Apêndice B – Orientações para coleta de amostras
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Cap. III - ORIENTAÇÕES PARA COLETA, ACONDICIONAMENTO E
TRANSPORTE DE AMOSTRAS DE ANIMAIS AQUÁTICOS
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Parte integrante do Protocolo de Atendimento à Fauna Marinha do Instituto Mamíferos Aquáticos
A qualidade dos resultados laboratoriais são, em boa parte, consequência da
qualidade das amostras enviadas. Por esse motivo, o Instituto Mamíferos Aquáticos se
coloca a padronizar os procedimentos de coleta, acondicionamento, conservação e
transporte das amostras, como forma de garantir a realização dos exames e melhorar a
qualidade dos laudos.
Os protocolos aqui apresentados foram elaborados com base na experiência
institucional que testou e aprovou as melhores formas de realização, utilizando com
referencial técnico profissionais e laboratórios especializados, os quais serão
referenciados ao longo deste capítulo.
I) Padronização de tubos e coletores
a) Tubos
Para padronizar a coleta de sangue e facilitar a escolha no momento da coleta foi criado
um sistema de cores para identificar os anticoagulantes. Este sistema foi adotado
internacionalmente e deve ser seguido pelos fabricantes de tubos:
TAMPA VERMELHA: Sem anticoagulante, é utilizado na coleta de sangue para a
obtenção de soro para bioquímica e sorologia. Ex: Colesterol, ácido úrico, hormônios da
tireóide.
TAMPA ROXA: Contêm anticoagulante EDTA. Obtém-se sangue total para Hematologia.
Ex.: Hemograma e tipagem sanguínea.
TAMPA AZUL: Contém Citrato de sódio para a obtenção de plasma para provas de
coagulação.
TAMPA VERDE: Contém Heparina para obtenção de plasma.
TAMPA CINZA: Adicionado Fluoreto de sódio para a obtenção de plasma para a
determinação de glicose.
TAMPA AMARELA: o tubo contém gel que permite a separação do coágulo e do soro.
Utilizado para obtenção de soro para bioquímica e sorologia.
b) Swab com meio de transporte: utilizado para coleta de amostras para microbiologia.
c) Swab sem meio de transporte: utilizado para análise microbiológica e também para
coleta de material citológico (citologia vaginal).
d) Coletor universal: utilizado para urinálise, exames parasitológicos (coleta de fezes,
pelos e pele) e coleta de material para outras análises, como a histopatológica e
toxicológica.
e) Porta-lâminas: utilizados para o transporte seguro de lâminas para citologia,
hematologia, parasitologia, entre outras
II) ESFREGAÇO SANGUÍNEO

Colocar uma pequena gota de sangue na extremidade da lâmina.

Com uma segunda lâmina (extensora) colocar o seu rebordo livre contra a
superfície da primeira, em frente à gota de sangue, formando um ângulo de 45°.

Realizar um movimento para trás de modo que entre em contato com a gota de
sangue, pressionando-a até que a gota se espalhe por toda a borda da lâmina.

Impelir a lâmina, guardando sempre o mesmo ângulo, em um só movimento,
firme e uniforme, sem separar uma lâmina da outra. Forma-se então uma
delgada camada de sangue.
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Secar rapidamente ao ar, e enviar em porta-lâminas.
III) AMOSTRAS HEMATOLOGIA
a) Coleta:
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Velocidade de Hemossedimentação (VHS) e Teste de Combs devem ser coletadas
em tubos com EDTA (tampa roxa).
Amostras para testes de coagulação devem ser coletadas em tubos com tampa
azul, contendo Citrato e encaminhadas o quanto antes ao laboratório para
centrifugação e separação do plasma para análise.
Amostras para pesquisa de células LE devem ser coletadas em tubo sem
anticoagulante e encaminhadas imediatamente ao laboratório.
O jejum não é necessário.
Identifique as amostras de sangue com os dados de cada animal.
Antes de iniciar a punção, deixar o álcool usado na antissepsia secar.
Evitar usar agulhas de menor calibre; usar este tipo de material somente quando
a veia do paciente for fina, ou em casos especiais.
Evitar coletar sangue de área com hematoma ou equimose.
Tubos com volume insuficiente ou com excesso de sangue alteram a proporção
correta de sangue/anticoagulante, podendo levar a hemólise e resultados
incorretos.
Verificar se a agulha está bem adaptada à seringa para evitar a formação de
espuma.
Não puxar o êmbolo da seringa com muita força.
Descartar a agulha, passar o sangue deslizando cuidadosamente pela parede do
tubo.
Não espetar a agulha no tubo para transferência do sangue da seringa para o
tubo.
Para amostras coletadas com anticoagulante, homogeneizar a amostra
suavemente por inversão de 4 a 8 vezes e não chacoalhar o tubo.
b) Conservação:



O material coletado não deve ficar exposto a temperaturas muito elevadas ou
mesmo exposição direta à luz, para evitar hemólise e/ou degradação.
Se as amostras de sangue não puderem ser encaminhadas ao laboratório para
análise entre 2 a 3 horas após a coleta, estas deverão ser refrigeradas de 2°C a
8°C até o momento do recolhimento pelos funcionários do laboratório, não
podendo exceder 24 horas.
Não congelar as amostras de sangue para exame hematológico.
c) Transporte:


Para transporte, as amostras em tubos devem ser identificadas e transportado
de maneira adequada, utilizando gelo reciclável. Não deixar o sangue em contato
direto com gelo.
O transporte de amostras em lâmina deve ser feito em porta lâminas,
individualmente identificada, não sendo necessária a refrigeração.
III) AMOSTRAS PARA BIOQUÍMICA
a) Coleta:
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A maior parte das análises bioquímicas requer soro; apesar disso, alguns exames
poderão utilizar o plasma.
Realizar jejum mínimo de 6 a 12 horas para evitar a lipemia. Em animais muito
jovens ou debilitados o jejum poderá ser diminuído para 1 a 2 horas.
Antes de iniciar a punção, deixar o álcool usado na antissepsia secar.
Evitar usar agulhas de menor calibre; usar este tipo de material somente
quando a veia do paciente for fina, ou em casos especiais. Evitar colher sangue
de área com hematoma ou equimose.
Tubos com volume insuficiente ou com excesso de sangue, alteram a proporção
correta de sangue/anticoagulante, podendo levar a hemólise e resultados
incorretos.
Verificar se a agulha está bem adaptada à seringa para evitar a formação de
espuma.
Não puxar o êmbolo da seringa com muita força.
Descartar a agulha, passar o sangue deslizando cuidadosamente pela parede do
tubo.
Não espetar a agulha no tubo para transferência do sangue da seringa para o
tubo.
Para amostras coletadas com anticoagulante, homogeneizar a amostra
suavemente por inversão de 4 a 8 vezes e não chacoalhar o tubo.
b) Conservação:



Após a coleta de amostras em tubos sem anticoagulante, mantê-las em
temperatura ambiente por 20-30 min para permitir a formação e retração do
coágulo.
Caso as amostras com ou sem anticoagulante não puderem ser encaminhadas
ao laboratório para análise entre 2 a 3 horas após a coleta, estas deverão ser
refrigeradas de 2°C a 8°C até o momento da entrega no laboratório.
Após separados, o plasma ou soro podem ser refrigerados ou congelados por
um prazo prolongado (3 ou mais dias), sem que isso cause alterações
significativas no resultado dos exames.
b) Transporte:
Para amostras encaminhadas a laboratórios distantes ou via correios, deve-se fazer a
separação do plasma ou soro depois da coleta, identificar, embalar e transportar o
material de maneira adequada (preferencialmente em tubos de eppendorf), sob
refrigeração. Utilizar gelo reciclável.
IV) AMOSTRAS PARA URINÁLISE
a) Coleta:
 Há quatro métodos básicos para coleta de uma amostra urinária: cistocentese,
cateterização, compressão vesical e micção espontânea.
 Utilizar para coleta e envio de material um coletor universal, seringa ou um
frasco limpo com tampa.
 Identifique o frasco ou seringa. (Volume mínimo 5 a 10 ml, excepcionalmente
são aceitos volumes inferiores).
b) Conservação:


Idealmente devem-se analisar amostras dentro de 30 minutos após a coleta para
evitar artefatos pós-coleta e alterações degenerativas.
Se uma análise imediata não for possível, a refrigeração entre 2°C a 8°C até o
momento da entrega no laboratório.
Observação: No caso de cálculos urinários, não é necessário a refrigeração ou uso de
conservantes.
b) Transporte:
Para amostras encaminhadas a laboratórios distantes ou via correios, deve-se
identificar, embalar e transportar o material de maneira adequada, utilizando gelo
reciclável.
Atenção: os laboratórios não aceitam amostras com prazo de envio entre a coleta e
análise do material acima de 12 horas, pois principalmente a análise do sedimento
poderá ficar inviável, comprometendo a emissão de laudo.
V) AMOSTRAS PARA EXAMES PARASITOLÓGICOS
Amostras de fezes
a) Coleta:
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
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Coleta aproximadamente 5 g de fezes recentes não expostas ao sol (para animais
de grande porte coletar preferencialmente direto do reto) em um recipiente
limpo e a seguir transferi-las para o coletor universal ou um frasco limpo com
tampa.
Se as fezes estiverem liquefeitas, pelo menos 10 ml deverão ser fornecidos ao
laboratório para análise.
Não SE recomenda o uso de laxantes e o animal não deverá ter sido submetido a
contrastes radiológicos nos 3 dias anteriores à coleta.
Identificar o coletor.
Para o exame de fezes seriado coletar pelo menos 3 amostras fecais em um
intervalo de 10 dias no recipiente com MIF (conservante).
b) Conservação:

Manter as amostras frescas refrigeradas de 2°C a 8°C até o momento da coleta
pelo laboratório, não podendo exceder 12 horas. No caso de OPG o prazo de
envio das amostras para o laboratório se estende para 48 horas, devendo ser
refrigerado de 2°C a 8°C.
Observação: Para coleta de amostras de 3 dias consecutivos ou diferentes,
utilizar o coletor universal contendo conservante. O conservante contém formol,
razão pela qual as fezes não necessitam de conservação em geladeira e o prazo
para análise prolonga-se para 10 dias ou mais.
b) Transporte:


Para amostras frescas encaminhadas via correio identificar, embalar e
transportar o material sob refrigeração de maneira adequada. Utilizar gelo seco
ou reciclável.
Não serão aceitas amostras com prazo de envio entre a coleta e análise do
material acima de 12 horas. No caso de OPG o prazo de envio das amostras para
o laboratório se estende para 48 horas, devendo ser refrigerado de 2°C a 8°C.


Não congelar as amostras.
Para amostras com conservante, o prazo para análise é superior a 5 dias.
VI) Amostras de sangue (pesquisa de hemoparasitas)
a) Coleta:
 A pesquisa de hemoparasitos pode ser realizada através de esfregaços finos de
sangue, preferencialmente fixados em metanol.
 Selecionar um ponto para coleta em extremidades como orelha ou cauda.
 Coletar a primeira gota extravasada após a perfuração da pele com agulha estéril
ou após corte superficial com lâmina de bisturi.
 Estender a gota de sangue sobre uma lâmina de vidro com auxílio de uma lâmina
extensora, deixando o esfregaço secar naturalmente antes da fixação com
metanol.
 Adicionalmente, coletar uma pequena quantidade de sangue com
anticoagulante (tampa roxa).
 Identificar adequadamente todo o material.
b) Conservação:
 Não refrigerar as lâminas.
 Se as amostras de sangue total (com EDTA) não puderem ser encaminhadas ao
laboratório para análise entre 2 a 3 horas após a coleta, estas deverão ser
refrigeradas de 2°C a 8°C até chegada ao laboratório, não podendo exceder 24
horas.
 Não congelar as amostras de sangue para exame parasitológico.
b) Transporte:
 Para amostras encaminhadas via correio realizar pelo menos 3 esfregaços
sanguíneos no momento da coleta da amostra, deixar secar e fixar com metanol.
 O esfregaço deve ser em extensão fina, sendo que a lâmina não precisa ser
refrigerada.
 Encaminhar as lâminas devidamente identificadas em porta-lâminas ou
embaladas de maneira que não quebrem durante o transporte.
VII) AMOSTRAS PARA DERMATOPATOLOGIA
a) Coleta:
 Preencher adequadamente a ficha de requisição do laboratório e indicar o local
da coleta ou lesões.
 Para amostras neoplásicas que necessitarem avaliação de margem cirúrgica,
informar o procedimento na requisição, caso contrário as amostras serão
processadas sem o marcador necessário para este tipo de avaliação.
 Diferentes metodologias são utilizadas para coleta de exame histopatológico
(necropsia,biópsia incisional, biópsia excisional, punch). Utilizar a mais adequada
para cada caso.
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Não se recomenda o preparo cirúrgico do local para biópsia se a lesão estiver
localizada na epiderme ou derme, pois isso poderá causar artefatos na pele,
dificultando o diagnóstico.
As amostras selecionadas para biópsia cutânea devem incluir lesões cutâneas
primárias (pápulas, pústulas, bolhas, nódulos, áreas alopécicas, áreas
eritematosas ou despigmentadas, crostas).
Para úlceras e lesões despigmentadas, coleta também amostras da junção entre
o tecido normal e o tecido alterado.
Utilizar preferencialmente métodos incisionais ou excisionais, ou punch com
8mm de diâmetro.
Preferencialmente devem ser encaminhadas múltiplas lesões, quando estas
estiverem presentes.
Manipular cuidadosamente as amostras não-fixadas, pois artefatos podem
ocorrer facilmente dificultando ou mesmo impossibilitando o diagnóstico.
Para amostras de pele maiores, pode-se colocar a amostra com o tecido
subcutâneo voltado para baixo, em contato com pequeno pedaço de cartolina,
deixando o tecido fixar no papel por 20 a 30 segundos antes de introduzir o
material no fixador. Isso impedirá que a amostra dobre após colocar em solução
formalina 10%.
Não deixar as amostras frescas desidratarem antes de colocá-las no formol.
b) Conservação:
 Utilizar o coletor universal fornecido pelo laboratório, potes com boca larga ou
embalagens plásticas de vinil resistentes (próprias para o transporte de soluções
líquidas).
 As amostras devem ser encaminhadas em solução formalina 10%, respeitando a
quantidade mínima de uma parte de material para 10 partes de solução
formalina a 10%.
 Amostras de órgãos, nódulos ou massas neoplásicas muito grandes deverão ser
fragmentadas (exceto nódulos que necessitarem avaliação de margem cirúrgica)
para permitir que o conservante seja absorvido por todo o tecido em menor
tempo possível, evitando assim autólise da região interna do material
encaminhado.
 O SNC (sistema nervoso central) deve ser encaminhado em solução formalina
20%, respeitando a quantidade mínima de uma parte de material para 10 partes
de solução formalina.
 Para o processamento histopatológico as amostras devem permanecer no
mínimo 12 horas em solução formalina 10%.
 Nunca refrigerar as amostras em formol, pois isso prejudica a fixação do
material.
 Após a fixação o material poderá ser armazenado indefinidamente, respeitandose a proporção da quantidade de formol e material.
b) Transporte:
 Encaminhar o material juntamente com a requisição devidamente preenchida.
 Para amostras encaminhadas via correio, o material deve ser encaminhado em
embalagens seguras e livres de vazamentos.
 Nunca encaminhar amostras sanguíneas juntamente com o material contendo
formol, pois os vapores do formol podem alterar estas amostras.
VIII) AMOSTRAS PARA CITOLOGIA E ANÁLISE DE LÍQUIDOS CAVITÁRIOS, FLUÍDO
SINOVIAL E LÍQUOR
a) Coleta:
 As amostras para citologia podem ser coletadas por diferentes métodos
(citologia aspirativa, citologia não-aspirativa, citologia por impressão/imprint ou
utilizando um swab) dependendo da localização anatômica ou características do
tecido a ser analisado.
 Para nódulos ou massas tumorais (mesmo aqueles com ulceração)
recomendamos a citologia aspirativa.
 Para lesões altamente vascularizadas (que sangram muito), empregar a técnica
de citologia não-aspirativa, que não utiliza pressão negativa.
 Para lesões ulceradas a técnica do imprint pode ser empregada. O Swab pode ser
utilizado em fístulas ou para citologia vaginal.
Citologia Aspirativa
 Separe lâmina de vidro, seringa e agulha fina.
 Limpe a região externa do local a ser puncionado.
 Introduza a agulha no nódulo e puxe cuidadosamente o êmbolo da seringa para
promover pressão negativa.
 Mantenha o êmbolo tracionado, faça movimento de leque no nódulo sem retirar
a agulha deste;
 Libere a pressão do êmbolo lentamente e retire do nódulo;
 Em seguida retire a agulha da seringa, puxe o êmbolo para preencher a seringa
com ar, conecte na agulha novamente e espirre o conteúdo presente na agulha
na lâmina de vidro;
 Com o auxílio de uma lâmina extensora faça o esfregaço para espalhar o
material;
 Em caso de nódulos císticos e com líquido em seu interior, envie a seringa com o
líquido puncionado, se necessário refrigere a amostra até seu envio;
 Identifique corretamente a amostra, informando o lado da lâmina que o material
foi descarregado.
Observação: o conteúdo da lâmina poderá ser espalhado por squash. Porém, caso
exista a suspeita de linfoma ou para aspirados de linfonodos recomendamos não
realizar o squash devido a alta fragilidade celular.
Citologia não-aspirativa
 Separe lâmina de vidro, seringa e agulha fina;
 Limpe a região externa do local a ser puncionado;
 Introduza a agulha no nódulo;
 Faça movimento de leque no nódulo sem retirar a agulha deste;
 Rapidamente retire a agulha do nódulo, conecte a agulha em uma seringa com ar
e espirre o conteúdo presente na agulha na lâmina de vidro;
 Com o auxílio de uma lâmina extensora faça o esfregaço para espalhar o
material;
 Identifique corretamente a amostra, informando o lado da lâmina que o material
foi descarregado;
 Mantenha as amostras em local seco e sem exposição ao sol. Caso não seja
possível o envio do material dentro de um período de 6 horas, fixar as lâminas
com metanol.
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

Limpe a região ulcerada com solução fisiológica ou com auxílio de uma gaze
retire o excesso de sangue ou outros fluídos.
Pressione levemente a lesão com uma lâmina de vidro limpa e seca. Identifique
corretamente a amostra.
Swab



Para lesões secas, umedecer o swab com solução fisiológica para diminuir a
destruição celular durante a coleta da amostra.
Após coleta da amostra rolar o swab gentilmente sobre a lâmina de vidro
seca.
Identifique corretamente a amostra.
Líquidos cavitários, fluído sinovial e líquor
 Coletar o máximo de líquido quando possível (aproximadamente 5ml).
 Transferir metade do conteúdo para um tubo com anticoagulante (tampa
roxa), homogeneizando bem a amostra, e a outra metade para um tubo
sem anticoagulante (tampa vermelha).
 Adicionalmente, realizar um esfregaço fino, sem cauda e secar as lâminas ao
ar.
Observação: Dependendo do processo inflamatório ou infeccioso de alguns
pacientes algumas amostras de líquidos cavitários ou mesmo fluído sinovial
poderão coagular, inviabilizando sua análise. É para prevenir isso que
recomendamos que estas amostras sejam também encaminhadas em tubos com
anticoagulante. O líquor normalmente não coagula e portanto dispensa a
necessidade de transporte em tubos com anticoagulante; exceto para prevenir a
coagulação em determinadas situações (por exemplo, meningites supurativas
severas).
b) Conservação:
 Mantenha as lâminas em local seco e sem exposição ao sol. Caso não seja
possível o envio do material dentro de um período de 6 horas, fixar as
lâminas com metanol.
 Não refrigerar as lâminas.
 Líquidos cavitários, fluido sinovial e líquor deverão ser refrigerados entre
2°C a 8°C até o momento do recolhimento pelos funcionários do CITOVET. O
ideal é que sejam encaminhados imediatamente ao laboratório, pois
rápidas alterações nos exames químicos e morfológicos ocorrem nesses
materiais após coleta.
b) Transporte:
 Para amostras encaminhadas via correio deixar o material secar e fixar com
metanol.
 Encaminhar as lâminas devidamente identificadas em porta lâminas.
 A análise de líquidos cavitários, fluído sinovial e líquor deve ser feita o
quanto antes (até 30 min após a coleta), portanto informar o recolhimento
das amostras ou enviá-las ao laboratório o mais rápido possível.
IX) AMOSTRAS PARA MICROBIOLOGIA
a) Amostras para cultura bacteriana aeróbica e antibiograma:

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
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Diferentes materiais poderão ser coletados e encaminhados para análise:
fragmentos de órgãos, swabs, abcessos e pus, leite ou sangue.
As amostras de secreções devem ser inoculadas imediatamente em meio
de Stuart. Amostras de líquidos corporais devem ser coletadas em frascos
estéreis e enviadas in natura, o mais rápido possível.
O leite deve ser coletado em frascos estéreis e armazenado entre 2°C a 8°C
até o momento da entrega no laboratório.
Coletar o material de forma mais asséptica possível. Todo o material
utilizado deve ser previamente esterilizado.
A superfície de lesões cutâneas purulentas e abcessos e a região ao redor
das mesmas devem ser descontaminadas com solução antisséptica antes
da coleta.
Não é necessário encaminhar órgãos inteiros, pois pequenos fragmentos
são suficientes para a análise.
Os swabs estéreis deverão ser densamente envolvidos com secreções
provenientes de infecções das regiões auricular (otites), nasal, ocular, ou
genital. Imediatamente após a coleta o swab deverá ser acondicionado
individualmente no tubo contendo meio de transporte (Stuart).
b) Amostras para cultura anaeróbica:
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Para cultura de bactérias anaeróbias é essencial que a amostra seja coletada
em condição de anaerobiose. Qualquer material coletado por swab é
inadequado, assim como fezes e escarro.
Coletar: aspirados de abcessos fechados, material de biópsia, aspirado
transtraqueal, lavado traqueobrônquico, líquor, sangue e punção de seios
nasais. Coletar as amostras para cultura anaeróbia e imediatamente inocular
em meio de tioglicolato 135C com rolha de borracha.
Sangue e líquido ascítico devem ser enviados em frascos para hemocultura
destinados para cultura anaeróbia.
Para transporte rápido (inferior a 30 minutos) de material coletado com
seringas, a agulha deve ser obstruída com borracha e a seringa esvaziada de
todo o ar.
Enviar os materiais coletados em frasco próprio e manter em temperatura
ambiente.
Observação: Como a maioria das infecções por anaeróbios é mista, é recomendável
fazer em paralelo cultura para aeróbios e Gram.
c) Amostras para micológico direto:

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
Para pesquisa direta de fungos e leveduras diversos materiais podem ser
encaminhados: fragmentos de órgãos, pelos, pele e crostas.
Antes da coleta, cortar o excesso de pelos e descontaminar a região da lesão
com solução de álcool 70%.
Colher o máximo de material possível com swab e colocar em solução salina
estéril, em temperatura ambiente ou em frascos esterilizados.
Os pelos deverão ser coletados com a raiz, preferencialmente da borda da
lesão. Utilizar pinça hemostática. Após a coleta descarregue o material
colhido em uma lâmina de vidro, que deve ser acoplada a outra lâmina de
vidro de mesmo tamanho, lacrando todas as bordas da lâmina com
esparadrapo ou enrolando as lâminas em filme de PVC. Alternadamente,
pode-se acondicionar os pelos e crostas em um envelope de papel e utilizar
o coletor universal.

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O raspado de pele deverá incluir crostas e a escarificação da pele. Utilizar
lâmina de bisturi estéril. Após a coleta descarregue o material colhido em
uma lâmina de vidro, que deve ser acoplada a outra lâmina de vidro de
mesmo tamanho, lacrando todas as bordas da lâmina com esparadrapo ou
enrolando as lâminas em filme de PVC. A lâmina poderá ser envolvida com
papel seco e limpo para diminuir a umidade.
As amostras de pelo e raspado de pele poderão ser mantidas e
encaminhadas ao laboratório em temperatura ambiente.
As amostras de fragmentos de tecido devem ser refrigeradas entre 2°C a
8°C.
Observação: não utilizar óleo mineral no raspado de pele.
d) Amostras para Bacterioscopia (Gram):

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
Pode-se enviar qualquer material de região suspeita de infecção por
microorganismo, especificando sempre o tipo de material e o local da
coleta.
Coletar o material de forma asséptica.
Preparar pelo menos dois esfregaços em lâminas limpas e desengorduradas.
Os esfregaços devem ser preparados com movimentos circulares partindo
do centro da lâmina homogeneamente.
Deixar secar ao ar, e após correta fixação pelo calor brando, encaminhar em
porta-lâminas ao laboratório.
Fezes, esperma e amostras de consistência líquida (urina, efusões, etc.)
devem ser mantidas e encaminhadas sob refrigeração (2°C a 8°C).
e) Amostras para Hemocultura normal e automatizada:
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Coletar as amostras em tubos estéreis contendo Citrato ou heparina, de
maneira totalmente asséptica.
O volume de sangue ideal para cães de grande porte é de 5 a 10ml e para
cães de pequeno porte é de 1 a 5ml.
O sangue não deve ser refrigerado e manter o material protegido da luz.
X) AMOSTRAS PARA IMUNOLOGIA E ENDOCRINOLOGIA
a) Coleta:

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A maior parte das análises imunológicas e hormonais requer soro, porém
algumas análises requerem sangue total com anticoagulante ou plasma.
Para toxicologia diversos materiais podem ser encaminhados (sangue total,
soro, conteúdo gástrico, fígado, etc.).
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Realizar jejum mínimo de 6 a 12 horas para evitar a lipemia. Em animais
muito jovens ou debilitados o jejum poderá ser diminuído para 1 a 2 horas.
Antes de iniciar a punção, deixar o álcool usado na antissepsia secar.
Evitar usar agulhas de menor calibre; usar este tipo de material somente
quando a veia do paciente for fina, ou em casos especiais.
Evitar colher sangue de área com hematoma ou equimose.
Coletar de 3 ml a 5 ml de sangue. Tubos com volume insuficiente ou com
excesso de sangue, alteram a proporção correta de sangue/anticoagulante,
podendo levar a hemólise e resultados incorretos.
Verificar se a agulha está bem adaptada à seringa para evitar a formação de
espuma.
Não puxar o êmbolo da seringa com muita força.
Descartar a agulha, passar o sangue deslizando cuidadosamente pela
parede do tubo.
Não espetar a agulha no tubo para transferência do sangue da seringa para
o tubo.
Para amostras coletadas com anticoagulante, homogeneizar a amostra
suavemente por inversão de 4 a 8 vezes e não chacoalhar o tubo.
b) Conservação:
 Após a coleta de amostras em tubos sem anticoagulante, mantê-las em
temperatura ambiente por 20-30 min para permitir a formação e retração
do coágulo.
 Caso as amostras com ou sem anticoagulante não puderem ser
encaminhadas ao laboratório entre 2 a 3 horas após a coleta, estas deverão
ser refrigeradas de 2°C a 8°C.
Observação: A melhor maneira de tratar uma amostra para exames sorológicos,
bioquímicos ou hormonais é fazer a separação do plasma ou soro imediatamente
depois da coleta, portanto é importante que o material seja encaminhado o quanto
antes ao laboratório. Se houver atraso na separação das hemácias da amostra, isso
fará toda a diferença entre uma amostra útil e uma massa hemolisada que não
deverá ser analisada. Após separados, o plasma ou soro podem ser refrigerados ou
congelados por um prazo prolongado (3 ou mais dias), sem que isso cause
alterações significativas no resultado dos exames.
b) Transporte:
Para amostras encaminhadas a laboratórios distantes ou via correio deve-se optar
pela separação do plasma ou soro depois da coleta, embalar e transportar o
material (soro ou plasma) de maneira adequada (preferencialmente em tubos de
eppendorf), sob refrigeração. Utilizar gelo reciclável.
XI) AMOSTRAS PARA TOXICOLOGIA
a) Coleta:
Sangue:
- Punção cardíaca ou de grandes veias: obtido em carcaças frescas (CODE 2) e em
carcaças CODE 3, de modo a permitir a realização de esfregaços delgados.
Alternativamente, a amostra pode também ser transferida para tubo Eppendorf,
seguido de congelamento [freezer doméstico (-18°C) ou congelador doméstico (-12°C)],
na posição vertical e evitar manuseio até que esteja totalmente congelado. Para
transporte desse tipo de amostra será utilizado gelo comum (0°C).
- Sangue em papel filtro: transfere-se o sangue fresco diretamente da seringa (sem
contato com anticoagulantes), colocando-se várias gotas separadas em um papel filtro
especial para coleta de sangue.
Cobertura corpórea:
 A superfície corpórea em contato com óleo (pelos, penas, pele, carapaça) não
devem entrar em contato com luvas de látex ou borracha, ou qualquer outro
tipo de plástico ou derivado de petróleo.
 Para a coleta deve-se utilizar instrumentos metálicos (bisturi, pinças, etc) lavados
com solvente n-hexano/diclorometano para remover resíduos orgânicos.
 A coleta deve ser preferencialmente realizada ao receber o animal ou ao início
da necropsia, para reduzir a contaminação.
 No caso das aves, as penas mais severamente afetadas pelo óleo em animais
mortos poderão ser cortadas, enquanto que em animais vivos é mais indicado
arrancá-las uma-a-uma com movimentos rápidos, no sentido contrário à sua
inserção. Coleta-se entre 5 e 10 penas e embrulha-as em papel alumínio, com o
lado brilhante voltado para o exterior.
 Se o óleo estiver disposto em mais de uma área do corpo, com
coloração/características distintas, coletar e armazenar separadamente as várias
manchas, seguindo com congelamento.
Tecido congelado:
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
Os principais tipos de amostras utilizados incluem: fígado (>5g), músculo (>3g),
rim (>3g), tecido adiposo (>2g). Outros tecidos (pele, baço, etc.) também podem
ser utilizados quando houver oportunidade, embora não sejam tão indicativos.
Amostras necróticas excessivamente autolisadas devem ser colhidas se forem a
única alternativa.
A coleta dos tecidos não podem entrar em contato em momento algum com
luvas de látex ou borracha, ou qualquer outro tipo de plástico, borracha ou
derivado de petróleo.
Os instrumentos metálicos para a coleta (bisturi, pinças, etc) devem ser
previamente lavados com solvente n-hexano/diclorometano para remover
resíduos orgânicos.


Deve-se embrulhar os fragmentos de tecido em papel alumínio, com o lado
brilhante para o exterior, seguido de congelamento imediato.
Em todas as situações, as amostras serão identificadas com ID do animal e data
do registro do animal e data da coleta da amostra.
XII) AMOSTRAS PARA FINGERPRINT
a) Coleta:
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Na coleta de amostras de óleo na superfície corpórea deve-se utilizar
Instrumentos metálicos lavados com solvente n-hexano/diclorometano para
catação, tomando cuidado de livrar o máximo possível de resíduos da superfície
onde a placa está aderida.
Todas as informações referentes à coleta serão transcritas na cadeia de custódia
modelo padrão laboratório- Anexo A) a ser encaminhada junto às amostras.
No caso de piche, ou seja, um óleo mais grosso, cuja extração é mais complicada,
o laboratório requer aproximadamente 2l de amostra coletada em frasco âmbar
de vidro (1l).
A coleta é manual sem contato direto das mãos ou luvas de látex ou borracha, ou
qualquer outro tipo de plástico ou derivado de petróleo.
Utiliza-se Instrumentos metálicos lavados com solvente n-hexano/diclorometano
para catação, tomando cuidado de livrar o máximo possível de resíduos da
superfície onde a placa está aderida.
b) Conservação:
Frascos, temperatura de preservação, quantidade mínima a ser coletada e tempo de
validade das amostras para as análises TPH Finger Print (Analytical Solutions)
Análise
Frasco
Preservação
Quantidade Tempo de
mínima
validade
Compostos Orgânicos – Matriz Óleo
TPH Finger Print
Vial 40ml
Refrig. 0 a 6°C
40ml
7 dias
Compostos Orgânicos – Matriz Solo
TPH Finger Print
Vidro
Refrig. 0 a 6°C
200g
14 dias
Material elaborado com base em:
Vanstreels R.E.T., Adornes AC, Cabana AL, Niemeyer C, Kolesnikovas CKM, Dantas GPM,
Araújo J, Catão-Dias JL, Groch KR, Silva LA, Reisfeld LC, Brandão ML, Xavier MO,
Gonzalez-Viera O, Serafini PP, Baldassin P, Canabarro PL, Hurtado RF, Silva-Filho RP,
Campos SDE, Ruoppolo V. 2012. Manual de campo para a coleta e armazenamento de
informações e amostras biológicas provenientes de pinguins-de-Magalhães
(Spheniscus magellanicus). 2ª. Edição. São Paulo, Brasil: Centro Nacional de Pesquisa e
Conservação de Aves Silvestres. 62 p.
LABORVET- Orientações para coleta de amostras para exames.
ANEXO A_ Cadeia de custódia para registro das amostras (fingerprint) enviadas ao laboratório
Analytical Solutions.