UNIVERSIDADE FEDERAL DE PERNAMBUCO
CENTRO DE CIÊNCIAS E DA NATUREZA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA DE MATERIAIS
DISSERTAÇÃO DE MESTRADO
COMPÓSITO DE POLICAPROLACTONA E CARBONATO DE
CÁLCIO (PCLC): UM NOVO BIOMATERIAL PARA ENXERTO
ÓSSEO
Robson Aurélio Silveira de Queiroz
Orientador: Celso Pinto de Melo
Co-orientador: Severino Alves Junior
RECIFE
2006
1
Robson Aurélio Silveira de Queiroz
COMPÓSITO DE POLICAPROLACTONA E CARBONATO DE CÁLCIO
(PCLC): UM NOVO BIOMATERIAL PARA ENXERTO ÓSSEO
Dissertação apresentada ao Programa de
Pós-Graduação em Ciência de Materiais
da Universidade Federal de Pernambuco,
como parte dos requisitos para a obtenção
do título de Mestre em Ciência de
Materiais.
Banca Examinadora:
•
Presidente: Prof. Dr. Celso Pinto de Melo (orientador)
Professor do Departamento de Física da UFPE
•
Prof. Dr. Walter Mendes de Azevedo
Professor do Departamento de Química Fundamental da UFPE
•
Profa. Dra. Glória de Almeida Soares
Professora do Departamento de Engenharia de Materiais -COPPE- UFRJ
Recife-Pernambuco-Brasil
Maio de 2006
2
Queiroz, Robson Aurélio Silveira de
Compósito de policaprolactona e carbonato de
cálcio (PCLC) : um novo biomaterial para enxerto
ósseo / Robson Aurélio Silveira de Queiroz. – Recife
: O Autor, 2006.
108 folhas : il., fig., tab.
Dissertação (mestrado) – Universidade Federal
de Pernambuco. CCEN. Ciência de Materiais, 2006.
Inclui bibliografia e anexos.
1. Ciência de materiais – Biomateriais. 2.
Engenharia de tecido ósseo – Desenvolvimento de
osso artificial. 3. Compósitos – Polímero e cerâmica –
Utilização em cirurgia – Reposição óssea. 4. Fluido
corporal simulado (SBF) – Simulação biomimética. I.
Título.
620
620.118
CDU (2.ed.)
CDD (22.ed.)
UFPE
BC2006-386
3
4iv
DEDICATÓRIA
Aos meus Pais, Romildo e Alda, aos meus irmãos Alcindo e Rodrigo e as
minhas avós Maria de Lourdes da Silveira (in memoriam) e Maria Guimarães Queiroz .
Meus maiores amores.
5v
AGRADECIMENTOS
•
Ao professor Dr. Celso Pinto de Melo, pela sua dedicação, atenção e
antes de tudo, carinho para com esta pesquisa e seu desenvolvimento. Obrigado por
abraçar esta causa e por ter me dado a oportunidade de participar do seu grupo de
pesquisa e de poder conviver com uma pessoa tão íntegra , ética e dedicada ao ensino e
à ciência.
•
Ao professor Dr. Severino Alves Júnior pelo apoio à pesquisa, pela
orientação dos processos de análise e antes de tudo pela amizade.
•
Ao professor Dr. Ricardo Longo, pelo exemplo de mestre que é,
dedicado, competente, atencioso e prestativo.
•
Ao professor Dr. André Galembeck, pelos anos de dedicação ao curso e à
nossa coordenação e por mostrar os caminhos a serem trilhados.
•
Ao professor Dr.Adair Busato, da Universidade Luterana do Rio Grande
do Sul, meu grande e eterno mestre.
•
Obrigado a todos os meus amigos do laboratório PNC (Polímeros nãoconvencionais) e em especial a:
Clécio, sem você e sua inspiração certeira este trabalho dificilmente
existiria, obrigado pelas orientações e dicas.
Virgínia, obrigado pelo grande apoio nas tarefas químicas, pela paciência
quando me deixava invadir seu laboratório e por toda a força positiva que
sempre me desejou.
Liliana, sua presença foi importantíssima para meu trabalho e para o
desenvolvimento desta pesquisa, obrigado pela ajuda constante.
Edson, seu apoio desde o início do curso, quando eu ainda não sabia por
onde andaria, foi algo que jamais esquecerei, muito obrigado por toda ajuda que
sempre me dedicou.
César, um espírito inquieto , um grande pesquisador, valeu pelas dicas e
pela ajuda.
Jaime, obrigado pela ajuda constante .
Helinando, o trabalho com você sempre foi desafiador, obrigado pela
atenção.
•
especial a :
Obrigado a todos os meus amigos do curso de pós graduação e em
Andréia, discernimento, ética, discrição, inteligência, lealdade, estes são
algumas palavras para definir uma pessoa especial como você, obrigado por
tudo.
Sidnei, um talento, um grande amigo e pesquisador, obrigado por tudo.
Lisandra, minha companheira de mestrado e minha amiga que por tantas
vezes me ajudou durante o curso, muito obrigado por estar sempre junto.
Luiz Geraldo, uma mão forte, um braço sempre pronto para apoiar, sem
sua
ajuda seria difícil chegar até o fim deste mestrado, muito obrigado meu amigo.
Marcio e Celia, um casal de amigos que foram muito importantes para
mim durante o curso, obrigado por tudo.
•
Agradeço a D. Ângela pelos serviços prestados na secretaria de pósgraduação e também por sua sensibilidade em escutar e ajudar os alunos nos momento
difíceis, seja no estudo ou na vida.
6vi
•
Agradeço aos técnicos do Departamento de Física da UFPE pela
competência e disposição para o trabalho científico, em especial a João do Laboratório
de Raios-X e Francisco do laboratório de Microscopia.
•
Aos meus pais, aos meus irmãos e familiares que me apoiaram e me
incentivarem em todos os momentos , principalmente naqueles mais difíceis durante o
decorrer do curso.
•
A minha secretária Lisandra por toda paciência e disposição para as
constantes mudanças de horários e atividades no consultório decorrentes do mestrado.
•
Aos meus amigos, em especial Valdson e Epitácio por acreditarem em
mim e me apoiarem em vários momentos e pela lealdade constante.
7vii
RESUMO
Compósitos feitos a partir do polímero policaprolactona e de carbonato de
cálcio, chamados de PCLC, foram preparados por um processo de carbonatação, que
consiste em incidir um fluxo constante de gás carbônico (CO2) em uma solução de
metanol e hidróxido de cálcio por 6 horas e depois adicionar ao polímero diluído em
diclorometano, após a secagem e evaporação dos solventes o material resultante é
prensado no formato de pastilhas. Essas pastilhas foram então expostas, a uma solução
simuladora de fluido corporal (SBF) sob temperatura constante de 37 0C, por períodos
de 3, 6, 12 e 24 horas e por 7, 14, 21 e 28 dias, o que levou à deposição de estruturas do
tipo apatita, semelhantes aos ossos humanos sobre sua superfície. Antes e após ser
exposto ao SBF, o compósito PCLC foi analisado por diferentes técnicas de
caracterização de materiais, tais como difratometria de raios-X, espectroscopia de
infravermelho com transformada de Fourier (FTIR), calorimetria diferencial de
varredura (DSC), microscopia eletrônica de varredura (MEV) e espectroscopia
dispersiva de raios-X (EDX). Através dessa análise foi possível detectar a formação de
apatitas na superfície do PCLC já a partir de 3 horas de exposição ao SBF, sendo a
deposição de material inorgânico crescente com o tempo, ocorrendo variação de fases
minerais e o aparecimento de hidroxiapatita após 21 dias, o que sugere a indicação do
compósito PCLC como um promissor material para o desenvolvimento de implantes
biocompatíveis a serem utilizados no corpo humano.
Palavras-chave:
Policaprolactona, apatita, simulated body fluid (SBF), hidroxiapatita, osso
artificial, biomaterial.
viii 8
ABSTRACT
We report the preparation and characterization of a new promising
biocompatible material, PCLC, a composite of (polycaprolactone/calcium carbonate).
This composite was obtained by dissolving polycaprolactone, a biodegradable aliphatic
synthetic polymer, into a solution of calcium hydroxide that was previously submitted
to carbonation process by bubbling CO2. After complete evaporation of the solvent, the
remaining powder was pressed in the form of pellets that were subsequently immersed
into a solution of simulated body fluid (SBF) for varying amounts of times (1/8, ¼, ½,
1, 7, 14, 21 and 28 days). By examining the samples through X-Ray diffractometry,
Fourier transform infrared spectroscopy (FTIR), differential scanning calorimetry
(DSC), scanning electron microscopy (SEM) and energy dispersive X-Rays
microanalysis (EDX) techniques we have been able to establish that apatites begin to be
formed on the surface of the pellets as a result of the exposure to SBF, but that the phase
composition of the deposited material changes as the amount of inorganic material
increases. Hydroxyapatite of good homogeneity and good porosity, with properties
close to those of natural bone, begin to be incorporated at the composite after 21 days of
immersion in the SBF solution. Due to these characteristics, we suggest that the PCLC
composite represents a promising material to the development of biocompatible
implants in the human body.
Key word:
Polycaprolactone, apatite, simulated body fluid (SBF), hydroxyapatite,
bone substitute, biomaterial.
9ix
ÍNDICE:
Página
Lista de figuras
Lista de tabelas
Lista de abreviaturas e símbolos
1.Introdução
1.1 Osso
1.1.1 Enxertos ósseos
1.2 Biomateriais
1.3 Compósitos
1.4 Polímeros
1.4.1 Policaprolactona
1.5 Carbonatos
1.6 Hidroxiapatita
1.6.1 Técnicas para a síntese da HA
1.7 Fluido corporal simulado (SBF)
2. Motivação e objetivo
3.Técnicas de caracterizações
3.1 Difração de raios-X
3.2 Espectroscopia de infravermelho com transformada de Fourier
(FTIR)
3.3 Calorimetria Exploratória Diferencial (DSC)
3.4 Microscopia eletrônica de varredura (MEV)
3.5 Espectroscopia dispersiva de raios-X (EDX)
4. Metodologia experimental
10x
4.1 Reagentes utilizados
4.2 Síntese e obtenção dos materiais
4.2.1 Síntese do Compósito PCLC
4.2.2 Obtenção do Fluido corporal simulado - SBF
4.3 Preparação e caracterização das amostras
5. Resultados e discussão
5.1 Calorimetria Exploratória Diferencial
5.2 Difração de Raios-X
5.3 Espectroscopia de infravermelho com transformada de Fourier
5.4 Microscopia eletrônica de varredura
5.5 Espectroscopia dispersiva de raios-X
6. Conclusões
7. Bibliografia
8. Anexos
11xi
LISTA DE FIGURAS
Figura 1: Estrutura óssea com implante de titânio, com destaques sucessivos
para as escalas em: a) 100 µm, que é o limite para o completo crescimento ósseo em
irregularidades; b) 1µm, a substância fundamental do osso em contato com a superfície
do implante; c) irregularidades da ordem de nm, de significado para proliferação de
tecido ósseo em superfícies de implantes ainda em estudos (LINDHE, 1999).
Figura 2: Biomateriais utilizados em procedimentos cirúrgicos, para enxertos e
substituição de estruturas ósseas e articulares: (A) discos intervertebrais, (B) vértebra
artificial, (C) espaçador espinal, (D) crista ilíaca, (E) espaçador poroso, (F) substituto
ósseo granular (Kokubo,2003).
Figura 3: Fórmula estrutural do polímero policaprolactona (PCL).
Figura 4: Ciclo de Krebs (ciclo do ácido tricarboxílico), produzido pelas
mitocôndrias dentro da estrutura celular.
Figura 5: Estrutura cristalina idealizada para a hidroxiapatita (Rossi, 2000).
Figura 6: a) Projeção das células unitárias da hidroxiapatita no plano 001 de
Miller
b) Morfologia do cristal de hidroxiapatita incluindo os índices de Miller
(Hydroxyapatite, 2005).
Figura 7: Apresentação esquemática da mudança estrutural e da formação de
apatita na superfície do titanato de sódio amorfo exposto ao SBF (Kokubo, 2003).
Figura 8: Difratômetro de raios-X, D5000– Siemens (laboratório de raios-X do
Departamento de Física da UFPE)
Figura 9: Incidência e refração de raios-X em estrutura cristalina (Gobbo,
2003).
Figura 10: Difratometria de raios-X de apatita biológica proveniente de
mandíbula humana (Vercik, 2003).
Figura 11: Espectômetro de Infravermelho, FTIR–Bomem, MB-Séries tipo
B100 (laboratório de polímeros não-convencionais do Departamento de Física da
UFPE).
Figura 12: Análise por FTIR de diferentes compósitos formados por
policaprolactona e hidroxiapatita expostos a líquido simulador de fluido corporal (Kim,
2004).
Figura 13: Esquema de funcionamento do equipamento de DSC.
Figura 14: Demonstração das diferentes curvas de temperaturas no DSC
Figura 15: Calorímetro Exploratório Diferencial, DSC– Pyris 6, da empresa
Perkin Elmer (laboratório de polímeros-não convencionais do Departamento de Física
da UFPE).
Figura 16: Microscópio eletrônico de varredura, MEV-JSM 5900, e
espectômetro dispersivo de raios-X, EDX- JSM 5900, da empresa JEOL Instrumentos
(laboratório de microscopia do Departamento de Física da UFPE).
Figura 17: Espectro de dispersão de raios-X da hidroxiapatita (Rigo, 2001).
Figura 18: Curvas de DSC do polímero PCL e do compósito PCLC. pclpolicaprolactona sem ser exposto ao SBF, base- compósito de policaprolactona e
carbonato de cálcio sem ser exposto ao SBF; pclc 3h, 6h, 12h, 24h, 7d, 14d, 21d, 28d compósitos de policaprolactona e carbonato de cálcio expostos ao SBF por diferentes
intervalos de tempo, 3 horas, 6 horas, 12 horas, 24 horas, 7 dias, 14 dias, 21 dias e 28
dias, respectivamente.
12xii
Figura 19: DSC da Base do PCLC. Calorimetria diferencial de varredura
(DSC), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonatos de cálcio
antes de ser exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF); a temperatura de
fusão do policaprolactona está em 62 ºC.
Figura 20: DSC do PCLC após 28 dias no SBF. Calorimetria diferencial de
varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonatos de cálcio exposto durante 28 dias ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), a temperatura de fusão do policaprolactona está em 54 ºC.
Figura 21: Difratogramas de raios-X do PCLC. base-compósito de
policaprolactona e carbonato de cálcio sem ser exposto ao SBF; pclc 3h, 6h, 12h, 24h,
7d, 14d, 21d, 28d - compósitos de policaprolactona e carbonato de cálcio expostos ao
SBF por diferentes intervalos de tempo, 3 horas, 6 horas, 12 horas, 24 horas, 7 dias, 14
dias, 21 dias e 28 dias, respectivamente.
Figura 22: Difratograma de raios-X da base do PCLC. Difratometria de raios-X
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonatos de cálcio não
exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), onde observamos a presença de
picos correspondentes ao polímero policaprolactona (PCL) e ao carbonato de cálcio.
Figura 23: Difratograma de raios-X do PCLC após 28 dias no SBF.
Difratometria de raios-X relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonatos de cálcio exposto durante 28 dias ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), onde observamos picos largos referentes à hidroxiapatita não estequiométrica e
outros pequenos picos referentes a apatitas e ao polímero policaprolactona.
Figura 24: Espectro de infravermelho do polímero policaprolactona (Pouchert,
1985).
Figura 25: Espectro de FTIR do compósito PCLC: base-compósito de
policaprolactona e carbonato de cálcio não exposto ao SBF; pclc 3h, 6h, 12h, 24h, 7d,
14d, 21d, 28d - compósitos de policaprolactona e carbonato de cálcio expostos ao SBF
por diferentes intervalos de tempo, 3 horas, 6 horas, 12 horas, 24 horas, 7 dias, 14 dias,
21 dias e 28 dias, respectivamente.
figura 26: Espectro de FTIR da base do compósito PCLC. Espectroscopia na
região do infravermelho com transformada de Fourier, FTIR, relacionada ao compósito
constituído de policaprolactona e carbonatos de cálcio não exposto ao líquido simulador
de fluido corporal (SBF), onde podemos ver a presença das bandas vibracionais do
grupo éster relacionado ao polímero policaprolactona e as do carbonato de cálcio
(CaCO3) .
Figura 27: Espectro de FTIR do compósito PCLC após 28 dias no SBF.
Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio exposto
ao líquido simulador de fluido corporal (SBF) pelo período de vinte e oito dias, onde
podemos observar as áreas relacionadas às bandas de vibração dos grupo éster
relacionado ao polímero policaprolactona e as bandas relacionadas aos grupos PO43- e
CO2 da hidroxiapatita.
Figura 28: MEV do PCLC (aproximação de 3000 vezes). Microscopia
eletrônica de varredura, relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonatos de cálcio: a)base-compósito de policaprolactona e carbonato de cálcio não
exposto ao SBF; b) pclc 3h; c) 6h; d)12h; e) 24h; f)7d; g) 14d; h) 21d; i) 28d compósitos de policaprolactona e carbonato de cálcio expostos ao SBF por diferentes
intervalos de tempo, 3 horas, 6 horas, 12 horas, 24 horas, 7 dias, 14 dias, 21 dias e 28
dias, respectivamente.
13
xiii
Figura 29: MEV do compósito PCLC Base (aproximação de 6000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio não exposto ao líquido simulador de fluido
corporal (SBF).
Figura 30: MEV do compósito PCLC após 28 dias no SBF (aproximação de
6000 vezes). Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito
constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de
fluido corporal (SBF), por um período de vinte e oito dias. Observa-se o aspecto
esférico dos grãos com aproximadamente 2 µm de diâmetro.
Figura 31: Representação gráfica da relação entre os íons de cálcio (Ca) e
fósforo (P) presentes no compósito PCLC em função das horas de exposição ao SBF,
variando de 0 à 672 horas, sendo: A= base (antes de expor ao SBF), B= 3 horas, C= 6
horas, D= 12 horas, E= 24 horas, F= 168 horas, G= 336 horas, H= 504 horas, I= 672
horas (tempo de exposição do compósito ao SBF).
Figura 32: EDX do PCLC Base. Espectroscopia dispersiva de raios-X do
compósito de policaprolactona e carbonato de cálcio (PCLC) antes de ser exposto ao
líquido simulador de fluido corporal (SBF).
Figura 33: EDX do PCLC após 28 dias no SBF. Espectroscopia dispersiva de
raios-X do compósito de policaprolactona e carbonato de cálcio (PCLC) após 28 dias de
exposição ao líquido simulador de fluido corporal (SBF).
Figura 34: Análise calorimétrica diferencial da base do PCLC. Calorimetria
diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio não exposto ao líquido simulador de fluido
corporal (SBF).
Figura 35: Análise calorimétrica diferencial do PCLC após 3 horas no SBF.
Calorimetria diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de três horas.
Figura 36: Análise calorimétrica diferencial do PCLC após 6 horas no SBF.
Calorimetria diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de seis horas.
Figura 37: Análise calorimétrica diferencial do PCLC após 12 horas no SBF.
Calorimetria diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de doze horas.
Figura 38: Análise calorimétrica diferencial do PCLC após 24 horas no SBF.
Calorimetria diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de vinte e quatro horas.
Figura 39: Análise calorimétrica diferencial do PCLC após 7 dias no SBF.
Calorimetria diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de sete dias.
Figura 40: Análise calorimétrica diferencial do PCLC após 14 dias no SBF.
Calorimetria diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de quatorze dias.
Figura 41: Análise calorimétrica diferencial do PCLC após 21 dias no SBF.
Calorimetria diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
xiv14
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de vinte e um dias.
Figura 42: Análise calorimétrica diferencial do PCLC após 28 dias no SBF.
Calorimetria diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de vinte e oito dias.
Figura 43: Difratograma de raios-X da base do PCLC. Difratometria de raios-X
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio não
exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF).
Figura 44: Difratograma de raios-X do PCLC após 3 horas no SBF.
Difratometria de raios-X relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período
de três horas.
Figura 45: Difratograma de raios-X do PCLC após 6 horas no SBF.
Difratometria de raios-X relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período
de seis horas.
Figura 46: Difratograma de raios-X do PCLC após 12 horas no SBF.
Difratometria de raios-X relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período
de doze horas.
Figura 47: Difratograma de raios-X do PCLC após 24 horas no SBF.
Difratometria de raios-X relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período
de vinte e quatro horas.
Figura 48: Difratograma de raios-X do PCLC após 7 dias no SBF.
Difratometria de raios-X relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período
de sete dias.
Figura 49: Difratograma de raios-X do PCLC após 14 dias no SBF.
Difratometria de raios-X relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período
de quatorze dias.
Figura 50: Difratograma de raios-X do PCLC após 21 dias no SBF.
Difratometria de raios-X relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período
de vinte e um dias.
Figura 51: Difratograma a de raios-X do PCLC após 28 dias no SBF.
Difratometria de raios-X relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período
de vinte e oito dias.
Figura 52: Espectroscopia de infravermelho da base do PCLC. Espectroscopia
na região do infravermelho com transformada de Fourier, FTIR, relacionada ao
compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio não exposto ao líquido
simulador de fluido corporal (SBF).
Figura 53: Espectroscopia de infravermelho do PCLC após 3 horas no SBF.
Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier, FTIR,
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio exposto
ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de três horas.
15xv
Figura 54: Espectroscopia de infravermelho do PCLC após 6 horas no SBF.
Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio exposto
ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de seis horas.
Figura 55: Espectroscopia de infravermelho do PCLC após 12 horas no SBF.
Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio exposto
ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de doze horas.
Figura 56: Espectroscopia de infravermelho do PCLC após 24 horas no SBF.
Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio exposto
ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de vinte e quatro horas.
Figura 57: Espectroscopia de infravermelho do PCLC após 7 dias no SBF.
Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio exposto
ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de sete dias.
Figura 58: Espectroscopia de infravermelho do PCLC após 14 dias no SBF.
Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonatos de cálcio
exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de quatorze dias.
Figura 59: Espectroscopia de infravermelho do PCLC após 21 dias no SBF.
Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio exposto
ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de vinte e um dias. Bandas
de vibração ν2 e ν3 e do CO3 2-, ν4 do PO4 3-, relativos a hidroxiapatita.
Figura 60: Espectroscopia de infravermelho do PCLC após 28 dias no SBF.
Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio exposto
ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de vinte e oito dias.
Figura 61 PCLC base (aproximação de 500 e 3000 vezes). Microscopia
eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio não exposto ao líquido simulador de fluido
corporal (SBF).
Figura 62; PCLC após 03 horas no SBF (aproximação de 500 e 3000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de três horas.
Figura 63; PCLC após 06 Horas no SBF (aproximação de 500 e 3000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de seis horas.
Figura 64; PCLC após 12 horas no SBF (aproximação de 500 e 3000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de doze horas.
Figura 65; PCLC após 24 horas no SBF (aproximação de 500 e 3000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de vinte e quatro horas.
16xvi
Figura 66; PCLC após 07 dias no SBF (aproximação de 500 e 3000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de sete dias.
Figura 67; PCLC após 14 dias no SBF (aproximação de 500 e 3000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de quatorze dias.
Figura 68: PCLC após 21 dias no SBF (aproximação de 500 e 3000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de vinte e um dias.
Figura 69: PCLC após 28 dias no SBF(aproximação de 500 e 3000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de vinte e oito dias.
Figura 70: EDX do PCLC base. Espectroscopia dispersiva de raios-X (EDX),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio não
exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF).
Figura 71: EDX do PCLC após 03 horas no SBF. Espectroscopia dispersiva de
raios-X (EDX), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato
de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de três
horas.
Figura 72: EDX do PCLC após 06 horas no SBF. Espectroscopia dispersiva de
raios-X (EDX), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato
de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de seis
horas.
Figura 73: EDX do PCLC após 12 horas no SBF. Espectroscopia dispersiva de
raios-X (EDX), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato
de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de doze
horas.
Figura 74: EDX do PCLC após 24 horas no SBF. Espectroscopia dispersiva de
raios-X (EDX), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato
de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de vinte e
quatro horas.
Figura 75: EDX do PCLC após 07 dias no SBF. Espectroscopia dispersiva de
raios-X (EDX), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato
de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de sete
dias.
Figura 76: EDX do PCLC após 14 dias no SBF. Espectroscopia dispersiva de
raios-X (EDX), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato
de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de
quatorze dias.
Figura 77: EDX do PCLC após 21 dias no SBF. Espectroscopia dispersiva de
raios-X (EDX), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato
de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de vinte e
um dias.
Figura 78: EDX do PCLC após 28 dias no SBF. Espectroscopia dispersiva de
raios-X (EDX), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato
17
xvii
de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de vinte e
oito dias.
18
xviii
LISTA DE TABELAS
Tabela 1: Classificação das biocerâmicas (Addadi, 1997; Kawachi, 2000).
Tabela 2: Propriedades químicas de biopolímeros. PLA, PGA, PCL (Chemical
properties, 2005).
Tabela 3: Ocorrência de fosfatos de cálcio em sistemas biológicos (Piehler,
2000; Kawachi, 2000).
Tabela 4: Composição do SBF e do plasma sanguíneo (Monteiro, 2003).
Tabela 5: Reagentes utilizados na preparação do compósito PCLC e do
simulador de fluido corporal (SBF).
Tabela 6: Materiais utilizados na preparação do SBF (Maeda, 2002).
Tabela 7: Temperatura de fusão das amostras: PCL-policaprolactona sem ser
exposto ao SBF ; PCLC base- compósito de policaprolactona e carbonato de cálcio
antes de ser exposto ao SBF; PCLC 3h, 6h, 12h, 24h, 7d, 14d, 21d e 28d - compósitos
de policaprolactona e carbonato de cálcio expostos ao SBF por diferentes intervalos de
tempo, 3 horas, 6 horas, 12 horas, 24 horas, 7 dias, 14 dias, 21 dias e 28 dias,
respectivamente.
Tabela 8: Comprimentos de onda, em cm–1, dos modos vibracionais na região
do infravermelho (Bueno, 1989; Jacob, 2000; Kweon, 2003; Lu, 2005; Pouchert,1985;
Transferetti, 2001).
Tabela 9: Intensidade dos picos dos íons cálcio (Ca) e fósforo (P), na análise
por EDX do compósito PCLC em função do tempo de exposição ao SBF. PCLC Basecompósito de policaprolactona e carbonato de cálcio sem ser exposto ao SBF; PCLC 3h,
PCLC 6h, PCLC 12h, PCLC 24h, PCLC 7d, PCLC 14d, PCLC 21d, PCLC 28d compósitos de policaprolactona e carbonato de cálcio expostos ao SBF por diferentes
intervalos de tempo, 3 horas, 6 horas, 12 horas, 24 horas, 7 dias, 14 dias, 21 dias e 28
dias, respectivamente.
19
ix
LISTA DE ABREVIATURAS E SÍMBOLOS
Å
angstrom
Ba2+
íon Bário
BMPs
proteínas morfogenéticas do osso
°C
grau Celsius
CaO
óxido de cálcio
Cap
carboapatitas
Ca /P
razão cálcio fosfato
CaCO3
carbonato de cálcio
Ca 2+
íon cálcio
Cl-
íon cloro
Ap
apatita
dl/g
viscosidade
DSC
calorimetria diferencial de varredura
EDX
espectroscopia dispersiva de raios-X
FAp
fluorapatita
FTIR
espectroscopia de infravermelho com transformada de
Fourier
F-
íon flúor
g
grama
H2O
Água
HA
hidroxiapatita
KBr
brometo de potássio
MEV
microscopia eletrônica de varredura
ml
mililitro
Mpa
mega Pascal
M
mol
nm
nanômetro
OH-
hidroxila
OCP
fosfato octacálcico
Pb 2+
íon chumbo
PCL
policaprolactona
20
xx
PLA
poliácido lático
PLG
poliácido glicólico
PO4
íon fosfato
SBF
fluido corporal simulado, do inglês “Simulated Body Fluid”
TCP
fosfato tricálcio
Ti-cp
titânio comercialmente puro
TTCP
fosfato tetracálcio
Tg
temperatura de transição vítrea
Tx
temperatura de início de cristalização
Tc
temperatura do máximo do pico exotérmico de cristalização
Tf
temperatura de início da fusão
Tm
temperatura de fusão
µm
micrômetro
Sr2+
íon estrôncio
ν1
bandas vibracionais no infravermelho para o íon fosfato
ν3
bandas vibracionais no infravermelho para o íon fosfato
ν4
bandas vibracionais no infravermelho para o íon fosfato
21
1. INTRODUÇÃO
De acordo com o aumento da expectativa de vida do homem moderno, como
resultado dos avanços da medicina, do maior cuidado com a alimentação e do progresso
tecnológico, têm-se observado um crescimento relativo da população de idosos e,
conseqüentemente, o aumento na incidência das doenças relacionadas à velhice, dentre
elas as doenças do sistema ósseo (Kokubo, 2003; Kawachi, 2000). É cada vez mais
necessária a busca de alternativas para as terapias existentes, baseadas no transplante de
órgãos e tecidos vivos, pelo considerável risco de rejeição ou de contágio por doenças
(Vasconcelos, 2000; Saito, 2003).
Dentre os diversos males que afetam a estrutura óssea, a osteoporose e a perda
de massa têm sido intensamente estudadas devido a seus efeitos devastadores sobre a
qualidade de vida das pessoas. Problemas na estrutura óssea atingem indivíduos de
todas as faixas etárias, dentre eles jovens em sua fase mais produtiva, principalmente
em decorrência de acidentes, notadamente automobilísticos e de trabalho (Kawachi,
2000). A magnitude destes problemas de saúde junto à população tem levado os
pesquisadores a procurar materiais que possam substituir ou reparar de forma
apropriada os ossos danificados (Douglas, 2003; Oyane, 2005).
De um modo geral, os materiais utilizados na substituição e reparação de ossos
enquadram-se na classe dos biomateriais, isto é, materiais que devem apresentar
propriedades físicas e biológicas compatíveis com os tecidos vivos hospedeiros, de
modo a estimular uma resposta adequada dos mesmos (Kawachi, 2000). Os materiais
sintéticos utilizados para estes fins podem ser metais, polímeros, compósitos, cerâmicas
e vidros (Walton, 1998).
É neste contexto que emerge nos últimos 20 anos um ramo multidisciplinar da
ciência, a engenharia de tecidos, que reúne conceitos de engenharia, de ciências de
22
materiais e de ciências da vida, com a produção de substitutos biológicos que permite
restaurar, manter, e, se possível, melhorar o desempenho e funções dos biomateriais que
atuarão em tecidos ou órgãos (Piehler, 2000; Kawachi, 2000). Estes materiais devem
interagir com as estruturas biológicas, servindo de suporte para a proliferação celular e
favorecendo o crescimento ou a regeneração de determinado tecido (Kalita, 2002; Katti,
2002).
A grande dificuldade para conseguir doadores para transplante de tecidos e
órgãos humanos tem motivado o desenvolvimento de terapias baseadas no transporte e
multiplicação de célula do próprio indivíduo. Na engenharia de tecidos são
normalmente utilizados materiais poliméricos biodegradáveis que atuam como suportes
estruturais (Burg, 2000), de modo a permitir a adesão, o crescimento e a manutenção da
função das células que neles são cultivadas/transplantadas até que se forme o novo
tecido (Green, 2002).
Em comparação com outros materiais não reabsorvíveis, os
polímeros biocompatíveis com característica biodegradável têm apresentado um maior
potencial de uso como biomaterial, pois eles podem provocar interferência no
crescimento e função do novo tecido (Lee, 2003; Ohtaki, 1998).
Desde a década de 80 os polímeros sintéticos, em particular os poliésteres, têm
sido usados como material para a produção de fios de sutura reabsorvíveis e em
aplicações cirúrgicas, como parte integrante de colas biológicas ou da composição de
biomateriais (Kweon, 2003; Wu, 2004; Oyane, 2005). É sua biocompatibilidade e
biodegradação que os tornam um material atrativo para uso em tratamentos que
envolvam o transporte e multiplicação de células (Lindhe, 1999).
Dentre os materiais cerâmicos, um que é bastante utilizado é a hidroxiapatita,
uma biocerâmica do grupo das apatitas que é rotineiramente encontrada na composição
de biomateriais de uso comercial devido à sua similaridade com os tecidos ósseo e
23
dentário, e muitas vezes associada a polímeros biocompatíveis (Rigo, 2001; Rossi,
2000). De fato, a associação de polímeros e cerâmicas tem representado um interessante
caminho para o desenvolvimento de novos biomateriais (Safinya, 1996; Stupp, 1997;
Zhang, 2002), devido à possibilidade de melhoria das propriedades pela junção das
características positivas de cada componente, com o aumento da sua performance
mecânica e integração biológica (Kawachi, 2000; Jacoby, 2001).
1.1 OSSO
Podemos dizer que, do ponto de vista estrutural, o corpo humano é constituído
por três componentes básicos: água, colágeno e hidroxiapatita. Este último composto
representa a fase mineral dos ossos e dos dentes, responsáveis pela estabilidade
estrutural do corpo, protegendo órgãos vitais como pulmões e coração e funcionando
como um depósito regulador de íons (Kawachi, 2000). Todos os seres vertebrados têm
em comum esta substância mista, orgânica e inorgânica, chamada osso, cujas
propriedades de tensão, maleabilidade e densidade suportam o peso das diferentes
estruturas corporais. O osso é composto de uma matriz orgânica rígida, grandemente
fortalecida pelos depósitos de sais de cálcio. O osso compacto médio contém, em peso,
cerca de 30% de matriz orgânica e 70% de sais (Lindhe, 1999). Dos sais ósseos de
cálcio com grupos fosfatos, o mais importante é denominado de hidroxiapatita, no qual
a proporção relativa de cálcio para fósforo (Ca/P) pode variar nas diferentes condições
nutricionais e funcionais. A hidroxiapatita tem sido sintetizada e grandemente
empregada para preenchimento de defeitos ósseos (Rigato, 2003; Nature Insight, 2003).
Observando-se ao microscópio uma delgadíssima lâmina de osso, vemos que
este é formado de numerosas células estreladas, os osteócitos, que estão unidos entre si
por prolongamentos e que se acham imersos em uma substância chamada substância
fundamental. No osso compacto, estas células estão dispostas em círculos concêntricos
24
em torno de um canal, o canal de Havers, que contém um capilar sanguíneo e fibras
nervosas (Lindhe, 1999). Quando o osso morre, as células desaparecem e fica somente a
substância fundamental. Mesmo no tecido vivo as células estreladas diminuem de
volume e em número com o progredir da idade. A substância fundamental é muito dura
porque é constituída de sais de cálcio, que estão impregnando uma parte orgânica: a
osseína, que é uma substância protéica, e constitui, em peso, a terça parte de um osso
seco (Rocha, 2006). O osso é produzido pelas células chamadas de osteoblastos, que
revestem toda sua superfície e não têm habilidade de se locomover ou de se dividir, não
podendo se proliferar para dentro dos defeitos (cistos e deformidades ósseas). Assim,
para a cicatrização de defeitos ósseos é preciso a presença de células do tipo
mesenquimais, que atuarão como células precursoras da formação óssea (osteogênicas)
ao invadir o defeito e então se diferenciar em osteoblastos (Lindhe, 1999). A
regeneração óssea depende de fatores locais e sistêmicos, como fatores de crescimento,
hormônio e vitaminas, e a existência de um local apropriado para a proliferação e
diferenciação das células formadoras de tecido ósseo. Além da hidroxiapatita, vários
outros fosfatos de cálcio também ocorrem em calcificações normais e patológicas, o que
vem despertando interesse significativo nas possibilidades de uso desses materiais como
biocerâmicas (Monteiro, 2003; Lu, 2005).
1.11 ENXERTOS ÓSSEOS
Muito embora o tecido ósseo apresente um grande potencial de
regeneração, o que possibilita restaurar completamente a sua estrutura e função
originais, podem ocorrer falhas na cicatrização em áreas de defeito ósseo, provocadas
por acidentes ou patologias. Nesses casos, enxertos ósseos têm sido colocados no
interior dos defeitos a fim de facilitar e promover a cicatrização e osteoregeneração das
áreas afetadas (Lindhe, 1999; Vasconcelos, 2000; Santos, 2002).
25
Para uma osteoregeneração é importante que os biomateriais utilizados
sejam porosos. Em biocerâmicas, a presença de poros com uma média de 100 µm é
definido como um importante fator para a deposição de estruturas ósseas, pois pode-se
observar a inserção de novos vasos sanguíneos associados a osteoblastos. A presença
de poros menores do que 50 µm é importante, porque eles podem estimular a deposição
de fibrocartilagens, quando este biomaterial é implantado em áreas de ligamentos
(Coombes, 2005; Suchanek, 1998).
Figura 1: Estrutura óssea com implante de titânio, com destaques sucessivos para as escalas em:
a) 100 µm, que é o limite para o completo crescimento ósseo em irregularidades; b) ~1 µm, a substância
fundamental do osso em contato com a superfície do implante; c) irregularidades da ordem de nm, de
significado para a proliferação de tecido ósseo em superfícies de implantes ainda em estudos (Lindhe,
1999).
Na Fig. 1 observamos um corte sagital de uma estrutura óssea com um implante
de titânio osteointegrado, onde é dado destaque para as irregularidades da superfície do
implante (a), que apresentam uma média de 100 µm de extensão, sendo esta a medida
mínima para o completo crescimento ósseo. A substância fundamental do osso irá se
26
adaptar às irregularidades da superfície com 1-100 µm de extensão (Fig.1b); na Fig.1c,
por sua vez, notamos irregularidades na faixa de nm que afetam a resposta óssea por
adesão de proteínas.
Mesmo que o tecido ósseo completo necessite de no mínimo 100 µm de
espessura para crescer, a substância fundamental sozinha pode invadir poros com
tamanhos menores, levando ao estabelecimento das uniões biomecânicas típicas de um
implante adequadamente osteointegrado. A invasão de substância fundamental nas
irregularidades medindo nm é por enquanto apenas hipotética e sem qualquer
significado para a estabilização do implante. É possível que superfícies de implantes
com irregularidades de 2 µm ou maiores possam mostrar uma resposta óssea diminuída
devido ao aumento da liberação iônica destas superfícies relativamente rugosas (Lindhe,
1999).
Podemos selecionar e definir os enxertos ósseos como:
•
Autógenos: o osso é removido do mesmo indivíduo em que o
enxerto será usado;
•
Isógenos: tecido ósseo removido de um indivíduo da mesma espécie
e geneticamente relacionado com o receptor (i.e., gêmeos idênticos);
•
Alógenos: o tecido é removido do cadáver de um indivíduo da
mesma espécie, mas geneticamente não relacionado com o receptor;
•
Xenógenos ou hetero-enxertos: tecido retirado de um doador de
uma espécie diferente daquele do receptor (i.e., tecido animal implantado em receptor
humano);
•
Sintéticos: biomaterial, orgânico e/ou inorgânico, utilizado para
substituir ou estimular os tecidos vivos.
27
Os mecanismos biológicos que formam o pilar básico para os enxertos
ósseos incluem três princípios: osteogênese, osteocondução e osteoindução (Lindhe,
1999). A osteogênese ocorre quando osteoblastos ou células precursoras de osteoblastos
são transplantados com o material de enxerto para dentro do defeito, onde podem
estabelecer centros de formação óssea. Os enxertos autógenos, como o do ilíaco e
enxertos de osso medular, são exemplos de transplantes com propriedades osteogênicas.
A osteocondução ocorre quando o material de enxerto não vital serve
como um arcabouço para o crescimento de células precursoras dos osteoblastos para o
interior do defeito. Os enxertos de materiais derivados de osso ou osso sintético têm
propriedades osteocondutoras similares, e esse processo é usualmente seguido de uma
reabsorção gradual do material do enxerto. A osteoindução envolve a formação de um
novo osso pela diferenciação local de células mesenquimais indiferenciadas em células
formadoras de osso, ou seja, osteoblastos, sob a influência de um ou mais agentes
indutores. As proteínas ósseas morfogenéticas (BMPs) são um exemplo de material
osteoindutor (Lindhe, 1999).
A osteogênese provavelmente não ocorre sem a osteoindução e a
osteocondução, pois o material do enxerto serve como um mantenedor de espaço para a
invasão de células do hospedeiro, uma vez que é sabido que os osteoblastos não têm
habilidade para migrar e se dividir; assim, o transplante é invadido por células do tipo
mesenquimais indiferenciadas que irão posteriormente se diferenciar em osteoblastos
(Lindhe, 1999).
Como a motivação do nosso trabalho é a busca de um novo biomaterial
que apresente propriedades osteoindutoras e osteocondutoras, o compósito a ser
desenvolvido deve apresentar características de biodegradação, biocompatibilidade e
bioestimulação.
28
1.2 BIOMATERIAIS
Muito embora materiais bioativos venham de há muito sendo
utilizados em dispositivos médicos e odontológicos, o aumento de sua disseminação fica
limitada pela diferença entre as propriedades mecânicas desses materiais e as dos
tecidos vivos que devem vir a substituir, como o osso (Aksay, 1998; Burg, 2000).
A produção de compósitos de matriz polimérica dotados de uma fase
bioativa é uma forma de se minimizar as desigualdades mecânicas entre materiais
bioativos e tecidos vivos. Nesse caso, a combinação entre polímeros e agentes de
reforço específicos permite a produção de materiais com grande bioatividade e
comportamento mecânico comparável ao de tecidos vivos. O uso das biocerâmicas tem
se estendido desde o emprego isolado do material até outras formas de utilização, como,
por exemplo, no revestimento de próteses metálicas ou na associação com materiais
poliméricos, tais como o colágeno (Abe, 1990; Addadi, 1997; Jacoby, 2001).
Os implantes osteointegrados compostos por materiais bioativos, como
aqueles mostrados na Fig. 2, são capazes de induzir a formação de uma interface entre o
implante e o material com grande retenção mecânica. A formação dessa interface
envolve inicialmente a liberação pela superfície do material bioativo de íons de cálcio,
fosfato, sódio e silicato e após a liberação desses íons, o implante apresenta uma grande
área ativa que permite a precipitação de uma camada rica em cálcio e fósforo. Em
seguida, tal camada se cristaliza na forma de hidroxi-carbonada-apatita, que é muito
semelhante ao componente mineral do osso humano. A precipitação dessa camada na
presença de componentes biológicos como colágeno leva à formação de uma interface
tecido-material de alta retenção mecânica.
29
Fig 2: Biomateriais utilizados em procedimentos cirúrgicos, para enxertos e substituição de
estruturas ósseas e articulares: (A) discos intervertebrais, (B) vértebra artificial, (C) espaçador espinal,
(D) crista ilíaca, (E) espaçador poroso, (F) substituto ósseo granular (Kokubo,2003)
Materiais biodegradáveis também são usados como suportes de fixação de
tecidos orgânicos (Jones, 2001) e como indutores da osteoindução e osteocondução;
porém, o biomaterial se desintegra com o tempo e dá lugar ao tecido recuperado. Nesse
caso, o grande desafio é de se desenvolver materiais que apresentem taxas de
degradação compatíveis com as taxas de recuperação dos tecidos vivos. As
biocerâmicas têm sido empregadas na preparação de biomateriais na forma densa e na
forma porosa (Kokubo, 2003). Apesar do aumento da porosidade diminuir a resistência
mecânica do material, a existência de poros com dimensões adequadas pode favorecer o
crescimento de tecido através deles, fazendo com que ocorra um forte entrelaçamento
com o implante e por conseguinte, aumentando a resistência mecânica do material in
vivo (Kim, 2004). Segundo Addadi e Kawachi (Addadi, 1997; Kawachi, 2000),
podemos classificar as biocerâmicas em inertes, porosas, bioativas e reabsorvíveis,
como mostra a Tabela 1.
30
Tabela1: Classificação das Biocerâmicas (Addadi, 1997; Kawachi, 2000).
Tipo de
Biocerâmica
Inertes
Interações com os
tecidos
Não há interações
químicas nem biológicas
Porosas
Ocorre o crescimento
interno dos tecidos
através dos poros
Bioativas
Ocorre uma forte
ligação na interface
osso-implante
Reabsorvíveis
As cerâmicas são
degradadas e substituídas
pelos tecidos
Exemplos
Alumina
Aluminatos e
hidroxiapatita porosos
Biovidros, hidroxiapatita e
vitrocerâmicas
Gesso e fosfato tricálcico
1.3 COMPÓSITOS
Os compósitos são definidos como materiais formados por dois ou mais
constituintes, com distintas composições, estruturas e propriedades, separados por uma
interface, de forma a que a interação entre eles potencialize as propriedades de cada
material, resultando em um produto com características superiores aos de seus
componentes individuais (Shackelford, 2000). O compósito bioativo envolve
geralmente a presença de uma matriz polimérica (que confere adequadas propriedades
mecânicas, físicas e químicas ao implante) e uma fase bioativa como, por exemplo, uma
biocerâmica, que assegure biocompatibilidade adequada com interação favorável do
implante com o hospedeiro (França, 2005).
Os materiais macroscopicamente homogêneos irão refletir a natureza química
dos seus constituintes e podem ser classificados como (Addadi, 1997; Shackelford,
2000):
•
Blendas: compósitos formados pela mistura de polímeros orgânicos.
31
•
Híbridos orgânicos-inorgânicos: compostos vítreos, transparentes,
molecularmente homogêneos e de estrutura definida, formados pela reação de um
polímero orgânico com um composto inorgânico.
•
Compósitos orgânicos-inorgânicos: materiais resultantes da dispersão
de um compósito inorgânico em uma matriz polimérica.
Se as definições normalmente empregadas para descrever um compósito
orgânico-inorgânico e um híbrido de mesma natureza são bastante parecidas, as
propriedades finais destes materiais são bem diferentes; enquanto nos compósitos há
uma conjugação das propriedades das diferentes fases formadoras, nos híbridos há a
formação de compostos com propriedades totalmente novas.
Materiais bioativos apresentam, em geral, módulo de elasticidade muito
superior ao de tecidos vivos, e são de difícil fabricação em tamanhos e formas
diversificadas. O fato desses materiais não apresentarem uma mecânica compatível com
a de tecidos vivos pode gerar problemas como o "stress shield" (esforço localizado),
onde todo o esforço aplicado num sistema osso-implante é sustentado pelo material, do
que resulta numa progressiva reabsorção e desmineralização do osso (Vasconcelos,
2000). Uma forma de se minimizar as desigualdades mecânicas entre materiais
bioativos e tecidos vivos é o uso de compósitos de matriz polimérica dotados de uma
fase bioativa, pois a combinação entre polímeros e agentes de reforço específicos pode
resultar em materiais com grande bioatividade e comportamento mecânico comparável
ao de tecidos vivos (Kokubo, 2003).
Compósitos formados por hidroxiapatita e polímeros biodegradáveis,
como o policaprolactona, têm se apresentado como um interessante material para
aplicações médicas, especialmente em trabalhos de reposição óssea, devido tanto às
32
propriedades de biodegradação dos poliésteres quanto à biocompatibilidade da
hidroxiapatita (Kweon, 2003; Kim, 2004).
A porosidade do compósito é fator decisivo para seu uso em tecidos ósseos: em
1970, Hulbert (Rigo, 2001) demonstrou que poros maiores que 100 µm favorecem o
crescimento do osso através do material e o desenvolvimento de um sistema de vasos
capilares entremeado com a cerâmica porosa. Este tamanho de poro, que define a
porosidade ótima das biocerâmicas, está relacionado à necessidade de fornecer um
suprimento sangüíneo ao tecido conectivo em crescimento (Coombes, 2005).
1.4 POLÍMEROS
Polímeros sintéticos biodegradáveis têm sido usados para a confecção de
barreiras mecânicas como, por exemplo, em procedimentos cirúrgicos, nos quais
oferecem controle da estrutura (física e química) e propriedades (cristalinidade,
hidrofobicidade, padrão de degradação e propriedades mecânicas) dos tecidos
biológicos (Merkli, 1998). Estes polímeros podem ser processados em várias formas e
microestruturas, de acordo com a área superficial desejada e a quantidade, tamanho e
distribuição dos poros. As propriedades desses polímeros podem ser ajustadas através
de mudanças nas estruturas químicas dos monômeros (Kweon, 2003).
Os co-polímeros biodegradáveis (polímeros sintéticos, como os
poliésteres alifáticos neutros derivados de ácido láctico e glicólico (Dunn, 2001;
Coombes, 2005)) são compostos de interesse para uso médico por causa de suas
propriedades, que podem ser também controladas. Os polímeros bioabsorvíveis são
capazes de se degradarem no organismo humano através dos processos metabólicos em
compostos de peso molecular menor, e de serem eliminados em tamanho
suficientemente pequeno através das vias naturais (Merkli, 1998; Marra, 1999).
33
Dois fatores são importantes para os polímeros serem usados em
aplicação terapêutica temporária: biocompatibilidade e biofuncionalidade (degradação),
por possibilitarem o ajuste das propriedades mecânicas, físicas e biológicas através do
controle da estrutura molecular sem que seja necessário o uso de aditivos. Os polímeros
mais comuns são os termoplásticos orgânicos alifáticos: poli (α-hidroxi ácidos),
polilático e poliglicólico e seus copolímeros poli-glicolídeo-lactídeo, que têm como
vantagem a degradação por hidrólise com os produtos da degradação sendo na maioria
metabolizados em CO2 e H2O através do ciclo do ácido cítrico ou ciclo de Krebs
(Coombes, 2005).
É possível controlar a estrutura e propriedades (tais como estrutura
química e física, cristalinidade, hidrofobicidade, taxa de degradação e propriedades
mecânicas) dos polímeros sintéticos biodegradáveis. Eles podem ser processados em
várias formas, de modo a resultar em diferentes microestruturas, com área de superfície,
porosidade, tamanho e distribuição dos poros variáveis. As propriedades de superfície
podem ser alteradas para se adaptarem aos requisitos biológicos para adesão,
crescimento e função celulares. Assim, os polímeros sintéticos biodegradáveis têm sido
amplamente utilizados em engenharia de tecidos como meios para transplante celular e
moldes como reprodução da forma do tecido a ser reposto. Como observado, os
poliésteres alifáticos são a classe mais utilizada de polímeros biodegradáveis em
medicina, e os poliα-hidróxi-ácidos, que consistem do ácido lático e glicólico, são
talvez os mais conhecidos nesta ampla classe de materiais. Eles são usados
extensivamente em humanos há mais de 20 anos, inicialmente apenas em suturas por
causa da sua segurança toxicológica, biodegradabilidade, e versatilidade. As aplicações
dos ácidos poli-hidróxi-ácidos são divididas nas seguintes áreas funcionais mais
importantes: a) fechamento de feridas, b) reparo de tecido, c) regeneração e d) liberação
34
de drogas (Lindhe, 1999; Dunn, 2001; Rhee, 2003; Coombes, 2005). De fato, o maior
interesse dos periodontistas, implantodontistas e ortopedistas por esse material refere-se
a seu uso no reparo e regeneração teciduais e também em sistemas de liberação de
drogas.
1.4.1 POLICAPROLACTONA
O policaprolactona (PCL) é um polímero sintético do tipo poliéster alifático,
assim como o poliácido lático (PLA) e o poliácido glicólico (PLG) (Coombes, 2005). O
PCL é biodegradável, com a biodegradação ocorrendo devido à suscetibilidade da
cadeia éster alifática à hidrólise. Na Fig. 3 a estrutura do PCL (policaprolactona), cuja
fórmula é C6H10O2, é mostrada.
O
*
O
*
n
Figura 3: Fórmula estrutural do polímero policaprolactona (PCL).
O PCL, cuja estrutura é do tipo semicristalina linear (Kweon, 2003), é
geralmente metabolizado no organismo pela cadeia do ciclo do ácido tricarboxílico e
eliminado por secreção renal direta. O ciclo de Krebs, também chamado de ciclo do
ácido tricarboxílico (ver Fig. 4) é a mais importante via metabólica celular e ocorre sob
a regência de enzimas mitocondriais. O PLA e o PCL são degradados por hidrólise e por
35
este ciclo, sendo metabolizados no organismo e excretados na forma de água e dióxido
de carbono.
Figura 4: Ciclo de Krebs (ciclo do ácido tricarboxílico), realizado pelas mitocôndrias dentro da
estrutura celular.
A hidrólise é o principal meio de degradação de biopolímeros
como o poliácido lático, o poliácido glicólico e o policaprolactona, e alguns outros
copolímeros. A degradação ocorre por difusão da água para dentro do material
(inicialmente dentro das zonas amorfas do polímero), o que desencadeia a ação de
hidrólise que vai aos poucos fragmentando as cadeias poliméricas. A hidrólise é afetada
pelo tamanho e hidrofobicidade do polímero implantado, bem como por sua
cristalinidade, o pH e a temperatura a que o polímero esteja submetido (Ohtaki, 1998;
Kweon, 2003). O PCL é viável para uso como agente biológico devido a seu baixo
36
custo, sua ação biodegradável e a seu baixo peso molecular, o que facilita a integração
com outros materiais como a hidroxiapatita, e também sua aplicação como veículo para
a liberação controlada de fármacos (Kim, 2004; Coombes, 2005). Ultimamente, vem
sendo usado também na confecção de fios de sutura reabsorvíveis e na engenharia de
tecidos ósseos como componente de biomateriais passiveis de uso como substitutos
ósseos (Kweon, 2003; Calandrelli, 2004; Kim, 2004).
As aplicações do PCL em engenharia de tecidos são crescentes, devido
ao fato de que sua cinética de degradação e de reabsorção serem mais lentas que as de
outros ésteres alifáticos, como o PLA e o PGA (Materials, 2005; Physical properties,
2005; Polymer, 2005). A isso se adiciona o fato de que a policaprolactona apresenta
uma menor reação inflamatória (Merkli, 1998). Algumas das diferenças entre as
propriedades desses biopolímeros são indicadas na Tabela 2.
Tabela 2: Propriedades químicas de biopolímeros. PLA, PGA, PCL (Chemical properties, 2005)
Polímero
PLA
PGA
PCL
Viscosidade
(dl/g)
Temperatura
de fusão
(°C)
0.90 – 1.2
1.4 – 1.8
1.1 – 1.3
173-178
225-230
58-63
Temperatura
de transição
vítrea
(°C)
60 – 65
35 – 40
-65 - -60
Tempo de
Degradação
(meses)
>24
6 – 12
>24
1.5 CARBONATOS
Devido a sua biocompatibilidade e forte reatividade iônica com alguns
metais e polímeros, os compostos de fosfato de cálcio são um biomaterial atrativo para
uso não apenas em enxertos em estruturas ósseas e dentárias, mas também como
substratos para implantes (Safinya, 1996; Rossi, 2000; Rigo, 2001).
Os ortofosfatos de cálcio com estrutura apatítica, ou simplesmente apatitas, têm
como fórmula genérica Ca10(PO4)6X2: exemplificando, poderemos ter X como sendo o
37
íon F,- produzindo a flúor-apatita (FAp), ou o íon OH-, produzindo a hidroxiapatita
(HA), ou ainda, o íon Cl- , caso em que teremos a formação da cloroapatita (ClAp). Este
grupo de minerais foi denominado como apatita, palavra que vem do grego apataw, que
significa enganar, porque com freqüência eles eram confundidos com minerais
pertencentes a outros grupos, tais como água-marinha, ametista, etc. A estrutura
apatítica é muito tolerante a substituições iônicas: por exemplo, íons Ca
parcialmente ou totalmente substituídos por íons Ba2+, Sr2+ ou Pb
2+
2+
podem ser
, e íons PO43- por
íons AsO4 3-. Freqüentemente também ocorrem substituições duplas como, por exemplo,
a substituição do íon fosfato (PO4 3-) por um sistema com carga -3 (CO3 2-, OH-) ou
(CO32-, F-). Dessa forma, as apatitas são muito estudadas como um material com grande
potencial para uso em descontaminação ambiental através da substituição iônica. As
expressões tipo A e tipo B têm sido utilizadas para designar duas classes de
carboapatitas: nas carboapatitas do tipo A, os íons carbonato localizam-se em canais e
ocupam os mesmos sítios que os íons hidroxila, enquanto que nas carboapatitas do tipo
B, os íons carbonato ocupam os sítios dos íons fosfato. Deve ser observado, porém, que
a existência de carboapatitas do tipo AB (nas quais os íons carbonato localizam-se em
ambos os sítios) também tem sido relatada (Andrade, 2000). As três classes de
carboapatitas apresentam espectros de absorção do íon carbonato no infravermelho
distintos (Freitas, 2000).
Uma das desvantagens apresentadas pelas biocerâmicas é a reduzida resistência
mecânica, que restringe o seu uso a regiões ou locais que não requeiram sustentação.
Uma forma de contornar tal restrição é a utilização de metais revestidos com cerâmicas,
preparadas através de técnicas como o “Plasma Spray”, o que permite aliar as vantagens
intrínsecas das biocerâmicas com a resistência do metal (Liu, 2002).
38
A baixa cristalinidade das fases nos compostos de fosfato de cálcio
usados em recobrimento da superfície de implantes para estruturas ósseas leva a uma
instabilidade quando de sua implantação (Ramesh, 2001). De acordo com a literatura
(Vercik, 2003), fosfatos de cálcio amorfo e, principalmente, as fases fosfato tetracálcico
e fosfato tricálcico possuem uma solubilidade bem superior a aquela da HA, o que leva
a uma rápida desintegração do recobrimento e, portanto, à perda de fixação do implante,
em um fenômeno conhecido como reabsorção. Na Tabela 3 temos uma relação de
biocerâmicas derivadas do fosfato de cálcio e sua ocorrência nas estruturas biológicas.
Tabela 3: Ocorrência de fosfatos de cálcio em sistemas biológicos (Piehler, 2000; Kawachi,
2000).
Fosfato de Cálcio
Fórmula química
Razão Ca/P
Ocorrências
Apatita
(Ca,Z)10(PO4,Y)6(OH,X)2
(Z=Mg 2+, Sr 2+ ,Ba 2+ ;
Y= HPO4 2- , CO3 2- ;
X= Cl - , F - )
Varia com Z e Y
Esmalte, dentina, osso,
cálculo dentário, cálculo
urinário, calcificação de
tecido mole
Fosfato octacálcico
(OCP)
Ca8H2(PO4)65H2O
1,33
Cálculos dentário e urinário
Monohidrogeno fosfato
de cálcio dihidratado
(DCPD)
CaHPO42H2O
1,0
Cálculo dentário, ossos
Decompostos
Fosfato tricálcico
(TCP)
Ca3(PO4)2
1,5
Cálculos dentário e urinário,
pedras salivares, cáries
dentárias, calcificação
de tecido mole
Pirofosfato de cálcio
dihidratado
(CPPD)
Ca2P2O72H2O
1,0
Depósito de pseudo-gotas
em fluidos
1.6 HIDROXIAPATITA
As cerâmicas à base de fosfato de cálcio vêm sendo utilizados na
odontologia e na medicina há mais de 30 anos, pois foi a década de 70 que marcou o
início do uso mais intenso de materiais cerâmicos (Jones, 2001; Kalita, 2002). O grande
interesse na hidroxiapatita (HA), uma fase particular de fosfato de cálcio, surgiu devido
39
a sua grande similaridade com o principal componente presente na fase mineral do osso.
Por possuir semelhança química muito grande com os tecidos duros (ossos e dentes) dos
animais, a HA tem sido empregada como reconstituinte ósseo, uma vez que vários
estudos mostraram ser este material altamente biocompatível (Suchanek, 1998;
Kawachi, 2000; Rigo, 2001). Na Fig. 5 é ilustrada a estrutura da HA, que apresenta
fórmula Ca10 (PO4)6 (OH)2. De fato, a HA apresenta alta bioatividade e
biocompatibilidade, o que a leva a ter uma grande aceitação pelos tecidos vivos, e poder
ser usada como componente de recobrimento para implantes.
Figura 5: Estrutura cristalina idealizada para a hidroxiapatita (Rossi, 2000).
A interconexão dos poros existentes entre os cristais de HA permite que os
tecidos cresçam dentro desta estrutura, reduzindo a encapsulação, aumentando a
velocidade de crescimento do tecido ósseo (o que diminui o período de recuperação do
paciente), favorecendo o suporte nutricional do tecido dentro de seus poros e
produzindo uma continuidade com o osso em volta (Suchanek, 1998; Rossi, 2000;
Vasconcelos, 2000).
A mais notável característica da HA é a sua afinidade e condutividade
óssea, que lhe permite se unir diretamente ao tecido ósseo. Ela não tem capacidade
40
osteoindutiva, mas atua como matriz passiva para o crescimento ósseo, por ser um
material osteocondutivo (Lindhe, 1999). Como a HA é o constituinte principal da fase
mineral dos tecidos calcificados, seu equivalente sintético também possui propriedades
de biocompatibilidade e de osteointegração, o que coloca este material entre os mais
importantes substitutos do osso humano em implantes e próteses (Kawachi, 2000;
Green, 2002).
A estrutura hexagonal da HA permite que os grupos hidroxila (OH-) possam
se deslocar e serem retirados com relativa facilidade, gerando canais vazios entre os
hexágonos formados pelos íons de cálcio. É por esses canais que outros íons e
moléculas podem ser conduzidos para dentro da estrutura do material cerâmico. Na Fig.
6 vemos a morfologia do cristal de hidroxiapatita, com a indicação dos índices
cristalográficos de Miller e também do arranjo de células unitárias em um destes planos.
A estrutura dos fosfatos cerâmicos permite que seus constituintes sejam facilmente
substituídos por uma grande variedade de complexos e metais como o chumbo, cádmio,
cobre, zinco, estrôncio, cobalto, ferro, flúor, cloro, bem como grupos carbonatos e
vanadatos. Estas propriedades, somadas à sua alta capacidade de absorver moléculas,
fazem da HA um excelente suporte para ação prolongada de drogas anti-cancerígenas
no tratamento de tumores ósseos (Andrade, 2001)
a)
b)
Figura 6: a) Projeção das células unitárias da hidroxiapatita no plano 001 de Miller. b)
Morfologia do cristal de hidroxiapatita incluindo os índices de Miller (Hydroxyapatite, 2005).
41
No entanto, o potencial de aplicação tecnológica da HA não se restringe à
biotecnologia e à medicina. Na área de controle ambiental, esse material é proposto
como absorvente de metais pesados em rejeitos industriais e em águas poluídas (Freitas,
2000), e como catalisador na decomposição de compostos organo-clorados poluentes
provenientes da indústria metalúrgica e da incineração de lixo industrial (Moraes,
2000).
Quando a hidroxiapatita é combinada com o titânio comercialmente puro,
Ti-cp, ou algumas de suas ligas, tem-se um material muito importante para aplicações
na área médica, por sua excelente biocompatibilidade e adequadas propriedades
mecânicas. Recentemente, também, foi desenvolvido um método químico relativamente
simples para induzir a bioatividade desses materiais metálicos inertes e que se baseia na
idéia de imitar as condições biológicas para obtenção do material desejado (Abe, 1990);
este é o método denominado de biomimético.
1.6.1 TÉCNICAS PARA A SÍNTESE DA HA
As técnicas para a síntese de apatitas (HA, FAp e CAp) são divididas
entre aquelas feitas sob altas ou sob baixas temperaturas. Normalmente as sínteses a
altas temperaturas envolvem reações no estado sólido e conduzem a apatitas com alto
grau de pureza e cristalinidade, porém com pequenas áreas biologicamente ativas.
Estudos revelam que da síntese da HA a temperaturas de 1200 a 1400 oC por 2 horas
resultam estruturas mais estáveis, enquanto que se temperaturas maiores ou iguais a
1400 oC são usadas por um período de tempo um pouco maior, ocorre decomposição da
fase HA e formação de fosfato tricálcico(TCP), fosfato tetracálcico (TTCP) e óxido de
cálcio (CaO) (Andrade, 2001). Por outro lado, técnicas como difração de raios-X e
microscopia eletrônica de varredura revelam que os recobrimentos de apatitas, quando
submetido a tratamentos térmicos entre 400 e 600 ºC, apresentam uma baixa
42
cristalinidade, semelhante a aquela das apatitas biológicas. Quando preparados a
temperaturas acima de 700 ºC, os recobrimentos de apatita mostraram-se mais
cristalinos, apresentando uma mistura de fases de hidroxiapatita, fosfato octacálcico e
fosfato de magnésio (Ryu, 1996).
As sínteses a baixas temperaturas se baseiam em técnicas tradicionais de
co-precipitação em solução aquosa, hidrólise e envelhecimento de precursores. Essa
metodologia geralmente leva à obtenção de materiais não-estequeométricos (razão Ca/P
diferente de 1,67), de baixa cristalinidade e com áreas biologicamente ativas mais
elevadas (Anee, 2003). O método denominado biomimético é uma das técnicas mais
promissoras para produção de biomateriais sob condições ambientes (Abe, 1990). Este
método consiste na imersão do substrato a ser recoberto em SBF (Simulated Body
Fluid), uma solução sintética de composição química e pH semelhantes à parte
inorgânica do plasma sanguíneo e mantida a uma temperatura similar à do corpo
humano (Helebrant, 2002). A partir dos dados mostrados na Tabela 4, pode ser feita
uma comparação da concentração de íons no plasma sanguíneo e no SBF.
Tabela 4: Composição do SBF e do plasma sanguíneo (Monteiro, 2003).
Concentração de íons no SBF e no plasma sanguíneo
Íon
Na+
K+
Ca 2+ Mg 2+ Cl -
HPO4 -
HCO3 2-
SBF (mM/L)
142,0
5,0
2,5
1,5
148,8
1,0
4,2
Plasma
142,0
5,0
2,5
1,5
103,0
1,0
27,0
(mM/L)
Nessas condições, é possível recobrir materiais de formas complexas, como os
do tipo poroso, e os sensíveis a altas temperaturas, como é o caso dos polímeros. Além
disso, com esta técnica se pode recobrir implantes com diferentes fases de fosfatos de
cálcio, as quais possuem características benéficas para formação óssea (Kim, 2005).
43
1.7 SBF- FLUIDO CORPORAL SIMULADO
Com o intuito de analisar o comportamento de materiais que possam ser
usados como biocerâmicas sem que se faça necessário o sacrifício de inúmeros animais
como em uma avaliação in vivo, várias técnicas de estudo in vitro têm sido empregadas,
principalmente para a avaliação da citotoxicidade e do comportamento da superfície dos
materiais na presença de fluidos corpóreos ou de substâncias orgânicas, como proteínas
e enzimas (Abe, 1990; Calvert , 1996).
Dentre as diversas técnicas desenvolvidas
para o estudo de biomateriais, utilizaremos o método denominado biomimético que foi
introduzido por Abe (Vercik, 2003). Essa, que é uma das técnicas mais promissoras para
produção e estudo do comportamento de biomateriais sob condições ambientes, consiste
na imersão do substrato a ser recoberto em uma solução tipo SBF mantida à temperatura
de 37oC (Lu, 2005; Kim, 2005). Devido à semelhança de composição do fluido corporal
humano com o fluido simulado adotado com por Abe na década de 90, usando esta
técnica in vitro, é possível recobrir implantes com diferentes fases de fosfatos de cálcio
que possuam características benéficas para formação óssea (Vercik, 2003). Assim,
mesmo materiais de formas complexas, ou de natureza porosa, e também materiais
sensíveis a temperaturas, como polímeros, podem ser recobertos por uma camada
bioativa (Barrere, 2002).
É reconhecido pela literatura especializada (Landi, 2005, Oyane, 2005), que a
solução SBF é o modelo mais adequado para a simulação da parte inorgânica do plasma
sanguíneo humano. A deposição de apatitas na superfície de biomateriais expostos ao
SBF, como polímeros, cerâmicas, vidro ou metais, deve-se à ação de grupos funcionais,
como Si-OH e Ti-OH, presentes na superfície do material. Esses grupos funcionais, de
carga negativa, interagem inicialmente com os íons de cálcio dispersos na solução do
SBF, e carregados positivamente, formando compostos de cálcio amorfo, como os
44
cálcio silicatos ou cálcio titanatos. A fase positiva do composto de cálcio amorfo irá
então se combinar com os íons fosfatos de carga negativa presentes na solução,
formando fosfatos de cálcio que irão se cristalizar e dar origem a apatitas semelhantes às
presentes em estruturas biológicas (Helebrant, 2002; Kim, et al.2005). Na Fig. 7
podemos observar a deposição de estruturas apatíticas provenientes da reação ocorrida
entre os grupos funcionais Ti-OH e a solução do SBF.
Para Oyane (Oyane, 2005), o mecanismo de deposição de apatitas em polímeros
expostos ao SBF envolve a ação dos grupos funcionais presentes na superfície
polimérica, os quais induziriam a nucleação de apatitas, e assim o processo de
deposição é dependente do tipo, do número e do arranjo espacial desses grupos
funcionais.
45
Figura 7: Representação esquemática da mudança estrutural e da formação de apatita na
superfície do titanato de sódio amorfo exposto ao SBF (Kokubo, 2003).
46
2. MOTIVAÇÃO E OBJETIVO
Na perspectiva da ciência de materiais e de engenharia de tecidos, o
desenvolvimento de novos biomateriais se apresenta uma alternativa promissora para o
reparo de danos aos tecidos vivos, especialmente quando se fazem necessários enxertos
teciduais ou implantes permanentes. O princípio que deve nortear a regeneração de
tecidos vivos é o de promover a menor agressão, dano ou contaminação da região
afetada e, o mais completa e rapidamente, devolver sua forma e função. O material
utilizado deve exibir propriedades mecânicas e biológicas adequadas para promover a
regeneração e estimular o organismo a exercer seus mecanismos inerentes de reparo e
regeneração teciduais.
Dentro desta visão interdisciplinar, o presente trabalho de dissertação se
desenvolve na fronteira entre a química, física e ciências biológicas, e tem como
objetivo geral o desenvolvimento racional e caracterização de um novo biomaterial com
propriedades osteocondutoras e osteoindutoras de baixo custo e de fácil manipulação
laboratorial, com uma boa performance biológica em tecidos vivos. Nossa proposta de
novo biomaterial envolve a associação do policaprolactona com o carbonato de cálcio
inserido em um liquido simulador de fluidos corporais por diferentes períodos de tempo,
seguindo modelo proposto por Maeda (Maeda, 2002), modificado com inspiração nas
pesquisas realizadas por Kim (Kim, 2004), Landi (Landi, 2005) e Oyane (Oyane,
2005),entre outros.
47
3. TÉCNICAS DE CARACTERIZAÇÃO
3.1 DIFRAÇÃO DE RAIOS-X
Os raios-X são um tipo de radiação eletromagnética com a mesma
natureza que a luz visível, mas de comprimento de onda muito pequeno. A unidade de
medida para o comprimento de onda mais conveniente na região de raios-X é o
Angstrom (1Å= 10-8 cm), e raios-X usados em difração têm comprimento de onda no
intervalo de 0.5-2.5 Å (enquanto que para a luz visível esse valor é da ordem de 6000
Å). Os raios-X se encontram na região entre os raios gama e raios ultravioletas no
espectro eletromagnético. Na Fig. 8 mostramos o equipamento de raios-X utilizado para
as análises de difração do compoósito PCLC.
Fig 8: Difratômetro de raios-X, D5000– Siemens (Laboratório de Raios-X do Departamento de
Física da UFPE)
Quando incidimos um feixe de raios-X em uma substância cristalina, segundo
um determinado ângulo, os diferentes planos ou camadas de átomos dos cristais
48
refletem parte da radiação, sendo o ângulo de reflexão igual ao ângulo de incidência.
Para que as ondas refletidas pelos diferentes planos cristalinos estejam em fase, é
necessário que se verifique uma certa relação entre o comprimento de onda da radiação,
a distância entre os planos dos cristais (distância interplanar) e o ângulo de incidência de
acordo com a lei de Bragg (Sasaki, 2005). Na Fig. 9 temos representado o feixe de
raios-X e seu comportamento difrativo ao ser direcionado para uma estrutura cristalina.
Figura 9: Incidência e refração de raios-X em estrutura cristalina (Gobbo, 2003).
Ao se submeter uma amostra cristalina à incidência de raios-X de um
determinado comprimento de onda, e traçando um diagrama da intensidade da radiação
difratada em função do ângulo de incidência, obtém-se, através dos valores máximos de
difração, um conjunto de distâncias entre planos cristalinos, as quais são características
de cada substância. É possível identificar as substâncias cristalinas presentes na amostra
por comparação desses valores com os de tabelas constantes em bancos de dados de
cristalografia.
Na Fig. 10 observamos a análise por difração de raios-X de estrutura biológica
proveniente de osso mandibular humano: os picos detectados referentes a apatitas
apresentam-se largos e com aspecto irregular devido à superposição de fases, à
dinâmica de deposição de íons e à baixa cristalinidade.
49
Figura 10: Difratometria de raios-X de apatita biológica proveniente de mandíbula humana
(Vercik, 2003).
3.2
ESPECTROSCOPIA
NO
INFRAVERMELHO
COM
TRANSFORMADA DE FOURIER- FTIR
Uma das primeiras aplicações da espectroscopia no infravermelho como
ferramenta analítica ocorreu durante o período da segunda guerra mundial, pois sabia-se
que os espectros no infravermelho de uma amostra armazenavam uma grande gama de
informações sobre ela e, portanto, apresentavam um elevado potencial para serem
empregados nos mais diversos tipos de análises químicas e físicas. A espectroscopia
molecular é de fundamental importância para a química devido a suas aplicações em
estudos de determinação estrutural (Trasfretti, 2001).
A radiação infravermelha é uma radiação eletromagnética cujo espectro
começa no limite de mais baixa energia do espectro da luz visível (o vermelho) e se
estende até à zona das ondas hertzianas (radar, televisão, rádio), ou seja seu
comprimento de onda está compreendido entre cerca de 800 e 105 nm. A qualquer
temperatura diferente de 0 K, os átomos e os grupos atômicos presentes em uma
molécula estão em contínuo movimento, uns em relação aos outros, no que corresponde
50
às vibrações moleculares. Quando as moléculas são sujeitas a um pulso de radiação
infravermelha, que tem energia semelhante a aquela correspondente a essas vibrações,
elas podem alterar o seu estado de vibração (excitação) pela absorção de energia da
radiação correspondente à diferença entre o estado inicial com o estado excitado. Como
só é possível a vibração da molécula ocorrer apenas em alguns modos, a absorção da
radiação acontece apenas para determinados valores da energia incidente, que são
característicos de cada molécula. Assim, através da análise dos valores de energia da
radiação infravermelha para os quais há absorção, é possível identificar as moléculas ou
os tipos de moléculas presentes em uma dada amostra. Na Fig. 11 temos o equipamento
de infravermelho utilizado para a análise de espectroscopia de infravermelho com
transformada de Fourier (FTIR) do compósito PCLC.
Fig.11 Espectômetro de Infravermelho, FTIR–Bomem, MB-Series tipo B100 (Laboratório de
Polímeros Não- Convencionais do Departamento de Física da UFPE).
Assim, o espectro infravermelho de uma molécula é definido como o
conjunto das absorções originárias da transição entre níveis de energias vibracionais, no
estado eletrônico fundamental. Este espectro está arranjado na forma de bandas, que
indicam o percentual de transmitância ou absorbância da radiação incidente, em função
do número de onda (cm-1) da radiação (Tenório, 1998).
A espectroscopia vibracional tornou-se uma técnica bastante acessível
depois da ampla difusão de espectrômetros de infravermelho com transformada de
51
Fourier. O fato de ser possível à obtenção de espectros digitalizados com alta razão
sinal/ruído tornou a técnica de grande importância para novas e diversificadas
aplicações.
Matrizes transparentes, como pastilhas de KBr e suspensões em Nujol,
são freqüentemente utilizadas em medidas espectrais no infravermelho para materiais
pulverizados.
Na Fig. 12, vemos o espectro de infravermelho de um compósito de
policaprolactona com hidroxiapatita, em diferentes concentrações, onde as bandas de
vibração do C-O, C=O e C=H correspondem ao PCL e as bandas P-O e O-H são
atribuídas à HA.
Figura 12: Análise por FTIR de diferentes compósitos formados por policaprolactona e
hidroxiapatita. As bandas de vibração do C=O, C-O e C=H são referentes ao PCL e as bandas de vibração
do P-O e O-H são referentes à HA (Kim, 2004).
3.3 Calorimetria Diferencial de Varredura (DSC)
A análise térmica por DSC (do inglês, differential scanning calorimetry)
é uma técnica muito utilizada na caracterização dos materiais vítreos e poliméricos
52
cristalinos. As técnicas termoanalíticas permitem medir propriedades de uma substância
em função da temperatura, através de um calorímetro diferencial monitorado por
computador, como representado esquematicamente na Fig 13. A técnica consiste em
medir variações de fluxo de calor na amostra estudada em relação a um material de
referência que seja termicamente inerte na faixa de temperatura da análise. Amostra e
referência são submetidas a um programa que controla varreduras em temperatura com
taxas de aquecimento pré-determinadas. Assim, qualquer transição de fase ou reação
química que possa vir a ocorrer resulta numa liberação ou absorção de calor pela
amostra e produz variações de entalpia, que devem dar origem a picos ou vales nos
termogramas.
Figura 13: Esquema de funcionamento do equipamento de DSC.
Assim, o termograma diferencial de varredura, que registra as variações de fluxo
de calor em função da temperatura, apresenta picos positivos, no caso de transições
exotérmicas, e picos negativos associados às transições endotérmicas. A Fig. 14 mostra
as temperaturas características de um material polimérico do tipo cristalino, obtidas
através da análise do DSC: em ordem crescente de temperatura, temos Tg (temperatura
53
de transição vítrea), Tc (temperatura do máximo do pico exotérmico de cristalização) e
Tm (temperatura do pico endotérmico de fusão da amostra).
Figura 14: Demonstração das diferentes curvas de temperaturas no DSC.
É na temperatura de transição vítrea (Tg) que a amostra atinge uma
viscosidade tal que pequenos rearranjos nas posições relativas entre os átomos e/ou
grupos moleculares se tornam possíveis, de forma que as tensões internas da rede são
liberadas. Enquanto Tg é dito um ponto isoviscoso, em Tx se inicia a formação da
primeira fase cristalina no material vítreo, com a liberação simultânea de calor, por se
tratar de uma fase termodinamicamente mais estável, com a temperatura atingindo um
máximo em Tc. Em Tf a amostra sólida se funde, dando origem a um líquido
metaestável. A amostra continua absorvendo calor, de forma que Tm corresponde a um
pico endotérmico. Em Tl o líquido obtido é termodinamicamente estável. Na Fig. 15
mostramos o equipamento de DSC utilizado para análise térmica do compósito PCLC.
54
Fig 15: Calorímetro Diferencial de varredura, DSC– Pyris 6, Perkin Elmer (Laboratório de
Polímeros Não-Convencionais do Departamento de Física da UFPE).
3.4 MICROSCOPIA ELETRÔNICA DE VARREDURA- MEV
O microscópio eletrônico de varredura (MEV) é um equipamento capaz
de produzir imagens de alta ampliação (até 300.000 vezes), e excelente resolução. As
imagens fornecidas pelo MEV possuem um caráter virtual, no sentido de que o que é
visualizado no monitor do aparelho é a transcodificação da energia emitida pelos
elétrons, ao contrário da luz que é transmitida ou refletida e com a qual estamos
habitualmente acostumados em microscopia ótica. O princípio de funcionamento do
MEV consiste na emissão de feixes de elétrons por um filamento capilar de tungstênio
(eletrodo negativo), mediante a aplicação de uma diferença de potencial que pode variar
de 0,5 a 30 kV. Essa variação de voltagem permite o controle da aceleração dos
elétrons, e também provoca o aquecimento do filamento. A parte positiva em relação ao
filamento do microscópio (eletrodo positivo) atrai fortemente os elétrons gerados,
resultando em uma aceleração em direção ao eletrodo positivo. A correção do percurso
dos feixes é realizada pelas lentes condensadoras que alinham os feixes em direção à
abertura da objetiva. A objetiva ajusta o foco dos feixes de elétrons antes que os
mesmos atinjam a amostra a ser analisada. Esta técnica microscópica pode ser utilizada
55
para uma resolução menor de 1µm. As amostras para análise devem resistir a um
ambiente de vácuo e ser de natureza condutiva (o que para amostras não-condutivas
pode ser conseguido através de coberturas muito finas com filmes metálicos). Na Fig.
16 mostramos o equipamento de microscopia eletrônica de varredura e o EDX,
utilizados nas caracterizações do compósito PCLC.
Fig. 16: Microscópio eletrônico de varredura, MEV- JSM 5900, e espectômetro dispersivo de
raios-X, EDX- JSM 5900, da empresa JEOL Instrumentos (Laboratório de Microscopia do Departamento
de Física da UFPE).
3.5 ESPECTROSCOPIA DISPERSIVA DE RAIOS-X – EDX
O EDX (energy dispersive x-ray detector, EDX ou EDS) é um acessório
essencial no estudo de caracterização microscópica de materiais. Quando um feixe de
elétrons incide sobre um mineral, os elétrons mais externos dos átomos e íons
constituintes do sistema são excitados, mudando de níveis energéticos, ao retornarem
para sua posição inicial, liberam a energia adquirida sob forma de uma radiação com
comprimento de onda no espectro de raios-X. Um detector instalado na câmara de
vácuo do MEV mede a energia associada a esse elétron. Como os elétrons de um
determinado átomo possuem energias distintas, é possível determinar quais elementos
químicos estão presentes no ponto de incidência do feixe, e assim identificar de pronto
56
que mineral está sendo observado. O diâmetro reduzido do feixe permite a determinação
da composição mineral em amostras de tamanhos muito pequenos (<5µm),
possibilitando uma análise quase que pontual.
Quando a estrutura cristalina é submetida ao feixe de raios-X, o ângulo de
reflexão é igual ao ângulo de incidência e depende da distância entre os planos dos
cristais (distância interplanar).
Como os minerais apresentam diferentes distâncias
interplanares, é possível com esse registro identificar as estruturas presentes por
comparação com tabelas disponíveis. Na Fig. 17 mostramos o resultado de uma análise
da hidroxiapatita pelo EDX, onde vemos a presença de picos relacionados aos íons
cálcio e fósforo que fazem parte da estrutura desta biocerâmica (Rigo, 2001).
Figura 17: Espectro de dispersão de raios-X da hidroxiapatita (Rigo, 2001).
57
4. METODOLOGIA EXPERIMENTAL:
4.1 REAGENTES UTILIZADOS
Os reagentes utilizados na pesquisa para a elaboração do compósito PCLC e
para o líquido simulador do fluido corporal (SBF) são apresentados na Tabela 5 e na
Tabela 6 respectivamente. A água deionizado foi fornecida pelo Laboratório de Química
pertencente ao Departamento de Física da UFPE, sendo obtida através do equipamento
Nanopure da empresa Barnstead.
Tabela 5: Reagentes utilizados na preparação do compósito PCLC .
Reagente
Fórmula
Química
Policaprolactona
C6H10O2
Peso
Molecular
114,1
Diclorometano
CH2Cl2
84,93
Hidróxido de
cálcio
Ca()H)2
74,10
CH3OH
32,04
Metanol
4.2
SÍNTESE E OBTENÇÃO DOS MATERIAIS
4.2.1. SÍNTESE DO COMPÓSITO PCLC
Neste trabalho o compósito policaprolactona carbonatada (PCLC), que é
constituído do polímero policaprolactona e de carbonatos de cálcio, foi preparado
utilizando uma metodologia inspirada no trabalho de Maeda (Maeda, 2002). Iniciamos
a síntese do nosso compósito, com 2,0 g de policaprolactona (PCL) (Aldrich), que
foram colocados em um bequer com 20 mL de diclorometano, a uma temperatura de
320C controlada por uma placa de aquecimento com agitação magnética, por 30
58
minutos, até sua completa dissolução. Chamaremos esta primeira solução de solução
polimérica.
Uma outra solução, composta por 4,6 g de hidróxido de cálcio diluído em 20 mL
de metanol, foi colocada em um bequer e submetida a um processo de carbonatação
através do borbulhamento com gás carbônico, CO2 , a uma vazão de 300 ml por minuto
controlada por um fluxômetro, durante 6 horas, e à temperatura ambiente, tendo como
produto final carbonatos. Chamaremos esta segunda solução de solução carbonatada.
A solução polimérica e a solução carbonatada, respectivamente, compostas de
policaprolactona e diclorometano e de carbonatos e metanol, foram misturadas em um
bequer e colocadas em uma placa de aquecimento com agitação magnética por 30
minutos, a uma temperatura de 28 OC, para completa homogeneização. Com este
procedimento é formada uma nova solução, composta de policaprolactona com
carbonatos, chamada de PCLC, que é então é colocada em banho-maria a 40 OC por 12
horas até completa evaporação dos solventes. Após isso, o material resultante foi levado
para uma estufa a 37 OC por 24 horas, e depois triturado em um almofariz até formar um
pó de consistência e aspecto homogêneos.
4.2.2 OBTENÇÃO DO SIMULADOR DE FLUIDO CORPORAL (SBF)
O SBF foi elaborado seguindo composição sugerida por Maeda (na Tabela 6 são
mostradas as quantidades usadas de cada composto para diluição em 1 litro de água
deionizada) (Maeda, 2002).
A solução de SBF é de aparência límpida e sem resíduos e deve apresentar pH
igual a 7,4 (Abe, 1990, Maeda, 2002). Como houve uma pequena variação inicial no
pH, foi feita uma regularização com solução 1M de NaOH até atingir o valor desejado
de 7,4.
59
Tabela 6: Materiais utilizados na preparação do SBF (Maeda, 2002).
Produto
Fosfato de cálcio
Fórmula
Quimica
CaHPO4
Peso
Peso
Molecular
em Gramas
136,06
0,340
dibásico
Bicarbonato de sódio
NaHCO3
84,01
0,353
Cloreto de potássio
KCl
74,56
0,373
Cloreto de sódio
NaCl
58,44
0,795
Cloreto de magnésio
MgCl2
203,30
0,305
Fosfato de sódio
NaH2PO4
138,00
0,234
Ácido clorídrico
HCl
36,46
3,630
121,14
6,057
Tris(hidroximetil)-
C4H11NO3
aminometano
4.3 PREPARAÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DAS AMOSTRAS
O pó de PCLC obtido foi transformado em pastilhas com peso de 1g cada, com
20 mm de diâmetro e 2mm de espessura, pelo uso de uma prensa hidráulica, com uma
força uniaxial de 60 Mpa por 20 segundos. As pastilhas formadas foram então mantidas
em uma estufa a uma temperatura constante de 200 oC por
uma hora, para a
sinterização do PCL ao CaCO3.
Foram selecionadas 18 pastilhas, sendo duas separadas como matriz
controle e as outras 16 reservadas para serem utilizadas como amostras para o estudo
biomimético de deposição de íons em meio fluido. Estas 16 pastilhas foram colocadas
em um bequer com 1 litro da solução de SBF e deixadas em repouso por tempos
variáveis de 3 horas, 6 horas, 12 horas, 24 horas, 7 dias, 14 dias, 21 dias e 28 dias,
sempre à temperatura ambiente. Para cada tempo estipulado foram selecionadas duas
60
pastilhas de PCLC que seriam utilizadas nas caracterizações do material. Ao serem
retiradas do SBF após o tempo determinado, as pastilhas eram lavadas com um leve jato
de água destilada e colocadas sob papel absorvente para secar, e posteriormente levadas
para uma estufa a 28 oC por 24 horas.
As amostras para caracterização foram preparadas da seguinte forma:
•
Para a difração de raios-X foram usadas pastilhas inteiras, com a face
superior (onde houve uma maior deposição de material), voltada para o feixe incidente.
•
Para permitir as análises por MEV e EDS, a face superior das
pastilhas foi metalizada com carbono.
•
Para as análises no DSC e FTIR, as pastilhas foram pulverizadas em
um almofariz de cerâmica e depois pesadas em uma balança digital. No DSC foram
colocadas 0,02g do material em um porta amostras de alumínio. Para a análise por
FTIR, 0,01 g do PCLC foram prensadas juntamente com 0,1g de KBr, por uma força
uniaxial de 60 MPa em uma prensa hidráulica por 1 minuto, levando à formação de
pastilhas.
61
5. RESULTADOS e DISCUSSÃO
Os resultados obtidos mostraram que a utilização do processo biomimético, em
que pastilhas de PCLC foram colocadas em solução semelhante ao plasma sanguíneo,
permitiu um recobrimento uniforme da superfície externa do compósito que esteve em
contato com o líquido, com a formação de estruturas do tipo apatítica. Como foi
sugerido por Oyane (Oyane, 2005), a imersão de biomateriais em solução de SBF por
um determinado período de tempo leva ao crescimento espontâneo de núcleos de
apatitas ou precursores destas na superfície das amostras. De acordo com Vercik, os
núcleos das apatitas crescem espontaneamente pelo consumo dos íons cálcio e fosfato
da solução, com a formação de uma camada uniforme de apatita na superfície dos
substratos imersos na solução (Vercik, 2003). Katti (Katti, 2002) relata a existência de
compósitos constituídos por polímeros sintéticos e biodegradáveis que, ao serem
colocados em uma solução iônica rica em cálcio e fosfato, agiriam como um elemento
acelerador da formação de estruturas apatíticas, estimulando a deposição de
biocerâmicas nas amostras.
Através de um processo de nucleação lenta realizada à temperatura ambiente por
21 dias, foi a hidroxiapatita a fase majoritária a se formar sobre o compósito PCLC.
Outras fases apareceram em quantidades variadas, em função do tempo de exposição ao
SBF, com a representação de estruturas do grupo das apatitas, como vaterita, aragonita e
calcita. As sucessivas variações de fases formadas, com a deposição dos íons
provenientes do SBF na superfície da pastilha e que reagiram com os compostos de
cálcio presentes no compósito, foram acompanhadas por diferentes técnicas de análise e
caracterização, como discutido a seguir .
5.1 DSC
62
Como mostrada na Fig. 18, foi observada no DSC que ocorreu uma variação de
temperatura de fusão (Tf) do polímero presente no compósito exposto ao SBF, de
acordo com o tempo de exposição do compósito ao SBF, resultado de progressiva
degradação das ligações semicristalinas do polímero. Este fato pode ser entendido como
sendo a manifestação da quebra das cadeias ester-alifáticas do polímero por hidrólise,
que reduz assim seu grau de cristalização, e também pela deposição de apatitas na
superfície da pastilha, o que influencia na cinética de decomposição do material. Pode
ser observado que a temperatura de fusão para o compósito diminui em função do
tempo de exposição ao SBF, pois a base polimérica fica cada vez menos cristalina. Para
as amostras retiradas do SBF entre 6 horas e 21 dias de exposição, ocorre uma
diminuição da variação do ponto de fusão entre elas; esta diferença de cerca de um grau
da Tf provavelmente se deve também ao incremento da quantidade de apatitas na
superfície do compósito, com a conseqüente diminuição da exposição da parte
polimérica à água. Pela comparação dos resultados obtidos para as amostras preparadas
com tempos de exposição de 21 a 28 dias, pode-se notar que houve um aumento em
dois graus no ponto de fusão do compósito, o que provavelmente se deve à deposição de
hidroxiapatita com menor solubilidade, o que protegeria ainda mais da ação da hidrólise
a parte polimérica do compósito.
Como pode ser visto na Fig. 18, as curvas das amostras na análise por DSC
apresentaram mudanças na temperatura de fusão da fase polimérica do compósito, com
variações de 64 0C para a amostra relativa ao policaprolactona (PCL), que não foi
exposto ao SBF, e de 54 0 C para a amostra do compósito PCLC exposto por 28 dias ao
SBF. Como relatado anteriormente, esta variação se dá provavelmente pela mudança no
grau de cristalinidade do policaprolactona, alterado pela quebra das cadeias ester-
63
alifáticas por hidrólise, e também
pela deposição de material inorgânico quando
Endotérmico
unidades arbitrárias
Exotérmico
exposto ao banho no SBF.
(10) pclc28d
(9) pclc21d
(8) pclc14d
(7) pclc7d
(6) pclc24h
(5) pclc12h
(4) pclc6h
(3) pclc3h
(2) base
(1) pcl
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
30
40
50
60
70
80
90
100
o
Temperatura ( C)
Figura 18 . Curvas de DSC do polímero PCL e do compósito PCLC. pcl- policaprolactona sem ser
exposto ao SBF, base- compósito de policaprolactona e carbonato de cálcio sem ser exposto ao SBF; pclc
3h, 6h, 12h, 24h, 7d, 14d, 21d, 28d - compósitos de policaprolactona e carbonato de cálcio expostos ao
SBF por diferentes intervalos de tempo, 3 horas, 6 horas, 12 horas, 24 horas, 7 dias, 14 dias, 21 dias e 28
dias, respectivamente.
Endo
unidades arbitrárias
Exo
basepclc
10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85 90 95 100
0
Temperatura ( C)
Figura 19: DSC da Base do PCLC. Calorimetria diferencial de varredura, DSC, relacionada ao
compósito constituído de policaprolactona e carbonatos de cálcio sem ser exposto ao líquido simulador de
fluido corporal (SBF); a temperatura de fusão do policaprolactona está em 62 ºC.
64
Endo
unidades arbitrárias
Exo
28d pclc
10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85 90 95 100
0
Temperatura ( C)
Figura 20: DSC do PCLC após 28 dias no SBF. Calorimetria diferencial de varredura (DSC),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonatos de cálcio exposto durante 28 dias
ao líquido simulador de fluido corporal (SBF); a temperatura de fusão do policaprolactona está em 54 ºC.
Nas Figs. 19 e 20 podemos observar mais claramente a mudança no ponto de
fusão da fase polimérica do compósito, onde uma variação de cerca de 10 0C pode ser
notada entre o valor medido para a parte polimérica do compósito da amostra quando é
chamada de base pclc, e para a amostra preparada após 28 dias de imersão na solução
de SBF.
Kweon constatou que,
a depender de sua cristalinidade, o PCL apresenta
temperatura de fusão (Tf) entre 59 e 64 oC, e temperatura de transição vítrea (Tg) na
faixa que vai de -70 a -60 oC. Naturalmente, quanto mais cristalino for o polímero,
maior será seu ponto de fusão (Kweon et al, 2003).
Na Tabela 7 é mostrada a variação de temperatura de fusão para o polímero e
para as amostras do compósito preparadas em função do tempo de exposição ao SBF.
Notamos que enquanto o PCL puro utilizado apresenta Tf = 64 º C, essa temperatura cai
para 62 ºC após o polímero ser adicionado ao carbonato para formar o compósito
PCLC, o que provavelmente se deve à reorganização do material e à interferência do
carbonato sobre a rede cristalina do PCL. Por sua vez nas primeiras 3 horas em que o
compósito é colocado na solução do SBF, observamos uma acentuada redução no valor
65
da Tf, que vai a 51 ºC, devido à absorção de água e, conseqüentemente, hidrólise das
cadeias semicristalinas do polímero; segundo se sabe (Merkli et al, 1998), a
cristalinidade do PCL diminui de acordo com o aumento da permeabilidade do material
colocado em meio aquoso, como resultado da reação de hidrólise nas cadeias ester do
polímero. Após 6 horas de exposição do compósito ao SBF, observamos um aumento da
Tf para 53 ºC, temperatura que permanece inalterada pelas próximas 18 horas de
exposição ao SBF.
Tabela 7: Temperatura de fusão das amostras: PCL-policaprolactona sem ser exposto ao SBF;
PCLC base-compósito de policaprolactona e carbonato de cálcio antes de ser exposto ao SBF; PCLC 3h,
6h, 12h, 24h, 7d, 14d, 21d e 28d-compósitos de policaprolactona e carbonato de cálcio expostos ao SBF
por diferentes intervalos de tempo: 3 horas, 6 horas, 12 horas, 24 horas, 7 dias, 14 dias, 21 dias e 28 dias,
respectivamente.
Amostra
PCL
Tempo de
exposição (h)
-
Temperatura de fusão- Tf (ºC)
64
PCLC base
-
62
PCLC 3h
3
51
PCLC 6h
6
53
PCLC 12h
12
53
PCLC 24h
24
53
PCLC 7d
84
52
PCLC 14d
168
52
PCLC 21d
252
52
PCLC 28d
784
54
Esta variação provavelmente se deve ao recobrimento da parte polimérica
exposta ao SBF pela deposição de sais minerais e a formação de novas fases cristalinas
na superfície do compósito, o que deve diminuir a hidrólise no polímero. Após 7 dias
observamos uma nova diminuição na Tf para 52 ºC, que permanece inalterada até 21
66
dias de exposição do compósito ao SBF. Isto se deve, possivelmente, à deposição e
formação de novas fases cristalinas com maior solubilidade. As fases minerais de
estrutura amorfa e instável depositadas na superfície da amostra protegeram a rede
semicristalina do compósito por um tempo prolongado de exposição ao meio aquoso.
Finalmente, observamos que ao completar 28 dias a amostra apresenta um aumento da
Tf para 54 ºC, como decorrência da presença de uma fase não estequiométrica da
hidroxiapatita, constatada como pode ser visto adiante por difração de raios-X, com
solubilidade menor que as fases anteriores (apatitas) e que por ser mais estável que
estas, volta a proteger a estrutura semicristalina do polímero da hidrólise promovida
pela exposição ao SBF.
5.2 DIFRAÇÃO DE RAIOS-X
De Jong foi o primeiro a observar em 1926 a semelhança entre os padrões de
difração de raios-X da fase mineral dos ossos e da hidroxiapatita (Kawachi, 2000). Mais
recentemente, Freitas (Freitas, 2000) observou que amostras secas de compósitos
biocerâmicos por ele estudados com um ângulo de incidência de 2Ө, apresentaram
difratogramas de raios-X contendo picos característicos da fase apatita, com três bandas
largas salientes localizadas em 26º, 29º e 32º. Essas bandas características do amplo
número de picos referentes às fases apatitas, indicam a presença de uma estrutura pouco
cristalina e bem similar a aquela encontrada em apatitas biológicas.
Em algumas análises de difração de raios-X de compostos biológicos cerâmicos,
como no caso da hidroxiapatita presente no osso humano, não observamos a presença de
picos, mas sim de bandas largas, revelando a presença de uma estrutura semi-cristalina e
de uma superposição de fases no material. Isso é bastante comum em tecidos ósseos,
que apresentam uma dinâmica de reabsorção e de deposição de estruturas inorgânicas
(Vercik et al, 2003). Na difração de raios-X do PCL encontramos picos para o ângulo de
67
2θ entre 21° e 23° (mais exatamente em 21,5°, 22,1° e 23,8°), que correspondem
respectivamente aos planos cristalográficos (110), (111) e (200) da policaprolactona
(Kim, 2004).
Na Fig. 21 observamos as difrações de raios-X resultantes da análise de
amostras do compósito PCLC que foram expostas ao simulador de fluido corporal por
diferentes períodos de tempo; destaque especial deve ser dado para os resultados
referentes às amostras recolhidas após 14 dias de exposição ao SBF, devido à mudança
mais pronunciada dos picos relativo aos feixes refratados, o que sugere a presença de
estrutura semicristalina, multifásica e semelhante aos espectros da estrutura óssea, como
aquela relatada por Vercik (Vercik, 2003).
9
(9) 28 dias
(8) 21 dias
(7) 14 dias
(6) 7 dias
(5) 24 horas
(4) 12 horas
(3) 6 horas
(2) 3 horas
(1) base
8
intensidade (u.a.)
7
6
5
4 3 2 1 20
22
HA
PCL
Apatita
Carbonato
de cálcio
24
26
28
30
32
34
36
38
40
2θ (graus)
Figura 21: Difratogramas de raios-X do PCLC. base- compósito de policaprolactona e carbonato de cálcio
sem ser exposto ao SBF; pclc 3h, 6h, 12h, 24h, 7d, 14d, 21d, 28d - compósitos de policaprolactona e
carbonato de cálcio expostos ao SBF por diferentes intervalos de tempo, 3 horas, 6 horas, 12 horas, 24
horas, 7 dias, 14 dias, 21 dias e 28 dias, respectivamente.
68
Como pode ser visto na Fig. 22, antes de ser colocado no SBF o compósito
PCLC apresenta na difração de raios-X a fase cristalina do hidróxido carbonato de
cálcio hidratado.
29,44
base pclc
PCL
10
15
20
36,06
31,46
25
30
38,04
32,76
34,14
24,9
21,42
23,1
17,18
14,86
11,32
8,12
5
13,04
18,1
27,14
intensidade (u.a.)
Carbonato de Cálcio
35
40
2θ (graus)
Figura 22: Difratograma de raios-X da base do PCLC. Difratometria de raios-X relacionada ao
compósito constituído de policaprolactona e carbonatos de cálcio que não foi exposto ao líquido
simulador de fluido corporal (SBF), onde observamos a presença de picos correspondentes ao polímero
policaprolactona (PCL) e ao carbonato de cálcio.
28 d pclc
32,4
HA
Apatitas
PCL
32,98
intensidade (u.a.)
5
10
15
29,5
30,44
36,34
23,02
21,66
20,24
18,52
13,58
10,32
11,06
6,6
16,68
26,08
20
25
30
35
40
2θ (graus)
Figura 23: Difratograma de raios-X do PCLC após 28 dias no SBF. Difratometria de raios-X
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonatos de cálcio exposto durante 28 dias
ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), onde observamos picos largos referentes à hidroxiapatita
não estequiométrica e outros pequenos picos referentes a apatitas e ao polímero policaprolactona.
69
O difratograma de raios-X do recobrimento após 28 dias (Fig. 23) apresentou
três bandas largas localizadas a aproximadamente 26°, 29° e 32°, como foi citado
anteriormente , são características do amplo número de picos referentes às fases apatitas
e hidroxiapatita não estequiométrica, em uma indicação de uma estrutura pouco
cristalina, bem similar à apatita biológica.
Enquanto que após 3 horas em solução o compósito apresenta as fases de óxido
de cálcio e aragonita, para as amostras que foram expostas por 6 horas ao SBF
observamos a mudança de fase para calcita, fase que continua a predominar pelas
próximas 12 horas. Após 24 horas, além da fase calcita observamos a presença de
vaterita, uma apatita biológica, e a partir do sétimo dia diversas fases vão se
sobrepondo, com presença de calcita, vaterita, fosfato de cálcio carbonatado e óxido de
fósforo cálcio hidrogenado. No décimo quarto dia ocorre uma mudança de fase para
fosfato de cálcio hidrogenado e monetita, que são pertencentes aos grupos fosfatos de
cálcio, precursores da hidroxiapatita. Vercik observou que a fase fosfato octacálcio
(OCP) é muito promissora em implantes devido a sua participação na formação óssea e
também como precursora da fase HA. Do vigésimo primeiro ao vigésimo oitavo dia de
exposição do compósito PCLC ao SBF é observada uma maior concentração de picos
na região relativa à hidroxiapatita, a qual não apresenta picos bem definidos por se tratar
de uma estrutura cristalina em formação, muito semelhante a aquela encontrada em
hidroxiapatitas biológicas. Segundo Helebrant (Helebrant, 2001) a presença de picos
largos após 21 dias sugere uma baixa cristalinidade da hidroxiapatita, o que deve
resultar da precipitação dos íons provenientes do SBF.
5.3 FTIR:
Na
análise
de
espectroscopia
por
infravermelho
para
o
polímero
policaprolactona, encontramos bandas de vibração correspondentes a C=O, C-O e C=H,
70
enquanto que as bandas de absorção encontradas por Kweon (Kweon, 2003) em 1723 e
1110 cm-1 são atribuídas aos grupos éster e éter, respectivamente.
Tabela 8: Números de onda, em cm–1, de espectros vibracionais na região do infravermelho
(Bueno, 1989; Jacob, 2000; Kweon, 2003; Lu, 2005; Pouchert,1985; Transferetti, 2001).
Números de onda em cm-1
Amostra
Água
( H2O)
3446,1; 3239,7; 1634,9; 760,0; 726,9; 689,7; 657,1;
627,4; 596,2
Carbonato de
cálcio
(CaCO3)
Carb-HA
1796,1; 1182,0; 875,2; 712,4
Fosfato de cálcio
difásico (CaHPO4)
1637,5; 1132,8; 1070,6; 996,8; 898,5; 892,3; 721,9; 565,8;
534,9; 467,2
Fosfato de cálcio
trifásico
(Ca10(OH)2(PO4)6)
Grupo carbonato B
1180,1; 1093,1; 1037,3; 962,4; 633,9; 603,0; 565,0
1560,3 e 1511,5
1429,6; 606,7; 569,6; 474,1
(PO4)
Grupo carbonato A (OH)
148,6 e 879,7
Grupo CO32-
1450-1410; 880-830
de carbonatos
HA (OH)
HÁ (PO
4
3567; 630
)
ν1 -960, ν4- 603, 563, 1021 e 1030
HA (CO32-)
1452; 1422; 863
HPO4 com deficiência
871
3-
de cálcio
PCL
2944,5; 1732,5; 1463,8; 1363,4; 1295,4; 1241,5; 1164,9;
1104,4; 1045,4
PCLC diol
1734,2 ; 1733,8 ; 2939,2 ; 2940,7
PO43- , HPO4 2- , H2PO4
1100- 950
TCP
1042 e 1081
ν2 do CO3 ou HPO4
871
PO3 2-
1030-970
Kumta (Kumta, 2005) observou para a HA a presença de grupos OH em 630 e
3571 cm-1, e de CO32-, em 1461 cm-1. Kumta relata também que a identificação da fase
71
HA no FTIR é caracterizada pela presença de bandas v3 de íons carbonatos em 1452 cm1
e 1422 cm-1 e também pela banda v2 em 863 cm-1, correspondente à substituição do
grupo fosfato PO4-3 pelo grupo carbonato CO3-2. Barrere (Barrere, 2002) associa os
seguintes modos vibracionais para biomateriais: H2O em 3435 cm-1 , O-H em 1646 cm-1
, CO32- para o v3- 1497 e 1428 cm-1 e para o v2 temos 868 cm-1 , e para o PO43- em v31028 e 1108; v1-960 ; v4- 602 e 563 cm-1. Na Tabela 8 observamos os valores
correspondentes ao número de onda em cm-1 de vários compostos pertencentes à classe
dos biomateriais.
É comum a presença de modos vibracionais (conhecidos por bandas falsas ou
bandas fantasmas), correspondentes a absorções geralmente de fraca intensidade
provenientes, entre outros motivos, de compostos do ar (CO2, H2O), da contaminação
durante o preparo das amostras, ou por água absorvida na pastilha de KBr (Bueno,
1989).
As principais bandas falsas do espectro IV em cm –1 e sua respectiva origem são
(Bueno, 1989):
•
2345: banda positiva ou negativa ou dupla banda, do CO2 do ar.
•
3704: moléculas de água livres (banda fina).
•
3450: moléculas de água associadas por pontes de hidrogênio
•
1429: impurezas que contenham o íon CO32-.
A observação destas bandas no espectro de infravermelho é importante para
diagnosticar possíveis falhas na elaboração do processo de síntese e preparação do
material, bem como para identificar elementos distintos do manipulado, presentes na
amostra estudada. Na Fig. 24 mostramos o resultado de uma análise do polímero
policaprolactona realizada pela técnica de espectroscopia por infravermelho com
72
transformada de Fourier, onde podemos observar a presença do espectro da banda de
vibração do grupo ester na região de 1700 cm-1.
Figura 24: Espectro de infravermelho do polímero policaprolactona (Pouchert,1985).
A presença de bandas de vibração de grupos fosfatos nas amostras após 3 horas
de exposição ao SBF evidencia as mudanças de componentes do material que, em
sucessivas alterações das fases dos carbonatos, se aproxima das características de
apatitas biológicas, pois segundo Landi (Landi, 2005), na análise por FTIR podemos
caracterizar a presença de derivações estequiométricas da HA pela substituição parcial
de anions carbonatos por grupos fosfatos (PO43) e/ou grupos OH-.
De acordo com os dados colhidos na literatura para as freqüências relativas aos
principais grupos, na fig. 25 nós identificamos os espectros vibracionais por FTIR
resultantes da análise das diferentes amostras do compósito PCLC que foram expostas
ao simulador de fluido corporal por períodos distintos de tempo. Nessa figura pode
também ser visto que após 14 dias surgem espectros vibracionais relativos ao PO43- da
HA (em 603 cm-1), e que após 21 e 28 dias aumenta a presença de bandas de vibração
correspondentes aos grupos fosfatos no material.
73
9
8
Transmitância (u.a.)
6
4
3
H2O
Éster
-2
CO3
2
1
(9) pclc 28d
(8) pclc 21d
(7) pclc 14d
(6) pclc 7d
(5) pclc 24h
(4) pclc 12h
(3) pclc 6h
(2) pclc 3h
(1) base
7
5
CaCO3
CO
2
-3
PO4
0
1000
2000
3000
4000
-1
número de onda (cm )
Figura 25. Espectro de FTIR do compósito PCLC: base- compósito de policaprolactona e carbonato de
cálcio que não foi exposto ao SBF; pclc 3h, 6h, 12h, 24h, 7d, 14d, 21d, 28d - compósitos de
policaprolactona e carbonato de cálcio expostos ao SBF por diferentes intervalos de tempo, 3 horas, 6
horas, 12 horas, 24 horas, 7 dias, 14 dias, 21 dias e 28 dias, respectivamente.
Como pode ser observado na Fig. 26, antes de ser colocado no SBF o compósito
PCLC apresenta na espectroscopia por infravermelho a presença do grupo éster
relacionado ao polímero policaprolactona e de grupos carbonatos de cálcio. Por sua vez,
a espectroscopia do material de recobrimento e da pastilha, submetida a 28 dias de
imersão no SBF (Fig.27), mostra pontos relativos às bandas de vibração dos grupos
éster relacionados à policaprolactona e às bandas de vibração dos grupos PO43- e CO2 da
hidroxiapatita.
74
3853,4912
3523,688
3650,0161
3676,0532
3055,9844
1684,697
1868,8854
918,04895
777,25574
1212,1717
Transmitância (u.a.)
516,8847
BASE PCLC
H2O
Éster
-2
CO3
CaCO3
CO2
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
4000
4500
-1
número de onda (cm )
Figura 26: Espectro de FTIR da base do compósito PCLC. Espectroscopia na região do
infravermelho por transformada de Fourier, relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonatos de cálcio que não foi exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), onde podemos
ver a presença das bandas vibracionais do grupo éster relacionado ao polímero policaprolactona e as do
carbonato de cálcio (CaCO3).
3650,0161
3735,842
3853,4912
3028,9829
2665,428
2361,6616
1684,697
1138,8822
1216,9935
668,28564
777,25574
899,72656
Transmitância (u.a.)
502,41965
28D PCLC
CaCO3
H2O
Éster
-2
CO3
CO2
-3
PO4
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
4000
4500
-1
número de onda (cm )
Figura 27: Espectro de FTIR do compósito PCLC após 28 dias no SBF. Espectroscopia na região
do infravermelho por transformada de Fourier, relacionada ao compósito constituído de policaprolactona
e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF) pelo período de vinte e oito
dias, onde podemos observar as áreas relacionadas às bandas de vibração do grupo éster relacionado ao
polímero policaprolactona e as bandas relacionadas aos grupos PO43- e CO2 da hidroxiapatita.
Nos dois gráficos anteriores, do PCLC base e do PCLC 28 dias, observamos
pela técnica de FTIR modificações nos espectros vibracionais do compósito, o que está
75
associado a mudanças na estrutura do material. Comparando com os dados colhidos na
literatura, concluímos que, como sugerido por Kweon (Kweon, 2003), Kumta (Kumta,
2005) e Barrere (Barrere, 2002), a inserção do grupo fosfato (PO43-) e do CO2 relativo à
hidroxiapatita na amostra do PCLC 28 dias, que não existiam no PCLC base, reforça a
idéia da formação de biocerâmicas pela deposição de grupos fosfatos na estrutura do
compósito estudado.
5.4 MEV
Para a análise de sua morfologia por microscopia eletrônica, as amostras
do compósito PCLC foram retiradas do SBF e colocadas para secar à temperatura
ambiente, após o que foram levadas para a metalização, realizada com fio de carbono
em ambiente a vácuo. A análise foi feita com o uso de um microscópio eletrônico de
varredura (MEV) modelo JSM 5900 da JEOL, com intensidade de feixe igual a 20 kV.
A análise da superfície microscópica do material mostra que a deposição de estruturas
inorgânicas se modificou como função do tempo de exposição ao SBF, bem como a
ocorrência de variação de formas esféricas e outras disformes e de graus de porosidade.
Na Fig. 28 mostramos o resultado da análise por microscopia eletrônica de
varredura do compósito PCLC com um aumento de 3000 vezes: as diferentes amostras
foram classificadas como: a) Base (amostra de referência) - compósito de
policaprolactona e carbonato de cálcio ( PCLC) não exposto ao SBF; b) PCLC exposto
ao SBF por 3 horas; c) PCLC exposto ao SBF por 6 horas; d) PCLC exposto ao SBF
por 12 horas; e) PCLC exposto ao SBF por 24 h; f) PCLC exposto ao SBF por 7dias; g)
PCLC exposto ao SBF por 14 dias; h) PCLC exposto ao SBF por 21 dias; i) PCLC
exposto ao SBF por 28 dias.
Na imagem correspondente à superfície do compósito PCLC que não foi exposto
ao SBF, que é chamado de base (letra a), observamos uma área regular, com a presença
76
de pequenos grãos esféricos (relacionados à fase cerâmica de carbonato de cálcio)
dispersos na superfície plana e uniforme da fase polimérica. Devido à forma como foi
elaborada a pastilha, através de compactação em prensa hidráulica, não observamos na
primeira amostra chamada de Base a presença de uma estrutura porosa.
a)
b)
c)
d)
e)
f)
g)
h)
i)
Figura 28: MEV do PCLC (aumento de 3000 vezes). Microscopia eletrônica de varredura, do
compósito constituído de policaprolactona e carbonatos de cálcio: a) base- compósito de policaprolactona
e carbonato de cálcio que não foi exposto ao SBF; b) pclc 3h; c) 6h; d) 12h; e) 24h; f) 7d; g) 14d; h) 21d;
i) 28d, ou seja, compósitos de policaprolactona e carbonato de cálcio expostos ao SBF por diferentes
intervalos de tempo, 3 horas, 6 horas, 12 horas, 24 horas, 7 dias, 14 dias, 21 dias e 28 dias,
respectivamente.
77
Observamos nas figuras seguintes (Fig. 29 e Fig. 30) que ocorre uma deposição
de substratos na superfície da pastilha do compósito, que aumenta e se modifica em
função do tempo de exposição das pastilhas ao líquido simulador do plasma sanguíneo.
A superfície do compósito base do PCLC, que é regular antes da exposição ao SBF, é
modificada gradativamente até culminar com a formação de estruturas morfológicas
com aspecto esférico semelhantes ao observado para apatitas biológicas. Após 3 horas
de exposição ao SBF (Fig.28 b), observamos uma mudança topográfica na superfície da
pastilha, com a deposição de estruturas com formatos e tamanhos irregulares,
correspondentes a fosfatos de cálcio (e que foram também detectados na análise por
raios-X). Esta deposição foi estimulada pelas cargas positivas dos íons cálcio presentes
no compósito, que atraíram os íons fosfatos da solução, formando fosfato de cálcio
amorfo com superfície de carga negativa, conforme o que foi sugerido por Kim (Kim et
al, 2005). Os fosfatos de cálcio amorfos, pobres em íons Cálcio e portanto com carga
negativa, irão atrair os cátions da solução de SBF, formando a partir de agora estruturas
apatíticas que se organizarão em diferentes fases (Lu et al, 2005). Após 6 horas no SBF
(Fig. 28 c) temos a presença de diferentes fases, com pequenos aglomerados de
estruturas esféricas se superpondo às estruturas maiores e com formatos irregulares. Por
sua vez, para as amostras com 12 horas de exposição ao SBF (Fig. 28 d) temos fases
apatíticas em formação, que se organizam for afinidade eletrônica, devido à reatividade
da superfície do compósito juntamente com os íons depositados, mostrando a formação
de aglomerados inorgânicos. Já as fotos de microscopia eletrônica de varredura do
recobrimento de apatitas sobre o compósito PCLC após exposição ao SBF por 24 horas
(Fig. 28 e) mostram um depósito de minerais com morfologia não muito uniforme,
composto por partículas esféricas e outras com aspecto disforme, que se misturam e se
superpõem, com tamanhos entre 3 e 5 µm. Finalmente, as amostras com 21 e 28 dias de
78
exposição ao SBF (Fig. 28 h e 28 i) apresentam estruturas esféricas com
aproximadamente 5µm de diâmetro e que se repetem de uma maneira regular e
semelhantes aquelas encontradas em apatitas biológicas.
Nas Fig. 29 e 30 podemos ver de maneira mais clara a diferença
morfológica da superfície da amostra antes e após ser colocada no líquido simulador de
fluido corporal, SBF. Na pastilha que não foi exposta ao banho no SBF temos uma
superfície com pequenos grãos resultantes da mistura e do tratamento térmico do
polímero com o carbonato de cálcio, e algumas depressões com pequenos poros. No
entanto, para a pastilha que foi exposta ao banho no SBF por 28 dias podemos
identificar a deposição de material com características distintas da fase inicial, com
estruturas morfológicas esféricas com aproximadamente 2 µm de diâmetro, semelhantes
a apatitas biológicas e mostrando uma marcante presença de poros.
Figura 29: MEV do compósito PCLC Base (aumento de 6000 vezes). Microscopia eletrônica de
varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio que
não foi exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF).
79
Figura 30. MEV do compósito PCLC após 28 dias no SBF (aumento de 6000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), por um período de vinte e oito
dias. Observa-se o aspecto esférico dos grãos com aproximadamente 2 µm de diâmetro.
5.5 EDX
Através da análise por EDX do compósito exposto ao SBF por diferentes
períodos de tempo, foi verificada que a presença de íons de carbono (C), fósforo (P),
cálcio (Ca) e oxigênio (O) apresenta diferentes níveis de intensidade. Assim como
relatado por Kim (Kim, 2005), podemos associar o íon de carbono à parte polimérica do
compósito, e os íons restantes às apatitas depositadas na superfície do compósito. Como
seria de se esperar, não é verificada a presença do íon P na primeira amostra do PCLC
(base), exatamente porque não tendo sido este material ainda exposto ao SBF, ele é
formado apenas da fase polimérica e de carbonato de cálcio.
80
Tabela 9: Intensidades dos picos dos íons cálcio (Ca) e fósforo (P) obtidas pela análise por EDX
do compósito PCLC em função do tempo de exposição ao SBF. PCLC Base - compósito de
policaprolactona e carbonato de cálcio não exposto ao SBF; PCLC 3h, PCLC 6h, PCLC 12h, PCLC 24h,
PCLC 7d, PCLC 14d, PCLC 21d, PCLC 28d – ou seja, compósitos de policaprolactona e carbonato de
cálcio expostos ao SBF por diferentes intervalos de tempo, 3 horas, 6 horas, 12 horas, 24 horas, 7 dias, 14
dias, 21 dias e 28 dias, respectivamente.
Compósito
Tempo
Ca
P
Razão
de exposição
(unidade
(unidade
Ca/P
ao SBF
arbitrária)
arbitrária)
(horas)
PCLC
Base
PCLC 3h
-
300
0
0
3
220
270
0,81
PCLC 6h
6
198
200
O,99
PCLC 12h
12
180
188
0,96
PCLC 24h
24
170
200
0,85
PCLC 7d
168
100
80
1,25
PCLC 14d
336
125
110
1,13
PCLC 21d
504
125
110
1,13
PCLC 28d
672
140
138
1,02
Nas amostras seguintes, que foram mergulhadas na solução SBF, encontramos o
íon P, que irá variar seu percentual em relação ao do íon Ca de acordo com as diferentes
fases das apatitas depositadas no compósito, nos distintos intervalos de tempo, como
mostrado na Tabela 9, que representa dados aproximados entre a quantidade destes dois
íons e que servirá para constatar a variação na concentração iônica na superfície do
compósito causado pela exposição ao método biomimético.
Nas análises realizadas por Kim (Kim et al, 2005) em amostras de hidroxiapatita
tratadas termicamente e expostas por 3 horas ao SBF, verificou-se um aumento inicial
da razão Ca/P de 1,67 para 1,84, o que corresponde à progressiva substituição de
81
carbonatos por fosfatos, com formação de uma estrutura rica em cálcio amorfo ou
nanocristais de fosfato de cálcio. Após seis horas de exposição ao SBF, a razão Ca/P cai
para 1,46, o que pode ser atribuído à formação de uma nova fase cristalina. A medida
que o material é exposto ao SBF por períodos crescentes de tempo, a razão Ca/P vai
variando de acordo com as fases que vão se formando; segundo Kim, esta deposição de
apatitas em cerâmicas bioativas expostas ao SBF é semelhante à observada na formação
de apatitas biológicas presentes em tecidos ósseos.
Vercik (Vercik et al, 2003) observou que a baixa cristalinidade de fases de
apatitas em recobrimento de implantes leva à instabilidade destes quando implantados,
pois o fosfato de cálcio amorfo e o fosfato tricálcico possuem solubilidade bem superior
à HA. Para razões de Ca/P abaixo de 1,67 em hidroxiapatita não estequiométrica,
teremos a formação de tricálcio fosfato α ou β, que, segundo relatado por Suchanek
(Suchanek, 1998), são mais biodegradáveis. Nas nossas amostras do PCLC analisadas
no EDX a variação da razão Ca/P se comporta de forma semelhante aos resultados da
literatura mencionados acima, com crescentes diferentes percentuais para as
intensidades dos íons Ca e P, de acordo com o tempo de exposição do compósito ao
SBF, como pode ser observado na Fig.31.
82
------Ca/P
F
1,2
Intensidade (u.a.)
1,0
0,8
G
H
I
C
D
BE
0,6
0,4
0,2
0,0
A
0
100
200
300
400
500
600
700
Tempo (horas)
Figura 31. Representação gráfica da relação entre os íons de cálcio (Ca) e fósforo (P) presentes
no compósito PCLC em função das horas de exposição ao SBF, variando de 0 à 672 horas, sendo: A=
base ( antes de expor ao SBF), B= 3 horas, C= 6 horas, D= 12 horas, E= 24 horas, F= 168 horas, G= 336
horas, H= 504 horas, I= 672 horas (tempo de exposição do compósito ao SBF).
A fase de carbonato de cálcio inicialmente presente no compósito PCLC irá
estimular a deposição de grupos fosfatos provenientes do SBF, o que acontecerá de
forma muito intensa nas 3 primeiras horas de exposição, devido à superfície ativa do
compósito ser bastante rica em íons Ca carregados positivamente. No entanto, nas 6
horas seguintes de exposição o percentual de fosfato diminui, devido ao fato de que a
superfície do compósito é agora rica em cálcio fosfato amorfo (que apresentará cargas
negativas), o que irá atrair os íons Ca da solução. É relatado na literatura (Kim et al,
2005, Lu, 2005) que este tipo de fosfato de cálcio é um importante precursor para a
formação de apatitas em materiais bioativos, com influência em seus fatores de
cristalização. A razão entre as quantidades de íons Ca/P volta a crescer e tende a se
estabilizar com o passar do tempo, devido tanto à variação entre as cargas elétricas na
superfície do compósito, de acordo com a deposição dos íons presentes na solução,
quanto às mudanças das estruturas cristalinas das diferentes fases formadas. Como
83
sugerido por Lu (Lu, 2005), as deposições em superfícies bioativas de estruturas
formadas por fosfatos de cálcio provenientes do SBF seguem teorias usuais de
cristalização, que se baseiam nas leis de termodinâmica e cinética químicas.
Podemos ver nas figuras abaixo a diferença entre os íons presentes nas duas
diferentes amostras do PCLC; a Fig. 32, corresponde à amostra que não foi exposta ao
SBF e que, portanto, é composta apenas por carbonato de cálcio e pelo polímero
policaprolactona, enquanto que a Fig. 33, para a amostra obtida após 28 dias de
exposição ao SBF, mostra a presença de grupos fosfatos e estrutura cristalina
semelhante à hidroxiapatita biológica.
Figura 32: EDX do PCLC Base. Espectroscopia dispersiva de raios-X do compósito de
policaprolactona e carbonato de cálcio (PCLC) antes de ser exposto ao líquido simulador de fluido
corporal (SBF).
Figura 33: EDX do PCLC após 28 dias no SBF. Espectroscopia dispersiva de raios-X do
compósito de policaprolactona e carbonato de cálcio (PCLC) após 28 dias de exposição no líquido
simulador de fluido corporal (SBF).
84
6. CONCLUSÃO
A policaprolactona, PCL, é um biopolímero bastante utilizado para a
fabricação de materiais para uso médico, como fios reabsorvíveis, dispositivos para
liberação controlada de fármacos e, mais recentemente, na elaboração de materiais
compósitos para uso como substituto ósseo. Ela apresenta uma estrutura semi-cristalina
que possibilita sua degradação biológica pela quebra das cadeias éster-alifáticas por
hidrólise. As biocerâmicas derivadas de grupos fosfatos com base carbonatada têm sido
intensivamente utilizadas em cirurgias para o recobrimento de áreas com defeitos
ósseos, com o objetivo de estimular a deposição de estruturas calcificadas e a
proliferação de células ósseas para reparação tecidual. Estas cerâmicas do tipo apatita
são utilizadas em recobrimentos e enxertos ósseos e se cristalizam na forma de
hidroxiapatita, que é muito semelhante ao componente mineral do osso humano.
O objetivo deste trabalho foi o desenvolvimento de um material osteoindutor e
osteocondutor que apresentasse propriedades de biodegradação, biocompatibilidade e
bioestimulação. O compósito por nós preparado, PCL/CaCO3, apresenta características
dos dois materiais que o compõem, ou seja, exibe ao mesmo tempo as propriedades
iônicas e bioestimuladoras das cerâmicas e a biodegradação e biocompatibilidade do
polímero, resultando em uma associação de fatores que deve beneficiar o
comportamento biológico e mecânico.
Já nas primeiras 3 horas de exposição ao SBF, os compósitos preparados pela
associação destes dois biomateriais apresentaram a capacidade de induzir a deposição
de novas fases de carbonatos de cálcio. Posteriormente, com exposições mais
prolongadas, surgem novas e diferentes fases de apatitas, que foram observadas por
análises de FTIR, de difração de raios-X e por microscopia eletrônica de varredura,
85
onde pode ser constatada a mudança da morfologia do material depositado na superfície
da pastilha que ficou exposta ao líquido simulador de fluido corporal (SBF).
O interesse na produção de compósitos de matriz polimérica dotados de
uma fase bioativa se deve à necessidade de minimizar as desigualdades mecânicas entre
materiais bioativos e tecidos vivos. A associação do policaprolactona com carbonatos,
implementada neste trabalho, oferece não apenas uma alternativa para a elaboração de
um material com excelente biocompatibilidade, devido às características inerentes de
cada um de seus componentes, mas também a possibilidade do uso como substituto ou
indutor de formação de tecidos ósseos. De fato, seu comportamento no estudo in vitro
revelou que o compósito preparado apresenta características de um biomaterial com
propriedades de captar grupos fosfatos provenientes dos fluidos simuladores do plasma
sanguíneo, e induzir a formação de estruturas cerâmicas de origem apatita, em especial
a hidroxiapatita. Isto, em conjunto com a degradação de sua fase polimérica por
hidrólise, deverá prover espaços propícios para a proliferação celular óssea e vascular,
que, juntamente com a estrutura inorgânica proveniente das apatitas depositadas no
material, proporcionará uma reestruturação óssea da região afetada.
Dessa forma, acreditamos ter obtido um material biocompatível com
características apropriadas de biodegradação e de osteoindução. De fato, os resultados
obtidos utilizando-se o processo biomimético proporcionaram um recobrimento
uniforme da superfície da pastilha por uma camada de apatitas, com morfologia
heterogênea, apresentando diversas fases apatíticas e com uma crescente porosidade,
observada nas imagens por microscopia eletrônica de varredura. Com o processo de
nucleação lento, a fase majoritária encontrada após 21 dias foi a hidroxiapatita. As
outras fases presentes apareceram em pequenas quantidades, com suas concentrações
variando em função do tempo de exposição ao SBF, destacando-se, dentre outras, a fase
86
fosfato octacálcico como um precursor da fase hidroxiapatita, como relatado por Vercik
em 2003 (Vercik, 2003), ou seja, representando uma boa simulação da estrutura óssea.
Como o processamento foi todo realizado em baixas temperaturas (37 oC), as fases
apresentaram-se pouco cristalinas e o processo de recobrimento de apatitas mostrou-se
extremamente eficiente, com a obtenção de uma fase hidroxiapatita semelhante à
biológica (ou seja, com baixa cristalinidade como relatado por Landi em 2005 ).
A possibilidade de ter um biomaterial que estimule o organismo a fabricar e
depositar sua própria hidroxiapatita, transformando o material implantado em uma
estrutura biológica muito semelhante ao osso, com proliferação celular e nova
vascularização, é o que pode diferenciar este trabalho dos demais até então estudados. O
estudo “in vivo” deste biomaterial deve ser estimulado para análise de seu
comportamento biocompatível e osteoindutor, bem como de sua toxicidade, o que
possibilitaria sua posterior utilização futura como substituto e indutor de deposição de
tecidos ósseos em organismos vivos.
87
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95
8. ANEXOS
DSC-Calorimetria diferencial de Varredura
Endo
unidades arbitrárias
Exo
pcl
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
110
120
0
Temperatura ( C)
Figura 34: Análise calorimétrica diferencial da base do PCLC. Calorimetria
diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonatos de cálcio não exposto ao líquido simulador de fluido
corporal (SBF).
Endo
unidades arbitrárias
Exo
3h pclc
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
110
120
0
Temperatura ( C)
Figura 35: Análise calorimétrica diferencial do PCLC após 3 horas no SBF.
Calorimetria diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonatos de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de três horas.
Endo
unidades arbitrárias
Exo
6h pclc
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
110
120
0
Temperatura ( C)
Figura 36: Análise calorimétrica diferencial do PCLC após 6 horas no SBF.
Calorimetria diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonatos de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de seis horas.
96
Endo
unidades arbitrárias
Exo
12h pclc
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
110
120
0
Temperatura ( C)
Figura 37: Análise calorimétrica diferencial do PCLC após 12 horas no SBF.
Calorimetria diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonatos de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de doze horas.
Endo
unidades arbitrárias
Exo
24h pclc
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
110
120
0
Temperatura ( C)
Figura 38: Análise calorimétrica diferencial do PCLC após 24 horas no SBF.
Calorimetria diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonatos de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de vinte e quatro horas.
Endo
unidades arbitrárias
Exo
7d PCLC
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
110
120
0
Temperatura ( C)
Figura 39: Análise calorimétrica diferencial do PCLC após 7 dias no SBF.
Calorimetria diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonatos de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de sete dias.
97
Endo
unidades arbitrárias
Exo
14d pclc
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
110
120
0
Temperatura ( C)
Exo
Figura 40: Análise calorimétrica diferencial do PCLC após 14 dias no SBF.
Calorimetria diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonatos de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de quatorze dias.
Endo
unidades arbitrárias
21d pclc
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
110
120
0
Temperatura ( C)
Figura 41: Análise calorimétrica diferencial do PCLC após 21 dias no SBF.
Calorimetria diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonatos de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de vinte e um dias.
Endo
unidades arbitrárias
Exo
28d pclc
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
110
120
0
Temperatura ( C)
Figura 42: Análise calorimétrica diferencial do PCLC após 28 dias no SBF.
Calorimetria diferencial de varredura (DSC), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonatos de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de vinte e oito dias.
98
Difratometria de raios-X
29,44
base pclc
PCL
10
15
20
36,06
31,46
25
30
38,04
32,76
34,14
24,9
21,42
23,1
17,18
14,86
11,32
8,12
5
13,04
18,1
27,14
intensidade (u.a.)
Carbonato de Cálcio
35
40
2θ angle
Figura 43: Difratograma de raios-X da base do PCLC. Difratometria de raios-X
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonatos de cálcio não
exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF).
29,58
RX3h pclc
26,56
PCL
intensidade (u.a.)
Óxido de cálcio
Aragonita
5
10
20
31,6
25
30
35
39,64
38,04
33,5
36,1
25,02
24,02
22
16,46
21,52
15
18,08
19,1
15,26
11,5
8,86
9,96
13,26
33
40
2θ (graus)
Figura 44: Difratograma de raios-X do PCLC após 3 horas no SBF.
Difratometria de raios-X relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonatos de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo
período de três horas.
99
PCL
29,38
26,36
RX6h pclc
Calcita
10
20
38,04
24,86
21,4
17,76
18,04
16,42
15
22,94
13,08
15,12
8,74
9,3
11,04
6,66
5
35,96
25
30
35
39,64
32,78
30,18
intensidade (u.a.)
Apatita
40
2θ (graus)
Figura 45: Difratograma de raios-X do PCLC após 6 horas no SBF.
Difratometria de raios-X relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonatos de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo
período de seis horas.
RX12h pclc
29,58
PCL
Calcita
10
15
20
25
30
35
38,36
36,22
23,22
18,28
16,32
13,38
8,94
5
21,6
32,98
26,64
intensidade (u.a.)
Apatita
40
2θ (graus)
Figura 46: Difratograma de raios-X do PCLC após 12 horas no SBF.
Difratometria de raios-X relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período
de doze horas.
100
26,46
RX24h pclc
PCL
30,2
Apatita
Vaterita
10
15
20
25
36
30
38,34
23,08
20,76
17,82
15,1
9,44
5
10,94
6,74
13,12
29,42
32,88
intensidade (u.a.)
Calcita
35
40
2θ (graus)
Figura 47: Difratograma de raios-X do PCLC após 24 horas no SBF.
Difratometria de raios-X relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período
de vinte e quatro horas.
RX7d pclc
29,44
PCL
Apatitas
Calcita
5
10
20
36,06
31,74
32,82
25
38,12
24,98
23,08
21,4
19,54
19,62
16,58
15
17,92
12,36
13,14
10,58
8,56
26,46
intensidade (u.a.)
30
35
40
2θ (graus)
Figura 48: Difratograma de raios-X do PCLC após 7 dias no SBF. Difratometria
de raios-X relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de
cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de sete dias.
101
16,66
14d pclc
intensidade (u.a.)
Fosfato de cálcio hidrogenado
Ca3H2P4O14
Monetita-
CaPO3(OH)
10
15
20
32,66
36,18
21,9
25,26
19,24
5
29,44
7,62
13,66
25
30
35
40
2θ (graus)
Figura 49: Difratograma de raios-X do PCLC após 14 dias no SBF.
Difratometria de raios-X relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período
de quatorze dias.
RX21d pclc
32,54
Hidroxiapatita
15
20
25
30
35,32
28,3
22,9
23,22
19,66
19,94
16,3
16,94
14,74
10,3
10
11,92
8,38
5
33,14
Policaprolactona
29,56
26,08
intensidade (u.a.)
Apatita
35
40
2θ (graus)
Figura 50: Difratograma de raios-X do PCLC após 21 dias no SBF.
Difratometria de raios-X relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período
de vinte e um dias.
102
RX28d pclc
Hidroxiapatita
32,4
intensidade (u.a.)
Policaprolactona
10
15
20
33,28
25
36,34
25,62
23,02
20,24
16,68
13,58
10,32
5
30,44
26,08
30
35
40
2θ (graus)
Figura 51: Difratograma a de raios-X do PCLC após 28 dias no SBF.
Difratometria de raios-X relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e
carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período
de vinte e oito dias.
3523,688
3650,0161
3676,0532
3853,4912
FTIR- Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de
Fourier
0
500
1000
1500
2000
3055,9844
1684,697
1868,8854
1212,1717
777,25574
918,04895
Transmitância (u.a.)
516,8847
BASE PCLC
2500
3000
3500
4000
4500
-1
número de onda (cm )
Figura 52: Espectroscopia de infravermelho da base do PCLC. Espectroscopia
na região do infravermelho com transformada de Fourier, FTIR, relacionada ao
compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio não exposto ao líquido
simulador de fluido corporal (SBF).
3650,0161
3676,0532
3853,4912
103
0
500
1000
1500
2000
2500
3031,876
2405,0569
1684,697
1216,9935
Transmitância (u.a.)
632,60516
766,64801
919,97766
3H PCLC
3000
3500
4000
4500
-1
número de onda (cm )
Figura 53: Espectroscopia de infravermelho do PCLC após 3 horas no SBF.
Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier, FTIR,
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio exposto
ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de três horas.
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3650,0161
3676,0532
3853,4912
3031,876
2361,6616
1684,697
1772,4517
1868,8854
1271,9607
938,30005
Transmitância (u.a.)
668,28564
6H PCLC
3500
4000
4500
-1
número de onda (cm )
Figura 54: Espectroscopia de infravermelho do PCLC após 6 horas no SBF.
Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio exposto
ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de seis horas.
104
3744,5212
3853,4912
3028,9829
2676,0356
2361,6616
1617,1933
1213,1361
Transmitância (u.a.)
668,28564
767,61236
923,83502
12H pclc
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
4000
4500
-1
número de onda (cm )
Figura 55: Espectroscopia de infravermelho do PCLC após 12 horas no SBF.
Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio exposto
ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de doze horas.
0
500
1500
2000
2500
3028,9829
2665,428
2360,6973
1000
1260,3887
928,65668
Transmitância (u.a.)
668,28564
3676,0532
3735,842
24H pclc
3000
3500
4000
4500
-1
número de onda (cm )
Figura 56: Espectroscopia de infravermelho do PCLC após 24 horas no SBF.
Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio exposto
ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de vinte e quatro horas.
105
3650,0161
3735,842
3853,4912
3055,9844
2665,428
2361,6616
1000
1623,9437
500
1216,9935
919,97766
0
502,41965
668,28564
Transmitância (u.a.)
7d pclc
1500
2000
2500
3000
3500
4000
4500
-1
número de onda (cm )
Figura 57: Espectroscopia de infravermelho do PCLC após 7 dias no SBF.
Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio exposto
ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de sete dias.
0
500
1000
3745,4856
3854,4556
3013,5537
2644,2124
2361,6616
1623,9437
1260,3887
766,64801
898,76221
Transmitância (u.a.)
418,52234
14D PCLC
1500
2000
2500
3000
3500
4000
4500
-1
número de onda (cm )
Figura 58: Espectroscopia de infravermelho do PCLC após 14 dias no SBF.
Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonatos de cálcio
exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de quatorze dias.
106
3735,842
3853,4912
3013,5537
2360,6973
2584,4236
1313,4272
787,86346
918,04895
Transmitância (u.a.)
418,52234
21D PCLC
ν2 CO -2
3
ν3 CO
-2
3
-3
ν4 PO4
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
4000
4500
-1
número de onda (cm )
Figura 59: Espectroscopia de infravermelho do PCLC após 21 dias no SBF.
Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio exposto
ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de vinte e um dias. Bandas
de vibração ν2 e ν3 e do CO3 2-, ν4 do PO4 3-, relativos a hidroxiapatita.
3028,9829
2665,428
1684,697
1138,8822
1216,9935
Transmitância (u.a.)
3650,0161
3735,842
3853,4912
2361,6616
668,28564
777,25574
899,72656
502,41965
28D PCLC
Éster
-3
PO4
CO3 da HA
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
4000
4500
-1
número de onda (cm )
Figura 60: Espectroscopia de infravermelho do PCLC após 28 dias no SBF.
Espectroscopia na região do infravermelho com transformada de Fourier (FTIR),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio exposto
ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de vinte e oito dias.
107
MEV- Microscopia eletrônica de Varredura
Figura 61: PCLC base (aproximação de 500 e 3000 vezes). Microscopia
eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio não exposto ao líquido simulador de fluido
corporal (SBF).
Figura 62: PCLC após 03 horas no SBF(aproximação de 500 e 3000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de três horas.
108
Figura 63: PCLC após 06 Horas no SBF(aproximação de 500 e 3000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de seis horas.
Figura 64: PCLC Após 12 horas no SBF (aproximação de 500 e 3000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de doze horas.
109
Figura 65: PCLC Após 24 horas no SBF (aproximação de 500 e 3000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de vinte e quatro horas.
Figura 66: PCLC Após 07 dias no SBF (aproximação de 500 e 3000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de sete dias.
110
Figura 67: PCLC após 14 dias no SBF (aproximação de 500 e 3000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de quatorze dias.
Figura 68: PCLC após 21 dias no SBF (aproximação de 500 e 3000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de vinte e um dias.
111
Figura 69: PCLC após 28 dias no SBF(aproximação de 500 e 3000 vezes).
Microscopia eletrônica de varredura (MEV), relacionada ao compósito constituído de
policaprolactona e carbonato de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal
(SBF), pelo período de vinte e oito dias.
EDX: espectroscopia dispersiva de raios-X
Figura 70: EDX do PCLC base. Espectroscopia dispersiva de raios-X (EDX),
relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio não
exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF).
Figura 71: EDX do PCLC após 03 horas no SBF. Espectroscopia dispersiva de
raios-X (EDX), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato
de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de três
horas.
112
Figura 72: EDX do PCLC após 06 horas no SBF. Espectroscopia dispersiva de
raios-X (EDX), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato
de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de seis
horas.
Figura 73: EDX do PCLC após 12 horas no SBF. Espectroscopia dispersiva de
raios-X (EDX), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato
de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de doze
horas.
Figura 74: EDX do PCLC após 24 horas no SBF. Espectroscopia dispersiva de
raios-X (EDX), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato
de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de vinte e
quatro horas.
113
Figura 75: EDX do PCLC após 07 dias no SBF. Espectroscopia dispersiva de
raios-X (EDX), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato
de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de sete
dias.
Figura 76: EDX do PCLC após 14 dias no SBF. Espectroscopia dispersiva de
raios-X (EDX), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato
de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de
quatorze dias.
Figura 77: EDX do PCLC após 21 dias no SBF. Espectroscopia dispersiva de
raios-X (EDX), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato
de cálcio exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de vinte e
um dias.
114
Figura 78: EDX do PCLC após 28 dias no SBF. Espectroscopia dispersiva de raios-X
(EDX), relacionada ao compósito constituído de policaprolactona e carbonato de cálcio
exposto ao líquido simulador de fluido corporal (SBF), pelo período de vinte e oito dias.