UNIVERSIDADE FEDERAL DE PERNAMBUCO
CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE
DEPARTAMENTO DE NUTRIÇÃO
Composição nutricional e Análise Microbiológica do
Hidrolisado Protéico de subprodutos de camarão da espécie
Litopenaeus vannamei
RECIFE
2004
CRISTIANE PEREIRA DA SILVA
Composição Nutricional e Análise Microbiológica do
Hidrolisado Protéico de subprodutos de camarão da espécie
Litopenaeus vannamei
Dissertação
apresentada
ao
Colegiado
do
Programa de Pós-Graduação em Nutrição do
Centro de Ciências da Saúde da Universidade
Federal de Pernambuco, para obtenção do grau
de Mestre em Nutrição
Orientador: Dr. Raul Manhães de Castro
Co-Orientador: Dr. Luiz Bezerra de Carvalho Júnior
RECIFE
2004
DEDICATÓRIA
Dedico este trabalho à minha amada mãe Maria das Graças Veríssimo, minha luz de
inspiração, a quem devo respeito, carinho e meu eterno amor
AGRADECIMENTOS
•
À Deus, por despertar em mim, a cada dia, a coragem e a perseverança para transpor
os obstáculos;
•
a minha mãe, Maria das Graças, e minha avó, Idalina Verissimo, que forneceram
todo o apoio e tornaram possível que eu alcançasse meu objetivo, a quem procurei
nas horas mais difíceis, pelo conforto e compreensão e a quem devo tudo o que sou.
•
a meus tios Dulcinéa Veríssimo e Mário Vicente Veríssimo, que nunca deixarão
de ser a minha fonte de inspiração e pela demonstrações sinceras e apreço.
•
ao meu namorado, Cláudio de Castro, pela ternura, ajuda essencial e incentivo,
dando-me força nos momentos de desânimo e solidão.
•
a meus irmãos Mariana Barros, Paulo Roberto Barros e Expedito Júnior; e
minha amiga Dora, pelo apoio afetivo e pessoal e por acreditarem em mim como
profissional;
•
ás minha queridas amigas do IMIP Josemere Borba, Ana Paula Ribeiro, Alcinda
Medeiros, Tarciana Lima, Miriam Cleide, Edijane de Castro, Ana Maria
Bezerra, Suelane Renata e Iza Xavier e a Edryano pelo acolhimento e incentivo
sempre tão carinhoso e atencioso;
•
á UFPE, por me propiciar uma formação digna;
•
ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq),
pela concessão da bolsa de estudos;
•
ao Professor Dr. Luiz Bezerra de Carvalho Junior, pelos conhecimentos
transmitidos acerca do tema e estrutura da tese, além do incentivo constante e apoio
incondicional através de palavras muito valiosas, sempre acreditando no meu
potencial;
•
ao Professor Dr. Ranilson Bezerra, pela ajuda e atenção prestada, além da grande
contribuição e auxilio imprescindível na elaboração do trabalho;
•
ao Professor Dr. Raul Manhães de Castro, Dr. Rubem Guedes e ao Dr. José
Almiro da Paixão pelos conhecimentos transmitidos e orientação do trabalho;
•
a Alberico e João, pelo apoio técnico na elaboração da tese;
•
ao pessoal do Laboratório de Enzimologia, onde passei a maior parte do tempo
durante esses últimos meses;
•
a Cristina, pelo auxílio, atenção e boa vontade;
A todos que, de alguma maneira, contribuíram para a realização deste trabalho,
participando, assim, desta etapa da minha vida
RESUMO
O pescado é uma importante fonte de alimento para as populações humanas e seu
processamento constitui uma atividade tradicional na história da humanidade.
Entretanto, o desperdício dos seus subprodutos, que incluem vísceras, carcaças, cabeças
e fauna acompanhante, pode representar de 20% a 70% do pescado comercializado. Em
2003, a produção de camarão cultivado, no Brasil, foi de cerca de 90 mil toneladas, das
quais aproximadamente 95% foram originadas na Região Nordeste, aonde a
carcinicultura vem se desenvolvendo em ritmo acelerado, a partir de 1996, baseada na
espécie importada da costa do Pacífico, o Litopenaeus vannamei. Com vistas ao
aproveitamento da cabeça deste crustáceo, usualmente descartada e correspondente a
33-35% de seu peso, como fonte protéica, este trabalho teve como objetivo investigar,
do ponto de vista bioquímico e microbiológico, os componentes e valor nutricional do
hidrolisado obtido a partir de sua homogeneização, autólise a 45o C por 30 min,
aquecimento a 100o C por 15 minutos e liofilização do seu filtrado. Os resultados
obtidos revelaram que a composição centesimal do hidrolisado da cabeça do L.
vannamei consiste em 43,63% de proteína, 33,12% de carboidratos, 6,25% de lipídeos,
7,32% de cinzas e 9,68% de umidade, conferindo 363,27 kcal/100g. O conteúdo total de
aminoácidos foi igual a 46.79 g/100g de hidrolisado, compostos por 41,2% de
aminoácidos essenciais e 58,8% de não essenciais, cujos teores foram superiores
àqueles recomendados pela FAO/WHO e não apresentaram aminoácido limitante. O
ácido glutâmico, ácido aspártico, leucina, lisina, tirosina e arginina foram os principais
aminoácidos encontrados, representando cerca de metade do total. O conteúdo em
ácidos graxos estava constituído por aproximadamente metade de saturados e a outra
por mono e poliinsaturados, sendo os principais encontrados o ácido palmítico, oléico e
linoléico. Traços de cobre, zinco e manganês foram encontrados, enquanto que chumbo,
cobalto e cádmio não foram detectados. Cálcio e sódio foram os minerais
predominantes, enquanto que fósforo, ferro e cloreto estavam presentes em pequenas
quantidades. Verificou-se ausência de coliformes totais e fecais, Escherichia coli,
Staphylococcus coagulase-positivos e Salmonella ssp, bolores e leveduras. A partir
desses resultados pode-se depreender que o liofilizado do hidrolisado obtido da autólise
do homogeneizado das cabeças de L. vannamei pode vir a se constituir em uma
importante fonte de aminoácidos e peptídeos.
ABSTRACT
Seafood is an important food source for the human beings and its processing constitutes
a traditional activity in the history of the humanity. However, the wastefulness of its
by-products, that include viscera, carcasses, heads and accompanying fauna, can range
from 20% to 70% of the commercialized seafood. In 2003, the production of cultivated
shrimp, in Brazil, was of about 90,000 tons, 95% of which had been originated in the
Northeast Region, based on the imported species of the coast of the Pacific, the
Litopenaeus vannamei. In order to exploit the head of this crustacean, usually discarded
and corresponding the 33-35% of its weight, as protein source, this work had as
objective to investigate, from the biochemical and microbiological point of view, the
components and nutritional value of the hydrolysates obtained from its homogenization,
autolysis at 45o C for 30 min, heating at 100o C per 15 minutes and freeze-drying its
filtrate. The L. vannamei head freeze-dried hydrolysate showed a composition of
43,63% of protein, 33.12% of carbohydrates, 6.25% of lipids, 7.32% of ashes and
9.68% of humidity, yielding 363,27 kcal/100g. The total amino acid content was equal
to 46,79 g/100g of hydrolysate, of which 41,2% and 58.8% were, respectively, essential
and not essential amino acids, superior to those recommended by the FAO/WHO and no
limiting amino acid was found.
The glutamic acid, aspartic acid, leucine, lisine,
tyrosine and arginine were the main amino acids, representing about half of them. The
content in fatty acid was approximately half of saturated and to another one for mono
and polyunsaturated fatty acids, being the main ones found the palmitic, oleic and
linoleic acids. Traces of copper, zinc and manganese were found, while lead, cobalt and
cadmium were not detected. Calcium and sodium were the predominant minerals, while
phosphorus, iron and chloride were found in small amounts. Microbiological analysis
showed absence of total and fecal coliformes, Escherichia coli, coagulase positive
Staphylococcus, Salmonella ssp, molds and yeast. From these results it can be inferred
that the freeze-dried hidrolysate from the autolysis of L. vannamei heads can be an
alternative source of aminoacids e peptides.
SUMÁRIO
LISTA DE FIGURAS E TABELAS
Pag
10
LISTA DE ABREVIATURAS
12
1-INTRODUÇÃO
13
2-JUSTIFICATIVA
25
3-HIPÓTESE
29
4-OBJETIVOS
31
4.1- Geral
32
4.2- Específico
32
5- MATERIAL E MÉTODOS.
33
5.1-Hidrolisado protéico
34
5.2-Rendimento dos subprodutos
36
5.3-Composição centesimal
36
5.4-Composição de aminoacidos total, escore químico (EQ) e índice de
aminoácidos essenciais (IEAA)
37
5.5-Composição de ácidos graxos e colesterol
38
5.6-Determinação de minerais e metais pesados
39
5.7-Analises microbiológicas
39
6-RESULTADOS E DISCUSSÃO
40
6.1-Autólise enzimática
41
6.2-Rendimento dos subprodutos
43
6.3-Composição centesimal
43
6.4-Composição de aminoácidos totais, escore químico (EQ) e índice
de aminoácidos essenciais (IEAA)
45
6.5-Composição de ácidos graxos e colesterol
50
6.6-Determinação de minerais
53
6.7-Metais pesados
55
6.8-Análises microbiológicas
57
7-CONCLUSÕES
60
8-PERSPECTIVAS
62
9-REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
64
LISTA DE FIGURAS E TABELAS
Figura 1 Procedimento para a produção do HPP
22
Tabela 1. Pesca e Aquicultura - Produção, Importações e Exportações - Brasil –
1995 a 1999
27
Tabela 2. Carcinicultura marinha por estado em 2003
28
Figura 2. Procedimento para obtenção do HPC (Litopenaeus vannamei)
35
Tabela 3. Composição centesimal e valor calórico do HPC (Litopenaeus vannamei)
liofilizado
44
Tabela 4. Conteúdo de aminoácidos totais do HPC (Litopenaeus vannamei), comparado
com o subprodutos e músculo de camarão P. borealisa
46
Tabela 5. Composição de aminoácidos essenciais do HPC (Litopenaeus vannamei),
comparado com o padrão FAO/WHO (1989)*e valores de escore químico1
48
Tabela 6. Índice de aminoácidos essenciais do HPC Litopenaeus vannamei.comparados
com produtos de outras fontes.
50
Tabela 7 Composição de ácidos graxos do HPC (Litopenaeus vannamei), comparados
aos subprodutos e músculo do camarão P. borealis a(% p/p)
51
Tabela 8. Conteúdo de minerais e fósforo do HPC (Litopenaeus vannamei), comparado
com subprodutos e músculo do camarão P. borealisa
54
Tabela 9. Concentração de metais pesados (mg/% ) no HPC (Litopenaeus vannamei)
comparado com os limites máximos permitidos de contaminantes inorgânicos
em alimentos
Tabela 10. Análise microbiológica (UFC/g) do HPC (Litopenaeus vannamei)
56
57
LISTA DE ABREVIATURAS
HPC – Hidrolisado protéico de Camarão
EQ – Escore químico
FMRP- Faculdade de medicina de Ribeirão Preto
FPC – Concentrado protéico de pescado
HPP- Hidrolisado protéico de peixe
IAAE- Índice de aminoácidos essenciais
ITEP- Instituto Tecnológico do estado de Pernambuco
LEAAL – Laboratório de experimentação e analises de alimentos
NPR- Coeficiente de eficácia líquida da proteína
PER- Coeficiente de eficácia protéica
VCT- Valor calórico total
O pescado é uma importante fonte de alimento para as populações humanas e
seu processamento constitui uma atividade tradicional na história da humanidade.
Entretanto, o desperdício dos subprodutos de peixes, moluscos e crustáceos, que
incluem vísceras, carcaças, cabeças e fauna acompanhante, representa de 20% a 70% do
pescado comercializado (MACKIE, 1982). Esta constatação tem despertado amplo
interesse da comunidade científica, quanto ao aproveitamento desses subprodutos,
sobretudo as vísceras, das quais são extraídas moléculas bioativas passíveis de diversas
aplicações industriais (DE VECCHI; COPPES, 1996), e cabeça de camarão, do qual são
retirados quitosana, carotenóides e hidrolisados protéicos (GILDBERG; STENBERG,
2001). Acrescente-se as carcaças e a fauna acompanhante, que podem originar produtos
com atraente padrão comercial, dentre os quais se destacam farinha de peixe de
qualidade, hidrolisado protéico e molho de peixe (MACKIE, 1982).
O crescimento da indústria de pescado tem gerado uma grande quantidade de
resíduos e subprodutos, que representam um desafio para os empresários do setor e para a
comunidade científica especializada, interessados em buscar estratégias para que essa
atividade aqüícola seja sustentável e viável ecologicamente (BEZERRA et al. 2001).
A necessidade de utilizar mais adequadamente os resíduos da pesca e das indústrias
anexas está fundamentada no interesse em aproveitar melhor esses resíduos e os recursos
naturais limitados, bem como proteger o meio ambiente. Lamentavelmente a maioria dos
países subdesenvolvidos ainda utilizam critérios rudimentares na captura e/ou matança de
animais, acarretando grandes perdas de subprodutos valiosos (RÚA et al. 1985).
Nos países em desenvolvimento verifica-se uma demanda progressiva de
proteína alimentar. Neste contexto, a proteína originária do pescado, que representa
cerca de 7,5% de todos os alimentos produzidos em escala mundial, assume uma
importância estratégica para suprir esta demanda (FAO, 2000). A produção de farinha
ou hidrolisado protéico de peixe (HPP) a partir dos seus subprodutos, usualmente
descartados, representa uma excelente alternativa para incrementar a oferta de proteína
(HAARD, 1992; KENT, 1997; MACKIE, 1982).
Muitos produtos e subprodutos de pescado estão sendo estudados, com o
objetivo de avaliar o valor nutritivo, visando sua utilização na dieta alimentar, tanto de
animais como de humanos (FANGBENRO, 1996).
O pescado é uma fonte importante de proteínas de alto valor biológico, com 17% a
20% deste nutriente. A proteína do pescado é de fácil digestão, possui todos os
aminoácidos essenciais, quantidades consideráveis de lisina, muito importante para o
crescimento de crianças, e triptofano, essencial para a hematopoiese (LUDORFF, 1963).
Sure e Easterling (1952) demostraram que os aminoácidos constituintes da proteína
do peixe são particularmente importantes quando incorporados nas dietas contendo
proteína vegetal. Sidwell, Stillings e Knogl (1970) constataram que a suplementação de
dietas com o concentrado protéico de peixe (FPC) melhorou tanto o crescimento quanto as
funções biológicas de ratos desmamados, alimentados, durante 28 dias, com esta dieta. Em
outro estudo, os autores compararam o valor nutritivo do concentrado protéico de sete
espécies diferentes de peixes e evidenciaram que o concentrado das várias espécies
estudadas foi igual ou superior ao da caseína.
Araújo et al. (1975) avaliaram e compararam o coeficiente de eficácia protéica
(PER) de farinha de mandioca enriquecida com concentrado de peixe e proteína isolada
de soja, em animais de laboratório, em relação à caseína, e concluíram que o melhor
suplemento para enriquecer a farinha de mandioca foi o concentrado de peixe.
Rodrígues, Montilla e Bello (1990a) demonstraram que o HPP, obtido da fauna
acompanhante do camarão, é de ótima qualidade, pois apresentou resposta biológica em
ratos, similar ao grupo controle de caseína. Estes autores utilizaram, como parâmetros
biológicos, o PER, o Coeficiente de Eficácia Líquida da Proteína (NPR) e o Percentual de
Digestibilidade Aparente da Proteína. Diferente do que demonstraram Rúa et al. (1985),
que analisaram uma farinha formulada de subprodutos de tubarão e camarão, utilizando os
mesmos parâmetros, e constataram uma resposta biológica inferior em ratos.
A grande maioria dos bioensaios realizados com HPP tem demonstrado tratar-se de
uma excelente fonte de proteína, com bom valor nutritivo, podendo ser adicionado a
rações, para o consumo animal (CHÁVEZ; PELLETT, 1982; RODRÍGUEZ;
MONTILLA; BELLO, 1990b; BERGE; STOREBAKKEN, 1996).
O camarão é um alimento rico em proteína, cálcio, vitaminas e vários componentes
extratíveis e tem sido usado como um dos mais populares e importantes ingredientes para
preparações alimentares, em vários países, principalmente na Coreia. Durante o
processamento, geralmente são removidas a cabeça, as cascas e a porção posterior do
camarão. Estes subprodutos correspondem a, aproximadamente, 52% do peso total do
camarão, o que torna importante sua utilização, do ponto de vista econômico e industrial
(HEU; KIM; SHAHIDI, 2003).
Recentemente, o consumo de camarão tem aumentado de forma considerável, face
ao rápido crescimento da indústria de “fast-food”, acarretando, conseqüentemente, um
volume bem maior das partes não comestíveis (cabeça, cascas e cauda), ocasionando
problemas ambientais (HEU; KIM; SHAHIDI, 2003). A poluição criada pelo alto volume
decorrente da produção de camarão requer a aplicação de métodos tradicionais de
preservação bem como a viabilidade de recuperação dos subprodutos (CIRA et al. 2002).
Vários estudos foram desenvolvidos, utilizando o camarão e seus subprodutos.
Kim, Shahidi e Heu (2003) estudaram as propriedades físico-químicas, as combinações
ativas de sabores e componentes nutricionais do molho sal-fermentado, utilizando
subprodutos de camarão, evidenciando sua alta qualidade. A presença de fatores
antioxidantes no camarão foi pesquisada, porém a estrutura química exata deste
antioxidante natural não foi determinada (PASQUEL; BABBIT, 1991).
Fagbenro (1996) investigou as alterações da qualidade nutricional da cabeça de
camarão submetida à fermentação láctica e observou um leve aumento do conteúdo
protéico, cinzas e umidade; um aumento gradual do conteúdo de nitrogênio não-protéico;
um aumento importante no conteúdo lipídico e uma redução brusca no conteúdo de
triptofano, após 180 dias. Estudos também foram desenvolvidos sobre a utilização de
subprodutos de camarão para a extração de caroteno-proteínas (CANO-LOPEZ;
SIMPSON; HAARD, 1987), a presença de proteinases e exopeptidases em músculos de
camarão (DOKE; NINJOOR, 1987), como flavorizantes, em dietas humanas, e como fonte
protéica, em aquacultura (FAGBENRO, 1996).
Toma e James (1975) demonstraram que a proteína desperdiçada do camarão tem
um valor nutritivo comparável ao da caseína e; quando adicionada a dietas a base de soja,
na proporção de 50%, melhora em 74% a qualidade protéica desta dieta. Os autores ainda
enfatizam a potencial aplicação prática deste hidrolisado em ração ou como suplemento
alimentar para animais, além da importância de sua utilização no controle da poluição
aquática.
Ahmadi, Leibovitz e Simpson (1990) determinaram a composição nutricional dos
quatro estágios de desenvolvimento do artemia iraniana (Artemia Uromiana) e concluíram
que o perfil de proteína e de aminoácidos essenciais de todos os estágios estudados indica
tratar-se de uma boa fonte protéica em aquacultura. Em outro estudo, foi constatado que a
composição nutricional de cistos da artemia salina (Artemia Salina) difere quanto à sua
linhagem, em relação ao conteúdo de carboidratos, proteínas e lipídeos, porém nenhuma
diferença importante na composição de aminoácidos e de ácidos graxos foi documentada,
sendo o ácido glutâmico, o triptofano e o ácido aspártico os aminoácidos mais encontrados
(LANDAU; RIEHM, 1985). Landau (1985) observou diferenças no conteúdo protéico de
camarões grandes e pequenos, com percentuais mais elevados para os primeiros.
Heu, Kim e Shahidi (2003) investigaram os componentes e a qualidade nutricional
dos subprodutos de camarão, observando maior concentração no conteúdo de lipídeos e de
cinzas nos subprodutos, quando comparados com a parte comestível; não havendo
diferença significativa no conteúdo de ácidos graxos saturados entre estas duas partes.
Pesquisas sobre a digestibilidade aparente e protéica de dietas formuladas a partir
de subprodutos de peixes e crustáceos, dentre eles a cabeça de camarão (SUDARYONO;
TSVETNENKO; EVANS, 1996), constataram que estes subprodutos podem ser utilizados
como fonte protéica alternativa, devido à sua alta digestibilidade (FAGBENRO; BELLO
OLUSOJI, 1997).
Fanino et al. (2000) determinaram a qualidade protéica de uma farinha de
subprodutos de camarão (cabeça, apêndices e exoesqueleto) e demonstraram que o valor
biológico da proteína é inferior ao da proteína da farinha de peixe; porém, quando aquela
farinha foi suplementada com lisina e metionina houve melhora da qualidade protéica.
Durante o processamento de camarão para obtenção da quitosana, os minerais e
tecidos protéicos são quimicamente extraídos e descartados, e apenas 10% da matériaprima seca é recuperada como quitosana, ou seja, para cada quilo de quitosana produzida,
cerca de 3 Kg de proteína são desperdiçados (GILDBERG; STENBERG, 2001).
Vários são os métodos empregados para obtenção do hidrolisado protéico dos
produtos e subprodutos pesqueiros (GILBERG, 1993).
Os métodos para a produção do HPP por adição de enzimas foram desenvolvidos
na América, Ásia e Europa. Logo após a segunda guerra mundial, pesquisadores
canadenses desenvolveram métodos para preparação enzimática de HPP, utilizando
pepsina, papaína e outras proteases comercialmente disponíveis, e observaram que a
adição destas enzimas não melhorou o rendimento do hidrolisado, devido à elevada
concentração de enzimas endógenas (TARR, 1948).
Na Índia, as pesquisas sobre HPP utilizaram a papaína. A hidrólise ocorreu em pH
5 e 55°C, durante 2 e 17 horas, sendo observados quantidade maior de nitrogênioprotéico, melhor PER e elevado conteúdo de triptofano, no hidrolisado com 17 horas
(SRIPATHY et al. 1963).
Em recente estudo, foi demonstrado que a proteína dos subprodutos do camarão
pode ser hidrolisada por protease disponível comercialmente e recuperada como
hidrolisado protéico com alto conteúdo de aminoácidos essenciais (GILDBERG;
STENBERG, 2001). A produção comercial deste hidrolisado é ainda limitada
mundialmente, porém, tem alcançado um nível significante em alguns países (GILBERG,
1993).
A qualidade do HPP depende do grau de hidrólise, do tipo de enzima utilizada e do
método de extração de gordura (HOYLE; MERRITT, 1994). Hidrólises extensas resultam
em produtos de baixo peso molecular, ricos em aminoácidos essenciais e com alterações
nas propriedades funcionais, tais como aumento da solubilidade e redução tanto da
emulsificação quanto da hidrofobicidade. O hidrolisado para utilização alimentar deve ser
preparado por hidrólise controlada, para assegurar um bom “flavour” e propriedades
funcionais satisfatórias (GILDBERG, 1993).
A escolha das enzimas é também muito importante. Ao que parece, a bromelina
(enzima de plantas) produz um hidrolisado com um agradável “flavour” e, portanto, é
muito utilizada em preparações para adição em alimentos (GILDBERG, 1993).
Em estudos recentes, Bezerra (2000), Bezerra et al. (2000, 2001), Bezerra,
Vieira e Carvalho Jr. (2001) detectaram a presença de enzimas digestivas
termoresistentes nas vísceras de peixes tropicais, o que lhes confere potencial aplicação
biotecnológica. A presença de enzimas proteolíticas nas vísceras de pescados também
tem uma influência significante na produção de hidrolisados. Portanto a produção
bioquímica de HPP pode ser obtida empregando o processo de autólise ou um acelerado
método de hidrólise, através da adição de enzimas (SHAHIDI; HAN; SYNOWIECKI,
1995).
Rebeca, Penã-Vera e Diaz-Castaneda (1991) estudaram a produção do HPP
utilizando proteases bacterianas e encontraram uma redução no conteúdo de aminoácidos
essenciais, de 15-30%, em relação à caseína, redução do ganho de peso corporal, menor
eficiência alimentar, PER e NPR, em ratos, quando comparado com o controle.
O HPP apresenta-se, tradicionalmente, na forma líquida (ABDUL-HAMID;
BAKAR; BEE, 2002). A secagem ao sol ou por cocção, a técnica mais comum utilizada
na produção da ração de camarão, apresenta algumas limitações, pois o cozimento requer
uso excessivo de lenha ou outro combustível, enquanto a secagem ao sol é freqüentemente
realizada sob condições não higiênicas, levando à contaminação microbiana
(FAGBENRO, 1996).
O “Spray-Dryer” é um dos métodos mais empregados na conversão desde produto
líquido para a forma de pó, com a vantagem adicional de ser de fácil manipulação e maior
estabilidade, porém a temperatura empregada pode causar alguns efeitos na qualidade do
produto final (ABDUL-HAMID; BAKAR; BEE, 2002). Estes autores demonstraram que a
utilização do Spray-Dryer em temperaturas elevadas afeta, sobretudo, o conteúdo protéico,
a umidade e o teor de todos os aminoácidos essenciais, exceto a metionina, do hidrolisado
protéico da Oreochromis mossambicus.
Embora vários métodos tenham sido desenvolvidos para a produção do HPP, o
processo industrial parece ser bastante uniforme (GILDBERG, 1993) (Figura 1).
Em anos recentes, tem aumentado significativamente o interesse pelo uso de HPP
para o consumo humano (ABDUL-HAMID; BAKAR; BEE, 2002). As primeiras
pesquisas sobre hidrolisado proteíco de fonte animal foram realizadas por Bertullo e
Pereira (1970, apud ABDUL-HAMID; BAKAR; BEE, 2002) e Rutman (1971). O
hidrolisado foi obtido de leites reconstituídos que apresentaram propriedades nutricionais
excelentes (YAÑES; BALLESTER; MONCKEBERG, 1976).
Munro, Morisson e Myer (1969) demonstraram que quantidades pequenas de
concentrado protéico de pescado (FPC) de boa qualidade podem constituir um valioso
suplemento para dietas à base de proteínas vegetais, visando o consumo humano. Pelo
elevado conteúdo de proteína, adequado valor biológico, ausência de toxicidade, alta
disponibilidade em lisina, boa palatabilidade e aceitabilidade, o FPC pode constituir uma
importante fonte protéica quando incorporado a alguns produtos alimentares, em vários
níveis (YAÑES et al. 1969).
Peixe
ÁGUA
ENZIMA
TRITURAR
HIDRÓLISE
(AQUECIMENTO MODERADO E ATIVO)
INATIVAÇÃO ENZIMÁTICA
(AQUECIMENTO a 80° C)
PENEIRAR
EVAPORAÇÃO
CENTRIFUGAÇÃO
SPRAY-DRIED
HIDROLISADO PROTEÍCO SOLÚVEL DE PEIXE
Figura 1. Procedimento para obtenção do HPP
Fonte: Gildberg, 1993
As propriedades funcionais do hidrolisado tornam-se importantes, particularmente
se o produto hidrolisado é usado como ingrediente em produtos alimentícios
(GILDBERG, 1993) e os possíveis níveis de fortificação são afetados por vários fatores,
dos quais os mais importantes são a aceitabilidade, a economia e a melhora do valor
nutritivo total do produto fortificado (NIKKILA; CONSTANTINIDES; MEADE, 1976).
Costa, Coelho e Bicudo (1990) suplementaram macarrão com FPC a 5%, obtido a
partir de traíras (Hoplias malabaricus) e obtiveram um produto de características
desejáveis (cor clara e sem odor e de sabor de peixe), melhora da qualidade protéica e de
lisina, bem como baixos teores de lipídios e de umidade, além de uma boa aceitabilidade
no que concerne a cor e sabor. Ficou demonstrado que, não obstante a perda de lisina, de
até 22%, durante a secagem a 45°C (DEXTER; TKACHUK; MATSUO, 1984), o
processamento parece não ter afetado a qualidade protéica do macarrão. Porém, os valores
da suplementação de farinha de trigo com 5% de FPC, ou com DL-lisina em quantidades
equivalentes, foram menores do que os obtidos com rações contendo caseína, apesar de
terem o mesmo aporte de aminoácidos (TAMBURINI; ZUCAS; LAJOLO, 1977),
possivelmente devido à menor relação entre os percentuais de aminoácidos essenciais e o
total de aminoácidos, segundo os autores.
Yu e Tan (1990) demonstraram que bolachas contendo HPP (Oreochromis
mossambicus) apresentaram boa aceitabilidade em termos de aparência, consistência e cor.
Sidwell e Stillings (1972) suplementaram bolachas com FPC e detectaram, além destas
características, um aumento significante de arginina, lisina, metionina e treonina, bem
como do valor do PER e ganho de peso, em animais alimentados com a dieta
suplementada em até 12%.
Nikkila, Constantinides e Meade (1976) suplementaram pão consumido na Índia e
na Arábia com 10% de FPC e valor do PER equivalente ao da caseína, obtendo boa
aceitabilidade para o produto.
Em regiões costeiras, em que é usual a prática da agricultura, alguns subprodutos
pesqueiros vêm sendo utilizados como fertilizantes, o que pode ser considerado um
desperdício de recursos valiosos, haja vista ainda não terem sido apontados resultados
interessantes em cultivo de vegetais com a utilização desta técnica (GILBERG, 1993).
Portanto, o HPP possui um amplo espectro de aplicação, variando de peptonas de
alto valor e ingredientes alimentares com propriedades funcionais especiais até
fertilizantes (GILBERG, 1993).
No Brasil, a exploração da aqüicultura constitui uma atividade econômica
bastante recente. Neste campo, o país ainda pode ser considerado um “gigante
adormecido”. A produção iniciou-se nos anos 80 e, após muitas tentativas e erros,
acelerou-se nos anos 90 (PETROCCI, 2003), como demonstrado na tabela 1, que
também revela o total de importações e exportações nesta década.
Em 2002, o Brasil produziu 60.000 toneladas de camarão, liderando a produção
de camarão branco em fazendas no hemisfério ocidental (PETROCCI, 2003). Em 2003,
a produção de camarão cultivado, no Brasil, chegou a 90.190 toneladas, um crescimento
de 50,0% em comparação com o ano anterior, das quais 95,2% foram originadas na
Região Nordeste, onde a carcinicultura vem se desenvolvendo em ritmo acelerado, a
partir de 1996, quando se consolidou a viabilidade técnica e econômica do agronegócio,
com a espécie importada da costa do Pacífico, o Litopenaeus vannamei (Rocha, 2004).
O Rio Grande do Norte é o estado com maior produção de camarão em viveiro,
cerca de 37.473 toneladas/ano e uma produtividade de 6.937 Kg/ha/ano, superior em
14,02% à média nacional (6.084kg/há/ano), seguido pelo Ceará, com 25.915
toneladas/ano. A Bahia e Pernambuco são outros estados que apresentam significativa
produção, com 8.211 e 5.831 toneladas, respectivamente, como mostrado na Tabela 2
(ROCHA, 2004).
Com o previsível e acentuado desenvolvimento da aqüicultura brasileira no início
do século XXI e, conseqüentemente, o aumento na disponibilização de subprodutos,
acentuar-se-á a necessidade de conhecimentos sobre o aproveitamento desses subprodutos,
obtidos através de pesquisas básicas. O aprofundamento destes estudos possibilitará a
realização de valioso intercâmbio científico e empresarial, Universidade/empresas, para
viabilizar o melhor aproveitamento de subprodutos ainda pouco utilizado, uma ótima fonte
em potencial de moléculas bioativas, que poderá contribuir para o aumento da
produtividade, oferta de novos produtos, redução de custos e maior rentabilidade.
Tabela 1. Pesca e Aquicultura - Produção, Importações e Exportações - Brasil - 1995 a 1999
1995
1996
1997
1998
1999
Produção total da pesca e aqüicultura (1.000 t)
652,86 693,17 732,26 710,26 748,88
Produção total da pesca (1.000 t)
606,66 632,45 644,59 606,80 605,94
Do mar
Peixes (1.000 t)
Crustáceos (1.000 t)
Moluscos (1.000 t)
339,52 362,05 398,96 374,54
...
66,06 55,77 61,17 54,01
...
8,03
4,36
5,59
4,47
...
191,63 207,60 176,71 172,68
...
De água doce
Peixes (1.000 t)
Crustáceos (1.000 t)
Produção total da Aqüicultura (1.000 t)
1,41
2,68
2,16
1,50
...
46,20 60,72 87,67 104,00 142,95
Do mar
Crustáceos (1.000 t)
2,01
3,36
3,61
7,25
...
Moluscos (1.000 t)
3,41
5,13
6,56
8,09
...
40,14 51,33 76,53 87,71
...
De água doce
Peixes (1.000 t)
Crustáceos (1.000 t)
0,34
0,49
0,45
0,28
...
Outras espécies (1.000 t)
0,30
0,42
0,52
...
...
Exportações totais (1.000 t)
Peixes (1.000 t)
27,65 24,88 29,42 29,64 36,44
15,90 15,52 19,80 19,73 24,63
Crustáceos (1.000 t)
7,16
5,84
4,32
4,45
7,39
Moluscos (1.000 t)
0,05
0,02
0,02
0,01
0,01
Outras preparações e conservas (1.000 t)
4,53
3,50
5,28
5,45
4,41
Importações totais (1.000 t)
Disponibilidade per capita (kg/hab/ano)
220,19 313,71 210,99 196,99 169,14
4,19
4,39
Fonte:IBAMA/MMA; SECEX/MDIC
4,58
4,78
4,51
Tabela 2. Carcinicultura marinha por estado em 2003
Estado
N de fazendas
Área
Produção
Produtividade
N°
%
ha
%
Ton
%
(Kg/há/ano
RN
362
40,0
5.402
63,4
37.473
41,5
6.937
CE
185
20,4
3.376
22,8
25.915
28,7
7.676
BA
42
4,6
1.737
11,7
8.211
9,1
4.728
PE
79
8,7
1.131
7,6
5.831
6,5
5.156
PB
66
7,3
591
4,0
3.323
3,7
5.623
PI
16
1,8
688
4,6
3.309
3,7
4.812
SC
62
6,9
865
5,8
3.251
3,6
3.758
SE
54
6,0
398
2,7
957
1,1
2.401
MA
19
2,1
306
2,1
703
0,8
2.293
PR
1
0,1
49
0,3
390
0,4
7.959
ES
10
1,1
103
0,7
370
0,4
3.592
PA
6
0,7
159
1,1
324
0,4
2.038
AL
2
0,2
15
0,1
130
0,1
8.667
RS
1
0,1
4
0,0
3
0,0
842
TOTAL
905
14.824
100,0
90.190
100,0
6.084
Fonte: ABCC, 2003
O hidrolisado protéico da cabeça de camarão (HPC), subproduto descartado do
processamento comercial deste pescado, pode representar importante fonte de
aminoácidos, mediante autólise, isto é, hidrólise das proteínas catalisada pelas próprias
enzimas existentes no tecido do animal.
4.1. Geral
Investigar a composição nutricional do hidrolisado protéico de cabeça de camarão
(HPC) da espécie Litopenaeus vannamei submetido a autólise enzimática.
4.2. Específicos
Propor o processo de autólise enzimática como método de produção do hidrolisado
protéico da cabeça de camarão (HPC) do Litopenaeus vannamei e, nesse hidrolisado:
Estabelecer a composição centesimal;
Determinar o aminograma, o escore químico (EQ) e o índice de aminoácidos
essenciais (IEEA);
Investigar o conteúdo de ácidos graxos e colesterol;
Determinar o conteúdo de minerais e metais pesados;
Determinar o perfil microbiológico.
5.1. Hidrolisado protéico
O HPC foi produzido no Laboratório de Enzimologia do Departamento de
Bioquímica, no Setor de Bioquímica do Laboratório de Imunopatologia Keizo Asami,
por autólise enzimática, de acordo com o método desenvolvido por Bezerra (2000) para
tambaqui.
Foram utilizadas cabeças de camarão da espécie Litopenaeus vannamei,
procedentes de viveiros de criação e engorda da empresa Atlantis S.A, localizados na
Ilha do Tiriri, município de Goiana, litoral norte do Estado de Pernambuco, no mês de
outubro de 2003. Foram coletados cerca de 20 kg do subproduto, após o processo de
descabeçamento, acondicionados em embalagens de 1 Kg, transportados em gelo e
armazenados em freezer a -20º C, durante 2 semanas.
O subproduto foi descongelado em temperatura ambiente, lavado com água
filtrada e posteriormente submetido ao processo de trituração com água destilada, na
proporção de 1:1. A mistura foi colocada em banho-maria, com temperatura de 45ºC ±
2°C, deixando-se digerir por três horas, submetida a uma pequena agitação contínua.
Posteriormente, a solução foi submetida a uma temperatura de 100°C, por 10
minutos, para desativação enzimática, e as partes sólida e líquida foram separadas
utilizando-se uma peneira. Centrifugou-se a parte líquida a 10.000 rpm, por 40 minutos,
sendo o sobrenadante separado. O material obtido foi armazenado em embalagens
plásticas, no freezer, a -20º C, para análise posterior.
O esquema para a produção do HPC está expresso na figura 2.
CABEÇA DE CAMARÃO
Litopenaeus vannamei
LAVAGEM
Água
destilada
TRITURAÇÃO
1:1
Proporção
1:1
Digestão
3h 45ºC
Agitação
Desnaturação
Enzimática
AQUECIMENTO
100 ºC 10 min
SEPARAÇÃO
PARTE SÓLIDA
QUITOSANA
PARTE LÍQUIDA
CENTRIFUGAÇÃO
10.000 rpm 40 min
SOBRENADANTE
HIDROLISADO
PROTEICO
PRECIPITADO
CAROTENOIDE
Figura 2. Procedimento para a obtenção do HPC (Litopenaeus vanammei)
Fonte: Bezerra, 2000
Com o objetivo de demonstrar a autólise, a atividade proteolítica no HPC foi
determinada (em quadruplicata), de acordo com Leighton et al. (1973), em que uma
amostra do HPC (60 µL) foi incubada com azocaseína (100 µL; Sigma) 1 %, p/v,
preparada em Tris-HCl 0,2 M, pH 7,2, por 60 minutos. Ácido tricloroacético (480 µL)
10%, p/v, foi então adicionado para interromper a reação e precipitar o substrato não
hidrolisado. Após 15 minutos de repouso, a mistura de reação foi centrifugada por 5
minutos a 8,000 g e o sobrenadante (320 µL) foi diluído com NaOH 1 M (670 µL) e sua
absorbância mensurada em 440 nm contra branco preparado similarmente, exceto que
água destilada substituiu o HPC. Experimento prévio demonstrou existir linearidade na
curva temporal da ação de protease durante os 60 minutos da reação. Uma unidade (U)
da atividade enzimática foi definida como a quantidade de enzima capaz de hidrolisar
azocaseína e produzir 0,001 de absorbância por minuto. Experimento paralelo, com
finalidade comparativa, foi realizado com alcalase (Novozyme Brazil S.A) 0,5% p/v.
5.2. Rendimento dos subprodutos
Após o processo de seleção, o crustáceo foi submetido ao processo de
descabeçamento e registrado o peso, antes e depois desta etapa. O percentual do peso da
cabeça em relação ao peso total do crustáceo foi calculado e utilizado para estimar o
rendimento da amostra.
5.3. Composição centesimal
A análise da composição centesimal do HPC foi realizada no Departamento de
Nutrição da Universidade Federal de Pernambuco, segundo a metodologia recomendada
pela Association of Official Analytical Chemists (HORWITZ, 1975). No HPC foram
analisados o teor de carboidratos, proteínas, gordura total, umidade, valor calórico total
(VCT) e cinzas. De acordo com o método, a umidade foi quantificada por estufa
regulada a 105º C, a gordura total por aparelho de Soxhlet, as proteínas pelo método de
Kjeldahl e as cinzas por incineração em mufla, a 550º C. O conteúdo de carboidratos foi
calculado pela diferença de peso.
5.4. Composição de aminoácidos totais, escore químico (EQ) e índice de
aminoácidos essenciais (IEAA)
O aminograma do HPC foi realizado no Centro de Química de Proteínas da
Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto (FMRP), São Paulo. A determinação analítica
dos aminoácidos totais foi realizada pelo método de cromatografia de troca iônica. A
primeira etapa desta análise corresponde a uma hidrólise ácida a que se submete uma
quantidade de 20 mg de proteína com 10 ml de HCL 6 N, durante 22 h. Os aminoácidos
liberados, com exceção da metionina, cistina e triptofano, são analisados em analisador
automático de intercâmbio iônico. A segunda etapa envolve a oxidação do ácido
perfórmico para determinar os aminoácidos sulfurados: cistina e metionina. Para tanto,
são pesados 10 mg de proteína e adicionados 5 ml de ácido perfórmico frio, analisandose, a seguir, conforme a metodologia anterior. A terceira etapa corresponde à
determinação do triptofano, que envolve uma hidrólise alcalina com LiOH 4N a 110 ºC
+ 1°C, por 24 h.
Determinada a composição de aminoácidos (g de aminoácidos/ 100g de
proteína) do HPC, a qualidade da proteína foi avaliada pelo cálculo do escore químico
(EQ) e pelo IEAA. Ambos os métodos comparam os aminoácidos da proteína testada
com os da proteína padrão (FAO/WHO, 1989). De sua utilização para o cálculo do EQ
resultam em índices que em muitos casos, apresentam boa correlação com os obtidos
nos ensaios biológicos (SGARBIERI, 1987). Assim, para o cálculo do EQ admite-se
que a proteína padrão é o maior valor biológico para promover o crescimento e este será
limitado pelo aminoácidos essenciais da dieta, cuja taxa, em relação à proteína padrão, é
menor.
g aminoácidos essenciais na proteína testada
EQ =
g aminoácidos essencial na proteína padrão
X 100
O valor do IEAA do HPC foi calculado com base no conteúdo de dez
aminoácidos, de acordo com equações desenvolvidas por Lee et al. (1978) e Alsmeyer,
Cunningham e Happich (1974). Estas equações estão especificadas no quadro a seguir.
Equação preditiva para o cálculo do IEAA
n
IEAA = 100 .
X1 . X2 ............Xn
Xs1. Xs2............Xsn
X
n
eX
sn:
conteúdo de leucina, isoleucina, lisina, treonina, (fenilalanina + tirosina),
triptofano, (metionina + cistina) e valina, em cada amostra.
5.5. Composição de ácidos graxos e colesterol
A análise da composição dos ácidos graxos do HPC foi realizada no Instituto
Tecnológico do Estado de Pernambuco (ITEP), utilizando o Official Methods of
Analysis da AOAC Internacional (2000). A composição de ácidos graxos foi
determinada por transmetilação (AOAC, 2000), através de cromatografia.
5.6. Determinação de minerais e metais pesados
A determinação de minerais do HPC foi realizada no Departamento de Nutrição
da Universidade Federal de Pernambuco, segundo o método do Instituto Adolfo Lutz
(1985) e da Association of Official Analytical Chemists (AOAC, 1998). Foram
determinados cálcio, fósforo, sódio, cloreto e ferro.
O conteúdo dos metais pesados foi determinado no ITEP, utilizando o Official
Methods of Analysis do AOAC International (2000) e o método do Instituto Adolfo
Lutz (1985). Foram determinados cobre, zinco, chumbo, cobalto, cádmio e manganês.
5.7. Análises microbiológicas
As análises microbiológicas do HPC foram realizadas no Laboratório de
Experimentação e Análises de Alimentos (LEAAL) do departamento de nutrição da
Universidade Federal de Pernambuco (UFPE), de acordo com os métodos preconizados
pela AOAC (2002). Foram determinados coliformes totais, Escherichia coli,
Staphylococcus coagulase-positivos, Salmonela ssp, bolores e leveduras, sendo os
resultados expressos em UFC/g.
6.1. Autólise enzimática
As etapas principais para a produção do HPC foram: hidrólise enzimática por
autólise a temperatura constante (45°C), durante 3 horas, inativação enzimática por
aquecimento (100°C), por 3 minutos, extração do hidrolisado protéico por centrifugação
e secagem por liofilização (Figura 1). O processo por autólise enzimática, inspirado na
metodologia descrita por Bezerra et al. (2000) para Tambaqui, tem a vantagem de ser de
baixo custo, vez que utiliza enzimas do próprio crustáceo; as enzimas normalmente
utilizadas, como a alcalase, na maioria das vezes inviabilizam economicamente o
processo. A atividade proteolítica do HPC atuando sobre a azocaseína foi igual a 125 ±
8 U/mL, mais do dobro da estabelecida para a alcalase 5% (50 ± 1,7 U/mL).
A autólise enzimática é definida como a degradação dos constituintes de tecidos
por enzimas endógenas. Muitas são as enzimas envolvidas na autólise, porém a
fosforilase, lipase, catepsina e enzimas intestinais são as principais (MUKUNDAN;
ANTONY; NAIR, 1986). A atividade autolítica das proteases em peixe varia de espécie
para espécie e depende da época da pesca (SHAHIDI; HAN; SYNOWIECKI, 1995), do
pH e da temperatura (MUKUNDAN; ANTONY; NAIR, 1986). Portanto, as
propriedades funcionais do hidrolisado protéico podem variar muito, mesmo sendo o
produto processado sob as mesmas condições (SHAHIDI; HAN; SYNOWIECKI,
1995).
Enzimas autolíticas de peixe podem também ser responsáveis por mudanças
indesejáveis no produto (redução da estabilidade do produto e aumento da retenção de
lipídeos), dificultando o controle do grau de autólise durante o processamento e a
armazenagem, vez que o processo pode durar desde alguns dias até vários meses
(SHAHIDI; HAN; SYNOWIECKI, 1995). Por outro lado, hidrólises aceleradas usando
proteases comerciais oferecem algumas vantagens em relação à autólise, pois permitem
melhor controle da hidrólise e das propriedades dos produtos resultantes. Contudo,
hidrólises aceleradas constituem, geralmente, um processo complexo, considerando que
o custo das enzimas pode refletir na economia e viabilidade comercial do processo
(SHAHIDI; HAN; SYNOWIECKI, 1995).
Pode ocorrer um gosto amargo quando as proteínas alimentares são
enzimaticamente hidrolisadas e os peptídeos resultantes contêm um ou mais resíduos de
aminoácidos hidrofóbicos, como a leucina, isoleucina, valina, fenilalanina, tirosina e
triptofano, responsáveis pelo fenômeno. Portanto, o desenvolvimento do gosto amargo
depende tanto do grau de hidrólise como da composição de aminoácidos da proteína
(SYNOWIECKI; JAGIELKA; SHAHIDI, 1996). O completo conhecimento da autólise
pode ser usado no desenvolvimento de métodos apropriados para controlar o processo e
assim preservar o “flavour”, bem como reduzir a deterioração bacteriana
(MUKUNDAN; ANTONY; NAIR, 1986).
O rendimento, composição centesimal e propriedades do produto final do
hidrolisado protéico do peixe capelin (Mallotus villosus), usando diferentes enzimas
proteolíticas, como alcalase e neutrase (Novo Enzymes); papaína (Sigma Chemical Co.)
e enzimas endógenas foram determinados por Shahidi, Han e Synowiecki (1995), tendo
sido demonstrado que o tipo de enzimas utilizadas exerce um marcante efeito nestes
parâmetros. A alcalase apresentou maior atividade proteolítica do que a neutrase,
diferente do que aconteceu em nosso estudo onde a atividade proteolítica do HPC (125
+ 8U/ml) foi mais do dobro da estabelecida para alcalase 5%. Estes autores também
detectaram que o conteúdo de lipídeos de toda a preparação foi muito reduzido quando
comparado com o material padrão, o que, por sua vez, pode favorecer a estabilidade de
armazenamento dos produtos.
6.2. Rendimento dos subprodutos
Os dados fornecidos pela Atlantis S.A revelam que o rendimento dos
subprodutos do camarão L. vannamei variou entre 33-35%, a proporção da parte
comestível entre 48-51% e a umidade em torno de 14-19%. Os valores encontrados para
o rendimento do desperdício e a proporção da parte comestível são semelhantes aos de
Balogun e Samsons (1992), estudando outros tipos de camarão (Macrobrachiart
rosenbergit, Palaemon serratus, Panaeus notialis, Parapenaeopsis atlantica): 45-49% e
49-52%, respectivamente. Heu, Kim e Shahidi (2003) demonstraram que o subproduto
de camarão P. borealis utilizado em seu trabalho contribuiu com aproximadamente 52%
do total do peso do crustáceo, a cabeça pesando 38%, a casca 11% e a cauda 2,4%.
Estes valores demonstram a importância da utilização, em larga escala, destes
subprodutos de camarão, não apenas como mais uma opção alimentar e de atividade
industrial rentável, mas também para minimizar o alto custo sanitário decorrente do
processamento adequado do descarte. Muitas vezes, este material é lançado in natura no
meio ambiente, causando sérios problemas de poluição ambiental.
Para 2004, a estimativa de produção para o Brasil é de 120 mil toneladas de
crustáceos, com uma taxa média de expansão de área de viveiros, da ordem de 30% ao
ano (ROCHA, RODRIGUES E AMORIM, 2004). Daí decorre que cerca de 36 mil
toneladas de desperdício podem ser geradas.
6.3. Composição centesimal
A composição centesimal do HPC está explicitada na Tabela 3, evidenciando um
teor de 33,12% de carboidratos e cerca de 370kcal por 100g de HPC.
A umidade da amostra do HPC liofilizado foi de 9,68%. O conteúdo protéico no
material liofilizado do HPC foi de 43,63%, superior ao encontrado no hidrolisado
protéico das cascas do camarão C. Cragon (40,6%) (SYNOWIECKI; AL-KRATEEB,
2000) e do camarão P. borealis (41,9%) (SHAHIDI; NACIK; SYNOWIECKI, 1991),
ambos utilizando enzimas comerciais.
Tabela 3. Composição centesimal e valor calórico do HPC (Litopenaeus vannamei)
liofilizado
Componentes
Valores
Umidade (%)
9,68
Proteína (%)
43,63
Lipídios totais (%)
6,25
Cinzas (%)
7,32
Carboidratos (%)
Valor calórico (Kcal/100g)
33,12
363,27
O teor de lipídeos no HPC foi de 6,25%, e o conteúdo de cinzas 7,32%. Balogun
e Samsons (1992) analisaram a cabeça de alguns tipos de camarão (Macrobrachiart
rosenbergit, Palaemon serratus, Panaeus notialis, Parapenaeopsis atlantica) e
constataram 0,81% de lipídeos e 7,48% de cinzas; foram também analisados o teor de
proteína (16%) e de fibras cruas (0,074%). Synowiecki e Al-Khateeb (2000)
constataram um conteúdo de 9,95% de lipídeos do hidrolisado protéico das cascas do
camarão C. Cragon, similar ao encontrado nos subprodutos do camarão P. borealis
(10.23%) (SHAHIDI E SYNOWIECKI, 1991), ambos superiores ao detectado neste
trabalho.
Toma e Meyer (1975) constataram um teor de 58,98% de proteína, 10% de
umidade e 6,33% de cinzas no material proteináceo obtido de camarão Penaeus aztecus
descartado pela indústria mexicana, semelhante ao encontrado neste estudo.
Jeckel, Moreno e Moreno (1991) verificaram que a composição bioquímica da
carapaça do camarão pleoticus muelleri apresenta variação sazonal, diferentemente do
músculo; estes autores verificaram aumento do conteúdo de água na primavera e do
nível de cinzas no verão e que os lipídeos totais apresentaram taxas notavelmente
maiores no outono em relação às demais estações do ano.
A composição centesimal do hidrolisado protéico de tilápia foi afetada pelo
aumento de temperatura durante a secagem, sendo observada redução no conteúdo
protéico (23,9%) e na umidade, porém o conteúdo de cinzas não foi afetado (ABDULHAMID; BAKAR; BEE, 2002).
A composição centesimal indica claramente que o HPC poderá constituir uma
boa fonte de minerais e proteínas.
6.4. Composição de aminoacidos totais, escore químico (EQ) e índice de
aminoácidos essenciais (IEAA)
O composição dos aminoácidos totais do HPC está especificada na Tabela 4
expressa em mg/100g da amostra, enquanto na Tabela 5 se estabelece uma comparação
com o padrão de referência (FAO, 1989) para humanos, expressa em mg/g de proteína.
O conteúdo total de aminoácidos do HPC foi de 46,79 mg/100g, sendo 41,2%
aminoácidos essenciais e 58,8% de aminoácidos não essenciais. Os principais
aminoácidos encontrados foram ácidos glutâmico, aspartico, leucina, lisina, tirosina e
arginina, perfazendo aproximadamente a metade do total de aminoácidos.
Tabela 4. Conteúdo de aminoácidos totais do HPCa (Litopenaeus vannamei),
comparado com subprodutos e músculo de camarão P. borealisb
Aminoácido
Subprodutos a
HPC
mg/100g
% mg/100g
Músculo a
% mg/100g
%
Essencial
Histidina
1.060 ± 0,005
2,3
184
2,3
343
2,7
Isoleucina
2.000 ± 0,021
4,7
277
3,4
523
4,2
Leucina
3.490 ± 0,021
7,6
458
5,6
975
7,8
Lisina
3.350 ± 0,000
7,3
574
7,1
1.143
9,1
Metionina
1.290 ± 0,005
2,8
125
1,5
225
1,8
Fenilalanina
2.370 ± 0,002
5,2
1.585
19,5
588
4,7
Treonina
2.120 ± 0,031
4,7
325
4,0
539
4,3
670 ± 0,016
1,4
nd
nd
nd
Nd
2.250 ± 0,012
4,9
465
5,7
718
5,8
Tirosina
3.370 ± 0,004
7,4
205
2,5
323
2,6
Ác. aspártico
4.270 ± 0,031
9,4
664
8,2
1.180
9,5
Ác. glutâmico
5.780 ± 0,003
12,7
920
11,3
1.778
14,2
Glicina
2.890 ± 0,005
6,3
473
5,8
1.105
8,8
Serina
2.030 ± 0,001
4,4
336
4,1
540
4,3
Arginina
3.400 ± 0,043
7,4
574
7,1
1.219
9,8
Alanina
3.070 ± 0,017
3,7
403
5,0
736
5,9
Prolina
2.970 ± 0,024
6,5
292
3,6
297
2,4
Cistina
410 ± 0,015
0,9
277
3,4
356
2,1
46.790
100,0
Triptofano
Valina
Não Essencial
TOTAL
a
8.137 100,0
Os valores são expressos em médias de duplicata ± desvio padrão
De acordo com Heu, Kim e Shahidi, 2003 nd – Não determinado
b
12.588 100,0
Os principais aminoácidos encontrados por Heu, Kim e Shahidi (2003) no
subproduto de camarão P. borealis foram fenilalanina e ácido glutâmico,
correspondendo, aproximadamente, a 31% do total de aminoácidos, sendo também
elevado o conteúdo de lisina; enquanto nos músculos deste crustáceos os principais
aminoácidos encontrados foram o ácido glutâmico e arginina.
Gilberg e Stenberg (2001) encontraram conteúdo elevado de aminoácidos
essenciais no hidrolisado protéico dos desperdícios de camarão P. borealis, indicando
um alto valor nutricional. Synowiecki e Al-Khateeb (2000) evidenciaram que o
hidrolisado obtido por digestão de alcalase dos desperdícios de camarão C. Cragon é
particularmente rico em ácidos glutâmico e aspártico, podendo, portanto, ser utilizado
como boa fonte de aminoácidos essenciais em produtos alimentícios. Encontramos
valores semelhantes no hidrolisado protéico do subprodutos do camarão L. vanammei
para o teor de aminoácidos essenciais e não essenciais.
Abdul-Hamid, Bakar e Bee (2002) demonstraram que todos os aminoácidos
essenciais obtidos do hidrolisado protéico de tilápia (Oreochromis mossambicus) foram
severamente afetados por altas temperaturas (180°C). Os aminoácidos (isoleucina,
leucina, metionina, cistina, fenilalanina e tirosina) do hidrolisado, submetidos a
temperatura menor (150°C) não sofreram alteração, sendo comparados à proteína
padrão (FAO/WHO, 1973).
O valor nutritivo de uma proteína depende, sobretudo, de sua capacidade de
fornecer aminoácidos, em quantidades adequadas, para suprir as necessidades do
organismo (SGARBIERI, 1987). A Tabela 5 mostra uma maneira para avaliar a
qualidade protéica, comparando o conteúdo de aminoácidos do HPC com as
necessidades humanas. Desta forma foi possível comparar a composição em
aminoácidos do HPC utilizando um processo de autólise, com informações da literatura
sobre hidrolisados protéico que utilizaram enzimas comerciais.
O teor de aminoácido para o HPC foi superior ao padrão da FAO/WHO(1989),
demonstrando o potencial nutritivo do HPC quanto à qualidade protéica nos presentes
métodos de avaliação, além de satisfazer o padrão internacional de qualidade
(FAO/WHO, 1989).
Tabela 5. Composição de aminoácidos essenciais do HPC(Litopenaeus
vannamei), comparado com o padrão FAO/WHO (1989)*e valores de escore químico1
Aminoácido
HPC
Padrão
Escore
Químico
mg/g
%
mg/g
%
Isoleucina
49,5
9,62
28
8,26
176
Leucina
79,5
15,44
66
19,47
120
Lisina
76,1
14,78
58
17,11
131
Metionina + cistina
38,5
7,48
25
7,38
154
131,3
25,51
63
18,59
208
Treonina
48,6
9,44
34
10,03
142
Histidina
24,3
4,72
19
5,60
127
Triptófano
15,4
2,99
11
3,24
140
Valina
51,6
10,02
35
10,32
147
514,8
100,00
339
100,00
-
Fenilalanina + tirosina
TOTAL
*mg/g de proteína.
1
Valores percentuais calculados pela formula indicada pela FAO (1989).
Segundo Sgarbieri (1987), as proteínas podem diferir entre si em sua qualidade
nutricional e isto está associado primariamente às diferenças no conteúdo de seus
aminoácidos, especialmente daqueles considerados essenciais.
O conhecimento, em si, do conteúdo de aminoácidos essenciais não é conclusivo
para caracterizar a qualidade de uma proteína, porém alguns índices, como o escore
químico, baseados em determinações químicas, estabelecem melhor a relação entre a
composição da proteína e sua qualidade nutricional (SGARBIERI, 1987).
Com base nas necessidades de aminoácidos para humanos (FAO/WHO, 1989),
foi calculado o EQ de aminoácidos que se baseia nos 11 aminoácidos essenciais para
humanos: Hys, Ile, Leu, Lys, Met + Cistina, Phe + Tyr, Thr, Trp e Val (Sgarbieri,
1987). A tabela 5 mostra que os aminoácidos essenciais do HPC tiveram resultados
superiores a 100% do escore químico, demonstrando boa fonte destes aminoácidos; e
que a temperatura empregada durante a confecção do HPC (100°C por 10min) não
afetou os aminoácidos essenciais, como observado por Abdul-Hamid, Bakar e Bee
(2002) com o hidrolisado protéico de tilápia (Oreochromis mossambicus).
O EQ dos aminoácidos aromáticos, fenilalanina e tirosina, foi o mais elevado
(208) em comparação com os demais aminoácidos. Observa-se também nesta proteína
analisada, um excesso de isoleucina (176), aminoácidos sulfurados (154), metionina e
cistina; valina (147), treonina (142) e triptofano (140), indicando ser ótima fonte destes
aminoácidos. O aumento em aminoácidos hidrofóbicos, como a Fenilalanina,
isoleucina, metionina, valina, e triptofano, é importante devido aos efeitos destes
aminoácidos nas propriedades físicas e funcionais da proteína estudada. Os aminoácidos
lisina, histidina e leucina obtiveram os menores EQ na proteína estudada, 131, 127 e
120, respectivamente.
O IEEA do HPC foi elevado (138,6) quando comparado com o hidrolisado
protéico de casca de camarão C. cragon (125) (Synowiecki e Al-Khateeb, 2000); do
hidrolisado protéico de Mallotus villosus (99) (Shahidi, Han e Synowiecki, 1995); da
carotenoproteína de camarão P. borealis (117) (Simpson e Haard, 1985); da proteína do
músculo de carne de boi do longissimus dorsi (102) (Synowiecki, Jagielka e Shahidi;
1996); e da carne de foca (Phoca groenlandica) mecanicamente separada (116) (Shahidi
e Synowiecki (1993), como observado na tabela 6, demonstrando a superioridade do
HPC quanto à qualidade proteíca nos presentes métodos de avaliação, além de satisfazer
o padrão internacional de qualidade (FAO/WHO, 1989).
Tabela 6. Índice de aminoácidos essenciais do HPC Litopenaeus
vannamei.comparados com produtos de outras fontes.
Fontes
IEAA
HPC Litopenaeus vannamei
138,6
Hidrolisado proteico de casca de camarão C. cragon a
125,0
Hidrolisado proteico de capelin (mallotus villosus) b
99,0
Carotenoproteína de camarão P. borealis c
Proteína do músculo de carne de boi do longissimus dorsi
117,0
d
Carne de foca (Phoca groenlandica) mecanicamente separada e
a
De acordo com Synowiecki et al (2000)
b
De acordo com Shahidi et al (1995)
c
De acordo com Simpson e Haard (1985)
d
De acordo com Synowiecki et al (1996)
e
De acordo com Shahidi et al (1993)
102,0
116,0
6.5. Composição de ácidos graxos e colesterol
A composição de ácidos graxos e o conteúdo de colesterol do HPC estão
descritos na Tabela 7, que compara com os achados de Heu, Kim e Shahidi (2003). O
conteúdo de ácidos graxos saturados do HPC (C 12:0, C14:0, C16:, C18:0, C20:0) foi
Tabela 7. Composição de ácidos graxos do HPC (Litopenaeus vannamei)
comparados aos subprodutos e músculo do camarão P. borealis a(% p/p)
ÁCIDOS GRAXOS
HPC
Subprodutos
Músculo
Ácidos graxos saturados
12:0 (Láurico)
3,05
0,10
0,10
14:0 (Mirístico)
2,60
2,00
1,10
16:0 (Palmítico)
31,05
14,80
16,30
18:0 (Esteárico)
10,70
5,80
5,00
20:0 (Araquídico)
2,70
0,60
0,40
Outros
0,00
2,60
2,50
Total
50.10
25.90
25.40
4,80
6,10
5,00
23,55
9,30
10,20
Outros
0,00
14,20
9,00
Total
28,35
29,60
24,20
21,55
1,40
1,40
Outros
0,00
42,50
48,60
Total
21,55
43,90
50,00
1,68 mg %
nd
nd
Ácidos graxos monoinsaturados
16:1 n-7 (Palmitoléico)
18:1 n-9 (Oléico)
Ácidos graxos poliinsaturados
18:2 n-6 (Linoléico)
Colesterol
a
De acordo com Heu, Kim e Shahidi (2003).
nd – não detectado
de 50,1 % p/p, com predominância do ácido Palmítico (31,05 % p/p). Os ácidos graxos
monoinsaturados (C16:1, C18:1) estão presentes em 28,35 % p/p, com predominância
do ácido Oléico (18:1) e os ácidos graxos poliinsaturados (C18:2), com 21,55 % p/p,
com a presença predominante do ácido Linoléico (21,55% p/p).
No músculo e nos subprodutos do camarão P. borealis predominam os ácidos
graxos
poliinsaturados
(50%
e
43,9%,
respectivamente);
os
saturados
são
predominantes no HPC (50,1%) e não houve diferença no conteúdo destes ácidos
graxos no músculo e nos subprodutos do camarão P. borealis (25,4% e 25,9%,
respectivamente).
Os monoinsaturados tiveram um percentual semelhante, 28,35%, 29,6% e
24,2%, respectivamente, no HPC, subprodutos e músculo do camarão P. borealis. Os
principais ácidos graxos encontrados nos subprodutos e no músculo foram 16:0 (13,116,3%), 18:1 n-9 (6,3-10,2%), 20:5 n-3 (8,9-13,2%) e 22:6n-3(10,7-14,5%). Restron,
Borch e Liaaen-Jensen (1981) avaliaram a composição de ácidos graxos do camarão P
borealis, sendo os principais componentes encontrados o C16:0, C16:1, C18:1, C22:1 e
C22:6. Estudo realizado anteriormente, também com a espécie de camarão P. borealis,
encontrou valores de C16:0, C16:1, C18:1, C20:5 e C22:6 semelhantes aos deste
trabalho (KRZECZKOWKI, 1970).
Jeckel, Moreno e Moreno (1991) analisaram carapaça de camarão Pleoticus
muelleri e encontraram C16:0, C18:0, C16:1, C18:1, C20:5 e C22:6 como os principais
ácidos graxos, onde foi observado uma variação sazonal na composição dos
poliinsaturados (C20:5 e C22:6), que alcançaram níveis mínimos na primavera,
enquanto um ácido graxo saturado (C16:0) e os monoinsaturados (C16:1 e C18:1)
variaram inversamente; os ácidos graxos poliinsaturados atingiram níveis máximos no
outono.
Embora apresentem as características adequadas para a formação de óxidos de
colesterol, os produtos marinhos têm sido pouco estudados neste sentido (MOURA,
A.F.P.; TENURA FILHO, A., 2002). Moluscos e crustáceos apresentam níveis
relativamente elevados de colesterol, além de alta proporção de ácidos graxos
poliinsaturados em sua fração lipídica (JOHNSTON et al. 1983). No camarão, em
particular, têm sido constatados teores de colesterol variando entre 90 e 200mg/100g
(JOHNSTON et al. 1983; KRITCHEVSKY et al. 1967; KRZYNOWEK, 1985).
Detectamos um teor muito baixo de colesterol no HPC (1,68mg/100g), quando
comparado ao teor do músculo fresco do camarão P. brasiliense e P. paulensis que foi
de 1130mg/100g, pois na grande massa muscular esquelética o colesterol encontra-se a
forma livre, predominantemente. ( MOURA, A.F.P.; TENURA FILHO, A., 2002).
Apesar do perfil de ácidos graxos detectados, o conteúdo de lipídeos totais no
HPC é muito baixo para atuar como fonte importante destes ácidos graxos.
Consequentemente, se este material for usado como fonte protéica, a oxidação lipídica
não afetará a qualidade do produto, desde que o teor lipídico é baixo.
6.6. Determinação de minerais
O conteúdo de minerais e fósforo está demonstrado na Tabela 8, que compara os
resultados obtidos neste trabalho com os de Heu, Kim e Shahidi (2003). Como
esperado, o cálcio esteve presente em grande quantidade nos subprodutos (cabeça,
cauda e casca; 3.371,00mg/100g). No HPC esta quantidade se reduz pela metade
(1435,94mg/100g) em relação aos subprodutos, e estes valores são ainda menores no
músculo (96,5mg/100g) do camarão P. borealis. O conteúdo de fósforo nos subproduto
(338,00mg/100g) é maior do que no HPC e no músculo desta espécie de camarão
(68,10mg/100g e 167,00mg/100g, respectivamente). Estas diferenças podem ser devidas
à separação da carapaça durante o processo de elaboração do HPC.
O teor de sódio do HPC (708,59mg/100g) foi quase três vezes maior do que nos
subprodutos e no músculo (282,00mg/100g e 254,00mg/100g, respectivamente). O
conteúdo de ferro não apresentou diferença pronunciada entre o HPC (6,52mg/100g) e
os subprodutos (7,29mg/100g), quando comparados com o músculo (2,15mg/100g),
uma vez que o camarão é um alimento rico em ferro (BALOGUN; SAMSONS, 1992).
O conteúdo de manganês foi comparativamente menor em relação aos outros minerais,
em todas as porções estudadas.
Tabela 8. Conteúdo de minerais e fósforo do HPC (Litopenaeus vannamei),
comparado com subprodutos e músculo do camarão P. borealisa
Minerais
HPC
Subprodutos
Músculo
mg/100g
Cálcio
1435,94
3371,00
96,50
68,10
338,00
167,00
Sódio
708,59
282,00
254,00
Ferro
6,52
7,29
2,15
Fósforo
a
De acordo com Heu, Kim e Shahidi (2003).
Balogun e Samsons ( 1992) determinaram a concentração de minerais na cabeça
de alguns tipos de camarão (Macrobrachium rosenbergii, Palaemon serratus, Paneus
notialis, Parapenaeopsis atlantis) e observaram níveis mais elevados de manganês,
ferro, cobre, zinco, cálcio, magnésio, potássio, sódio, e fósforo, quando comparado com
a carne e a casca destes crustáceos. Toma e Meyer (1975) encontraram 0,465% de
cálcio, 0,815% de fósforo, 0,110% de ferro, 471 ppm de magnésio nos subprodutos de
camarão Penaeus aztecus.
Embora os subprodutos de camarão possam ser considerados uma boa fonte de
cálcio ,a razão de cálcio e fósforo encontrada não é adequada para o uso humano. Toma
e Meyer (1975) encontraram uma razão cálcio/fósforo de 1/1.75 .
6.7. Metais pesados
O conteúdo de metais pesados no HPC está expresso na Tabela 9. Os metais
investigados tiveram teores acima dos limites de detecção do método e equipamento
adotados neste trabalho, exceto chumbo, cobalto e cádmio, que não foram detectados.
No julgamento quanto à contaminação foram empregados valores estabelecidos
pelo Decreto n° 55871 (Brasil, 1989), que estabelece os valores permitidos em
alimentos para estes metais. Todos os metais investigados apresentaram quantidades
inferiores aos limites máximo permitido para contaminantes inorgânicos em alimentos,
podendo assim ser considerados adequados, do ponto de vista do conteúdo destes
metais. Isto reflete as condições ambientais no qual os crustáceos estudados foram
criados, pois a concentração de metais pesados pode estar relacionada à qualidade da
água, segundo Paez-Osuna; Tron-Mayen (1996).
Os nossos resultados foram semelhantes aos níveis de metais pesados
encontrados em subprodutos de camarão P. borealis que estiveram abaixo destes limites
de segurança no estudo de Heu, Kim e Shahidi (2003). Contudo, em outros crustáceos
Szefer, Szefer e Skwarzec (1990) encontraram níveis mais elevados de cobre e ferro.
A ocorrência de altas concentrações de alguns metais em tecidos de camarão
pode estar relacionada com os níveis destes metais em seu habitat. A relação entre os
níveis destes metais em organismos aquáticos e os detectados no ambiente natural tem
sido objeto de estudo (PAEZ-OSUNA; TRON-MAYEN, 1996).
Tabela 9. Concentração de metais pesados (mg/% )
no HPC (Litopenaeus vannamei) comparado com os limites máximos permitidos de
contaminantes inorgânicos em alimentos
Componentes
HPC
Limites de detecção
Limites máximo
1
permitido 2
Cobre
0,54
0,003
3,0
Zinco
0,40
0,001
5,0
Chumbo
ND
0,009
0,08
Cobalto
ND
0,001
-
Cádmio
ND
0,0007
0,1
0,0047
0,0002
-
Manganês
ND: Não detectado
1
Limites de detecção do método /equipamento adotado na avaliação do HPC
2
Associação Brasileira de Alimentos (Decreto nº 55871)
O conhecimento da distribuição dos metais em tecidos isolados de organismos
marinhos é útil para identificar os órgãos específicos seletivos para o acúmulo de metais
pesados (SZEFER; SFEZER; SKWARZEC, 1990). Investigações prévias acerca da
concentração de metais pesados em crustáceos têm revelado tendências na distribuição
desses elementos em determinados tecidos como hepatopâncreas e exosqueleto (PAEZOSUNA; TRON-MAYEN, 1996).
Páez-Osuna e Tron-Mayen (1996) demonstraram que ferro, cobre e zinco foram
os metais mais abundantes, em diferentes análises biológicas; manganês e níquel
apresentam variações dependentes do tecido, enquanto cádmio foi o menos abundante
elemento detectado; e o chumbo ficou abaixo do limite permitido, em todos os tecidos
investigados do camarão Penaeus vannamei. Tariq et al. (1993) encontraram altos
níveis de cádmio, cromo, níquel, chumbo, enquanto cobre e zinco apresentaram níveis
menores, em camarão Penaeus vannamei pescado no mar da Arábia, no Paquistão.
Alternativamente, a diversidade entre os níveis de metais pode ser uma
consequência de diferentes concentrações no sedimento e no habitat, da variação de
biodisponibilidade metálica no ambiente e da salinidade, mais do que devido a uma
exposição real a concentrações mais altas de metais (PAEZ-OSUNA; TRON-MAYEN,
1996).
6.8. Análises microbiológicas
Tabela 10. Análise microbiológica (UFC/g) do HPC (Litopenaeus vannamei)
Microorganismos
Valores expressos em UFC/g
Coliformes totais e fecais a
< 10
Escherichia coli a
<10
Staphylococcus coagulase-positivos b
AUSÊNCIA
Salmonella ssp c
<10
Bolores e leveduras d
130
a
De acordo com a AOAC, 2002 (Ref. 991.14).
b
De acordo com a AOAC, 2002 (Ref. 967.25, 996.08).
c
De acordo com a AOAC, 2002 (Ref. 975.55).
d
De acordo com a AOAC, 2002 (Ref. 997.02).
Foram determinados coliformes totais, Escherichia coli, Staphylococcus
coagulase-positivos, Salmonela ssp, bolores e leveduras, todos expressos em UFC/g,
demonstrados na Tabela 10. A ausência de todos os microrganismos investigados na
amostra analisada, tornam a técnica e o produto obtido seguros do ponto de vista
microbiológico.
Nossos resultados diferem dos encontrados por Ayulo, Machado e Sansel
(1994), que observaram alta incidência de E. coli e S. aureus em camarões capturados
em Florianópolis (em torno de 33 – 40% das amostras), atribuída à forma como o
camarão é capturado e manipulado antes de ser comercializado e à qualidade da água
onde foram pescados. O consumo destes alimentos contaminados pode ser considerado
um sério risco à saúde pública, segundo os autores.
Kumar et al (2003) afirmam que a salmonella spp. alcança o ambiente aquático
através da contaminação fecal, acometendo peixes e crustáceos, e tem sido isolada em
lagos de cultura de peixes de água doce, em muitos países, diferente do que ocorreu em
nosso estudo.
Os resultados obtidos neste estudo, em relação aos metais pesados e analises
microbiológicas, refletem as condições ambientais onde os crustáceos são criados, pois
trata-se de crustáceos obtidos de fazenda litorânea dedicada à criação em cativeiro, para
fins de exportação.
A qualidade é um fator primordial no cultivo de camarão, pois a exigência do
mercado consumidor de camarão por produtos de boa qualidade e o aproveitamento de
seus subprodutos tem obrigado os produtores e processadores deste pescado a uma
reformulação
radical
dos
seus
mecanismos
operacionais,
reformulação
esta
imprescindível ao ingresso no mercado internacional. Portanto a manutenção de um
estrito controle sobre os possíveis vetores de contaminação, tais como água, alimento e
o próprio pessoal de operação é fundamental para se obter um produto livre de
contaminantes.
Os resultados obtidos com o hidrolisado da cabeça do camarão Litopenaeus
vannamei, descartada durante o processamento industrial desse crustáceo, obtido
mediante autólise, e, posteriormente, liofilizado, revelou-se importante fonte de
aminoácidos (43,63%) e de carboidratos (33,12%), conferindo 363,27 kcal/100g. O
conteúdo total de aminoácidos de 46.79 g/100g de hidrolisado, representados por 41,2%
de aminoácidos essenciais e 58,8% de não essenciais, mostrou-se superior àqueles
recomendados pela FAO/WHO (1989). Ácido glutâmico, ácido aspártico, leucina,
lisina, tirosina e arginina foram os principais aminoácidos, representando cerca de
metade do total. A contaminação do HPC por metais foi negligível desde que traços de
cobre, zinco e manganês, enquanto que chumbo, cobalto e cádmio não foram
detectados. Cálcio e sódio como minerais predominantes, enquanto que fósforo, ferro e
cloreto estão presentes em pequena quantidades e ausência de coliformes totais e fecais,
Escherichia coli, Staphylococcus coagulase-positivos e Salmonella ssp, bolores e
leveduras.
Os resultados demonstram que o hidrolisado protéico obtido da cabeça de
camarão da espécie Litopenaeus vannamei constituiu uma excelente fonte alimentar,
sobretudo de aminoácidos essenciais. Porém, deve ser investigado o seu valor
biológicos, bem como a sua toxicidade a fim de definirmos sua aplicabilidade.
Investigar o valor biológico do hidrolisado protéico da cabeça de camarão da
espécie Litopenaeus vannamei através de experimentos utilizando animais de
laboratório; bem como determinar a sua toxicidade.
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