UNIVERSIDADE FEDERAL DA BAHIA
INSTITUTO DE QUÍMICA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM QUÍMICA
Compostos Fenólicos e Terpenos de Myrcia hiemalis e
Myrcia myrtifolia (Myrtaceae)
PAULO DANIEL SILVA
Salvador
2012
UNIVERSIDADE FEDERAL DA BAHIA
INSTITUTO DE QUÍMICA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM QUÍMICA
Compostos Fenólicos e Terpenos de Myrcia hiemalis e Myrcia
myrtifolia (Myrtaceae)
Paulo Daniel Silva
Orientador: Dr. Frederico Guaré Cruz
Tese apresentada ao Colegiado de Pósgraduação em Química, do Instituto de Química,
da Universidade Federal da Bahia, para
obtenção do grau de Doutor em Química, área
de concentração em Química Orgânica.
Salvador
2012
Sistema de Bibliotecas – IQ/UFBA
Silva, Paulo Daniel.
Compostos fenólicos e terpenos de Myrcia hiemalis e Myrcia myrtifolia (Myrtaceae) / Paulo Daniel
Silva . - 2013.
203 f.. : il.
Inclui anexos
Orientador: Prof. Dr. Frederico Guaré Cruz.
Tese (doutorado) - Universidade Federal da Bahia, Instituto de Química, Salvador, 2012.
1. Mirtacea. 2. Fitoquímicos. 3. Flavonoides. 4. Terpenos. I. Cruz, Frederico Guaré. II. Universidade
Federal da Bahia. Instituto de Química. III. Título.
CDD – 583.42
CDU – 547.9
Dedico este trabalho aos meus pais,
Victor e Araci,
minha esposa, Verena,
meus irmãos, Márcio e Gisele,
e avós, Etel e Eva,
por todo carinho e apoio.
iv
AGRADECIMENTOS
Ao Prof. Dr. Frederico Guaré Cruz, pela amizade, confiança e orientação.
À Prof. Maria Lenise da Silva Guedes, pela identificação das espécies Myrcia hiemalis e
Myrcia myrtifolia.
À minha esposa, Verena, pelo apoio, amor e compreensão.
À Elisângela, Isley, Edson e Miquéias pela amizade e contribuições a este trabalho.
Aos colegas dos Laboratórios 104 e 119 pela amizade e valorosos ensinamentos.
Aos colegas e amigos do Departamento de Química Orgânica da UFBA, pela excelente
convivência e ensinamentos.
Aos amigos e colegas do IFBA, especialmente a Edeilza, Rita Cerqueira, Humberto,
Mônica e Walter, pelo apoio e ajuda.
A todos meus amigos que acreditam e confiam em mim.
À CNPq, FAPESB, FINEP e CAPES pelo indispensável auxílio financeiro.
v
SUMÁRIO
LISTA DE TABELAS ...........................................................................................................viii
LISTA DE ESQUEMAS .........................................................................................................ix
LISTA DE FIGURAS .............................................................................................................ix
LISTA DE ESPECTROS .......................................................................................................xi
ABREVIATURAS E SÍMBOLOS ..........................................................................................xx
RESUMO ............................................................................................................................xxii
ABSTRACT .......................................................................................................................xxiii
Capítulo 1 - INTRODUÇÃO ...................................................................................................1
1.1. A Família Myrtaceae ...........................................................................................4
1.1.1. O Gênero Myrcia .......................................................................................5
1.2. A Química da Família Myrtaceae ........................................................................6
1.2.1.A Química do Gênero Myrcia ...................................................................18
1.3. Objetivos ...........................................................................................................23
Capítulo 2 - PARTE EXPERIMENTAL ................................................................................24
2.1. Métodos Cromatográficos .................................................................................24
2.2. Reagentes Utilizados ........................................................................................24
2.3. Especificação dos Equipamentos .....................................................................25
2.4. Material Vegetal ................................................................................................25
2.5. Estudo Fitoquímico das Folhas de M. hiemalis e de M. myrtifolia ....................26
2.5.1. Obtenção dos Extratos e das Fases........................................................26
2.5.2. Fracionamento da Fase Diclorometânica das Folhas
de M. hiemalis ...................................................................................................28
2.5.3. Fracionamento da Fase Hexânica das Folhas de M. hiemalis ...............34
2.5.4. Fracionamento da Fase Diclorometânica das Folhas
de M. myrtifolia .................................................................................................36
Capítulo 3 - RESULTADOS E DISCUSSÃO .......................................................................43
3.1. Constituintes Químicos Isolados .......................................................................43
3.2. Identificação e Determinação Estrutural dos Constituintes
Químicos Isolados das folhas de M. hiemalis ..........................................................47
3.2.1. Substância 1-h ........................................................................................47
3.2.2. Substância 2-h ........................................................................................50
3.2.3. Substância 3-h ........................................................................................52
3.2.4. Substância 4-h ........................................................................................55
vi
3.2.5. Substância 5-h ........................................................................................58
3.2.6. Substância 6-h ........................................................................................62
3.2.7. Substância 7-h ........................................................................................64
3.2.8. Substância 8-h ........................................................................................67
3.2.9. Substância 9-h ........................................................................................70
3.2.10. Substância 10-h ....................................................................................76
3.2.11. Substância 11-h ....................................................................................77
3.2.12. Substância 12-h ....................................................................................79
3.3. Identificação e Determinação Estrutural dos Constituintes
Químicos Isolados das folhas de M. myrtifolia .........................................................82
3.3.1. Substância 13-m .....................................................................................82
3.3.2. Substância 14-m .....................................................................................84
3.3.3. Substância 15-m .....................................................................................86
3.3.4. Substância 16-m .....................................................................................89
3.3.5. Substância 17-m .....................................................................................90
3.3.6. Substância 18-m .....................................................................................91
3.3.7. Substância 19-m .....................................................................................92
3.3.8. Substância 20-m .....................................................................................95
3.3.9. Substância 21-m .....................................................................................96
3.3.10. Substância 22-m ...................................................................................98
3.4. Considerações Gerais ....................................................................................100
4. CONCLUSÃO ................................................................................................................102
5. REFERÊNCIAS .............................................................................................................103
ANEXOS ............................................................................................................................115
ANEXO A: Espectros de RMN dos Constituintes Químicos Isolados
das folhas de M. hiemalis .............................................................................................115
A.1. Substância 1-h ..................................................................................................115
A.2. Substância 2-h ..................................................................................................120
A.3. Substância 3-h ..................................................................................................123
A.4. Substância 4-h ..................................................................................................126
A.5. Substância 5-h ..................................................................................................129
A.6. Substância 6-h ..................................................................................................136
A.7. Substância 7-h ..................................................................................................139
A.8. Substância 8-h ..................................................................................................142
A.9. Substância 9-h ..................................................................................................149
A.10. Substância 10-h ..............................................................................................161
vii
A.11. Substância 11-h ..............................................................................................162
A.12. Substância 12-h ..............................................................................................166
ANEXO B: Espectros de RMN dos Constituintes Químicos Isolados
das folhas de M. myrtifolia ............................................................................................171
B.1. Substância 13-m ...............................................................................................171
B.2. Substância 14-m ...............................................................................................173
B.3. Substância 15-m ...............................................................................................179
B.4. Substância 16-m ...............................................................................................184
B.5. Substância 17-m ...............................................................................................187
B.6. Substância 18-m ...............................................................................................190
B.7. Substância 19-m ...............................................................................................193
B.8. Substância 20-m ...............................................................................................196
B.9. Substância 21-m ...............................................................................................198
B.10. Substância 22-m .............................................................................................201
viii
LISTA DE TABELAS
Tabela 1: Alguns constituintes químicos fixos obtidos de
plantas da família Myrtaceae .................................................................................................8
Tabela 2: Alguns constituintes químicos fixos relatados
para o gênero Myrcia ...........................................................................................................18
Tabela 3: Constituintes químicos isolados das folhas de
M. hiemalis e M. myrtifolia ...................................................................................................44
Tabela 4: Dados de RMN de 1H e 13C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,
 (ppm)] da substância 1-h e dados da literatura [125 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)] ............49
Tabela 5: Dados de RMN de 1H e 13C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,
 (ppm)] da substâncias 2-h e 3-h e dados da literatura .....................................................54
Tabela 6: Dados de RMN de 1H e 13C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,
 (ppm)] da substância 4-h e dados da literatura [125 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)] ............57
Tabela 7: Dados de RMN de 1H e 13C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,
 (ppm)] da substância 5-h e dados da literatura de substâncias similares ........................61
Tabela 8: Dados de RMN de 1H e 13C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,
 (ppm)] das substâncias 6-h e 7-h e dados da literatura ...................................................66
Tabela 9: Dados de RMN de 1H e 13C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,
 (ppm)] da substância 8-h e dados da literatura ................................................................69
Tabela 10: Dados de RMN de 1H e 13C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,
 (ppm)] da substância 9-h e dados da literatura de substância similar
[125 MHz (13C), Piridina-d5,  (ppm)] ...................................................................................75
Tabela 11: Dados de RMN de 1H [300 MHz (1H), CDCl3,  (ppm)] da substância
10-h e dados da literatura (RMN de 1H em DMSO-d6) ........................................................76
Tabela 12: Dados de RMN de 1H e 13C [300 MHz (1H) e 75 MHz (13C), CDCl3,
 (ppm)] das substâncias 11-h e 12-h e dados da literatura ...............................................81
Tabela 13: Dados de RMN de 1H e 13C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C),
acetona-d6,  (ppm)] da substância 13-m e dados da literatura [75 MHz
(13C), DMSO-d6,  (ppm)] .....................................................................................................83
Tabela 14: Dados de RMN de 1H e 13C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,
 (ppm)] das substâncias 14-m e 15-m e dados da literatura .............................................88
Tabela 15: Dados de RMN de
C [125 MHz ( C), CDCl3,  (ppm)] das substâncias
13
13
16-m, 17-m, 18-m e 19-m e dados da literatura ................................................................................95
ix
Tabela 16: Dados de RMN de 13C [125 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)] das
substâncias 20-m, 21-m e 22-m e dados da literatura ........................................................99
LISTA DE ESQUEMAS
Esquema 1: Obtenção dos extratos e das fases a partir das folhas de
Myrcia hiemalis e de M. myrtifolia ............................................................................................27
Esquema 2: Fracionamento para isolamento das substâncias 1-h, 4-h e 7-h ...................30
Esquema 3: Fracionamento para isolamento das substâncias 2-h, 3-h e 6-h ...................31
Esquema 4: Fracionamento para isolamento das substâncias 5-h, 8-h e 9-h ...................32
Esquema 5: Fracionamento para isolamento da substância 10-h .....................................33
Esquema 6: Fracionamento para isolamento das substâncias 11-h e 12-h ......................35
Esquema 7: Fracionamento para isolamento da substância 13-m ....................................38
Esquema 8: Fracionamento para isolamento das substâncias 14-m e 15-m ....................39
Esquema 9: Fracionamento para isolamento das substâncias 18-m e 19-m ....................40
Esquema 10: Fracionamento para isolamento da substância 17-m e 22-m ......................41
Esquema 11: Fracionamento para isolamento das substâncias 16-m, 20-m e 21-m ........42
LISTA DE FIGURAS
Figura 1: Distribuição dos Biomas brasileiros ......................................................................1
Figura 2: Rota biossintética da flavanona C-metilada (adaptado de
SCHRÖDER et al., 1998) ......................................................................................................7
Figura 3: Partes aéreas de (a) Myrcia hiemalis e (b) M. myrtifolia ....................................25
Figura 4: Vista do local da coleta na Área de Proteção Ambiental
da Lagoa do Abaeté – Salvador, BA ...................................................................................26
Figura 5: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 1-h ...............48
Figura 6: Estrutura da 7-hidróxi-6,8-dimetil-5-metóxi-isoflavona (1-h) ...............................48
Figura 7: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 2-h ...............51
Figura 8: Estrutura da 5-hidróxi-6,8-dimetil-7-metoxiflavanona (2-h) .................................51
Figura 9: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 3-h ...............53
Figura 10: Estrutura da 6,8-dimetil-5,7-dimetoxiflavanona (3-h) ........................................53
Figura 11: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 4-h .............56
Figura 12: Estrutura da 2,7-di-hidróxi-6,8-dimetil-5-metoxiflavanona (4-h) ........................57
x
Figura 13: Estrutura parcial da substância 5-h ...................................................................59
Figura 14: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 5-h .............59
Figura 15: Estrutura da 2’,4’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-4,6’-dimetoxichalcona (5-h) ...............60
Figura 16: Substâncias encontradas na literatura com estrutura similar a 5-h ..................60
Figura 17: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 6-h .............63
Figura 18: Estrutura da 2’-hidróxi-3’,5’-dimetil-4’,6’-dimetoxichalcona (6-h) ......................63
Figura 19: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 7-h .............65
Figura 20: Comparação de alguns deslocamentos químicos observados
para os isômeros .................................................................................................................65
Figura 21: Estruturas parciais A e B com correlações selecionadas do gHMBC ...............67
Figura 22: Correlações selecionadas do gHMBC para o sinal em 1,53 e
correlações selecionadas do gCOSY para o sinal em 2,21 ............................................68
Figura 23: Estrutura do eudesm-4(15)-eno-7,11-diol (8-h) ..............................................68
Figura 24: Estrutura parcial A com correlações selecionadas do gHMBC .........................71
Figura 25: Estrutura parcial B com correlações selecionadas do gHMBC .........................72
Figura 26: Estrutura parcial B com correlações selecionadas do gCOSY .........................72
Figura 27: Estrutura em conformação de cadeira da substância 9-h .................................73
Figura 28: Estrutura do 2,321-tri- hidroxitaraxastan-28,20-olídeo (9-h) ....................74
Figura 29: Estrutura de substância similar a 9-h, o
2,3-di-hidroxitaraxastan-28,20-olídeo ............................................................................74
Figura 30: estrutura do ácido cinâmico (10-h) ....................................................................76
Figura 31: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC para a
estrutura parcial da substância 11-h ...................................................................................78
Figura 32: Estrutura do -tocoferol (11-h) ..........................................................................78
Figura 33: Correlações selecionadas em (a) e (b) do espectro de HMBC
da substância 12-h ..............................................................................................................80
Figura 34: Estrutura do acetato de geranilgeranila (12-h) ..................................................80
Figura 35: Estrutura da quercetina (13-m) com correlações selecionadas do
espectro de gHMBC ............................................................................................................83
Figura 36: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 14-m ..........85
Figura 37: Estrutura da 2’-hidróxi-2,3’-dimetil-4’,6’-dimetoxipropiofenona (14-m) ..............85
Figura 38: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 15-m ..........87
Figura 39: Estrutura da 2’-hidróxi-3’-metil-4’,6’-dimetoxibutirofenona (15-m) ....................87
Figura 40: Estrutura do ácido betulínico (16-m) .................................................................93
Figura 41: Estrutura do ácido betulônico (17-m) ................................................................93
Figura 42: Estrutura do betulinaldeído (18-m) ....................................................................93
Figura 43: Estrutura da betulona (19-m) ............................................................................93
xi
Figura 44: Estrutura do ácido oleanólico (20-m) ................................................................95
Figura 45: Estrutura do ácido ursólico (21-m) ....................................................................97
Figura 46: Estrutura do estigmasterol (22-m) .....................................................................98
LISTA DE ESPECTROS
E.1: Espectro de RMN de 1H da substância 1-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ....................115
E.2: Ampliação de  2,1-3,9 do espectro de RMN de 1H da substância 1-h
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................115
E.3: Ampliações do espectro de RMN de 1H da substância 1-h [500 MHz,
CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................................116
E.4: Espectro de RMN de 13C da substância 1-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................116
E.5: Espectro de gHSQC-TOCSY da substância 1-h .......................................................116
E.6: Ampliação de  0,0-4,5 (1H) do espectro de gHSQC-TOCSY da substância 1-h ......117
E.7: Ampliação de  7,2-7,92 (1H) do espectro de gHSQC-TOCSY da substância 1-h ....117
E.8: Espectro de gHMBC da substância 1-h .....................................................................118
E.9: Ampliação de  100-180 (13C) do espectro de gHMBC da substância 1-h ................118
E.10: Ampliação de  145-166 (13C) do espectro de gHMBC da substância 1-h ..............119
E.11: Ampliação de  7,28-7,96 (1H) do espectro de gHMBC da substância 1-h .............119
E.12: Ampliação de  2,0-2,47 (1H) do espectro de gHMBC da substância 1-h ...............120
E.13: Espectro de RMN de 1H da substância 2-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................120
E.14: Ampliações do espectro de RMN de 1H da substância 2-h [500 MHz, CDCl3,
 (ppm)] .............................................................................................................................121
E.15: Espectro de RMN de 13C da substância 2-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................121
E.16: Espectro de gHMQC da substância 2-h ..................................................................121
E.17: Espectro de gHMBC da substância 2-h ...................................................................122
E.18: Ampliação de  7,0-12,5 (1H) do espectro de gHMBC da substância 2-h ...............122
E.19: Ampliação de  1,78-2,44 (1H) do espectro de gHMBC da substância 2-h .............123
E.20: Espectro de RMN de 1H da substância 3-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................123
E.21: Ampliações do espectro de RMN de 1H da substância 3-h [500 MHz, CDCl3,
 (ppm)] .............................................................................................................................124
E.22: Espectro de RMN de 13C da substância 3-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................124
E.23: Espectro de gHMQC da substância 3-h ..................................................................124
E.24: Ampliação de  1,7-3,9 (1H) do espectro de gHMBC da substância 3-h .................125
xii
E.25: Ampliação de  2,0-3,8 (1H) do espectro de gHMBC da substância 3-h .................125
E.26: Espectro de RMN de 1H da substância 4-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................126
E.27: Ampliação do espectro de RMN de 1H da substância 4-h [500 MHz, CDCl3,
 (ppm)] .............................................................................................................................126
E.28: Espectro de RMN de 13C da substância 4-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................127
E.29: Espectro de gHMQC da substância 4-h ..................................................................127
E.30: Ampliação de  1,75-2,35 (1H) do espectro de gHMBC da substância 4-h .............128
E.31: Espectro de gHMBC da substância 4-h ...................................................................128
E.32: Ampliação de  3,1-4,04 (1H) do espectro de gHMBC da substância 4-h ...............129
E.33: Espectro de RMN de 1H da substância 5-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................129
E.34: Ampliação do espectro de RMN 1H da substância 4-h [500 MHz, CDCl3,
 (ppm)] .............................................................................................................................130
E.35: Ampliações de (a)  2,18-2,24 e (b)  7,82-7,92 do espectro de RMN 1H da
Substância 5-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] .......................................................................130
E.36: Ampliação de  7,7-14,0 do espectro de RMN 1H da substância 5-h [500 MHz,
CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................................131
E.37: Ampliação de  6,88-8,0 do espectro de RMN 1H da substância 5-h [500 MHz,
CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................................131
E.38: Espectro de RMN de 13C da substância 5-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................131
E.39: Ampliação de  0-65 do espectro de RMN de 13C da substância 5-h [125 MHz,
CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................................132
E.40: Ampliação de  106-196 do espectro de RMN de 13C da substância 5-h
[125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................132
E.41: Espectro de gHMQC da substância 5-h ..................................................................133
E.42: Espectro de gHMBC da substância 5-h ...................................................................133
E.43: Ampliação de  106-178 (13C) do espectro de gHMBC da substância 5-h ..............134
E.44: Ampliação de  2,0-4,0 (1H) do espectro de gHMBC da substância 5-h .................134
E.45: Ampliação de  6,86-7,72 (1H) do espectro de gHMBC da substância 5-h .............135
E.46: Ampliação de  2,0-7,7 (1H) do espectro de gHMBC da substância 5-h .................135
E.47: Espectro de RMN de 1H da substância 6-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................136
E.48: Ampliação de  7,38-8,14 do espectro de RMN 1H da substância 6-h [500 MHz,
CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................................136
E.49: Ampliação de  2,18-3,9 do espectro de RMN de 1H da substância 6-h
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................137
E.50: Espectro de RMN de 13C da substância 6-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................137
xiii
E.51: Ampliação de  0,0-66 do espectro de 13C da substância 6-h [125 MHz, CDCl3,
 (ppm)] .............................................................................................................................137
E.52: Ampliação de  100-196 do espectro de 13C da substância 6-h [125 MHz,
CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................................138
E.53: Ampliação de  2,1-3,95 (1H) do espectro de gHMBC da substância 6-h ...............138
E.54: Ampliação de  1,95-2,5 (1H) do espectro de gHMBC da substância 6-h ...............139
E.55: Espectro de RMN de 1H da mistura contendo a substância 7-h [500 MHz,
CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................................139
E.56: Ampliação do espectro de RMN 1H da mistura contendo a substância 7-h
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................140
E.57: Espectro de RMN de 13C da mistura contendo a substância 7-h [125 MHz,
CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................................140
E.58: Ampliação de  7,00-7,60 (1H) do espectro de gHMBC da mistura contendo a
substância 7-h ..................................................................................................................141
E.59: Ampliação de  3,55-3,88 (1H) do espectro de gHMBC da mistura contendo a
substância 7-h ...................................................................................................................141
E.60: Ampliação de  1,84-2,41 (1H) do espectro de gHMBC da mistura contendo a
substância 7-h ...................................................................................................................142
E.61: Espectro de RMN de 1H da substância 8-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................142
E.62: Ampliação de  0,68-1,31 do espectro de RMN de 1H da substância 8-h
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................143
E.63: Ampliação de  1,31-1,71 do espectro de RMN de 1H da substância 8-h
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................143
E.64: Ampliação de  2,0-2,39 do espectro de RMN de 1H da substância 8-h
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................144
E.65: Ampliação de  2,78-5,44 do espectro de RMN de 1H da substância 8-h
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................144
E.66: Espectro de RMN de 13C da substância 8-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................144
E.67: Ampliação do espectro de RMN de 13C da substância 8-h [125 MHz, CDCl3,
 (ppm)] .............................................................................................................................145
E.68: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 8-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ....145
E.69: Espectro de gHMQC da substância 8-h ..................................................................146
E.70: Espectro de gHMBC da substância 8-h ...................................................................146
E.71: Ampliação de  4,48-7,52 (1H) do espectro de gHMBC da substância 8-h .............147
E.72: Ampliação de  0,4-1,68 (1H) do espectro de gHMBC da substância 8-h ...............147
xiv
E.73: Espectro de gCOSY da substância 8-h ...................................................................148
E.74: Ampliação do espectro de gCOSY da substância 8-h .............................................148
E.75: Espectro de RMN de 1H da substância 9-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................149
E.76: Ampliação do espectro de RMN de 1H da substância 9-h [500 MHz, CDCl3,
 (ppm)] .............................................................................................................................149
E.77: Ampliação de  1,68-2,44 do espectro de RMN de 1H da substância 9-h
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..............................................................................................150
E.78: Ampliação de  2,96-3,98 do espectro de RMN de 1H da substância 9-h
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................150
E.79: Ampliação de  0,78-1,56 do espectro de RMN de 1H da substância 9-h
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................151
E.80: Ampliação de  0,78-1,48 do espectro de RMN de 1H da substância 9-h
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................151
E.81: Espectro de RMN de 13C da substância 9-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................152
E.82: Ampliação de  14-51 do espectro de RMN de 13C da substância 9-h [125 MHz,
CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................................152
E.83: Ampliação de  54-180 do espectro de RMN de 13C da substância 9-h [125 MHz,
CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................................152
E.84: Espectro de DEPT 135º da substância 9-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................153
E.85: Espectro de gHMQC da substância 9-h ..................................................................153
E.86: Ampliação de  0,7-2,5 do espectro de gHMQC da substância 9-h ........................154
E.87: Ampliação de  0,78-2,3 do espectro de gHMQC da substância 9-h ......................154
E.88: Ampliações de  2,96-4,0 do espectro de gHMQC da substância 9-h ....................155
E.89: Ampliações de  1,68-2,44 do espectro de gHMQC da substância 9-h .................155
E.90: Ampliação de  1,5-2,4 do espectro de gHMQC da substância 9-h ........................156
E.91: Espectro de gHMBC da substância 9-h ...................................................................156
E.92: Ampliação de  0,7-2,48 do espectro de gHMBC da substância 9-h ......................157
E.93: Ampliação de  0,8-2,4 do espectro de gHMBC da substância 9-h ........................157
E.94: Ampliação de  0,7-3,1 do espectro de gHMBC da substância 9-h ........................158
E.95: Ampliações de  0,4-2,7 do espectro de gHMBC da substância 9-h.......................158
E.96: Ampliações de  0,7-3,8 do espectro de gHMBC da substância 9-h .....................159
E.97: Ampliações de  0,7-2,7 do espectro de gHMBC da substância 9-h ......................159
E.98: Ampliações de  1,0-2,44 do espectro de gHMBC da substância 9-h ...................160
E.99: Espectro de gCOSY da substância 9-h ...................................................................160
E.100: Espectro de RMN de 1H da substância 10-h [300 MHz, CDCl3 e Acetona-d6,
xv
 (ppm)] .............................................................................................................................161
E.101: Ampliação do espectro de RMN de 1H da substância 10-h [300 MHz, CDCl3 e
Acetona-d6,  (ppm)] ..........................................................................................................161
E.102: Espectro de RMN de 1H da substância 11-h [300 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..............162
E.103: Ampliação do espectro de RMN de 1H da substância 11-h [300 MHz, CDCl3,
 (ppm)] .............................................................................................................................162
E.104: Espectro de RMN de 13C da substância 11-h [75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..............163
E.105: Ampliação de  10,6-25,2 do espectro de RMN de 13C da substância 11-h
[75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................163
E.106: Ampliação de  27-40,4 do espectro de RMN de 13C da substância 11-h
[75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................163
E.107: Ampliação de  72-148 do espectro de RMN de 13C da substância 11-h
[75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................164
E.108: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 11-h [75 MHz, CDCl3,
 (ppm)] .............................................................................................................................164
E.109: Ampliação de  0,0-2,8 (1H) do espectro espectro de gHMQC da
substância 11-h .................................................................................................................165
E.110: Espectro de gHMBC da substância 11-h ...............................................................165
E.111: Espectro de RMN de 1H da substância 12-h [300 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..............166
E.112: Ampliação de  10,6-25,2 do espectro de RMN de 13C da substância 12-h
[75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................166
E.113: Ampliação de  27-40,4 do espectro de RMN de 13C da substância 12-h
[75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................167
E.114: Espectro de RMN de 13C da substância 12-h [75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..............167
E.115: Ampliação de  10-80 do espectro de RMN de 13C da substância 12-h
[75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................168
E.116: Ampliação de  110-175 do espectro de RMN de 13C da substância 12-h
[75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................168
E.117: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 12-h [75 MHz, CDCl3,
 (ppm)] .............................................................................................................................169
E.118: Espectro de RMN de DEPT 90º da substância 12-h [75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ....169
E.119: Espectro de gHMBC da substância 12-h ...............................................................170
E.120: Ampliação de  0,0-130 (13C) do espectro de gHMBC da substância 12-h ...........170
E.121: Espectro de RMN de 1H da substância 13-m [500 MHz, Acetona-d6,  (ppm)] .....171
E.122: Ampliação do espectro de RMN de 1H da substância 13-m [500 MHz,
xvi
Acetona-d6,  (ppm)] ..........................................................................................................171
E.123: Espectro de RMN de 13C da substância 13-m [125 MHz, Acetona-d6,
 (ppm)] .............................................................................................................................172
E.124: Ampliação do espectro de RMN de 13C da substância 13-m [125 MHz,
Acetona-d6,  (ppm)] ..........................................................................................................172
E.125: Espectro de gHSQC da substância 13-m .............................................................172
E.126: Espectro de gHMBC da substância 13-m ..............................................................173
E.127: Espectro de RMN de 1H da substância 14-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] .............173
E.128: Ampliação de  1,0-4,0 do espectro de RMN de 1H da substância 14-m
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................174
E.129: Ampliação de  6,8-14 do espectro de RMN de 1H da substância 14-m
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...............................................................................................174
E.130: Espectro de RMN de 13C da substância 14-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...........175
E.131: Ampliação de  6-58 espectro de RMN de 13C da substância 14-m [125 MHz,
CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................................175
E.132: Ampliação de  87-211 (13C) espectro de RMN de 13C da substância 14-m
[125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................176
E.133: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 14-m [125 MHz, CDCl3,
 (ppm)] .............................................................................................................................176
E.134: Espectro de gHMQC da substância 14-m ............................................................177
E.135: Ampliação de  0,0-45 (13C) do espectro de gHMBC da substância 14-m ............177
E.136: Ampliação de  50-118 (13C) do espectro de gHMBC da substância 14-m ...........178
E.137: Ampliação de  161-220 (13C) do espectro de gHMBC da substância 14-m .........178
E.138: Espectro de RMN de 1H da substância 15-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] .............179
E.139: Ampliação de  3,6-14,4 do espectro de RMN de 1H da substância 15-m [300 MHz,
CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................................179
E.140: Ampliação de  0,88-2,18 do espectro de RMN de 1H da substância 15-m
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................180
E.141: Ampliações de  0,88-2,18 e  3,05-6,04 do espectro de RMN de 1H da
substância 15-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] .....................................................................180
E.142: Espectro de RMN de 13C da substância 15-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...........181
E.143: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 15-m [75 MHz, CDCl3,
 (ppm)] .............................................................................................................................181
E.144: Espectro de gHMQC da substância 15-m .............................................................182
E.145: Espectro de gHMBC da substância 15-m ..............................................................182
xvii
E.146: Ampliação de  1,9-6,0 (1H) do espectro de gHMBC da substância 15-m ............183
E.147: Ampliação de  1,9-6,0 (1H) do espectro de gHMBC da substância 15-m ............183
E.148: Ampliação de  0,96-2,06 (1H) do espectro de gHMBC da substância 15-m ........184
E.149: Espectro de RMN de 1H da substância 16-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] .............184
E.150: Ampliação de  0,6-1,36 do espectro de RMN de 1H da substância 16-m
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................185
E.151: Ampliação de  2,9-5,2 do espectro de RMN de 1H da substância 16-m
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................185
E.152: Espectro de RMN de 13C da substância 16-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...........186
E.153: Ampliação de 13-35 do espectro de RMN de 13C da substância 16-m
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................186
E.154: Ampliação  35-58 do espectro de RMN de 13C da substância 16-m
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................186
E.155: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 16-m [75 MHz, CDCl3,
 (ppm)] .............................................................................................................................187
E.156: Espectro de RMN de 1H da substância 17-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] .............187
E.157: Ampliação do espectro de RMN de 1H da substância 17-m [500 MHz, CDCl3,
 (ppm)] .............................................................................................................................188
E.158: Espectro de RMN de 13C da substância 17-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...........188
E.159: Ampliação de  14-57 do espectro de RMN de 13C da substância 17-m
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................189
E.160: Ampliação de  109,8-220 do espectro de RMN de 13C da substância 17-m
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................189
E.161: Espectro de DEPT 135º da substância 17-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] .............189
E.162: Espectro de RMN de 1H da substância 18-m [300 MHz, CDCl3,  (ppm)] .............190
E.163: Ampliação de 0,1-2,4 do espectro de RMN de 1H da substância 18-m
[300 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................190
E.164: Ampliações de 14-59 do espectro de RMN de 1H da substância 18-m
[300 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................191
E.165: Espectro de RMN de 13C da substância 18-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...........191
E.166: Ampliação de 79-208 do espectro de RMN de 13C da substância 18-m
[125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................191
E.167: Ampliação de 14-59 do espectro de RMN de 13C da substância 18-m
[125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................192
E.168: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 18-m [125 MHz, CDCl3,
xviii
 (ppm)] .............................................................................................................................192
E.169: Espectro de RMN de 1H da substância 19-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] .............193
E.170: Ampliação de  3,3-5,35 do espectro de RMN de 1H da substância 19-m
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................193
E.171: Ampliação de  0,7-1,28 do espectro de RMN de 1H da substância 19-m
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................194
E.172: Espectro de RMN de 13C da substância 19-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...........194
E.173: Ampliação de 12-62 do espectro de RMN de 13C da substância 19-m
[125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................195
E.174: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 19-m [75 MHz, CDCl3,
 (ppm)] .............................................................................................................................195
E.175: Espectro de RMN de 1H da substância 20-m [300 MHz, CDCl3,  (ppm)] .............196
E.176: Ampliação de  0,7-2,4 do espectro de RMN de 1H da substância 20-m
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................196
E.177: Ampliação de  0,7-2,4 do espectro de RMN de 1H da substância 20-m
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................197
E.178: Espectro de RMN de 13C da substância 20-m [75 MHz, CDCl3,  (ppm)] .............197
E.179: Ampliação de 14-57 do espectro de RMN de 13C da substância 20-m
[75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................197
E.180: Ampliação de 72-200 do espectro de RMN de 13C da substância 20-m
[75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................198
E.181: Espectro de RMN de 1H da mistura das substâncias 20-m e 21-m [500 MHz,
CDCl3,  (ppm)] ..................................................................................................................198
E.182: Espectro de RMN de 13C da mistura das substâncias 20-m e 21-m
[125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................199
E.183: Ampliação de 120-186 do espectro de RMN de 13C da mistura das
substâncias 20-m e 21-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ......................................................199
E.184: Ampliação de 14-43 do espectro de RMN de 13C da mistura das
Substâncias 20-m e 21-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ......................................................200
E.185: Ampliação de -81 do espectro de RMN de 13C da mistura das
substâncias 20-m e 21-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ......................................................200
E.186: Espectro de RMN de 1H da substância 22-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] .............201
E.187: Ampliação de 0,64-1,36 do espectro de RMN de 1H da substância 22-m
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................201
E.188: Ampliação de 3,26-5,36 do espectro de RMN de 1H da substância 22-m
xix
[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ................................................................................................202
E.189: Espectro de RMN de 13C da substância 22-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...........202
E.190: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 22-m [125 MHz, CDCl3,
 (ppm)] .............................................................................................................................203
xx
ABREVIATURAS E SÍMBOLOS
AcOEt – acetato de etila
Acetona-d6 – acetona deuterada
CC – cromatografia em coluna
CCDC – cromatografia em camada delgada comparativa
CCDP – cromatografia em camada delgada preparativa
CDCl3 – clorofórmio deuterado
CD3OD – metanol deuterado
CIM – concentração inibitória mínima
CoA – Coenzima A
COSY – Correlation Spectroscopy (1H–1H) (correlação espectroscópica homonuclear 1H–
1
H)
d – dubleto
 – deslocamento químico em partes por milhão
DCM – diclorometano
dd – duplo dubleto
ddd – duplo duplo dubleto
DEPT – Distortionless Enhancement by Polarization Transfer (intensificação do sinal sem
distorção por transferência de polarização)
DMSO – dimetilsulfóxido
DMSO-d6 – dimetilsulfóxido deuterado
dqd – duplo quarteto de dubletos
dt – duplo tripleto
gCOSY – Gradient Correlation Spectroscopy (1H–1H) (correlação espectroscópica
homonuclear 1H–1H, com gradiente de campo)
GESNAT – Grupo de Estudo de Substâncias Naturais Orgânicas (UFBA)
gHMBC – Gradient Heteronuclear Multiple Bond Correlation (correlação heteronuclear de
múltiplas ligações, com gradiente de campo)
gHMQC – Gradient Heteronuclear Multiple Quantum Coherence (coerência heteronuclear
múltiplo-quântica, com gradiente de campo)
gHSQC – Gradient Heteronuclear Single Quantum Correlation (coerência heteronuclear de
quantum-simples, com gradiente de campo)
xxi
gHSQCTOCSY – Gradient Heteronuclear Single Quantum Coherence – Total Correlation
Spectroscopy (coerência heteronuclear de quantum-simples – espectroscopia total de
correlação, com gradiente de campo)
Hex – hexano
HMBC – Heteronuclear Multiple Bond Correlation (correlação heteronuclear de múltiplas
ligações)
HMQC – Heteronuclear Multiple Quantum Coherence (Coerência heteronuclear múltiploquântica)
Hz – Hertz
IDH – índice de deficiência de hidrogênio
J – constante de acoplamento (Hz)
m – multipleto
MeOH – metanol
NOE – Nuclear Overhauser Effect (efeito Overhauser nuclear)
NOESY – Nuclear Overhauser Effect Spectroscopy (espectroscopia de efeito Overhauser
nuclear)
Piridina-d5 – piridina deuterada
ppt – precipitado
ppm – partes por milhão
q – quarteto
qui – quinteto
RMN – ressonância magnética nuclear
s – singleto
sl – singleto largo
sxt – sexteto
sep - septeto
t - tripleto
xxii
RESUMO
Neste trabalho é descrita a investigação dos constituintes químicos não-voláteis das fases
hexânica e diclorometânica obtidas das folhas de Myrcia hiemalis e da fase
diclorometânica obtida das folhas de Myrcia myrtifolia. O fracionamento da fase
diclorometânica de M. hiemalis resultou no isolamento de dez compostos: 7-hidróxi-6,8dimetil-5-metóxi-isoflavona (1-h), 5-hidróxi-6,8-dimetil-7-metoxiflavanona (2-h), 6,8-dimetil5,7-dimetoxiflavanona (3-h), 2,7-di-hidróxi-6,8-dimetil-5-metoxiflavanona (4-h), 2’,4’-dihidróxi-3’,5’-dimetil-4,6’-dimetoxichalcona
(5-h),
2’-hidróxi-3’,5’-dimetil-4’,6’-
dimetoxichalcona (6-h), 2’,6’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-4’-metoxichalcona (7-h), eudesm-4(15)eno-7,11-diol (8-h), 2,3,21-tri-hidroxitaraxastan-28,20-olídeo (9-h) e ácido cinâmico
(10-h). Da fase hexânica de M. hiemalis foram isoladas duas substâncias, -tocoferol (11h) e acetato de geranilgeranila (12-h), enquanto que da fase diclorometânica de M.
myrtifolia foram isoladas dez substâncias, quercetina (13-m), 2’-hidróxi-2,3’-dimetil-4’,6’dimetoxipropiofenona (14-m), 2’-hidróxi-3’-metil-4’,6’-dimetoxibutirofenona (15-m), ácido
betulínico (16-m), ácido betulônico (17-m), betulinaldeído (18-m), betulona (19-m), ácido
oleanólico (20-m), ácido ursólico (21-m) e estigmasterol (22-m). Não foram encontrados
relatos na literatura sobre o isolamento dos compostos 5-h, 7-h e 9-h. Os constituintes
químicos das fases foram isolados e purificados por sucessivas colunas cromatográficas e
cromatografia em camada delgada preparativa, bem como, foram utilizadas técnicas de
filtração e recristalização. As estruturas das substâncias foram determinadas através das
análises de diversas técnicas de RMN de 1H e 13C.
Palavras-Chave:
Myrcia
flavonoides; terpenos.
hiemalis;
M.
myrtifolia;
Myrtaceae;
estudo
fitoquímico;
xxiii
ABSTRACT
This
work
describes
the
investigation
of
non-volatile
chemical
constituents
of
dichloromethane and hexane phases obtained from leaves of Myrcia hiemalis and
dichloromethane phase obtained from leaves of Myrcia myrtifolia. The fractionation of
dichloromethane phase of Myrcia hiemalis resulted in the isolation of ten compounds: 7hydroxy-6,8-dimethyl-5-methoxyisoflavone
(1-h),
5-hydroxy-6,8-dimethyl-7-
methoxyflavanone (2-h), 6,8-dimethyl-5,7-dimethoxyflavanone (3-h), 2,7-dihydroxy-6,8dimethyl-5-methoxyflavanone (4-h),
(5-h),
2’,4’-dihydroxy-3’,5’-dimethyl-4,6’-dimethoxychalcone
2’-hydroxy-3’,5’-dimethyl-4’,6’-dimethoxychalcone
dimethyl-4’-methoxychalcone
(7-h),
(6-h),
eudesm-4(15)-ene-7,11-diol
2’,6’-dihydroxy-3’,5’(8-h),
2,321-
trihydroxytaraxastan-28,20-olide (9) and cinnamic acid (10). Hexane phase of M. hiemalis
two substances were isolated, -tocoferol (11-h) and geranylgeranyl acetate (12-h), while
the dichloromethane phase of M. myrtifolia ten substances were isolated, quercetin (13-m),
2’-hydroxy-2,3’-dimethyl-4’,6’-dimethoxypropiophenone (14-m), 2’-hydroxy-3’-methyl-4’,6’dimethoxybutyrophenone
(15-m),
betulinic
acid
(16-m),
betulonic
acid
(17-m),
betulinaldehyde (18-m), betulone (19-m), oleanolic acid (20-m), ursolic acid (21-m) and
stigmasterol (22-m). There were no reports in the literature about the isolation of
compounds 5-h, 7-h and 9-h. The chemical constituents of the phases were isolated and
purified by successive column chromatography and preparative thin-layer chromatography,
as well were used techniques filtration and recrystallization. The structures of the
substances were determined by analyses of various techniques of 1H and 13C NMR.
Keywords: Myrcia hiemalis; M. myrtifolia; Myrtaceae; phytochemical studies; terpenes;
flavonoids.
Capítulo 1
1. INTRODUÇÃO
O Brasil possui seis biomas terrestres, a Amazônia, a Caatinga, o Cerrado, a
Mata Atlântica, o Pampa e o Pantanal (Figura 1), abrigando diversos ecossistemas,
com uma flora contendo milhares de espécies de plantas nativas, das quais muitas
são endêmicas.
Entretanto, segundo dados do Ministério do Meio Ambiente (MMA, 2011a,b;
MMA, 2010a,b,c), a supressão acumulada da vegetação nativa até 2002 pela ação do
homem, tendo como referência a área total original, foi de 75,62% na Mata Atlântica,
52,76% no Pampa, 43,7% na Caatinga, 43,6% no Cerrado e 12,35% no Pantanal e,
apesar das políticas ambientais e as ações de conscientização que vem sendo
instituídas, estes índices chegaram em 2008 a 75,88%, 53,96%, 45,4 %, 47,8% e
15,18%, respectivamente. A Amazônia Legal é o maior bioma brasileiro, abrangendo
cerca da metade do território nacional e em 2003, o percentual de desmatamento, em
relação ao seu tamanho original, foi de 16,3% e chegou em 2011 a 17,14% (INPE,
2011).
Fonte: Portal Brasil (http://www.brasil.gov.br/sobre/geografia/biomas-e-vegetacao/biomas-brasileiros)
Figura 1: Distribuição dos biomas brasileiros
A redução dos biomas é um dos principais problemas ambientais e implica na
diminuição da biodiversidade. Supõe-se que muitas espécies vegetais que nem foram
descritas, catalogadas ou estudadas já não existem mais. Considerando que cada
espécie é uma fonte de uma grande quantidade de metabólitos secundários, muitas
Cap. 1
Introdução
vezes alguns deles sendo produzidos por uma única espécie, conclui-se que com a
extinção de muitas espécies, houve grandes perdas em termos de variedade
molecular e na possibilidade de entender melhor a interação dos seres vivos com o
meio.
Contudo, mesmo com a grande redução dos biomas brasileiros, o país ainda
abriga a maior diversidade genética vegetal do mundo, sendo que várias dessas
espécies são endêmicas de uma região e ainda não foram investigadas do ponto de
vista fitoquímico e/ou farmacológico (SIMÕES e MARIOT, 2003).
Dentre os biomas brasileiros, a Caatinga é o menos conhecido cientificamente
e vem sendo tratado com baixa prioridade, não obstante ser um dos mais ameaçados,
devido ao uso inadequado e insustentável dos seus solos e recursos naturais. O
Estado da Bahia é o que abrange a maior parte deste bioma (54% da área territorial do
Estado), entretanto em 2009, restava apenas 53,4% dos 300927 km2 de sua cobertura
vegetal original, e apenas 1% está sobre área de proteção ambiental e conservação
integral. Nos Municípios baianos de Mucugê, Ruy Barbosa, Sátiro Dias, Tucano e
Itaberaba foram onde ocorreram as maiores devastações do bioma Caatinga em 20082009, sendo que em Mucugê, em comparação aos Municípios brasileiros, foi onde
houve o maior desmatamento deste bioma neste período (MMA, 2011a).
GIULIETTI e colaboradores (2002) relacionaram para a Caatinga a existência
de 18 gêneros e de 318 espécies vegetais endêmicas, pertencentes a 42 famílias. Das
famílias vegetais mais encontradas neste bioma, destacam-se por apresentarem mais
espécies,
as
Fabaceae,
Cactaceae,
Euphorbiaceae,
Malvaceae,
Rutaceae,
Caesalpiniaceae, Mimosaceae, Papilionoideae, Poaceae, Bignoniaceae, Annonaceae,
Myrtaceae, Sapotaceae, entre outras (GIULIETTI et al., 2004).
No litoral brasileiro há um corredor de vegetação associada ao bioma Mata
Atlântica, que é a restinga. A vegetação de restinga no litoral baiano, onde
predominam as formações herbáceas e arbustivas, possui características relacionadas
ao bioma da região (a Caatinga), que influencia na composição das espécies vegetais
dessas restingas. A supressão vegetal crescente das restingas no Estado da Bahia,
principalmente na região metropolitana e no norte do Estado, tem como principal
motivo a especulação imobiliária, a ocupação indevida nas áreas de preservação, o
turismo predatório e a deposição irregular de lixo (BRITTO et al., 1993; MMA, 2012;
QUEIROZ, 2007; SILVA, 1999; VIANA et al., 2006).
Diante da destruição desenfreada da vegetação do Estado da Bahia torna
necessário que seja feito, o quanto antes, o estudo e a descrição das espécies e que
as áreas de proteção ambiental sejam ampliadas, a fim de preservar a diversidade.
2
Cap. 1
Introdução
Historicamente, as plantas terrestres, especialmente as superiores, têm sido
utilizadas pela população no tratamento de diversas doenças e, desta forma, o
conhecimento popular tem auxiliado muito no direcionamento dos estudos das
espécies vegetais (CHIN et al., 2006). O estudo químico das plantas tem sido um
aliado de extrema importância no desenvolvimento das áreas farmacêutica, química,
agrícola, alimentícia, entre outras, bem como, possibilita entender a evolução das
espécies e as relações estrutura-atividade. O desenvolvimento das áreas da saúde e
agronômica se deve muito à descoberta de novas drogas e ao entendimento da sua
ação biológica. Isto se deve ao fato de que a natureza, de um modo geral, é a
responsável pela produção da maioria das substâncias orgânicas conhecidas, sendo o
reino vegetal o responsável pela maior parcela da diversidade química conhecida e
registrada na literatura (HARVEY, 2008; VIEGAS JR et al., 2006).
Com a introdução de novas tecnologias na indústria farmacêutica, foi possível
através de métodos computacionais modernos, ampliar a química medicinal. Numa
visão moderna, a química medicinal focaliza na compreensão das razões moleculares
da ação dos fármacos, da relação entre estrutura química e atividade farmacológica
destes, considerando fatores farmacodinâmicos e farmacocinéticos que se traduzam
em propriedades que tornem um composto um candidato efetivo a novo fármaco. A
utilização da química computacional permite o estudo de modelagem e dinâmica
molecular e permite avaliar virtualmente fatores farmacocinéticos e toxicofóricos das
substâncias-protótipos como candidatas a novos fármacos inovadores (BARREIRO e
FRAGA, 2001; VIEGAS JR et al., 2006).
Entretanto, o planejamento virtual de novos candidatos a fármacos, através da
química combinatória, não atingiu o objetivo de ser uma fonte primária expressiva de
diversidade química, que asseguraria a descoberta de numerosas moléculas ativas
capazes de representarem, efetivamente, novas drogas. A indústria farmacêutica
investiu muitos recursos financeiros na pesquisa de novos candidatos a fármacos,
através dessas novas tecnologias, e não obteve um aumento proporcional nas
descobertas inovadoras (BRAZ-FILHO, 2010; VIEGAS JR et al., 2006).
Diante disso, os produtos naturais continuam sendo a principal fonte de
investigação para a obtenção de novos fármacos (HARVEY, 2008). Todavia, a
indústria farmacêutica não espera obter novos compostos de uso terapêutico, a partir
das substâncias isoladas diretamente dos extratos vegetais, pois estas raramente
apresentam características ideais para serem comercializadas. Nos vegetais, os
produtos naturais são sintetizados pelos organismos com finalidades específicas, que
na maioria das vezes são desconhecidas, porém a probabilidade destes compostos
apresentarem alguma atividade biológica é maior do que os compostos sintetizados,
3
Cap. 1
Introdução
considerando apenas estudos farmacológicos por métodos computacionais (in silico).
Aliado a isso, os avanços nas técnicas de isolamento e purificação dos metabólitos,
bem como, o desenvolvimento das técnicas para determinação das estruturas desses
compostos, fortaleceu o interesse de pesquisadores e da indústria farmacêutica na
área de produtos naturais (BRAZ-FILHO, 2010; HARVEY, 2008; NEWMAN, 2008).
Desta forma, a maioria dos metabólitos secundários que apresentam atividade
biológica é utilizada como modelo para o desenvolvimento de novos fármacos. Estes
metabólitos são pontos de partida para a utilização de técnicas computacionais que
permitem o aperfeiçoamento das características apresentadas, através dos recursos
de modelagem molecular. Neste contexto, a investigação dos constituintes químicos
das plantas é de extrema importância em busca de substâncias com atividade
biológica e que também possam servir de templates para a modelagem de moléculas
com atividade biológica e características ideais (HARVEY, 2008; LEE, 2004;
McCHESNEY et al., 2007; VIEGAS JR et al., 2006).
Além disso, as atividades da fitoquímica e o conhecimento dos constituintes
químicos das espécies vegetais contribuem para o desenvolvimento científico do país
e da química, contribuem para a formação de recursos humanos qualificados e para o
avanço de outras atividades científicas e tecnológicas (BRAZ-FILHO, 2010). Como
exemplo, auxilia no entendimento das relações desses organismos com o meio, bem
como, no mapeamento evolutivo.
Os estudos químicos envolvendo espécies da família Myrtaceae, que é
amplamente distribuída no Brasil, inclusive no Estado da Bahia, são em sua maioria
concentrados no estudo dos óleos essenciais, já que as mirtáceas produzem uma
grande variedade destes. Tratando-se do gênero Myrcia (Myrtaceae), existem poucos
estudos da sua composição química, sendo a maioria relacionada aos óleos
essenciais.
1.1. A Família Myrtaceae
A família Myrtaceae, pertencente a subfamília Myrtoideae que está inserida na
ordem
Myrtales,
compreende
mais
de
4500
espécies,
distribuídas
em
aproximadamente 140 gêneros (BARROSO et al., 1991; MOHAMMED et al., 2009),
sendo a segunda maior família da ordem, após a família Melastomataceae (SOUZA e
LORENZI, 2008).
Há dois grandes centros de dispersão das espécies da família Myrtaceae: nas
Américas, especialmente na parte da América que possui clima tropical (BARROSO et
al., 1991) e no sul da Austrália, onde predomina o clima temperado (CRONQUIST,
4
Cap. 1
Introdução
1981). Entretanto, apesar de menos freqüentes em regiões de clima temperado
(BARROSO et al., 1991), com exceção de parte da Austrália com este clima, as
mirtáceas ocorrem em praticamente todo o mundo (JOLY, 1966; WILSON et al., 2001).
As mirtáceas são plantas lenhosas, arbustivas ou arbóreas, com folhas inteiras,
de disposição alterna ou oposta e às vezes oposta cruzada, com estípulas muito
pequenas. As folhas apresentam glândulas oleíferas. As flores são em geral brancas
ou às vezes vermelhas. Produzem fruto baciforme ou capsular loculicida (JOLY, 1966).
Alguns exemplos mais conhecidos no Brasil são a goiabeira e o araçazeiro (Psidium),
a jabuticabeira (Myrciaria), a pitangueira, a grumixameira e a cerejeira-nacional
(Eugenia) (JOLY, 1966).
Dentre as mirtáceas cultivadas no Brasil, destacam-se as do gênero
Eucalyptus, com muitas espécies produtoras de madeira, essências importantes, além
de espécies ornamentais, e do gênero Syzygium, representado, entre outras, pelo
cravo-da-índia, cujos botões florais são colhidos verdes para o preparo da inigualável
especiaria. Outras cultivadas são o jameleiro (Syzygium), jambeiro (Jambosa),
jambeiro-vermelho (Eugenia), pimenteira-da-jamaica (Pimenta) e com certa raridade
espécies de Myrcia (JOLY, 1966).
As mirtáceas brasileiras caracteristicamente possuem tronco de casca lisa,
separando-se todo ano o ritidoma, que se renova com cada estação de crescimento.
Florescem no início da primavera (JOLY, 1966).
A família Myrtaceae apresenta muitas espécies que produzem frutos carnosos,
muito apreciados pela população. Na medicina popular, espécies dessa família são
utilizadas pela população brasileira no tratamento de diversas enfermidades,
destacando-se antidiabéticas, anti-reumáticas, antidiarréicas, adstringentes, antiinflamatórias e no tratamento de úlceras crônicas, hemorragias, febre, cistite e uretrite.
Entre as famílias da Classe Angiospermae, em número de espécies utilizadas, para
fins medicinais no Brasil, a família Myrtaceae ocupa o terceiro lugar (CRUZ e
KAPLAN, 2004).
Diante disso, percebe-se que a família Myrtaceae possui importante papel
sócio-econômico no cenário nacional (GRESSLER et al., 2006).
1.1.1. O Gênero Myrcia
O gênero Myrcia é um dos maiores da família Myrtaceae sendo formado por
mais de 300 espécies (CRONQUIST, 1981), com mais de 50 catalogadas nos
herbários da Bahia.
5
Cap. 1
Introdução
As espécies desse gênero apresentam panículas mircióides, constituídas de
ramos opostos decussados (em forma de cruz) ou verticilados (inseridas em um só nó
caulinar), sendo os inferiores geralmente mais longos, eretos ou patentes. Suas flores
geralmente se dispõem em grupos de três em três, todas sésseis ou com pedicelo
curto. Apresentam hispânico mais ou menos desenvolvido, formado pela parede do
receptáculo floral que pode ser campanulado, afunilado, globoso, anguloso ou liso,
prolongado ou não acima do ovário (BARROSO, 1991).
Algumas espécies deste gênero (M. salicifolia, M. citrifolia, M. uniflora, M.
multiflora e M. sphaerocarpa) são popularmente conhecidas como pedra-hume-caá
(planta insulina ou insulina vegetal) e são utilizadas na medicina popular para o
tratamento de diabetes.
1.2. A química da família Myrtaceae
A família Myrtaceae é quimicamente muito diversa. As plantas pertencentes a
esta família caracterizam-se pela produção de taninos, flavonoides, mono- e
sesquiterpenos, triterpenóides, derivados do floroglucinol, cromenos, estilbenoides e
outros (AMARAL et al., 2001; AMOR et al., 2007; DAO et al., 2010; FURUYA et al.,
1987; HÄBERLEIN e TSCHIERSCH, 1998; GOTTLIEB et al., 1972; LEE, 1998; LEE et
al., 1997; MAYER, 1990; MUSTAFA et al., 2003; MUSTAFA et al., 2005; RAO e RAO,
1991; SANTOS et al., 1997; SARKER et al., 2001; SIDDIQUI et al., 2000; SLOWING
et al., 1994; SRIVASTAVA et al., 1995; TANAKA et al.,1996; VIEIRA et al., 2004;
YANG et al., 2000; YE et al., 2004; YOSHIDA et al., 1996; WANG e FUGIMOTO,
1993; WESTON et al., 1999; WOLLENWEBER et al., 2000) (Tabela 1, p. 8).
Considerando o grande número de espécies da família Myrtaceae, em torno de
4500, fica evidente que há muito ainda a ser estudado, principalmente em relação aos
constituintes químicos fixos.
Os relatos encontrados sobre o estudo químico de espécies de Myrtaceae
revelaram duas características químicas importantes, relacionadas aos flavonoides
isolados. Uma das características é que, apesar destes compostos serem amplamente
distribuídos nas plantas, nesta família muitos desses compostos apresentaram o grupo
fenílico, proveniente da via do chiquimato, não substituído (anel A para chalconas e dihidrochalconas e anel B para os demais), o que sugere que a rota biossintética destes
compostos, seja a partir do cinamoil-CoA (Figura 2, p. 7). A maioria dos flavonoides
encontrados na natureza apresentam oxigenação no anel proveniente da via do
chiquimato, enquanto que não é comum este anel não possuir substituintes.
6
Cap. 1
Introdução
A outra característica está relacionada a ocorrência de flavonoides C-
metilados, no anel proveniente da via do acetato, para isso têm como precursor
biossíntético o metilmalonil-CoA (DEWICK, 2001; SCHRÖDER et al., 1998) (Figura 2).
Os C-metilados que apresentam um grupo metílico, a rota biossintética envolve a
utilização de uma unidade de metilmalonil-CoA e duas de malonil-CoA, enquanto os
que apresentam dois grupos metílicos, têm como precursor uma unidade de malonilCoA e duas de metilmalonil-CoA. Os flavonoides C-metilados são raros e, portanto,
revelam uma característica da química da família Myrtaceae (MUSTAFA et al., 2005;
SARKER et al., 2001; WOLLENWEBER, 2000).
CoAS
O cinamoil-CoA
O
COOH
CoAS
1x malonil-CoA
O
COOH
CoAS
CH3
2x metilmalonil-CoA
Alongamento da cadeia
Via acetato, partindo de um grupo cinamoil-CoA
CH3
O
CH3
SCoA
HO
OH
O
Claisen
H3C
chalcona sintase
O
H3C
OH
O
O
chalcona
ciclização
(fechamento estereoespecífico)
chalcona isomerase
CH3
HO
O
H3C
OH
O
flavanona
Figura 2: Rota biossintética da flavanona C-metilada (adaptado de SCHRÖDER et al.,
1998)
7
Cap. 1
Introdução
Tabela 1: Alguns constituintes químicos fixos obtidos de plantas da família Myrtaceae.
HO
OH
OH
OH
HO
OH
HO
O
HO
O
O
O
O
CO 2H
HO
OH
O
O OH
OH
HO
HO
OH
OH
OH
syzyginina B
Espécie: Syzygium aromaticum
Referência: TANAKA et al., 1996
OH
OH
HO
HO
O
O
O
OH
OH
O
O
O
HO
O
O
HO OH
O
HO
O
O
OH
HO
OH
OH R
O
HO
O
O
O
O
HO
OH
OH
O
O
OH
HO
OH
OH
OH
OH
OH
OH
O
O
O
O
HO
O
O
O
HO
HO
OH
HO
syzyginina A
Espécie: Syzygium aromaticum
Referência: TANAKA et al., 1996
HO
OH
OH
OH
OH
O
OH
O
OH
O
O
O
O
HO
O
O
HO
O
O
O
O
O
HO
OH
O
O
OH
O
OH
O
telimagrandina
O
HO
OH
OH
OH
R= -O-glicose
eugenioflogina D1
Espécie: Eugenia uniflora
Referência: LEE et al., 1997
Espécie: Melaleuca leucadendron
Referência: YOSHIDA et al., 1996
OH
OH
OH
HO
HO
O
O
HO OH
HO
O
O
HO
OH
HO
O
O
O
O
OH
OH
OH
OH
HO
HO
O
O
O
O
O
O
O
H
O
O
O
HO
O
HO
OH R
O
O
O
HO
O
O
OH
O
O
O
OH
OH
OH
O
OH
O
HO
OH
OH
O
OH
OH
O
OH
HO
OH
O
HO
OH
OH
1-O-galoil castalagina
OH
R= -O-glicose
eugenioflogina D2
Espécie: Eugenia uniflora
Referência: LEE et al., 1997
Espécie: Eugenia jambos
Referência: YANG et al., 2000
Continua
8
Cap. 1
Introdução
OH
OH
OH
HO
HO
HO
HO
O
O
O
O
O
OH
OH
O
OH
O
H
HO
O
O
CH3
OH
OH
O
OH
O
OH
O
O
O
O
CH3
OH
ácido siríngico
OH
HO
OH
OH
casuarinina
Espécie: Eugenia jambos
Referência: YANG et al., 2000
Espécie: Leptospermum scoparium
Referência: WESTON et al., 1999
O
H3C
CH3
HO
O
OH
O
CH3
ácido trans-cinâmico
O
O
siringato de metila
Espécie: Leptospermum scoparium
Referência: WESTON et al., 1999
HO
Espécie: Leptospermum scoparium
Referência: WESTON et al., 1999
HO
OH
O
OH
ácido trans-cafeico
Espécie: Leptospermum scoparium
Referência: WESTON et al., 1999
OH
O
ácido 2-hidróxi-3-fenilpropanóico
Espécie: Leptospermum scoparium
Referência: WESTON et al., 1999
H3C
H3C
CH3
O
OH
O
O
CH3
H3C
OH
CH3
O
O
vomifoliol
2,6-dimetoxi-p-benzoquinona
Espécie: Eucalyptus globulus
Referência: SANTOS et al., 1997
Espécie: Eucalyptus globulus
Referência: SANTOS et al., 1997
O
O
O
CH3
CH3
O
CH3
O
O
CH3
H3C
O
O
O
H3C
CH3
acetato de 3,4,5-trimetoxifenila
Espécie: Eucalyptus globulus
Referência: SANTOS et al., 1997
O
H3C
acetato de 2,4,6-trimetoxifenila
Espécie: Eucalyptus globulus
Referência: SANTOS et al., 1997
Continuação da Tabela 1
9
Cap. 1
Introdução
OH
OH
CH3
O
O
O
O
H3C
H3C
H3C
H3C
sideroxilina
Espécies: Callistemon coccineus;
Eucalyptus saligna;
Eucalyptus tereticornis
Referências: WOLLENWEBER et al., 2000;
SARKER et al., 2001; WANG e FUGIMOTO, 1993
O
Espécies: Eucalyptus saligna;
Eucalyptus tereticornis
Referências: SARKER et al., 2001; WANG e
FUGIMOTO, 1993
OH
CH3
CH 3
O
HO
O
H3C
O
H3C
OH
8-desmetil-sideroxilina
O
CH3
HO
O
OH
O
OH
O
OH
CH3
O
6,8-dimetilapigenina
5,7-di-hidróxi-6-metil-3,8,4’-trimetoxiflavona
Espécie: Metrosideros robusta
Referência: WOLLENWEBER et al., 2000
Espécies: Callistemon acuminatus;
Callistemon juniperinus;
Callistemon rigidus;
Callistemon salignus;
Syzygium alternifolia
Referências: WOLLENWEBER et al., 2000; RAO
e RAO, 1991
HO
OH
O
HO
O
HO
OH
OH
OH
O
galangina
O
OH
quercetina
Espécie: Heteropyxis canescens
Referência: MOHAMMED et al., 2009
Espécie: Leptospermum scoparium
Referências: WESTON et al., 1999
CH3
O
HO
O
O
OH
O
OH
crisina
Espécie: Leptospermum scoparium
Referências: MAYER, 1990; WESTON et al., 1999
O
O
H3C
5,7-dimetoxiflavona
Espécie: Leptospermum scoparium
Referência: HÄBERLEIN e TSCHIERSCH, 1998
Continuação da Tabela 1
10
Cap. 1
Introdução
CH3
CH3
O
O
H3C
H3C
O
O
OH
H3C
O
5-hidróxi-6-metil-7-metoxiflavona
6-metil-5,7-dimetoxiflavona
Espécie: Leptospermum scoparium
Referência: HÄBERLEIN e TSCHIERSCH, 1998
CH3
O
O
CH3
CH3
O
O
Espécies: Leptospermum scoparium;
Leptospermum polygalifolium
Referências: HÄBERLEIN e TSCHIERSCH,
1998; MUSTAFA et al., 2003
CH3
O
O
H3C
OH
O
OH
5-hidróxi-6,8-dimetil-7-metoxiflavona
Espécie: Leptospermum scoparium
Referência: HÄBERLEIN e TSCHIERSCH, 1998
CH3
CH3
HO
O
5-hidróxi-8-metil-7-metoxiflavona
Espécie: Leptospermum polygalifolium
Referência: MUSTAFA et al., 2003
HO
O
O
H3C
H3C
O
O
O
O
H3C
H3C
7-hidróxi-6,8-dimetil-5-metoxi-isoflavona
7-hidróxi-6,8-dimetil-5-metoxiflavona
Espécie: Cleistocalyx operculatus
Referência: DAO et al., 2010
Espécie: Cleistocalyx operculatus
Referência: DAO et al., 2010
OH
CH3
O
O
O
HO
H3C
H3C
OH
OH
O
5,4’-di-hidróxi-6,8-dimetil-7-metoxiflavanona
(angoforol)
Espécie: Callistemon coccineus
Referência: WOLLENWEBER et al., 2000
O
pinocembrina
Espécie: Leptospermum scoparium
Referências: WESTON et al., 1999
CH3
O
HO
O
HO
OH
OH
H3C
OH
O
3,5,7-tri-hidróxi-6,8-dimetilflavanona
Espécie: Cleistocalyx operculatus
Referência: DAO et al., 2010
OH
O
pinobanksina
Espécie: Leptospermum scoparium
Referência: WESTON et al., 1999
Continuação da Tabela 1
11
Cap. 1
Introdução
CH3
O
O
CH3
OH
OH
H3C
E-2,3,5-tri-hidróxi-6-metil-7-metoxiflavanona
Espécie: Leptospermum polygalifolium
Referência: MUSTAFA et al., 2003
CH3
CH3
OH
O
O
O
OH
CH3
CH3
OH
H3C
O
OH
Z-2,3,5-tri-hidróxi-6-metil-7-metoxiflavanona
Espécie: Leptospermum polygalifolium
Referência: MUSTAFA et al., 2003
OH
O
O
O
O
OH
OH
OH
Z-2,3,5-tri-hidróxi-8-metil-7-metoxiflavanona
Espécie: Leptospermum polygalifolium
Referência: MUSTAFA et al., 2003
CH3
Z-2,3,5-tri-hidróxi-8-metil-7-metoxiflavanona
Espécie: Leptospermum polygalifolium
Referência: MUSTAFA et al., 2003
CH3
OH
HO
O
HO
O
OH
O
OH
O
H3C
H3C
O
O
OH
H3C
O
5,7-di-hidróxi-6,8-dimetilflavanona
2,7-di-hidróxi-6,8-dimetil-5-metoxiflavanona
Espécie: Cleistocalyx operculatus
Referência: DAO et al., 2010
Espécies: Metrosideros excelsa;
Cleistocalyx operculatus
Referências: MAYER, 1990; MUSTAFA et al.,
2005
O
H
CH3
O
O
O
H3C
O
H3C
H
H3C
O
OH
OH
O
6-formil-5-hidróxi-8-metil-7-metoxiflavanona
Espécie: Cleistocalyx operculatus
Referência: DAO et al., 2010
CH3
HO
CH3
O
O
O
8-formil-5-hidróxi-6-metil-7-metoxiflavanona
Espécie: Cleistocalyx operculatus
Referência: YE et al., 2004
O
H3C
7-hidróxi-8-metil-5-metoxiflavanona
Espécie: Cleistocalyx operculatus
Referência: DAO et al., 2010
HO
O
OH
O
5,7-di-hidróxi-8-metilflavanona
Espécie: Cleistocalyx operculatus
Referência: DAO et al., 2010
Continuação da Tabela 1
12
Cap. 1
Introdução
CH3
CH3
CH3
O
O
O
O
H3C
H3C
OH
O
O
Espécies: Leptospermum scoparium;
Cleistocalyx operculatus
Referências: MAYER, 1990; DAO et al., 2010
O
H3C
5-hidróxi-6,8-dimetil-7-metoxiflavanona
6-metil-5,7-dimetoxiflavanona
Espécie: Leptospermum scoparium
Referências: MAYER, 1990
CH3
O
O
HO
O
H3C
O
O
OH
H3C
5,7-dimetoxiflavanona
Espécie: Leptospermum scoparium
Referências: MAYER, 1990
O
O
5,7-di-hidróxi-6-metilflavanona
Espécie: Leptospermum scoparium
Referências: MAYER, 1990
OH
H
CH3
HO
O
H3C
CH3
CH3
HO
O
H3C
OH
O
3’-formil-4’,6’-di-hidróxi-5’-metil-2’-metoxichalcona
Espécie: Cleistocalyx operculatus
Referência: YE et al., 2004
CH3
HO
OH
O
4,2’,4’-tri-hidróxi-3’,5’-dimetil-6’-metoxichalcona
Espécie: Cleistocalyx operculatus
Referência: DAO et al., 2010
CH3
CH3
O
O
CH3
OH
H3C
OH
O
2’,4’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-6’-metoxichalcona
Espécies: Syzygium samarangense;
Metrosideros excelsa;
Heteropyxis natalensis
Referências: SRIVASTAVA et al., 1995; MUSTAFA
et al., 2005; MOHAMMED et al., 2009
CH3
CH3
O
O
OH
O
2’,6’-di-hidróxi-3’-metil-4’-metoxichalcona
Espécie: Metrosideros excelsa
Referência: MUSTAFA et al., 2005
CH3
HO
O
H3C
H3C
OH
O
2’-hidróxi-3’-metil-4’,6’-dimetoxichalcona
Espécie: Metrosideros excelsa
Referência: MUSTAFA et al., 2005
Continuação da Tabela 1
OH
O
2’,4’-di-hidróxi-3’-metil-6’-metoxichalcona
Espécies: Metrosideros excelsa
Cleistocalyx operculatus
Referências: MUSTAFA et al., 2005; DAO et al.,
2010
13
Cap. 1
Introdução
CH3
CH3
CH3
CH3
O
HO
O
O
OH
OH
OH
H3C
OH
O
2’-hidróxi-5’-metil-4’,6’-dimetoxichalcona
Espécie: Syzygium samarangense
Referência: AMOR et al., 2007
O
2,2’,4’-tri-hidróxi-3’,5’-dimetil-6’-metoxichalcona
Espécie: Cleistocalyx operculatus
Referência: DAO et al., 2010
CH3
CH3
HO
CH3
CH3
HO
O
O
H3C
H3C
OH
OH
O
2’,4’-di-hidróxi-3’-metil-6’-metoxi-di-hidrochalcona
Espécie: Syzygium samarangense
Referência: AMOR et al., 2007
O
2’,4’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-6’-metoxi-dihidrochalcona
Espécie: Syzygium samarangense
Referência: AMOR et al., 2007
HO
CH3
HO
OH
O
O
O
H3C
HO
OH
O
O
CH3
O
H3C
O
H3C
O
OH
2-hidróxi-6,8-dimetil-5,7-dimetoxiflavan-3-ona
Espécie: Leptospermum scoparium
Referência: HÄBERLEIN e TSCHIERSCH, 1998
H3C
noreugenina-7-O--D-glicosídeo
Espécie: Eucalyptus camaldulensis
Referência: WANG e FUGIMOTO, 1993
CH3
H3C
CH3
CH3
CH3
CH3
CH3
CH3
OH
CH3
CH3
HO
HO
H3C
H3C
CH3
CH3
-amirina
Espécies: Eucalyptus globulus;
Myrcia citrifolia
Referências: SANTOS et al., 1997; GOTTLIEB et
al., 1972
eritridiol
Espécie: Eucalyptus globulus
Referência: SANTOS et al., 1997
H3C
CH3
H3C
CH3
O
CH3
CH3
CH3
OH
O
H3C
O
CH3
OH
CH3
O
CH3
HO
H3C
CH3
ácido 3-acetiloleanólico
Espécie: Eucalyptus globulus
Referência: SANTOS et al., 1997
Continuação da Tabela 1
H3C
CH3
ácido oleanólico
Espécies: Eucalyptus camaldulensis;
Leptospermum polygalifolium
Referências: SIDDIQUI et al., 2000; MUSTAFA
et al., 2003
14
Cap. 1
Introdução
CH3
H3C
CH3
H3C
O
CH3
HO
O
CH3
CH3
OH
CH3
OH
O
CH3
CH3
HO
O
H3C
H3C
CH3
H3C
HO
ácido arjunólico
Espécies: Heteropyxis canescens;
Melaleuca alternifolia
Referências: VIEIRA et al., 2004; MOHAMMED et
al., 2009
ácido 3-acetilursólico
Espécie: Melaleuca alternifolia
Referência: VIEIRA et al., 2004
CH3
CH3
H3C
H3C
O
CH3
OH
CH3
CH3
O
O
CH3
CH3
CH3
O
H3C
H3C
CH3
HO
CH3
CH3
H3C
3-acetil-12-ursen-28-oato de metila
uvaol
Espécies: Eucalyptus globulus;
Leptospermum scoparium
Referências: SANTOS et al., 1997; MAYER,
1990
Espécie: Eucalyptus globulus
Referência: SANTOS et al., 1997
CH3
CH3
CH3
H3C
H3C
O
O
H3C
O
H3C
O
O
H3C
CH3
CH3
CH3
O
O
CH3
O
CH3
H3C
O
CH3
H3C
O
3-acetil-11-metóxi-12-ursen-28-oato de metila
Espécie: Eucalyptus globulus
Referência: SANTOS et al., 1997
CH3
3-cis-p-metoxicinamoil-12-ursen-28-oato de
metila
Espécie: Eucalyptus globulus
Referência: SANTOS et al., 1997
CH3
CH3
H3C
H3C
O
CH3
O
CH3
O
O
CH3
CH3
CH3
O
CH3
CH3
O
H3C
CH3
CH3
H3C
CH3
O
3-trans-p-metoxicinamoil-12-ursen-28-oato de
metila
Espécie: Eucalyptus globulus
Referência: SANTOS et al., 1997
CH3
HO
H3C
CH3
3-hidróxi-12-ursen-28-oato de metila
Espécie: Eucalyptus globulus
Referência: SANTOS et al., 1997
Continuação da Tabela 1
15
Cap. 1
Introdução
CH3
CH3
H3C
H3C
O
CH3
CH3
CH3
O
O
CH3
HO
O
H3C
H3C
CH3
CH3
3-hidroxiurs-11-en-28,13-olídeo
O
3,23-diacetil-12-ursen-28-oato de metila
Espécie: Eucalyptus globulus
Referência: SANTOS et al., 1997
Espécies: Eucalyptus camaldulensis;
Eucalyptus tereticornis
Referências: SIDDIQUI et al., 2000; WANG e
FUGIMOTO, 1993
CH3
H3C
H3C
H3C
CH3
O
O
H3C
O
CH3
H3C
CH3
HO
OH
OH
CH3
CH3
OH
HO
HO
H3C
H3C
CH3
ácido ursólico
Espécies: Eucalyptus camaldulensis;
Eucalyptus tereticornis
Referências: SIDDIQUI et al., 2000; WANG e
FUGIMOTO, 1993
CH3
ácido 2,3,7-tri-hidróxi-11-metoxiurs-12-en28-óico
Espécie: Eucalyptus camaldulensis
Referência: SIDDIQUI et al., 2000
CH2
H3C
H3C
H3C
HO
H3C
H3C
CH3
O
O
CH3
O
OH
HO
CH3
CH3
CH3
H3C
H3C
CH3
2,3,7-tri-hidroxiurs-11-en-28,13-olídeo
Espécie: Eucalyptus camaldulensis
Referências: SIDDIQUI et al., 2000
CH3
lupenona
Espécie: Heteropyxis natalensis
Referência: MOHAMMED et al., 2009
CH2
CH2
H3C
H3C
H
O
O
CH3
O
O
CH3
O
H3C
CH3
CH3
CH3
CH3
O
CH3
OH
CH3
HO
CH3
CH3
HO
H3C
CH3
éster metílico do ácido betulínico
Espécie: Eucalyptus globulus
Referência: SANTOS et al., 1997
H3C
CH3
ácido betulínico
Espécies: Eucalyptus camaldulensis;
Heteropyxis natalensis
Referências:
SIDDIQUI
et
al.,
MOHAMMED et al., 2009
Continuação da Tabela 1
16
2000;
Cap. 1
Introdução
CH2
CH2
H3C
H3C
H
O
CH3
O
CH3
CH3
CH3
OH
O
O
CH3
O
H3C
HO
CH3
H3C
CH3
CH3
CH3
H3C
ácido 3-acetilbetulínico
3-epi-betulinato de metila
Espécie: Syzygium samarangense
Referência: SRIVASTAVA et al., 1995
Espécie: Eucalyptus globulus
Referência: SANTOS et al., 1997
CH2
H3C
CH2
H3C
H
H
O
CH3
CH3
O
O
O
CH3
CH3
H3C
O
CH3
CH3
CH3
CH3
O
O
H3C
CH3
CH3
H3C
3-epi-acetilbetulinato de metila
Espécie: Syzygium samarangense
Referência: SRIVASTAVA et al., 1995
3-oxobetulinato de metila
Espécie: Syzygium samarangense
Referência: SRIVASTAVA et al., 1995
CH3
CH2
H3C
H3C
H
CH3
CH3
CH3
AcO
CH3
CH3
CH3
OH
AcO
O
CH3
O
AcO
HO
H3C
CH3
betulina
Espécies: Syzygium samarangense
Melaleuca alternifolia
Referências: SRIVASTAVA et al., 1995; VIEIRA et
al., 2004
OAc
tetra-acetil daucosterol
Espécie: Eucalyptus globulus
Referência: SANTOS et al., 1997
Continuação da Tabela 1
17
Cap. 1
Introdução
1.2.1. A química do gênero Myrcia
Apesar do gênero Myrcia estar representado por um grande número de
espécies, verificou-se que existem poucos trabalhos publicados relativos ao estudo
dos constituintes químicos fixos e de atividades biológicas de espécies deste gênero,
sendo que todos são de espécies do Brasil (Tabela 2). A grande maioria dos estudos
com plantas do gênero Myrcia está vinculada a óleos essenciais.
Trabalhos encontrados na literatura, com Myrcia multiflora, relatam o
isolamento de flavonoides e acetofenonas glicosiladas, que apresentaram atividade
antidiabética (MATSUDA et al., 2002; YOSHIKAWA et al., 1998). O trabalho com
Myrcia citrifolia, relata o isolamento de um flavonoide e um triterpeno (GOTTLIEB et
al., 1972) e de M. uniflora foram isolados dois flavonóides (FERREIRA et al., 2006).
Os estudos realizados com espécies de Myrcia pelo nosso Grupo de Pesquisa
(GESNAT-UFBA) resultaram no isolamento, a partir de Myrcia guianensis, de dois
flavonoides, uma hidroxicetona cíclica, um sesquiterpeno e um esteróide (FEHLBERG,
2006), enquanto que, a partir de Myrcia rotundifolia (Berg.) Legrand, foram isolados
terpenos e esteroides (CERQUEIRA, 2002) e de M. hiemalis obteve-se um esteróide e
seis flavonóides (SILVA, 2007).
Tabela 2: Alguns constituintes químicos fixos relatados para o gênero Myrcia.
HO
O
HO
HO
O
O
O
HO
HO
H3C
OH
HO
OH
CH3
O
O
O
OH
HO
O
OH
OH
H3C
OH
myrciacitrina I
Espécie: M. multiflora
Referência: YOSHIKAWA et al., 1998
O
OH
OH
myrciacitrina II
Espécie: M. multiflora
Referência: YOSHIKAWA et al., 1998
HO
HO
H3C
O
HO
OH
O
O
OH
O
H3C
CH3
O
OH
O
O
O
O
HO
H3C
OH
HO
OH
OH
OH
O
OH
OH
myrciacitrina III
Espécie: M. multiflora
Referência: MATSUDA et al., 2002
myrciacitrina IV
Espécie: M. multiflora
Referência: MATSUDA et al., 2002
Continua
18
Cap. 1
Introdução
HO
HO
CH3
HO
O
HO
O
OH
O
O
O
HO
O
OH
OH
H3C
OH
HO
H3C
myriacetina
O
OH
OH
myrciacitrina V
Espécie: M. multiflora
Referência: MATSUDA et al., 2002
Espécie: M. multiflora
Referência: YOSHIKAWA et al., 1998
HO
CH3
O
OH
CH3
O
HO
HO
OH
O
HO
OH
O
OH
OH
H3C
O
O
O
OH
OH
O
O
H3C
metoximatteucina
OH
OH
1-desmantina
Espécie: M. multiflora
Referência: YOSHIKAWA et al., 1998
Espécie: M. multiflora
Referência: YOSHIKAWA et al., 1998
HO
HO
OH
OH
O
HO
O
HO
OH
OH
O
O
O
O
OH
OH
O
O
HO
HO
HO
OH
HO
CH3
OH
miricitrina
Espécie: M. multiflora;
M. uniflora
M. hiemalis
Referência:
YOSHIKAWA
et
al.,
FERREIRA et al., 2006; SILVA, 2007
guaijaverina
Espécie: M. multiflora
Referência: YOSHIKAWA et al., 1998
1998;
HO
HO
OH
O
CH3
O
HO
O
HO
OH
O
O
OH
OH
O
O
HO
CH3
HO
mearnsitrina
Espécie: M. multiflora;
M. uniflora
Referência: YOSHIKAWA et
FERREIRA et al., 2006
Continuação da Tabela 2
O
O
HO
CH3
HO
OH
OH
quercitrina
Espécie: Myrcia multiflora
al.,
1998;
Referência: YOSHIKAWA et al., 1998
19
Cap. 1
Introdução
OH
O
HO
OH
O
O
6
CH3
4
OH
myrciafenona A
Espécie: Myrcia multiflora
Referência: YOSHIKAWA et al., 1998
CH3
O
H3C
CH3
O
OH
HO
H
H
OH
HO
O
myrciafenona B
CH3
CH3
friedelina
Espécie: Myrcia rotundifolia
Referência: CERQUEIRA, 2002
Espécie: Myrcia multiflora
Referência: YOSHIKAWA et al., 1998
H3C
CH3
H3C
H3C
O
H3C
CH3
HO
CH3
CH3
H
HO
HO
CH3
-amirina
OH
H
CH3
OH
ácido arjunólico
Espécie: Myrcia rotundifolia
Referência: CERQUEIRA, 2002
Espécie: Myrcia rotundifolia
Referência: CERQUEIRA, 2002
CH2
H3C
CH3
H3C
CH3
H3C
CH3
CH3
CH3
OH
OH
H3C
CH3
OH
O
O
OH
HO
Espécie: Myrcia multiflora
Referência: YOSHIKAWA et al., 1998
O
OH
HO
ácido ginkgóico
HO
CH3
O
CH2
H3C
H
H
O
H3C
H3C
CH3
CH3
CH3
OH
CH3
HO
H3C
CH3
ácido betulínico
Espécie: Myrcia rotundifolia
Referência: CERQUEIRA, 2002
CH3
HO
H3C
H
CH3
lupeol
Espécie: Myrcia rotundifolia
Referência: CERQUEIRA, 2002
Continuação da Tabela 2
20
Cap. 1
Introdução
CH3
CH2
H3C
H3C
H3C
H
CH3
CH3
CH3
H3C
CH3
CH3
CH3
HO
O
sitosterol
CH3
H3C
lupenona
Espécie: Myrcia rotundifolia
Referência: CERQUEIRA, 2002
Espécie: Myrcia rotundifolia
Referência: CERQUEIRA, 2002
CH3
CH3
H3C
CH3
H3C
CH3
CH3
CH3
CH3
CH3
CH3
CH3
HO
estigmasterol
CH3
H3C
esqualeno
Espécie: Myrcia rotundifolia
Referência: CERQUEIRA, 2002
Espécie: Myrcia rotundifolia
Referência: CERQUEIRA, 2002
OH
OH
CH3
CH3
O
O
O
H3C
O
O
H3C
CH3
H3C
H3C
OH
O
5,4’-di-hidroxi-6,8- dimetil-7,3’dimetoxiflavona
Espécie: Myrcia guianensis
Referência: FEHLBERG, 2006
O
OH
Espécie: Myrcia guianensis
Referência: FEHLBERG, 2006
CH3 H
H3C
HO
CH3
4-hidroxi-4,7-dimetil-1-tetralona
Espécie: Myrcia guianensis
Referência: FEHLBERG, 2006
O
sideroxilina
H3C
H
O
H
CH3
CH3
bourbonenona
Espécie: Myrcia guianensis
Referência: FEHLBERG, 2006
Continuação da Tabela 2
21
Cap. 1
Introdução
H3C
H3C
CH3
CH3
O
H3C
CH3
H3C
H3C
CH3
H3C
H
H
H
OH
O
CH3
OH
HO
O
H3C
CH3
HO
OH
ácido ursólico
OH
Espécie: Myrcia guianensis
Referência: FEHLBERG, 2006
daucosterol
Espécie: Myrcia hiemalis
Referência: SILVA, 2007
CH3
CH3
CH3
O
HO
OH
O
H3C
H3C
O
OH
2’,4’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-6’-metoxichalcona
Espécie: Myrcia hiemalis
Referência: SILVA, 2007
CH3
CH3
O
HO
O
OH
2’,6’-di-hidróxi-3’-metil-4’-metoxichalcona
Espécie: Myrcia hiemalis
Referência: SILVA, 2007
CH3
O
HO
H3C
HO
OH
O
2’,3’,4’-tri-hidróxi-5’-metil-6’-metoxichalcona
Espécie: Myrcia hiemalis
Referência: SILVA, 2007
O
O
H3C
7-hidróxi-6,8-dimetil-5-metoxiflavanona
Espécie: Myrcia hiemalis
Referência: SILVA, 2007
CH3
O
HO
H3C
OH
O
5,7-di-hidróxi-6,8-dimetilflavanona
Espécie: Myrcia hiemalis
Referência: SILVA, 2007
Continuação da Tabela 2
Da revisão da literatura não foram encontrados relatos sobre o estudo dos
constituintes químicos não voláteis das espécies Myrcia myrtifolia e Myrcia hiemalis
(Myrtaceae), além da dissertação de mestrado sobre os constituintes químicos de M.
hiemalis (SILVA, 2007), desenvolvido pelo nosso Grupo de Pesquisa (GESNAT –
22
Cap. 1
Introdução
UFBA). Este estudo fitoquímico das folhas de M. hiemalis foi iniciado em 2005, como
parte do projeto de mestrado, e resultou no isolamento de sete substâncias: miricitrina,
daucosterol, 2’,4’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-6’-metoxichalcona, 2’,4’-di-hidróxi-3’-metil-6’metoxichalcona, 2’,3’,4’-tri-hidróxi-5’-metil-6’-metoxichalcona, 7-hidróxi-6,8-dimetil-5metoxiflavanona e 5,7-di-hidróxi-6,8-dimetilflavanona.
Os flavonoides isolados foram avaliados quanto às suas propriedades
antibacterianas contra Staphylococcus aureus, Bacillus subtillis, Pseudomonas
aeruginosa, Streptococcus mutans, Escherichia coli, Micrococcus luteus e Salmonella
typhimurum, antifúngicas contra Aspergillus niger, Cândida albicans, Cladosporium
cladosporioides e Moniliophtora perniciosa (antigamente denominado de Crinipellis
perniciosa), e antiparasitárias contra epimastigotas de Trypanosoma cruzi e
promastigotas de Leishmania amazonensis.
Os testes antimicrobianos realizados revelaram atividade da chalcona 2’,4’-dihidróxi-3’,5’-dimetil-6’-metoxichalcona contra M.luteus (CIM de 12,5 g/mL) e da
flavanona 5-hidróxi-6,8-dimetil-7-metoxiflavanona contra B. subtilis (CIM de 25 g/mL)
e M. luteus (CIM de 25 g/mL). Os ensaios anti-T. cruzi e anti-Leishmania exibiram
potente atividade da chalcona 2’,4’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-6’-metoxichalcona, que
apresentou IC50 de 13,12 M para T. cruzi e, num ensaio preliminar, 100% de inibição
na concentração de 50 M para Leishmania amazonensis. A chalcona 2’,4’-di-hidróxi3’-metil-6’-metóxi-chalcona exibiu contra T. cruzi relevante atividade, com IC50 de
35,95 M. Estes resultados preliminares sugerem que os metabólitos presentes nas
espécies do gênero Myrcia, apresentam-se como candidatos em potencial para a
descoberta de novos agentes antimicrobianos e antiparasitários, cujo estudo deve ser
aprofundado. Além disso, avaliou-se a citotoxicidade das chalconas isoladas para
células GL-15 de glioblastoma humano e verificou-se que a chalcona 2’,4’-di-hidróxi3’,5’-dimetil-6’-metoxichalcona possui significante atividade.
Este trabalho contém a continuação do estudo fitoquímico das folhas de M.
hiemalis e o estudo das folhas de M. myrtifolia, com intuito de contribuir para o
conhecimento químico do gênero Myrcia, além de contribuir na busca de metabólitos
que apresentem atividade biológica.
1.3. Objetivos
- Realizar o estudo fitoquímico das folhas das espécies Myrcia hiemalis e
Myrcia myrtifolia (Myrtaceae);
- Purificar e determinar as estruturas dos constituintes químicos não-voláteis.
23
Capítulo 2
2. PARTE EXPERIMENTAL
2.1. Métodos Cromatográficos
Para a cromatografia em camada delgada comparativa (CCDC) foi utilizado
como adsorvente sílica gel 60 GF254 e HF254+366 e para a cromatografia em camada
delgada preparativa (CCDP) foi utilizado sílica gel PF254+366 e HF254+366, todas da marca
Merck.
As cromatoplacas foram preparadas espalhando-se manualmente a suspensão
de sílica em água destilada em placas de vidro com o auxílio de um espalhador
mecânico do tipo Heidelberg. Para CCDC utilizou-se placas de 2,5 x 7,0 cm e de 5,0 x
7,0 cm e obteve-se placas com espessuras de 0,5 mm, enquanto que, para CCDP,
utilizou-se placas de 20 x 20 cm e obteve-se placas com 1,0 mm de espessura.
Após preparadas, as cromatoplacas foram deixadas para secar ao ar livre e,
em seguida, foram ativadas em estufa a 70 ºC por um período de aproximadamente
uma hora. As revelações das substâncias nas cromatoplacas foram feitas expondo
estas, em câmaras de ultravioleta (UV), a irradiação nos comprimentos de onda de
254 nm e 366 nm, e expondo em cubas de iodo, a vapores de iodo.
Para as separações cromatográficas em coluna foram utilizadas sílica gel 60230 mesh (0,063-0,210 mm) e 230-400 mesh (0,040-0,063 mm), da marca Merck, e
SEPHADEX LH-20, da marca Sigma-Aldrich. Os processos cromatográficos com sílica
gel foram realizados com colunas de vidro de diversos tamanhos (altura) e com
diâmetros de 1,0, 1,5, 2,0 e 3,0 cm e, para coluna filtrante, foi utilizado uma coluna de
vidro de 8,0 cm de diâmetro e 70 cm de altura. Os processos cromatográficos com
SEPHADEX foram realizados com uma coluna de vidro de 2,0 cm de diâmetro e 1,0 m
de altura.
2.2. Reagentes Utilizados
Os solventes utilizados durante as análises cromatográficas, de qualidade P.A
das marcas Merck, Grupo Química e Quimex, foram os seguintes: hexano, éter de
petróleo, acetato de etila, diclorometano, clorofórmio, acetona, metanol e etanol.
Os solventes utilizados para dissolução das amostras para obtenção dos
espectros de RMN foram clorofórmio deuterado (CDCl3), acetona deuterada (acetonad6) e metanol deuterado (CD3OD), todos da marca Sigma-Aldrich.
Cap. 2
Experimental
2.3. Especificação dos Equipamentos
- As folhas secas foram reduzidas a pó no Moinho Thomas Wiley Laboratory MillModel 4.
- A eliminação dos solventes dos extratos e das frações obtidas foi realizada sob
pressão reduzida no evaporador rotatório de marca BUCHI, modelo R-3000.
- Os espectros de RMN de 1H e
13
C unidimensionais e bidimensionais foram obtidos
nos espectrômetros Varian Gemini 300 e Varian Inova 500, operando com freqüências
do hidrogênio a 300 MHz e 500 MHz, e do carbono a 75 MHz e 125 MHz,
respectivamente.
- A determinação da rotação óptica específica foi realizada em polarímetro digital
Perkin Elmer – Pol 343 (Nº série 9753), com filtro de Na e cela de quartzo com 6 mm
de caminho óptico.
- Os pontos de fusão foram obtidos utilizando o aparelho digital de ponto de fusão
MQAPF – 301 da marca Micro Química.
2.4. Material Vegetal
As folhas de espécimes de Myrcia hiemalis (Figura 3) e Myrcia myrtifolia foram
coletadas em agosto de 2005, na Área de Proteção Ambiental da Lagoa do Abaeté, no
Município de Salvador, Estado da Bahia. O local é uma área com dunas e repleta de
vegetação arbustiva (Figura 4, p.26).
Os espécimes apresentavam-se como arbustos de aproximadamente 3 m de
altura com casca lisa e folhas discolores abundantes. A identificação botânica das
espécies foi realizada pela Profa. Maria Lenise S. Guedes e registrada no Herbário
“Alexandre Leal Costa” do Instituto de Biologia da Universidade Federal da Bahia, sob
o número ALCB-61532 para M. hiemalis e ALCB-52168 para M. myrtifolia.
(a)
(b)
Figura 3: Partes aéreas de (a) Myrcia hiemalis e (b) M. myrtifolia
25
Cap. 2
Experimental
Figura 4: Vista do local da coleta na Área de Proteção Ambiental da Lagoa do Abaeté
– Salvador, BA.
2.5. Estudo Fitoquímico das Folhas de M. hiemalis e de M. myrtifolia
2.5.1. Obtenção dos Extratos e das Fases
As folhas secas de M. hiemalis (2,77 kg) e de M. myrtifolia (1,38 kg), coletadas
em agosto de 2005, após terem sido reduzidas a pó foram submetidas a três
extrações sucessivas com etanol, por um período de 72 h cada, obtendo-se assim,
após a eliminação do solvente em evaporador rotatório sob pressão reduzida a
aproximadamente 35 ºC, 349,9 g e 255,2 g de extratos etanólicos de folhas de M.
hiemalis e de M. myrtifolia, respectivamente.
A seguir, cada extrato etanólico foi solubilizado em 1 litro de etanol e
acrescentou-se 500 mL de água. Logo após, foram submetidos à partição (líquidolíquido) em funil de separação, por três vezes sucessivas com hexano, diclorometano,
acetato de etila e n-butanol, nesta ordem. Após eliminação do solvente de cada fase,
em evaporador rotatório sob pressão reduzida a aproximadamente 35 ºC, obteve-se
das folhas de M. hiemalis 127,4 g de fase hexânica, 37,1 g de fase diclorometânica,
58,9 g de fase acetato de etila e 74,2 g de fase n-butanólica, enquanto que a partir das
folhas de M. myrtifolia obteve-se 44,3 g de fase hexânica, 38,0 g de fase
diclorometânica, 38,5 g de fase acetato de etila e 49,1 g de fase n-butanólica
(Esquema 1, p. 27). Durante a eliminação dos solventes das fases hexânica,
26
Cap. 2
Experimental
diclorometânica e acetato de etila, obtidas da partição do extrato etanólico das folhas
de M. myrtifolia, ocorreu formação de uma grande quantidade de precipitado branco
que foi filtrado e pesou 28,1 g, sendo reservado para análise por CCD e RMN.
M. hiemalis (Mh)
2,77 kg
M. myrtifolia (Mm)
1,38 kg
FOLHAS SECAS E MOÍDAS
Três extrações sucessivas com etanol (72 h)
Filtração
Evaporação do solvente à
pressão reduzida
TORTA
EXTRATO ETANÓLICO
(Mh = 349,9 g; Mm = 255,2 g)
Dissolveu-se o extrato em 1 L de etanol e
acrescentou-se 500 mL de água destilada
PARTIÇÃO
(líquido-líquido)
Partição com hexano – 3x
Evaporação do solvente
à pressão reduzida
Fase
etanol/água
FASE HEXÂNICA
(Mh = 127,4 g; Mm = 44,3 g)
Partição com diclorometano – 3x
Evaporação do solvente à pressão
reduzida
Fase
etanol/água
FASE DICLOROMETÂNICA
(Mh = 37,1 g; Mm = 38,0 g)
Partição com acetato de etila – 3x
Fase
etanol/água
FASE ACETATO DE ETILA
(Mh = 38,9 g; Mm = 38,5 g)
Partição com n-butanol – 3x
Fase
etanol/água
Evaporação do solvente à pressão
reduzida
Evaporação do solvente à pressão
reduzida
FASE n-BUTANÓLICA
(Mh = 34,2 g; Mm = 49,1 g)
Esquema 1: Obtenção dos extratos e das fases a partir das folhas de Myrcia hiemalis e de M.
myrtifolia.
27
Cap. 2
Experimental
2.5.2. Fracionamento da Fase Diclorometânica das Folhas de M. hiemalis
O fracionamento da fase diclorometânica foi iniciado em 2005, no trabalho de
mestrado, e resultou no isolamento de sete substâncias (ver p. 22 e 23). Neste estudo,
como parte do projeto de doutorado, relatamos a continuação do estudo químico da
fase diclorometânica.
A fase diclorometânica das folhas (37,1 g) foi submetida, no trabalho de
mestrado, a uma coluna cromatográfica (código MhDCM-A), empacotada a seco com
sílica gel 60-230 mesh. Utilizou-se como eluentes inicialmente hexano puro e, em
seguida, misturas de Hex:AcOEt em gradiente crescente de polaridade até chegar a
AcOEt 100%. Obteve-se 26 frações de aproximadamente 200 mL cada, denominadas
MhDCM-A1 a A26. Após a evaporação do solvente, todas as frações desta coluna
foram submetidas à CCDC e, após análise dos resultados, algumas frações foram
reunidas e submetidas a outros fracionamentos cromatográficos. A seguir, estão
descritas apenas as etapas que fizeram parte deste estudo.
As frações MhDCM-A10 a A16 foram reunidas (6,4 g) e submetidas à coluna
cromatográfica (código MhDCM-A10.16-D) empacotada com sílica gel 0,040-0,063
mm em hexano, utilizou-se misturas de Hex:AcOEt em gradiente crescente de
polaridade como eluentes. Foram obtidas 35 frações (MhDCM-A10.16-D1 a 35).
As frações MhDCM-A10.16-D21 a 25, após a análise por cromatografia em
camada delgada comparativa (CCDC), foram reunidas (751 mg) e submetidas à
coluna cromatográfica (código MAAS), empacotada com sílica 0,040-0,063 mm em
hexano, utilizou-se misturas de Hex:AcOEt em gradiente crescente de polaridade
como eluentes, e obteve-se 23 frações MhDCM-MAAS-01 a 23). As frações MhDCMMAAS-14 a 18, após a análise por CCDC, foram reunidas (38 mg) e a mistura (código
MhDCM-MAAS-14.18) foi submetida à cromatografia em camada delgada preparativa
(CCDP) com sílica gel PF254+366. Após quatro eluições da fase móvel (éter de
petróleo:AcOEt 75:25), o resultado foi seis manchas (I a VI, sendo I a origem), sendo
que da mancha III obteve-se a substância 1-h (5 mg) (Esquema 2, p. 30).
A fração MhDCM-MAAS-20 (35 mg) foi submetida
a CCDP com sílica gel
HF254+366. Foram necessárias três eluições da fase móvel, uma mistura DCM:MeOH
98:2. O resultado foi cinco manchas (I a V, sendo I a origem) e da mancha II obteve-se
a substância 4-h (8 mg), enquanto que da mancha III, obteve-se uma mistura binária
(9 mg) contendo a substância 7-h (Esquema 2, p. 30).
A fração MhDCM-A2 (103 mg) foi submetida à coluna cromatográfica (código
MhDCM-A2-C) empacotada com SEPHADEX LH-20 em hexano. Utilizou-se como
28
Cap. 2
Experimental
eluentes misturas de Hex:DCM, em gradiente crescente de polaridade, iniciando com
um sistema de solventes Hex:DCM 9:1, e obteve-se 28 frações. Na fração MhDCMA2-C-20 foi isolada a substância 3-h (8 mg) (Esquema 3, p. 31).
As frações MhDCM-A2-C-4 e 5, após a análise por CCDC, foram reunidas (38
mg) e a mistura (código MhDCM-A2-C-4.5) foi submetida a CCDP com sílica gel
HF254+366. Foram necessárias quatro eluições da fase móvel, uma mistura Hex:DCM
6:4 e resultou em duas manchas (I e II, sendo I a de menor Rf), onde obteve-se na
mancha I a substância 2-h (14 mg) e na mancha II, a substância 6-h (5 mg) (Esquema
3, p. 31).
Nas frações MhDCM-A3 a A7 foi observado na mistura a presença de sólido
amorfo de cor laranja e cristais amarelos, que foram separados por recristalização e
identificados no mestrado. Os sobrenadantes das frações MhDCM-A3 a A7 foram
reunidos (4,8 g) e submetidos à coluna cromatográfica (código MhDCM-A3.7-B)
empacotada com sílica 0,040-0,063 mm em hexano, utilizou-se misturas de
Hex:AcOEt em gradiente crescente de polaridade como eluentes, e foram obtidas 32
frações, denominadas MhDCM-A3.7-B1 a B32. No “bico” dessa coluna foi raspado,
juntamente com a fração MhDCM-A3.7-B27, um precipitado branco, e assim obteve-se
a substância 9-h (3 mg) (Esquema 4, p. 32).
As frações MhDCM-A3.7-B12 a B15, após a análise por CCDC, foram reunidas
(247 mg) e submetidas à coluna cromatográfica (código MhDCM-PDA) empacotada
com hexano em sílica 0,040-0,063 mm, utilizou-se misturas de Hex:AcOEt em
gradiente crescente de polaridade como eluentes. Foram obtidas 29 frações
denominadas MhDCM-PDA-01 a 29.
As frações MhDCM-PDA-18 a 20 foram reunidas (53 mg) e submetidas a
CCDP com sílica gel HF254+366. Foram necessárias cinco eluições da fase móvel, uma
mistura Hex:DCM 3:7. O resultado foi sete manchas (I a VII, sendo I a origem) e da
mancha VI obteve-se a substância 5-h (6 mg) (Esquema 4, p. 32). As frações
MhDCM-PDA-23 a 25 foram reunidas (29 mg) e submetidas a CCDP com sílica gel
HF254+366. Foram necessárias duas eluições da fase móvel, uma mistura DCM:MeOH
99:1 e resultou em seis manchas (I a VI, sendo I a origem), onde da mancha II obtevese a substância 8-h (10 mg) (Esquema 4, p. 32).
As frações MhDCM-A3.7-B62 a B29 foram reunidas (700 mg) e submetidas à
coluna cromatográfica (código MhDCM-VHU) empacotada com hexano em sílica
0,040-0,063 mm, utilizou-se misturas de Hex:AcOEt em gradiente crescente de
polaridade como eluentes. Foram obtidas 33 frações (MhDCM-VHU-01 a 33). Após
análise por CCDC, a fração MhDCM-VHU-31 (53 mg) foi submetida a CCDP com
sílica gel HF254+366. Após quatro eluições da fase móvel, uma mistura Hex:AcOEt
29
Cap. 2
Experimental
78:22, o resultado foi quatro manchas (I a IV, sendo I a origem) e da mancha III
obteve-se a substância 10-h (10 mg) (Esquema 5, p. 33).
Fase DCM das folhas de M. hiemalis
(37,1 g)
CC em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
26 frações
MhDCM-A1 a A26
CCDC
Frações A10 a A16:
MhDCM-A10.16-D
(6,4 g)
CC em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
35 frações
MhDCM-A10.16-D1 a D35
CCDC
Frações D21 a D25: MhDCM-MAAS
(751 mg)
CC em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
23 frações
MhDCM-MAAS-1 a 23
CCDC
MhDCM-MAAS-14 a 18
(38 mg)
CCDP
Hex:AcOEt 95:5
MhDCM-MAAS-14.18-I a VI
mancha III
Substância 1-h
(5 mg)
MhDCM-MAAS-20
(35 mg)
CCDP
DCM:MeOH 98:2
MhDCM-MAAS-20-I a V
mancha II
Substância 4-h
(8 mg)
mancha III
Substância 7-h
(em mistura; 9 mg)
Esquema 2: Fracionamento para isolamento das substâncias 1-h, 4-h e 7-h.
30
Cap. 2
Experimental
Fase DCM das folhas de M. hiemalis
(37,1 g)
CC em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
26 frações
MhDCM-A1 a A26
CCDC
Fração A2: MhDCM-A2-C
(103 mg)
CC SEPHADEX LH-20
Gradiente crescente Hex:DCM
28 frações
MhDCM-A2-C-1 a 28
CCDC
MhDCM-A2-C-20
MhDCM-A2-C-4 e 5
(38 mg)
CCDP
Hex:DCM 6:4
Substância 3-h
(8 mg)
MhDCM-A2-C-4.5-I e II
MhDCM-A2-C-4.5-I
MhDCM-A2-C-4.5-II
Substância 2-h
(14 mg)
Substância 6-h
(5 mg)
Esquema 3: Fracionamento para isolamento das substâncias 2-h, 3-h e 6-h.
31
Cap. 2
Experimental
Fase DCM das folhas de M. hiemalis
(37,1 g)
CC em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
26 frações
MhDCM-A1 a A26
CCDC
Frações A3 a A7: MhDCM-A37-B
(4,8 g)
CC em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
32 frações
MhDCM-A37-B1 a B32
CCDC
MhDCM-A37-B27
Frações B12 a B15: MhDCM-PDA
(247 mg)
ppt coletado no
“bico da coluna”
CC em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
29 frações
Substância 9-h
(5 mg)
MhDCM-PDA-1 a 29
CCDC
MhDCM-PDA-18 a 20
(53 mg)
CCDP
Hex:DCM 3:7
MhDCM- PDA-18.20-I a VII
mancha II
Substância 5-h
(5 mg)
MhDCM-PDA-23 a 25
(29 mg)
CCDP
DCM:MeOH 99:1
MhDCM- PDA-23.25-I a VI
mancha II
Substância 8-h
(10 mg)
Esquema 4: Fracionamento para isolamento das substâncias 5-h, 8-h e 9-h.
32
Cap. 2
Experimental
Fase DCM das folhas de M. hiemalis
(37,1 g)
CC em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
26 frações
MhDCM-A1 a A26
CCDC
Frações A3 a A7: MhDCM-A37-B
(4,8 g)
CC em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
32 frações
MhDCM-A37-B1 a B32
CCDC
Frações B26 a B29: MhDCM-VHU
(700 mg)
CC em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
33 frações
MhDCM-VHU-1 a 33
CCDC
MhDCM-VHU-31
(53 mg)
CCDP
Hex:AcOEt 78:22
MhDCM- VHU-31-I a IV
mancha III
Substância 10-h
(10 mg)
Esquema 5: Fracionamento para isolamento da substância 10-h.
33
Cap. 2
Experimental
2.5.3. Fracionamento da Fase Hexânica das Folhas de M. hiemalis
A fase hexânica (127,4 g) foi submetida a uma coluna cromatográfica (código
MhHex), empacotada a seco com gel de sílica 60-230 mesh. Utilizou-se como eluentes
inicialmente hexano puro e, em seguida, misturas de Hex:AcOEt em gradiente
crescente de polaridade até chegar a AcOEt 100%. Obteve-se 10 frações de
aproximadamente 500 mL cada, denominadas MhHex-1 a 10. Após a evaporação do
solvente, todas as frações desta coluna foram submetidas a cromatografia em camada
delgada comparativa (CCDC) e, após análise dos resultados, algumas frações foram
reunidas e submetidas a outros fracionamentos cromatográficos.
As frações MhHex-2 a 4 foram reunidas (14,2 g) e submetidas à coluna
cromatográfica (código MhHex-2.4) empacotada com sílica 0,040-0,063 mm em
hexano. Utilizou-se misturas de Hex:AcOEt em gradiente crescente de polaridade
como eluentes e foram obtidas 46 frações denominadas MhHex-2.4-1 a 46.
As frações HexVeu-27 a 29, após a análise por CCDC, foram reunidas (106
mg) e a mistura (código HexVeu-27.29) foi submetida a CCDP preparada com uma
mistura de sílica gel PF254+366 e GF254 na proporção 1:1. Foram necessárias quatro
eluições da fase móvel, uma mistura Hex:AcOEt 99:1 e resultou em sete manchas (I a
VII, sendo I a origem). Obteve-se na mancha IV, 25 mg da substância 11-h (Esquema
6, p. 35).
As frações HexVeu-20 a 22, após a análise por CCDC, foram reunidas (56 mg)
e a mistura (código HexVeu-20.22) foi submetida à cromatografia em camada delgada
preparativa (CCDP) preparada com uma mistura de sílica gel PF254+366 e GF254 na
proporção 1:1. Foram necessárias quatro eluições da fase móvel, uma mistura
Hex:AcOEt 99:1. O resultado foi cinco manchas (I a V, sendo I a origem) e obteve-se
na mancha IV, 30 mg da substância 12-h (Esquema 6, p. 35).
Da análise das frações obtidas da fase hexânica, por RMN de 1H e/ou análise
por CCDC, verificou-se a existência de material graxo como componente majoritário.
34
Cap. 2
Experimental
Fase Hexânica das folhas de M. hiemalis
(127,4 g)
CC filtrante em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
10 frações
MhHex-1 a 10
CCDC
MhHex-2.4
(14,2 g)
CC em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
46 frações
MhHex-2.4-1 a 46
CCDC
MhHex-2.4-24.25
(3,8 g)
CC em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
58 frações
HexVeu-1 a 58
CCDC
HexVeu-27 a 29
(106 mg)
CCDP
Hex:AcOEt 99:1
HexVeu-27.29-I a VII
mancha IV
Substância 11-h
(25 mg)
HexVeu-20 a 22
(56 mg)
CCDP
Hex:AcOEt 99:1
HexVeu-20.22-I a V
mancha IV
Substância 12-h
(30 mg)
Esquema 6: Fracionamento para isolamento das substâncias 11-h e 12-h.
35
Cap. 2
Experimental
2.5.4. Fracionamento da Fase Diclorometânica das Folhas de M. myrtifolia
A fase diclorometânica (38,0 g) foi submetido a uma coluna cromatográfica
(código MmDCM), empacotada a seco com gel de sílica 60-230 mesh e utilizou-se,
como eluentes, inicialmente hexano e, em seguida, misturas de Hex:AcOEt em
gradiente de polaridade crescente até chegar a AcOEt 100%. Obteve-se 10 frações de
aproximadamente 400 mL cada, denominadas MmDCM-1 a 10.
Após a evaporação do solvente, todas as frações desta coluna foram
submetidas à cromatografia em camada delgada comparativa (CCDC) e, após análise
dos resultados, algumas frações foram reunidas e submetidas a outros fracionamentos
cromatográficos.
A fração MmDCM-8 (1,83 g) foi submetida à coluna cromatográfica
empacotada com sílica 0,040-0,063 mm em hexano. Utilizou-se misturas de Hex:
Acetona em gradiente crescente de polaridade como eluentes e foram obtidas 23
frações denominadas MmDCM-8-1 a 23. Obteve-se na fração MmDCM-8-13 a
substância 13-m (57 mg) (Esquema 7, p. 38).
A fração MmDCM-2 (741 mg) foi submetida à coluna cromatográfica
empacotada com sílica 0,040-0,063 mm em hexano e utilizou-se, como eluentes,
misturas de Hex:AcOEt em gradiente crescente de polaridade. Foram obtidas 9
frações denominadas MmDCM-2-1 a 9. Após a análise por CCDC, as frações
MmDCM-2-6 e 7 foram reunidas (67 mg) e a mistura (código MmDCM-2-6.7) foi
submetida à cromatografia em camada delgada preparativa (CCDP) preparada com
sílica gel HF254+366. Foram necessárias cinco eluições da fase móvel, uma mistura éter
de petróleo:AcOEt 97:3 e resultou em sete manchas (I a VII, sendo I a origem). As
frações
MmDCM-2-6.7-VI
e
VII
apresentaram
sólido
branco
que
foram,
individualmente, solubilizados com uma mistura de Hex:DCM 8:2 e, em seguida, as
soluções foram filtradas numa pipeta de Pasteur, contendo sílica gel 0,040-0,063 mm.
Dessa maneira, obteve-se da fração MmDCM-2-6.7-VI, a substância 15-m (7 mg),
enquanto que da MmDCM-2-6.7-VII, obteve-se a substância 14-m (14 mg) (Esquema
8, p. 39).
A fração MmDCM-3 (3,7 g) foi submetida à coluna cromatográfica empacotada
com sílica 0,040-0,063 mm em hexano e utilizou-se, como eluentes, misturas de
Hex:AcOEt em gradiente crescente de polaridade. Foram obtidas 20 frações
(MmDCM-3-1 a 20) que foram analisadas por CCDC.
As frações MmDCM-3-13 a 16 foram reunidas (765 mg) e a mistura (código
MmDCM-3-13.16) foi submetida à coluna cromatográfica empacotada com sílica
36
Cap. 2
Experimental
0,040-0,063 mm em hexano. Utilizou-se misturas de Hex:AcOEt em gradiente
crescente de polaridade como eluentes e foram obtidas 30 frações denominadas
MmDCM-3-13.16-1 a 30. Na fração MmDCM-3-13.16-16 (108 mg) obteve-se a
substância 19-m (Esquema 9, p. 40).
As frações MmDCM-3-13.16-17 a 20 foram agrupadas (54 mg), e submetidas
a CCDP preparada com sílica gel HF254+366. Utilizou-se como fase móvel uma mistura
éter de petróleo:AcOEt 97:3 e foram necessárias quatro eluições. O resultado foi seis
manchas (MmDCM-3-13.16-17.20-I a VI, sendo I a origem), sendo que o sólido branco
existente na fração MmDCM-3-13.16-17.20-V foi solubilizado com uma mistura de
Hex:DCM 7:3 e, em seguida, foi filtrado numa pipeta de Pasteur, contendo sílica gel
0,040-0,063 mm. Assim, obteve-se da fração MmDCM-3-13.16-17.20-V-1, a
substância 18-m (8 mg) (Esquema 9, p. 40).
A fração MmDCM-3-17 (540 mg) apresentou sólido branco em mistura que foi
separado da fração por filtração com funil analítico. Para isso, utilizou-se uma mistura
Hex:DCM 7:3 que solubilizou a fração, exceto o sólido que ficou retido num algodão
utilizado como elemento filtrante. A análise por CCDC do sólido (código MmDCM-3-171) revelou que se tratava de uma mistura (52 mg), que foi submetida a CCDP
preparada com sílica gel HF254+366. Utilizou-se como fase móvel uma mistura Hex:DCM
1:9 e foram necessárias quatro eluições. O resultado foi cinco manchas (MmDCM-317-1-I a V, sendo I a origem), sendo que da mancha II obteve-se a substância 17-m
(30 mg) (Esquema 10, p. 41).
A fração MmDCM-3-18 (643 mg) apresentou cristais brancos em mistura, que
inicialmente foram separados da fração por filtração em funil analítico contendo
algodão como elemento filtrante, sendo que para dissolver a fração, exceto os cristais,
utilizou-se um sistema Hex:DCM 9:1. Em seguida, os cristais foram purificados por
filtração realizada numa pipeta de Pasteur com sílica gel 0,040-0,063 mm e para
solubilizar os cristais utilizou-se uma mistura de Hex:DCM 4:6. Obteve-se no filtrado a
substância 22-m (62 mg), cristais em forma de agulhas (Esquema 10, p. 41).
A fração MmDCM-4 (2,86 g) apresentou sólido branco em mistura que foi
separado por filtração. Para isso, utilizou-se uma mistura Hex:DCM 7:3 que solubilizou
a fração, exceto o sólido que ficou retido num algodão utilizado como elemento
filtrante. A análise por CCDC do sólido (código MmDCM-4-S) revelou que se tratava
de uma mistura, com pelo menos três substâncias. Essa mistura MmDCM-4-S (544
mg) foi submetida à coluna cromatográfica empacotada com sílica 0,040-0,063 mm em
hexano e utilizou-se, como eluentes, misturas de Hex:DCM em gradiente crescente de
polaridade. Foram obtidas 26 frações (MmDCM-4-S-1 a 26) que foram analisadas por
CCDC.
37
Cap. 2
Experimental
As frações MmDCM-4-S-2 e 4 (32 mg e 38 mg, respectivamente) foram
individualmente submetidas a CCDP, preparada com sílica gel HF254+366. Foram
necessárias quatro eluições da fase móvel, uma mistura DCM:MeOH 98:2, e
resultaram em quatro manchas (I a IV, sendo I a origem) em cada cromatoplaca. Da
mancha MmDCM-4-S-2-II obteve-se a substância 16-m (8 mg) e da mancha MmDCM4-S-4-II obteve-se a substância 20-m (12 mg) (Esquema 11, p. 42).
Na fração MmDCM-4-S-13 (80 mg) obteve-se uma mistura binária das
substâncias 20-m e 21-m (Esquema 11, p. 42).
Fase DCM das folhas de M. myrtifolia
(38,0 g)
CC filtrante em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
10 frações
MmDCM-1 a 10
CCDC
MmDCM-8
(1,83 g)
CC em silica gel
Gradiente crescente Hex:Acetona
23 frações
MmDCM-8-1 a 23
CCDC
MhDCM-8-13
Substância 13-m
(57 mg)
Esquema 7: Fracionamento para isolamento da substância 13-m.
38
Cap. 2
Experimental
Fase DCM das folhas de M. myrtifolia
(38,0 g)
CC filtrante em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
10 frações
MmDCM-1 a 10
CCDC
MmDCM-2
(741 mg)
CC em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
09 frações
MmDCM-2-1 a 9
CCDC
MhDCM-2-6 e 7
(67 mg)
CCDP
Éter petróleo:AcOEt 97:3
MhDCM-2-6.7-I a VII
CCDC
MhDCM-2-6.7-VI
Filtração
em pipeta de Pasteur com sílica gel
Hex:DCM 8:2
MhDCM-2-6.7-VII
Filtração
em pipeta de Pasteur com sílica gel
Hex:DCM 8:2
MhDCM-2-6.7-VI-1
MhDCM-2-6.7-VII-2
Substância 15-m
(7 mg)
Substância 14-m
(14 mg)
Esquema 8: Fracionamento para isolamento das substâncias 14-m e 15-m.
39
Cap. 2
Experimental
Fase DCM das folhas de M. myrtifolia
(38,0 g)
CC filtrante em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
10 frações
MmDCM-1 a 10
CCDC
MmDCM-3
(3,7 g)
MmDCM-3-1 a 20
CC em silica gel
Gradiente crescente
Hex:AcOEt
20 frações
CCDC
MhDCM-3-13 a 16
(765 mg)
CC em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
30 frações
MhDCM-3-13.16-1 a 30
CCDC
MhDCM-3-13.16-17 a 20
(54 mg)
MhDCM-3-13.16-16
CCDP
Éter petróleo:AcOEt 97:3
MhDCM-3-13.16-17.20-I a VI
Substância 19-m
(108 mg)
CCDC
MhDCM-3-13.16-17.20-V
Filtração
em pipeta de Pasteur com sílica gel
Hex:DCM 7:3
MhDCM-3-13.16-17.20-V-1
Substância 18-m
(8 mg)
Esquema 9: Fracionamento para isolamento das substâncias 18-m e 19-m.
40
Cap. 2
Experimental
Fase DCM das folhas de M. myrtifolia
(38,0 g)
CC filtrante em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
10 frações
MmDCM-1 a 10
CCDC
MmDCM-3
(3,7 g)
CC em silica gel
Gradiente crescente
Hex:AcOEt
20 frações
MmDCM-3-1 a 20
CCDC
MmDCM-3-18
(642 mg)
MmDCM-3-17
(540 mg)
MhDCM-3-17
(Sobrenadante)
Filtração do ppt
Hex:DCM 7:3
MhDCM-3-17-1
(52 mg)
CCDP
Hex:DCM 1:9
MhDCM-3-17-1-I a V
CCDC
MhDCM-3-18
(Sobrenadante)
1) Filtração dos cristais
Hex:DCM 9:1
2) Filtração em pipeta
de Pasteur com sílica gel
Hex:DCM 7:3
MhDCM-3-18-1
(cristais)
CCDC
Substância 22-m
(62 mg)
mancha II
Substância 17-m
(30 mg)
Esquema 10: Fracionamento para isolamento da substância 17-m e 22-m.
41
Cap. 2
Experimental
Fase DCM das folhas de M. myrtifolia
(38,0 g)
CC filtrante em silica gel
Gradiente crescente Hex:AcOEt
10 frações
MmDCM-1 a 10
CCDC
MmDCM-4
(2,86 g)
MhDCM-4
(Sobrenadante)
Filtração do ppt
Hex:DCM 7:3
MmDCM-4-S
(544 mg)
CC em silica gel
Gradiente crescente
Hex:DCM
26 frações
MhDCM-4-S-1 a 26
CCDC
MmDCM-4-S-2
(32 mg)
CCDP
DCM:MeOH 98:2
MmDCM-4-S-2-I a IV
MmDCM-4-S-4
(38 mg)
CCDP
DCM:MeOH 98:2
MmDCM-4-S-4-I a IV
CCDC
CCDC
mancha II
mancha II
Substância 16-m
(8 mg)
MmDCM-S-13
CCDC
Substâncias 20-m e 21-m
(em mistura; 80 mg)
Substância 20-m
(12 mg)
Esquema 11: Fracionamento para isolamento das substâncias 16-m, 20-m e 21-m.
42
Capítulo 3
3. RESULTADOS E DISCUSSÃO
3.1. Constituintes Químicos Isolados
Através do procedimento experimental com as folhas de Myrcia hiemalis e de Myrcia
myrtifolia, descrito anteriormente (p. 26-42), foram isoladas as seguintes substâncias
(Tabela 3, p. 44):
M. hiemalis:
Substância 1-h: 7-hidróxi-6,8-dimetil-5-metóxi-isoflavona
Substância 2-h: 5-hidróxi-6,8-dimetil-7-metoxiflavanona
Substância 3-h: 6,8-dimetil-5,7-dimetoxiflavanona
Substância 4-h: 2,7-di-hidróxi-6,8-dimetil-5-metoxiflavanona
Substância 5-h: 2’,4’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-4,6’-dimetoxichalcona
Substância 6-h: 2’-hidróxi-3’,5’-dimetil-4’,6’-dimetoxichalcona
Substância 7-h: 2’,6’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-4’-metoxichalcona
Substância 8-h: eudesm-5(15)-eno-7,11-diol
Substância 9-h: 2,3,21-tri-hidroxitaraxastan-28,20-olídeo
Substância 10-h: ácido cinâmico
Substância 11-h: -tocoferol
Substância 12-h: acetato de geranilgeranila
M. myrtifolia:
Substância 13-m: quercetina
Substância 14-m: 2’-hidróxi-2,3’-dimetil-4’,6’-dimetoxipropiofenona
Substância 15-m: 2’-hidróxi-3’-metil-4’,6’-dimetoxibutirofenona
Substância 16-m: ácido betulínico
Substância 17-m: ácido betulônico
Substância 18-m: betulinaldeído
Substância 19-m: betulona
Substância 20-m: ácido oleanólico
Substância 21-m: ácido ursólico
Substância 22-m: estigmasterol
Cap. 3
Resultados e Discussão
Tabela 3: Constituintes químicos isolados das folhas de M. hiemalis e M. myrtifolia
CH3
CH3
HO
O
2
9
7
4'
CH3
O
O
7
9
1'
H3C
3
4
5
O
1'
2
H3C
O
5
4'
H3C
OH
O
5-hidróxi-6,8-dimetil-7-metoxiflavanona (2-h)
7-hidróxi-6,8-dimetil-5-metóxi-isoflavona (1-h)
4'
CH3
CH3
4'
CH3
HO
O
O
1'
2
1'
O
7
2
9
OH
9
7
3
H3C
3
H3C
5
5
O
O
O
H3C
O
H3C
2,7-di-hidróxi-6,8-dimetil-5-metoxiflavanona (4-h)
6,8-dimetil-5,7-dimetoxiflavanona (3-h)
O
CH3
CH3
5'
HO
CH3
4
1
O
CH3
1'
H3C

OH
5'
1'
H3C
1
CH3

10

5
2'
OH
14
1
OH
4'
O
2’-hidróxi-3’,5’-dimetil-4’,6’-dimetoxichalcona (6-h)
4
CH3
4
O
2’,6’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-4’-metoxichalcona (7-h)

2'
O
2’,4’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-4,6’-dimetoxichalcona (5-h)
O

1'
2'
CH3
1
O
4'
H3C
OH
4
CH3
5'
O

4'
CH3
H
CH2
15
OH
7
11
H3C
CH3
13
OH
12
eudesm-4(15)-eno-7,11-diol (8-h)
Continua
44
Cap. 3
Resultados e Discussão
30
H3C
O
29
OH
H3C
CH3
HO
28
22
18
13
11
25
26
O
20
O
17
CH3
OH
14
ácido cinâmico (10-h)
9
1
10
CH3
7
3
27
5
HO
H3C
24
CH3
23
2,3,21-tri-hidroxitaraxastan-28,20-olídeo (9-h)
CH3
H3C
O
1
9'
CH3
4'
CH3
8'
5
14'
CH3
CH3
13'
18'
CH3
20'
2
HO
1'
CH3
-tocoferol (11-h)
O
4'
9'
14'
CH3
CH3
CH3
19'
CH3
1'
1
H3C
O
2'
7'
CH3
17'
12'
20'
acetato de geranilgeranila (12-h)
HO
3'
O
OH
4'
OH
2'
H3C
HO
9
O
2
4'
H3C
1'
7
CH3
O
O
CH3
OH
4
5
2’-hidróxi-2,3’-dimetil-4’,6’-dimetoxipropiofenona (14-m)
O
OH
CH3
2
1
1'
quercetina (13-m)
O
OH
30
CH3
2'
H3C
29
1
1'
2
CH3
20
H2C
4'
H3C
O
18
O
25
CH3
22
13
11
O
17
26 CH3
28
14
CH3
1
9
HO
10
2’-hidróxi-3’-metil-4’,6’-dimetoxibutirofenona (15-m)
3
7
CH3
27
5
HO
H3C
24
CH3
23
ácido betulínico (16-m)
Continuação da Tabela 3
45
Cap. 3
Resultados e Discussão
30
30
CH3
29
CH3
29
20
H2C
18
25
17
26 CH3
9
9
27
CH3
24
H
3
27
5
H3C
23
CH3
7
HO
H3C
CH3
24
23
ácido betulônico (17-m)
betulinaldeído (18-m)
30
30
CH3
29
28
10
5
O
26 CH3
1
CH3
7
29
CH3
H3C
20
H2C
20
18
CH3
9
3
7
H3C
7
27
5
HO
H3C
CH3
24
CH3
3
27
5
O
OH
10
CH3
28
14
9
1
HO
10
O
17
26 CH
3
CH3
28
14
1
13
11
25
17
26 CH3
22
18
22
13
11
25
O
17
14
HO
10
3
CH3
28
22
13
11
25
O
14
1
18
22
13
11
CH3
20
H2C
CH3
23
24
23
ácido oleanólico (20-m)
betulona (19-m)
29
30
CH3
29
H3C
21
20
18
14
7
24
CH3
H3C
26
14
10
27
23
13
1
CH3
5
17
H
CH3
24
25
CH3
11
CH3
9
OH
10
3
19
28
27
22
20
O
9
1
H3C
18
22
17
26 CH3
CH3
HO
H3C
13
11
25
CH3
28
H
3
HO
7
H
5
estigmasterol (22-m)
ácido ursólico (21-m)
Continuação da Tabela 3
46
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.2. Identificação e Determinação Estrutural dos Constituintes Químicos Isolados das
folhas de M. hiemalis
3.2.1. Substância 1-h
A substância 1-h (5 mg), sólido amorfo de cor amarela e solúvel em clorofórmio, foi
isolada do fracionamento da fase diclorometânica (p. 28 e 30).
A determinação estrutural da substância 1-h foi realizada com base na análise dos
espectros de RMN de 1H,
13
C, HSQC-TOCSY e gHMBC (Anexo A, p. 115-120), e pela
comparação com dados reportados na literatura (DAO et al., 2010) (Tabela 4, p. 49).
O espectro de RMN de 1H apresentou dois multipletos, um em  7,36-7,44 e outro em
 7,53-7,55, integrando para três e dois hidrogênios, respectivamente, que permitiram
sugerir a presença de um grupo fenílico monossubstituído. Foram observados também, um
singleto em  7,90, integrando para um hidrogênio, e três singletos em  2,26,  2,31 e 
3,84, integrando para três hidrogênios cada, sendo que estes três últimos sinais foram
atribuídos a hidrogênios de dois grupos metílicos benzílicos e um grupo metoxílico,
respectivamente.
No espectro de RMN de
13
C foram observados dezesseis sinais para a substância 1-
h, com exceção do sinal em 29,9 (típico de material graxo). Os sinais em  8,3, 8,5 e
61,9 foram atribuídos a dois carbonos metílicos e um carbono metoxílico, respectivamente.
Os outros treze sinais foram exibidos na faixa de 107,2 a 175,5, considerando que os
sinais em 128,6 e em 129,5 apresentaram intensidade para dois carbonos cada, foi
possível sugerir a estrutura de um flavonoide, com esqueleto básico C6-C3-C6 (HARBORNE,
1982).
Diante disso, os sinais em 128,2, 128,6, 129,5 e em 132,5, confirmaram a
presença de um grupo fenílico, conforme observado no espectro de RMN de 1H. Os sinais
em 125,9 e 151,2 foram atribuídos a carbonos olefínicos  e  carbonílico,
respectivamente, e o sinal do carbono carbonílico apareceu em 175,5. Além disso, os
sinais em 107,2, 113,3, 115,7, 155,2, 156,5 e 156,9 possibilitaram identificar a
presença de um segundo anel aromático, sendo que os deslocamentos químicos dos três
últimos são típicos de carbonos oxigenados.
No espectro de HSQC-TOCSY, o sinal de hidrogênio em  7,90 mostrou correlação
com o sinal em 151,2, atribuído ao carbono olefínico -carbonílico, enquanto que no
espectro de gHMBC este sinal de hidrogênio apresentou correlações com os seguintes
sinais de carbonos: 175,5 (carbonílico), 125,9 (-olefínico), 132,5 e 155,2 (Figura 5,
47
Cap. 3
Resultados e Discussão
p. 48). Diante dos dados obtidos nos espectros de RMN de 1H e
13
C e das correlações
descritas acima, foi possível identificar que a substância 1-h é uma isoflavona.
Outras correlações foram observadas no espectro de gHMBC e permitiram
posicionar os grupos substituintes no anel aromático A (Figura 5). O sinal dos hidrogênios
do grupo metílico em 2,25 mostrou correlações com 156,5 (C-5), 115,7 (C-6) e 156,9
(C-7), enquanto o sinal em 2,31, dos hidrogênios do outro grupo metílico, exibiu
correlações com 156,9 (C-7), 107,2 (C-8) e 155,2 (C-9). O sinal em  3,84, referente
aos hidrogênios do grupo metoxílico, apresentou correlação com 156,5 (C-5). Sendo
assim, foi possível definir o grupo metoxílico na posição 5, o grupo hidroxílico na posição 7,
e os grupos metílicos nas posições 6 e 8. A disposição dos grupos substituintes está de
acordo com a biossíntese dos flavonoides C-metilados, pois o anel A é proveniente da via
do acetato e isso proporciona oxidações nas posições 5, 7 e 9 (ver p. 7).
 2,31
CH3
 107,2
HO
7
156,9
2
H
 7,90
155,2
115,7
 2,26
O
125,9
156,5
H3C
175,5
5
O
132,5
O
4'
H3C
3,84
Figura 5: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 1-h
As informações acima possibilitaram identificar a substância 1-h como 7-hidróxi-6,8dimetil-5-metóxi-isoflavona (Figura 6). Este é o segundo relato do isolamento deste
composto, sendo que a primeira vez foi também de uma espécie de Myrtaceae (Cleistocalyx
operculatus) (DAO et al., 2010).
CH3
HO
O
2
9
7
1'
H3C
4
5
O
H3C
O
4'
Figura 6: Estrutura da 7-hidróxi-6,8-dimetil-5-metóxi-isoflavona (1-h)
48
Cap. 3
Resultados e Discussão
Tabela 4: Dados de RMN de 1H e 13C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)] da
substância 1-h e dados da literatura [125 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)].
1-h
 H (mult.; J em Hz)
1
-
-
-
2
151,2
7,90 (s)
151,0
3
125,9
-
125,7
4
175,5
-
175,4
5
156,5
-
156,3
6
115,7
-
115,5
7
156,9
-
156,7
8
107,2
-
106,9
9
155,2
-
154,9
10
113,3
-
113,1
1’
132,5
-
132,2
2’
129,5
7,53-7,55 (m)
129,2
3’
128,6
7,36-7,44 (m)
128,4
4’
128,2
7,36-7,44 (m)
127,9
5’
128,6
7,36-7,44 (m)
128,4
6’
129,5
7,53-7,55 (m)
129,2
HO – 7
-
5,45 (s)
-
H3C – 6
8,5
2,26 (s)
8,2
H3C – 8
8,3
2,31 (s)
8,1
H3CO – 5
61,9
3,84 (s)
61,7
Nº

(DAO et al., 2010)
13
C
1

13
C
49
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.2.2. Substância 2-h
A substância 2-h (14 mg), sólido branco, solúvel em clorofórmio e com faixa de fusão
de 201,7-202,2 ºC, foi isolada do fracionamento da fase diclorometânica (p. 29 e 31).
Sua determinação estrutural foi realizada com base na análise dos espectros de
RMN de 1H,
13
C, gHMQC e gHMBC (Anexo A, p. 120-123), e pela comparação com dados
reportados na literatura (MAYER, 1990) (Tabela 5, p. 54). O espectro de RMN de 1H
apresentou três singletos em  2,11,  2,12 e  3,76, integrando para três hidrogênios cada,
característicos de hidrogênios de dois grupos metílicos benzílicos e de um grupo metoxílico,
respectivamente. Exibiu um multipleto em  7,40-7,50, integrando para cinco hidrogênios,
que permitiu sugerir a presença de um grupo fenílico monossubstituído. Foi observado
também um singleto largo em  12,03, característico de hidrogênio de grupo hidroxílico
envolvido em ligação de hidrogênio intramolecular.
Além disso, foram observados três duplos dubletos, integrando para um hidrogênio
cada, em  2,89 (2J = 17,0 e 3J = 3,0 Hz), em  3,07 (2J = 17,0 e 3J = 13,0 Hz) e em  5,43 (2J
= 13,0 e 3J = 3,0 Hz), que foram atribuídos a hidrogênios alifáticos em sistema ABX
(SILVERSTEIN
e
WEBSTER,
2000).
Neste
caso,
os
deslocamentos
químicos,
multiplicidades e constantes de acoplamento dos duplos dubletos são típicos de H-3
equatorial, H-3 axial e H-2 axial, respectivamente, do anel C de uma flavanona (LIU, 2011;
R. M. ARAÚJO et al., 2009). Este anel possui conformação preferencial de meia-cadeira,
onde o valor da constante J = 17,0 Hz corresponde ao acoplamento geminal de H-3 axial
com H-3 equatorial e a constante com valor J = 13,0 Hz refere-se ao acoplamento axial-axial
de H-2 com H-3. O valor de J = 3,0 Hz corresponde ao acoplamento axial-equatorial de H-2
com H-3 equatorial.
O espectro de RMN de
C apresentou sinais em  197,3,  43,7 e 78,6 que foram
13
atribuídos a carbonos carbonílico, alifático  e oximetínico  carbonílico, respectivamente,
característicos de C-4, C-3 e C-2 do anel C de uma flavanona (HARBORNE, 1982). Foram
observados sinais em  128,6,128,8, 125,9 e  138,9, que ao considerar os dois
primeiros sinais com intensidade para dois carbonos, confirmam a existência de um grupo
fenílico monossubstituído (anel B), conforme exibiu o espectro de RMN de 1H. Além disso,
os sinais em  105,0,109,7,  111,4, 157,8, 159,3 e  165,5, possibilitaram identificar a
presença de um segundo anel aromático (anel A), sendo que os deslocamentos químicos
dos três últimos são típicos de carbonos oxigenados. Os sinais em  7,9,  8,5 e  60,1, são
compatíveis com dois carbonos metílicos e um metoxílico, respectivamente. Os
deslocamentos químicos dos sinais dos carbonos sustentaram que a substância 2-h é uma
flavanona. As posições dos substituintes do anel A (dois grupos metílicos, um metoxílico e
50
Cap. 3
Resultados e Discussão
um hidroxílico), foram atribuídas com base na rota biossíntética das flavanonas C-metiladas
(ver p. 7) e com a possibilidade da existência de uma hidroxila quelada na estrutura,
conforme mostrou o espectro de RMN de 1H. Sendo assim, foram atribuídas as posições 5
para o grupo hidroxílico, 7 para o grupo metoxílico e 6 e 8 para os grupos metílicos.
As correlações diretas entre hidrogênios e carbonos foram realizadas a partir do
espectro de gHMQC, enquanto que a partir do espectro de gHMBC, foi possível confirmar as
posições dos substituintes. No gHMQC foram observadas as seguintes correlações:  2,11
com  8,5;  2,12 com  7,9;  3,76 com 60,1;  2,89 e  3,07 com 43,7;  5,43 com
78,6; e, o multipleto em  7,40-7,50 com  125,9, 128,6 e128,8. No gHMBC foram
observadas as seguintes correlações:  2,11 com  109,7 (C-8) e  157,8 (C-9);  2,12 com 
111,4 (C-6),  159,3 (C-5) e  165,5 (C-7);  2,89 e  3,07 com 78,6 (C-2) e 138,9 (C-1’);
 5,43 com 138,9 (C-1’) e 125,9 (C-2’ e C-6’); e, 12,03 com 105,0 (C-10), 111,4 (C6) e 159,3 (C-5) (Figura 7).
 2,11
 3,76
CH3
CH3
 109,7
O
9
7
 2,12
H3C
 165,5
111,4
159,3
4'
125,9
O
2
 5,43
157,8 78,6
138,9
1'
3
 105
 2,89
 3,07
5
OH
O
 12,03
Figura 7: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 2-h
Diante das informações discutidas acima, foi possível identificar que a substância 2-h
é a 5-hidróxi-6,8-dimetil-7-metoxiflavanona (Figura 8). O valor de []D para essa
substância foi de []20D –34,0 (MeOH, c 0,4), confirmando a configuração absoluta como 2S.
Este é o primeiro relato da ocorrência desta substância no gênero Myrcia, entretanto
existem relatos do isolamento a partir de espécies da família Myrtaceae (Leptospermum
scoparium e Cleistocalyx operculatus) (MAYER, 1990; DAO et al., 2010).
CH3
4'
CH3
O
O
7
1'
2
9
3
H3C
5
OH
O
Figura 8: Estrutura da 5-hidróxi-6,8-dimetil-7-metoxiflavanona (2-h)
51
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.2.3. Substância 3-h
A substância 3-h (8 mg), obtida sob a forma de cristais incolores, solúvel em
clorofórmio e com ponto de fusão na faixa de 199,1-199,8 ºC, foi isolada do fracionamento
da fase extrato diclorometânica (p. 29 e 31).
A determinação estrutural da substância 3-h foi realizada com base na análise dos
espectros de RMN de 1H, 13C, gHMQC e gHMBC (Anexo A, p. 123-125), e pela comparação
com dados reportados na literatura (MITSCHER et al., 1973) (Tabela 5, p. 54).
Pela análise dos espectros de RMN de 1H e de
13
C foi possível identificar que a
substância 3-h possui semelhança estrutural com a substância 2-h. Entretanto, a diferença
observada foi a presença de dois singletos em 3,76 e 3,83, integrando para três
hidrogênios cada, característicos de hidrogênios de dois grupos metoxílicos, enquanto que a
substância 2-h apresentou apenas um singleto nessa região. Diante disso, concluiu-se que
a substância 3-h difere da 2-h apenas por possuir como substituinte na posição 5 um grupo
metoxílico, ao invés de um hidroxílico.
O espectro de RMN de 1H apresentou um multipleto em 7,40-7,50, integrando para
cinco hidrogênios, e um singleto em 2,18, integrando para seis hidrogênios, que
confirmaram a presença de um grupo fenílico (anel B) e de dois grupos metílicos (C-6 e C-8
do anel A), respectivamente. Além disso, foram observados três duplos dubletos, integrando
para um hidrogênio cada, em  2,86 (2J = 16,5 e 3J = 3,3 Hz), em  3,00 (2J = 16,8 e 3J =
12,9 Hz) e em  5,43 (2J = 12,9 e 3J = 3,3 Hz), que foram atribuídos a hidrogênios alifáticos
em sistema ABX (SILVERSTEIN e WEBSTER, 2000). Estes deslocamentos químicos,
multiplicidades e constantes de acoplamento dos duplos dubletos são típicos de H-3
equatorial, H-3 axial e H-2 axial, respectivamente, do anel C de uma flavanona (LIU, 2011;
R. M. ARAÚJO et al., 2009). A constante J ≈ 16,5 Hz corresponde ao acoplamento geminal
de H-3 axial com H-3 equatorial, a constante com valor J = 12,9 Hz refere-se ao
acoplamento axial-axial de H-2 com H-3, enquanto que o valor de J = 3,3 Hz corresponde ao
acoplamento axial-equatorial de H-2 com H-3 equatorial.
O espectro de RMN de
C apresentou sinais em  8,6,  9,1, 60,1 e  61,1, típicos
13
de dois carbonos metílicos e de dois metoxílicos, respectivamente. Os sinais em  190,2, 
45,8 e 78,6 foram atribuídos aos carbonos carbonílico, alifático  e oximetínico 
carbonílico, respectivamente, característicos de C-4, C-3 e C-2 do anel C de uma flavanona
(HARBORNE, 1982). Além disso, exibiu sinais em  125,8,128,8, 128,5 e  139,2, sendo
os dois primeiros sinais com intensidade para dois carbonos cada, que confirmaram a
presença de um grupo fenílico (anel B), enquanto os sinais em  111,7,115,6,  118,8,
52
Cap. 3
Resultados e Discussão
157,7, 159,7 e  163,5, permitiram confirmar a presença de um segundo anel aromático
(anel A), sendo que os deslocamentos químicos dos três últimos são típicos de carbonos
oxigenados.
A rota biossíntética das flavanonas C-metiladas (ver p. 7) e a existência de dois
grupos metoxílicos na estrutura, permitiram identificar as posições dos substituintes no anel
A. Sendo assim, foram atribuídas as posições 5 e 7 para os grupos metoxílicos e 6 e 8 para
os grupos metílicos.
As correlações observadas nos espectro de gHMQC e gHMBC foram úteis para fazer
a atribuição dos sinais de acordo com a conectividade dos átomos. No gHMQC foram
observadas as seguintes correlações:  2,18 com  8,6 e 9,1;  3,76 com  60,1;  3,83
com 61,1;  2,86 e  3,00 com 45,8 (C-3);  5,43 com 78,6 (C-4); e, o multipleto em  7,407,50 com  125,8 (C-3’ e C-5’), 128,8 (C-2’ e C-6’),128,5 (C-4’) e  139,2 (C-1’). No
gHMBC foram observadas as seguintes correlações:  2,18 com  115,6,  118,7, 157,7
(C-5), 159,7 (C-9) e 163,5 (C-7);  3,76 com  163,5 (C-7);  3,83 com 157,7 (C-5); 
2,89 e  3,00 com 78,57 (C-2) e 190,21 (C-4) (Figura 9).
 2,18
 3,76
CH3
4'
CH3
115,6 *
O
7
O
9
163,5
 118,7 *
 2,18
157,7
H3C
3
5
O
 3,83
1'
2
159,7
O
H3C
* A atribuição pode estar trocada.
Figura 9: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 3-h
Diante das informações acima, constatou-se que a substância 3-h é a 6,8-dimetil5,7-dimetoxiflavanona (Figura 10). O valor de []D para essa substância foi de []20D –9,0
(MeOH, c 0,5), confirmando a configuração absoluta como 2S. Este é o primeiro relato da
ocorrência desta substância no gênero Myrcia, entretanto existe um relato sobre a
ocorrência em uma espécie da família Myrtaceae (Eugenia javanica) (WU-NAN e HUANG,
2005).
CH3
4'
CH3
O
O
1'
2
9
7
3
H3C
5
O
O
H3C
Figura 10: Estrutura da 6,8-dimetil-5,7-dimetoxiflavanona (3-h)
53
Cap. 3
Resultados e Discussão
Tabela 5: Dados de RMN de 1H e
C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)] da
13
substâncias 2-h e 3-h e dados da literatura.
2-h
1
Nº
13
 C
 H (mult.; J em Hz)
2
78,6
5,43

1
 C
13
78,6
3-h

 C
 H (mult.; J em Hz)
78,6
5,43
1
(dd; 13,0 e 3,0)
3
43,7
2
13

 H (mult.; J em Hz)
1
5,44 (dd)
(dd; 12,9 e 3,3)
2,89
43,7
45,8
2,86
(dd; 17,0 e 3,0)
(dd; 16,5 e 3,3)
3,07
3,00
(dd; 17,0 e 13,0)
(dd; 16,8 e 12,9)
2,85 (d)
2,99 (d)
4
197,3
-
197,3
190,2
-
-
5
159,3
-
159,3
157,7
-
-
6
111,4
-
111,3
118,7ª
-
-
7
165,5
-
165,4
163,5
-
-
a
-
-
8
109,7
-
109,7
115,6
9
157,8
-
157,8
159,7
-
-
10
105,0
-
105,0
111,8
-
-
1’
138,9
-
138,8
139,2
-
-
2’
125,9
7,40-7,50 (m)
125,9
125,8
7,40-7,50 (m)
7,47 (s)
3’
128,8
7,40-7,50 (m)
128,8
128,8
7,40-7,50 (m)
7,47 (s)
4’
128,6
7,40-7,50 (m)
128,6
128,5
7,40-7,50 (m)
7,47 (s)
5’
128,8
7,40-7,50 (m)
128,8
128,8
7,40-7,50 (m)
7,47 (s)
6’
125,9
7,40-7,50 (m)
125,9
125,8
H3C – 6
7,9
2,12 (s)
8,5
7,40-7,50 (m)
7,47 (s)
b
2,18 (s)
2,18 (s)
b
8,6
H3C – 8
8,4
2,11 (s)
7,9
9,1
2,18 (s)
2,18 (s)
H3CO – 5
-
-
-
61,1
3,83 (s)
3,83 (s)
H3CO – 7
60,1
3.76 (s)
60,1
60,1
3,76 (s)
3,75 (s)
HO - 5
-
12,03 (sl)
-
-
-
-
Letras em sobrescrito indicam que a atribuição dos sinais pode estar trocada
1- MAYER, 1990 [75 MHz ( C), CDCl3,  (ppm)].
13
2- MITSCHER et al., 1973 [ 60 MHz ( H), CDCl3,  (ppm)].
1
54
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.2.4. Substância 4-h
A substância 4-h (8 mg), sólido amorfo de cor marrom e solúvel em clorofórmio,
foi isolada do fracionamento da fase diclorometânica (p. 28 e 30).
Sua determinação estrutural foi realizada com base na análise dos espectros
de RMN de 1H,
13
C, gHMQC e gHMBC (Anexo A, p. 126-129), e pela comparação
com dados reportados na literatura (DAO et al., 2010) (Tabela 6, p. 57). A partir da
análise dos espectros de 1H e
13
C, verificou-se que a substância 4-h apresenta
semelhança estrutural com a 2-h. A diferença observada foi a ausência de um duplo
dubleto na região de 5,0-5,5 (dd) e de um singleto em aproximadamente 12,0,
referente aos hidrogênios H-2 e HO-5, respectivamente, observados no espectro de
RMN de 1H da substância 2-h.
O espectro de RMN de 1H da substância 4-h apresentou três singletos em 
2,04,  2,10 e  3,99, integrando para três hidrogênios cada, característicos de
hidrogênios de dois grupos metílicos benzílicos e de um grupo metoxílico,
respectivamente. Apresentou dois multipletos, um em  7,22-7,28, integrando para três
hidrogênios, e outro em  7,30-7,31, integrando para dois hidrogênios, característicos
de hidrogênios de um grupo fenílico monossubstituído. Além disso, foram observados
dois dubletos, integrando para um hidrogênio cada, em  3,16 (2J = 14,0 Hz) e  3,25
(2J = 14,0 Hz), que foram atribuídos a hidrogênios alifáticos em sistema AB. O valor da
constante J = 14,0 Hz está compatível com o acoplamento geminal de H-3 axial com
H-3 equatorial. A multiplicidade destes sinais corrobora com a inexistência de um
hidrogênio ligado a C-2.
O espectro de RMN de
C apresentou sinais em  7,2,  7,9 e  61,7,
13
compatíveis com dois carbonos metílicos e um metoxílico, respectivamente. Os sinais
em  193,7 e  42,1 foram atribuídos aos carbonos carbonílico e alifático  carbonílico,
respectivamente. Para as flavanonas, o sinal do carbono hidrogenado alifático 
carbonílico (C-2) normalmente é exibido na região de  40-50, entretanto, para a
substância 4-h não foi observado nenhum sinal nesta região. Considerando que os
sinais passíveis de serem atribuídos a C-2 apresentaram-se na região 100-110,
então, devido a este maior valor de deslocamento químico, provavelmente deve existir
também um grupo hidroxílico como substituinte e, neste caso, compatível com a
possibilidade de C-2 ser um hemiacetal (SILVERSTEIN e WEBSTER, 2000). Exibiu
sinais em  101,6,103,8,  104,4, 109,2,  155,2,  162,3 e 168,0, sendo que três
dos quatro primeiro sinais pertencem ao anel A e outro deve ser atribuído a C-2,
55
Cap. 3
Resultados e Discussão
enquanto que os três últimos são compatíveis com os carbonos oxigenados do anel A.
Também foram observados sinais em  128,4,130,6, 127,4 e  133,0, no qual os
dois primeiros sinais apresentaram intensidade para dois carbonos cada, que foram
atribuídos a um grupo fenílico (anel B).
As correlações observadas nos espectros de gHMQC e gHMBC possibilitaram
posicionar os grupos substituintes, bem como, fazer a atribuição dos sinais. No
gHMQC foram observadas as seguintes correlações:  2,04 com  7,9;  2,10 com 
7,2;  3,99 com 61,7;  3,16 e  3,25 com 42,1;  7,22-7,28 com  127,4 e 128,4; e,
 7,30-7,31 com 130,6. As posições dos substituintes no anel A da flavanona foram
realizadas de acordo com as seguintes correlações observadas no gHMBC:  2,04
com  109,3 (C-6),  155,2 (C-5) e  162,3 (C-7);  2,10 com  101,6 (C-8),  162,3 (C7) e  168,0 (C-9); e,  3,99 com 155,2 (C-5). Adicionalmente, foram identificadas, no
gHMBC, as correlações dos sinais em  3,16 e  3,25 com 103,8 (C-2), 193,7 (C-4),
 133,0 (C-1’) e 130,6 (C-2’ e C-6’), que permitiram confirmar que C-2 sustenta um
grupo hidroxílico (Figura 11).
2,10
4'
CH3
 101,6
HO
162,3
5
H3C
133,0
130,6
 193,7
155,2
O
 3,99
HO 1' 
O 2
168,0 103,8
109,3
 2,04
9
 3,16 ;  3,25
O
H3C
Figura 11: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 4-h
As informações expostas acima possibilitaram identificar que a substância 4-h
é a 2,7-di-hidróxi-6,8-dimetil-5-metoxiflavanona (Figura 12, p. 57). O valor de []D
para essa substância foi de []20D –9,0 (MeOH, c 0,65). Este é o segundo relato do
isolamento deste composto, sendo que a primeira vez também foi de uma espécie de
Myrtaceae (Cleistocalyx operculatus) (DAO et al., 2010).
56
Cap. 3
Resultados e Discussão
4'
CH3
HO
1'
O
7
2
9
OH
3
H3C
5
O
O
H3C
Figura 12: Estrutura da 2,7-di-hidróxi-6,8-dimetil-5-metoxiflavanona (4-h)
Tabela 6: Dados de RMN de 1H e
C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)]
13
da substância 4-h e dados da literatura [125 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)].
4-h
13
 H (mult.; J em Hz)
1
-
-
-
2
103,8
-
103,8
3
42,1
-
42,0
4
193,7
-
193,7
5
155,2
-
155,2
6
109,3
-
109,3
7
162,3
-
162,3
8
101,6
-
101,6
9
168,0
-
167,9
10
104,4
-
104,8
1’
133,0
-
132,9
2’
130,6
7,29-7,31 (m)
130,6
3’
128,4
7,22-7,28 (m)
128,3
4’
127,4
7,22-7,28 (m)
127,4
5’
128,4
7,22-7,28 (m)
128,3
6’
130,6
7,29-7,31 (m)
130,6
H3C – 6
7,9
2,04 (s)
7,2
H3C – 8
7,2
2,10 (s)
7,9
H3CO - 5
61,7
3,99 (s)
61,7
Nº

(DAO et al., 2010)
C
1

13
C
57
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.2.5. Substância 5-h
A substância 5-h (4 mg) foi isolada do fracionamento da fase diclorometânica
(p. 29 e 32), sob a forma de um sólido amorfo de cor laranja, solúvel em clorofórmio.
A determinação estrutural da substância 5-h foi realizada com base na análise
dos espectros de RMN de 1H,
dados de RMN de 1H e
13
C, gHMQC e gHMBC (Anexo A, p. 129-135). Os
13
C estão na Tabela 7 (p. 61). O espectro de RMN de 1H
apresentou quatro singletos em  2,14,  2,16,  3,67 e  3,87, integrando para três
hidrogênios cada, característicos de hidrogênios de dois grupos metílicos ligados a
anel aromático e de dois grupos metoxílicos, respectivamente. Foi observado ainda,
um singleto largo em  13,68, integrando para um hidrogênio, característico de
hidrogênio de grupo hidroxílico envolvido em ligação de hidrogênio intramolecular.
Além disso, exibiu dois dubletos em  6,94 (3J = 9 Hz) e em  7,61 (3J = 9 Hz),
integrando para dois hidrogênios cada, característicos de grupo fenílico 1,4dissubstituído. Apresentou ainda, outros dois dubletos em  7,83 (3J = 15,5 Hz) e 
7,88 (3J = 15,5 Hz), integrando para um hidrogênio cada, compatíveis com dois
hidrogênios olefínicos vicinais acoplados entre si. A constante de acoplamento de 15,5
Hz indica a configuração trans.
No espectro de RMN de
13
C foram observados dezessete sinais para esta
substância. Os sinais em  7,8, 8,4,55,6 e 62,5, foram atribuídos a dois carbonos
metílicos e dois carbonos metoxílicos, respectivamente. Apresentou dez sinais para
doze carbonos aromáticos em 106,5, 108,9, 109,3, 114,6, 128,4, 130,4,
159,0, 159,1, 161,7 e 162,2, sendo que os sinais em 114,6 e 130,4 exibiram
intensidade para dois carbonos cada e os quatro últimos são característicos de
carbonos aromáticos oxigenados. Além desses, exibiu sinais em 193,51, 124,52 e
143,23, que foram atribuídos aos carbonos carbonílico e olefínicos  e  carbonílico,
respectivamente.
Diante das informações obtidas foi possível determinar que a substância 5-h
possui um esqueleto carbônico C6-C3-C6, sendo que a unidade C3 é formada por uma
carbonila e dois carbonos olefínicos hidrogenados, o que possibilitou definir que a
substância 5-h é uma chalcona. Constatou-se também que esta substância possui três
carbonos aromáticos oxigenados anel B (C-2’, C-4’ e C-6’) e um no anel A (C-4). Além
disso, foi possível confirmar que o substituinte na posição 2’ do anel B é um grupo
hidroxílico, devido existência de uma hidroxila quelada na estrutura, conforme mostrou
o espectro de RMN de 1H (Figura 13, p. 59).
58
Cap. 3
Resultados e Discussão
OR
CH3
5'
RO
4'
OR
4
A

B
H3C
1
1'

2'
OH
O
Figura 13: Estrutura parcial da substância 5-h
Para determinar as posições dos dois grupos metoxílicos e fazer a atribuição
correta dos sinais foi necessário observar as correlações entre os hidrogênios e os
carbonos nos espectros de gHMQC e gHMBC. No espectro de gHMQC foram
observadas as seguintes correlações: 2,14 com 7,8; 2,16 com 8,4; 3,67 com
62,5; 3,87 com 55,6; 6,94 com 114,6; e, 7,61 com 130,4.
No espectro de gHMBC foram observadas as seguintes correlações: 2,14
com 106,5 (C-3’) e 162,2 (C-2’); 2,16 com 108,9 (C-5’) e 159,0 (C-6’); 3,67
com 159,0 (C-6’); 3,87 com 161,7 (C-4); 6,94 com 114,6 (C-3 ou C-5) e
128,4 (C-1); 7,61 com 130,4 (C-2 ou C-6), 143,2 (C-) e 161,7 (C-4) (Figura
14).
3,67
2,16
7,61
CH3
HO
5'
 108,9
H3C
2'
143,2
1'
 106,5
 2,14
O
 159,0
4'
O
CH3
161,7 4
128,4

1
 3,87
CH3
114,6
6,94
130,4

 162,2
OH
O
Figura 14: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 5-h
Para o posicionamento do grupo metoxílico ligado ao anel B sugeriu-se a
posição 6’, pois comparou-se os deslocamentos químicos dos carbonos aromáticos
oxigenados com os observados para chalconas similares e verificou-se maior
compatibilidade com as que contém este padrão de substituição no referido anel (ver
Tabela 7, p. 61).
As informações acima permitiram propor que a substância 5-h é a 2’,4’-dihidróxi-3’,5’-dimetil-4,6’-dimetoxichalcona (5-h) (Figura 15, p. 60). Após identificar
a estrutura desta substância foi realizada uma pesquisa na literatura e não foi
59
Cap. 3
Resultados e Discussão
encontrado qualquer relato sobre o isolamento da mesma. Entretanto, foram
encontradas duas referências contendo substâncias com estruturas similares, a 2’,4’,4tri-hidróxi-3’,5’-dimetil-6’-metoxichalcona isolada de Cleistocalyx operculatos (DAO et
al., 2010) e a 2’,4’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-6’-metoxichalcona isolada de Syzygium
samarangense (AMOR et al., 2007; SRIVASTAVA et al., 1995) (Figura 16), ambas
pertencentes a família Myrtaceae. Esta última substância também foi isolada no
estudo anterior com M. hiemalis (SILVA, 2007). Sendo assim, esta é a primeira vez
que se relata o isolamento da substância 5-h.
O
CH3
CH3
5'
HO
CH3
4
1
O

4'
1'
H3C

2'
OH
O
Figura 15: Estrutura da 2’,4’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-4,6’-dimetoxichalcona (5-h)
OH
CH3
CH3
5'
HO
1
O
1'
OH
O
1

4'
1'
H3C
4
O

2'
CH3
5'
HO

4'
H3C
CH3
4

2'
OH
O
Figura 16: Substâncias encontradas na literatura com estrutura similar a 5-h
60
Cap. 3
Resultados e Discussão
Tabela 7: Dados de RMN de 1H e
C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)]
13
da substância 5-h e dados da literatura de substâncias similares.
OH
CH3
CH3
5'
HO
1
O
1'

1'
H3C

2'
OH
O
O
2
1
Nº

13
 H (mult.; J em Hz)
1
128,4
-
128,1
135,3
2
130,4
7,61 (d; 9,0)
131,4
128,9
3
114,6
6,94 (d; 9,0)
116,9
128,4
4
161,7
-
160,7
130,2
5
114,6
6,94 (d; 9,0)
116,9
128,4
6
130,4
7,61 (d; 9,0)
131,4
128,9
C=O
193,5
193,8
193,4

124,5
7,83 (d; 15,5)
124,4
126,7

143,2
7,88 (d; 15,5)
144,3
142,9
1’
109,3
-
109,2
106,6
2’
162,2
-
162,7
162,0
3’
106,5
-
107,9
109,0
4’
159,1
-
161,4
159,3
5’
108,9
-
110,6
109,0
6’
159,0
-
159,8
158,8
H3C – 3’
7,77
2,14 (s)
8,3
8,2
H3C – 5’
8,42
2,16 (s)
9,0
7,6
H3CO – 4
55,6
3,87 (s)
-
-
H3CO – 6’
62,5
3,67 (s)
62,6
62,3
HO – 2’
-
13,68 (sl)
-
-
C
1

4
1
O
4'

2'
OH
5-h
CH3
5'
HO

4'
H3C
CH3
4
13
C


13
C
1 - DAO et al., 2010 [125 MHz ( C), CDCl3,  (ppm)] (Estrutura similar a 5-h).
13
2 - AMOR et al., 2007 [100 MHz ( C), CDCl3,  (ppm)] (Estrutura similar a 5-h).
13
61
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.2.6. Substância 6-h
A substância 6-h (5 mg), obtida como sólido amorfo de cor amarela e solúvel
em clorofórmio, foi isolada do fracionamento da fase diclorometânica (p. 29 e 31).
A determinação estrutural da substância 6-h foi realizada com base nos
espectros de RMN de 1H,
13
C e gHMBC (Anexo A, p. 136-139), e pela comparação
com dados reportados na literatura (FACUNDO e BRAZ-FILHO, 2004) (Tabela 8, p.
66). Pela análise dos espectros de RMN de 1H e de
13
C foi possível identificar que a
substância 6-h possui semelhança estrutural com a substância 5-h. Entretanto, a
diferença observada foi a presença de dois multipletos em 7,44-7,49 e 7,69-7,72,
integrando para três e dois hidrogênios, respectivamente, característicos de
hidrogênios de um grupo fenílico monossubstituído. Diante disso, constatou-se que a
substância 6-h é uma chalcona que não possui substituintes no anel A.
O espectro de RMN de 1H apresentou quatro singletos em  2,22,  2,23, 
3,71 e  3,81, integrando para três hidrogênios cada, característicos de hidrogênios de
dois grupos metílicos ligados a anel aromático e de dois grupos metoxílicos,
respectivamente. Foi observado ainda, um singleto largo em  13,15, integrando para
um hidrogênio, característico de um hidrogênio em ligação de hidrogênio
intramolecular. Além disso, exibiu dois dubletos em  7,88 (3J = 15,9 Hz) e  8,00 (3J =
15,6 Hz), integrando para um hidrogênio cada, compatíveis com dois hidrogênios
olefínicos vicinais acoplados entre si com configuração trans.
No espectro de RMN de
C foram observados sinais em  8,7, 8,8,60,1 e
13
62,3, que foram atribuídos a dois carbonos metílicos e dois carbonos metoxílicos,
respectivamente. Os sinais em 194,1, 126,6 e 143,4 foram atribuídos aos
carbonos carbonílico e olefínicos  e  carbonílico, respectivamente.
Além disso, apresentou sinais para doze carbonos aromáticos em 111,9,
115,7, 128,5, 129,0, 130,4, 135,2, 158,7, 161,7 e 163,6, sendo que os
sinais em  128,52 e 128,97 exibiram intensidade para dois carbonos cada, e os três
últimos são característicos de carbonos oxigenados.
As correlações observadas nos espectro de gHMBC foram importantes para
posicionar os substituintes no anel A e realizar a atribuição dos sinais. Foram
observadas as seguintes correlações: 2,22 com 115,7 (C-3’), 161,7 (C-2’) e
163,6 (C-4’); 2,23 com 115,7 (C-5’) e 158,7 (C-6’); 3,71 com 158,7 (C-6’); e,
3,81 com 163,6 (C-4’) (Figura 17, p. 63)
62
Cap. 3
Resultados e Discussão
 2,23
 3,81
CH3
4'
 115,7
H3C
2'
1
O
 115,7
 163,6
4
CH3
5'
O
 2,22
 3,71
CH3
 158,7

1'

 161,7
OH
O
Figura 17: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 6-h
Diante do exposto, constatou-se que a substância 6-h é a 2’-hidróxi-3’,5’dimetil-4’,6’-dimetoxichalcona (Figura 18). Os dados encontrados na literatura para
esta substância (FACUNDO e BRAZ-FILHO, 2004) estão compatíveis com os obtidos
neste estudo. Este é o primeiro relato da ocorrência desta substância na família
Myrtaceae.
CH3
CH3
5'
O
1
O

4'
1'
H3C
4
CH3

2'
OH
O
Figura 18: Estrutura da 2’-hidróxi-3’,5’-dimetil-4’,6’-dimetoxichalcona (6-h)
63
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.2.7. Substância 7-h
A substância 7-h foi obtida do fracionamento da fase diclorometânica em
mistura com um sesquiterpeno (aproximadamente 1:1 em massa, calculado pelo valor
da integração do espectro de RMN de 1H). Essa mistura binária (9 mg) apresentou
aspecto de cera de cor laranja, solúvel em clorofórmio (p. 28 e 30).
A determinação estrutural da substância 7-h foi realizada com base nos
espectros de RMN de 1H,
1
13
C e gHMBC (Anexo A, p. 139-142). Os dados de RMN de
13
H e C estão na Tabela 8 (p. 66). Pela análise dos espectros de RMN de 1H e de
13
C
foi possível identificar que a substância 7-h possui semelhança estrutural com a
substância 6-h. Entretanto, a diferença observada foi a presença de um grupo
metoxílico, enquanto que na substância 6-h foram observados dois grupos
metoxílicos. Sendo assim, a substância 7-h é uma chalcona que apresenta um grupo
metoxílico e dois grupos hidroxílicos, como substituintes nas posições 2’, 4’ e 6’,
restando definir o posicionamento do grupo metoxílico.
O espectro de RMN de 1H para esta substância mostrou três singletos em
2,17, 2,18 e 3,69, integrando para três hidrogênios cada, atribuídos a hidrogênios
de dois grupos metílicos e de um grupo metoxílico, respectivamente. Exibiu ainda, dois
dubletos em 7,07 (3J = 16 Hz) e 7,45 (3J = 16 Hz), com integração para um
hidrogênio cada, e que foram atribuídos a hidrogênios olefínicos e carbonílico,
respectivamente, e dois multipletos em 7,37-7,38 e 7,56-7,58, com integração para
três e dois hidrogênios, respectivamente, que foram atribuídos a hidrogênios de um
grupo fenílico monossubstituído.
O espectro de RMN de 13C exibiu sinais em 8,7, 9,7, 62,5, 129,1, 143,8
e 193,8, que foram atribuídos a dois carbonos metílicos, um metoxílico, dois
carbonos olefínicos  e  carbonílico e um carbonílico, respectivamente. Além disso,
exibiu sinais para o anel A em 128,4, 128,8, 130,3 e 135,0, sendo os dois
primeiros com intensidade para dois carbonos, e para o anel B em 112,4, 113,0,
121,6, 153,2, 154,6 e 155,0.
No gHMBC foram observadas algumas correlações entre hidrogênios e
carbonos a duas e três ligações que possibilitaram identificar as posições dos
substituintes e fazer as atribuições dos sinais: 2,17 com 112,4, 154,6 e 155,0;
2,18 com 113,0 e 153,2; 3,69 com 155,0; 7,07 com 135,0 (C-1) e 193,8;
7,45 com 128,4 (C-2 e C-6) e 193,8; 7,37-7,38 com 135,0; e, 7,56-7,58 com
130,3 (Figura 19, p. 65).
64
Cap. 3
Resultados e Discussão
 2,18
3,69
CH3
CH3
5'
O
112,4
2,17
H3C
2'
1
OH
113,0
4'  155,0
4
128,4
153,2

7,45
1'

7,07
135,0
154,6 193,8
OH
O
Figura 19: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 7-h
Além disso, em estudo anterior com M. hiemalis foi relatado o isolamento da
chalcona 2’,4’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-6’-metoxichalcona (SILVA, 2007) e ao realizar a
comparação do espectros de RMN de 1H e de
13
C
dessa substância com a 7-h
verificou-se diferenças significativas nos deslocamentos químicos dos sinais (Figura
20), que corroboram com a proposta de que a substância 7-h é a 2’,6’-di-hidróxi-3’,5’dimetil-4’-metoxichalcona, um isômero da isolada anteriormente. Após identificar a
estrutura da substância 7-h foi realizada uma busca na literatura e não foi encontrado
qualquer relato sobre o isolamento da mesma.
2,17
2,18
 3,69
9,7
CH3
CH3
OH
4'
155,0
153,2
1'
112,4
H3C
2,17
121,6
OH
1
7,45
143,8
7,37-7,38
7,56-7,58
HO
108,9
7,6
2’,6’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-4’-metoxichalcona
O
158,8
4
1
8,00
142,9
H3C
2,15
O
7,41-7,44
CH3
4'
159,3
1'
108,9
7,07
129,1
154,6
8,7
CH3
4
113,0
O
3,70
8,2
7,37-7,38
106,6
7,85
126,6
162,0
OH
7,41-7,44
7,64-7,67
O
2’,4’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-6’-metoxichalcona
Figura 20: Comparação de alguns deslocamentos químicos observados para os
isômeros
Não foi possível propor uma estrutura para o sesquiterpeno obtido em mistura
com a substância 7-h, pois não observou-se nos espectros de RMN de 1H,
13
C,
gHMQC, gHMBC e NOESY algumas informações necessárias para sua determinação
estrutural. Diante disso, houve a necessidade de adquirir novamente esses espectros,
entretanto, o espectro de RMN de 1H revelou que o sesquiterpeno degradou.


65
Cap. 3
Resultados e Discussão
Tabela 8: Dados de RMN de 1H e
C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)]
13
das substâncias 6-h e 7-h e dados da literatura.
CH3
4
CH3
5'
HO
1
O

4'
1'
H3C
6-h
1
7-h

2'
OH
O
2

Nº
13
C
 H (mult.; J em
1

C 
13

13
C
Hz)
 H (mult.; J em
1


13
C
Hz)
1
135,2
-
135,2
135,0
-
135,25
2
128,5
7,69-7,72 (m)
128,5
128,8
7,56-7,58 (m)
128,89
3
129,0
7,44-7,49 (m)
128,9
128,4
7,37-7,38 (m)
128,37
4
130,4
7,44-7,49 (m)
130,4
130,3
7,37-7,38 (m)
130,19
5
129,0
7,44-7,49 (m)
128,9
128,4
7,37-7,38 (m)
128,37
6
128,5
7,69-7,72 (m)
128,5
128,8
7,56-7,58 (m)
128,89
C=O
194,1
194,1
193,8
-
193,35

126,6
7,88 (d; 15,9)
125,9
129,1
7,07 (d; 16)
126,61

143,4
8,00 (d; 15,6)
143,4
143,8
7,45 (d; 16)
142,89
1’
111,9
-
111,9
121,6
-
106,59
2’
161,7
-
161,6
154,6
-
161,98
3’
115,7
-
115,7
112,4
-
108,95
4’
163,6
-
163,6
155,0
-
159,30
5’
115,7
-
115,7
113,0
-
108,95
6’
158,7
-
158,7
153,2
-
158,78
H3C – 3’
8,7
2,22 (s)
8,7
8,7
2,17 (s)
7,57
H3C – 5’
8,8
2,23 (s)
8,8
9,7
2,18 (s)
8,24
H3CO – 4’
60,1
3,81 (s)
60,1
62,5
3,69 (s)
-
H3CO – 6’
62,3
3,71 (s)
62,3
-
-
62,33
HO – 2’
-
13,15 (sl)
-
-
1- FACUNDO e BRAZ-FILHO, 2004 [125 MHz ( C), CDCl3,  (ppm)].
13
2- SILVA, 2007 [75 MHz ( C), CDCl3,  (ppm)] (Estrutura similar a 7-h)
13
66
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.2.8. Substância 8-h
A substância 8-h (10 mg), com aspecto de cera incolor, solúvel em clorofórmio,
foi isolada do fracionamento da fase diclorometânica (p. 29 e 32).
A determinação estrutural da substância 8-h foi realizada com base nos
espectros de RMN de 1H,
13
C, DEPT 135º, gHMQC, gHMBC e gCOSY (Anexo A, p.
142-148), e pela comparação com dados reportados na literatura (WANG et al., 2008)
(Tabela 9, p. 69).
O espectro de RMN de 1H apresentou três singletos em 0,70, 1,27 e
1,28, integrando para três hidrogênios, característicos de hidrogênios de grupos
metílicos ligados a carbonos quaternários, dois multipletos em 4,41 e 4,72, ambos
integrando para um hidrogênio, que foram atribuídos a hidrogênios olefínicos
geminais. Além desses, foram observados vários multipletos entre 1,29 – 2,40.
Pela análise do espectro de RMN de
13
C e em comparação com o de DEPT
135º constatou-se a presença de quinze carbonos dessa substância, sendo três
metílicos (15,5, 24,9 e 25,0), sete metilênicos (23,7, 26,7, 29,6, 36,5,
37,1, 41,6 e 105,4), um metínico (44,4) e quatro não hidrogenados (35,7,
75,7, 76,5, 151,1). Destes, os sinais em 75,7 e 76,5 foram atribuídos a
carbonos oxigenados, enquanto os sinais em 105,4 e 151,1 foram atribuídos a
carbonos olefínicos. Esses dados permitiram propor a fórmula molecular C15H26O2 e
assim obter o IDH igual a 3, compatível com a existência de uma ligação dupla e dois
anéis.
O espectro de gHMQC exibiu as seguintes correlações: 0,70 com 15,5;
1,27 com 25,0; 1,28 com 24,9; e, 4,41 e 4,72 com 105,4. No gHMBC foram
observadas as seguintes correlações que permitiram propor a estrutura parcial A
(Figura 21): 1,27 com 24,9 e 75,7; 1,28 com 25,0 e 75,7. Outras correlações
foram observadas e permitiram propor a estrutura parcial B (Figura 21): 0,70 com
35,7, 41,6 e 44,4; 4,41 e 4,72 com 37,1 e 44,4.
 37,1
1,28
CH3 24,9
HO
1,27
 25,0
4,41
4,72
105,4
41,6
H2C
44,4
H3C
75,7
.
.
35,7
0,70
15,5
.
.
A
CH3
.
.
B
Figura 21: Estruturas parciais A e B com correlações selecionadas do gHMBC
67
Cap. 3
Resultados e Discussão
Além disso, foram observadas no gHMBC, correlações do sinal em 1,53 (m)
com 44,4 e 35,7. O espectro de gCOSY mostrou os acoplamentos de multipletos,
que foram úteis para a atribuição dos sinais: 1,53 com 2,21; 1,64 com 2,302,37; e, 4,41 e 4,72 com 2,21 e 2,02-2,08. A figura 22 mostra as correlações
observadas para os hidrogênios em 1,53 do grupo metileno ligado a estrutura parcial
B e algumas correlações do espectro de gCOSY selecionadas para o sinal em 2,21.
 37,1
H
4,41
41,6
4,72
H
 1,53
H
44,4
35,7
CH3
 2,21
H
0,70
15,5
.
 29,62
. .
.
.
Figura 22: Correlações selecionadas do gHMBC () para o sinal em 1,53 e
correlações selecionadas do gCOSY (–) para o sinal em 2,21
Diante dessas informações, para propor a estrutura da substância 8-h
considerou-se a existência de dois anéis fundidos, sendo que um deles corresponde a
estrutura parcial B e o outro foi determinado como tendo também seis carbonos,
devido a existência de outros três carbonos metilênicos e um não hidrogenado, que
ainda não haviam sido posicionados na estrutura. Logo, a estrutura parcial A, foi
posicionada no segundo anel ligada a esse carbono oxigenado não hidrogenado
(76,5). Considerando o que foi exposto a substância 8-h é um sesquiterpeno com
esqueleto eudesmano, o eudesm-4(15)-eno-7,11-diol (Figura 23). O valor de []D
para 8-h foi de []20D –26,0 (MeOH, c 0,15). Os dados de RMN e de []D encontrados
na literatura para este composto estão compatíveis com os obtidos neste trabalho
(WANG et al., 2008).
14
1
CH3
10
2
5
4
H
CH2
15
OH
7
11
H3C
CH3
13
OH
12
Figura 23: Estrutura do eudesm-4(15)-eno-7,11-diol (8-h)
68
Cap. 3
Resultados e Discussão
Tabela 9: Dados de RMN de 1H e
C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)]
13
da substância 8-h e dados da literatura [75 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)].
8-h
Nº
1

(WANG et al., 2008)
13
 H (mult.; J em Hz)
41,6
1,33-137 (m)

C
1


13
C
41,3
1,64 (m)
2
23,7
*
23,4
3
37,1
2,02-2,08 (m)
36,8
2,30-2,37 (m)
4
151,1
-
150,8
5
44,4
2,21 (m)
44,1
6
29,6
1,53 (m)
29,3
7
76,5
-
76,2
8
26,7
*
26,4
9
36,5
*
36,2
10
35,7
-
35,4
11
75,7
-
74,5
12
25,0
1,27 (s)
24,7
13
24,9
1,28 (s)
24,6
14
15,5
0,70 (s)
16,5
15
105,4
4,41 (m)
107,0
4,72 (m)
* Os sinais não foram identificados
69
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.2.9. Substância 9-h
A substância 9-h (3 mg), um sólido branco e solúvel em clorofórmio, foi isolada
do fracionamento da fase diclorometânica (p. 29 e 32).
A determinação estrutural da substância 9-h foi realizada com base nos
espectros de RMN de 1H,
13
C, DEPT 135º, gHMQC, gHMBC (Anexo A, p. 149-160)
(Tabela 10, p. 75).
O espectro de RMN de 1H mostrou seis singletos em 0,82, 0,91, 0,94,
0,95, 1,02 e 1,54, e um dubleto em 1,30 (3J = 7,5 Hz), integrando para três
hidrogênios cada, característicos de hidrogênios de grupos metílicos de triterpenos.
Exibiu um dubleto em 2,99 (3J = 9,0 Hz), um multipleto em 3,71 e um duplo duplo
dubleto em 3,95 (2J ≈ 11,5, 3J ≈ 7,0 e 4J ≈ 2,1 Hz), integrando para um hidrogênio
cada, que foram atribuídos a hidrogênios ligados a carbonos oxigenados. Apresentou
um duplo quarteto de dubletos em 1,74 (2J ≈ 7,5, 3J ≈ 5,7 e 4J ≈ 2,1 Hz), um duplo
dubleto em 2,08 (2J = 7,0 e 3J = 4,5), ambos com integração para um hidrogênio, e um
duplo tripleto em 1,88 (3J = 4,5 Hz), com integração para dois hidrogênios.
Além disso, exibiu três duplos dubletos em 2,38 (2J = 14,0 e 3J ≈ 11,5 Hz), em
1,90 (2J = 14,0 e 3J = 7,0 Hz) e em 1,34 (2J ≈ 11,5 e 3J ≈ 5,7 Hz), e alguns
multipletos em 0,80, 0,89, 1,14, 1,35, 1,37, 1,43, 1,58, 1,63, 1,66 e
2,04, todos em sobreposição.
Pela análise do espectro de RMN de
13
C e em comparação com o de DEPT
135º constatou-se a presença de trinta carbonos para esta substância, sendo sete
metílicos (14,2, 15,7,16,5, 17,5,  19,3,  22,2 e  28,4), oito metilênicos
(18,2, 21,0, 24,9, 26,9, 27,0, 33,8, 43,1 e 46,7), oito metínicos (42,4,
42,6, 48,7, 50,4, 55,5, 56,7, 69,2 e 84,0) e sete não hidrogenados (38,5,
39,2, 40,6, 41,2, 42,5, 85,0 e 175,2). Destes, os sinais em 56,7, 69,2,
84,0 e 85,0 foram atribuídos a carbonos saturados oxigenados, enquanto o sinal
em 175,2 foi atribuído a um carbono carbonílico.
Esses dados permitiram propor a fórmula molecular C30H48O4 e assim obter o
IDH igual a 7, compatível com a existência de seis anéis e um grupo carbonílico de
éster.
Para propor a estrutura da substância 9-h foi necessário analisar os espectros
de gHMQC, gHMBC e gCOSY. O espectro de gHMQC exibiu as seguintes
correlações: 0,80 com 55,5; 0,82 com 16,5; 0,89 e 2,08 com 46,7; 0,91
com 17,5; 0,94 com 15,7; 0,95 com 14,2; 1,02 com 28,4; 1,14 e 2,04
70
Cap. 3
Resultados e Discussão
com 26,9; 1,30 com 19,3; 1,34 com 48,7; 1,35 com 50,4; 1,37 e 1,43
com 33,8; 1,54 com 22,2; 1,58 com 21,0; 1,63 e 1,66 com 24,9; 1,74
com 42,4; 1,88 com 27,0; 1,90 e 2,38 com 43,1; 2,99 com 84,0; 3,71
com 69,2; 3,95 com 56,7.
No espectro de gHMBC foram observadas as seguintes correlações que
possibilitaram propor a estrutura parcial A, que provavelmente se refere ao anel A de
um triterpeno, conforme apresentada na figura abaixo (Figura 24): 0,82 com 28,4,
39,2, 55,5 e 84,0; 0,91 com 38,5 e 55,5; 1,02 com 16,5, 55,5 e 84,0;
2,08 com 38,5, 55,5, 69,2 e 84,0.
 17,5
46,7
0,91
CH3
.
 2,08
 17,5
HO
69,2
84,0
38,5
.
.
55,5
HO
28,4
H3C
.
CH3
46,7
HO
CH3
.
69,2
38,5
84,0
55,5
HO
16,5
1,02
.
.
39,20
28,4
H3C
.
CH3
 0,82
Figura 24: Estrutura parcial A com correlações selecionadas do gHMBC
As constantes de acoplamento dos hidrogênios metínicos em  2,99 e  3,71
permitiram determinar a configuração relativa dos grupos hidroxílicos da estrutura
parcial A. O hidrogênio em  2,99 (d; 3J = 9,0 Hz), ligado ao carbono em  84,0, acopla
com o hidrogênio em  3,71 (m), ligado ao carbono em  69,2 com uma constante J =
9,0 Hz, compatível com um acoplamento axial-axial. Sendo assim, o grupo hidroxílico
ligado ao carbono em  69,2 está na posição , enquanto o outro ligado ao carbono
em  84,0 está na posição  (MANDAL et al., 2006).
Outras correlações observadas no gHMBC, apresentadas na figura abaixo
(Figura 25, p. 72), possibilitaram propor a estrutura parcial B, que provavelmente se
refere ao anel E de um triterpeno: 1,30 com 42,4, 48,7 e 85,0; 1,34 com
19,3, 42,5 e 175,2; 1,54 com 42,4, 56,7 e 85,0; 1,88 com 43,1; 1,90
com 48,7, 56,7 e 175,2; e, 2,38 com 48,7.
Foram observadas ainda as correlações: 0,93 com 40,6 e 41,2; e, 0,94
com 26,9 e 42,6. Além disso, o espectro de gCOSY mostrou acoplamentos que
71
Cap. 3
Resultados e Discussão
corroboraram com o que foi observado no espectro de gHMBC: 1,90 com 2,38 e
3,95; e, 3,95 com 2,38 e 1,54 (Figura 26, p. 72).
 22,2
 1,54
 19,3
CH3
1,30
H3C
 42,4
.
CH3
85,0
 19,3
OH
O
56,7
48,7
.
.
175,2
.
* Sobreposição dos sinais.
 42,4
43,1
 1,90*
 2,38
 1,34
43,1
 42,50
48,7
.
O
 1,88 *
85,0
H3C
OH
56,7
O
175,2
O
.
.
.
Figura 25: Estrutura parcial B com correlações selecionadas do gHMBC
H
 1,54
OH
H3C
O
H  3,95
O
.
H
.
H
 1,90
 2,38
.
.
Figura 26: Estrutura parcial B com correlações selecionadas do gCOSY
Diante dessas informações constatou-se que a substância 9-h é um triterpeno
com esqueleto ursano ou taraxastano (dependendo da configuração relativa do grupo
metílico ligado a C-19), contendo um grupo lactona 2820. A existência do grupo
lactona faz com que o anel E possua conformação em barco.
A configuração relativa do grupo hidroxílico ligado a C-21 foi determinada
considerando as constantes de acoplamento de H-21 com os hidrogênios do grupo
metilênico vizinho (H-22 e H-22) e com H-19. O sinal de H-21 (3,95; ddd) acopla
com os hidrogênios metilênicos vicinais com constantes de J ≈ 11,5 e ≈ 7,0 Hz, e com
H-19 com uma constante de J = 2,1 Hz, que pode ser atribuída a um acoplamento de
longo alcance em W. Este acoplamento em W 4J só é possível se ambos H-21 e H-19
estiverem na posição  (Figura 27, p. 73). Os dubletos em 2,38 (2J = 14,0 e 3J ≈
11,5 Hz) e 1,90 (2J = 14,0 e 3J = 7,0 Hz) foram atribuídos aos hidrogênios metilênicos
ligados a C-22, onde a constante de acoplamento de
2
J = 14,0 refere-se ao
acoplamento geminal H-22 com H-22, enquanto que as constantes de 3J ≈ 11,5 Hz
72
Cap. 3
Resultados e Discussão
e 3J = 7,0 Hz são compatíveis com acoplamentos de H-22 com H-21 e de H-22
com H-21, respectivamente.
A configuração relativa do grupo metílico ligado a C-19 foi determinada com
base nas constantes de acoplamento dos hidrogênios H-18 e H-19. O hidrogênio
metínico H-19 (1,74; dqd) apresentou constantes de acoplamento de 3J≈ 7,5, 3J≈ 5,7,
atribuídas ao acoplamento com os hidrogênios metílicos (H-29) e com H-18ax,
respectivamente, e 4J ≈ 2,1 Hz, que pode ser atribuída a um acoplamento de longo
alcance em W com H-21, o que corrobora com a proposta de que o grupo metílico
ligado a C-19 esteja na posição . O hidrogênio metínico H-18 (1,34; dd) apresentou
constantes de acoplamento de 3J ≈ 11,5 e 3J = 5,7 Hz, típicas de acoplamento H-18ax
com H-13ax e de H-18ax com H-19, respectivamente (Figura 27).
Ao determinar o grupo H3C-29 na posição , foi possível definir que o triterpeno
possui esqueleto do tipo taraxastano. Além disso, ao definir H-21 na posição , foi
estabelecido que o grupo HO-21 está na posição .
Cabe ressaltar que o espectro de NOESY não apresentou correlações
conclusivas para a determinação da configuração relativa dos grupos hidroxílicos e
metílico-29.
H O
H
2
.
.
H
.
13
.
HO
HO
.
22
3
.
H
O
19
H
.
21
H
HO
Figura 27: Estrutura em conformação de cadeira da substância 9-h
Diante dessas informações constatou-se que a substância 9-h é um triterpeno
com esqueleto taraxastano, o 2,321-tri-hidroxitaraxastan-28,20-olídeo (Figura
28, p. 74). O valor de []D para 9-h foi de []20D –15,0 (MeOH, c 0,17). Não foi
encontrado qualquer relato sobre o isolamento desta substância, entretanto, foram
encontrados dois relatos sobre a obtenção de uma substância similar, que difere da 9h por não possuir substituinte na posição 21 (MANDAL et al., 2006; DAS e MAHATO,
1982) (Figura 29, p. 74). Sendo assim, este é o primeiro relato do isolamento desta
substância.
73
Cap. 3
Resultados e Discussão
30
H3C
O
29
OH
H3C
20
25
CH3
HO
28
22
18
13
11
O
17
CH3
26
14
9
1
10
CH3
7
3
27
5
HO
CH3
H3C
23
24
Figura 28: Estrutura do 2,321-tri- hidroxitaraxastan-28,20-olídeo (9-h)
30
H3C
O
29
H3C
20
18
25
CH3
HO
13
11
26
17
CH3
22
28
O
14
9
1
10
7
3
CH3
27
5
HO
H3C
24
CH3
23
Figura 29: Estrutura de substância similar a 9-h, o 2,3-di-hidroxitaraxastan-28,20olídeo
74
Cap. 3
Resultados e Discussão
Tabela 10: Dados de RMN de 1H e
C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3, 
13
(ppm)] da substância 9-h e dados da literatura de substância similar [125 MHz (13C),
Piridina-d5,  (ppm)].
9-h
(MANDAL et al., 2006)
Nº
 13C
 1H (mult.; J em Hz)
 13C
1
46,7
0,89* (m)
48,2
2,08 (dd; 7,0 e 4,5)
2
69,2
3,71 (m; ≈ 9,0 e ≈ 5,0)
68,9
3
84,0
2,99 (d; 9,0)
83,8
4
39,2
-
39,9
5
55,5
0,80* (m)
56,1
6
18,2
**
18,7
7
33,8
1,37* (m)
34,3
1,43* (m)
8
40,6
-
40,9
9
50,4
1,35 (m)
50,9
10
38,5
-
38,7
11
21,0
1,58* (m)
22,3
12
24,9
1,63* (m)
25,4
1,66* (m)
13
42,6
**
43,2
14
41,2
-
41,4
15
26,9
1,14 (m)
27,7
2,04* (m)
16
27,0
1,88* (dt; 4,5)
28,1
17
42,5
-
42,2
18
48,7
1,34* (dd; ≈ 11,5 e ≈ 5,7)
48,4
19
42,4
1,74 (dqd; ≈ 7,5, ≈ 5,7 e ≈ 2,1)
42,4
20
84,0
-
83,9
21
56,7
3,95 (ddd; ≈ 11,5, ≈ 7,0 e ≈ 2,1)
27,3
22
43,1
H: 1,90* (dd; 14,0 e 7,0)
32,3
H: 2,38 (dd; 14,0 e ≈ 11,5)
23
28,4
1,02 (s)
29,2
24
16,5
0,82 (s)
17,5
25
17,5
0,91 (s)
17,8
26
15,7
0,94 (s)
15,9
27
14,2
0,95 (s)
14,4
28
175,2
-
176,7
29
19,3
1,30 (d; 7,5 Hz)
18,6
30
22,2
1,54 (s)
24,1
* em sobrepsição; ** os sinais não foram identificados
75
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.2.10. Substância 10-h
A substância 10-h (10 mg), um sólido branco, solúvel em acetona e com ponto
de fusão na faixa de 133,1-133,7 ºC, foi isolada do fracionamento da fase
diclorometânica (p. 29 e 33).
A determinação estrutural da substância 10-h foi realizada com base no
espectro de RMN de 1H (Anexo A, p. 161) e pela comparação com dados reportados
na literatura (KALINOWOSKA et al., 2007) (Tabela 11).
O espectro de RMN de 1H apresentou dois dubletos em 6,25 (J ≈ 16,0 Hz) e
7,49 (J ≈ 16,0 Hz), integrando para um hidrogênio cada, característicos de
hidrogênios olefínicos vicinais acoplados entre si. A constante de acoplamento de ≈
16,0 Hz indica a configuração trans. Além disso, foram observados dois multipletos em
 7,20-7,22 e 7,35-7,38, integrando para três e dois hidrogênios, respectivamente, que
permitiram sugerir a presença de um grupo fenílico monossubstituído. Diante dessas
informações, constatou-se que a substância 10-h é o ácido cinâmico (Figura 30), um
precursor dos flavonoides. Os dados encontrados na literatura para este composto
estão compatíveis com os obtidos neste trabalho.
2'
1'
4'
5'
O
2
1
OH
Figura 30: estrutura do ácido cinâmico (10-h)
Tabela 11: Dados de RMN de 1H [300 MHz (1H), acetona-d6 + CDCl3,  (ppm)] da
substância 11-h e dados da literatura (RMN de 1H em DMSO-d6)
12-h
(KALINOWSKA et al., 2007)
Nº
 H (mult.; J em Hz)
 H (mult.; J em Hz)
2
6,25 (d; ≈ 16,0)
6,53
3
7,49 (d; ≈ 16,0)
7,68
2’
7,35-7,38
7,56
3’
7,20-7,22
7,40
4’
7,20-7,22
7,47
5’
7,20-7,22
7,40
6’
7,35-7,38
7,56
1
1
76
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.2.11. Substância 11-h
A substância 11-h (25 mg), com aspecto de cera e coloração laranja, solúvel
em clorofórmio, foi isolada do fracionamento da fase hexânica (p. 34 e 35).
Da análise dos espectros de RMN de 1H,
13
C, DEPT 135º, gHMQC e gHMBC
(Anexo A, p. 162-165) e pela comparação com dados reportados na literatura (Tabela
12, p. 81) foi possível propor uma estrutura para a Substância 11-h.
O espectro RMN
13
C apresentou vinte e nove sinais, que através da análise do
espectro DEPT 135º permitiu definir a presença de oito sinais referentes a carbonos
metílicos (11,3, 11,8, 12,2, 19,6, 19,7, 22,6, 22,7 e 23,8), onze a
metilênicos (20,7, 21,0, 24,4, 24,8, 31,6, 37,3, 37,4, 37,45, 37,5, 39,4
e 39,8), três a metínicos (28,0, 32,7 e 32,8), e sete a carbonos não
hidrogenados (seis aromáticos em 117,3, 118,5, 121,0, 122,6, 144,5 e
145,5, sendo os dois últimos ligados a grupos OR, e um oxigenado em 74,5).
Assim, pode-se sugerir uma fórmula molecular C29H50O2 e um índice de deficiência de
hidrogênio (IDH) igual a 5, compatível com a presença de dois anéis, sendo um deles
aromático.
O espectro de RMN de 1H apresentou dois singletos em 2,13 e 2,18,
integrando para seis e três hidrogênios, respectivamente, e que correlacionaram no
espectro de gHMQC com três sinais de 13C em 11,3, 12,2 e 11,8. Estes sinais são
característicos de grupos metílicos ligados a anel aromático. Como o espectro de RMN
de 1H não apresentou nenhum sinal de hidrogênio ligado a anel aromático, sugeriu-se
como substituintes, além de dois grupos -OR, três grupos metílicos e, ainda, um grupo
metilênico. Os hidrogênios deste grupo metilênico apareceram no espectro de RMN de
H como um tripleto em 2,62 (J= 6 Hz), e apresentaram correlação no gHMQC com o
1
sinal de carbono em 20,8. No gHMBC este tripleto em 2,62 exibiu correlação com
os sinais em 31,6, 74,5, 117,3, 118,5 e 145,5 (Figura 31, p. 78).
Os hidrogênios dos grupos metílicos ligados ao anel aromático apresentaram
no gHMBC as seguintes correlações: 2,13 com 117,3, 118,5, 121,0 e 145,5;
2,18 com 121,0, 122,6 e 144,5. O sinal dos hidrogênios do grupo metílico em
1,25 apresentou correlação no gHMQC com 23,8, enquanto que no gHMBC
apresentou correlação com 39,8 e com 74,5. Além disso, o multipleto em 1,55
apresentou correlação no gHMQC com 39,8 e no gHMBC com 23,8 (Figura 31, p.
78).
77
Cap. 3
Resultados e Discussão
 2,13
 23,8
1,25
CH3
 2,18
4' CH
3
H3C
 122,6
121,0
144,5
HO
O
1
74,5
39,8
1,55
.
.
145,5
117,3
.
31,6
2
1'
118,5
2,62
CH3
20,8
 2,13
Figura 31: Correlações selecionadas do gHMBC para a estrutura parcial da
substância 11-h
Adicionalmente ao que foi descrito, os sinais de carbonos metílicos em 19,6,
19,7, 22,6 e 22,7, de carbonos metilênicos em 21,0, 24,4, 24,8, 37,3,
37,4, 37,45, 37,5 e 39,4, e de grupos metínicos em 28,0, 32,7 e 32,8,
sugeriram a existência de quatro unidades isoprenóides ligadas entre si, sendo uma
delas condensada com o anel aromático.
Diante do exposto, foi possível identificar que a Substância 11-h trata-se de um
composto fenólico, formado a partir da condensação do fitol com uma hidroquinona
seguido de ciclização, o -tocoferol (Vitamina E) (Figura 32). Os dados de RMN de 1H
e
13
C estão de acordo com os encontrados na literatura para esta substância
(CARVALHO et al., 1998; MATSUNO e URANO, 1976).
CH3
H3C
1
O
4'
CH3
9'
CH3
8'
5
14'
CH3
13'
18'
CH3
20'
2
HO
CH3
1'
CH3
Figura 32: Estrutura do -tocoferol (11-h)
78
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.2.12. Substância 12-h
A substância 12-h (30 mg), com aspecto de cera com coloração laranja, solúvel
em clorofórmio, foi isolada do fracionamento da fase hexânica (p. 34 e 35).
A análise dos espectros de RMN de 1H,
13
C, DEPT 135º, gHMQC e gHMBC
(Anexo A, p. 166-170) e a comparação com dados reportados na literatura (Tabela
12, p. 81) permitiram propor uma estrutura para a Substância 12-h.
O espectro RMN
13
C apresentou vinte e dois sinais, que através da análise do
espectro DEPT 135º permitiu definir a presença de seis sinais de carbonos metílicos
(15,96, 16,0, 16,4, 17,6, 21,0 e 25,6), sete de metilênicos (26,2, 26,6,
26,7, 39,5, 39,66, 39,7 e 61,4), quatro de olefínicos metínicos (118,3,
123,6, 124,2 e 124,4), cinco de carbonos não hidrogenados, sendo quatro
olefínicos (131,2, 134,9, 135,4 e 142,2) e um carbonílico, típico de éster
(171,0).
Assim, pode-se sugerir uma fórmula molecular C22H36O2 e um índice de
deficiência de hidrogênio (IDH) igual a 5, compatível com a presença de quatro
ligações duplas e um grupo carbonílico.
O espectro de RMN de 1H exibiu um dubleto em 4,58 (J = 7,2 Hz), com
integração para dois hidrogênios, que foi atribuído a um grupo oximetilênico. Este
dubleto apresentou correlação no gHMQC com 61,4, enquanto no gHMBC
correlacionou com 118,3, 142,2 e 171,0, e apresentou acoplamento no gCOSY
com o multipleto em 5,34. O multipleto em 5,34 exibiu correlação no gHMQC com
118,3 e no gHMBC com 16,4 e 39,5.
Foram observadas ainda as seguintes correlações no gHMQC: o singletos em
1,60 com 15,96, 16,0 e 17,6; em 1,68 com 25,6; em 1,70 com 16,4; e, em
2,05 com 21,0; os multipletos em  2,0 com 39,5; em 2,07 com 26,6; e, em
5,12 com 123,6, 124,2 e 124,4.
No gHMBC, além das correlações citadas, foram observadas ainda: 1,60 com
124,4, 131,2 e 135,4 e com 39,7; 1,68 com 124,4 e 131,2; 2,0 com
26,6, 118,3, 123,6, 134,9 e 142,2; e, 2,05 com 171,0 (Figura 33, p. 80).
79
Cap. 3
Resultados e Discussão
CH3
O
142,2
H3C
O
 21,0
CH3
123,6
118,3
.
134,9
26,6
2,0
.
.
(a)
O
61,4
 171,0
 2,05
CH3
 4,58
H3C
O
2,07
39,5 123,6
1,68
CH3
CH3
CH3
135,4
134,9
142,2
5,34
1,60
1,60
1,70
39,7
124,2
131,2
39,66
124,4
CH3
1,60
118,3
(b)
Figura 33: Correlações selecionadas em (a) e (b) do espectro de HMBC da substância
12-h
Essas informações permitiram propor que a substância 12-h possui em sua
estrutura um grupo acetato ligado a um grupo formado por quatro unidades de
isopreno ligadas entre si (“cabeça-cauda”) e, sendo assim, trata-se de um precursor de
diterpenos, o acetato de geranilgeranila (Figura 34). Os dados de RMN de 1H e
13
C
estão de acordo com os encontrados na literatura para esta substância (PIANARO,
2007). Cabe ressaltar que não é comum a ocorrência de diterpenos na família
Myrtaceae e não há relatos em espécies de Myrcia.
O
9'
CH3
19'
14'
CH3
CH3
1'
1
H3C
4'
CH3
O
2'
7'
12'
17'
CH3
20'
Figura 34: Estrutura do acetato de geranilgeranila (12-h)
80
Cap. 3
Resultados e Discussão
Tabela 12: Dados de RMN de 1H e 13C [300 MHz (1H) e 75 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)]
das substâncias 11-h e 12-h e dados da literatura.
No.
11-h

13
C
1
 H (mult.; J em Hz)

1
13
12-h
C


13
2
 H (mult.; J em Hz)
1
C


13
C
1
145,5
-
145,5
171,0
-
172,50
2
117,3
-
122,4
21,0
2,05 (s)
21,10
3
118,5
-
115,7
-
-
4
144,5
-
144,4
-
-
5
121,0
-
119,5
-
-
6
122,6
-
122,4
-
-
1’
20,8
2,62 (t; 6,6)
25,7
61,4
4,58 (d; 7,2)
61,42
2’
31,6
1,8 (q; 6,6)
32,4
118,3
5,34 (m; 7,0)
118,24
3’
74,5
-
74,4
142,2
2,62 (t; 6,6)
144,50
4’
23,8
1,25 (s)
23,6
16,4
1,70 (s)
16,50
5’
39,8
1,55 (m)
39,3
39,5
2,0 (m)
39,74
6’
e
21,0
*
24,6
26,6
2,07 (m)
26,22
7’
37,3ª
*
37,4
123,6
5,12 (m)
123,61
8’
b
*
37,7
134,9
-
135,51
19,2
a
1,60 (s)
16,10
b
*
39,69
c
9’
10’
32,7
c
19,6
a
37,4
e
0,86 (d)
*
37,7
17,6
39,7
11’
24,4
*
24,5
26,2
*
26,64
12’
37,45ª
13’
14’
*
37,4
124,2
5,12 (m)
124,19
b
*
37,8
135,4
-
135,00
c
0,86 (d)
19,2
15,96ª
1,60 (s)
16,00
37,4
39,66
b
*
39,55
c
32,8
19,7
15’
37,5ª
16’
e
24,8
*
24,8
26,7
*
26,77
17’
39,4
*
39,3
124,4
5,12 (m)
124,40
18’
28,0
*
27,9
131,2
-
**
19’
d
0,88 (d)
22,7
a
16,0
1,60 (s)
17,70
d
0,88 (d)
22,7
25,6
1,68 (s)
25,71
H3C – 3
f
11,3
2,13 (s)
11,6
-
-
H3C – 5
11,8
2,18 (s)
11,4
-
-
H3C – 6
f
2,13 (s)
11,7
-
-
20’
22,6
22,7
12,2
*
Letras em sobrescrito indicam que a atribuição dos sinais pode estar trocada
* Os sinais não foram identificados; ** Sem atribuição
1 - CARVALHO et al., 1998 [50,3 MHz ( C), CDCl3,  (ppm)].
13
2 – PIANARO, 2007 [500 MHz ( C), CDCl3,  (ppm)].
13
81
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.3. Identificação e Determinação Estrutural dos Constituintes Químicos
Isolados das folhas de M. myrtifolia
3.3.1. Substância 13-m
A substância 13-m (57 mg), sólido amarelo, solúvel em acetona e com faixa de
fusão de 305-306 ºC, foi isolada do fracionamento da fase diclorometânica (p. 36 e
38). A determinação estrutural da substância 13-m foi realizada com base na análise
dos espectros de RMN de 1H,
13
C, gHSQC e gHMBC (Anexo B, p. 171-173), e pela
comparação com dados reportados na literatura (ADEROGBA et al., 2006) (Tabela 13,
p. 83).
O espectro de RMN de 1H apresentou dubletos em 6,28 (4J = 2,0 Hz), 6,54 (4J
= 2,0 Hz), 7,00 (3J = 8,5 Hz) e 7,84 (4J = 2,0 Hz), além de um duplo dubleto em 7,72
(3J = 8,5 e 4J = 2,0 Hz), sendo todos os sinais integrando para um hidrogênio cada. Os
deslocamentos químicos dos sinais são característicos de hidrogênios ligados a anel
aromático, sendo que as constantes de 2,0 Hz e 8,5 Hz são compatíveis com
acoplamentos em meta e orto, respectivamente. Essas informações possibilitaram
identificar a presença de dois anéis aromáticos, um 1,2,3,5-tetrassubstituído e o outro
1,3,4-trissubstituído. Além disso, foi observado um singleto largo em  12,18,
característico de hidrogênio de grupo hidroxílico envolvido em ligação de hidrogênio
intramolecular.
No espectro de RMN de
C foram observados quinze sinais entre 93,6 a
13
175,7 para esta substância, que permitiu sugerir a estrutura de um flavonóide, com
esqueleto básico C6-C3-C6 (HARBORNE, 1982). Os sinais em 93,6, 98,3, 103,2,
114,9, 115,3, 120,6, 122,9, 145,0, 147,5, 156,9, 161,4 e 164,1 foram
atribuídos aos carbonos dos dois anéis aromáticos, enquanto os sinais em  175,7,
135,9 e 146,1, foram atribuídos aos carbonos carbonílico, olefínicos  e 
carbonílico, respectivamente.
A análise do espectro de gHSQC e de gHMBC permitiu realizar a atribuição
dos sinais. No gHSQC foram observadas as seguintes correlações: 6,28 com 98,3;
6,54 com 93,6; 7,00 com 115,3; 7,72 com 120,6; e, 7,84 com 114,9. O
espectro de gHMBC exibiu as seguintes correlações: 6,28 com 161,4 (C-5) e
164,1 (C-7); 6,54 com 156,9 (C-9) e 164,1 (C-7); 7,00 com 122,9 (C-1’),
145,0 (C-3’) e 147,5 (C-4’); 7,72 com 146,1 (C-) e 147,5 (C-4’); 7,84 com
146,1 (C-) e 147,5 (C-4’) (Figura 35, p. 83).
82
Cap. 3
Resultados e Discussão
As informações acima possibilitaram identificar que a substância 13-m é um
flavonol, a quercetina. Os dados de RMN de 1H e
13
C estão de acordo com os
encontrados na literatura para esta substância (ADEROGBA et al., 2006). A quercetina
é um flavonoide amplamente distribuído no reino vegetal.
HO
7,84
3'
145,0
4'
6,54
HO
7
156,9
 164,1
6,28
5
122,9
O
9
2
 7,00
146,1
 7,72
OH
4
161,4
OH
147,5
O
OH
Figura 35: Estrutura da quercetina (13-m) com correlações selecionadas do
espectro de gHMBC.
Tabela 13: Dados de RMN de 1H e
C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), acetona-d6, 
13
(ppm)] da substância 13-m e dados da literatura [75 MHz (13C), DMSO-d6,  (ppm)]
13-m
 H (mult.; J em Hz)
2
146,19
-
146,8
3
135,9
-
135,8
4
175,7
-
175,9
5
161,4
-
160,7
6
98,3
6,28 (d; 2,0)
98,2
7
164,1
-
163,9
8
93,6
6,54 (d; 2,0)
93,4
9
156,9
-
156,2
10
103,2
-
103,0
1’
122,9
-
122,0
2’
114,9
7,84 (d; 2,0)
115,1
3’
145,0
-
145,1
4’
147,5
-
147,7
5’
115,3
7,00 (d; 8,5)
115,6
6’
120,6
7,72 (dd; 8,5 e 2,0)
120,0
HO – 5
-
12,18 (sl)
-
Nº

(ADEROGBA et al., 2006)
13
C
1

13
C
83
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.3.2. Substância 14-m
A substância 14-m (14 mg), sólido branco, solúvel em clorofórmio e com ponto
de fusão na faixa de 102,8-103,2 ºC, foi isolada do fracionamento da fase
diclorometânica (p. 36 e 39). A determinação estrutural da substância 14-m foi
realizada com base na análise dos espectros de RMN de 1H,
13
C, gHMQC e gHMBC
(Anexo B, p. 173-178), e pela comparação com dados reportados na literatura
(DASTLIK et al., 1989) (Tabela 14, p. 88).
O espectro de RMN de 1H exibiu um dubleto em 1,16 (3J= 6,5 Hz) e um
septeto em 3,78 (3J= 6,5 Hz), com integração para seis e um hidrogênios,
respectivamente, característicos de hidrogênios de um grupo isopropílico. Apresentou
três singletos em 2,02, 3,89, 3,91, com integração para três hidrogênios cada,
sendo o primeiro compatível com hidrogênios de um grupo metílico ligado a anel
aromático e os outros dois com hidrogênios de dois grupos metoxílicos. Além disso,
exibiu dois singletos em 5,97 e 13,95, com integração para um hidrogênio cada,
que foram atribuídos a um hidrogênio aromático e um hidrogênio de grupo hidroxílico
envolvido em ligação de hidrogênio intramolecular, respectivamente.
Da análise do espectro de RMN de
13
C em comparação com DEPT 135º foi
possível identificar a existência de 13 carbonos, sendo cinco metílicos (7,4, 19,5 e
55,6, estes dois últimos apresentaram intensidade para dois carbonos cada), dois
metínicos (39,8 e 86,1) e seis não hidrogenados (105,1, 106,2, 161,1, 163,3,
164,2 e 210,8). Os sinais em 19,5 e 39,8 foram atribuídos a carbonos de um
grupo isopropílico, enquanto que os sinais em 86,1, 105,1, 106,2, 161,1, 163,3
e 164,2 foram atribuídos a carbonos de um anel aromático. O sinal em 210,8 é
característico de um carbono carbonílico de uma cetona.
Essas informações possibilitaram identificar a presença de uma estrutura
isopropilfenilcetona, sendo que o grupo fenílico possui como substituintes um grupo
metílico, dois grupos metoxílicos e um grupo hidroxílico quelado. A análise dos
espectros de gHMQC e gHMBC permitiu a identificação das posições dos
substituintes.
No espectro de gHMQC foram observadas as seguintes correlações: 2,02
com 7,4; 3,90 e 3,91 com 55,6; e, 5,97 com 86,1. O espectro de gHMBC
exibiu as seguintes correlações: 1,16 com 19,5 (C-3 e H3C–2), 39,8 (C-2) e
210,8 (C-1); 2,02 com 106,2 (C-3’), 163,3 (C-4’) e 164,2 (C-2’); 3,78 com
19,5 (C-3 e H3C–2) e 210,8 (C-1); 3,90 com 163,3 (C-4’); 3,91 com 161,1 (C84
Cap. 3
Resultados e Discussão
6’); 5,97 com 105,1 (C-1’), 106,2 (C-3’), 161,1 (C-6’) e 163,3 (C-4’); e, 13,95
com 105,1 (C-1’), 106,2 (C-3’) e 164,2 (C-2’) (Figura 36).
13,95
O
HO
 2,02
H3C
 164,2
105,1
106,2
H3C
3,90
210,8
163,3
 1,16
19,5
CH3
3,78
39,8
161,1
CH3
O
O
5,97
CH3 3,91
Figura 36: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 14-m
As informações acima possibilitaram identificar que a substância 14-m é um
derivado do floroglucinol, a 2’-hidróxi-2,3’-dimetil-4’,6’-dimetoxipropiofenona, conhecido
como Baeckeol (Figura 37). Foram encontrados alguns relatos sobre a ocorrência
deste composto em espécies de Myrtaceae, tais como Thryptomene saxicola
(DASTLIK et al., 1989), Calythrix angulata (BOWYER e JEFFERIES, 1962), Baeckea
frutensis L. (SPOELSTRA, 1931) e Baeckea gunniana (PENFOLD, 1925). Os dados
de RMN de 1H e
13
C estão de acordo com os encontrados na literatura para esta
substância (DASTLIK et al., 1989).
O
OH
2'
H3C
1'
1
4'
H3C
O
2
CH3
CH3
O
CH3
Figura 37: Estrutura da 2’-hidróxi-2,3’-dimetil-4’,6’-dimetoxipropiofenona (14-m)
85
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.3.3. Substância 15-m
A substância 15-m (7 mg), sólido branco, solúvel em clorofórmio e com ponto
de fusão na faixa de 110,9-111,3 ºC, foi isolada do fracionamento da fase
diclorometânica (p. 36 e 39). A determinação estrutural da substância 15-m foi
realizada com base nos espectros de RMN de 1H,
13
C, gHMQC e gHMBC (Anexo B,
p. 179-184). Os dados de RMN estão apresentados na Tabela 14 (p. 88).
Pela análise dos espectros de RMN de 1H e de 13C foi possível identificar que a
substância 15-m possui semelhança estrutural com a substância 14-m. A diferença
observada foi a presença de dois tripletos em 1,00 (3J = 7,5 Hz) e 2,99 (3J = 7,5 Hz),
com integração para três e dois hidrogênios, respectivamente, e um sexteto em 1,73
(3J= 7,5 Hz), integrando para dois hidrogênios, enquanto que a substância 14-m
apresentou um dubleto em 1,16 (3J= 6,5 Hz) e um septeto em 3,78 (3J= 6,5 Hz),
integrando para seis e um hidrogênios, respectivamente. Essas informações
permitiram identificar que a substância 15-m possui um grupo propílico ligado ao
carbono carbonílico, enquanto a 14-m possui um grupo isopropílico.
Além desses sinais, o espectro de RMN de 1H exibiu três singletos em 2,03,
3,90 e 3,92, com integração para três hidrogênios cada, que foram atribuídos a
hidrogênios de um grupo metílico e de dois grupos metoxílicos, respectivamente, e
outros dois singletos em 5,98 e 14,06, com integração para um hidrogênio cada,
característicos de um hidrogênio aromático e um hidrogênio de um grupo hidroxílico
quelado, respectivamente.
A análise do espectro de RMN de
13
C em comparação com DEPT 135º
confirmou a existência de 13 carbonos, sendo quatro metílicos (7,2, 14,0, 55,4 e
55,4), dois metilênicos (18,3 e 46,4), um metínicos (85,7) e seis não
hidrogenados (105,7, 105,8, 161,3, 163,2, 163,8 e 206,2). Os sinais em
14,0, 18,3 e 46,4 foram atribuídos aos carbonos do grupo propílico. Os sinais em
85,7, 105,7, 105,8, 161,3, 163,2 e 163,8 foram atribuídos aos carbonos do
anel aromático, e o sinal em 206,2 a um carbono carbonílico de uma cetona. Esses
dados confirmaram a presença de uma estrutura propilfenilcetona, contendo como
substituintes no anel aromático um grupo metílico, dois grupos metoxílicos e um grupo
hidroxílico quelado. A análise dos espectros de gHMQC e gHMBC permitiu identificar
as posições dos substituintes. No espectro de gHMQC foram observadas as seguintes
correlações: 1,00 com 14,0; 1,73 com 18,3; 2,03 com 7,2; 3,90 com 55,4;
3,92 com 55,4; e, 5,98 com 85,7. O espectro de gHMBC exibiu as seguintes
86
Cap. 3
Resultados e Discussão
correlações: 1,00 com 18,3 (C-3), 46,4 (C-2); 1,73 com 14,0 (C-4), 46,4 (C-2) e 206,2
(C-1); 2,99 com 14,0 (C-4), 18,3 (C-3) e 206,2 (C-1); 2,03 com 105,7 (C-3’), 163,2 (C4’) e 163,8 (C-2’); 3,90 com 163,2 (C-4’); 3,92 com 161,3 (C-6’); 5,98 com 105,7 (C3’), 161,3 (C-6’) e 163,2 (C-4’) (Figura 38).
O
OH
 2,03
H3C
 105,7 163,8
18,3
206,2
14,0
CH3
 2,99
 1,00
46,4
163,2
161,3
H3C
O
O
 3,90
 1,73
 5,98
CH3  3,92
Figura 38: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 15-m
As informações acima possibilitaram identificar que a substância 15-m, assim
como
a
14-m,
é
um
derivado
do
floroglucinol,
a
2’-hidróxi-3’-metil-4’,6’-
dimetoxibutirofenona (Figura 39). Realizou-se uma busca no Scifinder para avaliar o
ineditismo desta substância e foram encontradas três referências. ROBERTSON e
SANDROCK (1933) relatam a síntese deste composto, enquanto PYYSALO e WIDEN
(1979) e AYRAS e WIDEN (1978b) reportam a ocorrência como produto natural,
entretanto, somente este último possui dados de RMN e não está acessível na rede e
o periódico não consta para a solicitação via COMUT e, por isso, não houve a
comparação com os dados obtidos neste trabalho. Além desses, AYRAS e WIDEN
(1978a) e SINGH e BHARATE (2006) relatam a ocorrência como produto natural de
alguns derivados do floroglucinol com estrutura similar a da substância 15-m.
O
OH
2'
H3C
1
1'
2
CH3
4'
H3C
O
O
CH3
Figura 39: Estrutura da 2’-hidróxi-3’-metil-4’,6’-dimetoxibutirofenona (15-m)
87
Cap. 3
Resultados e Discussão
Tabela 14: Dados de RMN de 1H e
C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3, 
13
(ppm)] das substâncias 14-m e 15-m e dados da literatura.
14-m
 H (mult.; J em Hz)
C=O
210,78
-
210,54
206,2
2
39,81
3,78 (sep; 6,5)
39,60
46,4
2,99 (t; 7,5)
3
19,48
1,16 (d; 6,5)
19,29
18,3
1,73 (sxt; 7,5)
4
-
-
-
14,0
1,00 (t; 7,5)
1’
105,13
-
105,85
105,8
-
2’
164,18
-
160,89
163,8
-
3’
106,16
-
104,86
105,7
-
4’
163,27
-
163,07
163,2
-
5’
86,07
5,97 (s)
85,79
85,7
5,98 (s)
6’
161,09
-
163,99
161,3
-
H3C – 2
19,48
1,16 (d; 6,5)
19,29
-
-
H3C – 3’
7,42
2,02 (s)
7,24
7,2
2,03
H3CO – 4’
55,61
-
55,38
55,4
3,92
H3CO – 6’
55,61
-
55,38
55,4
3,90
HO – 2’
-
13,95 (s)
-
-
14,06
C
1

15-m
13
Nº

1
13
C


13
C
 H (mult.; J em Hz)
1
1 – DASTLIK et al., 1989 [75,5 MHz ( C), CDCl3,  (ppm)]
13
88
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.3.4. Substância 16-m
A substância 16-m (8 mg), sólido branco, solúvel em clorofórmio e com ponto
de fusão na faixa de 299,2-300,0 ºC, foi isolada do fracionamento da fase
diclorometânica (p. 38 e 42).
A determinação estrutural da substância 16-m foi realizada com base na
análise dos espectros de RMN de 1H,
13
C e DEPT 135º (Anexo B, p. 184-187), e pela
comparação com dados encontrados na literatura (ARAÚJO et al., 2009; MAHATO e
KUNDU, 1994) (Tabela 15, p. 94).
O espectro de RMN de 1H mostrou seis singletos em 0,76, 0,83, 0,94,
0,97, 0,98 e 1,70, integrando para três hidrogênios cada, característicos de
hidrogênios de grupos metílicos de triterpenos. O sinal em 1,70 sugere um grupo
metílico ligado a um carbono olefínico. Exibiu um duplo dubleto em 3,19 (3J = 11,5 e
J = 4,5 Hz) e um duplo duplo dubleto em 3,00 (3J = 11,0, 3J = 10,5 e 3J ≈ 5 Hz),
3
ambos com integração para um hidrogênio, característicos de hidrogênios metínicos
H-3 e H-19 de triterpenos. Além disso, apresentou um singleto largo em 4,62 e um
dubleto em 4,75 (2J = 2,0 Hz), com integração para um hidrogênio cada,
característicos de hidrogênios geminais olefínicos. Essas informações permitiram
propor um esqueleto de triterpeno pentacíclico do tipo lupano para a substância 16-m.
Pela análise do espectro de RMN de
13
C e em comparação com o de DEPT
135º constatou-se a presença de trinta carbonos, sendo seis metílicos (14,9, 15,5,
16,2, 16,3,  19,6 e  28,2), onze metilênicos (18,5, 21,0, 25,6, 25,7, 29,9,
30,7, 32,3, 34,5, 37,2, 38,9 e 109,9), seis metínicos (38,6, 47,1, 49,5,
50,7, 55,5 e 79,2) e sete não hidrogenados (37,4, 39,1, 40,9, 42,6, 56,5,
150,6 e 180,2). Destes, o sinal em 79,21 foi atribuído a um carbono oximetínico
(C-3), enquanto os sinais em 109,9 e 150,6 foram atribuídos a carbonos olefínicos
(C-29 e C-20, respectivamente). O sinal em 180,2 foi atribuído a um carbono (C-28)
de um grupo carboxílico.
As informações acima permitiram identificar que a substância 16-m é o ácido
betulínico (Figura 40, p. 93). Os dados de RMN de 1H e
13
C estão de acordo com os
encontrados na literatura para esta substância (F. C. V. ARAÚJO et al., 2009;
MAHATO e KUNDU, 1994).
89
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.3.5. Substância 17-m
A substância 17-m (30 mg), sólido branco, solúvel em clorofórmio e com ponto
de fusão na faixa de 246,7-247,3 ºC, foi isolada do fracionamento da fase
diclorometânica (p. 37 e 41).
A determinação estrutural da substância 17-m foi realizada com base nos
espectros de RMN de 1H, 13C e DEPT 135º (Anexo B, p. 187-189), e pela comparação
com dados encontrados na literatura (LIU et al., 2010; F. C. V. ARAÚJO et al., 2009)
(Tabela 15, p. 94). Pela análise dos espectros de RMN de 1H e de
13
C foi possível
identificar que a substância 17-m possui semelhança estrutural com a substância 16m. As diferenças observadas foram que a 17-m não apresentou sinais referentes a H3 e C-3 , que apareceram em 3,19 e 79,2, nos espectros de RMN de 1H e
13
C,
respectivamente, da 16-m, entretanto, observou-se a presença de um sinal em
218,2, característico de um carbono carbonílico. Essas informações permitiram
identificar que a substância 17-m, assim como a 16-m, possui um esqueleto de
triterpeno pentacíclico do tipo lupano, porém contém um grupo oxo na posição 3.
O espectro de RMN de 1H exibiu seis singletos em 0,94, 0,99, 1,01, 1,03,
1,09 e 1,71, integrando para três hidrogênios cada, característicos de hidrogênios
de grupos metílicos. Exibiu um duplo duplo dubleto em 3,02 (3J = 11,0, 3J = 10,5 e 3J
≈ 5 Hz), com integração para um hidrogênio, característico de hidrogênio metínico H19, um singleto largo em 4,62 e um dubleto em 4,76 (2J = 2,0 Hz), com integração
para um hidrogênio cada, característicos de hidrogênios geminais olefínicos.
O espectro de RMN de
13
C em comparação com o de DEPT 135 apresentou
trinta carbonos, sendo seis metílicos (14,6, 15,8, 16,0, 19,4,  21,0 e  26,6),
onze metilênicos (19,6, 21,4, 25,5, 29,7, 30,6, 32,1, 33,6, 34,1, 37,0,
39,6 e 109,8), cinco metínicos (38,5, 46,9, 49,2, 49,9 e 55,0) e oito não
hidrogenados (36,9, 40,7, 42,5, 47,3, 56,4, 150,3, 181,4 e 218,2). Os
sinais em 109,8 e 150,3 foram atribuídos a carbonos olefínicos (C-29 e C-20,
respectivamente), enquanto o sinal em 181,4 foi atribuído a carbono de um grupo
carboxílico (C-28).
As informações acima permitiram identificar que a substância 17-m é o ácido
betulônico (Figura 41, p. 93). Os dados de RMN de 1H e
13
C estão de acordo com os
encontrados na literatura para esta substância (LIU et al., 2010; F. C. V. ARAÚJO et
al., 2009).
90
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.3.6. Substância 18-m
A substância 18-m (8 mg), sólido branco, solúvel em clorofórmio e com ponto
de fusão na faixa de 187,1-188,0 ºC, foi isolada do fracionamento da fase
diclorometânica (p. 37 e 40).
A determinação estrutural da substância 18-m foi realizada com base nos
espectros de RMN de 1H, 13C e DEPT 135º (Anexo B, p. 190-192), e pela comparação
com dados encontrados na literatura (MAHATO e KUNDU, 1994) (Tabela 15, p. 94).
Pela análise dos espectros de RMN de 1H e de
13
C foi possível identificar que a
substância 18-m possui semelhança estrutural com a substância 16-m. As diferenças
observadas foram a presença dos sinais de um hidrogênio em 9,68 e de um carbono
em 206,71, característicos de um grupo formílico, e não observou-se o sinal de C-28
(em 180,2) referente a carbono de grupo carboxílico, como exibido para a 16-m.
Essas informações permitiram identificar que a substância 18-m possui, assim como a
16-m, um esqueleto de triterpeno pentacíclico do tipo lupano, entretanto contém um
grupo formílico na posição 28.
O espectro de RMN de 1H exibiu seis singletos em 0,76, 0,83, 0,92, 0,97,
0,98 e 1,70, integrando para três hidrogênios cada, característicos de hidrogênios
de grupos metílicos de triterpenos. Exibiu um duplo dubleto em 3,19 (3J ≈ 10,8 e 3J ≈
5,4 Hz) e um duplo duplo dubleto em 2,87 (3J = 11,4, 3J = 10,8 e 3J = 6 Hz), com
integração para um hidrogênio cada, característicos de hidrogênios metínicos H-3 e H19 de triterpenos. Além disso, observou-se um singleto largo em 4,63 e um dubleto
em 4,76 (2J = 1,2 Hz), com integração para um hidrogênio cada, característicos de
hidrogênios geminais olefínicos. O espectro de RMN de
13
C e em comparação com o
de DEPT 135 exibiu trinta carbonos, sendo seis metílicos (14,3, 15,3, 15,9,
16,1,  19,0 e  29,0), onze metilênicos (18,3, 20,8, 25,6, 27,4, 28,8, 29,3,
29,9, 33,2, 34,3, 38,7 e 110,2), sete metínicos (38,75, 40,9, 47,6, 48,1,
50,5, 55,3 e 79,0) e seis não hidrogenados (37,2, 38,9, 40,8, 42,6, 59,3,
149,7). Destes, os sinais em 110,2 e
149,7 foram atribuídos a carbonos
olefínicos (C-29 e C-20, respectivamente), enquanto o sinal em79,0 foi atribuído a
um carbono oximetínico (C-3).
As informações acima permitiram identificar que a substância 18-m é o
betulinaldeído (Figura 42, p. 93). Os dados de RMN de 1H e
13
C estão de acordo com
os encontrados na literatura para esta substância (MAHATO e KUNDU, 1994).
91
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.3.7. Substância 19-m
A substância 19-m (108 mg), apresentou-se como gel incolor (mesmo após
tentativas de cristalização), solúvel em clorofórmio, foi isolada do fracionamento da
fase diclorometânica (p. 37 e 40).
A determinação estrutural da substância 19-m foi realizada com base nos
espectros de RMN de 1H,
13
C e DEPT 135º (Anexo B, p. 193-195) (Tabela 15, p. 94),
e pela comparação com dados encontrados na literatura (LIU et al., 2010). Pela
análise dos espectros de RMN de 1H e de
13
C foi possível identificar que a substância
19-m possui semelhança estrutural com a substância 16-m. As diferenças observadas
foram presença de dois dubletos, um em 3,33 (2J = 11,0 Hz) e outro em 3,78 (2J =
10,5 Hz), com integração para um hidrogênio cada, compatíveis com hidrogênios
oximetilênicos, e a presença no espectro de RMN de
C de sinais em 60,4 e
13
218,2. Não foram exibidos sinais característicos de H-3 e C-3 oximetínicos, como
observado para a 16-m, em 3,19 e 79,2, respectivamente. Além disso, não
apresentou sinal de carbono carbonílico para C-28, como apareceu em 180,2 para a
16-m. Essas informações sugeriram que a substância 19-m, assim como a 16-m,
possui um esqueleto de triterpeno pentacíclico do tipo lupano, porém contém um grupo
oxo na posição 3 e um grupo hidroxílico na posição 28.
O espectro de RMN de 1H exibiu seis singletos em 0,93, 0,99, 1,02, 1,06,
1,07 e 1,68, integrando para três hidrogênios cada, característicos de hidrogênios
de grupos metílicos de triterpenos. Exibiu um singleto largo em 4,58 e um dubleto em
4,68 (J= 2,0 Hz), com integração para um hidrogênio cada, característicos de
hidrogênios geminais olefínicos.
O espectro de RMN de
13
C e em comparação com o de DEPT 135 apresentou
trinta carbonos, sendo seis metílicos (14,7, 15,8, 15,9, 19,1,  21,0 e  26,6),
doze metilênicos (19,7, 21,4, 25,2, 27,0, 29,1, 29,8, 33,5, 34,0, 34,1,
39,6, 60,4 e 109,7), cinco metínicos (37,4, 47,8, 48,7, 49,7 e 54,9) e sete
não hidrogenados (36,9, 40,9, 42,8, 47,3, 47,8, 150,4 e 218,2). Destes, os
sinais em 109,72 e 150,39 foram atribuídos a carbonos olefínicos (C-29 e C-20,
respectivamente), enquanto o sinal em 60,40 foi atribuído a um carbono
oximetilênico (C-28).
As informações acima permitiram identificar que a substância 19-m é a
betulona (Figura 43, p. 93). Os dados de RMN de 1H e
13
C estão de acordo com os
encontrados na literatura para esta substância (LIU et al., 2010).
92
Cap. 3
Resultados e Discussão
30
CH3
29
20
H2C
18
25
CH3
22
13
11
O
17
26 CH3
28
14
1
9
HO
10
3
7
CH3
27
5
HO
H3C
CH3
24
23
Figura 40: Estrutura do ácido betulínico (16-m)
30
CH3
29
20
H2C
18
CH3
22
13
11
25
O
17
26 CH3
28
14
1
9
HO
10
3
7
CH3
27
5
O
H3C
CH3
24
23
Figura 41: Estrutura do ácido betulônico (17-m)
30
CH3
29
20
H2C
18
25
CH3
22
13
11
O
17
26 CH3
28
14
1
9
H
10
3
7
CH3
27
5
HO
H3C
24
CH3
23
Figura 42: Estrutura do betulinaldeído (18-m)
30
CH3
29
20
H2C
18
25
CH3
22
13
11
17
26 CH3
28
14
1
9
HO
10
3
7
CH3
27
5
O
H3C
24
CH3
23
Figura 43: Estrutura da betulona (19-m)
93
Cap. 3
Resultados e Discussão
Tabela 15: Dados de RMN de 13C [125 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)] das substâncias
16-m, 17-m, 18-m e 19-m e dados da literatura.
Nº
16-m
1
17-m
2
18-m
3
19-m
4
1
38,9
38,7
37,0
39,6
38,7
38,7
39,59
39,6
2
27,6
27,4
34,1
34,1
27,4
27,3
34,11
34,1
3
79,2
78,9
218,2
218,1
79,0
78,9
218,18
218,1
4
39,1
38,8
47,3
47,3
38,9
38,8
47,32
47,3
5
55,5
55,3
55,0
55,0
55,3
55,5
54,90
54,9
6
18,5
18,3
19,6
19,6
18,3
18,2
19,66
19,6
7
34,5
34,3
33,6
33,6
34,3
34,3
33,52
33,5
8
40,9
40,7
40,7
40,7
40,8
40,8
40,86
40,9
9
50,7
50,5
49,9
49,9
50,5
50,4
49,74
49,7
10
37,4
37,2
36,9
36,9
37,2
37,1
36,86
36,9
11
21,0
20,8
21,4
21,4
20,8
20,7
21,37
21,3
12
25,7
25,5
25,5
25,5
25,6
25,5
25,22
25,2
13
38,6
38,4
38,5
38,5
38,75
38,7
37,41
37,4
14
42,6
42,2
42,5
42,5
42,6
42,5
42,77
42,8
15
30,7
30,5
30,6
30,5
29,3
29,2
27,04
27,0
16
32,3
32,1
32,1
32,1
28,8
28,8
29,14
29,1
17
56,5
56,3
56,4
56,2
59,3
59,3
47,77
47,8
18
47,1
46,8
49,2
49,2
48,1
48,0
48,69
48,7
19
49,5
49,2
46,9
46,8
47,6
47,5
47,77
47,7
20
150,6
150,3
150,3
150,3
149,7
149,7
150,39
150,4
21
29,9
29,7
29,7
29,7
29,9
29,8
29,75
29,7
22
37,2
37,0
37,0
37,0
33,2
33,2
33,97
33,9
23
28,2
27,9
26,6
26,6
28,0
27,9
26,65
26,6
24
15,5
15,3
21,0
21,0
15,3
15,4
21,03
21,0
25
16,2
16,0
16,0
16,0
15,9
15,9
15,94
15,9
26
16,3
16,1
15,8
15,8
16,1
16,1
15,79
15,8
27
14,9
14,7
14,8
14,6
14,3
14,2
14,68
14,7
28
180,2
180,5
181,4
179,5
206,7
205,6
60,40
60,5
29
109,9
109,6
109,8
109,8
110,2
110,1
109,72
109,7
30
19,6
19,4
19,4
19,4
19,0
19,0
19,09
19,1
1 e 3 - MAHATO e KUNDU, 1994.
2 e 4 - LIU et al., 2010 [125 MHz ( C), CDCl3,  (ppm)].
13
94
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.3.8. Substância 20-m
A substância 20-m (12 mg), sólido branco, solúvel em clorofórmio e com faixa
de fusão de 282,4-283,1 ºC, foi isolada do fracionamento da fase diclorometânica (p.
38 e 42). A determinação estrutural da substância 20-m foi realizada com base na
análise dos espectros de RMN de 1H, 13C e DEPT 135º (Anexo B, p. 196-198) (Tabela
16, p. 99), e pela comparação com dados encontrados na literatura (MAHATO e
KUNDU, 1994; OLEA e ROQUE, 1990).
O espectro de RMN de 1H mostrou sete singletos em 0,77, 0,78, 0,91,
0,92, 0,94, 0,96 e 1,14, integrando para três hidrogênios cada, característicos
de hidrogênios de grupos metílicos de triterpenos. Exibiu um tripleto em 5,29 (3J =
3,6 Hz), com integração para um hidrogênio, compatível com um hidrogênio olefínico.
Apresentou ainda, dois duplos dubletos, um em 2,81 (H-18, 3J ≈ 13,5 e 3J ≈ 4,2 Hz) e
outro em 3,22 (H-3, 3J ≈ 10,5 e 3J ≈ 5,0 Hz) e um singleto largo em 3,65, todos
integrando para um hidrogênio. O espectro de RMN de
13
C e em comparação com o
de DEPT 135 apresentou trinta carbonos para esta substância, sendo sete metílicos
(15,3, 15,5, 17,1,  23,6,  25,9, 28,1 e 33,1), dez metilênicos (18,3, 22,9,
23,4, 27,2, 27,7, 32,4, 32,6, 33,8, 38,4 e 45,9), cinco metínicos (41,0,
47,6, 55,2, 79,0 e 122,6) e oito não hidrogenados (30,7, 37,1, 38,8, 39,3,
41,6,46,5, 143,6 e 182,5). Destes, os sinais em 122,6 e 143,6, foram
atribuídos a carbonos olefínicos e o sinal em 182,5, a um carbono de um grupo
carboxílico.
As informações acima permitiram propor um esqueleto de triterpeno
pentacíclico do tipo oleanano (12) com um grupo carboxílico na posição 28. Diante
disso, constatou-se que a substância 20-m é o ácido oleanólico (Figura 44). Os dados
de RMN de 1H e
13
C estão de acordo com os encontrados na literatura para esta
substância (MAHATO e KUNDU, 1994; OLEA e ROQUE, 1990).
30
29
CH3
H3C
20
18
26 CH
3
CH3
14
28
OH
10
CH3
7
3
O
17
9
1
22
13
11
25
27
5
HO
H3C
24
CH3
23
Figura 44: Estrutura do ácido oleanólico (20-m)
95
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.3.9. Substância 21-m
A substância 21-m foi obtida do fracionamento da fase diclorometânica em
mistura com a substância 20-m. Essa mistura binária (80 mg, sendo aproximadamente
20-m:21-m 2:1 em massa, calculado pelo valor da integral do espectro de RMN de 1H)
apresentou aspecto de sólido amorfo branco, solúvel em clorofórmio (p. 38 e 42).
A determinação estrutural da substância 21-m foi realizada com base nos
espectros de RMN de 1H e
13
C (Anexo B, p. 198-200) (Tabela 16, p. 99), e pela
comparação com dados encontrados na literatura (LEMES e FERRI, 2011). Pela
análise dos espectros de RMN de 1H e de
13
C foi possível perceber que a substância
21-m possui semelhança estrutural com a substância 20-m, o ácido oleanólico.
Apesar de ter sobreposição de alguns sinais, foi possível observar diferenças
em relação a multiplicidade dos sinais dos hidrogênios metílicos, devido a presença de
dois dubletos em 0,86 (3J = 6,5 Hz) e 0,95 (3J = 6,5 Hz). Essas informações
possibilitaram identificar que a substância 21-m possui um grupo metílico ligado a C19 e outro a C-20, enquanto a 20-m possui dois grupos metílicos ligados a C-20. Além
disso, observou-se diferenças nos deslocamentos químicos dos carbonos olefínicos,
que se apresentaram em 125,87 e 137,95.
No espectro de RMN de 1H foram observados ainda, para essa substância,
cinco singletos, sendo três em sobreposição com sinais da 20-m em 0,78, 0,94 e
1,0, e dois em 0,79 e 1,09, todos característicos de hidrogênios de grupos
metílicos de triterpenos. Além disso, exibiu um tripleto em 5,29 (3J = 3,6 Hz),
compatível com um hidrogênio olefínico e um duplo dubleto em 3,22 (H-3, 3J ≈ 10,5 e
J ≈ 5,0 Hz), além de um singleto largo em 3,65, todos em sobreposição com os da
3
20-m.
O espectro de RMN de
C exibiu para essa substância, sinais em 15,5,
13
15,6, 17,0,  17,1, 21,2,  23,0, e 28,1, atribuídos a carbonos metílicos; em
18,3, 23,3, 24,2, 27,2, 28,0, 30,6, 33,0, 36,7, e 38,8, atribuídos a
carbonos metilênicos; em 38,6, 39,1, 47,6, 52,7, 55,2, 79,0 e 125,9, atribuídos
a carbonos metínicos; e, em 38,8, 39,5, 37,0, 137,9, 42,0,47,9 e 182,0,
atribuídos a carbonos não hidrogenados.
Esses dados, descritos acima, permitiram propor um esqueleto de triterpeno
pentacíclico do tipo ursano (12) com um grupo carboxílico na posição 28. Diante
disso, constatou-se que a substância 21-m é o ácido ursólico (Figura 45, p. 97). Os
dados de RMN de 1H e
13
C estão de acordo com os encontrados na literatura para
96
Cap. 3
Resultados e Discussão
esta substância (LEMES e FERRI, 2011; MAHATO e KUNDU, 1994; OLEA e ROQUE,
1990).
30
CH3
29
H3C
20
18
25
22
13
11
O
17
26 CH3
CH3
14
9
1
OH
10
7
3
28
CH3
27
5
HO
H3C
24
CH3
23
Figura 45: Estrutura do ácido ursólico (21-m)
97
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.3.10. Substância 22-m
A substância 22-m (62 mg) foi isolada do fracionamento da fase
diclorometânica (p. 37 e 41) e apresentou-se como cristais brancos e solúveis em
clorofórmio, com ponto de fusão na faixa de 163,3-163,9 ºC. A determinação estrutural
da substância 22-m foi realizada com base na análise dos espectros de RMN de 1H,
13
C e DEPT 135º (Anexo B, p. 201-203) (Tabela 16, p. 99), e pela comparação com
dados encontrados na literatura (FORGO e KÖVÉR, 2004).
O espectro de RMN de 1H mostrou sinais de hidrogênios de grupos metílicos
na região de 0,72–1,05. Exibiu dois duplos dubletos em 5,04 (3J = 15,0 e 3J = 8,5
Hz) e em 5,17 (3J = 15,0 e 3J = 8,5 Hz), com integração para um hidrogênio cada,
compatíveis com dois hidrogênios olefínicos vicinais acoplados entre si, sendo que a
constante de acoplamento de 15,0 Hz indica a configuração trans. Apresentou ainda,
dois multipletos em 3,54 e 5,37, com integração para um hidrogênio cada,
característicos de H-3 de esteróides e de um hidrogênio olefínico, respectivamente. O
espectro de RMN de
13
C e em comparação com o de DEPT 135 apresentou vinte e
nove carbonos para esta substância, sendo seis metílicos (12,1, 12,2, 19,0, 
19,4,  21,1 e 21,2), dez metilênicos (21,1, 24,4, 25,4, 28,9, 31,7, 31,9,
37,3, 39,7 e 42,3), onze metínicos (31,88, 31,92, 40,5, 50,2, 51,2, 56,0,
56,9, 71,8, 121,7, 129,3 e 138,3) e três não hidrogenados (36,5, 42,2 e
140,8). Destes, os sinais em 121,7, 129,3, 138,3 e 140,8, foram atribuídos a
carbonos olefínicos, enquanto o sinal em 71,8, foi atribuído a carbono oximetínico
(C-3).
Diante das informações acima, constatou-se que a substância 22-m é um
esteróide do tipo estigmastano (5,22), o estigmasterol (Figura 46). Os dados de RMN
de 1H e
13
C estão de acordo com os encontrados na literatura para esta substância
(FORGO e KÖVÉR, 2004).
29
CH3
28
21
H3C
18
19
17
H
13
CH3
24
25
CH3
11
CH3
27
22
20
H3C
26
14
9
1
10
H
3
HO
7
H
5
Figura 46: Estrutura do estigmasterol (22-m)
98
Cap. 3
Resultados e Discussão
Tabela 16: Dados de RMN de
C [125 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)] das substâncias
13
20-m, 21-m e 22-m e dados da literatura.
Nº
20-m
1
21-m
2
22-m
3
1
38,4
38,5
38,8
38,0
37,3
37,6
2
27,2
27,4
27,2
27,3
31,7
31,9
3
79,0
78,7
79,0
77,6
71,8
72,0
4
38,8
38,7
38,8
39,3
42,3
42,5
5
55,2
55,2
55,2
54,5
140,8
140,8
6
18,3
18,3
18,3
17,6
121,7
121,8
7
32,6
32,6
33,0
32,0
31,9
32,1
8
39,3
39,3
39,5
39,7
31,88
32,2
9
47,7
47,6
47,5
46,6
50,2
50,2
10
37,1
37,0
37,0
38,8
36,5
36,5
11
22,9
23,1
23,3
22,5
21,1
21,2
12
122,6
122,1
125,9
124,5
39,7
40,0
13
143,6
143,4
137,9
137,6
42,2
42,2
14
41,6
41,6
42,0
41,6
56,9
57,1
15
27,7
27,7
28,0
30,0
25,4ª
25,4
16
23,4
23,4
24,2
23,8
28,9
28,9
17
46,5
46,6
47,9
47,6
56,0
56,3
b
18
41,0
41,3
52,7
52,0
12,2
12,2
19
45,9
45,8
39,1
38,4
19,4
19,5
20
30,7
30,6
38,6
38,2
40,5
40,4
21
33,8
33,8
30,6
30,0
21,1
21,4
22
32,4
32,3
36,7
36,0
138,3
138,3
23
28,1
28,1
28,1
27,6
129,3
129,7
24
15,5
15,6
15,5
16,5
51,2
51,5
25
15,3
15,3
15,6
16,4
31,92
32,2
26
17,1
16,8
17,1
16,8
21,2
21,2
27
25,9
26,0
23,0
22,7
19,0
19,2
28
182,5
181,0
182,0
179,2
24,4ª
25,4
b
29
33,1
33,1
16,98
16,8
12,1
12,2
30
23,6
23,6
21,97
20,6
-
-
1- MAHATO e KUNDU, 1994.
2- LEMES et al., 2011 [50 MHz ( C), CDCl3/DMSO-d6,  (ppm)].
13
3- FORGO e KÖVÉR, 2004 [50 MHz ( C), CDCl3,  (ppm)].
13
99
Cap. 3
Resultados e Discussão
3.4. Considerações Gerais
Este trabalho resultou no isolamento de compostos fenólicos, principalmente
flavonoides C-metilados, e de terpenos, sendo a maioria triterpenos. Compostos
pertencentes a essas classes são amplamente distribuídos no reino vegetal e existem
vários relatos sobre atividades biológicas apresentadas por muitos deles.
O interesse econômico nos flavonoides é decorrente de suas diferentes
propriedades, tais como, suas contribuições na nutrição e sabor dos alimentos
(SIMÕES et al., 1999). Os flavonoides contribuem para a prevenção de importantes
patologias relacionadas ao dano oxidativo, que resulta do acúmulo de radicais livres,
substâncias que danificam as células. O dano causado pelo estresse oxidativo
contribui para o surgimento de muitas doenças, tais como doenças cardiovasculares,
câncer e outras (HARBORNE, 1992). Muitos flavonoides, além de outras funções
biológicas, são ativos contra alguns microrganismos (WEIDENBÖRNER et al., 1990) e
os lipofílicos metilados podem oferecer proteção contra fungos e bactérias, por causa
da
facilidade
que
eles
têm
em
penetrar
nas
membranas
plasmáticas
(WOLLENWEBER et al., 1981).
Além dessas, são atribuídas muitas propriedades farmacológicas aos
representantes desta classe, tais como: atividade antioxidante, anti-inflamatória,
antialérgica, anti-ulcerogênica, antivirais, antitumoral, regulador de atividade hormonal,
inibidora de enzimas, anti-hepatotóxica, antiespasmolítica, diurética, antifúngica,
bactericida, antiparasitária e analgésica (AMOR et al., 2007; COWAN, 1999; DAO et
al., 2010; FOTIE, 2008; HARBORNE e WILLIANS, 2000; PETERSON e DWYER,
1998), entre outras (FERREIRA et al., 2006; LUNARDI et al., 2003; LIU et al., 2003;
OLIVELLA et al., 2001; PIÑERO et al., 2006; RICE-EVANS e PACKER, 2003; SALEM
e WERBOVETZ, 2006; SORIANO et al., 2004; TASDEMIR et al., 2006; YOKOMIZO e
MORIAKI, 2006).
Algumas chalconas e flavanonas são citadas na literatura por apresentarem
alta atividade contra os protozoários Trypanosoma cruzi (doença de Chagas),
espécies de Leishmania (leishmaniose) e Plasmodium falciparum (malaria) (FOTIE,
2008; HERMOSO et al., 2003; LUNARDI et al., 2003; LIU et al., 2003; PIÑERO et al.,
2006; SALEM e WERBOVETZ, 2006; SIANNE e HEERDEN, 2002; TASDEMIR et al.,
2006) . Além disso, há relato da atividade anti-AIDS de chalconas (WU et al., 2003).
Uma grande quantidade de compostos derivados do floroglucinol também
apresentaram atividades biológicas, tais como: antiviral, antibacteriana, antifúngica,
antiparasitária, entre outras. Além disso, também são utilizados no tratamento de
100
Cap. 3
Resultados e Discussão
doenças intestinais, biliares, degenerativas e contra bulimia (SINGH e BHARATE,
2006).
Em relação aos terpenos, o número desses metabólitos isolados é muito
superior a qualquer outro grupo de produtos naturais. Sua concentração é geralmente
elevada nas estruturas reprodutivas das plantas e folhagens durante e imediatamente
após a floração. São também importantes componentes de resinas vegetais. Dentre as
atividades exercidas nas plantas, destaca-se o funcionamento como infoquímicos e
como repelentes ou atraentes, uma vez que são responsáveis pelo aroma típico de
muitas plantas (óleos essenciais que são ricos em monoterpenos). Por outro lado,
altas concentrações dessas substâncias podem ser tóxicas e são, portanto, uma arma
importante contra herbívoros e patógenos (THEIS e LERDAU, 2003; CROWELL,
1997).
Muitas propriedades biológicas são atribuídas aos terpenos, tais como:
anticâncer,
antiviral,
antibacteriana,
antifúngica,
antiparasitária,
antialérgica,
antiplasmódica, anti-hiperglicêmica, anti-inflamatória e imunomodulatória (CHANBACAB e PEÑA-RODRIGUEZ, 2001; COWAN, 1999; LIU, 2011; PADUCH et al.,
2007; SALEM e WERBOVETZ, 2006; THEIS e LERDAU, 2003). Alguns também
apresentaram atividade sobre o sistema nervoso central, destacando-se as atividades
sedativa, ansiolítica, antinociceptiva, anticonvulsivante e pró-convulsivante (PASSOS
et al., 2009). Além disso, foi relatado que alguns destes compostos podem ser
utilizados como inseticidas naturais (VIEGAS JR., 2003).
101
4. CONCLUSÃO
Adicionalmente ao estudo químico das folhas de Myrcia hiemalis, iniciado em
2005, foram isolados e identificados, do fracionamento da fase diclorometânica, sete
flavonoides C-metilados (uma isoflavona, três flavanonas e três chalconas), além de
dois terpenos (um sesquiterpeno e um triterpeno) e um composto fenólico, enquanto
que da fase hexânica, foram isolados um diterpeno e um composto fenólico. Do estudo
químico das folhas de M. myrtifolia foram isolados, do fracionamento da fase
diclorometânica, um flavonóide, dois derivados do floroglucinol, seis triterpenos (quatro
do tipo lupano, um oleanano e um ursano) e um esteróide. Os metabólitos isolados
corroboram com a quimiotaxonomia da família Myrtaceae.
Das substâncias isoladas de M. hiemalis são inéditas a 2’,4’-di-hidróxi-3’,5’dimetil-4,6’-dimetoxichalcona (5-h), a 2’,6’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-4’-metoxichalcona (7-h)
e o 2,3,21-tri-hidroxitaraxastan-28,20-olídeo (9-h).
Este estudo contribuiu para a busca de novos compostos produzidos por
espécies vegetais e para o conhecimento químico do gênero Myrcia (Myrtaceae), pois,
incluindo o trabalho de mestrado com M. hiemalis, estes são os únicos relatos sobre os
constituintes químicos não-voláteis das espécies M. myrtifolia e M. hiemalis, o que
também motiva a sua continuidade.
Além disso, tendo em vista os inúmeros relatos existentes na literatura sobre
atividades biológicas de terpenos e flavonoides, os constituintes químicos isolados
neste estudo tornam-se promissores para futuros testes biológicos.
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ANEXOS
ANEXO A: Espectros de RMN dos Constituintes Químicos Isolados das folhas de M.
hiemalis
A.1. Substância 1-h
E.1: Espectro de RMN de H da substância 1-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.2: Ampliação de  2,1-3,9 do espectro de RMN de H da substância 1-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
Espectros de RMN
E.3: Ampliações do espectro de RMN de H da substância 1-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.4: Espectro de RMN de
C da substância 1-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
E.5: Espectro de gHSQCTOCSY da substância 1-h
116
Espectros de RMN
E.6: Ampliação de  0,0-4,5 ( H) do espectro de gHSQCTOCSY da substância 1-h
1
E.7: Ampliação de  7,2-7,92 ( H) do espectro de gHSQCTOCSY da substância 1-h
1
117
Espectros de RMN
E.8: Espectro de gHMBC da substância 1-h
E.9: Ampliação de  100-180 ( C) do espectro de gHMBC da substância 1-h
13
118
Espectros de RMN
E.10: Ampliação de  145-166 ( C) do espectro de gHMBC da substância 1-h
13
E.11: Ampliação de  7,28-7,96 ( H) do espectro de gHMBC da substância 1-h
1
119
Espectros de RMN
E.12: Ampliação de  2,0-2,47 ( H) do espectro de gHMBC da substância 1-h
1
A.2. Substância 2-h
E.13: Espectro de RMN de H da substância 2-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
120
Espectros de RMN
E.14: Ampliações do espectro de RMN de H da substância 2-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.15: Espectro de RMN de
C da substância 2-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
E.16: Espectro de gHMQC da substância 2-h
121
Espectros de RMN
E.17: Espectro de gHMBC da substância 2-h
E.18: Ampliação de  7,0-12,5 ( H) do espectro de gHMBC da substância 2-h
1
122
Espectros de RMN
E.19: Ampliação de  1,78-2,44 ( H) do espectro de gHMBC da substância 2-h
1
A.3. Substância 3-h
E.20: Espectro de RMN de H da substância 3-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
123
Espectros de RMN
E.21: Ampliações do espectro de RMN de H da substância 3-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.22: Espectro de RMN de
C da substância 3-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
E.23: Espectro de gHMQC da substância 3-h
124
Espectros de RMN
E.24: Ampliação de  1,7-3,9 ( H) do espectro de gHMBC da substância 3-h
1
E.25: Ampliação de  2,0-3,8 ( H) do espectro de gHMBC da substância 3-h
1
125
Espectros de RMN
A.4. Substância 4-h
E.26: Espectro de RMN de H da substância 4-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.27: Ampliação do espectro de RMN de H da substância 4-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
126
Espectros de RMN
E.28: Espectro de RMN de
C da substância 4-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
E.29: Espectro de gHMQC da substância 4-h
127
Espectros de RMN
E.30: Ampliação de  1,75-2,35 ( H) do espectro de gHMBC da substância 4-h
1
E.31: Espectro de gHMBC da substância 4-h
128
Espectros de RMN
E.32: Ampliação de  3,1-4,04 ( H) do espectro de gHMBC da substância 4-h
1
A.5. Substância 5-h
E.33: Espectro de RMN de H da substância 5-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
129
Espectros de RMN
E.34: Ampliação do espectro de RMN H da substância 5-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
(a)
(b)
E.35: Ampliações de (a)  2,18-2,24 e (b)  7,82-7,92 do espectro de RMN H da substância 5-h [500
1
MHz, CDCl3,  (ppm)]
130
Espectros de RMN
E.36: Ampliação de  7,7-14,0 do espectro de RMN H da substância 5-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.37: Ampliação de  6,88-8,0 do espectro de RMN H da substância 5-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.38: Espectro de RMN de
C da substância 5-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
131
Espectros de RMN
E.39: Ampliação de  0-65 do espectro de RMN de
13
C da substância 5-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
E.40: Ampliação de  106-196 do espectro de RMN de
C da substância 5-h [125 MHz, CDCl3, 
13
(ppm)]
132
Espectros de RMN
E.41: Espectro de gHMQC da substância 5-h
E.42: Espectro de gHMBC da substância 5-h
133
Espectros de RMN
E.43: Ampliação de  106-178 ( C) do espectro de gHMBC da substância 5-h
13
E.44: Ampliação de  2,0-4,0 ( H) do espectro de gHMBC da substância 5-h
1
134
Espectros de RMN
E.45: Ampliação de  6,86-7,72 ( H) do espectro de gHMBC da substância 5-h
1
E.46: Ampliação de  2,0-7,7 ( H) do espectro de gHMBC da substância 5-h
1
135
Espectros de RMN
A.6. Substância 6-h
E.47: Espectro de RMN de H da substância 6-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.48: Ampliação de  7,38-8,14 do espectro de RMN H da substância 6-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
136
Espectros de RMN
E.49: Ampliação de  2,18-3,9 do espectro de RMN de H da substância 6-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.50: Espectro de RMN de
C da substância 6-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
E.51: Ampliação de  0,0-66 do espectro de
C da substância 6-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
137
Espectros de RMN
E.52: Ampliação de  100-196 do espectro de
13
C da substância 6-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
E.53: Ampliação de  2,1-3,95 ( H) do espectro de gHMBC da substância 6-h
1
138
Espectros de RMN
E.54: Ampliação de  1,95-2,5 ( H) do espectro de gHMBC da substância 6-h
1
A.7. Substância 7-h
E.55: Espectro de RMN de H da mistura contendo a substância 7-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
139
Espectros de RMN
E.56: Ampliação do espectro de RMN de H da mistura contendo a substância 7-h [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
E.57: Espectro de RMN de
C da mistura contendo a substância 7-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
140
Espectros de RMN
E.58: Ampliação de  7,00-7,60 ( H) do espectro de gHMBC da mistura contendo a substância 7-h
1
E.59: Ampliação de  3,55-3,88 ( H) do espectro de gHMBC da mistura contendo a substância 7-h
1
141
Espectros de RMN
E.60: Ampliação de  1,84-2,41 ( H) do espectro de gHMBC da mistura contendo a substância 7-h
1
A.8. Substância 8-h
E.61: Espectro de RMN de H da substância 8-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
142
Espectros de RMN
E.62: Ampliação de  0,68-1,31 do espectro de RMN de H da substância 8-h [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
E.63: Ampliação de  1,31-1,71 do espectro de RMN de H da substância 8-h [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
143
Espectros de RMN
E.64: Ampliação de  2,0-2,39 do espectro de RMN de H da substância 8-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.65: Ampliação de  2,78-5,44 do espectro de RMN de H da substância 8-h [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
E.66: Espectro de RMN de
C da substância 8-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
144
Espectros de RMN
E.67: Ampliação do espectro de RMN de
C da substância 8-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
E.68: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 8-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
145
Espectros de RMN
E.69: Espectro de gHMQC da substância 8-h
E.70: Espectro de gHMBC da substância 8-h
146
Espectros de RMN
E.71: Ampliação de  4,48-7,52 ( H) do espectro de gHMBC da substância 8-h
1
E.72: Ampliação de  0,4-1,68 ( H) do espectro de gHMBC da substância 8-h
1
147
Espectros de RMN
E.73: Espectro de gCOSY da substância 8-h
E.74: Ampliação do espectro de gCOSY da substância 8-h
148
Espectros de RMN
A.9. Substância 9-h
E.75: Espectro de RMN de H da substância 9-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.76: Ampliação do espectro de RMN de H da substância 9-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
149
Espectros de RMN
E.77: Ampliação de  1,68-2,44 do espectro de RMN de H da substância 9-h [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
E.78: Ampliação de  2,96-3,98 do espectro de RMN de H da substância 9-h [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
150
Espectros de RMN
E.79: Ampliação de  0,78-1,56 do espectro de RMN de H da substância 9-h [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
E.80: Ampliação de  0,78-1,48 do espectro de RMN de H da substância 9-h [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
151
Espectros de RMN
E.81: Espectro de RMN de
C da substância 9-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
E.82: Ampliação de  14-51 do espectro de RMN de
C da substância 9-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
E.83: Ampliação de  54-180 do espectro de RMN de
C da substância 9-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
152
Espectros de RMN
E.84: Espectro de DEPT 135º da substância 9-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
E.85: Espectro de gHMQC da substância 9-h
153
Espectros de RMN
E.86: Ampliação de  0,7-2,5 do espectro de gHMQC da substância 9-h
E.87: Ampliação de  0,78-2,3 do espectro de gHMQC da substância 9-h
154
Espectros de RMN
E.88: Ampliações de  2,96-4,0 do espectro de gHMQC da substância 9-h
E.89: Ampliações de  1,68-2,44 do espectro de gHMQC da substância 9-h
155
Espectros de RMN
E.90: Ampliação de  1,5-2,4 do espectro de gHMQC da substância 9-h
E.91: Espectro de gHMBC da substância 9-h
156
Espectros de RMN
E.92: Ampliação de  0,7-2,48 do espectro de gHMBC da substância 9-h
E.93: Ampliação de  0,8-2,4 do espectro de gHMBC da substância 9-h
157
Espectros de RMN
E.94: Ampliação de  0,7-3,1 do espectro de gHMBC da substância 9-h
E.95: Ampliações de  0,4-2,7 do espectro de gHMBC da substância 9-h
158
Espectros de RMN
E.96: Ampliações de  0,7-3,8 do espectro de gHMBC da substância 9-h
E.97: Ampliações de  0,7-2,7 do espectro de gHMBC da substância 9-h
159
Espectros de RMN
E.98: Ampliações de  1,0-2,44 do espectro de gHMBC da substância 9-h
E.99: Espectro de gCOSY da substância 9-h
160
Espectros de RMN
A.10. Substância 10-h
E.100: Espectro de RMN de H da substância 10-h [300 MHz, CDCl3 e Acetona-d6,  (ppm)]
1
E.101: Ampliação do espectro de RMN de H da substância 10-h [300 MHz, CDCl3 e Acetona-d6, 
1
(ppm)]
161
Espectros de RMN
A.11. Substância 11-h
E.102: Espectro de RMN de H da substância 11-h [300 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.103: Ampliação do espectro de RMN de H da substância 11-h [300 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
162
Espectros de RMN
E.104: Espectro de RMN de
C da substância 11-h [75 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
E.105: Ampliação de  10,6-25,2 do espectro de RMN de
13
C da substância 11-h [75 MHz, CDCl3, 
(ppm)]
E.106: Ampliação de  27-40,4 do espectro de RMN de
C da substância 11-h [75 MHz, CDCl3, 
13
(ppm)]
163
Espectros de RMN
E.107: Ampliação de  72-148 do espectro de RMN de
C da substância 11-h [75 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
E.108: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 11-h [75 MHz, CDCl3,  (ppm)]
164
Espectros de RMN
E.109: Ampliação de  0,0-2,8 ( H) do espectro espectro de gHMQC da substância 11-h
1
E.110: Espectro de gHMBC da substância 11-h
165
Espectros de RMN
A.12. Substância 12-h
E.111: Espectro de RMN de H da substância 12-h [300 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.112: Ampliação de  10,6-25,2 do espectro de RMN de
13
C da substância 12-h [75 MHz, CDCl3, 
(ppm)]
166
Espectros de RMN
E.113: Ampliação de  27-40,4 do espectro de RMN de
C da substância 12-h [75 MHz, CDCl3, 
13
(ppm)]
E.114: Espectro de RMN de
C da substância 12-h [75 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
167
Espectros de RMN
E.115: Ampliação de  10-80 do espectro de RMN de
C da substância 12-h [75 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
E.116: Ampliação de  110-175 do espectro de RMN de
C da substância 12-h [75 MHz, CDCl3, 
13
(ppm)]
168
Espectros de RMN
E.117: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 12-h [75 MHz, CDCl3,  (ppm)]
E.118: Espectro de RMN de DEPT 90º da substância 12-h [75 MHz, CDCl3,  (ppm)]
169
Espectros de RMN
E.119: Espectro de gHMBC da substância 12-h
E.120: Ampliação de  0,0-130 ( C) do espectro de gHMBC da substância 12-h
13
170
Espectros de RMN
ANEXO B: Espectros de RMN dos Constituintes Químicos Isolados das folhas de M.
myrtifolia
B.1. Substância 13-m
E.121: Espectro de RMN de H da substância 13-m [500 MHz, Acetona-d6,  (ppm)]
1
E.122: Ampliação do espectro de RMN de H da substância 13-m [500 MHz, Acetona-d6,  (ppm)]
1
171
Espectros de RMN
E.123: Espectro de RMN de
C da substância 13-m [125 MHz, Acetona-d6,  (ppm)]
13
E.124: Ampliação do espectro de RMN de
13
C da substância 13-m [125 MHz, Acetona-d6,  (ppm)]
E.125: Espectro de gHSQC da substância 13-m
172
Espectros de RMN
E.126: Espectro de gHMBC da substância 13-m
B.2. Substância 14-m
E.127: Espectro de RMN de H da substância 14-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
173
Espectros de RMN
E.128: Ampliação de  1,0-4,0 do espectro de RMN de H da substância 14-m [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
E.129: Ampliação de  6,8-14 do espectro de RMN de H da substância 14-m [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
174
Espectros de RMN
E.130: Espectro de RMN de
C da substância 14-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
E.131: Ampliação de  6-58 espectro de RMN de
C da substância 14-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
175
Espectros de RMN
E.132: Ampliação de  87-211 ( C) espectro de RMN de
13
C da substância 14-m [125 MHz, CDCl3, 
13
(ppm)]
E.133: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 14-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
176
Espectros de RMN
E.134: Espectro de gHMQC da substância 14-m
E.135: Ampliação de  0,0-45 ( C) do espectro de gHMBC da substância 14-m
13
177
Espectros de RMN
E.136: Ampliação de  50-118 ( C) do espectro de gHMBC da substância 14-m
13
E.137: Ampliação de  161-220 ( C) do espectro de gHMBC da substância 14-m
13
178
Espectros de RMN
B.3. Substância 15-m
E.138: Espectro de RMN de H da substância 15-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.139: Ampliação de  3,6-14,4 do espectro de RMN de H da substância 15-m [300 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
179
Espectros de RMN
E.140: Ampliação de  0,88-2,18 do espectro de RMN de H da substância 15-m [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
E.141: Ampliações de  0,88-2,18 e  3,05-6,04 do espectro de RMN de H da substância 15-m [500
1
MHz, CDCl3,  (ppm)]
180
Espectros de RMN
E.142: Espectro de RMN de
C da substância 15-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
E.143: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 15-m [75 MHz, CDCl3,  (ppm)]
181
Espectros de RMN
E.144: Espectro de gHMQC da substância 15-m
E.145: Espectro de gHMBC da substância 15-m
182
Espectros de RMN
E.146: Ampliação de  1,9-6,0 ( H) do espectro de gHMBC da substância 15-m
1
E.147: Ampliação de  1,9-6,0 ( H) do espectro de gHMBC da substância 15-m
1
183
Espectros de RMN
E.148: Ampliação de  0,96-2,06 ( H) do espectro de gHMBC da substância 15-m
1
B.4. Substância 16-m
E.149: Espectro de RMN de H da substância 16-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
184
Espectros de RMN
E.150: Ampliação de  0,6-1,36 do espectro de RMN de H da substância 16-m [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
E.151: Ampliação de  2,9-5,2 do espectro de RMN de H da substância 16-m [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
185
Espectros de RMN
E.152: Espectro de RMN de
C da substância 16-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
E.153: Ampliação de 13-35 do espectro de RMN de
C da substância 16-m [500 MHz, CDCl3, 
13
(ppm)]
E.154: Ampliação  35-58 do espectro de RMN de
13
C da substância 16-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
186
Espectros de RMN
E.155: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 16-m [75 MHz, CDCl3,  (ppm)]
B.5. Substância 17-m
E.156: Espectro de RMN de H da substância 17-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
187
Espectros de RMN
E.157: Ampliação do espectro de RMN de H da substância 17-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.158: Espectro de RMN de
C da substância 17-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
188
Espectros de RMN
E.159: Ampliação de  14-57 do espectro de RMN de
C da substância 17-m [500 MHz, CDCl3, 
13
(ppm)]
E.160: Ampliação de  109,8-220 do espectro de RMN de
C da substância 17-m [500 MHz, CDCl3, 
13
(ppm)]
E.161: Espectro de DEPT 135º da substância 17-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
189
Espectros de RMN
B.6. Substância 18-m
E.162: Espectro de RMN de H da substância 18-m [300 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.163: Ampliação de 0,1-2,4 do espectro de RMN de H da substância 18-m [300 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
190
Espectros de RMN
E.164: Ampliações de 14-59 do espectro de RMN de H da substância 18-m [300 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
E.165: Espectro de RMN de
C da substância 18-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
E.166: Ampliação de 79-208 do espectro de RMN de
13
C da substância 18-m [125 MHz, CDCl3, 
(ppm)]
191
Espectros de RMN
E.167: Ampliação de 14-59 do espectro de RMN de
C da substância 18-m [125 MHz, CDCl3, 
13
(ppm)]
E.168: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 18-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
192
Espectros de RMN
B.7. Substância 19-m
E.169: Espectro de RMN de H da substância 19-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.170: Ampliação de  3,3-5,35 do espectro de RMN de H da substância 19-m [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
193
Espectros de RMN
E.171: Ampliação de  0,7-1,28 do espectro de RMN de H da substância 19-m [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
E.172: Espectro de RMN de
C da substância 19-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
194
Espectros de RMN
E.173: Ampliação de 12-62 do espectro de RMN de
C da substância 19-m [125 MHz, CDCl3, 
13
(ppm)]
E.174: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 19-m [75 MHz, CDCl3,  (ppm)]
195
Espectros de RMN
B.8. Substância 20-m
E.175: Espectro de RMN de H da substância 20-m [300 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.176: Ampliação de  0,7-2,4 do espectro de RMN de H da substância 20-m [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
196
Espectros de RMN
E.177: Ampliação de  0,7-2,4 do espectro de RMN de H da substância 20-m [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
E.178: Espectro de RMN de
C da substância 20-m [75 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
E.179: Ampliação de 14-57 do espectro de RMN de
C da substância 20-m [75 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
197
Espectros de RMN
E.180: Ampliação de 72-200 do espectro de RMN de
C da substância 20-m [75 MHz, CDCl3, 
13
(ppm)]
B.9. Substância 21-m (em mistura com a 20-m)
E.181: Espectro de RMN de H da mistura das substâncias 20-m e 21-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
198
Espectros de RMN
E.182: Espectro de RMN de
C da mistura das substâncias 20-m e 21-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
E.183: Ampliação de 120-186 do espectro de RMN de
13
C da mistura das substâncias 20-m e 21-m
[125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
199
Espectros de RMN
E.184: Ampliação de 14-43 do espectro de RMN de
13
C da mistura das substâncias 20-m e 21-m [125
MHz, CDCl3,  (ppm)]
E.185: Ampliação de -81 do espectro de RMN de
13
C da mistura das substâncias 20-m e 21-m [125
MHz, CDCl3,  (ppm)]
200
Espectros de RMN
B.10. Substância 22-m
E.186: Espectro de RMN de H da substância 22-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)]
1
E.187: Ampliação de 0,64-1,36 do espectro de RMN de H da substância 22-m [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
201
Espectros de RMN
E.188: Ampliação de 3,26-5,36 do espectro de RMN de H da substância 22-m [500 MHz, CDCl3, 
1
(ppm)]
E.189: Espectro de RMN de
C da substância 22-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
13
202
Espectros de RMN
E.190: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 22-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)]
203