1 UNIVERSIDADE FEDERAL FLUMINENSE FACULDADE DE VETERINÁRIA MESTRADO EM MEDICINA VETERINÁRIA PROGRAMA DE PÓS GRADUAÇAO EM CLÍNICA VETERINÁRIA E REPRODUÇÃO ANIMAL WILLIAM RENATO DA SILVA MENDES RESISTÊNCIA IN VITRO AOS ANTIMICROBIANOS DE ISOLADOS DE Staphylococcus sp. ASSOCIADOS A DERMATITES CANINAS NITERÓI 2011 2 WILLIAM RENATO DA SILVA MENDES RESISTÊNCIA IN VITRO AOS ANTIMICROBIANOS DE ISOLADOS DE Staphylococcus sp. ASSOCIADOS A DERMATITES CANINAS Dissertação apresentada ao Programa de Pós Graduação em Medicina Veterinária da Universidade Federal Fluminense, como requisito parcial para obtenção do Grau de Mestre. Área de concetração: Clínica e Reprodução Animal ORIENTADOR: PROF. DR. WALTER LILENBAUM CO-ORIENTADORA: PROFa. DRa. CARLA DRAY MARASSI NITERÓI 2011 3 WILLIAM RENATO DA SILVA MENDES RESISTÊNCIA IN VITRO AOS ANTIMICROBIANOS DE ISOLADOS DE Staphylococcus sp. ASSOCIADOS A DERMATITES CANINAS Dissertação apresentada ao Programa de Pós Graduação em Medicina Veterinária da Universidade Federal Fluminense, como requisito parcial para obtenção do Grau de Mestre. Área de concetração: Clínica e Reprodução Animal Aprovada em de fevereiro de 2011 BANCA EXAMINADORA _____________________________________________________ Prof. Dr. Walter Lilenbaum – orientador Universidade Federal Fluminense _____________________________________________________ Profa. Dra. Flavya Mendes de Almeida Universidade Federal Fluminense _____________________________________________________ Profa. Dra. Marcia Giambiagi de Marval Universidade Federal do Rio de Janeiro NITERÓI 2011 4 AGRADECIMENTOS Ao Prof. Dr. Walter Lilenbaum, por todo seu apoio e suporte para a realização de um grande sonho em minha vida. Agradeço por toda a confiança em mim depositada, todos os ensinamentos ministrados, todo o suporte em minha pesquisa e pela orientação sempre segura e bem direcionada. À Profa. Dra. Carla Dray Marassi pela coorientação de meu estudo, pelo carinho e amizade. À Profa. Dra. Renata Rabello pelos ensinamentos transmitidos e por todo o apoio que me deu para a realização deste trabalho. À amiga e professora Flávia Clare, que me contagiou com seu entusiasmo e profissionalismo, mostrando-me um caminho a seguir na vida. Sinto orgulho de ter sido seu aluno e de ser seu amigo. À amiga Flávia Tavares que sempre reconheceu meu potencial profissional, por todas as oportunidades profissionais que me proporcionou e por sua amizade. A toda equipe do Laboratório de Bacteriologia Veterinária da UFF, incluindo todos que passaram por lá no período em que foi feito meu estudo e que de alguma forma colaboraram com a minha formação e com a minha pesquisa. Agradeço em especial a Bruno de Araújo Penna, Luciana Fonseca Sobral, Sabrina Alves Thomé, Camila Hamond, Gabriel Martins, Denis Otaka, Cinthia Jardim, Nielly Salomão e Priscila da Silva Pinto. À toda minha família, por sempre terem me apoiado em todas as etapas de minha vida e por acompanharem de perto a minha caminhada, me incentivando e vibrando com as conquistas. Aos amigos que acompanharam de perto os novos desafios que a vida vem me apresentando, me incentivando e acreditando em minha capacidade de lutar e vencer. 5 À Profa Dra Ana Ferreira, coordenadora do programa de Pósgraduação em Clínica e Reprodução Animal. Aos companheiros de turma de mestrado que dividiram comigo essa etapa de nossas vidas. Aos animais que fizeram parte deste estudo. À técnica de laboratório Eliane pelo auxílio no desenvolvimento do projeto. À CNPQ e CAPES pelo apoio financeiro. A todos que de alguma forma contribuíram com este trabalho. 6 SUMÁRIO Lista de tabelas. p. 8 Lista de figuras e anexos. p.9 Resumo. p. 10 Abstract. p. 11 1. INTRODUÇÃO. p 12 2. FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA. p. 14 2.1 O GÊNERO Staphylococcus sp. p. 14 2.1.1. Características gerais. p. 14 2.1.2. Mecanismos de Agressão. p. 14 2.1.2.1. Enzimas extracelulares. p. 15 2.1.2.2. Exotoxinas. p. 16 2.1.2.3. Adesinas. p.18 2.1.3. Epidemiologia. p 18 2.2. PIODERMITES POR Staphylococcus sp. p. 20 2.3. DIAGNÓSTICO DAS INFECÇÕES POR Staphylococcus sp. p. 26 2.4. RESISTÊNCIA AOS AGENTES ANTIMICROBIANOS. p. 28 3. OBJETIVOS p. 36 3.1 OBJETIVO GERAL. p. 36 3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS p.36 4. MATERIAL E MÉTODOS. p. 37 4.1. DESENHO DO ESTUDO. p. 37 4.2. ANIMAIS. p. 37 4.3. AMOSTRAS. p. 38 4.4. PROCESSAMENTO BACTERIOLÓGICO. p. 38 4.4.1 Cultura bacteriana. p. 38 7 4.4.2 Identificação bacteriana. p. 39 4.5. TESTES DE SUSCEPTIBILIDADE AOS ANTIMICROBIANOS (TSA). p. 39 4.6 QUESTIONÁRIOS. p. 40 4.6.1 Ficha Clínica de atendimento dermatológico p.40 4.6.2 Questionário do proprietário p.41 4.7 DIAGNÓSTICO DAS DOENÇAS PRIMÁRIAS APRESENTADAS PELOS ANIMAIS DOS QUAIS FORAM COLETADAS AS AMOSTRAS p.41 4.8 ESTATÍSTICA p.43 5. RESULTADOS p.44 5.1 DISTRIBUIÇÃO DE ESPÉCIES p.44 5.2 SUSCEPTIBILIDADE AOS ANTIMICROBIANOS p.44 5.3 QUETIONÁRIOS p.55 6. DISCUSSÃO p.59 7. CONCLUSÕES p.75 8. OBRAS CITADAS p.79 8 LISTA DE TABELAS TABELA 1 - Distribuição das amostras de estafilococos obtidos de 72 amostras de secreção dérmica de cães da cidade do Rio de Janeiro, Brasil (20092010). p. 46 TABELA 2 - Padrão de resistência das amostras de estafilococos obtidas de 72 amostras de secreção dérmica de cães da cidade do Rio de Janeiro, Brasil (2009-2010). p. 47 TABELA 3 - Padrão de resistência das espécies de staphylococci isoladas de piodermite de cães da cidade do Rio de Janeiro, Brasil (2009-2010). p.48,49 TABELA 4 - Resistência das amostras bacterianas por espécie de estafilococos coagulase positivo obtidas de 72 amostras de secreções dérmicas de cães da cidade do Rio de Janeiro, Brasil (2009-2010). p. 53 TABELA 5 - Resistência das amostras bacterianas por espécie de estafilococos coagulase negativo obtidas de 72 amostras de secreções dérmicas de cães da cidade do Rio de Janeiro, Brasil (2009-2010). p. 54 TABELA 6 - Alterações clínicas e sua associação aos estafilococos de piodermites de cães da cidade do Rio de Janeiro, Brasil. p. 57 TABELA 7 - Fatores relativos aos proprietários de cães da cidade do Rio de Janeiro associados à transmissão zzonótica de cepas MRS. p.58 9 LISTA DE FIGURAS Fig. 1 - Algorítmo diagnóstico para as doenças alérgicas. p. 42 ANEXOS ANEXO I – Ficha clínica de atendimento dermatológico. p. 77 ANEXO II – Ficha do proprietário. p. 78 1 0 RESUMO Membros do gênero Staphylococcus são amplamente disseminados em caninos e podem ser agentes de pneumonias, dermatites, piodermites, furunculoses, abscessos, conjuntivites, otites e infecções do trato urinário. O presente estudo se propôs a avaliar o padrão de susceptibilidade aos antimicrobianos das espécies de estafilococos isoladas de amostras clínicas de 72 cães acometidos por piodermite. Amostras foram processadas por métodos bacteriológicos correntes, identificadas por provas bioquímicas e testadas quanto à susceptibilidade à 16 antimicrobianos. As espécies coagulase-positivas (CoPS) foram mais frequentemente isoladas, tendo sido obtidas em 38 (52,8%) animais. Dentre estas, a espécie mais frequente foi S. pseudintermedius (n=17), seguida de S. intermedius (n=16) e S. aureus (n=cinco). Já as espécies coagulase-negativas (CoNS) foram isoladas de 34 (47,2%) animais e se distribuíram entre S. schleiferi schleiferi (n=23), S. simulans (n=seis) e S. epidermidis (n=cinco). Um total de 90,3% das amostras clínicas apresentou resistência à pelo menos um agente antimicrobiano e multiresistência (a três classes de antimicrobianos) foi observada em 53 (73,6%) amostras. Nenhuma amostra apresentou resistência a todos os antimicrobianos testados. O agente antimicrobiano para o qual se apresentou a maior resistência (73,6%) foi o sulfametoxazol associado à trimetoprina e aquele para o qual se observou a menor resistência foi a rifampicina (2,8%). Cepas de estafilococos resistentes à meticilina (MRS) foram isoladas em 16 (22,2%) amostras clínicas. O presente estudo reforça a importância das espécies coagulase-negativas como agentes etiológicos de infecções tópicas caninas. Infecções causadas por CoNS estão mais associadas a cães que apresentam dermatite atópica e as causadas por CoPS a cães com hipotireoidismo. Palavras-chave: Staphylococcus, antimicrobianos, resistência, piodermite, cães. 11 ABSTRACT Members of the Staphylococcus genus are often found on healthy and diseased dogs, producing a variety of infections, including pneumonia, pyoderma, furuncles, abscesses, conjunctivitis, otitis externa and urinary tract infection. The purpose of this study was to evaluate the antimicrobial resistance of Staphylococci obtained from 72 canine hosts with pyoderma. Samples were processed for isolation of Staphylococcus. Colonies in pure culture were subjected to standard bacteriological procedures, including determining whether isolates were susceptible to 16 antimicrobial agents. Overall, coagulase positive species were the most frequently isolated, being obtained from 38 (52,8%) animals. Among those species S. pseudintermedius was the most isolated (n=17), followed by S.intermedius (n=16) and S. aureus (n=five). The coagulase negative species were isolated from 34 (47,2%) animals, distributed among S. schleiferi schleiferi (n=23), S. simulans (n=six) and S. epidermidis (n=five). Resistance of isolates to antibiotics was common, 90,3% of the samples were resistant to at least one drug, and 73,6 % of the isolates were multiresistant. No sample was resistant to all antimicrobials tested. The antimicrobial agent that presented the largest resistance was trimethoprimsulphamethoxazole (73,6%) and the less resistant was rifampin (2,8%). Methicillinresistant Staphylococcus strains were isolated from 16 (22,2%) samples. This study highlights the importance of coagulase-negative strains in its etiology and reports alarming antimicrobial resistance of Staphylococcus isolated from canine hosts. Infections caused by CoNS are more associated with dogs with atopic dermatitis and those caused by CoPS with dogs with hypothyroidism. Keywords: Staphylococcus, antimicrobial agents, pyoderma, dog. 1. INTRODUÇÃO Espécies do gênero Staphylococcus estão amplamente disseminadas, podendo ser considerados epidemiologicamente cosmopolitas. São membros residentes da microbiota normal da pele e das mucosas de humanos, mamíferos e aves. Estão ainda frequentemente envolvidos em grande variedade de infecções, tais como pneumonias, dermatites, piodermites, furunculoses, abscessos, conjuntivites, otites e septicemia. O potencial zoonótico dos estafilococos vem sendo amplamente estudado e existem relatos de transmissão entre cães e seus proprietários. Microrganismos multiresistentes a antibióticos são conhecidos desde a década de 1960 e atualmente representam grande problema para a Saúde Pública. Muitos destes microrganismos têm padrões de susceptibilidade aos antimicrobianos bastante variáveis, principalmente em função da troca de material genético e em especial pela transferência de plasmídeos que contêm genes que conferem às bactérias resistência a diferentes antimicrobianos. Desde a introdução de drogas antimicrobianas na prática da medicina veterinária moderna, os microrganismos evoluíram em resposta a essa pressão. O uso indiscriminado de drogas antimicrobianas, frequentemente prescritos por clínicos de pequenos animais sem a prévia realização de cultura bacteriana ou de testes de susceptibilidade aos antimicrobianos (TSA), também tem contribuído para o aparecimento de cepas multirresistentes. Dentre estes, Staphylococcus sp. vem se destacando pelo aumento de sua frequência problemática como em causa de unidades infecções nosocomiais, representando crescente de saúde e em comunidades do mundo 13 inteiro. Estirpes de estafilococos cada vez mais resistentes aos diversos antimicrobianos disponíveis têm estimulado a comunidade científica a buscar novas terapias que possam combater a infecção por este agente. A piodermite é uma das infecções mais comuns que acometem os cães e seu tratamento geralmente envolve agentes antimicrobianos. Membros do gênero Staphylococcus sp. são comumente isolados da pele de cães sadios ou doentes e as espécies coagulase positivas do grupo Staphylococcus intermedius (S. pseudintermedius e S. intermedius), membros comuns da microbiota da pele de cães, estão entre os principais agentes envolvidos nos casos de piodermite canina. Espécies coagulase negativas vêm apresentando um envolvimento cada vez maior nas piodermites caninas, enfatizando a sua importância como agentes de infecções estafilocócicas na pele dos cães. Por se tratarem de agentes oportunistas, normalmente é necessário algum fator predisponente tais como traumatismos (feridas de pele), infecções associadas (demodiciose, dermatofitose) ou outras condições clínicas (seborréia, disfunções da glândula tireóide e/ou adrenal, imunossupressão) para desencadear uma infecção estafilocócica. Este trabalho tem como objetivo caracterizar amostras bacterianas do gênero Staphylococcus sp. obtidos a partir de amostras clínicas de cães acometidos por dermatites segundo a distribuição por espécies e ao perfil de susceptibilidade in vitro aos antimicrobianos, identificar associações entre as amostras clínicas de estafilococos e condições associadas às dermatites observadas e identificar associações entre os microrganismos isolados dos cães acometidos de piodermites com os fatores de risco para transmissão zoonótica. Para tanto foram selecionadas amostras clínicas de cães acometidos por dermatites diversas, apresentando como doença secundária a piodermite a fim de se obterem as amostras de estafilococos necessárias ao desenvolvimento deste estudo. 14 2. FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA 2.1. O GÊNERO Staphylococcus 2.1.1. Características Gerais Membros do gênero Staphylococcus pertencem à família Staphylococcaceae, possuem metabolismo anaeróbio facultativo, são imóveis e catalase-positivos. São mesófilos, podendo crescer em temperaturas entre 18 a 40ºC, têm tamanhos variando de 0,5 a 1,5µm de diâmetro, sendo Gram positivos (BIBERSTEIN e HIRSH, 2003; COX, 2006). Uma importante modificação na taxonomia do gênero foi recentemente adotada: uma nova espécie foi descrita, S. pseudintermedius (DEVRIESE et al., 2005). A espécie S. intermedius, quando descrita por Devriese e Hájek (1980), foi de extrema utilidade por possibilitar sua separação de S. aureus, evitando assim importante equívoco epidemiológico, já que ambas são coagulase positivas. 2.1.2. Mecanismos de Agressão O conhecimento sobre a fisiopatogenia das infecções estafilocócicas ainda é limitado, com exceção das causadas por S. aureus, porém sabe-se que a virulência das cepas está diretamente relacionada à presença de cápsula, toxinas e enzimas extracelulares que produzem uma grande variedade de efeitos biológicos no hospedeiro após a invasão tecidual (COX, 2006). Dentre 15 os principais mecanismos de agressão incluem-se a produção e liberação de enzimas extracelulares, adesinas, cápsula e toxinas. Assim, já foram descritas lipases, estearases, desoxirribonucleases, hialuronidase, fosfolipase, catalase, e β-lactamase, além da estafiloquinase, um potente ativador de plaminogênio, e leucocidinas, que lisam leucócitos e macrófagos (TODAR, 2005). Algumas amostras mais virulentas produzem ainda hemolisinas, que interferem na resposta quimiotáxica das células de defesa, e coagulase, que é um dos mais importantes fatores de agressão dos estafilococos e pode ser utilizada para a diferenciação e identificação de espécies patogênicas (BIBERSTEIN e HIRSH, 2003). 2.1.2.1. Enzimas extracelulares A coagulase é uma enzima codificada pelo gene coa, o qual parece estar presente em todas as cepas coagulase positivas. A atividade da coagulase consiste na conversão do fibrogênio em fibrina pelo complexo denominado estafilotrombina, formado pela ligação da enzima com a protrombina (ARVIDSON, 2000). Porém o papel dessa enzima no curso das infecções por membros do gênero Staphylococcus sp. ainda não está totalmente estabelecido. Uma possível função desta enzima seria a proteção do microrganismo contra a resposta de defesa do hospedeiro pela formação de coágulo de fibrina ao redor do foco de infecção (BIBERSTEIN e HIRSH, 2003). Em um estudo in vivo, que utilizou um modelo animal para pneumonia, cepas mutantes deficientes na produção dessa enzima se mostraram menos virulentas que as cepas selvagens (SAWAI et al., 1997). A estafiloquinase ou fibrinolisina é um ativador do plasminogênio codificada pelo gene sak. Seu possível papel em um processo infeccioso seria facilitar a liberação e movimentação do microrganismo preso em coágulos de fibrina ou abscessos envolvidos por fibrina, contribuindo assim para disseminação deste pelo hospedeiro (ARVIDSON, 2000). Outra enzima extracelular que tem importante papel na disseminação dos estafilococos pelo organismo do hospedeiro é a hialuronidase, que tem como função hidrolisar o ácido hialurônico, que é um importante componente da matriz extracelular (ARVIDSON, 2000). 16 Já a nuclease, também chamada de nuclease estafilococica ou nuclease A, é uma enzima que hidrolisa as pontes de fosfodiésteres de fita simples e duplas de RNA e DNA. Membros do gênero estafilococos também produzem e liberam proteases, que são enzimas proteolíticas, as quais se dividem em três famílias: serinas, cisteínas e metaloproteases. A serina protease é uma enzima sintetizada na forma de proenzima cuja ativação se dá pela ação de uma metaloprotease. Essa enzima pode promover a sobrevivência e a disseminação das bactérias pela inativação de proteínas importantes do hospedeiro, como imunoglobulinas (ARVIDSON, 2000). Foi recentemente sugerido que a serina protease tenha um papel importante na transição do fenótipo adesivo para o invasivo entre as células de estafilococos, devido à degradação de proteínas de superfície celular bacteriana e proteínas de ligação como a fibronectina (McGAVIN et al., 1997; KARLSSON e ARVIDSON, 2002). Com relação à cistina protease, pouco se sabe sobre o seu papel na patogênese das infecções estafilocócicas (ARVIDSON, 2000; KARLSSON e ARVIDSON, 2002). Já as funções das metaloproteases são de clivar inibidores de proteínas plasmáticas, ativar a protrombina no plasma humano e afetar a ativação de linfócitos B e T e consequentemente a produção de imunoglobulinas in vitro (KARLSSON e ARVIDSON, 2002). 2.1.2.2. Exotoxinas Membros do gênero Staphylococcus produzem diversas toxinas que participam de diferentes síndromes clínicas (COX, 2006). As exotoxinas produzidas pelos estafilococos se dividem em hemolisinas, leucotoxinas e toxina superantigênicas (toxinas pirogênicas constituídas por enterotoxinas e toxina da síndrome do choque tóxico e toxinas exfoliativas) (BOHACH e FOSTER, 2000; FITZGERALD et al., 2003). São conhecidos quatro tipos de hemolisinas produzidas pelos estafilococos: α-hemolisina, β-hemolisina, γ-hemolisina e δ-hemolisina. A αhemolisina, além de lise celular ou necrose por formação de poros na membrana das células alvo, tem a capacidade de induzir apoptose em células endoteliais, inclusive após a invasão (MENZIES e KOURTEVA, 2000). Pode ainda ativar fosfolipases e o metabolismo do acido aracdônico, gerando 17 leucocidinas e leucotrienos, o que resulta em efeitos vasoativos que aumentam a letalidade direta em células endoteliais pela hemolisina (BOHACH e FOSTER, 2000). A β-hemolisina é uma esfingomielinase neutra que tem capacidade de lisar eritrócitos. Mas esta atividade varia dependendo da espécie do hospedeiro, já que a sensibilidade a esta hemolisina depende da concentração de esfingomielina presente na membrana do eritrócito, o que varia entre as espécies hospedeiras, sendo os eritrócitos de ovinos, caprinos e bovinos especialmente mais sensíveis (BOHACH e FOSTER, 2000). A βhemolisina também apresenta efeito leucotóxico, reduzindo a viabilidade de células polimorfonucleares e mononucleares (MARSHALL et al., 2000). A δhemolisina apresenta efeito citotóxico para eritrócitos e outras células por danos a membrana, que aparentemente ocorrem pela formação de canais na membrana (BOHACH e FOSTER, 2000). Já a γ-hemolisina, que tem a capacidade de destruir eritrócitos, monócitos, macrófagos e outros leucócitos polimorfonucleares de mamíferos, consiste em uma toxina bi-componente. Cada um desses componentes tem uma ação, que vão agir em sinergismo ativando canais de cálcio e formando poros transmembranais permeáveis a cátions monovalentes na célula alvo (BOHACH e FOSTER, 2000; KANEKO e KAMIO, 2004). Além da γ-hemolisina, outras toxinas formadoras de poros, compostas por duas subunidades, fazem parte da família das leucotoxinas e são a leucocidina Panton-Valentine e a LukED. O mecanismo de ação destas leucotoxinas é o mesmo descrito acima para a γ-hemolisina, sendo as principais células alvo os polimorfonucleares, os macrófagos e os monócitos (BOHACH e FOSTER, 2000; KANEKO e KAMIO, 2004; VON EIFF et al., 2004). Dentre as toxinas superantigênicas, as enterotoxinas são responsáveis principalmente por intoxicações alimentares. Uma de suas principais características é o fato de serem toxinas termoestáveis, o que facilita a sua presença em alimentos já cozidos. Já a toxina da síndrome do choque tóxico, que inicialmente foi denominada de exotoxina C pirogênica estafilocócica, é a principal toxina associada com a síndrome do choque tóxico em seres humanos. Este é caracterizado por febre alta, eritema difuso, hipotensão, além de no mínimo três sistemas orgânicos acometidos (BOHACH e FOSTER, 2000; DINGES et al., 2000). As toxinas exfoliativas são as responsáveis pela 18 síndrome da pele escaldada, que se caracteriza pela formação de bolhas na pele e perda de camadas da epiderme. Até o momento, quatro tipos dessa toxina já foram descritos: ETA, ETB, ETC e ETD. 2.1.2.3. Adesinas Várias proteínas produzidas pelo gênero Staphylococcus sp. têm sido estudadas devido ao seu potencial papel na patogênese de processos infecciosos. Muitas delas são denominadas adesinas, pois estão relacionadas com o processo de adesão do microrganismo aos tecidos do hospedeiro, pela sua ligação com componentes da matriz extracelular e a proteínas solúveis de membrana (TODAR, 2005). A primeira delas é a proteína A (SpA), que é conhecida por sua capacidade de se ligar à porção constante (Fc) da imunoglobulina, inibindo assim a opsonização. Outras adesinas que os estafilococos apresentam são as proteínas de ligação a fibronectina FnBPA e FnBPB, codificadas pelos genes fnbA e fnbB, que mediam a aderência do microrganismo às células do hospedeiro por meio de ligação destas com a fibronectina, presente na matriz extracelular (HÖÖK; FOSTER, 2000). Além de seu papel na aderência ao tecido, as bactérias podem ainda ser internalizadas por fagócitos pela interação complexa entre as células bacterianas e do hospedeiro (DZIEWANOWSKA et al., 2000). A proteína de ligação ao colágeno produzida por algumas cepas de estafilococos permite a aderência bacteriana ao tecido colagênico. A importância dessa proteína na patogênese tem sido estudada usando-se modelos animais. Esses estudos demonstraram a importância dessas adesinas no curso da infecção (HÖÖK e FOSTER, 2000). Já as proteínas de ligação ao fibrinogênio, também denominadas de “fator de clumping”, apresentam a capacidade de coagular o plasma sanguíneo por meio da ligação ao fibrinogênio (HÖÖK e FOSTER, 2000). 2.1.3. Epidemiologia Os estafilococos são residentes normais da microbiota da pele e das mucosas de humanos e animais (LILENBAUM et al., 2000; HOEKSTRA e 19 PAULTON 2002; ROUGIER et al., 2005; MORRIS et al., 2006; COX, 2006; CASEY et al., 2007), e mesmo as espécies de estafilococos isolados de animais clinicamente saudáveis são potencialmente patogênicas (COX, 2006). Segundo Rosser Jr. (2008), entre bactérias residentes da pele canina incluemse os Staphylococcus coagulase-negativos – CoNS - (S. epidermidis, S. cohnii, S. schleiferi schleiferi, S. saprophyticus, S. hominis, S. haemolyticus, S. captis, S. warmeri, S. xylosus, S. simulans e S. scuri) e os coagulase-positivos – CoPS - (S. intermedius, S. pseudintermedius, S. aureus, S. schleiferi coagulans). Lilenbaum e colaboradores (2000) reportaram S. epidermidis e S. aureus como as espécies mais freqüentes em dermatologia canina, seguidas de S. simulans, S. intermedius, S. haemolyticus e S. saprophyticus. Além de serem residentes normais de pele e mucosas, membros deste gênero estão comumente envolvidos numa grande variedade de doenças dos animais (LILENBAUM et al., 2000; HOEKSTRA; PAULTON, 2002), e sua presença em infecções de animais já era relatada em 1947 (MORRISON et al., 1961). A apresentação clínica mais comum nas infecções por estafilococos em cães é a foliculite superficial (PYNCHBECK et al.,2006). Ainda podem ocorrer pneumonias, piodermites, furunculoses, abscessos, conjuntivites, infecções do trato urinário, otites e septicemia (LILENBAUM et al., 2000; HOEKSTRA; PAULTON, 2002; GANIERE et al., 2005; ROUGIER et al., 2005; LING, 2000 COHN et al., 2003; BUBENIK et al., 2007). Segundo Biberstein e Hirsch (2003), dentre as várias espécies deste gênero, quatro delas merecem destaque na clínica de pequenos animais: S. aureus, S. pseudintemedius, S. epidermidis e S. schleiferi. S. aureus está freqüentemente associado a infecções supurativas e é reconhecido como membro residente da microbiota cutânea de humanos e animais (KLOOS, 1995; HOEKSTRA; PAULTON, 2002; CASEY et al., 2007), enquanto S. pseudintermedius é um residente normal da pele canina saudável (ROSSER JR, 2008), mas também é sabidamente o principal agente envolvido em infecções da pele de cães e gatos (BIBERSTEIN et al., 1984; COX et al., 1988; DEVRIESE, 1990; GANIERE et al., 2005; ROSSER JR, 2008; DEVRIESE et al., 2009). S. epidermidis é membro da microbiota normal de algumas superfícies corpóreas dos animais, mas é pouco relatado como agente causador de doenças em pequenos animais, embora tenha sido identificado 20 como responsável por diversas infecções profundas, em especial em animais imunocomprometidos (LILENBAUM et al., 2000), em particular nas infecções adquiridas nosocomialmente (KONNEMAN, 2006). Já a espécie coagulasepositiva S. schleiferi coagulans e a coagulase-negativa S. schleiferi schleiferi já foram isoladas de pele de cães com piodermite e otite recorrentes (MAY et al., 2005; ROSSER JR., 2008). As espécies coagulase-positivas são predominantes nas infecções da pele dos cães (PRESCOTT et al., 2002; GANIERE et al., 2005). Cox (2006) afirmou que S. pseudintermedius (então conhecido como S. intermedius) é a espécie predominante na microbiota bacteriana da pele de cães, e SaijonmaaKoulumies e Lloyd (2002) dizem que filhotes caninos adquirem S. pseudintermedius de suas mães em até oito horas após seu nascimento, sendo as mucosas oral e nasal os principais focos de colonização. Está bem documentado que as regiões mucocutâneas oral, nasal e anal servem como reservatório para colonização por S. pseudintermedius no cão. Além destes, a orelha é outro sítio de onde o S. pseudintermedius pode ser isolado com freqüência. Estes locais servem como sítios carreadores para a semeadura para o resto da pele e pelo pela atividade normal de “grooming” (MAY, 2005). Estudos recentes demonstraram que as espécies coagulase-negativas também devem receber atenção no que diz respeito à sua importância clínica (GRIFFETH et al., 2008; MORRIS et al., 2006), devido ao seu potencial patogênico não só em humanos (KLOSS e BANNERMAN, 1994; HUEBNER e GOLDMAM, 1999) assim como em animais, como S. schleiferi schleiferi em cães (FRANK et al., 2003; MAY et al., 2005) e S. felis em gatos (PATEL et al., 2002; LILENBAUM et al., 2000). Lilenbaum e colaboradores (2000) relataram que os Staphyloccocus coagulase-negativos foram as espécies que mais frequentemente estavam envolvidas com casos de otites externas em cães, representando 61,3% dos 65 espécimes isolados no estudo. 2.2. PIODERMITES POR Staphylococcus sp. A microbiota da pele é reconhecida como um importante fator no entendimento das doenças bacterianas da pele de cães e gatos (LILENBAUM et al., 1998; COX, 2006). Diferentes estudos têm demonstrado que espécies de 21 Staphylococcus são comumente isoladas da pele de cães sadios ou doentes (LILENBAUM et al., 2000; NAGASE et al., 2002; HAUSCHILD e WOJCIK, 2007), sendo S. pseudintermedius a principal espécie bacteriana responsável por casos de infecções cutâneas nos cães (SCOTT et al., 2001; ROSSER JR., 2008). Intorre e colaboradores (2007) citam que S. pseudintermedius e S. schleiferi são os agentes etiológicos mais comuns da piodermite canina. Hoje, sabe-se que a infecção por S. pseudintermedius cria um microambiente favorável à invasão tecidual por bactérias Gram negativas, especialmente por bactérias de outros gêneros, como Proteus mirabilis, Pseudomonas sp e Streptococcus sp (CONCEIÇÃO, 2005). S. schleiferi coagulans foi isolado pela primeira vez do meato externo do conduto auditivo de cães em 1990 (IGIMI et al., 1990); foi ainda citado por Holm e colaboradores (2002), que relataram ser esta subespécie a mais freqüente em cães com piodermite e otite externa recorrentes, mas também já tendo sido isolada de episódios de primeira ocorrência de piodermite em cães. Frank e colaboradores (2003), citam o primeiro isolamento de S. schleiferi schleiferi de casos de piodermite canina, identificando variantes resistentes à meticilina. Já Rosser Jr (2008), cita o envolvimento de ambas as subespécies de S. schleiferi como agentes etiológicos de piodermites recidivantes e freqüentemente resistentes à meticilina. Por se tratarem de agentes oportunistas, normalmente é necessário algum fator predisponente tais como traumatismos (feridas de pele), infecções associadas (demodicose, dermatofitose) ou outras condições clínicas (seborréia, disfunções da glândula tireóide e/ou adrenal, imunossupressão) para desencadear uma infecção estafilocócica (COX, 2006). A piodermite é a principal doença dermatológica do cão e o tratamento normalmente envolve o uso de medicamentos antimicrobianos (GANIERE et al., 2005). As piodermites podem ser classificadas de acordo com a localização, profundidade da infecção, se é primária ou secundária ou, ainda, de acordo com o tipo de microrganismo invasor (INTORRE et al., 2007). A despeito destas várias classificações existentes, o esquema que considera a profundidade da infecção parece ser o mais útil do ponto de vista clínico, uma vez que permite inferências terapêuticas e prognósticas (CONCEIÇÃO, 2005). A profundidade da infecção é provavelmente determinada pela gravidade da 22 depressão da imunidade induzida pela causa subjacente e, este fator permite a proliferação estafilocócica em nível de superfície cutânea, promovendo primeiro a colonização e depois a infecção (LLOYD, 2007). Portanto, de acordo com este esquema elas podem se dividir em três tipos: as infecções bacterianas da superfície, as piodermites superficiais e as piodermites profundas. As infecções bacterianas de superfície afetam somente a parte superficial da epiderme, sendo limitadas à região interfolicular, normalmente não formam pústulas, são causadas por uma mudança na condição presente em nível de superfície cutânea que determina uma degradação da função de barreira superficial, promovendo uma proliferação bacteriana e tendo como efeito importante o prurido (LLOYD, 2007). São elas a dermatite úmida aguda (ou dermatite piotraumática ou mancha quente) e a dermatite das dobras cutâneas (ou intertrigo) (ROSSER JR, 2008; LLOYD, 2007; CONCEIÇÃO, 2005). A dermatite úmida aguda (mancha quente) é desencadeada por um autotraumatismo na pele devido a um processo pruriginoso e/ou doloroso subjacente (ROSSER JR, 2008), o dano é conseqüência da transferência da microbiota oral sobre a cútis degradada, por ocasião do mordiscamento e lambedura da lesão. Os microrganismos envolvidos geralmente são representantes típicos da microbiota oral, sendo isolados predominantemente os estafilococos patogênicos, como S. pseudintermedius (LLOYD, 2007). Geralmente se apresenta como uma lesão única alopécica circunscrita, eritematosa, espaçada e erosiva com um fino filme exsudativo sobre a superfície e geralmente a lesão é dolorosa (ROSSER JR, 2008). Já a dermatite de dobra cutânea é uma dermatite friccional que ocorre em áreas onde duas superfícies cutâneas ficam intimamente apostas (SCOTT et al., 2001). Essas dobras mucocutâneas criam um ambiente úmido, escuro e aquecido, com má circulação do ar, o que promove o crescimento bacteriano ou levedural e inflamação subseqüente (ROSSER JR, 2008). Raças como o Buldogue inglês ou o Shar Pei Chinês, por possuírem dobras mais proeminentes, são predispostas a sofrerem dessa doença (SCOTT et al., 2001). O intertrigo se caracteriza por inflamação e exsudação leve e a área pode freqüentemente ser fétida (ROSSER JR., 2008). Os estafilococos 23 patogênicos tendem a predominar, porém agentes Gram negativos podem estar presentes, além da levedura Malassezia pachydermatis. O microrganismo promove a irritação da cútis e o ato de coçar ou lamber contribui para a criação de um círculo vicioso, perpetuando a infecção (LLOYD, 2007). As piodermites superficiais são infecções bacterianas que envolvem a epiderme e o epitélio folicular. São caracterizadas pela formação de pústulas onde a função de barreira cutânea e a imunidade estão comprometidas de tal forma que permite não só a proliferação microbiana, assim como a invasão da epiderme e, incluem: impetigo, piodermite mucocutânea, piodermite superficial extensiva e a foliculite bacteriana superficial (ROSSER JR, 2008; LLOYD, 2007). O impetigo é mais observado em cães jovens antes da puberdade e pode ser resultado de uma enormidade de fatores contribuintes, tais como desnutrição, ambiente sujo e infecção por ecto ou endoparasitos (ROSSER JR, 2006) e não se trata de uma afecção contagiosa (SCOTT et al., 2001). Lloyd (2007) cita que é uma doença encontrada tipicamente em cães adolescentes e que é causada provavelmente devido ao desequilíbrio hormonal causado pelo amadurecimento do cão e, que esta condição nos cães jovens envolve os estafilococos patogênicos. Em cães adultos os principais acometidos são os que apresentam uma importante doença de base como hiperadrenocorticismo, diabetes melito, hipotireoidismo ou outras doenças debilitantes (SCOTT et al., 2001). Nestes casos se observa uma síndrome mais grave que pode envolver bactérias Gram negativas, como Pseudomonas sp e E. coli (LLOYD, 2007). Caracteriza-se por pústulas subcorneais que acometem de modo esparso áreas da pele com pelos (SCOTT et al., 2001) e ocorre especialmente nas regiões abdominal ventral e inguinal, além de ocasionalmente observarem-se pústulas na região axilar (ROSSER JR, 2008). Primariamente são encontradas pequenas pústulas superficiais que não envolvem o folículo piloso, não são dolorosas e rompem-se com facilidade, não sendo acompanhadas de prurido (SCOTT et al., 2001). A piodermite mucocutânea ocorre em cães tipicamente nos lábios e na comissura ao redor da boca. Cães de qualquer idade, raça e sexo podem ser acometidos e a primeira mudança notada é a tumefação e eritema simétrico dos lábios, especialmente nas comissuras, resultante da hiperplasia com 24 formação de pústulas e crostas superficiais, seguido de erosão (SCOTT et al., 2001). Pode ter aparência de pápula e pústula e, em alguns casos, pode haver a presença de piodermite profunda, algumas vezes associada a hemorragias (LLOYD, 2007). A foliculite superficial ocorre quando a proliferação bacteriana nos folículos pilosos conduz à formação de pústula no interior do próprio folículo e na epiderme folicular (LLOYD, 2007) e pode ser primária ou secundária, sendo que no primeiro caso ela é induzida por estafilococos coagulase-positivos; já no caso da secundária, que é muito mais comum, ela está associada a um problema subjacente persistente ou recorrente que altera a resistência da pele às infecções, sendo necessário nesse caso a identificação da causa primária para o correto tratamento (ROSSER JR, 2008). Na maioria dos casos a foliculite superficial em cães é causada por S. pseudintermedius, apesar de outras espécies estafilocócicas poderem estar envolvidas. Os microrganismos penetram por trauma estando associados a pelos sujos, tosa deficiente, seborréia, infestação parasitária, fatores hormonais, irritantes locais ou alergias (SCOTT et al., 2001). Inicialmente aparece com apresentação semelhante ao impetigo, com pústulas especialmente distribuídas nas regiões abdominal e inguinal, no entanto as pústulas se estendem freqüentemente a região axilar e ao tórax ventrolateral (ROSSER JR, 2008). A característica primária da foliculite, independente da causa, é a formação de pústula inflamatória mínima com a haste do pelo protusada a partir do centro. Porém, tal característica pode ser difícil de ser identificada no paciente, porque são lesões transitórias, especialmente quando o paciente tem prurido (SCOTT et al., 2001). As lesões mais comumente observadas são pápulas foliculares, que podem ou não ser crostosas, colaretes epidérmicos, hiperpigmentação, escoriação e alopecia. As lesões papulares ou pustulares resultantes são caracterizadas tipicamente por prurido e o dano autoinfringido pode conduzir à furunculose (LLOYD, 2007). Áreas anulares de alopecia, eritema, caspas, crostas e hiperpigmentação – as assim chamadas lesões de olho de boi ou em alvo, circundadas por colarete epidérmico – são altamente sugestivas (LLOYD, 2007; SCOTT et al., 2001). A formação desta alteração pode estar associada à secreção de uma toxina esfoliativa por parte de S. pseudintermedius e a atividade secretória desta toxina difere entre clones distintos deste microrganismo. É possível que uma 25 lesão que se estenda de uma piodermite superficial difusa esteja associada a clones de alta capacidade secretora (LLOYD, 2007). Por sua vez as piodermites profundas são aquelas infecções bacterianas que envolvem os tecidos mais profundos que o folículo piloso, envolvendo, além da epiderme, a derme e muitas vezes o tecido subcutâneo. Podem ser localizadas ou generalizadas e se manifestam quando ocorre uma redução acentuada da imunidade e da função de barreira cutânea, sendo as principais a foliculite bacteriana profunda e furunculose (incluindo a podal e a mentoniana), celulite, foliculite piotraumática, piodermite dos calos de apoio, piodermite do Pastor Alemão e abscessos subcutâneos (ROSSER JR, 2008; LLOYD, 2007; CONCEIÇÃO, 2005; SCOTT et al., 2001). A foliculite profunda é uma infecção do folículo piloso, que se inicia como uma foliculite superficial, que leva ao rompimento do folículo produzindo furunculose e celulite, podendo até causar septicemia (ROSSER JR, 2008). Em geral, é uma conseqüência da extensão da piodermite superficial, mas pode ainda estar associada a uma outra infecção que cause um dano cutâneo ou deprima a imunidade. O trauma da lesão superficial pode levar à fratura do folículo piloso com escape do microrganismo infectante para a derme (LLOYD, 2007). As hastes pilosas soltas e a queratina folicular podem levar a uma reação de corpo estranho e inflamatória piogranulomatosa na derme, promovendo a infecção e inibindo a atividade antimicrobiana pelas células hospedeiras. A sintomatologia é semelhante à da foliculite superficial, porém com maior intensidade dos sinais clínicos, apresentando prurido mais exacerbado, dor e linfadenopatia periférica. Também podem ocorrer sinais de enfermidade sistêmica (anorexia, depressão, perda de peso), além de febre (LLOYD, 2007; ROSSER JR, 2008). O diagnóstico se baseia na presença de grande lesão papular ou nodular infectada, freqüentemente associada à hemorragia ou presença de trajeto fistuloso. Nesta infecção granulomatosa podem estar envolvidos uma grande variedade de microrganismos e é sempre importante identificar o agente responsável, pois é comum a presença de microrganismos infectantes múltiplos (LLOYD, 2007). Na piodermite profunda, recorrente ou crônica, também pode haver bactéria secundária invasora, especialmente Pseudomonas spp, Proteus spp e Escherichia coli, podendo ainda ter como patógenos oportunistas adicionais bactérias anaeróbicas, como 26 Bacteroides spp, Peptostreptococcus spp, Fusobacterium spp, Porphyromonas spp e Clostridium spp (ROSSER JR, 2008). Nem todos os casos de dermatite piotraumática (dermatite úmida aguda ou manchas quentes) respondem rápida e completamente ao tratamento. Alguns casos evoluem para ulceração superficial, foliculite profunda, supurativa e necrosante, com furunculose ocasional. Clinicamente a lesão é espessada, em forma de placa e rodeada por pápulas e pústulas satélites e inúmeros cocos Gram positivos profundamente nos folículos. Já os abscessos subcutâneos são raros nos cães, mas ocorrem mais frequentemente em gatos devido às feridas por mordidas, dentes supurados ou corpos estranhos (SCOTT et al., 2001). 2.3. DIAGNÓSTICO DAS INFECÇÕES POR Staphylococcus sp. Os procedimentos para colheita de amostras clínicas podem ser feitos de diferentes formas, devendo ser usados aqueles que garantam maior chance de isolamento do agente e diminuam o risco de contaminação (KONEMAN, et al., 2006). Aspirados de lesões fechadas, como abscessos e otites em estágio avançado, devem ser colhidos após uma limpeza suave e o exsudato aspirado com seringas estéreis ou colhido com swabes com cuidado para tocar o mínimo possível na pele (COX, 2006). Infecções como otite externa, conjuntivite e furunculose podem ter suas secreções colhidas com o auxílio de swabes estéreis da lesão, sendo que no caso da otite deve se dar preferência pelo material da porção horizontal do conduto auditivo (SCOTT et al., 2001; COX, 2006). No caso de infecções do trato urinário, o método de cistocentese é o mais indicado e as amostras de urina devem ser acondicionadas de forma a minimizar o risco de contaminação, devendo ser encaminhadas prontamente ao laboratório para processamento imediato (BARTGES, 2006). Infecções por Staphylococcus podem ser presumidamente diagnosticadas com a realização de um esfregaço do material clínico e coloração pelo método de Gram (COX, 2006). Após a bacterioscopia presuntiva, as amostras são semeadas em meios de cultura enriquecidos, sendo que os mais frequentemente utilizados para o isolamento de 27 Staphylococcus sp. são Agar sangue, Agar manitol salgado e Agar tripticasesoja. O Agar manitol salgado ou meio de Chapman é o mais comumente utilizado para isolamento e identificação dos Staphylococcus. É um meio de cultura sólido com propriedades seletiva e indicadora. Sua seletividade deve-se à alta concentração de Cloreto de sódio (7,5%), que inibe o crescimento de outras espécies bacterianas no meio, enquanto a atividade de indicador é dada por possuir manitol em sua composição; este carboidrato é consumido apenas por algumas espécies de Staphylococcus (manitol-positivas), que quando fermentam manitol tornam o pH do meio ácido, mudando a coloração do meio de cultura, através de um indicador de pH - o vermelho de fenol (BIBERSTEIN e HIRSCH, 2003). Após o isolamento, as amostras são identificadas de acordo com provas bioquímicas ou por métodos moleculares. Métodos moleculares têm sido utilizados para estudos epidemiológicos sobre membros do gênero Staphylococcus sp. A maioria dos estudos tem utilizado metodologias que se baseiam na comparação de perfis de banda de DNA em géis de agarose ou amido, assim como a análise do DNA polimórfico amplificado randomicamente pela reação em cadeia de polimerase (RAPDPCR – random amplified polymorphic DNA polymerase chain reaction) (SAIJONMAA-KOULUMIES et al., 2003), a análise do perfil eletroforético de isoenzimas (MLEE – multilocus enzyme electrophoresis) (BARRS et al., 2000), e a análise de perfis de fragmentação de DNA por digestão enzimática por eletroforese em gel de campo pulsado (PFGE – pulsed-field gel electrophoresis) (SAZAKI et al., 2007a). Martineau e colaboradores (2001) desenvolveram um ensaio espécieespecifico para staphylococci baseado na identificação do gene tuf, que mostrou boa sensibilidade e especificidade para identificação das 70 espécies do gênero Staphylococcus sp. isolados de amostras clínicas humanas. Recentemente, um estudo com amostras clínicas obtidas de cães comparou métodos genotípicos e fenotípicos de identificação de staphylococci isolados de amostras de secreção auricular e secreção dérmica de cães e concluiu que os métodos moleculares baseados na amplificação de uma sequência de 16S rDNA produzem resultados mais confiáveis que métodos bioquímicos rápidos de identificação (JOUSSON et al., 2007). 28 Baseado em identificação molecular, uma importante modificação na taxonomia do gênero foi recentemente adotada: uma nova espécie foi descrita, S. pseudintermedius (DEVRIESE et al., 2005). Posteriormente os isolados fenotipicamente identificados como S. intermedius foram reclassificados através de analise molecular filogenética por sequenciamento parcial dos genes sodA e hsp60 (SASAKI et al., 2007b). 2.4. RESISTÊNCIA AOS AGENTES ANTIMICROBIANOS Desde a introdução dos agentes antimicrobianos, as taxas de mortalidade por infecções bacterianas têm diminuído drasticamente. Apesar disso, o surgimento de cepas resistentes também acompanhou a velocidade com que novos agentes antimicrobianos foram surgindo e cepas com resistência múltipla estão emergindo, dificultando o tratamento dessas infecções (SMITH e JARVIS, 1999; VAN DEN BOOGAARD e STOBBERINGH, 2000). As infecções causadas por membros do gênero Staphylococcus são rotineiramente tratadas com uso de antibióticos e, consequentemente, a resistência às drogas tem sido um achado cada vez mais comum (PRESCOTT et al., 2002). A resistência aos agentes antimicrobianos dos membros desse gênero que causam infecções de pele, otites e infecções do trato urinário em pacientes caninos aumentou substancialmente nos últimos anos (MAY, 2006). Muitos microrganismos do gênero Staphylococcus têm padrões variáveis de susceptibilidade aos antimicrobianos, principalmente pela troca de material genético, em especial de plasmídeos que transferem genes que conferem às bactérias resistência aos diferentes antimicrobianos (HOEKSTRA; PAULTON, 2002; MALIK et al., 2005). Desde a introdução de drogas antimicrobianas na prática da medicina moderna, Staphylococcus evoluíram em resposta a essa pressão (MORRIS et al. 2006). O uso indiscriminado de antimicrobianos, frequentemente determinado por clínicos de pequenos animais, médicos e dentistas sem cultura bacteriana prévia ou teste de susceptibilidade aos antimicrobianos (TSA), também têm contribuído para o surgimento de cepas multirresistentes (HOEKSTRA e PAULTON, 2002; PRESCOTT et al., 2002; MORRIS et al., 2006). 29 Em 1944 a penicilina foi introduzida na terapia de doenças infecciosas bacterianas, sendo que nesta ocasião mais de 94% das amostras de S. aureus eram susceptíveis a esta droga. Todavia, hoje em dia mais de 80% das cepas do gênero Staphylococcus sp. são produtoras da betalactamase, uma enzima que confere resistência a esse agente antimicrobiano (LEONARD e MARKEY, 2007). Em 1945, Cephalosporium acremonium foi isolado da água de esgoto sem tratamento e a primeira cefalosporina foi derivada desse fungo, a Cefalosporina C. Embora as penicilinas e cefalosporinas ainda sejam os agentes antimicrobianos β-lactâmicos mais comumente utilizados, muito progresso foi feito no desenvolvimento de novos agentes desse grupo. Mais notadamente, esses incluem os inibidores da β-lactamase (ex. ácido clavulânico), os carbapenens (ex. imipenem), e os monobactamas (ex. aztreonam) (VANDEN e RIVIERE, 2001). Os agentes antimicrobianos β-lactâmicos exercem seus efeitos bactericidas impedindo a síntese da parede celular bacteriana e rompendo a sua integridade, ligando-se a uma série de enzimas, conhecidas como proteínas de ligação de penicilina, que estão envolvidas nos estágios finais da síntese da parede celular (VANDEN e RIVIERE, 2001). A susceptibilidade a esses agentes é determinada por fatores independentes, como a produção de β-lactamase e afinidade da proteína de ligação de penicilina aos β-lactâmicos, sendo que a produção da enzima β–lactamase é notadamente o principal mecanismo de resistência à droga (VANDEN e RIVIERE, 2001). A meticilina, um agente do grupo das penicilinas resistentes à penicilinase (β–lactamase), foi primeiramente introduzida nos últimos anos da década de 1950 para o tratamento de infecções causadas por estafilococos resistentes à penicilina (LEONARD e MARKEY, 2007). Contudo, já no ano de 1961 reportou-se resistência a este agente antimicrobiano e na década de 1970 as cepas de estafilococos resistentes à meticilina (methicillin resistant staphylococci – MRS) já emergiam como um importante problema nos Estados Unidos e no resto do mundo. Os MRSA são microrganismos emergentes e mundialmente disseminados, sendo responsáveis por inúmeras infecções nosocomiais (CADDICK et al., 2006). Nos anos 80, as cepas de MRSA já estavam disseminadas e na maioria das vezes eram resistentes a múltiplas 30 drogas, sendo muitas vezes sensíveis somente à vancomicina (LIVERMORE, 2000). Devido à alta frequência com a qual S. intermedius e S. aureus produzem β -lactamase, as penicilinas não são mais uma escolha racional para o tratamento das piodermites. Contudo, a escolha empírica de um antibiótico βlactâmico é sempre apropriada quando se quer tratar infecções de pele em cães. Esta classe de droga exibe um espectro largo de atividade e baixa toxicidade para o hospedeiro, sendo efetivas para a maior parte dos estafilococos, por serem bactericidas e a resistência a estas drogas terem seu desenvolvimento lento. Apesar de os antibióticos β-lactâmicos continuarem sendo efetivos quando usados apropriadamente, a prática de se prescrever dosagens por períodos de tempo insuficientes deve ser desencorajada devido ao aumento da incidência das infecções por CoNS que tendem ser mutiresistentes às drogas e à emergência das cepas resistentes à meticilina, portanto, nestes casos uma investigação meticulosa de tratamentos prévios , incluindo dosagens e duração da terapia, deve ser considerada (MAY, 2005). Cepas exibindo resistência à meticilina podem parecer susceptíveis aos antibióticos β-lactâmicos in vitro mas são na verdade resistentes à classe inteira desta droga in vivo. È importante estar ciente deste fato, pois a maioria dos laboratórios de microbiologia não altera os laudos para refletir este aspecto, logo se faz crucial o uso do perfil de susceptibilidade à oxacilina ou meticilina para guiar a interpretação dos resultados (MAY, 2005). Staphylococus aureus resistente à meticilina (MRSA) é, atualmente, um dos microrganismos mais estudados, visto a sua importância em Saúde Pública e distribuição mundial. No Brasil, diversos relatos de isolamento destas cepas foram citados nos últimos 20 anos. Sader e colaboradores registraram em 1993 prevalência de cerca de 70% entre Staphylococcus aureus isolados em alguns hospitais da região metropolitana de São Paulo (SADDER et al., 1993). Já Caiaffa e colaboradores (1994), concluíram que, no Hospital das Clínicas da FMUSP, 40% dos S. aureus isolados de pacientes ambulatoriais e 70% dos isolados de pacientes internados foram resistentes à meticilina e, em 2007, MRSA foi isolado em um hospital em Porto Alegre (MACHADO et al., 2007). A ocorrência de animais domésticos portadores e infectados com MRSA tem sido relatada em vários países e espécies animais (LEONARD e 31 MARKEY, 2008), principalmente em cães (WEESE et al., 2007). Existem também vários relatos de colonização e transmissão de S. aureus, incluindo MRSA, entre cães e seus proprietários (MANIAN, 2003). Esses relatos geraram uma preocupação com o papel de cães como possíveis reservatórios de MRSA na comunidade. Apesar de pouca atenção ter sido dada a resistência à meticilina em S. intermedius (MRSI) e S. schleiferi (MRSS), esta tem sido relatada em ambas as espécies. Acredita-se que este aumento possa ser devido à prática de se tratar otites e piodermites em cães e gatos de forma empírica (MORRIS et al, 2006). Frank e colaboradores (2003) citam que S. schleiferi isolado da pele de cães é frequentemente resistente à meticilina e, que como a maioria dos animais com otite apresentam concomitantemente piodermite, a frequente exposição aos vários antimicrobianos utilizados para o tratamento das piodermites faz com que S. schleiferi isolados da orelha dos cães tenha um grande potencial de desenvolver resistência. Lilenbaum e colaboradores relataram presença de isolados MRS em saliva de gatos sadios (1998) e de casos de otite canina (2000). Apesar de estes microrganismos serem resistentes à ação das penicilinases, as penicilinas semi-sintéticas apresentam afinidade a uma proteína denominada de: “proteína de ligação às penicilinas” (penicillin-binding protein), conhecidas como PBP2a ou PBP2’. Esta proteína é codificada pelo gene mecA, que confere às bactérias uma resistência a todos os antibióticos β-lactâmicos e seus derivados. Este gene é carreado em um elemento genético específico móvel estafilocócico (staphylococcal casette chromossome, SSCmec (ROBINSON e ENRIGHT, 2004). Aminoglicosideos constituem uma classe de compostos antimicrobianos produzidos por cepas de Streptomyces spp., Micromonospora spp. e Bacillus spp. que têm ampla aplicação na medicina veterinária (RIVIERE e SPOO, 2001a). Os aminoglicosídeos exercem sua ação antibacteriana pela ligação irreversível a uma ou mais proteínas receptoras na subunidade 30S do ribossoma bacteriano, interferindo, por isso, em vários mecanismos no processo de translação do mRNA (RIVIERE e SPOO, 2001a). A maioria dos agentes antimicrobianos que interferem na síntese protéica é bacteriostática, mas os aminoglicosídeos são bactericidas. Isso acontece por que esses agentes causam tanto a leitura incorreta pelo ribossoma como a interferência 32 com a iniciação da replicação do DNA (RIVIERE e SPOO, 2001a). A resistência à estreptomicina, neomicina e canamicina é um fenômeno comum em patógenos animais (PRESCOTT et al., 2000). Uma grande variedade de genes codifica para resistência aos aminoglicosídeos e a presença de acetiltransferases, nucleotidiltransferases e fosfotransferases tem sido descrita em estafilococos (SHAW et al. 1993). Genes de resistência a esses agentes antimicrobianos como aadE, sat4 e aphA-3, que conferem resistência a bactérias para estreptomicina, estreptotiricina e neomicina respectivamente, já foram identificados em isolados de S. pseudintermedius obtidos de cães (BOERLIN et al., 2001). As sulfonamidas potencializadas continuam sendo uma opção razoável para o tratamento de infecções bacterianas da pele em pequenos animais causada por estafilococos. Os CoNS assim como os estafilococos resistentes à meticilina continuam sensíveis à esta classe de antibióticos. É importante diferenciar entre sulfonamidas e aquelas que foram potencializadas, ou combinadas com trimetropim ou ormetropim, quando se for escolher uma droga desta classe, porque geralmente a resistência é apresentada quando se emprega sulfonamidas isoaldas. As sulfonamidas isoladas são bacteriostáticas enquanto que as potencializadas são bactericidas, por isso devem ser escolhidas quando se trata infecções mutirresistentes ou com resistência à meticilina (MAY, 2005). As sulfonamidas são agentes antimicrobianos que necessitam que as bactérias sintetizem de forma intracelular seu próprio acido fólico para serem terapeuticamente eficazes (SPOO e RIVIERE, 2001a). O mecanismo de ação das sulfonamidas se dá pela interferência na produção normal do RNA, da síntese protéica e dos mecanismos de replicação microbiana, por inibição do metabolismo intermediário interferindo na produção do ácido fólico (conversão do ácido para-amino benzóico em diidropteroato), enquanto as diaminopirimidinas interferem nas últimas etapas dessa cascata metabólica por impedirem a produção de ácido tetraidrofólico (SPOO e RIVIERE, 2001a). A superprodução do ácido p-aminobenzoico, que está associado a uma mutação cromossomial (sulA), é o mecanismo molecular pelo qual a bactéria adquire resistência às sulfonamidas (MALIK et al., 2005). Já o mecanismo pelo qual as 33 bactérias adquirem resistência ao trimetoprim é pela produção de dihidrofolato redutases com baixa afinidade ao trimetoprim (MALIK et al., 2005). Os agentes antimicrobianos macrolídeos constituem um grupo de compostos estruturalmente semelhantes, a maior parte dos quais derivados de várias espécies de bactérias Streptomyces originárias do solo. Macrolídeos são medicamentos amplamente utilizados em veterinária para o tratamento de infecções causadas por S. pseudintermedius resistentes à penicilina (PRESCOTT et al., 2000) e à espiramicina (PEDERSEN e WEGENER, 1995, PELLERIN et al., 1998). A ação antibacteriana dos macrolídeos é devida à inibição da síntese protéica pela ligação à subunidade ribossômica 50S dos microrganismos procariotas inibindo a translocação do tRNA do sítio aceptor de aminoácido, que impede a adição de novas ligações peptídicas e assim evita a síntese de novas proteínas dentro da célula microbiana (PAPICH e RIVIERE, 2001a). A resistência dos estafilococos aos macrolídeos é causada principalmente por metilases, que causam uma modificação em um sitio específico, mas transporte ativo e inativação por ação enzimática também já foram reportados (SCHWARZ e NOBLE, 1999). A modificação em um sítio específico é o mecanismo mais comum e envolve a demetilação de resíduos de adenina no sitio 23S rRNA (WERCKENTHIN et al., 2001). Quatro genes responsáveis pela formação da rRNA metilase (erm) são ermA, ermB, ermC e ermF, tendo todos já sido identificados em Staphylococci isolados de origem animais (SCHWARZ e BLOBEL, 1990; EADY et al., 1993; LODDER et al., 1996,1997; WERCKENTHIN e SCHWARZ, 2000). Eritromicina e azitromicina são os macrolídeos mais utilizados, sendo seu uso limitado devido à sua natureza bacteriostática e a freqüência de resistência. A eritromicina, quando utilizada em infecções estafilocócicas, é conhecida por induzir resistência a múltiplas famílias de antibióticos, principalmente as lincosamidas (JENNINGS et al., 2003). Lincosamidas apresentam mecanismo de ação bastante semelhante aos macrolídeos e tem sido usadas também com menor freqüência, devido à resistência alta apresentada pelos estafilococos a esta classe de drogas. A lincomicina e a clindamicina representam as lincosamidas mais eficientes contra os isolados de estafilococos. A resistência à lincomicina começou a ser notada a partir do final dos anos 1980. Já a clindamicina é bacteriostática em 34 doses baixas, mas bactericida em doses maiores como as indicadas para o tratamento da osteomielite (MAY, 2005). A mupirocina é um agente antimicrobiano que apresenta espectro de ação principalmente contra bactérias Gram positivas como staphylococci e streptococci, sendo ocasionalmente utilizada no tratamento de piodermite canina causada por cepas MRS (WERCKENTHIN et al., 2001). Seu mecanismo de ação é competitivo, inibindo a síntese de isoleucil tRNA e consequentemente prevenindo a incorporação do aminoácido isoleucina na cadeia de polipeptídeos em formação, finalmente resultando na quebra da biosíntese de proteínas (MALIK et al., 2005). A resistência a essa droga pode ser a altas ou moderadas concentrações do antimicrobiano, dependendo da localização do gene mupA, plasmideal ou cromossomial, sendo que staphylococci resistentes a altas concentrações de mupirocina normalmente carregam esse gene em plasmídeos (MALIK et al., 2005). O cloranfenicol é ocasionalmente utilizado em cães e gatos e seu mecanismo de ação é devido a inibição de síntese protéica por uma interferência na atividade da peptidiltransferase na subunidade 50S do ribossoma, que está próximo do local de ação dos macrolídeos (PAPICH; RIVIERE, 2001a). Já foram descritos quatro mecanismos de ação pelos quais as bactérias adquirem resistência ao cloranfenicol, sendo que o mais importante é mediado por plasmídeo devido a presença do gene cat, que codifica a enzima cloranfenicol acetiltransferase, a qual catalisa uma reação que modifica os grupos hidroxil (SCHWARZ e NOBLE, 1999; PAPICH e RIVIERE, 2001a). As fluoroquinolonas são os agentes antibacterianos sintéticos mais recentemente introduzidos na medicina veterinária, primeiramente a enrofloxacina. Desde então houve uma grande quantidade de pesquisas nessa classe de fármacos para compreender melhor seu mecanismo de ação, espectro antimicrobiano, farmacocinética e uso clínico em ampla variedade de espécies animais (PAPICH e RIVIERE, 2001b). São bactericidas por inibirem a replicação do DNA bacteriano, agindo na subunidade A da DNA-girase e na topoisomerase IV, sendo esta segunda enzima a mais importante nas bactérias Gram positivas como estreptococos e estafilococos (FERRERO et al., 1995). A enrofloxacina e a marbofloxacina vem sendo usadas extensivamente no 35 tratamento de piodermite causadas por S. pseudintermedius (PARADIS et al., 1990; IHRKE, 1996; KOCH e PETERS 1996; IHRKE et al., 1999). Resistência às quinolonas é desenvolvida por mutações cromossomiais mediadas por enzimas (DNA girase e/ou topoisomerase IV) ou por redução do acumulo intracelular através de bombas de transporte ativo (GANIERE et al. 2005). A resistência microbiana a estas drogas desenvolve-se pela mutação do gene gyrA, que codifica a subunidade A da enzima DNA-girase (MALIK et al., 2005). Uma mutação no resíduo serina-83 é uma das mais comuns, mas no mínimo outras dez mutações adicionais no gene foram identificadas como causadoras de resistência (FERRERO et al., 1995). Mutações no gene parC, que codificam a topoisomerase IV, também foram relatadas e normalmente exercem um importante mecanismo de resistência quando são encontradas em associação com a mutação do gene gyrA (PAPICH e RIVIERE, 2001b). O aparecimento de resistência a esta classe de agentes antimicrobianos tornouse um problema não só na medicina humana como também na medicina veterinária, principalmente na prática clínica de pequenos animais. Assim, muitos pesquisadores vem sugerindo que a pressão antibiótica crescente devida à prescrição aumentada venha selecionando as bactérias resistentes (PAPICH e RIVIERE, 2001b). A resistência já foi comprovada nos estafilococos de origem canina, com prevalência de 2% em isolados de amostras de piodermite (GANIERE et al., 2005). 36 3. 3.1 OBJETIVOS Objetivo geral Caracterizar isolados do gênero Staphylococcus sp. obtidos a partir de amostras clínicas colhidas de cães acometidos por dermatites segundo a distribuição por espécies e ao perfil de susceptibilidade aos antimicrobianos. 3.2 Objetivos específicos Determinar a ocorrência de espécies de estafilococos a partir de 72 amostras clínicas de cães de diferentes raças e idades, machos ou fêmeas, acometidos por dermatite. Avaliar a sensibilidade a antimicrobianos destas amostras clínicas. Identificar associações entre as espécies de estafilococos e condições associadas à dermatite. Avaliar o potencial de transmissão zoonótica de MRS entre cães e seus proprietários e vice-versa. 37 4. MATERIAL E MÉTODOS 4.1 DESENHO DO ESTUDO Foram estudados 72 cães adultos, machos ou fêmeas, com diagnóstico clínico de piodermite realizado por veterinários, no período de julho de 2009 a julho de 2010 na cidade do Rio de Janeiro. De cada animal foi colhida uma amostra de secreção dérmica (pústula) para processamento bacteriológico. Essas amostras foram submetidas à identificação bioquímica e classificadas quanto às espécies, assim como ao teste de susceptibilidade aos antimicrobianos. Adicionalmente, uma ficha clínica de atendimento dermatológico foi preenchida para cada animal além de um questionário ao proprietário visando identificar possíveis fatores associados à infecção dérmica. 4.2 ANIMAIS Foram estudadas amostras obtidas de 72 cães adultos, com idade variando de 1 a 14 anos, 29 machos e 43 fêmeas, de diversas clínicas da cidade do Rio de Janeiro. Estes animais não poderiam ter menos de 1 ano de idade e nem terem sido tratados com antibióticos nos 30 dias antes da coleta das amostras. De acordo com a avaliação e exame clínico realizado por médicos veterinários clínicos de pequenos animais, os cães encaixavam-se nos critérios propostos. Nos animais com diagnóstico clínico de piodermite, a presença de sinais clínicos compatíveis com dermatite tais como dor local, prurido, eritema e 38 descamação do epitélio constituíam os critérios de inclusão, devendo estar presentes no mínimo 2 destes sinais clínicos. 4.3 AMOSTRAS Para estudo dos casos de piodermite, a secreção dérmica foi colhida com auxílio de swabes estéreis, após higienização com álcool 70° no entorno do local escolhido para amostragem, dando-se preferência para pústulas ainda não rompidas, independente de sua localização anatômica. No caso da pústula já se encontrar rompida, a coleta foi feita debaixo das crostas. Fez-se ainda coleta de lesões mais profundas por aspiração por agulha fina. As amostras clínicas dos cães que atenderam aos critérios de inclusão foram enviadas para exame de cultura bacteriológica e testes de susceptibilidade aos antimicrobianos (TSA) ao laboratório de Bacteriologia Veterinária da Universidade Federal Fluminense. Todas as amostras foram enviadas sob refrigeração e processadas em até 24 horas após a coleta. 4.4 PROCESSAMENTO BACTERIOLÓGICO 4.4.1 Cultura bacteriana Ao chegarem ao laboratório todas as amostras foram analisadas por microscopia direta, após a realização de um esfregaço do material clínico e coloração pelo método de Gram. Com ou sem a visualização de cocos Gram positivos na bacterioscopia, as amostras foram semeadas em caldo BHI (Merck) para enriquecimento primário, por 24 horas a 37ºC. As amostras que apresentaram crescimento sugestivo de Staphylococcus sp. no enriquecimento (coloração de Gram, morfologia das colônias) foram então semeadas em meio Agar manitol salgado (Agar Chapman - Merck) e incubados a 37ºC por 24/48h, para adequado crescimento bacteriano e visualização das colônias isoladas. A metodologia para isolamento de bactérias Gram negativas e anaeróbicas não foi adotada. Essas amostras bacterianas isoladas foram submetidas às provas bioquímicas para identificação de espécies. 39 4.4.2 Identificação bacteriana As 72 amostras bacterianas isoladas e presuntivamente identificadas como membros do gênero Staphylococcus sp. foram identificadas com base nas características coloniais, morfo-tintoriais, produção de pigmento e provas bioquímicas diversas (MAC FADDIN, 1997; BANNERMAN, 2003) e de acordo com o Bergey’s Manual of Determinative Bacteriology (HOLT et al., 1994). Foram empregadas as seguintes provas de identificação: a) Provas para confirmação de Gênero: prova da catalase, prova OF (fermentação/oxidação) da glicose em meio Hugh e Leifson, resistência à Bacitracina 0,04UI. O halo de inibição considerado para resistência a bacitracina foi menor ou igual a 10mm (BAKER et al., 1986). b) Provas para identificação especial: teste da coagulase in vitro com plasma de coelho em tubo, produção de acetoína, urease (Difco), resistência à novobiocina (Pimenta Abreu), teste da deoxiribonuclease (BBL), descarboxilação da arginina e ornitina e produção da enzima pirrolidonil arilamidase, além da fermentação aeróbica de sacarose, D-manose, Dcelobiose, D-xilose, L-arabinose, rafinose, D-trealose, maltose e D-manitol – Chapman (Merck). 4.5 TESTES DE SUSCEPTIBILIDADE AOS ANTIMICROBIANOS (TSA) A susceptibilidade aos agentes antimicrobianos foi determinada através do método de difusão em ágar segundo as recomendações do Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI), sendo utilizada uma mescla dos protocolos humano e veterinário (CLSI, 2010; CLSIVET, 2008). Suspensões bacterianas em solução salina estéril (0,9%), ajustadas em turvação equivalente ao grau 0,5 da escala de McFarland e obtidas a partir de colônias isoladas após o crescimento em Agar Chapman durante 24 horas à 40 37º C em aerobiose. As suspensões foram semeadas numa placa contendo o meio Agar Muller Hinton (Muller Hinton Agar, Difco) para a realização do TSA pelo método de difusão de discos. Os discos dos agentes microbianos foram depositados com o auxílio de uma pinça e as placas incubadas à 35º C por 24 horas em aerobiose. Resumidamente, pequenos discos de papel de filtro impregnados com concentrações conhecidas e pré-definidas (concentração plasmática que a droga alcança após administração sistêmica) de antimicrobianos foram colocados eqüidistantes na superfície do meio. Após o período de incubação, os diâmetros dos halos de inibição de crescimento foram medidos para interpretação dos resultados. Os microrganismos foram alocados nas categorias: resistente, intermediário ou sensível, de acordo com os critérios interpretativos do CLSI/CLSIVET (2010/2008). Os agentes antimicrobianos testados foram: clindamicina (2 µg), eritromicina (15µg), tobramicina (10µg), oxacilina (1µg), cefoxitina (30µg), enrofloxacina (5µg), gentamicina (10µg), penicilina (10 UI), clotrimazol (25µg), nitrofurantoína (300µg), tetraciclina (30µg), doxiciclina (30µg), rifampicina (30µg), cloranfenicol (30µg), ciprofloxacina (5µg) e norfloxacina (10µg). Os discos de eritromicina e clindamicina foram posicionados lado a lado separados por uma distância de 15 a 26 mm, para a realização do Teste do Halo “D” ou Teste de resistência induzida à clindamicina, onde amostras resistentes à eritromicina e sensíveis ou intermediárias à clindamicina, irão formar um halo em forma da letra “D”, indicando resistência induzida à clindamicina. A multiresistência foi definida no presente estudo como a resistência a três ou mais classes de agentes antimicrobianos, assim como em outros estudos (HOEKSTRA; PAULTON, 2002; GANIERE et al., 2005; PENNA et al., 2009a). 4.6 QUESTIONÁRIOS 4.6.1 Ficha clínica de atendimento dermatológico 41 Nesta ficha constavam dados de resenha do animal, dados do proprietário, queixa principal, tratamentos prévios efetuados (antibióticos, antihistamínicos e corticóides), tempo de tratamento, qual a droga utilizada, a dose empregada e o resultado (nem todos os proprietários sabiam informar com precisão), rotina de banhos com os produtos utilizados, frequência e data do último banho, presença ou não de ectoparasitas, preenchimento de mapa lesional com descrição das lesões e suas topografias, suspeita clínica do médico veterinário, data e método de colheita da amostra e outras observações julgadas necessárias pelo médico veterinário. Um dos objetivos específicos deste estudo procurava identificar associações entre os isolados estafilocócicos e condições associadas à dermatite observada. Foi instituída uma ficha de atendimento dermatológico (anexo I) e os dados desta ficha foram cruzados de forma a se verificar-se as possíveis associações significantes. As seguintes associações de dados foram feitas para isso: microrganismo isolado versus cada doença presente, microrganismo isolado versus antibiótico utilizado e tempo de tratamento versus antibiótico utilizado. 4.6.2 Questionário do proprietário Neste buscou-se informações referentes aos fatores associados à possível transmissão zoonótica de cepas resistentes à meticilina entre os proprietários e seus cães. As perguntas feitas foram: Se o animal teve contato com profissionais que trabalhassem em unidades de saúde (animal ou humana) ou creche (crianças com menos de cinco anos de idade) nos últimos seis meses. Se o animal teve contato com crianças menores de cinco anos que frequentassem creches nos últimos seis meses. Se o animal teve contato nos últimos seis meses com paciente internado em hospital. Se o animal teve contato nos últimos seis meses com pessoas em tratamento com antibióticos. 4.7 DIAGNÓSTICO DAS DOENÇAS PRIMÁRIAS APRESENTADAS PELOS ANIMAIS DOS QUAIS FORAM COLETADAS AS AMOSTRAS 42 Neste estudo foram coletadas amostras de animais apresentando as seguintes doenças: hiperadrenocorticismo, hipotireoidismo, dermatite atópica, dermatose responsiva a hormônio sexual, dermatite seborréica, demodiciose, mastocitoma, carcinoma mamário, adenite sebácea e dermatofitose. De uma forma geral, o diagnóstico é baseado no histórico, sinais clínicos e exclusão dos diagnósticos diferenciais. Para o diagnóstico do hipotireoidismo foi verificada a resposta à suplementação com hormônio tireoidiano (FRANK, 2006) e valores de T4 livre por diálise inferiores a 0,8ng/dL (FELDMAN, 2004 ). Para o hiperadrenocorticismo, foi feito o teste de supressão por baixa dose (0,01mg/kg) de dexametasona. Já para a dermatite atópica, foi utilizado o Algoritmo diagnóstico (MEDLEAU; NHILICA, 2009) descrito a seguir (Quadro 1) Quadro 1: Algorítmo diagnóstico para as doenças alérgicas: História e sinais clínicos sugestivos de dermatite atópica, identificar e controlar fatores perpetuantes, incluindo piodermite, malasseziose, otite externa, demodiciose e doenças crônicas da pele. Identificar e tratar o cão para dermatite alérgica a pulgas e escabiose se indicado. Na reavaliação, ainda há prurido residual, Se na reavaliação não há prurido residual, o cão tinha dermatite alérgica à pulgas, determinar se esse é sazonal ou nãoescabiose, DAC sazonal,. Manter o controle de pulgas e monitorar a recorrência de sazonal. prurido. Se o prurido é não sazonal, o cão tem uma Se o prurido é sazonal, o cão tem ou uma hipersensibilidade alimentar, DAC ou DAC sazonal ou uma hipersensibilidade à dermatite por contato (rara). Para distinguir picada de insetos.(incomum) entre elas, estabelecer a dieta hipoalergênica por quatro a doze semanas Resolução do Não houve prurido, o cão melhora, o tem cão tem DAC hipersensibili dade alimentar Fonte: Medleau; Hnilica (2009) Melhora parcial do prurido, hipersensibili dade alimentar com DAC 43 No que se refere ao diagnóstico da dermatose responsiva a hormônio sexual foram realizados testes endócrinos, medindo o teor de estrógenos/progesterona no sangue.O diagnóstico da dermatite seborréica, foi realizado pela avaliação dos sinais clínicos e exame histopatológico. Já para o diagnóstico da Demodiciose, realizou-se microscopia (raspado de pele profundo) para visualização de Demodex canis.O mastocitoma e o carcinoma mamário tiveram seu diagnóstico realizado com auxílio de exame histopatológico, assim como a adenite sebácea. Para o diagnóstico de dermatofitose, realizou-se cultura fúngica em meios de Sabouraud e Mycosel. 4.8 Estatística Os dados foram analisados quanto à sua significância pelo teste do Quiquadrado (X2), tendo sido encontrados resultados significantes para p<0,05. 44 5. RESULTADOS 5.1 DISTRIBUIÇÃO DE ESPÉCIES O total de amostras bacterianas oriundas de secreções dérmicas confirmadas como pertencentes ao gênero Staphylococcus sp. após serem submetidas aos testes de identificação especial foi de 72. De cada um dos animais que apresentaram sintomatologia sugestiva de piodermite foi obtida uma amostra bacteriana. As espécies coagulase-positivas foram as mais freqüentemente isoladas, tendo sido obtidas a partir de 38 (52,8%) amostras bacterianas. Dentre as amostras coagulase-positivas a espécie mais frequente foi S. pseudintermedius (44,8%) seguida de S. intermedius (42,1%) e S. aureus (13,1%). Já as espécies coagulase-negativas foram isoladas de 34 (47,2%) amostras e se distribuíram entre S. schleiferi schleiferi (67,7%), S. epidermidis (14,7%) e S. simulans (17,6%), conforme a tabela 1 (p. 46). 5.2 SUSCEPTIBILIDADE AOS ANTIMICROBIANOS Resistência aos antimicrobianos foi um achado freqüente e 65 (90,3%) amostras bacterianas apresentaram resistência a pelo menos um agente antimicrobiano. Multiresistência também foi um achado freqüente, sendo que 53 (73,6%) amostras bacterianas foram multiresistentes. Nenhuma amostra bacteriana apresentou resistência a todos os antimicrobianos testados. Nove amostras bacterianas apresentaram resistência induzida à clindamicina. Já em 45 relação às classes de agentes antimicrobianos, nenhuma amostra bacteriana foi resistente a todas as classes testadas. O padrão de resistência de todas as amostras bacterianas de estafilococos obtidos de amostras clínicas de cães é demonstrado nas tabelas 2 e 3 (p. 47-9). 46 Tabela 1 – Distribuição das amostras clínicas de estafilococos obtidas de 72 amostras de secreções dérmicas de cães da cidade do Rio de Janeiro, Brasil (2009-2010). Espécie Nº de Amostras % S. pseudintermedius 17 23,6 S. intermedius 16 22,3 S. aureus 05 6,9 Subtotal CoPS 38 52,8 S. schleiferi schleiferi 23 31,9 S. simulans 06 8,4 S. epidermidis 05 6,9 Subtotal CoNS 34 47,2 Total 72 100,0 CoPS: Staphylococcus coagulase positivos; CoNS: Staphylococcus coagulase negativos 47 Tabela 2: Padrão de resistência das amostras bacterianas de estafilococos obtidas de 72 amostras de secreções dérmicas de cães da cidade do Rio de Janeiro, Brasil (2009-2010). N0 resistentes % resistentes Clindamicina 46* 63,9 Eritromicina 45 62,5 Rifampicina 2 2,8 Cloranfenicol 12 16.7 Sulfametoxazol+trimetoprim 53 73,6 Enrofloxacina 18 25,0 Ciprofloxacina 20 27,8 Norfloxacina 19 26,4 Gentamicina 13 18,0 Tobramicina 9 12,5 Penicilina 41 56,9 Oxacilina 18 25,0 Cefoxitina 13** 18,0 Tetraciclina 26 36,1 Doxiciclina 7 9,7 6 8,3 Agente Antimicrobiano Quinolonas Aminoglicosídeos Beta-Lactâmicos Tetraciclinas Nitrofurantoína *- nove amostras com resistência induzida; **- Todas as amostras estão incluídas na oxacilina. 48 Tabela 3: Padrão de resistência das espécies de staphylococci isoladas de piodermite de cães da cidade do Rio de Janeiro, Brasil (2009-2010). Microrganismo Resistência (%) Padarão de resistência antimicrobiana , n(Nº amostras clínicas) S. pseudintermedius 14/17 (82,3%) CLI, ERI, CLO, SUT, ENO, CIP, NOR, TOB, TET, DOX (1); CLI, ERI, SUT, CIP, GEN, TOB, PEN, OXA, CFO, TET (1); CLI, ERI, SUT, GEN, PEN, OXA, CFO, TET, DOX (1); CLI, ERI, SUT, ENO, CIP, NOR, TOB, PEN, TET (1); CLI, ERI, CLO, SUT, ENO, CIP, NOR ,TET (1); CLI, ERI, SUT, ENO, CIP, NOR, PEN (1); CLI, ERI, CLO, SUT, PEN, TET (2); CLI, ERI, SUT, PEN, TET, DOX (1); SUT, CIP, GEN, PEN (1); CLI, ERI, SUT, NIT (1); CLI, ERI, SUT, PEN (1); SUT, TET (1); SUT (1) S. intermedius 15/16 (93,7%) CLI,ERI,CLO,SUT,ENO,CIP,NOR,PEN,OXA (1);CLI,ERI,SUT,ENO,CIP,NOR,GEN,PEN,TET(1); CLI, ERI, SUT,ENO, CIP,NOR, PEN, TET(1); CLI, ERI, SUT, CIP, NOR, PEN, OXA, TET(1); CLI, ERI, SUT, ENO, CIP, NOR, PEN(2); CLI, ERI, SUT, NIT, PEN, OXA, TET(1); CLI, ERI, CLO,SUT, PEN, TET(1); CLI, ERI, SUT, PEN, OXA, CFO(1); CLI, ERI, CLO, SUT, PEN(1); CLI, ERI, SUT, PEN(1); CLI, ERI, CIP(1); SUT, PEN(1); SUT(1); ENO(1) S. aureus 5/5 (100%) CLI, ERI, CLO, NOR, GEN, OXA CFO (1); CLI, ERI, SUT, NOR, GEN, TET (1); RIF, SUT, NOR, PEN, OXA, DOX (1), CLI, ERI, SUT, PEN (1), SUT, TOB (1) Sub total CoPS 34/38 (89,4%) CLI, ERI, CLO, SUT, ENO, CIP, NOR, TOB, TET, DOX (1); CLI, ERI, SUT, CIP, GEN, TOB, PEN, OXA, CFO, TET (1); CLI, ERI, SUT, GEN, PEN, OXA, CFO, TET, DOX (1); CLI, ERI, SUT, ENO, CIP, NOR, TOB, PEN, TET (1); CLI, ERI, CLO,SUT,ENO,CIP,NOR,PEN,OXA (1); CLI, ERI, SUT,ENO,CIP,NOR,GEN,PEN,TET(1); CLI, ERI, CLO, SUT, ENO, CIP, NOR ,TET (1); CLI, ERI, SUT,ENO, CIP,NOR, PEN, TET(1); CLI, ERI, SUT, CIP, NOR, PEN, OXA, TET(1); CLI, ERI, SUT, ENO, CIP, NOR, PEN(3); CLI, ERI, SUT, ENO, CIP, NOR, PEN(2); CLI, ERI, SUT, NIT, PEN, OXA, TET(1); CLI, ERI, CLO,SUT, PEN, TET(3); CLI, ERI, SUT, PEN, OXA, CFO(1); RIF, SUT, NOR, PEN, OXA, DOX (1); CLI, ERI, SUT, PEN, TET, DOX (1); CLI, ERI, SUT, NOR, GEN, TET (1); CLI, ERI, CLO, SUT, PEN(1); CLI, ERI, SUT, PEN(4); SUT, CIP, GEN, PEN (1); CLI, ERI, SUT, NIT (1); CLI, ERI, CIP(1); SUT, TET (1); SUT, PEN(1); SUT, TOB (1); SUT(2); ENO(1) S. schleiferi schleiferi 21/23 (91,3%) CLI, ERI, CLO, SUT, ENO, CIP, NOR, GEN, PEN,OXA, TET (1); CLI, ERI, SUT, GEN, TOB, PEN, OXA, CFO,TET,DOX (1), CLI, ERI, CLO, SUT, ENO, CIP, NOR, GEN, PEN, TET (1); CLI, ERI, SUT, ENO, CIP, NOR, GEN, PEN, TET, DOX (1), CLI, ERI, CLO, SUT, GEN, PEN, OXA, CFO, TET (1), CLI, ERI, SUT, ENO, GEN, TOB, PEN, OXA, CFO (1); CLI, ERI, SUT, NIT, ENO, CIP, PEN, OXA, CFO (1); CLI, ERI, CLO, PEN, OXA, CFO, TET (1); CLI, GEN, TOB, PEN, OXA, CFO (1); CLI, ERI, SUT, TET (1); SUT, ENO, CIP, NOR (1); CLI, ERI, PEN, OXA (1); CLI, ERI, SUT (2); RIF, SUT, PEN (1); SUT, CIP, NOR (1); CLI, ERI, CFO (1); SUT, PEN, TET (1); ERI, SUT (1); SUT, NIT (1); ENO (1) 48 49 S. simulans 6/6 (100%) CLI, ERI, SUT, ENO, CIP, NOR, TOB, PEN, TET (1); CLI, ERI, NIT, PEN, TET (1); CLI, ERI, TOB, PEN, TET (1); SUT, NIT, PEN, OXA, CFO (1), CLI, ERI, TET (1); SUT, TOB, PEN (1) S. epidermidis 4/5 (80%) CLI, ERI, SUT (1); SUT (2); CLI (1) Subtotal CoNS 31/34 (91,1%) CLI, ERI, CLO, SUT, ENO, CIP, NOR, GEN, PEN,OXA, TET (1); CLI, ERI, SUT, GEN, TOB, PEN, OXA, CFO,TET,DOX (1), CLI, ERI, CLO, SUT, ENO, CIP, NOR, GEN, PEN, TET (1); CLI, ERI, SUT, ENO, CIP, NOR, GEN, PEN, TET, DOX (1); CLI, ERI, CLO, SUT, GEN, PEN, OXA, CFO, TET (1), CLI, ERI, SUT, ENO, GEN, TOB, PEN, OXA, CFO (1); CLI, ERI, SUT, NIT, ENO, CIP, PEN, OXA, CFO (1); CLI, ERI, SUT, ENO, CIP, NOR, TOB, PEN, TET (1); CLI, ERI, CLO, PEN, OXA, CFO, TET (1); CLI, GEN, TOB, PEN, OXA, CFO (1); CLI, ERI, NIT, PEN, TET (1); CLI, ERI, TOB, PEN, TET (1); SUT, NIT, PEN, OXA, CFO (1); CLI, ERI, SUT, TET (1); SUT, ENO, CIP, NOR (1); CLI, ERI, PEN, OXA (1); CLI, ERI, SUT (3); RIF, SUT, PEN (1); SUT, CIP, NOR (1); CLI, ERI, CFO (1); SUT, PEN, TET (1); CLI, ERI, TET (1); SUT, TOB, PEN (1); ERI, SUT (1); SUT, NIT(1); SUT (2); CLI (1); ENO (1) Total 65/72 (90,2%) CLI, ERI, CLO, SUT, ENO, CIP, NOR, GEN, PEN,OXA, TET (1); CLI, ERI, CLO, SUT, ENO, CIP, NOR, TOB, TET, DOX (1); CLI, ERI, SUT, CIP, GEN, TOB, PEN, OXA, CFO, TET (1); CLI, ERI, SUT, GEN, TOB, PEN, OXA, CFO,TET,DOX (1), CLI, ERI, CLO, SUT, ENO, CIP, NOR, GEN, PEN, TET (1); CLI, ERI, SUT, ENO, CIP, NOR, GEN, PEN, TET, DOX (1); CLI, ERI, SUT, GEN, PEN, OXA, CFO, TET, DOX (1); CLI, ERI, SUT, ENO, CIP, NOR, TOB, PEN, TET (1); CLI, ERI, CLO,SUT,ENO,CIP,NOR,PEN,OXA (1); CLI, ERI, SUT,ENO,CIP,NOR,GEN,PEN,TET(1); CLI, ERI, CLO, SUT, GEN, PEN, OXA, CFO, TET (1), CLI, ERI, SUT, ENO, GEN, TOB, PEN, OXA, CFO (1); CLI, ERI, SUT, NIT, ENO, CIP, PEN, OXA, CFO (1); CLI, ERI, SUT, ENO, CIP, NOR, TOB, PEN, TET (1); CLI, ERI, CLO, SUT, ENO, CIP, NOR ,TET (1); CLI, ERI, SUT,ENO, CIP,NOR, PEN, TET(1); CLI, ERI, SUT, CIP, NOR, PEN, OXA, TET(1); CLI, ERI, SUT, ENO, CIP, NOR, PEN(3); CLI, ERI, SUT, ENO, CIP, NOR, PEN(2); CLI, ERI, SUT, NIT, PEN, OXA, TET(1); CLI, ERI, CLO, PEN, OXA, CFO, TET (1); CLI, ERI, CLO,SUT, PEN, TET(3); CLI, ERI, SUT, PEN, OXA, CFO(1); RIF, SUT, NOR, PEN, OXA, DOX (1); CLI, ERI, SUT, PEN, TET, DOX (1); CLI, ERI, SUT, NOR, GEN, TET (1); CLI, GEN, TOB, PEN, OXA, CFO (1); CLI, ERI, CLO, SUT, PEN(1); CLI, ERI, NIT, PEN, TET (1); CLI, ERI, TOB, PEN, TET (1); SUT, NIT, PEN, OXA, CFO (1); CLI, ERI, SUT, PEN(4); SUT, CIP, GEN, PEN (1); CLI, ERI, SUT, NIT (1); CLI, ERI, SUT, TET (1); SUT, ENO, CIP, NOR (1); CLI, ERI, PEN, OXA (1); CLI, ERI, CIP(1); CLI, ERI, SUT (3); RIF, SUT, PEN (1); SUT, CIP, NOR (1); CLI, ERI, CFO (1); SUT, PEN, TET (1); CLI, ERI, TET (1); SUT, TOB, PEN (1); SUT, TET (1); SUT, PEN(1); SUT, TOB (1); ERI, SUT (1); SUT, NIT(1); SUT(4); ENO(2); CLI (1) CLI- clindamicina, ERI- eritromicina, RIF- rifampicina, CLO- cloranfenicol, SUT-sulfametoxazol+trimetropim, NIT- nitrofurantoína, ENO- enrofloxacina, CIPciprofloxacina, NOR- norfloxacina, GEN- gentamicina, TOB- tobramicina, PEN- penicilina, OXA- oxacilina, CFO- cefoxitina, TET- tetraciclina, DOX- doxiciclina 49 50 No que se refere à susceptibilidade do total de amostras de Staphylococcus de origem canina para cada classe de antimicrobianos testada, verificou-se que a resistência à classe dos inibidores do ácido fólico foi um achado comum, principalmente perante o sulfametoxazol+trimetropim (73,6%, sendo 31 CoPS e 22 CoNS). Dos agentes antimicrobianos testados, os mais eficientes nos testes de susceptibilidade in vitro foram a rifampicina (classe das ansamicinas) com somente duas amostras bacterianas resistentes (2,8%, sendo um CoPS e um CoNS) e nitrofurantoína com seis amostras bacterianas resistentes (8,3%, sendo dois CoPS e quatro CoNS). Resistência à classe dos lincosamídeos e macrolídeos foi analisada conjuntamente uma vez que foi efetuado o teste de indução de resistência à clindamicina, onde 46 (63,9%) amostras se mostraram resistentes à clindamicina (26 CoPS e 20 CoNS) e 45 (62,5%) amostras resistentes à eritromicina (26 CoPS e 19 CoNS). Já a classe dos aminoglicosídeos apresentou padrão de resistência bastante baixo, estando neste estudo representada pela gentamicina com 13 isolados (18,0 %, sendo seis CoPS e sete CoNS) e a tobramicina com nove amostras bacterianas resistentes (12,5%, sendo quatro CoPS e cinco CoNS). Já em relação à classe das fluoroquinolonas, os três antibióticos testados apresentaram resultados bem parecidos no que diz respeito ao padrão de resistência, com 18 amostras bacterianas resistentes a enrofloxacina (25%, sendo 10 CoPS e oito CoNS), 19 isolados resistentes a norfloxacina (26,4%, sendo 13 CoPS e seis CoNS) e 20 isolados resistentes a ciprofloxacina (27,8%, sendo 13 CoPS e sete CoNS). Os antibióticos testados da classe das tetraciclinas apresentaram padrão de resistência bem distintos, uma vez que a tetraciclina teve 26 amostras bacterianas resistentes (36,1%, sendo 14 CoPS e 12 CoNS) e a doxiciclina obteve um resultado bem inferior com sete amostras bacterianas resistentes ( 9,7%, sendo cinco CoPS e duas CoNS). Outra classe que apresentou padrão de resistência bastante distinto foi a das penicilinas, com 41 amostras bacterianas resistentes a penicilina (56,9%, sendo 24 CoPS e 17 CoNS), 18 amostras bacterianas resistentes a oxacilina (25,0%, sendo 8 CoPS e 10 CoNS) e 13 amostras bacterianas resistentes à cefoxitina (18,0%, sendo 5 CoPS e 8 CoNS).Já os fenicóis, aqui representados 51 pelo cloranfenicol, tiveram 12 amostras bacterianas resistentes (16,7%, sendo oito CoPS e quatro CoNS). Ao se analisar a resistência para cada classe de antibiótico por espécie de estafilococos presente, conforme tabelas 4 e 5 (p. 53-4), verificou-se que dentre os S. pseudintermedius, 12 amostras bacterianas foram multiresistentes (70,5%), 14 amostras foram resistentes à classe dos inibidores do ácido fólico (82,3%), 11 amostras às classes dos lincosamídeos e macrolídeos (64,7%), 10 amostras à penicilina (58,8%) e nove à tetraciclina (52,9%), sendo que destas duas também eram resistentes à doxiciclina. Apresentando padrão de resistência bem inferior verificou-se as fluoroquinolonas com seis amostras (35,2%), os aminoglicosídeos com cinco amostras (29,4%) e os fenicóis com três amostras (17,6%). Somente duas amostras eram MRS e quatro foram sensíveis a todos os agentes antimicrobianos testados. Já dentre os S. intermedius, 12 amostras apresentaram mutiresistência (75%), 13 apresentaram resistência aos inibidores do ácido fólico (81,2%), 12 às classes dos macrolideos e lincosamideos (75%), 10 à penicilina (62,5%), seis amostras resistentes às fluoroquinolonas (37,5%) e três aos fenicóis (18,7%). Somente uma amostra foi sensível à gentamicina e à nitrofurantoína, quatro amostras eram MRS e somente uma amostra foi sensível a todos os antibióticos testados. Com relação aos S. aureus, quatro amostras apresentaram multiresistência (80%), três eram resistentes às classes dos macrolídeos e lincosamídeos, dos inibidores do ácido fólico e às fluoroquinolonas (60%), duas reisitentes à classe dos aminoglicosídeos e à penicilina (40%), duas eram MRS e nenhuma foi sensível a todos os agentes antimicrobianos testados. Ao agrupar-se os CoPS observamos que das 38 amostras clínicas, 34 apresentavam resistência a pelo menos um dos agentes antimicrobianos testados (89,4%), sendo 28 multiresistentes (73,6%), 29 foram resistentes à classe dos inibidores do ácido fólico (76,3%), 26 às classes dos macrolídeos e lincosamídeos (68,4%), 19 à penicilina (50%), 14 às fluoroquinolonas e tetraciclina (36,8%), 10 aos aminoglicosídeos (26,3%), oito aos fenicóis (21%), oito amostras eram MRS e quatro foram sensíveis a todos os agentes antimicrobiandos testados. 52 Dentre os S. schleiferi schleiferi, que foi a espécie mais frequentemente isolada, 18 apresentaram multiresistência (78,2%), 16 eram resistentes à classe dos inibidores do ácido fólico (69,5%), 15 às classes dos macrolídeos e lincosamídeos (65,2%), 12 foram resistentes à penicilina (52,1%), sete eram resistentes às classes das fluoroquinolonas e aminoglicosídeos (30,4%), quatro à classe dos fenicóis (17,3%) e duas à nitrofurantoína (8,7%), sete eram MRS e duas amostras foram sensíveis a todos os agentes antimicrobianos testados. Já dentre os S. simulans, todas as amostras eram multiresistentes, cinco eram resistentes à penicilina (83,3%), quatro eram resistentes às classes dos macrolídeos e lincosamídeos e à tetraciclina (66,6%), três à classe dos aminoglicosídeos (50%), uma amostra resisitente às fluoroquinolonas e inibidores do ácido fólico (16,6%) e uma amostra era MRS. E dentre os S. epidermidis, somente uma amostra era multiresistente, uma se mostrou sensível a todos os antibióticos testados, três eram resistentes à classe dos inibidores do ácido fólico e duas eram resistentes à classe dos lincosamídeos. Já ao se agrupar os CoNS, verificou-se que das 34 amostras clínicas, 31 eram sensíveis a pelo menos um tipo de agente antimicrobiano (91,1%), sendo 24 multiresistentes (70,5%), 21 eram resistentes às classes dos macrolídeos e lincosamídeos (61,7%), 17 à penicilina (50%), 16 aos inibidores do ácido fólico (47%), 11 à tetraciclina (32,3%), 10 aos aminoglicosídeos (29,4%), nove às fluoroquinolonas (23,6%), quatro às clases dos fenicóis e nitrofurantoína (12,9%) e oito eram MRS. 53 Tabela 4: Resistência das amostras bacterianas por espécie de estafilococos coagulase positivo obtidas de 72 amostras de secreções dérmicas de cães da cidade do Rio de Janeiro, Brasil (2009-2010). Classe e/ou S. S. S. CoPS agente pseudintermedius intermedius aureus (%) antimicrobiano (%) (%) (%) Inib. Ác. fólico 82,3 81,2 60,0 76,3 Lincosamídeos e 64,7 75,0 60,0 68,4 Penicilina 58,8 62,5 40,0 50,0 Tetraciclina 52,9 31,2 20,0 36,8 Fluoroquinolona 35,2 37,5 60,0 36,8 Aminoglicosídeos 29,4 6,2 40,0 26,3 Fenicóis 23,5 18,7 20,0 21,0 Oxacilina 11,7 25,0 40,0 21,0 Nitrofurantoína 5,8 6,2 - 5,2 Rifampicina - - 20,0 2,6 macrolídeos 54 Tabela 5: Resistência das amostras bacterianas por espécie de estafilococos coagulase negativo obtidas de 72 amostras de secreções dérmicas de cães da cidade do Rio de Janeiro, Brasil (2009-2010). Classe e/ou S. schleiferi S. simulans S. CoNS agente schleiferi (%) (%) epidermidis (%) antimicrobiano (%) Inib. Ác. fólico 69,5 16,6 60,0 47,0 Lincosamídeos e 65,2 66,6 40,0 61,7 Penicilina 52,1 83,3 - 50,0 Tetraciclina 30,4 66,6 - 32,3 Fluoroquinolona 30,4 16,6 - 23,6 Aminoglicosídeos 30,4 50,0 - 29,4 Fenicóis 17,3 - - 12,9 Oxacilina 30,4 16,6 - 23,5 Nitrofurantoína 8,7 33,3 - 11,7 Rifampicina 4,3 - - 2,9 macrolídeos 55 5.3 QUESTIONÁRIOS No que se refere aos resultados obtidos na ficha clínica dermatológica dos animais estudados, observou-se que a alteração mais freqüentemente associada à piodermite foi a dermatite atópica (55,2%), seguida de hipotireoidismo (19,7%) e hiperadrenocorticismo (7,9%). Menos freqüentemente, foram observados casos de dermatite seborréica (3,9%), dermatose responsiva a hormônio sexual (3,9%), neoplasia (um mastocitoma e um carcinoma mamário – 2,6%), dermatofitose (1,3%), demodiciose (1,3%), adenite sebácea (1,3%) e foliculite bacteriana superficial (1,3%). Quatro animais apresentavam doenças concomitantes, um animal apresentava dermatite atópica com mastocitoma, um hipotireoidismo com carcinoma mamário, um hipotireoidismo com adenite sebácea e um hiperadrenocorticismo com foliculite, conforme tabela 6 (p.57). Não se observou diferença estatisticamente significativa entre CoPS (52,8%) ou CoNS (47,2%) na etiologia da piodermite secundária de cães acometidos por infecções dermatológicas. A distribuição das amostras bacterianas no que se refere à produção de coagulase foi similar entre os animais com alterações dérmicas, com exceção dos animais acometidos de dermatite atópica, que apresentaram um maior número de infecção causada por CoNS (61,9%). Nestes animais, verificou-se uma frequência maior (p<0,05) de CoNS do que de CoPS. De forma similar, no que se refere ao hipotireoidismo as infecções foram mais frequentemente causadas por CoPS (73,3%; p<0,05), conforme tabela 6 (p. 57).Não se observou resultados estatísticos significativos para as demais doenças. No que se refere aos dados coletados no questionário do proprietário, observou-se que, das 16 amostras bacterianas classificadas como MRS, 11 (68,7%) foram isoladas de animais cujos proprietários apresentavam algum dos fatores de risco. Dentre estes, o fator mais freqüentemente associado foi de proprietários que são profissionais de saúde, seguido de proprietários em tratamento com antibiótico e crianças com menos de cinco anos que freqüentam creches e proprietário profissional de creche e proprietário 56 internado em hospital nos últimos seis meses (9,1% cada), conforme tabela 7 (p. 58). Ao analisar-se individualmente cada fator não foi possível comprovar significância estatística; entretanto, ao considerar-se o grupo de proprietários que apresentavam algum dos fatores de risco, verifica-se que seus cães apresentavam maior frequência de MRS (p<0,01) do que nos cães cujos proprietários não apresentavam tais fatores. 57 Tabela 6: Alterações clínicas e sua associação aos estafilococos isolados de piodermites em cães da cidade do Rio de Janeiro, Brasil (2009-2010). Total % CoPS (%) CoNS (%) Dermatite atópica 42 55,2 16 (38,1) 26 (61,9) Hipotireoidismo 15 19,7 11 (73,3) 4 (26,6) Hiperadrenocorticismo 6 7,9 4 (66,6) 2 (33,4) Dermatite seborréica 3 3,9 2 (66,6) 1 (33,4) Dermatose resp. a horm. sexual 3 3,9 1 (33,4) 2 (66,6) Neoplasia* 2 2,6 0 2 (100) Dermatofitose 2 2,6 2 (100) 0 Demodiciose 1 1,3 1 (100) 0 Adenite sebácea 1 1,3 1 (100) 0 Foliculite bacteriana superficial 1 1,3 1 (100) 0 Total 76 100 39 (51,3) 37 (48,7) CoPS: Staphylococcus coagulase positivos; CoNS: Staphylococcus coagulase negativos * um mastocitoma e um carcinoma mamário 58 Tabela 7: Fatores relativos aos proprietários de cães da cidade do Rio de Janeiro associados à possível transmissão zoonótica de cepas MRS Fator de risco Nº de Animais proprietários com MRS % com fatores de risco associado Profissional de saúde 6 5 83,3 Profissional de creche 1 1 100 Crianças em creche 3 2 66,7 Paciente hospitalizado 5 1 20 Paciente em Tratamento 3 2 66,7 TOTAL 18 11 61,1 59 6. DISCUSSÃO Membros do gênero Staphylococcus são constituintes da microbiota normal do ouvido, da pele e das mucosas oral, nasal e genital de caninos (COX, 2006). Desta forma, o isolamento de membros desse gênero não indica obrigatoriamente que seja o agente etiológico de um quadro infeccioso em questão. A fim de evitar tal equivoco, critérios de inclusão rigorosos foram utilizados na seleção de espécimes a serem estudados e apenas isolados obtidos em cultura pura foram incluídos no presente estudo. Portanto, levandose em conta estes aspectos assume-se que os 72 isolados de Staphylococcus sp. obtidos realmente representavam o agente infeccioso determinante dos casos clínicos de infecção dermatológica presente. Estudos anteriores (HOEKSTRA; PAULTON 2002; GANIERE et al., 2005; MORRIS et al., 2006, PENNA et al., 2009b) conduzidos em diversos países corroboram este dado, demonstrando a importância de membros deste gênero como agente etiológico das infecções dermatológicas em cães. Dos 72 isolados de Staphylococcus obtidos, as espécies coagulase positivas foram isoladas de 38 amostras clínicas de infecções dérmicas.Vários estudos já demonstraram o papel dessas espécies nestes tipos de infecções (PRESCOTT et al., 2002; GANIERE et al., 2005, PENNA et al., 2009b).De um modo geral, as espécies coagulase-positivas foram levemente predominantes (52,8%) em relação às espécies coagulase-negativas (47,2%), o que está de acordo com o relatado em outros países e no Brasil (PRESCOTT et al., 2002; HOEKSTRA; PAULTON, 2002; GANIERE et al., 2005; MORRIS et al., 2006, PENNA et al., 2009b). Os resultados próximos (encontrados neste estudo) 60 demonstram que cães acometidos por afecções dermatológicas têm piodermite, independentemente de ser causada por CoPS (52,8%) ou CoNS (47,2%). No que se refere à distribuição por espécies no grupo dos CoPS, a predominância do grupo S. intermedius (SIG) sobre S. aureus também não foi surpreendente, visto que este grupo é reconhecidamente o principal causador das infecções de pele em cães (BIBERSTAIN et al., 1984; LILENBAUM et al., 2000; LING, 2000; HOEKSTRA; PAULTON, 2002; GANIERE et al., 2005; PENNA et al., 2009a), mesmo porque as espécies presentes neste grupo são integrantes da microbiota normal da pele (LILENBAUM et al., 2000; SCOTT et al., 2001; GANIERE et al., 2005; ROSSER JR, 2006; PENNA et al., 2009b). Portanto, a predominância desse grupo em amostras de secreção dérmica no presente estudo não foi um resultado inesperado. Vale ressaltar que o número baixo de S. aureus neste estudo, sugere que nossas amostras eram adaptadas ao cão, não tendo sido originadas de contaminação do proprietário uma vez que nos humanos, em contraste com os cães, geralmente há uma presença maior de S. aureus nas infecções de pele (FOSTER, 2009). Membros das espécies coagulase-positivas de staphylococci são sabidamente mais virulentos. A presença de diversos fatores de agressão e da própria enzima coagulase confere a estas espécies maior capacidade de determinar infecções, mesmo com nenhuma ou pouca influência de fatores predisponentes. Dessa forma, sua predominância como agentes de infecções em caninos não foi um fato inesperado. Em relação à distribuição por espécies no grupo dos CoNS, estes representaram 47,2 % das amostras deste estudo, havendo uma grande ocorrência de S. schleiferi schleiferi (31,9% das amostras), um resultado inesperado, pois em nenhum outro estudo se obteve uma quantidade tão grande de amostras desta espécie. Foram encontrados ainda S. simulans (8,4%) e S. epidermidis (6,9%). A alta ocorrência de coagulase-negativos foi um achado inesperado e sugere um papel importante destes microrganismos na etiologia das infecções tópicas caninas, o que com frequência vinha sendo subestimado. Esse fato já foi relatado em outros estudos que evidenciaram presença importante de estafilococos coagulase negativos causando infecções de pele (LILENBAUM et 61 al., 2000; MAY et al., 2005; ROSSER JR., 2008, PENNA et al., 2009b). É importante ressaltar que essas espécies representaram 47,2% dos isolados do presente estudo, um percentual bastante elevado já que nenhum dos cães do estudo se encontrava hospitalizado, reconhecidamente um fator predisponente para infecções determinadas por esses microrganismos oportunistas. Desde 2003, que o envolvimento de S. schleiferi schleiferi já vem sendo relatado como agente etiológico de piodermite canina em vários países, incluindo o Brasil (FRANK et al., 2003; MAYet al., 2005; IN TORRE et al., 2007, ROSSER JR, 2008; PENNA et al., 2009b), tendo sido isolado tanto de primeiro episódio de piodermite, assim como de casos recidivantes. S. epidermidis é um membro da microbiota da superfície corporal de pequenos animais. Apesar de esta bactéria ter sido raramente citada como agente etiológico de doenças de pele em pequenos animais, tem sido identificada como responsável por diversas infecções profundas, especialmente em animais imunocomprometidos (PENNA et al., 2009b). Lilenbaum e colaboradores (2000), em um estudo com população de mesma região isolaram 25% de amostras clínicas desta espécie, um resultado bem superior ao encontrado no presente estudo. Por outro lado, Penna e colaboradores (2009b), obtiveram resultados bem próximos (7,9%) dos do presente estudo (6,9%). Estes mesmos estudos citam ainda o envolvimento de S. simulans em 15,9% (LILENBAUM et al., 2000) e 7,9% (PENNA etal., 2009b) das infecções tópicas caninas, estes resultados estão bem próximos aos encontrados neste estudo (8,4%). A resistência aos antimicrobianos é um fato que já vem sendo relatado há várias décadas, desde o aparecimento das penicilinas na década de 1940, quando a euforia pelo seu surgimento destas para o tratamento de doenças infecciosas causadas por bactérias foi logo frustrada pelo aparecimento de cepas resistentes (TENOVER, 2006). A resistência aos antibióticos tem se tornado cada vez mais comum nos estudos sobre susceptibilidade de microrganismos a esses agentes, sendo um achado frequente. No presente estudo 65 (90,3%) dos isolados apresentaram resistência a pelo menos um agente antimicrobiano, assim como a multiresistência também foi um achado comum, estando presente em 53 (73,6%) dos isolados. Estudos mais antigos relataram frequência bastante 62 inferior de multiresistência entre cepas de estafilococos, como por exemplo, 51,3% (HOEKSTRA e PAULTON 2002); e um estudo mais atual feito por Penna e colaboradores (2010) em população da mesma região demonstrou resultados superiores, onde todos os isolados apresentaram resistência a pelo menos um agente antimicrobiano e multiresistência em 86,5% dos isolados. Staphylococci têm apresentado um rápido desenvolvimento de resistência aos agentes antimicrobianos, o que, associado aos achados do presente estudo, pode indicar que essa tendência também ocorre em isolados de estafilococos de origem canina (MORRIS et al., 2006; PENNA et al., 2010). É importante salientar que as amostras foram obtidas de diversas clínicas veterinárias da cidade do Rio de Janeiro e em alguns animais a enfermidade era de natureza crônica ou recidivante. Portanto, não se pode negligenciar a possibilidade dos animais já terem recebido tratamento prévio com agentes antimicrobianos. Tal fato pode ter contribuído para a alta frequência de cepas multirresistentes no presente estudo. A pressão antibiótica sobre os agentes infecciosos bacterianos, que propicia a seleção de cepas resistentes aos agentes, é um fator que sabidamente contribui para o surgimento cada vez mais frequente de cepas multirresistentes (PAPICH e RIVIERE, 2001b). O agente antimicrobiano ao qual os microrganismos apresentaram maior taxa de resistência neste estudo foi sulfametoxazol associado ao trimetoprim. Esse fato foi observado em 53 dos 72 isolados (73,6%) e está de acordo com estudos desenvolvidos em outros paises como 77,4% na Austrália (BARRS et al., 1995) e 74,4% no Canadá (HOEKSTRA; PAULTON 2002). Esse agente antimicrobiano já foi mundialmente utilizado num passado recente em muitos casos de primeiro episódio de piodermite (CARLOTTI, 1996; DOWLING, 1996) e a resistência a essa droga tem crescido rapidamente, já que em 1983 a resistência reportada era de apenas 2% (ROHRICH et al., 1983). Atualmente é uma droga bastante utilizada para o tratamento de diversas infecções em cães. A resistência às classes dos lincosamídeos e macrolídeos foi também bastante alta. Um total de 46 amostras (63,9%) foi resistente a clindamicina e 45 (62,5%) a eritromicina. Outros estudos demonstraram resistência de staphylococci à eritromicina, com valores variando entre 7,8% no Japão, 10% na Austrália e 21% nos Estados Unidos da América (HAUSCHILD e WÓJCIK, 63 2007), e até 82,1% no Brasil (PENNA et al., 2009b). Devido à boa absorção oral, distribuição tissular na pele e alta concentração intracelular, macrolídeos e lincosamídeos são considerados opções razoáveis para a primeira linha de tratamento das piodermites causadas por staphylococci em cães (CARLOTTI, 1996; DOWLING, 1996; NOLI; BOOTHE, 1999). Apesar deste fato, nos casos de piodermite recidivante seu uso é bastante limitado por um alto nível de resistência, além da resistência cruzada entre estas duas classes de agentes antimicrobianos (PELLERIN et al., 1997). A utilização de agentes antimicrobianos da classe dos macrolídeos na prática de dermatologia de pequenos animais, especialmente na dermatologia canina vem crescendo nos últimos anos (MALIK, et al 2005). Devido a isso, staphylococci têm sido descritos como cada vez mais resistentes a altas concentrações dos agentes da classe dos macrolídeos (COX et al., 1984; KRUSE et al., 1996). Os aminoglicosideos vêm sendo amplamente utilizados no tratamento de diversos tipos de infecções caninas (MALIK et al., 2005). A resistência aos aminoglicosídeos, representados neste estudo pela tobramicina e gentamicina, foi baixa. Em relação à gentamicina, somente 13 dos 72 isolados se mostraram resistentes (18%). Na década de 1970 a gentamicina era considerada uma droga extremamente eficiente no tratamento de otite externa canina, quando era reportado apenas 5,6% de resistência (BLUE; WOOLEY 1977). Mais recentemente, estudos demonstravam 3,7% de resistência a esse agente em 1998, nos EUA (COLE et al., 1998) e 15,9% no ano 2000 (LILENBAUM et al., 2000) em população similar à estudada neste momento, o que mostra uma pequena evolução dos níveis de resistência à esta droga. O uso desta classe de agentes antibióticos para o tratamento das piodermites é bastante limitado, uma vez que eles requerem administração parental e estão associados à nefrotoxicidade quando utilizados por períodos longos (CODNER, 1988). O uso dos agentes antimicrobianos da classe das fluoroquinolonas na medicina veterinária tem aumentado muito nos últimos dez anos (PAPICH e RIVIERE, 2001) e, este fato tem contribuido para o aumento da resistência à esta classe de antibióticos (WALKER e THORNSBERRY, 1998). As fluoroquinolonas são recomendadas principalmente para a terapia antimicrobiana em infecções mistas, em piodermites recidivantes, piodermites 64 crônicas, piodermite profunda com tecido de cicatrização extenso ou quando o tratamento se mostra refratário aos antibióticos de primeira geração (IHRKE et al., 1999). Nesta classe, os três agentes antimicrobianos testados apresentaram resultados similares entre si. Um total de 18 (25%) amostras bacterianas se mostraram resistentes à enrofloxacina, enquanto 19 (26,4%) à norfloxacina e 20 (27,8%) à ciprofloxacina. Ganiere e colaboradores (2005), em um estudo desenvolvido na França, verificaram níveis bastante reduzidos de resistência a essa classe (2%). A produção da enzima β-lactamase é o principal mecanismo de resistência pelo qual os estafilococos se tornam capazes de resistirem à ação dos antibióticos da classe das penicilinas (MALIK et al., 2005). Neste estudo foram testados três agentes antimicrobianos da classe das penicilinas, que apresentaram resultados bem distintos, com 56,9% de resistência à penicilina, 25% à oxacilina e 18% à cefoxitina.Tal discrepância entre drogas da mesma classe não pode ser considerada surpreendente, visto que as duas últimas drogas são resistentes à ação da β-lactamase. A alta resistência observada à penicilina pode ser justificada pela produção desta enzima, o que já foi demonstrado em até 62% das amostras bacterianas de S. pseudintermedius de origem canina (GANIERE et al., 2005). De acordo com o CLSI (2010) e CLSIVET(2008), cepas penicilinaresistentes e oxacilina-suscetíveis são resistentes a outras penicilinas penicilinase-estáveis mas suscetíveis a outros β-lactâmicos. Staphylococci resistentes à oxacilina são resistentes a todos os agentes antimicrobianos disponíveis atualmente, com exceção das novas cefalosporinas com atividade anti-MRSA. Assim, resistência ou suscetibilidade a uma gama ampla de agentes antimicrobianos β-lactâmicos pode ser deduzida ao se testar a oxacilina e/ou cefoxitina (no caso de CoPS) ou cefoxitina (no caso de CoNS) (CLSI, 2010). Bemis e colaboradores (2009) citam que a utilização somente dos discos de cefoxitina para testar a resistência do S. pseudintermedius (CoPS) aos β-lactâmicos, pode subestimar o número de amostras clínicas resistentes, recomendando a utilização dos discos de oxacilina. Considerandose apenas as recomendações para detecção de resistência à oxacilina do CLSIVET (2008), os resultados poderiam ser diferentes uma vez que não se recomenda ainda a utilização dos discos de cefoxitina para os CoNS. Ao 65 verificar-se índices de resistência à oxacilina em animais da mesma região, verifica-se um claro aumento da resistência com o passar dos anos. Assim, se em 2000 tal índice era de 4,6% (LILENBAUM et al. 2000), em 2008 já havia sido reportado como 19,5% (PENNA et al., 2009b). Em um estudo retrospectivo conduzido nos Estados Unidos, observou-se que a resistência à oxacilina aumentou substancialmente entre os anos de 2001 e 2005 (JONES et al., 2006). Cepas resistentes à oxacilina (MRS) em amostras de origem canina já foram relatadas em vários paises (MORRIS et al., 2006; WEESE et al., 2007; HANSELMAN et al., 2008) e representam importantes microrganismos emergentes e mundialmente disseminados, responsáveis por graves infecções nosocomiais (MANGENEY et al., 2002; CADDICK et al., 2006). Cefalexina e amoxicilina associada ao ácido clavulânico são drogas das mais utilizadas na dermatologia clinica veterinária e a resistência a elas tem sido pouco descrita, a não ser em casos de cepas MRS (PRESCOTT et al. 2002; GANIERE et al. 2005). A classe das tetraciclinas foi representada neste estudo pela tetraciclina e a doxiciclina, que apresentaram 36,1% e 9,7% de resistência, respectivamente. Níveis de resistência variando de 30 a 55% foram relatados em muitos estudos em vários países ( MEDLEAU et al., 1986, NOBLE; KENT, 1992; LLOYD et al., 1996; GANIERE et al., 2005) e, consequentemente, as tetraciclinas não têm sido recomendadas para o tratamento das piodermites em cães (CODNER, 1988; CARLOTTI, 1996, DOWLING, 1996). Segundo o CLSI (2010) e CLSIVET (2008), organismos que são suscetíveis à tetraciclina são também considerados suscetíveis à doxiciclina, contudo, alguns microrganismos que apresentem padrão intermediário ou resistente à tetraciclina podem ser suscetíveis à doxiciclina. A tetraciclina não vem sendo muito utilizada sistemicamente devido a seus efeitos hepato e nefrotóxicos, além de incompatibilidade química com diversas outras drogas, sendo utilizada na dermatologia de pequenos animais principalmente em apresentações tópicas (VIANA, 2007). Já a doxiciclina tem sido bastante utilizada como droga de escolha para o tratamento da erlichiose em cães e não é usualmente indicado para o tratamento das infecções dérmicas (BIRCHARD; SHERDING, 2008). 66 Representando a classe dos fenicóis, o cloranfenicol apresentou resistência em 16,7% das amostras. O cloranfenicol tem sido utilizado muito raramente para o tratamento das piodermites caninas (GANIERE et al., 2005). Pellerin e colaboradores (1997), encontraram 40% de resistência à esta droga em um estudo feito na França, um resultado bem mais alto que o encontrado neste estudo. Já Vanni e colaboradores (2009), em um estudo feito na Itália encontraram resistência em 14,9% das amostras clínicas, resultados bem semelhantes aos nossos. Em função de sua toxicidade seu uso não é recomendado na clínica de pequenos animais pelo Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (VIANA, 2007). Na clínica dermatológica tal droga encontra-se presente em diversas formulações de uso tópico. A rifampicina, da classe das ansamicinas, apresentou somente 2,8% de resistentência. Este resultado é bem semelhante ao encontrado em uma população local (LILENBAUM et al., 2000) onde encontraram 2,3% das amostras clínicas resistentes, o que demonstra que o padrão de resistência a este agente antimicrobiano se manteve quase igual. É uma droga hepatotóxica em altas doses (VIANA, 2007) e muito pouca usada em tratamentos sistêmicos, embora seu uso em aplicações tópicas, bastante úteis em dermatologia veterinária, possa representar uma excelente opção de tratamento, devido ao baixo padrão de resistência encontrado. Finalmente, a nitrofurantoína, pertencente a uma classe com o mesmo nome, apresentou 8,3 % de resistência. Penna e colaboradores (2009b), encontrou em seu estudo, nível bastante alto de resistência (38,5% das amostras de infecções tópicas em população semelhante a deste estudo) à esta droga, resultado este muito mais alto que os deste estudo. Tal droga, tradicionalmente recomendada para o tratamento das infecções do trato urinário, pode causar distúrbios gastrintestinais e hepatopatias, quando usada em tratamentos longos e altas doses (VIANA, 2007). Ao se analisarem os resultados por espécies, das 17 amostras de S. pseudintermedius, 82,3% eram resistentes a pelo menos um dos agentes antimicrobianos testados e a multiresistência esteve presente em 70,5% das amostras. A resistência à classe dos inibidores do ácido fólico foi a mais alta observada (82,3%), seguida pela classe dos macrolídeos e lincosamídeos (64,7%) e pela penicilina (58,8%) e tetraciclina (52,9%). As classes que 67 apresentaram melhores resultados de resistência, foram as fluoroquinolonas com 35,2%, os aminoglicosídeos com 29,4% e os fenicóis com 17,6%. Já com relação às amostras de S. intermedius, 93,7% apresentaram resistência a pelo menos uma dos agentes antimicrobianos testados e 75% das amostras eram multiresistentes. Vanni e colaboradores (2009), encontraram 27% de resistência, testando 23 agentes antimicrobianos, em um estudo com 114 amostras clínicas de piodermite canina. Já em um estudo conduzido na França em 2002, a multiresistência era de 42% (GANIERE et al., 2005). Assim como na espécie anterior, apresentou resistência bem alta aos inibidores do ácido fólico (81,2%), aos macrolídoes e lincosamídeos (75%) e à penicilina (62,5%), porém apresentou apenas 25% à tetraciclina. A resistência às fluoroquinolonas e aos fenicóis teve resultados bem similares aos da espécie anterior (37,5% e 18,7%, respectivamente), porém, em relação à classe dos aminoglicosídeos, a resistência foi muito mais baixa (6,25%). Cepas MRS estiveram presentes em 25% das amostras clínicas. Estes resultados foram bastante contrastantes com os de Ganiere (2005), que encontrou 48 % de resistência à tetraciclina, 30% aos fenicóis, 28% aos macrolídeos e aminoglicosídeos, 22% aos lincosamídeos, 2 % à gentamicina e enrofloxacina e nenhuma resistência à oxacilina e inibidores do ácido fólico. Já Vanni e colaboradores (2009) apresentaram resultados mais próximos aos deste estudo, pois encontraram alta resistência às classes dos macrolídeos e lincosamídeos. Com relação aos S. aureus, 100% das amostras apresentaram resistência a pelo menos um dos agentes antimicrobianos testados, 80% apresentaram multiresistência. Hoekstra e colaboradores (2002) encontraram 95,5% das amostras resistentes a pelo menos uma agente antimicrobiano e 67,3% de multiresistência. Já Lilenbaum e colaboradores (2000) também encontraram 100% das amostras resistentes a pelo menos um agente antimicrobiano e somente 36,3 % de multiresistência. Assim como nas outras duas espécies de CoPS presentes neste estudo, a resistência às classes dos macrolídeos e lincosamídeos e dos inibidores do ácido fólico foi bastante alta (60%). Em comparação, a resistência às fluoroquinolonas foi bem maior nesta espécie (60% versus 32,5% e 37,5%), assim como em relação aos aminoglicosídeos (40% versus 29,4% e 6,25%) e aos β-lactâmicos (40% versus 68 11,7 e 25%) e bem mais baixa em relação à penicilina (40% versus 58,8% e 62,5%). A resistência à tetraciclina teve um resultado intermediário (40% versus 52,9% e 25%). Em um estudo feito no Canadá, 74,5% das amostras clínicas eram resistentes à penicilina, 74,7% aos inibidores do ácido fólico, resultados estes superiores aos deste estudo (HOEKSTRA e PAULTON, 2002). Lilenbaum e colaboradores (2000) encontraram 36,3% de resistência à penicilina, 63,6% aos inibidores do ácido fólico e 36,3% aos aminoglicosídeos, resultados bem parecidos com os deste estudo, com exceção do resultado dos inibidores do ácido fólico que foi mais baixo. Ao se analisar os CoPS, 89,4% apresentaram resistência a pelo menos um dos agentes antimicrobianos testados e 73,6% eram multiresistentes. A resistência à classe dos inibidores do ácido fólico foi a mais alta (76,3%), seguida pelos macrolídeos e lincosamídeos (68,4%) e 50% à penicilina. Com níveis de ressistência bem menores verificou-se as fluoroquinolonas e tetraciclinas (36,8%), os aminoglicosídeos (26,3%) e aos fenicóis e βlactâmicos (21%). A espécie mais isolada no presente estudo foi um CoNS, S. schleiferi scheiferi (31,9%), dos quais 91,3 % apresentaram resistência a pelo menos um dos antibióticos testados e 78,2% eram multiresistentes. Vanni e colaboradores (2009), na Itália, encontraram 62,5% das amostras resistentes a pelo menos um agente antimicrobiano. A maior resistência encontrada foi à classe dos inibidores do ácido fólico (69,5%), seguida dos macrlídeos e lincosamídeos (65,2%), penicilina (52,1%), fluoroquinolonas, aminoglicosídeos, tetraciclina e β-lactâmicos (30,4%) fenicóis (17,3%) e nitrofurantoína (8,7%). Como boas opções terapêuticas poderiam ser utilizados antibióticos das classes das fluoroquinolonas, aminoglicosídeos, β-lactâmicos, tetraciclinas, fenicóis, ansamicinas e nitrofurantoína. No estudo de Vanni e colaboradores (2009), as amostras clínicas apresentaram 37,5% de resistência à classe das fluoroquinolonas. Outro trabalho feito na Itália, conduzido por In Torre e colaboradores (2007), pesquisou a resistência a 16 fluoroquinolonas, tendo encontrado resistência a 13 destes agentes antimicrobianos em 60% das amostras. Outra espécie de CoNS isolada no presente estudo foi S. simulans, em que 83,3 % das amostras apresentaram resistência a pelo menos um dos 69 antibióticos testados e 100% de multiresistência. Já o padrão de resistência desta espécie diferiu bastante da outra espécie CoNS, apresentando 83,3% de resistência à penicilina, 66,6% aos macrolídeos, lincosamídeos e tetraciclina, 50% aos aminoglicosídeos e 16,6% às fluoroquinolonas, inibidores do ácido fólico e β-lactâmicos. Lilenbaum e colaboradores (2000) encontraram 100% das amostras resistentes a pelo menos um agente antimicrobiano, 71,4% de resistência à penicilina, 85,7% aos inibidores do ácido fólico e 28,5% aos aminoglicosídeos, resultados bem diferentes dos encontrados neste estudo. As amostras de S. epidermidis apresentaram 20% de multiresistência e 80% das amostras se mostraram resistentes a pelo menos um dos agentes antimicrobianos testados. Esta espécie só apresentou ressistência a três classes de antimicrobianos, 60% à classe dos inibidores do ácido fólico, 40% à classe dos lincosamídeos e 20 % à classe dos macrolídeos. Acredita-se que estas amostras pertenciam à microbiota cutânea devido ao seu baixo padrão de resistência e aos cuidados observados para a coleta. Lilenbaum e colaboradores (2000) encontraram 90,9% das amostras resistentes a pelo menos um agente antimicrobiano, 45,4% das amostras resistentes à penicilina, 90,9% aos inibidores do ácido fólico e 9% à tetraciclina, resultados bastante diferentes dos encontrados neste estudo. Já ao se analisar os CoNS, verifica-se que 91,1% eram sensíveis a pelo menos um tipo de agente antimicrobiano, sendo 70,5% multiresistentes. A resistência às classes dos macrolídeos e lincosamídeos foi de 61,7%, 50% à penicilina, 47% aos inibidores do ácido fólico, 32,3% à tetraciclina, 29,4% aos aminoglicosídeos, 23,5% às fluoroquinolonas e β-lactâmicos, 12,9% às classes dos fenicóis e nitrofurantoína. Ao se comparar o padrão de resistência entre os CoPS e os CoNS, verificou-se que os CoPS são muito mais resistentes aos inibidores do ácido fólico (76,3% nestes versus 47 % nos CoNS), apresentando ainda resistência maior à classe das fluoroquinolonas (36,8% nestes versus 23,6% nos CoNS) e aos fenicóis (21% nestes versus 12,9% nos CoNS). O resultado do padrão de resistência das demais classes foi bastante similar. Apesar de nossos resultados terem confirmado resistência a antimicrobianos normalmente utilizados para o tratamento das piodermites, os diferentes padrões de resistência observados enfatizam a importância dos 70 testes de susceptibilidade para escolher o tratamento mais apropriado das infecções estafilocócicas em cães e permitir o uso prudente dos antimicrobianos em animais de companhia. Ao se comparar os resultados da associação dos microrganismos isolados versus cada uma das doenças associadas encontradas, observou-se resultado significante nos casos da dermatite atópica e do hipotireoidismo. Comparou-se o número de cães acometidos pela dermatite atópica com o número de cães acometidos pelas outras doenças presentes neste estudo e, a avaliação foi feita baseada na quantidade de infecções acometidas pelas cepas CoPS e CoNS. Verificou-se que em cães atópicos CoNS eram predominantes (16 CoPS e 26 CoNS) enquanto em animais com outras doenças associadas predominavam CoPS (23 CoPS e 11 CoNS) e que tal diferença era estatisticamente significativa. A Dermatite Atópica Canina (DAC) é uma doença de pele de caráter genético e inflamatório (DEBOER, 2004; SOUSA; MARSELLA, 2001), na qual o paciente torna-se sensibilizado a antígenos ambientais mediante a formação de anticorpos IgE (GORMAN, 1997; WHITE, 1998; OLIVRY ET AL., 2001; SCOTT et al., 2001), que causa afecção alérgica pruriginosa (OLIVRY et al., 2001). Tem sido tradicionalmente classificada como uma reação de hipersensibilidade do tipo I, embora a patogênese precisa ainda não tenha sido elucidada. Inúmeros outras fatores são conhecidos como envolvidos na etiologia como defeito da função de barreira da epiderme, processamento de alérgenos pelas células de Langerhans, polarização da respostas de citocinasaos linfócitos T, produção aumentada de IgE, disponibilidade aumentada de mastócitos cutâneos e suscetibilidade a infecções secundárias por bactérias e leveduras (SIMOU et al., 2005). Piodermite, dermatite piotraumática e dermatite acral por lambedura podem ser encontradas em até 68% dos cães atópicos (SCOTT et al., 2001). Muitos fatores parecem afetar a patogênese da piodermite na pele atópica. É provável que a reação de hipersensibilidade influencie, de certa forma, os mecanismos de defesa cutânea. Tem sido sugerido que a dermatite atópica pode levar a alterações na barreira da epiderme, permitindo aos antígenos estafilocócicas penetrarem na derme (GRIFFIN; DE BOER, 2001). 71 Outra possibilidade é a de que constituintes do soro passem para a superfície da pele, tornando-se fatores de crescimento para a microbiota cutânea. Além disso, a dermatite atópica provoca mudanças no microclima da pele. Por exemplo, muitos cães atópicos sofrem hiperidrose e o aumento da quantidade de suor leva a um aumento da umidade. Além disso, os ingredientes do suor podem atuar como uma fonte de nutrientes para as bactérias reforçando desta forma a sua proliferação (SIMOU et al., 2005). Já é bem estabelecido que os cães e os seres humanos atópicos transportam cargas mais elevadas de estafilococos que os indivíduos saudáveis (MASON; LLOYD,1989). Outros estudos sugeriram que a aderência de estafilococos aos corneócitos de cães e humanos atópicos é superior ao de indivíduos saudáveis predispondo a pele alérgica à infecção secundária (MCEWAN, 2000). O sinal clínico inicial da Dermatite Atópica Canina é prurido em áreas sem lesão visível ou com máculas eritematosas (SCOTT; MILLER; GRIFFIN, 2001). Pode ser localizado ou generalizado. O primeiro ocorre principalmente na face, pavilhão auricular, extremidades distais dos membros (KWOCHKA, 1998; GRIFFIN; DEBOER, 2001; SCOTT et al., 2001), axilas e região inguinal (KWOCHKA, 1998; OLIVRY; HILL, 2001b). O segundo é relatado em cerca de 40% dos cães atópicos (SCOTT et al., 2001; GRIFFIN; DEBOER, 2001). Em virtude do prurido, pode-se observar também lambedura dos membros, atrito da face contra o chão, lesões axilares, entre outros (THOMPSON, 1997). Estas manifestações contribuem para o desenvolvimento de infecções e podem originar lesões secundárias como alopecia focal ou difusa, pústulas, máculas, edema, liquenificação, hiperpigmentação e em animais de pelame claro pode ocorrer discromia ferruginosa devido à lambedura excessiva. As lesões crônicas são observadas principalmente nos locais onde há prurido intenso e repetido (WHITE, 1998; GRIFFIN; DEBOER, 2001; SCOTT et al., 2001). Desta forma, uma provável explicação para a variação observada entre CoPS e CoNS em animais atópicos estaria relacionada ao fato de que a atopia tem como sinal primário o prurido, e a ação mecânica deste ato poderia gerar soluções de continuidade na pele, fator predisponente para a colonização por CoNS (uma vez que estes estão presentes em maior número na microbiota 72 cutânea do cão), que de outra forma não conseguiriam colonizar e instalar um quadro infeccioso. Existem poucos estudos com relação à colonização da pele do cão atópico por staphylococci, sendo a maioria sobre a colonização por CoPS, por isso, os resultados encontrados neste estudo mostraram-se surpreendentes. Diferentemente dos resultados encontrados neste estudo, Fazakerley e colaboradores (2009) observaram predominância de CoPS (S. intermedius) em lesões de pele de cães atópicos. O mesmo tipo de avaliação foi feita para o hipotireoidismo, tendo sido encontrados 16 cães com hipotireoidismo (11 CoPS e quatro CoNS), diferença significativa quando comparada ao conjunto de animais eutireoideos (28 CoPS e 35 CoNS). Os efeitos epidérmicos da deficiência do hormônio tireoidiano envolvem anormalidades na síntese de proteínas, atividade mitótica e lipogênese. Decréscimos nos ácidos graxos cutâneos (ácido araquidônico e ácido gamalinolênico) têm sido relatados em cães hipotireoideos. Ácidos graxos são importantes para a manutenção da integridade, fluidez e permeabilidade das membranas das células epidermais. Também são importantes precursores das prostaglandinas cutâneas (por exemplo, prostaglandina E2) e leucotrienos. Tem sido notado que as deficiências de prostaglandinas E2 resultam em hiperproliferação de ceratinócitos e severa descamação da pele (SCOTT et al., 2001). A depleção do hormônio da tireóide suprime as reações imunes humorais, prejudica a função das células T e reduz o número de linfócitos circulantes. A defesa cutânea local se encontra alterada no hipotireoidismo, devido aos efeitos da queratinização e produção de sebo (PANCIERA, 2001). Todas as formas de seborréia podem ocorrer. A seborréia ou a piodermite podem ser focais, multifocais ou generalizadas podendo provocar prurido (NELSON e COUTO, 2001). As mudanças seborreicas predispõem o animal a infecções estafilocócicas secundárias ou por Malassezia pachydermathis, o que intensifica os sinais seborréicos (SCOTT et al., 2001). Os cães hipotireoideos ficam predispostos à infecções bacterianas recidivantes da pele como foliculite, e furunculose (PETERSON, 2004). 73 Desta forma, uma possível explicação a variação observada entre CoPS e CoNS em animais hipotireoideos fato é a de que estes cães, por apresentarem metabolismo lento, com baixa produção de células de defesa e aumento de produção sebácea na derme, têm a propensão de serem colonizados por cepas mais virulentas de staphylococci, tais como os CoPS, que são dotados de mais fatores de virulência, entre eles uma grande variedade de lipases (SAIJONMA-KOULUMIES; LLOYD, 1996). No que se refere ao questionário feito com os proprietários dos cães, foram encontradas 16 cepas de estafilococos resistentes à meticilina e destas 11 tiveram associação com os fatores de risco que poderiam levar a uma transmissão de uma cepa MRS dos proprietários para seus cães, tendo sido encontrado resultado significante. Portanto, no presente estudo, a maioria das amostras MRS foram isoladas de animais cujos proprietários apresentavam algum fator de risco para colonização por MRS o que pode sugerir uma troca de cepas ou genes de resistência. Neste estudo, das 11 cepas MRS associadas aos fatores de risco, cinco eram S. schleiferi schleiferi, três eram S. intermedius, uma era S. simulans, uma era S. aureus e uma S. pseudintermedius. S. intermedius (WERCKENTHIN et al., 2001), S. pseudintermedius (DEVRIESE, 2005) e S. sclheiferi subsp. schleiferi (FRANK, 2003) têm sido implicados em muitas infecções de pele em cães. Atualmente, animais de estimação domiciliados são considerados e tratados como membros da família. Esse fato permite um contato físico muito próximo entre humanos e os animais de estimação, podendo resultar em transmissão de bactéria, tornando-se um assunto potencial de preocupação em saúde pública pois as bactérias de humanos podem estar causando infecções em animais e vice-versa (GUARDABASSI et al.,2004). Evidências de transmissão zoonótica entre proprietários e seus animais de estimação já foram descritas para S. aureus e S. intermedius. Uma cepa MRS de S. aureus foi isolada de uma ferida de um paciente humano, assim como de um cão domiciliado não carreador nasal (MANIAN, 2003). S. intermedius foi identificado como agente patogênico de uma otite externa em humano e também foi isolado da orelha, dorso e ventre do cão no mesmo domicílio(TANNER et al., 2000). 74 A questão da transmissão zoonótica e a preocupação com as cepas MRS demandam uma abordagem nova ou modificada para as doenças bacterianas de pele em pequenos animais (MAY,2006). No entanto, nenhum estudo foi encontrado relatando a transmissão de cepas MRS de S.simulans entre animais e seus proprietários. Relatos destas cepas em pacientes caninos no Brasil ainda são parcos e necessitam de atenção redobrada. Já foi relatada em outros países a presença de portadores caninos, inclusive assintomáticos, capazes de servir como fonte de infecção não só para outros animais como também para seres humanos (MANIAN, 2003; VENGUST et al., 2006; BOOST et al., 2007; WEESE et al., 2007; EPSTEIN et al., 2008). 75 7. – CONCLUSÕES A partir do resultados do presente estudo, é possível concluir que: • Staphylococcus sp. são importantes agentes de infecções dermatológicas caninas, confirmando assim o seu papel na clinica médica de pequenos animais. • Emergência de CoNS como agentes infecciosos importantes, capazes de causarem infecções dérmicas em pacientes caninos. • As amostras de estafilococos isoladas de infecções dérmicas apresentaram resistência a diferentes antimicrobianos, com alta taxa de multirresistência. Logo, mostra a importância dos testes de susceptibilidade para escolher o tratamento mais apropriado. • Cães com dermatite atópica apresentaram predominantemente infecção por CoNS, enquanto cães com hipotireoidismo por CoPS. • Fatores relacionados aos proprietários podem interferir na composição da microbiota dos cães e devem ser considerados na transmissão zoonóticas dos staphylococci. 76 ANEXOS: 77 ANEXO I: FICHA CLÍNICA DE ATENDIMENTO DERMATOLÓGICO Dados do animal: Nome: Sexo: Espécie: Idade: Raça: Peso: Dados do proprietário: Nome: Telefones: Pelagem: Nº ficha: Endereço: e-mail: Queixa principal: Tratamentos prévios: Antibiótico: Sim Não Quanto tempo: Anti-histamínico: Sim Não Quanto tempo: Corticóide: Sim Não Quanto tempo: Qual: Resultado: Qual: Resultado: Qual: Resultado: Banho: Produto: Freqüência: Lesões secundárias: Seborréia:SimNão Cicatriz:SimNão Úlcera: Sim Não Erosão: Sim Não Crosta: Sim Não Mapa lesional: Dose: Dose: Comercial: Sim Não Último banho: Presença de ectoparasitas: Pulga: Sim Não Raspado cutâneo: Positivo Negativo Lesões primárias: Mácula: Sim Não Vesícula:SimNão Dose: Mancha: Sim Não Bolha: Sim Não Carrapato: Pápula: Sim Não Nódulo: Sim Não Colarete epidérmico: Sim Não Hiperpigmentação: Sim Não Hipopigmentação: Sim Não Hiperqueratose: Sim Não Liquenificação: Sim Não Manipulado: Sim Não Sim Não Pústula: Sim Não Tumor: Sim Não Escoriação: Sim Não Abscesso: Sim Não Cisto: Sim Não Comedão: Sim Não Fissura: Sim Não Suspeita clínica: Colheita de material: Data: Método: Observações: Placa: Sim Não Urtica: Sim Não Eritema: Sim Não Calo: Sim Não Alopecia:SimNão Hipotricose:SimNão 78 ANEXO II: Questionário (proprietário do animal) 1 – Data: ____/____/_____ 2 – Nome: 3 – Local de residência (Bairro): 4 – Animal (espécie/nome/local da residência): 5 – Você possui outros animais? ( ) SIM ( ) NÃO Quantos e quais animais? 6 – Você usou antibiótico nos últimos 6 meses? ( ) SIM Qual antibiótico? ________________________ de ___/___/___ a ___/___/___ 7 – Foi hospitalizado no ano precedente? ( ) NÃO ( ) NÃO ) SIM de __/__/__ a __/__/__ ( 8 – Contato com paciente hospitalizado nos últimos 6 meses? ( ) SIM NÃO de ___/___/___ a ___/___/___ Tipo de contato ________________ ( ) 9 – Reside com crianças menores de 5 anos que frequentam creches ou residiu nos últimos 6 meses? ( ) SIM ( ) NÃO 10 – Trabalha com crianças que frequentam creches ou trabalhou nos últimos 6 meses? ( ) SIM ( ) NÃO 11 – Trabalha ou faz estágio em hospital ou trabalhou ou fez estágio nos últimos 6 meses? ( ) SIM ( ) NÃO 12 – Você tem contato domiciliar com indivíduo que trabalha em hospital ou creche ou teve contato nos últimos 6 meses? ( ) SIM ( ) NÃO 13 – Você está com alguma lesão de pele? ( ) SIM ( ) Não Você está tomando ou passando alguma medicação? ( ) SIM ( ) NÃO Qual a medicação? ___________________ 14 – Há alguém na família com alguma lesão de pele? ( ) SIM ( ) NÃO 79 8. OBRAS CITADAS ARVIDSON, S. Extracellular enzymes. In: Gram-positive pathogens. 1st ed. Feschetti, V. A., Novick, R. P. Ferreti, J. J. Portnoy, D. A. e Rood, J.I. (eds). ASM Press, Washington p. 379-385. 2000. BAKER, J. S.; HACKETT, M. F.; SIMARD, D. J. Variations in bacitracin susceptibility observed in Staphylococcus and Micrococcus species. Journal of Clinical Microbiology. 23:963–964. 1986. BANNERMAN, T. L. Staphylococcus, Micrococcus, and other catalase-positive cocci that grow aerobically. In: Manual of Clinical Microbiology, Murray, P. R.; Barron, E. J.; Pfaller, M. A.; Tenover, F. C.; Yolken, R. H. (eds), 8th ed, ASM Press. Washington, DC. p. 84-404. 2003. BARRS, V. R.; BRISCOE, D.; MALIK, R.; LOVE, D. N. Use of multilocus enzyme electrophoresis to distinguish clinically important strains of Staphylococcus intermedius from the skin of dogs. Australian Veterinary Journal 78(4):267-72. 2000. BARTGES, J. W. Diseases of the Urinary Bladder. In: Bichard, S.J. and Scherding, R.G. (editores), Saunders Manual of Small Animal Practice, 3rd ed., W.B. Saunders, EUA. 2006 BIBERSTEIN, E.L.; HIRSH, D.C. (eds) Estafilococos. Em: Microbiologia Veterinária. Ed: Guanabara Koogan. P. 108-112. 2003. 80 BIBERSTEIN. E. L.; JANG. S. S.; HIRSH, D. C. Species distribution of coagulase-positive staphylococci in animals. Journal of Clinical Microbiology 19. 610-615. 1984. BIRCHARD, S. J.; SHERDING, R. G. Manual Saunders de clínica de pequenos animais. 3 ed. São Paulo: Roca, 2008. P. 184. BOHACH, G. A.; FOSTER, T. J. Staphylococcus aureus exotoxins. In: Grampositive pathogens. 1st ed. Feschetti, V. A., Novick, R. P. Ferreti, J. J. Portnoy, D. A. e Rood, J.I. (eds). ASM Press, Washington p. 367-378. 2000. BOOST, M. V.; O’DONOGHUE, M. M.; SIU, K. H. G. Characterisation of methicillin-resistant Staphylococcus aureus isolates from dogs and their owners. Clinical Microbiology Infection 13: 731–733. 2007. CAIAFFA FILHO, H.H.; LIMA, M.P.; SINTO, S.I. Avaliação da sensibilidade a teicoplanina e vancomicina, em Staphylococcus aureus e Staphylococcus coagulase negativa. Revista da Associação Médica Brasileira. 40:77-84. 1994. CARLOTTI, D. N. New Trends in systemic antibiotherapy of bacterial skin disease in dogs. Supplementary Compendiun of Continued Educatioanl Practice in Veterinary. 18: 40-7. 1996. CASEY, A. L.; LAMBERT, P. A.; ELLIOTT, T. S. J. Staphylococci. International Journal of Antimicrobial Agents 29 Suppl. 3 S23–S32. 2007 CLINICAL LABORATORY STANDARDS INSTITUTE. Performance standards for antimicrobial disk and dilution susceptibility tests for bacteria isolated from animals; INFORMATIONAL DOCUMENT m31-s1. Wayne, P. A.: National Committee for Cinical Laboratory Standards, 2008. CLINICAL LABORATORY STANDARDS INSTITUTE. Performance standards for antimicrobial susceptibility testing. Document M100-S17. Wayne, P. A.: National Committee for Clinical Laboratory Standards, 2010. CODNER, E. C. Choosing a treatment course for dogs with pyoderma. Veterinary Medicine. 83: 995-1003. 1988. 81 COHN, L.A., GARY, A.T., FALES, W.H. AND MADSEN, R.W. Trends in fluoroquinolone resistance of bacteria isolated from canine urinary tracts. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 15. 338-43. 2003. COLE, L. K.; KWOCHKA, K. W.; KOWALSKI, J. J.; HILLIER, A. Microbial flora and antimicrobial susceptibility of isolated pathogens from the horizontal ear canal and middle ear canal from dogs with otitis media. Journal of American Veterinary Medical Association. 212: 534-8. 1998. CONCEIÇÃO, L. G.; FABRIS, V. E. Piodermite canina: etiopatogênese, diagnóstico e terapia antimicrobiana sistêmica. Uma breve revisão. Disponível em: http://www.bichoonline.com.br/artigos/geao0012.htm Acesso em 28 jun. 2009. COX, H. U.; HOSKINS, J. D.; ROY, A. F.; NEWMAN, S. S.; LUTHER, D. G.; Antimicrobial susceptibility of coagulase-positive staphylococci isolated from Louisiana dogs. American Journal of Veterinary Research. 45: 2039–42. 1984. COX, H. U.; HOSKINS, J. D.; NEWMAN, S. S.; FOIL, C. S.; TURNWALD, G. H.; ROY, A. F. Temporal study of staphylococcal species on healthy dogs. American Journal of Veterinary Research. 49, 747-751. 1988. COX, H. U. Staphylococcal infections, pp 214-217. In Greene CE (ed), Infectious diseases of the dog and cat, ed 2 WB Saunders, Philadelphia, PA. 2006. DEBOER, D. J. Canine atopic dermatitis: new targets, new therapies. Madison: American Society for Nutritional Sciences, 2004. DEVRIESE, L. A. Staphylococci in healthy and diseased animals. Journal of Applied Bacteriology Symposium Supplement 69, 71S±80S. 1990. DEVRIESE, L. A.; VANCANNEYT, M.; BAELE, M.; VANEECHOUTTE, M.; DE GRAEF, E.; SNAUWAERT, C.; CLEENWERCK, I.; DAWYNDT, P.; SWINGS, J.; DECOSTERE, A.; HAESEBROUCK, F.; Staphylococcus pseudintermedius 82 sp. nov., a coagulase-positive species from animals. International Journal Systematics Evolutionary Microbiology. 55, 1569–1573. 2005. DEVRIESE, L. A.; HERMANS, K.; BAELE, M. F. Staphylococcus pseudintermedius versus Staphylococcus intermedius. Veterinary Microbiology. 133: 206–207. 2009. DINGES, M. M.; ORWIN, P. M.; SCHLIEVERT, P. M. Exotoxins of Staphylococcus aureus. Clinical Microbiology Reviews. 13: 16-34. 2000. DOWLING, P. M. Antimicrobial therapy of skin and ear infections. Canadian Veterinary Journal. 37: 695-99. 1996. DZIEWANOWSKA, K.; CARSON, A. R.; PATTI, J. M.; DEOBALD, C.F.; BAYLES, K.; BOHACH, G. A. Staphylococcal fibronectin binding protein interacts with heat shock protein 60 and integrins: role in internalization by epithelial cells. Infectious Immunology. 68: 6321-6328. 2000. EADY, E.A.; ROSS, J.I.; TIPPER, J.L.; WALTERS, C.E., COVER, J.H.; NOBLE, W.C. Distribution of genes encoding erythromycin ribosomal methylase and an erythromycin efflux pump in epidemiologically distinct group of staphylococci. Journal of Antimicrobial Chemotherapy 31, 211–217. 1993. EPSTEIN, C.R.; YAM, W.C.; PEIRIS, J.S.; EPSTEIN, R.J. Methicillin-resistant commensal staphylococci in healthy dogs as a potential zoonotic reservoir for community-acquired antibiotic resistance. Infection Genetics Evolution, doi:10.1016/j.meegid.2008.11.003. 2008. FELDMAN, D. C.; NELSON, R. W. hypothyroidism. In: Canine and Feline Endocrinology and Reproduction.3. ed. St. Louis: Saunders, 2004. Cap. 3, p. 68-117. FERRERO, L.; CAMERON, B.; CROUZET, J. Análisis of gyrA and grlA mutations in stepwise-selected ciprofloxacin-resistant mutants of Staphylococcus aureus. Antimicrobial agents and Chemotherapy. 39: 15541558. 1995. 83 FITZGERALD, J. R.; REID, S. D.; RUOTSALAINEN, E.; TRIPP, T. J.; LIU, M. Y.; COLE, R.; KUSELA, P.; SCHLIEVERT, P. M.; JARVINEN, A.; MUSSER, J. M. Genome diversification in Staphylococcus aureus: molecular evolution of a highly variable chromosomal region encoding the staphylococcal exotoxin-like family of proteins. Infectious Immunology. 71: 2827-2838. 2003. FOSTER, T. J. Colonization and infection of the human host by staphylococci: adhesion, survival and immune evasion. Veterinary Dermatology. 20: 456-70. 2009. FRANK, L. A.; KANIA, S. A.; HNILICA, K. A. Isolation of Staphylococcus schleiferi from dogs with pyoderma. Journal of American Veterinary Medical Association. 222: 451-54. 2003. FRANK, L. A. Coparative Dermatology – Canine Endocrine Dermatoses. Clinics in Dermatology. Phyladelphia : Elsevier, v. 24. N. 4, p. 317-25, jul.-ago., 2006. GANIERE, J. P.; MEDAILLE, C.; MANGION, C. Antimicrobial drug susceptibility of Staphylococcus intermedius clinical isolates from canine pyoderma. Journal of Veterinary Medicine. B, Infectious diseases and veterinary public health 52. 25–31. 2005. GUARDABASSI, L.; LOEBER, M. E.; JACOBSON, A. Transmission of multiple antimicrobial-resistant Staphylococcus intermedius between dogs affected by deep pyoderma and their owners. Veterinary Microbiology. 98: 23-27. 2004. GORMAN, N. T. Imunologia. In: ETTINGER, S. J.; FELDMAN, E. C. Tratado de medicina interna veterinária. 4.ed. São Paulo: Manole, 1997. v. 2, p. 27352765. GRIFFETH, G. C.; MORRIS, D. O.; ABRAHAM, J. L.; SHOFER, F. S.; RANKIN, S.C. Screening for skin carriage for methicillin-resistant coagulase-positive staphylococci and Staphylococcus schleiferi in dogs with healthy and inflamed skin. Veterinary Dermatology. v.19, n.3: 142-9. 2008. 84 GRIFFIN, C. E.; DEBOER, D. J. The ACVD task force on canine atopic dermatitis (XIV): clinical manifestations of canine atopic dermatitis. Veterinary Immunology and Immunopathology, Amsterdam, v. 81, n. 3-4, p. 255-269, 2001. HAUSCHILD, T.; WÓJCIK, A. Species distribution and properties of staphylococci from canine dermatitis. Research in Veterinary Science. 82(1):16. 2007. HOEKSTRA, K.A.; PAULTON, R.J.L. Clinical prevalence and antimicrobial susceptibility of Staphylococcus aureus and Staphylococcus intermedius in dogs. Journal of Applied Microbiology 93. 406–413. 2002. HOLT, J. G.; KRIEG, N. R.; SNEATH, P. H. A.; STALEY, J. T.; WILLIAMS, S. T. Gram-positive cocci. In: Bergey’s Manual of Determinative Bacteriology, 9thed. Willians & Wilkins, Baltimore, USA, p. 532-558. 1994. HOLM, B. R.; U. PETERSSON, A.; MORNER, K.; BERGSTROM, A.; FRANKLIN, C.; GREKO, B. Antimicrobial resistance in staphylococci from canine pyoderma: a prospective study of first-time and recurrent cases in Sweden. Veterinary Record. 151, 600–605. 2002. HOOK, M. E.; FOSTER, T. J. Staphylococcal surface proteins. In: Grampositive pathogens. 1st ed. Feschetti, V. A., Novick, R. P. Ferreti, J. J. Portnoy, D. A. e Rood, J.I. (eds). ASM Press, Washington p. 386-391. 2000.role as pathogens. Annual Review of Medicine. 50: 223-36. 1999. HUEBNER, J.; GOLDMAN, D. A. Coagulase-negative staphylococci: IGIMI, S.; TAKAHASHI, E.; MITSOUKA, T. Staphylococcus schleiferi subsp. Coagulans, isolated from tha external auditory meatus of dogs with external ear otitis. International Journal of Systematic Bacteriology. 40: 409-11. 1990. IHRKE, P. J. Experience with enrofloxacin in small animal dermatology. Compendium in Continium Education for Practicioner Veterinaries. 18, 35–39. 1996. 85 IHRKE, P. J.; PAPICH, M. G.; DEMANUELLE, T. C. The use of fluoroquinolones in the treatment of canine skin infection. Veterinary Dermatology 10, 193–204. 1999. INTORRE, L.; VANNI, M.; DI BELLO, D.; PRETTI,C.; MEUCCI, V.; TOGNETTI, R.; SOLDANI, G.; CARDINI, G.; JOUSSON, O. Antimicrobial susceptibility and mechanism os resistance to fluoroquinolones in Staphylococcus intermedius and Staphylococcus schleiferi. Journal of Veterinary Pharmacological Therapy. 30: 464-69. 2007. JENNINGS, M. B.; McCARTY, J. M.; SCHEFFLER, N. M. Comparision of azithromycin and cefadroxil for the treatment of uncomplicated skin and structure infections. Cutis. 72: 240-4. 2003. JOUSSON, O.; DI BELLO, D.; VANNI , M.; CARDINI, G.; SOLDANI, G.; PRETTI, C.; INTORRE, L. Genotypic versus phenotypic identification of staphylococcal species of canine origin with special reference to Staphylococcus schleiferi subsp. coagulans. Veterinary Microbiology 123: 238244. 2007. KANEKO, J. E.; KAMIO, Y. Bacterial two-component annd heteroheptameric pore-forming cytolytic toxins: structures, pore-forming mechanism and organization of the genes. Bioscistems Biotechnology and Biochemichal. 68: 981-1003. 2004. KANIA, S. A.; WILLIAMSON, N. L.; FRANK, L. A. Methicillin resistance of staphylococci isolated from the skin of dogs with pyoderma. American Journal of Veterinary Research. 65: 1265-8. 2004. KARLSSON, A.; ARVIDSON, S. Variation in extracellular protease production among clinical isolates of Staphylococcus aureus due to different levels of expression of the protease repressor sar. Infectious Immunology. 70: 42394246. 2002. KLOOS, W.E.; BANNERMAN, T.L. Staphylococcus and Micrococcus. In Manual of Clinical Microbiology 6th ed. pp.282-298. Washington, DC: ASM Press. 1995. 86 KOCH, H.J.; PETERS, S. Antimicrobial therapy in the German Shepherd dog pyoderma (GSP). An open clinical study. Veterinary Dermatology 7, 177–181. 1996. KWOCHKA, K. Distúrbios cutâneos e audidivos. In: BICHARD, S. J.; SHERDING, R. G. Manual saunders: clínica de pequenos animais. São Paulo: Roca, 1998. Seção 5, cap. 1, p. 309-306. KONEMAN, E.W.; ALLEN, S.D.; JANDA, M.W.; SCHRECKENBERGER, P.C.; WINN, W.C. Introdução à Microbiologia: Parte I: A função do laboratório de Microbiologia no diagnóstico de doenças infecciosas: indicações para prática e manejo. Em: Diagnóstico Microbiológico, texto e atlas colorido. 6º ed. Ed. Medsi. P.76. 2001. KRUSE, H. M.; HOFSHAGEN, S. I.; THORESEN, W. P.; BREDAL, I.; VOLLSET,; SØLI, N. E. The antimicrobial susceptibility of Staphylococcus species isolated from canine dermatitis. Veterinary Research Communications. 20: 205–214. 1996. LEONARD, F.C.; MARKEY, B.K. Meticillin-resistant Staphylococcus aureus in animals: A review. The Veterinary Journal. 175: 27-36. 2007. LILENBAUM, W.; NUNES, E.L.C.; AZEVEDO, M.A.I. Prevalence and antimicrobial susceptibility of staphylococci isolated from the skin surface of clinical normal cats. Letters in Applied Microbiology. 28: 448-452. 1998. LILENBAUM, W.; VERAS, M.; BLUM, E.; SOUZA, G.N. Antimicrobial susceptibility of staphylococci isolated from otitis externa in dogs. Letters in Applied Microbiology. 31. p.42-45. 2000. LING, G. V. Bacterial infections of the urinary tract. In Ettinger SJ, Feldman EC, eds. Textbook of Veterinary Internal Medicine. Diseases of the Dog and Cat. 5th ed. Vol. 1. Philadelphia. U.S.A.. W.B. Saunders Company. 2000: 1678-86. 87 LIVERMORE, D. M. Antibiotic resistance in staphylococci. International Antimicrobial Agents. 16: S3-S10. 2000. LODDER, G.; SCHWARZ, S.; GREGORY, P.; DYKE, K.G.H. Tandem duplication in ermC translational attenuator of the macro- lide-lincosamidestreptogramin B resistance plasmid pSES6 from Staphylococcus equorum. Antimicrobial Agents Chemotherapy. 40: 215–217. 1996. LODDER, G.; WERCKENTHIN, C.; SCHWARZ, S.; DYKE, K.G.H. Molecular analysis ofnaturally occurring ermC-encoding plasmids in staphylococci isolated from animals without previous contact with macrolide/lincosamide antibiotics. FEMS Immunology Medical Microbiology. 18: 7–15. 1997. LLOYD, D.; LAMPORT, A. I.; FREENEY, C. Sensitivity to antibiotics amongst cutaneous and mucosal isolates of canine pathogenic staphylococci in the U.K. between 1980-96. Veterinary Dermatology. 7: 171-5. 1996. LLOYD. D.; LAMPORT, A. I.; NOBLE, W. C.; HOWELL, S. A. Fluoroquinolone resistance in Staphylococcus intermedius. Veterinary Dermatology. 10: 249-51. 1999. MACFADDIN, J. F. Biochemical tests for identification of medical bacteria. Willians & Wilkins Company, Baltimore, USA. 312p. 1997. MACGAVIN, M. J.; ZAHRADKA, C.; RIDE, K.; SCOTT, J. E. Modification of the Staphylococcus aureus fibronectin binding phenotype by V8 protease. Infectious Immunology. 65: 2621-2628. 1997. MACHADO, A. B.; REITER, K. C.; PAIVA, R. M.; BARTH, A. L. Distribution of Staphylococcal cassette chromosome mec (SCCmec) types I ,II, III and IV in coagulase-negative staphylococci from hospital patients attending a tertiary hospital in southern Brazil. Journal of Medical Microbiology. 56: 1328-1333, 2007. 88 MALIK, S.; PENG, H.; BARTON, M.D. Antibiotic resistance in staphylococci associated with cats and dogs. Journal of Applied Microbiology. 2005; 99: 1283–93. MANIAN, F.A. Asymptomatic nasal carriage of mupirocin-resistant, methicillinresistant Staphylococcus aureus (MRSA) in a pet dog associated with MRSA infection in household contacts. Clinical Infectious Disease. 36(2): 26-8. 2003. MARSHALL, M. J.; BOHACH, G. A.; BOEHM, D. F. Characterization of Staphylococcus aureus β-toxin induces leukotoxicity. Journal of Natural Toxins. 9: 125-138. 2000. MASON, I. S.; LLOYD, D. H. The role of allergy in the development of canine pyoderma . Journal of Small Animal Practice. 30: 216-8. 1989. MAY, E. R.; HNILICA, K. A.; FRANK, L. A.; JONES, R. D.; BERNIS, D. A. Isolation of Staphylococcus schleiferi from healthy dogs and dogs with otitis, pyoderma, or both. Journal of American Veterinary Medical Association. 227: 928–31. 2005. MAY, E.R. Bacteria skin diseases: current thoughts on pathogenesis and management. Veterinary Clinics Small Animal Practice. 36: 185-202. 2006. MCEWAN, N. A. Adherence by Staphylococus intermedius to canine keratinocytes in atopic dermatitis. Research in Veterinary Science. 68: 279-83. 2000. MEDLEAU, L.; HNILICA, K. A. Dermatologia de Pequenos Animais: atlas colorido e guia terapêutico. 2 ed. São Paulo: Roca, 2009. MEDLEAU, L.; LONG, R. E.; BROWN, J.; MILLER, W. H. Frequency and antimicrobial susceptibility of Staphylococcus species isolated from canine pyodermas. American Journal of Veterinary Research. 47: 229–231. 1986. MENZIES, B. E.; KOURTEVA, I. Staphylococcus aureus α-toxin induces apoptosis in endothelial cells. FEMS Immunology Medical Microbiololy. 29: 3945. 2000. 89 MORRIS, D. O.; ROOK, K. A.; SHOFER, F. S.; RANKIN, S. C. Screening of Staphylococcus aureus. Staphylococcus intermedius. and Staphylococcus schleiferi isolates obtained from small companion animals for antimicrobial resistance: a retrospective review of 749 isolates (2003–04). Veterinary Dermatology. 17(5): 332-7. 2006. MORRISON, S. M.; FAIR, J. F.; KENNEDY, M. S. Staphylococcus aureus in Domestic Animals. Public Health Report 76: 673-77. 1961. NAGASE, N.; SASAKI, A.; YAMASHITA, K.; SHIMIZU, A.; WAKITA, Y.; KITA, S.; KAWANO, J. Isolation and species distribution of staphylococci from animal and human skin. Journal of Veterinary Medical Science. 64: 245–250. 2002. NELSON, R. W.; COUTO, C. G. Distúrbios da Glândula Tireóide. Medicina Interna de Pequenos Animais. 2.ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2001. p.557-569. NOBLE, W. C.; L. E. KENT. Antibiotic resistance in Staphylococcus intermedius isolated from cases of pyoderma in the dog. Veterinary Dermatology. 3: 71–74. 1992. NOLI, C.; BOOTHE, D. Macrolides and Lincosamides. Veterinary Dermatology. 10:217-23. 1999. NORMAND, E. H.; GIBSON, N. R.; TAYLOR, D. J.; CARMICHAEL, S.; REID, S. W. J. Trends of antimicrobial resistance in bacterial isolates from a small animal referral hospital. Veterinary Record. 146: 151–155. 2000. OLIVRY, T.; HILL, B. P. The ACVD task force on canine atopic dermatitis (IX): the controversy surrounding the route of allergen in canine atopic dermatitis. Veterinary Immunology Immunopathology. 81:219-225. 2001. OLIVRY, T.; DEBOER, D. J.; GRIFFIN, C. E.; HALLIWELLD, R. E. W.; HILLD, P. B.; HILLIERE, A.; MARSELLAF, R.; SOUSAG, C. A. The ACVD task force on canine atopic dermatitis: forewords and lexicon. Veterinary Immunology and Immunopathology, Amsterdam, v. 81, n. 3-4, p. 143-146, 2001. 90 PANCIERA, D. L. Conditions Associated with Canine Hypothyroidism. Veterinary Clinics of North American: Small Animal Practice, v.31, n.5, p. 935948, September, 2001. PAPICH, M. G.; RIVIERE, J. E. Cloranfenicol e derivados, Macrolídeos, Lincosamidas e Atimicrobianos diversos. Adams, H. R. (Ed) Farmacologia e Terapêutica em Veterinária; 8th ed. Guanabara Koogan. Rio de Janeiro. Brasil. 726-749. 2001a. PAPICH, M. G.; RIVIERE, J. E. Fármacos antimicrobianos fluorquinolônicos. Adams, H. R. (Ed) Farmacologia e Terapêutica em Veterinária. 8th ed. Guanabara Koogan. Rio de Janeiro. Brasil. 750-766. 2001b. PARADIS, M.; LEMAY, S.; SCOTT, D. W.; MILLER, W. H.; WELLINGTON, J. PANICH, R. Efficacy of enrofloxacin in the treatment of canine pyoderma. Veterinary Dermatology. 1: 123–127. 1990. PATEL, A.; LLOYD, D. H.; HOWELL, S. A.; NOBLE, W. C. Investigation into the potencial pathogenicity of Staphylococcus felis in a cat. The Veterinary Record. 150: 668-69. 2002. PEDERSEN, K.; WEGENER, H.C. Antimicrobial susceptibility and rRNA gene restriction patterns among Staphylococcus intermedius from healthy dogs and dogs suffering from pyoderma or otitis externa. Acta Veterinaria Scand. 36: 335–342. 1995. PELLERIN, J. L.; BOURDEAU, P.; SEBBAG, H.; PERSON, J. M. Epidemiosurveillance of antimicrobial compound resistance of Staphylococcus intermedius clinical isolates from canine pyodermas. Compendium in Immunology and Microbiology Infectious Disease. 21: 115–133. 1998. PETERSEN, A. D.; WALKER, R. D.; BOWMAN, M. M.; ROSSER, E. J. Frequency of isolation and antimicrobial susceptibility patterns of Staphylococcus intermedius and Pseudomonas aeruginosa isolates from canine skin and ear samples over a 6-year period (1992–1997). Journal of American Animal Hospital Association. 38, 407–413. 2002. 91 PETERSON, M. E. Hipotireoidismo. In: ETTINGER, S. J.; FELDMAN, E. C.Tratado de Medicina Interna Veterinária. 5.ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2004. 2v. v.2, p.1496-1504. PINCHBECK, L. R.; COLE, L. K.; HILLIER, A. Genotypic relatedness of staphylococcal strains isolated from pustules and carriage sites in dogs with superficial bacterial folliculitis. American Journal of Veterinary Research. 67: 1337-46. 2006. PRESCOTT, J. F.; BAGGOT, J. D.; WALKER, D. R.; Antimicrobial Therapy in: Veterinary Medicine, 3rd ed. Ames: Iowa State University Press. Iowa, EUA. pp. 1–771. 2000. PRESCOTT, J. F.; HANNA, W. J. B.; SMITH, R. R.; DROST. K. Antimicrobial drug use and resistance in dogs. Canadian Veterinary Journal 43.107–116. 2002. RIVIERE, J. E.; SPOO, J. W. Antibióticos Aminoglicosídeos. Adams, H. R. (Ed) Farmacologia e Terapêutica em Veterinária 8th ed, Guanabara Koogan. Rio de Janeiro. Brasil. 703-725. 2001. ROBINSON, D. A.; ENRIGHT, M. C. Multilocus sequence typing and the evolution of methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Clinical Microbiology and Infection. 10: 92–97. 2004. ROHRICH, P. J.; LING, G. V.; RUBY, A. L.; JANG, S. S.; JOHNSON, D. L. In vitro susceptibilities of canine urinary bacteria to selected antimicrobial agents. Journal of American Veterinary Medical Association. 15: 863-7. 1983. ROSSER JR, E. D. Pyoderma. In: Bichard, S.J. e Scherding, R.G. (editores), Saunders Manual of Small Animal Practice, 3rd ed, W.B. Saunders, EUA. 2006. ROUGIER, S.; BORELL, D.; PHEULPIN, S.; WOEHRLÉ, F.; BOISRAMÉ, B. A comparative study of two antimicrobial /anti-inflammatory formulations in the treatment of canine otitis externa. Veterinary Dermatology.; 16: 299–307. 2005. 92 SADER H.S., PIGNATARI A.C., HOLLIS, Oxacillin and quinolone-resistant Staphylococcus aureus in São Paulo, Brazil: a multicenter molecular epidemiology study. Infectious Control ofl Hospital Epidemiology. 1993;14:2604. SAIJONMAA-KOULUMIES, L. E.; LLOYD, D. H. Colonization of neonatal puppies by Staphylococcus intermedius. Veterinary Dermatology. 13:123-130. 2002. SAIJONMAA-KOULUMIES, L. E., MYLLYS, V. E LLOYD, D. H. Diversity and stability of the Staphylococcus intermedius flora in three bitches and their puppies. Epidemiology and Infection. 131(2):931-7. 2003. SASAKI, T.; KIKUCHI, K.; TANAKA, Y.; TAKAHASHI, N.; KAMATA, S.; HIRAMATSU, K. Methicillin-resistant Staphylococcus pseudintermedius in a veterinary teaching hospital. Journal of Clinical microbiology. 45(4): 1118-25. 2007a. SASAKI, T.; KIKUCHI, K.; TANAKA, Y.; TAKAHASHI, N.; KAMATA, S.; HIRAMATSU, K. Reclassification of phenotypically identified Staphylococcus intermedius strains. Jounal of Clinical microbiology. 45(9): 2770-8. 2007b. SAWAI, T.; TOMONO, K.; YANAGIHARA, K.; YAMAMOTO, Y.; KAKU, M.; HIRAKATA, Y.; KOGA, H.; TASHIRO, T.; KOHNO, S. Role of coagulase in a murine model of hematogenous pulmonary infection induced by intravenous injection of Staphylococcus aureus enmesh in agar beads. Infectious Immunology. 65: 466-471. 1997. SCOTT, D. W.; MILLER, W. H.; GRIFFIN, C. E. (eds). Bacterial skin diseases. In: Muller and Kirk’s Small Animal Dermatology. 6th ed. Philadelphia, PA: W.B. Saunders: 274–335. 2001. SCHWARZ, S.; BLOBEL, H. Isolation of plasmid from canine Staphylococcus epidermidis mediating constitutive resistance to macrolides and lincosamides and lincosamides. Compendium in Immunology and Microbiology Infectious Disease. 13, 209–216. 1990. 93 SCHWARZ, S.; NOBLE, C. W. Aspects of bacterial resistance to antimicrobials used in veterinary dermatological practice. Veterinary Dermatology. 10: 163– 176. 1999. SHAW, K. J.; RATHER, P. N.; HARE, R. S.; MILLER, G. H. Molecular genetics of aminoglycosides resistance genes and familial relationships of aminoglycosides-modifying enzymes. Microbiology Reviews. 57, 138–163. 1993. SHIMIZU, A.; Y. WAKITA, S.; NAGASE, M.; OKABE, T.; KOJI, T.; HAYASHI, N.; NAGASE, A.; SASAKI, J.; KAWANO, K.; YAMASHITA, M. TAKAGI, M. Antimicrobial susceptibility of Staphylococcus intermedius isolated from healthy and diseased dogs. Journal of Veterinary Medical Science. 63: 357–360. 2001. SIMOU, C.; THODAY, K. L.; FORSYTHE, P. J. Adherence of Staphylococcus intermedius to canine corneocytes of healthy and atopic dogs: effect of pyoderma, pruritus score, treatment and gender. Veterinary Dermatology. 16: 385-91. 2005. SMITH, T. L.; JARVIS, W. R. Antimicrobial resistance in Staphylococcus aureus. Microbes Infection. 1: 795-805. 1999. SOUSA, C. A.; MARSELLA, R. The ACVD task force on canine atopic dermatitis (II): genetic factors. Veterinary Immunology and Immunopathology, Amsterdam, v. 81, n. 3-4, p. 153-157, 2001. TANNER, M. A.; EVERETT, C. L.; YOUVAN, D. C. Molecular phylogenetic evidence for noninvasive zoonotic transmission of Staphylococcus intermedius from a canine pet to a human. Journal of Clinical Microbiology. 38: 1628-31. 2000. TENOVER, F. C. Mechanisms of antimicrobial resistance in bacteria. American Journal of Infection Control. 34(5 Suppl 1):S3-10; discussion S64-73. 2006. TODAR, K. 2005 Staphylococcus. In Todar's Online Textbook of Bacteriology. www.textbookofbacteriology.net. 94 THOMPSON, J. P. Moléstias imunológicas. In: ETTINGER, S. J.; FELDMAN, E. C. Tratado de medicina interna veterinária. 4.ed. São Paulo: Manole, 1997. v. 2, p. 2766-2802. VAN DEN BOGAARD, A. E.; STOBBERINGH. Epidemiology of resistance to antibiotics – links between animals and humans. International Journal of Antimicrobial Agents. 14: 327-335. 2000. VANDEN, S. L.; RIVIERE, J. E. Penicilinas e antibióticos -lactâmicos. Adams, H. R. (Ed) Farmacologia e Terapeutica em Veterinária 8th ed, Guanabara Koogan. Rio de Janeiro. Brasil. 683-691. 2001. VANNI, M.; TOGNETTI, R.; PRETTI, A. C.; CREMA, B. F. C.; SOLDANI, G.; MEUCCI, A. V.; INTORRE, A. L. Antimicrobial susceptibility of Staphylococcus intermedius and Staphylococcus. Research in Veterinary Science. 2009. VENGUST, M.; ANDERSON, M. E.; ROUSSEAU, J.; WEESE, J. S. MethicillinResistant staphylococcal colonization in clinically normal dogs and horses in the community. Letters of Applied Microbiology. 43: 602-606. 2006. VIANA, F. A. B. Guia Terapêutico Veterinário. 2 ed. Lagoa Santa: Editora Cem. 2007. VON EIFF, C.; FRIEDRICH, A. W.; PETERS, G.; BECKER, K. Prevalence of genes encoding for members of the staphylococcal leukotoxin family among clinical isolates of Staphylococcus aureus. Diagnostic Microbiology Infectious Disease. 49: 157-162. 2004. WALKER, R. D.; THORNSBERRY, C. Decrease in antibiotic susceptibility or increase in resistance? Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 41: 1–4. 1998. WEESE, J. S.; FAIRES, M.; ROUSSEA, J.; BERSENAS, A. M. E.; MATHEWS, K. A.; Cluster of methicillin-resistant Staphylococcus aureus colonization in a small animal intensive care unit. Journal of American Veterinary Medical Association. 231: 1361–4. 2007. 95 WERCKENTHIN, C.; SCHWARZ, S. Molecular analysis of the translational attenuator of a constitutively expressed erm(A) gene from Staphylococcus intermedius. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 46: 785–788. 2000. WERCKENTHIN, C.; CARDOSO, M.; MARTEL, J. L.; SCHWARZ, S. Antimicrobial resistance in staphylococci from animals with particular reference to bovine Staphylococcus aureus, porcine Staphylococcus hyicus, and canine Staphylococcus intermedius. Veterinary Research. 32, 341–362. 2001. WHITE, P. D. Atopia. In: BICHARD, S. J.; SHERDING, R. G. Manual saunders: clínica de pequenos animais. São Paulo: Roca, 1998. p. 343-351. WU, S. W.; DE LENCASTRE, H.; TOMASZ, A. Recruitment of the mecA gene homologue of Staphylococcus sciuri into a resistance determinant and expression of the resistant phenotype in Staphylococcus aureus. Journal of Bacteriology. 183: 2417-24. 2001.