UNIVERSIDADE FEDERAL DE OURO PRETO
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ENGENHARIA
AMBIENTAL
JULIA RAQUEL LINO E FREITAS
CARACTERIZAÇÃO DOS PRODUTOS DE DEGRADAÇÃO DO CAPTOPRIL POR
ESPECTROMETRIA DE MASSAS DE ALTA RESOLUÇÃO E AVALIAÇÃO DA
TOXICIDADE APÓS A FOTOCATÁLISE HETEROGÊNEA (TiO2/UV-C)
OURO PRETO
2014
JULIA RAQUEL LINO E FREITAS
CARACTERIZAÇÃO DOS PRODUTOS DE DEGRADAÇÃO DO CAPTOPRIL POR
ESPECTROMETRIA DE MASSAS DE ALTA RESOLUÇÃO E AVALIAÇÃO DA
TOXICIDADE APÓS A FOTOCATÁLISE HETEROGÊNEA (TiO2/UV-C)
Dissertação apresentada ao Programa de PósGraduação em Engenharia Ambiental, Universidade
Federal de Ouro Preto, como parte dos requisitos
necessários para a obtenção do título: Mestre em
Engenharia Ambiental.
Área de Concentração: Meio Ambiente
Orientador: Prof. Dr. Robson José de Cássia Franco
Afonso
OURO PRETO
2014
Dedico este trabalho aos meus pais,
Joaquim e Gilva, pelo apoio, força e
incentivo.
AGRADECIMENTO
A realização desta dissertação marca o fim de uma importante etapa da minha vida.
Gostaria de agradecer a todos aqueles que contribuíram de forma decisiva para a sua
concretização.
Primeiramente à Deus, por ter permitido mais esta conquista, além de conceder-me
sabedoria, força e coragem para vencer os obstáculos que tive que enfrentar no andamento
deste trabalho.
Agradeço aos meus pais, Joaquim Lino e Gilva Gonçalves, por todo apoio e
compreensão que sempre me deram. Nunca pouparam esforços para que este sonho fosse
realizado.
Ao meu orientador Prof. Dr. Robson Afonso, pela oportunidade de trabalhar ao seu
lado, pela confiança e por todo o aprendizado que foi transmitido nestes anos.
À Profª. Drª. Alceni Werle, pela paciência que me deu durante anos, por todos os
conselhos, ensinamentos e por toda a confiança.
Ao Prof. Dr. Sérgio Aquino, pela disponibilidade, atenção e apoio, além de
disponibilizar seu laboratório para a realização deste trabalho.
Um agradecimento em especial ao Frederico Quintão, por todo amor, carinho,
confiança e principalmente paciência que teve comigo. Acreditando e sempre dizendo que eu
seria capaz.
Quero agradecer ao Júlio César Silva, pela disponibilidade e ajuda decisiva para a
realização desta pesquisa. Agradeço, também, a Cássia Cabral, por ter contribuído
imensamente na parte ecotoxicológica.
Em especial, aos amigos que fiz durante estes anos, no Laboratório de Caracterização
Molecular/ Espectrometria de Massas e no Laboratório de Controle Ambiental: Amanda
Quaresma, Ananda Sanson, André Barros, Marina Tonucci, Bruno Baeta, Diego Lima. Aos
alunos de iniciação científica: Mariana Pierotti, Vinícius Gonçalves, Maria Clara Xavier e
Débora Silva.
À Prof. Drª. Silvana de Queiroz Silva e ao Prof. Dr. Versiane Albis Leão, que
disponibilizaram os laboratórios para a realização de ensaios ecotoxicidade e COT.
À UFOP e ao PROAMB pela oportunidade. À instituição de fomento CNPq.
Muito obrigada!
"C’est le temps que tu as perdu pour ta
rose qui fait ta rose si importante."
Antoine de Saint-Exupéry
RESUMO
Produtos farmacêuticos de diferentes classes terapêuticas são encontrados no meio
ambiente, tornando-se um grande problema ambiental. Dentre estes, se destaca o captopril, o
qual é um fármaco da classe dos anti-hipertensivos, utilizado mundialmente no tratamento de
pacientes com hipertensão arterial, insuficiência cardíaca, infarto do miocárdio e nefropatia
diabética. Processos oxidativos avançados são alternativas para aumentar a remoção e a
mineralização dos microcontaminantes em águas. Este trabalho tem como objetivo
caracterizar os produtos de degradação do captopril por Espectrometria de Massas de Alta
Resolução, após a fotocatálise heterogênea utilizando TiO2/UV-C e avaliação da toxicidade
dos produtos da degradação. Foram realizados ensaios de fotocatálise heterogênea com TiO2
suspenso, fotólise, hidrólise e adsorção e dessorção do fármaco em escala de bancada,
utilizando um aparelho de Jar-Test. As determinações e as análises semi-quantitativas
captopril e seus subprodutos formados foram realizadas por Espectrometria de Massas e
Cromatografia Líquida de Ultra Eficiência. O acompanhamento da mineralização foi
realizado através da técnica de medida de carbono orgânico total. O teste de Ames e Artemia
salina foram empregados para avaliação da toxicidade dos subprodutos. Como resultado,
obteve-se, através da fotólise (UV-C) e fotocatálise (TiO2/UV-C), a remoção quase completa
do captopril (93,5% para a fotólise e 99,86% para fotocatálise), as taxas de mineralização
obtidas para os processos de fotodegradação foram de 9,09% para TiO2/UV-C e 2,92% para a
fotólise para o tempo de exposição de 120 min. Foram identificados 11 subprodutos de
degradação do fármaco e elucidadas suas respectivas estruturas químicas e também proposta a
possível rota química de degradação. O teste de ecotoxicidade utilizando Artemia salina não
apresentou diferença de toxicidade entre o fármaco e os subprodutos. Já no teste de Ames, o
fármaco foi considerado mais tóxico do que os seus produtos da degradação.
ABSTRACT
Pharmaceuticals of different therapeutic classes are found in the environment, making
this a major environmental problem. Among the pharmaceuticals, the captopril, which is a
drug from the class of antihypertensive, is used worldwide in the treatment of patients with
hypertension, heart failure, myocardial infarction and diabetic nephropathy. Advanced
oxidation processes are alternatives to increase removal and mineralization of organic
microcontaminants in waters. The aim of this work is to characterize the heterogeneous
photocatalysis (TiO2/UV-C) degradation byproducts of captopril by High-Resolution Mass
Spectrometry and to evaluate the toxicity of its degradation byproducts. The photodegradation
assays were performed with suspended TiO2, photolysis, hydrolysis, adsorption and
desorption of the drug in a bench scale apparatus, using a jar-test. Measurements and semiquantitative analysis of the captopril and its by-products were performed by Mass
Spectrometry and Ultra Performance Liquid Chromatography. The mineralization was
monitored using the total organic carbon analysis. The Ames test and Artemia salina were
used to evaluate the toxicity of by-products. As results, after 120 min light exposure, there
was obtained almost the complete removal of captopril, 93.5% at photolysis(UV-C) and
99.86% at photocatalysis (TiO2/UV-C). At these conditions, the rate of mineralization
obtained 2,92 and 9.09%, respectively.
11 by-products of captopril photodegradation
processes were identified and their respective chemical structures elucidated. It was also
proposed a possible chemical degradation pathway. The ecotoxicity test using Artemia salina
showed no difference in toxicity between the drug and its by-products. The Ames test show
that captopril seems to be more toxic than its degradation byproducts.
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
FIGURA 1 Principais classes farmacêuticas encontradas no meio ambiente, de acordo com o
número de fármacos.................................................................................................................. 18
FIGURA 2 Principais rotas de exposição dos microcontaminantes no meio ambiente. .......... 22
FIGURA 3 Diferenças dos níveis energéticos dos materiais. .................................................. 24
FIGURA 4 Mecanismo simplificado para a fotoativação em um semicondutor TiO2............. 25
FIGURA 5 Mecanismo das reações na fotólise........................................................................ 26
FIGURA 6 Espectro de absorção do TiO2 comparado com o espectro solar. ......................... 28
FIGURA 7 Fatores que influenciam na fotocatálise. ............................................................... 30
FIGURA 8 Estrutura química do captopril. ............................................................................. 41
FIGURA 9 Oxidação do captopril a dissulfeto de captopril. ................................................... 42
FIGURA 10 Espectro de absorção de uma solução aquosa de captopril (10mgL-1). ............... 42
FIGURA 11 Componentes de um Espectrômetro de massas. .................................................. 44
FIGURA 12 Técnicas de ionização. ......................................................................................... 45
FIGURA 13 Esquema de ionização por ESI. ........................................................................... 46
FIGURA 14 Configuração do híbrido IT-TOF. ....................................................................... 47
FIGURA 15 Artemia salina...................................................................................................... 48
FIGURA 16 Ensaios envolvidos com a fotocatálise. ............................................................... 52
FIGURA 17 Sistema Jartest adaptado para os ensaios. ........................................................... 52
FIGURA 18 Cromatógrafo líquido acoplado ao espectrômetro de massas - LC-MS-IT-TOF
(Shimadzu). .............................................................................................................................. 55
FIGURA 19 Thermo Scientific HiPerTOC. ............................................................................. 56
FIGURA 20 Esquema simplificado do teste de Ames. ............................................................ 58
FIGURA 21 Gráfico de monitoramento do captopril nos ensaios de hidrólise e
adsorção/dessorção. .................................................................................................................. 59
FIGURA 22 Gráfico de monitoramento do captopril perante fotólise. .................................... 60
FIGURA 23 Gráfico de porcentagem de remoção de COT. .................................................... 61
FIGURA 24 Cromatograma de íon extraído do captopril durante a fotocatálise. .................... 62
FIGURA 25 Gráfico de monitoramento do captopril durante a fotocatálise. .......................... 63
FIGURA 26 Gráfico de porcentagem de remoção de COT. .................................................... 63
FIGURA 27 Espectros ESI-MS no modo negativo obtido das alíquotas da degradação de CPT
pela fotocatálise. a) mostra-branco (água Milli-Q) e todos os tempos do ensaio; b) tempo de
60 e 120 minutos em uma escala maior. ................................................................................... 65
FIGURA 28 Cromatogramas dos subprodutos identificados na fotocatálise e na fotólise no
tempo de 120 minutos. ............................................................................................................. 67
FIGURA 29 Relações isotópicas do subproduto C9H15NO6S. ................................................. 69
FIGURA 30 Rota de degradação do CPT. ............................................................................... 72
FIGURA 31 Gráficos do monitoramento dos subprodutos na fotocatálise e na fotólise. ........ 73
FIGURA 32 Cepas TA98 e TA100. ......................................................................................... 75
LISTA DE TABELAS
TABELA 1 Fármacos e porcentagem das formas de excreção. ............................................... 19
TABELA 2 Classificação dos POAs. ....................................................................................... 24
TABELA 3 Relação entre tipo de radiação e comprimento de onda. ...................................... 29
TABELA 4 Estudos que avaliam a degradação de fármacos perante processos oxidativos
convencionais e avançados. ...................................................................................................... 34
TABELA 5 Propriedades físico-químicas do captopril............................................................ 41
TABELA 6 Classificação científica da Artemia salina. ........................................................... 49
TABELA 7 Protocolo da fotodegradação. ............................................................................... 54
TABELA 8 Corrida cromatográfica. ........................................................................................ 56
TABELA 9 - Elucidação de possíveis subprodutos do captopril por fotodegradação. ............ 68
TABELA 10 Elucidação das estruturas químicas dos subprodutos formados da degradação do
CPT. .......................................................................................................................................... 69
TABELA 11 Valores do RM para várias concentrações de CPT............................................. 75
TABELA 12 Valores da RM para a amostra da fotocatálise. .................................................. 76
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
ME
Microcontaminantes emergentes
ETE
Estação de Tratamento de Esgoto
ETA
Estação de Tratamento de Água
POAs
Processos Oxidativos Avançados
ECA
Enzima conversora de angiostensina
CPT
Captopril
IBOPE
Instituto Brasileiro de Opinião Pública e Estatística
IBGE
Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística
EMEA
Agência Européia de Avaliação dos Medicamentos
CETESB
Companhia de Tecnologia de Saneamento Ambiental
USEPA
United States Environmental Protection Agency
•
OH
Radical Hidroxila
UV
Luz ultravioleta
US
Ultrassom
BV
Banda de valência
BC
Banda de condução
IECA
Inibidores da enzima conversora de angiotensina
FDA
Food and Drug Administration
INMETRO Instituto Nacional de Metrologia, Qualidade e Tecnologia
MS
Espectrometria de Massas
LC
Cromatografia Líquida
CG
Cromatografia Gasosa
EI
Ionização por elétrons
CI
Ionização Química
ESI
Ionização por Electrospray
APCI
Ionização Química a Pressão Atmosférica
SI
Íons Secundários
PD
Dessorção por Plasma
Q
Quadrupolo (analisador)
TOF
Tempo de vôo (analisador)
IT
Íons Trap (analisador)
E
Setor elétrico (analisador)
B
Setor magnético (analisador)
FT-ICR
Ressonância Ciclotrônica de Íons com Transformada de Fourier (analisador)
OM
Orbital molecular
ICP
Plasma indutivamente acoplado
APPI
Fotoionização a pressão atmosférica
DESI
Ionização de Dessorção por Eletrospray
DART
Dessorção e ionização a pressão atmosférica
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ..................................................................................................................... 13
2 OBJETIVOS .......................................................................................................................... 16
2.1 Objetivo geral ..................................................................................................... 16
2.2 Objetivos específicos .......................................................................................... 16
3 REVISÃO DA LITERATURA ............................................................................................. 17
3.1 Fármacos no meio ambiente ............................................................................... 17
3.2 Rotas de exposição para o meio ambiente .......................................................... 18
3.3 Tecnologias para tratamentos de águas e efluentes ............................................ 23
3.3.1 Processos oxidativos avançados .................................................................. 23
3.3.2 Fotocatálise heterogênea utilizando TiO2/UV-C ......................................... 26
3.4 Efeitos ecotoxicológicos ..................................................................................... 30
3.5 Aplicação ............................................................................................................ 33
3.6 Captopril ............................................................................................................. 40
3.6.1 Farmacologia e farmacodinâmica ................................................................ 40
3.6.2 Farmacovigilância ........................................................................................ 40
3.6.3 Características físico-químicas .................................................................... 41
3.6.4 Informações ecológicas e toxicológicas ...................................................... 43
3.6.5 Presença no meio ambiente ......................................................................... 43
3.7 Fundamentos das técnicas envolvidas ................................................................ 43
3.7.1 Cromatografia Líquida de Ultra Eficiência acoplada a Espectrometria de
Massas de Ala Resolução ................................................................................................. 43
3.7.2 Carbono Orgânico Total – COT .................................................................. 47
3.7.3 Teste de ecotoxicidade ................................................................................. 48
4 MATERIAIS E MÉTODOS .................................................................................................. 51
4.1 Limpeza de vidrarias ........................................................................................... 51
4.2 Reagentes e consumíveis .................................................................................... 51
4.3 Ensaios de Fotodegradação ................................................................................. 51
4.4 Determinações analíticas .................................................................................... 54
4.4.1 Espectrometria de Massas............................................................................ 54
4.4.2 Carbono Orgânico Total .............................................................................. 56
4.5 Teste de Ecotoxicidade ....................................................................................... 57
4.5.1 Artemia salina .............................................................................................. 57
4.5.2 Teste de Ames .............................................................................................. 57
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO .......................................................................................... 59
5.1 Eficiência da degradação e mineralização do captopril ...................................... 59
5.1.1 Hidrólise e adsorção/dessorção .................................................................... 59
5.1.2 Fotólise ........................................................................................................ 60
5.1.3 Fotocatálise heterogênea .............................................................................. 61
5.2 Identificação dos subprodutos de degradação .................................................... 64
5.3 Elucidações dos subprodutos e rota de degradação ............................................ 69
5.3 Monitoramento dos subprodutos ........................................................................ 73
5.4 Testes de Ecotoxicidade ..................................................................................... 74
5.4.1 Artemia salina .............................................................................................. 74
5.4.2 Teste de Ames .............................................................................................. 75
6 CONCLUSÃO ....................................................................................................................... 77
7 PERSPECTIVAS DE TRABALHOS FUTUROS ................................................................ 78
REFERÊNCIAS ....................................................................................................................... 79
13
1 INTRODUÇÃO
A sociedade utiliza diariamente vários compostos orgânicos sintéticos. Dentre estes
compostos, citam-se produtos farmacêuticos, produtos de higiene pessoal, hormônios
sintéticos, produtos veterinários, pesticidas, produtos e subprodutos industriais, aditivos
alimentares e drogas ilícitas (KUMMERER, 2009b; RADJENOVIĆ; PETROVIĆ;
BARCELÓ, 2009).
A partir da década de 1960, iniciou-se a discussão sobre a presença de compostos
orgânicos antrópicos no meio ambiente. A persistência destes compostos no meio ambiente
levou a criação da classe dos microcontaminantes de preocupações emergentes (ME). Este
termo é designado aos contaminantes orgânicos encontrados em amostras aquosas, com
concentrações na ordem de nanogramas por litro (ηg.L-1) e microgramas por litro (µg.L-1).
Até o momento, somente alguns destes ME são regulamentados, a grande maioria ainda são
potenciais candidatos a regulamentações futuras (CARLSSON et al., 2006; RADJENOVIĆ et
al., 2007; TAMBOSI, 2008; KÜMMERER, 2009; LAPWORTH et al., 2012; RODRIGUES,
2012).
Em 1990 intensificou-se a discussão dos possíveis problemas que podem gerar com a
presença de fármacos no meio ambiente. Atualmente produtos farmacêuticos de diferentes
classes terapêuticas são encontrados no mundo inteiro em águas superficiais, subterrâneas e
em água de abastecimento, tornando-se um grande problema ambiental. Vários estudos já
foram realizados, investigando quais são os principais fármacos e em qual concentração são
encontrados no meio aquoso (JORGENSEN; HALLING-SORENSEN, 2000; CARLSSON et
al., 2006; RADJENOVIĆ et al., 2007; KOSJEK; HEATH, 2008; TAMBOSI, 2008;
KÜMMERER, 2009; RODRIGUES, 2012; SANSON, 2012).
Com a intesificação de estudos sobre os ME, várias fontes são apontadas para
justificar o aparecimento destes no meio aquático, como: esgotos doméstico, efluentes
industriais, rejeitos agropecuários. Os efluentes das estações de tratamento de esgoto (ETEs),
bem como a disposição sem tratamento de esgotos doméstico, provavelmente são os
principais responsáveis pela disseminação destes ME no meio ambiente (IKEHATA;
JODEIRI NAGHASHKAR; GAMAL EL-DIN, 2006; KOSJEK; HEATH, 2008).
Os fármacos são compostos altamente estáveis, com considerável poder recalcitrante.
Devido a estas características os processos de tratamento convencionais existentes nas ETEs
não são os mais adequados para a remoção destes compostos da água (JORGENSEN;
HALLING-SORENSEN, 2000; KOSJEK et al., 2007).
14
Sabendo-se que o efluente lançado pela ETE pode ser reutilizado por uma estação de
tratamento de água (ETA) à jusante, é importante analisar o efluente da ETE. Avaliando a
eliminação e/ou redução dos ME, bem como, a formação de subprodutos perante os processos
de tratamentos utilizados nas ETAs e nas ETEs (KASPRZYK-HORDERNA; ZIÓŁEKB;
NAWROCKI,
2003;
HASSAN;
HAWKYARD,
2006;
IKEHATA;
JODEIRI
NAGHASHKAR; GAMAL EL-DIN, 2006; SOARES et al., 2006; EROL; ÖZBELGE, 2008;
FATTA-KASSINOS; VASQUEZ; KUMMERER, 2011; PEREIRA et al., 2011b).
A presença dos ME em águas superficiais, subterrâneas e de abastecimento público
causam efeitos tóxicos aos seres humanos e animais como, por exemplo, toxicidade aquática,
desenvolvimento de resistência em bactérias patogênicas, genotoxicidade e distúrbios
endócrinos. Estudos revelam que alguns fármacos e subprodutos de degradação persistem por
mais de um ano em águas naturais tornando este problema ambiental ainda mais preocupante
(KUMMERER, 2004; MOMPELAT; BOT; THOMAS, 2009; JARDIM et al., 2012;
RATOLA et al., 2012).
Processos de tratamentos de água não convencionais estão sendo desenvolvidos para
aumentar a remoção e a mineralização dos microcontaminantes das águas. Alguns processos
alternativos desenvolvidos e com grande potencial de uso são os processos oxidativos
avançados (POAs), caracterizados pela geração de radicais hidroxila (OH•). Estes radicais são
agentes fortemente oxidantes, capazes de oxidar matéria orgânica com certo poder
recalcitrante (MORAES, 1995; ANDREOZZI et al., 1999; BELTRAN; AGUINACO;
GARCIA-ARAYA, 2009; BUTH, 2009; HOMEM; SANTOS, 2011).
O captopril, (S)-1-(3-mercapto-2-metil-1-oxopropil)-1-prolina), é um fármaco da
classe dos anti-hipertensivos, o qual atua na inibição da enzima conversora de angiotensina
(ECA). Seu uso é recomendado mundialmente para o tratamento de pacientes com
hipertensão arterial, insuficiência cardíaca, infarto do miocárdio e nefropatia diabética
(AZEVEDO; RIBEIRO; ARAÚJO, 2008; MAHMOUD; KUMMERER, 2012).
A literatura reporta a presença de vários fármacos da classe dos anti-hipertensivos nos
esgotos, em águas superficiais e até mesmo em águas potáveis (HERNANDO et al., 2007; LI
et al., 2012; LÓPEZ-SERNA; PETROVIC; BARCELÓA, 2012). O captopril (CPT), apesar
do seu vasto uso pela população, alta taxa de eliminação é um fármaco muito pouco estudado
na área ambiental. O captopril foi encontrado, nos afluentes e nos efluentes de ETE´s em
Portugal, na faixa de concentração de 32 ± 2 ɳg.L-1 e 1,376 ± 56 ɳg.L-1 , respectivamente, por
(SALGADO et al., 2010).
15
Além da presença do captopril no meio ambiente, fazem-se necessários estudos do seu
comportamento frente aos processos químicos de tratamento de água, particularmente quanto
à toxidade de seus subprodutos.
16
2 OBJETIVOS
2.1 Objetivo geral
Caracterizar os produtos de degradação do captopril por Espectrometria de Massas de
Alta Resolução, após a fotocatálise heterogênea utilizando TiO2/UV-C e avaliar a toxicidade
dos produtos da degradação.
2.2 Objetivos específicos

Realizar o ensaio de fotodegradação heterogênea utilizando TiO2/UV-C;

Desenvolver método analítico de cromatografia e espectrometria de massas para
identificar o captopril e seus subprodutos;

Avaliar a degradação do captopril perante o processo de fotocatálise heterogênea;

Identificar e avaliar a formação dos subprodutos gerados durante a degradação do
captopril;

Avaliar a toxicidade dos subprodutos gerados através do Teste de Ames e Teste da
Artemia salina e comparar com a toxicidade do fármaco;

Propor rotas químicas de degradação do captopril e formação dos subprodutos.
17
3 REVISÃO DA LITERATURA
3.1 Fármacos no meio ambiente
Fármacos são substâncias químicas biologicamente ativas, possuem propriedades
farmacológicas com finalidade medicamentosa. São utilizados para diagnóstico, alívio, ou
tratamento de moléstias. É empregado para modificar, explorar sistemas fisiológicos ou
estados patológicos, em benefício humano ou animal na qual se administra. Estas substâncias
são, geralmente, compostos orgânicos de baixo peso molecular (inferior a 500 Daltons). Para
produzir os efeitos terapêuticos, o fármaco deve estar presente em concentrações apropriadas,
geralmente em concentrações inferiores a miligramas por litro (mg/L) e atingir a célula-alvo
(IKEHATA; JODEIRI NAGHASHKAR; GAMAL EL-DIN, 2006; RADJENOVIĆ;
PETROVIĆ; BARCELÓ, 2009).
Desde a década de 1960, sabe-se que os fármacos estão presentes no meio ambiente.
São encontrados frequentemente em águas superficiais de vários lugares do mundo, em menor
frequência e concentração nas águas subterrâneas e em águas potáveis. (JORGENSEN;
HALLING-SORENSEN, 2000; HOMEM; SANTOS, 2011). Os fármacos estão inclusos à
classe dos microcontaminantes de preocupações emergentes (ME), pois assim como outros
contaminantes de origem antrópica, estão presentes nas concentrações de ηg.L-1 à µg.L-1 em
amostras aquosas (KUMMERER, 2009a; TAMBOSI et al., 2010).
A presença destes ME no meio ambiente chama a atenção, pois a cada ano aumenta o
consumo de medicamentos pela população. Consequentemente será maior a probabilidade de
atingir o meio ambiente, tanto em número quanto em concentração. De acordo com a
estimativa do Instituto Brasileiro de Opinião Pública e Estatística (IBOPE), para o ano de
2013, o comércio de medicamentos movimentaria cerca de setenta bilhões de reais somente
no Brasil, 12% maior do que foram gastos em 2012.
A ocorrência dos ME é preocupante devido às propriedades intrínsecas destes
compostos. Os fármacos são biologicamente ativos, polares, pouco voláteis e possuem
estabilidade química, sendo fortemente resistentes à mineralização. A presença dos ME no
meio ambiente pode causar efeitos adversos sobre a vida aquática e aos seres humanos
(ANDREOZZI et al., 1999; PAL et al., 2010; LAPWORTH et al., 2012; RATOLA et al.,
2012).
Santos e colaboradores (2010) compilaram informações de 134 artigos publicados
entre os anos de 1997 e 2009, identificando as principais classes terapêuticas presentes no
18
meio ambiente (SANTOS et al., 2010). Dentre as classes farmacêuticas encontradas no meio
ambiente, citadas na FIGURA 1, estão os anti-hipertensivos. A contribuição desta classe é
relativamente alta. De todos os fármacos encontrados no meio ambiente 12% são da classe
dos anti-hipertensivos. Tal resultado condiz com o alto consumo desta classe de medicamento
pela população.
FIGURA 1 Principais classes farmacêuticas encontradas no meio ambiente, de acordo com o número de
fármacos.
Agonistas
Adrenérgicos
3% Produtos
Constrastes de raio X Veterinários
3%
3%
Anti-ácidos
3%
Anti-neoplásicos
4%
Hipoglicemiantes
3%
Anti-psicóticos
1%
Anti-hipertensivos
4%
Anti-depressivos
4%
Anti-inflamatórios
não esteroidais
16%
Ansiolíticos
4%
Beta bloqueadores
8%
Antibióticos
15%
Anti-epilépticos
8%
Hormônios
sexuais
9%
Hipolipemiantes
12%
Fonte: Adaptado de Santos, 2010.
3.2 Rotas de exposição para o meio ambiente
Ao serem administrados, os fármacos são absorvidos, distribuídos e posteriormente
metabolizados no organismo. O metabolismo dos fármacos começa com várias reações
bioquímicas (transformação de fase I), em que se adicionam grupos funcionais nas moléculas
(exemplo: reações de hidroxilação, epoxidação, redução e hidrólise). Logo depois, moléculas
endógenas altamente polares, tais como: ácido glucurônico, sulfato e aminoácidos, são
adicionados aos fármacos ou metabólitos da transformação da fase I, para gerar conjugados,
19
estas reações são denominadas de transformação de fase II. Após as reações de fase II, os
fármacos conjugados são mais solúveis em água, permitindo a excreção pela urina ou pela
bile. Embora haja absorção e metabolização, uma quantidade significativa do fármaco pode
ser eliminada sem sofrer nenhuma transformação, serão eliminados na forma inalterada (H.
JONES; VOULVOULIS; LESTER, 2005; IKEHATA; JODEIRI NAGHASHKAR; GAMAL
EL-DIN, 2006; RADJENOVIĆ; PETROVIĆ; BARCELÓ, 2009).
A TABELA 1 apresenta informações sobre a porcentagem quantidade e a forma que
alguns fármacos são eliminados do organismo, isto é, se o fármaco é eliminado na forma
inalterada ou como metabólitos.
TABELA 1 Fármacos e porcentagem das formas de excreção.
Fármaco
Aciclovir
Ácido Acetil
Forma inalterada
Metabólito
(%)
75 ± 10
10
Salicílico
(%)
9-carboximetoximetilguanina
8-14
8-hidroxi-9-(2-hidroxietoximetil) guanina
0,2
Ácido salicilúrico
75
Ácido fenólico
10
Amoxicilina
86 ± 8
Ácido penicilóico
Atenolol
94 ± 8
Metabolito hidroxilado
3
Conjugado glicuronídeo
60-90
Azitromicina
12
Bezafibrato
Brometo de n-butil-
10-25
80
escopolamina
Captopril
40-50
Dímero de dissulfeto de captopril e dissulfeto de
captopril-cisteína
Cefalexina
91 ± 18
Diacetilfalotina (metabólito menos ativo)
Cefazolina sódica
Cimetidina
Ciprofloxacino
Claritromicina
50-90
50-70
20-40
n-glixuronídeo cimetidina
7-14
hidroximetilcimetidina
4
Oxociprofloxacino (metabólito ativo)
3
Sulfociprofloxacino (metabólito ativo)
8
114-hidroxiclaritromicina
Prometazina
desmetilprometazina
1
24
sulfóxido de cimetidina
Sulfoxido de prometazina e n-
sódio
27-54
80 ± 16
Cloreto de
Diclofenaco de
40
10-15
4’-hidroxidiclofenaco
20-30
5,3 e 4,5-dihidroxidiclofenaco
10-20
20
Cloridrato de
5
ondansetrona
Diltiazem
35
Doxiciclina
41 ± 19
Enalapril
88 ± 7
Eritromicina
Diacetildiltiazem-DAD (metabólito ativo)
Ácido enalaprílico (metabólito ativo)
2-4
43-56
2-5
Estriol
Conjugado com ácido glicurônico
Fluconazol
60-80
Fosfato de
10
95
11
N-desmetilclindamicina
Clindamicina
Furosemida
71 ± 10
Genfibrozila
<1
Conjugado glicuronídeo
Ibuprofeno
<1
Hidrolisado
90
Desmetil e n-oxido
5
Produtos de oxidação
50
Metabólitos ativos
6
6-desmetilnaproxeno
1
Conjugado com ácido glicurônico
1
Levofloxacino
Linezolida
Losartana Potássica
61-87
30
12 ± 2,8
Metformina
99,9 ± 0,5
Naproxeno
95
Norfloxacina
25-40
Nitrofurantoina
47 ± 13
Oxitetraciclina
10-35
Paracetamol
3±1
Propranolol
Conjugado com o ácido glucurônico
<0,5
5-10
Aminofurantoína
1,2
Conjugado com ácido glicurônico
60
Conjugado com ácido sulfúrico
35
Conjugado com cisteína
3
Conjugado com glicuronideo
4-hidroxipropranolol (ativo)
Ranitidina
Sulfametoxazol
Tetraciclina
69 ± 6
35-50
60-90
20
n-óxido
3-6
s-óxido
1-2
desmetil ranitidina
1-2
Derivado de N4-acetilato
50-70
Conjugado com ácido glicurônico.
15-20
1,3 oxidos e derivados de 3,4- hidroxi
10-20
58 ± 8
Trimetoprima
60
Varfarina sódica
<2
Fonte: (GOODMAN; GILMAN, 2005; KASPRZYK-HORDERN; DINSDALE; GUWY, 2008a; PUBCHEM,
2013).
Após serem excretados do organismo por meio da urina e fezes, os fármacos são
diluídos no esgoto doméstico sendo dispostos em corpos d'água ou levados às ETEs. Nesta
21
mesma rota inclui-se o descarte de forma inadequada (por exemplo, no vaso sanitário) de
produtos não usados ou com o prazo de validade expirado, indo para o esgoto. Quando ocorre
a disposição em aterros sanitários clandestinos, a chuva pode solubilizar estes compostos,
assim, podem sofrer infiltração no solo (atingindo águas subterrâneas) e escoamento
superficial (alcançando as águas superficiais) (IKEHATA; JODEIRI NAGHASHKAR;
GAMAL EL-DIN, 2006; KOSJEK et al., 2007; RATOLA et al., 2012).
Os medicamentos veterinários são lançados diretamente no meio ambiente pela
excreção dos animais, consequentemente, podem sofrer infiltração e escoamento superficial
(IKEHATA; JODEIRI NAGHASHKAR; GAMAL EL-DIN, 2006; KOSJEK et al., 2007;
RATOLA et al., 2012).
Os fármacos que foram eliminados do organismo na forma conjugada (por exemplo,
com os grupos glucurônicos, sulfurônicos) podem sofrer biodegradação pelos microrganismos
nas ETEs e retornar à forma original (forma inalterada) (TAMBOSI et al., 2010).
Assim, como produto final pode haver (i) compostos totalmente mineralizados, isto é,
foram completamente degradados a dióxido de carbono e água; (ii) compostos convertidos, os
quais sofreram algumas alterações em sua estrutura química formando subprodutos de
degradação, não necessariamente menos tóxicos que os precursores; ou (iii) compostos
íntegros, compostos que não sofreram nenhuma alteração na estrutura química (geralmente
compostos recalcitrantes) (QUINTANA; WEISS; REEMTSMA, 2005; GROS et al., 2010).
Tendo em vista que os processos de tratamento de esgoto podem ser ineficientes na
remoção de ME, alguns fármacos e subprodutos formados nos processos de tratamentos
podem continuar nos efluentes das ETEs. Estes efluentes são lançados em um corpo d'água
receptor, contaminando o meio aquático a jusante, e comprometendo a qualidade das águas
(MOMPELAT; BOT; THOMAS, 2009; ACERO et al., 2010; ZHANG et al., 2013).
Além da contaminação dos corpos d'água pelos efluentes das ETEs, países em
desenvolvimento sofrem com outra rota de contaminação: a contaminação direta do esgoto
nos corpos d’água devido à falta de coleta e/ou tratamento de esgoto em alguns municípios.
Dados publicados pelo IBGE no Atlas de Saneamento de 2011 revelam que no ano de
2008, pouco mais de 70% dos municípios apresentavam em todos os distritos tratamento de
água distribuída por rede geral. Aproximadamente 28,5% dos municípios (incluindo seus
distritos) faziam o tratamento do esgoto coletado, dentre estes, somente 72% tratavam todo o
esgoto coletado. Do número total de municípios brasileiros, 30,5% lançavam esgoto não
tratado em rios, lagos ou lagoas. Estes municípios utilizam, à jusante, a água dos corpos
22
receptores para vários usos, como: abastecimento de água (16%), irrigação (23%), recreação e
aquicultura.
Após o que foi dito anteriormente, é possível esquematizar a rota de exposição dos
microcontaminantes no meio ambiente. Este esquema está exposto na FIGURA 2.
FIGURA 2 Principais rotas de exposição dos microcontaminantes no meio ambiente.
Uso humano
Produção
(dométisco e hospitalar)
(indústria e farmácia)
Aterro
Esgoto
Água subterrânea
Uso veterinário
(aquicultura, pecuária,
animais domésticos)
Esterco
Solo
Estação de tratamento
de esgoto
(degradação química e/ou
biológica)
Cadeia
alimentar
Lodo
Água superficial
lixiviaçã o
disposição
Estação de tratamento
de água
escoamento
superficial
excreçã o
descarte
direto
Água tratada
esgoto não
coletado e/ou
não tratad o
Fonte: adaptado de (IKEHATA; JODEIRI NAGHASHKAR; GAMAL EL-DIN, 2006; TAMBOSI, 2008;
KUSMIEREK et al., 2009; HOMEM; SANTOS, 2011).
23
3.3 Tecnologias para tratamentos de águas e efluentes
Novas tecnologias para tratamentos de água e efluentes são testadas para degradar
poluentes orgânicos não eliminados em tratamentos biológicos convencionais em ETEs. Estas
tecnologias consistem principalmente na transferência de fase e na oxidação química
(ZIOLLI; JARDIM, 1998; ANDREOZZI et al., 2004; JARDIM; CANELA, 2004).
A transferência de fase é um tipo de tecnologia que transfere o poluente de um meio
para outro, como por exemplo, a floculação/decantação, adsorção com o carvão ativo. A
oxidação química do poluente tem como objetivo a mineralização do poluente em dióxido de
carbono, água e material inorgânico, ou em apenas moléculas mais simples e menos tóxicas
(ZIOLLI; JARDIM, 1998; ANDREOZZI et al., 2004; JARDIM; CANELA, 2004).
As técnicas de oxidação química podem ser: convencional e avançada. A oxidação
avançada utiliza-se de agentes oxidantes fortes capazes de formar, principalmente, radicais
hidroxilas, os quais promovem a oxidação dos compostos orgânicos presentes na água
(KASPRZYK-HORDERNA; ZIÓŁEKB; NAWROCKI, 2003; JARDIM; CANELA, 2004).
3.3.1 Processos oxidativos avançados
Os processos oxidativos avançados (POAs) são alternativas ou complementos aos
processos convencionais para tratamento de efluentes, águas superficiais ou subterrâneas. Os
POAs possuem a capacidade de eliminar ou reduzir substâncias de elevada estabilidade e
baixo grau de mineralização presentes na água. Nos últimos anos, estes processos têm sido
amplamente estudados devido ao alto potencial reativo (MUNTER, 2001; AGUSTINA;
ANG; VAREEK, 2005; SOUSA et al., 2012).
Os POAs são técnicas de oxidação química que utilizam oxidantes fortes (ozônio e
peróxido de hidrogênio) aliados a fonte de energia (luz ultravioleta-UV, ultrassom-US e feixe
de elétron), e catalisadores (íons ferrosos, semi-contudores) para produzir radicais hidroxilas
(OH•) (SOUSA et al., 2012).
O radical hidroxila é uma espécie extremamente reativa e pouco seletiva. O potencial
de oxidação deste radical (Eº = 2,80V) é superior ao dos oxidantes convencionais e inferior
apenas ao potencial de oxidação do flúor (Eº = 3,03V). Portanto, o OH• é capaz de oxidar
matéria orgânica até então consideradas refratárias (TEIXEIRA; JARDIM, 2004).
Os POAs são classificados quanto à presença ou ausência de irradiação e quanto à
homogeneidade do sistema (homogêneo ou heterogêneo). A homogeneidade do sistema é
24
determinada pelo método de geração de radicais hidroxilas. Assim, sistemas heterogêneos
possuem catalisadores sólidos, constituindo duas fases ao sistema, e sistemas homogêneos
possuem apenas uma fase (ANDREOZZI et al., 1999; MUNTER, 2001; KASPRZYKHORDERNA; ZIÓŁEKB; NAWROCKI, 2003). A TABELA 2 apresenta a classificação dos
POAS de acordo com a homogeneidade e presença ou ausência de irradiação.
TABELA 2 Classificação dos POAs.
Sistemas Homogêneos
Sistemas Heterogêneos
Presença de irradiação
O3/UV
H2O2/UV
Feixe de elétrons
US
H2O2/US
UV/US
TiO2/UV
TiO2/H2O2/UV
Ausência de irradiação
O3/H2O2
O3/OHH2O2/Fe2+ (fenton)
Eletro-fenton
Fonte: adaptado de (KASPRZYK-HORDERNA; ZIÓŁEKB; NAWROCKI, 2003).
3.3.1.1 Fotocatálise heterogênea
A fotocatálise heterogênea é caracterizada pela presença de catalisadores do tipo
semicondutor. Estes catalisadores são materiais cristalinos sólidos, cuja condutividade elétrica
está entre um material condutor e não-condutor, como mostrado na FIGURA 3. Alguns
exemplos de semicondutores são: TiO2, ZnO, Fe2O3, CdS, GaP and ZnS (BUTH, 2009).
FIGURA 3 Diferenças dos níveis energéticos dos materiais.
Fonte: adaptado de (TEIXEIRA; JARDIM, 2004).
Os semicondutores possuem uma região energética chamada de banda de valência
(BV) e a banda de condução (BC) e entre eles há a band-gap. A BV possui baixa energia e
25
não há movimentos de elétrons, a BC possui alta energia e os elétrons são livres para se
movimentarem através do cristal (AGUSTINA; ANG; VAREEK, 2005; CHONG et al.,
2010).
O semicondutor, na presença de uma fonte de energia, absorve um fóton com energia
superior ou igual à energia de band gap. A energia absorvida promove a transferência de um
par de elétrons da BV para a BC. Com a geração do par elétron/lacuna (e-/h+) o semicondutor
começa a apresentar condutividade elétrica, assemelhando-se a condutividade elétrica
de um metal. O par de elétrons pode sofrer recombinação interna, externa (na superfície) ou
participar de reações de oxi-redução. A FIGURA 4 esquematiza a fotoativação do
semicondutor TiO2 (ZIOLLI; JARDIM, 1998; MUNTER, 2001; HOMEM; SANTOS, 2011).
FIGURA 4 Mecanismo simplificado para a fotoativação em um semicondutor TiO 2.
hv: energia; P: produto; P+: produto oxidado
Fonte: Adaptado de (CHONG et al., 2010).
A fotocatálise apresenta vantagens quando comparada a outros POAs: (i) pode-se
trabalhar em temperatura e pressão ambiente; (ii) consegue mineralizar compostos orgânicos e
seus subprodutos; (iii) remove traços de fármacos da água; (iv) baixo custo operacional.
Atualmente, a degradação fotocatalítica com semicondutor é vista como uma tecnologia
promissora para a remoção de contaminantes tóxicos orgânicos e inorgânicos presentes na
água (H. JONES; VOULVOULIS; LESTER, 2005; CHONG et al., 2010).
26
3.3.1.2 Fotólise (UV)
A fotólise química ocorre por ação da luz em comprimentos de onda específicos, as
reações estão apresentadas na FIGURA 5. A luz incidente pode excitar a molécula (M) em
solução aquosa. Consequentemente um elétron do orbital molecular ligante (OM) é
transferido para um orbital molecular antiligante (OM*), assumindo o estado singleto (1).
Uma molécula em um estado excitado singleto pode sofrer uma conversão para um estado em
que o elétron excitado tenha seu spin modificado, tal estado é chamado de estado tripleto (2).
Os estados singleto e tripleto de uma molécula são de níveis energéticos com alta
probabilidade de submeter-se a reações químicas de foto-indução. Dois mecanismos
principais de degradação são reportados a partir do estado tripleto: oxidação direta com
formação de subprodutos, por exemplo, descarboxilação e degradação da cadeia lateral (3) e
dissipação com formação de espécies oxigenadas reativas (EOR). A dissipação pode proceder
através da formação de um oxigênio singleto 1O2 (etapa 4a), transferência de elétron,
formando O2•- e M•- (etapa 4b), degradação homolítica com a formação de M•- e OH• (etapa
4c) e dissipação física (etapa 4d). Os produtos EOR podem reagir com outras moléculas e
formar produtos de degradação, chamados de oxidação autossensibilizidos (VAN
DOORSLAER et al., 2011).
FIGURA 5 Mecanismo das reações na fotólise.
Fonte: adaptado de (VAN DOORSLAER et al., 2011)
3.3.2 Fotocatálise heterogênea utilizando TiO2/UV-C
Vários estudos sobre a utilização da fotocatálise com TiO2 foram realizados nos
últimos anos. Essa tecnologia é utilizada no tratamento de efluentes industriais, domésticos,
27
chorume, na descontaminação do solo, nas emissões gasosas e nas ETAs. A grande vantagem
de utilizar o TiO2/UV é que durante o processo não há a geração de subprodutos
carcinogênicos, como pode ocorrer na cloração (TAFFAREL, 2007).
Entre todos os catalisadores citados, o dióxido de titânio (TiO2) é o catalisador mais
comumente utilizado na fotocatálise por reunir as seguintes características: não tóxico,
insolubilidade em água, foto-estabilidade, estabilidade química em uma ampla faixa de pH,
resistência química e mecânica, possibilidade de ativação pela luz solar (redução dos custos
do processo), possibilidade de imobilização, alta atividade catalítica e maior rendimento
(NEELAVANNAN; REVATHI; AHMED BASHA, 2007; BUTH, 2009; NAKATA;
FUJISHIMA, 2012).
O TiO2 possui a propriedade simultânea de atuar como agente oxidante e agente
redutor, aumentando o rendimento global do processo. Andreozzi e colaboradores (1999)
propuseram os seguintes mecanismos de reações que ocorrem na fotocatálise heterogênea
com TiO2, as séries de equações químicas estão apresentadas a seguir:
TiO2
EQUAÇÃO 1
UV
hBV+ + eBC-
As reações de oxidação podem ocorrer entre a lacuna da BV e a água (EQUAÇÃO 2) ou
com os íons hidroxila (EQUAÇÃO 2), produzindo radicais hidroxilas.
EQUAÇÃO 2
TiO2(h+) + H2Oads
TiO2 + •OHads + H+
EQUAÇÃO 3
TiO2(h+) + HOads-
TiO2 + •OHads
Os radicais hidroxila produzidos reagem rapidamente com a matéria orgânica
adsorvida na superfície do catalisador, por elétrons ou por átomos de hidrogênio abstraídos,
formando cátions radicais orgânicos ou por reação de adição em sistemas π (ELMOLLA;
CHAUDHURI, 2010a). As reações de redução podem ocorrer entre o elétron da BC e o
oxigênio, produzindo o íon radical superóxido (O2-•) (EQUAÇÃO 4), o qual pode produzir
peróxido de hidrogênio (EQUAÇÃO 5-8); este, por sua vez, produz radicais hidroxilas
(EQUAÇÃO 9 e EQUAÇÃO 10).
O2 + eBC-
O2•-
EQUAÇÃO 4
28
O2•- + H+
HO2• + HO2•
O2•- + HO2•
HO2- +H+
TiO2(e-) + H2O2
H2O2 + O2•-
HO2•
H2O2 + O2
HO2- + O2
H2O2
TiO2 + HO- + HO•
OH• + OH- +O2
EQUAÇÃO 5
EQUAÇÃO 6
EQUAÇÃO 7
EQUAÇÃO 8
EQUAÇÃO 9
EQUAÇÃO 10
Outro caminho possível para a oxidação do substrato adsorvido (RXads) é a oxidação
direta por transferência de elétrons, de acordo com a EQUAÇÃO 11.
TiO2(h+) + RXads
TiO2 + RXads•+
EQUAÇÃO 11
A fonte de energia na fotocatálise é de extrema importância, pois ela deve ser capaz de
ativar o semicondutor, sendo assim, para ativar o TiO2, a energia deve ser superior ao
potencial de oxidação de 3,2 eV, o que corresponde a um comprimento de onda menor que
386 nm, que é a energia do band gap. Dentre as opções de fonte de energia, pode-se utilizar
para a fotoativação do TiO2 a luz solar ou a luz UV (BUTH, 2009).
Na FIGURA 6 apresenta o espectro de absorção do TiO2 comparado ao espectro solar.
É possível observar que a faixa de absorção da luz solar pelo TiO2 é pequena, indicando que a
ativação do catalisador pela luz solar é baixa, comprometendo a fotocatálise.
FIGURA 6 Espectro de absorção do TiO2 comparado com o espectro solar.
Fonte: adaptado de (ALMEIDA, 2011).
29
A luz UV pode ser dividida em UV-A, UV-B e UV-C, esses tipos de luz UV foram
determinados tendo em vista a faixa de comprimento de onda da emissão da energia. A
TABELA 3 apresenta os tipos de luz UV e suas respectivas faixas de comprimentos de onda
(BUTH, 2009).
TABELA 3 Relação entre tipo de radiação e comprimento de onda.
Tipo de radiação
Faixa de comprimento de onda
UV C
100 a 279 nm
UV B
280 a 314 nm
UV A
315 a 399 nm
Fonte: adaptado de (EPA, 2010).
A eficiência dos POAs é influenciada por alguns fatores como: a concentração do
contaminante orgânico, a presença e concentração de oxidantes auxiliares (H2O2, O3), as
propriedades, concentração e forma do TiO2, característica da fonte luminosa, temperatura,
pH e a presença de ânions. Um esquema que sintetiza os principais fatores e a maneira como
interferem nos processos de fotocatálise estão apresentados na FIGURA 7 (TEIXEIRA;
JARDIM, 2004).
30
FIGURA 7 Fatores que influenciam na fotocatálise.
Contaminante
orgânico
• A taxa de oxidação fotocatalítica eleva com o aumento da
concentração do substrato, mas ao atingir um valor crítico, a
concentração não influencia na taxa de oxidação.
• Se o poluente absorve luz UV, ele pode recobrir o TiO2
impedindo que a luz atinja a superfície do catalisador.
Catalisador
• O desempenho do catalisador varia de acordo com:
concentração, área superficial, distribuição uniforme de
partículas, forma cristalina (forma anatase é mais ativa).
Fonte luminosa
• As reações de degradação dependem da intensidade luminosa.
Temperatura
• A velocidade das reações fotoquímicas não sofre influência da
temperatura.
pH
• As propriedades superficiais do catalisador (carga das
partículas, tamanho dos agregados e posições das BC e BV)
sofrem alterações com a mudança de pH.
Presença de
ânios
• Determinadas substâncias inibem ou aceleram a velocidade de
degradação dos contaminantes.
Fonte: (TEIXEIRA; JARDIM, 2004).
3.4 Efeitos ecotoxicológicos
Uma questão cada vez mais importante para os órgãos reguladores ambientais é a
presença dos fármacos no meio ambiente e os riscos potenciais ao ecossistema que eles
31
podem causar. Os fármacos são sintetizados com o objetivo de produzir ação farmacológica
em um local-alvo, sendo necessário possuir uma resistência quanto à inativação antes de
exercer o seu efeito. No entanto, estas mesmas propriedades idealizadas para promover o bem
ao ser humano ou animais, são paradoxalmente responsáveis pelos efeitos tóxicos em
ecossistemas aquáticos e terrestres (FENT; WESTON; CAMINADA, 2006; KÜMMERER,
2009).
Organismos que possuem vias metabólicas, receptores ou biomoléculas semelhantes às
humanas são expostos a substâncias ativas lançadas ao meio ambiente, podendo induzir a uma
toxicidade. Os efeitos tóxicos nos organismos podem ser classificados em efeitos agudos e
crônicos. Os efeitos agudos são causados por grandes concentrações do composto com a
exposição em um intervalo de tempo curto. Em contrapartida, os efeitos crônicos são
causados por baixas concentrações com a exposição em um intervalo de tempo longo
(GOODMAN; GILMAN, 2005; FENT; WESTON; CAMINADA, 2006; KUMMERER,
2009a; SANTOS et al., 2010).
Testes ecotoxicológicos avaliam os efeitos tóxicos que os fármacos podem provocar
na fauna circunvizinha, virtualmente em qualquer nível da hierarquia biológica, ou seja,
células, órgãos, organismos, populações, ecossistemas. Geralmente, os testes toxicológicos
agudos avaliam as taxas de mortalidade, e os testes crônicos avaliam as modificações que
ocorrem ao organismo frente a diferentes concentrações de um composto químico em um
período de tempo prolongado (VILLEGAS-NAVARRO; ROSAS-L; REYES, 2003).
Villegas-Navarro e colaboradores (2003), realizaram estudos utilizando antihipertensivos em meio aquoso e o crustácio Daphinia magna. Os autores comprovam que
anti-hipertensivos presentes na água em baixa concentração por um longo período podem
causar problemas no sistema circulatório da Daphinia magna, quando aumenta a
concentração do anti-hipertensivo pode levar à morte do crustáceo.
Os hormônios sexuais sintéticos presentes em águas superficiais, em baixas
concentrações dentro de um espaço de tempo longo, podem induzir a feminização de peixes.
Estes compostos promovem a redução da concentração de testosterona, tal resultado é devido
aos efeitos que os desreguladores endócrinos causam no desenvolvimento e crescimento
gonodal de animais. Este efeito não está limitado somente aos peixes, podendo ocorrer até
mesmo em seres humanos (MIMEAULT et al., 2005; VIGLINO et al., 2008).
Adicionalmente aos efeitos tóxicos, certas classes de fármacos tais como antibióticos,
mesmo em baixas concentrações, podem provocar mudanças irreversíveis em longo prazo no
32
genoma de microrganismos, tornando-os resistentes na sua presença (KLAVARIOTI;
MANTZAVINOS; KASSINOS, 2009).
Kummerer (2004), estudando corpos d’água que receberam efluentes de esgotos,
identificou diferentes classes de antibióticos e cepas de bactérias menos sensíveis aos
mesmos. Indicando que a presença de antibióticos no meio aquático está induzindo a seleção
de bactérias resistentes.
A questão de exposição crônica do homem a estes microcontaminantes é real. Há
presença de grupos farmacêuticos, como analgésicos e anticonvulsivantes, em águas potáveis,
sendo esta principal rota que expõe seres humanos a estes microcontaminantes. Ainda não se
sabe quais os efeitos que a exposição crônica causa à saúde humana, sendo assim, é
necessário que haja medidas para evitar a presença destes compostos na água de consumo
(IKEHATA; JODEIRI NAGHASHKAR; GAMAL EL-DIN, 2006).
A exigência de uma avaliação dos riscos ambientais como pré-requisito para obtenção
de uma autorização para comercialização de produtos farmacêuticos veterinários foi
requerida, pela primeira vez em 1995, pela Agência Européia de Avaliação dos
Medicamentos (EMEA). A diretriz era aplicável apenas para produtos farmacêuticos de uso
veterinário, mas, posteriormente, ampliou para os de uso humano. A avaliação do risco
ambiental de ambos os produtos é dividida em duas fases. Na Fase I, é estimada a exposição
ambiental para o fármaco ou seus metabolitos. E na fase II, compreende a avaliação dos
destinos e os efeitos no ambiente, para a execução desta fase, ela é subdividida em duas
subfases: a primeira faz-se a avaliação do possível destino e os efeitos; e a segunda, é
realizada a avaliação dos efeitos sobre a fauna e flora dentro de compartimentos ambientais
que possam ser afetados. Entretanto, os estudos de fase II só são exigidos, se a concentração
ambiental prevista em águas superficiais seja igual ou superior a 0,01µg.L-1 (CRANE;
WATTS; BOUCARD, 2006; FENT; WESTON; CAMINADA, 2006).
Nos Estados Unidos, o órgão regulador Food and Drug Administration (FDA), exige a
avaliação ecotoxicidade para os fármacos de uso veterinário, mas para os fármacos de uso
humano são necessárias somente se a concentração ambiental dele for superior a 1µgL-1
(CRANE; WATTS; BOUCARD, 2006; FENT; WESTON; CAMINADA, 2006).
Os estudos da presença dos fármacos no meio ambiente são numerosos e existentes em
todo o mundo. No Brasil são vários grupos de pesquisa dedicados a este assunto,. MOREIRA
et al. (2011); RODRIGUES (2012); SANSON (2012); LOPEZ-SERNA et al. (2013),
apresentam trabalhos realizados com águas superficiais brasileiras. Entretanto, as avaliações
dos riscos ambientais dos fármacos no meio ambiente, ainda são insuficientes, percebe-se essa
33
falta de estudos quando se faz um levantamento dos artigos científicos que são publicados,
como será apresentado no próximo item.
3.5 Aplicação
A TABELA 4 apresenta uma compilação dos trabalhos que avaliaram a degradação de
fármacos e pertubadores endócrinos em diferentes processos oxidativos convencionais e
avançados para a remoção de fármacos em diferentes matrizes aquosas. Observa-se que são
poucos os estudos que apontaram a formação de subprodutos em conjunto com testes de
toxicidade.
34
TABELA 4 Estudos que avaliam a degradação de fármacos perante processos oxidativos convencionais e avançados.
Fármaco
17 -estradiol
17 -etinil estradiol
17b-estradiol
Acetoaminofeno
Ácido oxolínico
Amoxicilina
Ampicilina
Cloração
Avaliação de
subproduto
sim
Ozonólise
sim
água e esgoto
HPLC-FLR
cultura de célula
(ALUM et al., 2004)
Cloração
sim
água e esgoto
HPLC-FLR
cultura de célula
(ALUM et al., 2004)
Ozonólise
sim
água e esgoto
HPLC-FLR
cultura de célula
(ALUM et al., 2004)
cloração
sim
Água
LC-ESI-MS
estrogenicidade
(HU et al., 2003)
TiO2/UV
sim
Água
LC–MS
Cloração
sim
Água
HPLC-UV
Cloração
sim
água e esgoto
LC-UV-MS
Foto-fenton
sim
Água
LC–MS
TiO2/UV
sim
Água
UV-vis
TiO2/UV
sim
Água
IV
TiO2/UV
sim
Água
CG-MS
(MOCTEZUMA et al.,
2012)
(MOCTEZUMA et al.,
2012)
(ZHANG et al., 2008)
TiO2/UV
não
Água
HPLC
(YANG; YU; RAY, 2008)
TiO2/UV
sim
LC–MS
Cloração
sim
Água
água potável e esgoto
água supercificial
Zn-UV
não
Água
HPLC
TiO2/H2O2/UV
não
Água
HPLC
TiO2/UV
não
Água
Foto-fenton
sim
Água
água e efluente de
tratamento secundário
LC-MS-TOF
Tratamento
Tipo de água
Análise química
Teste de toxicidade
Referência
água e esgoto
HPLC-FLR
cultura de célula
(ALUM et al., 2004)
(MAI et al., 2008)
(PINKSTON; SEDLAK,
2004)
(BEDNER;
MACCREHAN, 2006)
Vibrio fischeri
Daphnia magna
V. Fisheri
HPLC-DAD
TiO2/UV-A
não
HPLC
Foto-fenton
não
Água
HPLC
Foto-fenton
não
água
HPLC
(TROVO et al., 2012)
(GIRALDO et al., 2010)
(ACERO et al., 2010)
(ELMOLLA;
CHAUDHURI, 2010a)
(ELMOLLA;
CHAUDHURI, 2010b)
(MAI et al., 2008)
D. magna
(TROVO et al., 2011)
(DIMITRAKOPOULOU
et al., 2012)
(ELMOLLA;
CHAUDHURI, 2009)
(ELMOLLA;
CHAUDHURI, 2009)
35
Tratamento
Avaliação de
subproduto
Tipo de água
Análise química
Zn-UV
não
Água
HPLC
TiO2/H2O2/UV
não
Água
HPLC
Cloração
sim
Água
HPLC-UV
TiO2/UV
não
Água
UV-A/TiO2
não
Benzafibrato
TiO2/UV
Captopril
Fármaco
Atenolol
Carbamazepina
Cetoprofeno
Cimetidina
Ciprofloxacino
Teste de toxicidade
Referência
HPLC
D. magna
(ELMOLLA;
CHAUDHURI, 2010a)
(ELMOLLA;
CHAUDHURI, 2010b)
(PINKSTON; SEDLAK,
2004)
(IOANNOU et al., 2011)
Água
UV–Vis
D. magna
sim
Água
LC–TOF–MS
Fotólise
sim
Água
LC–UV–MS/MSIT
Fotólise/UV
sim
Água
TiO2/UV
não
Água
Ozonólise
não
água e rio
H2O2/UV
sim
Água
HPLC e GC/MS
Cloração
sim
Água
HPLC-UV
Cloração
sim
água e esgoto
LC-MS
Cloração
sim
água e esgoto
RMN-H
Cloração
sim
água e esgoto
IV
Ozonólise
sim
Água
LC–MS
H2O2
sim
Água
LC–MS
TiO2/UV-A e UV-C
não
Água
HPLC-DAD
TiO2/UV
sim
Água
LC-MS/MS
Foto-Fenton
não
Água
HPLC
Zn-UV
não
Água
HPLC
V. fischeri
P. subcapitata
D. magna
Cloxacilina
(HAPESHI et al., 2010)
(LAMBROPOULOU et
al., 2008)
(MAHMOUD;
KUMMERER, 2012)
(DONNER et al., 2013)
(MAI et al., 2008)
(ANDREOZZIA et al.,
2002)
(VOGNA et al., 2004a)
(PINKSTON; SEDLAK,
2004)
(BUTH; ARNOLD;
MCNEILL, 2007)
(BUTH; ARNOLD;
MCNEILL, 2007)
(BUTH; ARNOLD;
MCNEILL, 2007)
(DE WITTE et al., 2009)
(DE WITTE et al., 2009)
(VAN DOORSLAER et
al., 2011)
An, 2010
(ELMOLLA;
CHAUDHURI, 2009)
(ELMOLLA;
CHAUDHURI, 2010a)
36
Fármaco
Diclofenaco de sódio
Fenacetina
Tratamento
Avaliação de
subproduto
Tipo de água
Análise química
TiO2/H2O2/UV
não
Água
HPLC
TiO2/UV
sim
Água
LC-MS
V. fischeri
TiO2/UV
sim
Água
LC-MS
V. fischeri
TiO2/UV
não
Água
UV
Ozonólise
não
água e esgoto
HPLC
TiO2/O3/UV-A
não
água e esgoto
HPLC
TiO2/UV
não
Esgoto
UV
Ozonólise
sim
Água
HPLC
(VOGNA et al., 2004b)
H2O2/UV
sim
Água
HPLC
(VOGNA et al., 2004b)
Ozonólise
sim
Água
CG-MS
(VOGNA et al., 2004b)
H2O2/UV
sim
Água
CG-MS
(VOGNA et al., 2004b)
Fotólise
não
água, lago, esgoto
(BAEZA; KNAPPE, 2011)
H2O2/UV
não
água, lago, esgoto
(BAEZA; KNAPPE, 2011)
TiO2/UV-A
não
Cloração
sim
Água
água potável e esgoto
água supercificial
Fenton
sim
Água
LC-MS-qTOF
Foto-fenton
sim
Água
LC-MS-qTOF
TiO2/UV
sim
Água
LC-MS-qTOF
TiO2/UV/H2O2
sim
Água
LC-MS-qTOF
TiO2/UV
sim
Água
HPLC-UV VIS
(RODRIGUES-SILVA et
al., 2013a)
(RODRIGUES-SILVA et
al., 2013a)
(RODRIGUES-SILVA et
al., 2013b)
(RODRIGUES-SILVA et
al., 2013b)
(YURDAKAL et al., 2007)
TiO2/UV
sim
Água
CG-MS
(YURDAKAL et al., 2007)
UV-Vis
HPLC-DAD
Flumequina
Genfibrozila
Teste de toxicidade
D. magna
Artemia salina
P. subcapitata
D. magna
D. magna
D. magna
P. subcapitata
Lepidium sativum
D. magna
Referência
(ELMOLLA;
CHAUDHURI, 2010b)
(CALZA et al., 2006)
(MENDEZ-ARRIAGA;
ESPLUGAS; GIMENEZ,
2008)
(RIZZO et al., 2009)
(AGUINACO et al., 2012)
(AGUINACO et al., 2012)
(RIZZO et al., 2009)
Achilleos, 2010
(ACERO et al., 2010)
37
Fármaco
Ibupronefo
Indometacina
Tratamento
Avaliação de
subproduto
Tipo de água
Análise química
Cloração
sim
Água
HPLC-UV
Cloração
sim
Água
HPLC-UV
TiO2/UV
sim
Água
LC-MS
Ultrason
não
Esgoto
UV
TiO2/UV-C e UV-A
sim
Água
LC-MS-IT-TOF
Cloração
sim
Água
HPLC-UV
TiO2/UV-C
não
Água
HPLC
Ozonólise
não
Água
HPLC
Cloração
sim
Água
HPLC-UV
Cloração
sim
TiO2/UV
sim
água potável e esgoto
água supercificial
Água
TiO2/UV
sim
Fotólise/UV
Teste de toxicidade
V. fischeri
A. salina
Levofloxacino
Metoprolol
HPLC-DAD
Referência
(PINKSTON; SEDLAK,
2004)
(PINKSTON; SEDLAK,
2004)
(MENDEZ-ARRIAGA;
ESPLUGAS; GIMENEZ,
2008)
(MENDEZ-ARRIAGA et
al., 2008)
(DA SILVA et al., 2014)
(PINKSTON; SEDLAK,
2004)
(NASUHOGLU et al.,
2012)
(NASUHOGLU et al.,
2012)
(PINKSTON; SEDLAK,
2004)
(ACERO et al., 2010)
LC-ESI-MS
V. fischeri
(ROMERO et al., 2011)
Água
LC-MSD-TOF
V. fischeri
não
Água
HPLC-DAD
UV/H2O2
não
Água
HPLC-DAD
H2O2/Fe2+
não
Água
HPLC-DAD
UV/H2O2/Fe2+
não
Água
HPLC-DAD
TiO2/UV-A e UV-C
não
Água
HPLC-DAD
TiO2/UV-A
não
Água
HPLC-DAD
Nadolol
Cloração
sim
Água
HPLC-UV
Naproxeno
Cloração
sim
Água
HPLC-UV
(ROMERO et al., 2011)
(SHEMER; KUNUKCU;
LINDEN, 2006)
(SHEMER; KUNUKCU;
LINDEN, 2006)
(SHEMER; KUNUKCU;
LINDEN, 2006)
(SHEMER; KUNUKCU;
LINDEN, 2006)
(VAN DOORSLAER et
al., 2011)
(VAN DOORSLAER et
al., 2012)
(PINKSTON; SEDLAK,
2004)
(PINKSTON; SEDLAK,
2004)
Metronidazol
Moxifloxacino
38
Fármaco
Tratamento
Avaliação de
subproduto
Tipo de água
Análise química
Cloração
sim
água potável e esgoto
água supercificial
HPLC-DAD
TiO2/UV
sim
Água
LC-MS
Teste de toxicidade
Referência
(ACERO et al., 2010)
V. fischeri
(MENDEZ-ARRIAGA;
ESPLUGAS; GIMENEZ,
2008)
não
Esgoto
UPLC-MS/MS
UV-A/TiO2
TiO2/ Luz solar e
Luz solar artificial
não
Água
UV–Vis
Sorghum saccharatum
L. sativum
Sinapis alba
D. magna
D. magna
sim
Água
HPLC-DAD
V. fischeri
Cloração
sim
Água
HPLC-UV
fotólise
não
Água
TiO2/UV
não
Água
TiO2/UV
não
Água
HPLC
D. magna
(PINKSTON; SEDLAK,
2004)
(DE LA CRUZ et al.,
2013)
(DE LA CRUZ et al.,
2013)
(IOANNOU et al., 2011)
TiO2/UV
sim
Água
LC-ESI-MS
V. fischeri
(ROMERO et al., 2011)
TiO2/UV
sim
Água
LC-MSD-TOF
V. fischeri
(ROMERO et al., 2011)
Salbutamol
TiO2/UV
sim
Água
LC-MS
V. fischeri
(SAKKAS et al., 2007)
sulfaclorpiridazina
TiO2/UV
sim
Água
LC-MS/MS
Fotólise
não
água, lago, esgoto
(BAEZA; KNAPPE, 2011)
H2O2/UV
não
água, lago, esgoto
(BAEZA; KNAPPE, 2011)
Fotólise
não
água, lago, esgoto
(BAEZA; KNAPPE, 2011)
Fotólise
não
água, lago, esgoto
(BAEZA; KNAPPE, 2011)
H2O2/UV
não
água, lago, esgoto
(BAEZA; KNAPPE, 2011)
Ozonólise
sim
Água
CG-MS
Sulfapiridina
TiO2/UV
sim
Água
LC-MS/MS
Sulfisoxazol
TiO2/UV
sim
Água
LC-MS-MS
(YANG et al., 2010)
Tamoxifeno
TiO2/UV
sim
Água
HPLC-UV-VIS
(YURDAKAL et al., 2007)
Ofloxacino
Oxitetraciclina
Propranolol
Sulfadiazina
Sulfametoxazol
Foto-fenton/luz
solar
Chlorella vulgaris
(MICHAEL et al., 2012a)
(HAPESHI et al., 2010)
(PEREIRA et al., 2011a)
(YANG et al., 2010)
cultura de célula
(YARGEAU et al., 2008)
(YANG et al., 2010)
39
Fármaco
Tetraciclina
Trimetropina
TiO2/UV
Avaliação de
subproduto
sim
TiO2/UV
não
Água
Cloração
sim
Água
Tratamento
Tipo de água
Análise química
Água
CG-MS
Teste de toxicidade
Referência
(YURDAKAL et al., 2007)
(REYES et al., 2006)
LC-MS
(DODD; HUANG, 2007)
S. saccharatum
L. sativum
S. alba
D. magna
Foto-fenton/luz
solar
não
Esgoto
Fotólise
não
água, lago, esgoto
(BAEZA; KNAPPE, 2011)
H2O2/UV
não
(BAEZA; KNAPPE, 2011)
Solar Fenton
sim
Fotólise
sim
TiO2/ luz solar
sim
água, lago, esgoto
água, simulação de
água doce e esgoto e
efluente
água e simulação de
água do mar
água e simulação de
água do mar
UPLC-MS/MS
(MICHAEL et al., 2012a)
UPLC-MS-qTOF
V. fischeri
(MICHAEL et al., 2012b)
LC-MS-TOF
V. fischeri
(SIRTORI et al., 2010)
LC-MS-TOF
V. fischeri
(SIRTORI et al., 2010)
40
3.6 Captopril
3.6.1 Farmacologia e farmacodinâmica
O Captopril (CPT) é um fármaco anti-hipertensivo que diminui a pressão arterial
atuando na inibição da enzima conversora de angiotensina (ECA). É empregado na
terapêutica em esquemas de monoterapia ou em associações para o tratamento de pacientes
com hipertensão arterial na terapia anti-hipertensiva e também no tratamento da insuficiência
cardíaca, infarto do miocárdio e nefropatia diabética (MARCATTO et al., 2005; AZEVEDO;
RIBEIRO; ARAÚJO, 2008; SOARES et al., 2012).
No mercado nacional, o captopril se apresenta na forma farmacêutica encapsulada e
comprimidos. As concentrações mais usuais são 12,5, 25 e 50 mg por comprimido, sendo que
a dose diária máxima durante o tratamento pode ser de até 450 mg de CPT por dia
(AZEVEDO; RIBEIRO; ARAÚJO, 2008).
De todo o CPT administrado de modo oral, cerca de 68 a 76% são absorvidos pelo
trato gastrointestinal. A eliminação do captopril é realizada principalmente pela via renal,
sendo que no período de 24 horas, mais de 95% da dose absorvida e eliminada pela urina,
cerca de 40 a 50% na forma inalterada e o restante na forma de dímero de dissulfeto de
captopril e dissulfeto de captopril-cisteína (AZEVEDO; RIBEIRO; ARAÚJO, 2008;
MAHMOUD; KUMMERER, 2012).
3.6.2 Farmacovigilância
O uso do CPT no tratamento de hipertensão pela população é extenso. Vários artigos
foram publicados atualmente apresentando a frequência do uso deste medicamento no Brasil.
Um estudo verificou que 25,7% dos pacientes internados em um hospital universitário,
no primeiro semestre de 2005, tiveram prescrição do CPT precedendo a elevação da pressão
arterial (OLIVEIRA et al., 2008). Silva e colaboradores (2007) avaliaram o perfil do
tratamento da insuficiência cardíaca no ambulatório de Insuficiência Cardíaca e Transplante
do Instituto do Coração, do Hospital das Clínicas da Faculdade de Medicina da Universidade
de São Paulo. O resultado obtido foi próximo do preconizado pelas diretrizes,
aproximadamente 95% dos pacientes recebem inibidor de IECA (captopril ou enalapril).
Em uma avaliação dos principais fármacos utilizados no tratamento da hipertensão no
Centro de Saúde de Rincão, durante período de outubro a dezembro de 2007, o CPT tinha
41
prevalência de 42% dos prontuários em paciente de monoterapia e houve predominância a
associação de CPT e hidroclorotiazida em 30% das prescrições avaliadas, seguida da
associação de furosemida e CPT em 12% das prescrições (VERONEZ; SIMÕES, 2008).
Outro estudo indicou que 25% dos idosos da Unidade Municipal de Saúde de Jaú-SP fazem
uso de anti-hipertensivos. Dentre os anti-hipertensivos com maior ocorrência estão os
inibidores da enzima conversora de angiotensina (IECA) com prevalência de 11,15%, sendo
que CPT é um dos princípios ativos encontrados (SIMÕES; MARQUES, 2005).
3.6.3 Características físico-químicas
Captopril (S)-1-(3-mercapto-2-metil-1-oxopropil)-1-prolina) é o nome químico do
captopril (FIGURA 8). As propriedades físico-químicas deste fármaco estão expressas na
TABELA 5. O CPT apresenta elevada susceptibilidade à degradação oxidativa (MARCATTO
et al., 2005; INMETRO, 2012; MAHMOUD; KUMMERER, 2012).
FIGURA 8 Estrutura química do captopril.
TABELA 5 Propriedades físico-químicas do captopril.
Fórmula molecular
Peso molecular
C9H15NO3S (captopril); C18H28N2O6S2 (dissulfeto)
217,0774g/mol (captopril)
432,5576g/mol (dissulfeto)
Forma e cor
Pó cristalino branco
Odor
Ligeiro odor de ácido sulfidrila
Ponto de fusão
103-104ºC
Constantes de dissociação
pKa1= 3,7; pKa2= 9,8
Coeficiente octanol/água (log KOW) 0,34
Solubilidade
Sol vel em água (160 mg/L), acetonitrila, metanol,
etanol, cloreto de metileno, moderadamente solúvel em
clorofórmio, acetato de etila
Fonte: (INMETRO, 2012; MEDICINE, 2014).
42
A degradação é promovida pela elevada temperatura e umidade, com formação de
quantidades crescentes do dímero, dissulfeto de captopril. Esta degradação se intensifica com
o pH>4 através de um complexo mecanismo, envolvendo a função tiol (Erro!
Autoreferência de indicador não válida.), portanto as soluções aquosas deste fármaco
devem ser analisadas imediatamente após preparo (MARCATTO et al., 2005; INMETRO,
2012; MAHMOUD; KUMMERER, 2012).
FIGURA 9 Oxidação do captopril a dissulfeto de captopril.
O espectro de absorção do CPT em meio aquoso (FIGURA 10), realizado entre as
faixas de 190 a 250 nm, mostra que há um pico no comprimento de onda máximo de 200 nm,
indicando que o CPT é capaz de absorver energia na faia do UV. Comparando com a
TABELA 3, a qual está descrito os comprimentos emitidos pelos diferentes tipos de luz UV,
percebe-se que lâmpada UV-C emite energia entre 100 a 279 nm, comprimentos de onda
compatível com a faixa de absorção do CPT.
FIGURA 10 Espectro de absorção de uma solução aquosa de captopril (10mgL-1).
Absorbância
0.15
0.10
0.05
0.00
190
200
210
220
230
Comprimento de onda
240
250
43
3.6.4 Informações ecológicas e toxicológicas
Os componentes da formulação e seus produtos de degradação são potencialmente
tóxicos para o meio ambiente. Sendo assim, não devem ser descartados na rede de esgoto, em
coleções de água ou no solo. A persistência do CPT em coleções de água e solo é baixa e sua
mobilidade no solo é média, apresentando potencial de bioacumulação baixo (INMETRO,
2012).
Quanto aos dados toxicológicos, o CPT possui poder teratogênico em humanos, pois é
capaz de atravessar a barreira placentária, e no período de lactação se apresenta no leite
materno. Quanto à carcinogenicidade, não está listado como substância carcinogênica pela
American Conference of Industrial Hygienists (ACGIH), International Agency for Research
on Cancer (IARC), National Institute for Occupational Safety and Health (NIOSH), National
Toxicology Program (NTP) ou Occupational Safety and Health Administration (OSHA). Os
dados de mutagenicidade não estão disponíveis (INMETRO, 2012).
3.6.5 Presença no meio ambiente
Na área ambiental, o CPT é um fármaco muito pouco estudado. Relatos de sua
presença em água só foram divulgados por Salgado e colaboradores (2012). Estes autores
monitoraram 65 fármacos, dentre estes o CPT, em cinco estações de tratamento de esgoto em
Portugal, em duas campanhas. Analisando o afluente da estação, dentre as 10 amostragens,
em 5 foram encontrados o CPT, concentração máxima de 32 ± 2 ng.L-1, analisando o efluente
da estação, dentre as 9 amostragens, em 1 foi encontrado na concentração de
1,376 ± 56 ng.L-1 (SALGADO et al., 2010).
3.7 Fundamentos das técnicas envolvidas
3.7.1 Cromatografia Líquida de Ultra Eficiência acoplada a Espectrometria de Massas de
Ala Resolução
A análise de fármacos em amostras ambientais exige a utilização de técnicas analíticas
mais sofisticadas pelo fato destes compostos, muitas vezes, estarem em misturas complexas e
em baixas concentrações. Sendo assim, os métodos para estas análises precisam ser capazes
44
de separar, identificar e quantificar os compostos químicos com alta sensibilidade e
especificidade (FATTA-KASSINOS; MERIC; NIKOLAOU, 2011).
A espectrometria de massas (do inglês mass spectrometry - MS) acoplado à
cromatografia líquida (do inglês liquid chromatography – LC) é uma técnica analítica de alta
sensibilidade e seletividade, considerado um dos métodos instrumentais mais qualificados
para análises de amostras ambientais (BARCELÓ; ELJARRAT; PETROVIC, 2005;
DALMÁZIO et al., 2005; KASPRZYK-HORDERN; DINSDALE; GUWY, 2008a).
Basicamente, a análise através da MS consiste na geração de íons com base em
compostos (orgânicos ou inorgânicos) por meio de um método de ionização apropriado. Em
seguida, os íons são separados por meio de sua relação massa/carga (m/z) em um analisador
de massas e detectados qualitativamente e ou quantitativamente por meio de um detector. O
sinal elétrico é coletado em função da razão m/z, e convertido por um processador de dados, o
qual gera o espectro de massas correspondente (FIGURA 11) (HOFFMANN; STROOBANT,
2007).
FIGURA 11 Componentes de um Espectrômetro de massas.
Fonte: adaptado de (HOFFMANN; STROOBANT, 2007).
Através da determinação precisa da razão massa/carga dos analitos, a espectrometria
de massas é capaz de fornecer informação sobre: (i) a composição elementar de amostras; (ii)
a estrutura molecular; (iii) a composição qualitativa e quantitativa de misturas complexas; (iv)
a estrutura e a composição de superfícies sólidas e as proporções isotópicas de átomos em
amostras (ARDREY, 2003)
Existe uma grande variedade de técnicas de ionização (FIGURA 12), cuja escolha
deve levar em conta as propriedades físico-químicas do analito e a energia transferida durante
o processo de ionização (HOFFMANN; STROOBANT, 2007).
45
FIGURA 12 Técnicas de ionização.
Fase Gasosa
•Ionização por elétrons (EI -Electron Ionization)
•Ionização Química (CI – Chemical Ionization)
Fase Líquida
•Ionização por Electrospray (ESI)
•Ionização Química a Pressão Atmosférica (APCI – Atmospheric
Pressure Chemical Ionization)
•Fotoionização em pressão atmosférica (APPI)
•Thermospray
•Plasma iduticamente acoplado (ICP)
Fase Sólida
•Ionização e Dessorção por Laser Assistida por Matriz (MALDI –
Matrix Assited Laser Dessorption Ionization)
•Íons Secundários (SI – Secondary Ions)
•Dessorção por Plasma (PD – Plasm Dessorption)
•DESI
•DART
Fonte: (HOFFMANN; STROOBANT, 2007)
Os tipos de analisadores mais utilizados são: quadrupolos (Q), armadilha de íons (Íon
Trap), tempo de vôo (TOF – Time of Flight), setor elétrico (E) e setor magnético (B),
ressonância ciclotrônica de íons com Transformada de Fourier (FT-ICR – Fourier-Transform
Ion Cyclotron Resonance) e configurações híbridas, por exemplo, IT-TOF (HOFFMANN;
STROOBANT, 2007).
A ESI é técnica de ionização mais utilizada para análise de substâncias polares e
determinação de produtos de degradação em matrizes complexas (DALMÁZIO et al., 2005;
KASPRZYK-HORDERN; DINSDALE; GUWY, 2008b; NARAYANAM et al., 2014).
Na ESI, o analito de interesse contido na fase móvel, passa através de um capilar de
metal extremamente fino, na pressão atmosférica, sob alta tensão (geralmente entre 3 a 5kV
para a produção de íons positivos, e entre - 2,5 a -3,5 kV para a produção de íons negativos).
Na saída do capilar são formadas aerossóis de microgotas carregadas, que são dessolvatadas
por um fluxo contínuo de gás seco (geralmente N2). À medida que ocorre a dessolvatação, o
tamanho das gotas é reduzido e a densidade de carga da superfície da molécula aumenta até o
46
momento em que as forças repulsivas de Coulomb, entre as cargas superficiais, exceder as
tensões superficiais, levando às divisões consecutivas das microgotas iniciais. As reações de
transferência de cargas acontecem ainda em meio líquido, na superfície das gotículas. As
transferências destes íons para a fase gasosa no ESI são explicadas pelos modelos de íonevaporação, modelo de carga residual ou pelo modelo eletroquímico, entretanto, espera-se que
todos estes processos de transferência de íons para a fase vapor acontecem
concomitantemente, dependendo do analito e das condições operacionais da fonte de
ionização (FIGURA 13) (KOSTIAINEN; KAUPPILA, 2009; RODRIGUES, 2012).
FIGURA 13 Esquema de ionização por ESI.
Fonte: (RODRIGUES, 2012).
Este método de ionização é considerado de baixa energia, pois envolve reações de
transferência de cargas, pela protonação e desprotonação ainda em fase líquida. Sendo assim,
consegue formar íons dos analitos com elevada estabilidade, sem induzir a fragmentações ou
degradação térmica dos analitos. É possível produzir, também, íons com múltiplas cargas,
dependendo das massas moleculares dos analitos (BARCELÓ; ELJARRAT; PETROVIC,
2005; NARAYANAM et al., 2014).
Vários analisadores híbridos foram propostos. Um exemplo de analisador híbrido é a
configuração IT-TOF. O IT é usado para acumular íons e selecioná-los, além de realizar
fragmentações antes de passar para o TOF. O TOF é utilizado para a análise de massas. Com
esta configuração (FIGURA 14), é possível obter alta exatidão de massa e alta resolução
(10.000 FWHM a 1000 m/z) em todos os modos MS (HOFFMANN; STROOBANT, 2007;
SHIMADZU, 2012).
47
FIGURA 14 Configuração do híbrido IT-TOF.
Fonte: adaptado de (SHIMADZU, 2012)
3.7.2 Carbono Orgânico Total – COT
A diminuição da concentração de carbono orgânico total (COT) presente na água é um
parâmetro que avalia a eficiência de um sistema de tratamento. O COT fornece
quantitativamente a soma de todos os carbonos ligados organicamente em espécies orgânicas
dissolvidas e não dissolvidas. Portanto, o monitoramento a concentração do COT na água em
tratamento revela o quanto de matéria orgânica foi removida, isto é, se ocorreu mineralização
da matéria orgânica ou somente transformou a matéria orgânica em outra mais fragmentada
(BELTRÁN; AGUINACO; GARCÍA-ARAYA, 2010).
O carbono está presente na amostra em duas formas: carbono inorgânico (CI) e
carbono orgânico (CO). Os CI são os minerais, dióxido de carbono, ácido carbônico e suas
espécies dissociadas. Resíduos de animais, plantas, micro-organismos em diferentes estados
de decomposição, substâncias húmicas e microcontaminantes são considerados a fração
orgânica, o CO da amostra.
Podem-se classificar os tipos de método para determinação do carbono orgânico total
em direto e indireto. Em geral as metodologias têm o mesmo princípio: converter todas as
diferentes formas de carbono em uma forma simples, dióxido de carbono, que é mais
facilmente quantificado. No método direto, remove o CI por um tratamento ácido e mede-se o
CO2, e depois, com outra alíquota da amostra faz a medição do carbono total (CT). No
método indireto, o CT é medido através da oxidação de todo o carbono presente, e o CI é
medido na purga do gás do tratamento ácido ou por decomposição após a eliminação do CO 2,
o COT é obtido através de uma subtração matemática: o COT é igual ao CT menos o CI
48
contido na amostra (BISUTTI; HILKE; RAESSLER, 2004; VISCO; CAMPANELLA;
NOBILI, 2005).
3.7.3 Teste de ecotoxicidade
3.7.3.1 Artemia salina
A Artemia salina (FIGURA 15) é um micro crustáceo encontrado em águas salgadas
(TABELA 6), mas é utilizada como alimento vivo para peixes ornamentais. Em laboratórios a
A. salina tem sido largamente utilizada como organismo bioindicador em testes de toxicidade
aguda (KOUTSAFTIS; AOYAMA, 2007; PIMENTEL et al., 2011).
FIGURA 15 Artemia salina.
Fonte: (NATUREPHOTO-CZ, 2010).
Os testes de toxicidade aguda têm como objetivo avaliar a sobrevida de indivíduos
expostos a um agente ou amostra a ser analisada, por um determinado período de tempo. A A.
salina tem demonstrado razoável aceitabilidade, pois seu grau de tolerância em relação a um
fator ambiental é reduzido e específico, de modo que a letalidade desse organismo é utilizada
para identificação de respostas biológicas, onde as variáveis como a morte ou vida são as
únicas envolvidas. Além da sensibilidade a vantagem de se utilizar a A. salina é decorrente ao
baixo custo, rapidez e ser de fácil manuseio. A determinação da toxicidade é realizada através
do percentual de mortalidade dos crustáceos (MEYER et al., 1982; KOUTSAFTIS;
AOYAMA, 2007; PIMENTEL et al., 2011).
49
TABELA 6 Classificação científica da Artemia salina.
Classificação científica
Reino
Animalia
Filo
Arthropoda
Subfilo
Crustacea
Classe
Branchiopoda
Ordem
Anostraca
Família
Artemiidae
Gênero
Artemia
Fonte: adaptado de (PIMENTEL et al., 2011).
3.7.3.2 Teste de Ames
O teste de Ames foi desenvolvido por Bruce Ames e colaboradores na década de 1970.
O teste emprega cepas de Salmonella typhimurium derivadas da linhagem parental LT2
dependente de histidina, apresentando diferentes mutações no operon deste aminoácido. Estas
cepas foram especialmente construídas para detectar mutações do tipo deslocamento de
quadro de leitura ou substituição de pares de base (MARON; AMES, 1983).
O princípio do teste se baseia na incapacidade destas cepas de sintetizar o aminoácido
histidina (histidina dependentes), consequentemente, as cepas são incapazes de crescerem e
formarem colônias na ausência deste aminoácido. Novas mutações no local dessas préexistentes, ou nas proximidades dos genes, podem restaurar a função do gene e permitir que
as células sintetizem histidina, podendo crescer na ausência de histidina e formar colônias.
Por esta razão, o teste é muitas vezes referido como um “ensaio de reversão". A frequência de
reversão é medida pela contagem de colônias que crescem no meio mínimo após a exposição
de uma população de células a um agente mutagênico.
Os agentes mutagênicos podem ser divididos em mutágenos diretos ou indiretos
(promutágenos). Os mutágenos diretos possuem ação diretamente no DNA, já os mutágenos
indiretos são substâncias que não tem ação "per se" sobre o DNA, entretanto quando
metabolizados no organismo, são convertidas em compostos altamente reativos com o DNA.
As cepas mais utilizadas para a realização do teste de Ames são as cepas TA100 e
TA98. A cepa TA100 detecta mutágenos que causam substituição de pares de bases, enquanto
que a TA98 detecta mutágenos que causam deslocamento do quadro de leitura do DNA.
Apesar das linhagens bacterianas utilizadas no teste de Ames não apresentarem
enzimas de metabolização, ainda é possível detectar agentes mutágenos indiretos por este
teste. Para agentes mutágenos indiretos é necessário incluir homogenados de fígado de
mamíferos, por exemplo, de ratos, este homogenado é denomidade de mistura S9. Em alguns
50
casos o sistema de metabolização pode inativar compostos mutagênicos, contudo é necessário
realizar o teste na presença e na ausência da mistura S9 (MARON; AMES, 1983).
O teste de Ames é o principal teste empregado na avaliação de mutagenicidade de
produtos químicos puros, de amostras atmosféricas e de amostras ambientais líquidas, tanto
efluentes industriais como de corpos d'água que os recebem, além de água tratada.
Nos Estados Unidos da America o teste de Ames é bastante difundido. Desde 1989, a
agência de proteção ambiental USEPA (United States Environmental Protectuin Agency)
inseriu em seu programa "Clean Water Act" o procedimento para análise de poluentes
utilizando o teste de Ames. No estado de Nova Jérsia, é necessário realizar o teste de Ames
nos efluentes industriais para a obtenção da licença de funcionamento e instalação das
indústrias (FERRAZ, 2008).
No Brasil, a Companhia de Tecnologia de Saneamento Ambiental (CETESB) incluiu o
teste de Ames na rede de monitoramente de suas águas, com o intuito de avaliar a qualidade
das águas, quanto à atividade genotóxica de determinadas classes de compostos presentes nas
amostras coletadas (CETESB, 2014). No estado do Rio Grande do Sul, a Resolução Consema
nº 129/2006 exige a realização do teste de Ames nos efluentes líquidos lançados em águas
superficiais do estado (BRASIL, 2006).
A mutagenicidade pode ser determinada através da razão de mutagenicidade (RM)
para cada dose analisada. O RM é a média do número de revertentes da placa teste (mutação
espontânea e induzida) dividido pela média do número de revertentes por placa de controle
negativo (mutação espontânea). Considera-se uma amostra como positiva quando o RM for
maior ou igual a dois em pelo menos uma das doses ensaiadas. Quando o RM não atingir o
valor dois, mas a amostra apresenta uma relação linear entre as doses e o número de
revertantes por placa (ou vice-versa), considera-se que a amostra apresenta indícios de
mutagenicidade (VALENT, 1990).
51
4 MATERIAIS E MÉTODOS
4.1 Limpeza de vidrarias
As vidrarias utilizadas no desenvolvimento desta pesquisa foram submetidas a um
processo de limpeza criterioso com o intuito de evitar contaminação da amostra com outras
substâncias. As vidrarias foram lavadas duas vezes com Extram® (2,5%) e posteriormente
enxaguadas exaustivamente com água corrente e, em seguida, enxaguadas com quantidade
suficiente de água ultrapura para retirar os vestígios de água de torneira. Após esta etapa,
todas as vidrarias foram mantidas imersas em solução de ácido nítrico 20% durante 24 horas
ou ultrassonificadas por 60 minutos. Em sequência foi realizado um enxágue com água
ultrapura até a completa remoção do ácido nítrico e finalmente as vidrarias foram secas em
estufa a 60 °C e, quando volumétricas, secas ao ar, e somente os frascos utilizados para
análise de carbono orgânico total ficaram na estufa a 250°C por 4 horas.
4.2 Reagentes e consumíveis
Água ultra-pura foi adquirida através de um sistema de troca iônica (TKA
Wasseraufbereitungssysteme®, Alemanha). A acetonitrila (J. T. Baker®) e ácido fórmico 88%
(J. T. Baker®) grau HPLC, dióxido de titânio anatase (Quimesp®), captopril (Pharma
Nostra®).
4.3 Ensaios de Fotodegradação
Para avaliar a degradação do fármaco perante fotocatálise heterogênea com TiO2
suspenso, foram realizados ensaios de fotólise, hidrólise e adsorção e dessorção do fármaco.
Isto com a finalidade de comparar os processos e subtrair a ação de cada processo
isoladamente na fotocatálise heterogênea.
Os quatros ensaios foram realizados concomitantemente (FIGURA 17) conduzidos no
equipamento Jartest da marca Nova Ética®, modelo 218-6 LDB. Foram necessárias algumas
adaptações para a execução dos experimentos: (i) as cubas de acrílico do equipamento foram
substituídas por cubas de material de vidro para evitar a adsorção do fármaco; (ii) durante os
ensaios foi acoplado um phmetro para acompanhar constantemente do pH durante as
oxidações químicas; (iii) nos ensaios da fotocatálise e fotólise foram adaptados na cuba
52
lâmpadas ultravioletas germicidas (PL-S, Philips®) com potência nominal de 9W (potência
total de 27 W), que emitem luz no comprimento de onda na faixa de 100 a 279 nm (UV-C).
A FIGURA 16 mostra um esquema simplificado que apresenta os quatro ensaios
realizados simultaneamente no sistema de degradação, e a FIGURA 17 mostra o sistema real
do Jartest adaptado para os ensaios.
FIGURA 16 Ensaios envolvidos com a fotocatálise.
FIGURA 17 Sistema Jartest adaptado para os ensaios.
A fotocatálise heterogênea é caracterizada por possuir uma fonte de radiação capaz de
excitar um catalisador sólido do meio produzindo radicais hidroxilas, degradando a matéria
53
orgânica. Dessa forma, foi proposta a utilização de três lâmpadas fluorescentes e o catalisador
TiO2 na forma de suspensão na solução a ser tratada fotocataliticamente.
A fotólise se constitui pela emissão de radiação da luz UV na solução de fármaco.
Portanto se propôs a utilização da radiação idêntica ao da fotocatálise heterogênea, três
lâmpadas fluorescentes.
A hidrólise ocorreu somente com a agitação da solução do fármaco no aparelho de
Jartest, sem a adição do catalisador e na ausência da fonte de emissão de radiação.
Por sua vez, o ensaio de adsorção/dessorção foi proposto para verificar se o catalisador
adsorve o fármaco da solução. Sendo assim, adicionou-se o catalisador em condições
idênticas à fotocatálise à solução de fármaco na ausência de luz UV-C.
As cubas onde foram realizados os experimentos que utilizam a luz UV-C foram
revestidas externamente com material refletivo (folha de alumínio), para garantir que
irradiação aplicada não se dissipasse para o meio. As demais cubas foram revestidas com
material opaco para não permitir a entrada da irradiação externa.
Os experimentos foram realizados utilizando concentrações iniciais de 10 mg.L-1 do
fármaco captopril. Embora essa concentração seja superior àquelas encontradas no meio
ambiente, ela foi adotada para realizar a análise de caracterização molecular, dispensando os
procedimentos de preparo das amostras, além de permitir a identificação dos subprodutos
formados em baixas concentrações.
As soluções de fármacos foram preparadas separadamente em suas respectivas cubas
no Jartest (2000 mL). Em razão do captopril ser muito solúvel em água, as soluções ficaram
sob agitação por 20 minutos antes de iniciar os ensaios. Após esse tempo adicionou-se TiO2
(concentração final de 120 mg.L-1) nas cubas da fotocatálise e da adsorção/dessorção. Após
esta adição, agitou-se por mais 10 minutos para a homogeneização da suspensão. Durante os
testes de degradação o Jartest esteve em operação com uma rotação de 250 rpm.
Os ensaios foram realizados à temperatura ambiente de 22 ± 1 °C, durante um período
de 2 horas, e as amostras foram coletadas em frascos de vidro âmbar nos tempos de 0, 5, 10,
15, 30, 60 e 120 minutos. TABELA 7 é o protocolo seguido para a realização do processo
oxidativo.
54
TABELA 7 Protocolo da fotodegradação.
Tempo (min)
- 30
-10
0
5
10
15
30
60
120
Procedimento
Adição de fármaco e água
Adição de TiO2 nas cubas de fotocatálise e adsorção e dessorção
Início dos ensaios /Ligar as lâmpadas /Coletar ponto 0
Coletar ponto 1
Coletar ponto 2
Coletar ponto 3
Coletar ponto 4
Coletar ponto 5
Coletar ponto 6
As alíquotas coletadas referentes aos experimentos de fotocatálise heterogênea e
adsorção/dessorção foram centrifugadas a 5000 rpm por 30 minutos (centrífuga excelsa baby
I® modelo 206 - Fanem, São Paulo - Brasil), para a remoção do catalisador TiO2, o
sobrenadante foi recuperado e armazenado. Após a oxidação as amostras foram prontamente
analisadas.
4.4 Determinações analíticas
4.4.1 Espectrometria de Massas
As determinações e as análises semi-quantitativas do fármaco, bem como seus
subprodutos, formados nos processos oxidativos, foram realizadas por espectrometria de
massas e cromatografia líquida de ultra eficiência acoplada à espectrometria de massas (Ultra
Performance Liquid Cromatograph/ Mass Spectrometry, UPLC/MS) (FIGURA 18).
O espectrômetro de massas (Shimadzu®, LC/IT/TOF) possui dois analisadores de
massa em série. O primeiro é a armadilha de íons (IT), e o segundo é o tempo de vôo (TOF),
que confere alta sensibilidade e resolução na obtenção de espectros.
A interface entre o UPLC e o espectrômetro de massas consiste em uma fonte de
ionização por electrospray operada no modo negativo (-3,5 kV) e no modo positivo (+4,5kV)
simultaneamente. Utilizando-se fluxo de gás de nebulização (N2) constante a 1,5 L.min-1,
pressão do gás de secagem (N2) igual a 130 kPa e temperatura do CDL (curved dessolvation
line) igual a 200°C.
55
FIGURA 18 Cromatógrafo líquido acoplado ao espectrômetro de massas - LC-MS-IT-TOF (Shimadzu).
Foram realizados dois métodos de análise no espectrômetro de massas, o primeiro
método consistiu na injeção direta ESI-MS das amostras no espectrômetro de massas e o
segundo utilizou-se o sistema cromatográfico. Os dois métodos estão descritos
detalhadamente a baixo.
4.4.1.1 Injeção direta ESI-MS
As amostras foram introduzidas diretamente na fonte ESI através do amostrador
automático do UPLC. Foi injetado um volume total de 8 µL de amostra, em um fluxo de
0,2 mL.min-1 de acetonitrila com ácido fórmico 0,1%. O tempo de acumulação de íons no
octapolo foi definido como 10 ms. A faixa de razão massa/carga (m/z) analisada foi de
100 m/z a 600 m/z.
4.4.1.2 Cromatografia Líquida acoplada à Espectrometria de Massas de Alta Resolução
O cromatógrafo líquido utilizado é equipado com um sistema binário de bombas
(modelo LC-30AD Shimadzu®) e um amostrador automático (modelo SIL 30AC Shimadzu®). Para a separação cromatográfica utilizou-se uma pré-coluna e a coluna
nucleosil® 100-5 CN, 100 Å, 250 mm, 5 µm, 4.6 mm (Macherey Nagel). Esta coluna é
constituída por sílica modificada com grupos cianos, os quais lhe confere uma certa
polaridade, sendo assim, a separação cromatográfica baseia-se em interações π-π, interações
polares e interações hidrofóbicas.
A fase móvel utilizada para a cromatografia foi água com o modificador de fase ácido
fórmico 0,1% (fase A) e acetonitrila com o modificador de fase ácido fórmico 0,1% (fase B).
56
O volume de amostra injetado foi de 15 µL e o fluxo da fase móvel igual a 1,0 mL.min-1. A
corrida cromatográfica foi realizada no modo gradiente, apresentado na TABELA 8.
TABELA 8 Corrida cromatográfica.
Tempo (min)
00.00
03.00
16.00
18.00
22.00
27.00
Concentração da fase B (%)
30
30
90
90
30
30
Antes de entrar na interface, o fluxo da fase móvel foi dividido para um fluxo no ESI
de 0,2 mL.min-1. Foi realizado uma varredura da cromatografia no tempo de 0 a 18 minutos,
com aquisição da razão massa/carga na faixa de 100 a 600 m/z. Os parâmetros da interface
utilizados foram descritos anteriormente. Realizaram-se as análises de MS e MS/MS
automático para os íons de maior intensidade. O tempo de acumulação de íons no octapolo foi
de 10 ms para o MS e 50 ms para o MS/MS. A energia de colisão e o gás de colisão em 50%.
4.4.2 Carbono Orgânico Total
As análises de carbono orgânico total (COT) foram realizadas no instrumento Thermo
Scientific® HiPerTOC (FIGURA 19), pertencente ao Laboratório de Bio&Hidrometalurgia do
Departamento de Engenharia Metalúrgica e de Materiais da Universidade Federal de Ouro
Preto. O princípio de funcionamento baseia-se na oxidação do carbono a alta temperatura
(1000°C). É obtido o valor de carbono total e carbono inorgânico, e o valor de carbono
orgânico total é obtido pela diferença dos outros dois anteriores.
FIGURA 19 Thermo Scientific HiPerTOC.
57
4.5 Teste de Ecotoxicidade
4.5.1 Artemia salina
Para avaliar a toxicidade dos subprodutos do CPT, formados na fotocatálise
heterogênea, foram realizados testes de ecotoxicidade aguda com o crustáceo Artemia salina
(artemia). Utilizou-se uma adaptação da metodologia de Meyer e colaboradores, 1982.
Para a eclosão das artermias foi utilizado um recipiente de politereftalato de etileno
com formato cônico. Neste recipiente foi adicionado água salina 35% (38 gramas de sal
marinho para cada litro de água), ovos de Artemia salina e adaptado um aerador. A eclosão
durou 24 horas, durante esse tempo foi mantida uma lâmpada incandescente com filamento de
tungstênio de 100 W de potência e a temperatura da sala de 23°C.
O teste de toxicidade utilizando a A. salina foi realizado com as amostras submetidas à
fotocatálise e fotólise, em todos os tempos coletados (0, 5, 10, 15, 30, 60 e 120 minutos) em
triplicata. Utilizandou-se frascos de vidro, para cada amostra, adicionaou-se 1 mL de água
salina, 10 larvas de A. salina e 4 mL da amostra. Como controle positivo utiliou-se água
salina e como controle negativo dicromato de potássio 30 ppm.
As larvas foram incubadas na presença de luz, por 24 horas. Cessado o tempo de 24
horas, realizou-se a contagem visual do número de crustáceos, mortos e sobreviventes, e o
resultado apresentado foi em porcentagem de sobreviventes.
4.5.2 Teste de Ames
Os testes de Ames foram realizados no Laboratório de Biologia e Tecnologia de
Micro-organismos do Departamento de Ciências Biológicas do Instituto de Ciências Exatas e
Biológicas da Universidade Federal de Ouro Preto. Obedecendo a metodologia proposta por
Maron e Ames (1983).
O teste foi realizado com a amostra da fotocatálise no tempo de 120 minutos, diluída
em 10 vezes. A partir desta diluição foi realizado sucessivas diluições, obtendo concentrações
finais de 0,75, 0,50, 0,25 e 0,01 mg/L. Cada amostra foi testada com as cepas TA98 e TA100
com e sem a mistura S9, em triplicata. O controle negativo utilizou água milli-Q (em
quintuplicata) e o controle positivo utilizou dois compostos sabidamente mutagênicos (azida
sódica e fluorenamina), realizando-os em duplicata. Um esquema resumido das etapas do
ensaio está apresentado na FIGURA 20.
58
FIGURA 20 Esquema simplificado do teste de Ames.
59
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1 Eficiência da degradação e mineralização do captopril
5.1.1 Hidrólise e adsorção/dessorção
Para verificar a eficiência do processo de fotocatálise é de extrema importância avaliar
os efeitos da hidrólise, adsorção/dessorção. No gráfico apresentado na FIGURA 21, está
plotado a área do íon CPT desprotonado (m/z 216,0700) normalizada em função do tempo
dos ensaios de hidrólise e adsorção/dessorção com TiO2.
FIGURA 21 Gráfico de monitoramento do captopril nos ensaios de hidrólise e adsorção/dessorção.
120
A/A0 (%)
100
Hidrólise
Adsorção/Dessorção
80
60
40
20
0
0
30
60
90
120
Tempo
Por meio do gráfico apresentado na FIGURA 21, percebe-se que durante os ensaios de
hidrólise não houve mudanças significativas na concentração do fármaco, justificado pelas
áreas dos íons do CPT, que permanecem praticamente constantes durante os 120 minutos do
ensaio. Ainda neste gráfico, verifica-se que, assim como ocorreu na hidrólise, a concentração
do CPT não sofreu grandes alterações durante o ensaio de adsorção/dessorção (REYES et al.,
2006; ZHANG et al., 2008).
Através destes resultados pode-se admitir que qualquer alteração na concentração do
CPT durante a fotocatálise e fotólise não é atribuída à hidrólise do fármaco, ou a
adsorção/dessorção ao catalisador.
60
5.1.2 Fotólise
A área do CPT normalizada em função do tempo da fotólise (UV-C), extraída da área
normalizada do pico cromatográfico do CPT desprotonado (m/z 216,0700) para cada tempo
de coleta do ensaio, está apresentada no gráfico da FIGURA 22.
FIGURA 22 Gráfico de monitoramento do captopril perante fotólise.
100
A/A0 (%)
80
60
40
20
0
0
30
60
90
120
Tempo
Nota-se que as áreas normalizadas do fármaco foram gradativamente reduzidas à
aproximadamente 6,5% da área inicial, durante os 120 minutos de reação. Estes dados
permitem concluir que a fotólise é capaz de degradar este fármaco.
5.1.2.1 Mineralização
O fármaco pode sofrer reações químicas formando intermediários (subprodutos) até
chegar à mineralização completa, CO2 e água. A extensão da reação pode ser investigada pela
análise de carbono orgânico total (COT), que mede a quantidade de carbono orgânico
presentes, no início e no final do ensaio. O gráfico da FIGURA 23, exibe a redução do COT
durante o ensaio de fotólise. Observa-se que a redução apenas de 2,92%, o que permite
afirmar que o CPT está sendo degradado a intermediários (subprodutos da reação) e não a
CO2 e H2O.
61
FIGURA 23 Gráfico de porcentagem de remoção de COT.
Remoção de COT (%)
100
95
90
85
0
30
60
90
120
Tempo
Um estudo realizando a fotólise do CPT, foi utilizado uma lâmpada de amplo espectro
de 41 W que varia de 200 a 600 nm. A solução aquosa do fármaco foi irradiada por 512
minutos. Obteve-se a degradação total do CPT, mas não foi observada nenhuma
mineralização (MAHMOUD; KUMMERER, 2012). O resultado apresentado corrobora com o
resultado obtido no presente trabalho. Entretanto, mesmo utilizando uma condição
experimental diferente, pode se afirmar que a condição experimental do presente trabalho
apresenta uma eficiência maior, tendo em vista o tempo reacional de 120 minutos. Além
disso, foi observada uma taxa de mineralização de 2,92%, apesar de que alguns autores
afirmam que esta taxa de mineralização é ínfima e estatisticamente insignificante (ABELLÁN
et al., 2007; DE LA CRUZ et al., 2013).
Como discutido na revisão da literatura, o CPT absorve energia de comprimento de
onda de aproximadamente 200 nm, a mesma faixa de emissão da luz UV utilizada no ensaio.
Portanto, já se esperava que ocorresse degradação do fármaco no ensaio de fotólise,
corroborando assim, com o resultado obtido.
5.1.3 Fotocatálise heterogênea
Durante a fotocatálise heterogênea foi realizada o monitoramento do CPT através da
UPLC/HRMS. A FIGURA 24 apresenta os cromatogramas em uma sequência temporal do
monitoramento do CPT desprotonado ( m/z 216,0700) no decorrer do ensaio de fotocatálise.
62
FIGURA 24 Cromatograma de íon extraído do captopril durante a fotocatálise.
Os dados mostram que há uma redução na intensidade do pico cromatográfico (tempo
de retenção em 4,6 minutos) de acordo com o aumento do tempo reacional, principalmente
nos tempos de 60 e 120 minutos.
63
Na FIGURA 25, plotado a partir da área do CPT desprotonado (m/z 216,0700)
normalizada em função do tempo da fotocatálise (TiO2/UV-C). Nota-se que as áreas
normalizadas do fármaco foram gradativamente reduzidas, chegando a praticamente a zero
(0,14%) da área inicial no decorrer do ensaio. A degradação mais intensa ocorre a partir de 15
minutos, com degradação de 50% do inicial em 50 minutos de experimento.
FIGURA 25 Gráfico de monitoramento do captopril durante a fotocatálise.
100
A/A0 (%)
80
60
40
20
0
0
30
60
90
120
Tempo
5.1.3.1 Mineralização
A análise do COT é fundamental na avaliação da mineralização do fármaco perante o
processo. Sendo assim, o COT foi monitorado durante toda a fotocatálise e sua concentração
normalizada foi utilizada para plotar o gráfico da FIGURA 26.
FIGURA 26 Gráfico de porcentagem de remoção de COT.
Remoção de COT (%)
100
95
90
85
0
30
60
90
120
Tempo
A fotocatálise heterogênea do CPT apresentou uma remoção de COT de apenas 9,1%.
Mais de 50% do valor final do COT foram removidos nos primeiros 30 minutos de
64
experimento. Depois desse tempo, só ocorreu nova redução significativa após 60 minutos de
experimento. Com este resultado é possível afirmar que, assim como a fotólise, o CPT foi
degradado à intermediários, obtendo baixas taxas de mineralização.
Concluindo que diante dessas condições experimentais, o CPT é susceptível à fotólise
e à fotocatálise. Entretanto os subprodutos, que formam durante a reação, não apresentam este
perfil, caracterizando-os como substâncias recalcitrantes.
Durante o ensaio de fotocatálise foi monitorado o pH da solução. No início do
experimento o pH da solução era de 4,62. No decorrer do ensaio o pH foi diminuindo, ao final
do ensaio o pH era de 4,28.
5.2 Identificação dos subprodutos de degradação
Para a detecção e identificação dos subprodutos de degradação formados na
fotocatálise foi utilizado a ESI-MS como ferramenta. A FIGURA 27 apresenta os espectros de
massas no modo negativo gerado das amostras coletadas durante a fotocatálise.
65
FIGURA 27 Espectros ESI-MS no modo negativo obtido das alíquotas da degradação de CPT pela fotocatálise.
a) mostra-branco (água Milli-Q) e todos os tempos do ensaio; b) tempo de 60 e 120 minutos em uma escala
maior.
66
No primeiro espectro de massas, que apresenta a água milli-Q utilizada no ensaio,
observa-se apenas um pico de baixa intensidade ([M-H]- 239,1727). No início do ensaio,
tempo 0, é possível identificar o pico do CPT ([M-H]- 216,0700), do dissulfeto do captopril
([M-H]- 431,1313) e outros picos considerados como impureza da amostra. Na sequência
destes espectros percebe-se que do tempo 0, até o tempo de 30 minutos, não houve alterações
significativas no perfil dos espectros.
O perfil do espectro modifica no tempo de 60 minutos. Neste tempo ainda é possível
observar a presença dos picos do CPT e do dissulfeto de captopril, com o aumento na
intensidade dos íons [M-H]- = 264,0535; 250.0377 e 136,9924.
No final do ensaio, no tempo de 120 minutos, já não é possível observar o íon relativo
ao CPT nem o dissulfeto. Além dos picos que apareceram no tempo de 60 minutos, outros
picos surgiram. Para os picos já existentes, observa-se também que suas intensidades
aumentaram.
Através da ESI-MS e a análise cromatográfica pela UPLC/HRMS, foi possível
identificar onze subprodutos formados nos ensaios de fotodegradação. Na fotocatálise foram
identificados 10 e na fotólise 10, sendo que 9 subprodutos são equivalentes em ambos os
ensaios. A FIGURA 28 apresenta os cromatogramas de cada um dos subprodutos encontrados
no tempo final de 120 minutos do ensaio da fotocatálise e fotólise.
67
FIGURA 28 Cromatogramas dos subprodutos identificados na fotocatálise e na fotólise no tempo de 120
minutos.
68
A TABELA 9 apresenta os possíveis subprodutos, como fórmula molecular, massa
molecular, razão massa/carga da molécula desprotonada teórica, razão massa carga molécula
desprotonada experimental, erros em relação às massas calculadas para cada espécie, e o
Double Bond Equivalence (DBE). Estes dados foram obtidos do programa Formula Predictor
(versão 1.12, Shimadzu Corporation).
TABELA 9 - Elucidação de possíveis subprodutos do captopril por fotodegradação.
Composto
Fórmula
Massa
1
(M-H)-
(M-H)-
Erro
DBE2
Molecular
Molecular
Teórica
Experimental
(ppm)
CPT
C9H15NO3S
217,0774
216,0700
216,0700
0
3
1
C9H15NO6S
265,0621
264,0547
264,0535
0
3
2
C9H13NO4
199,0845
198,0772
198,0771
-0,50
4
3
C8H15NO6S
253,0621
252,0547
252,0552
1,98
2
4
C8H15NO7S
269,0571
268,0496
268,0497
0,37
2
5
C8H13NO5S
235,0516
234,0442
234,0449
2,99
3
6
C8H13NO6S
251,0465
250,0391
250,0391
0
3
7
C8H13NO7S
267,0414
266,0340
266,0321
-7,14
3
8
C9H15NO7S
281,0571
280,0496
280,0496
0,36
3
9
C9H13NO7S
279,0414
278,0340
278,0341
0,36
4
10
C9H15NO8S
297,0520
296,0446
296,0441
-1,69
3
11
C3H6O4S
137,9987
136,9914
136,9928
10,22
1
1
massa molecular calculada pelo software LCMS-Solutions/ Accurate Mass Calculator
2
Double Bond Equivalence (equivalencia de duplas ligações)
As fórmulas propostas para os ions encontrados apresentam baixos erros entre os
valores teóricos e experimentais, abaixo de 20 ppm. As fórmulas propostas podem ser
confirmadas pelas intensidades das relações isotópicas, conforme exemplificado na FIGURA
29.
Nesta figura, observa-se as razões m/z medidos em azul e as razões m/z teóricos em
vermelho, confirmando que a fórmula molecular proposta está de acordo com a razão
isotópica.
69
FIGURA 29 Relações isotópicas do subproduto C9H15NO6S.
5.3 Elucidações dos subprodutos e rota de degradação
Como discutido na revisão da literatura, as reações tanto de fotocatálise quanto de
fotólise são reações radicalares, muitas vezes pelo radical hidroxila. Tendo em vista esse
mecanismo de degradação e a TABELA 9, foram propostas as estruturas químicas dos
subprodutos da degradação do CPT, apresentadas na TABELA 10. Sendo dispensável o uso
da massa segunda para propor os subprodutos.
TABELA 10 Elucidação das estruturas químicas dos subprodutos formados da degradação do CPT.
Ordem
[M-H]-
Nome IUPAC
1
264,0547
Ácido 1-(2-metil-3sulfopropanoil)pirrolidina-2-carboxílico
2
198,0772
Ácido 1-(2-metil-3oxopropanoil)pirrolidina-2- carboxílico
3
252,0547
Ácido 3-(2,3-dihidroxipirrolidin-1-il)-2metil-3-oxopropano-1-sulfônico
4
268,0496
Ácido 2-metil-3-oxo-3-(2,3,5trihidroxipirrolidin-1-il)propano-1sulfônico
Estrutura Química
70
5
234,0442
Ácido 2-metil-3-oxo-3-(2-oxopirrolidina1-il)propano-1- sulfônico
6
250,0391
Ácido 3-(3-hidroxi-2-oxopirrolidin-1-il)2-metil-3-oxopropano-1- sulfônico
7
266,0340
Ácido 3-(3,5-dihidroxi-2-oxopirrolidin-1il)-2-metil-3-oxopropano-1-sulfônico
8
280,0496
Ácido 3-hidroxi-1-(2-metil-3sulfopropanoil)pirrolidine-2-carboxílico
9
278,0340
Ácido 1-(2-metil-3-sulfopropanoil)-3oxopirrolidina-2- carboxílico
10
296,0446
Ácido 3,5-dihidroxi-1-(2-metil-3sulfopropanoil)pirrolidina-2-carboxílico
11
136,9914
Ácido 2-oxopropano-1- sulfônico
Dos subprodutos propostos, dez não foram reportados como subprodutos da
fotodegradação do captopril na literatura disponível, até o momento. O ácido 1-(2-metil-3sulfopropanoil)pirrolidina-2-carboxílico foi o único subproduto, dos 11 identificados neste
71
trabalho, como subproduto da fotólise do CPT, o que corrobora com os resultados obtidos
(MAHMOUD; KUMMERER, 2012).
Após a elucidação dos subprodutos, pode-se admitir que a degradação do CPT se deu
em maior parte através da oxidação do fármaco, corroborando com o que foi discutido no
item anterior sobre a via de degradação proposta devido aos radicais hidroxilas. A partir das
estruturas propostas, foi elucidada a rota química de degradação (FIGURA 30).
A rota química de degradação inicia-se com o CPT. A partir dele, foram propostos
reações de acordo com o meio reacional para a formação de cada subproduto identificado na
EM. Foi proposta a formação de alguns subprodutos não identificados na EM (ressaltados na
rota química de degradação pela cor vermelha), justificado pelo curto tempo de meia-vida.
72
FIGURA 30 Rota de degradação do CPT.
73
A rota proposta, a partir dos subprodutos encontrados, mostra que o primeiro derivado
(1) é formado a partir da oxidação do grupo tiol. Provavelmente, isto acontece devido à
capacidade do enxofre de expandir o octeto. O progresso da degradação ocorre através de
rotas diferentes: i) descarboxilação (1a), seguida de várias etapas oxidativas; ii) oxidação em
várias etapas; iii) dessulfonação seguida de processos oxidativos. O subproduto com o maior
grau de degradação encontrado (11) pode ser formado a partir de todos os subprodutos
sulfonados. Não foram detectados subprodutos a partir do anel pirrolidínico com seus
diversos graus de oxidação
5.3 Monitoramento dos subprodutos
O monitoramento dos subprodutos foi realizado por meio da Cromatografia Líquida
acoplada à Espectrometria de Massas para cada tempo de coleta dos ensaios (0, 5, 10, 15, 30,
60 e 120 minutos). As áreas obtidas foram plotadas nos gráficos, considerando como 100% a
área do CPT (FIGURA 31).
FIGURA 31 Gráficos do monitoramento dos subprodutos na fotocatálise e na fotólise.
74
Em ambos os processos, é possível observar o decaimento da área do CPT
contrapondo com a formação dos subprodutos no decorrer dos ensaios. Observa-se que o
principal subproduto formado (1), é também o de maior concentração e o primeiro a ser
formado, corroborando com a rota química de degradação proposta. Como foi discutido
anteriormente, na fotocatálise há uma maior degradação do CPT, por meio desses gráficos e
também há uma menor concentração dos subprodutos, o que condiz com a maior taxa de
mineralização que ocorreu na fotocatálise.
Os perfis de formação dos subprodutos durante os ensaios são diferenciados. Nota-se,
na fotocatálise entre o tempo de 60 minutos a 120 minutos, que o subproduto 1 sofre um
decaimento, e os subprodutos 6 e 8 são formados em maior proporção. Na fotólise não há um
decaimento do subproduto 1 e somente o subproduto 8 é formado em maior proporção.
Considerando que a formação do subproduto 1 é mais propícia, é
válido dizer que a
fotocatálise possui maior poder de oxidação, pois consegue oxidar em maior proporção o
subproduto 1.
Pode-se afirmar, portanto, que o gráfico apresentado na FIGURA 30, condiz com os
resultados apresentados do COT e com a rota química de degradação. Concluindo que embora
a fotólise e a fotocatálise apresentam os mesmos subprodutos, a fotocatálise se mostrou mais
eficiente na mineralização e degradação.
5.4 Testes de Ecotoxicidade
5.4.1 Artemia salina
O teste de ecotoxicidade em A. Salina foi realizado com o objetivo de avaliar e prever
os efeitos tóxicos no ambiente aquático dos compostos que foram gerados a partir da
fotocatálise do CPT.
Em todos os tempos o número de A. Salina permaneceu o mesmo (10 artemias por
amostra), significando que a amostra não é tóxica para este crustáceo. Sendo assim, não foi
possível, por meio deste teste, observar diferença entre a toxicidade da solução final e a
toxicidade da solução inicial.
75
5.4.2 Teste de Ames
O teste de Ames foi utilizado para avaliar a mutagenicidade dos compostos gerados a
partir da fotocatálise do CPT. O teste foi realizado com as cepas TA98 e TA100 com e sem a
mistura S9, em triplicata (FIGURA 32).
FIGURA 32 Cepas TA98 e TA100.
Foi realizado uma primeira análise do CPT com o teste de Ames nas concentrações de
10, 1, 0,75, 0,5, 0,25 e 0,01 mg/L para a avaliação da mutagenicidade do composto inicial.
Para a TA100 na presença de enzimas de metabolização S9 (TA100/S9+), TA100 na ausência
de enzimas de metabolização S9 (TA100/S9-) e TA98 na ausência de enzimas de
metabolização S9 (TA198/S9-), não foi observado mutagenicidade nas amostras, de acordo
com a razão de mutagenicidade (RM), pois seus valores foram menores que 2. Entretanto,
para a cepa TA98 na presença de enzimas de metabolização S9 (TA98/S9+), a amostra foi
considerada mutagência, pois apresentou RM maior que 2, como apresentado na TABELA
11.
TABELA 11 Valores do RM para várias concentrações de CPT.
Razão de Mutagenicidade (RM)
Concentração
(mg/L)
TA100/S9+
TA100/S9-
TA98/S9+
TA98/S9-
10
0,97
1,48
4,13
1,30
1
0,76
1,08
7,43
1,06
0,75
0,73
0,87
4,96
0,80
0,50
0,54
0,66
4,50
0,46
0,25
0,23
0,61
5,87
0,01
0,01
0,00
0,27
7,79
0,28
76
O teste de Ames foi realizado para a amostra da fotocatálise no tempo de 120 minutos.
O resultado deste teste está representado na TABELA 12. Como observado na tabela, para
nenhuma cepa a RM foi maior ou igual a 2, indicando que esta amostra não apresenta
mutagenicidade.
Com os resultados apresentados, podemos afirmar que o CPT é um composto
mutagênico indireto para a cepa TA100, portanto, é um composto que não tem ação "per se"
sobre o DNA, mas após ser metabolizado no organismo é convertido em um composto que
causa substituição de pares de bases no DNA.
TABELA 12 Valores da RM para a amostra da fotocatálise.
Razão de Mutagenicidade (RM)
Concentração
(mg/L)
TA100/S9+
TA100/S9-
TA98/S9+
TA98/S9-
1
0,98
1,41
0,99
0,85
0,75
1,24
1,07
1,02
0,93
0,50
1,12
1,21
0,47
0,97
0,25
1,27
1,22
1,11
1,12
0,01
1,13
1,44
0,75
0,25
Quando o CPT é submetido ao processo de fotocatálise heterogênea com TiO2/UV-C,
o composto é degradado a subprodutos, os quais não apresentam mutagenicidade.
77
6 CONCLUSÃO
O presente trabalho promoveu a fotocatálise heterogênea utilizando TiO2/UV-C do
fármaco anti-hipertensivo captopril, um dos produtos farmacêuticos mais consumidas no
mundo inteiro. Através do desenvolvimento de uma metodologia analítica, utilizando
cromatografia líquida de ultra performance acoplada à espectrometria de alta resolução.
Verificou-se que a fotocatálise e a fotólise foram capazes de causar uma degradação
quase completa do captopril, após um tempo de reação de 120 min. No entanto, também foi
demonstrado que entre os sistemas estudados, o processo fotocatalítico de TiO2/UV-C foi o
mais eficiente na promoção tanto da degradação quanto da mineralização do substrato.
A análise, por espectrometria de massa de alta resolução, permitiu a detecção e
caracterização de onze subprodutos, sendo que dez são inéditos como subprodutos da
fotodegradação do captopril na literatura. Estes subprodutos são persistentes mesmo depois de
uma exposição à radiação UV-C de 120 minutos.
Foi apresentada uma rota química de degradação, que leva a formação dos 11
subprodutos identificados, a partir do fármaco inicial, captopril. A rota consiste em sequência
de ataques por radicais hidroxila, espécies reativas produzidas in situ sob as condições de
ambos os processos.
Subprodutos gerados na fotocatálise foram submetidos à avaliação da toxicidade pelos
do Teste da Artemia salina que avalia toxicidade aguda e Teste de Ames que avalia a
mutagenicidade. Em nenhum dos testes o subproduto gerado foi mais tóxico que o precursor.
78
7 PERSPECTIVAS DE TRABALHOS FUTUROS
A revisão da literatura mostra que não há muitos estudos que avaliam a formação de
subprodutos e sua toxicidade durante e após os processos oxidativos convencionais e
avançados. Sendo assim, é necessário que sejam feitos vários estudos, utilizando os fármacos
que estão mais presentes como microcontaminantes na águas superficiais.
Estes estudos devem estender-se a outros processos. Até mesmo com associações de
processos, a fim de conseguir um sistema capaz de reduzir significativamente os
microcontaminantes das águas. Um estudo cinético, variando pH e concentração do
catalisador, também é válido.
Com uma metodologia bem definida, métodos de extrações eficientes, estes estudos
realizados no presente trabalho podem ser estendidos aos afluentes e efluentes de estações de
tratamento de esgoto e sistemas de tratamento de águas.
79
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