MÉTODOS PARA O TRABALHO COM MICROFÓSSEIS E FORMAS ATUAIS
Itamar Ivo Leipnitz; José Luiz Lorenz Silva; Beatriz Leipnitz; Eduardo da Silva Aguiar;
Carolina Jardim Leão e Luciana Giovanoni
RESUMO
São apresentadas as características gerais e as técnicas básicas para a coleta e a análise
de foraminíferos, tecamebas, esponjas, diatomáceas, palinomorfos e nanofósseis calcários,
a partir de registros sedimentares pretéritos ou de espécimes contemporâneos. Conforme
as características de cada grupo, sugere-se um conjunto de procedimentos já testados,
tanto para as coletas de campo, quanto para as análises de identificação taxonômica.
Palavras-Chave: Métodos, microfósseis, formas atuais.
INTRODUÇÃO
Os foraminíferos, assim como as tecamebas, as esponjas, as diatomáceas, os
palinomorfos e os nanofósseis calcários, têm em comum a reduzida dimensão corpórea,
característica que os habilita como alvo dos estudos micropaleontológicos. Seus restos
íntegros ou alterados no registro sedimentar, constituem elementos de reconhecimento e
distinção importantes.
O estudo dos microfósseis propicia o estabelecimento de inferências sobre as
condições de vida em um tempo imediatamente anterior ao do respectivo registro
sedimentar. A correlação entre espécimes pretéritos e atuais, propicia a dedução de hábitos
e hábitats e a respectiva dinâmica no tempo e no espaço.
A freqüente associação dos microfósseis com matéria orgânica e ou minerogênica
passível de datação e de análises químicas variadas, possibilita que, mesmo a partir de
pequenas amostras sejam obtidos resultados expressivos.
FORAMINÍFEROS
São organismos unicelulares cujo tamanho varia de 0,010 mm à alguns centímetros.
Esses Protozoários possuem uma carapaça ou teca de composição química variada
(calcária ou aglutinante). A carapaça é formada por uma ou várias câmaras que se
comunicam através dos forâmenes.
Abundantes nos sedimentos atuais, esses organismos remontam ao Cambriano (cerca
de 570 milhões de anos AP.), sempre ocupando hábitats aquáticos; vivem, na sua grande
maioria, em ambientes marinhos ou mixohalinos (planície costeira) e raramente nas águas
doces. Quanto aos hábitos, os foraminíferos são bentônicos ou plantônicos.
Esses organismos estão
condicionados a um grande número de fatores
ecológicos (salinidade, temperatura, profundidade, alimento, luz, microelementos, turbidez,
pH, e carbonato de cálcio e inclusive a ação antrópica), os quais influenciam a sua atividade
vital e distribuição.
Dentre os grupos aqui enfocados os foraminíferos, constituem os organismos mais
amplamente estudados. Segundo Loeblich e Tappan (1988), a Ordem Foraminiferida,
divide-se em 12 Subordens.
A pesquisa dos foraminíferos tem ampla aplicabilidade nos estudos ambientais, de
forma especial nas ciências biológicas, geológicas e oceanológicas (Boltovskoy, 1965).
Materiais e métodos para a coleta e a preparação de amostras de foraminíferos atuais
Quando o foco do trabalho limitar-se à abordagem das formas que ocorrem
atualmente nas areias do litoral, pode-se simplesmente coletar material na região da quebra
das ondas, onde se forma uma estreita franja de espuma branca. As amostras devem ser
acondicionadas em vidros ou tubos plásticos com álcool para posterior exame em
laboratório.
O exame com o auxílio de um estereomicroscópio (lupa) irá mostrar uma infinidade de
microorganismos e partes de organismos maiores, tais como: foraminíferos, ostracodas,
micromoluscos, espículas de espongiários, fragmentos de ouriços e de corais.
Segundo Boltovskoy (1965;1981), as coletas de fundo oceânico, geralmente
destinadas ao trabalho sistemático, exigem aparatos especiais, que são usados conforme a
profundidade e a finalidade das amostragens.
Para amostragens pouco profundas e destinadas à estudos qualitativos, são usados
tubos metálicos, preferencialmente de aço inoxidável, com uma extremidade aberta e a
outra fechada e com pequenos furos laterais e no fundo, para permitir a saída da água. Uma
corda de tamanho variável, dependendo da profundidade que se quer coletar, é amarrada a
uma alça superior do tubo. Usam-se também raspadores (armações metálicas e rígidas, de
formato triangular com um cabo de madeira). Estes fazendo o papel de coador, têm a
finalidade de reter sedimentos e organismos e deixar passar a água.
A coleta de material para estudos quantitativos em profundidades maiores, exige
equipamentos mais sofisticados e instalações especiais, como as existentes nos institutos
oceanográficos e nos navios dotados de tecnologia avançada. Para tanto, aconselha-se a
consulta à bibliografia especializada (Palacio e Bermudez, 1963; Boltovskoy, 1965; 1981;
Seyve, 1990).
Materiais e métodos para a coleta
fósseis
e a preparação de amostras de foraminíferos
Os materiais usualmente empregados na coleta dos foraminíferos fósseis são:
martelo; bússola; sistema de posicionamento global (GPS); sacos plásticos; etiquetas e fita
adesiva.
Antes de iniciar a coleta, é importante analisar cuidadosamente os afloramentos e
identificar os diferentes horizontes e características deposicionais ou faciológicas, dando
preferência às superfícies não alteradas. Deve-se considerar que os foraminíferos são mais
comuns em sedimentos pelíticos, nas areias finas e nos calcários.
Após um esboço do perfil, realiza-se a coleta nos diferentes horizontes, observando
intervalos de 50 cm, procurando obter em cada amostra, quantidades de aproximadamente
500 gramas. Destas, cerca de 5 a 10 gramas serão utilizadas para obter as testas. O
restante deve ser armazenado para estudos futuros bem como para a avaliação das
características sedimentológicas.
Em testemunhos de sondagem, o procedimento é o mesmo. Se as características
litológicas se mantiverem uniformes, as amostras podem ser retiradas da base, meio e topo.
A preparação e a montagem de coleções
Usam-se: almofariz e pilão; água oxigenada (H2O2) a 10%; soda caústica; jogo de
peneiras; cápsulas de porcelana; estufa e lâminas micropaleontológicas.
A preparação das amostras, objetivando a separação das carapaças, engloba as
seguintes etapas:
1) desagregação da amostra, quando necessário, com uso de almofariz e pilão,
martelo ou triturador de mandíbulas, até que os fragmentos atinjam cerca de 1 cm 3. Se a
rocha for friável, colocá-la em água ou ferver por alguns minutos;
2) para a liberação das carapaças do sedimento, utiliza-se um dos seguintes métodos,
ordenados segundo sua maior adequação ao grau de compactação da rocha. a) Embeber a
amostra desagregada em água e, por sucessivas vezes, fazer com que congele e
descongele; b) Cobrir a amostra com água oxigenada, aquecendo levemente. Repetir o
processo até que os microorganismos sejam liberados; c) Adicionar 1 colher de soda
cáustica à amostra previamente coberta com água, fervendo por uma ou duas horas;
3) lavar em água corrente, utilizando peneiras de 0,5 mm e 0,062 mm (250 Tyler). O
material mais grosseiro, retido na primeira delas, deve ser examinado quanto ao seu
conteúdo orgânico, para avaliar a presença de alguns foraminíferos de maior tamanho. A
maior parte dos microorganismos ficará retida na peneira de 0,062 mm que deverá ser
lavada várias vezes para a retirada das argilas. (OBS: deve-se acompanhar o processo de
tempos em tempos, para observar o grau de limpeza);
4) colocar a(s) amostra(s) em cápsulas de porcelana e secar em estufa até 60 ºC;
5) depois de seco proceder a catação (picking), selecionando os diferentes tipos e
transferindo-os para as lâminas micropaleontológicas.
Para rochas muito cimentadas ou quando do insucesso dos procedimentos anteriores,
deve-se confeccionar lâminas delgadas ou seções polidas.
TECAMEBAS (ARCELLACEAS)
Tecameba é a denominação informal dos protozoários testáceos pertencentes ao
subfilo Sarcodina. Sua característica principal é a presença de uma carapaça ou teca
simples que pode ser secretada pelo próprio organismo (teca autogênica), ou construída por
aglutinação de partículas de quartzo, frústulas de diatomáceas ou espículas de esponjas
(teca xenogênica). O tamanho das tecas varia entre 50 e 300µm e a sua forma lembra a de
um saco (saclike) ou a de uma boina (caplike). A única abertura de cada teca é usada para
a extrusão dos pseudópodos (Medioli e Scott,1988).
A maior parte das tecamebas é dulcícola, sendo raras as espécies de águas salobras
ou marinhas. Possuem hábito bentônico vágil e reprodução assexuada via fissão binária. A
reprodução sexuada de tecamebas é considerada rara. O registro de tecamebas fósseis é
exíguo. Ocorrências isoladas e pouco estudadas foram registradas em rochas do
Paleozóico. Há registro de depósitos terciários, mas os únicos depósitos inquestionáveis são
do Quaternário (Loeblich e Tappan, 1964; Ogden e Hedley, 1980; Medioli e Scott, 1983).
Materiais e métodos para a coleta e a preparação de amostras
Para a coleta de amostras não consolidadas segue-se o método anteriormente
descrito para os foraminíferos. As amostras de sedimentos devem ser acondicionadas em
sacos ou potes plásticos ou vidros com tampa, previamente limpos evitando-se qualquer
tipo de contaminação. Quando o material for recente (de lagoas e rios), deve ser fixado
imediatamente após a coleta, através da adição de uma solução de Formol (de 5 à 10%),
neutralizado com Borax.
As análises de laboratório seguem os procedimentos sugeridos por Medioli e Scott
(1988). Para tanto os reagentes químicos e os materiais usados são: Solução de Rosa de
Bengala (C2OH2Na2O5 - sal indicador de massa citoplasmática viva); Tetracloreto de
Carbono (CCl4); jogo de peneiras com malha de 0,5 mm e 0,062 mm; estufa e capela.
A preparação de amostras segue as seguintes etapas: 1) retirar 10cm3 de sedimento
pré-fixado; 2) utilizando-se uma peneira de malha 0,062 mm, lavar a amostra em água
corrente para a retirada do formol, tendo o cuidado de não usar jato muito forte, que poderia
causar danos às carapaças. No caso de haver grande quantidade de material orgânico,
como restos de vegetais, usar a peneira de 0,5 mm sobre a de 0,062 mm; 3) após a prélavagem, mergulhar a peneira com o material em uma solução de Rosa de Bengala, por 30
minutos (Método de Walton, 1952); 4) lava-se a amostra tantas vezes quantas forem
necessárias até a completa retirada do corante, do silte e da argila; 5) o material limpo
deverá ser transferido para uma cápsula de porcelana e levado à estufa (máximo 50°C) até
a secagem completa; 6) para a retirada dos espécimes, aspergir o material em uma solução
de tetracloreto de carbono, que fará flutuar as partículas menos densas, entre elas as
tecamebas. Transferir o material flotante para uma placa ou lâmina adequada, para posterior
classificação.
PORÍFEROS
São organismos aquáticos sésseis que estão presentes no registro fóssil desde há
600 milhões de anos. Suas espículas são especialmente abundantes em depósitos
marinhos da zona de intermarés mas podem ser encontrados até nos acúmulos abissais.
Os registros continentais são mais raros e geralmente à ambientes semi-lóticos pouco
profundos.
As esponjas são metazoários do ramo Parazoa, animais constituídos por tecidos
pouco organizados dos quais inexistem ou são desconhecidos grupos descendentes. A
designação do Filo alude aos poros que recobrem o corpo desses animais, a principal
característica distintiva do grupo (Tudge, 2000).
Os poríferos são organismos hermafroditas que diversificam, de acordo com a
necessidade, a sua forma de reprodução. Esta pode ser sexuada, com amebócitos
originando gametas, ou assexuada, via brotamento de gêmulas que são células resistentes
e regeneráveis após eventuais períodos secos. A peculiaridade reprodutiva das esponjas
parece ser a base da persistência filogenética e cronológica desses animais. O seu
crescimento e a forma corpórea final são respostas adaptativas às condições químicas,
hidrodinâmicas e morfológicas do meio. As formas atuais são abundantes e caracterizam
águas rasas, claras, calmas e limpas, onde há menor risco à obturação de seus poros
(Palacio e Bermudez, 1963).
Considerando as diferentes formas e composições químicas dos elementos
esqueletais das esponjas o Filo Porífera é subdividido em três classes: a) Calcarea ou
Calcispongiae, com espículas calcárias, incluindo as formas marinhas ocorrentes até 30
metros de profundidade; b) Hexatinellida ou Hyalospongiae, com esqueleto constituído por
espículas silicosas hexarradiadas e capazes de viver no mar até os mil metros de
profundidade e c) Demospongia, abrangendo formas dulcícolas ou marinhas distribuídas
até 300 metros de profundidade. A classe inclui 90 % das espécies atuais e todas as
espécies de água doce, dentre as quais o destaque quantitativo cabe ao gênero Spongilla
que conta com 20 espécies conhecidas.
Em função da maior abundância e diversidade das esponjas marinhas constata-se
haver um maior número de estudos micropaleontológicos relatívo aquele ambiente em
detrimento da pesquisa de oozes e dos biolititos continentais. A maior parte desses
estudos aborda os espongilitos, denominação usual dos depósitos não consolidados
mormente constituídos por espículas. No Brasil, duas regiões concentram depósitos de
espongilitos de águas continentais; a primeira está situada entre o cinturão de dunas que
se estende entre os Estados do Maranhão e do Rio Grande do Norte, e a segunda numa
região originalmente de cerrados compreendendo parte dos estados de São Paulo, Minas
Gerais, Goiás e Mato Grosso do Sul (Volkmer-Ribeiro et al., 1998).
Materiais e métodos para a coleta e a preparação de amostras
Sedimentos espiculíticos recentes são coletados com a mesma técnica já descrita
para os foraminíferos. Oozes espiculíticas e termos consolidados devem ser amostrados
através de escavação ou retroescavação mecânica de trincheiras. Nestes procedimentos é
importante o cuidado de orientar e posicionar as amostras.
Em laboratório busca-se isolar as espículas visando a confecção de lâminas delgadas,
cuja confecção segue técnica adaptada de Volkmer-Ribeiro et al. (1998), da qual, a seguir,
apresentam-se os principais reagentes e materiais: Ácido nítrico (diluído a 65% em água
destilada); Calgon (35,40 g de hexametafosfato de sódio e 7,94 g de carbonato de sódio em
1 litro de água destilada); álcool etílico; resina acrílica; agitador eletro-mecânico, pestilo ou
britador mecânico; lâmpada ou placa elétrica para secagem de lâminas; pipetas
graduadas; pinceis finos; tubos de ensaio para centrífuga e ou copos de Becker; centrífuga
e balança; lâminas e lamínulas.
A preparação de amostras segue as seguintes etapas: 1) desagregar amostra com
cerca de 10 cm3 da matriz litificada, preferencialmente usando agitação mecânica em meio
aquoso. O procedimento visa minimizar a quebra dos elementos de identificação. Em
matrizes compactas, a desagregação é feita manualmente com pistilo ou através de
britagem mecânica, mesmo que isso signifique comprometer parte da integridade do
material; 2) transferir a porção desagregada para um tubo de ensaio e adicionar cerca de
5ml de água. Agitar manualmente e deixar decantar; 3) transferir o sobrenadante para
outro tubos de ensaio ou copos de Becker; 4) adicionar ácido nítrico (65%) a quente
(direto à chama ou em banho-maria), deixando reagir até que a coloração amarelada dos
gases desapareça; 5) lavar o resíduo em água e deixar decantar por 3 horas ou
centrifugar por 1 minuto; 6) repetir 4 ou 5 vezes a etapa 5; 7) desflocular a amostra,
adicionando ao resíduo em volume proporcional, uma solução de Calgon. 8) deixar
repousar por 30 minutos; 9) lavar com água por 4 ou 5 vezes; 10) retirar o resíduo de fundo
e conservá-lo em água destilada ou álcool etílico; 11) preparar as lâminas, agitando
previamente o resíduo com o auxílio de um pincel fino e exclusivo para a amostra; 12)
com o auxílio de uma pipeta e do pincel distribuir uma gota, (cerca de 1/20ml), do conteúdo
do tubo sobre uma lâmina delgada. Aquecer a lâmina sob luz ou sobre placa elétrica até a
total aderência do sedimento sólido; 13) sobre a lâmina seca, deitar uma lamínula com
resina acrílica quente e deixar resfriar sob peso.
DIATOMÁCEAS
As diatomáceas são algas unicelulares clorofiladas de hábitos plantônicos ou
bentônicos e dimensões variáveis entre 50 m e 2mm. Embora, ocorram em variados nichos
de águas continentais, as diatomáceas são organismos especialmente abundantes nos
ambientes marinhos bem iluminados (Palacio e Bermudez, 1963). As formas marinhas
existem desde o Cretáceo Superior e as dulcícolas desde o Terciário.
Entre as formas atuais e fósseis há mais de 20 mil espécies registradas. Nos
sedimentos os elementos distintivos das diatomáceas são as frústulas, um esqueleto
intracitoplasmático silicoso e formado por duas valvas.
A forma e a ornamentação das frústulas são consideradas no reconhecimento
taxonômico das diatomáceas; segundo tais variáveis o grupo foi subdividido em: Centrales;
diatomáceas de formas circulares, elípticas ou poligonais e com ornamentação concêntrica
ou radiada. Estas diatomáceas congregam um grande número de espécies marinhas; sua
reprodução é sexuada e realizada através de micrósporos. Penales; diatomáceas de formas
naviculares e que exibem uma rafe, estrutura que separa as valvas em duas metades. Estas
diatomáceas têm reprodução assexuada e congregam a maior parte das espécies
dulcícolas.
De acordo com a sensibilidade ao teor de sal do meio as diatomáceas podem ser
classificadas em: Polihalóbias: formas que vivem em ambiente marinho de salinidade igual
ou maior do que 30‰. Mesohalóbias: formas que vivem em águas de salinidade variável
entre 2 e 30‰. Oligohalóbias: formas que vivem em águas de salinidade inferior a 2‰, e
Halófobes: formas que vivem em corpos de água doce.
Os depósitos naturais e consolidados de frústulas são denominados de diatomitos; já
os termos inconsolidados são as denominadas oozes de diatomáceas. Ambos são registros
sedimentares biogênicos importantes para os estudos paleoambientais, tendo em vista a
sua grande resistência às alterações químicas pós-deposicionais.
A possibilidade de analogias entre formas atuais e fósseis favorece o uso dos registros
paleoflorísticos no diagnóstico e na inferência de eventuais variações geoambientais ao
longo do tempo. Neste sentido importa a coleta ou sondagem de amostras orientadas e
georreferenciadas, cuidados fundamentais que viabilizam as análises geocronológicas e
embasam a investigação das pretéritas variações de luminosidade, turbidez, salinidade,
acidez e condutividade do meio.
Materiais e métodos para a coleta e a preparação de amostras
Sedimentos diatomíticos recentes são coletados com a mesma técnica já descrita para
os foraminíferos. Oozes de diatomáceas e termos consolidados devem ser amostrados
através de escavação ou retroescavação mecânica de trincheiras. Nestes procedimentos é
importante o cuidado de orientar e posicionar as amostras.
Em laboratório busca-se isolar as frústulas visando a confecção de lâminas delgadas,
que segue técnica adaptada de Sepúlveda e Martinez-Macchiavello (1985). Os reagentes e
materiais usuais são: água oxigenada a 30%; ácido clorídrico a 10%; Calgon (35,40 g de
hexametafosfato de sódio e 7,94 g de carbonato de sódio em um litro de água destilada);
álcool etílico; detergente; resina acrílica; agitador eletro-mecânico ou pistilo; lâminas e
lamínulas; placa elétrica para aquecimento; centrífuga e balança.
A preparação de amostras segue as seguintes etapas: 1) desagregar a amostra de
diatomito por agitação em meio aquoso ou, quando litificada, com pistilo; 2) pesar 10 cm 3 da
amostra; 3) lavar com água oxigenada 30% a quente (100º C) até cessar a eliminação de
bolhas; 4) adicionar 1 ml de ácido clorídrico 10%, para a eliminação de carbonatos da
amostra; 5) deixar decantar e eliminar o sobrenadante; 6) repetir as etapas 4 e 5 por cerca
de 5 vezes; 7) lavar em água para eliminar a acidez; 8) desflocular a amostra, adicionando
Calgon, em um volume proporcional ao da amostra; 9) lavar em água destilada e algumas
gotas de detergente; 10) conservar em álcool etílico; 11) sobre uma lâmina histológica,
colocar uma gota ou 1/20 ml do resíduo de fundo, após leve agitação, distribuindo-o
homogeneamente; 12) aquecer levemente sobre uma placa elétrica para secar; 13)
adicionar uma gota de resina acrílica ou Bálsamo do Canadá e 14) colocar a lamínula,
evitando a formação de bolhas.
PALINOMORFOS FÓSSEIS
A palinologia é o ramo da botânica que abrange o estudo dos esporos e grãos de
polen (elementos reprodutivos dos vegetais) fósseis e modernos, bem como suas diversas
aplicações. Outros microfósseis vegetais que resistem ao mesmo tratamento químico,
acritarcas, qutinozoários, tasmanídeos e dinoflagelados são tratados, de modo geral, como
"palinomorfos".
Os esporos datam do Pré-Cambriano e predominaram sobre os grãos de polen até o
Carbonífero, sendo que ao final deste período ocorrem os pré-pólens bissacados, típicos de
gimnospermas e no Cretáceo inferior são reconhecidos os grãos de polen de angiospermas
(Brasier, 1980).
Os estudos palinológicos possuem várias aplicações. A Aeropalinologia trata de
verificar a freqüência de esporos e grãos de polen no ar, a Iatropalinologia, preocupa-se com
os aspectos médicos (alergias e medicina legal), a Melitopalinologia, relaciona-se com a
apicultura e utiliza os grãos de polen para verificar a origem e controlar o mel.
A Copropalinologia, ocupa-se do estudo do material palinológico em excrementos,
podendo revelar importantes aspectos com relação aos hábitos de animais herbívoros. Já a
Paleopalinologia ou Geopalinologia, dedica-se ao estudo dos esporos e grãos de polen fósseis
que, por seu pequeno tamanho, podem ser transportados pelo vento e pela água e
depositados como partículas sedimentares.
Sua grande quantidade (os grãos de polen das coníferas podem produzir densas
nuvens) e resistência à decomposição (permitindo a fossilização), torna o material palinológico
de grande importância nos estudos geológicos, permitindo reconstituir a vegetação do
passado.
Os palinomorfos são encontrados preferencialmente em sedimentos finos e escuros
(siltes e argilas), indicativos da presença de matéria orgânica, e nas turfas, folhelhos, carvão
e linhito.
Materiais e métodos para a preparação das amostras
O trabalho com palinomorfos fossilizados envolve muitas etapas, um grande número
de reagentes químicos e, assim, necessita um laboratório equipado com estufa, capela com
exaustão, centrífuga, placa aquecedora, microscópio. Além disso, demanda um tempo
prolongado para a elaboração das amostras.
Como a preparação envolve o uso de ácidos, é muito importante tomar todos os
cuidados possíveis para prevenir a exposição de mãos e braços (através do uso de luvas e
avental) e a inalação de vapores tóxicos. A coleta deve evitar a mistura de material de níveis
sedimentares próximos (superior ou inferior), especialmente quando se deseja reconstituir a
paisagem de uma determinada época.
Aconselha-se iniciar pela base do perfil, prevenindo que o desmoronamento
provocado na obtenção das amostras, misture grãos de diferentes idades. Os materiais
usuais são: Recipiente para triturar a amostra (almofariz e pistilo ou martelo e saco plástico);
peneiras com malha de 1,00 mm e 0,50 mm; peneira de seda especial com malha de 200
microns; copos de vidro (um para cada amostra); copos de plástico (um para cada amostra);
tubos de ensaio (um para cada amostra);bastões de vidro e de plástico (um para cada
amostra); ácido clorídrico diluído a 30%; ácido fluorídrico diluído a 40%; ácido clorídrico
diluído a 10%; solução de Schulze (produzida pela adição de 1 parte de clorato de potássio
à 3 partes de ácido nítrico); solução de hidróxido de potássio a 15%; água destilada; álcool
diluído em água destilada a 30%; álcool 90°; frascos pequenos com tampa, para guardar os
resíduos; lâminas e lamínulas; bálsamo do Canadá ou resina; etiquetas; avental e luvas.
A preparação de amostras segue técnicas adaptadas de Uesugui (1979) e Quadros e
Melo (1987) e inclui os seguintes procedimentos: 1) lavar as amostras; 2) secar em estufa a
60°C; 3) triturar cada uma; 4) colocar no jogo de peneiras e recolher o material retido na de
0,50 mm, em recipiente apropriado ou saco plástico; 5) pesar 10 gramas do resíduo e
colocar em copo de vidro limpo e bem seco; 6) etiquetar a amostra; 7) adicionar, em capela,
50 cm³ de ácido clorídrico ( 30%), para eliminar os carbonatos; 8) deixar em repouso por 1
hora para que o sobrenadante decante; 9) transferir o material para um tubo de ensaio
etiquetado e adicionar água destilada; 10) centrifugar, no mínimo três vezes, com rotação
entre 1500 a 2000 rpm, trocando a água e agitando com bastão de vidro, de modo a lavar
bem o sedimento de fundo; 11) transferir para um copo plástico limpo e seco (o vidro é
corroído pelo ácido fluorídrico), igualmente etiquetado; 12) adicionar, em capela, 50 cm³ de
ácido fluorídrico (40%) para eliminar os silicatos; 13) agitar e deixar reagir por
aproximadamente 4 horas (o tempo dependerá do teor de sílica contido no sedimento)
agitando-se mais algumas vezes, se necessário; 14) esperar que o ácido decante e
transferir o material obtido para um novo tubo de ensaio etiquetado; 15) repetir a fase 10,
agora com adição de solução de ácido clorídrico (10%), para solubilizar os fluorsilicatos; 16)
lavar sucessivamente até obter um líquido claro; 17) passar o resíduo obtido pela peneira de
seda com malha de 200 microns; 18) repetir a fase 16; 19) lavar com álcool a 30%; 20)
repetir a lavagem com álcool 90°; 21) guardar o resíduo diluído em álcool 90°, em frascos
limpos, etiquetados e bem fechados; 22) montar as lâminas com este resíduo e uma gota de
bálsamo do Canadá, em placa aquecedora, misturando com bastão de vidro; 23) cobrir com
lamínula fazendo leve pressão para evitar a formação de bolhas de ar; 24) deixar secar a
temperatura ambiente e remover o excesso de bálsamo com álcool; 25) identificar a lâmina
com os dados da amostra e analisar o material ao microscópio óptico.
OBS: As amostras com muita matéria orgânica, em avançado estado de
carbonificação (carvão ou linhito) devem após a etapa 15, receber adicionalmente, o
seguinte tratamento: a) transferir o material para um novo copo de vidro limpo e seco,
etiquetado e adicionar 50 cm³ de Solução de Schulze, em capela; b) deixar repousar por 04
horas; c) repetir a fase 10; d) acrescentar a solução de hidróxido de potássio, neutralizando
a solução de Schulze e f) continuar a partir da etapa 16.
NANOFÓSSEIS CALCÁRIOS
Nanofósseis calcários são estruturas extremamente pequenas, não ultrapassando 50
micras, muito abundantes em rochas de granulometria fina, como arenitos finos e folhelhos,
sendo os mais utilizados para fins estratigráficos.
Na sua maioria correspondem aos Cocolitofóridos que se incluem entre as algas
unicelulares Chrysophytas e são organismos esféricos, piriformes ou fusiformes cujo
tamanho oscila entre 10 e 50 micras. Possuem um núcleo e dois cloroplastos, uma
cobertura de natureza péctica, recoberta por uma carapaça formada por corpúsculos
calcários, denominados “cocolitos”, que podem estar separados ou parcialmente imbricados,
originando estruturas resistentes que são as “cocosferas”. Possuem dois flagelos.
Marinhos, planctônicos, autotróficos e ocorrem nos oceanos desde 150 milhões de
anos atrás. Por apresentarem taxas de evolução e diversificação biológica extremamente
rápida, os nanofósseis são excelentes indicadores da idade das rochas, sendo importante
ferramenta para a exploração do petróleo.
Os cocolitoforídeos não só respondem às variações ambientais como também
promovem modificações ambientais. De acordo com Brand (1994) este grupo é considerado
o maior produtor de sedimentos calcários. Aproximadamente 80% do carbonato depositado
anualmente nos mares, se dá na forma de carbonato de cálcio de origem biológica e deste
total, 20% a 40% são provenientes dos cocolitofóridos.
Os estudos de Heimdal (1993) e Roth (1994) consideram os cocolitoforideos como
principais transferidores de CO2 da atmosfera para o fundo oceânico em razão das suas
características de vida, podendo ser considerado um despoluidor natural e por serem
fotossintéticos são importantes fixadores de energia solar dos oceanos.
Materiais e métodos para a preparação das amostras
O trabalho com nanofósseis calcários é simples, rápido e econômico. É necessário
amostras de sedimentos, reagente químico, centrífuga, placa aquecedora. Do mesmo modo
a coleta de material exige cuidado, para evitar a contaminação.
O método a seguir é uma adaptação dos procedimentos sugeridos por Antunes
(1997). Os materiais utilizados são: Recipiente para triturar a amostra (almofariz e pistilo ou
martelo e saco plástico); tubos de ensaio (um para cada amostra); bastões de vidro e
canudos de plástico (um para cada amostra); água destilada de preferência com pH básico
(8,0 - 8.5); desfloculante hexametafosfato de sódio; álcool 90°; lâminas e lamínulas;
bálsamo do canadá ou araldite; etiquetas e avental.
As etapas de preparação incluem os seguintes procedimentos: 1) triturar a amostra e
colocar duas gramas de sedimento no tubo de ensaio; 2) colocar um pouco de água
destilada no tubo de ensaio e com o auxílio de um bastão de vidro, desagregar totalmente
o sedimento adicionando-se mais água até a borda do tubo de ensaio. Agitar novamente
com o auxílio do bastão de vidro; 3) deixar em repouso por 5 minutos para que as partículas
maiores depositem. Caso a deposição se dê muito rapidamente, adicionar 3 ou 4 gotas de
hexametafosfato de sódio. Agitar novamente deixando em repouso por 5 minutos; 4)
transferir o sobrenadante para outro tubo de ensaio e deixar em repouso a solução
sobrenadante por uma hora; 5) descartar a metade do sobrenadante e agitar o restante; 6)
colocar a lamínula sobre a placa aquecedora; 7) com um canudo de plástico, colocar de 2 a
3 gotas da suspensão sobre a lamínula e espalhar sobre esta deixando secar a água; 8)
espalhar o bálsamo do Canadá ou araldite (a frio) sobre a lâmina, colocando-a sobre a
placa aquecedora por 2 minutos; 9) colocar a face da lamínula com as partículas
sedimentares sobre a lâmina com bálsamo fazendo leve pressão para evitar a formação de
bolhas de ar; 10) retirar o excesso de bálsamo da lâmina com álcool; 11) identificar a lâmina
com os dados da amostra e analisar o material ao microscópio óptico.
Uma preparação simplificada pode ser feita colocando-se um fragmento do tamanho
de um grão de arroz de sedimento fino sobre uma lâmina de vidro. Adiciona-se uma gota de
água destilada e com o auxílio de um bastão de vidro desagrega-se a rocha e faz-se o
mesmo procedimento do item 6 em diante para a preparação da lâmina com o uso de
bálsamo do Canadá ou araldite.
A depender do tipo de análise que se quer fazer, devem ser observados alguns
parâmetros do tipo, quantidade de água da suspensão e número de gotas colocadas sobre
a lamínula, além disso, têm-se aparelhos como ultrassom, que é indicado para separar os
fragmentos de argila, e a centrífuga, para separar a faixa granulométrica que aderem aos
nanofósseis.
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