Universidade Estadual de Campinas
UNICAMP
Instituto de Química
“Estudos Geoquímicos com Evidências Paleoambientais, Maturação
e Biodegradação dos Óleos de Diferentes Origens da Bacia Potiguar,
Brasil. Síntese de Biomarcadores de Esteróis”
Tese
apresentada
à
Universidade
Estadual de Campinas, como parte das
exigências do Curso de Pós-graduação
do Instituto de Química, para obtenção
do Título de Doutor em Ciências.
Tese de Doutorado
Alexsandro Araujo da Silva
Orientadora: Profa. Dra. Luzia Koike
Campinas, 27 de fevereiro de 2008
i
ii
BANCA EXAMINADORA
Profa. Dra. Luzia Koike (Orientador)
Dr. Luiz Antônio Freitas Trindade (CENPES-Petrobrás – RJ)
Prof. Dr. Chang Hung Kiang (IG/UNESP – Rio Claro)
Prof. Dr. Paulo José Samenho Moran (IQ-UNICAMP)
Prof. Dr. Fábio Cesar Gozzo (IQ-UNICAMP)
Este exemplar corresponde à redação final da
Tese de Doutorado defendida pelo aluno
ALEXSANDRO
ARAUJO
DA
SILVA,
aprovada pela Comissão Julgadora em 27 de
fevereiro de 2008.
Profa. Dra. Luzia Koike
(Presidente da Banca)
iii
Dedico este trabalho à meus pais, Clóves C. da Silva
e Arilza A. da Silva (in memoriam), à meus irmãos
Anderson e Cleidiane, à minha namorada, Georgiana
pelo carinho, pela paciência, pelo incentivo e apoio
durante o período de doutorado, e a DEUS.por
permitir a conquista deste título.
v
Mensagem a Vida
....“ Eu já passei por quase tudo nessa vida
Em matéria de guarida espero ainda a minha vez
Confesso que sou de origem pobre
Mas meu coração é nobre, foi assim que Deus me fez
E deixa a VIDA ME LEVAR... VIDA LEVA EU...
Sou feliz e agradeço por tudo que Deus me deu
Só posso levantar as mão pro céu
Agradecer e ser fiel ao destino que Deus me deu
Se não tenho tudo que preciso
Com o que tenho, vivo
De mansinho, lá vou eu
Se a coisa não sai do jeito que eu quero
Também não me desespero
O negócio é deixar rolar
E aos trancos e barrancos, lá vou eu
E sou feliz e agradeço por tudo que Deus me deu
E deixa a VIDA ME LEVAR... VIDA LEVA EU...”
Intérprete: Zeca Pagodinho
vii
Agradecimentos
Agradecimentos
A Deus, pela vida e pelas oportunidades de evolução.
A prof. Dra. Luzia Koike, não só pela orientação para realização deste
trabalho, mas especialmente pelo profissionalismo, pela conduta e,
sobretudo, pela grande amizade durante estes anos.
Aos meus pais, por todo amor e incentivo que dedicaram a mim e por me
ajudarem a seguir meu caminho.
Aos meus irmãos Anderson e Cleidiane, por serem pessoas tão especiais
em minha vida.
A minha namorada, companheira e Amor da minha vida Georgiana
Feitosa da Cruz, pelo carinho e amor incondicional e pelo incentivo e
apoio prestados, principalmente nos momentos mais difíceis.
A uma grande amiga que estará no meu coração para o resto de minha
vida... Maria Angélica. Pelo apoio técnico, pelas brincadeiras, pelas
conversas e conselhos e, principalmente pela presença incondicional na
minha vida durante estes longos anos.
Ao Dr. Eugênio Vaz dos Santos Neto, do setor de Geoquímica do
Cenpes/Petrobrás, pelo apoio e valiosa colaboração para a realização
deste projeto e principalmente pelas amostras cedidas.
Ao Instituto de Química da Universidade Estadual de Campinas, pela
realização do curso de Doutorado.
Ao curso de Pós-Graduação em Química, pela oportunidade de
desenvolvimento desta tese e por todo o conhecimento adquirido durante
o curso.
ix
Agradecimentos
Ao Conselho Nacional de Pesquisa (CNPq), pela concessão de bolsa de
estudo.
As funcionárias Sônia Fanelli e Sônia Crisóstono, pelos espectros de
RMN.
Aos funcionários Cidão e Maria Zelinda, pela amizade e por toda a ajuda
prestada.
A todos os funcionários do Instituto de Química que, de alguma forma,
contribuíram para o desenvolvimento deste trabalho.
Ao pessoal da secretaria do curso de Pós-graduação, em especial a Sra.
Isabel por toda a atenção prestada.
Aos amigos do grupo de pesquisa em geoquímica (antigos e novos) Maria
Angélica, João Borin, Sidney Gonçalo, José Luis, Simone Cuebas, Carla,
Tamy Koreeda, Pietro, Rafael, pela amizade e, principalmente, pela
agradável convivência durante estes anos.
Aos amigos e colegas dos laboratórios adjacentes e vizinhos: Sérgio
Antônio, Adair Rangel, Sra. Vera Lúcia, Luiz Antônio, Adriana Flach,
Simone, Aloízio Virgulino, Juliano, Joselito, Araceli, entre outros, pelo
bom relacionamento, pela amizade e pela ajuda prestada.
Aos meus amigos de moradia Sérgio Antônio e Adair Rangel, pela grande
amizade e agradável convivência ao longo destes anos.
Aos amigos extra acadêmicos Fábio Bitoca, Ralph, Alexandre, Giuliano,
pela amizade, pelas baladas e principalmente pelo bom relacionamento
durante estes anos.
Aos
membros
da
banca:
Dr.
Luiz
Antônio
F.
Trindade
(Cenpes/Petrobrás), Prof. Dr. Chang Hung Kiang (IG/UNESP), Prof. Dr.
Paulo José Samenho Moran, Prof. Dr. Fábio Cesar Gozzo, por fazerem
parte da banca de defesa.
x
Agradecimentos
Ao prof. Dr. Carlos Alberto Riehl e sua equipe (Vanessa, Priscila, Sidnei
e Adriana) do Instituto de Química da Universidade Federal do Rio de
Janeiro (UFRJ), pelo equipamento (Varian 1200L-CG/EM-EM) cedido
para realização de algumas análises, pelo apoio prestado e pela amizade
incondicional.
Finalmente a todos que, direto ou indiretamente, colaboraram para
realização deste trabalho.
xi
Curriculum Vitae
Alexsandro Araujo da Silva
Filização: Clóves Carvalho da Silva e Arilza Araujo
Nacionalidade: Brasileira
Endereço Eletrônico: [email protected]; [email protected]
1. FORMAÇÃO ACADÊMICA / TITULAÇÃO
NÍVEL SUPERIOR
2001 - 2008 Doutorado em Ciências - Universidade Estadual de Campinas (Unicamp), SP.
Área de Concentração: Química Orgânica
Título da Tese: “Estudos Geoquímicos com Evidências Paleoambientais,
Maturação e Biodegradação dos óleos de Diferentes Origens da Bacia Potiguar, Brasil. Síntese de
Biomarcadores de Esteróis.”
1999 - 2001 Mestrado em Agroquímica - Universidade Federal de Viçosa (UFV), MG.
Área de Concentração: Química de Produtos Naturais
Título da Dissertação: Identificação de Acetatos Monoinsaturados Candidatos a
Feromônio Sexual de Elasmopalpus lignosellus (Zeller) (Lepidoptera Pyralidae)
1994 - 1999
Bacharel e Licenciado em Química - Universidade Federal de Viçosa, MG.
NÍVEL MÉDIO
1990 – 1993 Curso Técnico/profissionalizante: Técnico em Química
Escola Técnica Federal de Campos – Campos – RJ, Brasil.
2. ATUAÇÃO PROFISSIONAL
Empresa: Varian Ind. Com. LTDA
Função: Suporte Técnico em CSB
Cargo: Especialista em Aplicações
Período: Atual
Empresa: Escola SENAI “Mário Amato” – SBC, SP, Brasil
Cargo: Técnico de Ensino Função: Professor Período: agosto a novembro/2005
Desenvolvimento de projeto CNPq/CTPETRO: “Caracterização de Processos Biogeoquímicos
em Acumulações de Petróleo - Fase II”
Bolsista: Modalidade DTI-7G
Período: maio/2005 a agosto/2005
Programa de Estágio a Docência (IQ/Unicamp) – PED
Disciplina: Química Orgânica Experimental
Período: 10 semestre/2004; 20 semestre/2003 e 20 semestre/2002
Empresa: Prefeitura Municipal de Viçosa – Viçosa – MG
Cargo: Professor Disciplinas: Química
Ano: 1999 e 2000
Física
Ano: 2000
Universidade Federal de Viçosa – UFV
Função: Monitor
Ano: 1999
Disciplina: Química Orgânica Prática
Desenvolvimento de projeto de Iniciação Científica: Identificação, Síntese e Avaliação de
Feromônio Sexual em Elasmopalpus lignosellus. Análise por GC/MS e GC/FID/EAD.
xiii
Curriculum Vitae
Período: Março/1997 a Fevereiro/1999.
Financiadora: FAPEMIG.
ESTÁGIOS
Laboratório de Pesquisa em Produtos Naturais (LPPN) – DEQ/UFV, MG.
Período: Agosto/1996 a Fevereiro/1997
Março/1996 a Julho/1996 - Setembro/1995 a dezembro/1995.
Empresa: Usina Santa Cruz S.A.
Período: Maio a Outubro de 1993.
Cargo: Estagiário / Formação obrigatória para o curso Técnico em Química
3. PRODUÇÃO BIBLIOGRÀFICA
3.1. Trabalhos Resumidos em Eventos
1. DA SILVA, A. A.; LIMA, S. G.; BORIN, J. E.; KOIKE, L.; REIS, F. A. M.; SANTOS
NETO, E. V.; LOPES, J. A. D. Can 3-alkyl- and carboxyalkyl-steranes biomarkers be
effetctive indicators of depositional environments? In. 10th ALAGO Congress on
Organic Geochemistry. 2006, 4th-10th November, Salvador, Brazil.
2. DA SILVA, A. A.; KOIKE, L.; REIS, F. A. M.; SANTOS NETO, E. V.; LIMA, S. G.;
LOPES, J. A. D. Identification of the acidic and neutral components of oils from
Estreito of Guamaré, Potiguar Basin , Brazil. In. 22nd International Meeting on Organic
Geochemistry. 2005, 12th-16th September, Sevilla, Spain.
3. KOREEDA, T.; DA SILVA, A. A.; KOIKE, L. Síntese do Intermediário Precursor de
um Marcador Biológico Esterano Aromatizado no anel C. In. XII Congresso Interno
de Iniciação Científica da Unicamp, Unicamp, Campinas. 2004BORIN, J. E.; LIMA, S.
G.; DA SILVA, A. A.; KOIKE, L.; SANTOS NETO, E. V.; CERQUEIRA, J. R.
Aspectos Moleculares de Componentes de Óleos do Campo de Marlin, Bacia de
Campos. In. XXVI Congresso Latinoamericano de Química e 27a Reunião Anual da
Sociedade Brasileira de Química, Salvador – XXVI CLAQ/27a RASBQ. 2004, v. 27, p.
TC-043.DA SILVA, A. A.; JHAM, G. N.; LIMA, E. R.; NECCHI, R. L.; VIANA, P. A.;
VILELA, E. F. Identification of Female Sex Pheromone from Elasmopalpus
lignosellus (Lepdoptera: Pyralidae). In. 17th Annual Meeting of the International
Society of Chemical Ecology and 2nd Brazilian Meeting Chemical Ecology, Poços de
Caldas - 20 EBEQ. 2000, v. 17, p. PO34.
6. DA SILVA, A. A.; JHAM, G. N.; ATTYGALLE, A. B.; LIMA, E. R. Determination of
Gas Chromatographic and Mass Spectrometric Properties of a Large Collection of
Pheromone-Like Alcohols. In. 17th Annual Meeting of the International Society of
Chemical Ecology and 2nd Brazilian Meeting Chemical Ecology, Poços de Caldas - 20
EBEQ. 2000, v. 17, p. PO33.
7. DA SILVA, A. A.; JHAM, G. N.; ATTIGALLE, A. B.; LIMA, E. R. Determination of
Gas Chromatographic and Mass Spectrometric properties of a Large Collection of
Pheromone-Like Acetates. In. 17th Annual Meeting of the International Society of
Chemical Ecology and 2nd Brazilian Meeting Chemical Ecology, Poços de Caldas - 20
EBEQ. 2000, v. 17, p. OR39.
8. LIMA, E. R.; DA SILVA, A. A.; NECCHI, R. L.; JHAM, G. N. Seleção de Acetatos
Candidatos a Feromônio Sexual em Pseudaletia sequax (Lepidóptera: Noctuidae),
por meio de Eletroantenografia. In. 10. Encontro Brasileiro de Ecologia Química,
Curitiba. 1999, v. 01, p. 64-64.
xiv
Curriculum Vitae
9. DA SILVA, A. A.; JHAM, G. N.; LIMA, E. R.; VIANA, P. A.; NECCHI, R. L.;
VILLELA, E. F. Identificação de Feromônio Sexual em Elasmopalpus lignosellus
(Lepidóptera: Pyralidae) por GC/MS e GC/FID/EAD. In. 10. Encontro Brasileiro de
Ecologia Química, Curitiba. 1999, v. 01, p. 46-46.
10. GARCIA, C. F.; DA SILVA, A. A.; JHAM, G. N. Desenvolvimento de Metodologia
Gradiente em Cromatografia Líquida de Alta Eficiência (CLAE) para a
Quantificação de Azadirachtina da Azadirachta indica. In. 21º Encontro Anual da
Sociedade Brasileira de Química, Poços de Caldas. 1998, v. 21, p. PN025.
11. DA SILVA, A. A.; JHAM, G. N.; LIMA, E. R.; VIANA, P. A. Identificação de
Feromônio Sexual em Elamopalpus Lignosellus. In. 21a Reunião Anual da Sociedade
Brasileira de Química, Poços de Caldas. 1998, v. 21, p. PN081.
12. DA SILVA, A. A.; JAM, G. N.; LIMA, E. R.; NECCHI, R. L.; VIANA, P. A.
Identificação de Feromônio Sexual em Elasmopalpus lignosellus por Cromatografia
Gasosa / Espectrometria de Massas e Eletroantenografia. In. VIII Simpósio de
Iniciação Científica da UFV, Viçosa. 1998, v. VIII, p. 108-108.
13. GARCIA, C. F.; DA SILVA, A. A.; JHAM, G. N. Quantificação de Azadirachtina da
Azadirachta Indica por Cromatografia Líquida de Alta Eficiência (CLAE). In. VII
Simpósio de Iniciação Cientifica na UFV, Viçosa. 1997, v. VII, p. 23-23.
14. DA SILVA, A. A.; JHAM, G. N.; LIMA, E. R.; VIANA, P. A. Identificação de
Feromônio Sexual em Elamopalpus Lignosellus. In. VII Simpósio de Iniciação
Cientifica na UFV, Viçosa. 1997. v. VII, p. 24-24.
3.2 Artigos Completos Publicados em Periódicos.
1. JHAM, G. N.; DA SILVA, A. A.; LIMA, E. R.; VIANA, P. Identification of acetates in
Elasmopalpus lignosellus pheromone glands using a newly created mass spectral
database and Kòvats retention indices. Química Nova. 2007, 20(4), 916-919.
2. JHAM, G. N.; DA SILVA, A. A.; LIMA, E. R.; VIANA, P. Identification (GC and GCMS) of unsaturated acetates in Elasmopalpus lignosellus and their biological activity
(GC-EAD and EAG). Journal of Separation Science. 2005, 28, 281-285.
3. JHAM, G. N.; FERNANDES, S. A.; GARCIA, C. F.; DA SILVA, A. A. Comparison of
GC and HPLC methods for quantification of organic acids in coffee. Phytochemical
Analysis. 2002, 13, 99-104.
4. Co-Orientação de Alunos de Iniciação Científica
Universidade Estadual de Campinas – Instituto de Química – PIBIC/CNPq
Projeto: “Estudos dos Componentes Ácidos de duas amostras de óleos, uma da Bacia de Campos
e outra da Bacia Potiguar. Preparação de um Intermediário Sintético”
Aluno: Pietro Kecorius dos Santos Escobar
Período: Agosto/2005 a fevereiro/2006
Projeto: “Síntese do Intermediário Precursor de um Marcador Biológico Esterano Aromatizado
no Anel C”.
Aluna: Tamy Koreeda
Período: Agosto/2003 a julho/2004
xv
Resumo
RESUMO
“ESTUDOS
GEOQUÍMICOS
COM
EVIDÊNCIAS
PALEOAMBIENTAIS,
MATURAÇÃO E BIODEGRADAÇÃO DOS ÓLEOS DE DIFERENTES ORIGENS DA
BACIA POTIGUAR, BRASIL. SÍNTESE DE BIOMARCADORES DE ESTERÓIS”.
DOUTORANDO: ALEXSANDRO ARAUJO DA SILVA
ORIENTADORA: PROFA. DRA. LUZIA KOIKE
Palavras chaves: Biomarcadores neutros e ácidos; ácidos alquil-esteranóicos; óleos
brasileiros; 2-metil- e 4-metil-esteranos.
Neste trabalho, serão apresentados os resultados geoquímicos orgânicos de um estudo
com amostras de óleos, sendo duas lacustres de água doce (LAD) e duas mistas (M), ambas de
campos próximo da costa terrestre, e dois óleos marinho-evaporiticos (ME) de campos
localizados à aproximadamente 55 km da costa litorânea, todos ao longo do trend estrutural do
Estreito-Guamaré, Bacia Potiguar, RN (Mello et al.79; Santos Neto et al.75) de duas formações:
Pendência e Alagamar. Os principais objetivos deste estudo são: caracterizar as amostras de
acordo com os componentes biomarcadores neutros e ácidos presentes; e sintetizar componentes
padrões derivados do ergosterol e estigmasterol. O protocolo analítico utilizado foi publicado
anteriormente por Lopes et al.185 and Koike et al.188. Como resultado, o presente trabalho relata a
identificação de onze alquilesteranos [quatro com configuração 5β(H)] e dezesseis
carboxialquilesteranos [oito com configuração 5β(H)], distribuídos nas amostras coletadas ao
longo do Estreito-Guamare e que evidenciam que estes compostos não são somente de origem
salina como salientado na literatura (Peters et al.1) mas também estão presentes em ambientes
Lacustres de Água Doce, sendo estes resultados importante na área paleoambiental. Nove
alquilesteranos e dez carboxialquilesteranos também foram detectados, além da identificação de
2-metil- e 4-metil-estigmastanos nas amostras ME. Os resultados mostram uma elevada
concentração destes compostos nos óleos ME e a presença embora em baixa concentração em
óleos LAD, sendo que pela primeira vez foram identificados neste tipo de óleo e em óleos
brasileiros. Foram sintetizados três biomarcadores para análise de identificação e que podem
também serem utilizados na fortificação de amostras e quantificação de esteranos e alquilesteranos.
xvii
Abstract
Abstract
“PALEOENVIRONMENT, MATURATION AND BIODEGRADATION STUDIES OF
OILS COLLETED FROM DIFFERENTS SOURCES IN THE POTIGUAR BASIN,
BRAZIL. BIOMARKERS SYNTHESIS FROM STEROLS”.
STUDENT: ALEXSANDRO ARAUJO DA SILVA
ADVISOR: PROF. DRA. LUZIA KOIKE
Keywords: acidic and neutral biomarkers; alkyl-steranoic acids, from brazilian oils; 2-methyland 4-methyl-steranes
In this work, will be presented the results of the organic geochemistry study oils of the
samples with oils, and two lacustrine freshwater (LAD) and two mixed (M), both of fields near
the terrestian cost, and two marine evaporitic oils (ME) of fields located approximately 55 km
from the litoral coast. All samples collected from over Estreito-Guamaré, Potiguar Basin, RN
(Mello et al.79; Santos Neto et al.75) this field have two formation Pendência and Alagamar. The
main subject of the this work is the biomakers organic geochemistry characterization from
hydrocarbons and acids components in the samples using the analytical protocol from our group
(Koike et al.188 and Lopes et al.185) and to synthetise standards biomaker from commercial
stigmasterol and ergosterol. As the results in this thesis show the identifications of the eleven
alkylsteranes [four with 5β(H) configuration] and sixteen carboxyalkylsteranes [eigh with 5β(H)
configuration], distribuited in the all samples collected over Estreito-Guamaré, Potiguar basin.
These results revealed the important scientific information, also in the Lacustrine Fresh Water
oils detected the alkylsteranes biomarkers components. In the literature (Peters et al1) until this
moment it has been published that these biomarkers indicate saline enviromental and this result is
one important paleoambiental information. Nine alkylsteranes and ten carboxyalkylsteranes were
also detected, in addition to the identification of 2-methyl- and 4-methyl-stigmastanes in ME
samples. The results show a high concentration of these compounds in the ME oils and presence
but in low concentration in LAD oils, which were identified for the first time in this type of oil
and oil Brazilians. Were synthesized three biomarkers for analysis of identification and can also
be used in the fortification of samples and quantification of steranes and alkyl-steranes.
xix
Índice
ÍNDICE
Página
LISTA DE ABREVIATURAS, SÍMBOLOS E NOTAS.............xxvii
LISTA DE TABELAS..........................................................xxix
LISTA DE FIGURAS.........................................................xxxi
LISTA DE ESQUEMAS......................................................xivii
LISTA DE CROMATOGRAMAS E ESPECTROS DE MASSAS...xlix
LISTA DE ESPECTROS DE RMN (1H e
13
C).............................l
1
INTRODUÇÃO ................................................................ 1
2
OBJETIVOS .................................................................... 3
3
CONSIDERAÇÕES GERAIS.............................................. 5
3.1
PRODUÇÃO DE MATÉRIA ORGÂNICA (MO) ......................................................5
3.2
DEPOSIÇÃO E PRESERVAÇÃO DA MATÉRIA ORGÂNICA .....................................6
3.3
BIOMARCADORES .................................................................................8
3.4
BIOMARCADORES E SUAS APLICAÇÕES: ..................................................... 10
3.4.1 Idade e Paleoambiente Deposicional da Rocha Geradora ...............11
3.4.2 Grau de Evolução Térmica ...........................................................................12
3.4.3 Biodegradação ..................................................................................................14
3.5
BIOMARCADORES ÁCIDOS ......................................................................... 17
3.6
ORIGEM DE PETRÓLEOS ÁCIDOS ................................................................. 19
3.7
MÉTODO DE ANÁLISE DE COMPOSTOS EM GEOQUÍMICA ORGÂNICA (GO). 21
3.8
SISTEMA CGAR ACOPLADO AO EM-EM TRIPLO QUADRUPOLO ...................... 23
3.8.1 Fonte Iônica .......................................................................................................24
3.8.2 Analisadores de Massas ................................................................................25
3.8.3 Câmara de Colisão ..........................................................................................26
3.9
UTILIZAÇÃO DA CGAR/EM-EM EM GEOQUÍMICA ORGÂNICA ......................... 27
3.10
BACIAS SEDIMENTARES BRASILEIRAS ............................................ 33
3.11
ASPECTOS GEOLÓGICOS DA BACIA POTIGUAR ............................................. 35
3.11.1 Óleos Gerados pela Formação Alagamar ...............................................38
3.11.2 Óleos Gerados pela Formação Pendência ..............................................40
CAPÍTULO 1 CARACTERIZAÇÃO GEOQUÍMICA DA FRAÇÃO
NEUTRA POR CGAR/EM E CGAR/EM-EM DE ÓLEOS DE
DIFERENTES ORIGENS DA BACIA POTIGUAR ........................... 42
4
ANÁLISE DAS FRAÇÕES DO PETRÓLEO ......................... 45
xxi
Índice
ANÁLISE DA FRAÇÃO NEUTRA SATURADA (FNS) ..........................................47
4.1
4.1.1 Hidrocarbonetos Lineares.............................................................................47
4.1.2 Hidrocarbonetos Isoprenóides Acíclicos..................................................51
4.1.3 Cicloexanos Mono e Dissubstituídos.........................................................55
4.1.4 Carotanos............................................................................................................64
4.1.5 Terpanos .............................................................................................................65
4.1.5.1 Sesquiterpanos .............................................................................................66
4.1.5.2 Terpanos Tricíclicos e Tetracíclicos.......................................................72
4.1.5.3 Terpanos Pentacíclicos...............................................................................80
4.1.5.3.1 Norhopanos e Homohopanos..........................................................85
4.1.6 Esteranos e Diasteranos ...............................................................................96
4.1.7 Parâmetros Geoquímicos Determinados nas Frações Neutras ....103
4.2
ANÁLISE DA FRAÇÃO NEUTRA INSATURADA (FNI).......................................107
4.2.1 Análise dos constituintes aromáticos.....................................................107
4.2.1.1 Análise de esteranos mono e triaromáticos e alquil-esteranos
monoaromáticos. .......................................................................................................111
5
ANÁLISE DE ESTERANOS POR CGAR/EM-EM............... 120
5.1
ANÁLISE DE 4-DESMETIL-ESTERANOS (C30); 2-, 3- E 4-METIL–ESTERANOS
(C30) E DINOSTERANOS (C30) POR CGAR/EM-EM. ..............................................128
5.1.1 4-Desmetil-Esteranos (C30) .......................................................................128
5.1.2 2-metil-, 3-metil-, 4-metil-esterano e Dinosterano. .......................133
5.2
ANÁLISE DA SÉRIE HOMÓLOGA (C29 – C35) DA CLASSE 3-ALQUIL-ESTERANOS
POR CGAR/EM-EM (MRM). ..............................................................................149
5.2.1 Confirmação estrutural de componentes da classe 3-alquilesteranos por coinjeção de padrões da série 3β (alquil)-5α(H)- e
3α(alquil)-5β (H)-colestano;
3β (alquil)-5α(H)e
3α(alquil)-5β(H)estigmastano. .................................................................................................................154
5.3
FORTIFICAÇÃO DOS ÓLEOS COM 5β(H)-COLANO (C24) PARA QUANTIFICAÇÃO
DE ESTERANOS. ..................................................................................................163
5.4
CONCLUSÃO PARCIAL: FRAÇÃO NEUTRA ....................................................170
CAPÍTULO 2 IDENTIFICAÇÃO DE BIOMARCADORES ÁCIDOS POR
CGAR/EM E CGAR/EM-EM .................................................... 173
6
ANÁLISE DOS COMPONENTES ÁCIDOS ....................... 175
6.1
ANÁLISES DOS ÉSTERES METÍLICOS (EM) E HIDROCARBONETOS DERIVADOS DE
ÁCIDOS LINEARES (HAC). ...................................................................................176
6.2
ESTUDO DE ÉSTERES DERIVADOS DE ÁCIDOS CICLOEXANÓICOS MONO- E
DISSUBSTITUÍDOS E ÉSTERES LINEARES RAMIFICADOS. ..........................................190
6.3
ANÁLISE DE ÉSTERES E HIDROCARBONETOS DERIVADOS DE ÁCIDOS
TERPANÓICOS TRICÍCLICOS. ................................................................................196
6.4
ANÁLISE DE ÉSTERES E HIDROCARBONETOS DERIVADOS DE ÁCIDOS
TERPANÓICOS PENTACÍCLICOS. ............................................................................225
xxii
Índice
HIDROCARBONETOS DERIVADOS DE ÁCIDOS ESTERANÓICOS E ALQUIL
COINJEÇÃO DE PADRÕES DA SÉRIE 5α(H)- E 5β (H)- COLESTANO E
ESTIGMASTANO;
3β (ALQUIL)-5α(H)E
3α(ALQUIL)-5β (H)COLESTANO
E
ESTIGMASTANO. ..................................................................................................236
6.5.1 Coinjeção de padrões com amostra LAD-1 – Fração HAc.............239
6.5.2 Coinjeção de padrões com amostra ME-1 – Fração HAc ...............240
6.5.3 Coinjeção de padrões com amostra M-2 – Fração HAc. ................241
6.5.4 Análise da série homóloga (C31 – C36) da classe ácidos esteran-3il-alcanóicos por CGAR/EM-EM (MRM) da Fração HAc dos óleos LAD e
ME.
..............................................................................................................................249
VERIFICAÇÃO DA POSSÍVEL PRESENÇA DE ÁCIDOS DERIVADOS DE 2-, 3-, E 46.6
METIL-ESTERÂNICOS E DINOSTEROL. ....................................................................251
6.7
ANÁLISE DOS HIDROCARBONETOS DERIVADOS DOS CONSTITUINTES ÁCIDOS
AROMÁTICOS......................................................................................................253
6.8
CONCLUSÃO PARCIAL DA FRAÇÃO ÁCIDA ..................................................257
6.5
ESTERANÓICOS.
CAPÍTULO 3 SÍNTESE DE BIOMARCADORES DERIVADOS DO
ERGOSTEROL E ESTIGMASTEROL......................................... 261
7
SINTESE DE PADRÕES ................................................ 263
7.1
SÍNTESE DO COMPOSTO (20R,24R)-4-METIL-ESTIGMASTA-1,3,5(10)-TRIENO
[211], 265
7.1.1 Obtenção e caracterização do intermediário 211b. .........................266
7.1.2 Obtenção e caracterização do intermediário 211c...........................269
7.1.3 Obtenção e caracterização dos compostos 211d e 211.................271
7.2
SÍNTESE DE ALQUIL-ESTERANOS DERIVADOS DO ESTIGMASTEROL [211A]. .275
7.2.1 Síntese do Intermediário Estigmasta-4,22-dien-3-ona [251] .....276
7.2.2 Síntese de 2α(metil)-5α(H)-estigmastano [135]. ............................279
7.2.2.1 Obtenção e caracterização do intermediário [252]. ....................279
7.2.2.2 Obtenção e caracterização do intermediário [253] ....................283
7.2.2.3 Obtenção e caracterização do composto [135]. ...........................286
7.2.3 Síntese de 4α(metil)-5α(H)-estigmastano [139]. ............................290
7.2.3.1 Obtenção e caracterização do intermediário [254]......................290
7.2.3.2 Obtenção e caracterização do intermediário [255]. ....................292
7.2.3.3 Obtenção e carcterização do composto [139]...............................295
7.3
SÍNTESE DE ALQUIL-ESTERANOS DERIVADOS DO ERGOSTEROL [256A],,,. ...300
7.3.1 Síntese do intermediário (20R,24S)-ergosta-8,11,13(14)-trien-3ona [257]..........................................................................................................................301
7.3.1.1 Obtenção e caracterização do composto [256b] ..........................302
7.3.1.2 Rota 1: Obtenção e caracterização do composto [256c]...........305
7.3.1.3 Rota1: Obtenção e caracterização do intermediário [256d1] ..306
7.3.1.4 Rota 2: Obtenção e caracterização do composto [256e] ..........308
7.3.1.5 Rota 2: Obtenção e caracterização do composto [256f] ...........309
7.4
CONCLUSÃO PARCIAL: SINTESE DE BIOMARCADORES .................................312
xxiii
Índice
8
PARTE EXPERIMENTAL ............................................... 313
8.1
INSTRUMENTAÇÃO E CONDIÇÕES ANALÍTICAS ............................................313
8.1.1 Solventes e reagentes .................................................................................313
8.1.2 Espectroscopia no infravermelho ............................................................313
8.1.3 Cromatografia
gasosa
de
alta
resolução
acoplada
à
espectrometria de massas (CGAR/EM).................................................................313
8.1.4 Cromatografia em coluna (CC) e camada delgada (CCD).............314
8.1.5 Espectroscopia de ressonância magnética nuclear (RMN) ............315
AMOSTRAGEM E TRATAMENTO ANALÍTICO DOS ÓLEOS ...............315
8.2
8.2.1 Obtenção da Fração Neutra.......................................................................316
8.2.2 Obtenção da Fração Ácida..........................................................................318
8.3
MÉTODOS DE ANÁLISE ............................................................................ 319
8.3.1 Cromatografia e Espectrometria de Massas .......................................319
SÍNTESE DE BIOMARCADORES .................................................................. 321
8.4
8.4.1 Descrição dos compostos sintetizados neste trabalho. ..................324
8.4.1.1 Síntese do composto (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)trieno [211.] ................................................................................................................324
8.4.1.1.1 Reação de Epoxidação do Estigmasterol – Composto
[211b1].
..............................................................................................................324
8.4.1.1.2 Reação de Mesilação do Composto [211b1] – Composto
[211b]
..............................................................................................................324
8.4.1.1.3 Reação de Eliminação dos Grupos Epoxi e Mesila do
composto [211b] – Composto [211c] ...............................................................325
8.4.1.1.4 Reação de Aromatização do composto [211c] - Composto
[211d]
..............................................................................................................326
8.4.1.1.5 Hidrogenação Catalítica do Composto [211d] para formar o
Composto [211] .........................................................................................................326
8.4.1.2 Síntese do composto (20R,24R)-2α(metil)-5α(H)-estigmastano
[135]
......................................................................................................................327
8.4.1.2.1 Obtenção da Estigmasta-4,22-dien-3-ona [251]. Reação de
Oppenauer
..............................................................................................................327
8.4.1.2.2 Síntese do composto [252]- Reação de Metilação no
Carbono C-2. ..............................................................................................................328
8.4.1.2.3 Síntese do composto [253] - Hidrogenação Regiosseletiva
do composto [252] com Li/NH3. ..........................................................................329
8.4.1.2.4 Síntese do composto [135a ] – Redução de Cetona por
Wolff-Kishiner..............................................................................................................329
8.4.1.2.5 Hidrogenação Catalítica do Composto [135a] para formar o
Composto [135] .........................................................................................................330
8.4.1.3 Síntese do composto (20R,24R)-4α(metil)-5α(H)-estigmastano
[139]
......................................................................................................................331
8.4.1.3.1 Síntese do composto [254] – Alquilação Regiosseletiva do
composto [251]com Tiofenol/Formaldeído ......................................................331
xxiv
Índice
8.4.1.3.2 Síntese dos compostos [255] e [255a] – Reação de
Eliminação do Grupo Tiofenil com Li/NH3 líquida..........................................331
8.4.1.3.3 Síntese do composto [139a] – Reação de Oxidação de
Álcool
..............................................................................................................332
8.4.1.3.4 Hidrogenação Catalítica do Composto [139a] para formar o
Composto [139] .........................................................................................................334
8.4.1.4 Síntese de Alquil-Esteranos Aromáticos Derivados do Ergosterol
[256a]
......................................................................................................................334
8.4.1.4.1 Preparação do catalizador de Ni-Raney W6. ..........................334
8.4.1.4.2 Hidrogenação Regiosseletiva do Ergosterol [256a].............335
8.4.1.4.3 Reação de Acetilação da Mistura de compostos [256b] e
[256b1]
..............................................................................................................335
8.4.1.4.4 Reação de Bromação Alílica e Aromatização dos compostos
[256c] e [256c1].........................................................................................................336
8.5
CONCLUSÃO FINAL ...................................................................... 337
APÊNDICE ........................................................................ 333
xxv
Lista de Abreviaturas, Símbolos e Notas
LISTA DE ABREVIATURAS, SÍMBOLOS E NOTAS
DEPT..........................“distortionless enhancement by polarization transfer”
(experimento de RMN empregado para distinguir os sinais de CH, CH2 e CH3)
CCP.................................Cromatografia em coluna preparativa
CG.................................Cromatografia gasosa
CGAR/EM.......................Cromatografia gasosa de alta resolução acoplada à
espectrometria de massas
CGAR/EM-EM.................. Cromatografia gasosa de alta resolução acoplada à
espectrometria de massas em série.
eV.................…………....elétrons volt
m/z.....................................razão entre a massa do fragmento e sua respectiva
IV......................................infravermelho
VIP
varredura de íons precursores
MRS..................................monitoramento de reação simples
VIT....................................varredura de íons totais
VIPRE................................varredura de íons precursores
MRM..................................monitoramento de reações múltiplas
MIS.....................................monitoramento de íons selecionados
RMN...................................Ressonância Magnética Nuclear
xxvii
Lista de Tabelas
LISTA DE TABELAS
página
TABELA 1: PRINCIPAIS BIOMARCADORES UTILIZADOS COMO INDICADORES DE
CONTRIBUIÇÃO BIOLÓGICA E AMBIENTE DEPOSICIONAL. ...................................................15
TABELA 2: PROCESSOS REALIZADOS DURANTE A ANÁLISE DE UMA AMOSTRA COMPLEXA
ATRAVÉS DA CGAR/EM (A) E CGAR/EM-EM (B)........................................................23
TABELA 3: DADOS GEOQUÍMICOS DE AMOSTRAS DE ÓLEOS E SEDIMENTOS DAS BACIAS
76,79,80,81,82
...........................41
BRASILEIRAS DE DIFERENTES AMBIENTES DEPOSICIONAIS
TABELA 4: ISOPRENÓIDES DETECTADOS MONITORANDO O ÍON-FRAGMENTO EM M/Z 183. .54
TABELA 5: CICLOEXANOS MONOSSUBSTITUÍDOS DETECTADOS EM AMOSTRAS DE ÓLEOS
MONITORANDO O ÍON-FRAGMENTO EM M/Z 83..................................................................56
TABELA 6: CICLOEXANOS DISSUBSTITUÍDOS DETECTADOS EM AMOSTRAS DE ÓLEOS
MONITORANDO O ÍON-FRAGMENTO EM M/Z 97..................................................................57
TABELA 7: SESQUITERPANOS BICÍCLICOS DETECTADOS NA FNS DOS ÓLEOS........................69
TABELA 8: PARÂMETROS GEOQUÍMICOS OBTIDOS ATRAVÉS DAS ANÁLISES DOS ÓLEOS PARA
A CARACTERIZAÇÃO DE ORIGEM E MATURIDADE DAS AMOSTRAS DO ESTREITO DE
GUAMARÉ, BACIA POTIGUAR (RN, BRASIL). ..................................................................104
TABELA 9: ESTERANOS MONO- (M/Z 253) E TRIAROMÁTICOS (M/Z 231) DETECTADOS NO
ÓLEO.....................................................................................................................................115
TABELA 10: METIL-ESTERANOS MONO- (M/Z 267) E TRIAROMÁTICOS (M/Z 245)
DETECTADOS NO ÓLEO........................................................................................................116
TABELA 11: DISTRIBUIÇÃO DE 4-DESMETIL-ESTERANOS (24-N-PROPIL- E 24ISOPROPILCOLESTANO) DETECTADOS EM AMOSTRAS ME PELO MONITORAMENTO DA
+.
TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR–ÍON PRODUTO [M (414) → 217 DALTONS]................133
TABELA 12: DIASTEREOISÔMEROS DAS SÉRIES 3-ALQUIL-COLESTANOS E 3-ALQUILESTIGMASTANOS IDENTIFICADOS NA FRAÇÃO NEUTRA DE ÓLEOS ATRAVÉS DA COINJEÇÃO
DE PADRÕES SINTÉTICOS EM CG/EM (MIS). .................................................................162
TABELA 13: QUANTIFICAÇÃO DE ESTERANOS NOS ÓLEOS LACUSTRES DE ÁGUA DOCE PELO
MÉTODO DA FORTIFICAÇÃO COM PADRÃO INTERNO 5β(H)-COLANO..............................168
TABELA 14: QUANTIFICAÇÃO DE ESTERANOS NOS ÓLEOS MARINHOS EVAPORÍTICOS PELO
MÉTODO DA FORTIFICAÇÃO COM PADRÃO INTERNO 5β(H)-COLANO..............................169
TABELA 15: ÍNDICE DE RETENÇÃO DOS ÉSTERES METÍLICOS DERIVADOS DOS ÁCIDOS
CARBOXÍLICOS LINEARES PRESENTES NOS ÓLEOS EM ESTUDO. ......................................184
TABELA 16: RAZÃO 22R/22S COMPARATIVA PARA OS DIASTEREOISÔMEROS
17α(H),21β (H) E 17β(H),21α(H) DE ÁCIDOS HOPANÓICOS DERIVADOS DA FRAÇÃO
EM........................................................................................................................................236
TABELA 17: ÁCIDOS ESTIGMASTÂNICOS , ALQUIL-COLESTÂNICOS E ALQUILESTIGMASTÂNICOS IDENTIFICADOS NA FRAÇÃO DE HIDROCARBONETO DERIVADOS
(HAC) DOS ÓLEOS, POR MEIO DE COINJEÇÃO DE PADRÕES SINTÉTICOS......................238
TABELA 18: ÁCIDOS ESTERANÓICOS E ALQUIL-ESTERANÓICOS DETECTADOS COMO
HIDROCARBONETOS DERIVADOS DA FRAÇÃO ÁCIDA. ......................................................248
xxix
Lista de Tabelas
TABELA 19:ÁCIDOS ESTERÂNICOS MONOAROMÁTICOS DETECTADOS NA FRAÇÃO HAC DO
ÓLEO M-2............................................................................................................................254
TABELA 20: MASSAS E RENDIMENTOS OBTIDOS DA FRAÇÃO NEUTRA (FN).........................317
TABELA 21: MASSAS E RENDIMENTOS OBTIDOS DA FRAÇÃO ÁCIDA (FAC). ........................319
xxx
Lista de Figuras
LISTA DE FIGURAS
página
FIGURA 1: ESTRUTURAS DOS BIOMARCADORES PROPOSTOS PARA SÍNTESE. ...........................4
FIGURA 2. EQUAÇÃO SIMPLIFICADA DA FOTOSSÍNTESE, COM A FORMAÇÃO DE UMA
MOLÉCULA DE AÇÚCAR (GLICOSE), DE ACORDO COM SCHLESINGER, 1997. ...................5
FIGURA 3. CICLO DO CARBONO (ADAPTADO DE TISSOT & WELTE, 1978)7. .........................6
FIGURA 4: EVOLUÇÃO DOS BIOLIPÍDIOS PARA GEOLIPÍDIOS DENTRO DO CICLO DIAGENÉTICO
(SEGUNDO TISSOT & WELTE, 19787). ...............................................................................8
FIGURA 5: TRANSFORMAÇÃO DE ESTERÓIS (PROVENIENTES DE ANIMAIS E/OU VEGETAIS)
PARA BIOMARCADORES ESTERANOS, DURANTE DIAGÊNESE. .............................................10
FIGURA 7: TRANSFORMAÇÃO DE BACTERIOHOPANOTETROL, PROVENIENTES DE ANIMAIS
E/OU VEGETAIS PARA BIOMARCADORES HOPANOS, DURANTE A DIAGÊNESE. ..................13
FIGURA 8: REPRESENTAÇÃO DE UM SISTEMA CGAR/EM-EM (TRIPLO QUADRUPOLAR).....24
FIGURA 9: REPRESENTAÇÃO DE ALGUNS ESTERANOS IDENTIFICADOS POR CG/EM-EM. ....29
FIGURA 10: MAPA GEOGRÁFICO, MOSTRANDO AS PRINCIPAIS BACIAS SEDIMENTARES
BRASILEIRAS, DESTACANDO A BACIA DE CAMPOS E A BACIA POTIGUAR (PETROBRÁS,
2005). ..................................................................................................................................34
FIGURA 11: CARTA ESTRATIGRÁFICA DA BACIA DE POTIGUAR76............................................37
FIGURA 12: MAPA TECTÔNICO ESQUEMÁTICO E DISTRIBUIÇÃO GEOGRÁFICA DOS VÁRIOS
TIPOS DE ÓLEOS DA BACIA DE POTIGUAR (MODIFICADO DE SANTOS NETO E
HAYES,199976). ..................................................................................................................38
FIGURA 13: CROMATOGRAMA DE ÍONS TOTAIS REPRESENTATIVO DO ÓLEO LAD-1. ............49
FIGURA 14: CROMATOGRAMA DE ÍONS TOTAIS REPRESENTATIVO DO ÓLEO LAD-2. ............49
FIGURA 15: CROMATOGRAMA DE ÍONS TOTAIS REPRESENTATIVO DO ÓLEO M-1..................49
FIGURA 16: CROMATOGRAMA DE ÍONS TOTAIS (“TIC”) REPRESENTATIVO DO ÓLEO M-2. .50
FIGURA 17: CROMATOGRAMA DE ÍONS TOTAIS (“TIC”) REPRESENTATIVO DO ÓLEO ME-2.
................................................................................................................................................50
FIGURA 18: CROMATOGRAMA DE ÍONS TOTAIS (“TIC”) REPRESENTATIVO DO ÓLEO ME-1.
................................................................................................................................................50
FIGURA 19: ESPECTRO DE MASSAS DO ALCANO C17 REPRESENTATIVO DOS
HIDROCARBONETOS LINEARES. ............................................................................................51
FIGURA 20: ESTRUTURA REPRESENTATIVA DO ISOPRENO (C5)...............................................52
FIGURA 21: PROCEDÊNCIA SUGERIDA PARA A OBTENÇÃO DO PRISTANO E FITANO7,12,18....53
FIGURA 22: CROMATOGRAMA DE ÍONS RECONSTRUÍDOS (“RIC”) EM M/Z 183
REPRESENTATIVO DOS ÓLEOS TIPO LAD E M. (EQUIPAMENTO: HP5890II/HP 5970MSD – COLUNA HP5-MS 30M X 0,25MM X 0,25µM). .................................................53
FIGURA 23: ESPECTRO DE MASSAS DO FITANO (C20) REPRESENTATIVO DOS
HIDROCARBONETOS ISOPRENÓIDES REGULARES. ...............................................................54
FIGURA 24: REPRESENTAÇÃO DA FRAGMENTAÇÃO PRINCIPAL DOS CICLOEXANOS MONO- E
DISSUBSTITUÍDO...................................................................................................................56
FIGURA 25:
PERFIL CROMATOGRÁFICO REPRESENTATIVO DOS CICLOEXANOS
MONOSSUBSTITUÍDOS DETECTADOS NA AMOSTRA M1. “RIC” EM M/Z 83.
xxxi
Lista de Figuras
*
EQUIPAMENTO: VARIAN CP3800 / 1200L “MSMS” - COLUNA CAPILAR CP-SIL8
CB LOW BLEED (30M X 0,25MM X 0,25µM)....................................................................58
FIGURA 26:
PERFIL CROMATOGRÁFICO REPRESENTATIVO DOS CICLOEXANOS
*
DISSUBSTITUÍDOS DETECTADOS NA AMOSTRA M1. “RIC” EM M/Z 97. EQUIPAMENTO:
VARIAN CP3800 / 1200L “MSMS” - COLUNA CAPILAR CP-SIL8 CB LOW BLEED
(30M X 0,25MM X 0,25µM). ..............................................................................................58
FIGURA 27: ESTRUTURAS DE CICLOEXANO MONOSSUBSTITUÍDO (A) E CICLOEXANOS
DISSUBSTITUÍDOS (B) E (C) MAIS ESTÁVEIS TERMODINAMICAMENTE. ..........................59
FIGURA 28: ESPECTRO DE MASSAS DO NONIL-CICLOEXANO (C15), REPRESENTATIVO DA
CLASSE DOS CICLOEXANOS MONOSSUBSTITUÍDOS. ...........................................................59
FIGURA 29: ESPECTRO DE MASSAS DO METIL-UNDECIL-CICLOEXANO (C18),
REPRESENTATIVO DA CLASSE DOS CICLOEXANOS DISSUBSTITUÍDOS...............................60
FIGURA 30: “RIC” REPRESENTATIVO DOS CICLOEXANOS MONOSSUBSTITUÍDOS (M/Z 83) E
CICLOEXANOS DISSUBSTITUÍDOS (M/Z 97), DETECTADOS NAS AMOSTRAS LACUSTRES
(LAD) E MISTAS (M). *EQUIPAMENTO: VARIAN CP3800 / 1200L “MSMS” COLUNA CAPILAR CP-SIL8 CB LOW BLEED (30M X 0,25MM X 0,25µM). ....................61
FIGURA 31: PERFIL CROMATOGRÁFICO DO MONITORAMENTO EM M/Z 83 E M/Z 97 DOS
ÓLEOS MARINHOS EVAPORÍTICO (ME), MOSTRANDO NÍVEIS DE CONCENTRAÇÃO NÃO
DETECTDOS DE CICLOEXANOS MONOSSUBSTITUÍDOS E CICLOEXANOS DISSUBSTITUÍDOS,
*
RESPECTIVAMENTE. EQUIPAMENTO: VARIAN CP3800 / 1200L “MSMS” - COLUNA
CAPILAR CP-SIL8 CB LOW BLEED (30M X 0,25MM X 0,25µM). ...................................62
FIGURA 32: EFEITO DOS VÁRIOS NÍVEIS DE BIODEGRADAÇÃO SOBRE ÓLEOS MATUROS
TÍPICOS. A FIGURA PODE SER USADA PARA CLASSIFICAR O GRAU DE BIODEGRADAÇÃO
SOBRE A “ESCALA” DE 1 A 10.............................................................................................63
FIGURA 33: MIS EM M/Z 125 DO ÓLEO ME2 REPRESENTATIVO PARA DETECÇÃO DE βCAROTANO. ............................................................................................................................65
FIGURA 34: SESQUITERPANOS BICÍCLICOS IDENTIFICADOS PELA TÉCNICA MIS,
MONITORANDO-SE OS ÍONS EM M/Z 123, 109, 137, 179 E 193, REPRESENTADO
*
PELO ÓLEO M-2. (EQUIPAMENTO: HP5890II/HP 5970-MSD – COLUNA HP5-MS
30M X 0,25MM X 0,25µM) .................................................................................................68
FIGURA 35: ESTRUTURAS PROPOSTAS PARA OS SESQUITERPANOS BICÍCLICOS DETECTADOS
NAS AMOSTRAS DE ÓLEOS EM ESTUDO................................................................................69
FIGURA 36: ESPECTRO DE MASSAS REPRESENTATIVO DOS SESQUITERPANOS BICÍCLICOS
(C15). DRIMANO REARRANJADO (PICO 28) E DRIMANO (PICO 30)..............................70
FIGURA 37: PROPOSTA DE FRAGMENTAÇÃO PARA OS COMPOSTOS BICÍCLICOS DO TIPO
DRIMANO................................................................................................................................71
FIGURA 38: REPRESENTAÇÃO DA FRAGMENTAÇÃO DO 8β (H)-DRIMANO COM AS
RESPECTIVAS CONTRIBUIÇÕES .............................................................................................71
FIGURA 39: FORMAÇÃO DO TRICICLOHEXAPRENOL A PARTIR DA CICLIZAÇÃO ANAERÓBIA AO
HEXAPRENOL..........................................................................................................................73
FIGURA 40: PROPOSTA DE FRAGMENTAÇÃO PARA OS COMPOSTOS TERPANOS TRICÍCLICOS.74
FIGURA 41: FRAÇÃO F1P1 DO ÓLEO LACUSTRE DE ÁGUA DOCE. (A): MIS; (B) CRI EM
M/Z 191; (C) CRI EM M/Z 217........................................................................................76
xxxii
Lista de Figuras
FIGURA 42: FRAÇÃO F1P1 DO ÓLEO LACUSTRE DE ÁGUA DOCE RECRISTALIZADO COM
ADUTO DE URÉIA. (A): MIS; (B) CRI EM M/Z 191; (C) CRI EM M/Z 217. ...........76
FIGURA 43: ESTRUTURAS DE DITERPANOS TRICÍCLICOS TIPO KAURANO...............................80
FIGURA 44: ESTRUTURA REPRESENTATIVA DOS TERPANOS PENTACÍCLICOS – HOPANO. .....81
FIGURA 45: ESTRUTURA REPRESENTATIVA DO BACTERIOHOPANOTETROL . ...........................81
FIGURA 46: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 191 MOSTRANDO A PRESENÇA
DOS TERPANOS NOS ÓLEOS LACUSTRES DE ÁGUA DOCE. .................................................77
FIGURA 47: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 191 MOSTRANDO A PRESENÇA
DOS TERPANOS NOS ÓLEOS MISTOS. ..................................................................................77
FIGURA 48: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 191 MOSTRANDO A PRESENÇA
DOS TERPANOS NOS ÓLEOS MARINHOS EVAPORÍTICO. .....................................................78
FIGURA 49: ESTRUTURA REPRESENTATIVA DO GAMACERANO. ................................................82
FIGURA 50: PROCESSO REPRESENTATIVO DA TRANSFORMAÇÃO DE TM EM TS DURANTE O
PROCESSO DE MATURAÇÃO...................................................................................................84
FIGURA 51: ESPECTRO DE MASSAS REPRESENTATIVO DA SÉRIE DOS HOPANOS
PENTACÍCLICOS. HOPANO C30 – PICO 52. ........................................................................84
FIGURA 52: ESPECTRO DE MASSAS REPRESENTATIVO DO TERPANO PENTACÍCLICO NÃO
HOPANÓICO GAMACERANO (C30) – PICO 56....................................................................85
FIGURA 53: ESTRUTURAS REPRESENTATIVAS DOS COMPOSTOS TERPANOS PENTACÍCLICOS
25-, 28- E 30-NORHOPANOS............................................................................................85
FIGURA 54: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 177 MOSTRANDO A PRESENÇA
DOS NORHOPANOS NOS ÓLEOS LACUSTRES DE ÁGUA DOCE............................................87
FIGURA 55: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 177 MOSTRANDO A PRESENÇA
DOS COMPOSTOS NORHOPANOS NOS ÓLEO MISTO M2. ...................................................87
FIGURA 56: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 177 MOSTRANDO A PRESENÇA
DOS NORHOPANOS NOS ÓLEOS MARINHOS EVAPORÍTICOS..............................................88
FIGURA 57: ESPECTROS DE MASSAS REPRESENTATIVOS DOS NORHOPANOS PENTACÍCLICOS
DA SÉRIE 28,30-BISNORHOPANO (PICO 49A); C25-NORHOPANO (PICO 49B); E 30NORHOPANO (PICO 50)........................................................................................................91
FIGURA 58: ESTRUTURAS REPRESENTATIVAS DO COMPOSTOS TERPANOS PENTACÍCLICOS DA
SÉRIE HOMOHOPANOS...........................................................................................................92
FIGURA 59: ESPECTROS DE MASSAS REPRESENTATIVOS DOS HOMOHOPANOS C31
[17α(H),21β(H); 22S E 22R] - PICO 55 (A,B), RESPECTIVAMENTE. ......................94
FIGURA 60: ESPECTROS DE MASSAS REPRESENTATIVOS DOS HOMOHOPANOS C32
[17α(H),21β(H); 22S E 22R] - PICO 58 (A,B), RESPECTIVAMENTE.......................95
FIGURA 61: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 217 MOSTRANDO A PRESENÇA
DOS ESTERANOS NOS ÓLEOS LACUSTRES DE ÁGUA DOCE. ..............................................98
FIGURA 62: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 217 MOSTRANDO A PRESENÇA
DOS ESTERANOS NOS ÓLEOS MISTOS. ...............................................................................98
FIGURA 63: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 217 MOSTRANDO A PRESENÇA
DOS ESTERANOS NOS ÓLEOS MARINHOS EVAPORÍTICOS. ................................................99
FIGURA 64: ESPECTROS DE MASSAS REPRESENTATIVOS DOS ESTERANOS NORMAIS C27
[5α(H),14α(H),17α(H); 22S E 22R] – PICOS 74 E 78, RESPECTIVAMENTE. .....101
xxxiii
Lista de Figuras
FIGURA 65: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 259 MOSTRANDO A PRESENÇA
DOS DIASTERANOS NOS ÓLEOS MARINHO-EVAPORÍTICOS.............................................102
FIGURA 66: ESPECTROS DE MASSAS REPRESENTATIVOS DOS DIASTERANOS C27
[13β (H),17α(H); 22S E 22R] – PICOS 67 E 68, RESPECTIVAMENTE....................103
FIGURA 67: COMPOSTOS AROMÁTICOS TÍPICOS ENCONTRADOS EM ÓLEOS E SEDIMENTOS.
..............................................................................................................................................109
FIGURA 68: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 253 MOSTRANDO A PRESENÇA
DOS ESTERANOS AROMÁTICOS NO ANEL C NOS ÓLEOS MARINHOS EVAPORÍTICOS.....111
FIGURA 69: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 231 MOSTRANDO A PRESENÇA
ESTERANOS TRIAROMÁTICOS DESMETILADOS NOS ÓLEOS MARINHOS
DOS
EVAPORÍTICOS. ...................................................................................................................112
FIGURA 70: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 245 MOSTRANDO A PRESENÇA
DOS ESTERANOS TRIAROMÁTICOS METILADOS NOS ÓLEOS MARINHOS EVAPORÍTICOS.
..............................................................................................................................................112
FIGURA 71: CONVERSÃO DE ESTERANOS MONOAROMÁTICOS (MA) PARA TRIAROMÁTICOS
(TA) DURANTE O PROCESSO DE EVOLUÇÃO TÉRMICA. ....................................................113
FIGURA 72: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 267 MOSTRANDO A PRESENÇA
DOS ALQUIL-ESTERANOS MONOAROMÁTICOS NOS ÓLEOS MARINHOS EVAPORÍTICOS.114
FIGURA 73: AMOSTRA ME2 COINJETADA COM PADRÃO SINTÉTICO (20R,24R)-4-METILESTIGMASTA-1,3,5(10)-TRIENO [211]. (A) MONITORAMENTO DE ÍON SELECIONADO
COM M/Z 253; (B) MONITORAMENTO DE ÍON SELECIONADO COM M/Z 211. .............117
FIGURA 74: ANÁLISE EM CG/EM DO EXTRATO DE AFLORAMENTO DA BACIA DO PARANÁ..118
FIGURA 75: ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO (20R,24R)-4-METIL-ESTIGMASTA1,3,5(10)-TRIENO [211]................................................................................................119
FIGURA 76: PROPOSTA DE FRAGMENTAÇÃO PARA FORMAÇÃO DO ÍON-FRAGMENTO EM 211
DALTONS A PARTIR DO COMPOSTO (20R,24R)-4-METIL-ESTIGMASTA-1,3,5(10)TRIENO [211].....................................................................................................................119
FIGURA 77: ESTRUTURAS PROPOSTAS PARA C21- E C22– ESTERANOS ................................121
FIGURA 78: ESTRUTURAS PROPOSTAS PARA C26-, C27-, C28- E C29- ESTERANOS ...........121
FIGURA 79: ANÁLISE EM CG/EM-EM* [TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO]
[288 → 217 (A) E 302 → 217 (B)] REPRESENTATIVO PARA IDENTIFICAÇÃO PRÉVIA
DE C21 E C22 – ESTERANOS. (A1) E (B1): AMPLIAÇÃO DO CROMATOGRAMA DE
MASSAS NA REGIÃO DE INTERESSE....................................................................................122
FIGURA 80: ANÁLISE EM CG/EM-EM* [TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO]
[358 → 217 (A); 372 → 217 (B); 386 → 217 (C); E 400 → 217 (D)];
REPRESENTATIVO PARA IDENTIFICAÇÃO PRÉVIA DE C26 - C29 – ESTERANOS NA
AMOSTRA ME1. (A1) A (D1): AMPLIAÇÃO DO CROMATOGRAMA DE MASSAS NA REGIÃO
DE INTERESSE......................................................................................................................123
FIGURA 81: ANÁLISE EM CG/EM-EM* [TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO]
[358 → 217 (A); 372 → 217 (B); 386 → 217 (C); E 400 → 217 (D)];
REPRESENTATIVO PARA IDENTIFICAÇÃO PRÉVIA DE C26 - C29 – ESTERANOS NA
AMOSTRA ME2. (A1) A (D1): AMPLIAÇÃO DO CROMATOGRAMA DE MASSAS NA REGIÃO
DE INTERESSE......................................................................................................................124
xxxiv
Lista de Figuras
FIGURA 82: ANÁLISE EM CG/EM-EM* [TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO]
[372 → 217 (A) E (A1); 386 → 217 (B) E (B1); E 400 → 217 (C) E (C1)];
REPRESENTATIVO PARA IDENTIFICAÇÃO PRÉVIA DE C26 - C29 – ESTERANOS NA
AMOSTRA TIPO LAD............................................................................................................125
FIGURA 83: ANÁLISE EM CG/EM-EM* [TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO]
[372 → 217 (A); 386 → 217 (B); E 400 → 217 (C)]; REPRESENTATIVO PARA
IDENTIFICAÇÃO PRÉVIA DE C26 - C29 – ESTERANOS NA AMOSTRA M2. ........................126
FIGURA 84: ESTRUTURA REPRESENTATIVA PARA A CLASSE DE COMPOSTOS 24-N-PROPIL- E
24-ISOPROPILCOLESTANOS [4-DES-ESTERANOS (C30)]...............................................129
FIGURA 85: ESTRUTURAS DOS PRECURSORES DOS COMPOSTOS 24-PROPIL-COLESTANOS.
..............................................................................................................................................129
FIGURA 86: MECANISMO DE FRAGMENTAÇÃO PROPOSTO PARA DERIVADOS DO ESTERANO.
..............................................................................................................................................130
FIGURA 87: C30 – DESMETIL-ESTERANOS (↓) FORAM DETECTADOS PELA COMPARAÇÃO DO
RESULTADO OBTIDO DA ANÁLISE DE MONITORAMENTO DOS ÍONS SELECIONADOS EM M/Z
217 + 231 + 414 POR CG-EM E CONFIRMADO SUA PRESENÇA PELA TRANSIÇÃO ÍON
+.
PRECURSOR– ÍON PRODUTO [M (414) → 217 DALTONS] POR CGAR/EM-EM. ...131
FIGURA 88: DISTRIBUIÇÃO DE 4-DESMETIL-ESTERANOS (C30) [24-N-PROPIL- E 24ISOPROPILCOLESTANOS] NA FRAÇÃO SATURADA DAS AMOSTRAS TIPO ME, OBTIDO PELO
+.
MONITORAMENTO DA TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO [M (414) → 217
DALTONS] (MRM/CG/EM-EM).......................................................................................132
FIGURA 89: ESTRUTURAS REPRESENTATIVAS DA CLASSE 4-METIL-ESTERANOS [C28 – C30]
E DINOSTERANOS................................................................................................................134
FIGURA 90: MECANISMO DE FRAGMENTAÇÃO PROPOSTO PARA 4-METIL-ESTERANOS. .......135
FIGURA 91: ESQUEMA DIAGENÉTICO PROPOSTO POR WOLF E COLABORADORES, 1986 (A E
58, 59
, PARA A FORMAÇÃO DE 4-METIL-ESTERANOS E 4-METIL-DIASTERANOS A PARTIR
B)
DE 4-METIL-ESTERAN-3-OL...............................................................................................136
FIGURA 92: ESTRUTURAS REPRESENTATIVAS DO DINOSTEROL E DINOSTANOL..................137
FIGURA 93: ESTRUTURAS REPRESENTATIVAS DA CLASSE 2-METIL E 3-METIL-ESTERANOS
[C28 – C30]. .......................................................................................................................138
FIGURA 94: DISTRIBUIÇÃO DE METIL-ESTERANOS (C30) [2-; 3-; E 4-METIL-ESTERANOS]
NA FRAÇÃO SATURADA DO ÓLEO ME-1, OBTIDO PELO MONITORAMENTO DA TRANSIÇÃO
+.
ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO [M
(414) → 231 DALTONS; M+. (414) → 95
+.
DALTONS; E M (414) → 98] (MRM/CG/EM-EM)..................................................140
FIGURA 95: DISTRIBUIÇÃO DE METIL-ESTERANOS (C30) [2-; 3-; E 4-METIL-ESTERANOS;
E DINOSTERANOS] NA FRAÇÃO SATURADA DO ÓLEO ME-2, OBTIDO PELO
+.
MONITORAMENTO DA TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO [M (414) → 231
+.
(414) → 95 DALTONS; E M+. (414) → 98] (MRM/CG/EM-EM).
DALTONS; M
..............................................................................................................................................141
FIGURA 96: DISTRIBUIÇÃO DE METIL-ESTERANOS (C30) [2-; 3-; E 4-METIL-ESTERANOS]
NA FRAÇÃO SATURADA DO ÓLEO LAD-1, OBTIDO PELO MONITORAMENTO DA TRANSIÇÃO
+.
ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO [M
(414) → 231 DALTONS] (MRM/CG/EMEM)......................................................................................................................................142
xxxv
Lista de Figuras
FIGURA 97: PERFIL CROMATOGRÁFICO DA ANÁLISE POR CG/EM-EM (MRM) DOS PADRÕES
SINTÉTICOS: (A) SOBREPOSIÇÃO DOS CROMATOGRAMAS DOS COMPONENTES
(20R,24R)-2α-METIL-ESTIGMASTANO
[135]
E
(20R,24R)-3β -METIL+.
ESTIGMASTANO [136] NA TRANSIÇÃO [M
(414) → 231 DALTONS; (B) A (D)
(20R,24R)-2α-METIL-ESTIGMASTANO
[135]
(20R,24R)-4α-METILE
+.
ESTIGMASTANO [139] PARA AS TRANSIÇÕES [M
(414) → 231 DALTONS; M+.
(414) → 95 DALTONS; E M+. (414) → 98 DALTONS]...............................................143
FIGURA 98: (A) ANÁLISE POR CG/EM-EM (MRM) DE METIL-ESTERANOS (C30) E
+.
(414) → 231 DALTONS]. (B) COINJEÇÃO DA
DINOSTERANOS DO ÓLEO ME [M
AMOSTRA ME COM PADRÃO (20R,24R)-2α-METIL-ESTIGMASTANO [135]...............144
FIGURA 99: (A) ANÁLISE POR CG/EM-EM (MRM) DE METIL-ESTERANOS (C30) E
+.
(414) → 231 DALTONS]. (C) COINJEÇÃO DA
DINOSTERANOS DO ÓLEO ME [M
AMOSTRA ME COM PADRÃO (20R,24R)-3β-METIL-ESTIGMASTANO [136]. ..............145
FIGURA 100: (A) ANÁLISE POR CG/EM-EM (MRM) DE METIL-ESTERANOS (C30) E
+.
DINOSTERANOS DO ÓLEO ME [M
(414) → 231 DALTONS]. (D) COINJEÇÃO DA
AMOSTRA ME COM PADRÃO (20R,24R)-4α-METIL-ESTIGMASTANO [139]...............146
FIGURA 101: PERFIL CROMATOGRÁFICO DA ANÁLISE POR CG/EM-EM (MRM) DO ÓLEO
ME1 DOS ANÁLOGOS C28 – C29-METIL-ESTERANOS. (A) TRANSIÇÃO [M+. (386) →
231 DALTONS]. (B) TRANSIÇÃO [M+. (400) → 231 DALTONS]...............................147
FIGURA 102: PERFIL CROMATOGRÁFICO DA ANÁLISE POR CG/EM-EM (MRM)
+.
+.
MONITORANDO AS TRANSIÇÕES [M (386) → 231 DALTONS; E M (400) → 231
DALTONS] DOS ANÁLOGOS C28 – C29-METIL-ESTERANOS. (C) E (D) ÓLEO ME2; (E)
E (F) ÓLEO LAD1; (G) E (H) ÓLEO LAD2; (I) E (J) ÓLEO M2..............................148
FIGURA 103: REPRESENTAÇÃO ESTRUTURAL DA CLASSE 3-ALQUIL-ESTERANOS. ...............149
FIGURA 104: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE DISTRIBUIÇÃO DA CLASSE 3-ALQUILCOLESTANOS DOS ÓLEOS ME-1 E ME-2 ANALISADOS POR CG/EM-EM (MRM). (A)
TRANSIÇÃO [M+. (400) → 245 DALTONS]; (B) TRANSIÇÃO [M+. (414) → 259
+.
(428) → 273 DALTONS]; (D) TRANSIÇÃO [M+.
DALTONS]; (C) TRANSIÇÃO [M
(442) → 287 DALTONS]. ................................................................................................150
FIGURA 105: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE DISTRIBUIÇÃO DA CLASSE 3-ALQUILCOLESTANOS DOS ÓLEOS LAD-1 E LAD-2 ANALISADOS POR CG/EM-EM (MRM).
(A) TRANSIÇÃO [M+. (400) → 245 DALTONS]; (B) TRANSIÇÃO [M+. (414) → 259
+.
DALTONS]; (C) TRANSIÇÃO [M
(428) → 273 DALTONS]; (D) TRANSIÇÃO [M+.
(442) → 287 DALTONS]. ................................................................................................151
FIGURA 106: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE DISTRIBUIÇÃO DA CLASSE 3-ALQUIL-24-METILCOLESTANO DOS ÓLEOS ME-1 E ME-2 ANALISADOS POR CG/EM-EM (MRM). (A)
TRANSIÇÃO [M+. (414) → 245 DALTONS]; (B) TRANSIÇÃO [M+. (428) → 259
+.
DALTONS]; (C) TRANSIÇÃO [M
(442) → 273 DALTONS]; (D) TRANSIÇÃO [M+.
(456) → 287 DALTONS]. ................................................................................................151
FIGURA 107: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE DISTRIBUIÇÃO DA CLASSE 3-ALQUIL-24-METILCOLESTANOS DOS ÓLEOS LAD-1 E LAD-2 ANALISADOS POR CG/EM-EM (MRM).
(A) TRANSIÇÃO [M+. (414) → 245 DALTONS]; (B) TRANSIÇÃO [M+. (428) → 259
+.
DALTONS]; (C) TRANSIÇÃO [M
(442) → 273 DALTONS]; (D) TRANSIÇÃO [M+.
(456) → 287 DALTONS]. ................................................................................................152
xxxvi
Lista de Figuras
FIGURA 108: PERFIL
3-ALQUIL-24-ETILME-1 E ME-2 ANALISADOS POR CG/EM-EM (MRM). (A)
TRANSIÇÃO [M+. (428) → 245 DALTONS]; (B) TRANSIÇÃO [M+. (442) → 259
+.
DALTONS]; (C) TRANSIÇÃO [M
(456) → 273 DALTONS]; (D) TRANSIÇÃO [M+.
(470) → 287 DALTONS]. ................................................................................................152
FIGURA 109: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE DISTRIBUIÇÃO DA CLASSE 3-ALQUIL-24-ETILCOLESTANOS DO ÓLEO LAD-1 ANALISADO POR CG/EM-EM (MRM). (A) TRANSIÇÃO
[M+. (428) → 245 DALTONS]; (B) TRANSIÇÃO [M+. (442) → 259 DALTONS]; (C)
TRANSIÇÃO [M+. (456) → 273 DALTONS]; (D) TRANSIÇÃO [M+. (470) → 287
DALTONS]. ...........................................................................................................................153
FIGURA 110: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE 3-METIL-COLESTANOS POR COINJEÇÃO DE
PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (A)
CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 231) DO ÓLEO ME. (A1) CROMATOGRAMA DE MIS
(M/Z 231) AMPLIADO NA REGIÃO DE INTERESSE. (A2) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z
231) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3α(METIL)-5β(H)COLESTANO [144]. (A3) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 231) REFERENTE À
COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3β (METIL)-5α(H)-COLESTANO [149]....156
FIGURA 111: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE 3-ETIL-COLESTANOS POR COINJEÇÃO DE
PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (B)
CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 245) DO ÓLEO ME. (B1) CROMATOGRAMA DE MIS
(M/Z 245) AMPLIADO NA REGIÃO DE INTERESSE. (B2) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z
245) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3α(ETIL)-5β(H)COLESTANO [166]. (B3) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 245) REFERENTE À
COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3β (ETIL)-5α(H)-COLESTANO [170]......157
FIGURA 112: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE 3-PROPIL-COLESTANOS POR COINJEÇÃO DE
PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (C)
CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 259) DO ÓLEO ME. (C1) CROMATOGRAMA DE MIS
(M/Z 259) AMPLIADO NA REGIÃO DE INTERESSE. (C2) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z
259) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3α(PROPIL)-5β(H)COLESTANO [176]. (C3) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 259) REFERENTE À
COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3β (PROPIL)-5α(H)-COLESTANO [179]. 158
FIGURA 113: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE 3-METIL-ESTIGMASTANOS POR COINJEÇÃO
DE PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (A1)
CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 231) DO ÓLEO ME AMPLIADO NA REGIÃO DE
INTERESSE. (A4) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 231) REFERENTE À COINJEÇÃO DA
AMOSTRA ME COM PADRÃO 3α(METIL)-5β (H)-ESTIGMASTANO [161]. (A5)
CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 231) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM
PADRÃO 3β(METIL)-5α(H)-ESTIGMASTANO [164]. ......................................................159
FIGURA 114: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE 3-ETIL-ESTIGMASTANOS POR COINJEÇÃO DE
PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (B1)
CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 245) DO ÓLEO ME AMPLIADO NA REGIÃO DE
INTERESSE. (B4) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 245) REFERENTE À COINJEÇÃO DA
AMOSTRA ME
COM PADRÃO 3α(ETIL)-5β (H)-ESTIGMASTANO [173].
(B5)
CROMATOGRÁFICO DE DISTRIBUIÇÃO DA CLASSE
COLESTANOS DOS ÓLEOS
xxxvii
Lista de Figuras
CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 245) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM
PADRÃO 3β(ETIL)-5α(H)-ESTIGMASTANO [175]. .........................................................160
FIGURA 115: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE 3-PROPIL-ESTIGMASTANOS POR COINJEÇÃO
DE PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (C1)
CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 259) DO ÓLEO ME AMPLIADO NA REGIÃO DE
INTERESSE. (C4) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 259) REFERENTE À COINJEÇÃO DA
COM PADRÃO 3α(ETIL)-5β (H)-ESTIGMASTANO [181].
(C5)
AMOSTRA ME
CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 259) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM
PADRÃO 3β(ETIL)-5α(H)-ESTIGMASTANO [182]. .........................................................161
FIGURA 116: ESTRUTURA DO 5β(H)-COLANO. ......................................................................164
FIGURA 117: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE ESTIGMASTANOS POR COINJEÇÃO DE
PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (A)
CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 217) DO ÓLEO ME AMPLIADO NA REGIÃO DE
INTERESSE. (A1) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 217) REFERENTE À COINJEÇÃO DA
AMOSTRA ME COM PADRÃO 5β (H)-ESTIGMASTANO [88]. (A2) CROMATOGRAMA DE
MIS (M/Z 217) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 5α(H)ESTIGMASTANO [90]..........................................................................................................165
FIGURA 118: PERFIL CROMATOGRÁFICO DA ANÁLISE POR CG/EM (MIS) EM M/Z 217. (A)
FRAÇÃO NEUTRA (F1P1) DO ÓLEO LAD. (B) FRAÇÃO NEUTRA (F1P1) DO ÓLEO LAD
FORTIFICADA COM PADRÃO SINTÉTICO 5β(H)-COLANO..................................................166
FIGURA 119: PERFIL CROMATOGRÁFICO DA ANÁLISE POR CG/EM (MIS) EM M/Z 217. (A)
FRAÇÃO NEUTRA (F1P1) DO ÓLEO ME. (B) FRAÇÃO NEUTRA (F1P1) DO ÓLEO ME
FORTIFICADA COM PADRÃO SINTÉTICO 5β(H)-COLANO..................................................167
FIGURA 120: REARRANJO DE MCLAFFERTY MOSTRANDO A FORMAÇÃO DO ÍON-FRAGMENTO
COM RELAÇÃO M/Z 74 PARA OS ÉSTERES LINEARES........................................................176
FIGURA 121: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍON EXTRAÍDO EM M/Z 74 OBTIDO DA ANÁLISE
POR CG/EM (VARREDURA DE ÍONS TOTAIS) DA FRAÇÃO EM DOS ÓLEOS LAD-1 E
LAD-2. ................................................................................................................................179
FIGURA 122: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍON EXTRAÍDO EM M/Z 74 OBTIDO DA ANÁLISE
POR CG/EM (VARREDURA DE ÍONS TOTAIS) DA FRAÇÃO EM DOS ÓLEOS ME -1 E ME 2...........................................................................................................................................180
FIGURA 123: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍON EXTRAÍDO EM M/Z 74 OBTIDO DA ANÁLISE
POR CG/EM (VARREDURA DE ÍONS TOTAIS) DA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M-1 E M-2. .181
FIGURA 124: ESPECTRO DE MASSAS REPRESENTATIVO DOS ÉSTERES METÍLICOS DERIVADOS
DOS ÁCIDOS HEXADECANÓICO (C16) E OCTADECANÓICO (C18) PRESENTES NAS
FRAÇÕES EM. ......................................................................................................................183
FIGURA 125: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍON RECONSTRUÍDO EM M/Z 71 OBTIDO DA
ANÁLISE POR CG/EM (VARREDURA DE ÍONS TOTAIS) DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO LAD1...........................................................................................................................................186
FIGURA 126: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍON RECONSTRUÍDO EM M/Z 71 OBTIDO DA
ANÁLISE POR CG/EM (VARREDURA DE ÍONS TOTAIS) DA FRAÇÃO HAC DOS ÓLEOS ME1...........................................................................................................................................187
xxxviii
Lista de Figuras
FIGURA 127: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍON RECONSTRUÍDO EM M/Z 71 OBTIDO DA
ANÁLISE POR CG/EM (VARREDURA DE ÍONS TOTAIS) DA FRAÇÃO HAC DOS ÓLEOS ME2...........................................................................................................................................188
FIGURA 128: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍON RECONSTRUÍDO EM M/Z 71 OBTIDO DA
ANÁLISE POR CG/EM (VARREDURA DE ÍONS TOTAIS) DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO M-2.
..............................................................................................................................................189
FIGURA 129: (A) PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS EM M/Z 74 OBTIDO A
PARTIR DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS; (A1) AMPLIAÇÃO DA REGIÃO
CIRCULADA NO PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS RECONSTRUÍDOS EM M/Z 74; M/Z
55; M/Z 83; M/Z 97; E M/Z 296 (M+.).......................................................................191
FIGURA 130: ESPECTROS DE MASSAS REPRESENTATIVOS PARA OS COMPONENTES [183] E
[184]. .................................................................................................................................192
FIGURA 131: ESPECTROS DE MASSAS DA BIBLIOTECA NIST PARA OS COMPONENTES
4-METIL-CICLOEXANO-CARBOXILATO
[185];
PADRÕES
DE
METILA
ÁCIDO
CICLOEXANOBUTANÓICO [185A] E CICLOEPTIL-CARBOXILATO DE METILA [186].......193
FIGURA 132: PERFIL CROMATOGRÁFICO AMPLIADO OBTIDO DA ANÁLISE POR VARREDURA DE
ÍONS TOTAIS DA AMOSTRA LAD1 – FRAÇÃO EM............................................................194
FIGURA 133: COMPARAÇÃO DO ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO 183A COM
ESPECTROS DA BIBLIOTECA NIST, INDICANDO COMO MAIOR PROBABILIDADE
(70.25%) SER O COMPONENTE ÁCIDO 3,5,7,11-METIL-HEXADECANÓICO. .............195
FIGURA 134: ESTRUTURAS REPRESENTATIVAS PARA O ÁCIDO ABIÉTICO E ÁCIDO PIMÁRICO.
..............................................................................................................................................196
FIGURA 135: PROPOSTA SUGERIDA PARA A FORMAÇÃO DOS ÁCIDOS TERPÂNICOS DE CADEIA
LATERAL ESTENDIDA A PARTIR DO TRICICLOHEXAPRENOL. ..............................................197
FIGURA 136: ESTRUTURAS DE ÁCIDOS TERPÂNICOS TRICÍCLICOS MONITORADOS NA FRAÇÃO
EM DAS AMOSTRAS EM ESTUDO. .......................................................................................198
FIGURA 137: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS EM M/Z 191 OBTIDO A PARTIR
DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DOS ÓLEOS LAD1 E
LAD2...................................................................................................................................199
FIGURA 138: ESPECTROS DE MASSAS DE COMPONENTES TERPANOS TRICÍCLICOS ÁCIDOS E
NEUTROS PROVENIENTES DO SOFTWARE DA BIBLIOTECA NIST05..................................200
FIGURA 139: [A] ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [187] E A RESPECTIVA PROPOSTA
ESTRUTURAL. [B] ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [188] E A RESPECTIVA
PROPOSTA ESTRUTURAL. .....................................................................................................201
FIGURA 140: [B1] PERFIL CROMATOGRÁFICO (EXPANDIDO) DE ÍONS EXTRAÍDOS EM M/Z
191 OBTIDO A PARTIR DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM
DO ÓLEO LAD2; [B2] PERFIL CROMATOGRÁFICO DA VARREDURA DE ÍONS PRODUTOS
(VIP) NA FAIXA DE MASSAS DO COMPOSTO [187]; [B3] PERFIL CROMATOGRÁFICO DO
MONITORAMENTO DE REAÇÃO SIMPLES (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+. (320) → 191]
PARA O COMPOSTO [187]; [B4] PERFIL CROMATOGRÁFICO DA VARREDURA DE ÍONS
PRODUTOS (VIP) NA FAIXA DE MASSAS DO COMPOSTO [188]; [B5] PERFIL
CROMATOGRÁFICO DO MONITORAMENTO DE REAÇÃO SIMPLES (MRS) DA TRANSIÇÃO
[M+. (334) → 191] PARA O COMPOSTO [188]; [B6] PERFIL DO ESPECTRO DE
MASSAS PROVENIENTES DA VIP E VIPRE PARA OS COMPOSTOS [187] E [188].......202
xxxix
Lista de Figuras
FIGURA 141: ESTRUTURAS
DOS ÉSTERES METÍLICOS DOS ÁCIDOS TERPÂNICOS TRICÍCLICOS
[187] E [188] DETECTADOS NA
FRAÇÃO EM DOS ÓLEOS ESTUDADOS NESTE TRABALHO. ................................................203
FIGURA 142: PROPOSTAS DE FRAGMENTAÇÃO DOS COMPOSTOS ÁCIDOS TERPANÓICOS
+.
– 15];
TRICÍCLICOS [187] E [188] PARA FORMAÇÃO DOS ÍONS-FRAGMENTOS [M
M/Z 191; E M/Z 123. .......................................................................................................204
FIGURA 143: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS EM M/Z 191 OBTIDO A PARTIR
DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DOS ÓLEOS ME1 E ME2.
..............................................................................................................................................205
FIGURA 144: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS EM M/Z 191 OBTIDO A PARTIR
DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M2...............206
FIGURA 145: [A] PERFIL CROMATOGRÁFICO DA VARREDURA DE ÍONS TOTAIS ÍONS OBTIDO
PELA ANÁLISE POR CGAR/EM DA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1. [A1]/[[A2] AMPLIAÇÃO
DO CROMATOGRAMA DE VIT; [B] PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS EM
M/Z 163; [C] PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS EM M/Z 177; [D]
PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS EM M/Z 191.........................................207
FIGURA 146: ESPECTROS DE MASSAS DOS COMPONENTES DETECTADOS NA FRAÇÃO EM DO
ÓLEO M1. [COMPONENTES 189 A 196].........................................................................208
FIGURA 147: COMPARAÇÃO DO ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [189] COM
ESPECTROS DA BIBLIOTECA NIST, INDICANDO COMO MAIOR PROBABILIDADE
(90.67%) SER O COMPONENTE DERIVADO DO ÁCIDO DEHIDROABIÉTICO..................209
FIGURA 148: COMPARAÇÃO DO ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [196] COM
ESPECTROS DA BIBLIOTECA NIST, INDICANDO COMO MAIOR PROBABILIDADE
(95.65%) SER O COMPONENTE DERIVADO DO ÁCIDO 7-OXO-DEHIDRO-ABIÉTICO....210
FIGURA 149: ESTRUTURAS PROPOSTAS PARA OS COMPONENTES ÁCIDOS TRICÍCLICOS
[189] E [196] DETECTADOS NA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1.........................................210
FIGURA 150: [A] PERFIL CROMATOGRÁFICO (EXPANDIDO) DA ANÁLISE POR VARREDURA DE
ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1; [A1] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA
+.
TRANSIÇÃO [M
(314) → 74] PARA O COMPOSTO [189]; [A2] PERFIL
+.
CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M (314) → 299; (M – CH3)] PARA O
+.
COMPOSTO [189]; [A3] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M
(314) → 239] PARA O COMPOSTO [189]; [A4] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS)
DA TRANSIÇÃO [M/Z 299 (M – CH3) → 239] PARA O COMPOSTO [189]................212
FIGURA 151: PROPOSTA DE FRAGMENTAÇÃO DO COMPONENTE [189] PARA FORMAÇÃO DOS
+.
+.
ÍONS-FRAGMENTOS EM 299 DALTONS [M – CH3] E 239 DALTONS [M – C3H7O2;
OU M/Z 299 – C2H4O2]...................................................................................................213
FIGURA 152: ESTRUTURAS DE ÁCIDOS TERPÂNICOS TRICÍCLICOS ESTERIFICADOS,
PROPOSTOS PARA O COMPONENTE [190] DETECTADO NA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1..214
FIGURA 153: [A] PERFIL CROMATOGRÁFICO (EXPANDIDO) DA ANÁLISE POR VARREDURA DE
ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1; [A1] PERFIL CROMATOGRÁFICO (VIP) DA
+.
TRANSIÇÃO [M
(298) → 70 - 310] PARA O COMPOSTO [190]; [A2] PERFIL
+.
CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M (298) → 283; (M – CH3)] PARA O
+.
COMPOSTO [190]; [A3] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M
(298) → 163] PARA O COMPOSTO [190]; [A4] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS)
ESTERIFICADOS PROPOSTAS PARA OS COMPONENTES
xl
Lista de Figuras
[M+. (298) → 267] PARA O COMPOSTO [190]. [A5] PERFIL DO
+.
ESPECTRO DE MASSAS OBTIDO POR GCAR/EM-EM (VIP) [M (298) → 70 - 310].
..............................................................................................................................................215
FIGURA 154: PROPOSTA DE FRAGMENTAÇÃO DO COMPONENTE [190] PARA FORMAÇÃO DOS
+.
+.
.
ÍONS-FRAGMENTOS EM 283 DALTONS [M – CH3]; 267 DALTONS [M – OCH3 ],
+.
E 163 DALTONS [M – 135]..........................................................................................216
FIGURA 155: [A] PERFIL CROMATOGRÁFICO (EXPANDIDO) DA ANÁLISE POR VARREDURA
DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1; [A1] PERFIL CROMATOGRÁFICO (VIP)
+.
DA TRANSIÇÃO [M (312) → 70 - 320] PARA O COMPOSTO [191]; [A2] PERFIL
+.
CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M (312) → 297; (M – CH3)] PARA O
+.
COMPOSTO [191]; [A3] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M
(312) → 163] PARA O COMPOSTO [191]; [A4] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS)
+.
(312) → 177] PARA O COMPOSTO [191]. [A5] PERFIL
DA TRANSIÇÃO [M
+.
(312) → 281] PARA O COMPOSTO
CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M
[191]. [A6] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+. (312) → 283]
PARA O COMPOSTO [191]. [A7] PERFIL DO ESPECTRO DE MASSAS OBTIDO POR
GCAR/EM-EM (VIP) [M+. (312) → 70 - 320]. ......................................................217
FIGURA 156: [A] PERFIL CROMATOGRÁFICO (EXPANDIDO) DA ANÁLISE POR VARREDURA DE
ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1; [A1] PERFIL CROMATOGRÁFICO (VIP) DA
+.
TRANSIÇÃO [M
(326) → 70 - 330]; [A2] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA
+.
(326) → 311; (M – CH3)]; [A3] PERFIL CROMATOGRÁFICO
TRANSIÇÃO [M
(MRS) DA TRANSIÇÃO [M+. (326) → 163]; [A4] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS)
+.
DA TRANSIÇÃO [M
(326) → 177]. [A5] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA
+.
TRANSIÇÃO [M
(326) → 191]. [A6] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA
+.
(326) → 295]. [A7] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA
TRANSIÇÃO [M
+.
TRANSIÇÃO [M
(326) → 297]. [A8] – [A11] PERFIL DO ESPECTRO DE MASSAS
+.
OBTIDO POR GCAR/EM-EM (VIP) [M
(326) → 70 - 330] PARA OS
COMPONENTES [192], [193], [194], [195] RESPECTIVAMENTE..............................218
FIGURA 157: ESTRUTURAS DE ÁCIDOS TERPÂNICOS TRICÍCLICOS ESTERIFICADOS,
PROPOSTO PARA OS COMPONENTES [190], [191] E [193] DETECTADO NA FRAÇÃO
EM DO ÓLEO M1.................................................................................................................219
FIGURA 158: ESPECTROS DE MASSAS DE COMPONENTES AROMÁTICOS TERPANOS
TRICÍCLICOS ÁCIDOS PROVENIENTES DO SOFTWARE DA BIBLIOTECA NIST05. .............221
FIGURA 159: [A] PERFIL CROMATOGRÁFICO (EXPANDIDO) DA ANÁLISE POR VARREDURA DE
ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1; [A1] PERFIL CROMATOGRÁFICO (VIP) DA
+.
TRANSIÇÃO [M (328) → 253].....................................................................................222
FIGURA 160: [A]-[C] PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS EM M/Z 191 OBTIDO
A PARTIR DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO HAC DOS ÓLEOS
LAD-1, M-2 E ME-1. .......................................................................................................223
FIGURA 161: [A]-[B] ESPECTROS DE MASSAS DOS COMPONENTES [188A] E [197].....224
FIGURA 162: ESTRUTURAS REPRESENTATIVA PARA OS ÁCIDOS TERPANÓICOS
PENTACÍCLICOS DO TIPO HOPANO......................................................................................226
DA TRANSIÇÃO
xli
Lista de Figuras
FIGURA 163: PERFIL
(M/Z 191) OBTIDO A PARTIR
FRAÇÃO EM DOS ÓLEOS: [A] LAD1; [B] LAD-2. ..................................................................................................................227
FIGURA 164: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS (M/Z 191) OBTIDO A PARTIR
DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DOS ÓLEOS: [C] ME-1;
[D] ME-2. ..........................................................................................................................227
FIGURA 165: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS (M/Z 191) OBTIDO A PARTIR
DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DOS ÓLEOS: [E] M-1;
[F] M-2. .............................................................................................................................228
FIGURA 166: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS (M/Z 235; M/Z 249; M/Z
263; E M/Z 277) OBTIDOS A PARTIR DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA
FRAÇÃO EM REPRESENTATIVO PARA OS ÓLEOS LAD; ME; E M. ..................................229
FIGURA 167: ESPECTROS DE MASSAS REPRESENTATIVOS PARA OS COMPONENTES ÉSTERES
METÍLICOS DERIVADOS DE ÁCIDOS HOPANÓICOS (C30 – C33) DETECTADOS NA FRAÇÃO
EM DOS ÓLEOS EM ESTUDO...............................................................................................230
FIGURA 168: ESPECTROS DE MASSAS COMPARATIVO DOS DIASTEREOISÔMEROS ÉSTERES
METÍLICOS DERIVADOS DE ÁCIDOS HOPANÓICOS (C30H50O2) DETECTADOS NA FRAÇÃO
EM DO ÓLEO TIPO LAD......................................................................................................232
FIGURA 169: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS (M/Z 191) OBTIDO A PARTIR
DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO M-2,
REPRESENTATIVO PARA OS DEMAIS ÓLEOS EM ESTUDO. ..................................................233
FIGURA 170: ESPECTROS DE MASSAS REPRESENTATIVOS PARA OS COMPONENTES
HIDROCARBONETOS DERIVADOS DE ÁCIDOS HOPANÓICOS (C30 – C33) DETECTADOS NA
FRAÇÃO HAC DOS ÓLEOS EM ESTUDO. .............................................................................233
FIGURA 171: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE ÁCIDO 5β(H)- E 5α(H)-ESTIGMASTAN-3IL-METANÓICO POR COINJEÇÃO DE PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E
ANÁLISE POR CG/EM-EM (MRS). (A) PERFIL CROMATOGRÁFICO DA FRAÇÃO HAC DO
+.
(414) → 231 DALTONS]; (A1)
ÓLEO LAD-1 OBTIDO DA TRANSIÇÃO [M
COINJEÇÃO
3α(METIL)-5β(H),14α(H),17α(H)DO
PADRÃO
SINTÉTICO
+.
ESTIGMASTANO [232]. TRANSIÇÃO [M (414) → 231 DALTONS]; (A2) COINJEÇÃO
DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(METIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [237].
TRANSIÇÃO [M+. (414) → 231 DALTONS]. ..................................................................239
FIGURA 172: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE ÁCIDO 5β(H)- E 5α(H)-ESTIGMASTAN-3IL-PROPANÓICO POR COINJEÇÃO DE PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E
ANÁLISE POR CG/EM-EM (MRS). (B) PERFIL CROMATOGRÁFICO DA FRAÇÃO HAC DO
+.
ÓLEO ME-1 OBTIDO DA TRANSIÇÃO [M (442) → 259 DALTONS]; (B1) COINJEÇÃO
DO PADRÃO SINTÉTICO 3α(PROPIL)-5β(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [234].
TRANSIÇÃO [M+. (442) → 259 DALTONS]; (B2) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO
3β(PROPIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [239]. TRANSIÇÃO [M+.
(414) → 231 DALTONS]. ................................................................................................240
FIGURA 173: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE ÁCIDO 5β(H)- E 5α(H)-ESTIGMASTANÓICO
CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS
DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA
POR COINJEÇÃO DE PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR
CG/EM (MIS). (A) PERFIL CROMATOGRÁFICO DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO M-2 OBTIDO
DO MONITORAMENTO EM 217 DALTONS; (A1) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO
xlii
Lista de Figuras
5β(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [231]. MIS> M/Z 217; (A2) COINJEÇÃO
5α(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [236]. MIS> M/Z
217......................................................................................................................................241
FIGURA 174: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE ÁCIDO 5β(H)- E 5α(H)-COLESTAN-3-IL
METANÓICO; 5β(H)- E 5α(H)-ESTIGMASTAN-3-IL METANÓICO POR COINJEÇÃO DE
PADRÕES SINTÉTICOS COM A FRAÇÃO HAC DA AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR
CG/EM (MIS). (B) PERFIL CROMATOGRÁFICO DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO M-2 OBTIDO
DO MONITORAMENTO EM 231 DALTONS; (B1) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO
3(α)METIL-5β(H),14α(H),17α(H)-COLESTANO [223]. MIS> M/Z 231; (B2)
COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(METIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-COLESTANO
[227]. MIS> M/Z 231. (B3) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3(α)METIL5β(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [232]. MIS> M/Z 231. (B4) COINJEÇÃO
DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(METIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [237].
MIS> M/Z 231..................................................................................................................242
FIGURA 175: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE ÁCIDO 5β(H)- E 5α(H)-COLESTAN-3-IL
ETANÓICO; 5β(H)- E 5α(H)-ESTIGMASTAN-3-IL ETANÓICO POR COINJEÇÃO DE
PADRÕES SINTÉTICOS COM A FRAÇÃO HAC DA AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR
CG/EM (MIS). (B) PERFIL CROMATOGRÁFICO DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO M-2 OBTIDO
DO MONITORAMENTO EM 245 DALTONS; (B1) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO
3(α)ETIL-5β(H),14α(H),17α(H)-COLESTANO [224]. MIS> M/Z 245; (B2)
COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(ETIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-COLESTANO
[228]. MIS> M/Z 245. (B3) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3(α)ETIL5β(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [233]. MIS> M/Z 245. (B4) COINJEÇÃO
DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(ETIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [238].
MIS> M/Z 245..................................................................................................................243
FIGURA 176: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE ÁCIDO 5β(H)- E 5α(H)-COLESTAN-3-IL
PROPANÓICO; 5β(H)- E 5α(H)-ESTIGMASTAN-3-IL PROPANÓICO POR COINJEÇÃO DE
PADRÕES SINTÉTICOS COM A FRAÇÃO HAC DA AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR
CG/EM (MIS). (B) PERFIL CROMATOGRÁFICO DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO M-2 OBTIDO
DO MONITORAMENTO EM 259 DALTONS; (B1) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO
3(α)PROPIL-5β(H),14α(H),17α(H)-COLESTANO [225]. MIS> M/Z 259; (B2)
COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(PROPIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-COLESTANO
[229]. MIS> M/Z 259. (B3) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3(α)PROPIL5β(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [234]. MIS> M/Z 259. (B4) COINJEÇÃO
DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(PROPIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [239].
MIS> M/Z 259..................................................................................................................244
FIGURA 177: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE ÁCIDO 5β(H)- E 5α(H)-COLESTAN-3-IL
BUTANÓICO; 5β(H)- E 5α(H)-ESTIGMASTAN-3-IL BUTANÓICO POR COINJEÇÃO DE
PADRÕES SINTÉTICOS COM A FRAÇÃO HAC DA AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR
CG/EM (MIS). (B) PERFIL CROMATOGRÁFICO DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO M-2 OBTIDO
DO MONITORAMENTO EM 273 DALTONS; (B1) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO
3(α)BUTIL-5β(H),14α(H),17α(H)-COLESTANO [226]. MIS> M/Z 273; (B2)
COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(BUTIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-COLESTANO
[230]. MIS> M/Z 273. (B3) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3(α)BUTILDO PADRÃO SINTÉTICO
xliii
Lista de Figuras
5β(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [235]. MIS> M/Z 273. (B4) COINJEÇÃO
3β(BUTIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [240].
MIS> M/Z 273..................................................................................................................245
FIGURA 178: ESPECTROS DE MASSAS DOS COMPONENTES 3α(ALQUIL)-5β(H)- E
3β(ALQUIL)-5α(H)-COLESTANOS DERIVADOS DE ÁCIDOS 5β(H)-COLESTAN-3-IL
ALCANÓICO E 5α(H)-COLESTAN-3-IL ALCANÓICO IDENTIFICADOS NA FRAÇÃO HAC DAS
AMOSTRAS EM ESTUDO. ......................................................................................................246
FIGURA 179: ESPECTROS DE MASSAS DOS COMPONENTES 5β(H)- E 5α(H)ESTIGMASTANOS; E 3α(ALQUIL)-5β(H)- E 3β(ALQUIL)-5α(H)-ESTIGMASTANOS
DERIVADOS DE ÁCIDOS 5β(H)- E 5α(H)-ESTIGMASTANÓICOS; E ÁCIDOS 5β(H)ESTIGMASTAN-3-IL
ALCANÓICO
E
5α(H)-ESTIGMASTAN-3-IL
ALCANÓICO
IDENTIFICADOS NA FRAÇÃO HAC DAS AMOSTRAS EM ESTUDO.......................................247
FIGURA 180: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE DISTRIBUIÇÃO DA CLASSE ÁCIDOS 24-ETILESTERAN-3-IL-ALCANÓICOS DA FRAÇÃO HAC DOS ÓLEOS LAD-1 E ME1 ANALISADOS
POR CGAR/EM-EM...........................................................................................................250
FIGURA 181: PERFIL CROMATOGRÁFICO DA ANÁLISE POR CGAR/EMEM (MRM) DE
ÁCIDOS ESTERAN-3-IL METANÓICOS E ÁCIDOS SIMILARES AO DINOSTERANO..............252
FIGURA 182: PERFIL CROMATOGRÁFICO DOS COMPONENTES HIDROCARBONETOS
DO PADRÃO SINTÉTICO
DERIVADOS DE ÁCIDOS ESTERANÓICOS MONOAROMÁTICOS OBTIDOS DA ANÁLISE POR
CGAR/EM (MIS) DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO M-2. (A) MONITORAMENTO DO ÍONFRAGMENTO EM 253 DALTONS; (B) MONITORAMENTO DO ÍON-FRAGMENTO EM 267
DALTONS; (C) MONITORAMENTO DO ÍON-FRAGMENTO EM 281 DALTONS; (D)
MONITORAMENTO DO ÍON-FRAGMENTO EM 295 DALTONS..............................................254
FIGURA 183: PERFIL CROMATOGRÁFICO DOS COMPONENTES HIDROCARBONETOS
DERIVADOS DE ÁCIDOS ESTERANÓICOS MONOAROMÁTICOS OBTIDOS DA ANÁLISE POR
CGAR/EM (MIS) DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO ME. MONITORAMENTO DOS ÍONSFRAGMENTOS EM 267+268+392+394 DALTONS. ......................................................255
FIGURA 184: ESPECTRO DE MASSAS REFERENTE AO COMPONENTE 250 E O COMPARATIVO
COM O ESPECTRO DE MASSAS REFERENTE AO PADRÃO SINTÉTICO DA BIBLIOTECA NIST
COM 44% DE SIMILARIDADE.............................................................................................256
FIGURA 185: ESTRUTURA DOS BIOMARCADORES PROPOSTOS PARA SÍNTESE. ....................264
FIGURA 186: SUBSTRATOS COMERCIAIS UTILIZADOS NA SÍNTESE DE BIOMARCADORES. ..265
FIGURA 187: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA OS COMPOSTOS [211A] E [211B1]................................................................268
FIGURA 188: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA O COMPOSTO [211B]........................................................................................269
FIGURA 189: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA O COMPOSTO [211C]........................................................................................271
FIGURA 190: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA O COMPOSTO [211D]. ......................................................................................273
FIGURA 191: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA O COMPOSTO 20R,24R-ESTIGMASTA-1,3,5(10)-TRIENO [211]..............274
FIGURA 192: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA O COMPOSTO 20R,22E,24R-ESTIGMASTA-4,22-DIEN-3-ONA [251]......278
xliv
Lista de Figuras
α,β-INSATURADO. PROCESSO
C2......................................................280
FIGURA 194: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA O COMPOSTO 20R,22E,24R-2α(METIL)-ESTIGMASTA-4,22-DIEN-3-ONA
[252] E 20R,22E,24R-2,2-DIMETIL-ESTIGMASTA-4,22-DIEN-3-ONA [252A]. ...282
FIGURA 195: REPRESENTAÇÃO DA FORMAÇÃO DE DIÂNION DURANTE HIDROGENAÇÃO DE
COMPOSTOS CETÔNICOS α,β-INSATURADO POR METAIS DISSOLVIDOS EM AMÔNIA.
CONFIGURAÇÃO ESTEREOQUÍMICA DE CETONAS CÍCLICAS α,β-INSATURADA. ..............283
FIGURA 196: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA O COMPOSTO 20R,22E,24R-2α(METIL)-ESTIGMASTA-22-EN-3-ONA [253]
..............................................................................................................................................286
FIGURA 197: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA O COMPOSTO 20R,22E,24R-2α(METIL)-ESTIGMAST-22-ENO [135A]....288
FIGURA 198: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA O BIOMARCADOR 20R,24R-2α(METIL)-5α(H)-ESTIGMASTANO [135]. ...289
FIGURA 199: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA O COMPOSTO INTERMEDIÁRIO 20R,22E,24S-4-TIOFENILMETIL-ESTIGMAST4,22-DIEN-3-ONA [254].................................................................................................292
FIGURA 200: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA OS COMPOSTOS INTERMEDIÁRIOS 20R,22E,24S-4α-METIL-5α(H)ESTIGMAST-22-EN-3-OL [255] E 20R,22E,24S-4α-METIL-5α(H)-ESTIGMAST-22EN-3-ONA [255A]. ............................................................................................................295
FIGURA 201: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA O COMPOSTO INTERMEDIÁRIO 20R,22E,24S-4α-METIL-5α(H)-ESTIGMAST22-ENO [139A]. ................................................................................................................298
FIGURA 202: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA O BIOMARCADOR 20R,24R-4α-METIL-5α(H)-ESTIGMASTANO [139]......299
FIGURA 203: REPRESENTAÇÃO DA FORMAÇÃO DO COMPONENTE ISOMERIZADO DURANTE O
PROCESSO DE HIDROGENAÇÃO SELETIVA DO ERGOSTEROL [256A] PROPORCIONANDO
UMA MISTURA DE 2 COMPOSTOS DIASTEREOISÔMEROS [256B1] E [256B2]..............303
FIGURA 204: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA O SUBSTRATO ERGOSTEROL [256A] E OS DERIVADOS HIDROGENADOS
(20R,24R)-5α(H)-ERGOSTA-7,22-DIEN-3β-OL [256B] E (20R,24S)-5α(H)ERGOSTA-7-EN-3β-OL [256B1].......................................................................................304
FIGURA 205: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA OS COMPOSTOS ACETILADOS: ACETATO DE (20R,24R)-5α(H)-ERGOSTA7,22-DIEN-3β-ILA [256C]; ACETATO DE (20R,24S)-5α(H)-ERGOSTA-7-EN-3β-ILA
[256C1]; E ACETATO DE (20R,24R)-5α(H)-ERGOSTA-8(14),22-DIEN-3β-ILA
[256C2]. .............................................................................................................................306
FIGURA 206: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA OS COMPOSTOS CETÔNICOS: (20R,24R)-5α(H)-ERGOSTA-7,22-DIEN-3ONA [256E]; E (20R,24S)-5α(H)-ERGOSTA-7-EN-3-ONA [256E1]. .....................309
FIGURA 207: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE
13
C PARA OS COMPOSTOS COM GRUPO CETAL: (20R,24R)-3-DIETÓXI-5α(H)FIGURA
193:
ENOLIZAÇÃO
DO
GRUPO
CETÔNICO
INTERMEDIÁRIO PARA ALQUILAÇÃO NO CARBONO
xlv
Lista de Figuras
ERGOSTA-7,22-DIENO
[256F]; E (20R,24S)-3-DIETÓXI-5α(H)-ERGOST-7-ENO
[256F1]...............................................................................................................................310
FIGURA 208: EXEMPLIFICAÇÃO GENÉRICA PARA OBTENÇÃO DE 2- E 4-METIL-ESTERANOS.
..............................................................................................................................................322
FIGURA 209: EXEMPLIFICAÇÃO GENÉRICA PARA OBTENÇÃO DE ESTERANOS AROMÁTICOS NO
ANEL A.................................................................................................................................323
FIGURA 210: EXEMPLIFICAÇÃO GENÉRICA PARA OBTENÇÃO DE ALQUIL-ESTERANOS
AROMÁTICOS NO ANEL C....................................................................................................323
xlvi
Lista de Esquemas
LISTA DE ESQUEMAS
página
ESQUEMA 1: ROTA SINTÉTICA PARA OBTER O COMPOSTO (20R,24R)-4-METILESTIGMASTA-1,3,5(10)-TRIENO [211].........................................................................266
ESQUEMA 2: SÍNTESE DO COMPOSTO INTERMEDIÁRIO 20R,22E,24R-5α,6α-EPOXIESTIGMAST-22-EN-3β-OL [211B1].................................................................................267
ESQUEMA 3: SÍNTESE DO COMPOSTO INTERMEDIÁRIO 20R,22E,24R-5α,6α-EPOXI-3βMETILSULFONIL-ESTIGMAST-22-ENO [211B].................................................................268
ESQUEMA 4: SÍNTESE DO COMPOSTO INTERMEDIÁRIO 20R,22E,24R-ESTIGMASTA2,4,6,22-TETRAENO [211C]...........................................................................................270
ESQUEMA 5: SÍNTESE DO COMPOSTO INTERMEDIÁRIO 20R,22E,24R-ESTIGMASTA1,3,5(10),22-TETRAENO [211D]..................................................................................272
ESQUEMA 6: SÍNTESE DO COMPOSTO 20R,24R-ESTIGMASTA-1,3,5(10)-TRIENO [211].
..............................................................................................................................................273
ESQUEMA 7: ROTA SINTÉTICA PROPOSTA PARA OBTER OS COMPOSTOS (20R,24R)2α(METIL)-5α(H)-ESTIGMASTANO [135] E (20R,24R)-4α(METIL)-5α(H)ESTIGMASTANO [139]. ......................................................................................................276
ESQUEMA 8: SÍNTESE DO COMPOSTO (20R,22E,24R)-ESTIGMASTA-4,22-DIEN-3-ONA
[251]...................................................................................................................................277
ESQUEMA 9: SÍNTESE DO COMPOSTO INTERMEDIÁRIO (20R,22E,24S)-2α(METIL)ESTIGMASTA-4,22-DIEN-3-ONA [252]. .........................................................................279
ESQUEMA 10: SÍNTESE DO COMPOSTO INTERMEDIÁRIO (20R,22E,24R)-2α(METIL)5α(H)-ESTIGMASTA-22-EN-3-ONA [253]. ...................................................................283
ESQUEMA 11: SÍNTESE DO BIOMARCADOR (20R,24R)-2α(METIL)-5α(H)-ESTIGMASTANO
[135]. .................................................................................................................................286
ESQUEMA 12: SÍNTESE DO INTERMEDIÁRIO (20R,22E,24R)-4-TIOFENILMETILESTIGMAST-4,22-DIEN-3-ONA [254]. ...........................................................................290
ESQUEMA 13: PROPOSTA GERAL PARA FORMAÇÃO DO CARBOCÁTION TIOFENILMETILÊNICO.
..............................................................................................................................................291
ESQUEMA 14: SÍNTESE DO INTERMEDIÁRIO (20R,22E,24R)- 4α-METIL-5α(H)ESTIGMAST-22-EN-3-OL [255].......................................................................................293
ESQUEMA 15: SÍNTESE DO INTERMEDIÁRIO (20R,24R)- 4α-METIL-5α(H)ESTIGMASTANO [139]. ......................................................................................................296
ESQUEMA 16: ROTA SINTÉTICA PROPOSTA PARA OBTER O COMPOSTO (20R,24S)-3βMETIL-5α(H)-ERGOSTA-8,11,13(14)-TRIENO [258]. ...............................................301
ESQUEMA 17: SÍNTESE DO COMPOSTO (20R,24R)-5α(H)-ERGOSTA-7,22-DIEN-3-OL
[256B]. ...............................................................................................................................302
ESQUEMA 18: SÍNTESE DO COMPOSTO ACETATO (20R,24R)-5α(H)-ERGOSTA-7,22DIEN-3-ILA [256C]. ..........................................................................................................305
ESQUEMA 19: SÍNTESE DO COMPOSTO (20R,24R)-5α(H)-ERGOSTA-8,11,13,22TETRAEN-3β-OL [256D1]..................................................................................................307
xlvii
Lista de Esquemas
ESQUEMA 20: SÍNTESE DO COMPOSTO (20R,24R)-5α(H)-ERGOSTA-7,22-DIEN-3-ONA
[256E]. ...............................................................................................................................308
ESQUEMA 21: SÍNTESE DO COMPOSTO (20R,24R)-3-DIETÓXI-5α(H)-ERGOSTA-7,22DIENO [256F].....................................................................................................................310
xlviii
Lista de Cromatogramas e Espectros de Massas
LISTA DE CROMATOGRAMAS E ESPECTROS DE MASSAS
página
CROMAT+EM 1: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [211B1]. ......342
CROMAT+EM 2: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [211C].........344
CROMAT+EM 3: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [211D].........346
CROMAT+EM 4: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [211]. ..........347
CROMAT+EM 5: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [251]. ..........349
CROMAT+EM 6: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [252]. ..........350
CROMAT+EM 7: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [252A].........352
CROMAT+EM 8: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [253]. ..........353
CROMAT+EM 9: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [135A].........355
CROMAT+EM 10: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [135].........356
CROMAT+EM 11: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [255].........359
CROMAT+EM 12: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [255A]. .....360
CROMAT+EM 13: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [139A]. .....362
CROMAT+EM 14: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [139].........363
CROMAT+EM 15: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DOS COMPOSTOS [256B] E
[256B1]. .............................................................................................................................365
CROMAT+EM 16: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DOS COMPOSTOS [256C] E
[256C1]. .............................................................................................................................367
CROMAT+EM 17: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DOS COMPOSTOS [256D1],
[256B] E [256B1]. ...........................................................................................................369
CROMAT+EM 18: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DOS COMPOSTOS [256E] E
[256E1]. .............................................................................................................................370
xlix
Lista de Espectros de RMN
LISTA DE ESPECTROS DE RMN (1H e 13C)
Página
ESPECTRO RMN 1: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO SUBSTRATO ESTIGMASTEROL [211A].
..............................................................................................................................................341
ESPECTRO RMN 2: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO SUBSTRATO ESTIGMASTEROL [211A].
..............................................................................................................................................341
ESPECTRO RMN 3: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [211B1]. ..........................342
ESPECTRO RMN 4: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [211B1]. .........................343
ESPECTRO RMN 5: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [211B]. ............................343
ESPECTRO RMN 6: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [211B]............................344
ESPECTRO RMN 7: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [211C]............................345
ESPECTRO RMN 8: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [211C]............................345
ESPECTRO RMN 9: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [211D]. ............................346
ESPECTRO RMN 10: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [211D]. ........................347
ESPECTRO RMN 11: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [211].............................348
ESPECTRO RMN 12: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [211]. ..........................348
ESPECTRO RMN 13: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [251].............................349
ESPECTRO RMN 14: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [251]. ..........................350
ESPECTRO RMN 15: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [252].............................351
ESPECTRO RMN 16: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [252]. ..........................351
ESPECTRO RMN 17: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [252A]...........................352
ESPECTRO RMN 18: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [252A]. ........................353
ESPECTRO RMN 19: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [253].............................354
ESPECTRO RMN 20: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [253]. ..........................354
ESPECTRO RMN 21: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [135A]...........................355
ESPECTRO RMN 22: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [135A]. ........................356
ESPECTRO RMN 23: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [135].............................357
ESPECTRO RMN 24: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [135]. ..........................357
ESPECTRO RMN 25: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [254].............................358
ESPECTRO RMN 26: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [254]. ..........................358
ESPECTRO RMN 27: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [255].............................359
ESPECTRO RMN 28: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [255]. ..........................360
ESPECTRO RMN 29: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [255A]...........................361
ESPECTRO RMN 30: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [255A]. ........................361
ESPECTRO RMN 31: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [139A]...........................362
ESPECTRO RMN 32: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [139A]. ........................363
ESPECTRO RMN 33: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [139].............................364
ESPECTRO RMN 34: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [139]. ..........................364
ESPECTRO RMN 35: ESPECTRO DE RMN DE 1H DOS COMPOSTOS [256B] E [256B1]...366
l
Lista de Espectros de RMN
ESPECTRO RMN 36: ESPECTRO DE RMN DE 13C DOS COMPOSTOS [256B] E [256B1]. 366
ESPECTRO RMN 37: ESPECTRO DE RMN DE 1H DOS COMPOSTOS [256C] E [256C1]...368
ESPECTRO RMN 38: ESPECTRO DE RMN DE 13C DOS COMPOSTOS [256C], [256C1] E
[256C2]. .............................................................................................................................368
ESPECTRO RMN 39: ESPECTRO DE RMN DE 1H DOS COMPOSTOS [256E] E [256E1]. ..371
ESPECTRO RMN 40: ESPECTRO DE RMN DE 13C DOS COMPOSTOS [256E] E [256E1]..371
ESPECTRO RMN 41: ESPECTRO DE RMN DE 1H DOS COMPOSTOS [256F] E [256F1]. ..372
ESPECTRO RMN 42: ESPECTRO DE RMN DE 13C DOS COMPOSTOS [256F] E [256F1]. .372
li
Introdução
1 INTRODUÇÃO
O processo de formação geralmente aceito para o querogênio seria como
resultado do que se chama fase de despolimerização e condensação da matéria
orgânica (MO)
1,2,3,4
. Assim macromoléculas naturais existentes ocorrem como
substâncias tais como, polissacarídeos e proteínas que são enzimaticamente
transformadas em oligossacarídeos e monômeros e a maior parte são
desmineralizadas4. Entretanto, uma pequena porção destes condensa em outras
substâncias tais como lipídios de baixo peso molecular de maneira aleatória.
Durante o processo diagenético os “geopolimeros“ se formam continuamente, e
sofrem transformações químicas tornando-os mais e mais insolúveis e
resistentes1,2,3,4. A composição do querogênio depende da natureza da contribuição
da MO e pode gerar diferentes tipos de óleos sob condições de estresse térmico. A
teoria atual sobre a MO seria que ela é seletivamente preservada durante o processo
de sedimentação no processo de diagênese (hidrólise, oxidação, etc) porque que são
substâncias importantes para o próprio querogênio, portanto formam uma mistura
de material quantitativamente modificada e o querogênio de grande importância é
preservado1,4. Assim toda MO estocada serve como fonte de carbono e energia
[amido, glicogênio, frutanas e laminaranas (polímeros de açúcares), poli-βhidroxialcanoato, triglicerídeos, celulose, xilanos, pectinas, lipossacarídeos de
bactérias, ligninas, taninos, hidrocarbonetos provenientes de paredes celulares,
etc...]. Como conseqüência da preservação seletiva das biomacromoléculas pode
1
Peters, K. E.; Walters, C. C.; Moldowan, J. M. The Biomarker Guide. Biomarkers and Isotopes
in the Environment and Human History. 2005, V1, 2nd, Cambridge University Press.
2
Frynsinger, G. S.; Gaines, R. B. Journal of Separation Science. 2001, 24, 87-96.
3
Gill, R. Modern Analytical Geochemistry: An Introduction to Quantitative Chemical Analysis
Techniques for Earth, Environmental and Materials Scientists. 1997, 1-317. Ed. Longman.
4
Hengel, M. H. and Macko, S. A. Organic Geochemistry Principles and Aplications. 1993, V.11,
Ed. Plenum Press in New York and London.
1
Introdução
formar óleos, gases e carvão1,3,4. E nestes, preservam moléculas resistentes à
transformação
chamados
biomarcadores,
importantes
componentes
que
possibilitam principalmente o estudo de óleos do ponto de vista molecular. Nas
últimas duas décadas, o estudo sobre os biomarcadores naturais tem fornecido
dados importantes sobre paleoambiente, biodegradação, maturação e correlação
entre óleos e gerador1,4. O estudo dos biomarcadores tem sido possível graças ao
desenvolvimento da cromatografia gasosa e detectores cada vez mais sensíveis. A
cromatografia gasosa de alta resolução acoplada a espectrometria de massas
simples (CGAR/EM) e em série (CGAR/EM2), proporciona sensibilidade e
seletividade necessária para detecção dos biomarcadores, em matrizes altamente
complexa, que se encontram em baixas concentrações, ou até mesmo em níveis de
traços1,2,3,4. A utilização destas técnicas é essencial para contornar problemas de coeluição e obter informações mais confiáveis sobre a identidade e quantidade dos
biomarcadores, uma vez que os atuais meios de análise permitem a resolução e
distinção entre componentes pertencentes a determinadas classes de compostos
utilizando-se métodos de análise como Monitoramento de íons selecionados (MIS),
ou entre compostos diastereoisômeros em uma matriz de óleo, utilizando o método
de Monitoramento de reações simples (MRS) ou múltiplas (MRM). Além disso, a
coinjeção de amostras com padrões é essencial para identificação e quantificação
dos biomarcadores presentes, entretanto muitos dos padrões ainda não são
comercializados, conseqüentemente torna-se necessário a síntese de compostos
com estruturas definidas pertencentes a diferentes classes de biomarcadores com o
objetivo de auxiliar na determinação dos parâmetros geoquímicos e ajudar na
elucidação quanto à origem de determinados biomarcadores, tais como os alquilesteranos que ainda se encontra indefinida.
2
Objetivo
O trabalho geoquímico orgânico em hidrocarbonetos e ácidos componentes
do petróleo pode revelar importantes dados sobre origem, maturação e
biodegradação. Desta forma a análise destes marcadores utilizando técnicas
avançadas de equipamentos altamente sensíveis, revela importantes parâmetros
geoquímicos que contribuem significativamente na prospecção e exploração do
petróleo. E este trabalho é uma contribuição realizada em diferentes óleos coletados
ao longo do trend estrutural do Estreito-Guamaré, situado na Bacia Potiguar.
2 OBJETIVOS
Este trabalho tem como objetivo o estudo de óleos provenientes do EstreitoGuamaré, situado no estado do Rio Grande do Norte, pertencente à Bacia de
Potiguar.
A detecção e identificação dos compostos foram feitas utilizando-se as
fragmentações das massas e por meio de co-injeções de padrões sintéticos. Para
tanto, os objetivos deste trabalho são:
1-
Estudar os componentes neutros e ácidos dos diferentes óleos coletados
nos poços da Bacia Potiguar, localizado no estado do Rio Grande do
Norte; obter os parâmetros geoquímicos destes óleos; com relação a
fonte, maturação e biodegradação;
2-
Sintetizar um esterano monoaromático no anel A (C29): (20R, 24R)-4metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211];
3-
Sintetizar 4α(metil)-5α(H)-estigmastano [139]; e 2α(metil)-5α(H)estigmastano [135].
3
Objetivo
4-
Sintetizar um diastereoisômero no carbono C5 [5α(H)] e alquilado no
carbono C3, da classe dos esteranos monoaromáticos no anel C [258].
Os padrões acima propostos não são comercializados e nunca foram
coinjetados em amostras de óleos brasileiros. A Figura 1 mostra o esqueleto
estrutural dos padrões e a numeração correspondente aos respectivos nomes
apresentados na Tabela 22 (Apêndice, pág. 366).
H
H
H
H
5
4
211
H
H
139
H
CH
3
R1
R2
H3C
H
2
5
H
H
H
13 5
R3
H
258
R 1 o u R 2 = C H 3 ; R 3 = H [ m /z 2 5 3 ]
R 1 = H, R 2 = R 3 = C H 3 [m /z 2 6 7 ]
R 1 = C H 3 , R 2 = H , R 3 = C H 3 [ m /z 2 6 7 ]
Figura 1: Estruturas dos biomarcadores propostos para síntese.
4
Considerações Gerais
3 CONSIDERAÇÕES GERAIS
3.1 PRODUÇÃO DE MATÉRIA ORGÂNICA (MO)
Na intrudução foi mencionado em linhas gerais a formação do querogênio.
Esta formação, é um processo acompanhado por remoção de água e compactação
dos sedimentos. Os pré-requisitos para existência de rochas geradoras de óleos, são
a produção, acumulação e preservação da MO5. Quando submetido a temperaturas
adequadas (em torno de 60 oC) o querogênio sofre craqueamento térmico sendo a
maior parte convertido em hidrocarbonetos líquidos, água e gases. A altas
temperaturas e pressão podem formar somente gases que podem ser devidamente
acumulados5.
Estima-se que a produção de MO via fotossíntese, processo no qual a energia
solar é utilizada na produção de glicose e oxigênio, começou há 2 bilhões de anos
atrás e os primeiros organismos responsáveis por esta produção foram bactérias e
cianobactérias. A glicose é utilizada pelos organismos autotróficos para síntese de
seus principais constituintes como a celulose6.
hν
6CO2
+
12H2O
C6H12O6 + 6O2 + 6H2O
glicose
-27
h = 6,625 x 10
erg.s
ν = freqüencia
polissacarídeos
Figura 2. Equação simplificada da fotossíntese, com a formação de uma molécula de açúcar
(glicose), de acordo com Schlesinger, 19976.
5
Tissot, B. P. and Welte, D. H. Petroleum Formation and Occurrence. 1978, 2nd Ed. SpringerVerlag.
6
Schlesinger, W. H. “Biogeochemistry and analysis of global change”. 1997, 2nd Ed., Academic
Press, New York. Duke University, Durham, North Caroline, USA.
5
Considerações Gerais
3.2 DEPOSIÇÃO E PRESERVAÇÃO DA MATÉRIA
ORGÂNICA
Para que o petróleo seja formado a MO deve ser preservada. A produção e
preservação da MO na natureza pode ser resumida em um ciclo mostrado na
Figura 3 e 4. O Ciclo A apresenta a produção de MO através da fotossíntese. Após
a deposição de animais, plantas e bactérias a MO é transformada em sedimentos,
sofrendo alterações causadas pela ação química ou bacteriana e dependendo das
condições de sedimentação a mesma pode ser totalmente oxidada gerando
novamente CO2, como ocorre em 99,9% dos casos (ciclo A), ou então pode ser
preservada em sedimentos na forma de carvão ou querogênio (Ciclo B). Uma vez
presente em sedimentos, a preservação da MO (ciclo B) estará restrita a eventos
tectônicos. Em casos de erosão ou elevação da crosta terrestre, a mesma estará
exposta ao ar atmosférico ou água meteórica, será oxidada e conseqüentemente
convertida a CO2. Uma parte desta MO que completa o segundo ciclo será
convertida em petróleo5.
M atéria orgânica fixada
em sedim entos fósseis,
carvão e querogênio
CO 2
C iclo B
Ciclo A
Fotossíntese:
Plantas e bactérias
M atéria orgânica em
solos e sedim entos,
profundam ente alterada
Ó leo e gás
Anim ais
Plantas, anim ais e
bactérias
M atéria orgânica em
sedim entos m etam órficos,
principalm ente com o
m eta-antracito e grafite
Figura 3. Ciclo do Carbono (adaptado de Tissot & Welte, 1978)5.
6
Considerações Gerais
Admitindo um ambiente apropriado, após a incorporação da MO ao
sedimento, o aumento de carga sedimentar e temperatura, começa então, a se
delinear o processo que passa pelos seguintes estágios evolutivos7 [Figura 4].
a) na faixa de temperatura mais baixa, até 65 oC, a atividade bacteriana
anaeróbica é um dos principais agentes da transformação dos sedimentos
recém-depositados, neste processo, ligações heteroatômicas e grupos
funcionais são eliminados; dióxido de carbono, água e alguns componentes
pesados, como N, S e O, são liberados, sendo o produto gerado gás metano
(CH4) biogênico ou bioquímico. Em termos de exploração de petróleo, as
rochas geradoras são consideradas imaturas nesse estágio;
b) o aumento da temperatura até 120 oC, proporciona maturidade gradativa nas
rochas geradoras, determinante na quebra das moléculas de querogênio
resultando na geração de hidrocarbonetos. Inicialmente forma-se o petróleo
e, em seguida, a quantidade de gases úmidos vem sendo aumentada.
c) com a continuidade do soterramento da MO, a grandes profundidades,
avançando a temperatura de até 210 oC, propicia a quebra das moléculas de
hidrocarbonetos líquefeitos, aumentando assim a quantidade de gases leves.
Após esta fase, a continuidade do aumento da temperatura leva à degradação
do hidrocarboneto gerado, deixando como remanescente, grafite, CO2 e
metano.
7
Thomas, J. D.; Triggia, A. A.; et. al. Fundamentos de Engenharia do Petróleo. 2001, Ed.
Interciência, Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
7
Considerações Gerais
DIAGÊNESE
O rganismos
Vivos
Sedimentos
R ecentes
Biolipídios
Lignina
Carboidratos
Proteínas
Lipídios
Degradação por M icroorganismos
Polimerização
C ondensação
Ácidos F úlvicos
Ácidos Ú midos
M oléculas
Inalteradas
Alterações Pequenas
M antendo o Esqueleto
Fósseis G eoquímicos
CATAGÊNESE
50 0 C
Q uerogênio
Principal Zona
de G eração de
Ó leo
G eolipídios
D egradação
T érmica
Hidrocarbonetos
Baixo a M édio P.M
HC
Petróleo
C raqueamento
METAGÊNESE
200 0 C
C raqueamento
Z ona de G eração
de G ás
Alto P.M .
Metano
+
H idrocarbonetos leves
R esíduo
Carbonoso
P.M . = Peso M olecular
HC = H idrocarboneto s
Figura 4: Evolução dos biolipídios para geolipídios dentro do ciclo diagenético (segundo
Tissot & Welte5).
3.3 BIOMARCADORES
Após as etapas de produção, deposição e preservação da MO, geração e
migração, o petróleo se deposita em reservatórios e pode ser extraído para ser
comercialmente utilizado5, 8, 9.
8
Rodrigues, D.C.; Koike, L.; Reis, F. A. M.; Alves, H. P.; Chang, H. K.; Trindade, L. A.;
Marsaioli, A. J. Organic Geochemistry. 2000, 31, 1209-1222.
9
Rodrigues, D. C. Tese de Doutorado: Biomarcadores Ácidos da Bacia Sergipe-Alagoas e
Estudos Sintéticos de Esteranos Monoaromáticos. 1999, 1-391. Instituto de Química, Unicamp,
Campinas, SP, Brasil.
8
Considerações Gerais
A Geoquímica Orgânica na exploração do petróleo estuda e identifica a
estrutura molecular dos Biomarcadores ou Fósseis Geoquímicos, que tem origem
direta aos constituintes de organismos vegetais e animais através da MO
depositada. Como exemplo, pode-se citar o colestano presente em diferentes tipos
de óleo, resultante de transformações físico-químicas e biológicas do colesterol
presente em maior quantidade em algas e/ou animais, cujas modificações
estruturais são mostradas na Figura 5 . Com o aumento da maturação, a ligação
dupla no carbono C5 é reduzida principalmente para formar o isômero
termodinâmico mais estável 5α(H), enquanto que os centros quirais dos carbonos
C14, C17 e C20 são isomerizados, resultando no equilíbrio da razão
5α(H),14α(H),17α(H), 20S : 5α(H),14α(H),17α(H), 20R : 5α(H),14β(H), 17β(H),
20R : 5α(H),14β(H),17β(H), 20S de aproximadamente 1:1:3:31,10.
A distribuição geográfica do petróleo no mundo e o entendimento dos
fenômenos controladores das acumulações petrolíferas, bem como sua gênese, são
fatores que levam ao conhecimento da qualidade (comercial) do petróleo e têm sido
de grande importância nas decisões exploratórias.
10
Peters, K. E.; Moldowan, J. M. The Biomarker Guide: Interpreting molecular fossil in
petroleum and ancient sediments. 1993. Prentice Hall, Englewood Clifts, New Jersey.
9
Considerações Gerais
R
R
20
20
17
H
10
5
H
13
9
14
9
8
H
HO
H
17
H
Diagênese
10
5
1- desidratação
2- redução
H
Esterol
H
H 8
13
14
H
5α
α(H),14α
α(H),17α
α(H) (20R)
R
R
R
20
20
H
14
14
5α(Η),14β
β(Η),17β(Η) (20S)
H
17
17
H
20
H
H
5α(Η),14β
β(Η),17β(Η) (20R)
17
14
H
5α(Η),14α
α(Η),17α(Η) (20S)
R = H, Colestano; R = CH3, Ergostano e R = C2H5, Estigmastano
Figura 5: Transformação de esteróis (provenientes de animais e/ou vegetais) para biomarcadores
esteranos, durante diagênese.
3.4 BIOMARCADORES E SUAS APLICAÇÕES:
Embora exista uma grande variedade de aplicações e interpretações dos
biomarcadores1, 11, 12, 13, 14, 15, vamos discorrer nesta etapa, aplicações utilizadas na
Geoquímica Orgânica de petróleo.
11
Holba, A. G.; Dzou, L. I.; Wood, G. D.; Ellis, L.; Adam, P.; Schaeffer, P.; Albrecht, P. Greene,
T.; Hughes, W. B. Organic Geochemistry. 2003, 34(3), 441-469.
12
Cmiel, S.; Fabianska, M. J. International Journal of Coal Geology. 2004, 57, 77-97.
13
Brocks , J. J.; Buick, R.; Summons, R. E. Logan, G. A. Geochimica et Cosmochimica Acta.
2003a, 67(22), 4321-4335.
14
Brocks, J. J.; Love, G. D.; Snape, C. E.; Logan, G. A.; Summons R. E.; Buick, R. Geochimica
et Cosmochimica Acta. 2003b, 67(8), 1521-1530.
15
Philp, R. P. Fossil Fuel Biomarkers. 1985. Elsevier, New York.
10
Considerações Gerais
Os biomarcadores mais estudados encontrados em rocha, sedimentos e óleos,
são os: hidrocarbonetos lineares e isoprenóides, os terpanos bicíclicos, tricíclicos,
tetracíclicos, pentacíclicos, os hopanos e os esteranos. Esses desempenham um
papel fundamental na geoquímica de exploração do petróleo, fornecendo
importantes parâmetros tais como:
Idade e paleoambiente deposicional da rocha geradora;
Grau de evolução térmica;
Biodegradação;
3.4.1 Idade e Paleoambiente Deposicional da Rocha Geradora
A reprodução de espécies distintas de plantas e microorganismos ocorre sob
diferentes condições climáticas e aquáticas (salinidade, composição química e
quantidade de oxigênio). Além disso, diferentes espécies possuem composição
química distinta no meio celular5,10,15.
O fato dos biomarcadores manterem uma relação direta (com pequenas
modificações estruturais) com os organismos dos quais foram originados, faz com
que estes possam ser utilizados como indicadores do ambiente deposicional. A
presença, ausência ou a variação quantitativa de biomarcadores podem refletir não
só a origem (continental ou marinha) da MO em sedimentos e óleos, como também
suas condições ambientais de sedimentação (salinidade, profundidade etc.).
A evolução dos organismos também indica que os diferentes grupos de
organismos (algas, vegetais superiores e bactérias) ocuparam determinados
ambientes ao longo do tempo geológico. Conseqüentemente, muitos biomarcadores
são característicos de determinado tempo geológico, portanto podem ser utilizados
como ferramenta geocronológica.
11
Considerações Gerais
Por exemplo, a presença do composto 18α(H)-oleanano [Tabela 1] em
petróleo indica contribuição de MO de origem terrestre, pois seu precursor deriva
de vegetais superiores da família das Angiospermas. O fato das Angiospermas
terem surgido no registro geológico no final do Cretáceo demonstra que o 18α(H)oleanano, além de diagnosticar contribuição de vegetais superiores, pode ser usado
como indicador de idade de deposição5,8,15,16. Na literatura existem vários exemplos
de biomarcadores geológicos e suas correlações entre o ambiente deposicional da
MO e diversos micoorganismos1,5,15,17.
3.4.2 Grau de Evolução Térmica
Com o processo de acumulação e conseqüente aumento de temperatura e
pressão, os precursores biológicos, sofrem alterações estruturais, bem como
transformação diferenciada em suas estruturas, como apresentado no exemplo para
os esteróis da Figura 6.
O monitoramento destas alterações estruturais (isomerização, rearranjo,
quebra de ligação e aromatização dos compostos) e das degradações térmicas
(compostos
menos
estáveis
são
transformados
em
outros
compostos
termodinamicamente mais estáveis) permite estabelecer o grau de maturação
térmica de óleos e de matéria orgânica em sedimentos5, 14, 18, por exemplo:
1. Semelhante aos esteranos, a configuração biológica dos terpanos, como
hopanos, nas posições C-17 e C-21 [Figura 6] é 17β(H), 21β(H) e que
16
Waggoner, B. Molecular Paleontology. 2001. Encyclopedia of Life Sciences, Nature
Publishing Group.
17
Chen, J.; Deng, C.; et al. Organic Geochemistry. 2003, 34, 911-930.
18
Killops, S. D.; Killops, V. J. An Introduction to Organic Geochemistry. 1993, John Wiley &
Sons, Inc. First Edition, New York, USA, 1-265.
12
Considerações Gerais
transforma-se em estruturas termicamente mais estáveis com configuração
17β(H),21α(H), e 17α(H),21β(H)1,8,18. Da mesma forma, a configuração 22R
converte-se para 22S. Portanto os isômeros 17β(H),21α(H) e 17α(H),21β(H)
que são denominados geológicos e 17β(H), 21β(H) denominado biológico,
podem ser utilizados para calcular a razão geológico/biológico como um dos
parâmetros de maturidade.
2. Óleos termicamente evoluídos não costumam apresentar predominância de
alcanos com número de carbonos, em sua cadeia, ímpar/par ou par/ímpar.
Isto ocorre porque com o aumento da maturidade, a degradação térmica do
querogênio fornece alcanos lineares sem nenhuma predominância ímpar/par
ou par/ímpar.
H
17
21
H
OH
Diagênese
22
H
H
OH
OH
21
22
H
H
17β(Η),21α(Η) (22R)
22
(CH2)nCH3
Hopano no sedimento
configuração biológica
17β(Η),21β(Η) (22R)
H
(CH2)nCH3
21
HH
OH
Bacteriohopanotetrol
(17β(H),21β(H) (22R)
17
17
H
17 21 22 (CH2)nCH3
(CH2)nCH3
H
H
17α(Η),21β(Η) (22R)
n=0
17α(H),21β(H) = αβ - hopano
17β(H),21α(H) = βα - hopano (moretano)
17 21 22
17α(Η),21β(Η) (22S)
n=1a5
17α(H),21β(H) = αβ - homopanos
17β(H),21α(H) = βα - homomoretanos
Figura 6: Transformação de bacteriohopanotetrol, provenientes de animais e/ou vegetais para
biomarcadores hopanos, durante a diagênese.
13
Considerações Gerais
3.4.3 Biodegradação
A biodegradação de óleos é efetuada principalmente por microrganismos
anaeróbios e aeróbios quando presentes, e são introduzidos na rocha reservatório
pela circulação de águas subterrâneas3,18. A utilização dos hidrocarbonetos pelas
bactérias constitui um processo em que esses hidrocarbonetos são paulatinamente
oxidados por reações padronizadas, catalisadas por enzimas.
Tais reações de oxidação têm sido extensivamente estudadas e, embora até
hoje pouco se conheça sobre as etapas iniciais de ataque microbiológico aos
hidrocarbonetos, sabe-se muito sobre a seqüência preferencial deste ataque e das
reações básicas dessas transformações químicas. Essa seqüência segue a seguinte
ordem de preferência:
a. os hidrocarbonetos alifáticos são mais susceptíveis ao ataque
microbiológico que os aromáticos;
b. as cadeias cíclicas são menos passíveis de alterações que as ramificadas,
e essas menos que as lineares;
c. considerando as parafinas normais, as cadeias mais curtas são mais
susceptíveis a alterações que as mais longas; os compostos insaturados
são mais propícios a alterações que os compostos saturados.
Essas alterações no petróleo produzem mudanças em sua composição
química, causando aumento na densidade do óleo, talvez não só em função do
desaparecimento progressivo da fração mais leve, mas também pelo aumento da
concentração de asfaltenos ou heterocomponentes existentes, durante a atividade
microbiológica18.
Para que a biodegradação se processe, os microorganismos necessitam de
condições ambientais de crescimento. Por sua vez, a velocidade e a extensão com
14
Considerações Gerais
que os componentes do petróleo são degradados dependem da existência de, pelo
menos, quatro fatores principais 19:
umidade; oxigênio; contato óleo-água; presença de nutrientes; e temperatura.
A análise de amostras previamente escolhidas e os parâmetros indicadores de
biodegradação permite determinar os locais de maiores chances para a existência
deste fenômeno. Esta informação colabora em conduzir a prospecção para regiões
da bacia menos afetada pela biodegradação20.
Na Tabela 1, apresentam-se alguns exemplos de biomarcadores utilizados
como indicadores de contribuição biológica e/ou ambiente deposicional que pode
ser modificada com o avanço da geoquímica, e equipamentos mais precisos de
análise.
Tabela 1: Principais Biomarcadores utilizados como indicadores de contribuição biológica e
ambiente deposicional.
Biomarcador
Hopano
C30
hopanos estendidos
C31 - C35
2α(metil)-hopanos
extendidos C32 - C36
3β(metil)-hopanos
extendidos C32 - C36
Interpretação ambiental e/ou biológica
Referências
Diversas linhagens de bactérias, poucas
Brocks et al.,
espécies eucarióticas (por exemplo, algumas 2003b14; Peters &
criptogamas,
musgos,
liquens,
fungos Moldowan, 20051.
filamentosos e protistas)
Bactérias. Sua biossíntese parece estar restrita a Peters & Moldowan,
linhagens que não são estritamente anaeróbias.
20051;
Diagnóstico
para
Cianobactérias
e
Summons et
Proclorofíceas.
al.,199921.
Diagnóstico para algumas proteobactérias
microaerofílica (certas bactérias metilotróficas, Summons & Jahnke,
metanotróficas, acido acético).
199222.
19
Rodrigues, R. and Brüning, I. M. R. A. Boletim Técnico da Petrobrás. 1984, 27(1), 3-17, Rio
de Janeiro, RJ, Brasil.
20
Corrêa, O. L. S. Petróleo: Noções sobre exploração, perfuração, produção e microbiologia.
2003. Ed. Interciência, Rio de Janeiro - Brasil.
21
Summons, R. E.; Jahnke, L. L.; Hope, J. M.; Longan, G. A. Nature. 1999, 400, 554-557.
15
Considerações Gerais
28,30-dinorhopano, Freqüentemente proeminente em sedimentos de Cmiel & Fabianska,
25,28,30-trisnorhopano ambientes marinhos anóxicos.
200423.
24-norcolestano (C26) Possíveis diatomácias, alta concentração C26/C27 Head et al., 200324;
indica óleos do cretáceo ou mais recente.
Brocks et al.,
2003b14; Holba et
al., 1998a25,b26.
Colestanos
Em fontes aquáticas quase que exclusivamente Volkman, 200327;
derivados de diversos Eucariontes.
Brocks et al.,
2003b14
Ergostano e
Estigmastano
Provenientes exclusivamente de Eucariontes,
mas usualmente não distingue fonte.
24-n-propilcolestano
Algas pelagophyte, um biomarcador para
condições marinhas com poucas exceções.
24-isopropilcolestano Esponjas, possivelmente aquelas relacionadas a
estromatoporoides.
Volkman, 200327;
Brocks et al.,
2003b14
Brocks et al.,
2003b14;
McCaffrey et al.,
1994b28
2 e 3 -alquilesteranos
Encontrados em betumes de todas as idades,
possivelmente
produtos
de
alterações Summons & Capon,
heterotróficas de esteróides sedimentar.
199129, 198830
4-metilcolestanos e
4,4-dimetilcolestanos
Diversas fontes eucariontes, alta concentração
indica fonte Dinoflagelados.
Volkman, 200327
4-metilergostano, 4metilestigmastano
Diversas fontes eucariontes, alta concentração é
indicativo de Dinoflagelados.
Volkman, 200327
Dinosteranos
No mesozóico e cenozóico específico para
Volkman, 200327
22
Summons, R. E.; Jahnke, L. L. In: Biological Markers in Sediments and Petroleum
(Moldowan, J. M.; Albrecht, P.; Philp, R. P., eds). 1992, Prentice-Hall, Englewood Cliffs, NJ,
182-200.
23
Cmiel, S.; Fabianska, M. J. International Journal of Coal Geology. 2004, 57,77-97.
24
Head, I. M.; Jones, D. M.; Larter, S. R. Nature. 2003, 426, 344-352.
25
Holba, A. G.; Dzou, L. I. P; Masterson, W. D.; Hughes, W. B.; Huizinga, B. J.; Singletary,
M.S.; Moldowan, J. M.; Mello, M. R.; Tegelaar, E. Organic Geochemistry. 1998a, 29(5-7), 12691283.
26
Holba, A. G.; Tegelaar, E.; Huizinga, B. J.; Moldowan, J. M.; Singletary, M. S.; McCaffrey,
M. A.; Dzou, L. I. P. Geology. 1998b, 26(9), 783-786.
27
Volkman, J. K. Applied Microbiology and Biotechnology. 2003, 60, 495-506.
28
McCaffrey, M. A.; Moldowan, J. M.; Lipton, P. A.; Summons, R. E.; Peters, K. E.; Jeganathan,
A.; Watt, D. S. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1994, 58, 529-532.
29
Summons, R. E.; Capon, R. J. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1991, 55, 2391-2395.
30
Summons, R. E.; Capon, R. J. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1988, 52, 2733-2736.
16
Considerações Gerais
dinoflagelados, no paleozóico e neoproterozóico Peters & Moldowan,
provavelmente derivado de protodinoflagelados
20051
Gamacerano
Protozoários e Bactérias. Indicador de Volkman, 200327;
condições hipersalina. Também usado como
Brocks et al.,
indicador de estratificação de coluna d´água.
200313,14; Damsté et
al.,199531
Plantas superiores (angiospermas). Cretáceo
18α(H)-oleanano
Peters & Moldowan,
20051
Diasteranos
Algas e plantas superiores (rochas ricas em Peters & Moldowan,
argilas)
20051
C27-C29
Algas (C27) e plantas superiores (C29).
Cmiel & Fabianska,
200423
P/F
Fotótrofos, arqueobactérias. Condições redox.
Cmiel & Fabianska,
200423
n-C15, n-C17, n-C19
Plâncton-derivado de matéria orgânica em Cmiel & Fabianska,
Querogênio. Ambientes Lacustres ou Marinhos. 200423; Fabianska et
al., 200332
n-C24 - n-C33 ímpar/par Plantas superiores vasculares.
Cmiel & Fabianska,
200423; Fabianska et
al., 200332
3.5 BIOMARCADORES ÁCIDOS
Os ácidos carboxílicos são os maiores constituintes dos lipídios em
organismos vivos, como tal eles também são fósseis químicos difundidos e são
encontrados em sedimentos e petróleo. Estes ácidos graxos são biomarcadores, que
não são rotineiramente analisados para exploração de óleos. Entretanto, este grupo
de compostos tem mostrado o potencial de prover valiosa informação
complementar no estudo geoquímico orgânico de sedimentos antigos e óleos33.
31
Sinninghe Damsté, J. S.; Kenig, F.; Koopmans, M. P.; Koster, J. Schouten, S.; Hayes, J. M.;
Leeuw, J. W. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1995, 59, 1895-1900.
32
Fabianska, M. J.; Bzowska, G.; Matuszewska, A.; Racka, M.; Skret, U. Chemie der Erder
Geochemistry. 2003, 63, 63-91.
33
Jaffé, R. and Gallardo, M. T. Organic Geochemistry. 1993, 20(7), 973-984.
17
Considerações Gerais
Os
ácidos
carboxílicos
têm,
nos
últimos
anos,
sidos
aplicados
sucessivamente como indicadores de maturação34,35, biodegradação36,37, e migração
de óleos38,39.
Com relação ao uso de ácidos carboxílicos no estudo da biodegradação de
óleos cru, foram relatados ácidos lineares insaturados e ácidos acíclicos
isoprenóicos com características de distribuições de isômeros termicamente
imaturos e, assim, atribuiu-se a presença deles à lipídios de membrana celular das
bactérias37. Similarmente, também foram relatados a presença de alguns ácidos
terpenóicos não identificados e sugeriu-se que eles foram formados durante a
biodegradação37. Estes autores também relataram que a razão de ácidos terpanóicos
tricíclicos para os pentacíclicos (hopanóicos) é um indicador sensível do grau de
biodegradação de óleos, devido a maior resistência dos ácidos tricíclicos relativo
aos ácidos hopanóicos, uma vez que a razão aumenta com a biodegradação.
Também foi sugerido que a acidez total pode ser um indicador da biodegradação33.
A aplicação de ácidos carboxílicos como indicadores da migração de óleos
foi investigada e sugerido que estes ácidos foram gerados antes do período máximo
de geração de óleo sendo incorporado no mesmo durante sua migração38, 39.
A geração de ácidos carboxílicos tem sido investigada por vários autores40, 41,
42
. Estes estudos sugerem que a quantidade de ácidos pode aumentar durante o
34
Mackenzie, A. S.; Patience, R. L.; Yon, D. A.; Maxwell, J. R. Geochimica et Cosmochimica
Acta. 1982, 46, 783-792.
35
Jaffé, R. and Gardinali, P. R. Organic Geochemistry. 1990, 16(1-3), 211-218.
36
Mackenzie, A. S.; Wolf, G. A.; Maxwell, J. R. In Advances in Organic Geochemistry. 1981
(Edited by Bjoroy M. et al.), pp. 637-649, Wiley, Chichester.
37
Behar, F. and Albrecht, P. Organic Geochemistry. 1984, 6, 597-674.
38
Jaffé, R.; Albrecht, P. and Oudin, J. L. Organic Geochemistry. 1988a, 13, 483-488.
39
Jaffé, R.; Albrecht, P. and Oudin, J. L. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1988b, 52, 25992607.
40
Kawamura, K. and Kaplan, I. R. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1987, 51, 3201-3207.
41
Kawamura, K.; Tannenbaum, E.; Huizinga, B. J.; Kaplan, I. R. Organic Geochemistry. 1986,
10, 1059-1065.
18
Considerações Gerais
caminho de migração dos óleos, por incorporação, devido ao aumento da
porosidade e permeabilidade das rochas geradoras. Este efeito pode então, também
contribuir em um enriquecimento na incorporação de ácidos menos polares, mais
solúveis e de cadeia longa durante o processo de migração35.
Entre os ácidos carboxílicos, particularmente os ácidos hopanóicos
(pentacíclicos), têm sido nos últimos 15 anos relatados como os principais
biomarcadores de migração de óleos, pois a distribuição dos diastereoisômeros
[17β(H),21β(H), 22R; 17α(H),21β(H), 22R ou 22S; 17β(H),21α(H), 22R ou 22S]
destes ácidos é um importante parâmetro na contribuição da história da migração
ao longo dos anos. Aparentemente, uma proporção significante de ácidos
hopanóicos são incorporados no óleo durante o caminho de migração,
presumivelmente via perda dos ácidos presentes em sedimentos de baixa
maturidade33,35,38,39.
3.6 ORIGEM DE PETRÓLEOS ÁCIDOS
No panorama mundial, a presença de petróleos ácidos não constitui um fato
novo. São famosas as ocorrências de petróleos ácidos na Venezuela e Rússia,
objetos de extensos estudos de composição, constituindo, portanto, exemplos
razoavelmente bem caracterizados de óleos ácidos19.
No Brasil, no entanto, o aparecimento de petróleos ácidos é relativamente
recente e está relacionado com a produção de Cherne e Pampo, na Bacia de
Campos19.
Esse surgimento mantém uma estreita relação com a evolução das
descobertas e produção de óleo no país. Inicialmente, quando das primeiras
42
Surdam, R. C.; Boese, S. W.; Crossey, L. J. American Association of Peroleum. Geologists
Memoir. 1984, 37, 127-150.
19
Considerações Gerais
ocorrências nas áreas emersas, dois fatores contribuíram para inexistência de óleos
ácidos: 1) a produção de óleos altamente parafínicos na Bacia do Recôncavo e nas
Bacias de Sergipe-Alagoas e do Espírito Santo. Com as novas descobertas na Bacia
de Campos e nas partes emersas das Bacias de Potiguar e do Espírito Santo,
começaram a avolumar-se os casos de óleos com elevada acidez19.
Estudos realizados admite-se que particularmente os ácidos de mais baixo
peso molecular, possam ser formados durante a exploração, produção,
armazenamento e processamento. Entretanto, estes estudos também mostram que a
grande maioria já se encontrava originalmente presente nos óleos e que se
concentram nas faixas de maior peso molecular, de ponto de ebulição superior a
300 0C 19.
Face a essas evidências, duas possibilidades surgiram como causadoras de
presença desses ácidos:
1.
oxidação dos hidrocarbonetos por meio da biodegradação pelos
microorganismos catalizados por enzimas;
2.
a formação dos ácidos juntamente com o petróleo, originando-se os
ácidos graxos, carbohidratos, mono-, di- e triglicerídeos.
Embora ambos os processos sejam viáveis, a constante relação, nos petróleos
brasileiros, da presença da acidez com a ocorrência de óleos pesados e
biodegradados sugere que a primeira possibilidade seja a predominante19.
20
Considerações Gerais
3.7 MÉTODO
DE
ANÁLISE
DE
COMPOSTOS
EM
GEOQUÍMICA ORGÂNICA (GO).
A cromatografia gasosa de alta resolução acoplada a um detector seletivo de
massas (CGAR/EM) é o principal método de análise utilizado na GO.
O desenvolvimento da CGAR/EM deriva da maneira de se utilizar a
cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de massas simples (CGAR/EM)
ou em série (CGAR/EM-EM), ou seja, utilizar os espectrômetros de massas não
somente como instrumentos de detecção seletiva de compostos orgânicos, mas
também como instrumentos de separação de componentes individuais presentes em
misturas43.
Em uma visão simplista, a CGAR/EM pode ser descrita como uma técnica de
separação dos componentes, através de uma coluna capilar e, em seguida, formação
de íons a partir da ionização de um ou mais compostos de interesse, ou todos os
componentes presentes em uma mistura complexa (Tabela 2A). A CGAR/EM-EM
segue o mesmo princípio com a vantagem de, após separar o(s) componente(s) de
interesse dos demais através de sua varredura no primeiro analisador de massas do
sistema EM-EM, é posteriormente induzido a fragmentação por um processo de
colisão com as moléculas de um gás inerte, em geral argônio, devido a aplicação de
um potencial energético. E finalmente seus fragmentos, resultantes desse processo
de dissociação, são analisados através do analisador de massas subseqüente44, 45, 46,
43
Cooks, R. L.; Glish, G. L. Chemical & Engineering News. 1981, 59, 40-52.
De Grande, S. M. B. Tese de Doutorado. 1992. Instituto de Química, UFRJ, Rio de Janeiro,
Brazil, 1-209.
45
De Grande, S. M. B.; Aquino Neto, F. R. Química Nova. 1990, 13(3), 191-199.
46
McLafferty, F. W. Accounts of Chemical Research. 1980, 13(2), 33-39.
44
21
Considerações Gerais
47, 48
. Essa operação é descrita como sendo a aquisição de um espectro de massas de
um íon especificamente selecionado (Tabela 2B).
A utilização da CGAR/EM-EM em aplicações analíticas se tornou
extremamente importante uma vez que o acoplamento da EM à cromatografia
permite analisar uma maior variedade de compostos. Além disso, a extrema
seletividade do sistema EM-EM, possibilita a detecção de traços de um composto
de interesse presente em uma matriz altamente complexa48, 49.
Como exemplo, se o íon selecionado for o íon molecular, podemos
considerar uma analogia entre a CG/EM e a EM/EM, onde o íon selecionado no
primeiro analisador de massas, chamado de íon precursor, é análogo ao
componente que elui através da coluna cromatográfica. Os íons que resultam da
fragmentação do íon precursor na CGAR/EM-EM, correspondem aos íons
formados pelo processo de ionização/fragmentação na fonte iônica do composto
eluído da coluna cromatográfica. Deve-se ressaltar que todos os compostos que
fornecerem o mesmo íon precursor, ao se ionizarem, são analisados
simultaneamente.
47
McLafferty, F. W. Science. 1981, 214, 280-287.
McLafferty, F. W. Tandem Mass Spectrometry. 1983, John Wiley, New York, 506p.
49
Bush, K. L.; Glish, G. L.; McLuckey, S. A. Mass Spectrometry/Mass Spectrometry;
Techniques and Applications of Tandem Mass Spectrometry. 1988. Weinheim, VCH Publishers,
333p.
48
22
Considerações Gerais
Tabela 2: Processos realizados durante a análise de uma amostra complexa através da
CGAR/EM (A) e CGAR/EM-EM (B).
Componentes
CGAR/EM
(Separados
Ionização
Separação (Analisador 1)
na coluna)
(Fonte do EM)
A
ABC+
“SCAN”
ABC
+
ou
DEF
DEF
GHI+
Íons Selecionados
GHI
Componentes
CGAR/EM-EM
(Separados
Ionização
Separação
Fragmentação por
Separação
na coluna)
(Fonte do (Analisador 1)
Dissociação
(Analisador
EM)
Induzida
2)
B
(Câmara de Colisão)
D+
ABC+
E+
ABC
+
+
DEF
F+
DE+
DEF
DEF
+
+
GHI
DE
GHI
EF+
3.8 Sistema CGAR acoplado ao EM-EM Triplo Quadrupolo
O instrumento EM-EM triplo quadrupolo, consiste em um acoplamento em
série de uma fonte de ionização, um analisador de massas quadrupolo (Q1); uma
câmara de colisão (q2); um segundo analisador de massas (Q3), e um multiplicador
de elétrons [Figura 7].
23
Considerações Gerais
Figura 7: Representação de um sistema CGAR/EM-EM (Triplo Quadrupolar; Varian 1200).
Os primeiros estudos de técnicas de fragmentação de íons selecionados,
através da utilização de um sistema de dois analisadores de massas quadrupolares
acoplados em série, foram realizados por Yost & Enke50.
A seguir, serão descritas as partes que compõem este sistema:
3.8.1 Fonte Iônica
Os compostos eluídos da coluna cromatográfica são submetidos a um
processo de ionização por impacto de elétrons ou por ionização química.
Os íons formados são transmitidos para o conjunto de analisadores de massas
através da aplicação de potenciais adequados nas lentes situadas à saída da fonte
iônica.
50
Yost, R. A.; Enke, C. G. Journal American Chemical Society. 1978, 100(7), 2274-2275.
24
Considerações Gerais
3.8.2 Analisadores de Massas
O sistema de analisadores de massas é composto de três quadrupolos
acoplados em série e quatro e/ou oito lentes. Esse conjunto mais o multiplicador de
elétrons são montados em um trilho. Os íons formados na fonte iônica entram no
conjunto de analisadores de massas, são separados pela razão massa/carga, e
finalmente detectados através do multiplicador de elétrons [Figura 7].
Cada um dos analisadores de massas é um arranjo quadrangular de quatro
barras hiperbólicas (chamadas Quadrupolo) em um alinhamento preciso. As barras
opostas são conectadas eletronicamente. Voltagens AC e DC, de mesma amplitude
e sinal, são aplicadas aos pares de barras opostas. Contudo, as voltagens aplicadas
aos diferentes pares de barras são iguais em amplitude, porém de sinal oposto.
A voltagem AC aplicada às barras dos analisadores de massas é de
freqüência constante, na faixa de rádio freqüência, e de amplitude variável. Devido
a essa voltagem AC estar fixa na freqüência de rádio, ela é chamada voltagem RF.
A razão das voltagens RF/DC determina a capacidade do analisador de
massas separar íons de diferentes razões massa/carga.
As voltagens aplicadas às barras dão origem a um campo eletrostático que
possibilita oscilações estáveis para determinados íons, com uma razão massa/carga
específica, e oscilações instáveis para os demais íons.
Q1 e Q3 podem atuar como analisadores de massas, filtros de íons ou como
dispositivos de transmissão de íons. Quando as voltagens RF e DC são aplicadas,
Q1 e Q3 são analisadores de massas e/ou filtro de íons. Quando somente a voltagem
RF é aplicada a uma das barras quadrupolares, então Q1 ou Q3 atuam como
dispositivos de transmissão de íons.
25
Considerações Gerais
3.8.3 Câmara de Colisão
O conjunto de barras do quadrupolo da câmara de colisão é um arranjo
quadrangular de barras cilíndricas, onde q2 sempre atua como um dispositivo de
transmissão de íons. As barras são carregadas somente com uma voltagem RF, o
que dá origem a um campo eletrostático no qual íons com uma ampla variação de
razão massa/carga sofrem oscilações estáveis. A câmara de colisão possui de 90 a
100% de transmissão, portanto apenas uma pequena fração desses íons sofrerá um
processo de dispersão51.
A câmara de colisão não é linear [Figura 7]. A curva descrita pelo conjunto
de barras tem muito pouco efeito sobre a transmissão dos íons. Contudo, as
partículas neutras não são capazes de descrever essa curvatura e são bombeadas
para fora do sistema. Portanto, como conseqüência, tem-se a diminuição drástica do
ruído proveniente de partículas neutras.
A câmara de colisão é usualmente pressurizada com um gás inerte, tal como
nitrogênio, hélio, argônio ou xenônio. Gases reativos também podem ser utilizados.
Dados da literatura demonstram que o gás argônio fornece uma eficiência de
fragmentação de três a quatro vezes maior do que o hidrogênio48, 51. É o local onde
ocorre o processo de dissociação induzida por colisão (DIC), no qual um íon colide
com um átomo neutro ou molécula e então, devido à essa colisão, dissocia-se em
íons-fragmentos de menor massa. O mecanismo de dissociação envolve a
conversão de parte da energia cinética de translação do íon em energia interna, de
maneira que o íon atinja um estado excitado. Caso essa energia seja suficiente, o
íon se fragmenta49.
Segundo Busch et al.49 e McLafferty48, pode-se aumentar a eficiência total da
DIC, utilizando os seguintes artifícios:
51
Yost, R. A.; Enke, C. G. Analytical Chemistry. 1979, 51, 1251A-1264A.
26
Considerações Gerais
1. aumentando o peso molecular do gás de colisão;
2. aumentando a pressão na câmara de colisão; e
3. aumentando a energia de colisão.
3.9 Utilização da CGAR/EM-EM em Geoquímica Orgânica
A espectrometria de massas em série (EM/EM, EM2 ou EMn) acoplada a
CGAR, teve uma rápida aceitação em geoquímica orgânica devido principalmente
à sua alta resolução cromatográfica de alta sensibilidade e seletividade do detector
em análise de misturas complexas, tais como por exemplo, petróleo e extratos
orgânicos de rochas.
Um dos primeiros relatos sobre a utilização da EM-EM na geoquímica, foi
na análise da distribuição de esteranos e terpanos em sedimentos utilizando a
técnica de monitoramento seletivo de íon metaestável (MSIM) , através de um
espectrômetro de massas de setores52. Essa mesma técnica foi posteriormente
utilizada em um sistema de acoplamento CGAR/EM-EM, onde vários relatos da
literatura referentes à utilização desta técnica em análises de amostras de extratos
orgânicos e petróleo, mostram o grande avanço nos últimos 30 anos, na resolução e
elucidação de componentes diastereoisoméricos que coeluem com outras classes de
compostos, podendo assim serem observados com mais clareza53. Também foi
utilizada na identificação de componentes ao nível de traços e outros componentes
de baixas concentrações (cerca de 10-9pg), como por exemplo C30-esteranos
[Figura 8], os quais foram propostos como indicadores de matéria orgânica de
origem marinha54, 55, bem como para se identificar os terpanos tricíclicos de cadeia
52
Gallegos, E. J. Analytical. Chemistry. 1976, 48(9), 1348-1351.
Warburton, G. A.; Zumberge, J. E. Analytical Chemistry. 1983, 55, 123-126.
54
Moldowan, J. M. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1984, 48, 2767-2768.
53
27
Considerações Gerais
estendida em petróleos56. Summons e Capon29 identificaram 3β-etil-esteranos como
indicadores da idade geológica de sedimentos antigos e petróleo, utilizando a
técnica de monitoramento de reações múltiplas (MRM), assim como Summons e
colaboradores57 diferenciaram e identificaram dinosteranos de origem de
dinoflagelados marinhos e derivados de 4-metil-esterol que também foram
encontrados em microalgas do gênero prymnesiophyte58,
59
e certas bactérias do
gênero capsulatus60, presentes em sedimentos e petróleo. Também foi utilizado na
identificação de biomarcadores da série 24-n-propil-colestanos (C30-esteranos)
[Figura 8] em sedimentos e óleos de origem marinha61, além da identificação de
novas classes de compostos 3β-alquil-esteranos em petróleo, com cadeia lateral no
C3 do anel A contendo de 1 a 5 carbonos62.
A utilização do sistema CGAR/EM-EM triplo quadrupolo através de técnicas
de monitoramento de íons, tais como: monitoramento de reações múltiplas;
varredura de íon precursor ou íon produto; varredura de perda de fragmento neutro;
tornou-se possível à diferenciação de isômeros, de alcanos ramificados63,
64
presentes em sedimentos antigos e recentes, bem como no estudo da distribuição de
55
Moldowan, J. M.; Seifert, W. K.; Gallegos, E. J. American Association of Petroleum Geologist.
1985, 69, 1255-1268.
56
Moldowan, J. M.; Seifert, W. K.; Gallegos, E. J. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1983, 47,
1531-1534.
57
Summons, R. E.; Volkman, J. K.; Boreham, C. J. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1987, 51,
3075-3082.
58
Wolf, G. A.; Lamb, N. A.; Maxwell, J. R. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1986a, 50, 335342.
59
Wolf, G. A.; Lamb, N. A.; Maxwell, J. R. Organic Geochemistry. 1986b, 10, 965-974.
60
Peters, K.E.; Moldowan, J. M.; “The Biomarker Guide – Interpreting molecular Fossil in
Petroleum and Ancient Sediments”, Prentice Hall, Englewood Clifts, New Jersey, 1993.
61
Moldowan, J. M.; Fago, F. J.; Lee, C. Y.; Jacobson, S. R.; Watt, D. S.; Slougui, N-E.;
Jeganathan, A.; Young, D. C. Science. 1990, 247, 309-312.
62
Dahl, J.; Moldowan, J. M.; McCaffrey, M. A.; Lipton, P. A. Nature. 1992, 355(9), 154-157.
63
Summons, R. E.; Powell, T. G.; Boreham, C. J. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1988, 52,
1747-1763.
64
Summons, R. E. Organic Geochemistry. 1987, 11(4), 281-289.
28
Considerações Gerais
metil-esteranos em sedimentos e óleos para estabelecer origem marinha/não
marinha desses materiais57 . Na identificação de hidrocarbonetos alquil-aromáticos
em extratos orgânicos de sedimentos65. Na análise de organossulfurados em
destilados de petróleo66. McCaffrey e colaboradores28 utilizaram as transições
ocorridas no sistema CGAR/EM-EM através da técnica de monitoramento de íons
precursor-produto, para identificar C30-esteranos, assim como, Holba e
colaboradores25,26,67 diferenciaram e identificaram 21-, 24- e 27-norcolestanos
[Figura 8], além de poliprenóides tetracíclicos mostrando que é possível diferenciar
compostos com problemas de interferência e coeluição em amostras de grande
complexidade em componentes isoméricos.
26
21
22
20
20
21-no rcolestano
C 26
23
23
17
21
R
H
23
26
25
27-no rcolestano
C 26
22
20
24
27
24-no rcolestano
C 26
21
1
21
25
22
22
20
24
17
1
23
24
H
14
14
5
5
H
H
R1
H
H
3β-alquil-esterano
24-n-propil-colestano (20S ou 20R)
C30-esteranos
R = -H; -CH 3; -CH 2CH 3
R 1 = -CH 3; -(CH 2)nCH 3
Figura 8: Representação de alguns esteranos identificados por CG/EM-EM.
65
Chou, M. M.; Wood, K. V. Organic Geochemistry. 1986, 9(6), 351-356.
Hunt, D. F.; Shabanowitz, J. Analytical Chemistry. 1982, 54, 574-578.
67
Holba, A. G.; Tegelaar, E.; Ellis, L.; Singletary, M. S.; Albrecht, P. Geology. 2000, 28, 3, 251254.
66
29
Considerações Gerais
A utilização da técnica de monitoramento seletivo de reação, juntamente com
a técnica de ionização química possibilitou a identificação de esteranos
monoaromáticos no anel C através das transições íon precursor→íon produto68.
Desta forma, é possível observar que a CGAR/EM-EM, tem sido
extensivamente utilizada, ao longo dos anos, na análise de misturas complexas de
biomarcadores em sedimentos e petróleo, buscando sempre elucidar a presença de
compostos que são difíceis de serem identificados pelas técnicas tradicionais e que
fornecem importantes informações quanto aos parâmetros geoquímicos em óleos.
Isto se deve a sua versatilidade quanto as técnicas que podem ser utilizadas para
resolver e elucidar amostras com multicomponentes. Podendo utilizar-se 3 técnicas
principais de análises: varredura de íon precursor; varredura de íon produto; e
varredura de perda de fragmento neutro49,69,70,71. A exemplo da espectrometria de
massas convencional, na CG/EM-EM também são utilizadas técnicas de
monitoramento utilizando qualquer um dos três tipos de varredura mencionados
anteriormente, como por exemplo, a técnica de monitoramento seletivo de reação
(MSR) que permite fazer um monitoramento seletivo de reação específica ou um
conjunto discreto de reações, tal como a fragmentação de um íon ou a perda de um
fragmento neutro. As 3 técnicas principais de análises são realizadas como
descritas a seguir:
1-
Na técnica de varredura de íon precursor, emprega-se dois estágios de
análise. No primeiro estágio, os íons formados na fonte iônica são
introduzidos em Q1, o qual é varrido para transmitir seqüencialmente os
íons precursores para q2. O processo de fragmentação em q2 ocorre pela
68
Nali, M.; Corana, F.; Riva, A.; Albrecht, P.; Wehrung, P. Rapid Communication Mass
Spectrometric. 1990, 4(10), 404-405.
69
Johnson, J. V. and Yost, R. A. Analytical Chemistry. 1985, 57(7), 758A-768A.
70
Cooks, R. G. and Glish, G. L. Chem. Eng. News. 1981, 59, 40-52.
71
Slayback, J. R. B. and Story, M. S. Industrial Research & Development. 1981, 129-134.
30
Considerações Gerais
DIC e os íons formados são transmitidos para Q3, que analisa o(s) íon(s)
previamente selecionados. O espectro de massas resultante mostra todos
os íons precursores que ao se fragmentarem produziram um íon produto
específico. Esse tipo de experimento pode ser utilizado em estudos
estruturais, bem como na investigação de série homólogas de
compostos presentes em misturas complexas, cujos compostos se
decompõem a um fragmento comum48,49,71.
2-
Na técnica de varredura de íon produto, realiza-se dois estágios de
análise. Primeiramente, íons formados na fonte iônica são analisados
em Q1, sendo chamados de íons precursores. Em seguida, os íons
precursores especificamente selecionados entram na câmara de colisão
(q2) a qual sofrem um processo de fragmentação através da DIC. Os
íons fragmentos formados, ditos íons produtos, entram em Q3 para o
segundo estágio de análise, onde sofrerá uma varredura total sendo
obtido o espectro de massas dos íons produtos proveniente de um único
íon precursor. Nesta técnica pode-se utilizar a MSR para monitorar a
relação íon precursor-íon produto selecionando-se em Q1 o íon
precursor específico e em Q3 o íon produto escolhido. Esse tipo de
experimento pode ser utilizado para identificar compostos específicos
em misturas complexas48,49,71, tais como amostras geológicas.
3-
Na técnica de varredura de perda de fragmento neutro, os dois
analisadores de massas, Q1 e Q3, são varridos em sincronia, de tal modo
que eles possuam a mesma velocidade e amplitude de faixa de massas.
Entre Q3 e Q1 há uma diferença de unidade de massa correspondente à
massa do fragmento neutro gerado durante o processo de fragmentação
31
Considerações Gerais
por DIC. Os íons formados na fonte iônica são separados pela razão m/z
em Q1 e são transmitidos seqüencialmente para q2. Os íons produtos
formados pela DIC são subseqüentemente analisados em Q3. Para que
um íon seja detectado, entre o tempo de saída de Q1 e entrada em Q3,
ele deve perder um fragmento neutro cuja massa seja igual à diferença
de massa varrida por Q1 e Q3. Assim, o espectro de massas obtido
apresenta todos os íons precursores, que ao se fragmentarem, perdem
um fragmento neutro de massa previamente selecionada48,49,71.
Antes de se utilizar qualquer uma das técnicas mencionadas acima, torna-se
necessário escolher a melhor energia de colisão em q2, adequada para a dissociação
dos íons-fragmentos que saem de Q1, de modo que, a intensidade do íon molecular
não seja menor que 1/3 da original.
O conjunto das técnicas citadas podem ser utilizadas isoladamente, bem
como, associadas para se obter informações quanto a estrutura molecular de um
determinado composto. O Quadro 1 apresenta um exemplo de aplicação destas
técnicas.
32
Considerações Gerais
Quadro 1: Representação esquemática dos experimentos realizados no sistema EM-EM
(segundo Slayback & Story71).
Ionização
IE / IQ
Analisador
de massas
Q1
Câmara de Colisão
(decomposição)
q2
Somente a
AB+, BC+
massa ABC+
ABC
Analisador
de massas
Q3
Experimento de
varredura íons produtos
ABC+, DEF+
Experimento de
varredura íons precursores
ABC+, DEC+
Varredura de
todas as massas
Somente a
AB+, DE+,
+
massa C+
C , etc
B (perda do
fragmento neutro)
Experimento de
varredura de perda
de fragmento neutro
ABC+, DBF+
Varredura de
todas as massas
AC+, DF+,
+
+
AB , etc
Varredura de
todas as massas
Varredura de
m-B
IE = Ionização eletrônica
IQ = Ionização química
3.10 BACIAS SEDIMENTARES BRASILEIRAS
O Brasil possui 6.430.000 km2 de bacias sedimentares, dos quais 4.880.000
km2 em terra e 1.550.000 km2 em plataforma continental. Para a formação de
petróleo é necessário que as bacias tenham sido formadas em condições muito
específicas. No caso das bacias da plataforma continental, espessas camadas de
sedimentos marinhos soterraram intervalos ricos em matéria orgânica a grandes
profundidades e propiciaram condições para a geração de quantidades apreciáveis
de petróleo72.
Há cerca de 100 milhões de anos, a separação do continente sul-americano e
africano, começou a definir os limites atuais da costa brasileira. Como resultado
desse afastamento, surgiu uma grande bacia, denominada Bacia Atlântica. No
72
Guardado, L. R.; Gamboa, L. A. P.; Lucchesi, C. F. American Association of Petroleum
Geologists Memoir. 1989, 48, 3-80.
33
Considerações Gerais
início da separação, formaram-se, localmente, junto ao limite dos novos
continentes, bacias sedimentares, como as de Pelotas, Campos, Santos e Espírito
Santo, entre outras (no lado oriental do Brasil) [Figura 9] 73.
Figura 9: Mapa Geográfico, mostrando as principais bacias sedimentares brasileiras, destacando
a Bacia de Campos e a Bacia Potiguar (Petrobrás, 2005).
73
Milani, E. J.; Brandão, J. A. S. L.; Zalán, P. V.; Gamboa, L. A. P. Brasilian Journal of
Geophysics. 2000, 18(3), 351-396.
34
Considerações Gerais
3.11 ASPECTOS GEOLÓGICOS DA BACIA POTIGUAR
A Bacia Potiguar constitui o segmento de ligação entre a Margem Equatorial
e a Margem Leste do Brasil, e ocupa área de 26.500 km2 na porção “offshore” e
21.500 km2 na porção “onshore”, cobrindo uma área total de 48.000Km2, se
limitando a oeste pelo Alto de Fortaleza, ao sul ao longo do embasamento se
estendendo a offshore, e ao norte e leste para o oceano com profundidade acima de
2000m74. Levantamentos geofísicos indicam que ela se estende até áreas com
lâmina de água superior a 3.000m. É uma Bacia do tipo “rift” formada pela
separação das plataformas da América do Sul e África. Estruturalmente é
constituída por um “graben” eocretáceo que foi soterrado por sedimentos do
Cretáceo e Terciário73,74, 75.
A evolução tectônica e estratigráfica da Bacia Potiguar pode ser dividida em
três estágios; “rift”, transacional e “drift” ou oceânica [Figura 10]. O estágio “rift”
(Neocomiano-Barreniano) é caracterizado por uma sucessão de sedimentos
lacustres finos e sistemas turbidíticos76. O tectonismo foi intenso durante esse
estágio como indicado pelo intenso falhamento da bacia. O final deste estágio é
marcado por uma discordância regional produzida pelo tectonismo Pré-Aptiano.
O estágio transicional (Aptiano) é representado por seqüência de carbonatos,
folhelhos e calcários argilosos interdigitados com arenitos deltáicos depositados em
um ambiente lagunar restrito com influência marinha intermitente76. O estágio de
formação oceânico (Albiano-superior) levou à deposição de duas seqüências
74
Trindade, L. A. F. Tese de Doutorado. 1992, Stanford University, Departament of Geology,
305pg.
75
Santos Neto, E. V.; Hayes, J. M. American Association of Petroleum Geologist Bulletin. 1999,
83, 3, 496-518.
76
Bertani, R. T.; Costa, I. G.; Matos, R. M. D. Origem e Evolução de Bacias Sedimentares. 1990,
Eds. Raja Gabaglia, G. P. and Milani, E. J., PP. 291-310, Petrobrás, RJ, Brasil.
35
Considerações Gerais
sedimentares sob condições marinhas francas. Na primeira, camadas transgressivas
e carbonáticas cobrem os arenitos fluviais em sistema de camada inclinada durante
o Albiano – Turoniano. A segunda, do Campaniano ao Holoceno depositam-se uma
seqüência progradacional representada pelas faces proximais siliciclásticas de
camadas carbonáticas e de águas rasas, nas porções destes, pelos pelitos e
turbiditos76. Desde o Albiano são encontrados “canyons”, escavando as sucessões
sedimentares do estágio oceânico.
A porção terrestre da Bacia de Potiguar inclui um gráben confinado, não
aflorante, que abriga sedimentos lacustres da fase rifte de idade neocominiana, com
espessura total de 6.000m. Recobre a seção rifte um pacote de rochas de idade
aptiana a campaniana73.
O pacote “rift” na Bacia Potiguar é representado pela Formação Pendência,
composta por folhelhos lacustres com turbiditos arenosos, arenitos flúvio-deltáicos
e conglomerados, abrangendo o intervalo temporal Berriasiano ao Eoaptiano. Este
pacote limita-se ao gráben central, sem afloramentos. O topo do pacote “rift” é
marcado por uma discordância regional, e a unidade encontra-se basculada para
SE73.
A Formação Alagamar, de idade neoaptiana, recobre o pacote “rift”. Ela
representa o estágio transicional continental para marinho da evolução da bacia
constituído por folhelhos negros, margas e calcilutitos. Esta seção é recoberta por
arenitos fluviais finos a grossos e argilitos de idade albo-cenomaniana (Formação
Açu). Acima dessa seção, ocorrem os carbonatos de alta energia da Formação
Jandaíra, de idade turoniana-campaniana. Um recorrente magmatismo produziu, no
Eoceno-Oligoceno, os depósitos da Formação Macau73.
36
Considerações Gerais
Figura 10: Carta estratigráfica da Bacia Potiguar75, 77.
Os óleos acumulados na Bacia Potiguar apresentam características diversas
herdadas da matéria orgânica preservada nos sedimentos depositados em
ambientes. Os geradores destes óleos foram identificados como pelitos de duas
formações distintas: Alagamar e Pendência74,78. Na formação Pendência, estão os
sedimentos depositados em ambiente deposicional lacustre; enquanto que na
Formação Alagamar tem-se os sedimentos depositados em ambiente marinho
restrito74,78.
Os óleos gerados na Formação Alagamar apresentam uma grande variação na
sua evolução térmica e, dependendo da localização na bacia, podem estar
relacionados desde um estágio pré-maturo de evolução térmica, até a fase principal
de geração. Nesta formação, os óleos têm origem marinho evaporítico [ME] e
mistos [M] (resultantes da mistura de óleos marinho evaporítico com óleos gerados
77
Araripe, P. T.; Feijó, F. J. Boletim de Geociências da Petrobrás. 1994, 8(1), 127-141.
Santos Neto, E. V.; Mello, M. R.; Rodrigues, R. Anais do XXXVI Congresso Brasileiro de
Geologia. 1990, 974-985.
78
37
Considerações Gerais
a partir de folhelhos lacustres de água doce); enquanto que os óleos gerados pela
Formação Pendência apresentam-se muito evoluídos termicamente, onde, se inclui
os óleos de característica lacustre de água doce [LAD]78.
A Figura 11 mostra a distribuição dos vários tipos de óleos identificados e
caracterizados da Bacia Potiguar, ilustrando a localização dos três tipos de óleos
(ME, M e LAD) estudados neste trabalho.
Figura 11: Mapa tectônico esquemático e distribuição geográfica dos vários tipos de óleos da
Bacia Potiguar (modificado de Santos Neto e Hayes75).
3.11.1 Óleos Gerados pela Formação Alagamar
Estes óleos podem ser agrupados em duas classes distintas: óleos marinhos
evaporíticos e óleos mistos.
Os óleos marinho evaporítico e mistos migraram lateralmente, transportado
através da seqüência transicional e falhas de camadas, sem conformidade e fraturas
formadas por intrusão de diques em reservatórios marinhos siliciclásticos “postrift”74.
38
Considerações Gerais
Óleos Marinho Evaporíticos
São aqueles que foram gerados pelos folhelhos e margas das Camadas Ponta
do Tubarão e Membro Galinhos. Os óleos pertencentes a esse grupo apresentam
como características geoquímicas, porcentagem de hidrocarbonetos saturados em
torno de 55%, teor de enxofre consideravelmente elevado para os óleos brasileiros
(>0,5%) e valores de δ
13
C maior que –26,6 %o; predominância dos alcanos
normais de baixo peso molecular (<nC19); maior abundância de fitano
relativamente ao pristano; ligeira predominância par/ímpar na distribuição dos nalcanos; baixa razão hopano/esterano (0,4-0,2); presença de C30-esteranos (2-, 3- e
4-metil esteranos) e dinosteranos; alta abundância relativa de β-carotano e
gamacerano; razão Ts/Tm menor que 1; Razão C35/C34-hopano maior ou igual a 1;
alta abundância de C27 esteranos relativamente ao homólogo C29 78, 79, 80
Óleos Mistos
Os óleos mistos (M) são resultantes da mistura dos óleos marinho
evaporíticos (ME) com óleos gerados a partir de folhelhos lacustres de água doce
do Membro Upanema da Formação Pendência. Apresentam predominância de
características geoquímicas ora relacionadas a ambiente lacustre de água doce, ora
a ambiente marinho evaporítico75,78.
Os óleos M e ME apresentam variáveis graus de evolução térmica, ou seja,
foram originados a partir de rochas geradoras com diferentes graus de maturação.
Aqueles de maior evolução térmica ocorrem ao longo de uma faixa balizada pela
linha de charneira de Areia Branca, ao Norte da cidade de Mossoró, estendendo-se
até a plataforma continental.
79
Mello, M. R.; Telnaes, N.;Gaglianone, P. C.; Chicarelli, M. I.; Brassell, S. C.; Maxwell, J. R.
Organic Geochemistry. 1988a, 13(1-3), 31-45.
80
Mello, M. R.; Gaglianone, P. C.; Brassell, S. C.; Maxwell, J. R. Marine and Petroleum
Geology. 1988b, 5, 205-223.
39
Considerações Gerais
É comum os óleos marinho evaporíticos e os mistos apresentarem
biodegradação. Em alguns, a biodegradação é incipiente, notando-se apenas um
decréscimo relativo aos alcanos normais de baixo peso molecular. Já em outros, a
biodegradação agiu severamente, eliminado quase que todos os alcanos normais e
desmetilando os hopanos.
3.11.2 Óleos Gerados pela Formação Pendência
Os óleos gerados por esta formação estão concentrados principalmente na
porção sudoeste da parte emersa da Bacia Potiguar, limitada pelo alinhamento
estrutural de orientação aproximada leste-oeste, que passa ao sul da cidade de
Mossoró e norte dos Campos de Serraria e Janduí78, sendo caracterizados como
óleos lacustres de água doce (LAD)74. Os óleos que caracterizam este ambiente
ocorrem também nas Bacias do Ceará, Sergipe-Alagoas e Bahia Sul, na margem
equatorial e nordeste do Brasil.
Os óleos lacustres de água doce foram acumulados na fase “rift” do “graben”
onshore, provavelmente devido a ausência de um caminho de migração adequado74.
Óleos Lacustres de Água Doce
As principais características geoquímicas desse tipo de óleos são78,79,80,81:
elevada abundância relativa de hidrocarbonetos saturados (> 60%); baixo teor de
enxofre (< 0,1%) e valores isotópicos de carbono δ 13C menor que –28,0%o; alta
abundância relativa de n-alcanos de alto peso molecular (>n-C23) com
predominância de componentes com carbono ímpar/par; maior predominância de
pristano relativamente ao fitano; dentre os terpanos, observa-se a ausência ou baixa
81
Mello, M. R.; Maxwell, J. R. Lacustrine Basin Exploration: American Association of
Petroleum Geologist. 1990, 77-97.
40
Considerações Gerais
razão bisnohopano/hopano; elevada razão entre os isômeros dos hopanos C34/C35;
razão Ts/Tm maior que 1; baixa proporção relativa do gamacerano em relação ao
hopano; baixa abundância relativa de terpanos tricíclicos, variando de C19-C36;
baixa concentração de esteranos, com predomínio dos isômeros C29 sobre os
homólogos C27 e C28; e ausência dos C30-esteranos (2-, 3- e 4-metil esteranos),
dinosteranos, β-carotano; e 28,30-bisnohopanos.
A Tabela 3, apresenta os resultados de alguns parâmetros geoquímicos
relatados na literatura75,79,80,81 dos óleos de diferentes ambientes deposicionais das
bacias brasileiras, incluindo os que foram estudados neste trabalho.
Tabela 3: Dados geoquímicos de amostras de óleos e sedimentos das bacias brasileiras de
diferentes ambientes deposicionais75,78,79,80,81.
Ambiente de Deposição
Lacustre de
Água Doce
n-alcano (pico máximo)
C23
Ímpar/par (n-alcanos)
≥1
Pristano/fitano
>1,3
i-C25 + i-C30 (ppm)
<370
n.d.
β-carotano (ppm)
C21 + C22-esteranos (ppm)
tr.
C27-esterano (ppm)
10-50
C27/C29-esteranos
1,5-4,0
Índice de diasteranos
20-40
C30-esteranos (EM-EM)
n.d.
Índice de 4-metil-esteranos
10-50
Hopano/esterano
5-15
Índice de terpanos tricíclicos
30-100
C34/C35 hopanos
>1
Índice de bisnorhopano
0
0
Índice de 18α(H)-oleanano
Ts/Tm
>1
C30-hopano
200-500
Índice de gamacerano
20-40
n.d. = não determinado; tr. = traços
Lacustre
Salino
C19
≥1
>1,1
70-700
10-200
10-30
50-160
1,5-2,5
10-50
n.d.
30-150
5-15
100-200
>1
3-15
0
<1
200-1600
20-70
Marinho
Evaporítico
C18
≤1
<1,0
300-1500
100-400
10-60
500-4000
1,0-2,2
6-20
Baixa
30-80
0,4-2,0
10-60
<1
10-40
0
≤1
300-2000
70-120
Marinho
Carbonático
C20-C22
≤1
<1,0
100-500
20-60
10-60
50-300
1,1-2,5
20-30
Alta
30-80
0,9-3,0
60-200
≤1
10-30
0
<1
80-300
10-20
Marinho
deltáico
C20-C22
≤1
<1,0
150-300
5-10
30-50
50-350
1,3-1,8
30-60
Alta
<10
0,5-3,0
60-180
<1,0
0
20-40
>1,0
100-250
0-5,0
41
Resultados e Discussões – Capítulo 1
RESULTADOS E DISCUSSÕES
CAPÍTULO 1
Caracterização Geoquímica da Fração Neutra por
CGAR/EM e CGAR/EMCGAR/EM-EM de Óleos de Diferentes
Origens da Bacia Potiguar;
Identificação de Biomarcadores por Coinjeção
de Padrões Sintéticos.
Quantificação
Quantificação de Esteranos e seus Derivados
43
Resultados e Discussões – Capítulo 1
4 ANÁLISE DAS FRAÇÕES DO PETRÓLEO
As análises realizadas em geoquímica orgânica utilizam principalmente a
cromatografia gasosa de alta resolução (CGAR) e a cromatografia gasosa de alta
resolução acoplada à espectrometria de massas (CGAR/EM), pois as amostras em
geral são derivadas de misturas complexas provenientes da matéria orgânica
presente em acumulação de sedimentos. Este estudo tem sido feito através da
análise dos fósseis geoquímicos ou biomarcadores, para obter informações a
respeito da fonte e da maturação, estabelecer correlações entre óleos e obter dados
a respeito da migração e biodegradação. Os biomarcadores estão relacionados
diretamente
com
precursores
naturais
contidos
na
matéria
orgânica,
biossintetizados pelos organismos vivos presentes em diversos ambientes
deposicionais, os quais sofrem pequenas modificações estruturais durante os
processos de diagênese e catagênese.
No decorrer das análises são necessárias várias injeções, tanto pela técnica de
varredura de íons totais, quanto pela técnica de monitoramento de íons seletivos,
sendo necessárias normalmente várias injeções por amostra. A detecção das classes
de biomarcadores é feita monitorando-se alguns íons característicos, como mostra o
Quadro 2.
A análise dos dados obtidos em CGAR/EM é realizada, com auxílio de
microcomputador, durante todo o período, para a detecção das várias classes de
compostos e, sempre, é necessário re-injetar as amostras variando os métodos de
modo que seja possível visualizar determinados componentes das classes de
biomarcadores. Além disso, em alguns casos, torna-se necessário repetir o
tratamento da amostra com o intuito de observar a presença de determinados
constituintes por estarem presentes em baixíssimas concentrações.
45
Resultados e Discussões – Capítulo 1
A obtenção das frações analíticas do petróleo está descrita na seção 8.2 deste
trabalho.
O Índice de Retenção (IR) dos componentes detectados na fração neutra foi
obtido utilizando-se a equação de Van Den Doll e Kratz:
IR = (Ts - TCn-1) x 100
+ 100 x Cn-1
(TCn - TCn-1)
Ts = tempo de retenção da substância analisada.
TCn = tempo de retenção do alcano que elui após da substância analisada.
TCn-1 = tempo de retenção do alcano que elui antes da substância analisada.
Cn-1 = número de átomos de carbono do alcano que elui antes da substância analisada.
Quadro 2: Principais íons característicos das classes dos biomarcadores em EM.
Classe de Biomarcadores
Alcanos lineares
Relação m/z característica
(íons-fragmentos mais estáveis)
71, 85, 99
Isoprenóides
113, 183, 253
Cicloexanos monossubstituídos
83
Cicloexanos dissubstituídos
97
β-Carotano
125, 133
Sesquiterpanos bicíclicos
109, 123, 137, 163, 179
Terpanos tricíclicos e tetracíclicos
123, 163, 191
Terpanos pentacíclicos (hopanos)
177, 191
Hopanos desmetilados
177, 191
Esteranos regulares
217, 218
Diasteranos (esteranos rearranjados)
232, 259
3-Alquil-esteranos
231, 245, 259, 273, 287
Esteranos monoaromáticos
211 (anel A), 253 (anel C)
Esteranos triaromáticos
231, 245
3-Alquil-esteranos monoaromáticos no anel C
267, 281, 295,
46
Resultados e Discussões – Capítulo 1
4.1 ANÁLISE DA FRAÇÃO NEUTRA SATURADA (FNs)
4.1.1 Hidrocarbonetos Lineares
O perfil cromatográfico da varredura de íons totais de um óleo constitui sua
impressão digital, sendo uma das primeiras indicações da biodegradação do óleo,
uma vez que, os compostos lineares são os mais abundantes em óleos não
biodegradados e os primeiros a serem consumidos pelo ataque bacteriano. Desta
forma, quando o perfil da amostra revela diminuição da concentração destes
compostos, o petróleo foi biodegradado.
Seus precursores biológicos podem ser encontrados em uma grande
variedade de plantas e outros organismos, juntamente com outros compostos
insaturados ou oxigenados de cadeia não ramificada, que podem ser reduzidos
durante a deposição e diagênese da matéria orgânica sedimentar. São os compostos
de mais fácil detecção e sua distribuição no petróleo fornece importantes subsídios
quanto a sua origem e estado de evolução térmica da matéria precursora1,10. Como
exemplo, é relatado que a predominância da relação de n-alcanos impar/par entre
C25-C35, é indicativo de plantas terrestres superiores5 e/ou ácidos graxos de
ocorrência em plantas vasculares na deposição da matéria orgânica12. Por outro
lado, a maior abundância relativa de hidrocarbonetos lineares de cadeia curta (C16C24), com pouca ou nenhuma predominância de compostos com número ímpar de
carbonos, sugere a contribuição de bactérias e algas marinhas, sendo indicativo de
ambiente marinho5,12
A análise de varredura de íons totais por CGAR/EM da amostra do tipo
lacustre de água doce (LAD-1 e LAD-2) forneceu, um cromatograma de íons com
perfil característico de óleo com nível de biodegradação muito baixo [Figura 12 e
Figura 13] e observa-se a distribuição de vários picos intensos atribuídos à série
homóloga de hidrocarbonetos lineares. Por outro lado, a análise de varredura de
47
Resultados e Discussões – Capítulo 1
íons totais das amostras do tipo Misto (M-1 e M-2) [Figura 14 e Figura 15],
mostra um perfil diferente onde, M-2 é um óleo levemente biodegradado, devido à
diminuição da concentração dos hidrocarbonetos entre C13 e C18, quando
comparado com o perfil cromatográfico do óleo M-1, que mostra um perfil
cromatográfico com maior concentração de hidrocarbonetos lineares nesta região.
Nos óleos do tipo Marinho Evaporítico (ME-2 e ME-1) [Figura 16 e Figura 17],
que estão altamente biodegradados, fica claro a baixa quantidade a nível não
detectado, pela técnica utilizada, da série homóloga de hidrocarbonetos lineares
entre C15 – C31 quando comparamos o perfil cromatográfico dos 3 tipos de óleos
estudados. Nestes óleos (ME), observa-se o aumento da concentração dos terpanos
e esteranos na região entre 35 a 70 minutos devido à diminuição da concentração
dos hidrocarbonetos lineares. A Figura 18 mostra o espectro de massas do alcano
C17, representativo dos hidrocarbonetos lineares, mostrando perda típica de CH2.
48
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Aumento da Biodegradação
Figura 12: Cromatograma de íons totais representativo do óleo LAD-1.
Figura 13: Cromatograma de íons totais representativo do óleo LAD-2.
Figura 14: Cromatograma de íons totais representativo do óleo M-1.
*
Equipamento: HP5890II/HP 5970-MSD – Coluna HP5-MS 30m x 0,25mm x 0,25µm.
49
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Aumento da Biodegradação
Figura 15: Cromatograma de íons totais (“TIC”) representativo do óleo M-2.
Figura 16: Cromatograma de íons totais (“TIC”) representativo do óleo ME-2.
Figura 17: Cromatograma de íons totais (“TIC”) representativo do óleo ME-1.
*
Equipamento: HP5890II/HP 5970-MSD – Coluna HP5-MS 30m x 0,25mm x 0,25µm.
50
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 18: Espectro de massas do alcano C17 representativo dos hidrocarbonetos lineares.
Mello et al.79,80, relataram que em óleos de origem lacustre (água doce ou
salina) ocorrem predominância de n-alcanos ímpares sobre pares, enquanto que em
óleos marinhos (evaporíticos, carbonáticos e deltáicos) ocorre leve predominância
de alcanos pares sobre ímpares. Este último tem sido atribuído à redução dos
precursores, devido às condições anóxicas de deposição5 e também indiretamente
pode está relacionado com a salinidade da coluna de água original79.
Por outro lado, a concentração dos alcanos podem ser afetados pela fonte
(inclusão de matéria orgânica), biodegradação (remoção preferencial dos alcanos) e
maturidade (diminuição da preferência dos ímpares sobre os pares, devido ao
craqueamento dos componentes mais pesados)1,10, a distribuição desses compostos
devem ser usados com cautela para determinação da origem da matéria orgânica
precursora.
4.1.2 Hidrocarbonetos Isoprenóides Acíclicos
Os isoprenóides acíclicos, de alto peso molecular encontrados no petróleo,
tem como maior constituinte a série de hidrocarbonetos isoprenóides regulares
ligados cabeça-cauda a partir de grupos de isoprenos [Figura 19]. Além destes,
51
Resultados e Discussões – Capítulo 1
vários isoprenóides irregulares também são encontrados, como por exemplo, os que
são ligados cabeça-cabeça ou cauda-cauda.
cauda
cabeça
Isoprenos (C5)
Figura 19: Estrutura representativa do isopreno (C5)
Dentre os isoprenóides regulares, os mais predominantes são o Pristano (C19)
e o Fitano (C20). A relação Pristano/Fitano é um dos parâmetros utilizados para
caracterizar ambiente deposicional (origem) e maturação de óleos e sedimentos.
Pristano pode ser proveniente da oxidação do fitol (proveniente da clorofila) ou de
tocoferóis, enquanto que o fitano origina-se da redução do fitol ou de lipídios de
organismos metanogênicos e halófilos5,18,32,60 [Figura 20]. A abundância destes
compostos está relacionada ao ambiente deposicional do óleo, isto é, se a relação
for maior que um, o ambiente deposicional é oxidante, caso esta relação seja menor
que um, o petróleo formou-se em ambiente redutor.
Após estudo preliminar do perfil cromatográfico dos óleos, foi possível
identificar a presença da série de hidrocarbonetos isoprenóides somente nas
amostras LAD (1 e 2) e M2 detectados pela varredura de íons totais [compostos P,
F e Is; Figura 12, Figura 13 e Figura 15; pág. 47] e confirmados no cromatograma
de íons extraídos em m/z 183 [Figura 21] e em m/z 113.
Observa-se que a quantidade de hidrocarbonetos da série isoprenóides
aparentemente é pequena restringindo-se à presença de seis compostos, sendo
Pristano e Fitano os predominantes, além do isoprenóide Is1 [Figura 21]
52
Resultados e Discussões – Capítulo 1
identificado como 2,6,10-trimetildodecano (C15) [Tabela 4]. A Figura 22 mostra o
espectro de massas do fitano representativo dos hidrocarbonetos isoprenóides.
Clorofila
R = C15
C5
OH
FITOL
1. Redução
2. eliminação do OH
3. redução
1. oxidação
2. descarboxilação redutora
3. redução
R
R
Fitano (C20)
Pristano (C19)
1. eliminação do OH
2. redução
1. oxidação
2. descarboxilação redutora lipídeos de organismos
metanogênicos e halófilos
3. redução
C15
HO
O
α−Tocoferol
Figura 20: Procedência sugerida para a obtenção do Pristano e Fitano5,10,18.
Figura 21: Cromatograma de íons extraídos em m/z 183 representativo dos óleos tipo LAD e M.
(Equipamento: HP5890II/HP 5970-MSD – Coluna HP5-MS 30m x 0,25mm x 0,25µm).
53
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 22: Espectro de massas do Fitano (C20) representativo dos hidrocarbonetos isoprenóides
regulares.
Tabela 4: Isoprenóides detectados monitorando o íon-fragmento em m/z 183.
Pico
Is1
Is2
Is3
P4
P5
Is6
Composto
2,6,10-trimetildodecano
Não identificado
2,6,10-trimetilpentadecano
Pristano
Fitano
2,6,10,15-tetrametilheptadecano
Fórmula
C15H32
-------C18H38
C19H40
C20H42
C21H44
MM
212
-------254
268
282
296
Óleos (Índice de retenção)
LAD1
LAD2
M2
1561
1563
1563
--------------- -------1849
1849
1848
1905
1908
1905
2009
2009
2010
2198
2193
2193
Outro parâmetro geoquímico utilizado para determinar a maturação dos óleos
é avaliar a razão pristano/n-C17 e fitano/n-C18, onde ambos decrescem com a
maturidade térmica do petróleo e ao mesmo tempo podem ser afetados por
processos secundários, tais como, biodegradação por bactérias. Assim, avaliou-se a
razão pristano/fitano, a razão pristano/n-C17 e a razão fitano/n-C18 para os seis óleos
estudados.
Uma limitação quanto à utilização da razão Pristano/Fitano como parâmetro
de origem, é o fato destes compostos não terem como único precursor a clorofila,
uma vez que os organismos metanogênicos e halofílicos também são fontes
54
Resultados e Discussões – Capítulo 1
precursoras de fitano e os compostos α-tocoferol e os derivados82, 83 precursores de
pristano. Outro fato importante relatado é o aumento da maturidade com o aumento
na razão Pristano/Fitano e o decréscimo na razão Fitano/C1884.
4.1.3 Cicloexanos Mono e Dissubstituídos
Os compostos cicloexanos mono e dissubstituídos não são tão suscetíveis a
biodegradação quanto os alcanos ramificados (por exemplo, isoprenóides).
Consequentemente esses compostos aumentam em concentração durante as
primeiras alterações microbianas com a remoção preferencial de alcanos60 e isoalcanos. Segundo relatos da literatura1,60, os compostos da classe cicloexanos mono
ou dissubstituídos, são consumidos geralmente após os alcanos lineares e
ramificados. Além disso, neste nível de biodegradação, os alquilcicloexanos
aumentam em abundância quando comparado com o óleo original, e a distribuição
destes compostos favorece progressivamente o último de baixo peso molecular1,60.
Estes compostos foram detectados em óleos brasileiros provenientes do
Campo de Albacora (Bacia de Campos)85 e também em óleos da Bacia SergipeAlagoas86. Alguns trabalhos sugerem que estes compostos são provenientes de
bactérias, ou da ciclização de ácidos carboxílicos13,32.
Foi
detectada
e
sugerida
uma
série
homóloga
de
cicloexano
monossubstituído [Tabela 5] através do pico base m/z 83 [Figura 23] e outra série
homóloga de cicloexano dissubstituído [Tabela 6], através do pico base m/z 97
82
Li, M.; Larter, S. R. Organic Geochemistry. 1995, 23, 1085-1093.
Li, M.; Larter, S. R.; Taylor, P.; Jones, D. M.; Bowler, B.; Bjoroy, M . Organic Geochemistry.
1995, 23(2), 159-167.
84
Ten Haven, H. L.; De Leeuw, J. W.; Rullkotter, J.; Sinninghe Damsté, J. S. Nature. 1987, 330,
641-643.
85
Nascimento, L. R.; Rebouças, L. M. C.; Koike, L; Reis, F. A. M; Soldan, A. L.; Cerqueira, J.
R.; Marsaioli, A. J. Organic Geochemistry. 1999, 30, 1175-1191.
86
Alves, P. B. Tese de Doutorado. 1997, Instituto de Química, Unicamp, Campinas, SP, Brasil.
83
55
Resultados e Discussões – Capítulo 1
[Figura 23] em óleos lacustres [LAD (1 e 2)] e mistos [M (1 e 2)]. Os íons
moleculares e os íons-fragmentos com relação m/z 83 e m/z 97 mostram que estes
compostos são derivados de cicloexanos. Entretanto, fragmentos em m/z 97 podem
ser provenientes de alquil-cicloeptano monossubstituído que se rearranja para
formar o cicloexano dissubstituído mais estável termodinamicamente.
m /z 97
m /z 83
R
R
C H3
C iclo exan o
m o no ssub stitu íd o
C icloexano
d issu b stituído
Figura 23: Representação da fragmentação principal dos cicloexanos mono- e dissubstituído.
Tabela 5: Cicloexanos monossubstituídos detectados em amostras de óleos monitorando o íonfragmento em m/z 83.
Pico
Composto
Fórmula MM
Óleos / (Índice de Retenção)
LAD-1 LAD-2
M-1
M-2
Octil-cicloexano
C14H28
196
1
Nonil-cicloexano
C15H30
210
1543
1547
1543
1546
2
Decil-cicloexano
C16H32
224
1618
1616
1615
1617
3
Undecil-cicloexano
C17H34
238
1722
1720
1728
1725
4
Dodecil-cicloexano
C18H36
252
1848
1849
1846
1847
5
Tridecil-cicloexano
C19H38
266
1976
1979
1973
1973
6
Tetradecil-cicloexano
C20H40
280
2015
2010
2014
2015
7
Pentadecil-cicloexano
C21H42
294
2167
2167
2166
2165
8
Hexadecil-cicloexano
C
H
308
2213
2214
2218
2217
9
22 44
Heptadecil-cicloexano
C23H46
322
2335
2336
2335
2333
10
Octadecil-cicloexano
C24H48
336
2447
2445
2446
2448
11
Nonadecil-cicloexano
C25H50
350
2585
2587
2587
2586
12
Estes compostos são encontrados como ácidos graxos na parede bacteriana
de aliciclobacilos, presentes em óleos e sedimentos, sendo os principais
56
Resultados e Discussões – Capítulo 1
constituintes da membrana celular destas bactérias, já estudados e identificados em
águas de formação e óleos brasileiros87.
Tabela 6: Cicloexanos dissubstituídos detectados em amostras de óleos monitorando o íonfragmento em m/z 97.
Óleos / (Índice de Retenção)
Pico
Composto
Fórmula MM
LAD1 LAD2
M1
M2
Metil-octil-cicloexano
C15H30
210 -------- -------- 1507 ------13
Metil-nonil-cicloexano
C16H32
224 -------- -------- 1617
14
Metil-decil-cicloexano
C17H34
238
1736
1731
1736
1731
15
Metil-undecil-cicloexano
C18H36
252
1818
1818
1812
1815
16
Metil-dodecil-cicloexano
C19H38
266
1917
1923
1925
1921
17
Metil-tridecil-cicloexano
C20H40
280
2039
2041
2049
2045
18
Metil-tetradecil-cicloexano
C21H42
294
2127
2129
2124
2122
19
Metil-pentadecil-cicloexano
C22H44
308
2219
2212
2216
2215
20
Metil-hexadecil-cicloexano
C23H46
322
2359
2363
2369
2367
21
Metil-heptadecil-cicloexano
C24H48
336 -------- 2411
2400
2407
22
Metil-octadecil-cicloexano
C25H50
350 -------- 2533
2535
2529
23
Metil-nonadecil-cicloexano
C26H52
364 -------- 2636
2631
2633
24
---- indica ausência
A série de cicloexanos monossubstituídos (m/z 83) detectada nos óleos
lacustres e mistos estudados apresenta um perfil cromatográfico como uma curva
unimodal (Picos 1 a 12) no cromatotograma de íons extraídos (representado pelo
óleo M1) [Figura 24], onde se observa um máximo em C17 (Pico 4). Para a série
cicloexanos dissubstituídos (m/z 97), observa-se uma curva unimodal (Picos 13 a
24) [Figura 25] (representado pelo óleo M1), com máximo em C17 (Pico 15).
87
Rodrigues, D. C.; Vasconcellos, S. P.; Alves, P. B.; Nascimento, L. R.; Abreu Filho, B. A.;
Oliveira, V. M.; Manfio, G. P.; Santos Neto, E. V.; Marsaioli, A. J. Org. Geochem. 2005, 36(10),
1443-1453.
57
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 24: Perfil cromatográfico representativo dos cicloexanos monossubstituídos detectados na
*
amostra M1. “RIC” em m/z 83. Equipamento: Varian CP3800 / 1200L “MSMS” - Coluna capilar CP-Sil8
CB low Bleed (30m x 0,25mm x 0,25µm).
Figura 25: Perfil cromatográfico representativo dos cicloexanos dissubstituídos detectados na
*
amostra M1. “RIC” em m/z 97. Equipamento: Varian CP3800 / 1200L “MSMS” - Coluna capilar CP-Sil8
CB low Bleed (30m x 0,25mm x 0,25µm).
Nestas séries, são comuns em óleos e sedimentos os isômeros cis-3-metil e
trans-2-metil-alquil-cicloexano, mais estáveis termodinamicamente e que são
geralmente os mais abundantes63,
88
[Figura 26].
88
Hoffman, C.F.; Foster, C. B.; Powell, T. G.; Summons, R. E. Geochimica et Chosmochimica
Acta. 1987, 51, 2681-2697.
58
Resultados e Discussões – Capítulo 1
(B)
H
(A)
1
a
a = axial
H
e = equatorial
CH3 3
e
H
e (CH ) -CH
2 n
3
H
a
e
H
1 e
(CH2)n-CH3
a
H
n = 7 a 18
a
H
a = axial
e = equatorial
Cis-3-metil-1-alquil-cicloexano
n = 7 a 18
Alquil-cicloexano
H
a
e
(C)
CH3
e (CH ) -CH
2 n
3
a
a = axial
H
n = 7 a 18
e = equatorial
1
Trans-2-metil-1-alquil-cicloexano
Estruturas
de
cicloexano
monossubstituído (A) e cicloexanos dissubstituídos (B) e
Figura 26:
(C) mais estáveis termodinamicamente.
As Figura 27 e Figura 28, mostram os espectros de massas representativos
dos cicloexano monossubstituído (C15) e dissubstituído (C18), respectivamente.
Figura 27: Espectro de massas do Nonil-cicloexano (C15), representativo da classe dos
cicloexanos monossubstituídos.
59
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 28: Espectro de massas do Metil-undecil-cicloexano (C18), representativo da classe dos
cicloexanos dissubstituídos.
A seguir, podemos observar que os óleos lacustres e mistos [Figura 29]
estudados neste trabalho apresentaram o mesmo perfil cromatográfico quanto à
distribuição dos cicloexanos mono e dissubstituídos, com pequenas diferenças
quanto a concentração destes compostos nos óleos.
60
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 29: “RIC” representativo dos cicloexanos monossubstituídos (m/z 83) e cicloexanos
*
dissubstituídos (m/z 97), detectados nas amostras lacustres (LAD) e mistas (M). Equipamento:
Varian CP3800 / 1200L “MSMS” - Coluna capilar CP-Sil8 CB low Bleed (30m x 0,25mm x 0,25µm).
Um fato interessante observado é que as amostras do tipo ME,
moderadamente biodegradadas, após análise cuidadosa, não apresentaram níveis de
concentração detectável para estes compostos [Figura 30], considerando os
equipamentos analíticos utilizados, o que nos faz entender que os mesmos não
podem ser provenientes das bactérias de biodegradação ou, foram consumidos
durante o processo de biodegradação do óleo.
61
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Lima et al.89, analisaram 3 óleos do tipo lacustre salino com nível de
biodegradação diferentes e detectaram a presença de compostos cicloexanos monoe dissubstituídos em maior concentração no óleo menos biodegradado, enquanto
que no óleo mais biodegradado, estes compostos se mostraram praticamente
ausentes.
Figura 30: Perfil cromatográfico do monitoramento em m/z 83 e m/z 97 dos óleos marinhos
evaporítico (ME), mostrando níveis de concentração não detectdos de cicloexanos
*
monossubstituídos e cicloexanos dissubstituídos, respectivamente. Equipamento: Varian CP3800 /
1200L “MSMS” - Coluna capilar CP-Sil8 CB low Bleed (30m x 0,25mm x 0,25µm).
Na escala de biodegradação [Figura 31] do consumo dos hidrocarbonetos
pelas bactérias, estas séries são consumidas junto com as parafinas90, onde o óleo se
encontra com um nível de biodegradação entre 4 e 5. Isto sugere em princípio uma
89
Lima, S. G. Tese de Doutorado. 2005, Instituto de Química, Unicamp, Campinas, SP, Brasil.
Connan, J. Advances in Petroleum Geochemistry. 1984, V.1 (J. Brooks and D. H. Welte, eds.),
Academic Press, London, pp. 299-335.
90
62
Resultados e Discussões – Capítulo 1
relação diagenética similar entre estes compostos e os alcanos (ou provavelmente
de seus precursores, os ácidos graxos)13,32, 91.
1 = Homólogos dos n-alcanos de baixo peso molecular consumidos
2 = Degradação das n-parafinas
3 = Somente traços das parafinas lineares
4 = Ausência das parafinas, isoprenóides acíclicos intactos
5 = Isoprenóides acíclicos ausentes
6 = Esteranos parcialmente degradados
7 = Esteranos degradados e diasteranos intactos
8 = Hopanos parcialmente degradados
9 = Hopanos ausentes, diasteranos degradados
10 = Esteranos C26 – C29 aromático atacado
Figura 31: Efeito dos vários níveis de biodegradação sobre óleos maturos típicos. A figura pode
ser usada para classificar o grau de biodegradação sobre a “escala” de 1 a 10 (Peters et al.60.
91
Del Rio, J.C.; Garcia-Molla, J. Gonzalez-Vila, F. J.; Martín, F. Organic Geochemistry. 1994,
21(8-9), 897-909.
63
Resultados e Discussões – Capítulo 1
4.1.4 Carotanos
Foi detectada através da técnica de monitoramento de íons seletivos (MIS) a
presença de β-carotano (Pico C) [Figura 32] nas amostras em estudo. Observou-se
este composto em baixa abundância relativa nas amostras do tipo LAD (1 e 2) e na
amostra M2; ausência na amostra M1 e abundância relativamente alta nas amostras
do tipo ME. Este resultado está condizente com relatos da literatura1,60, uma vez
que, a presença deste biomarcador indica ambiente anóxico e condições salinas no
meio deposicional da matéria orgânica92, sendo indicador de alta salinidade e
conseqüentemente encontrados em maior concentração nesses ambientes. Apesar
deste composto ser característico de ambientes lacustres, também tem sido
encontrado em óleos marinhos e rochas geradoras “offshore” do Brasil em alta
abundância, o que pode estar associado a ambientes altamente anóxicos79,80.
92
Hall, P. B. and Douglas, A. G. (1983) . In Advances in Organic Geochemistry. 1981 (Bjoray,
M. et. al.; eds) J. Wiley and Sons, N. Y, 576-587.
64
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 32: MIS em m/z 125 dos óleos estudados neste trabalho representativo para detecção de
β-carotano.
4.1.5 Terpanos
Os terpanos constituem uma classe de biomarcadores de grande importância
em Geoquímica Orgânica. Estes compostos são extensivamente empregados como
parâmetros de origem da matéria orgânica, maturidade e biodegradação.
65
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Muitos terpanos em petróleo são originados de membranas lipídicas
bacteriana (procarióticos)93. Os terpanos provenientes de bactérias incluem diversas
séries homólogas, incluindo compostos acíclicos, bicíclicos (sesquiterpanos),
tricíclicos (diterpanos), tetracíclicos e pentacíclicos (triterpanos).
4.1.5.1
Sesquiterpanos
Poucas classes de terpanos bicíclicos foram comprovadamente identificadas
em óleos e suas origens são questionadas, por isso eles não são rotineiramente
analisados em amostras de óleos, no entanto, quando estão presentes são
indicativos de fonte de matéria orgânica microbiana94. De acordo com a literatura95,
a presença dos epímeros 8β(H) e 8α(H)-drimanos é usada para avaliar o nível de
maturação do sedimento. Com o aumento da maturação a configuração biológica
8α(H)
isomeriza
para
a
configuração
geológica
8β(H)
[Figura
33],
termodinamicamente mais estável.
A presença de sesquiterpanos bicíclicos em amostras de óleo é detectada pelo
monitoramento do íon-fragmento principal em m/z 123. A análise realizada em
todas as amostras utilizando a técnica MIS através dos íons-fragmentos em m/z
123, 109, 137, 179 e 193 [Figura 33], apresentou um perfil cromatográfico com
uma série de onze componentes nas amostras LAD-2 e M-2; dez componentes na
LAD-1; nove componentes na ME-1; três componentes na ME-2; e dois
componentes na M-1, como sendo das classes nordrimano, drimano, e
homodrimano [Figura 34] [Tabela 7]. Isto foi feito com o intuito de confirmar a
estrutura dos compostos previamente detectados1,60. Foi observado também maior
93
Ourisson, G.; Albrecht, P.; Rohmer, M. Trends and Biochemical Sciences. 1982, 7, 236-239.
González-Sierra, M.; Laborde, M. LA.; Rúveda, E. A. Synthetic Communications. 1987, 17, 4,
431-441.
95
Noble, R. A. Organic. Geochemistry. 1986, 10, 4-6, 825-829.
94
66
Resultados e Discussões – Capítulo 1
concentração destes compostos nas amostras do tipo LAD e a presença destes
sesquiterpanos nas amostras tipo M é uma evidência de que podem ser
provenientes da maior contribuição dos óleos lacustres de água doce.
Os sesquiterpenoides são os maiores constituintes de resinas e óleos
essenciais de plantas superiores. Entretanto, também tem sido relatados sua
identificação em biotas marinhas, como por exemplo algas marrons96. A presença
destes compostos em amostras geológicas ainda não é muito clara, pois segundo os
relatos da literatura os mesmos podem ser provenientes de várias fontes, desde a
degradação dos terpanos superiores (tricíclicos, tetracíclicos e pentacíclicos)
durante o processo de evolução térmica ou biodegradação microbiológica, ou
provenientes diretamente de fontes terrestres e marinhas, como por exemplo
organismos eucarióticos ou algas97.
Com base nos relatos apresentados, podemos sugerir que a presença dos
componentes sesquiterpanos bicíclicos nas amostras LAD e ME provém de plantas
terreste e algas respectivamente.
96
Elias, V. O.; De Barros, A. M. A.; De Barros, A. B.;Simoneit, B. R. T.; Cardoso, J. N. Organic
Geochemistry. 1997, 26 (11-12), 721-730.
97
Sonibare, O. O.; Ekweozor, C. M. Journal of Applied Sciences. 2004, 4 (3), 508-512.
67
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 33: Sesquiterpanos bicíclicos identificados pela técnica MIS, monitorando-se os íons em
*
m/z 123, 109, 137, 179 e 193, representado pelo óleo M-2. (Equipamento: HP5890II/HP 5970-MSD –
Coluna HP5-MS 30m x 0,25mm x 0,25µm)
68
Resultados e Discussões – Capítulo 1
m /z 109
m/z 109
m/z 179
25
27
E udesm ano
26
m /z 123
Nordrim anos
m /z 123
m /z 123
28
m/z 109
31
29
m /z 123
30
8 β (H )-D rim ano
Drim anos R earranjados
m/z 137
m/z 137
m /z 123
m /z 193
m/z 137
m /z 165
m/z 123
m /z 109
m /z 179
33
34
m /z 109
m /z 137
35
8β
β (H )-H om odrim ano
32
H om odrim anos R earranjado
Figura 34: Estruturas propostas para os sesquiterpanos bicíclicos detectados nas amostras de
óleos em estudo.
Tabela 7: Sesquiterpanos bicíclicos detectados na FNs dos óleos.
Pico
25
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
LAD1
1343
1349
1401
1423
1452
1468
1481
Nd
1539
1550
1561
Óleos / Índice de Retenção
LAD2
M1
M2
ME1
1342
Nd
1347
Nd
1347
Nd
1352
Nd
1403
Nd
1402
1405
1422
1423
1426
1422
1449
1450
1452
1449
1467
Nd
1469
1467
1479
Nd
1481
1479
1521
Nd
1520
1521
1537
Nd
1540
1537
1549
Nd
1551
1549
1560
Nd
1563
1560
ME2
Nd
Nd
Nd
Nd
Nd
Nd
Nd
Nd
1537
1549
1560
Fórmula
C14H26
C14H26
C15H28
C15H28
C15H28
C15H28
C15H28
C16H28
C16H28
C16H28
C16H28
MM
194
194
208
208
208
208
208
222
222
222
222
Nd = Não detectado
69
Resultados e Discussões – Capítulo 1
A Figura 35, mostra o espectro de massas do drimano rearranjado (Pico 28)
e do drimano (Pico 30), respectivamente, representativos para a classe dos
sequisterpanos bicíclicos. Como podemos observar, ambos os espectros apresentam
os mesmos íons-fragmentos, porém com intensidades relativas diferentes, podendose destacar os dois principais, em m/z 109 e m/z 123, utilizados na detecção desta
classe de compostos.
Figura 35: Espectro de massas representativo dos sesquiterpanos bicíclicos (C15). Drimano
rearranjado (Pico 28) e Drimano (Pico 30).
A Figura 36 mostra o mecanismo de fragmentação proposto para a formação
do íon-fragmento com relação m/z 123 a partir 8β(H)-drimano.
70
Resultados e Discussões – Capítulo 1
+
H
H
H
H
H
H
clivagem α
m/z 123
Figura 36: Proposta de fragmentação para os compostos bicíclicos do tipo drimano.
A Figura 37 mostra a representação dos íons-fragmentos mais estáveis
proveniente do processo de fragmentação do 8β(H)-drimano, com suas respectivas
contribuições.
m/ z 193
H
1
2
m/ z 137
75%
8
m/ z 208
25%
m/ z 123
8β
β (H)-drimano
82%
18%
m/ z 109
74%
26%
Figura 37: Representação da fragmentação do 8β(H)-drimano com as respectivas contribuições
percentuais dos íon-fragmentos mais estáveis.
71
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Nas amostras tipo LAD e M foram analisados outras classes dos
sesquiterpanos, como por exemplo, os compostos bicadinanos (m/z 191, 217 e 369)
e cadinanos, por serem provenientes de plantas superiores encontrados em óleos e
extratos de sedimentos1,60 de origem lacustre de água doce, entretanto esses
compostos não foram detectados nas amostras analisadas.
4.1.5.2 Terpanos Tricíclicos e Tetracíclicos
Os primeiros terpanos tricíclicos, sendo os mais comuns do tipo Queilantano,
foram detectados em amostras geológicas98,
99
e se extendem de C19 a C5456,
100
devido a sua cadeia lateral isoprenóide. Estes compostos também conhecidos como
biomarcadores de petróleo, têm sido utilizados na correlação óleo-óleo, óleo-rocha
geradora como indicadores de maturação e biodegradação60, 101.
Os terpanos tricíclicos menores que C30 parecem originar do isoprenóide
regular C30, tal como triciclohexaprenol102 [Figura 38], formado anaerobicamente a
partir de um constituinte celular, o hexaprenol [Figura 38] e podem ser
constituintes de membranas de procariontes103, entretanto, altas concentrações
destes compostos correlacionados com rochas ricas em tasmanites, sugerem que
eles possam ser provenientes de algas primitivas60, 104.
98
Anders, D. E. and Robinson, W. E. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1971, 35, 661-678.
Gallegos, E. J. Analytical Chemistry. 1971, 43(10), 1151-1160.
100
De Grande, S. M. B.; Aquino Neto, F. R.; Mello, M. R. Organic Geochemistry. 1993, 20,
1039-1047.
101
Seifert, W. K. and Moldowan, J. M. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1981, 45, 783-94.
102
Aquino Neto, F. R.; Trendel J. M.; Restle, A.; Connan, J.; Albrecht, P. A. 1983. In: Advances
in Organic Geochemistry. 1981 (M. Bjoroy, C. Albrecht, C. Cornford, et al., eds.), John Wiley &
Sons, New York, 659-676.
103
Hammer, C. F. Tetrahedron. 1964, 20, 929-941.
104
Azevedo, D. A.; Aquino Neto, F. R.; Simoneit, B. R. T. Pinto, A. C. Organic Geochemistry.
1992, 18(1), 9-16.
99
72
Resultados e Discussões – Capítulo 1
A presença de algumas estruturas dos homólogos inferiores dos terpanos
tricíclicos foi comprovada em amostras geológicas através de comparações com
padrões sintéticos autênticos105. Entretanto, os terpanos tricíclicos de mais alta
massa molar, coeluem com os terpanos pentacíclicos (C27 – C35), sendo de difícil
identificação por CG-EM simples, mas utilizando a CGAR acoplada a EM/EM é
possível detectar tais compostos e assim observar a presença proeminente da série
estendida em óleos e sedimentos45, 84.
OH
Hexaprenol
ciclização anaeróbia
14
22
27
OH
Triciclohexaprenol
Figura 38: Formação do triciclohexaprenol a partir da ciclização anaeróbia ao hexaprenol.
Os compostos tricíclicos fornecem como pico base durante o processo de
fragmentação em espectrometria de massas por ionização eletrônica o íon m/z 191,
característico da quebra das ligações C9 – C11 e C8 – C14 representado pela Figura
39 que mostra o mecanismo genérico de fragmentação para a série dos terpanos
tricíclicos.
105
Aquino Neto, F. R.; Restle, A.; Connan, J.; Albrecht, P.; Ourisson, G. Tetrahedron Letters.
1982, 23, 2027-2030.
73
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Baseado sobre estudos estruturais relatados106, os terpanos tetracíclicos C24 –
C27 parecem ser provenientes de hopanos (17,21-secohopanos) degradados e
ocorrem em extratos orgânicos.
Apresentam maior resistência ao processo de biodegradação e maturação
quando comparado aos hopanos.
+
H
11
9
8
14
R
R
R
R
R
R
m/z 191
Figura 39: Proposta de fragmentação para os compostos terpanos tricíclicos.
Aquino Neto et al.102 relataram uma série de terpanos tetracíclicos em
sedimentos e óleos marinhos carbonáticos, com predominância de C24, porém
apresentando evidências de homólogos acima de C35.
Terpanos tetracíclicos também foram identificados, algumas vezes, como o
principal componente em sedimentos lacustres da Bacia do Espírito Santo. Alta
abundância relativa desses compostos foi detectada em carvão carbonífero em
ambientes lacustres e óleos derivados de fontes terrestres91.
106
Trendel, J. M.; Restle, A.; Connan, J.; Albrecht, P. Journal of the Chemical Society, Chemical
Communications. 1982, 304-306.
74
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Lopes et al.107,108, identificaram vários compostos tetracíclicos do tipo
beierano, fitocladano e kaurano em óleos provenientes de poços da Fazenda Belém
(Bacia Potiguar, Nordeste do Brasil).
A classe de compostos terpanos tricíclicos e tetracíclicos foram analisadas
utilizando-se o íon fragmento em m/z 191 na técnica de aquisição por
monitoramento de íons selecionados (MIS) que corresponde ao pico base nesta
classe de compostos, e outros íons característicos da fragmentação.
Nas amostras lacustres e mistas notaram-se a princípio baixas concentrações
de terpanos tricíclicos e traços de um composto tetracíclico. Isto se deve a
características de óleos lacustres de água doce, que possuem grandes concentrações
de hidrocarbonetos lineares. Para tanto, foi feito uma clatratação com solução
saturada de uréia em metanol nas amostras lacustres e mistas. Deste modo, após
recristalização da uréia, uma quantidade de hidrocarbonetos lineares ficou retida
nos cristais sendo então separados por extração com solvente e filtração109
aumentando assim a possibilidade de se detectar os terpanos e principalmente
esteranos no CGAR-EM, como mostra os cromatogramas da Figura 40 e Figura
41, que representam respectivamente a fração neutra do óleo LAD antes e após o
processo de clatratação com uréia.
107
Lopes, J. A. D.; Santos Neto, E.V.; Mello, M. R.; Koike, L.; Marsaioli, A. J.; Reis, F. A. M.
Chemical Geology. 1999, 158, 1-20.
108
Lopes, J. A. D. Tese de Doutorado. 1995, Instituto de Química, Unicamp, Campinas, SP,
Brasil.
109
McLaughlin, R. L. Industry Chemistry et Petroleum Hidrocarbon-I. 1954.
75
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 40: Fração F1P1 do óleo lacustre de Figura 41: Fração F1P1 do óleo lacustre de
água doce. (A): MIS; (B) CIE em m/z 191; (C) água doce recristalizado com Aduto de Uréia.
CIE em m/z 217
(A): MIS; (B) CIE em m/z 191; (C) CIE em m/z
217.
MSI = Monitoramento de íons selecionados.
CIE = Cromatograma de íons extraídos.
O monitoramento do principal íon com relação m/z 191 obtido das amostras
LAD (1 e 2) [Figura 42 (A e B)]; M (1 e 2) [Figura 43 (A e B)]; e ME (1 e 2)
[Figura 44 (A e B)] revelou a presença de terpanos tricíclicos que variam de C20 a
C29 e um composto tetracíclico (Des-A) (C24) (Pico 43, Figura 44 [B]) em baixa
abundância.
Esta classe de compostos apresentou-se qualitativamente distintas entre os
três tipos de óleos estudados neste trabalho, porém apresentam similaridade
quantitativa entre os dois óleos LAD e também entre os dois óleos ME. Entretanto,
observa-se que no óleo M-2 houve maior contribuição do óleo LAD durante o
processo de migração ou devido a mistura no reservatório, o que resultou na
quantidade expressiva de componentes terpanos tricíclicos quando comparados ao
óleo ME, enquanto que no óleo M-1 estes compostos encontram-se praticamente
ausentes.
76
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 42: Cromatograma de íons selecionados em m/z 191 mostrando a presença dos terpanos
nos óleos Lacustres de Água Doce.
Figura 43: Cromatograma de íons selecionados em m/z 191 mostrando a presença dos terpanos
nos óleos Mistos.
77
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 44: Cromatograma de íons selecionados em m/z 191 mostrando a presença dos terpanos
nos óleos Marinhos Evaporítico.
As amostras de ambiente LAD analisadas apresentaram média abundância
relativa dos terpanos tricíclicos (razão C23-terpano tricíclico / 17α(H),21β(H)hopano com valores de 0,28 e 0,34, respectivamente) com uma variação de C20 a
C29 [Figura 42, Tabela 22 (pág. 366.)] enquanto que, para as amostras de ambiente
ME apresentaram baixa abundância relativa destes compostos (com valores de 0,15
e 0,07, respectivamente) [Figura 44, Tabela 22 (pág. 366.)]. Comparando estes
resultados com os apresentados por Mello et al79,80,81 e De Grande100, que sugerem
que, esta relação em ambientes LAD e ME sejam menores que 0,05, podemos
78
Resultados e Discussões – Capítulo 1
sugerir que as amostras do tipo LAD aqui estudadas sofreram um processo
significativo de biodegradação dos compostos hopanos elevando a abundância
relativa dos componentes tricíclicos. Da mesma forma, podemos sugerir que a
baixa abundância relativa dos componentes tricíclicos nas amostras aqui estudadas,
se deve a baixa ou alta condição de salinidade no ambiente deposicional LAD e
ME, respectivamente, uma vez que relatos sobre amostras provenientes de
condições moderadas de salinidade apresentaram alta abundância relativa dos
componentes terpanos tricíclicos (C20 a C29)79,80,81 e (C19 a C54)100.
Outro fator importante que podemos observar quando visualizamos o nível
de biodegradação dos óleos e comparamos cada tipo estudado neste trabalho, é um
aumento um pouco significativo da relação tricíclicos / pentacíclicos (T / P) com o
aumento da biodegradação. Nota-se que o óleo LAD-2 apresenta uma intensidade
um pouco maior dos compostos tricíclicos do que o LAD-1 [Figura 42 (pág. 75)],
bem como o ME-2 quando comparado ao ME-1 [Figura 44 (pág. 76)], uma vez
que os óleos LAD-2 e ME-2 são os mais biodegradados quando comparados entre
os de mesma origem.
Embora nos óleos provenientes da Fazenda Belém (Bacia Potiguar, Brasil)
tenha sido detectado a presença de compostos da série kauranos e similares107,108,
nos óleos aqui estudados que são provenientes da mesma Bacia, mas de poços
provenientes do Estreito-Guamaré, estes compostos não foram detectados. Deste
modo, podemos sugerir que tais óleos possam ser provenientes de fontes geradoras
distintas ou que, durante o processo migratório dos óleos proveniente da Fazenda
Belém, que são de origem marinha, possam ter sido misturados com óleos lacustres
de água doce. Uma vez que, segundo relatos da literatura110 a presença de
compostos tetracíclicos do tipo kaurano evidencia origem continental. Isto porque
os compostos de origem natural com estruturas semelhantes ao kaurano, ou seja,
110
Schulze, T. and Michaelis, W. Organic Geochemistry. 1990, 16, 1051-1058.
79
Resultados e Discussões – Capítulo 1
beyerano e 16α(H)-fillocladano [Figura 45] são amplamente encontrados em
plantas superiores da classe conífera (por exemplo, Podocarpaceae e
Araucariaceae).
16
16
Beyerano
16α
α- ou 16β
β-Kaurano
16α
α- ou 16β
β-Fillocladano
Figura 45: Estruturas de diterpanos tricíclicos tipo Kaurano.
4.1.5.3
Terpanos Pentacíclicos
Compostos triterpenóides pentacíclicos, incluindo os da classe hopanóides,
ocorrem em seres procarióticos e plantas superiores, mas parecem estar ausentes
em algas eucarióticas. Os hopanóides são os principais precursores de hopanos que
por sua vez, são os biomarcadores mais importantes encontrados em sedimentos e
óleos, e em virtude disto são bastante estudados. A presença destes em óleos e
sedimentos tem sido relacionadas a atividade bacteriana e a contribuição de algas1,
60
.
Hopanos são triterpanos pentacíclicos que comumente contém 27 – 35
átomos de carbonos em uma estrutura de hidrocarbonetos cíclicos composto de 4
anéis de 6 carbonos e 1 anel de 5 carbonos [Figura 46], sendo a configuração
17α(H),21β(H), 22S (geológico) e 22R (biológico),
principal configuração
estrutural dos hopanos encontrada em petróleo, enquanto que a configuração
17β(H),21α(H), 22S está relacionada as estruturas dos moretanos. Estes compostos
têm sua principal origem proveniente de precursores presentes em membranas
80
Resultados e Discussões – Capítulo 1
bacterianas111,
112
conhecidos como hopanóides. A presença dos hopanos em
amostras geológicas tem sido atribuída a bactérias aeróbias (metanotróficas,
heterotróficas e cianobactérias) e tem como principal precursor como fonte de
hopanos o bacteriohopanotetrol [Figura 47], originado da ciclização de precursores
do esqualeno60, além da importante contribuição das cianobactérias113, 114.
H
E
17
m/ z 191
C
A
21
D
H
OH
H
H
m/ z 123
21
H
m/ z 369
(M 412 daltons)
[17α
α(Η),21β
β( Η ) ]
Hopano (C30)
OH
22
17
B
OH
H
22
H
OH
H
H
Bacteriohopanotetrol (17β
β(H), 21β
β(H), 22R)
Figura 46: Estrutura representativa dos Figura
47:
Estrutura
terpanos pentacíclicos – Hopano.
Bacteriohopanotetrol .
representativa
do
As amostras aqui estudadas, LAD (1 e 2) [Figura 42 (A e B); pág. 75], M (1
e 2) [Figura 43 (A e B); pág. 75] e ME (1 e 2) [Figura 44 (A e B); pág. 76],
revelaram a presença da série dos terpanos pentacíclicos, tendo como principais
constituintes o 17α(H),21β(H)-30-Norhopano e 17α(H),21β(H)-Hopano (Picos 50
e 52, respectivamente) como mostrado no cromatograma de íons [Figura 42 -
Figura 44; pág. 75-76]. A série 17β(H),21α(H)-Moretano (Picos 51, 53 e 57)
[Figura 42 - Figura 44; pág. 75-76] também estão presentes, porém em baixas
concentrações.
111
Ourisson, G.; Albrecht, P; Rohmer, M. Pure & Applied Chemistry. 1979, 51, 709-729.
Ourisson, G.; Albrecht, P.; Rohmer, M. Scientific American. 1984, 251, 34-41.
113
Simoneit, B. R. T.; Lein, A. Y. Geochimica et Cosmochimica Acta. 2004, 68(10), 2275-2294.
114
Simons, D-J. H.; Kenig, F. Organic Geochemistry. 2003, 34, 1177-1198.
112
81
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Os dados obtidos na identificação de terpanos pentacíclicos permitem
determinar um parâmetro importante que é o índice de gamacerano correspondente
a razão entre o Gamacerano (Pico 56), representado na Figura 42 (pág. 75), e o
17α(Η),21β(Η)-Hopano (C30) (Pico 52), representado na Figura 42 (pág. 75),
obtidos na análise por monitoramento de íons selecionados a partir da relação m/z
191 e que fornece informações sobre o ambiente deposicional dos óleos. O
gamacerano [Figura 48] é um terpano pentacíclico não hopanóico, que apresenta
uma menor abundância em sedimentos do que os hopanos, entretanto ele aparece
em grande quantidade em extratos orgânicos e óleos associados a ambientes
salinos115. Algumas evidências sugerem que o gamacerano seja proveniente de
certos protozoários, bactérias e possivelmente outros organismos1,60. Portanto, altos
índices de gamacerano revelam formação dos óleos em ambientes salinos.
m /z 191
m/z 191
G am acerano (C 30 )
Figura 48: Estrutura representativa do Gamacerano.
Entretanto, existem relatos na literatura115,116 em que vários autores
demonstraram que o gamacerano não pode exclusivamente ser um indicador de
depósitos hipersalinos, mas é preferencialmente indicador de estratificação da
coluna d’agua. Isto pôde ser constatado devido aos seguintes fatos:
115
Sinninghe Damsté, J. S.; Kenig, F.; Koopmans, M. P. Geochimica et Cosmochimica Acta.
1995, 59(9), 1895-1900.
116
Schoell, M.; Hwang, R. J. Organic Geochemistry. 1994, 21, 673-683.
82
Resultados e Discussões – Capítulo 1
1-
a composição isotópica do gamacerano e derivados lipídicos de
produtores primários e sulfobactérias verdes, indicaram que o
gamacerano é derivado de organismos Bacteriovorous ciliates
(anaeróbios) que ocorrem na interface entre zonas óxidas e anóxidas
em colunas de água estratificadas;
2-
No final da diagênese e início da catagênese, o gamacerano é formado
a partir de agregados macromoleculares ricos em enxofre;
3-
Durante essas etapas o gamacerano é produzido desses agregados
macromoleculares pela quebra seletiva de ligações C-S.
Recentemente, Pang et al.117 relataram que o gamacerano é um composto
derivado do tetrahimanol amplamente distribuído em sedimentos marinhos, em
água doce, em cililados marinhos do tipo bacteriovorous (protozoários) e em
sulfobactérias fotossintéticas. A origem do gamacerano é incerta, mas pode se
formado pela redução do tetrahimanol formando o gamaceran-3β-ol118 ou também,
pela conversão diagenética de tetrahimanol para gamacerano procedido por uma
desidratação e posterior hidrogenação. Também pode ser obtido através da
sulfurização e subseqüente clivagem da ligação C-S formada no tetrahimanol115.
Outros terpanos pentacíclicos hopanóicos de grande importância geoquímica
também foram detectados, como por exemplo, os do tipo C27 - 18α(H)trisnorneohopano (Ts, isômero geológico rearranjado) [Figura 49] e C27 - 17α(H)trisnorhopano
(Tm,
isômero biológico) [Figura
49], Picos 46 e 47,
respectivamente, representado na Figura 42 (pág. 75), que fornecem dados a
respeito da maturação e ambiente deposicional de óleos. A relação Ts/Tm é um
117
Pang, X; Maowen Li, et al. Organic Geochemistry. 2003, 34, 553-573.
Ten Haven, H. L.; Rohmer, M.; Rullkotter, J.; Bisseret, P. Geochimica et Cosmochimica Acta.
1989, 53, 3073-3079.
118
83
Resultados e Discussões – Capítulo 1
parâmetro que pode fornecer informação sobre a origem e a maturação de amostras
de óleos, pois o Ts é termicamente estável sendo um indicador de fonte e o Tm é
um composto natural e pode rearranjar-se para Ts quando submetido à pressão e
temperatura durante o processo de catagênese.
E
C
Catagênese
m/z 191
Trisnorhopano (Tm)
A
D
B
m/z 191
Trisnorneohopano (Ts)
Figura 49: Processo representativo da transformação de Tm em Ts durante o processo de
maturação.
A Figura 50 apresenta o espectro de massas representativo dos terpanos
pentacíclicos do tipo hopano, enquanto que a Figura 51 apresenta o espectro de
massas representativo dos terpanos não hopanóicos tipo o gamacerano.
Figura 50: Espectro de massas representativo da série dos hopanos pentacíclicos. Hopano C30 –
Pico 52.
84
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 51: Espectro de massas representativo do terpano pentacíclico não hopanóico
Gamacerano (C30) – Pico 56.
4.1.5.3.1 Norhopanos e Homohopanos
Os hopanos desmetilados ou norhopanos são considerados na geoquímica
como produtos provenientes da biodegradação bacteriana (perda de metila sobre o
carbono C10, C18 ou C22) e são conhecidos como C25-, C28- e C30-norhopanos
[Figura 52], correspondentes aos grupos metílicos que são removidos da molécula
durante o processo de biodegradação bacteriana.
m/z 177
H 29
m/z 177
H
m/z 177
17 21
26
28
22
H R
H
29
H
25
17 21
26
H R
30
29
H
m/z 191
17 21
22
25
26
28
H
30
27
27
27
R = CH3
[17α
α(Η), 21β
β ( Η )]
C25-Norhopano
22
R = CH3
[17α
α(Η), 21β
β( Η ) ]
C28-Norhopano
[17α
α(Η), 21β
β(Η)]
C30-norhopano
Figura 52: Estruturas representativas dos compostos terpanos pentacíclicos 25-, 28- e 30Norhopanos.
85
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Estes compostos são detectados monitorando-se principalmente os íons
fragmentos em m/z 177 e 191, mas dependendo da série a serem detectados e
diferenciados, outros íons fragmentos podem ser utilizados no monitoramento.
Nas amostras LAD (1 e 2), M2 e ME (1 e 2), foram detectados a presença de
compostos norhopanos, decorrente da remoção de um grupo metila no composto
hopano durante o processo de biodegradação, como mostram os cromatogramas de
íons em m/z 177 das amostras aqui estudadas [Figura 53 a Figura 55].
Dados da literatura [Peters, et al.1,60; Lopes, et al.107] sugerem que os
hopanos desmetilados são formados diretamente da biodegradação de hopanos
regulares e são detectados após biodegradação das parafinas. As amostras LAD
apresentam toda a série de parafinas (C13 – C35) em grande abundância, além de
alguns isoprenóides, e após clatratação por uréia foi possível detectar os
norhopanos. Portanto, pode-se dizer que todas as amostras aqui estudadas possuem
um determinado nível de biodegradação, porém com diferenças significativas de
biodegradação.
86
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 53: Cromatograma de íons selecionados em m/z 177 mostrando a presença dos
Norhopanos nos óleos Lacustres de Água Doce.
Figura 54: Cromatograma de íons selecionados em m/z 177 mostrando a presença dos compostos
Norhopanos nos óleo Misto M2.
87
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 55: Cromatograma de íons selecionados em m/z 177 mostrando a presença dos
Norhopanos nos óleos Marinhos Evaporíticos.
Comparando os cromatogramas obtidos pelo monitoramento do íon
fragmento em m/z 191 [Figura 42 a Figura 44, (pág. 75-76)] com o íon fragmento
em m/z 177 [Figura 53 a Figura 55] nas amostras em estudo, podemos observar a
presença do composto 25-norhopano (Pico 49b) [Figura 55] somente nos óleos do
tipo ME, e maior concentração do composto 30-norhopano (Pico 50) [Figura 42 a
Figura 44, (pág. 75-76); Figura 53 a Figura 55] quando comparado a sua presença
nos óleos tipo LAD. Isto ocorre devido ao maior nível de biodegradação das
amostras ME. Entretanto, observa-se também que o composto 28,30-bisnorhopano
(Pico 49a) [Figura 44 (A e B), (pág. 76)] está presente somente na amostra ME,
porém só é perceptível quando monitorado pela relação m/z 191, devido à maior
estabilidade do íon fragmento com relação m/z 191 quando comparado ao íon
88
Resultados e Discussões – Capítulo 1
fragmento com relação m/z 177. Segundo a literatura119, presume-se que a presença
do composto 28,30-bisnorhopano seja proveniente de bactérias anaeróbias e são
observados em ambientes deposicionais marinhos anóxidos. Outro composto não
identificado (Pico 49c) encontrado somente nas amostras LAD (1 e 2) e M-2
[Figura 42 (A e B) e Figura 43 (A), (pág. 75), respectivamente], só é perceptível
quando se monitora a relação em m/z 191. Os compostos 49a e 49b [Figura 44
(pág. 76)] e 49c [Figura 42 e Figura 43 (pág. 75)] só foram possíveis serem
distinguidos através da diferença de seus tempos de retenção com o tempo de
retenção do composto 30-norhopano (Pico 50), onde foram obtidos os seguintes
valores pela razão entre a altura destes norhopanos (picos 49a, 49b e 49c) em m/z
191 e o 30-norhopano (pico 50) em m/z 191: 1,62; 1,11 e 0,80, respectivamente.
A origem do composto 25-norhopano em óleo permanece com algumas
controvérsias. Alguns trabalhos sugerem que pequenas quantidades destes
compostos em certos extratos de rochas120 e óleos não biodegradados, são
concentrados durante o processo de biodegradação porque os compostos 25norhopanos são mais resistentes ao ataque microbiológico do que os demais
hopanos superiores121 e também devido a hipótese de serem produzidos pelos
microrganismos60. Outros sugerem que a presença de 25-norhopanos ocorre devido
a desmetilação de 17α(H),21β(H)-hopanos e seus derivados de cadeia estendida,
principalmente durante o processo de biodegradação do petróleo no reservatório122,
123
.
119
Seifert, W. K.; Moldowan, J. M.; Smith, G. W.; Whitehead, E. V. Nature. 1978, 271,436-437.
Noble, R.; Alexander, R.; Kagi, R. I. Organic Geochemistry. 1985, 8, 171-176.
121
Blanc, PH. And Connan, J. Organic Geochemistry. 1992, 18(6), 813-828.
122
Nytoft, H. P.; Bojensen-Koefoed, J. A.; Christiansen, F. G. Organic Geochemistry. 2000, 31,
25-39.
123
Peters, K. E.; Moldowan, J. M.; McCaffrey, M. A.; Fago, F. J. Organic Geochemistry. 1996,
24(8/9), 765-783.
120
89
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Em geral, 25-norhopanos ocorrem em óleos onde os hopanos foram
preferencialmente removidos, mas estão ausentes onde os hopanos mostram
resistência maior a degradação do que os esteranos. Como exemplos, óleos
severamente biodegradados do oeste da Sibéria mostraram depreciação substancial
de 17α(H)-hopanos e correspondente enriquecimento de 25-norhopanos sem
degradação de esteranos124. Similarmente, asfalto de Malagasy contém esteranos
parcialmente biodegradados juntamente com 17α(H)-hopanos e 25-norhopanos125.
A detecção dos compostos 30-norhopanos está largamente distribuída em
óleos derivados de fontes geradoras carbonatadas126. Estes compostos têm mostrado
ser mais resistente ao processo de biodegradação do que os hopanos regulares126.
Entretanto os compostos 28-norhopanos são mais facilmente biodegradados do que
os hopanos regulares e sua série completa têm sido detectados em muitas amostras
de óleos e extratos de rochas122.
A Figura 56 mostra o espectro de massas representativo dos pentacíclicos
desmetilados da série 28,30-bisnorhopanos (C28), 25-norhopanos (C29), 30norhopano (C29), respectivamente.
Nos espectros a seguir [Figura 56], podemos observar que a formação de um
íon fragmento com m/z 177, proveniente da quebra das ligações C-C entre os anéis
B/C é mais proeminente e estável do que o íon fragmento com m/z 191 proveniente
da quebra das ligações C-C entre os anéis C/D [Figura 56-B]. Também é possível
observar no espectro de massas a presença do íon fragmento com m/z 355 que
segundo relatos da literatura122 são mais intensos para os compostos da série
hopanos desmetilados e que também é utilizado para distinguir os compostos 25norhopanos, 28-norhopanos, 28,30-bisnorhopanos e 30 norhopanos quando
124
Peters, K. E. and Moldowan, J. M. Organic Geochemistry. 1991, 17(1), 47-61.
Rullkötter, J and Wendisch, D. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1982, 46, 1543-1553.
126
Subroto, E. A.; Alexander, R.; Kagi, R. I. Chemical Geology. 1991, 179-192.
125
90
Resultados e Discussões – Capítulo 1
presentes em amostras geológicas, calculados pela razão da intensidade deste íon
fragmento com o íon molecular do composto em estudo122.
Figura 56: Espectros de massas representativos dos norhopanos pentacíclicos da série 28,30bisnorhopano (Pico 49a); C25-norhopano (Pico 49b); e 30-norhopano (Pico 50).
91
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Estudos indicam que os compostos homohopanos também são originados do
bacteriohopanotetrol e outros hopanóides C35 polifuncionais comum em
microrganismos procarióticos111,112. A presença destes compostos de configuração
22R (biológico) e 22S (geológico) [Figura 57] em petróleos marinhos são usadas
como um indicador de potencial redox, durante e imediatamente após deposição
dos sedimentos124. A sua distribuição relativa de C31 a C35 17α(H),21β(H), 22S e
22R-homohopanos e conseqüentemente o cálculo do índice de homohopanos (22S /
22S + 22R) que indica a anoxidade do ambiente, sendo afetados pela maturidade
térmica sofrida pelos óleos durante a diagênese.
H
m/z 191
17 21
25
26
28
22
H R
H
m/z 191
17 21
25
26
28
30
27
R = (CH2)nCH3
n=1a5
[17α
α(Η), 21β
β(Η), 22S]
Homohopanos (C31 a C35)
H
29
22
H R
29
H
30
27
R = (CH2)nCH3
n=1a5
[17α
α(Η ), 21β
β(Η), 22R]
Homohopanos (C31 a C35)
Figura 57: Estruturas representativas do compostos terpanos pentacíclicos da série
homohopanos.
A epimerização do carbono na posição C22 dos homohopanos ocorre antes
do processo indicativo de maturidade térmica de óleos e outras amostras
geológicas, tal como, por exemplo, a isomerização do carbono C20 dos esteranos
normais1,60,114, durante o processo de maturação. Desta forma, essa razão é
apropriada para diferenciar estágios iniciais de maturação, uma vez que a
configuração biológica 22R é gradualmente convertida em uma mistura 22R + 22S,
atingindo no equilíbrio, valores entre 0,57 e 0,62. Esta razão é calculada
monitorando-se em m/z 191, pela relação dos picos, utilizando para tanto as
92
Resultados e Discussões – Capítulo 1
substâncias relativas de quaisquer dos pares de epímeros de homohopanos (C31 a
C35).
Estes compostos foram detectados nas amostras aqui estudadas em maior
concentração nos óleos ME (1 e 2), onde estão presentes com uma série completa
de C31 – C35 [Figura 42 a Figura 44 (pág. 75-76)], com as configurações 22R e 22S
[Picos 55(a,b), 58(a,b), 59, 60, 61, 62, 63 e 64, respectivamente]. Entretanto, nos
óleos LAD (1 e 2) e M2, esta série se apresenta em concentrações mais baixas e
com evidência somente para C31 e C32.
A Figura 58 e Figura 59, apresentam os espectros de massas dos hopanos de
cadeia lateral estendida C31 e C32 (22S e 22R), respectivamente. Podemos notar que
ambos os espectros possuem semelhanças na fragmentação, porém diferem na
relação de intensidade de alguns íons fragmentos, que podem diferenciar os
homohopanos 22S e 22R, como por exemplo, os íons moleculares dos
homohopanos C31 e C32 [M+. 426 daltons e M+. 440 daltons, respectivamente],
quando relacionados à intensidade do íon fragmento [M – CH3; m/z 411 e m/z 425,
respectivamente]. Outra observação importante que pode auxiliar também nesta
distinção é a relação entre a intensidade dos íons fragmentos em m/z 369 e m/z 371.
93
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 58: Espectros de massas representativos dos homohopanos C31 [17α(H),21β(H); 22S e
22R] - Pico 55 (a,b), respectivamente.
94
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 59: Espectros de massas representativos dos homohopanos C32 [17α(H),21β(H); 22S e
22R] - Pico 58 (a,b), respectivamente.
95
Resultados e Discussões – Capítulo 1
4.1.6
Esteranos e Diasteranos
Esteranos e diasteranos são classes de compostos comumente encontrados
em óleos e sedimentos. Constituem um grupo de biomarcadores vastamente
utilizados em estudos de correlação de óleos, como indicadores de fonte e evolução
térmica1,13,60. Estes compostos são formados a partir da redução de esteróis
largamente distribuídos na constituição das plantas superiores, animais e algas e,
conseqüentemente foram incorporadas aos sedimentos60 durante o processo de
decomposição da matéria orgânica.
Os esteróis presentes em organismos vivos, como lipídios, apresentam uma
configuração biológica 8β(H), 9α(H), 10β(CH3), 13β(CH3), 14α(H), 17α(H), 20R.
Como exemplo, podemos citar o colesterol que durante o processo de diagênese
pode sofrer transformações biológicas e termoquímicas, preservando seu esqueleto
carbônico básico, como está representado na Figura 5 [pág. 10], mostrado
anteriormente, onde o óleo após o processo de catagênese transforma os esteróis em
esteranos.
O grupo de compostos da classe dos esteranos normais foi monitorado em
todas as amostras aqui estudadas e encontrado em maior abundância nas amostras
do tipo ME, monitorando-se principalmente o íon fragmento em m/z 217 [Figura
60, Figura 61 e Figura 62], entre outros íons fragmentos importantes. As
respectivas estruturas foram sugeridas baseando-se na interpretação dos espectros
de massas de alguns compostos, quando possível; comparação do índice de
retenção; e perfis cromatográficos apresentados na literatura75,79,80,81.
Devido a alta concentração de hidrocarbonetos lineares nas amostras tipo
LAD e M, os esteranos normais bem como os diasteranos, só foram possíveis de
serem detectados após, retirada dos lineares por meio de clatratação com aduto de
uréia109. Desta forma, a amostra LAD1 [Figura 60(A)] mostrou a presença dos
96
Resultados e Discussões – Capítulo 1
esteranos em maior concentração com relação às amostras LAD2 e M2 [Figura
60(B) e Figura 61(B)], enquanto que em M1 [Figura 61(A)] não foi possível
detectar estes compostos. Os esteranos regulares detectados em abundância
relativamente alta nos óleos tipo ME [Figura 62] apresentam número de carbonos
igual a C27, C28 e C29, sendo representados como colestanos, 24-metilcolestanos e
24-etilcolestanos, respectivamente. Estes compostos são utilizados em estudos de
correlação de óleos e como indicadores de paleoambiente127, 128, 129, 130, 131, 132, 133,
obtendo-se parâmetros relativos à origem e maturação em amostras geológicas.
De acordo com Huang e Meinschein130, os esteróis C27 e C28 são os mais
abundantes em plânctons e invertebrados marinhos, sendo a principal fonte marinha
de matéria orgânica, enquanto que nos animais e vegetais superiores, principal
fonte de matéria orgânica continental, predominam os esteróis em C27 e C29. Desta
forma, C27 é usado como indicativo da contribuição de plânctons e C29 como
indicativo da contribuição de plantas superiores. Entretanto, segundo Volkman127,
se um conjunto de parâmetros estudados para origem da matéria orgânica for
indicativo de origem marinha e o esterano C29 estiver em grande abundância, então
ele será indicativo da contribuição de algas marinhas por ocorrerem em alta
abundância em certas espécies destes organismos.
127
Volkman, J. K. Organic Geochemistry. 1986, 9(2), 83-99.
Mackenzie, A. S.; Brassel, S. C.; Maxwell, J. R. Science. 1982, 217(4559), 491-504.
129
Barrick, R. C. and Hedges, J. I. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1981, 45, 381-392.
130
Huang, W-Y. and Meinschein, W. G. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1979, 43, 739-745.
131
Huang, W-Y. and Meinschein, W. G. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1978, 42, 13911396.
132
Huang, W-Y. and Meinschein, W. G. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1976, 40, 323-330.
133
Kimble, B. J.; Maxwell, J. R.; Philp, R. P.; Eglinton, G. Chemical Geology. 1974, 14, 173198.
128
97
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 60: Cromatograma de íons selecionados em m/z 217 mostrando a presença dos Esteranos
nos óleos Lacustres de Água Doce.
Figura 61: Cromatograma de íons selecionados em m/z 217 mostrando a presença dos Esteranos
no óleo M-2 e ausência no óleo M-1..
98
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 62: Cromatograma de íons selecionados em m/z 217 mostrando a presença dos Esteranos
nos óleos Marinhos Evaporíticos.
Nas amostras tipo ME (1 e 2) estudadas neste trabalho, foram detectados
componentes em estruturas de esteranos com maior predominância de C27 [Pico 78,
Figura 62 (A e B)], mostrando maior contribuição dos plânctons para as amostras
do tipo ME., por serem as mesmas de origem marinha e que não apresentaram
diferenças no perfil cromatográfico para esta classe de compostos. Entretanto, os
óleos LAD (1 e 2) e M2 apresentam maior predominância de C29 [Pico 90, Figura
60(A e B) e Figura 61(B)], mostrando maior contribuição de plantas superiores e,
conseqüentemente indicativo de óleo lacustre (LAD) para a amostra M2.
Os
esteranos
regulares
apresentam-se
como
uma
variedade
de
estereoisômeros, sendo que os centros assimétricos mais importantes são o C5, o
C14, o C17 e o C20. Considerando-se estes centros assimétricos é possível calcular
as razões 5α(H),14β(H),17β/[5α(H),14β(H),17β(H) + 5α(H),14α(H),17α(H)] e
99
Resultados e Discussões – Capítulo 1
20S/(20S + 20R), que são parâmetros utilizados para avaliar o estado de maturação
dos óleos.
Os esteranos normais sofrem uma crescente isomerização no carbono C-20
que passa de sua configuração biológica 20R para geológica 20S. No caso dos
compostos C29 com configuração “5α(H),14α(H),17α(H)” este fato provoca uma
mudança na razão 20S/(20S+20R) que varia de zero até cerca de 0,55 com aumento
na maturidade térmica60,
134
. A isomerização decorrente da maturação de C14
[14α(H)] e C17 [17α(H)] nos esteranos regulares, que passa da configuração
biológica “14α(H),17α(H)” para “14β(H),17β(H)” provoca uma variação na razão
14β(H),17β(H)/(14β(H),17β(H) + 14α(H),17α(H), que no esterano C29 se estende
de zero até cerca de 0,760, 134. Ambas as razões tem seu máximo próximo ao pico de
geração de óleo. As duas razões foram aplicadas nos óleos aqui estudados e os
valores obtidos variaram de 0,28 a 0,39 e 0,33 a 0,45 respectivamente, indicando
que os óleos são termicamente pouco evoluídos. Entretanto, a comparação entre os
valores obtidos para cada óleo mostra que, os óleos ME são mais evoluídos do que
os demais aqui estudados.
A Figura 63 apresenta os espectros de massas representativo dos esteranos
normais C27 (20S e 20R), respectivamente. Podemos notar que ambos os espectros
possuem semelhanças na fragmentação, porém diferem na relação de intensidade
de alguns íons fragmentos, que podem diferenciar os compostos estereoisômeros
20S e 20R desta classe, como por exemplo, os íons moleculares [M+. 372] dos
colestanos 20S e 20R, quando relacionados à intensidade do íon fragmento
[M - CH3; m/z 357].
134
Seifert, W. K. and Moldowan, J. M. In: Methods in Geochemistry and Geophysics. R. B.
Johns ed., Elsevier, Amsterdam. 1986, 24, 261-290.
100
Resultados e Discussões – Capítulo 1
m/z 217
20
17
H
H 14
5
m/z 257
H
H
m/z 259
H
Colestano (20S)
M+. = 372
m/z 217
20
17
H
5
m/z 257
H
14
H
H
m/z 259
H
Colestano (20R)
M+. = 372
Figura 63: Espectros de massas representativos dos Esteranos
[5α(H),14α(H),17α(H); 22S e 22R] – Picos 74 e 78, respectivamente.
normais
C27
Os diasteranos quando presentes, estão relacionados a ambientes de
deposição lacustre de água doce e marinho deltáico. Já em óleos de origem
marinho-evaporítico ou carbonáticos, estes compostos não são praticamente
detectados devido a sua baixíssima concentração79,80. Estes compostos podem ser
detectados monitorando-se os íons fragmentos em m/z 217 e m/z 259, sendo este
último o principal íon fragmento [Figura 64]. Entretanto, nas amostras aqui
estudadas, estes compostos foram detectados em baixíssima concentração quando
101
Resultados e Discussões – Capítulo 1
comparado aos esteranos normais nos óleos LAD-1 e de origem ME [Figura 60(A)
e Figura 62 (Picos 67, 68 e 69)], não sendo detectados nos óleos LAD-2 e tipo M.
Figura 64: Cromatograma de íons selecionados em m/z 259 mostrando a presença dos
Diasteranos nos óleos Marinho-Evaporíticos.
Supostamente acredita-se que a conversão de esteróis para diasterenos
durante a diagênese seja catalisada por sítios ácidos sobre argilas, e posteriormente
os diasterenos são reduzidos a diasteranos [13β(H), 17α(H), (20S e 20R), como
isômeros majoritários] e [13α(H), 17β(H), (20S e 20R), como isômeros
minoritários]1,60. A relação diasteranos/esteranos regulares tem sido aplicada para
determinação de ambiente deposicional, mas pode ser influenciada pela maturidade
e biodegradação do óleo, sendo os diasteranos mais resistentes ao processo de
biodegradação32,75. A razão foi aplicada nos óleos tipo LAD e ME de modo a obter
o índice de diasteranos, estando os resultados [Tabela 8] de acordo com os dados
para ambiente deposicional dos óleos lacustres de água doce e marinhos
evaporítico, respectivamente.
A Figura 65 apresenta os espectros de massas representativos dos compostos
da série diasteranos C27 (20S e 20R), respectivamente.
102
Resultados e Discussões – Capítulo 1
20
H
17
H
13
m/z 259
Diacolestano (20S)
M+. = 372
20
H
17
13
H
m/z 259
Diacolestano (20R)
M+. = 372
Figura 65: Espectros de massas representativos dos Diasteranos C27 [13β(H),17α(H); 22S e 22R]
– Picos 67 e 68, respectivamente.
4.1.7 Parâmetros Geoquímicos Determinados nas Frações Neutras
Os parâmetros geoquímicos podem ser calculados pela altura ou área de cada
pico utilizando-se as técnicas Varredura de íons totais, MIS e EM-EM. Neste
trabalho os parâmetros foram calculados utilizando a altura dos picos
correspondentes de modo a amenizar os erros devido as co-eluições, utilizando
como referência os cromatogramas das Figura 42 a Figura 44 (pág. 75-76) para os
terpanos tricíclicos e pentacíclicos e as Figura 60 a Figura 62 (pág. 96-97) para os
esteranos e diasteranos.
103
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Tabela 8: Parâmetros geoquímicos obtidos através das análises dos óleos para a caracterização de
origem e maturidade das amostras do Estreito de Guamaré, Bacia Potiguar, Brasil.
Parâmetros
Óleos
Óleos da Literatura Lit.
LAD1
LAD2
M1
M2
ME1
ME2
Origem
C16 – C18 C19 – C22 C15 – C17 C19 – C22 Baixa
(A) n-alcanos
C21 – C25 C25 – C27 C18 – C21 C25 – C28 Conc.
máxima
(B) Pristano/Fitano
2,41
2,44
2,33
1,87
-----(C) Pristano/nC17
0,94
0,57
0,51
0,62
-----(D) Fitano/nC18
0,23
0,29
0,19
0,51
-----(E) Índice
27,40
18,65
-----15,90
75,58
Gamacerano 1
detecta- detectanão
detecta- detecta(F) β-carotano
do
do
detectado
do
do
Baixa
Conc.
---------------63,27
LAD
C23 – c25
M
------
ME
C18 – C20
1.1 – 2.6 0,9 – 1,3 0,5 – 0,9
------------------------------15 – 50 54 - 110 70 – 120
detectado
não
detectado
------
100-400
(ppm)
Maturidade
(G) Ts (11)/Tm (12)
(H) Ts/(Ts+Tm)
(I)
αβhopano/Esterano 2
(J) C27/C29
Esteranos 3
(K) Índice de
Diasteranos 4
0,97
0,49
7,3
0,72
0,42
25,9
----------------
0,97
0,49
11,6
0,55
0,35
3,63
0,59
0,37
3,44
> 1,0
-----5 – 15
1,23
0,83
------
0,76
0,77
0,89
0,7 – 2,0
------
1,0 – 2,2
25,6
------
------
13,24
17,57
20 – 40
------
6 - 18
(L) Índice 4-Me
Esterano 5
------
Não
detectado
------
------
------
15,15
18,60
0 – 35
------
30 – 80
Não
detectado
Não
detectado
------
Não
detectado
7,55
8,95
Não
detectado
3 – 10
> 10
(N) C34 / C35
hopanos 7
(O) 20S / 20S +
20R 8 C29
1,30
1,31
------
1,54
1.03
0,95
> 1,0
------
< 1,0
0,23
0,28
------
0,30
0,39
0,37
0,3 – 0,5 0,3 – 0,5 0,3 – 0,5
(P) αββ / (αββ +
ααα 9 - C29
(Q) βα / (αβ+βα)10
C30
(R) 22S/(22S +
22R) [αβhomohopano] 11
C31
C32
C33
C34
C35
0,33
0,42
------
0,45
0,45
0,40
0,4 – 0,5 0,3 – 0,5 0,3 – 0,5
0,13
0,12
------
0,12
0,11
0,13
------
------
------
0,51
0,54
0,49
0,47
0,47
0,55
0,60
0,46
0,47
0,48
--------------------------
0,45
0,69
0,44
0,45
0,49
0,63
0,59
0,58
0,58
0,58
0,59
0,58
0,58
0,59
0,60
--------------------------
--------------------------
--------------------------
(M) Índice
bisnorhopano 6
-----< 1,0
0,4 – 0,5
3,0 – 7,0 0,4 – 2,0
LAD = lacustre de água doce; M = misto; ME = marinho evaporítico
Lit. – [Santos Neto and Hayes, 199975; Mello and Maxwell, 199081; Mello et al., 198879; Mello et al., 198880].
104
Resultados e Discussões – Capítulo 1
1
Altura do pico de gamacerano (56) em m/z 191 sobre a altura do pico do 17α(H), 21β(H)-hopano (52) em m/z 191 x100
2
Altura do C30 [17α(H), 21β(H)-hopano] (52) em m/z 191 sobre a soma das alturas dos picos C27 20R (78) e 20S (74) [5α(H),
14α(H), 17α(H)-colestano] em m/z 217.
Altura do pico C27 20R [5α(H), 14α(H), 17α(H)-colestano] (78) em m/z 217 sobre a altura do pico C29 20R [5α(H), 14α(H),
3
17α(H)-24-etil-colestano] (90) em m/z 217.
Soma das alturas dos picos C27 20S (67) e 20R (69) [13β (H), 17α(H)] diasteranos em m/z 217 sobre a soma das alturas dos
4
picos C27 20R (78) e 20S (74) [5α(H), 14α(H), 17α(H)-colestano] em m/z 217 x 100.
5
Soma das alturas dos picos C30 4-metil-esteranos em m/z 231 {reconhecido por espectro de massas (EM-EM) e m/z 414) sobre a
soma das alturas dos picos C27 20R (78) e 20S (74) [5α(H), 14α(H), 17α(H)-colestano] em m/z 217 x 100.
6
Altura do pico do C28 17α(H), 18α(H), 21β(H)-28,30-bisnorhopano (49a) em m/z 191 sobre a altura do pico do 17α(H), 21β(H)-
hopano (52) em m/z 191 x 100
7
Soma das alturas dos picos do C34 22S e 22R 17α(H), 21β(H)-hopano (61 e 62) em m/z 191 sobre a soma das alturas dos picos
do C35 22S e 22R 17α(H), 21β(H)-hopano (63 e 64) em m/z 191.
8
Altura do pico C29 20S (88) [5α(H), 14α(H), 17α(H)-24-etilcolestano] em m/z 217 sobre a soma das alturas dos picos C29 20S
(88) e 20R (90) [5α(H), 14α(H), 17α(H)-24-etilcolestanos] em m/z 217.
Soma das alturas dos picos C29 20S (87) e 20R (89) [5α(H), 14β(H), 17β(H)-24-etilcolestano] em m/z 217 sobre a soma das
alturas dos picos C29 20S (87) e 20R (89) [5α(H), 14β(H), 17β(H)-24-etilcolestano] e C29 20S (88) e 20R (90) [5α(H), 14α(H),
17α(H)-24-etilcolestano] em m/z 217.
9
Altura do pico C30 (53) [17β(H), 21α(H)-moretano] em m/z 191 sobre a soma das alturas dos picos C30 (52) [17α(H), 21β(H)hopano] e C30 (53) [17β(H), 21α(H)-moretano] em m/z 191.
10
11
Altura do pico do 22S [17α(H), 21β(H)-homohopano] em m/z 191 sobre a soma das alturas dos picos 22S e 22R [17α(H),
21β(H)-homohopano] em m/z 191 para os homohopanos C31 (55), C32 (58), C33 (59 e 60), C34 (61 e 62) e C35 (63 e 64).
A análise em cromatografia gasosa acoplada a detector seletivo de massas
(CGAR/EM) das frações neutras mostra o perfil de hidrocarbonetos lineares em
óleos do tipo LAD uma distribuição unimodal com o máximo entre C23 e C26. As
amostras do tipo M mostram hidrocarbonetos lineares com distribuição bimodal e
com máximo em C19 e C26, sugerindo mistura de óleo marinho evaporítico com
lacustre de água doce. Ambos apresentam um nível de biodegradação leve (grau
1)1,60 [Figura 31; pág. 61]. Os óleos marinhos evaporíticos mostram a distribuição
dos hidrocarbonetos lineares com máximo em C15 (concentração muito baixa),
presença de norhopanos em maior abundância e biodegradação dos hopanos entre
C31 – C35, apresentando biodegradação moderada (grau 4)1,60 [Figura 31; pág. 61].
105
Resultados e Discussões – Capítulo 1
As principais características geoquímicas na fração neutra dos óleos tipo
LAD e M (Tabela 8) foram à predominância de n-alcanos de médio (C17 a C19) e
alto peso molecular (C25 a C28); razão pristano/fitano > 1, indicando um ambiente
deposicional oxidativo. Nestas amostras detectou-se a presença de gamacerano, que
é um composto existente em bactérias que sobrevivem em ambientes altamente
salinos, portanto o índice de gamacerano [Tabela 8 - (E)] dá uma indicação de
ambiente deposicional. De acordo com o índice de gamacerano obtido para os óleos
LAD (1 e 2), eles são indicativos de óleos lacustres de água doce, uma vez que os
valores encontram-se abaixo de 40. Enquanto que o índice obtido para o óleo M2
sugere uma mistura de óleos (LAD + ME), não sendo detectado no óleo M1. Foi
também detectada a presença de β-carotano nas amostras LAD (1 e 2) e M2, porém
em baixa concentração indicando que o ambiente deposicional não é salino. As
razões pristano/nC17 e fitano/nC18 calculadas para os óleos são utilizadas pelo fato
de que, em geral, todos os óleos normais apresentam o pristano e o fitano em
pequenas quantidades. Segundo relatos decrescem com o aumento da maturidade,
fornecendo valores >1 para amostras imaturas e <1 para amostras maturas, podendo
esta razão ser afetada pela biodegradação das n-parafinas pelas bactérias. Como as
amostras dos óleos LAD (1 e 2) e M2 aqui analisadas mostraram valores > 1,
podemos sugerir que são levemente maturas. Este dado é concordante com o
cálculo obtido para a razão Ts/Tm < 1 [Tabela 8 - (G)] que também indica que
estes óleos são levemente maturos, uma vez que a literatura88 mostra que o Ts é
proveniente de uma migração da metila ligada ao C18 do Tm para o C17 [Figura
49]. O Tm é um composto naturalmente presente em organismos procarióticos e
com o processo de catagênese se transforma em Ts. Portanto a razão Ts/Tm pode
nos dar uma noção de maturação do óleo e, a presença em altas concentrações de
Tm pode indicar a origem do mesmo, uma vez que em altas concentrações indica
origem marinha. O composto Ts é termodinamicamente estável sendo um indicador
106
Resultados e Discussões – Capítulo 1
de fonte, enquanto que o composto Tm é um indicador sensível ao processo de
maturação. Logo, quando a razão Ts/Tm > 1, têm-se amostras maturas, ao
contrário, quando Ts/Tm < 1 têm-se amostras pouco maturas.
As amostras tipo ME apresentam como principais características na fração
neutra [Tabela 8], baixas concentrações dos alcanos lineares e ausência de pristano
e fitano, o que indica que o óleo sofreu um processo de biodegradação. Nestas
amostras detectou-se a presença de gamacerano em alta concentração e o índice de
gamacerano obtido para os óleos ME [Tabela 8 - (E)] é indicativo de óleos
marinho evaporítico. Foi também detectada a presença de β-carotano em
concentrações relevantes indicando que o ambiente deposicional é salino. O valor
obtido para a razão Ts/Tm < 1 [Tabela 8 - (G)] também indica que estes óleos são
poucos maturos. A razão hopano/esterano < 4 [Tabela 8 - (I)] é característica de
óleos marinhos, esta relação hopano sobre esteranos reflete respectivamente a
contribuição de organismos procarióticos (proveniente de bactérias) versus a
contribuição de organismos eucarióticos (organismos superiores) na geração dos
óleos1,60. As razões 20S/(20S+20R) e [αββ/(αββ + ααα] (C29) [Tabela 8 - (O) e
(P)] indicam que estes óleos são termicamente pouco evoluídos, assim como os
valores obtidos para a razão βα/(αβ + βα) (hopano-C30) [Tabela 8 - (Q)].
4.2 ANÁLISE DA FRAÇÃO NEUTRA INSATURADA (FNI)
4.2.1 Análise dos constituintes aromáticos
Através da análise por CGAR-EM da fração neutra insaturada (FNI)
constituída de hidrocarbonetos insaturados e obtida pelo método utilizado para o
fracionamento das amostras, em continuação com os estudos geoquímicos dos
óleos da Bacia Potiguar, foi feita a análise das classes benzenos e derivados,
naftalenos, fenantrenos, sesquiterpanos aromáticos, terpanos aromáticos e esteranos
107
Resultados e Discussões – Capítulo 1
e alquil-esteranos aromáticos [Figura 66]. As classes dos esteranos e alquilesteranos aromáticos fornecem parâmetros de evolução térmica e maturidade dos
óleos, pelo fato de serem formados quando o petróleo é submetido ao aumento da
pressão e temperatura. Devido ao fato dos microrganismos vivos não
biossintetizarem os hidrocarbonetos aromáticos em quantidades significativas, a
sua ocorrência em petróleo se deve, no entanto, as tranformações complexas de
produtos naturais precursores135. Estas transformações ocorrem durante o processo
de diagênese e catagênese136, 137, o que dificulta estabelecer a relação genética entre
os componentes aromáticos do petróleo e seus produtos naturais, precursores que
iniciam sua transformação diagenética com alterações de grupos funcionais, uma
vez que, o processo de aromatização pode alterar significativamente a estrutura dos
precursores pela ocorrência de alquilação; desalquilação; isomerização; e abertura
do anel136, 138, 139, 140, 141.
Seifert e Moldowan142, relataram novas séries de compostos monoaromáticos
monitorando os íons-fragmentos em 253 e 239 daltons. Estas séries foram
apontadas como sendo excelentes para estudos da evolução térmica e da origem,
principalmente quando estudado o íon em m/z 253.
135
Hase, A. and Hites, R. A. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1976, 40, 1141-1143.
Radke, M. Advances in Petroleum Geochemistry (J. Broocks and D. Welte, eds) Academic
Press, NY. 1987, 141-207.
137
Albrecht, P. and Ourisson, G. Angewandte Chemie International Edition. 1971, 10, 209-225.
138
Heppenheimer, H.; Steffens, K.; Püttmann, W.; Kalkreuth, W. Organic Geochemistry. 1992,
18, 273-287.
139
Regina, M. Loureiro, B.; Cardoso, J. N. Organic Geochemistry. 1990, 15, 351-359.
140
Püttmann, W. and Villar, H. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1987, 51, 3023-3029.
141
Garrigues, P.; Saptorahardjo, A. Gonzalez, C. et al. Organic Geochemistry. 1986, 10, 959964.
142
Seifert, W. K. and Moldowan, J. M. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1978, 42, 77-95.
136
108
Resultados e Discussões – Capítulo 1
R
R
Benzenos [R = H]
Alquil-benzenos [R = CH3]
Naftalenos [R = H]
Alquil-naftalenos [R = CH3]
Antracenos
R
R1
R
Fenantrenos [R = H]
Alquil-fenantrenos [R = CH3]
R
Esterano MA [Anel A]
R = -CH3; -CH2CH3
R1 = CH3
R
R1
H
Esterano MA [Anel C]
R = -CH3; -CH2CH3
Esterano TA [Anel ABC]
R = -CH3; -CH2CH3
R1 = CH3
Figura 66: Compostos aromáticos típicos encontrados em óleos e sedimentos.
Mackenzie e colaboradores143, relataram séries de alquil-esteranos
monoaromatizados no anel C e triaromatizados em folhelhos da Bacia de Paris,
monitorando os íons-fragmentos em m/z 267 e m/z 231, respectivamente,
143
Mackenzie, A. S.; Hoffmann, C. F.; Maxwell, J. R. Geochimica et Cosmochimica Acta.
1981a, 45, 1345-1355.
109
Resultados e Discussões – Capítulo 1
observando
um
aumento
na
extensão
da
aromatização
dos
esteranos
monoaromáticos para triaromáticos, com o aumento da evolução térmica.
Os esteranos aromáticos também foram utilizados em estudos de
biodegradação, onde relatos da literatura mostram que os esteranos de baixo peso
molecular (C21 – C22) são mais resistentes do que seus homólogos superiores (C26 –
C29)144
e também que, os de configuração 20R são mais suscetíveis a
biodegradação do que os de configuração 20S
144, 145
. Conseqüentemente, relatam
também que os esteranos triaromáticos de baixo peso molecular (C20 a C22)
apresentam uma diminuição nas concentrações relativas, que pode ser atribuídos
possivelmente à solubilidade preferencial da água144.
Recentemente, uma nova série de compostos triaromáticos alquilpregnanos146 (C21 – C26) e 21-norcolestanos147 (C26 – C28) foram identificados em
amostras de óleos e extratos de rochas. Estes compostos mostram grande
importância no controle da fonte e/ou ambiente deposicional em adição a
maturidade térmica (21-norcholestanos) e também na correlação de óleo/fonte
geradora e óleo/óleo (alquil-pregnanos).
Dentre os marcadores biológicos insaturados analisados foram detectados
somente esteranos mono e triaromáticos, além de alquil-esteranos monoaromáticos
nos óleos do tipo ME, estando ausentes ou em quantidades de traços nos óleos tipo
LAD e M. Esta detecção só foi possível utilizando o método de monitoramento de
íons selecionados em espectrometria de massas.
144
Wardroper, A. M. K; Hoffmann, C. F.; Maxwell, J. R.; Barwise, A. J. G.; Goodwin, N. S.;
Park, P. J. D. Organic Geochemistry. 1984, 6, 605-617.
145
Mackenzie, A. S.; Lewis, C. A.; Maxwell, J. R. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1981b,
45, 2369-2376.
146
Li, M. and Jiang, C. Organic Geochemistry. 2001, 32, 667-675.
147
Bao, J. and Li, M. Organic Geochemistry. 2001, 32, 1031-1036.
110
Resultados e Discussões – Capítulo 1
4.2.1.1 Análise de esteranos mono e triaromáticos e alquil-esteranos
monoaromáticos.
Os esteranos monoaromáticos e triaromáticos são usados como indicadores
de fonte (espécies eucarióticas), úteis em estudos de correlação e na avaliação do
estresse térmico, bem como para avaliar a maturidade em amostras de óleos148.
As análises por CGAR-EM da classe dos esteranos aromáticos no anel C
apresentam íons estáveis por ionização eletrônica com relação m/z 143, 239 e 253,
onde se mostra como principal íon-fragmento em m/z 253. Os esteranos
triaromáticos também podem ser detectados monitorando-se vários íons, sendo os
íons-fragmentos em m/z 231 e m/z 245 os mais comumente utilizados. As Figura
67, Figura 68, Figura 69, apresentam os cromatogramas de íons selecionados em
m/z 253 para os esteranos monoaromáticos no anel C e, em m/z 231 e m/z 245 para
os esteranos triaromáticos e triaromáticos metilados, respectivamente.
R
m/z 253
R = -H, -CH3, -C2H5
Figura 67: Cromatograma de íons selecionados em m/z 253 mostrando a presença dos Esteranos
aromáticos no anel C nos óleos Marinhos Evaporíticos.
148
Moldowan, J. M. and Fago, F. J. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1986, 50, 343-351
111
Resultados e Discussões – Capítulo 1
R
m/z 231
R = -H, -CH3, -C2H5
Figura 68: Cromatograma de íons selecionados em m/z 231 mostrando a presença dos Esteranos
triaromáticos desmetilados nos óleos Marinhos Evaporíticos.
R
m/z 245
R = -H, -CH3, -C2H5
Figura 69: Cromatograma de íons selecionados em m/z 245 mostrando a presença dos Esteranos
triaromáticos metilados nos óleos Marinhos Evaporíticos.
A aromatização de esteróis no anel C (MA) convertendo-os em compostos
triaromatizados no anel ABC (TA) envolve a perda de um grupo metila localizado
na junção dos anéis A/B. O centro assimétrico no carbono C5 é perdido durante a
conversão dos compostos monoaromáticos para triaromáticos60. Sendo assim,
quando esta conversão ocorre, é possível determinar a maturidade térmica da
112
Resultados e Discussões – Capítulo 1
amostra através da razão TA / (MA+TA) para as conversões C29 → C28 e C28 → C27
[Figura 70].
R
10
5
H
Pressão
R
10
5
C29-MA; R = -CH2CH3
C28-TA; R = -CH2CH3
C28-MA; R = -CH3
C27-MA; R = -CH3
Figura 70: Conversão de esteranos monoaromáticos (MA) para triaromáticos (TA) durante o
processo de evolução térmica.
Após análise dessas classes de compostos nas amostras aqui estudadas, foi
feito o cálculo para a razão TA/(MA+TA) que é um importante parâmetro utilizado
na determinação da maturidade em amostras de óleos. Esta razão aumenta de 0 a
100%, sendo que no início da geração de óleo encontram-se valores entre 40-60%5.
Este parâmetro baseia-se em reações de aromatização para determinar a evolução
térmica de óleos e sedimentos e, é mais sensível ao aumento da temperatura do que
as razões baseadas em isomerizações de centros assimétricos tal como 20S / 20S +
20R dos compostos esteranos1,60. Os cálculos obtidos para a relação TA / (MA+TA)
na amostra tipo ME para os esteranos aromáticos detectados da série C27
(colestano), C28 (24-metil-colestano) e C29 (24-etil-colestano), forneceram os
seguintes valores: C27 TA/(C28 MA + C27 TA) igual a 19,88% e C28 TA/(C29 MA +
113
Resultados e Discussões – Capítulo 1
C28 TA) igual a 22,5%. Estes resultados indicam que o óleo é de baixa maturidade
térmica ou termicamente pouco evoluído.
Além
dos
compostos
esteranos
monoaromáticos
e
triaromáticos
(desmetilados e metilados) [Tabela 9 e Tabela 10] foram observados também a
presença de alquil-esteranos substituídos no anel A e monoaromatizado no anel C,
compostos que se fragmentam fornecendo o íon em m/z 267. Acredita-se que tais
compostos apresentam uma metila no anel A como mostra a Figura 71 [Tabela 10].
R
m/z 267
R1
H
R = -H, -CH3, -C2H5
R1 = -CH3
Figura 71: Cromatograma de íons seletivos em m/z 267 mostrando a presença dos Alquilesteranos monoaromáticos nos óleos Marinhos Evaporíticos.
Esteróides monoaromáticos com número de carbonos C27, C28 e C29, quando
presente em petróleo podem estar associado a inclusão de matéria orgânica
terrestre, marinha ou lacustre1, embora possa ocorrer sobreposições na distribuição
destes componentes. Óleos gerados de fontes marinhas geralmente contém baixa
concentração de compostos com 29 carbonos (C29) quando comparados a amostras
geológicas de fontes não-marinhas que apresentam uma relação C29 / (C27 – C29) >
0,51. A presença dos componentes aromáticos nas amostras ME mostra a baixa
concentração de esteranos C29 quando comparada aos esteranos C27 – C28, apesar da
sobreposição dos mesmos, fornecendo uma relação C29 / (C27 – C29) < 0,5. Este
114
Resultados e Discussões – Capítulo 1
resultado corrobora com o ambiente geológico em que a amostra foi gerada, ou seja
ambiente marinho.
A análise e identificação dos esteranos monoaromáticos utilizando a
CGAR/EM, em geral, apresenta o íon-fragmento em m/z 253, como o principal íon
para essa classe de compostos. Entretanto, na literatura60,143,144,145,146,147,148
normalmente se avalia esta classe de compostos como sendo aromatizados no anel
C. Porém, não fica claro como seria o comportamento dos esteranos aromatizados
nos anéis A ou B. Deste modo, a síntese do composto aromatizados no anel A ou B
e a coinjeção destes padrões com amostras de óleos e sedimentos, torna-se
necessária para que seja possível diferenciar tais compostos, uma vez que ambos
quando presentes em amostras podem responder ao monitoramento do mesmo íon
em m/z 253. Com o objetivo de verificar a possível diferença entre a identificação
de compostos aromatizados no anel A e no anel C, sugerimos no início deste
trabalho a síntese e posteriormente a coinjeção de um esterano aromatizado no anel
A.
Tabela 9: Esteranos mono- (m/z 253) e triaromáticos (m/z 231) detectados nos óleos ME.
m/z 253
m/z 231
Pico
Composto
Massa
Pico
Composto
Massa
molecular
molecular
340
C27 (20S)
366
C26 (20S)
91
99
92
C27 (20R)
366
100
C26 (20R) + C27
340 / 354
(20S)
93
C28 (20S)
380
101
C26 (?)
340
94
C27 (20R)
366
102
C27 (21-nor) +C28
354 / 368
(20S)
95
C28 + C29
380 / 394
103
C27 (20R)
354
96
C29
394
104
C28 (20R)
368
97
C28 + C29
380 / 394
98
C29
394
115
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Tabela 10: Metil-esteranos mono- (m/z 267) e triaromáticos (m/z 245) detectados nos óleos ME.
m/z 245
m/z267
Pico
Composto
Massa
Pico
Composto
molecular
Massa
molecular
105
C27H34
358
111
C28H44
380
106
C28H36
372
112
C28H44
380
107
C27H34
358
113
C29H46
394
108
C29H38
386
114
C28H44
380
109
C28H36
372
115
C29H46 + C30H48
394+408
110
C29H38
386
116
C29H46
394
117
C29H46 + C30H48
394+408
A coinjeção do composto sintetizado (20R,24R)-4-metil-estigmasta1,3,5(10)-trieno [211] com amostras de óleos (fração insaturada) [Figura 72],
mostra que a retenção do composto aromatizado no anel A é bem diferente
daqueles aromatizados no anel C. A ausência deste composto nas amostras aqui
estudadas, nos fez procurar outro meio de se comparar e comprovar esta diferença
de comportamento na retenção entre estas duas classes. Deste modo foi realizada a
coinjeção do padrão [211] com extratos de afloramento de Irati, da bacia do Paraná
[Figura 73], já analisados anteriormente pelo grupo, onde foram encontradas
grandes concentrações de compostos aromáticos. Mesmo com a ausência do
composto [211] nestas amostras, mas com a presença de outros componentes da
mesma classe [Figura 73], foi possível verificar que os compostos aromatizados no
anel A eluem realmente em tempo de retenção bem diferente dos compostos
aromatizados no anel C.
No espectro de massas do composto [211] [Figura 74], podemos observar
que o íon-fragmento com 253 daltons de massa-carga apresenta menor intensidade,
116
Resultados e Discussões – Capítulo 1
sendo o íon-fragmento mais intenso correspondente a relação m/z 211, com
fragmentação tipo retro-Diels Alder no anel D [Figura 75].
Este dado é interessante uma vez que não há relatos na literatura monstrando
esta propriedade de retenção e a diferença de comportamento entre os esteranos
aromatizados no anel A e no anel C. Além disso, como resultado mostra que, o
processo de aromatização dos esteranos durante o período de evolução térmica do
óleo, pode fornecer componentes aromáticos tanto aromatizado no anel A quanto
no anel C, sendo o processo de desidrogenação no anel C mais susceptível ao
aumento da temperatura.
Figura 72: Amostra ME2 coinjetada com padrão sintético (20R,24R)-4-metil-estigmasta1,3,5(10)-trieno [211]. (A) Monitoramento de íon selecionado com m/z 253; (B) Monitoramento
de íon selecionado com m/z 211.
117
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 73: Análise em CG/EM do extrato de afloramento da bacia do Paraná.
(C) Monitoramento de íon selecionado com m/z 211; (D) Coinjeção do extrato com padrão
sintético (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211].
Ar1 – Aromático C28 (20S ou 20R)
Ar2 – Aromático C29 (20S ou 20R)
118
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 74: Espectro de massas do composto (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno
[211].
e
H
H
H
2e
H
+
+
H
+
+
H
H
H
H
H
H
H
C H3
[C 16 H 19 ] + .
m /z 2 1 1
Figura 75: Proposta de fragmentação para formação do íon-fragmento em 211 daltons a partir
do composto (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211].
119
Resultados e Discussões – Capítulo 1
5 Análise de Esteranos por CGAR/EM-EM
A análise e identificação realizada em CGAR/EM-EM para os esteranos com
número de carbonos C21 e C22 [Figura 76] e C26 a C29 [Figura 77], através da
técnica de transição íon precursor – íon produto, estão representados pelos
cromatogramas da Figura 78 a Figura 80, respectivamente, representativas para os
óleos do tipo ME estudados neste trabalho. Entretanto, os compostos da classe
pregnanos (C21 e C22) somente estão presentes nas amostras marinhos evaporíticos,
não sendo detectados nas amostras LAD e M. Segundo relatos da literatura149 estes
compostos foram encontrados somente em ambientes hipersalinos e até o presente
momento, possuem origem biológica desconhecida. Entretatno, os compostos C27,
C28 e C29 encontram-se presentes nestas amostras, mas como pode ser observado
nos cromatogramas [Figura 81 e Figura 82, respectivamente], em concentrações
menores do que nas amostras marinhas. Outro fato interessante e que reforça dados
anteriores mencionado neste trabalho, é a confirmação da ausência destes
compostos na amostra M1 e maior contribuição de óleo lacustre na amostra M2
devido à predominância de C29.
Os compostos foram previamente detectados, utilizando a técnica íons
precursor-íon produto, podendo ser confirmados ou quantificados somente por
coinjeção com um padrão sintético. Acredita-se que uma possibilidade para a
presença dos compostos C21 e C22 esteranos saturados, sejam provenientes da cisão
da cadeia lateral pelo processo de craqueamento que pode ocorrer durante o
aumento da maturidade térmica, como documentado para os compostos C21 e C22
mono- e triaromáticos em óleos142 e extratos de rochas143.
149
Ten Haven, H. L.; de Leeuw, J. W; Peakman, T. M.; Maxwell, J. R. Geochimica et
Cosmochimica Acta. 1986, 50, 853-855.
120
Resultados e Discussões – Capítulo 1
20
C 21
21
21
22
20
C 22
P re g n a n o s
Figura 76: Estruturas propostas para C21- e C22– Esteranos
26
23
m/z 217
25
21
24
20 22
21
22
20
23
24 25
24
26
25
23
26
21-no rcolestano
C26 (M=358)
21
24-no rcolestano
C26 (M=358)
24
27-no rcolestano
C26 (M=358)
27
25
24
24
26
Colestan o
C27 (M=372)
24 -metil-colestan o
C28 (M=386)
24 -etil-colestan o
C29 (M=400)
Figura 77: Estruturas propostas para C26-, C27-, C28- e C29- Esteranos
121
Resultados e Discussões – Capítulo 1
* Coluna capilar CP-Sil5 CB low Bleed (60m x 0,25mm x 0,25µm).
**
Equipamento: Varian 1200 (Triplo quadrupolo)
Figura 78: Análise em CG/EM-EM* [transição íon precursor – íon produto] [288 → 217 (A) e
302 → 217 (B)] representativo para identificação prévia de C21 e C22 – esteranos. (A1) e (B1):
Ampliação do cromatograma de massas na região de interesse.
122
Resultados e Discussões – Capítulo 1
* Coluna capilar CP-Sil5 CB low Bleed (60m x 0,25mm x 0,25µm).
**
Equipamento: Varian 1200 (Triplo quadrupolo)
Figura 79: Análise em CG/EM-EM* [transição íon precursor – íon produto] [358 → 217 (A);
372 → 217 (B); 386 → 217 (C); e 400 → 217 (D)]; representativo para identificação prévia de
C26 - C29 – esteranos na amostra ME1. (A1) a (D1): Ampliação do cromatograma de massas na
região de interesse.
123
Resultados e Discussões – Capítulo 1
* Coluna capilar CP-Sil5 CB low Bleed (60m x 0,25mm x 0,25µm).
**
Equipamento: Varian 1200 (Triplo quadrupolo)
Figura 80: Análise em CG/EM-EM* [transição íon precursor – íon produto] [358 → 217 (A);
372 → 217 (B); 386 → 217 (C); e 400 → 217 (D)]; representativo para identificação prévia de
C26 - C29 – esteranos na amostra ME2. (A1) a (D1): Ampliação do cromatograma de massas na
região de interesse.
124
Resultados e Discussões – Capítulo 1
* Coluna capilar CP-Sil5 CB low Bleed (60m x 0,25mm x 0,25µm).
**
Equipamento: Varian 1200 (Triplo quadrupolo)
Figura 81: Análise em CG/EM-EM* [transição íon precursor – íon produto] [372 → 217 (A) e
(A1); 386 → 217 (B) e (B1); e 400 → 217 (C) e (C1)]; representativo para identificação prévia
de C26 - C29 – esteranos na amostra tipo LAD.
125
Resultados e Discussões – Capítulo 1
* Coluna capilar CP-Sil5 CB low Bleed (60m x 0,25mm x 0,25µm).
**
Equipamento: Varian 1200 (Triplo quadrupolo)
Figura 82: Análise em CG/EM-EM* [transição íon precursor – íon produto] [372 → 217 (A);
386 → 217 (B); e 400 → 217 (C)]; representativo para identificação prévia de C26 - C29 –
esteranos na amostra M2.
126
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Os norcolestanos (C26) são compostos conhecidos, cuja estrutura são
generalizadas como C26-esteranos, pois há uma perda de um carbono originando os
compostos C21-, C24- e C27-norcolestanos150 [Figura 77, pág. 119]. Estes
compostos mostram-se promissores como indicadores de ambiente deposicional25 e
idade geológica26. Para esta análise, como foi observado na literatura150, ocorre uma
interferência na detecção dos norcolestanos (C26), devido a alta concentração de
colestanos C27, impossibilitando a detecção por CG-EM convencional. Na tentativa
de se identificar os compostos norcolestanos, utilizamos a técnica de transição íonprecursor→íon-produto para as análises dos óleos que estão representadas na
Figura 79(A) e Figura 80(A) [pág. 121-122] onde se analisa a transição íon
precursor-íon produto [M+. (358) → 217], e que só foi possível detectar estes
compostos nas amostras do tipo ME. Desta forma, observamos que os
componentes norcolestanos presentes nas amostras, coeluem com os componentes
derivados (diastereoisômeros) do colestano por eluirem no mesmo intervalo de
tempo de retenção, ou bem próximos, uma vez que a técnica utilizada é específica
para detecção de íon-fragmento (íon-produto) gerado por um único íon precursor de
massa molecular igual a 358 daltons.
A distribuição dos esteranos com C27 (colestanos), C28 (24-metil-colestanos)
e C29 (24-etil-colestanos) carbonos em óleos, é um poderoso parâmetro de
correlação de fonte142. Altas concentrações de C29 comparado com C27 e C28
esteranos pode indicar matéria orgânica proveniente de plantas terrestres. Esta
interpretação está baseada em relatos da literatura130 que indicam alta
predominância de C29 esterois em plantas superiores e sedimentos (exemplo, βsitosterol - C29). Por outro lado, o C27 colesterol é encontrado em maior abundância
150
Moldowan, J. M.; Lee, C. Y.; Watt, D. S.; Jeganathan, A.; Slougui, N-E.;Gallegos, E. J.
Geochimica et Cosmochimica Acta. 1991, 55, 1065-1081.
127
Resultados e Discussões – Capítulo 1
em animais, portanto altas concentrações de C27 indica que a matéria orgânica de
formação do óleo tem predominância de animais.
5.1 Análise de 4-Desmetil-Esteranos (C30); 2-, 3- e 4-Metil–
Esteranos (C30) e Dinosteranos (C30) por CGAR/EM-EM.
5.1.1 4-Desmetil-Esteranos (C30)
A presença de 4-desmetil-esteranos (C30) quando analisado em CGAR/EMEM é o mais importante parâmetro para identificar quantidade de matéria orgânica
de origem marinha do gerador. Estes C30 – esteranos foram identificados por
coinjeção e relatados como 24-n-propilcolestanos [Figura 83] por Moldowan et
al.61 e 24-isopropilcolestanos [Figura 83] por McCaffrey, et al.28, e somente são
identificados por análise em MRM/CG/EM-EM (onde MRM = monitoramento de
reações múltiplas) pela transição íon-precursor→íon-produto [M+. (414) → 217
daltons], pois a concentração destes compostos são relativamente baixos, bem
como, coeluem com outros compostos de mesmo peso molecular, tal como, C30 (4metil-esteranos).
Estes compostos aparentemente são derivados de precursores esteróis tais
como
24-n-propilideno-colesterol
e
24-n-propilcolesterol
[Figura
84],
bioquimicamente sintetizados nos oceanos por algas marinhas Chrysophyte61 da
espécie Sarcinochrysidales e são comuns serem encontrados em invertebrados
marinhos, presumivelmente devido a ingestão destas algas pelos mesmos. Segundo
relatos da literatura28,61 vários epímeros desta classe foram detectados e
identificados por coinjeção de padrão sintético em diversos óleos e sedimentos,
com
a
seguintes
configurações:
5α(H),14α(H),17α(H)
[20R
ou
20S];
128
Resultados e Discussões – Capítulo 1
5α(H),14β(H),17β(H) [20R ou 20S]; 5β(H),14β(H),17α(H) [20R ou 20S];
5β(H),14α(H),17α(H) [20R ou 20S].
21
m /z 21 7
22
20
17
1
23
m /z 21 7
24
24
H
14
H
5
H
17
14
H
5
H
2 4-n -p ro p il-colestan o - C 30
(2 0S ou 2 0R )
H
2 4-iso prop il-co lestan o - C 3 0
(2 0S ou 2 0R )
Figura 83: Estrutura representativa para a classe de compostos 24-n-propil- e 24isopropilcolestanos [4-Des-esteranos (C30)].
21
20
H
1
H
21
22
23
24
22
20
17
14
H
1
H
H
23
24
17
14
H
HO
HO
2 4 -n -p rop il-co lesterol - C 30
24 -p ro pilideno -co lesterol - C 30
Figura 84: Estruturas dos precursores dos compostos 24-propil-colestanos.
A Figura 85 mostra a proposta de fragmentação para a formação do íonfragmento m/z 217 para os derivados do esterano e a Figura 86 mostra uma análise
cromatográfica comparativa entre a detecção dos compostos C30 – esteranos por
CG-EM(MIS), monitorando a relação m/z 217, 231 e 414 e os compostos da classe
24-propil-colestanos (C30-desmetil-esteranos) por CG/EM-EM [íon precursor–íon
produto; M+.(414) → 217], confirmando a presença desta classe em óleos marinhos.
129
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Como podemos observar, esta classe coelue com outros componentes da classe
esteranos que possuam 29 a 30 carbonos em sua estrutura e só são possíveis de
serem detectados e resolvidos utilizando a CGAR/EM-EM.
Os compostos detectados indicam ser epímeros da classe 24-npropilcolestano e 24-isopropilcolestano, presentes na fração saturada dos óleos tipo
ME, indicando origem marinha como já discutido na literatura. Porém, não foram
detectados nas frações saturadas dos óleos LAD e M, o que reforça a baixa
contribuição do óleo marinho na formação do óleo misto.
R
R
a
α
+ e
R1
H
1
2e
R1
H
- C 9H 19 + R
R1
H
r, α
2e
a
R1
3
CH3
CH3
H
2
R1
H
4
-H
-CH3
-C2H5
-C3H7
1
372
386
400
414
2
357
371
385
399
3
232
232
232
232
4
217
217
217
217
Íon-
R=
R1 =
fragmento
-H
Figura 85: Mecanismo de fragmentação proposto para derivados do esterano.
130
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 86: Comparação dos cromatogramas na região de C30 – desmetil-esteranos (↓) obtido do
resultado das análises por CGAR/EM/MIS em m/z 217 + 231 + 414 e por CGAR/EM-EM pela
transição íon precursor– íon produto [M+. (414) → 217].
Uma vez que esses compostos são confirmados somente pela transição íon
precursor–íon produto [M+. (414) → 217 daltons], monitorado por CG/EMEM(MRM), a confirmação estrutural de cada pico detectado, bem como a eluição
cromatográfica
e
diferenciação
entre
as
séries
24-n-propil-
e
24-
isopropilcolestanos, só se dará a partir de coinjeção da amostra com padrões
sintéticos. Entretanto, a partir da utilização da técnica acima mencionada podemos
caracterizar a presença destes compostos nos óleo tipo ME, como sendo da classe
4-desmetil-esteranos (C30) [Figura 87], conforme descrito na Tabela 11.
131
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 87: Distribuição de 4-desmetil-esteranos (C30) [24-n-propil- e 24-isopropilcolestanos] na
fração saturada das amostras tipo ME, obtido pelo monitoramento da transição íon precursor –
íon produto [M+. (414) → 217 daltons] (MRM/CG/EM-EM).
132
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Tabela 11: Distribuição de 4-Desmetil-esteranos (24-n-propil- e 24-isopropilcolestano)
detectados em amostras ME pelo monitoramento da transição íon precursor–íon produto
[M+.(414) → 217 daltons]
Pico
Composto
Fórmula
Massa Molar
118
4-Desmetil-esterano C30
119
4-Desmetil-esterano C30
120
4-Desmetil-esterano C30
121
4-Desmetil-esterano C30
C30H54
414
122
4-Desmetil-esterano C30
123
4-Desmetil-esterano C30
124
4-Desmetil-esterano C30
125
4-Desmetil-esterano C30
126
4-Desmetil-esterano C30
5.1.2 2-metil-, 3-metil-, 4-metil-esterano e Dinosterano.
Os componentes 4-metil-esteranos podem ser divididos em 2 classes [Figura
88]: (1) Análogos de C28 - C30 esteranos substituídos na posição 4 e 24 (como por
exemplo, C28 - 4α-metil-colestano; C29 - 4α-metil-24-metil-colestano; e C30 - 4αmetil-24-etil-colestano), que são detectados em CGAR/EM-EM utilizando a técnica
íon precursor-íon produto, monitorando-se as transições [M+. (386) → 231 (C28);
M+. (400) → 231 (C29); e M+. (414) → 231 (C30)], proposta na Figura 89; e (2) C30 dinosteranos, por exemplo: 4α(CH3),23,24-dimetilcolestano (C30) monitorando-se a
transição [(M+. (414) → 231] e a transição [M+. (414) → 98]. Entretanto, a presença
dos compostos C30-esteranos em uma amostra torna-se difícil a identificação de
cada componente por apresetarem a mesma transição íon precursor-íon produto e
por muitos coeluirem no mesmo tempo de retenção. Sendo possível distinguí-los
somente com a coinjeção de padrões sintetizados.
133
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Relatos da literatura59, 60, 151 demonstram a possibilidade de se distinguir 4αmetil-24-etil-colestano (C30) de 4α(CH3),23,24-dimetilcolestano (dinosterano-C30),
monitorando a transição [M+. (414) → 98], uma vez que os componentes derivados
do 4-metil-24-etil-colestano apresentam no espectro de massas de varredura de íons
totais o íon-fragmento m/z 95 com maior proporção ao íon-fragmento m/z 98,
enquanto que, supostamente os derivados do dinosterano apresentam no espectro de
massas de varredura de íons totais o íon-fragmento m/z 98 com intensidade
ligeiramente maior do que o íon-fragmento m/z 95. Entretanto Summons e
colaboradores57 relataram que após analisar em CG/EM uma mistura de padrões
contendo diastereoisômeros do 4α-metil-24-etil-colestano e do 4α(CH3),23,24dimetilcolestano (4 isômeros), dois deste último apresentaram a relação m/z 98 >
m/z 95, enquanto que outros dois isômeros apresentaram a relação m/z 98 < m/z 95.
Fato este que mostra que é possível realmente identificá-los somente com a
coeluição com padrão sintético, devido a baixa concentração (traços) destes
compostos nas amostras.
R
m /z 2 31
20
H
H
4
H
4 α -m etil-estera n o
23
m /z 2 31
17
H
H
24
20
H
17
H
R = -H (C 2 8 ; M = 3 8 6 )
R = -C H 3 (C 2 9 ; M = 4 0 0 )
R = -C 2 H 5 (C 3 0 ; M = 4 1 4 )
H
24
m /z 9 8
H
4
H
D in o stera n o (C 30 )
M = 414
Figura 88: Estruturas representativas da classe 4-metil-esteranos [C28 – C30] e Dinosteranos.
151
McEvoy, J. and Maxwell, J. R. Advances in Organic Geochemistry. 1981 (Eds, M. Bjoroy et
al.), Wiley, Chichester, 449-464.
134
Resultados e Discussões – Capítulo 1
R
R
a
α
+ e
R1
H
1
R1
2e
H
- C 9H 19 + R
H
R1
r, α
2e
a
R1
3
CH3
CH3
H
2
R1
H
-H
-CH3
-C2H5
1
386
400
414
2
371
385
399
3
246
246
246
4
231
231
231
Íon-fragmento
R=
4
R1 =
-CH3
Figura 89: Mecanismo de fragmentação proposto para 4-metil-esteranos.
A origem de C28 – C30 [4-metil-esteranos] saturados, substituídos no anel A,
como por exemplo 4-metil-24-etil-colestano em petróleo, pode ser principalmente
derivado de 4α-metil-esterol biossintetizados por dinoflagelados vivos58,59,
entretanto 4α-metil-esterol também tem sido encontrado em microalgas
prymnesiophyte do gênero Pavlova152 e certas bactérias Methylococcus
capsulatus1,60, sendo que nesta os 4-metil-esteranos não são alquilados no carbono
C24.
Wolff e colaboradores, 1986(a e b)58,59, propuseram um esquema diagenético
para formação de 4-metil-esteranos e 4-metil-diasteranos a partir de 4-metil152
Volkman, J. K.; Kearney, P.; Jeffrey, S. W. Organic Geochemistry. 1990, 15, 489-497.
135
Resultados e Discussões – Capítulo 1
esteran-3-ol [Figura 90], após realização de vários testes sintéticos ou biosintéticos
em laboratório para obtenção destas classes.
R
4-m etil-esteran-3-ol
HO
D E SID R A T A Ç Ã O / R E A R R A N JO
R
R
R
R E A R R A N JO
E ST R U T U R A L
R
REDUÇÃO
R
4
REDUÇÃO
5
4
[4 β -m etil-esterano]
R
R
5
[4 α - m etil-esterano]
H
H
D ecréscim o relativo p ara
[4 α - m etil-esterano]
Figura 90: Esquema diagenético proposto por Wolf e colaboradores, 1986 (a e b)58, 59, para a
formação de 4-metil-esteranos e 4-metil-diasteranos a partir de 4-metil-esteran-3-ol.
Os componentes da classe dinosterano (C30) são derivados de dinosterol ou
dinostanol [Figura 91] e parecem ser particularmente específico de dinoflagelados.
Os dinoflagelados tem sido encontrados em ambientes marinhos e não marinhos.
Nestas espécies são encontrados tanto dinosteranos (C30) quanto 4α-metil-24etilcolestano (C30), entretanto em espécies marinhas o 4α-metil-24-etilcolestano é
menos específico para dinoflagelados do que o dinosterano. Isto se deve ao fato de
também
serem
originados
de
4α-metil-24-etilcolesterol
em
algas
prymnesiophyte1,57,58,59,60,152.
136
Resultados e Discussões – Capítulo 1
23
23
24
H
H
H
24
H
H
H
4
4
HO
HO
4α
α ,23,24-trimetil-colesterol
[Dinosterol (C 30)]
H
4α
α ,23,24-trimetil-colestanol
[Dinostanol (C 30)]
Figura 91: Estruturas representativas do Dinosterol e Dinostanol.
Segundo relatos da literatura1,55,57,60,153 ambos petróleos marinho e não
marinho apresentam em sua constituição diagenética a classe de compostos 4metil-esteranos (C28 – C30). Mas em especial atenção aos componentes C30esteranos, ambos 4α-metil-24-etil-esteranos e dinosteranos são relatados a presença
em rochas e óleos marinhos pela inclusão de dinoflagelados marinhos. Outro fato
importante está na diversidade das várias espécies de dinoflagelados não marinho,
embora em sedimentos lacustres tem sido relatado somente a presença de 4αmetil-24-etil-colestanos.
Além dos componentes 4-metil-esteranos (C28 – C30), duas séries de
compostos pseudohomólogos da série C28 – C30, também foram identificados e
relatados como 3β-metil-esteranos62,154 e 2α-metil-esteranos29,30 [Figura 92],
provavelmente originados de esteróis via ∆2-esterenos através de um processo de
alquilação bacteriana155, embora exista relatos de outras possibilidades quanto a
origem destes composto30,154. Para os análogos C28 – C30, os compostos 3β-metil153
Goodwin, N. S.; Mann, A. L.; Patience, R. L. Organic Geochemistry. 1988, 12, 495-506.
Dahl, J.; Moldowan, J. M.; Summons, R. E.; et al. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1995,
59, 3717-3729.
155
Dastillung, M. and Albrecht, P. Nature. 1977, 269, 678-679.
154
137
Resultados e Discussões – Capítulo 1
esteranos predominam sobre os 2α-metil-esteranos e entre eles permanecem
constante para óleos de fontes geradoras depositados sob diferentes condições. Esta
evidência foi utilizada como suporte para um precursor comum ∆2-estereno na
formação de 2- e 3-metil-esteranos30.
A análise de 2- e 3-metil-esteranos podem ser dificultada por causa do grande
número de diastereoisômeros, tais como os rearranjados (diasteranos) e 4-metilesteranos, além dos diastereoisômeros do dinosterano. Entretanto, para a classe
C30–metil-esteranos, 4 séries são conhecidas e já foram identificadas em óleos e
sedimentos: 3β-metil-24-etil-colestano; 2α-metil-24-etil-colestano; 4α-metil-24etil-colestano; e dinosterano.
R
R
m/z 231
20
H
3
5
H
17
m/z 231
24
H
H
14
H
H
3β-metil-esterano
20
R = -H (C28; M=386 )
R = -CH3 (C29; M=400)
R = -C2H5 (C30; M=414)
2
5
H
17
24
H
14
H
H
R = -H (C28; M=386 )
R = -CH3 (C29; M=400)
R = -C2H5 (C30; M=414)
2α-metil-esterano
Figura 92: Estruturas representativas da classe 2-metil e 3-metil-esteranos [C28 – C30].
Dentre os óleos estudados neste trabalho, a classe de compostos dos análogos
C30-esteranos [2α-metil-24-etil-colestano; 3β-metil-24-etil-colestano; e 4α-metil24-etil-colestano], foram detectados tanto nos óleos marinhos evaporíticos quanto
nos lacustres de água doce. Além destes, a presença de dinosteranos (4α,23,24trimetil-colestano - C30) foi detectada nos óleos do tipo ME, por serem
componentes específicos de dinoflagelados marinhos, entretanto a similaridade
entre o perfil cromatográfico da transição [M+. (414) → 231] para os óleos ME e
138
Resultados e Discussões – Capítulo 1
LAD deixa a dúvida se estes compostos também estariam presentes nos óleos
LAD, uma vez que, segundo relatos da literatura1,60 determinadas espécies de
organismos dinoflagelados também se encontram presentes em ambientes lacustres.
Por outro lado, o perfil cromatográfico referente a análise por CGAR/EMEM(MRM), monitorando a transição [M+. (414) → 98], não apresentou
similaridade quanto ao perfil cromatográfico para mesmo monitoramento realizado
para os óleos ME.
Uma vez encontrados 4α-metil-24-etil-colestano (C30; 20R ou 20S) nos óleos
do tipo ME, estes podem ser provenientes tanto de algas quanto dinoflagelados
marinhos, classificando-os como componentes de ambiente marinho, enquanto que
a presença destes compostos em ambientes lacustres podem ser provenientes de
algas152 ou bactérias156, porém em menor concentração quando comparado aos
óleos marinhos.
As Figura 93 a Figura 95 mostram as análises e detecção por CGAR/EM-EM
para as classes de compostos
2-metil-; 3-metil- e 4-metil-esteranos (C30); e
dinosteranos (C30) em óleos marinhos evaporíticos e lacustres de água doce
estudados neste trabalho. Os componentes foram previamente detectados por
comparação com dados obtidos na literatura, podendo ser somente confirmados ou
quantificados por meio de coinjeção com padrão sintético.
156
Bird, C. W.; Lynch, J. M.; Pirt, F. J.; et al. Nature. 1971, 230, 473-474.
139
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 93: Distribuição de metil-esteranos (C30) [2-; 3-; e 4-metil-esteranos] na fração saturada
do óleo ME-1, obtido pelo monitoramento da transição íon precursor – íon produto [M+. (414) →
231; M+. (414) → 95; e M+. (414) → 98] (MRM/CGAR/EM-EM).
140
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 94: Distribuição de metil-esteranos (C30) [2-; 3-; e 4-metil-esteranos; e dinosteranos] na
fração saturada do óleo ME-2, obtido pelo monitoramento da transição íon precursor – íon
produto [M+. (414) → 231; M+. (414) → 95; e M+. (414) → 98] (MRM/CGAR/EM-EM).
141
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 95: Distribuição de metil-esteranos (C30) [2-; 3-; e 4-metil-esteranos] na fração saturada
do óleo LAD-1, obtido pelo monitoramento da transição íon precursor – íon produto [M+. (414)
→ 231] (MRM/CGAR/EM-EM).
Como um dos objetivos deste trabalho é identificar e confirmar a
estereoquímica estrutural de alguns biomarcadores, a partir da coinjeção com
padrões sintetizados, três componentes da classe metil–esteranos (C30) foram
confirmados nos óleos ME e LAD, através da coinjeção e análise MRM (CG/EMEM) pelo monitoramento da transição [M+. (414) → 231]. A síntese destes
compostos será detalhada e discutida posteriromente no Capítulo III.
Inicialmente foi realizada a análise dos 3 padrões sintetizados (20R,24R)-2αmetil-estigmastano [135], (20R,24R)-3β-metil-estigmastano [136] e (20R,24R)-4αmetil-estigmastano [139] para se determinar o tempo de retenção e diferenciar os
compostos [Figura 96].
142
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 96: Perfil cromatográfico da análise por CGAR/EM-EM (MRM) dos padrões sintéticos:
(A) Sobreposição dos cromatogramas dos componentes (20R,24R)-2α-metil-estigmastano [135] e
(20R,24R)-3β-metil-estigmastano [136] na transição [M+. (414) → 231; (B) a (D) (20R,24R)-2αmetil-estigmastano [135] e (20R,24R)-4α-metil-estigmastano [139] para as transições [M+. (414)
→ 231; M+. (414) → 95; e M+. (414) → 98].
Dentre os componentes detectados previamente, por comparação com perfis
cromatográficos de vários tipos de amostras relatadas na literatura e utilizando a
mesma fase de coluna cromatográfica e as mesmas transições de MRM, foram
confirmadas por coinjeção de padrões com amostra a presença de (20R,24R)-2αmetil-estigmastano [135] [Figura 97], (20R,24R)-3β-metil-estigmastano [136]
[Figura 98] e (20R,24R)-4α-metil-estigmastano [139] [Figura 99].
143
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 97: (A) Análise por CGAR/EM-EM (MRM) de metil-esteranos (C30) e dinosteranos do
óleo ME [M+. (414) → 231]. (B) Coinjeção da amostra ME com padrão (20R,24R)-2α-metilestigmastano [135].
144
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 98: (A) Análise por CGAR/EM-EM (MRM) de metil-esteranos (C30) e dinosteranos do
óleo ME [M+. (414) → 231]. (C) Coinjeção da amostra ME com padrão (20R,24R)-3β-metilestigmastano [136].
145
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 99: (A) Análise por CGAR/EM-EM (MRM) de metil-esteranos (C30) e dinosteranos do
óleo ME [M+. (414) → 231]. (D) Coinjeção da amostra ME com padrão (20R,24R)-4α-metilestigmastano [139].
Dentre os óleos estudados neste trabalho, além dos componentes da classe [2metil-; 3-metil-; e 4-metil-24-etil-colestano; C30], os compostos análogos C28 – C29
– metil-esteranos [2-metil-; 3-metil-; e 4-metil-colestano (C28); e 2-metil-; 3-metil-;
e 4-metil-24-metil-colestano (C29)], também foram detectados nos óleos Marinhos
evaporíticos, Lacustres de água doce e Misto através da técnica CGAR/EM-EM
146
Resultados e Discussões – Capítulo 1
(MRM) monitorando as transições: [M+. (386) → 231; M+. (400) → 231], conforme
está apresentado nas Figura 100 e Figura 101.
Figura 100: Perfil cromatográfico da análise por CGAR/EM-EM (MRM) do óleo ME-1 dos
análogos C28 – C29-metil-esteranos. (A) Transição [M+. (386) → 231]. (B) Transição [M+. (400)
→ 231].
147
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 101: Perfil cromatográfico da análise por CGAR/EM-EM (MRM) monitorando as
transições [M+. (386) → 231; e M+. (400) → 231] dos análogos C28 – C29-metil-esteranos. (C) e
(D) Óleo ME-2; (E) e (F) Óleo LAD-1; (G) e (H) Óleo LAD-2; (I) e (J) Óleo M-2.
148
Resultados e Discussões – Capítulo 1
5.2 Análise da série homóloga (C29 – C35) da classe 3-alquilesteranos por CGAR/EM-EM (MRM).
No decorrer das análises geoquímicas dos óleos LAD, M e ME notamos um
fato interessante onde tanto os óleos ME quanto LAD fornecem em concentração
razoável os compostos de anéis básicos esteranos e esteranos substituídos no anel
A, discutido em ítens anteriores deste trabalho.
Os
componentes
alquil-esteranos
(C29
–
C35)
relatados
na
literatura1,29,60,107,108,154 pertencem somente a classe 3-alquil-esteranos, ou seja,
grupos alquilas de cadeia igual ou superior a 2 carbonos ligados somente no
carbono 3 do anel A [Figura 102], e que seguem o mesmo padrão de fragmentação
de esteranos regulares apresentando como íons característicos e pico base nos
espectros de massas os íons-fragmentos m/z 245; m/z 259; m/z 273; m/z 287; e m/z
301, que representam a presença de grupos alquila (-etil; -propil; -butil; -pentil; e –
hexil, respectivamente) no anel anel A dos esteranos. A fragmentação e formação
destes íons-fragmentos seguem a mesma proposta de mecanismo apresentado
anteriormente para a formação do íon-fragmento m/z 217 [Figura 85], porém com o
grupo alquila ligado somente ao carbono C3 do anel A.
m/z 217 + R1
R= -H
-CH3
-C2H5
R1=
245
400
414
428
-C2H5
259
414
428
442
-C3H7
273
428
442
456
-C4H9
287
442
456
470
-C5H11
301
456
470
484
-C6H13
R
m/z 217 + R1
20
H
H
3
R1
H
5
17
14
H
H
3β-alquil-esteranos
24
Figura 102: Representação estrutural da classe 3-alquil-esteranos.
149
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Alguns autores60,154 sugerem que estes compostos sejam formados a partir da
catálise bacteriana de uma molécula de açúcar C5 à 2-esteranos, sendo produtos
de alteração diagenética de esteróis biossintetizados por eucariontes.
A análise por CGAR/EM-EM (MRM) nos mostra a presença e nível de
concentração destes compostos nas amostras em estudo, e a distinção entre os
homólogos, sendo possível identificá-los somente com a coinjeção de padrões
sintéticos, uma vez que, muitas vezes os mesmos se apresentam em baixas
concentrações (traços).
As Figura 103 a Figura 108, mostram o perfil cromatográfico da análise por
MRM dos homólogos (C29 – C34) da classe 3-alquil-esteranos obtidos dos óleos
Marinhos evaporíticos e Lacustres de água doce.
Figura 103: Perfil cromatográfico de distribuição da classe 3-alquil-colestanos dos óleos ME-1
e ME-2 analisados por CGAR/EM-EM (MRM). (A) Transição [M+. (400) → 245]; (B)
Transição [M+. (414) → 259]; (C) Transição [M+. (428) → 273]; (D) Transição [M+. (442) →
287].
150
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 104: Perfil cromatográfico de distribuição da classe 3-alquil-colestanos dos óleos LAD-1
e LAD-2 analisados por CGAR/EM-EM (MRM). (A) Transição [M+. (400) → 245]; (B)
Transição [M+. (414) → 259]; (C) Transição [M+. (428) → 273]; (D) Transição [M+. (442) →
287].
Figura 105: Perfil cromatográfico de distribuição da classe 3-alquil-24-metil-colestano dos
óleos ME-1 e ME-2 analisados por CGAR/EM-EM (MRM). (A) Transição [M+. (414) → 245];
(B) Transição [M+. (428) → 259]; (C) Transição [M+. (442) → 273]; (D) Transição [M+. (456)
→ 287].
151
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 106: Perfil cromatográfico de distribuição da classe 3-alquil-24-metil-colestanos dos
óleos LAD-1 e LAD-2 analisados por CGAR/EM-EM (MRM). (A) Transição [M+. (414) →
245]; (B) Transição [M+. (428) → 259]; (C) Transição [M+. (442) → 273]; (D) Transição [M+.
(456) → 287].
Figura 107: Perfil cromatográfico de distribuição da classe 3-alquil-24-etil-colestanos dos óleos
ME-1 e ME-2 analisados por CGAR/EM-EM (MRM). (A) Transição [M+. (428) → 245]; (B)
Transição [M+. (442) → 259]; (C) Transição [M+. (456) → 273]; (D) Transição [M+. (470) →
287].
152
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 108: Perfil cromatográfico de distribuição da classe 3-alquil-24-etil-colestanos do óleo
LAD-1 analisado por CGAR/EM-EM (MRM). (A) Transição [M+. (428) → 245]; (B) Transição
[M+. (442) → 259]; (C) Transição [M+. (456) → 273]; (D) Transição [M+. (470) → 287].
Comparando os resultados dos perfis cromatográficos da distribuição de 3alquil-esteranos entre os óleos marinhos evaporíticos e lacustres de água doce,
observamos os seguintes fatos:
1-
os componentes 3-alquil-colestanos, 3-alquil-24-metil-colestanos e 3alquil-24-etil-colestanos foram detectados em ambos os óleos (LAD e
ME), mas em concentrações bem distintas;
2-
entre os óleos ME (1 e 2), é possível observar maior concentração de
componentes 3-alquil-colestanos na amostra ME-2, mesmo nível de
concentração dos componentes 3-alquil-24-metil-colestanos em ambos
153
Resultados e Discussões – Capítulo 1
os óleos; e maior concentração de componentes 3-alquil-24-etilcolestanos na amostra ME-1.
3-
entre os óleos LAD (1 e 2), é possível observar maior concentração de
componentes 3-alquil-colestanos, 3-alquil-24-metil-colestanos e 3alquil-24-etil-colestanos na amostra LAD-1, não sendo detectados 3alquil-24-etil-colestanos na amostra LAD-2.
5.2.1 Confirmação estrutural de componentes da classe 3-alquilesteranos por coinjeção de padrões da série 3β(alquil)-5α(H)- e
3α(alquil)-5β(H)-colestano;
3β(alquil)-5α(H)-
e
3α(alquil)-
5β(H)-estigmastano.
A análise prévia de detecção da presença de alquil-esteranos nas amostras em
estudo mostra uma grande quantidade de componentes diastereoisômeros dos
análogos C28 a C33, o que torna difícil identificar todos os componentes devido à
complexidade na resolução dos mesmos, utilizando somente a técnica CGAR/EMEM (MRM) e também nos tipos de transformações estereoquímicas que podem ter
ocorrido durante o processo de formação do óleo.
Relatos da literatura1,29,60,154 mencionam geralmente a identificação dos
compostos alquil-esteranos com substituição no carbono C3, como sendo da série
3β-alquil-esteranos. Entretanto, análises realizadas neste trabalho de coinjeção das
amostras com padrões da série [3β(alquil)-5α(H)- e 3α(alquil)-5β(H)-colestanos] e
[3β(alquil)-5α(H)- e 3α(alquil)-5β(H)-estigmastanos] sintetizados por Lopes et
154
Resultados e Discussões – Capítulo 1
al.107 e Lima et al.157, respectivamente, mostram que a série com configuração
3α(alquil)-5β(H)- também podem estar presentes em amostras geológicas,
entretanto os compostos da classe esteranos com configuração 5β(H)- tem gerado
muitas discussões sobre sua origem, uma vez que tais compostos não foram ainda
correlacionados a nenhum precursor biológico conhecido.
As Figura 109 a Figura 111 mostram a presença e confirmação estrutural dos
componentes da série [3β(alquil)-5α(H)- e 3α(alquil)-5β(H)-colestanos]. As
Figura 112 a Figura 114 referem-se à série [3β(alquil)-5α(H)- e 3α(alquil)-5β(H)estigmastanos] coinjetados com a amostra ME em CGAR/EM (MIS),
representando a identificação desta série de compostos em todos os óleos estudados
neste trabalho [Tabela 12].
Esta é a primeira vez que se identifica compostos alquil-esteranos em
amostras Lacustres de água doce, como por exemplo: os componentes 3α(metil)5β(H)-estigmastano e 3β(metil)-5α(H)-estigmastano; entretanto, relatos da
literatura1,60 afirmam que esta classe de compostos está presente somente em óleos
de origem salina.
No Apêndice encontra-se a Tabela 22 com a descrição dos nomes para os
componentes detectados na fração neutra, além dos compostos que foram
identificados pela coinjeção da amostra com padrões sintetizados pelo grupo.
157
Lima, S. G. Tese de Doutorado. 2005. Universidade Estadual de Campinas, SP,
Brasil.
155
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 109: Confirmação da presença de 3-metil-colestanos por coinjeção de padrões sintéticos
com amostra de óleo e análise por CGAR/EM (MIS). (A) Cromatograma de MIS (m/z 231) do
óleo ME. (A1) Cromatograma de MIS (m/z 231) ampliado na região de interesse. (A2)
Cromatograma de MIS (m/z 231) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3α(metil)5β(H)-colestano [144]. (A3) Cromatograma de MIS (m/z 231) referente à coinjeção da amostra
ME com padrão 3β(metil)-5α(H)-colestano [149].
156
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 110: Confirmação da presença de 3-etil-colestanos por coinjeção de padrões sintéticos
com amostra de óleo e análise por CGAR/EM (MIS). (B) Cromatograma de MIS (m/z 245) do
óleo ME. (B1) Cromatograma de MIS (m/z 245) ampliado na região de interesse. (B2)
Cromatograma de MIS (m/z 245) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3α(etil)5β(H)-colestano [166]. (B3) Cromatograma de MIS (m/z 245) referente à coinjeção da amostra
ME com padrão 3β(etil)-5α(H)-colestano [170].
157
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 111: Confirmação da presença de 3-propil-colestanos por coinjeção de padrões sintéticos
com amostra de óleo e análise por CGAR/EM (MIS). (C) Cromatograma de MIS (m/z 259) do
óleo ME. (C1) Cromatograma de MIS (m/z 259) ampliado na região de interesse. (C2)
Cromatograma de MIS (m/z 259) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3α(propil)5β(H)-colestano [176]. (C3) Cromatograma de MIS (m/z 259) referente à coinjeção da amostra
ME com padrão 3β(propil)-5α(H)-colestano [179].
158
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 112: Confirmação da presença de 3-metil-estigmastanos por coinjeção de padrões
sintéticos com amostra de óleo e análise por CGAR/EM (MIS). (A1) Cromatograma de MIS (m/z
231) do óleo ME ampliado na região de interesse. (A4) Cromatograma de MIS (m/z 231)
referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3α(metil)-5β (H)-estigmastano [161]. (A5)
Cromatograma de MIS (m/z 231) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3β(metil)5α(H)-estigmastano [164].
159
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 113: Confirmação da presença de 3-etil-estigmastanos por coinjeção de padrões sintéticos
com amostra de óleo e análise por CGAR/EM (MIS). (B1) Cromatograma de MIS (m/z 245) do
óleo ME ampliado na região de interesse. (B4) Cromatograma de MIS (m/z 245) referente à
coinjeção da amostra ME com padrão 3α(etil)-5β(H)-estigmastano [173]. (B5) Cromatograma
de MIS (m/z 245) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3β(etil)-5α(H)-estigmastano
[175].
160
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 114: Confirmação da presença de 3-propil-estigmastanos por coinjeção de padrões
sintéticos com amostra de óleo e análise por CGAR/EM (MIS). (C1) Cromatograma de MIS (m/z
259) do óleo ME ampliado na região de interesse. (C4) Cromatograma de MIS (m/z 259)
referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3α(propil)-5β (H)-estigmastano [181]. (C5)
Cromatograma de MIS (m/z 259) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3β(propil)5α(H)-estigmastano [182].
161
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Tabela 12: Diastereoisômeros das séries 3-alquil-colestanos e 3-alquil-estigmastanos
identificados na fração neutra de óleos através da coinjeção de padrões sintéticos em CG/EM
(MIS).
Óleos
Compostos
LAD-1
LAD-2
M-1
M-2
ME-1
ME-2
3α(metil)-5β(H)-colestano
Nd
Nd
Nd
Nd
Id
Nd
3α(etil)-5β(H)-colestano
Nd
Nd
Nd
Nd
Nd
Nd
3α(propil)-5β(H)-colestano
Nd
Nd
Nd
Nd
Id
Id
3β(metil)-5α(H)-colestano
Nd
Nd
Nd
Nd
Id
Id
3β(etil)-5α(H)-colestano
Nd
Nd
Nd
Nd
Id
Id
3β(propil)-5α(H)-colestano
Nd
Nd
Nd
Nd
Id
Id
3α(metil)-5β(H)-estigmastano
Id
Nd
Nd
Nd
Id
Id
3α(etil)-5β(H)-estigmastano
Nd
Nd
Nd
Nd
Nd
Nd
3α(propil)-5β(H)-estigmastano
Nd
Nd
Nd
Nd
Nd
Nd
3β(metil)-5α(H)-estigmastano
Id
Nd
Nd
Nd
Id
Id
3β(etil)-5α(H)-estigmastano
Nd
Nd
Nd
Nd
Id
Id
3β(propil)-5α(H)-estigmastano
Nd
Nd
Nd
Nd
Id
Nd
Id = Identificado; Nd = Não detectado
162
Resultados e Discussões – Capítulo 1
5.3 Fortificação
dos
Óleos
com
5β(H)-Colano
(C24)
para
Quantificação de Esteranos.
A quantificação de compostos individuais usando análises em CG/EM ou
CG/EM-EM pode ser baseada na identificação de compostos sobre tempo de
retenção relativo para um padrão interno coinjetado com a amostra, e/ou por
comparação do espectro de massas do composto desconhecido com o componente
padrão da biblioteca de espectro de massas.
A coinjeção das amostras com padrões autênticos são essenciais para a
identificação, caracterização e quantificação dos compostos presentes. A
quantificação de biomarcadores em petróleo, tais como 5α(H)-colestano (20R e
20S), tem sido descrita na literatura79,80,81 com a coinjeção de amostras com um
padrão interno de estrutura e concentração conhecida e similar aos componentes a
serem quantificados, principalmente no que diz respeito à fragmentação no
espectrômetro de massas. Outra característica importante que um padrão interno
deve ter é a sua ausência, ou se presente em quantidade insignificante nas amostras
em estudo. Por outro lado, alguns padrões utilizados para quantificação são
deuterados, o que leva a modificação do íon-fragmento a ser monitorado entre os
componentes de interesse e o padrão utilizado.
Com o objetivo de quantificar biomarcadores da classe dos esteranos nas
amostras em estudo neste trabalho, utilizamos como padrão interno o composto
5β(H)-colano [Figura 115] por não estar presente nas amostras; por apresentar um
padrão de fragmentação no espectro de massas similar aos demais esteranos; e por
ser um composto com mesmo esqueleto estrutural do colestano e seus derivados.
Entretanto, ao invés de coinjetar diretamente a amostra com o padrão, resolvemos
fortificar (em triplicata) inicialmente todos os óleos bruto com o padrão interno em
uma massa conhecida e, posteriormente, fracionada para obtenção da fração neutra
163
Resultados e Discussões – Capítulo 1
(F1P1) de interesse. Desta forma será possível obter resultados mais reais da
concentração dos componentes na amostra devido ao fato do padrão interno sofrer
o mesmo processo de fracionamento e perda durante a obtenção das frações para
análise.
Com o intuito de se confirmar a presença de diastereoisômeros da classe
estigmastanos, de modo que depois pudessem ser quantificados, foi realizado
inicialmente a coinjeção da amostra ME [Figura 116] com dois padrões autênticos:
5β(H)-estigmastano (20R) [88] e 5α(H)-estigmastano (20R) [90], sintetizados por
Lima et al.157, confirmando a presença de ambos nas amostras em estudo. A
identificação dos componentes 5α(H)-colestano (20R) [74] e 5α(H)-colestano
(20S) [78] foi realizada pela comparação de seus espectros de massas com os
espectros da biblioteca Nist para estes compostos e também por comparação com o
perfil cromatográfico de várias análises relatadas na literatura1,60,79,80,81.
H
H
H
H
5β
β (H)-Colano
Figura 115: Estrutura do 5β (H)-colano.
164
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 116: Confirmação da presença de estigmastanos por coinjeção de padrões sintéticos com
amostra de óleo e análise por CGAR/EM (MIS). (A) Cromatograma de MIS (m/z 217) do óleo
ME ampliado na região de interesse. (A1) Cromatograma de MIS (m/z 217) referente à coinjeção
da amostra ME com padrão 5β(H)-estigmastano [88]. (A2) Cromatograma de MIS (m/z 217)
referente à coinjeção da amostra ME com padrão 5α(H)-estigmastano [90].
Os componentes previamente identificados: 5α(H)-colestano (20R) [74] e
5α(H)-colestano (20S) [78]; 5β(H)-estigmastano (20R) [88] e 5α(H)-estigmastano
(20R) [90], foram quantificados nas amostras em estudo pela quantificação das
mesmas com padrão interno e os resultados estão descritos nas Tabela 13 e Tabela
14. As Figura 117 e Figura 118 mostram o perfil cromatográfico da análise por
CGAR-EM (MIS) dos óleos LAD e ME fortificados com padrão autêntico 5β(H)colano.
165
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 117: Perfil cromatográfico da análise por CGAR/EM (MIS) em m/z 217. (A) Fração
neutra (F1P1) do óleo LAD. (B) Fração neutra (F1P1) do óleo LAD fortificada com padrão
sintético 5β (H)-colano.
166
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Figura 118: Perfil cromatográfico da análise por CGAR/EM (MIS) em m/z 217. (A) Fração
neutra (F1P1) do óleo ME. (B) Fração neutra (F1P1) do óleo ME fortificada com padrão
sintético 5β (H)-colano.
167
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Tabela 13: Quantificação de esteranos nos óleos Lacustres de água doce pelo método da
fortificação com padrão interno 5β(H)-colano.
Óleos Lacustres de Água Doce
Composto
Concentração
T. Retenção Padrão Interno Área do
(min.)
(ng/µl)
Composto
29.174
100
0
40.879
100
931820
42.411
100
1537000
48.606
100
886028
50.142
100
1572000
Área do
Padrão
Interno
Concentração
do composto
(ng/µl)
17130000
17130000
17130000
17130000
17130000
0
5.43
8.97
5.17
9.17
R1
5β(H)-colano
5α(H)-colestano (20S)
5α(H)-colestano (20R)
5β(H)-estigmastano (20R)
5α(H)-estigmastano (20R)
R2
5β(H)-colano
5α(H)-colestano (20S)
5α(H)-colestano (20R)
5β(H)-estigmastano (20R)
5α(H)-estigmastano (20R)
29.273
41.013
42.526
48.747
50.231
100
100
100
100
100
0
2758000
4985000
4310000
5438000
41040000
41040000
41040000
41040000
41040000
0
6.72
10.14
10.50
13.25
R3
5β(H)-colano
5α(H)-colestano (20S)
5α(H)-colestano (20R)
5β(H)-estigmastano (20R)
5α(H)-estigmastano (20R)
29.182
40.885
42.430
48.609
50.127
100
100
100
100
100
0
1602000
2632000
1727000
2821000
22460000
22460000
22460000
22460000
22460000
0
7.13
11.71
7.68
12.56
5α(H)-colestano (20S)
6.43
Média
Desvio
20.00%
Padrão
5α(H)-colestano (20R)
10.94
18.85%
5β (H)-estigmastano
7.78
21.32%
5α(H)-estigmastano
11.66
16.43%
168
Resultados e Discussões – Capítulo 1
Tabela 14: Quantificação de esteranos nos óleos Marinhos evaporíticos pelo método da
fortificação com padrão interno 5β(H)-colano.
Óleos Marinhos Evaporíticos
Concentração
Área do
Padrão Interno Área do
Padrão
(ng/µl)
Composto Interno
300
0
51260000
300
95950000 51260000
300
107800000 51260000
300
69590000 51260000
300
101800000 51260000
Concentração
do composto
(ng/µl)
0
561.54
630.90
407.27
595.78
Composto
5β(H)-colano
5α(H)-colestano (20S)
5α(H)-colestano (20R)
5β(H)-estigmastano (20R)
5α(H)-estigmastano (20R)
T. Retenção
(min.)
29.243
40.981
42.517
48.729
50.236
R2
5β(H)-colano
5α(H)-colestano (20S)
5α(H)-colestano (20R)
5β(H)-estigmastano (20R)
5α(H)-estigmastano (20R)
29.250
40.995
42.525
48.737
50.244
300
300
300
300
300
0
103600000
117700000
70730000
104900000
49680000
49680000
49680000
49680000
49680000
0
625.60
710.74
427.11
633.45
R3
5β(H)-colano
5α(H)-colestano (20S)
5α(H)-colestano (20R)
5β(H)-estigmastano (20R)
5α(H)-estigmastano (20R)
29.184
40.912
42.443
48.655
50.161
300
300
300
300
300
0
88150000
105000000
69800000
103400000
44770000
44770000
44770000
44770000
44770000
0
590.68
703.59
467.72
692.87
R1
Média
Desvio
Padrão
5α(H)-colestano
(20S)
592.61
5α(H)-colestano
(20R)
681.74
23.65%
21.87%
5β(H)-estigmastano
(20R)
434.03
19.87%
5α(H)-estigmastano
(20R)
640.70
21.85%
Como resultado da quantificação dos componentes C27 - 5α(H)-colestano
(20S e 20R) e C29- 5α(H)-estigmastano (20S e 20R), foi possível observar que a
concentração destes compostos é cerca de 80 a 100 vezes maior nos óleos marinhos
evaporíticos quando comparados aos óleos lacustres de água doce. Este resultado
corrobora com a literatura uma vez que, altas concentrações de esteranos são
tipicamente provenientes de matéria orgânica marinha com maior contribuição de
algas planktônicas e benthicas. Inversamente baixa concentração de esteranos
indicam
contribuição
de
matéria
orgânica
terrestre
ou
reproduzida
microbiologicamente, o que caracteriza óleos não-marinhos1,55.
169
Conclusão Parcial: Fração Neutra
5.4 Conclusão Parcial: Fração Neutra
A distribuição dos hidrocarbonetos lineares na fração neutra dos óleos LAD
e M em grandes concentrações mostram o baixo nível de biodegradação destes
óleos, apresentando como principais características geoquímicas a predominância
de n-alcanos de alto peso molecular e um ambiente deposicional oxidativo
determinado pela razão pristano/fitano >1. A distribuição bimodal dos n-alcanos,
com dois máximos, no óleo M sugere que o mesmo é proveniente de uma mistura
de óleo LAD+ME, uma vez que o óleo ME apresenta em sua composição
baixíssima concentração de n-alcanos, com predominância de baixo peso
molecular, o que indica que o óleo sofreu um processo de biodegradação. A
presença da série homóloga da classe cicloexanos mono- e dissubstituídos nos
óleos LAD e M, e ausência nos óleos ME, nos permite concluir que os mesmos
não podem ser provenientes das bactérias de biodegradação, por serem os óleos
ME os mais biodegradados, além disso, a distribuição similar destes compostos
com os n-alcanos mostra que ambos apresentam resistência similar a
biodegradação.
Os parâmetros geoquímicos determinados para cada óleo estudado e a
correlação entre os resultados obtidos e descritos na Tabela 8 (pág. 99) indicam que
os óleos apresentam evolução térmica semelhante, sendo termicamente pouco
evoluídos e com leve grau de maturidade, além de apresentarem nível de
biodegradação grau 1 (leve) e 4 (moderado), respectivamente para os óleos LAD e
ME.
O estudo relacionado à classe dos esteranos (normais e desmetilados) e
alquil-esteranos revela parâmetros importantes quanto à origem dos óleos. A
detecção de compostos norcolestanos; 4-desmetil-esteranos; e identificação de 2-, e
4-metil-esteranos nos óleos marinhos-evaporíticos corrobora com o tipo de fonte
170
Conclusão Parcial: Fração Neutra
marinha, entretanto a ausência destes componentes nos óleos mistos, indica maior
contribuição de óleo lacustre de água doce durante o processo de migração e
acumulação dos óleos.
A alta concentração de alquil-esteranos nas amostras ME correspondentes às
classes
3-alquil-colestanos,
3-alquil-24-metil-colestanos
e
3-alquil-24-etil-
colestanos, variando o grupo alquila de metil a pentil, serviu de auxílio de
comparação para a detecção/identificação destes componentes nos demais óleos.
Dentre os compostos foram identificados a configuração de 2 componentes no óleo
LAD-1; 9 e 7 componentes respectivamente nos óleos ME-1 e ME-2; e ausência
destes compostos nos óleos M. Além disso, foram detectados e quantificados pela
primeira vez em amostras Lacustres de água doce (em menor concentração que
em amostras salinas), compostos alquil-esteranos correspondentes as classes acima
mencionada e que até então segundo os relatos da literatura encontravam-se
presente somente em óleos de origem salina. Este fato inédito é de grande
importância para a determinação dos parâmetros geoquímicos para esta classe de
óleos com relação ao ambiente deposicional das respectivas fontes geradoras.
171
Resultados e Discussões – Capítulo 2
CAPÍTULO 2
Caracterização Geoquímica da Fração Ácida por
CGAR/EM e CGAR/EMCGAR/EM-EM de Óleos de Diferentes
Origens da Bacia Potiguar;
IDENTIFICAÇÃO
IDENTIFICAÇÃO DE BIOMARCADORES
BIOMARCADORES
ÁCIDOS POR CGAR/EM E CGAR/EMCGAR/EM-EM:
EM:
173
Resultados e Discussões – Capítulo 2
6 ANÁLISE DOS COMPONENTES ÁCIDOS
Os componentes ácidos presentes nos óleos em estudo neste trabalho [LAD
(1 e 2), M (1 e 2) e ME (1 e 2)], não foram objetos de estudos anteriores. Desse
modo análises comparativas dos resultados destes óleos e seus derivados a ésteres
metílicos (EM) e a hidrocarbonetos (HAc), podem trazer contribuição a
geoquímica orgânica dos petróleos da Bacia Potiguar.
Os ácidos foram extraídos do petróleo como mostra o Fluxograma 2 (pag.
313). Antes e após serem transformados em seus respectivos ésteres metílicos, as
seis amostras foram analisadas em infravermelho onde observou-se o a vibração de
deformação axial da carbonila em 1711 cm-1 para os ácidos e 1740 cm-1 para os
ésteres derivados de ácidos; ausência da deformação axial da ligação O-H entre
3300-2500 cm-1 relativo ao grupo hidroxila do ácido na fração EM. Os óleos que
apresentaram concentração suficiente em componentes ácidos após purificação e
esterificação foram derivados a hidrocarbonetos (HAc) [Fluxograma 3; pag. 313].
As amostras M1 e LAD-2 após serem transformadas em ésteres metílicos, não
foram transformadas a hidrocarbonetos devido a baixa concentração de seus
componentes ácidos. Dessa maneira foram analisadas somente como ésteres
metílicos derivados dos componentes ácidos.
Os componentes ácidos presentes nas amostras ME (1 e 2), LAD-1 e M-2
foram analisadas como ésteres metílicos e também como hidrocarbonetos derivados
de ácidos.
As etapas de transformação dos ésteres metílicos à hidrocarbonetos, foram
acompanhadas por cromatografia de camada delgada (CCD) e espectroscopia na
região do infravermelho (IV), conforme está descrito no capítulo experimental
deste trabalho. A seguir apresentaremos a análise das frações EM e HAc por
classes de compostos.
175
Resultados e Discussões – Capítulo 2
6.1 Análises dos Ésteres Metílicos (EM) e Hidrocarbonetos
Derivados de Ácidos Lineares (HAc).
Os ésteres metílicos derivado dos ácidos lineares foram analisados em
CGAR/EM utilizando a técnica de varredura de íons totais e monitoramento de
íons, utilizando o íon-fragmento com relação m/z 74 proveniente do rearranjo de
McLafferty [Figura 119] nos ésteres de ácidos graxos.
R
γ
H
Η
C
O
β
C
CH2
α
OCH3
CH2
R
O
C
H
CH2
H
O
+
C
OCH3
m/z 74
CH2
OCH3
H
C
CH2
Alceno
m/z 74
Rearranjo de McLafferty
Figura 119: Rearranjo de McLafferty mostrando a formação do íon-fragmento com relação m/z
74 para os ésteres lineares.
Nas análises dos ácidos lineares detectou-se a presença dos ácidos
hexadecanóico (C16) e octadecanóico (C18) nas frações EM [Figura 120 a Figura
122] de todos os óleos aqui estudados, em altas concentrações com relação aos
demais ácidos graxos presentes nas amostras, além da predominância dos ácidos de
número de carbonos pares sobre os ímpares. Sugere-se que estes ácidos
carboxílicos de cadeia C16 (hexadecanóico) e C18 (octadecanóico), também
conhecidos como cetílico e esteárico respectivamente, sejam provenientes das
bactérias que atuam na formação do petróleo, uma vez que os mesmos são
predominantes nas amostras tipo LAD e M que apresentam baixo nível de
biodegradação (grau 1).
176
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Nos óleos LAD-1 e LAD-2 foram detectados a série completa de ácidos
lineares por CGAR/EM (varredura de íons totais) cujo perfil cromatográfico do
íon-fragmento extraído em m/z 74 [Figura 120 (A) e (B)] possui dois máximos, um
em C14 e outro em C21 com características de óleos lacustres de água doce. Nestes
óleos foram calculados o índice preferencial de carbonos (IPC) na fração EM,
tanto para os ácidos de cadeia curta quanto para os de cadeia longa, utilizando-se os
dois máximos, de acordo com fórmula (1 e 2).
O cálculo do IPC para amostra LAD-1 apresentou os valores 0,85 e 0,59,
para ácidos de cadeia curta e longa respectivametne, indicando predominância dos
ácidos com número de carbonos ímpares sobre os pares. Para a amostra LAD-2, o
cálculo do IPC apresentou os valores 1,41 e 1,12, para os ácidos de cadeia curta e
longa respectivamente, indicando predominância dos ácidos com número de
carbonos pares sobre os ímpares. Os resultados de ambas as amostras indicam que
estes óleos são termicamente pouco maturos, uma vez que valores do IPC maiores
ou menores que 1, são considerados imaturos e valores igual a 1, são considerados
maturos, conforme descrito na literatura1,60.
CPI = 2 x nC14 / (nC13 + nC15)
CPI = (nC22 - nC30) / (nC21 - nC29)
CPI = 2 x nC20 / (nC17 + nC19 + nC21)
Fórmula 1: Cáculo do IPC Fórmula 2: Cálculo do IPC de Fórmula 3: Cáculo do IPC dos
dos ácidos n-alcanóicos de ácidos n-alcanóicos de cadeia hidrocarbonetos derivados de
cadeia curta da Fração EM. longa da Fração EM e HAc.
ácidos lineares (HAc) de cadeia
curta.
A análise dos ácidos graxos no óleo ME-1 [Figura 121 (C)] apresentou
concentração um pouco maior do que em ME-2 [Figura 121 (D)]. É necessário
lembrar que estes óleos tem alto nível de biodegradação (grau 4), não apresentando
hidrocarbonetos lineares na fração FNs e baixas concentrações de ácidos graxos,
quando comparados aos demais óleos. Na análise dos óleos mistos M-1 e M-2
[Figura 122 (E) e (F)] que são provenientes da mistura de óleos lacustres de água
177
Resultados e Discussões – Capítulo 2
doce e marinho evaporítico, observa-se no perfil cromatográfico do íon-fragmento
extraído em 74 daltons que em M-1 [Figura 122 (E)] há contribuição mais
acentuada de óleo marinho, pois apresenta somente os ácidos graxos de cadeia
curta até 18 carbonos (C18), enquanto que M-2 [Figura 122 (F)] mostra uma
contribuição maior de óleo lacustre de água doce onde foram detectados ácidos
graxos de cadeia longa, ou seja maior que 18 carbonos. Este fato está concordante
com o perfil cromatográfico dos hidrocarbonetos apresentados na fração neutra.
O cálculo do IPC para amostra LAD-1 na fração HAc apresentou o valor de
0,80 para os hidrocarbonetos derivados de ácidos graxos de cadeia longa, indicando
predominância dos ácidos graxos ímpares sobre os pares e que este óleo é
termicamente pouco maturo, corroborando com o IPC do mesmo na fração EM.
178
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 120: Perfil cromatográfico de íon extraído em m/z 74 obtido da análise por CGAR/EM
(varredura de íons totais) da fração EM dos óleos LAD-1 e LAD-2.
179
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 121: Perfil cromatográfico de íon extraído em m/z 74 obtido da análise por CGAR/EM
(varredura de íons totais) da fração EM dos óleos ME -1 e ME -2.
180
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 122: Perfil cromatográfico de íon extraído em m/z 74 obtido da análise por CGAR/EM
(varredura de íons totais) da fração EM do óleo M-1 e M-2.
A abundância relativamente alta dos ácidos nos óleos LAD analisados
poderia em princípio ser atribuída a pouca evolução térmica dos óleos, pois
usualmente óleos termicamente pouco evoluídos apresentam grandes quantidades
de ácidos enquanto que em óleos mais maturos poucas quantidades de ácidos são
observadas38,39. Contudo esta hipótese deve ser considerada com cautela, uma vez
181
Resultados e Discussões – Capítulo 2
que os ácidos carboxílicos presentes em petróleos podem ter várias origens, como
por exemplo:
ácidos autóctones – que são gerados junto com os hidrocarbonetos8;
ácidos incorporados durante o processo migratório33;
ácidos provenientes de microrganismos através da síntese de novo, ou
oriundos das membranas celulares das bactérias responsáveis pela
biodegradação dos óleos36,37
Os espectros de massas dos ésteres metílicos dos ácidos hexadecanóico (C16)
e octadecanóico (C18) estão representados na Figura 123, uma vez que estes
componentes por estarem presentes em todos os óleos aqui estudados não refletem
o nível de biodegradação dos mesmos, pelo fato dos óleos do tipo LAD terem nível
de biodegradação leve, enquanto que segundo relatos da literatura36 grandes
quantidades destes compostos são encontrados em óleos muito biodegradados.
A Tabela 15 mostra a relação dos ácidos carboxílicos lineares derivatizados a
ésteres metílicos, presentes nas frações EM das amostras em questão, com seus
respectivos índice de retenção calculado a partir do tempo de retenção de
hidrocarbonetos lineares.
182
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 123: Espectro de massas representativo dos ésteres metílicos derivados dos ácidos
hexadecanóico (C16) e octadecanóico (C18) presentes nas frações EM.
183
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Tabela 15: Índice de retenção dos ésteres metílicos derivados dos ácidos carboxílicos lineares
presentes nos óleos em estudo.
Número de
Massa
Índice de
Carbonos do
molecular
Retenção
Ácido
do Éster
do
Padrão
correspondente
Índice de Retenção dos Ésteres Metílicos Derivados dos Ácidos
158
Presentes na Fração EM dos Óleos
LAD-1
LAD-2
ME-1
ME-2
M-1
M-2
nC12
214
---------
---------
nC13
228
1400.78
1399.85
1399.85
1398.58
---------
nC14
242
1500.23
1499.98
1499.98
1500.23
1498.23
1500.08
1499.98
nC15
256
1600.55
1598.99
1598.99
1599.92
1599.92
1599.99
1599.99
nC16
270
1700.32
1701.02
1701.02
1702.00
1702.02
1701.02
1701.02
nC17
284
1801.10
1800.09
1800.09
1801.01
1801.00
1801.09
1801.09
nC18
298
1902.00
1898.96
1898.96
1899.45
1899.45
1898.96
1899.96
nC19
312
2000.23
2001.21
2001.21
---------
---------
2001.45
2001.21
nC20
326
2100.09
2098.56
2098.56
2098.31
---------
2099.96
2098.56
nC21
340
2200.53
2200.88
2200.88
---------
---------
---------
2201.38
nC22
354
2301.23
2300.97
2300.97
---------
---------
2301.37
2301.37
nC23
368
2400.14
2399.22
2399.22
---------
---------
---------
2398.92
nC24
382
2500.17
2501.03
2501.03
---------
---------
2499.93
2501.03
nC25
396
---------
---------
---------
---------
---------
---------
---------
nC26
410
---------
---------
---------
---------
---------
---------
---------
nC27
424
---------
---------
---------
---------
---------
---------
---------
nC28
438
---------
---------
---------
---------
---------
---------
---------
nC29
452
---------
---------
---------
---------
---------
---------
---------
nC30
466
---------
---------
---------
---------
---------
---------
---------
1399.85
A análise dos componentes hidrocarbonetos derivados dos ácidos graxos
mostra em LAD-1 um perfil cromatográfico do íon-fragmento extraído em m/z 71
[Figura 124] com a mesma contribuição de componentes ácidos quando
comparado ao perfil cromatográfico dos ésteres metílicos lineares correspondentes
da fração EM, porém com uma mudança de concentração entre os componentes
158
Minguzzi, S. Tese de Doutorado. 1997. Universidade Estadual de Campinas, SP, Brasil.
184
Resultados e Discussões – Capítulo 2
apresentando dois máximos, um em C20 e outro em C27, devido a perdas dos ácidos
mais leves durante o processo de derivatização e purificação. A fração HAc dos
óleos tipo ME, mostram baixas concentrações dos derivados hidrocarbonetos
lineares que conferem o alto nível de biodegradação destes óleos (grau 4) [Figura
125 e Figura 126], também com contribuição similar ao apresentado na fração EM.
Para o óleo M-2, a análise da fração HAc apresentou baixas concentrações dos
hidrocarbonetos derivados dos ácidos quando comparada ao perfil cromatográfico
da fração EM, isto também se deve as perdas ocorridas durante o processo de
derivatização [Figura 127].
Comparando a distribuição dos componentes de ácidos graxos na fração
ácida com os componentes parafínicos na fração neutra, entre os óleos estudados,
podemos observar a similaridade quando comparados entre o mesmo tipo de óleo.
Desta forma, podemos concluir que a contribuição dos componentes ácidos
corrobora com os resultados obtidos na fração neutra quanto a distribuição das
parafinas e que, possivelmente os ácidos presentes não são provenientes do
processo de biodegradaçãouma vez que, os óleos mais biodegradados (ME-1 e
ME-2), possuem em sua constituição baixa concentração de ácidos graxos lineares.
Vale ressaltar que as amostras LAD-2 e M-1 não possuiam quantidades em
massa suficiente para serem derivatizadas a hidrocarbonetos, sendo somente
analisadas na fração EM.
185
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 124: Perfil cromatográfico de íon reconstruído em m/z 71 obtido da análise por
CGAR/EM (varredura de íons totais) da fração HAc do óleo LAD-1.
186
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 125: Perfil cromatográfico de íon reconstruído em m/z 71 obtido da análise por
CGAR/EM (varredura de íons totais) da fração HAc dos óleos ME-1.
187
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 126: Perfil cromatográfico de íon reconstruído em m/z 71 obtido da análise por
CGAR/EM (varredura de íons totais) da fração HAc dos óleos ME-2.
188
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 127: Perfil cromatográfico de íon reconstruído em m/z 71 obtido da análise por
CGAR/EM (varredura de íons totais) da fração HAc do óleo M-2.
189
Resultados e Discussões – Capítulo 2
6.2 Estudo de Ésteres Derivados de Ácidos Cicloexanóicos Mono- e
Dissubstituídos e Ésteres Lineares Ramificados.
Estudos de componentes da série alquil-cicloexanos e ácidos cicloexilalcanóicos mono- e dissubstituídos em petróleo relatado na literatura85,159 tem
revelado a presença destes compostos em óleos lacustres salinos e óleos marinhos
evaporíticos. Uma vez que a origem destes compostos é ainda desconhecida, alguns
relatos revelam que os ácidos ω-cicloexil-alcanóicos e ω-cicloeptil-alcanóicos são
os maiores constituintes de membranas celulares de diversas bactérias do gênero
Alicyclobacillus160,
161, 162
. Rodrigues et al.163 caracterizaram a distribuição de
ácidos ω-cicloexil-undecanóico em óleos marinhos evaporíticos e lacustres de água
doce brasileiros e correlacionou a ocorrência da presença desta classe de compostos
com a presença de Alicyclobacillus spp.
Os biomarcadores ácidos do tipo cicloexil-alcanóicos e metil-cicloexanoalcanóico foram detectados na fração EM dos óleos LAD em estudo neste trabalho,
embora em baixas concentrações, somente apresentaram a presença de dois
componentes [Figura 128], que de acordo com seus espectros de massas
representados pela Figura 129, sugere-se que sejam ácidos ciclo-alcanóicos monoe dissubstituído, ambos com 18 átomos de carbono, sendo eles: ácido metilcicloexano-undecanóico ou ácido cicloeptil-undecanóico [183] e ácido cicloexildodecanóico [184]. A presença de ácidos cicloeptil-alcanóicos em membranas de
159
Alves, P. B. Tese de Doutorado. 1997. Universidade Estadual de Campinas, SP, Brasil
De Rosa, M.; Gambacorta, A.; Minale, L. Journal of the Chemical Society-Chemical
Communications. 1971, 1334.
161
Goto, K.; Matsubara, H.; Mochida, K.; Matsumura, T.; Hara, Y.; Niwa, M.; Yamasato, K.
International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 2002, 52, 109-113.
162
Moore, B. S.; Walker, K.; Tornus, I.; Handa, S.; Poralla, K. Floss, H. G. Journal Organic
Chemistry. 1997, 62, 2173-2185.
163
Rodrigues, D. C.; Vasconcellos, S. P.; Alves, P. B; Nascimento, L. R.; Abreu Filho, B. A.;
Oliveira, V. M.; Manfio, G. P. Santos Neto, E. V.; Marsaioli, A. J. Organic Geochemistry. 2005,
36, 1443-1453.
160
190
Resultados e Discussões – Capítulo 2
algumas espécies do gênero Alicyclobacillus e a similaridade entre os espectros de
massas dos padrões 4-metil-cicloexano-carboxilato de metila (185), ácido
cicloexanobutanóico (185a) e cicloeptil-carboxilato de metila (186), deixa a
hipótese de qual classe de ácidos (metil-cicloexano- ou cicloeptil-alcanóico),
estaria presente nos óleos. Por outro lado, estes dados também sugerem que os
ácidos metil-cicloexano carboxílicos podem ser provenientes de ácidos cicloeptil
alcanóicos por abertura e fechamento do anel, isomerização esta que podem ocorrer
na rocha geradora pela presença de bactérias ou catalizadores minerais; podendo
também estes compostos ser provenientes das bactérias que atuam durante a
formação do petróleo.
Figura 128: (A) Perfil cromatográfico de íons extraídos em m/z 74 obtido a partir da análise por
varredura de íons totais; (A1) Ampliação da região circulada no perfil cromatográfico de íons
reconstruídos em m/z 74; m/z 55; m/z 83; m/z 97; e m/z 296 (M+.).
191
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 129: Espectros de massas representativos para os componentes [183] e [184].
A Figura 130 mostra o espectro de massas dos compostos (185), (185a) e
(186) provenientes do banco de dados da biblioteca de massas NIST, onde foram
observadas as intensidades dos íons-fragmentos em m/z 55, 74, 83 e 97 para o 4metil-cicloexano-carboxilato de metila (185); m/z 55, 60, 83 e 111 para o ácido
cicloexanobutanóico (185a); e m/z 55, 74, 96 e 97 para cicloeptil-carboxilato de
metila (186), como principais características que diferenciam estes dois compostos.
192
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 130: Espectros de massas da biblioteca Nist para os componentes padrões 4-metilcicloexano-carboxilato de metila [185]; ácido cicloexanobutanóico [185a] e cicloeptil-carboxilato
de metila [186].
Como podemos verificar o espectro de massas dos compostos [183] e [184]
mostram a presença de outros componentes co-eluindo com os mesmos observado
pelas intensidades dos íons-fragmentos com m/z 101, 131, 179, 219, entre outros.
Também é possível observar pelo perfil cromatográfico do composto [183] a co-
193
Resultados e Discussões – Capítulo 2
eluição de outro composto [183a] como mostra a Figura 131, quando mesmo é
ampliado.
Figura 131: Perfil cromatográfico ampliado obtido da análise por varredura de íons totais da
amostra LAD1 – Fração EM.
A comparação do espectro de massas ao longo dos compostos [183] e [183a]
com a biblioteca NIST [Figura 132], sugere que o componente [183a] seja o ácido
3, 7, 11, 15-metil-hexadecanóico, também conhecido como ácido fitanóico,
comumente encontrado na forma de hidrocarboneto nas frações neutras de petróleo
e sedimentos, como já discutidos em capítulo anterior.
194
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 132: Comparação do Espectro de Massas do composto 183a com espectros da Biblioteca
Nist, indicando como maior probabilidade (70.25%) ser o componente ácido 3,5,7,11-metilhexadecanóico.
195
Resultados e Discussões – Capítulo 2
6.3 Análise de Ésteres e Hidrocarbonetos Derivados de Ácidos
Terpanóicos Tricíclicos.
Terpanos constituem uma classe de biomarcadores de grande importância em
geoquímica orgânica. Estes compostos são extensivamente empregados como
parâmetros de maturidade, biodegradação e origem da matéria orgânica. Assim
como já foi discutido no Capítulo I deste trabalho sobre os terpanos tricíclicos
detectados nas frações neutras, os componentes ácidos terpanóicos tricíclicos
também podem ser precursores dos hidrocarbonetos terpanos tricíclicos por
descarboxilação. Dentre os precursores podemos sugerir para esta classe os
seguintes ácidos: 1) ácido abiético e seus derivados [Figura 133]; 2) ácidos
pimáricos e seus derivados [Figura 133]; 3) ácidos de cadeia lateral extendida com
estrutura similar ao triciclohexaprenol [Figura 134]. Dentro destas classes,
podemos subdividir os ácidos terpanóicos tricíclicos em saturados e aromáticos,
além de poderem ter em sua estrutura o grupo carboxílico (-COOH) ligado a cadeia
lateral estendida no anel C ou ligado ao anel A de um componente tricíclico.
C
A
B
COOH
Á c id o A b ié tic o
COOH
Á c id o P im á r ic o
Figura 133: Estruturas representativas para o ácido abiético e ácido pimárico.
196
Resultados e Discussões – Capítulo 2
OH
T r ic ic lo h e x a p r e n o l
a ta q u e b a c te r ia n o
C
A
COOH
B
Figura 134: Proposta sugerida para a formação dos ácidos terpânicos de cadeia lateral estendida
a partir do triciclohexaprenol.
Neste trabalho inicialmente foram analisados os ácidos terpânicos tricíclicos
saturados e aromáticos na fração EM a partir dos íons extraídos da varredura de
íons totais (VIT) obtidos por CGAR/EM. Em seguida foi realizada análise por
monitoramento de íons selecionados (MIS), onde dentre os principais íonsfragmentos adquiridos temos: m/z 74 (rearranjo de McLafferty; Figura 119; pág.
172); m/z 145 (característico de éster metílico de ácidos terpanóicos tricíclicos
aromáticos > C24)164; m/z 163 e 177 (componentes tricíclicos desmetilados pelo
processo de biodegradação); m/z 191; além do íon molecular e [M-CH3] de cada
componente ácido tricíclico com número de carbonos que variam de C19 a C40,
considerando a princípio o grupo carboxílico ligado a cadeia lateral do anel C, com
estrutura similar ao triciclohexaprenol [Figura 134]. Também foram monitorados
os ácidos terpanóicos tricíclicos com o grupo carboxílico ligado ao anel A com
estrutura similar ao ácido abiético [Figura 133], monitorando os principais íons-
164
Azevedo, D. A.; Aquino Neto, F. R.; Simoneit, B. R. T. Organic Geochemistry. 1994, 22(6),
991-1004.
197
Resultados e Discussões – Capítulo 2
fragmentos característicos: [M-CH3]; [M-COOCH3]; e os respectivos íons
moleculares. A Figura 135 mostra as estruturas dos principais componentes ácidos
terpânicos tricíclicos.
C
A
B
HO OC
HO OC
C 20 H 28 O 2
M =300
C 21 H 36 O 2
M =320
m /z 191
m /z 177 (-C H 3 )
COOH
COOH
[M -C H 3 ]
C 20 H 34 O 2
M =306
C 19 H 26 O 2
M =292
m /z 191
C
n
[M -C H 3 ]
O
O
C
OH
n = 1 a 10
M = 320 a 600
n
OH
n = 1 a 10
M = 306 a 586
Figura 135: Estruturas de ácidos terpânicos tricíclicos monitorados na fração EM das amostras
em estudo.
Como resultado das várias análises realizadas na fração EM para detectar
ácidos terpânicos tricíclicos em cada óleo estudado neste trabalho, foram
detectados vários componentes ácidos tricíclicos, que serão discutidos e propostos
no decorrer deste capítulo, que se dividem em saturados e aromáticos, além
também de subdividirem-se entre os tricíclicos normais e os desmetilados.
198
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Na análise por CGAR/EM utilizando a técnica de VIT dos óleos LAD (1 e 2)
apesar de apresentar grande concentração de ácidos graxos lineares, foi possível
detectar a presença de 2 componentes ácidos terpânicos tricíclicos extraindo o íonfragmento em 191 daltons, como mostra a Figura 136. Comparando o perfil
cromatográfico destes óleos podemos observar maior concentração dos
componentes ácidos tricíclicos [187] e [188] no óleo LAD-2.
Figura 136: Perfil cromatográfico de íons extraídos em m/z 191 obtido a partir da análise por
varredura de íons totais da Fração EM dos óleos LAD1 e LAD2.
O espectro de massas dos componentes ácidos tricíclicos detectados na
fração EM da amostra LAD, bem como nas demais amostras em estudo, foram
comparados com alguns espectros de massas de compostos neutros e ácidos
199
Resultados e Discussões – Capítulo 2
tricíclicos [Figura 137] arquivados no software da biblioteca Nist05, com o
objetivo de auxiliar na determinação da proposta estrutural para os componentes
ácidos tricíclicos detectados nas amostras em estudo. Também foram comparados
aos espectros de massas de ácidos terpenóicos tricíclicos relatados na literatura164.
Figura 137: Espectros de massas de componentes terpanos tricíclicos ácidos e neutros
provenientes do software da biblioteca Nist05.
O espectro de massas dos compostos [187] e [188] [Figura 138] mostram os
importantes íons-fragmentos com relação m/z 305 e 319, respectivamente, referente
a perda de um grupo metila [M – CH3]; m/z 191 como pico base, proveniente da
200
Resultados e Discussões – Capítulo 2
quebra entre o anel B e C; a m/z 123 proveniente da quebra entre o anel A e B;
além dos respectivos íons moleculares [M+. (320 e 334 daltons), respectivamente).
Figura 138: [A] Espectro de massas do composto [187] e a respectiva proposta estrutural. [B]
Espectro de massas do composto [188] e a respectiva proposta estrutural.
Com o objetivo de reforçar que os compostos [187] e [188] detectados
possuem o esqueleto estrutural proposto acima, foram realizadas análises por
CGAR/EM-EM através das técnicas: Varredura de íons produtos (VIP); Varredura
de íons precursores (VIPRE) e Monitoramento de reações simples (MRS), sendo
que neste último foi realizado somente a transição íon-precursor → íon-produto
[M+. → 191], como mostra a Figura 139.
201
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 139: [B1] Perfil cromatográfico (expandido) de íons extraídos em m/z 191 obtido a partir
da análise por varredura de íons totais da Fração EM do óleo LAD2; [B2] Perfil cromatográfico
da Varredura de íons produtos (VIP) na faixa de massas do composto [187]; [B3] Perfil
cromatográfico do Monitoramento de reação simples (MRS) da transição [M+. (320) → 191] para
o composto [187]; [B4] Perfil cromatográfico da Varredura de íons produtos (VIP) na faixa de
massas do composto [188]; [B5] Perfil cromatográfico do Monitoramento de reação simples
(MRS) da transição [M+. (334) → 191] para o composto [188]; [B6] Perfil do espectro de massas
provenientes da VIP e VIPRE para os compostos [187] e [188].
Com base nos resultados obtidos a partir das análises por CGAR/EM e
CGAR/EM-EM podemos sugerir que os compostos [187] e [188] [Figura 140]
possuem estrutura similar ao triciclohexaprenol, uma vez que a presença do íon202
Resultados e Discussões – Capítulo 2
fragmento em 191 daltons e sua relação direta com o íon molecular como
precursor, justifica o fato do grupo carboxila não está ligado ao anel A. Outro fato
importante, é a presença dos íons-fragmentos com relação m/z 109 e 123
comumente presentes na fragmentação de compostos hidrocarbonetos tricíclicos,
devido a quebra entre o anel A e B, conforme mostra a proposta de fragmentação
destas estruturas na Figura 141.
m/z 191
m/z 191
O
C
COOCH3
[M - CH 3]+
[M - CH 3]+
m/z 123
O CH3
C21H36O2
320.52
m/z 123
C22H38O2
334.54
[188]
[187]
Figura 140: Estruturas dos ésteres metílicos dos ácidos terpânicos tricíclicos esterificados
propostas para os componentes [187] e [188] detectados na Fração EM dos óleos estudados neste
trabalho.
203
Resultados e Discussões – Capítulo 2
11
14
9
R
8
R
R = -(CH 2)nCOOCH 3
CH 3
[M - CH 3]
n = 0 ou 1
+
H
11
14
9
R
R
8
R
e
2e
R = -(CH 2)nCOOCH 3
n = 0 ou 1
R
R
R
m/z 191
R
e
R
H
R
2e
R = -(CH 2)nCOOCH 3
n = 0 ou 1
R
R
cli vagem α
R
R
m/ z 123
Figura 141: Propostas de fragmentação dos compostos ácidos terpanóicos tricíclicos [187] e
[188] para formação dos íons-fragmentos [M+. – 15]; m/z 191; e m/z 123.
A análise dos óleos ME (1 e 2) por CGAR/EM (VIT) apresentou baixa
concentração de ácidos graxos lineares, como já foi discutido no item anterior,
entretanto foi detectado somente a presença de 1 componente ácido terpânico
204
Resultados e Discussões – Capítulo 2
tricíclico quando extraído o íon-fragmento em 191 daltons a partir dos dados
obtidos na VIT, como mostra a Figura 142. Comparando o tempo de retenção do
componente detectado nestes óleos e o respectivo espectro de massas, com os que
foram detectados nos óleos LAD, observamos que se trata do mesmo composto
ácido tricíclico [188] sugerido para os óleos LAD.
Figura 142: Perfil cromatográfico de íons extraídos em m/z 191 obtido a partir da análise por
varredura de íons totais da Fração EM dos óleos ME1 e ME2.
A presença deste mesmo composto ácido tricíclico [188] também se encontra
na fração EM da amostra M2 [Figura 143], apresentando mesmo tempo de
retenção e padrão de fragmentação das massas.
205
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 143: Perfil cromatográfico de íons extraídos em m/z 191 obtido a partir da análise por
varredura de íons totais da Fração EM do óleo M2.
Outro fato que podemos observar é a presença de componentes ácidos
terpânicos pentacíclicos nestas amostras, com maior concentração nos óleos ME (1
e 2) e M2, quando comparados ao óleo LAD2. A presença destes compostos nas
amostras em questão serão discutidas posteriormente.
Diferentemente dos óleos LAD (1 e 2), ME (1 e 2) e M2, a extração do íonfragmento com 191 daltons a partir do resultado da análise por CGAR/EM (VIT)
para a fração EM do óleo M1 mostrou um perfil cromatográfico completamente
diferente [Figura 144(D)], indicando a presença de dois componentes ácidos
tricíclicos [compostos 193 e 195] eluindo em um tempo de retenção superior aos
detectados anteriormente. Entretanto, monitorando outros íons-fragmentos
característicos, como por exemplo: m/z 163 e m/z 177 (íons-fragmentos
característicos na fragmentação de terpanos tricíclicos desmetilados neutros e
ácidos), pôde-se observar a presença de outros componentes ácidos tricíclicos
[compostos 190, 191, 194 e 195] [Figura 144(B) e (C)].
206
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 144: [A] Perfil cromatográfico da varredura de íons totais íons obtido pela análise por
CGAR/EM da Fração EM do óleo M1. [A1] e [A2] Ampliação do cromatograma de VIT; [B]
Perfil cromatográfico de íons extraídos em m/z 163; [C] Perfil cromatográfico de íons extraídos
em m/z 177; [D] Perfil cromatográfico de íons extraídos em m/z 191.
A detecção destes compostos no perfil cromatográfico de varredura de íons
totais tornou possível obter o espectro de massas de cada componente [Figura 145],
viabilizando a comparação com espectros de massas de padrões relatados na
literatura104,164, bem como alguns também relatados na biblioteca Nist05, com o
objetivo de propormos a estrutura que mais se adequasse ao padrão de
fragmentação apresentado no perfil espectral. Entretanto, vale ressaltar que a
confirmação estrutural destes componentes só é possível através da coinjeção de
padrões sintéticos ou técnicas mais avançadas de elucidação estrutural.
207
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 145: Espectros de massas dos componentes detectados na Fração EM do óleo M-1.
[Componentes 189 a 196].
Um estudo minucioso sobre o perfil cromatográfico da varredura de íons
totais [Figura 144(A), pág. 203] mostrou a presença de ácidos terpânicos tricíclicos
aromáticos [compostos 189 e 196], quando comparado os respectivos espectros de
208
Resultados e Discussões – Capítulo 2
massas com os dos padrões provenientes do software da biblioteca Nist [Figura
146 e Figura 147], sugerindo que o composto [189] seja um ácido tricíclico
aromático no anel C e com o grupo carboxílico ligado ao anel A [Figura 148].
Enquanto que o composto [196] apresenta-se também como um ácido tricíclico
aromático no anel C com o grupo carboxílico ligado ao anel A, porém acrescentado
de um grupo carbonila ligado ao anel B [Figura 148].
Figura 146: Comparação do Espectro de Massas do composto [189] com espectros da Biblioteca
Nist05, indicando como maior probabilidade (90.67%) ser o componente derivado do ácido
dehidroabiético.
209
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 147: Comparação do Espectro de Massas do composto [196] com espectros da Biblioteca
Nist05, indicando como maior probabilidade (95.65%) ser o componente derivado do ácido 7oxo-dehidro-abiético.
C
O
O
[189]
OH
C 20H 28O 2
300.44
C
O
[196]
OH
C 20H 26O 3
314.42
Figura 148: Estruturas propostas para os componentes ácidos tricíclicos [189] e [196] detectados
na Fração EM do óleo M-1.
210
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Entretanto, para os demais compostos detectados no óleo M-1 [componentes
190, 191, 192, 193, 194 e 195] a comparação de seus respectivos espectros de
massas com os espectros de padrões sintéticos da Nist05, não gerou resultados
comparativos de probabilidade aceitável entre os padrões de fragmentação que
pudesse em primeiro instante informar o possível esqueleto estrutural básico de
cada componente. Devido a isto, foram realizadas análises por CGAR/EM-EM
através das técnicas: VIP; VIPRE; e MRS, de modo que por meio dos resultados
obtidos fosse possível propormos o esqueleto químico estrutural de tais
componentes. Uma vez que os componentes [189] e [196] tiveram previamente sua
estrutura química definida, também foram incluídos neste mesmo estudo com o
objetivo de averiguar os possíveis íons-precursores que geram os íons-fragmentos
durante o processo de fragmentação.
O resultado da análise por CGAR/EM-EM (MRS) para o componente [189]
[Figura 149] mostra que o íon-produto com relação m/z 239 pode ser proveniente
de dois íons-precursores: o íon molecular de massa 314 daltons e o íon-fragmento
de relação m/z 299 proveniente da perda de um grupo metila ligado ao carbono C10
[Figura 150], com maior contribuição deste último. Também mostra a baixa
contribuição da formação do íon-produto de relação m/z 74 a partir do íon
molecular, referente ao rearranjo de McLafferty, o que justifica a imperceptividade
deste fragmento no espectro de massas de varredura de íons totais.
211
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 149: [A] Perfil cromatográfico (expandido) da análise por varredura de íons totais da
Fração EM do óleo M-1; [A1] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (314) → 74] para
o composto [189]; [A2] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (314) → 299; (M – CH3)]
para o composto [189]; [A3] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (314) → 239] para o
composto [189]; [A4] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [m/z 299 (M – CH3) → 239]
para o composto [189].
212
Resultados e Discussões – Capítulo 2
G ru p o 1
E M
1
2
10
5
O
O
2e
M = 314
O
[M - 1 5 ]
O
C H
m /z 2 3 9
H C O 2C H
3
3
O
O
O
O
m /z 2 9 9
G ru p o 2
H
H
O
O
H
H
M = 314
O
O
O
O
O
O
H
H
H
O
O
O
O
O
O
O
CH
O
C H3
3
H
CH
O
3
O
H 3C
m /z 2 3 9
Figura 150: Proposta de fragmentação do componente [189] para formação dos íons-fragmentos
em m/z 299 [M+. – CH3] e m/z 239 [M+. – C3H7O2; ou m/z 299 – C2H4O2].
O resultado da análise por CGAR/EM (VIT) para o componente [190]
fornece um íon molecular com 298 daltons e perda característica de um grupo
metila (m/z 283) [M+. – CH3], além da presença de dois íons-fragmentos intensos:
m/z 267 [M+. – 31]; m/z 163 [M+. – 135]. O valor da massa unitária do íon
molecular, quando comparado com os componentes já propostos anteriormente,
sugere que o composto [190] possui uma deficiência de 8 hidrogênios,
diferentemente do componente [189] que possui deficiência de 6 hidrogênios.
Como são componentes de mesmo esqueleto estrutural, sugerimos se tratar de um
213
Resultados e Discussões – Capítulo 2
diterpano ácido tricíclico aromático no anel C com mais uma insaturação em sua
estrutura. Além disso os íons fragmentos mais intensos mostram a perda do grupo
metila que deve ser proveniente da sua ligação ao carbono C10; perda de um grupo
.
de massa unitária igual a 31 daltons podendo ser um radical metóxi ( OCH3); e
perda de um grupo com 135 daltons de massa unitária podendo ser um fragmento
neutro formado a partir de rearranjos ocorridos na molécula durante a
fragmentação. Devido a essas possiblidades podemos sugerir 3 estruturas: dois
derivados de compostos encontrados em produtos naturais, como por exemplo em
resinas de plantas superiores (197 e 198, derivados do ácido pimárico e abiético
respectivamente); e um derivado de compostos encontrados em betume proveniente
de algas verdes unicelulares164 (190’) [Figura 151].
O
C
O
C H3
C
[1 9 0 ']
O
M = 298
[1 9 8 ]
[1 9 7 ]
C
O
C H3
M = 298
O
O
C H3
M = 298
Figura 151: Estruturas de ácidos terpânicos tricíclicos esterificados, propostos para o
componente [190] detectado na fração EM do óleo M1.
O monitoramento das transições entre o íon molecular e os íons-produtos
(mais intensos) obtidas por CGAR/EM-EM utilizando as técnicas VIP e MRS
mostra que os três íons-fragmentos principais (m/z 283; 267; e 163) são resultantes
da fragmentação direta do íon molecular [Figura 152]. Logo, dentre as estruturas
propostas na Figura 151 a estrutura [197] é a que mais contribui para a formação
destes fragmentos e o processo de fragmentação para formação dos mesmos está
proposto na Figura 153. Entretanto, devido a alta reatividade das insaturações em
214
Resultados e Discussões – Capítulo 2
carbonos terminais, dificilmente o composto [197] estaria presente em óleos após
sofrerem estresse térmico e pressão durante sua evolução.
Figura 152: [A] Perfil cromatográfico (expandido) da análise por varredura de íons totais da
Fração EM do óleo M1; [A1] Perfil cromatográfico (VIP) da transição [M+. (298) → 70 - 310]
para o composto [190]; [A2] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (298) → 283; (M –
CH3)] para o composto [190]; [A3] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (298) → 163]
para o composto [190]; [A4] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (298) → 267] para o
composto [190]. [A5] Perfil do espectro de massas obtido por GCAR/EM-EM (VIP) [M+. (298)
→ 70 - 310].
215
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Grupo 1
O
O
O
C
C
C
OCH3
OCH3
OCH3
CH3
[M - 15]
[M = 298]
m/z 283
Grupo 2
O
O
O
O
C
C
C
CH3
OCH3
[M - 31]
m/z 267
Grupo 3
O
O
C
OCH3
Rearranjo
C
OCH3
m/z 163
Figura 153: Proposta de fragmentação do componente [190] para formação dos íons-fragmentos
em m/z 283 [M+. – CH3]; m/z 267 [M+. – .OCH3 ], e m/z 163 [M+. – 135].
O resultado do padrão de fragmentação no espectro de massas dos
componentes [191] e [193] [Figura 145, pág. 204] mostra similaridade com o
padrão de fragmentação do componente [190], acrescentado de 14 e 28 unidades de
massas, respectivamente, proveniente da adição de grupo metileno [(-CH2)n, n = 1,
2] a estrutura. O monitoramento das transições entre o íon molecular e os íonsprodutos (mais intensos) obtidas por CGAR/EM-EM utilizando as técnicas VIP e
MRS mostra que os cinco íons-fragmentos principais (m/z 297; 283; 281; 177; e
163) para o composto [191] e (m/z 311; 297; 295; 191; e 163) para o componente
[193] são resultantes da fragmentação direta do íon molecular [Figura 154 e Figura
155].
216
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 154: [A] Perfil cromatográfico (expandido) da análise por varredura de íons totais da
Fração EM do óleo M1; [A1] Perfil cromatográfico (VIP) da transição [M+. (312) → 70 - 320]
para o composto [191]; [A2] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (312) → 297; (M –
CH3)] para o composto [191]; [A3] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (312) → 163]
para o composto [191]; [A4] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (312) → 177] para o
composto [191]. [A5] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (312) → 281] para o
composto [191]. [A6] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (312) → 283] para o
composto [191]. [A7] Perfil do espectro de massas obtido por GCAR/EM-EM (VIP) [M+. (312)
→ 70 - 320].
217
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 155: [A] Perfil cromatográfico (expandido) da análise por varredura de íons totais da
Fração EM do óleo M1; [A1] Perfil cromatográfico (VIP) da transição [M+. (326) → 70 - 330];
[A2] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (326) → 311; (M – CH3)]; [A3] Perfil
cromatográfico (MRS) da transição [M+. (326) → 163]; [A4] Perfil cromatográfico (MRS) da
transição [M+. (326) → 177]. [A5] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (326) → 191].
[A6] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (326) → 295]. [A7] Perfil cromatográfico
(MRS) da transição [M+. (326) → 297]. [A8] – [A11] Perfil do espectro de massas obtido por
GCAR/EM-EM (VIP) [M+. (326) → 70 - 330] para os componentes [192], [193], [194], [195]
respectivamente.
Devido a similaridade podemos sugerir que os componentes [191] e [193]
são ácidos terpânicos tricíclicos homólogos do componente [190] [Figura 156],
pois ambos apresentam perda de um grupo metila [M+ – 15] e perda de um grupo
218
Resultados e Discussões – Capítulo 2
metóxi [M+ – 31] a partir do íon molecular, além de apresentarem o íonsfragmentos m/z 177 e m/z 191, respectivamente, que se referem ao íon-fragmento
m/z 163 [Figura 153, pág. 212] acrescentado de 14 ou 28uma correspondente a
grupos metilenos (-CH2) adicionados a cadeila lateral ligada ao anel C. Além disso,
esses três componentes apresentam eluição em tempos de retenção: 62.064, 63.702
e 65.271min., respectivamente, onde a diferença entre a seqüência de eluição é de
1.6min.
O
O
C
C
OCH3
OCH3
OCH3
[191]
[190] = [190']
C20H26O2
M= 298
O
C
C21H28O2
M= 312
[193]
C22H30O2
M= 326
Figura 156: Estruturas de ácidos terpânicos tricíclicos esterificados, proposto para os
componentes [190], [191] e [193] detectado na fração EM do óleo M-1.
Com relação aos espectros de massas referentes aos componentes [192],
[194] e [195] [Figura 145, pág. 204] e o monitoramento das transições entre o íon
molecular e os íons-produtos (mais intensos) obtidas por CGAR/EM-EM,
utilizando as técnicas VIP e MRS, mostram que os principais íons-fragmentos são
resultantes da fragmentação direta do íon molecular [Figura 155, pág. 214], além
de apresentarem massa molecular igual ao componente [193] e um padrão
fragmentação semelhante. Entretanto, os compostos [192] e [194] também
apresentam íons-fragmentos abaixo de 100 daltons, com intensidades relativamente
significativas diferentemente do componente [193], enquanto que o composto [195]
apresenta uma coeluição de dois compostos. Com base nestes resultados e nos
219
Resultados e Discussões – Capítulo 2
espectros de massas de padrões de ácidos terpânicos tricíclicos e dos demais
apresentados neste trabalho, podemos somente sugerir que os componentes [192;
194; e 195] possuem o mesmo esqueleto estrutural do componente [193], mas
podendo diferenciar nos seguintes pontos:
posição da dupla ligação do anel B;
posição da cadeia lateral com o grupo carboxílico no anel C;
possibilidade do grupo carboxílico estar ligado ao anel A;
diastereoisomeria dos carbonos C5 e C10.
O espectro de massas dos componentes ácidos tricíclicos insaturados
detectados na fração EM da amostra M1, foram comparados com alguns espectros
de massas de compostos ácidos tricíclicos aromáticos [Figura 157] arquivados no
software da biblioteca Nist05, com o objetivo de auxiliar na determinação da
proposta estrutural para estes compostos. Também foram comparados aos espectros
de massas de ácidos terpenóicos tricíclicos relatados na literatura164.
Todos os componentes ácidos terpânicos tricíclicos propostos até aqui são
possíveis serem encontrados em amostras geológicas uma vez que, seus precursores
naturais provém de resinas de plantas165,
166
, conhecidos como ácidos resínicos
como é o caso dos derivados dos ácidos abiético e pimárico, e/ou de algas verdes
unicelulares encontradas em betume Tasmanian tasmanite164, como é o caso dos
compostos semelhantes ao triciclohexaprenol [Figura 134, pág. 193].
165
Peters, K. E.; Walters, C. C.; Moldowan, J. M. The Biomerker Guide: Biomarkers and
Isotopes in the Environment and Human History. 2005, vol. 1, 2nd Ed, Cambridge University
Press.
166
Killops, S. and Killops, V. Introduction to Organic Geochemistry. 2005, 2nd Ed., Blackwell
Publishing.
220
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 157: Espectros de massas de componentes aromáticos terpanos tricíclicos ácidos
provenientes do software da biblioteca Nist05.
O resultado da análise por CGAR/EM-EM (MRS) para o componente [196]
[Figura 158] mostra que o íon-produto com relação m/z 253 é proveniente do íon
molecular de massa 328 daltons, sendo um íon-produto formado a partir da perda
de um fragmento com m/z 75. Como o componente [196] apresenta baixo índice de
fragmentação, similarmente ao espectro de massas do padrão da Nist05 indicativo
para este composto [Figura 147, pág. 206], este resultado evidencia que tal
componente se trata da estrutura química anteriormente proposta.
221
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 158: [A] Perfil cromatográfico (expandido) da análise por varredura de íons totais da
Fração EM do óleo M-1; [A1] Perfil cromatográfico (VIP) da transição [M+. (328) → 253].
A análise dos componentes hidrocarbonetos terpanos tricíclicos derivados
dos ácidos terpânicos (fração HAc) mostra em LAD-1 um perfil cromatográfico do
íon-fragmento extraído em m/z 191 [Figura 159] com uma contribuição semelhante
quando comparado ao perfil cromatográfico dos ácidos terpânicos esterificados
(fração EM), porém com uma mudança na eluição dos componentes, onde não foi
possível detectar a presença do composto [187] detectado na fração EM deste óleo
[Figura 136, pág. 195]. Isto se deve a perdas de material ocorridos durante o
processo de derivatização, uma vez que este composto se apresentava em baixa
concentração na fração EM. Por outro lado, foi detectado a presença do
componente [188a] na fração HAc que corresponde ao componente [188] reduzido
a hidrocarboneto, conforme seu padrão de fragmentação apresentado no espectro de
massas [Figura 160].
Além deste composto, foi detectado um novo ácido terpânico tricíclico na
fração HAc do óleo LAD-1, não detectado na fração EM do mesmo e que, de
acordo com seu padrão de fragmentação apresentado sugere-se que seja um
222
Resultados e Discussões – Capítulo 2
homólogo do componente [188a] com 42 daltons proveniente da adição de 3
grupos metilenos (-CH2) na cadeia lateral estendida ligada ao anel C [Figura 160].
A análise da fração HAc dos óleos ME-1 e M-2 apresentou uma distribuição
de derivados de ácidos terpânicos tricíclicos similar ao apresentado na fração HAc
do óleo LAD-1, onde foram detectados os mesmos componentes [Figura 159]
Figura 159: [A]-[C] Perfil cromatográfico de íons extraídos em m/z 191 obtido a partir da análise
por varredura de íons totais da Fração HAc dos óleos LAD-1, M-2 e ME-1.
223
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 160: [A]-[B] Espectros de massas dos componentes [188a] e [197].
Vale novamente ressaltar que, as amostras LAD-2 e M-1 não possuiam
quantidades em massa suficiente para serem derivatizadas a hidrocarbonetos, sendo
somente analisadas na fração EM.
224
Resultados e Discussões – Capítulo 2
6.4 Análise de Ésteres e Hidrocarbonetos Derivados de Ácidos
Terpanóicos Pentacíclicos.
Os hopanos são compostos muito discutidos na literatura no estudo de óleos
e sedimentos, acredita-se que estes compostos sejam provenientes da membrana
celular de bactérias111. Os ácidos terpanóicos pentacíclicos do tipo hopano não são
uma classe muito explorada no estudo de óleos, entretanto, alguns autores sugerem
que estes compostos possam dar informações a respeito da migração e maturação,
complementando as informações obtidas pelos hopanos neutros33,38,39. Contudo,
normalmente estes compostos são os maiores constituintes cíclicos ácidos presentes
em óleos e sedimentos e têm sido empregado, assim como os hopanos neutros
correspondentes, também como parâmetro de biodegradação85, 108.
Similarmente aos hopanos neutros, sugere-se que o precursor para os
componentes ácidos hopânicos seja o bacteriohopanotetrol, já mencionado
anteriormente [Figura 47, pág. 79], sendo um poliol encontrado em células
procarióticas de membranas lipídicas de bactérias anaeróbias e cianobactérias. A
conversão destes bacteriohopanopolióis para a classe de geohopanos (C27 a C30)
têm sido extensivamente estudada na exploração de petróleo. Entretanto, por
possuírem diversos centros quirais em seu esqueleto estrutural, estes compostos
podem sofrer mudanças estereoquímicas quando submetidos a estresse térmico que
lhe conferem parâmetro de maturidade da matéria orgânica113, bem como a perda
de unidades de carbono durante o processo de biodegradação por bactérias85,108.
Em geral a distribuição molecular de ácidos carboxílicos em óleos brutos
podem ser afetados durante o processo migratório33 por dois fenômenos: 1) efeito
“washing”, onde ocorre incorporação de ácidos de diferentes níveis de maturidade;
ou 2) por efeitos geocromatográficos, onde ocorre perdas devido a diferença de
polaridade33,37,112.
225
Resultados e Discussões – Capítulo 2
A classe de compostos ácidos terpanóicos pentacíclicos (hopanos), foram
analisadas por CGAR-EM utilizando-se das técnicas de análise VIT e MIS. No
modo de aquisição por MIS utilizamos os íons com relação m/z 177 (hopanos
desmetilados) e m/z 191, correspondentes ao pico base nesta classe de compostos, e
outros íons característicos da fragmentação de terpanos pentacíclicos (por exemplo,
m/z 207, 221, 235, 249, 263, 277 e 291) provenientes do rompimento das ligações
entre os carbonos C12-C13 e C8-C14 (anel C/D) [Figura 161], além das
respectivas massas moleculares e M+ - 15 (correspondente a perda do grupo metila
ligado ao carbono C10 ).
m / z 207
m / z 191
2
10
5
A
3
13
14
C
1
4
9
21
E
12
D
22
m / z 176 + R
COO CH 3
17
8
E
12
B
m / z 191
m / z 369
2
m / z 221
C 28
3
C
1
A
4
10
5
9
13
14
R
21
D 17
22
8
B
m / z 369
E
12
m / z 191
2
A
3
C
1
4
10
5
9
13
14
21
D 17
22
R = (CH 2) n CO O CH 3
onde, n = 0 a 3 (C 30 a C 33)
8
B
C 29
CO OCH 3
m / z 369
Figura 161: Estruturas representativa para os ácidos terpanóicos pentacíclicos do tipo hopano.
O perfil cromatográfico dos íons-fragmentos (m/z 191) extraído do resultado
da análise por CGAR/EM (VIT) de todas as frações EM das amostras em estudo,
mostra a presença de componentes ácidos terpânicos pentacíclicos com uma
variação em concentração entre os ácidos hopanóicos C30 a C33, onde nas amostras
226
Resultados e Discussões – Capítulo 2
LAD (1 e 2) [Figura 162 e Figura 165] e M-2 [Figura 164 e Figura 165]
prevaleceram os ácidos C30 e C31, enquanto que nas amostras ME (1 e 2) [Figura
163 e Figura 165] apresentaram maior abundância dos ácidos hopanóicos C32 e C33,
e ausência destes compostos na amostra M-1.
Figura 162: Perfil cromatográfico de íons extraídos (m/z 191) obtido a partir da análise por
varredura de íons totais da Fração EM dos óleos: [A] LAD-1; [B] LAD-2.
Figura 163: Perfil cromatográfico de íons extraídos (m/z 191) obtido a partir da análise por
varredura de íons totais da Fração EM dos óleos: [C] ME-1; [D] ME-2.
227
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 164: Perfil cromatográfico de íons extraídos (m/z 191) obtido a partir da análise por
varredura de íons totais da Fração EM dos óleos: [E] M-1; [F] M-2.
228
Resultados e Discussões – Capítulo 2
m/z 176 + R
H
21
17
m/z 191
R
22
H
m/z 369
C30
R = COOCH 3
Composto
C31
R = -CH 2COOCH3
Configuração
Composto
Configuração
204
17α(H),21β(H), 22S
208
17α(H),21β(H), 22S
205
206
207
17α(H),21β(H), 22R
17β(H),21α(H), 22S
17β(H),21α(H), 22R
209
210
211
17α(H),21β(H), 22R
17β(H),21α(H), 22S
17β(H),21α(H), 22R
219
220
17β(H),21β(H), 22S
17β(H),21β(H), 22R
C32
R = (CH 2)2COOCH3
C33
R = (CH 2)3COOCH3
Composto
Configuração
Composto
Configuração
213
17α(H),21β(H), 22S
217
17α(H),21β(H), 22S
214
215
216
17α(H),21β(H), 22R
17β(H),21α(H), 22S
17β(H),21α(H), 22R
220
221
222
17α(H),21β(H), 22R
17β(H),21α(H), 22S
17β(H),21α(H), 22R
Figura 165: Perfil cromatográfico de íons extraídos (m/z 235; m/z 249; m/z 263; e m/z 277)
obtidos a partir da análise por varredura de íons totais da Fração EM representativo para os óleos
LAD; ME; e M.
229
Resultados e Discussões – Capítulo 2
O espectro de massas representativo para cada homólogo (C30 – C33) dos
ácidos hopanóicos detectados nas frações EM, bem como, as estruturas propostas,
estão representados na Figura 166.
Figura 166: Espectros de massas representativos para os componentes ésteres metílicos
derivados de ácidos hopanóicos (C30 – C33) detectados na Fração EM dos óleos em estudo.
Comparando a análise da amostra M-2 [Figura 164 (F), pág. 224] com os
resultados dos monitoramentos apresentados na Figura 165 (pág.225), podemos
observar a presença de ácidos hopanóicos de cadeia curta entre C28 (composto 200
e 201) e C29 (composto 202 e 203) [Figura 161, pág. 222], confirmados sua
detecção pelo monitoramento dos íons-fragmentos m/z 207 e 221, respectivamente.
Como já discutido anteriormente, os compostos do tipo hopano apresentam
configuração biológica 17β(H), 21β(H)-(22R), nos carbonos C-17, C-21 e C-22.
Entretanto, esta configuração não é termodinamicamente a mais estável, ocorrendo
isomerização destas posições, durante o processo de catagênese do óleo, originando
230
Resultados e Discussões – Capítulo 2
compostos termodinamicamente mais estáveis com configuração 17α(H), 21β(H) e
17β(H), 21α(H), além de ocorrer a isomerização da configuração 22R para 22S.
Analisando a distribuição dos ácidos hopanóicos C30 (m/z 235), C31 (m/z
249), C32 (m/z 263) e C33 (m/z 277), na forma de ésteres metílicos representados na
Figura 165(pág. 225), foram detectados a presença das 3 séries diastereoisoméricas
dos ácidos hopanóicos: [17α(H), 21β(H) (22R e 22S); 17β(H), 21α(H) (22R e 22S);
e 17β(H), 21β(H) (22R e 22S), quando comparados com os dados da
literatura33,35,37,38,39,167. Além disso, os espectros de massas dos diastereoisômeros
também foram comparados entre si sendo possível diferenciá-los através da
intensidade entre os íons característicos (m/z 235; 249; 263; e 277), representado
pelos espectros de massas dos diastereoisômeros ésteres metílicos derivados de
ácidos hopanóicos C30 [Figura 167].
167
Barakat, A. O. and Yen, T. F. Organic Geochemistry. 1990, 15(3), 299-311.
231
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 167: Espectros de massas comparativo dos diastereoisômeros ésteres metílicos derivados
de ácidos hopanóicos (C30H50O2) detectados na Fração EM do óleo tipo LAD.
A presença dos componentes ácidos hopânicos na fração ácida de cada
amostra, também pôde ser comprovada analisando a fração dos hidrocarbonetos
derivados de ácidos (HAc) para esta classe de compostos, como pode ser observado
na região dos componentes pentacíclicos indicado na Figura 159 (pág. 219) e
melhor representada pelo perfil cromatográfico da amostra M-2 [Figura 168] após
monitorar o íon-fragmento com relação m/z 191 extraídos a partir do resultado da
análise por CGAR/EM (VIT).
232
Resultados e Discussões – Capítulo 2
O espectro de massas representativo para cada homólogo (C30 – C33) dos
ácidos hopanóicos detectados nas frações HAc, bem como, as estruturas propostas,
estão representados na Figura 169.
Figura 168: Perfil cromatográfico de íons extraídos (m/z 191) obtido a partir da análise por
varredura de íons totais da Fração HAc do óleo M-2, representativo para os demais óleos em
estudo.
Figura 169: Espectros de massas representativos para os componentes hidrocarbonetos derivados
de ácidos hopanóicos (C30 – C33) detectados na Fração HAc dos óleos em estudo.
233
Resultados e Discussões – Capítulo 2
O resultado obtido para a amostra tipo ME corroboram com o maior nível de
biodegradação das mesmas, onde podemos sugerir que os ácidos hopanóicos de
menor peso molecular (C30 e C31) foram removidos mais rápido pelas bactérias,
concordando com os resultados quando correlacionados com a fração neutra das
mesmas, onde mostraram um nível de biodegração moderada (grau 4). Isto é
possível, uma vez que diversos relatos da literatura apresentam resultados com
possibilidade de biodegradação seletiva entre hopanos (C30) e homohopanos (C31 –
C35), entretanto existem controvérsias quanto ao consumo destes compostos pelas
bactérias durante o processo de biodegradação, onde dados da literatura mostram
casos em que os homohopanos (C31 e C32) foram mais suscetíveis a biodegradação
do que os hopanos (C30)125, enquanto que em outros casos mostram que os
homólogos superiores dos hopanos são preferencialmente mais bioresistentes60, 168,
169
. Do mesmo modo a amostra tipo LAD mostra baixo nível de biodegradação por
apresentar em sua composição todos os homólogos de ácidos hopanóicos (C30 –
C33), onde os hopanos superiores (C32 – C33) estão melhor vizualizados quando
monitorados na análise por CGAR/EM (MIS), apresentando característica similar
ao discutido na fração neutra.
Com a finalidade de estudar o grau de maturação em óleos, têm sido
verificado a estereoquímica de diversos compostos, entre eles os ácidos hopanóicos
e seus possíveis precursores. Na literatura33,35,38,39 é relatado que óleos e sedimentos
mais imaturos apresentam quantidades significativas de ácidos hopanóicos com
configuração 17β(H),21β(H), 22(R e S) e que durante o processo de maturação este
isômero é transformado para os de estrutura termicamente mais estável, tais como
17α(H),21β(H) e 17β(H),21α(H). Também é comentado que a razão dos epímeros
168
Moldowan, J. M. and McCaffrey, M. A. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1995, 59, 18911894.
169
Requejo, A. G. and Halpern, H. I. Nature. 1989, 342, 670-673.
234
Resultados e Discussões – Capítulo 2
no carbono C22 (S e R) é outro indicador de maturidade, pois acredita-se que com o
aumento da maturidade haja uma conversão dos ácidos hopanóicos com
configuração 22R para 22S, mais estável termodinamicamente124. Outro relato
importante trata da velocidade de epimerização para o carbono C-22 que é maior
para os ácidos hopanóicos com o grupo carboxílico mais próximo do centro
quiral33,38,39. Isto se deve o fato de que ocorra um mecanismo de enolização do
grupo carboxílico adjacente aumentando assim a velocidade de epimerização do
centro quiral. Por outro lado, é relatado também que a presença destes compostos,
principalmente de configuração 17β(H),21β(H), 22R, podem ser provenientes da
incorporação de matéria orgânica imatura durante o processo de migração do óleo.
Os óleos aqui estudados apresentaram diferentes padrões de concentração
entre os ácidos hopanóicos, onde foram detectados duas séries principais, entre C30
a C33 com as configurações 17α(H),21β(H), (22S e 22R) e 17β(H),21α(H), (22S e
22R). Entretanto os óleos LAD apresentaram além destas 2 séries, dois ácidos
hopanóicos com configuração 17β(H),21β(H), (22S e 22R) que pode ser uma
evidência de incorporação de MO imatura durante o processo migratório; enquanto
que nos óleos M e ME observou-se apenas a série 17α(H),21β(H), (22S e 22R)
correspondente ao ácido hopanóico C30.
Considerando que durante o processo de maturação térmica ocorra a
isomerização/epimerização
dos
centros quirais
dos compostos,
para
os
termodinamicamente mais estáveis e que, em rochas maturas a razão R/S relatada
para os ácidos hopanóicos é de aproximadamente 0,8533, calculamos a razão R/S
dos ácidos hopanóicos C30 – C33 (Tabela 16) e podemos observar que os óleos aqui
estudados possuem baixa maturidade térmica. Entretanto, avaliando os valores de
22R/22S (17α(H),21β(H) e 17β(H),21α(H) para os hopanos superiores (C32 e C33)
235
Resultados e Discussões – Capítulo 2
podemos concluir que os óleos ME são termicamente mais evoluídos do que os
óleos LAD.
O fato da incorporação de MO ter sido detectada somente através da análise
da fração ácida deve-se a baixa concentração dos componentes ácidos em óleos o
que faz com que a distribuição molecular dos memos seja facilmente alterada por
pequenas variações de concentração.
Tabela 16: Razão 22R/22S comparativa para os diastereoisômeros 17α(H),21β (H) e
17β(H),21α(H) de ácidos hopanóicos derivados da fração EM.
(m/z)
235
LAC1
α,β
β ,α
R/S*
R/S**
0,93
1,30
LAC2
α,β
β ,α
R/S*
R/S**
0,85
1,24
α,β
R/S*
0,85
β ,α
R/S**
1,45
α,β
R/S*
1,05
β ,α
R/S**
1,46
α,β
R/S*
1,02
β ,α
R/S**
249
1,35
1,44
0,92
1,21
1,14
1,28
0,94
-------
0,97
------
263
2,05
2,49
1,32
1,75
1,46
2,21
1,23
1,47
1,32
1,49
277
1,55
2,54
1,10
1,43
1,74
2,58
1,10
1,42
1,01
1,22
Íon
M2
ME1
ME2
1,31
* Altura do pico do composto 17α(H),21β(H) (22R) dividido pela altura do pico do composto 17α(H),21β(H) (22S).
** Altura do pico do composto 17β(H),21α(H) (22R) dividido pela altura do pico do composto 17β(H),21α(H)
(22S).
6.5 Hidrocarbonetos Derivados de Ácidos Esteranóicos e Alquil
Esteranóicos. Coinjeção de Padrões da Série 5α(H)- e 5β(H)Colestano e Estigmastano; 3β(alquil)-5α(H)- e 3α(alquil)5β(H)- Colestano e Estigmastano.
Como já discutido sobre a presença de esteranos e alquil-esteranos na fração
neutra, estes compostos também podem estar presentes na fração ácida distribuídos
como componentes diastereoisômeros dos análagos C28 a C33 de configuração
5α(H)- e 5β(H)-esteranos; 3β(alquil)-5α(H)- e 3α(alquil)-5β(H)-esteranos.
236
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Na fração de hidrocarbonetos derivados de ácidos (HAc) dos óleos LAD-1,
M-2 e ME (1 e 2) após analisadas em CGAR/EM utilizando-se das técnicas VIT e
MIS, detectou-se a presença de componentes ácidos esterânicos regulares e
substituídos no anel A, entretanto devido a baixa concentração destes compostos
nas amostras LAD e ME, a prévia detecção de alguns componentes só foi possível
após realizado análise por CGAR/EM-EM (MRS) monitorando a transição íon
precursor → íon produto característico para cada homólogo destes ácidos. A
confirmação de alguns componentes com esse tipo de estrutura foi realizada através
da coinjeção de padrões sintéticos da série 5α(H)- e 5β (H)- colestano; 3β (alquil)5α (H)- e 3α (alquil)-5β (H)-colestano, sintetizados por Lopes, J.A.D. et al107;e
5α (H)- e 5β (H)- estigmastano; 3β (alquil)-5α (H)- e 3α (alquil)-5β (H)estigmastano, sintetizados por Lima, S.G. et al.89, confirmando a presença e a
estereoquímica estrutural de alguns dos ácidos esterânicos e alquil esterânicos,
descritos na Tabela 17. Para isto, foi necessário a utilização tanto da técnica MIS
quanto MRS para realização das análises por coinjeção.
A partir dos resultados obtidos das análises por MIS pôde-se observar que a
amostra M-2 apresenta maior concentração dos ácidos esteranóicos sendo
detectados até a série de ácidos 3-butil-esteranóicos, além disso o perfil
cromatográfico das análises mostram que além dos compostos identificados,
existem uma série de ácidos alquil-esteranóicos (alquil-colestanóico, alquil-24metil-colestanóico e alquil-24-etil-colestanóico) ainda não identificados (Tabela
18). Um fato interessante apresentado na amostra M-2 foi a confirmação de 18
ácidos esterânicos dos 18 padrões sintéticos coinjetados com a amostra,
distribuídos em ácidos esterânicos normais e alquil-esterânicos.
Sendo a amostra M-2 um óleo misto (LAD+ME), comparando com os
resultados apresentados pelas amostras LAD e ME individualmente, nota-se que
alguns componentes não estão presentes nestes óleos, o que sugere que a amostra
237
Resultados e Discussões – Capítulo 2
M-2 pode ter contribuição destes componentes proveniente de outras fontes. Para a
amostra LAD-1 foram confirmados somente a presença de 5 componentes
distribuídos entre ácidos 3-(aquil)-colestanóico e 3-(aquil)-estigmastanóico,
enquanto que nas amostras ME-1 e ME-2 foram confirmados 10 e 11
componentes, respectivamente, distribuídos entre ácidos 3-(aquil)-colestanóico e 3(aquil)-estigmastanóico.
Tabela 17: Ácidos estigmastânicos , alquil-colestânicos e alquil-estigmastânicos identificados na
fração de hidrocarboneto derivados (HAc) dos óleos, por meio de coinjeção de padrões sintéticos.
Óleos
Composto
LAD1
M2
ME1
ME2
Composto
Nd
Nd
Id
Id
223
α
β
Ácido 3 (metil)-5 (H)-colestanóico
Nd
Nd
Id
Id
224
Ácido 3α(etil)-5β (H)-colestanóico
Nd
Nd
Nd
Id
225
Ácido 3α(propil)-5β (H)-colestanóico
Nd
Nd
Nd
Id
226
Ácido 3α(butil)-5β(H)-colestanóico
Id
Id
Id
Id
227
Ácido 3β (metil)-5α(H)-colestanóico
Nd
Id
Id
Id
228
Ácido 3β (etil)-5α(H)-colestanóico
Nd
Id
Id
Id
229
Ácido 3β (propil)-5α(H)-colestanóico
Nd
Nd
Nd
Id
230
Ácido 3β (butil)-5α(H)-colestanóico
Ácido 5β (H)-estigmastanóico
Ácido 3α(metil)-5β(H)-estigmastanóico
Ácido 3α(etil)-5β (H)-estigmastanóico
Ácido 3α(propil)-5β (H)-estigmastanóico
Ácido 3α(butil)-5β(H)-estigmastanóico
Ácido 5α(H)-estigmastanóico
Ácido 3β (metil)-5α(H)-estigmastanóico
Ácido 3β (etil)-5α(H)-estigmastanóico
Ácido 3β (propil)-5α(H)-estigmastanóico
Ácido 3β (butil)-5α(H)-estigmastanóico
Nd
Id
Nd
Nd
Nd
Nd
Id
Id
Nd
Nd
Id
Id
Id
Id
Id
Id
Id
Id
Id
Id
Nd
Id
Nd
Id
Id
Nd
Id
Id
Id
Id
Nd
Id
Nd
Id
Id
Nd
Id
Id
Id
Id
231
232
233
234
235
236
237
238
239
240
Id = Identificado; Nd = Não detectado
A Figura 170 à Figura 176 mostra a presença e confirmação estrutural dos
componentes da série [5α(H)- e 5β(H)-estigmastanos]; [3β(alquil)-5α(H)- e
3α(alquil)-5β(H)-colestanos];
e
[3β(alquil)-5α(H)-
e
3α(alquil)-5β(H)-
estigmastanos] coinjetados com as amostras LAD-1 e ME-1 utilizando a
238
Resultados e Discussões – Capítulo 2
CGAR/EM-EM(MRS) e a amostra M-2 utilizando a CGAR/EM(MIS),
respectivamente, representando a identificação desta série de compostos para todos
os óleos em estudo neste trabalho como está listado na Tabela 17.
Vale ressaltar que as coinjeções foram realizadas na fração HAc das
amostras em estudo utilizando padrões sintéticos na forma de hidrocarbonetos,
entretanto o resultado de cada composto identificado será expresso como o ácido
correspondente.
6.5.1 Coinjeção de padrões com amostra LAD-1 – Fração HAc.
Figura 170: Confirmação da presença de Ácido 5β(H)- e 5α(H)-estigmastan-3-il-metanóico por
coinjeção de padrões sintéticos com amostra de óleo e análise por CGAR/EM-EM(MRS). (A)
Perfil cromatográfico da fração HAc do óleo LAD-1 obtido da transição [M+. (414) → 231]; (A1)
Coinjeção do padrão sintético 3α(metil)-5β(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [232]. Transição
[M+. (414) → 231]; (A2) Coinjeção do padrão sintético 3β (metil)-5α(H),14α(H),17α(H)estigmastano [237]. Transição [M+. (414) → 231].
239
Resultados e Discussões – Capítulo 2
6.5.2 Coinjeção de padrões com amostra ME-1 – Fração HAc
Figura 171: Confirmação da presença de Ácido 5β (H)- e 5α(H)-estigmastan-3-il-propanóico por
coinjeção de padrões sintéticos com amostra de óleo e análise por CGAR/EM-EM(MRS). (B)
Perfil cromatográfico da fração HAc do óleo ME-1 obtido da transição [M+. (442) → 259]; (B1)
Coinjeção do padrão sintético 3α(propil)-5β (H),14α(H),17α(H)-estigmastano [234]. Transição
[M+. (442) → 259]; (B2) Coinjeção do padrão sintético 3β (propil)-5α(H),14α(H),17α(H)estigmastano [239]. Transição [M+. (414) → 231].
240
Resultados e Discussões – Capítulo 2
6.5.3 Coinjeção de padrões com amostra M-2 – Fração HAc.
Figura 172: Confirmação da presença de Ácido 5β (H)- e 5α(H)-estigmastanóico por coinjeção
de padrões sintéticos com amostra de óleo e análise por CGAR/EM(MIS). (A) Perfil
cromatográfico da fração HAc do óleo M-2 obtido do monitoramento em m/z 217; (A1)
Coinjeção do padrão sintético 5β(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [231]. MIS> m/z 217; (A2)
Coinjeção do padrão sintético 5α(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [236]. MIS> m/z 217.
241
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 173: Confirmação da presença de Ácido 5β (H)- e 5α(H)-colestan-3-il metanóico; 5β(H)e 5α(H)-estigmastan-3-il metanóico por coinjeção de padrões sintéticos com a Fração HAc da
amostra de óleo e análise por CGAR/EM(MIS). (B) Perfil cromatográfico da fração HAc do óleo
M-2 obtido do monitoramento em m/z 231; (B1) Coinjeção do padrão sintético 3(α)metil5β(H),14α(H),17α(H)-colestano [223]. MIS> m/z 231; (B2) Coinjeção do padrão sintético
3β(metil)-5α(H),14α(H),17α(H)-colestano [227]. MIS> m/z 231. (B3) Coinjeção do padrão
sintético 3(α)metil-5β(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [232]. MIS> m/z 231. (B4) Coinjeção do
padrão sintético 3β (metil)-5α(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [237]. MIS> m/z 231.
242
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 174: Confirmação da presença de Ácido 5β (H)- e 5α(H)-colestan-3-il etanóico; 5β(H)- e
5α(H)-estigmastan-3-il etanóico por coinjeção de padrões sintéticos com a Fração HAc da
amostra de óleo e análise por CGAR/EM(MIS). (B) Perfil cromatográfico da fração HAc do óleo
M-2 obtido do monitoramento em m/z 245; (B1) Coinjeção do padrão sintético 3(α)etil5β(H),14α(H),17α(H)-colestano [224]. MIS> m/z 245; (B2) Coinjeção do padrão sintético
3β(etil)-5α(H),14α(H),17α(H)-colestano [228]. MIS> m/z 245. (B3) Coinjeção do padrão
sintético 3(α)etil-5β(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [233]. MIS> m/z 245. (B4) Coinjeção do
padrão sintético 3β (etil)-5α(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [238]. MIS> m/z 245.
243
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 175: Confirmação da presença de Ácido 5β(H)- e 5α(H)-colestan-3-il propanóico; 5β(H)e 5α(H)-estigmastan-3-il propanóico por coinjeção de padrões sintéticos com a Fração HAc da
amostra de óleo e análise por CGAR/EM(MIS). (B) Perfil cromatográfico da fração HAc do óleo
M-2 obtido do monitoramento em m/z 259; (B1) Coinjeção do padrão sintético 3(α)propil5β(H),14α(H),17α(H)-colestano [225]. MIS> m/z 259; (B2) Coinjeção do padrão sintético
3β(propil)-5α(H),14α(H),17α(H)-colestano [229]. MIS> m/z 259. (B3) Coinjeção do padrão
sintético 3(α)propil-5β(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [234]. MIS> m/z 259. (B4) Coinjeção
do padrão sintético 3β(propil)-5α(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [239]. MIS> m/z 259.
244
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 176: Confirmação da presença de Ácido 5β(H)- e 5α(H)-colestan-3-il butanóico; 5β(H)e 5α(H)-estigmastan-3-il butanóico por coinjeção de padrões sintéticos com a Fração HAc da
amostra de óleo e análise por CGAR/EM(MIS). (B) Perfil cromatográfico da fração HAc do óleo
M-2 obtido do monitoramento em m/z 273; (B1) Coinjeção do padrão sintético 3(α)butil5β(H),14α(H),17α(H)-colestano [226]. MIS> m/z 273; (B2) Coinjeção do padrão sintético
3β(butil)-5α(H),14α(H),17α(H)-colestano [230]. MIS> m/z 273. (B3) Coinjeção do padrão
sintético 3(α)butil-5β (H),14α(H),17α(H)-estigmastano [235]. MIS> m/z 273. (B4) Coinjeção do
padrão sintético 3β (butil)-5α(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [240]. MIS> m/z 273.
Os espectros de massas de alguns compostos identificados nas amostras estão
representados na Figura 177 e Figura 178.
Vale ressaltar que a coinjeção dos padrões sintéticos derivados do
estigmasterol foi realizado pela primeira vez em óleos provenientes do EstreitoGuamaré (Bacia Potiguar) e principalmente na fração ácida de óleos desta bacia,
identificando as moléculas dos componentes esterânicos presentes nas amostras
245
Resultados e Discussões – Capítulo 2
estudadas neste trabalho. Também vale salientar que na fração HAc para série
alquil-esteranos foram detectados ácidos até 3-butil-24-etil-colestanóicos.
Figura 177: Espectros de massas dos componentes 3α(alquil)-5β (H)- e 3β(alquil)-5α(H)colestanos derivados de ácidos 5β(H)-colestan-3-il alcanóico e 5α(H)-colestan-3-il alcanóico
identificados na Fração HAc das amostras em estudo.
246
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 178: Espectros de massas dos componentes 5β (H)- e 5α(H)-estigmastanos; e 3α(alquil)5β(H)- e 3β(alquil)-5α(H)-estigmastanos derivados de ácidos 5β (H)- e 5α(H)-estigmastanóicos;
e ácidos 5β(H)-estigmastan-3-il alcanóico e 5α(H)-estigmastan-3-il alcanóico identificados na
Fração HAc das amostras em estudo.
247
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Tabela 18: Ácidos esteranóicos e alquil-esteranóicos detectados como hidrocarbonetos derivados
da fração ácida.
LAD-1
M-2
ME-1
Nome
do
Composto
Pico
h1
Ácido 24-metil-colestanóico
nd
nd
d
h2
Ácido 24-metil-colestanóico
nd
nd
d
h3
Ácido 24-metil-colestanóico
nd
nd
d
h4
Ácido 24-metil-colestanóico
nd
nd
d
h5
Ácido 24-etil-colestanóico
nd
d
d
h6
Ácido 24-etil-colestanóico
nd
d
d
h7
Ácido 24-etil-colestanóico
nd
d
d
h8
Ácido 3-metil-colestanóico
nd
nd
d
h9
Ácido 3-metil-24-metil-colestanóico
nd
nd
d
h10 Ácido (?)-metil-24-etil-colestanóico
nd
d
d
h11 Ácido (?)-metil-24-etil-colestanóico
nd
d
d
h12 Ácido 3-etil-colestanóico
nd
nd
d
h13 Ácido 3-etil-24-metil-colestanóico
nd
nd
d
h14 Ácido 3-etil-24-metil-colestanóico
nd
nd
d
h15 Ácido 3-etil-24-etil-colestanóico
nd
d
d
h16 Ácido 2-etil-24-etil-colestanóico
nd
d
d
h17 Ácido 2-etil-24-etil-colestanóico
nd
d
d
h18 Ácido 3-etil-24-etil-colestanóico
d
d
d
h19 Ácido 3-etil-24-etil-colestanóico
d
d
d
h20 Ácido (?)-etil-24-etil-colestanóico
nd
d
d
h21 Ácido (?)-etil-24-etil-colestanóico
nd
d
d
h22 Ácido (?)-etil-24-etil-colestanóico
d
d
d
h23 Ácido 3-propil-colestanóico
nd
nd
d
h24 Ácido 3-propil-colestanóico
nd
nd
d
h25 Ácido 3-propil-24-metil-colestanóico
nd
nd
d
h26 Ácido 3-propil-24-metil-colestanóico
nd
nd
d
h27 Ácido 3-propil-24-etil-colestanóico
nd
d
d
h28 Ácido 3-propil-24-etil-colestanóico
nd
d
d
h29 Ácido 3-propil-24-etil-colestanóico
nd
d
d
h30 Ácido 3-butil-colestanóico
nd
nd
d
h31 Ácido 3-butil-colestanóico
nd
nd
d
h32 Ácido 3-butil-24-etil-colestanóico
nd
nd
d
h33 desconhecido
nd
nd
d
*
d = detectado
**
nd = não detectado
248
Resultados e Discussões – Capítulo 2
6.5.4 Análise da série homóloga (C31 – C36) da classe ácidos esteran-3il-alcanóicos
por CGAR/EM-EM (MRM) da Fração HAc dos
óleos LAD e ME.
No decorrer das análises realizadas na fração HAc notamos a presença de
ácidos esteran-3-il-alcanóicos análogos aos componentes identificados pela
coinjeção de padrões sintéticos. Similar ao estudo realizado na fração neutra dos
óleos apresentados neste trabalho, a análise por CGAR/EM-EM(MRM) da fração
HAc mostra a presença de componentes ácidos esteran-3-il-alcanóicos em níveis de
concentração diferente do mesmo estudo apresentado na fração neutra, com maior
concentração de componentes ácidos carboxi-24-etil-colestanóicos e ausência de
homólogos superior a C32, enquanto que na fração neutra foi detectada a presença
dos homólogos C31 a C34. Isso sugere que os componentes ácidos esteran-3-ilalcanóicos podem ser os precursores para a formação dos hidrocarbonetos 3-alquilesteranos.
249
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 179: Perfil cromatográfico de distribuição da classe ácidos 24-etil-esteran-3-il-alcanóicos
da fração HAc dos óleos LAD-1 e ME-1 analisados por CGAR/EM-EM(MRM).
250
Resultados e Discussões – Capítulo 2
6.6 Verificação da Possível Presença de Ácidos Derivados de 2-, 3-,
e 4-Metil-Esterânicos e Dinosterol.
Como já visto na fração neutra os componentes hidrocarbonetos derivados de
esteranos com o grupo metílico ligado ao carbono 2, 3 ou 4, assim como os
dinosteranos, quando presentes, fornecem importantes parâmetros indicativos do
tipo de fonte em que óleo foi gerado. Entretanto, na literatura não há nenhum relato
que descreva a presença, em óleos, dos componentes 2- e 4-metil-esteranos e
dinosteranos na forma de seus correspondentes ácidos.
Com o objetivo de verificar se há alguma correlação destes componentes na
fração HAc foram realizadas análises por CGAR/EM-EM (MRS) monitorando as
transições [M+. (414) → 231]; [M+. (414) → 95]; e [M+. (414) → 98] e comparado
os resultados com os mesmos obtidos na fração neutra, onde foi possível observar a
presença somente do componente ácido 24-etil-colestan-3-il metanóico (C30) e seus
diastereoisômeros. Com esse resultado concluímos que a ausência dos
correspondentes ácidos para os compostos 2- e 4-metil-esteranos e dinosteranos é
justificado devido ao fato da literatura não apresentar nenhum relato sobre os
correspondentes ácidos em fontes de MO presente no ambiente durante o processo
de formação do petróleo.
251
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 180: Perfil cromatográfico da análise por CGAR/EMEM(MRM) de ácidos esteran-3-il
metanóicos e ácidos similares ao dinosterano.
252
Resultados e Discussões – Capítulo 2
6.7 Análise dos Hidrocarbonetos Derivados dos Constituintes
Ácidos Aromáticos.
A análise dos constituintes ácidos esteranóicos monoaromáticos (m/z 253)
[Figura 181; Tabela 19] e alquil-monoaromáticos (m/z 267) mostraram-se
presentes somente na amostra M-2 [Figura 181] em abundância relativamente
baixa, sendo possível detectá-los em baixíssimas concentrações pela varredura de
íons totais e melhor observados através do monitoramente de íons selecionados por
CGAR/EM(MIS). Entretanto, os ácidos esteranos triaromáticos (íons-fragmentos
com relação m/z 231 e m/z 245) não foram detectados nas amostras em estudo.
Como já foram mencionados em discussões anteriores, os componentes do tipo
esteranos triaromáticos são provenientes da aromatização dos correspondentes
esteranos monoaromáticos, e a esta conversão atribui o grau de evolução térmica
em que o óleo foi submetido. Logo, a ausência ou não detecbilidade dos
componentes triaromáticos mostram o baixo grau de evolução térmica dos óleos em
estudo, corroborando com os parâmetros já mencionados na fração neutra.
Também foi detectada a presença de ácidos alquil-monoaromáticos de cadeia
lateral estendida no anel A pelo monitoramento dos íons-fragmentos com relação
m/z 281 e m/z 295 [Figura 181], o que sugere a presença de grupo etila e propila
respectivamente, ainda não relatados na literatura como ácidos. Isto é possível uma
vez que, Dahl, J. et al.62 relataram a identificação de hidrocarbonetos 3-alquilesteranos triaromáticos em óleos e extratos de rochas.
253
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 181: Perfil cromatográfico dos componentes hidrocarbonetos derivados de ácidos
esteranóicos monoaromáticos obtidos da análise por CGAR/EM(MIS) da Fração HAc do óleo
M-2. (A) monitoramento do íon-fragmento em m/z 253; (B) monitoramento do íon-fragmento em
m/z 267; (C) monitoramento do íon-fragmento em m/z 281; (D) monitoramento do íon-fragmento
em m/z 295.
Tabela 19:Ácidos esterânicos monoaromáticos detectados na fração HAc do óleo M-2.
m/z 253
Pico
241
242
243
244
245
246
247
248
Fórmula Molecular do Componente Ácido
C27H40O2
C27H40O2
C28H42O2
C27H40O2
C28H42O2 + C29H44O2
C29H44O2
C28H42O2 + C29H44O2
C29H44O2
Massa Molecular
396
396
410
396
410 + 424
424
410 + 424
424
254
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Na amostra ME o monitoramento do íon-fragmento com relação m/z 267
revelou a presença de dois componentes em tempo de retenção acima dos
componentes detectados na amostra M-2, onde o componente 249 apresenta íon
molecular (M+ 394) e m/z 267 em maior abundância e o 250, íon molecular (M+
392) e m/z 268 mais abundante [Figura 182]. Uma análise na Biblioteca Nist05
somente nos revela que tais componentes possuem estruturas semelhantes ao
esqueleto estrutural do composto registrado pela comparação com os padrões da
Nist05, onde apresentou uma similaridade espectral de 44% [Figura 183].
Figura 182: Perfil cromatográfico dos componentes hidrocarbonetos derivados de ácidos
esteranóicos monoaromáticos obtidos da análise por CGAR/EM(MIS) da Fração HAc do óleo
ME. Monitoramento dos íons-fragmentos em m/z 267+ 268+(392+394 daltons).
255
Resultados e Discussões – Capítulo 2
Figura 183: Espectro de massas referente ao componente 250 e o comparativo com o espectro de
massas referente ao padrão sintético da biblioteca Nist com 44% de similaridade.
Vale salientar que devido aos processos ocorridos durante a formação do
petróleo, como elevação de temperatura, pressão e a presença de microrganismos,
torna-se quase impossível encontrar em óleos, compostos com insaturações
conjugadas a grupos funcionais, tais como carbonilas, sendo o espectro acima
meramente comparativo e indicativo da semelhança entre a estrutura do composto
presente na amostra e o padrão da biblioteca.
256
Conclusão Parcial – Fração Ácida
6.8 Conclusão Parcial da Fração Ácida
O estudo da fração ácida revelou a presença de ácidos lineares, com
predominância dos ácidos hexadecanóico (C16) e octadecanóico (C18) nas 6
amostras analisadas, além dos ácidos lineares ramificados e cicloexanóicos mono- e
dissubstituídos em baixíssimas concentrações nas amostras LAD. Também se
encontram presentes ácidos terpanóicos tricíclicos saturados e insaturados
diversificados entre os óleos, com maior proporção de tricíclicos provenientes dos
ácidos resínicos de plantas, além da presença em maior concentração dos ácidos
terpanóicos pentacíclicos. Duas classes de ácidos de grande importância
encontradas nas amostras em estudo foram os esteranóicos e alquil-esteranóicos em
maior concentração nas amostras Mistas.
Os ácidos acíclicos foram os maiores constituintes encontrados na fração
ácida extraída dos óleos LAD, cuja matéria orgânica foi depositada sob condições
lacustres de água doce. Similarmente os n-alcanos saturados da fração neutra
também foram os maiores constituintes encontrados nestes óleos. Dentre os ácidos
acíclicos, os n-alcanóicos formam uma série homóloga dominante que varia de
nC12 a nC31, estando os ácidos isoprenóicos em baixíssimas concentrações
detecando-se apenas o ácido fitanóico [183a]. A presença de ácidos cicloexanóicos
mono- e dissubstituídos nas amostras LAD confirma a fração neutra, e sugere
serem provenientes de bactérias que atuam na formação do petróleo, uma vez que
estes óleos apresentam baixo nível de biodegradação.
Dentre os ácidos cíclicos, os ácidos hopanóicos foram os que apresentaram
maior abundância relativa nos óleos LAD, M2 e ME distribuídos em duas séries
entre C30 a C33 com configurações 17α(H),21β(H) [22S e 22R] e 17β(H),21α(H)
[22S e 22R], com evidência de maior maturidade térmica para o óleo ME quando
comparado os valores calculados para a razão 22R/22S dos hopanos superiores C32
257
Conclusão Parcial – Fração Ácida
e C33. Entretanto, a amostra M1 apresentou maior concentração de ácidos
terpanóicos tricíclicos insaturados e a presença destes, sugere que os mesmos
possam ser provenientes da dissolução de ácidos resínicos de plantas provenientes
de ambientes lacustres de água doce (LAD) durante o processo de biodegradação e
que sofreram transformações diagenéticas envolvendo reações de aromatização
durante o processo de evolução térmica.
A alta concentração de ácidos alquil-esteranóicos na amostra M-2, com o
grupo carboxílico [CH3(CH2)n-COOH; onde n = 0 a 3] ligado ao anel A
correspondentes a ácidos 3-alquil-colestanóicos, 3-alquil-24-metil-colestanóicos e
3-alquil-24-etil-colestanóicos, variando o grupo alquila de metil a butil, serviu de
auxílio de comparação para a detecção/identificação destes componentes nos
demais óleos. Dentre os compostos foram identificados a configuração de 5
componentes no óleo LAD-1; 10 e 11 componentes respectivamente nos óleos
ME-1 e ME-2; e 16 componentes no óleo M-2, além de dois ácidos
estigmastanóicos. A presença destes compostos em maior proporção no óleo M-2
quando comparado aos óleos LAD e ME, sugere que o mesmo possa ter
contribuição de outras fontes. Além dos compostos identificados, o perfil
cromatográfico das análises para esta classe mostra uma série de ácidos alquilesteranóicos ainda não identificados.
A identificação de ácidos alquil-esteranóicos em amostras Lacustres de
água doce (LAD) é um fato inédito e de grande importância para a determinação
dos parâmetros geoquímicos para esta classe de óleos com relação ao ambiente
deposicional das respectivas fontes geradoras, uma vez que a literatura reporta a
presença destes compostos somente em amostras marinhas, apesar de ainda não
haver uma rota biogenética comprovada que explique a biossíntese e presença
destes compostos em petróleo.
258
Conclusão Parcial – Fração Ácida
Conclui-se então que os compostos alcanos lineares, esteranos (saturados e
aromáticos), alquil-esteranos (saturados e aromáticos), além de outros componentes
detectados, podem, ao menos em parte, serem formadas a partir da descarboxilação
dos correspondentes ácidos. Esta observação sugere que os precursores
diagenéticos para os alquil-esteranos possuem como grupo funcional uma unidade
de ácido carboxílico.
259
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
CAPÍTULO 3
SÍNTESE DE BIOMARCADORES
BIOMARCADORES DERIVADOS
DO ERGOSTEROL E ESTIGMASTEROL
ESTIGMASTEROL:
GMASTEROL:
261
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
7 SINTESE DE PADRÕES
Os componentes alquil-esteranos saturados e aromáticos são classes de
biomarcadores importantes em geoquímica orgânica devido a sua aplicação em
parâmetros de correlação de fonte e evolução térmica ou maturidade. Entretanto,
ainda não há na literatura relatos confirmativos que indiquem qual precursor
utilizado no caminho biogenético para a formação destes componentes, uma vez
que existem apenas sugestões quanto à procedência da rota biogenética para estas
classes.
Durante as análises dos componentes neutros e ácidos presentes nas amostras
de petróleo de diferentes origens da Bacia Potiguar foram detectadas séries de
componentes alquil-esteranos saturados e insaturados, sendo alguns confirmados a
partir da coinjeção das amostras com padrões sintéticos.
A coinjeção de padrão em CGAR, CGAR-EM e CGAR/EM-EM é o melhor
procedimento analítico para identificação dos componentes em amostras complexas
como, por exemplo, petróleo.
As amostras de óleos possuem compostos com múltiplos centros quirais,
portanto é necessário o uso de reações estereosseletivas para obtenção dos padrões.
No decorrer do desenvolvimento da geoquímica orgânica, existem muitas
publicações onde a coinjeção de padrões e identificação estrutural dos componentes
foi realizada em amostras de petróleo, entretanto permanecem muitas dúvidas
quanto a determinadas classes de compostos. Os compostos aromáticos, por
exemplo: esteranos (mono-, di- e tri-) aromatizados em seus anéis A, B, C, AB ou
ABC, são exemplos de compostos cujas estruturas não foram totalmente
identificadas em amostras de óleos. Os componentes biomarcadores 211, 139, 135,
258 representados pela Figura 184 são compostos de grande interesse e que ainda
não foram coinjetados em amostras de óleos brasileiros, portanto não identificados
263
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
até então. Sendo o componente 258 um biomarcador 3 alquil-ergostano ainda não
sintetizado e de grande interesse para elucidação da classe de compostos alquilesteranos monoaromáticos. Vale salientar que todos os dados físicos dos compostos
se encontram em anexo.
H
H
H3 C
H
H
5
4
211
H
CH 3
H
H
2
H
139
5
H
H
135
H
R1
R2
R3
H
258
R1 ou R2 = CH3; R3 = H [m/z 253]
R1 = H, R2 = R3 = CH3 [m/z 267]
R1 = CH3, R2 = H, R3 = CH3 [m/z 267]
Figura 184: Estrutura dos biomarcadores propostos para síntese.
Estes compostos são monitorados principalmente pelos íons-fragmentos
descritos abaixo:
Compostos
Íon característico mais intenso (daltons)
211
139
135
258
211
231
231
252+R3
Os compostos 135 e 139 são derivados do estigmasterol [211a] cujo grupo
alquila está ligado ao anel A nas posições 2 e 4, respectivamente. Estes compostos
pertencem à classe dos alquil-estigmastanos, que tem definido no carbono C-3
como posição principal do grupo alquila ligado ao anel A. Entretanto, a análise em
CGAR/EM mostra uma série de componentes entre 40 a 60 minutos onde muitos
do tipo esteranos substituídos ainda não foram até então identificados, como
264
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
exemplo a Figura 109 e Figura 173 [pág. 154 e 238, respectivamente]. Os
componentes 211 e 258 são derivados do estigmasterol [211a] e ergosterol [256a],
respectivamente e pertence à classe dos esteranos monoaromáticos. A análise dessa
classe de compostos, bem como os esteranos triaromáticos, também mostra uma
série de componentes ainda não identificados em óleos.
Com o intuito de identificar e quantificar estes compostos em amostras de
petróleo projetamos sintetizar os biomarcadores acima mencionados, partindo de
substratos comerciais [Figura 185], estigmasterol [211a] e ergosterol [256a],
conforme está descrito a seguir.
H
H
H
HO
H
HO
Estigmasterol
211a
H
H
Ergosterol
256a
Figura 185: Substratos comerciais utilizados na síntese de biomarcadores.
7.1 Síntese do composto (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)trieno [211]170,171
A estratégia de síntese proposta para a obtenção do composto aromático
(20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211], baseia-se principalmente na
obtenção inicial de um composto intermediário [211b], derivado do estigmasterol
[211a], contendo um grupo epóxido de configuração 5α,6α formado pela ligação
170
Stoilov, I.; Shetty, R. Pyrek, J. St.; Smith, S. L.; Layton, W. J.; Watt, D. S. Journal Organic
Geochemistry. 1994, 59, 926-928.
171
Demir, A. S. Tetrahedron. 2001, 57, 227-233.
265
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
entre os carbonos (C5-C6) e um grupo sulfônico ligado ao carbono C-3, conforme
está representado pelo Esquema 1.
29
28
21
18
22
20
12
19
11
1
2
9
10
H
3
HO
4
5
16
13 17
14 15
H
8
27
23
24
25
26
H
A, B
H
7
H
MsO
6
O
H
C
H
H
H
211c
211b
65%
90%
211a
D
H
H
H
E
H
H
35%
85%
CH 3
211
H
CH 3
211d
0
Etapas: (A) m-CPBA; CH 2Cl2 / 0 C (1h); (B) MsCl; Et3N / N 2; 0 0C (1h);
0
(C) HMPA; 230 C (5min.); (D) HBr (48%); HOAc; refluxo (1h)
(E) Benzeno/Hexano (1:2); H 2 / Pd-C (10%); 200psi (24h)
Esquema 1: Rota sintética para obter o composto (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno
[211].
7.1.1 Obtenção e caracterização do intermediário 211b.
O composto [211b] foi obtido em 2 etapas a partir do substrato comercial
estigmasterol. A primeira etapa desta rota sintética consiste na epoxidação
estereosseletiva da dupla ligação C5-C6 do estigmasterol [211a]. O grupo epóxi é
formado com configuração 5α,6α (C5-C6), permanecendo inalterado a dupla
ligação entre os carbonos C22-C23 da cadeia lateral, fornecendo o composto
[211b1] com rendimento de 95% , como mostra o Esquema 2.
266
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
A
5
HO
6
HO
5
6
O
[2 1 1 b 1 ]
[2 1 1 a ]
0
( A) : m -C P B A; C H 2 C l 2 / 0 C (1 h ) ;
95%
Esquema 2: Síntese do composto intermediário 20R,22E,24R-5α,6α-epoxi-estigmast-22-en-3β ol [211b1].
A análise por CGAR-EM do produto de reação obtido após tratamento do
meio reacional mostra no cromatograma a presença de 2 compostos com relação
95:5 ambos apresentam tempo de retenção distintos e espectro de massas
fornecendo o mesmo íon molecular em 428 daltons, um íon-fragmento com relação
m/z 410 correspondente a perda de uma molécula de água, um íon-fragmento base
em m/z 253 a única distinção estão nos íons fragmentos com relação m/z 269 e 271,
onde o composto de maior proporção apresenta uma relação do íon-fragmento m/z
271>269. Com base nestes dados, sugere-se que estes dois compostos sejam
diastereoisômeros provenientes da formação do grupo epóxi entre os carbonos C5C6 de configuração 5α,6α-epoxi (95%) e 5β,6β-epoxi ( 5%). Após tratamento de
purificação por recristalização foi possível obter somente um produto [211b1] com
95% de rendimento [Cromat+EM 1-Apêndice].
Comparando os espectros de RMN (13C e DEPT) do substrato estigmasterol
[211a] [Espectro RMN 2-Apêndice] e do produto purificado [211b1] [Espectro
RMN 4-Apêndice], observa-se que para o composto [211a] na região de dupla
ligação carbono-carbono (RMN de
13
C), apresenta 4 picos de carbono sp2 com
deslocamentos δ121.7 (C6), δ129.3 (C23), δ138.3 (C22) e δ140.7 (C5), no entanto, o
espectro de RMN de
13
C referente ao produto [211b1] apresenta apenas dois
carbonos sp2 [δ129.3 (C23), δ138.3 (C22)], mostrando que houve o adição na ligação
267
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
π formando um epóxido e consequentemente surgiram 2 carbonos sp3 os carbonos
C5 e C6 [δ65.7 (C5), δ59.3 (C6)]. As atribuições de deslocamentos químicos para
estes compostos estão representados na Figura 186.
12.2
12.2
40.5
55.9
12.0
39.7
37.3
18.9 21.1
50.2
31.6
36.5
71.8
HO
42.3
56.9
21.1
51.2
31.6
129.3
12.0
39.3
21.2
15.9 20.6
32.4
42.6
28.9
28.8
24.4
31.9
140.7
42.2
138.3
121.7
34.8
65.7
68.7
.
31.8
25.4
18.9
25.4
19.4
HO
211a
O
40.4
55.6
42.2
56.9
21.1
51.2
29.9
129.3
21.2
28.7
24.1
31.8
31.0
59.3
39.8
138.2
211b1
Figura 186: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de
compostos [211a] e [211b1].
13
C para os
A etapa seguinte consiste na mesilação do grupo hidroxila presente no
carbono C-3 do produto [211b1], utilizando trietilamina e cloreto de mesila, no
meio reacional a 0 0C por 1h, formando o composto [211b] com rendimento igual a
90% [Esquema 3].
B
H 3C S O 2O
HO
O
O
0
(B ): M sC l; E t 3 N / N 2; 0 C (1 h);
[21 1 b ]
9 0%
Esquema 3: Síntese do composto intermediário 20R,22E,24R-5α,6α-epoxi-3β-metilsulfonilestigmast-22-eno [211b].
268
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
A confirmação estrutural do composto [211b] foi determinada pela análise
do espectro de RMN (13C e DEPT) que, quando comparado com o espectro de
RMN (13C e DEPT) do composto 211b1, mostrou a presença do grupo mesila nas
condições descritas. No resultado do espectro de RMN de
13
C para o composto
[211b] [Espectro RMN 6-Apêndice], observa-se que houve uma mudança no valor
do deslocamento químico para os carbonos entre C3 a C7 devido ao efeito de
retirada de elétrons da interação do grupo sulfóxido inserido no carbono C3,
desprotegendo os carbonos adjacentes com uma variação no deslocamento de
1,7ppm (C7) a 11,1ppm (C5), e o surgimento de mais um carbono sp3 [δ38.9 ppm]
devido ao deslocamento químico da metila ligado ao grupo sulfóxido [Figura 187].
14.2
25.4
19.0
12.2
39.2
18.2
35.3
28.8
38.9
H 3C - S O2O
79.6
41.7
21.0
45.4
38.6
76.8
O
42.6
55.9
138.1
40.5 129.4
55.4
27.8
21.1
51.2
30.0
21.2
24.1
31.8
32.7
63.4
211b
Figura 187: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de
composto [211b].
13
C para o
7.1.2 Obtenção e caracterização do intermediário 211c.
A etapa de eliminação dos grupos epóxi e sulfônico foi realizada aquecendo
a 230 0C o composto 211b com hexametilfosforamida (“HMPA”), formando 6
carbonos sp2 conjugados C2, C4 e C6, como mostra o composto 211c com
rendimento igual a 65% [Esquema 4].
269
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
C
H 3C S O 2O
O
2 11 b
21 1c
65 %
0
( C) H MP A; 2 30 C (5m in. )
Esquema 4: Síntese do composto intermediário 20R,22E,24R-estigmasta-2,4,6,22-tetraeno
[211c].
A análise por CGAR-EM do produto de reação obtido após tratamento do
meio reacional e pufiricação em coluna de alumina, mostra no cromatograma a
presença de 2 compostos com relação 65:10 [Cromat+EM 2-Apêndice]; ambos
apresentam tempo de retenção distintos e espectro de massas fornecendo íon
molecular diferentes em 392 daltons (composto majoritário) e 376 daltons
(minoritário), respectivamente. O composto majoritário [211c] apresenta o íon
molecular com intensidade relativa de 68%; o íon-fragmento com relação m/z 377
(5%) referente à perda de um grupo metila e um íon-fragmento com m/z 253
[C19H25]+ (16%) correspondente a perda da cadeia lateral, enquanto que o composto
minoritário apresenta o íon molecular com baixíssima intensidade relativa (10%);
um íon-fragmento base com m/z 237 [C18H21]+ referente a perda da cadeia lateral; e
um íon-fragmento com m/z 141 [C11H11]+ referente a cisão homolítica que ocorre
entre o anel B/C.
A confirmação estrutural do composto [211c] foi determinada pela análise do
espectro de RMN (13C e DEPT) que comparando ao espectro de RMN (13C e
DEPT) do composto [211b] [Espectro RMN 6-Apêndice], observa-se que para o
composto [211c] [Espectro RMN 7-Apêndice] na região de dupla ligação carbonocarbono (RMN de
13
C), apresentam 8 picos de carbono sp2, onde 6 carbonos sp2
270
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
estão presentes no anel A e são provenientes da eliminação térmica do grupo
sulfônico na forma de ácido metanosulfônico e conversão do grupo epóxi em dieno
conjugado seguido de um rearranjo prototrópico, apresentando os deslocamentos
químicos δ119.1 (C2), δ124.1 (C3), δ125.2 (C4), δ142.7 (C5), δ131.6 (C6) e δ127.8
(C7), além de dois carbonos sp2 provenientes dos carbonos C22 e C23 (δ138.1 e
δ129.3, respectivamente) similar ao composto [211b]. A atribuição de
deslocamentos químicos para este composto está representada na Figura 188.
12.2
19.1
12 . 4
39 . 8
36 . 6
119 . 1
35 . 7
142 . 7
124 . 1
125 . 2
43 . 1
54 . 7
20 . 9
51 . 6
15 . 5
131.6
37 . 4
127 . 8
25.5
138 . 1
40 . 6
129 . 3
55 . 9
21 . 3
51 . 3
28 . 9
31 . 1
21 . 2
23 . 9
211c
Figura 188: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de
composto [211c].
13
C para o
7.1.3 Obtenção e caracterização dos compostos 211d e 211.
A reação de aromatização do composto [211c] envolve a transferência de
próton e um rearranjo que consiste na abertura/fechamento do anel A. Esta etapa
consiste na isomerização das duplas ligações presentes nos anéis A e B, na
presença de ácido bromídrico e ácido acético sob refluxo. A catálise ácida favorece
o rearranjo das duplas ligações conjugadas (2,4,6) proporcionando a formação de
um composto aromático estável [211d] [Esquema 5] com 35% de rendimento.
271
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
D
211c
(D ) H B r (4 8 % ); H O A c ; re flu x o (1 h )
211d
35%
Esquema 5: Síntese do composto intermediário 20R,22E,24R-estigmasta-1,3,5(10),22-tetraeno
[211d].
A análise por CGAR-EM do produto de reação mostra inicialmente a
presença de uma mistura de compostos insaturados, apresentando dois
componentes principais em uma proporção 70:10, sendo o composto 211d o
majoritário, que após purificação em coluna de alumina foi possível eliminar os
compostos residuais obtendo o composto 211d com 90% de pureza [Cromat+EM
3-Apêndice]. O espectro de massas do composto 211d apresenta íon molecular com
392 daltons e um aumento de intensidade em dois íons-fragmentos estáveis com
relação m/z 131 e m/z 157 [C12H13]+ (referente a cisão homolítica entre o anel C/D),
quando comparado ao espectro de massas do composto 211c [Cromat+EM 2Apêndice], além disso, observa-se também um pequeno aumento na intesidade do
íon-fragmento com m/z 211 [C16H19]+, referente a abertura e rearranjo do anel D
com perda de um hidrocarboneto insaturado neutro.
A confirmação estrutural da isomerização das insaturações para formar o
composto aromático no anel A [211d], foi realizada pela análise em RMN
13
C
[Espectro RMN 9-Apêndice] e DEPT, onde foi possível observar o surgimento de 3
carbonos sp2 [δ135.3 (C4), δ136.4 (C5) e δ140.7 (C10)] e a presença de 6 carbonos
sp3 de grupos metílicos que permaneceram após o processo de isomerização do
composto [211c] para a formação do aromático [211d] [Figura 189]. A literatura
mostra que durante o processo de isomerização ocorre um rearranjo prototrópico no
272
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
anel A e o rompimento da ligação entre os carbonos C9-C10 gerando um
intermediário espiro-dieno, similar ao rearranjo dienol-benzeno, e posteriormente
um novo rearranjo para formar o composto aromático no anel A, com o grupo
metila após ocorrer o rearranjo [δ19.8ppm] ligado ao denominado carbono C4
[Figura 189].
12.3
19.0
25.4
138.3
40.5 129.3
55.8
24.0
27.2
42.5
56.2
123.1
44.5
26.8
140.7
37.9
136.4
29.0
31.9
12.1
40.0
125.2
127.2
135.3
27.8
21.2
51.3
21.1
211d
19.8
Figura 189: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de
composto [211d].
13
C para o
O composto [211d] foi submetido a hidrogenação catalítica com Pd(10%)Carbono por 4h a 100psi, de modo a reduzir a dupla ligação do carbono C22 da
cadeia lateral, obtendo assim um importante biomarcador aromático no anel A
[211] [Esquema 6].
22
23
E
4
211d
211
85%
(E ) B e n z e n o /H e x a n o (1 :2 ); H 2 / P d -C (1 0 % ); 2 0 0 p si (2 4 h )
Esquema 6: Síntese do composto 20R,24R-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211].
273
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
A análise por CGAR/EM do produto da hidrogenação apresenta no
cromatograma apenas um componente como sendo o padrão 20R,24R-estigmasta1,3,5(10)-trieno [211] e seu espectro de massas [Cromat+EM 4-Apêndice] mostra o
íon molecular com 394 daltons, indicando um aumento na massa molar em 2
Daltons quando comparado ao espectro de massas do composto [211d]. Isto se
deve a hidrogenação dos carbonos metínicos (sp2) C22 e C23. Observa-se também
o aumento da intensidade do íon-fragmento com m/z 211 [C16H19+] referente a
quebra das ligações do anel D.
A confirmação foi possível após obtenção dos dados em RMN 13C e DEPT,
devido ao desaparecimento dos deslocamentos químicos referente a insaturação dos
carbonos sp2 C22-C23 e o surgimento de dois carbonos sp3 metilênicos (CH2) com
os deslocamentos δ33.9 (C22) e δ23.1 (C23) [Figura 190].
12.0
26.0
18.7
33.9
11.9
40.0
23.9
123.1
125.2
127.1
135.3
44.5
140.7
136.3
27.8
29 . 1
36.2 23.1
55.6
42.6
56.2
19.8
45.8
19.0
28.2
26.8
37.9
27.2
211
19.8
Figura 190: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de
composto 20R,24R-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211].
13
C para o
A coinjeção do padrão [211] com o óleo ME2 (Figura 72 e Figura 73; pág.
115-116), mostrou que na região de 20 a 40 minutos são analisados esteranos
monoaromáticos no anel C, enquanto que o padrão aromático no anel A [211] elui a
um tempo de retenção acima desta região. Esta diferença de retenção revela que os
274
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
esteranos monoaromáticos no anel C, possuem tempo de retenção inferior aos
esteranos monoaromáticos no anel A. A confirmação é observada quando se
coinjeta o padrão [211] (tr = 48,6min.) com extrato de Afloramento de Irati.
(Figura 73; pág.116), mostrando que estes compostos realmente eluem com um
tempo de retenção maior do que os componentes monoaromáticos no anel C.
7.2 Síntese de Alquil-esteranos Derivados do Estigmasterol [211a].
Entre os biomarcadores derivados de esteróis presentes nas frações neutras
dos óleos ME estudados neste trabalho, foram detectados componentes da classe
alquil-esteranos, como por exemplo, a identificação por coinjeção de padrões
sintéticos dos compostos 3α(metil)-5β(H)-estigmastano e 3β(metil)-5α(H)estigmastano, onde pôde claramente observar que além destes compostos, existem
outros diastereoisômeros que eluem ou coeluem na mesma região de retenção e que
apresentam mesmo peso molecular. Na análise das amostras por CGAR/EM-EM
(MSM) para o estudo dos componentes alquil-esteranos, especificamente os metilesteranos, foi possível detectar a presença de compostos como o 2α(metil)-5α(H)estigmastano e 4α(metil)-5α(H)-estigmastano. Como estes compostos não são
ainda comercializados, apesar de já existir relatos na literatura sobre sua síntese, a
coinjeção resulta em um importante resultado destes padrões em óleos utilizados
neste trabalho de modo a identificá-los, uma vez que, não há estudos relatados
sobre coinjeção destes componentes com petróleos brasileiros. Devido a este fato,
propusemos sintetizar estes componentes com o objetivo de identificá-los nas
amostras em estudo de modo a auxiliar na caracterização paleoambiente do
reservatório.
A estratégia proposta para a síntese dos compostos 2α(metil)-5α(H)estigmastano e 4α(metil)-5α(H)-estigmastano está representada no Esquema 7.
275
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
H
H
H
A
H
H
HO
251
H
O
211a
H
H
F
B
H3 C
H
254
O
H
2
H
H
252
O
C H 2 SPh
C
C
H
H3 C
5
4
HO
H
H
2
H
255
H
CH 3
H
5
O
253
H
G, E
D, E
H
5
4
H
CH 3
H
H
H
H3 C
H
2
5
139
H
H
H
135
Etapas: (A) Opennauer; (B) PhSH, HCOH (37%), Et3 N, Etanol; Refluxo (72h); (C) Li / NH 3, EtOH (ou NH 4 Cl)
(D) Si / CuSO 4 , tolueno, 4h; (E) H 2 / Pd-C (10%); (F) i- Diisopropilamina, THF, BuLi, hexano (0 0 C);
MeI (17 0C, 3h); ii-MeOH / KOH, refluxo (3h); (G) Reação de Wolff-Kishner.
Esquema 7: Rota sintética proposta para obter os compostos (20R,24R)-2α(metil)-5α(H)estigmastano [135] e (20R,24R)-4α(metil)-5α(H)-estigmastano [139].
7.2.1 Síntese do Intermediário Estigmasta-4,22-dien-3-ona [251]
A síntese dos compostos 2α(metil)-5α(H)-estigmastano e 4α(metil)-5α(H)estigmastano tem como principal intermediário a estigmasta-4,22-dien-3-ona [251]
276
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
[Figura 191] obtida a partir da oxidação de Oppenauer na hidroxila homoalílica
ligada ao carbono C3 do estigmasterol [211a] [Esquema 8].
H
3
H
H
A
H
H
3
HO
O
4
211a
Etapas: (A) Oxidação de Opennaue
H
5
251
85%
Esquema 8: Síntese do composto (20R,22E,24R)-estigmasta-4,22-dien-3-ona [251]
O composto [251] foi obtido com 85% de rendimento após recristalização
em metanol e caracterizado primeiramente por CGAR-EM [Cromat+EM 5Apêndice] apresentando no cromatograma apenas um pico, cujo espectro de massas
destaca-se a presença do íon molecular com 410 daltons; íon-fragmento de m/z 395
[M-CH3]+, correspondente a perda do grupo metila ligado ao carbono C10; íonfragmento de m/z 367 [C26H39O]+, correspondente a perda do grupo isopropila
ligado ao carbono C24; íon fragmento de m/z 271 [C19H27O]+, correspondente a
perda da cadeia lateral ligada ao carbono C-17.
A confirmação estrutural do composto [251] foi observada após análise por
RMN (1H, 13C e DEPT). No espectro de RMN de 1H [Espectro RMN 13-Apêndice]
destacam-se os sinais correspondentes aos prótons dos seis grupos metílicos na
faixa de 0,5 a 1,5ppm; a presença de um dubleto em 5,7ppm correspondente ao
próton olefínico (H-4) com posição alfa à carbonila; e dois duplo dubletos na região
entre 5,0 - 5,3 ppm referente aos prótons H-22 e H-23.
No espectro de RMN de
13
C [Espectro RMN 14-Apêndice] observam-se os
deslocamentos químicos de 29 carbonos correspondentes à molécula, destacando-se
277
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
o deslocamento em 199.3 ppm, correspondente ao carbono (sp2) carbonílico (C3);
os deslocamentos 123.3ppm, correspondente ao carbono sp2 olefínico (C4); e os
deslocamentos químicos de 1 carbono sp2 olefínico quaternário em 171.4ppm (C5)
e 2 carbonos sp3 quaternários com deslocamentos químicos em 38.6ppm (C10) e
42.3ppm (C13), como está representado na [Figura 191].
12.3
19.1
12.2
39.6
17.5
35.7
32.1
199.3
O
123.6
21.2
51.2
38.6
171.4
25.5
138.0
40.5
129.3
56.0
42.3
55.9
28.9
53.8
21.1
31.9
21.2
35.7 24.3
33.0
34.0
Figura 191: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de
composto 20R,22E,24R-estigmasta-4,22-dien-3-ona [251].
13
C para o
No espectro de DEPT confirma-se o deslocamento químico de carbonos
proveniente de seis grupos metílicos; 9 deslocamentos de carbonos metilênicos
(CH2); e 10 deslocamentos de carbonos metínicos (CH), destacando-se 3 carbonos
sp2 olefínicos com deslocamentos químicos em 123.6ppm (C4), 138.0ppm (C-22) e
129.3ppm (C-23).
A confirmação química da oxidação do estigmasterol para formar a
estigmastenona foi realizada comparando os deslocamentos químicos entre o
substrato e o produto, além dos dados espectrais de RMN de
13
C de compostos
esqueleto estrutural similar relatado na literatura.
Como o processo de alquilação nas posições C-2 e/ou C-4 parte inicialmente
da estigmasta-4,22-dien-3-ona [251], esta é um substrato facilmente metilado nos
carbonos C-2 ou C-4, ambos na posição alfa (α). Entretanto, a alquilação dependerá
278
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
da formação de um enolato cinético para inserção do grupo metila no carbono C-2
ou condensação semelhante à de Mannich modificado por Poppelsdorf and Holt172,
para a inserção do grupo tiofenilmetila no carbono C-4, como será descrito a seguir.
7.2.2 Síntese de 2α(metil)-5α(H)-estigmastano [135]173.
7.2.2.1 Obtenção e caracterização do intermediário [252].
Na primeira etapa da síntese do composto 2α(metil)-5α(H)-estigmastano, a
metilação [Esquema 9] é realizada seletivamente na posição α do carbono C-2 pelo
tratamento do enolato com iodeto de metila. O enolato é gerado pela adição lenta
de uma cetona α,β-insaturada a um excesso de uma base forte impedida
(diisopropilamina) na presença de lítio (butil-lítio), a baixa temperatura (-78 0C) e
em um solvente aprótico médio (THF, por exemplo), portanto, mediante condições
cinéticas. A regiosseletividade é afetada pela base e o próton menos impedido é
abstraído preferencialmente pela mesma formando o enolato, como mostra a
[Figura 192].
22
23
2
3
O
O
251
4
5
252
Etapas: (F) i- Diisopropilamina, THF, BuLi, hexano (0 0C);
M eI (17 0C, 3h); ii-M eOH / K OH , refluxo (3h);
Esquema 9: Síntese do composto intermediário (20R,22E,24S)-2α(metil)-estigmasta-4,22-dien3-ona [252].
172
173
Poppelsdorf, F. and Holt, S. J. Journal Chemical Society. 1954, 1124-1130.
Lichtfouse, E. and Albrecht, P. Tetrahedron. 1994, 50(6), 1731-1744.
279
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
H
iPr 2-N-Li
2
O
4
5
Cetona α,β- insaturada
+
Li O
Dienolato Cinético
Figura 192: Enolização do grupo cetônico α,β -insaturado. Processo intermediário para
alquilação no carbono C-2.
A análise por CGAR-EM do produto de reação mostra no cromatograma a
presença de dois picos principais que apresentaram no espectro de massas o íon
moleculare com 424 daltons e 438 daltons, respectivamente, indicando ser uma
cetona monoalquilada (67%) e outra dialquilada (24%), com rendimento de 85% do
produto bruto. Isto é possível uma vez que, segundo relatos da literatura, pode
ocorrer uma segunda alquilação em um mesmo carbono do enolato formado.
Com o objetivo de caracterizar os dois compostos separadamente e também
utilizar ambos na síntese dos padrões 2α(metil)-estigmastano e 2,2-dimetilestigmastano, foi realizado a purificação do produto bruto pelo método
cromatográfico CCDP, utilizando como solvente de eluição hexano/acetato de etila
(1:5).
Outra metodologia utilizada para obtenção do composto [252] puro sem que
ocorresse a formação do produto dialquilado, foi substituindo o reagente
Diisopropilamina [HN-(CH(CH3)2)2] por Isopropilcicloexilamina [CH(CH3)2-NC6H11], aumentando o rendimento do composto monoalquilado para 95%.
O espectro de massas do composto [252] [Cromat+EM 6-Apêndice] além de
apresentar o íon molecular com 424 daltons, destaca-se pela presença os íonsfragmentos com: m/z 381 [C27H41O]+ correspondente a perda do grupo isopropila
da cadeia lateral; m/z 312 [C22H32O]+ correspondente ao rompimento da ligação sp3
280
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
entre os carbonos C20-C22 com rearranjo de hidrogênio; m/z 285 [C20H29O]+
correspondente a perda da cadeia lateral. Para o composto [252a], correspondente a
dialquilação do enolato, a fragmentação no espectro de massas [Cromat+EM 7Apêndice] destaca-se além do íon-molecular com 438 daltons; os íons-fragmentos
com: m/z 395 [C28H43O]+ correspondente a perda do grupo isopropila da cadeia
lateral; m/z 326 [C23H34O]+ correspondente ao rompimento da ligação sp3 entre os
carbonos C20-C22 com rearranjo de hidrogênio; m/z 299
[C21H31O]+
correspondente a perda da cadeia lateral.
A confirmação estrutural de ambos compostos [252] e [252a] foi observada
após análise por RMN (1H,
13
C e DEPT) e comparada com os deslocamentos
químicos do substrato [251] [Figura 191]. No espectro de RMN de 1H referente ao
composto [252] destacam-se os sinais correspondentes aos prótons dos sete grupos
metílicos na faixa de 0,7 a 1,3ppm, incluindo o dubleto (1.1ppm) referente ao 1H (CH3) inserido ao carbono C2; a presença de um dubleto em 5,6ppm correspondente
ao próton olefínico (H-4) com posição alfa à carbonila; e dois duplo dubletos na
região entre 4,9 - 5,2ppm referente aos prótons olefínicos H-22 e H-23, como
mostra a [Espectro RMN 15-Apêndice].
No espectro de RMN de
Apêndice]
observam-se
os
13
C para o composto [252] [Espectro RMN 16-
deslocamentos
químicos
de
30
carbonos
correspondentes à molécula, destacando-se principalmente o deslocamento em
14.8ppm correspondente ao carbono (sp3) metílico inserido no carbono C-2; e
incremento no valor dos deslocamentos químicos dos carbonos sp3 metilênico
(CH2) em 45.1ppm (C-1) e sp3 metínico (CH) em 36.9ppm (C-2) devido ao efeito
de desblindagem ocorrido pela presença da metila no carbono C-2. Para o
composto [252a] o espectro de RMN de 13C [Espectro RMN 18-Apêndice] observase os deslocamentos químicos de 31 carbonos correspondentes à molécula,
destacando-se
principalmente
o
deslocamento
em
26.8ppm e
27.8ppm
281
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
correspondente ao carbono (sp3) de dois grupos metílicos inseridos no carbono C-2;
e incremento no valor do deslocamento químico do carbono sp3 metilênico (CH2)
em 50.6ppm (C-1); adição de mais um carbono quaternário sp3 (41.0ppm)
correspondente ao carbono C-2. As atribuições para ambos compostos estão
representados na Figura 193.
No espectro de DEPT do composto [252] confirma-se o deslocamento
químico de carbonos provenientes de sete grupos metílicos; 8 deslocamentos de
carbonos metilênicos (CH2); e 11 deslocamentos de carbonos metínicos (CH),
destacando-se 1 carbono sp3 com deslocamento químico em 36.9ppm referente ao
carbono C-2. Já para o composto [252a], confirma-se o deslocamento químico de
carbonos provenientes de oito grupos metílicos; e 10 deslocamentos de carbonos
metínicos, destacando-se 1 carbono sp3 com deslocamento químico em 41.0ppm
referente ao carbono C-2.
12.2
12.2
18.9
25.4
138.1
12.1
39.5
40.4
129.4
55.9
17.5 20.8 42.2
45.1
51.2 55.9 28.8
2
36.9 39.2
35.5 24.2
201.8
170.3
31.9
O 123.3
32.5
14.8
[252]
18.9
54.2
12.2
39.6
21.1
31.8
21.3
27.8
26.8
O
2
20.6 20.9
50.6
51.2
41.0 38.6
204.9 169.6
121.5
40.5
129.4
55.8
42.4
55.8
35.3
25.4
138.1
28.9
56.5
21.1
31.9
21.1
24.2
32.7
32.8
[252a]
Figura 193: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para o
composto 20R,22E,24R-2α(metil)-estigmasta-4,22-dien-3-ona [252] e 20R,22E,24R-2,2-dimetilestigmasta-4,22-dien-3-ona [252a].
282
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
7.2.2.2 Obtenção e caracterização do intermediário [253] 174.
A redução da dupla ligação da carbonila cetônica α,β-insaturada do
componente [252], com lítio em amônia líquida, fornece uma cetona saturada com
uma configuração trans na junção do anel A/B [Esquema 10]. A redução de cetonas
α,β-insaturada
por
metais
dissolvidos
em
amônia
líquida
pode
ser
convenientemente representada pela Figura 194.
22
22
23
2
23
C
3
O
5
4
5
O
252
253
H
Etapas: (C) i- Li / NH3, Éter seco, 1h; ii- EtOH (ou NH4Cl)
Esquema 10: Síntese do composto intermediário (20R,22E,24R)-2α(metil)-5α(H)-estigmasta22-en-3-ona [253].
3
O
10
5
4
α β
O
II
I
10
10
3
5
5
O
3
III
O
IV
Figura 194: Representação da formação de diânion durante hidrogenação de compostos
cetônicos α,β-insaturado por metais dissolvidos em amônia. Configuração estereoquímica de
cetonas cíclicas α,β-insaturada.
174
Halsall, T. G.; Theobald, D. W.; Walshaw, K. B. Journal Chemical Society. 1964, 1029-1037.
283
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
O princípio para hidrogenação no carbono C-5 destes compostos insaturados
para formar compostos com configuração 5α(H)-, baseia-se na formação de um
intermediário diânion [II; Figura 194] onde inicialmente é adicionado um próton
no átomo de carbono β-aniônico, que é altamente básico. Em geral, esta posição
produz estereoisômeros de configuração mais estável com um doador de próton
está presente (amônia, por exemplo). Com isso, o fator decisivo para a
configuração do hidrogênio no carbono C-5 será a conformação mais estável do
ânion, e não a direção a aproximação do próton-doador. A forma ceto é produzida
no progresso da reação e sua configuração será determinada pela preferência entre
as formas canônicas [III e IV; Figura 194] no ataque pelo próton-doador175.
A análise por CGAR-EM do produto de reação mostra no cromatograma a
presença de uma mistura de compostos que, após fracionamento em coluna de
sílica e análise em CGAR-EM das frações, foi possível obter o composto [253]
separadamente apresentando em seu espectro de massas o íon molecular com 426
daltons [Cromat+EM 8-Apêndice], indicando ser uma cetona monoalquilada com
adição de 2 unidades de hidrogênio na sua massa molar quando comparada ao
composto [252], com rendimento de 75% do composto [253] no produto bruto.
Além do íon molecular, o espectro de massas do composto [253] destacam-se pela
presença os íons-fragmentos com: m/z 383 [C27H43O]+ correspondente a perda do
grupo isopropila da cadeia lateral; m/z 314 [C22H34O]+ correspondente ao
rompimento da ligação sp3 entre os carbonos C20-C22 com rearranjo de
hidrogênio; m/z 287 [C20H31O]+ correspondente a perda da cadeia lateral; m/z 245
[C17H26O]+ correspondente a cisão entre o anel C/D.
A confirmação estrutural do composto [253] foi observada após análise por
RMN (1H, 13C e DEPT) e comparada com os deslocamentos químicos do substrato
175
Birch, A. J.; Smith, H.; Thornton, R. E. Journal Chemical Society. 1957, 1339-1342.
284
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
[252] [Figura 193, pág. 276]. No espectro de RMN de 1H referente ao composto
[253] destacam-se os sinais correspondentes aos prótons dos sete grupos metílicos
na faixa de 0,6 a 1,1ppm; a ausência do dubleto em 5,6ppm correspondente ao
próton olefínico (H-4) com posição alfa à carbonila presente no substrato [252]; e
dois duplo dubletos na região entre 4,9 - 5,2ppm referente aos prótons olefínicos H22 e H-23, como mostra a [Espectro RMN 19-Apêndice].
No espectro de RMN de
Apêndice]
observam-se
os
13
C para o composto [253] [Espectro RMN 20-
deslocamentos
químicos
de
30
carbonos
correspondentes à molécula, destacando-se principalmente o deslocamento em
14.8ppm correspondente ao carbono (sp3) metílico inserido no carbono C-2; e
incremento no valor do deslocamento químico do carbono sp3 metínico (CH) em
41.2ppm (C-2) devido ao efeito de desblindagem ocorrido pela hidrogenação da
dupla ligação no cargbono C4. Surgimento de dois deslocamentos químicos dos
carbonos sp3 metilênico (CH2) provenientes da hidrogenação da dupla ligação entre
os carbonos C4-C5, com valores de 48.6ppm (C-4) de um carbono sp3 metilênico e
48.1ppm(C-5) de um carbono sp3 metínico. Aumento no deslocamento químico do
carbono carbonílico para 212.9ppm devido a hidrogenação da dupla ligação
conjugada. As atribuições para o composto [253] estão representadas na Figura
195.
No espectro de DEPT do composto [253] confirma-se o deslocamento
químico de carbonos provenientes de 7 grupos metílicos; 9 deslocamentos de
carbonos metilênicos (CH2); e 11 deslocamentos de carbonos metínicos (CH),
destacando-se 2 carbonos sp3 metínicos com deslocamento químico em 41.2ppm
referente ao carbono C-2 e 48.1ppm referente ao carbono C-5 hidrogenado.
285
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
12.2
19.1
12.4
39.8
44.8
14.7
2
41.2
212.9
O
12.5
21.6
51.3
25.4
138.1
54.0
40.6
129.2
56.1
42.6
56.4
21.3
31.9
21.2
28.9
35.3 24.4
36.6
48.1
31.8
[253]
48.6 H 28.8
Figura 195: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de
composto 20R,22E,24R-2α(metil)-estigmasta-22-en-3-ona [253]
13
C para o
7.2.2.3 Obtenção e caracterização do composto [135].
A obtenção do composto [135] a partir do substrato [253] envolve 2 etapas: a
primeira envolve a redução direta do carbono carbonílico sp2 para um carbono
metilênico sp3 favorecido por um meio fortemente básico conhecido como reação
de Wolff-Kishner. A segunda reação envolve uma hidrogenação catalítica nos
carbonos metínicos insaturados C22-C23 fornecendo dois carbonos metilênicos sp3
na cadeia lateral, utilizando Pd(10%)-Carbono como catalizador [Esquema 11].
22
22
23
2
3
O
23
G, E
2
5
4 H
3
253
5
H
135
Etapas: (G) Redução de Wolff Kishner; (E) H2 / Pd-C(10%), 24h, 200psi
Esquema 11: Síntese do biomarcador (20R,24R)-2α(metil)-5α(H)-estigmastano [135].
286
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
A análise por CGAR-EM do produto obtido da reação de Wolff-Kishner no
substrato [253] mostra inicialmente a presença de um composto majoritário e
alguns compostos residuais em uma proporção 90:10 [composto 135a : resíduos],
que após purificação em placa preparativa foi possível eliminar os resíduos obtendo
o composto [135a] com 95% de pureza [Cromat+EM 9-Apêndice]. O espectro de
massas do composto [135a] apresenta íon molecular com 412 daltons, que
representa a perda de 14uma quando comparado ao peso molecular do substrato.
Esta perda refere-se à eliminação do oxigênio carbonílico que contém 16uma e
adição de 2uma provenientes de dois prótons hidrogênio. Além do íon molecular, o
espectro de massas do composto [135a] [Cromat+EM 9-Apêndice] destacam-se
pela presença os íons-fragmentos com: m/z 369 [C27H45]+ correspondente a perda
do grupo isopropila da cadeia lateral; m/z 300 [C22H36]+ correspondente ao
rompimento da ligação sp3 entre os carbonos C20-C22 com rearranjo de
hidrogênio; m/z 273 [C20H33]+ correspondente a perda da cadeia lateral; m/z 231
[C17H27]+ correspondente a cisão entre o anel C/D.
A confirmação estrutural da redução da carbonila para formar o
hidrocarboneto [135a], foi realizada pela análise em RMN (1H, 13C e DEPT). No
espectro de RMN de 1H referente ao composto [135a] destacam-se os sinais
correspondentes aos prótons dos sete grupos metílicos na faixa de 0,6 a 1,1ppm; e
dois duplo dubletos na região entre 4,9 - 5,2ppm referente aos prótons olefínicos
dos carbonos C-22 e C-23, como mostra a [Espectro RMN 21-Apêndice].
No espectro de RMN de
Apêndice]
observam-se
os
13
C para o composto [135a] [Espectro RMN 22-
deslocamentos
químicos
de
30
carbonos
correspondentes à molécula, destacando-se principalmente o deslocamento em
23.2ppm correspondente ao carbono (sp3) metílico ligado ao carbono C-2 com
incremento no valor do deslocamento químico devido a perda do grupo carbonila
que emitia um efeito de desproteção pela indução dos elétrons entre as ligações.
287
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
Conseqüentemente, decréscimo no deslocamento químico do carbono C2 (δ27.9)
por se tornar um carbono mais protegido. Surgimento de um deslocamento químico
do carbono sp3 metilênico (CH2) provenientes da redução do carbono carbonílico
para carbono metilênico, com valor de 29.2ppm (C-3). As atribuições para o
composto [135a] estão representadas na Figura 196.
No espectro de DEPT do composto [135a] confirma-se o deslocamento
químico de carbonos provenientes de 7 grupos metílicos; 10 deslocamentos de
carbonos metilênicos (CH2); e 11 deslocamentos de carbonos metínicos (CH),
destacando-se 1 carbono sp3 metínico com deslocamento químico em 27.9ppm
referente ao carbono C-2 e 29.2ppm referente ao carbono C-3 reduzido.
13.0
19.1
12.4
40.5
129.2
56.1
40.0
23.2
2
47.9
27.9
29.2
12.3
20.8
51.2
36.6
46.7
35.2 H
28.8
42.5
56.7
35.4
25.4
138.5
28.9
54.8
21.2
31.9
21.1
24.3
32.2
[135a]
Figura 196: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de
composto 20R,22E,24R-2α(metil)-estigmast-22-eno [135a].
13
C para o
O composto [135a] foi submetido a hidrogenação catalítica com Pd(10%)Carbono por 4h a 100psi, de modo a reduzir a dupla ligação do carbono C-22 da
cadeia lateral, obtendo assim um importante biomarcador com o grupo alquila
ligado ao anel A [135] [Esquema 11].
A análise por CGAR-EM do produto da hidrogenação apresenta no
cromatograma apenas um componente como sendo o padrão (20R,24R)-2α(metil)5α(H)-estigmastano [135] e seu espectro de massas [Cromat+EM 14-Apêndice]
288
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
mostra o íon molecular com 414 daltons, indicando um aumento na massa molar
em 2 Da quando comparado ao espectro de massas do composto [135a]. Isto se
deve a hidrogenação da dupla ligação dos carbonos sp2 C-22 e C-23. Observa-se
também o aumento da intensidade do íon-fragmento com 231 daltons [C17H17]+
referente a quebra das ligações do anel C/D.
A confirmação foi possível após obtenção dos dados em RMN (1H,
13
Ce
DEPT), devido ao desaparecimento dos deslocamentos químicos referente a
insaturação dos carbonos sp2 C22-C23 e o surgimento de dois carbonos sp3
metilênicos (CH2) com os deslocamentos δ33.9 (C-22) e δ23.1 (C-23) [Figura
197], observado no espectro de RMN de 13C [Espectro RMN 24-Apêndice].
No espectro de DEPT do composto [135] confirma-se o deslocamento
químico de carbonos provenientes de 7 grupos metílicos; 12 deslocamentos de
carbonos metilênicos (CH2), destacando-se 2 carbonos sp3 metilênico com
deslocamento químico em 33.9ppm (C-22) e 23.1ppm (C-23), provenientes da
hidrogenação ocorrida na dupla ligação; e 9 deslocamentos de carbonos metínicos
(CH), destacando-se 2 carbonos sp3 metílicos desloca à campo baixo ressonando
em 36.2ppm (C-20) e 45.8ppm (C-24) quando comparado ao composto [135a],
devido ausência do efeito eletrônico ausente da dupla ligação.
13.0
18.7
12.1
23.2
2
47.9
27.9
29.2
35.7
20.8
54.8
36.5
46.7
H
28.8
42.6
56.7
35.4
33.9
36.2
23.1
56.1
40.1
11.9
26.1
28.3
45.8
19.0
29.1
19.8
24.2
32.2
[135]
Figura 197: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de
biomarcador 20R,24R-2α(metil)-5α(H)-estigmastano [135].
13
C para o
289
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
7.2.3 Síntese de 4α(metil)-5α(H)-estigmastano [139] 176,177.
A rota sintética para obtenção do composto (20R,24R)-4α(metil)-5α(H)estigmastano [139] também segue o Esquema 7 (pág. 270). O princípio para a
obtenção deste composto baseia-se na alquilação seletiva no carbono alfa sp2
metínico (C-4) de uma cetona α,β-insaturada.
7.2.3.1 Obtenção e caracterização do intermediário [254]
Nesta etapa a metilação é realizada seletivamente no carbono C-4 metínico
ativo da cetona α,β-insaturada [251] com tiofenol e formaldeído, na presença de
uma amina alifática terciária como catalizador [Esquema 12]. Esta reação
conhecida como tiofenoximetilação de Kirk-Petrow178 onde o carbono sp2 alfa a
carbonila é atacado pelo íon carbocátion tiofenilmetilênico formado no meio
reacional entre o tiofenol e o formaldeído [Esquema 13], assemelha-se a
condensação de Mannich igualmente modificada por Poppelsdorf-Holt172 para
tiometilação de compostos metilênicos (CH2) ativos.
22
23
2
B
3
O
O
251
4
5
CH2
254
S
E ta p a s: (B ) P h S H , H C O H (3 7 % ), E t 3 N , E ta n o l; R e flu x o (7 2 h )
Esquema 12: Síntese do intermediário (20R,22E,24R)-4-tiofenilmetil-estigmast-4,22-dien-3-ona
[254].
176
Stoilov, I.; Kolaczkowska, E.; Watt, D. S. Journal Organic Chemistry. 1993, 58, 3444-3454.
Halsall, T. G; Theobald, D. W.; Walshaw, K. B. Journal Chemical Society. 1964, 1029-1037
178
Kirk, D. N. and Petrow, V. Journal Chemical Society. 1962, 1091-1096.
177
290
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
H
SH
S
H
C
CH2
O
S
CH2
OH
S
CH2
O
H
íon carbocátion
Esquema 13: Proposta geral para formação do carbocátion tiofenilmetilênico.
O produto bruto foi obtido com um rendimento de 85% da massa inicial e
após o processo de purificação em placa preparativa (CCDP) utilizando hexanoacetato de etila (1:5) como eluente, obtivemos o composto [254] com 55% de
rendimento e que foi confirmado pela caracterização por RMN (1H, 13C e DEPT).
No espectro de RMN de 1H [Espectro RMN 25-Apêndice] referente ao
composto [254] destacam-se os sinais correspondentes aos prótons dos três grupos
metílicos (carbonos C-26, C-27 e C-29), na faixa de 0.92 a 1,36 ppm, formando um
multipleto de 9 hidrogênios; um singleto em 4,0 ppm referente aos dois prótons
metilênicos (CH2SPh); um multipleto na faixa 4.91 a 5.20ppm referente aos prótons
olefínicos dos carbonos C-22 e C-23; e um multipleto na faixa 7.39 a 7.59 ppm
referente aos cinco prótons do grupo arila (Ar-H).
No espectro de RMN de
13
C para o composto [254] [Espectro RMN 26-
Apêndice] observam-se os deslocamentos químicos de 36 carbonos, destacando-se
principalmente o aparecimento dos deslocamentos químicos de 4 carbonos
insaturados sp2 (126.5; 128.7; 130.9; 128.1ppm) provenientes do anel aromático do
íon carbocátion tiofenilmetilênico (⊕CH2-SPh) inserido na molécula do composto
[251]; além do maior no deslocamento químico do carbono vizinho C4 para
136.5ppm. Vale ressaltar que o grupo carbonílico manteve-se intacto na molécula
com o deslocamento químico de 197.1ppm.
291
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
No espectro de RMN de Carbono em DEPT do composto [254] confirma-se
o deslocamento químico de carbonos provenientes de 6 grupos metílicos; 10
deslocamentos de carbonos metilênicos (CH2); 14 deslocamentos de carbonos
metínicos (CH); e a ausência de 6 carbonos quaternários destacando-se a ausência
do carbono alfa a carbonila com deslocamento de 136.5ppm, confirmando a
inseção do grupo tiofenilmetilênico no carbono C4, mantendo a insaturação α,β à
carbonila. As atribuições para o composto [135a] estão representadas na Figura
198.
1 2 .2
2 5 .4
1 9 .0
1 3 8 .1
5 4 .2
1 2 .1
4 0 .5
5 5 .9
3 9 .5
2 1 .0
1 7 .9
3 4 .8
3 1 .9
1 9 7 .1
O
4 2 .2
5 5 .8
5 1 .2
3 9 .4
1 6 8 .4
1 3 6 .5
2 8 .9
2 1 .1
3 3 .6
2 8 .8
[2 5 4 ]
128.7
128.1
1 2 6 .5
131.0
S
2 1 .1
3 1 .8
2 4 .1
3 5 .1
CH2
2 8 .2
1 2 9 .4
Figura 198: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para o
composto intermediário 20R,22E,24S-4-tiofenilmetil-estigmast-4,22-dien-3-ona [254].
7.2.3.2 Obtenção e caracterização do intermediário [255].
Na etapa seguinte o composto intermediário [254] foi submetido a redução
da enona (grupo cetônico α,β-insaturado) e dessulforização do grupo tiofenil,
utilizando como agente redutor lítio em amônia líquida a baixa temperatura (-78
0
C) [Esquema 14]. O produto bruto obtido (80% de rendimento) foi cromatografado
292
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
em placa preparativa (CCDP), utilizando como eluente hexano-acetato de etila
(1:5).
C
O
4
C H2 SPh
HO
[254]
4
H
C H3
[255]
0
E tap a: (C ) i- Li / N H 3 (-78 C ); ii- E tO H ou N H 4C l
Esquema 14: Síntese do intermediário (20R,22E,24R)- 4α-metil-5α(H)-estigmast-22-en-3-ol
[255].
A análise em CGAR-EM das 2 frações obtidas a partir da purificação do
produto bruto, revelou a presença de 2 compostos diferentes, sendo o principal com
55% de rendimento o composto [255] apresentando como principais íons
característicos: o íon molecular com 428 daltons [M+.]; um íon-fragmento com m/z
410 [M+. – H2O] referente a perda de uma molécula de água que indica a presença
de um grupo hidroxila; o íon-fragmento com m/z 413 [M+. – CH3] referente à perda
do grupo metila provavelmente ligado ao carbono C10; e o íon-fragmento com 288
daltons devido a perda da cadeia lateral. E o outro [255a], sendo um composto
cetônico com 35% de rendimento, apresentando como principais íons
característicos: o íon molecular com 426 daltons [M+.]; um íon-fragmento com m/z
411 [M+. – H2O] referente à perda de uma molécula de água que indica a presença
de um grupo hidroxila; o íon-fragmento com m/z 413 [M+. – CH3] referente à perda
do grupo metila provavelmente ligado ao carbono C10; e o íon-fragmento com 286
daltons devido à perda da cadeia lateral. As figuras [Cromat+EM 11-Apêndice] e
[Cromat+EM 12-Apêndice] representam o espectro de massas dos compostos [255]
e [255a], respectivamente.
293
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
A estrutura dos compostos [255] e [255a] foram confirmados após análise
por RMN (1H,
13
C e DEPT) e a atribuição dos deslocamentos químicos dos
carbonos estão representados na [Figura 199]. No espectro de RMN de 1H
[Espectro RMN 27-Apêndice] referente ao composto [255] destaca-se o sinal
correspondente aos prótons do grupo (-CHOH), na faixa de 3.25 a 3.80 ppm,
formando um multipleto de 1 hidrogênio, mostrando que houve a redução do grupo
cetônico no carbono C-3 formando um grupo álcool. Para o composto [255a] o
espectro de RMN de 1H [Espectro RMN 29-Apêndice] não apresenta o sinal
multipleto nesta faixa, destacando-se a ausência de sinais na faixa entre 2.60 a
4.80ppm quando comparado ao espectro do composto [254].
No espectro de RMN de
13
C para o composto [255] [Espectro RMN 28-
Apêndice] observam-se os deslocamentos químicos de 30 carbonos, mostrando a
perda de 6 carbonos proveniente do grupo tiofenol após a reação, destacando-se
principalmente o deslocamento químico com 76.6ppm do carbono (C-3) metínico
sp3 com um grupo hidroxila, confirmando que houve a redução do grupo cetônico,
além da presença de mais um grupo metila inserido no carbono C-4, quando
comparado ao substrato inicial. Ao contrário, o RMN de
13
C para o composto
[255a] [Espectro RMN 30-Apêndice] apresenta um deslocamento químico com
213.8ppm proveniente do carbono cetônico (C-3), entretanto mostra a ausência de
deslocamentos químicos de carbonos α,β-insaturados à carbonila quando
comparado ao composto [254], confirmando que houve somente a dessulforização
e redução da dupla ligação α,β-insaturada à carbonila, mantendo o grupo cetônico e
um grupo metila em 11.5 ppm inserido no carbono C-4.
No espectro de RMN de Carbono em DEPT do composto [255] confirma-se
o deslocamento químico de carbonos provenientes de 6 grupos metílicos; 9
deslocamentos de carbonos metilênicos (CH2); 12 deslocamentos de carbonos
metínicos (CH); e a ausência de 2 carbonos quaternários (C0) . Destacam-se 3
294
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
carbonos metínicos sp3 com deslocamento químicos em 76.6ppm, 39.2ppm e
50.9ppm referente aos carbonos C4, C5 e C6 respectivamente. Similarmente o
composto [255a] apresentou o mesmo número de carbonos de grupos metílicos e
metilênicos, mas com um carbono metínico a menos, destacando a ausência de 3
carbonos não ligados à hidrogênio (C0).
1 2 .2
1 2 .2
2 5 .4
1 8 .9
1 3 8 .4
1 2 .2
4 0 .5
5 6 .7
3 9 .9
2 1 .1
5 1 .2
1 5 .1
3 6 .8
HO
3 1 .1
3 6 .0
7 6 .6
5 0 .9
3 9 .2
H
CH3
1 3 .4
2 4 .2
4 2 .4
5 6 .1
3 4 .8
2 8 .9
1 2 9 .2
1 8 .9
5 4 .6
2 1 .1
1 2 .2
3 9 .3
2 4 .2
3 2 .2
[2 5 5 ]
2 1 .1
5 1 .2
1 2 .6
2 1 .2
3 8 .0
2 1 3 .8
O
4 5 .0
H
CH3
1 1 .5
3 6 .3
5 3 .6
2 5 .6
4 2 .4
5 6 .0
3 4 .8
1 3 8 .3
4 0 .5
5 6 .4
3 9 .8
3 1 .9
2 5 .4
5 4 .1
1 2 9 .3
2 8 .9
2 1 .1
3 1 .8
2 1 .2
2 4 .2
3 1 .9
[2 5 5 a ]
Figura 199: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de
compostos intermediários 20R,22E,24S-4α-metil-5α(H)-estigmast-22-en-3-ol
20R,22E,24S-4α-metil-5α(H)-estigmast-22-en-3-ona [255a].
13
C para os
[255] e
7.2.3.3 Obtenção e carcterização do composto [139].
A obtenção do composto [139] foi realizada a partir de ambos os substratos
[255] e [255a] representado pelo Esquema 15. Para o substrato [255] pode-se
envolver 2 etapas distintas: primeiro, uma desidratação da hidroxila por meio de
uma reação sob refluxo com sulfato de cobre impregnado em sílica, formando uma
mistura de compostos insaturados; posteriormente, a segunda reação envolve uma
hidrogenação catalítica de todos os carbonos metínicos insaturados (sp2) formando
carbonos metilênicos (sp3), utilizando Pd(10%)-Carbono como catalizador. Outra
rota utilizada foi inicialmente a oxidação da hidroxila do substrato [255] reagindo
com cloro-cromato de piridina (“PCC”) para formar uma cetona similar ao
composto [255a]. As reações seguintes envolvem a redução direta do carbono
295
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
carbonílico (sp2) para um carbono metilênico (sp3) favorecido por um meio
fortemente básico conhecido como reação de Wolff-Kishner. A segunda reação
envolve a hidrogenação catalítica nos carbonos insaturados da cadeia lateral
fornecendo dois carbonos metilênicos (sp3), utilizando Pd(10%)-Carbono como
catalizador.
Rota A
D, E
HO
5
4
[255]
H
Rota B
H, G, E
CH3
5
4
H
G, E
O
Rota C
5
4
H
[139]
CH3
[255a]
CH3
Etapas: (D) Si / CuSO4, tolueno, 4h; (E) H 2 / P d-C ( 10%), 200 psi, 24h
(G ) Reação de Wolff-Kishner; (H) Si / PCC, Éter Etílico, 1h.
Esquema 15: Síntese do intermediário (20R,24R)- 4α-metil-5α(H)-estigmastano [139].
A análise em CGAR-EM dos intermediários obtidos em todas as etapas
mostrou que para a desidratação do grupo hidroxila pelo caminho sintético da rota
A, há a formação de uma mistura complexa de compostos insaturados devido a
possibilidade de isomerização da dupla ligação a ser formada, enquanto que a
redução direta do grupo cetônico (Wolff-Kishner) (Rota B ou C) forma um produto
bruto mais fácil de purificar e de separar o intermediário [139a], para posterior
hidrogenação catalítica da dupla no C-23. Para o composto [139a] destaca-se em
seu espectro de massas o íon molecular com 412 daltons; o íon-fragmento com m/z
397 [M – CH3] referente à perda de um grupo metila; o íon-frgmento com m/z 369
[C27H45]+ correspondente a perda do grupo isopropila da cadeia lateral; m/z 300
[C22H36]+ correspondente ao rompimento da ligação sp3 entre os carbonos C20-C22
296
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
com rearranjo de hidrogênio; m/z 273 [C20H33]+ correspondente a perda da cadeia
lateral; m/z 231 [C17H27]+ correspondente a cisão entre o anel C/D [Cromat+EM
13-Apêndice].
A estrutura do composto [139a] foi confirmada após análise por RMN (1H,
13
C e DEPT) e a atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos está
representada na Figura 200. No espectro de RMN de 1H [Espectro RMN 31Apêndice] referente ao composto [139a] destacam-se os sinais correspondentes aos
prótons dos sete grupos metílicos na faixa de 0,6 a 1,1ppm; e dois duplo dubletos
na região entre 4,9 - 5,2ppm referente aos prótons olefínicos dos carbonos C-22 e
C-23.
No espectro de RMN de
Apêndice]
observam-se
os
13
C para o composto [139a] [Espectro RMN 32-
deslocamentos
químicos
de
30
carbonos
correspondentes à molécula, destacando-se principalmente o deslocamento em
19.1ppm correspondente ao carbono (sp3) metílico ligado ao carbono C-4 com
incremento no valor do deslocamento químico devido a perda do grupo carbonila
que emitia um efeito de desproteção pela indução dos elétrons entre as ligações.
Conseqüentemente, decréscimo no deslocamento químico do carbono C-4 (δ31.4)
por se tornar um carbono mais protegido. Surgimento de um deslocamento químico
do carbono sp3 metilênico (CH2) provenientes da redução do carbono carbonílico
para carbono metilênico, com valor de 22.0ppm (C3).
No espectro de RMN de Carbono em DEPT do composto [135a] confirma-se
o deslocamento químico de carbonos provenientes de 7 grupos metílicos; 10
deslocamentos de carbonos metilênicos (CH2); e 11 deslocamentos de carbonos
metínicos (CH), destacando-se 1 carbono sp3 metínico com deslocamento químico
em 31.4ppm referente ao carbono C-4 e 22.0ppm referente ao carbono C-3
reduzido.
297
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
1 2 .3
2 0 .6
1 2 .3
4 0 .5
5 6 .8
4 0 .2
2 1 .1
5 1 .3
1 3 .4
3 8 .9
3 6 .6
3 6 .6
2 2 .0
5 3 .5
3 1 .4
H
CH3
1 9 .1
2 4 .4
4 2 .4
5 6 .1
3 5 .2
2 5 .4
1 3 8 .4
1 2 9 .1
2 9 .1
5 4 .9
2 1 .3
3 1 .9
2 1 .1
2 4 .4
3 2 .3
[1 3 9 a ]
Figura 200: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de
composto intermediário 20R,22E,24S-4α-metil-5α(H)-estigmast-22-eno [139a].
13
C para o
O composto [139a] foi submetido a hidrogenação catalítica com Pd(10%)Carbono por 4h a 100psi, de modo a reduzir a dupla ligação do carbono C-22 da
cadeia lateral, obtendo assim um importante biomarcador com o grupo alquila
ligado ao carbono C-4 do anel A [139] [Esquema 15, pág. 290].
A análise por CGAR-EM do produto da hidrogenação apresenta no
cromatograma apenas um componente como sendo o padrão (20R,24R)-4α(metil)5α(H)-estigmastano [139] [Cromat+EM 14-Apêndice] e seu espectro de massas
mostra o íon molecular com 414 daltons, indicando um aumento na massa molar
em 2 Da quando comparado ao espectro de massas do composto [139a]. Isto se
deve a hidrogenação dos carbonos sp2 metínicos (C-22 e C-23). Observa-se
também o aumento da intensidade do íon-fragmento com 231 daltons [C17H17]+
referente a quebra das ligações do anel C/D.
A confirmação foi possível após obtenção dos dados em RMN (1H,
13
Ce
DEPT), devido ao desaparecimento dos deslocamentos químicos referente a
insaturação dos carbonos sp2 metínicos C22-C23 e o surgimento de dois carbonos
sp3 metilênicos (CH2) com os deslocamentos δ33.9 (C-22) e δ23.0 (C-23)
atribuídos na [Figura 201] e observados no espectro de RMN de
13
C [Espectro
298
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
RMN 34-Apêndice] e também ausência dos prótons olefínicos na faixa de 4.9 a
5.2ppm [Espectro RMN 33-Apêndice].
No espectro de DEPT do composto [139] confirma-se o deslocamento
químico de carbonos provenientes de 7 grupos metílicos; 12 deslocamentos de
carbonos metilênicos (CH2), destacando-se 2 carbonos sp3 metilênicos com
deslocamento químico em 33.9ppm (C-22) e 23.0ppm (C-23), provenientes da
hidrogenação ocorrida nestes carbonos; e 9 deslocamentos de carbonos metínicos
(CH), destacando-se 2 carbonos sp3 metínicos com deslocamento químico em
36.1ppm (C-20) e 45.8ppm (C-24) que sofreram proteção devido a perda do efeito
eletrônico da dupla ligação, quando comparado ao composto [139a].
1 2 .3
1 8 .7
1 2 .0
3 6 .1
5 6 .2
4 0 .2
2 0 .9
5 4 .8
1 3 .2
3 8 .9
3 6 .6
3 6 .4
2 1 .9
5 3 .5
3 1 .3
H
CH3
1 9 .0
2 4 .2
4 2 .4
5 6 .7
3 5 .1
2 6 .1
3 3 .9
2 9 .1
2 3 .0
4 5 .8
1 9 .8
3 1 .2
2 0 .5
2 4 .3
3 2 .3
[1 3 9 ]
Figura 201: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de
biomarcador 20R,24R-4α-metil-5α(H)-estigmastano [139].
13
C para o
299
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
7.3 Síntese
de
Alquil-Esteranos
Derivados
do
Ergosterol
[256a]179,180,181,182.
Entre os biomarcadores aromáticos da classe 3-alquil-24-metil-colestano
presentes nas frações neutras e ácidas dos óleos estudados neste trabalho, foram
detectadas séries homólogas de componentes alquil-esteranos aromáticos no anel
C, como por exemplo, 3,24-dimetil-colesta-8,11,13(14)-trieno, onde foi possível
claramente observar que além deste composto, existem outros diastereoisômeros
que eluem ou coeluem na mesma região de retenção. Similarmente aos alquilesteranos
derivados
do
estigmasterol
estes
compostos
não
são
ainda
comercializados e não há relatos na literatura sobre a síntese do componente padrão
(20R,24R)-3-metil-5α(H)-ergosta-8,11,13(14)-trieno [258] e seus homólogos,
proposto neste trabalho. Além disso, o principal intermediário (componente [257])
necessário para obtenção deste padrão é de grande importância para a síntese de
toda a série homóloga.
A estratégia proposta para a síntese do composto (20R,24R)-3-metil-5α(H)ergosta-8,11,13(14)-trieno [258] está representada no Esquema 16.
179
Anderson, R. C. et al. Journal Chemical Society. 1952, 508, 2901-2906.
Hammer, C. F. Tetrahedron. 1964, 20, 929-941.
181
Hammer, C. F. Tetrahedron Letters. 1963, 19, 1261-1266.
182
Margulis, T. N. et al. Journal Chemical Society. 1964, 844, 4396-4400.
180
300
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
A
H
B
H
H
HO
HO
256a
H
H
ROTA 1
H
Ac O
256b
H
256c
H
G
ROTA 2
C
Br
Br
H
H
H
Ac O
O
H
256d
Br
H
256e
H
Br
D, E, F, G, H
K
R1
R2
C, D, L
H
EtO
EtO
H
H
256f
O
R 1 = H , R 2 = CH 3
ou
R 1 = C H3 , R 2 = H
H
I, J, H
257
R1
R2
Etapas: (A) Ni-Raney / H 2; dioxano (15psi / 3h); (B) Py / anidrido acético (12h);
(C) NBS, peróxido de benzoíla / luz; (D) Alumina / Benzeno;
(E) MEOH / KOH (3%), Refluxo; (F) Etanol / éter, zinco, refluxo;
(G) PCC-alumina, Éter etílico; (H) H 2 / Pd-C (10%); (I) MeLi / THF;
(J) CuSO 4-Silica, CH 2Cl2, refluxo; (K) (EtO)3CH;
(L) CaCO 3, CH 2Cl2, agitação
R 1 = H , R 2 = CH 3
ou
R 1 = C H3 , R 2 = H
H
258
Esquema 16: Rota sintética proposta para obter o composto (20R,24S)-3β-metil-5α(H)-ergosta8,11,13(14)-trieno [258].
7.3.1 Síntese do intermediário (20R,24S)-ergosta-8,11,13(14)-trien-3ona [257]
A rota sintética para obtenção do composto (20R,24S)-ergosta-8,11,13(14)trien-3-ona [257] segue o Esquema 16. O princípio para a obtenção deste composto
baseia-se na hidrogenação seletiva do carbono C-5(C-6) do ergosterol, sem que
ocorra a isomerização da dupla ligação do carbono C-7(C-8) para C-8(C-10);
301
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
proteção da ligação C-O do carbono C-3; e posteriormente a aromatização do anel
C.
7.3.1.1 Obtenção e caracterização do composto [256b]
5
H
H
A
7
HO
256a
5
HO
H
H
7
H
256b
Etapas: (A) Ni-Raney / H 2; dioxano (15psi / 3h).
Esquema 17: Síntese do composto (20R,24R)-5α(H)-ergosta-7,22-dien-3-ol [256b].
A reação de hidrogenação catalítica do Ergosterol [256a] utilizando-se o
catalisador Níquel-Raney (W6) em dioxano, é uma hidrogenação regio- e
diastereosseletiva em “endo” fornecendo o produto termodinamicamente mais
estável com configuração 5α(H) [256b], com rendimento de 95,0%. Em todas as
tentativas de obtenção do composto [256b] sempre apresentava no cromatograma
após análise em CGAR/EM [Cromat+EM 15-Apêndice] dois produtos de reação,
onde o espectro de massas extraído de cada pico sugere a presença do composto
[256b] com íon molecular de 398 daltons; íon-fragmento m/z 383 [M-CH3]+
referente a perda de um grupo metila provavelmente do carbono C-10; o íonfragmento m/z 271 [C19H27O] proveniente da perda da cadeia lateral. O outro
produto presente é o derivado do ergosterol dihidrogenado [256b1], onde o espectro
de massas apresenta íon molecular de 400 daltons; íon-fragmento m/z 385 [MCH3]+ referente a perda de um grupo metila provavelmente do carbono C-10; o íonfragmento m/z 255 [C19H27] proveniente da perda do grupo hidroxila e da cadeia
lateral. Vale ressaltar que o composto [256b1] não interfere nas etapas seguintes.
302
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
Além destes, as várias tentativas que aqui não serão mencionadas para o melhor
desenvolvimento do método de obtenção do composto [256a], muitas vezes levava
a formação do composto hidrogenado e com a dupla ligação isomerizada para os
carbonos C-8(C-14) [256b2; Figura 202] que não é de interesse neste trabalho e
consequentemente sua presença interfere nas etapas seguintes de aromatização do
anel C.
C28H46O
M = 398
5
HO
22
256b1
23
a
3
HO
5
8
7
6
256a
C28H44O
M = 396
H
Ni-Ra
dioxano
H2
+
14
a
8
5
HO
H
256b2
C28H46O
M = 398
Figura 202: Representação da formação do componente isomerizado durante o processo de
hidrogenação seletiva do ergosterol [256a] proporcionando uma mistura de 2 compostos
diastereoisômeros [256b1] e [256b2].
A confirmação da presença das estruturas sugeridas foi realizada pela análise
em RMN (13C e DEPT). Observa-se que na região de dupla ligação carbonocarbono do espectro de RMN de
13
C [Espectro RMN 36-Apêndice], apresenta 4
picos mais intensos de carbonos sp2 com deslocamentos 139.6ppm (C-8),
135.6ppm (C-23), δ131.8ppm C-22) e 117.4ppm (C-7) referente ao composto
[256b]. Também há o surgimento de dois carbonos sp3 com deslocamentos em
31.4ppm (C-22) e 31.5ppm (C-23) que indica a presença de um composto
dihidrogenado [256b1], mostrando que ocorreu a hidrogenação nos carbonos
insaturados C-22(C-23).
303
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
No espectro de RMN de Carbono em DEPT mostra a ausência do
deslocamento químico 139.6ppm, confirmando a presença de 1 carbono sp2 não
ligado à hidrogênio na mistura, indicando que não ocorreu isomerização da dupla
ligação C-8(14). Além disso, confirma a presença dos 2 carbonos metilênicos sp3
com deslocamentos em 31.4ppm e 31.5ppm. A partir da comparação entre os
espectros de 13C desacoplado e DEPT e também das atribuições para a molécula do
ergosterol, foi possível atribuir os deslocamentos químicos para os compostos
[256b] e [256b1], confirmando a hidrogenação seletiva do ergosterol, como mostra
a Figura 203.
17.7
21.3
12.1
40.8 132.5
56.3
39.7
16.3
21.5
46.8
38.9
32.5
70.0
HO
37.5
140.9
41.4
136.3
43.3
54.9
141.0
117.0
119.7
[256a]
23.4
17.6
17.7
43.3
21.3
19.7
33.5
12.8
39.7
20.0
12.0
28.6
21.5
49.3
37.2
31.4
71.3
HO
35.5
40.2
38.1
H
135.4
40.8 131.8
56.3
43.3
54.9
139.4 23.4
116.9
29.7
18.2
43.3 19.7
12.8
38.2
33.5
20.0
28.6
12.0
37.2
31.4
35.5
71.3
HO
40.2
38.1
H
[256b]
21.8
49.3
42.6
53.5
31.4
39.9 31.5
56.70
44.2 20.5
34.2
20.5
28.4
139.6 21.9
117.0
29.6
[256b1]
Figura 203: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para o
substrato Ergosterol [256a] e os derivados hidrogenados (20R,24R)-5α(H)-ergosta-7,22-dien-3β ol [256b] e (20R,24S)-5α(H)-ergosta-7-en-3β -ol [256b1].
A etapa seguinte para obtenção do principal intermediário utilizado na
síntese de compostos alquil-ergostanos aromáticos no anel C dividi-se em 2 rotas
sintéticas distintas, uma vez que, várias tentativas para a obtenção do intermediário
[257] realizadas pelo grupo muitas vezes encontravam como barreira a formação de
produtos diastereoisômeros com a dupla ligação C-7(C-8) isomerizada para as
posições C-8(C-14); C-8(C-9); ou C-14(C-15) que interferem na etapa de bromação
alílica para posterior aromatização do anel C.
304
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
7.3.1.2 Rota 1: Obtenção e caracterização do composto [256c]
B
H
HO
H
H
256b
ROTA 1
H
AcO
H
H
256c
Esquema 18: Síntese do composto acetato (20R,24R)-5α(H)-ergosta-7,22-dien-3-ila [256c].
Esta etapa consiste na acetilação da hidroxila ligado ao carbono C-3 do
composto [256b] quando puro ou misturado ao composto [256b1], utilizando
anidrido acético (ácido fraco) e piridina (base forte), proporcionando um meio mais
favorável à formação do produto desejado com rendimento de 87,9%.
A análise em CGAR/EM [Cromat+EM 16-Apêndice] do produto de reação
mostra no cromatograma a presença de dois compostos [256c] e [256c1]. O
espectro de massas que representa o composto [256c] mostra a presença do íon
molecular com 440 Daltons; destacando-se o íon-fragmento m/z 425 [M-CH3]; o
íon-fragmento m/z 314 [C21H30O2]+ referente a perda da cadeia lateral; e o íonfragmento m/z 255 [C19H27]+ referente a perda da cadeia lateral mais o grupo
acetila. Para o composto [256c1] o espectro de massas mostra o íon molecular com
442 daltons; destacando-se o íon-fragmento m/z 427 [M-CH3]; e o íon-fragmento
m/z 315 [C21H31O2]+ referente a perda da cadeia lateral com a isomerização de um
hidrogênio.
A análise em RMN (13C e DEPT) confirmou a acetilação da hidroxila de
ambos compostos [256c] e [256c1], onde foi possível observar na região de dupla
ligação carbono-carbono do espectro de RMN de
13
C [Espectro RMN 38-
Apêndice], a presença do deslocamento químico em 170.7ppm proveniente do
carbono sp2 da carbonila (C=O) e na região de campo baixo o surgimento de outro
305
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
carbono metilênico (sp3) com deslocamento de 21.2ppm referente ao grupo
metílico (H3C-COO-). Os deslocamentos químicos para os demais carbonos (sp3 e
sp2) atribuídos aos compostos iniciais, permaneceram inalterados após a acetilação.
Além destes compostos, a presença de 2 deslocamentos químicos em 142.7ppm e
126.0ppm provenientes de carbonos quaternários, confirmados pela ausência dos
mesmos no espectro de DEPT, mostra a presença do composto diastereoisômero
[256c2] com a dupla ligação C-7(8) isomerizado para C-14(15). As atribuições dos
deslocamentos químicos para os 3 compostos estão descritos na Figura 204.
15.5
19.2
35.7
12.1
37.3
21.9
16.9
17.8
21.6
12.1
37.3
21.9
16.9
O
73.7
C
O
42.4
170.5
42.1
20.6
34.3
73.7
C
O
42.4
21.2
H 3C
36.8
170.5
20.6
36.8
H
25.9
142.7
H
28.9
17.8
21.6
135.6
12.9
40.8 131.9
56.8
37.3
20.0
18.4
36.3
28.9
[256c]
H 3C
49.3
44.2
126.0
30.5
O
42.4
142.7 25.9
73.7
44.2
29.6
C
O
19.4
170.5
19.2
27.1
53.5
[256c1]
28.4
53.5
142.7 25.9
19.4
31.6
44.2
44.2
21.2
H 3C
40.8 131.9
56.8
29.7
O
49.3
36.9
29.7
47.1
135.6
44.1
30.1
56.8
47.1
49.3
36.9
39.2
36.8
28.9
28.4
42.8
20.6
34.3
20.6
[256c2]
Figura 204: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para os
compostos acetilados: Acetato de (20R,24R)-5α(H)-ergosta-7,22-dien-3β -ila [256c]; Acetato de
(20R,24S)-5α(H)-ergosta-7-en-3β-ila [256c1]; e Acetato de (20R,24R)-5α(H)-ergosta-8(14),22dien-3β -ila [256c2].
7.3.1.3 Rota1: Obtenção e caracterização do intermediário [256d1]
As etapas seguintes consistem primeiramente em uma bromação dos
carbonos alílicos utilizando N-bromo succinamida na presença de peróxido de
hidrogênio ou de 2,2’-azoisobutironitrila como agente formador radicalar, uma vez
que a inseção dos íons bromo na molécula são via radicalar. Posteriormente, o
306
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
produto de reação foi filtrado em coluna de alumina utilizando benzeno como
eluente para eliminação do bromo alílico. Em seguida foram realizadas duas
reações: a primeira de eliminação da molécula de bromo inserido na cadeia lateral,
refluxando o produto obtido em solução 3% MEOH/KOH; e a segunda de redução
do grupo acetato para hidroxila refluxando em solução de zinco/etanol/eter.
CH3
C , D , E, F
H
AcO
H
H
H
R ota 1
256c
HO
H
H
256d 1
E tapas: (C ) N B S, peróxido de benzoíla / luz; (D ) A lum ina / B enzeno;
(E ) M E O H / K O H (3% ), R efluxo; (F) Etanol / éter, zinco, refluxo;
Esquema 19: Síntese do composto (20R,24R)-5α(H)-ergosta-8,11,13,22-tetraen-3β-ol [256d1].
A análise em CGAR/EM [Cromat+EM 17-Apêndice] do produto de reação
obtido mostra no cromatograma a presença de 4 componentes, onde o espectro de
massas extraído de cada pico sugere a presença do composto [256d1] com íon
molecular de 396 daltons; íon-fragmento m/z 378 [M-H2O]+ referente a perda de
uma molécula de água; o íon-fragmento m/z 271 [C19H27O]+ proveniente da perda
da cadeia lateral; e o íon fragmento m/z 253 [C19H25]+ proveniente da perda da
cadeia lateral mais uma molécula de H2O. Os espectros de massas para os demais
componentes presentes sugerem que são os compostos [256b] e [256b1]
provenientes da redução do grupo acetato. Além destes dois componentes, há a
possibilidade de estar presente o componente diastereoisômero com a dupla ligação
isomerizada para os carbonos C-8(14).
Devido a mistura dos compostos no produto final e a impossibilidade de
separá-los para caracterização, além do baixo rendimento da reação, não foi
possível realizar análises em RMN para elucidação das estruturas. Logo, foram
307
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
testados outros caminhos sintéticos para obtenção de componentes intermediários
ao composto [257] com maior rendimento e de modo que não houvesse a formação
de produtos com a dupla ligação isomerizada, uma vez que os mesmos não são
possíveis de serem separados do produto de reação e interferem nas etapas
seguintes de aromatização do anel C, produzindo uma mistura de diferentes
compostos durante o processo de bromação alílica.
7.3.1.4 Rota 2: Obtenção e caracterização do composto [256e]
Devido a problemas encontrados durante o desenvolvimento da rota 1,
optamos em testar novas metodologias para obter componentes intermediários em
maior rendimento, conforme a estratégia de síntese descrito na rota 2 [Esquema 16,
pág. 295].
Uma das metodologias inicialmente testada foi a oxidação do grupo hidroxila
dos compostos [256b] e [256b1] para um grupo ceto [256e] utilizando “PCCalumina” em éter etílico [Esquema 20].
G
H
HO
H
H
ROTA 2
H
O
256b
H
H
256e
Etapas: (G) PCC-alumina, Éter Etílico;
Esquema 20: Síntese do composto (20R,24R)-5α(H)-ergosta-7,22-dien-3-ona [256e].
Foi obtido uma mistura dos compostos [256e] e [256e1] com 90% de
rendimento caracterizados por análise em RMN de
13
C [Espectro RMN 40308
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
Apêndice] que, mostra na região de dupla ligação carbono-carbono 4 picos intensos
de carbonos sp2 com deslocamentos em 139.4ppm (C-8), 135.4ppm (C-23),
131.8ppm (C-22) e 116.9ppm (C-7) e um carbono sp2 com deslocamento em
211.5ppm proveniente do carbono carbonílico (C=O), confirmados no espectro de
DEPT devido a ausência dos carbonos quaternários com deslocamentos em
135.4ppm (C8) e 211.5ppm (C=O). Os demais deslocametos permaneceram em sua
maioria inalterados, com exceção dos carbonos próximos a carbonila, como mostra
as atribuições na [Figura 205]. O espectro de RMN 13C e DEPT também mostram
que não ocorreu isomerização da dupla ligação durante o processo de oxidação da
hidroxila.
15.5
17.7
19.7
135.4
12.2
40.8 131.8
56.3
38.8
12.5
38.1
30.8
21.8
49.3
34.4
211.5
O
42.8
44.2 H 30.4
43.3
54.9
19.1
43.3 21.2
30.8
36.7
48.9
33.1
43.3
30.1
21.8
33.5
20.6
20.0
28.1
139.3 23.0
139.4
211.5
116.8
256e
O
116.9
H
256e1
Figura 205: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para os
compostos cetônicos: (20R,24R)-5α(H)-ergosta-7,22-dien-3-ona [256e]; e (20R,24S)-5α(H)ergosta-7-en-3-ona [256e1].
7.3.1.5 Rota 2: Obtenção e caracterização do composto [256f]
Esta etapa consiste na cetalação do grupo ceto dos compostos [256e] e
[256e1] utilizando trietóxi-metano [(EtO)3CH] [Esquema 21], com objetivo de
proteger o grupo cetônico de grande importância para o processo de alquilação. O
produto foi obtido com 60% de rendimento e a análise em RMN (13C e DEPT)
mostra que não houve isomerização da dupla ligação C-7(8) estando presente dois
309
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
compostos com grupo ceto na estrutura, confirmados pelos deslocamentos
químicos em 100.1ppm proveniente de um carbono sp3 quaternário (C-3) e
54.9ppm de um carbono metilênico sp3 do grupo cetal (-O-CH2CH3) [Espectro
RMN 42-Apêndice], ambos atribuídos na estrutura representativa da Figura 206.
H
K
H
O
256e
H
H
EtO
R OTA 2
Et O
H
H
256f
Etapa: (K ) (EtO ) 3 CH ;
Esquema 21: Síntese do composto (20R,24R)-3-dietóxi-5α(H)-ergosta-7,22-dieno [256f].
15.4
17.7
135.6
131.8
43.3
139.6
100.1
54.9
31.4
33.5
43.3
20.0
H3C-CH2-O
117.5
H
H3C-CH2-O
20.6
139.6
100.1
117.5
H
H3C-CH2-O
256f
21.8
21.2
54.9
54.9
H3C-CH2-O
33.0
43.3
256f1
54.9
Figura 206: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para os
compostos com grupo cetal: (20R,24R)-3-dietóxi-5α(H)-ergosta-7,22-dieno [256f]; e (20R,24S)3-dietóxi-5α(H)-ergost-7-eno [256f1].
Outros testes reacionais para formação de grupos cetais foram realizados,
como por exemplo, a utilização de etilenoglicol em dioxano que forma grupos
cetais cíclicos e que também apresentou bom rendimento na formação dos
componentes desejados. Entretanto, após várias tentativas em se obter o
intermediário [257] e consequentemente o componente alquil-ergostano aromático
no anel C [258], podemos sugerir que o melhor caminho para obtenção destes
310
Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3
compostos é através da rota 2 que a princípio não proporciona a formação de
compostos diastereoisôemros com a dupla ligação isomerizada para o carbono
C-8(14).
311
Conclusão Parcial – Síntese de Biomarcadores
7.4 Conclusão Parcial: Sintese de Biomarcadores
A síntese dos biomarcadores propostos neste trabalho, seguiram um processo
longo entre as etapas com o objetivo de obter sempre intermediários com maior
rendimento e de fácil purificação, entretanto nem sempre as metodologias relatadas
fornecem o produto desejado na proporção em que está descrita na literatura, ou,
em muitos casos, o procedimento de reação necessita de modificações para o
devido sucesso.
O estudo dos biomarcadores na determinação dos parâmetros geoquímicos
em óleos e sedimentos, muitas vezes, depende da coinjeção de padrões autênticos.
A síntese dos biomarcadores aqui relatados e sua coinjeção nos óleos estudados,
forneceram dados de grande importância paleoambiental, como é o caso da
coinjeção e identificação dos componentes (20R, 24R)-2α(metil)-estigmastano e
(20R, 24R)-4α(metil)-estigmastano em amostras ME; enquanto que a presença e o
nível de concentração de componentes esteranos aromáticos, como por exemplo o
composto (20R, 24R)-4-metil-stigmasta-1,3,5(10)-trieno indicam o nível de
maturidade térmica dos óleos.
A síntese dos componentes da classe dos alquil-esteranos aromáticos são de
grande importância na elucidação estrutural e quantificação destes compostos em
amostras de óleos e extratos orgânicos, entretanto a rota sintética proposta para
obter compostos aromáticos no anel C a partir do Ergosterol precisa ser reavaliada
com o objetivo de buscar novas rotas alternativas para obtenção destes importantes
compostos, principalmente para estudos de ácidos em óleos.
312
Parte Experimental
8 PARTE EXPERIMENTAL
8.1 INSTRUMENTAÇÃO E CONDIÇÕES ANALÍTICAS
8.1.1 Solventes e reagentes
Os reagentes e solventes utilizados neste trabalho foram analiticamente puros
e/ou indicados pelos fabricantes para uso em síntese orgânica. Sempre que
necessário eles foram submetidos aos métodos gerais de purificação, descritos na
literatura.183
8.1.2 Espectroscopia no infravermelho
Os espectros de absorção na região do infravermelho foram obtidos em
pastilha de KBr, empregando-se um espectrofotômetro Perkin-Elmer 298 e 1660
FTIR. Como padrão de referência, utilizou-se a absorção em 1601 cm-1, de um
filme de poliestireno, fornecido pelo fabricante.
8.1.3 Cromatografia
gasosa
de
alta
resolução
acoplada
à
espectrometria de massas (CGAR/EM)
As análises por CGAR/EM foram realizadas em cromatográfo Hewlett
Packard 6890B, acoplado a um detector seletivo de massas HP5973-MSD,
operando com uma fonte de elétrons com energia de ionização de 70 eV.
O cromatográfo é equipado com um injetor tipo split/splitless e com coluna
capilar de sílica fundida do tipo J & W Scientific HP-5MS (30 m x 0,25 mm x 0,25
µm) e cuja fase fixa consiste de 5% de fenil metil silicone. O volume injetado das
183
Perrin, D. D.; Armarego, W. L. F.; Perrin, D. R. - Purification of Laboratory Chemicals, 2th
ed., Pergamon Press, New York, 1980.
313
Parte Experimental
amostras, adequadamente diluídas variaram entre 1-3 µL e as condições
empregadas estão descritas no item 8.3.1. Hélio de alta pureza (99,9999%) foi
empregado como gás de arraste, sob pressão de 10psi (“modo split”). As
temperaturas do injetor e do detector foram variaram conforme o método. O
espectrômetro de massas operou com velocidade de 0,77 scans.seg.-1 na faixa de
m/z 40-500.
As análises por CGAR/EM-EM foram realizadas em cromatográfo Varian
CP3800 acoplado a um detector triploquadrupolo Varian 1200L, operando com
uma fonte de elétrons com energia de ionização de 70 eV; argônio como gás de
colisão em q2; tempo de varredura entre 1 – 1,5ms; janela de varredura de 0,7uma.
8.1.4 Cromatografia em coluna (CC) e camada delgada (CCD)
As cromatografias (“flash”) em coluna foram realizadas utilizando-se sílica
gel 60 da Merck, com granulometria 70-230 mesh e gradientes de solventes
purificados como eluentes. A relação entre a amostra e o adsorvente variou de 1:30
até 1:50, respectivamente. Os compostos foram eluídos das colunas com solventes
orgânicos em ordem crescente de polaridade. As frações coletadas foram
controladas por cromatografia em camada delgada (CCD), utilizando placas
prontas de sílica sobre alumínio (Merck). A visualização dos compostos em CCD
foi verificada por irradiação de luz ultravioleta (UV) no comprimento de onda de
254 e 365 nm, e por pulverização com revelador de terpenos (panisaldeído/H2SO4/HOAc (0,5:1,0:0,5), seguida de aquecimento. O controle de
pureza das frações foi realizado através de CCD, sendo reunidas todas aquelas
frações que apresentavam semelhanças.
314
Parte Experimental
8.1.5 Espectroscopia de ressonância magnética nuclear (RMN)
Todos os experimentos unidimensionais de RMN foram realizados em
espectrômetros Varian INOVA-500 (B0 = 11,7 Τ), operando a 499,885 MHz para
1
H e 125,695 MHz para
13
C ou Gemini 300P-Varian (B0 = 7,05 Τ), operando a
300,067 MHz para 1H e 75,452 MHz para
13
C. Também foram realizdos
experimentos bidimensionais de RMN no espectrômetro Varian INOVA-500.
8.2 AMOSTRAGEM E TRATAMENTO ANALÍTICO DOS
ÓLEOS
Neste trabalho estudamos os componentes neutros e ácidos de seis óleos,
sendo eles: 2 Lacustres de Água Doce (LAD), 2 Mistos (M) e 2 MarinhoEvaporíticos (ME) provenientes de poços de diferentes origens da Bacia Potiguar
(Brasil), que abrange os estados do Rio Grande do Norte e Ceará. As amostras
foram coletadas por especialistas do CENPES/PETROBRÁS e enviadas para nosso
grupo de pesquisa. Os óleos foram analisados com o intuito de alcançar os
objetivos propostos neste trabalho, sendo que os componentes ácidos destes óleos
nunca foram objetos de estudos geoquímicos.
Os óleos de diferentes origens da Bacia Portiguar estudados neste trabalho,
estão acumulados na porção “offshore” em pelitos da Formação Alagamar (óleos
ME e M) e Formação Pendência (óleos LAD), com diferentes níveis de
biodegradação entre os três tipos.
Após o estudo geoquímico prévio das frações neutras e ácidas dos óleos
acima mencionado, os mesmos foram submetidos à coinjeção com padrões
sintéticos da classe dos alquil-esteranos [da série 5α(H) e 5β(H)], derivados do
colesterol e estigmasterol, a fim de confirmar a presença ou ausência destes
315
Parte Experimental
compostos. Também foram coinjetados padrões sintéticos (20R,24R)-2α-metilestigmastano [135] e (20R,24R)-4α-metil-estigmastano [139] nas amostras do tipo
ME, por serem relatados na literatura como componentes provenientes de fontes
marinhas e conseqüentemente indicadores de paleoambiente. Além destes, também
foi coinjetado o padrão sintetizado (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno
[211] com as amostras marinho evaporíticas que apresentaram em sua constituição
geoquímica a presença de componentes da classe dos esteranos aromáticos.
8.2.1 Obtenção da Fração Neutra
As amostras foram submetidas a um fracionamento cromatográfico em
coluna (CC) de sílica gel obtendo-se 3 (três) frações neutras (FN) distintas:
hidrocarbonetos saturados e insaturados (F1), compostos aromáticos pesados (F2) e
resinas e asfaltenos (F3). As frações F1 e F2 foram fracionadas em hidrocarbonetos
saturados (F1P1) e (F2P1) e hidrocarbonetos insaturados (F1P2) e (F2P2),
respectivamente [Tabela 20], utilizando-se cromatografia em camada delgada
preparativa (CCDP) impregnada com AgNO3, para um estudo mais detalhado184, 185.
184
Lopes, J. A. D.; Santos Neto, E.V.; Mello, M. R.; Koike, L.; Marsaioli, A. J.; Reis, F. A. M.
Chemical Geology. 1999, 158, 1-20.
185
Lopes, J. A. D. Tese de Doutorado. 1995, Instituto de Química, Unicamp, Campinas, SP,
Brasil.
316
Parte Experimental
Fluxograma 1: Método de obtenção da fração neutra.
Tabela 20: Massas e rendimentos obtidos da fração neutra (FN).
Amostra de Óleos
Massas e Rendimentos das frações obtidas por cromatografia (CCP e CCDP)
LAC1
Massa = 4,14 g
F1
0,251g (6,1%)
Alíquota p/ CCDP
0,118g
F1P1
F1P2
0,098g
0,005g
(83,1%)
(4,2%)
LAC2
Massa = 4,33g
F1
0,983g (22,7%)
Alíquota p/ CCDP
0,099g
F1P1
F1P2
0,049g
0,006g
(49,5%)
(6,06%)
M1
Massa = 4,24g
F1
2,586g (60,7%)
Alíquota p/ CCDP
0,103g
F1P1
F1P2
0,055g
0,004g
(53,3%)
(3,9%)
M2
Massa = 4,21g
F1
1,137g (27,0%)
Alíquota p/ CCDP
0,095g
F1P1
F1P2
0,069g
0,006g
(72,6%)
(6,3%)
ME1
Massa = 4,40g
F1
1,364g (31,0%)
Alíquota p/ CCDP
0,102g
F1P1
F1P2
0,067g
0,002g
(65,5)
(1,9%)
ME2
Massa = 4,11g
F1
1,051g (25,6%)
Alíquota p/ CCDP
0,107g
F1P1
F1P2
0,016g
0,003g
(14,9%)
(2,8%)
F2
1,114g (26,9%)
Alíquota p/ CCDP
0,103g
F2P1
F2P2
0,061
0,010
(59,2%)
(9,7’%)
F2
1,471g (26,9%)
Alíquota p/ CCDP
0,091g
F2P1
F2P2
0,051g
0,010
(56,0%)
(10,9%)
F2
1,013g (23,9%)
Alíquota p/ CCDP
0,104g
F2P1
F2P2
0,038g
0,011g
(36,5%)
(10,6%)
F2
1,220g (28,9%)
Alíquota p/ CCDP
0,101g
F2P1
F2P2
0,061
0,010
(59,2%)
(9,7’%)
F2
0,436g (9,9%)
Alíquota p/ CCDP
0,108g
F2P1
F2P2
0,051g
0,010
(56,0%) (10,9%)
F2
0,289g (7,0%)
Alíquota p/ CCDP
0,105g
F2P1
F2P2
0,038g
0,011g
(36,5%)
(10,6%)
F3
1,295g (31,3%)
F3
0,727g (16,8%)
F3
0,011g (0,3%)
F3
0,530g (12,6%)
F3
1,834g (41,7%)
F3
1,371g (33,4%)
317
Parte Experimental
8.2.2 Obtenção da Fração Ácida
Para obter a fração ácida, as amostras foram submetidas a uma coluna de
extração contínua contendo sílica gel impregnada com KOH. Inicialmente cerca de
100,0g da amostra (óleo) foi adsorvida em sílica e submetida à extração contínua
com éter etílico para remoção dos compostos neutros e posteriormente com 5% de
ácido fórmico em éter etílico para extração dos compostos ácidos186,187,188. Em
seguida a fração ácida (FAc) foi transformada quimicamente em ésteres metílicos
(EM) e posteriormente em hidrocarbonetos derivados de ácidos (HAc)
(Fluxograma 3)8,184,188. As massas obtidas em cada etapa do processo de
fracionamento estão descritas na Tabela 21.
Fluxograma 2: Método de extração da fração ácida.
186
Ramijak, Z.; Solc, A. Analytical Chemistry. 1977, 49, 1222.
McCarthy, R. D.; Duthie, A. R. Journal Lipids Research. 1962, 3, 117.
188
Koike, L.; Rebouças, L. M. C.; Reis, F. A. M.; Marsaioli, A. J.; Richnow, H. H.; Michaelis,
W. Organic Geochemistry. 1992, 18, 6, 851-860
187
318
Parte Experimental
Fluxograma 3: Método de obtenção de hidrocarbonetos derivados de ácidos.
Tabela 21: Massas e rendimentos obtidos da fração ácida (FAc).
LAC1
Massa = 100,5g
FAc
1,202g (1,20%)
Alíquota para
esterificação
1,106g
EM
0,148g (13,38%)
Alíquota para
redução (I)
0,100g
Álcoois
0,0883g (88,3%)
Alíquota para
mesilação
0,0883g
Mesilados
0,0580g (65,7%)
Alíquota para
redução (II)
0,0580g
Hidrocarbonetos
(HAc)
0,0289g (49,8%)
Massas* e Rendimentos das frações obtidas por cromatografia (CCP e CCDP)
LAC2
M1
M2
ME1
Massa = 100,3g
Massa = 100,4g
Massa = 91,13g
Massa = 100,8g
FAc
FAc
FAc
FAc
0,370g (0,37%)
0,043g (0,04%)
1,608g (1,60%)
3,562g (3,91%)
Alíquota para
Alíquota para
Alíquota para
Alíquota para
esterificação
esterificação
esterificação
esterificação
0,274g
0,034g
1,510g
3,411g
EM
EM
EM
EM
0,070g (25,55%)
0,008g (23,53%)
0,362g (23,97%)
2,175g (63,76%)
Alíquota para
Alíquota para
------------------------redução (I)
redução (I)
0,200g
0,500g
Álcoois
Álcoois
------------------------0,1750g (87,5%)
0,3350g (67,0%)
Alíquota para
Alíquota para
------------------------mesilação
mesilação
0,1750g
0,3350g
Mesilados
Mesilados
------------------------0,1020g (58,3%)
0,2250g (67,2%)
Alíquota para
Alíquota para
------------------------redução (II)
redução (II)
0,1020g
0,2250g
Hidrocarbonetos
Hidrocarbonetos
------------------------(HAc)
(HAc)
0,0848g (83,1%)
0,0771g (34,3%)
ME2
Massa = 100,2g
FAc
3,865g (3,86%)
Alíquota para
esterificação
3,581g
EM
2,210g (61,71%)
Alíquota para
redução (I)
0,500g
Álcoois
0,3280g (65,6%)
Alíquota para
mesilação
0,3280g
Mesilados
0,2163g (65,9%)
Alíquota para
redução (II)
0,2163g
Hidrocarbonetos
(HAc)
0,0651g (30,1%)
8.3 MÉTODOS DE ANÁLISE
8.3.1 Cromatografia e Espectrometria de Massas
Após fracionamento e/ou extração das frações neutra e ácida e
posteriormente transformações químicas mostradas no Fluxograma 3
8,188
, as
amostras foram analisadas utilizando um CG (HP5890II) acoplado a um detector
seletivo de massas (HP 5970-MSD) através das técnicas de varredura de íons totais
319
Parte Experimental
(VIT) e monitoramento de íons selecionados (MIS); e a outro CG (VarianCP3800) acoplado a um detector triplo quadrupolo (Varian-1200L) através das
técnicas de varredura de íons precursores (VIPRE), varredura de íons produtos
(VIP) e transição íon precursor-íon produto pelas técnicas de monitoramento de
reação simples (MRS) e múltipla (MRM).
Ambas as técnicas estão discutidas nos Capítulos anteriores.
A seguir, será descrito os programas utilizados para detecção e identificação
dos biomarcadores presentes nas frações neutras e ácidas.
Programa I – Análise de parafinas, isoprenóides e sesquiterpanos
bicíclicos: Injetor a 300 0C; Linha de transferência a 260 0C; Forno a 80
0
C(2 min.)/270 0C (4 0C/min)/300 0C (10 0C/min.)(25min.). Coluna
Capilar HP5-MS 30m x 0,25mm; 0,25µm;
Técnicas de Análises por EM: Varredura de íons totais (VIT) e
Monitoramento de íons selecionados (MIS).
Programa
II:
Análise
de
terpanos
tricíclicos,
tetracíclicos
e
pentacíclicos; esteranos normais e diasteranos: Injetor a 300 0C; Linha de
transferência a 260 0C; Forno a 70 0C(2 min.)/190 0C (30 0C/min)/250 0C
(1 0C/min.)/300 0C (2 0C/min.) (25min.). Coluna Capilar HP5-MS 30m x
0,25mm; 0,25µm;
Técnicas de Análises por EM: Varredura de íons totais (VIT) e
Monitoramento de íons selecionados (MIS).
Programa III: Análise de ésteres metílicos derivados da fração ácida:
Injetor a 280 0C; Linha de Transferência a 250 0C; Fonte de Ionização a
230 0C (70eV); Manifold a 40 0C; Forno a 60 0C(2 min.)/190 0C (30
320
Parte Experimental
0
C/min) (10min.)/250
0
C (2
0
C/min.) (20min.)/300
0
C (1
0
C/min.)
(20min.). Coluna Capilar CPSil-8MS (low bleed) 30m x 0,25mm;
0,25µm;
Técnicas de Análises por EM: Varredura de íons totais (VIT) e
Monitoramento de íons selecionados (MIS).
Programa IV: Análise de alquil-esteranos: Injetor a 280 0C; Linha de
Transferência a 250 0C; Fonte de Ionização a 230 0C (70eV); Manifold a
40 0C; Forno a 60 0C(2 min.)/190 0C (30 0C/min) (10min.)/250 0C (2
0
C/min.) (20min.)/300 0C (1 0C/min.) (20min.). Coluna Capilar DB-1MS
(low bleed) 60m x 0,25mm; 0,25µm e CPSil-8MS (low bleed) 60m x
0,25mm; 0,25µm.
Técnicas de Análises por EM-EM: Varredura de íons precursores;
Varredura de íons produtos; e Transição íon precursor-íon produto.
8.4 SÍNTESE DE BIOMARCADORES
A coinjeção de padrões sintéticos com estereoquímica conhecida é o
procedimento analítico mais adequado para confirmação estrutural dos
componentes presentes em amostras complexas como os petróleos, que possuem
inúmeros compostos com múltiplos centros quirais. Desta forma, devido a
comercialização limitada de padrões sintéticos para determinadas classes de
biomarcadores, por exemplo, a classe dos esteranos, é necessário o uso de reações
estereosseletivas para obtenção dos padrões com estereoquímica definida.
Com o objetivo de identificar biomarcadores da classe dos esteranos, nos
óleos estudados neste trabalho, foram sintetizados padrões da classe alquil321
Parte Experimental
esteranos saturados e aromáticos no anel A [Figura 207], derivados do
estigmasterol comercial. Além também da tentativa de sintetizar um padrão alquilaromático no anel B derivado do ergosterol comercial.
A estratégia de síntese para os derivados do estigmasterol baseia-se em três
rotas distintas: Primeiro, na preparação de um grupo cetônico no carbono 3
conjugado com uma dupla ligação (C-4) e posterior alquilação na posição 2 e/ou 4,
ambos com configuração 5α(H) [Figura 207]189,190,191. Segundo, na obtenção de um
trieno conjudado (C-2, C-4 e C-6) e posterior isomerização das duplas ligações de
modo a formar um composto aromático estável no anel A [Figura 208]189,192,193
H
H
A
H
HO
Esterol
H
3
O
4
Cetona Conjugada
H
A
4
H3C
5
H
H
CH 3
4-metil-esterano [5α
α (H)]
H
2
A
5
H
H
2-metil-esterano [5α
α (H)]
Figura 207: Exemplificação genérica para obtenção de 2- e 4-metil-esteranos.
189
Blunt, J. W.; Stothers, J. B. Organic Magnetic Resonance. 1977, 9(8), 439-464.
Lichtfouse, E.; Albrecht, P. Tetrahedron. 1994, 50(6), 1731-1744.
191
Stoilov, I.; Kolaczkowska, E.; Watt, D. S.; Pyrek, J. St.; Carlson, R. M. K.; Fago, F. J.;
Moldowan, J. M. Organic Geochemistry. 1993, 58, 3444-3454.
192
Demir, A. Tetrahedron. 2001, 57, 227-233.
193
Stoilov, I.; Shetty, R.; Pyrek, J. St.; Smith, S. L.; Layton, W. J.; Watt, D. S.; Carlson, R. M.
K.; Moldowan, J. M. Organic Geochemistry. 1994, 59, 926-928.
190
322
Parte Experimental
9H
1
2
HO 3
10
4
5
H
H
H
2
8
7
6
H
H
4
6
Aromático Anel A
Trieno Conjugado
Esterol
Figura 208: Exemplificação genérica para obtenção de esteranos aromáticos no Anel A.
A estratégia de síntese para obtenção de um composto aquil-esterano
aromático no anel C a partir do ergosterol comercial baseia-se primeiramente em
uma hidrogenação regiosseletiva da dupla ligação no carbono C-5, posterior
bromação alílica na dupla ligação do carbono C-7, seguida da aromatização no anel
C pela remoção dos bromos alílicos, de modo a formar um intermediário com um
grupo cetônico no carbono C-3, muito importante para a síntese de alquil-esteranos
aromáticos [Figura 209]179,180,181,182,189,
Br
8
8
3
HO
H
5 6
H
7
H
3
O
H
H
EtO
7
EtO
H
H
Br
Esterol
H
Alquil-esterano Aromático
O
H
Intermediário Cetônico
Figura 209: Exemplificação genérica para obtenção de alquil-esteranos aromáticos no Anel C.
323
Parte Experimental
8.4.1 Descrição dos compostos sintetizados neste trabalho.
8.4.1.1 Síntese do composto (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211.]
8.4.1.1.1 Reação de Epoxidação do Estigmasterol – Composto [211b1].
Em um balão de 2 bocas equipado com fluxo de N2 em uma das
extremidades, adicionar 1,0g de estigmasterol em 35ml de diclorometano. Resfriar
o sistema a 0
0
C e adicionar em pequenas porções 0,7g de ácido
metacloroperbenzóico. Agitar a mistura por 1h e filtrar. Lavar o filtrado
sucessivamente com solução saturada de bicarbonato de Sódio, água e solução
saturada de cloreto de sódio. Secar a fase orgânica com sulfato de magnésio anidro.
Filtrar, evaporar o solvente sob vácuo e recristalizar o produto em metanol para
obter o composto [211b1] com 95% de rendimento.
Características do Composto [211b1]
Ponto de Fusão: 152 – 154 0C
Espectro de massas: M+. 428; m/z 410; m/z 392; m/z 367; m/z 271; m/z 253
RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 37.3(C-1); 31.6; 71.8; 42.2; 140.7; 121.7; 31.8;
31.9; 50.2; 36.5; 21.1; 39.7; 42.3; 56.9; 24.4; 28.9; 55.9; 12.0 (C-18); 18.9 (C-19);
40.5.; 19.4; 138.3; 129.3; 51.2; 31.6; 21.2; 21.1; 25.4; 12.2.
8.4.1.1.2 Reação de Mesilação do Composto [211b1] – Composto [211b]
Em um balão de 2 bocas equipado com fluxo de N2 em uma das
extremidades, adicionar 1,0g do composto [211b1] em 7ml de diclorometano.
Resfriar o sistema a 0 0C, adicionar 1ml de trietilamina e lentamente 1ml de cloreto
de mesila. Agitar a mistura por 1h e diluir com 30ml de água destilada gelada.
Extrair a fase orgânica com diclorometano e lavar a mesma sucessivamente com
água destilada (pH neutro) e solução saturada de cloreto de sódio. Secar a fase
324
Parte Experimental
orgânica com sulfato de magnésio anidro. Filtrar, evaporar o solvente sob vácuo e
cromatografar o produto em placa preparativa de sílica utilizando acetato de
etila/hexano (1:3) para obter o composto [211b] com 90% de rendimento.
Características do Composto [211b]
Ponto de Fusão: 160 – 164 0C
RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 35.3(C-1); 28.8; 79.6; 41.7; 76.8; 63.4; 32.7;
31.8; 45.4; 38.6; 21.0; 39.2; 42.6; 55.9; 24.1; 27.8; 55.4; 12.2 (C-18); 18.2 (C-19);
40.5.; 19.0; 138.1; 129.4; 51.2; 30.0; 21.2; 21.1; 25.4; 14.2; 38.9 (CH3-SO2).
8.4.1.1.3 Reação de Eliminação dos Grupos Epoxi e Mesila do composto [211b] –
Composto [211c]
Em um balão de 2 bocas equipado com fluxo de N2 em uma das
extremidades e imerso em um recipiente contendo silicone líquido, adicionar 1,0g
do composto [211b] em 20ml de HMPA anidro. Aquecer a solução a 230 0C por 5
minutos. Despejar a solução em um béquer contendo 100 ml de água destilada e
extrair a fase orgânica com hexano (3 vezes). Lavar a fase orgânica sucessivamente
com água destilada (pH neutro) e solução saturada de cloreto de sódio. Secar a fase
orgânica com sulfato de magnésio anidro. Filtrar, evaporar o solvente sob vácuo.
Recristalizar o produto com EtOH/EtOAc (1:1) formando cristais brancos do
composto [211c] com 65% de rendimento.
Características do Composto [211c]
Ponto de Fusão: 95 – 100 0C
Espectro de massas: M+. 392; m/z 377; m/z 253; m;z 211; m/z 157; m/z 143.
RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 36.6(C-1);119.1; 124.1; 125.2; 142.7; 131.6;
127.8; 37.4; 51.6; 35.7; 20.9; 39.8; 43.1; 54.7; 23.9; 28.9; 55.9; 12.4 (C-18); 15.5
(C-19); 40.6.; 19.1; 138.1; 129.3; 51.3; 31.1; 21.2; 21.3; 25.5; 12.2.
325
Parte Experimental
8.4.1.1.4 Reação de Aromatização do composto [211c] - Composto [211d]
Em um balão de 2 bocas equipado com condensador para refluxo e imerso
em um recipiente contendo silicone líquido, adicionar 0,400g do composto [211c],
10ml de ácido acético e 4,3 ml de ácido bromídrico (48% em água). Refluxar a
solução por 1h. Resfriar a solução e neutralizar o ácido com solução saturada de
bicarbonato de sódio. Extrair a fase orgânica com acetato de etila (3 vezes) e lavar
sucessivamente com água destilada (pH neutro) e solução saturada de cloreto de
sódio. Secar a fase orgânica com sulfato de magnésio anidro. Filtrar, evaporar o
solvente sob vácuo. Cromatografar o produto em placa preparativa de sílica
utilizando hexano como eluente para obter o composto [211d] com 35% de
rendimento.
Características do Composto [211d]
Ponto de Fusão: 118 – 120 0C
Espectro de massas: M+. 392; m/z 377; m/z 211; m/z 157; m/z 143; m/z 131.
RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 123.1(C-1);125.2; 127.2; 135.3; 136.4; 27.8;
29.0; 37.9; 44.5; 140.7; 24.0; 40.0; 42.5; 56.2; 26.8; 27.2; 55.8; 12.1 (C-18); 40.5.;
19.0; 138.3; 129.3; 51.3; 31.9; 21.1; 21.2; 25.4; 12.3; 19.8 (CH3 ligado ao carbono
C4).
8.4.1.1.5 Hidrogenação Catalítica do Composto [211d] para formar o Composto
[211]
Em um recipiente tipo balão adicionar 100mg do composto [211d] e 20ml de
benzeno/hexano (1:2). Colocar o recipente em um reator para hidrogenação e sobre
uma placa magnética para agitação. Aplicar pressão de gás hidrogênio a 100psi por
4h. Cromatografar o material em coluna de alumina utilizando hexano como
eluente. Evaporar o solvente sob vácuo para obter o composto [211] com 85% de
rendimento.
326
Parte Experimental
Características do Composto [211]
Ponto de Fusão: 53 – 55 0C
Espectro de massas: M+. 394; m/z 379; m/z 211; m/z 158; m/z 143; m/z 131.
RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 123.1(C-1);125.2; 127.1; 135.3; 136.4; 27.8;
27.2; 37.9; 44.5; 140.7; 23.9; 40.0; 42.6; 56.2; 26.8; 28.2; 55.6; 11.9 (C-18); 36.2;
18.7; 33.9; 23.1; 45.8; 29.1; 19.0; 19.8; 26.0; 12.0; 19.8 (CH3 ligado ao carbono
C4).
8.4.1.2
Síntese do composto (20R,24R)-2α(metil)-5α(H)-estigmastano [135]
8.4.1.2.1 Obtenção da Estigmasta-4,22-dien-3-ona [251]. Reação de Oppenauer
Em um balão de 3 bocas imerso em um recipiente contendo silicone líquido,
equipado com um condensador Dean-Starck para refluxo e um fluxo de N2 em uma
das extremidades, adicionar 3,0g de estigmasterol [211a], 150ml de tolueno e 15ml
de cicloexanona. Refluxar a mistura sob agitação até que cerca de 15ml do volume
de tolueno seja coletado no Dean-Starck. Resfriar a mistura para 80 0C e adicionar
0,9g de triisopropóxido de alumínio. Refluxar novamente durante 15 – 20 minutos.
Resfriar a mistura par 10 0C e despejar em um béquer contendo 100ml de solução
de ácido clorídrico 2N. Separar a fase orgânica e lavar sucessivamente com solução
de ácido clorídrico 2N (2 vezes), água destilada (3 vezes) ou até pH neutro e
solução saturada de cloreto de sódio.Secar a fase orgânica com sulfato de sódio
anidro, filtrar e evaporar o solvente sob vácuo. Recristalizar o produto com acetona
para obter o composto [251] com 85% de rendimento.
Características do Composto [251]
Ponto de Fusão: 123 – 124 0C
Espectro de massas: M+. 410; m/z 395; m/z 367; m/z 298; m/z 271; m/z 229.
RMN de 1H (500MHz, CDCl3): δ5.92 (1H, s, H-4; 5.1-5.4 (2H, dd, H-22 e H-23).
327
Parte Experimental
RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 35.7(C-1); 32.1; 199.3; 123.6; 171.4; 34.0; 33.0;
35.7; 51.2; 38.6; 21.2; 39.6; 42.3; 55.9; 24.3; 28.9; 56.0; 12.2 (C-18); 17.5 (C-19);
40.5; 19.1; 138.0; 129.3; 53.8; 31.9; 21.1; 21.2; 25.5; 12.3.
8.4.1.2.2
Síntese do composto [252]- Reação de Metilação no Carbono C-2.
Em um balão de 2 bocas equipado com um fluxo de argônio (super seco) em
uma das extremidades e imerso em banho de gelo a 0 0C, adicionar 0,5ml de
isopropilcicloexilamina (ou diisopropilamina) e 1,5ml de THF anidro (super seco).
Adicionar 2,30ml de butil-lítio em hexano e em atmosfera inerte adicionar 1,0g do
composto [251] dissolvido em 10,0ml de THF anidro sob agitação. Após 1/2h,
adicionar 1,0ml de iodeto de metila e aquecer a 17 0C sob agitação por 3h.
Adicionar cerca de 50ml de água destilada, separar e extrair a fase orgânica com
éter etílico. Lavar a fase orgânica sucessivamente com água destilada (3 vezes) e
secar em sulfato de sódio anidro. Filtrar e evaporar o solvente sob vácuo, formando
um óleo amarelo que solidifica.
Refluxar o produto em uma solução contendo 100ml de metano e 0,2g de
hidróxido de potássio durante 3h. Resfriar a 17 0C e concentrar a mistura para 20ml
evaporando o solvente sob vácuo. Adicionar 50ml de água destilada e extrair o
produto com éter etílico (3 vezes). Lavar o combinado orgânico com água destilada
(3 vezes) e secar a fase orgânica em sulfato de sódio anidro. Filtrar e evaporar o
solvente sob vácuo, formando um sólido amarelo pálido que deverá ser
cromatografado em placa preparativa de sílica, eluindo 3 vezes com hexano/acetato
de etila (5%), para obter somente o composto [252] com rendimento de 95%.
Características do Composto [252]
Ponto de Fusão: 118 – 120 0C
Espectro de massas: M+. 424; m/z 381; m/z 312; m/z 285; m/z 259.
RMN de 1H (500MHz, CDCl3): δ5.90 (1H, s, H-4); 5.1-5.4 (2H, dd, H-22 e H-23).
328
Parte Experimental
RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 45.1(C-1); 36.9; 201,8; 123.3; 170.3; 32.5; 31.9;
35.5; 51.2; 39.2; 20.8; 39.5; 42.2; 55.9; 24.2; 28.8; 55.9; 12.1 (C-18); 17.5 (C-19);
40.5.; 18.9; 138.1; 129.4; 56.5; 31.9; 21.1; 21.1; 25.4; 12.2; 14.8 (C-2α).
8.4.1.2.3
Síntese do composto [253] - Hidrogenação Regiosseletiva do composto
[252] com Li/NH3.
Em um balão de 3 bocas equipado com um fluxo de argônio (super seco) em
uma das extremidades, imerso em banho de gelo seco com acetona (-78 0C) e
conectado a um sistema de produção de amônia líquida, adicionar, sob agitação,
0,7g de lítio e condensar lentamente amônia líquida para dentro do balão até formar
uma solução de coloração azul. Adicionar 0,7g do composto [252] dissolvido em
26ml de éter etílico super seco e agitar por 1h. Após este período, adicionar cloreto
de amônio seco, lentamente em pequenas porções, até o descoloramento da solução
com o sistema aberto para liberação da amônia. Após liberar toda a amônia, extrair
o produto com éter etílico e evaporar solvente sob vácuo, formando um sólido
amarelo pálido. Cromatografar o produto em coluna preparativa de sílica eluindo
com hexano/acetato de etila (5%), para obter o produto [253] com 75% de
rendimento.
Características do Composto [253]
Espectro de massas: M+. 426; m/z 383; m/z 314; m/z 287; m/z 285; m/z 245.
RMN de 1H (500MHz, CDCl3): δ5.1-5.4 (2H, dd, H-22 e H-23).
RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 44.8 (C-1); 41.2; 212.9; 48.6; 48.1; 28.8; 31.8;
35.3; 51.3; 36.6; 21.6; 39.8; 42.6; 56.4; 24.4; 28.9; 56.1; 12.4 (C-18); 12.5 (C-19);
40.6.; 18.9; 138.1; 129.2; 54.0; 31.9; 21.2; 21.3; 25.4; 12.2; 14.7 (C-2α).
8.4.1.2.4
Síntese do composto [135a ] – Redução de Cetona por Wolff-Kishiner
329
Parte Experimental
Em um balão de 2 bocas equipado com um condensador de refluxo e um
termômetro, adicionar 0,1g do composto [253], 30ml de dietileno glicol, 3,5ml de
hidrato de hidrazina e 3,0g de hidróxido de potássio. Aquecer a mistura lentamente
(abaixo de 100 0C) até que todo o KOH tenha sido dissolvido. Refluxar a mistura
durante 1h. Após resfriar, adaptar o condensador para favorecer a destilação.
Destilar a água de reação e o excesso de hidrato de hidrazina e aquecer até
temperatura de decomposição da hidrazona formada (170 – 190 0C). Após, refluxar
a mistura por 3h. Extrair o produto com éter etílico e secar a fase orgânica com
sulfato de magnésio. Filtrar e evaporar o solvente sob vácuo, formando um sólido
amarelo pálido. Cromatografar o produto em placa preparativa de sílica eluindo
com hexano/acetato de etila (20%), para obter o produto [135a] com 50% de
rendimento.
Características do Composto [135a]
Espectro de massas: M+. 412; m/z 397; m/z 300; m/z 273; m/z 271.
RMN de 1H (500MHz, CDCl3): δ5.1-5.4 (2H, dd, H-22 e H-23).
RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 47.9 (C-1); 27.9; 29.2; 35.2; 46.7; 28.8; 32.2;
35.4; 51.2; 36.6; 20.8; 40.0; 42.5; 56.7; 24.3; 28.9; 56.1; 12.4 (C-18); 12.3 (C-19);
40.5.; 19.1; 138.5; 129.2; 54.8; 31.9; 21.1; 21.2; 25.4; 13.0; 23.2 (C-2α).
8.4.1.2.5 Hidrogenação Catalítica do Composto [135a] para formar o Composto
[135]
Em um recipiente tipo balão adicionar 30mg do composto [135a] e 25ml de
hexano/acetato de etila (1:4). Colocar o recipente em um reator para hidrogenação e
sobre uma placa magnética para agitação. Aplicar pressão de gás hidrogênio a
100psi por 4h. Cromatografar o material em placa preparativa de sílica utilizando
hexano como eluente. Extrair o material da sílica e evaporar o solvente sob vácuo
para obter o composto [211] com 92% de rendimento.
330
Parte Experimental
Características do Composto [135a]
Ponto de Fusão: 90 – 93 0C
Espectro de massas: M+. 414; m/z 399; m/z 231; m/z 163.
RMN de 1H (500MHz, CDCl3): δ0.66 (3H, s, H-18); 0.78 (3H, s, H-19); 0.80-0.88
(12H, m, H-C4α, H-25, H26 e H-27).
RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 47.9 (C-1); 27.9; 29.2; 35.2; 46.7; 28.8; 32.2;
35.4; 54.8; 36.5; 20.8; 40.1; 42.6; 56.7; 24.2; 28.3; 56.1; 12.1 (C-18); 11.9 (C-19);
36.2.; 18.7; 33.9; 23.1; 45.8; 29.1; 19.8; 19.0; 26.1; 13.0; 23.2 (C-2α).
8.4.1.3 Síntese do composto (20R,24R)-4α(metil)-5α(H)-estigmastano [139]
8.4.1.3.1 Síntese do composto [254] – Alquilação Regiosseletiva do composto
[251]com Tiofenol/Formaldeído
Em um balão de 2 bocas equipado com um condensador de refluxo e imerso
em um recipiente contendo silicone líquido, adicionar 0,5g do composto [251],
0,6ml de tiofenol, 1,3ml de formaldeído aquoso (37%) e 0,7ml de trietilamina em
5ml de etanol. Refluxar a mistura por 72h para proporcionar um óleo que solidifica
a -5 0C. Cromatografar o produto em placa preparativa de sílica, eluindo (2 vezes)
com hexano/acetato de etila (20%), para obter somente o composto [254] com
rendimento de 55%.
Características do Composto [254]
RMN de 1H (500MHz, CDCl3): δ4.07 (2H, s, CH2-SPh) ; 5.1-5.4 (2H, dd, H-22 e
H-23); 7.39-7.59 (5H, m, Ar-H)..
RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 34.8(C-1); 31.9; 197.1; 136.5; 168.4; 28.8; 33.6;
35.1; 51.2; 39.4; 21.0; 39.5; 42.2; 55.8; 24.1; 28.9; 55.9; 12.1 (C-18); 17.9 (C-19);
40.5.; 19.0; 138.1; 129.4; 54.2; 31.8; 21.1; 21.1; 25.4; 12.2; 28.2 (CH2-SPh); 128.1;
131.0; 128.7; 126.5.
8.4.1.3.2 Síntese dos compostos [255] e [255a] – Reação de Eliminação do
Grupo Tiofenil com Li/NH3 líquida.
331
Parte Experimental
Em um balão de 3 bocas equipado com um fluxo de argônio (super seco) em
uma das extremidades, imerso em banho de gelo seco com acetona (-78 0C) e
conectado a um sistema de produção de amônia líquida, adicionar, sob agitação,
0,7g de lítio e condensar lentamente amônia líquida para dentro do balão até formar
uma solução de coloração azul. Adicionar 0,7g do composto [254] dissolvido em
26ml de éter etílico super seco e agitar por 1h. Após este período, adicionar cloreto
de amônio seco, lentamente em pequenas porções, até o descoloramento da solução
com o sistema aberto para liberação da amônia. Após liberar toda a amônia, extrair
o produto com éter etílico e evaporar solvente sob vácuo, formando um sólido
amarelo pálido. Cromatografar o produto em coluna preparativa de sílica eluindo
com hexano/acetato de etila (5%), para obter o produto [255] com 55% de
rendimento e o produto [255a] com 35% de rendimento.
Características do Composto [255]
Espectro de massas: M+. 428; m/z 413; m/z 410; m/z 316; m/z 288; m/z 287.
RMN de 1H (500MHz, CDCl3): δ3.2-3.4 (1H, m, CHOH); 5.1-5.4 (2H, dd, H-22 e
H-23).
RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 36.8 (C-1); 31.1; 76.6; 39.2; 50.9; 24.2; 32.2;
34.8; 51.2; 36.0; 21.1; 39.9; 42.4; 56.1; 24.2; 28.9; 56.7; 12.2 (C-18); 15.1 (C-19);
40.5.; 18.9; 138.4; 129.2; 54.6; 31.9; 21.2; 21.1; 25.4; 12.2; 13.4 (C-4α).
Características do Composto [255a]
Espectro de massas: M+. 426; m/z 411; m/z 383; m/z 314; m/z 285; m/z 245.
RMN de 1H (500MHz, CDCl3): δ4.9-5.2 (2H, dd, H-22 e H-23).
RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 39.3 (C-1); 38.0; 213.8; 45.0; 53.6; 25.6; 31.9;
34.8; 51.2; 36.3; 21.1; 39.8; 42.4; 56.0; 24.2; 28.9; 56.4; 12.2 (C-18); 12.6 (C-19);
40.5.; 18.9; 138.3; 129.3; 54.1; 31.8; 21.1; 21.1; 25.4; 12.2; 11.5 (C-4α).
8.4.1.3.3
Síntese do composto [139a] – Reação de Oxidação de Álcool
332
Parte Experimental
Em um balão de 2 bocas equipado com um fluxo de N2 em uma das
extremidades, adicionar 0,4g do composto [255], 30ml de diclorometano e cerca de
0,05g de “PCC” (cloro-cromato de piridina) impregnado em sílica. Agitar por 30
minutos a temperatura ambiente. Filtrar a mistura em coluna cromatográfica
contendo sílica eluíndo com hexano/acetato de etila (10%), para obter o composto
[255a] com 95% de rendimento.
Em um balão de 2 bocas equipado com um condensador de refluxo e um
termômetro, adicionar 0,1g do composto [255a], 30ml de dietileno glicol, 3,5ml de
hidrato de hidrazina e 3,0g de hidróxido de potássio. Aquecer a mistura lentamente
(abaixo de 100 0C) até que todo o KOH tenha sido dissolvido. Refluxar a mistura
durante 1h. Após resfriar, adaptar o condensador para favorecer a destilação.
Destilar a água de reação e o excesso de hidrato de hidrazina e aquecer até
temperatura de decomposição da hidrazona formada (170 – 190 0C). Após, refluxar
a mistura por 3h. Extrair o produto com éter etílico e secar a fase orgânica com
sulfato de magnésio. Filtrar e evaporar o solvente sob vácuo, formando um sólido
amarelo pálido. Cromatografar o produto em placa preparativa de sílica eluindo
com hexano/acetato de etila (20%), para obter o produto [139a] com 50% de
rendimento.
Características do Composto [139a]
Espectro de massas: M+. 412; m/z 397; m/z 369; m/z 300; m/z 271.
RMN de 1H (500MHz, CDCl3): δ5.1-5.4 (2H, dd, H-22 e H-23).
RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 38.9 (C-1); 36.6; 22.0; 31.4; 53.5; 24.4; 32.3;
35.2; 51.3; 36.6; 21.18; 40.2; 42.4; 56.1; 24.4; 29.1; 56.8; 12.3 (C-18); 13.4 (C-19);
40.5.; 20.6; 138.4; 129.1; 54.9; 31.9; 21.1; 21.3; 25.4; 12.3; 19.1 (C-4α).
333
Parte Experimental
8.4.1.3.4
Hidrogenação Catalítica do Composto [139a] para formar o Composto
[139]
Em um recipiente tipo balão adicionar 30mg do composto [139a] e 25ml de
hexano/acetato de etila (1:4). Colocar o recipente em um reator para hidrogenação e
sobre uma placa magnética para agitação. Aplicar pressão de gás hidrogênio a
100psi por 4h. Cromatografar o material em placa preparativa de sílica utilizando
hexano como eluente. Extrair o material da sílica e evaporar o solvente sob vácuo
para obter o composto [139] com 92% de rendimento.
Características do Composto [139]
Espectro de massas: M+. 414; m/z 399; m/z 231.
RMN de 1H (500MHz, CDCl3): δ0.66 (3H, s, H-18); 0.78 (3H, s, H-19); 0.80-0.88
(12H, m, H-C4α, H-25, H26 e H-27).
RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 38.9 (C-1); 36.6; 22.0; 31.4; 53.5; 24.4; 32.3;
35.2; 51.3; 36.6; 21.18; 40.2; 42.4; 56.1; 24.4; 29.1; 56.8; 12.3 (C-18); 13.4 (C-19);
40.5.; 20.6; 33.9; 23.0; 54.9; 31.9; 21.1; 21.3; 25.4; 12.3; 19.0 (C-4α).
8.4.1.4 Síntese de Alquil-Esteranos Aromáticos Derivados do Ergosterol [256a]
8.4.1.4.1
Preparação do catalizador de Ni-Raney W6.
Em um erlenmeyer adicionar 200ml de agua destilada e 53,3g de hidróxido
de sódio. Agitar rápidamente a solução e adicionar 41,7g de liga de NíquelAlumínio lentamente, em aproximadamente 30 minutos. Manter a mistura a 50 0C
por 50 minutos para digestão da reação com suave agitação. Após, transferir o
catalizador para o sistema de lavagem sob atmosfera de hidrogênio e lavar com
agua. Transferir o catalizador para um tubo de centrífuga com lavagens sucessivas
em etanol 95% (3 vezes) e etanol absoluto (3 vezes). Armazenar o catalizador em
recipiente ambar com dioxano.
334
Parte Experimental
8.4.1.4.2
Hidrogenação Regiosseletiva do Ergosterol [256a]
Em um recipiente de vidro do hidrogenador mecânico adicionar 1,0g do
composto [256a] e 100ml de dioxano a temperatura ambiente. Adicionar pequena
quantidade do catalizador Ni-Raney W6. Adaptar o recipiente no hidrogenador com
hidrogênio a pressão atmosférica e agitar durante 45 minutos. Filtrar a mistura
resultante em coluna de sílica gel e eluir com clorofórmio. Evaporar o solvente sob
vácuo para obter uma mistura dos compostos [256b] e [256b1] com 93% de
rendimento.
8.4.1.4.3
Reação de Acetilação da Mistura de compostos [256b] e [256b1]
Em um balão de 2 bocas imerso em um recipiente contendo silicone líquido,
equipado com um condensador Dean-Starck para refluxo, adicionar 15ml de ácido
acético, 0,9g da mistura de compostos [256b] e [256b1] e 15ml de piridina seca.
Aquecer a mistura para eliminar a agua reacional do sistema e após, refluxar por
12h. Esfriar a mistura em banho de água gelada, agitando por 20 minutos. Extrair a
fase orgânica com diclorometano e lavar sucessivamente com solução de ácido
clorídrico 10% , solução de hidróxido de sódio até pH 5 e água destilada (3 vezes)
até pH neutro. Secar a fase orgânica com sulfato de sódio anidro, filtrar e evaporar
o solvente sob vácuo. Cromatografar a mistura em coluna preparativa de sílica
eluindo com hexano/acetato de etila (2%) e (5%) para obter a mistura de compostos
[256c] e [256c2] com 67% de rendimento e o composto [256c1] com 23% de
rendimento.
335
Parte Experimental
8.4.1.4.4
Reação de Bromação Alílica e Aromatização dos compostos [256c] e
[256c1]
Em um balão de 2 bocas imerso em um recipiente contendo silicone líquido,
equipado com um condensador para refluxo, adicionar 0,1g da mistura de
compostos [256c] e [256c1] e 15ml de tetracloreto de carbono. Adicionar
lentamente 63mg de N-bromo succinimida (NBS) e uma pequena porção (5mg) de
2,2’azoisobutironitrila. Refluxar a mistura por 2h sob agitação. Após, filtrar a
mistura em coluna de alumina básica eluindo com clorofórmio/metanol (5%) e
evaporar o solvente sob vácuo.
Reação de Eliminação
Em um balão, solubilizar o produto em benzeno e adicionar 20 ml de solução
metanol/hidróxido de potássio (3%). Refluxar a mistura sob agitação durante 1h.
Extrair a fase orgânica com clorofórmio, secar com sulfato de sódio anidro, filtrar e
evaporar o solvente sob vácuo.
Redução com Zinco
Em um balão contendo o produto da reação de eliminação, adicionar uma
mistura de etanol/éter (3:2) e zinco em pó (pré-ativado por lavagem com cloreto de
amônia). Refluxar a mistura sob agitação durante 2h. Após, filtrar em coluna
cromatográfica contendo sílica gel. Lavar a fase orgânica com água destilada
extrair a fase orgânica com éter etílico, secar com sulfato de sódio e evaporar o
solvente sob vácuo.
336
Conclusão Final
8.5 CONCLUSÃO FINAL
O estudo geoquímico dos óleos realizados neste trabalho revela importantes
resultados ainda não relatados na litetatura. Dentre eles:
1- a presença de ácidos tricíclicos em amostras lacustres de água doce
semelhantes aos ácidos tricíclicos resínicos encontrados em resinas de plantas
superiores, evidenciando a origem destes óleos.
2- a presença de hidrocarbonetos 3α(metil)-5β(H)- e 3β(metil)-5α(H)estigmastanos, além de ácidos 3α(metil)-5β(H)- e 3β(metil)-5α(H)-colestanóico;
3α(metil)-5β(H)-; 3β(metil)-5α(H)-; e 3β(metil)-5α(H)-estigmastanóico em óleos
do tipo LAD, uma vez que a literatura relata a presença destes compostos, da classe
alquil-esteranos (C28 a C35), até então, somente em óleos de origem salina.
O estudo dos componentes insaturados revelou a presença de esteranos e
alquil-esteranos aromáticos nos óleos marinho evaporíticos, evidenciando que estes
óleos são mais evoluídos termicamente do que os demais analisados neste trabalho.
Devido a presença destes compostos foi possível verificar que os componentes
esteranos aromáticos no anel A eluem em tempo de retenção maior do que os
esteranos aromáticos no anel C, comprovado pela coinjeção do sintético (20R,
24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno com extratos orgânicos e óleos.
A comparação entre os dados geoquímicos obtidos para os óleos marinho
evaporíticos do Estreito-Guamaré (deste trabalho) e os da Fazenda Belém (Lopes,
et al.184), ambos da Bacia Potiguar, revelam muita similaridade entre eles, mas
também, algumas características distintas de grande importância. Lopes et al.185
relatou a presença de compostos tipo kauranos e derivados, que são compostos
provenientes de precursores naturais encontrados em plantas superiores, ausentes
nos óleos aqui estudados. Entretanto componentes com estrutura similar como os
ácidos terpanôicos tricíclicos foram encontrados nos óleos lacustres de água doce e
337
Conclusão Final
mistos. Considerando que os óleos mistos são provenientes da mistura de
LAD+ME, podemos sugerir que os óleos marinho evaporíticos estudados neste
trabalho são puros devido a ausência destes compostos, enquanto que os óleos
marinho evaporíticos da Fazenda Belém são levemente misturados, apresentando
uma leve contribuição de óleos lacustres de água doce.
Outro fato importante a ser salientado está no nível de biodegradação entre
os óleos marinho evaporíticos do Estreito-Guamaré e os da Fazenda Belém, pois o
primeiro apresenta baixa concentração de hidrocarbonetos lineares entre C13 a C15,
enquanto que nos óleos da Fazenda Belém apresentam alta concentração destes
entre C13 a C30. Avaliando esta distinção entre o nível de biodegradação e a
presença de componentes da classe alquil-esteranos em ambos os óleos, podemos
concluir que a presença destes compostos não está relacionada ao processo de
biodegradação realizado pelas bactérias, já que os mesmos também encontram-se
presentes nos óleos lacustres de água doce relatados neste trabalho que apresentam
a série homóloga de hidrocarbonetos lineares em altas concentrações (C12 a C33).
338
Apêndice
APÊNDICE
339
Apêndice
7 F eb 2 0 0 8
3 .2 7 6 8
C o m m ent
M ar 2 1 2 0 0 2
F ile N a m e
4 9 9 .8 9
N u c le u s
32768
P o in ts C o u n t
C H L O R O F O R M -D
3 0 .0 0 0
A lexs an d ro S terol m ar2 1 aaaH 1
E :\A lexs an d ro\R M N _ IN O V A \R M N _ 2 0 0 2 \m ar2 1 aaaH 1
1H
16
N u m b e r o f T ra n s ie n ts
32768
s2pul
P u ls e S e q u e n c e
1 0 0 0 0 .0 0
S w e e p W id th (H z )
0.01
8.0
7.5
0.02
7.0
6.5
6.0
5.5
0.02
0.02
5.0
0.05
4.5
4.0
3.5
Chemical Shift (ppm)
3.0
2.5
0.19
0.28
0.85
2.0
1.5
1.0
0.69
1.01
2.30
2.29
2.02
1.99
1.87
1.85
1.57
1.54
1.53
1.52
1.51
1.47
3.54
5.37
5.36
5.19
5.17
5.16
5.14
5.05
5.04
7.28
0.87
1.04
0.82
0.71
1.02
A c q u is itio n T im e (s e c )
D a te
F re q u e n c y (M H z )
O rig in a l P o in ts C o u n t
S o lv e n t
T e m p e ra tu re (d e g re e C )
0.5
0
1
Espectro RMN 1: Espectro de RMN de H do substrato Estigmasterol [211a].
1.0244
C o m m en t
M ar 21 2002
F ile N am e
125.71
N ucleus
32276
P o ints C o un t
C H LO R O F O R M -D
30.000
A lexs andro S terol m ar21aaaC 1
E :\A lexs andro\R M N _IN O V A \R M N _2002\m ar21aaaC 1
13C
5000
N um ber o f Tran sien ts
32768
s2pul
P ulse Seq u ence
31508.47
Sw eep W id th (H z )
77.50
77.25
76.99
A cqu isition T im e (sec)
D ate
F requ en cy (M H z)
O rigin al P o ints C ou nt
So lvent
T em perature (d egree C )
CH3
CH3
H 3C
CH 3
CH3
CH3
H
144
136
128
120
112
104
96
88
80
72
Chemical Shift (ppm)
64
56
48
40
32
24
12.48
12.29
37.50
36.76
32.15
31.89
25.64
24.60
42.53
42.46
51.48
50.41
57.11
56.21
72.05
121.94
129.52
140.98
138.54
152
21.31
H
HO
19.23
H
H
16
8
0
Espectro RMN 2: Espectro de RMN de 13C do substrato Estigmasterol [211a].
341
Apêndice
Cromat+EM 1: Cromatograma e espectro de massas do composto [211b1].
3 .2 7 6 8
A pr 11 2003
4 9 9 .8 9
32768
C H L O R O F O R M -D
2 5 .0 0 0
A le xs an d r o E P O X IS T P c d c l3 /b b s w ab r1 1 a a aH 1
F :\A le xs a n d ro \R M N _ IN O V A \R M N _ 2 0 0 3 \a b r 1 1 a a a H 1
1H
8
N u m b e r o f T r a n s ie n ts
32768
s2pul
P u ls e S e q u e n c e
1 0 0 0 0 .0 0
S w e e p W id th (H z )
C om m ent
F ile N a m e
N u c le u s
P o in t s C o u n t
0.81
0.64
1.07
A c q u is itio n T im e (s e c )
D a te
F r e q u e n c y (M H z )
O r ig in a l P o in ts C o u n t
S o lv e n t
T e m p e ra tu re (d e g re e C )
1.0
0.9
0.8
3
6
O
0.6
[2 1 1 b 1 ]
0.5
0.2
0.1
0
0.01
9
8
0.02
7
6
0.02
5
4
Chemical Shift (ppm)
2.91
2.90
3.49
5.16
5.15
5.13
5.12
5.03
5.02
5.00
3.96
3.94
3.92
3.91
3.90
0.3
0.00
0.02
3
0.00
1.27
0.4
2.08
2.08
1.95
1.92
1.71
1.71
1.54
1.43 1.53
7.28
Intensity
5
HO
1.01
0.7
0.84
2
0.05
1
0
1
Espectro RMN 3: Espectro de RMN de H do composto [211b1].
342
Apêndice
F : \A le x s a n d r o \ R M N _ I N O V A \ R M N _ 2 0 0 3 \a b r 1 1 a a a C 1
13C
N u m b e r o f T r a n s ie n ts
5000
32768
P u ls e S e q u e n c e
s2pul
S w e e p W id th (H z )
3 1 5 0 8 .4 7
0.2
19.22
16.17
12.30
21.34
24.36
28.99
12.49
32.64
51.45
63.97
0.3
35.11
129.55
0.4
51.60
68.95
0.5
65.98
0.6
42.82
138.46
Intensity
[2 1 1 b 1]
40.71
0.7
40.10
6
O
39.54
5
55.86
3
HO
59.55
0.8
57.19
0.9
25.64
1.0
32.11
77.51
77.01
A pr 11 2003
F ile N a m e
1 2 5 .7 1
N u c le u s
32276
P o in t s C o u n t
C H L O R O F O R M -D
2 5 .0 0 0
77.26
D a te
F r e q u e n c y (M H z )
O r ig in a l P o in ts C o u n t
S o lv e n t
T e m p e r a tu r e (d e g r e e C )
0.1
0
150
140
130
120
110
100
90
80
Chemical Shift (ppm)
70
60
50
40
30
20
10
0
13
Espectro RMN 4: Espectro de RMN de C do composto [211b1].
3.2768
May 22 2003
499.89
32768
C H LO R O FO R M-D
25.000
C om ment
File Nam e
Nucleus
P oints C ount
Alexsandro EPO XT MS2 cdcl3/bbsw mai22aaaH 1
F:\A lexsandro\R MN _IN O V A\R MN _2003\mai22aaaH 1
1H
Num ber of Transients
1
32768
P ulse Sequence
s2pul
Sw eep W idth (H z)
10000.00
3.03
A cquisition Tim e (sec)
D ate
Frequency (M H z)
O riginal P oints Count
Solvent
Temperature (degree C )
0.9
[211b]
O
0.1
0
0.00
9
8
0.00
7
6
0.03
0.01 0.00
5
4
Chemical Shift (ppm)
0.04
3
0.00
0.14
2
0.39
0.71
0.96
0.2
3.85
5.17
5.15
5.14
5.12
5.06
5.05
5.03
4.77
0.3
2.62
2.53
2.49
2.00
1.88
1.84
1.55
1.53
7.28
0.4
3.30
3.28
3.69
0.5
1.21
1.02
O
3.18
S
O
3.48
3.45
Intensity
H 3C
0.72
O
0.7
0.6
1.29
1.22
0.8
0.81
2.84
1.0
0.19
1
0
1
Espectro RMN 5: Espectro de RMN de H do composto [211b].
343
Apêndice
1.02 44
M ay 22 2 00 3
12 5.71
32 27 6
C H LO R O F O R M -D
25 .0 00
C om m ent
F ile N am e
N u cle u s
P o in ts C o u n t
A lexs and ro E P O XT M S 2 cd c l3/bb s w m ai22aaaC 1
F :\A lexsan dro\R M N _IN O V A \R M N _ 20 03 \m ai22 aaaC 1
13 C
N u m b er of T ra n sien ts
50 00
32 76 8
P u lse Se q u en c e
s2 pu l
Sw ee p W id th (H z)
31 50 8.47
77.54
77.28
77.02
A c q u isitio n Tim e (s ec )
D a te
F re q u en c y (M H z)
O rig in a l P o in ts C o u n t
So lve n t
T em p eratu re (d eg ree C )
1.0
21.34
32.11
18.48
30.29
29.09
21.46 25.64
39.07
38.91
51.48
52.81
0.3
55.63
0.4
63.65
0.5
79.92
0.6
56.20
O
45.69 42.84
[21 1 b ]
O
129.67
S
O
41.94
O
H 3C
138.39
Intensity
0.7
14.46
12.50
0.8
19.25
0.9
0.2
0.1
0
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
Chemical Shift (ppm)
60
50
40
30
20
10
0
13
Espectro RMN 6: Espectro de RMN de C do composto [211b].
Cromat+EM 2: Cromatograma e espectro de massas do composto [211c].
344
Apêndice
2.6667
Comment
Sep 28 2004
File Name
300.07
Nucleus
16000
Points Count
CHLOROFORM-D
22.000
Alexsandro STTENO11 cdcl3 set28aaaH
F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2004\set28aaaH
1H
Number of Transients
16
16384
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
6000.00
1.15
0.01
9
8
0.02 0.03
7
0.04
6
0.93
0.02
5
4
Chemical Shift (ppm)
0.00
0.89
0.92
2.89
2.66
2.65
2.39
2.24
2.23
1.95
1.74
1.72
1.60
1.43
1.42
1.40 1.30
5.86
5.85
5.80
5.78
5.37
5.35
5.32
5.26
5.23
6.15
6.15
6.12
1.24
0.21
[211c]
0.94
7.46
1.01
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (M Hz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
0.86
3
0.01
2
1
0
Espectro RMN 7: Espectro de RMN de 13C do composto [211c].
160
150
140
130
120
100
90
80
Chemical Shift (ppm)
70
60
50
40
12.88
15.99
21.72
19.63
24.43
26.00
110
30
20
10
0.65
12.71
29.47
43.57
41.08
37.55
40.35
36.97
56.39
55.25
52.16
125.69
124.61
119.64
120.53
128.28
132.08
129.80
136.30
143.23
138.60
[2 11 c]
32.48
A lexs and ro S T T E N O 1 1 c dc l3 s et28aaaC
F :\A lexs an dro\R M N _ G E M IN I\R M N _2 00 4\s et2 8aaaC
13 C
N u m b er o f T ra n sie n ts
50 00
16 38 4
P u ls e S eq u en c e
s 2p ul
S w e ep W id th (H z )
20 00 0.0 0
51.79
0.80 00
C om m ent
S ep 2 8 20 04
F ile N am e
75 .4 6
N u cle u s
16 00 0
P o in ts C o u n t
C H LO R O F O R M -D
35 .0 00
77.93 77.51
77.09
A c q u isitio n T im e (s ec )
D a te
F re q u en c y (M H z )
O rig in a l P o in ts C o u n t
So lve n t
T em p eratu re (d eg ree C )
0
13
Espectro RMN 8: Espectro de RMN de C do composto [211c].
345
Apêndice
Cromat+EM 3: Cromatograma e espectro de massas do composto [211d].
2.6667
Comment
Jan 23 2005
File Name
300.07
Nucleus
16000
Points Count
CHLOROFORM-D
21.000
Alexsandro "F1118STA" cdcl3/bb5old jan24aaaH
F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\jan24aaaH
1H
Number of Transients 16
16384
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
6000.00
7.46
0.23
2.44
1.04
0.93
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (MHz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
0.07
8.5
8.0
7.5
0.02
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
Chemical Shift (ppm)
3.0
0.16
2.5
0.38
2.0
1.5
0.84
1.25
1.29
1.27
0.04
1.65
1.61
2.95
2.53
2.49
1.78
1.77
1.77
1.75
5.36
5.29
5.26
5.24
5.44
5.41
5.39
7.40
7.29
7.27
7.23
[211d]
0.25
1.0
0.01
0.5
0
-0.5
Espectro RMN 9: Espectro de RMN de 1H do composto [211d].
346
Apêndice
0.8000
Jan 23 2005
75.46
16000
CHLO RO FORM-D
21.000
Comment
File Name
Nucleus
Points Count
Alexsandro "F1118ST A" cdcl3/bb5old jan24aaaC
F:\Alexsandro\RMN_G EMINI\RMN_2005\jan24aaaC
Number of Transients
13C
5000
Pulse Sequence
16384
s2pul
Sweep Width (Hz)
20000.00
140
130
120
110
100
90
80
70
Chemical Shift (ppm)
60
50
40
30
12.71
21.54
19.47
24.47
12.56
28.24
56.66
56.21
[211d]
44.96
42.97 40.98
40.40
38.33
29.50
25.86
32.35
51.71
125.67
123.51
129.78
138.76
150
135.70
141.09
160
77.87
77.45
77.03
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (M Hz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
20
10
0
Espectro RMN 10: Espectro de RMN de 13C do composto [211d].
Cromat+EM 4: Cromatograma e espectro de massas do composto [211].
347
Apêndice
Comment
File Name
Nucleus
Points Count
Alexsandro F1118SAH cdcl3/tri_res mar28aaaH
F:\Alexsandro\RMN_INO VA\RMN_2005\mar28aaaH
Number of Transients
1H
16
Pulse Sequence
32768
s2pul
Sweep Width (Hz)
10000.00
0.72
3.2768
Mar 28 2005
499.89
32768
CHLO RO FORM-D
25.000
0.87
0.89
2.24
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (M Hz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
0.04
8.0
7.5
0.03
0.04
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
Chemical Shift (ppm)
3.0
0.63
1.55 1.41
1.40
1.20
1.07
2.67
2.32
2.30
2.29
2.17
2.15
1.73
1.70
2.80
2.78
2.77
7.23
7.22
7.10
7.04
7.02
1.59
7.28
0.99
0.98
[211]
0.89
2.5
2.0
1.5
0.00
1.0
0.5
0
Espectro RMN 11: Espectro de RMN de 1H do composto [211].
Comment
File Name
Nucleus
Points Count
Alexsandro F1118SAH cdcl3/tri_res mar28aaaC
F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2005\mar28aaaC
13C
Number of Transients
5000
65536
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
33955.86
240
220
200
180
160
140
120
100
Chemical Shift (ppm)
80
60
40
19.81
26.00 27.22
45.83 44.44
37.86
36.15
33.91 29.11
40.02
56.24
55.61
127.13 125.20
123.05
140.66
136.33
[211]
19.02
18.73
11.98
1.0400
Mar 28 2005
125.71
35314
CHLOROFORM-D
25.000
77.25
76.99
76.74
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (M Hz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
20
0
-20
Espectro RMN 12: Espectro de RMN de 13C do composto [211].
348
Apêndice
Cromat+EM 5: Cromatograma e espectro de massas do composto [251].
2.6667
Comment
Sep 23 2004
File Name
300.07
Nucleus
16000
Points Count
CHLOROFORM-D
22.000
Alexsandro stgenona cdcl3 set23aasH
F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2004\set23aasH
1H
Number of Transients 16
16384
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
6000.00
1.01
0.93
1.38
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (MHz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
0.01
8.0
7.5
0.02
7.0
6.5
6.0
0.02
5.5
5.0
0.07 0.06
4.5
4.0
3.5
3.0
Chemical Shift (ppm)
2.5
2.0
0.20
1.19
2.58
2.57
2.55
2.25
2.23
2.20
1.89
1.75
1.73
1.72
1.59 1.70
5.92
5.39
5.36
5.34
5.31
5.26
5.23
5.21
5.18
1.04
7.46
1.23
[251]
O
0.77
1.5
0.01
1.0
0.5
0
-0.5
Espectro RMN 13: Espectro de RMN de 1H do composto [251].
349
Apêndice
0 .8 0 0 0
C om m ent
S ep 2 3 2 0 0 4
F ile N a m e
7 5 .4 6
N u c le u s
16000
P o in ts C o u n t
C H L O R O F O R M -D
3 5 .0 0 0
A lexs an d ro s tg en on a c d c l3 s et2 3 aas C
F :\A lexs an d ro\R M N _ IN O V A \R M N _ 2 0 0 4 \s et2 3 aas C 1
13C
5000
N u m b e r o f T r a n s ie n ts
16384
s2pul
P u ls e S e q u e n c e
2 0 0 0 0 .0 0
S w e e p W id th (H z )
12.87
12.77
24.86
21.70
33.53
19.60
18.01
29.45
41.03
39.19
26.00
56.53
54.38
51.79
129.85
171.94
199.87
200
42.84
[2 5 1 ]
O
56.45
77.95
77.53
77.09
138.49
124.15
32.46
A c q u is itio n T im e (s e c )
D a te
F re q u e n c y (M H z )
O r ig in a l P o in ts C o u n t
S o lv e n t
T e m p e r a tu re (d e g r e e C )
180
160
140
120
100
Chemical Shift (ppm)
80
60
40
20
0
Espectro RMN 14: Espectro de RMN de 13C do composto [251].
Cromat+EM 6: Cromatograma e espectro de massas do composto [252].
350
Apêndice
2.6667
Comment
Jul 4 2005
File Name
300.07
Nucleus
16000
Points Count
CHLOROFORM-D
20.000
Alexsandro "2MStona2" cdcl3/bb5old jul04aaaH
F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\jul04aaaH
1H
Number of Transients 16
16384
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
6000.00
1.32
1.23
1.21
1.41
0.93
1.01
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (MHz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
[252]
0.00
0.01
7.0
6.5
6.0
0.00 0.02
5.5
0.05
5.0
4.5
4.0
3.5
Chemical Shift (ppm)
3.0
1.13
0.20
0.90
2.62
2.48
2.47
2.46
2.25
2.23
2.21
2.18
2.17
1.77
1.75
1.59 1.73
1.64
5.90
5.89
5.39
5.36
5.34
5.31
5.26
5.23
5.21
5.18
7.46
1.03
O
0.86
2.5
2.0
0.00
1.5
1.0
0.5
Espectro RMN 15: Espectro de RMN de 1H do composto [252].
0.80 00
C om m ent
Ju l 4 20 05
F ile N am e
75 .4 6
N u cle u s
16 00 0
P o in ts C o u n t
C H LO R O F O R M -D
20 .0 00
A les s an dro c dc l3 2 M S T O N A 2 jul0 4aaaC
F :\A lexs an dro\R M N _ G E M IN I\R M N _2 00 5\ju l0 4aaaC
13 C
N u m b er o f Tra n sien ts
50 00
16 38 4
P u lse Se q u en c e
s2 pu l
Sw ee p W id th (H z)
20 00 0.00
200
180
160
140
120
100
Chemical Shift (ppm)
80
60
12.58
12.67
17.98
21.30
35.90
45.51
56.42
54.65
123.75
202.24
129.86
138.55
40.89
37.44
51.66
[252 ]
O
32.30
29.27
25.83
21.51
77.87
77.01
A c q u isitio n Tim e (s ec )
D a te
F re q u en c y (M H z)
O rig in a l P o in ts C o u n t
So lve n t
T em p eratu re (d eg ree C )
40
20
0
Espectro RMN 16: Espectro de RMN de 13C do composto [252].
351
Apêndice
Cromat+EM 7: Cromatograma e espectro de massas do composto [252a].
A lexsandro F12mston cdcl3 fev11aaaH
F:\Alexsandro\R M N _IN O V A\R MN _2005\fev11aaaH
1H
Num ber of Transients
32
16384
Pulse Sequence
s2pul
Sw eep W idth (Hz)
6000.00
1.01
0.93
2.6667
C om m ent
Feb 11 2005
File Nam e
300.07
Nucleus
16000
Points C ount
C H LO RO FO R M -D
19.000
1.23
1.48
1.37
1.31
Acquisition Tim e (sec)
Date
Frequency (M H z)
O riginal P oints C ount
Solvent
Tem perature (degree C)
[252a]
8.0
7.5
0.01
7.0
6.5
6.0
0.02
5.5
0.01 0.04
5.0
4.5
4.0
3.5
Chemical Shift (ppm)
3.0
2.5
0.20
1.22
1.10
2.45
2.44
2.22
2.01
1.90
1.75
1.73
1.59 1.72
5.87
0.01
5.39
5.36
5.34
5.31
5.26
5.23
7.47
O
0.76
2.0
1.5
0.00
1.0
0.5
0
1
Espectro RMN 17: Espectro de RMN de H do composto [252a].
352
Apêndice
F :\A lex s a n d ro \R M N _ IN O V A \R M N _ 2 0 0 5 \f e v1 1 aa a C
13C
5000
N u m b e r o f T r a n s ie n ts
65536
s2pul
P u ls e S e q u e n c e
3 3 9 5 5 .8 6
S w e e p W id th (H z )
12.24
26.81
31.87
41.04
32.85
51.23
50.61
42.40
56.53
121.54
129.42
138.13
204.72
21.10
[2 5 2 a ]
O
18.98
20.62
77.27
F eb 1 1 2 0 0 5
F ile N a m e
1 2 5 .7 1
N u c le u s
35314
P o in ts C o u n t
C H L O R O F O R M -D
2 5 .0 0 0
77.02
76.76
D a te
F r e q u e n c y (M H z )
O r ig in a l P o in ts C o u n t
S o lv e n t
T e m p e ra tu re (d e g re e C )
200
180
160
140
120
100
Chemical Shift (ppm)
80
60
40
20
0
Espectro RMN 18: Espectro de RMN de 13C do composto [252a].
Cromat+EM 8: Cromatograma e espectro de massas do composto [253].
353
Apêndice
2.6667
Comment
Jul 19 2005
File Name
300.07
Nucleus
16000
Points Count
CHLOROFORM-D
18.000
Alexsandro "2MSTONAH" cdcl3/bb5old jul19aaaH
F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\jul19aaaH
1H
Number of Transients
32
16384
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
6000.00
1.06 1.21
1.22
0.90
1.27
1.01
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (M Hz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
[253]
O
0.01
8.5
8.0
7.5
0.02
7.0
6.5
6.0
5.5
0.00
5.0
4.5
4.0
3.5
Chemical Shift (ppm)
3.0
0.01
0.07
2.5
0.21
0.87
5.39
5.36
5.35
5.34
5.31
5.25
5.23
5.22
2.52
2.30
2.29
2.26
2.25
2.24
1.86 1.76
1.79 1.75
1.74
1.52 1.72
1.36 1.45
7.46
H
0.91
2.0
1.5
0.01
1.0
0.5
0
-0.5
Espectro RMN 19: Espectro de RMN de 1H do composto [253].
0.8000
Jul 19 2005
75.46
16000
CHLOROFORM-D
18.000
Comment
File Name
Nucleus
Points Count
Alexsandro "2MSTONAH" cdcl3/bb5old jul19aaaC
F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\jul19aaaC
13C
Number of Transients
5000
16384
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
20000.00
[253]
220
200
180
160
140
56.92
56.60
129.72
213.47
138.65
H
120
100
Chemical Shift (ppm)
80
60
51.79
48.60
45.37
41.73
41.07
40.39
29.37 32.48
O
40
26.00
21.80
19.60
15.23
12.87
77.09
77.93
77.51
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (M Hz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
20
0
Espectro RMN 20: Espectro de RMN de 13C do composto [253].
354
Apêndice
Cromat+EM 9: Cromatograma e espectro de massas do composto [135a].
Alex 2MSTENOP/cdcl3 ago07aaaH1
F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2005\ago07aaaH1
1H
Number of Transients 64
32768
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
10000.00
1.03
0.87
0.85
1.02
0.84
0.82
3.2768
Comment
Aug 7 2005
File Name
499.89
Nucleus
32768
Points Count
CHLOROFORM-D
25.000
0.68
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (MHz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
[135a]
0.01
0.00 0.02
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
0.66
0.65
0.56
0.54
0.52
0.02
5.19
5.17
5.16
5.14
5.05
5.03
5.02
7.28
1.97
1.97
1.68
1.67
1.67
1.66 1.56
1.55
1.54
1.29 1.53
1.22 1.27
1.26
0.89
H
1.02
4.5
4.0
3.5
3.0
Chemical Shift (ppm)
2.5
2.0
1.5
0.00
1.0
0.5
0
Espectro RMN 21: Espectro de RMN de 1H do composto [135a].
355
Apêndice
1.0400
Comment
Aug 7 2005
File Name
125.71
Nucleus
35314
Points Count
CHLOROFORM-D
25.000
Alex 2MSTENOP/cdcl3 ago07aaaC1
F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2005\ago07aaaC1
13C
Number of Transients
20000
65536
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
33955.86
77.25
77.00
76.74
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (MHz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
144
136
128
120
112
104
96
88
80
72
64
Chemical Shift (ppm)
56
48
40
32
24
16
12.25
13.03
56.74
129.14
138.44
H
54.83
51.24
47.91
46.72
42.51
40.54
40.03
35.41
31.89
28.95
27.90
25.42
21.18
21.09
18.98
[135a]
8
Espectro RMN 22: Espectro de RMN de 13C do composto [135a].
Cromat+EM 10: Cromatograma e espectro de massas do composto [135].
356
Apêndice
Alexsandro 2MSTANO cdcl3 mai15aaaH
F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2006\mai15aaaH
1H
Number of Transients 16
32768
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
10000.00
0.93
[135]
0.00
0.65
0.56
0.54
0.51
0.02
7.28
1.99
1.99
1.96
1.68
1.67
1.66
1.32
1.28
1.26
1.26
1.14 1.25
H
7.5
0.84
0.83
0.78
0.66
3.2768
Comment
May 15 2006
File Name
499.89
Nucleus
32768
Points Count
CHLOROFORM-D
25.000
0.86
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (MHz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
0.01
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
Chemical Shift (ppm)
2.5
1.03
2.0
1.5
1.0
0.5
0
-0.5
Espectro RMN 23: Espectro de RMN de 1H do composto [135].
0.96 50
C o m m en t
M ay 15 2 00 6
F ile N a m e
12 5.71
N u cleu s
32 76 8
P o in ts C o u n t
C H LO R O F O R M -D
25 .0 00
A lexs and ro 2 M S T A N O c d c l3 m ai1 5aaaC
F :\A lexs and ro\R M N _IN O V A \R M N _ 20 06 \m ai15aaaC
1 3C
N u m b e r o f T ran s ien ts
5 00 0
3 27 68
P u lse S e q u en ce
s 2 pu l
Sw ee p W id th (H z )
3 39 55 .86
128
120
112
104
96
88
80
72
64
Chemical Shift (ppm)
56
48
40
32
11.99
12.10
13.04
40.12
36.56
42.61
136
26.07
36.19
47.91
46.71
45.84
56.64
56.19
54.79
H
32.20
[1 3 5]
33.94
29.19
27.90
24.24
23.27
23.07
19.05
77.27
77.01
76.76
A c q u isitio n T im e (s ec )
D a te
F re q u en c y (M H z )
O rig in a l P o in ts C o u n t
So lve n t
T em p eratu re (d eg ree C )
24
16
8
0
13
Espectro RMN 24: Espectro de RMN de C do composto [135].
357
Apêndice
Comment
2.6667
File Name
Jan 21 2005
Nucleus
300.07
Points Count
16000
CHLO RO FORM-D
21.000
Alexsandro F34MESPh cdcl3 jan21aaaH
F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\jan21aaaH
Number of Transients
1H
16
Pulse Sequence
16384
s2pul
Sweep Width (Hz)
6000.00
1.01
0.92
1.36
7.46
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (M Hz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
0.07
9
8
0.01
7
6
0.03
5
Chemical Shift (ppm)
0.03 0.07
4
3
1.33
2.91
2.86
2.63
2.61
2.59
2.58
2.22
2.20
2.17
1.75
1.74
1.45 1.72
5.34
5.31
5.26
5.23
7.59
7.57
7.44
7.41
7.39
5.50
S
1.06
4.07
CH 2
10
0.21
[254]
O
0.67
2
0.01
1
0
Espectro RMN 25: Espectro de RMN de 1H do composto [254].
1.0400
Jan 28 2005
125.71
35314
C H LO RO FO R M -D
25.000
C om m ent
File Nam e
Nucleus
Points C ount
Alexsandro F34M ESP h cdcl3/bb105 jan28aaaC
F:\A lexsandro\R M N _IN O VA \R M N _2005\jan28aaaC
13C
Num ber of Transients
5000
65536
Pulse Sequence
s2pul
Sw eep W idth (H z)
33955.86
240
220
200
180
17.91
12.16
51.24
136.53
168.37
197.07
S
35.18
31.88
24.16
19.00
CH 2
42.26
39.47
138.14
[254]
O
55.98
54.19
126.48
130.99
77.29
77.04
76.78
128.71
Acquisition Tim e (sec)
Date
Frequency (M H z)
O riginal P oints C ount
Solvent
Tem perature (degree C)
160
140
120
100
Chemical Shift (ppm)
80
60
40
20
0
-20
Espectro RMN 26: Espectro de RMN de 13C do composto [254].
358
Apêndice
Cromat+EM 11: Cromatograma e espectro de massas do composto [255].
2.6667
Comment
Sep 29 2005
File Name
300.07
Nucleus
16000
Points Count
CHLOROFORM-D
21.000
Alexsandro f44mstol cdcl3/bb5old set29aaaH1
F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\set29aaaH1
1H
Number of Transients
16
16384
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
6000.00
0.87
1.01
1.03
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (MHz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
7.5
0.04
7.0
6.5
6.0
5.5
2.26
2.23
2.17
1.92
1.91
1.89
1.75
1.73
1.70
1.46
1.24
1.17
3.32
3.31
3.29
3.27
3.25
5.38
5.36
5.33
5.31
5.24
5.21
5.19
5.16
7.46
0.00
0.01
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
Chemical Shift (ppm)
0.93
2.5
2.0
1.5
0.20
H
CH3
0.82
0.78
0.77
1.06
1.22
[255]
HO
0.00
1.0
0.5
0
-0.5
Espectro RMN 27: Espectro de RMN de 1H do composto [255].
359
Apêndice
0.8000
Sep 29 2005
75.46
16000
CHLOROFORM-D
21.000
Comment
File Name
Nucleus
Points Count
Alexsandro f44mstol cdcl3/bb5old set29aaaC1
F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\set29aaaC1
13C
Number of Transients 5000
16384
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
20000.00
136
128
36.45
32.67
42.84 40.95
40.42
39.66
57.08
56.52
129.64
138.81
144
51.66
51.39
H
CH3
15.57
[255]
HO
35.29
31.50
29.42
25.84
24.63
21.56
19.42
32.31
77.03
12.67
77.87
77.45
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (MHz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
120
112
104
96
88
80
72
64
Chemical Shift (ppm)
56
48
40
32
24
16
8
0
Espectro RMN 28: Espectro de RMN de 13C do composto [255].
Cromat+EM 12: Cromatograma e espectro de massas do composto [255a].
360
Apêndice
3.2768
Comment
Sep 29 2005
File Name
499.89
Nucleus
32768
Points Count
CHLOROFORM-D
25.000
alex F24MStol cdcl3/bb105 set29aaaH
F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2005\set29aaaH
1H
Number of Transients 16
32768
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
10000.00
0.99
1.08
0.81
0.70
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (MHz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
[255a]
O
8.0
7.5
0.02
7.0
6.5
6.0
5.5
0.69
0.67
0.66
2.44
2.31
2.30
2.05
2.03
1.69
1.67
1.56
1.55
1.37
1.23 1.18
1.16
5.18
5.16
5.15
5.13
5.04
5.03
5.01
5.00
7.28
0.01
0.94
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
Chemical Shift (ppm)
2.5
2.0
1.5
0.01
H
CH3
0.00
1.0
0.5
0
-0.5
Espectro RMN 29: Espectro de RMN de 1H do composto [255a].
alex F24MStol cdcl3/bb105 set29aaaC
F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2005\set29aaaC
13C
Number of Transients
5000
65536
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
33955.86
51.24
56.42
56.03
H
213.77
CH3
129.28
138.29
[255a]
O
45.06
42.42
39.82
36.36
28.98 31.88
25.42
24.27
21.18
18.99
12.71
12.26
11.51
1.0400
Comment
Sep 29 2005
File Name
125.71
Nucleus
35314
Points Count
CHLOROFORM-D
25.000
77.28
77.03
76.77
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (M Hz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
200
180
160
140
120
100
Chemical Shift (ppm)
80
60
40
20
0
Espectro RMN 30: Espectro de RMN de 13C do composto [255a].
361
Apêndice
Cromat+EM 13: Cromatograma e espectro de massas do composto [139a].
2.6667
Comment
Feb 7 2006
File Name
300.07
Nucleus
16000
Points Count
CHLOROFORM-D
20.000
Alexsandro F14MSTEN cdcl3 fev07aaaH
F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2006\fev07aaaH
1H
Number of Transients 64
16384
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
6000.00
1.00
0.99
1.01
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (MHz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
0.87
[139a]
1.23
1.07
H
7.5
0.01
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
0.82
0.93
4.5
4.0
3.5
3.0
Chemical Shift (ppm)
2.5
2.0
1.5
0.28
0.86
0.86
2.27
2.17
2.16
1.87
1.86
1.85
1.75
1.73
1.72
1.70
1.68
5.39
5.37
5.34
5.31
5.25
5.22
5.20
5.17
0.01
0.21
7.46
CH3
0.01
1.0
0.5
0
-0.5
Espectro RMN 31: Espectro de RMN de 1H do composto [139a].
362
Apêndice
0.8000
Comment
Feb 7 2006
File Name
75.46
Nucleus
16000
Points Count
CHLOROFORM-D
20.000
Alexsandro F14MSTEN cdcl3 fev07aaaC
F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2006\fev07aaaC
13C
Number of Transients
5000
16384
Pulse Sequence
s2pul
Sweep W idth (Hz)
20000.00
77.90
77.48
77.06
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (M Hz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
[139a]
H
144
136
57.36
55.40
51.78
41.07
40.64
39.45
37.13
32.85
32.46
31.88
29.55
24.87
22.49
21.65
21.56
21.15
19.57
13.87
12.82
129.56
138.83
CH3
128
120
112
104
96
88
80
72
64
Chemical Shift (ppm)
56
48
40
32
24
16
8
0
Espectro RMN 32: Espectro de RMN de 13C do composto [139a].
Cromat+EM 14: Cromatograma e espectro de massas do composto [139].
363
Apêndice
Comment
3.2768
File Name
May 9 2006
Nucleus
499.89
Points Count
32768
CHLO RO FORM-D
25.000
Alexsandro 4MST ANO cdcl3/tri-res mai09aaaH
F:\Alexsandro\RMN_INO VA\RMN_2006\mai09aaaH
Number of Transients
1H
16
Pulse Sequence
32768
s2pul
Sweep W idth (Hz)
10000.00
0.86
0.66
0.81
0.09
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (M Hz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
[139]
0.93
H
0.01
0.65
0.64
0.63
0.10
0.02
1.69
1.69
1.68
1.49
1.33
1.28
1.27
1.26
1.24
1.99
1.96
7.28
CH3
0.92
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
Chemical Shift (ppm)
2.5
2.0
1.5
0.07
1.0
0.06
0.5
0
1
Espectro RMN 33: Espectro de RMN de H do composto [139].
0.9650
M ay 10 2006
125.71
32768
C H LO RO FO R M -D
25.000
Com m ent
File Nam e
Nucleus
Points C ount
A lexsandro 4M ST AN O cdcl3/tri-res m ai09aaaC
F:\Alexsandro\R M N _IN O V A\R M N _2006\m ai09aaaC
13C
Num ber of Transients
5000
32768
P ulse Sequence
s2pul
Sw eep W idth (H z)
33955.86
77.26
77.01
76.76
Acquisition Tim e (sec)
Date
Frequency (M H z)
O riginal P oints C ount
Solvent
Tem perature (degree C)
136
128
120
112
104
96
88
80
72
64
Chemical Shift (ppm)
56
48
40
32
24
16
1.03
13.28
11.99
45.84
40.18
38.88
36.58
36.19
35.11
56.71
56.19
54.80
53.50
CH3
29.14 31.30
28.32
24.30
21.91
20.60
18.74 19.05
[139]
H
8
0
Espectro RMN 34: Espectro de RMN de 13C do composto [139].
364
Apêndice
Cromat+EM 15: Cromatograma e espectro de massas dos compostos [256b] e [256b1].
365
Apêndice
3.2768
Comment
Feb 10 2004
File Name
499.89
Nucleus
32768
Points Count
CHLOROFORM-D
25.000
Alexandro ERGOREDTK/cdcl3 fev10aaaH2
F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2004\fev10aaaH2
1H
Number of Transients 32
32768
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
10000.00
[256b1]
0.01
0.03
7.0
6.5
6.0
5.5
0.02
5.0
4.5
0.08
0.70
2.18
2.02
1.86
1.85
1.82
1.78
1.42
1.68 1.41
1.55 1.39
1.27
1.25
1.23
1.04
3.72
3.64
3.63
3.62
3.61
3.60
3.59
3.59
3.58
5.22
5.20
5.20
5.18
5.17
5.17
0.56
H
0.01
HO
[256b]
H
0.93
HO
0.94
0.88
0.86
0.80
7.28
0.54
0.81
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (MHz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
0.97
4.0
3.5
3.0
Chemical Shift (ppm)
2.5
2.0
1.5
1.0
0.5
0
Espectro RMN 35: Espectro de RMN de 1H dos compostos [256b] e [256b1].
1.0400
Comment
Feb 10 2004
File Name
125.71
Nucleus
35314
Points Count
CHLOROFORM-D
25.000
Alexandro ERGOREDTK/cdcl3 fev10aaaC2
F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2004\fev10aaaC2
13C
Number of Transients 5000
65536
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
33955.86
128
120
112
104
96
88
80
72
64
Chemical Shift (ppm)
56
48
40
32
24
16
11.82
15.42
31.45
30.68
29.64
27.89
21.53
20.50
19.01
17.57
37.97
37.13
49.43
56.00
43.35
135.64
136
131.85
139.58
144
34.18 36.61
[256b1]
40.24
H
55.01
HO
[256b]
117.39
H
71.03
HO
77.25
76.99
76.74
13.02
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (MHz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
8
Espectro RMN 36: Espectro de RMN de 13C dos compostos [256b] e [256b1].
366
Apêndice
Cromat+EM 16: Cromatograma e espectro de massas dos compostos [256c] e [256c1].
367
Apêndice
2.6667
Comment
Jul 2 2003
File Name
300.07
Nucleus
16000
Points Count
CHLOROFORM-D
60.000
Alexsandro ACTEGR1P jul02aaaH1
F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2003\jul02aaaH1
1H
Number of Transients 16
16384
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
6000.00
O
H3C
[256c1]
C O
H
5.35
2.41
7.46
H
2.02
1.83
1.78
1.63
1.52
1.39 1.15
1.13
1.22
1.10 1.07
[256c]
C O
0.01
0.01
7.5
7.0
6.5
6.0
0.01
5.5
0.02
5.0
4.5
4.0
3.5
Chemical Shift (ppm)
3.0
0.21
O
H3C
1.00
0.98
0.91
1.04
2.23
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (MHz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
0.90
2.5
2.0
0.01
1.5
1.0
0.5
Espectro RMN 37: Espectro de RMN de 1H dos compostos [256c] e [256c1].
0.8405
Com m ent
Jul 2 2003
File Nam e
75.46
Nucleus
16000
Points C ount
C H LO RO FO R M -D
60.000
Alexsandro AC T EG R 1P jul02aaaC 1
F:\Alexsandro\R MN _G EMIN I\R MN _2003\jul02aaaC 1
13C
Num ber of Transients
5000
16384
Pulse Sequence
s2pul
Sw eep W idth (H z)
19036.70
C
O
H
8
O
[256c]
H 3C
C
7
O
H
[256c 1 ]
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
Chemical Shift (ppm)
70
60
50
40
30
20
16.09
13.38
12.59
42.88
117.54
59.05
57.28
54.02
49.77
47.64
74.19
H
126.51
[256c 2 ]
H 3 C C OO
143.16
170.95
14
8
39.71
37.37
35.42
32.15
30.16
28.90
29.39
28.01
21.13
22.50
18.88
18.28
H 3C
7
44.67
8
O
77.95
77.52
77.10
Acquisition Tim e (sec)
Date
Frequency (M H z)
O riginal Points C ount
Solvent
Tem perature (degree C)
10
Espectro RMN 38: Espectro de RMN de 13C dos compostos [256c], [256c1] e [256c2].
368
Apêndice
Cromat+EM 17: Cromatograma e espectro de massas dos compostos [256d1], [256b] e [256b1].
369
Apêndice
Cromat+EM 18: Cromatograma e espectro de massas dos compostos [256e] e [256e1].
370
Apêndice
2.6667
Comment
Mar 15 2005
File Name
300.07
Nucleus
16000
Points Count
CHLOROFORM-D
20.000
Alexsandro "R3LK" cdcl3/bb5old mar15aaaH
F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\mar15aaaH
1H
Number of Transients
16
16384
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
6000.00
0.76
1.21
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (M Hz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
[256e 1]
5.40
5.38
5.36
2.63
2.61
2.58
2.49
2.45
2.44
2.30
2.42
2.22
7.46
2.02
1.99
1.66
1.61
1.58
1.47
1.45 1.23
H
0.01
0.03
7.0
6.5
6.0
5.5
0.02
5.0
4.5
4.0
3.5
Chemical Shift (ppm)
3.0
0.51
2.5
0.19
O
H
1.12 1.04
0.99
0.77 0.97
[256e]
O
0.35
2.0
1.5
0.06
1.0
0.00
0.5
Espectro RMN 39: Espectro de RMN de 1H dos compostos [256e] e [256e1].
0.8000
Comment
Mar 15 2005
File Name
75.46
Nucleus
16000
Points Count
CHLOROFORM-D
20.000
Alexsandro "R3LK" cdcl3/bb5old mar15aaaC
F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\mar15aaaC
13C
Number of Transients
5000
16384
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
20000.00
45.24
12.51
18.22
16.07
55.48
49.43
56.58
132.37
139.85
212.01
43.43
[256e1]
H
77.95
77.53
77.11
O
117.41
[256e]
H
139.91
O
37.20
32.07 34.98
30.66
28.50
23.56 21.12
44.79
39.35
38.67
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (M Hz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
200
180
160
140
120
100
Chemical Shift (ppm)
80
60
40
20
Espectro RMN 40: Espectro de RMN de 13C dos compostos [256e] e [256e1].
371
Apêndice
Comment
3.2768
File Name
Apr 29 2005
Nucleus
499.89
Points Count
32768
CHLO RO FORM-D
25.000
1.01
0.85 0.79
0.79
0.78
0.57
0.56
H
3.51
3.50
3.40
3.38
5.21
5.20
5.19
5.17
0.01
0.04
7.0
6.5
6.0
5.5
1.03
[256f 1 ]
[256f]
0.01
5.0
4.5
4.0
3.5
Chemical Shift (ppm)
0.00
H3 C-CH 2-O
2.26
2.24
1.86
1.84
1.83
1.73
1.63 1.26
1.50 1.25
1.37 1.24
1.16
H3 C-CH 2-O
2.43
2.42
2.29
7.27
H3 C-CH 2-O
H
0.53
H3 C-CH 2-O
Luzia acergot cdcl3/bb105 abr29lukH
F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\abr29lukH
Number of Transients
1H
8
Pulse Sequence
32768
s2pul
Sw eep W idth (Hz)
10000.00
0.94
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (M Hz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
1.32
3.0
2.5
2.0
0.00
1.5
1.0
0.5
0
Espectro RMN 41: Espectro de RMN de 1H dos compostos [256f] e [256f1].
200
180
160
140
80
11.90
55.99
120
100
Chemical Shift (ppm)
49.28
139.66
[256f1]
56.02
H
117.45
H3 C-CH2-O
100.17
139.54
135.56
131.96
[256f]
H3 C-CH2-O
39.42
H
H3 C-CH2-O
12.45
38.77
38.12
34.39 36.62
30.69
27.91
21.71
19.02
15.44
77.29
77.03
76.78
H3 C-CH2-O
48.85
44.24
42.86
Luzia acergot cdcl3/bb105 abr29lukC
F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\abr29lukC
13C
Number of Transients
5000
65536
Pulse Sequence
s2pul
Sweep Width (Hz)
33955.86
54.92
1.0400
Comment
Apr 29 2005
File Name
125.71
Nucleus
35314
Points Count
CHLOROFORM-D
25.000
116.95
Acquisition Time (sec)
Date
Frequency (M Hz)
Original Points Count
Solvent
Temperature (degree C)
60
40
20
0
13
Espectro RMN 42: Espectro de RMN de C dos compostos [256f] e [256f1].
372
Apêndice
Tabela 22: Compostos detectados e identificados (*) na fração neutra saturada
Pico
Nome do composto
Fórmula
Molecular
Massa
Molar
25
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
Nordrimano
Nordrimano rearranjado
Eudesmano
Drimano rearranjado
Drimano rearranjado
8β-(H)-Drimano
Drimano rearranjado
Homodrimano (rearranj.)
Homodrimano (rearranj.)
Homodrimano (rearranj.)
8β-(H)-Homodrimano
C14H26
C14H26
C15H28
C15H28
C15H28
C15H28
C15H28
C16H30
C16H30
C16H30
C16H30
194
194
208
208
208
208
208
222
222
222
222
36
37
38
39
40
41
42
43
44
45
Tricíclico C20
Tricíclico C21
Tricíclico C22
Tricíclico C23
Tricíclico C24
Tricíclico C25
Tricíclico C26 (S e R)
Tetracíclico em C24
Tricíclico C28 (S e R)
Tricíclico C29 (S e R)
C20H36
C21H38
C22H40
C23H42
C24H44
C25H46
C26H48
C24H42
C28H52
C29H54
276
290
304
318
332
346
360
330
388
402
46
47
48(a,b)
49a
49b
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59-60
61-62
63-64
18α(Η)-22,29,30-trisnorneohopano (Ts).
17α(Η)-22,29,30-trisnorhopano (Tm).
Tricíclico C31 (S e R)
17α(Η),18α(Η), 21β-28,30-bisnorhopano17α(Η),21β(Η)-25-norhopano
17α(Η),21β(Η)-30-norhopano
17β(Η),21α(Η)-normoretano
17α(Η),21β(Η)-30-hopano
17β(Η),21α(Η)-30-moretano
Tricíclico C34
17α(Η),21β(Η)-homohopano (22S+22R)
Gamacerano
17β,21α-homomoretano
17α,21β-bishomohopano (22S+22R)
17α,21β-trishomohopano (22S+22R)
17α,21β-tetrakishomohopano (22S + 22R)
17α,21β-pentakishomohopano (22S + 22R)
C27H46
C27H46
C31H58
C28H48
C29H50
C29H50
C29H50
C30H52
C30H52
C34H64
C31H54
C30H52
C31H54
C32H56
C33H58
C34H60
C35H62
370
370
430
384
398
398
398
412
412
466
426
412
426
440
454
468
482
65a
65b
65
66
66a
66b
67
C21 – pregnano
C21 – pregnano
C21 – pregnano
C22 – homopregnano
C22 – homopregnano
C22 – homopregnano
13β(Η),17α(Η)−diacolestano (20S)
C21H36
C21H36
C21H36
C22H38
C22H38
C22H38
C27H48
288
288
288
302
302
302
372
373
Apêndice
78a
78
79
80
81
82
83
84
85
86
87
(*)
161
89
90
(*)
164
13β(Η),17α(Η)−diacolestano (20R)
13α(Η),17β(Η)−diacolestano (20R)
13β(Η),17α(Η)−diacolestano (20S)
13β(Η),17α(Η)-24-metildiacolestano (20R)
13α(Η),17β(Η)−24-metildiacolestano (20S)
C26 – Norcolestano
5α(Η),14α(Η), 17α(Η)−Colestano (20S)
Coprostano = (5β(Η),14α(Η),17α(Η)−Colestano)
C26 – norcolestano
5α(Η),14β(Η), 17β(Η)−colestano (20R)
C26 – norcolestano
5α(Η),14β(Η), 17β(Η)−colestano (20S ) +
13α(Η),17β(Η)−24-metildiacolestano (20R)
C26 – norcolestano
5α(Η),14α(Η), 17α(Η)−colestano (20R)
13β(Η),17α(Η)−24-etildiacolestano (20R)
Desconhecido
Desconhecido
Desconhecido
5α(Η),14α(Η), 17α(Η)−24-metilcolestano (20S)
5α(Η),14β(Η), 17β(Η)−24-metilcolestano (20R)
5α(Η),14β(Η), 17β(Η)−24-metilcolestano (20S)
5α(Η),14α(Η), 17α(Η)−24-metilcolestano (20R)
5α(Η),14β(Η), 17β(Η)−24-etilcolestano (20S)
5β(Η),14α(Η), 17α(Η)-estigmastano (20R)
5α(Η),14β(Η), 17β(Η)−24-etilcolestano (20R)
5α(Η),14β(Η), 17β(Η)−24-etilcolestano (20S)
5α(Η),14β(Η), 17β(Η)-estigmastano (20R)
C27H48
C27H48
C27H48
C28H50
C28H50
C26H46
C27H48
C27H48
C26H46
C27H48
C26H46
C27H48
C28H50
C26H46
C27H48
C29H52
---------------------------C28H50
C28H50
C28H50
C28H50
C29H52
C29H52
C29H52
C29H52
C29H52
372
372
372
386
386
358
372
372
358
372
358
372
386
358
372
400
---------------------------386
386
386
386
400
400
400
400
400
127
128
129
130
142
(*)
131
143
132
133
134
135
(*)
136
137
138
(*)
139
140
139
141
141
(*)
144
145
4α,23,24-trimetilcolestano (dinosterano)
4α,23,24-trimetilcolestano (dinosterano)
2α(CH3)-24-etilcolestano (20S ou 20R)
Desconhecido
4α,23,24-trimetilcolestano (dinosterano)
5β(H),14α(H),17α(H)-3α(metil)-estigmastano (20R)
4α,23,24-trimetilcolestano (dinosterano)
2α(CH3)-24-etilcolestano (20S ou 20R)
2α(CH3)-24-etilcolestano (20S ou 20R)
3β(CH3)-24-etilcolestano (20S ou 20R)
5α(H),14α(H),17α(H)-2α(metil)-estigmastano (20R)
5α(H),14α(H),17α(H)-3β(metil)-estigmastano (20R)
4α(CH3)-24-etilcolestano (20S ou 20R)
4α(CH3)-24-etilcolestano (20S ou 20R)
5α(H),14α(H),17α(H)-4α(metil)-estigmastano (20R)
4α,23,24-trimetilcolestano (dinosterano)
2α(CH3)-24-etilcolestano (20S ou 20R)
4α,23,24-trimetilcolestano (dinosterano)
3β(CH3)-24-etilcolestano (20S ou 20R)
5β(H),14α(H),17α(H)-3α(metil)-colestano (20R)
3-metil-colestano
C30H54
C30H54
C30H54
-------C30H54
C30H54
C30H54
C30H54
C30H54
C30H54
C30H54
C30H54
C30H54
C30H54
C30H54
C30H54
C30H54
C30H54
C30H54
C28H50
C28H50
414
414
414
-------414
414
414
414
414
414
414
414
414
414
414
414
414
414
414
386
386
68-69
70
71
72
73
74a
74
(*)
75
76a
76
77a
77
374
Apêndice
146
147
148
(*)
149
150
160
(*)
161
162
163
(*)
164
165
167
168
169
(*)
170
171
172
174
(*)
175
(*)
176
177
178
(*)
179
180
(*)
182
211
258
3-metil-colestano
3-metil-colestano
3-metil-colestano
5α(H),14α(H),17α(H)-3β(metil)-colestano (20R)
3-metil-colestano
3-metil-24-metil-colestano
5β(H),14α(H),17α(H)-3α(metil)-estigmastano (20R)
3-metil-24-metil-colestano
3-metil-24-etil-colestano
5α(H),14α(H),17α(H)-3β(metil)-estigmastano (20R)
3-etil-colestano
3-etil-colestano
3-etil-colestano
3-etil-colestano
5α(H),14α(H),17α(H)-3β(etil)-colestano (20R)
3-etil-24-metil-colestano
3-etil-24-etil-colestano
3-etil-24-etil-colestano
5α(H),14α(H),17α(H)-3β(etil)-estigmastano (20R)
5β(H),14α(H),17α(H)-3α(propil)-colestano (20R)
3-etil-24-metil-colestano
3-etil-24-metil-colestano
5α(H),14α(H),17α(H)-3β(propil)-colestano (20R)
3-propil-24-metil-colestano
5α(H),14α(H),17α(H)-3β(propil)-estigmastano (20R)
(20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno
(20R,24R)-3-metil-5α(H)-ergosta-8,11,13(14)-trieno
C28H50
C28H50
C28H50
C28H50
C28H50
C29H52
C30H54
C29H52
C30H54
C30H54
C29H52
C29H52
C29H52
C29H52
C29H52
C30H54
C31H56
C31H56
C31H56
C30H54
C30H54
C30H54
C30H54
C31H56
C32H58
C29H46
C29H46
386
386
386
386
386
400
414
400
414
414
400
400
400
400
400
414
428
428
428
414
414
414
414
428
442
394
394
Tabela 23: Compostos detectados na fração ácida
Pico
Fórmula Molecular
Massa Molar
C12H24O2 a C30H60O2
C18H34O2
C21H42O2
C18H34O2
C21H36O2
C22H38O2
C21H36O2
C21H30O2
C20H26O2
C21H28O2
C22H30O2
C22H30O2
C22H30O2
C22H30O2
C21H28O3
214-466
282
326
282
320
334
320
314
298
312
326
326
326
326
328
Nome do composto
C12 – C30
183
183a
184
187
188
188a
189
190
191
192
193
194
195
196
Ácidos graxos lineares saturados (12 a 30 carbonos)
Ácido metil-cicloexano-undecanóico
Ácido 3,7,11,15-metil-hexadecanóico
Ácido cicloexil-dodecanóico
Ácido Tricíclico Saturado
Ácido Tricíclico Saturado
Ácido Tricíclico Saturado
Ácido Tricíclico Aromático no anel C
Ácido Tricíclico Aromático no anel C
Ácido Tricíclico Aromático no anel C
Ácido Tricíclico Aromático
Ácido Tricíclico Aromático no anel C
Ácido Tricíclico Aromático
Ácido Tricíclico Aromático
Ácido Tricíclico Aromático no anel C
375
Apêndice
197
200
201
202
203
204
205
206
207
208
209
210
211
212
213
214
215
216
217
218
219
220
221
222
Ácido Tricíclico Saturado
Ácido Pentacíclico C28
Ácido Pentacíclico C28
Ácido Pentacíclico C29
Ácido Pentacíclico C29
Ácido Pentacíclico C30
Ácido Pentacíclico C30
Ácido Pentacíclico C30
Ácido Pentacíclico C30
Ácido Pentacíclico C31
Ácido Pentacíclico C31
Ácido Pentacíclico C31
Ácido Pentacíclico C31
Ácido Pentacíclico C31
Ácido Pentacíclico C32
Ácido Pentacíclico C32
Ácido Pentacíclico C32
Ácido Pentacíclico C32
Ácido Pentacíclico C33
Ácido Pentacíclico C30
Ácido Pentacíclico C30
Ácido Pentacíclico C33
Ácido Pentacíclico C33
Ácido Pentacíclico C33
C24H42O2
C28H46O2
C28H46O2
C29H48O2
C29H48O2
C30H50O2
C30H50O2
C30H50O2
C30H50O2
C31H54O2
C31H54O2
C31H54O2
C31H54O2
C31H54O2
C32H56O2
C32H56O2
C32H56O2
C32H56O2
C33H58O2
C30H50O2
C30H50O2
C33H58O2
C33H58O2
C33H58O2
362
414
414
428
428
442
442
442
442
456
456
456
456
456
470
470
470
470
484
442
442
484
484
484
376