 0,9% (soro fisiológico). A solução de Ringer-lactato,
dextrose a 5% diluída em água e solução salina hipotônica são contra-indicadas, pois a
solução de ringer-lactato provoca a quelação de cálcio pelo citrato e consequentemente
formação de coágulos; já a dextrose diluída em fluídos ocasiona tumefação e hemólise,
enquanto fluídos hipotônicos causam lise de hemácias; a aplicação que contém citrato nãodiluído pode provocar parada cardíaca (THRALL, 2006).
Já segundo NOVAIS (2004), o sangue total estocado, o plasma fresco congelado (FFP)
e o plasma congelado (FP) devem ser aquecidos a 37°C, em Banho-Maria. Entretanto, o calor
excessivo não deve ser usado para acelerar o aquecimento do sangue, pois ocorre
precipitação do fibrinogênio e as hemácias sofrem hemólise se forem aquecidas a 50°C. Além
disso, também ocorre auto-aglutinação se a temperatura exceder 45°C. Após aquecimento a
bolsa não deve retornar à refrigeração devido à possibilidade de proliferação bacteriana. O
sangue total fresco e o plasma rico em plaquetas devem ser mantidos à temperatura ambiente,
enquanto à papa de hemácias e o crioprecipitado recomenda-se a adição de 10-50ml de
solução de salina morna e a homogeneização durante 2-3 minutos.
A administração dos componentes do sangue é feita preferencialmente através das
veias cefálica e jugular. Mas, em pacientes recém-nascidos pode-se infundir através da
cavidade medular do fêmur, a qual permite que 95% das células penetrem na circulação em 5
minutos. Com uma estimativa simples, considera-se que 10ml de concentrado de hemácias/kg
ou 20ml de sangue total/kg aumentem o hematócrito em até 10%, caso o volume globular do
doador seja de 40% em cães , na maioria das vezes em pacientes anêmicos, o objetivo é
atingir um hematócrito pós-transfusional de 25 a 30% em cães e 15 a 20% em gatos (NOVAIS,
2004; THRALL, 2006).
Em geral, as hemácias compatíveis transfundidas sobrevivem por, no mínimo, 21 dias após
a primeira transfusão (THRALL, 2006).
11.1
Volume de sangue a ser infundido
Segundo THRALL (2006), a taxa de transfusão sanguínea intravenosa não deve exceder a
10 ml/kg/h; no entanto, é necessário avaliar cada paciente individualmente para estabelecer a
taxa de infusão apropriada, pois em paciente hipovolêmicos a taxa de infusão é de 20 ml/kg/h,
já em paciente cardiopatas a taxa pode ser de 2-5 ml/kg/h (THRALL, 2006).
A quantidade a ser transfundida é determinada em função do peso corporal do paciente, do
volume sanguíneo estimado, do hematócrito do receptor do doador e do objetivo do tratamento,
para calcular a quantidade de volume a ser infundido usamos a regra abaixo:
(Peso do receptor em kg x n) x (HT desejado – HT do receptor)
HT do doador
Sendo n = 90 (para cães)
n = 70 (para gatos)
Na prática é usado 30 ml/kg (NOVAIS, 2004).
11.2 Velocidade
A infusão muito rápida de sangue ou plasma pode causar sobrecarga circulatória e
insuficiência cardíaca. A taxa de transfusão sanguínea intravenosa não deve exceder a 10
ml/kg/h, mas a velocidade a ser transfundida depende da situação clínica do animal (THRALL,
2006; NOVAIS, 2004).
Segundo NOVAIS (2004), nos casos de hemorragia maciça aguda, a velocidade pode
ser alta (22 ml/kg/h). Contudo, em pacientes de pequeno porte e cardiopatas a velocidade deve
ser lenta (1 ml/kg/h). Excetuando-se esses casos, aconselha-se uma velocidade inicial de
infusão de 0,25 ml/kg/h durante 30 minutos, enquanto o paciente é cuidadosamente
monitorado para a possibilidade de reação transfusional. Após estes 30 minutos a infusão pode
ser aumentada para 4-5 ml/kg/h, não ultrapassando o limite de 4 horas de transfusão, pois
passando desse tempo os casos de crescimento e contaminação bacteriana são elevados.
11.3 Pré-Medicação
Antes da administração de sangue total, pode ser feita uma pré medicação utilizandose Azium (fosfato sódico de dexametazona; 0,5 mg/kg), Solu-Cortef (succinato sódico de
prednisolona; 1 mg/kg) e/ou Benadryl (hidrocloreto de difenidramina; 0,5 mg/kg). Evitada em
gatos por causar hipotensão, o Benadryl é administrado por via subcutânea, 30 minutos antes
da transfusão.
Deve-se ter em mente que a utilização de pré-medicação pode levar a uma falsa
sensação de segurança, o que não deve ser usado como substituto para os métodos
adequados de reação cruzada e tipagem sanguínea pré-transfusionais. Além disso, os dados
de literatura afirmam que as reações transfusionais hemolíticas não são suprimidas através do
uso de corticosteróides e anti-histamínicos (NOVAIS, 2004).
12 Monitoramento do paciente
Todos os pacientes que estão recebendo transfusão devem ser cuidadosamente
monitorados. As alterações no estado clínico do paciente podem sinalizar para o aparecimento
de um problema. Nesse caso a transfusão deve ser suspensa imediatamente, enquanto se
analisa a situação tentando determinar a possível causa (NOVAIS, 2004). Além disso, deve-se
administrar fluídos, terapia imunossupressora e suporte terapêutico para combater os sintomas
como, febre, emêse, tremores, etc. (GIGER & col., 1995).
As aferições de temperatura, coloração de mucosas, tempo de preenchimento capilar
(TPR), pulso e freqüência respiratória devem ser feitas antes do início da transfusão e aos 15,
30 e 60 minutos. Ainda, em casos de anemia, os valores de hematócrito e proteínas
plasmáticas totais (TPP) devem ser obtidos antes da transfusão e após 1, 24 e 72 horas. Nos
pacientes com coagulopatias, deve-se determinar o tempo de coagulação ativada (ACT) antes
da transfusão e uma hora após o seu término. O mesmo procedimento deve se repetir em
pacientes em paciente trombocitopênicos e hipoproteinêmicos, com relação à contagem de
plaquetas e dosagem de TPP, respectivamente (GIGER & col., 1995; NOVAIS, 2004).
13 Terapia com componentes do sangue
Primeiramente o termo componente destina-se a todos os produtos hemoterápicos
obtidos do sangue total mediante a processamentos físicos (centrifugações, congelamentos
diferenciais e ambos). Já os hemoderivados, são os produtos originados do sangue total ou do
plasma, obtidos através de processos físico-químicos (VERRASTRO e col., 2005).
O fracionamento do sangue e a utilização de seus diversos componentes permite o uso
mais econômico do sangue total e evita a exposição desnecessária do receptor à outros
componentes e antígenos presentes no sangue total do doador.
A terapia com
hemocomponentes sanguíneos tem como objetivo o aumento da capacidade de oxigênio,
reposição de componentes hemostáticos ausentes ou afuncionais, reposição de proteínas para
aumentar a pressão oncótica, reposição de leucócitos e expansão de volume para aumentar a
pressão hidrostática (NOVAIS, 2004).
13.1 Liberação dos produtos
A preparação de componentes sanguíneos com alta qualidade requer muito cuidado e
atenção para os detalhes. Os erros no protocolo podem resultar em contaminação bacteriana,
diminuição da validade dos componentes como certos fatores da coagulação, ou remoção
inadvertida de elementos preciosos como as plaquetas. A preparação dos componentes só
deve ser realizada utilizando-se equipamento adequado e respeitando-se o compromisso com
a qualidade.
Para se iniciar uma transfusão, independente de qual componente será utilizado,
devemos seguir alguns padrões para que ocorra uma transfusão segura e com qualidade,
minimizando ao máximo erros, pois, devemos conferir a requisição do clínico sobre o produto
requerido, identificar corretamente as amostras (data, número de identificação, clínica
destinada), para depois liberar o produto ao seu destino (NOVAIS, 2004; VERRASTRO, 2005).
13.2
Sangue Total
Sangue total fresco é indicado para casos de hemorragia aguda, anemia, distúrbios da
coagulação e trombocitopenia. Já o sangue total armazenado ou estocado é indicado pra
casos de anemia, este fornece hemácias, proteínas plasmáticas e fatores da coagulação
estáveis (II, VII, IX, X), não contendo os fatores da coagulação lábeis (V, VIII, vWF) e nem
plaquetas viáveis. Para se transfundir plaquetas ou fatores da coagulação lábeis, deve-se
deixar o sangue à temperatura ambiente e usá-lo dentro do período máximo de 8 horas
(sangue total fresco) (NOVAIS, 2004; TRHALL, 2006).
As hemácias estocadas por mais de 14 dias podem conter concentrações de amônia
inaceitáveis para alguns pacientes com doença hepática. Além disso, essas hemácias contém
concentrações diminuídas de 2,3-difosfoglicerol (2,3-DPG) e não aliviam imediatamente o
déficit de oxigenação de alguns pacientes anêmicos, necessitando de um período de 24 horas
após a transfusão, até que os níveis de 2,3-DPG voltem à sua normalidade e as hemácias
possam realizar o transporte de oxigênio normalmente (NOVAIS, 2004).
Ainda segundo NOVAIS (2004), o sangue total não oferece vantagem sobre a papa de
hemácias no tratamento da hemorragia aguda, pois nesses casos, a albumina se move do
espaço intersticial para os capilares, promovendo um aumento da pressão oncótica e
substituindo até 50% do volume de sangue perdido. Se o paciente receber mais de uma
unidade de sangue (450 ml ou 474 g) no intervalo de 24 horas, deve-se avaliar a sua
capacidade de hemostasia, pois pode ocorrer a diluição dos fatores da coagulação e
trombocitopenia.
13.3
Concentrado de Hemácias (CH)
O concentrado de hemácias é o resultado do fracionamento do sangue total, através de
centrifugação ou sedimentação por gravidade, com a remoção do plasma e das plaquetas,
possuindo uma concentração (hematócrito) de 75-80% e, por ter esse aumento de viscosidade,
diluímos o concentrado para facilitar a administração, a diluição do concentrado de hemácias é
feita com solução fisiológica a 0,9% aquecida na seguinte proporção: 10 mL de NaCl a 0,9%
para cada 30 a 40 mL de concentrado. Não é necessário submeter a bolsa ao banho-maria
para aquecimento antes de sua administração (GONÇALVES, 2009; NOVAIS, 2004; TRHALL,
2006).
Segundo GONÇALVES (2009), o concentrado de hemácias é indicado para anemias
crônicas normovolêmicas, ou seja, em que não é necessário a administração concomitante de
um expansor de volume como o plasma minimizando assim a ocorrência de reações
tranfusionais não hemolíticas principalmente em pacientes nefropatas e cardiopatas os quais
apresentam limitações ao administrar volumes.
Utilizado no tratamento de pacientes com anemia em decorrência de insuficiência renal
crônica,
hemoparasitoses
(erliquiose,
babesiose),
anemias
hemolíticas,
neoplasias,
hepatopatias dentre outras enfermidades.
O tempo de armazenamento é de 21 dias em refrigeração constante (2 a 6 °C).
Tempo máximo de administração é de até 4 horas.
A quantidade de concentrado de hemácias a ser transfundida equivale à metade do
volume de sangue total calculado (NOVAIS, 2004).
Segundo GONÇALVES (2009), a infusão deve ser feita da seguinte maneira: 0,25
mL/kg/ 1ª meia hora (monitorar reação transfusional); 10 a 20 mL/kg/h nas demais horas em
pacientes normovolêmicos; 2 a 4 mL/kg/h nas demais horas em pacientes nefropatas ou
cardiopatas.
13.4
Plasma Fresco Congelado (PFC)
PFC é o plasma coletado e congelado dentro de um período de 6 horas. Este
componente mantém todos os fatores da coagulação, fornecendo também fibrinogênio, antitrombina III e outras proteínas. Não fornecendo plaquetas (NOVAIS, 2004).
Indicado no tratamento de coagulopatias (hereditárias, síndromes paraneoplásicas,
hepatopatias, dicumarínicos, Coagulação intravascular disseminada (CID), hemofilia A e B
(fatores VIII e IX, respectivamente), pancreatites, hipoproteinemias, parvovirose. O PFC é
mantido de –20 a – 30° C, viável por um período de 1 ano ou durante 3 meses em um
congelador comum. Após este período perde-se os fatores V, VIII e de vonWillebrand,
passando a ser chamado de plasma congelado. Antes de sua administração, deve-se submetêlo ao descongelamento em banho-maria com um envoltório plástico para não permitir a entrada
de água na bolsa que é porosa e, se não utilizado imediatamente, deve ser estocado em
geladeira para manter o fator VIII. Após 24 horas de estocagem os fatores da coagulação
perdem sua atividade, alguns autores recomendam a utilização dentro de um período de 4
horas (GONÇALVES, 2009; NOVAIS, 2004; TRHALL, 2006).
A dose recomendada é de 6-10 ml / Kg a cada 8-12 horas, até que a hemorragia seja
controlada. Nos pacientes com CID, a heparina (10U/kg) pode ser pré-incubada com o PFC
descongelado para ativar a anti-trombina III, antes da transfusão, assim como nos pacientes
com doença de vonWillebrand, o PFC pode ser obtido de doadores pré-tratados com Acetato
de Desmopressina (DDAVP), tendo como objetivo o aumento da produção do fator de
vonWillebrand (vWF) (GONÇALVES, 2009; NOVAIS, 2004).
Tempo de administração é de 1 hora, sempre monitorando a transfusão visando a ocorrência
de reações transfusionais.
Pode-se administrar difenidramina (0,5 mg/kg por via subcutânea) ou dexametasona (0,5
a 1 mg/kg por via subcutânea) 15 minutos antes do início da transfusão, desde que a utilização
destas medicações não seja contra - indicada baseada na enfermidade e condições clínicas de
cada paciente (GONÇALVES, 2009).
13.5
Plasma Congelado (FP)
É o plasma coletado e congelado a –18°C dentro de um período superior a 6 horas ou
estocado por tempo superior a 1 ano. Este componente fornece proteínas e mantém os fatores
da coagulação estáveis e dependentes da vitamina K, mas não contém os fatores da
coagulação lábeis ou plaquetas. O FP deve ser estocado a -18°C por até 4 anos. Indicado nos
casos de coagulopatias causadas pela deficiência de vitamina K, hemofilia B, estados
hipovolêmicos, hipoalbuminemias e como substituto do colostro em recém-nascidos
(geralmente na espécie eqüina), para fornecer imunoglobulinas (IgG) (GONÇALVES, 2009).
13.6
Plasma Rico em Plaquetas (PRP) ou Concentrado de Plaquetas (PC)
Este plasma contém plaquetas (aproximadamente 1.000.000 plaquetas/µl), além de
fatores da coagulação e proteínas plasmáticas, sendo obtido através da centrifugação
diferencial do sangue total fresco. O PRP deve ser estocado à temperatura ambiente (25°C)
por até 72 horas, em agitação contínua. O concentrado de plaquetas é preparado através da
centrifugação adicional do PRP. Uma unidade de plasma rico em plaquetas (provenientes de
450 ml de sangue total) deve ser fornecida para cada 10kg. As transfusões podem ser
repetidas a intervalos de 24-48 horas (NOVAIS, 2004).
Indicado no tratamento de trombocitopenia ou trombocitopatia (alteração na função
plaquetária). Existem duas indicações para a transfusão de PC: terapêutica e profilática
(TRHALL, 2006).
A transfusão terapêutica é indicada em trombocitopenia < 50.000 plaquetas/L
acompanhado de sinais e sintomas de sangramento ativo como petéquias, sufusões,
hematoquesia, hematoemese, epistaxe. A transfusão profilática é indicada para prevenir a
ocorrência de sangramentos durante procedimentos cirúrgicos sendo desejável pelo menos
100.000 plaquetas/L no pré operatório ou, ainda, em casos de trombocitopenia severa (<
10.000 plaquetas/L) em que há risco de hemorragia súbita. O tempo de administração deve
ser em torno de 1 hora (FELDMAN & SINK, 2007; GONÇALVES, 2009; NOVAIS, 2004).
13.7 Crioprecipitado (CP)
É a fração que permanece insolúvel após o descongelamento parcial do PFC. Por ser
rico nos fatores VIII e de vonWillebrand. A dose recomendada é de uma bolsa de
crioprecipitado, coletada a partir de 450 ml de sangue total fresco, para cada 10 kg de peso
corporal (NOVAIS, 2004; TRHALL, 2006).
13.8 Leucócitos
Os leucócitos são obtidos através do isolamento da camada branca, após centrifugação
do sangue total. Os granulócitos são viáveis apenas por algumas horas após a transfusão, e os
linfócitos são viáveis por até 21 dias. Entretanto, o benefício das transfusões de granulócitos é
controvertido em vista da disponibilidade atual de antibióticos e fatores de crescimento
hematopoiético (NOVAIS, 2004).
13.9
Preparação de CE e PFC
Após a coleta de 450 ml de sangue total utilizando bolsa dupla, devemos centrifugar o
sangue a 4.000g, durante 5 minutos à 5°C. Utilizando extrator de plasma, quebrar o selo da
bolsa principal, permitindo que o plasma flua para o interior da bolsa satélite, tomando o
cuidado de não contaminá-lo com hemácias. Aproximadamente 50 ml de plasma devem
permanecer na bolsa original, de forma que o hematócrito da papa seja cerca de 80%. A bolsa
satélite deve conter aproximadamente 240 ml ou 245g, após isso, devemos selar o tubo e
rotular as bolsas, escrevendo sempre o nome do produto, a data da coleta, a data de validade
e o nome do profissional que fracionou o produto. Em seguida armazenar o plasma no freezer
(aproximadamente -18°C) e a papa de hemácias na geladeira. Uma recomendação importante
que pode ser usado como prevenção a futuros erros, seria a colocação de um elástico em
torno da bolsa com plasma, no momento em que for colocada no freezer, pois após o
congelamento, retiramos o elástico e permanece na bolsa uma marca ou uma cintura no meio
da bolsa e, caso ocorra um descongelamento acidental (ex: falta de energia), a marca
desaparecerá, alertando assim o técnico (FELDMAN & SINK, 2007; NOVAIS, 2004).
13.10 Preparação de PRP e PC
Após a coleta de 450 ml de sangue total utilizando bolsa tripla, devemos centrifugar o
sangue a 2.000g, durante 3 minutos, a 20-24°C, dentro do período de 6 horas pós-coleta.
Serão utilizadas duas pinças hemostáticas de modo que uma se localize entre a terceira bolsa
e a bolsa principal, e a outra entre a terceira bolsa e a bolsa onde será armazenado o plasma.
Em seguida, o PRP é transferido para a bolsa satélite, utilizando-se o extrator de plasma. Para
preparar o concentrado de plaquetas, o PRP deve ser centrifugado a 5.000 g durante 5
minutos, a 20°C. em seguida, utilizando-se o extrator de plasma, retiramos a pinça ou clipe
entre as bolsas, permitindo que o plasma sobrenadante (PFC), pobre em plaquetas, seja
transferido para a bolsa satélite, deixando um pouco de plasma junto com o CP (35-70 ml). O
PRP ou CP deve ser mantido em agitação (ou rotação) suave constante, à temperatura
ambiente (25°C), até a sua administração, não devendo exceder o período de 72 horas (o ideal
seria entre 8-12 horas) (FELDMAN & SINK, 2007; NOVAIS, 2004).
13.11 Preparação de CP, FP e CH
Após a coleta de 450 ml de sangue total utilizando bolsa tripla, devemos centrifugar o
sangue a 5.000g, durante 5 minutos à 5°C. Serão utilizadas duas pinças hemostáticas de modo
que uma se localize entre a terceira bolsa e a bolsa principal, e a outra entre a terceira bolsa e
a bolsa onde será armazenado o plasma. Utilizando extrator de plasma, quebrar o selo da
bolsa principal, permitindo que o plasma flua para o interior da bolsa satélite, tomando o
cuidado de não contaminá-lo com hemácias. Devemos selar o tubo conector entre a bolsa
principal e a bolsa com plasma, separando a bolsa com CH, a qual deverá ser rotulada e
guardada em geladeira. Manter a pinça fechando o tubo conector entre a bolsa de plasma e a
terceira bolsa, ou utilize os clipes seladores (nunca cortar o tubo!). colocar as bolsas no freezer,
lembrando-se do período de 6 horas entre a coleta e o congelamento. Após o congelamento
total do plasma, retire as bolsas do freezer e deixe o plasma descongelando em geladeira.
Após 18-24 horas, ou após o descongelamento completo, centrifugar a 5.000 g durante 5
minutos, a 5°C. Utilizando o extrator de plasma, retirar a pinça ou clipe entre as bolsas,
permitindo que o plasma flua para o interior das outra bolsa, deixando apenas um volume de
10-15 ml junto com o crioprecipitado, o qual permanecerá na segunda bolsa, por fim, selar o
tubo conector, separando as duas bolsas, rotula-se as bolsas e armazene-as no freezer
(aproximadamente -18°C) (FELDMAN & SINK, 2007; NOVAIS, 2004).
COMPONENTE
INDICAÇÃO
ADMINISTRAÇÃO
Sangue total fresco
Anemia, disfunção hemostática,
coagulopatia
cada 20 ml/kg eleva 10% o Ht
Sangue total estocado
Anemia
cada 20 ml/kg eleva 10% o Ht
Concentrado de hemácias
Anemia
cada 10 ml/kg eleva 10% o Ht
Plasma fresco congelado
Coagulopatia, expansão aguda de volume,
pancreatite, hipoproteinemia
10 ml/kg, repetir se necessário
Concentrado de plaquetas
Trombocitopenia/patia
1U/10 Kg
Tabela 2- Componentes sanguíneos: indicação e administração – GONÇALVES, 2009.
14
Complicações ou Reações Transfusionais
FELDMAN (1999) definiu reação transfusional de uma forma muito simples, onde afirma
que a reação é indicativo de que o “produto administrado não está atuando como deveria,
causando assim, problemas e prejudicando ainda mais o paciente debilitado”.
Segundo NOVAIS (2004), as reações transfusionais podem ser classificadas em
imediatas e tardias, imuno-mediadas ou não. Diferentemente dos humanos e felinos, os cães
raramente possuem anticorpos naturais e, por isso, as reações transfusionais agudas
geralmente são causadas pela sensibilização do receptor em uma transfusão incompatível
anterior.
As hemácias do tipo DEA 1.1 transfundidas em um paciente negativo sensibilizado
possuem uma vida média muito curta, demonstrou-se que 84% dessas células desaparecem
da circulação em 10 minutos, resultando em hemólise intravascular aguda (reações imediatas),
com hemoglobinemia e hemoglobinúria. A liberação de substâncias tromboplásticas pode
ocasionar coagulopatia intravascular disseminada. Pode haver hipotensão e choque
secundário à liberação de substâncias vasoativas, insuficiência renal aguda e morte
(FELDMAN & SINK, 2007; GONÇALVES, 2009; NOVAIS, 2004; TRHALL, 2006).
As reações tardias podem ocorrer, à medida que anticorpos são produzidos em um
paciente sensibilizado, levando a fagocitose das hemácias em um período de 3 a 21 dias.
Geralmente o animal permanece assintomático exceto pela anemia, devida a rápida queda no
hematócrito, e pelo aparecimento de icterícia, devido a hemólise extravascular, ou seja, nas
reações tardias temos a diminuição do hematócrito dois dias a duas semanas após a
transfusão, sendo mais comum em cães previamente transfundidos, com título de anticorpos
muito baixo para ser detectado no teste de reação cruzada. Neste tipo de reação tardia não se
é observada hemoglobinemia e nem hemoglobinúria, mas, no entanto, hiperbilirrubinemia e
bilirrubinúria podem ser oriundos de hemólise extravascular (FELDMAN & SINK, 2007;
GONÇALVES, 2009; MORRISSEY, 2000; NOVAIS, 2004; TRHALL, 2006).
Em cães, a primeira transfusão sanguínea pode ser segura independentemente do tipo
sanguíneo do doador, porque não há aloanticorpos contra os antígenos eritrocitários 1.1 e 1.2.
no entanto, pode ocorrer sensibilização do receptor aos antígenos imunogênicos, como 1.1, 1.2
e 7, além de outros, resultando em menor sobrevida das células transfundidas durante a
primeira transfusão e conseqüente predisposição à reação transfusional grave. Ainda em cães,
o antígeno mais potente, DEA 1.1, induz à reação mais grave (FELDMAN & SINK, 2007;
GONÇALVES, 2009; NOVAIS, 2004; TRHALL, 2006).
As complicações possivelmente não relacionadas à reação antígeno-anticorpo
eritrocitário são febre, sintomas alérgicos, sobrecarga circulatória, intoxicação por citrato,
intoxicação por amônia e infecção.
A febre é uma complicação muito comum e pode ser causada por fatores infecciosos,
imunológicos e hemolíticos. A febre imuno-mediada é provocada pela destruição de leucócitos
ou plaquetas do doador devido à ligação de anticorpos do receptor, seguida por uma liberação
intravascular de pirógenos como a interleucina-1 (IL-1), sendo geralmente um fenômeno autolimitante, além disso, a ligação dos anticorpos com os leucócitos pode ativar o sistema
complemento, levando a sintomas respiratórios mais graves e ao choque. Uma reação febril
aguda pode acontecer se o sangue sofrer contaminação bacteriana, provocando septicemia no
paciente. Como a resposta febril pode ser o primeiro sinal clínico de uma reação mais grave,
esta sempre deve ser levada a sério com a imediata interrupção da transfusão, a qual poderá
ser retomada sob cuidadoso monitoramento, se as causas como septicemia ou hemólise aguda
forem excluídas (FELDMAN & SINK, 2007; GONÇALVES, 2009; NOVAIS, 2004; TRHALL,
2006; VERRASTRO e col., 2005).
Estudos recentes em humanos atribuem a Antígenos de Histocompatibilidade Menor
(mHAs) a responsabilidade por reações transfusionais tardias. Trata-se de peptídeos
polimórficos apresentados através do Sistema de Histocompatibilidade Principal (MHC)
desencadeando respostas celulares específicas (células T). Esses antígenos eritrocitários são
apresentados pelo MHC classe I às células apresentadoras de antígeno (APC) do receptor,
estimulando células T e, conseqüentemente resposta imune. Foi proposto que transfusões
crônicas imunizam o receptor contra múltiplos antígenos do doador, contribuindo também para
a rejeição de células na medula e outros órgãos. Há indícios também de que os principais
responsáveis pelo desencadeamento destas respostas seriam leucócitos presentes em
unidades de células vermelhas, o que leva a necessidade de que estas unidades sejam
leucorreduzidas (ZIMRING e col., 2006).
O aparecimento de urticárias ou angioedema está relacionado com as reações de
hipersensibilidade tipo I mediadas por anticorpos IgE ou reações anafilactóides, as quais se
assemelham às respostas do tipo alérgico, porém não são mediadas pela interação IgEmastócitos, mas sim pelo sistema cinina, levando à produção de aminas vasoativas. Estas
reações ocorrem devido à presença de fatores de contato no plasma do doador. Se o paciente
não apresentar febre, a velocidade de infusão deve ser reduzida e, em seguida, faz-se a
administração de anti-histamínico (2-4mg/kg de difenidramina) e/ou corticosteróide (0,5-1,0
mg/kg de dexametasona) por via intramuscular (IM). Se o tratamento for eficaz, a velocidade de
Principais reações transfusionais
infusão poderá ser reinstituída após 15 minutos. Alguns casos podem desenvolver uma
síndrome de dificuldade respiratória aguda, sendo necessária uma terapia mais agressiva com
a administração de altas doses de dexametasona (4-6 mg/kg) e epinefrina (0,01 mg/kg) por via
intra venosa (IV) (FELDMAN & SINK, 2007; GONÇALVES, 2009; NOVAIS, 2004; TRHALL,
2006).
A sobrecarga circulatória é uma importante seqüela da transfusão de sangue total,
principalmente em pacientes com comprometimento cardiovascular. Esta sobrecarga ocorre
devido à infusão demasiadamente rápida do sangue, podendo ocasionar edema pulmonar com
sintomas clínicos de inquietação, dispnéia, tosse, taquicardia, cianose e vômito. Neste caso, a
transfusão deve ser interrompida e um diurético (2-8 mg/kg de furosemida por via IV) deve ser
administrado (FELDMAN & SINK, 2007; GONÇALVES, 2009; NOVAIS, 2004; TRHALL, 2006).
A intoxicação por citrato pode resultar em redução aguda no teor de cálcio sérico
ionizado, apesar de ser um problema raro que acontece se o sangue for administrado muito
rapidamente ou se a quantidade de anticoagulante na bolsa for excessiva. Os animais com
desvios porto-sitêmicos, doença hepática grave ou hipotermia metabolizam o citrato mais
lentamente e estão sob risco de toxicidade. Os sintomas como tremores musculares e as
alterações no eletrocardiograma (ECG) estão relacionados com a hipocalcemia. Pode-se
reverter o quadro se a transfusão for interrompida durante 15 minutos e reinstituída de forma
mais lenta e, se necessário pode-se administrar gluconato de cálcio a 10% (FELDMAN & SINK,
2007; GONÇALVES, 2009; NOVAIS, 2004; TRHALL, 2006; VERRASTRO e col., 2005).
Pode ocorrer intoxicação por amônia após estocagem prolongada do sangue, pois seu
teor aumenta ao longo do tempo. Os pacientes com doenças hepáticas graves ou desvios
poto-sistêmicos podem desenvolver quadro de encefalopatia hepática. Nestes casos, podemos
fazer uso de hemácias lavadas em solução salina, caso o sangue fresco não esteja disponível
(FELDMAN & SINK, 2007; GONÇALVES, 2009; NOVAIS, 2004; TRHALL, 2006; VERRASTRO
e col., 2005). Durante a transfusão sangüínea, as infecções por parasitas e vírus, bem como a
contaminação do sangue estocado, representam sério risco. Por isso a importância de medidas
sanitárias adequadas no uso do sangue e de seus hemocomponentes (THRALL, 2006).
Reação
Transfusional
Reação
anafilactóide
Sobrecarga
circulatória
Causas
Infusão rápida
Degranulação de
mastócitos
Administração de
volume excessivo
de sangue total ou
hemocomponente
Manifestações
Clínicas
Urticária, angioedema,
dispnéia
Taquipnéia
Bradicardia
Edema pulmonar
Tratamento
Interromper a transfusão
Administrar epinefrina
(IV), anti-histamínicos (SC
ou IM) e corticóides (IV)
Interromper a transfusão
Diuréticos
Optar por concentrado de
hemácias em pacientes
nefropatas ou cardiopatas
Contaminação
Sangue total ou
Taquipnéia,Taquicardia Interromper a transfusão
microbiana
hemocomponentes
Coletar amostras de
Febre,Emese
contaminados com
sangue das bolsas e do
Choque, Colapso
bactérias ou
receptor para cultura
fungos
ATB e fluidoterapia IV
Depressão
Administração de
Tremores Arritmias
Interromper a transfusão
produtos
Choque
Administrar fluidos
Hipotermia
sanguíneos frios
Parada
aquecidos
(grandes volumes,
cardiorrespiratória
Aquecer o paciente
pacientes
durante a transfusão
pequenos e
anestesiados)
Intoxicação
Administração de
Sinais e sintomas de
Administrar gluconato de
por citrato
grandes volumes
hipocalcemia:
cálcio a 10% (1 mg/kg/IV,
(anticoagulante
de produtos
tremores, febre,
lentamente)
da bolsa)
sanguíneos
arritmias cardíacas,
Monitorar com ECG
emese, convulsões
Transfusões de
sangue
Aumento da
total para
viscosidade sanguínea
Policitemia
Flebotomia (20 mL/kg)
tratamento de
Trombose
doenças
Isquemia
hemostáticas (sem
anemia
concomitante)
Tabela 3 – Principais reações transfusionais – GONÇALVES, 2009.
15
Auto-transfusão, Doação Autóloga, Hemodiluição
A auto-transfusão é considerada quando o paciente está apresentando hemorragia no
interior das cavidades corporais. O sangue acumulado é coletado e devolvido ao paciente. Este
tipo de procedimento é contra-indicado se a hemorragia for causada por um processo
infeccioso (ex: úlcera gástrica perfurada com hemorragia e peritonite associadas) ou neoplasia
(e: ruptura de hemangiossarcoma). O sangue é colhido através de toraco ou peritoniocentese
em uma seringa grande ou em bolsa. Deve-se usar anticoagulante em caso de hemorragia
ativa. Se a hemorragia tiver ocorrido há mais de 2 horas, o sangue acumulado estará
defibrinado e não será necessário utilizar anticoagulante. Além disso, sangue deve passar por
filtro durante a coleta e também durante a infusão (NOVAIS, 2004).
A doação autóloga ocorre quando o próprio paciente doa o sangue, antes de uma
cirurgia eletiva, recebendo-o durante a cirurgia, se necessário. A principal vantagem é a
segurança. A doação deve ocorrer pelo menos sete dias antes da data prevista para a cirurgia
(NOVAIS, 2004; VERRASTRO e col., 2005).
A hemodiluição se refere à remoção do sangue imediatamente antes ou após a indução
da anestesia. Durante a remoção do sangue, a normovolemia é mantida através da infusão de
soluções eletrolíticas balanceadas (3ml/ml de sangue removido). O sangue do paciente é
reinfundido quando necessário. A vantagem deste procedimento é que ele resulta em uma
menor perda relativa de hemácias durante a cirurgia, diminui a viscosidade do sangue,
aumenta a perfusão e oxigenação teciduais e, obviamente, promove a disponibilidade de
sangue total fresco. A desvantagem está no fato de ainda não ter sido determinado um limite
inferior seguro para o hematócrito, após a diluição (NOVAIS, 2004).
16
Conclusão
Reconhecer que a medicina transfusional veterinária é de grande importância para a
área de clínica médica e para a pesquisa é essencial, pois, este tema tem gerado novos
conhecimentos sobre os tipos sanguíneos, controle de qualidade, preparação, preservação e
utilização dos hemocomponentes, estudo de doenças associadas e reações transfusionais.
Os animais não devem ser submetidos à transfusão sanguínea sem antes realizar
tipagem sanguínea e/ou reação cruzada entre o receptor e o doador, com o intuito de minimizar
o risco de reação transfusional. Além disso, a menor sobrevida de células transfundidas
erroneamente resulta em uma terapia ineficaz.
A transfusão sangüínea não é livre de risco, portanto, deve ser realizada apenas quando
for justificada, além disso, os proprietários devem ser questionados a respeito de qualquer
histórico de hemoterapia anterior, pois uma transfusão prévia justifica o teste de reação
cruzada.
No Brasil, a medicina veterinária tem procurado melhorar a qualidade de seus
profissionais, investindo em conhecimentos mais aprofundados e chegando ao nível da
especialização, como já se tem visto em outros países.
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