UNIVERSIDADE FEDERAL DOS VALES DO JEQUITINHONHA E
MUCURI
MÉRCIA LETICE LOZER DE AMORIM
ESTUDO FITOQUÍMICO E ENSAIOS BIOLÓGICOS DE
Pseudobrickellia brasiliensis (Spreng.) R.M. King & H. Rob
(ASTERACEAE)
DIAMANTINA
2012
MÉRCIA LETICE LOZER DE AMORIM
ESTUDO FITOQUÍMICO E ENSAIOS BIOLÓGICOS DE
Pseudobrickellia brasiliensis (Spreng.) R.M. King & H. Rob
(ASTERACEAE)
Dissertação apresentada à Universidade
Federal dos Vales do Jequitinhonha e
Mucuri, como parte das exigências do
Programa de Pós-Graduação em Química,
área de concentração em Química
Orgânica, para obtenção do título de
Mestre.
Orientadora: Profa. Dra. Cristiane Fernanda Fuzer Grael
Co-orientador: Prof. Dr. Fernando Costa Archanjo
DIAMANTINA
2012
A524e
Ficha Catalográfica - Serviço de Bibliotecas/UFVJM
Bibliotecário Rodrigo Martins Cruz
CRB6-2886
Amorim, Mércia Letice Lozer de.
Estudo fitoquímico e ensaios biológicos de Pseudobrickellia brasiliensis
(Spreng.) R.M.King & H.Rob (Asteraceae) / Mércia Letice Lozer de Amorim.
– Diamantina: UFVJM, 2012.
86 p.
Orientadora: Profa. Dra. Cristiane Fernanda Fuzer Grael.
Coorientador: Prof. Dr. Fernando Costa Archanjo.
Dissertação (Mestrado - Programa de Pós-Graduação em Química) –
Faculdade de Ciências Exatas, Universidade Federal dos Vales do
Jequitinhonha e Mucuri, 2012.
1. Pseudobrickellia brasiliensis. 2. Fitoquímica. 3. Atividade
antiinflamatória. 4. Atividade antioxidante. I. Cristiane Fernanda Fuzer Grael.
II. Fernando Costa Archanjo. III. Título.
CDD 572.2
Elaborada com os dados fornecidos pelo(a) autor(a).
Aos meus queridos pais e irmãos,
que são minha essência, base,
estrutura e porto seguro.
AGRADECIMENTOS
Aos meus pais, Flávio e Elizete, e aos meus irmãos, Amanda e Flávio, pelo
incentivo, apoio, confiança e amor incondicionais.
Ao meu namorado, Leonardo, pelo carinho, força e paciência.
À Profa. Dra. Cristiane Fernanda Fuzer Grael, pela orientação, dedicação,
paciência, ensinamentos, idealização deste trabalho, e por ter sido fator essencial para a
minha formação científica e realização profissional.
Ao Prof. Dr. Fernando Costa Archanjo, pela co-orientação, disponibilidade e
preocupação ao longo de tantos anos.
Ao Prof. Dr. Luiz Elídio Gregório, o Mazza, pela coluna de Sephadex, e pelas
dicas e conselhos, imprescindíveis para o meu trabalho.
À Profa. Dra. Roqueline Rodrigues Silva de Miranda – Departamento de
Química/UFMG pelas análises em RMN e IV.
Ao Prof. Dr. Norberto Peporine Lopes e à Izabel Cristina Casanova Turatti –
Núcleo de Pesquisa em Produtos Naturais e Sintéticos da FCFRP/USP pelas análises em
CG-EM.
Ao Wilson Muanis Godinho pela colaboração na coleta da planta e extração do
óleo essencial.
Ao Prof. Dr. Gustavo Eustáquio Brito Alvim de Mello e à Valéria Almeida
Gomes do Laboratório de Imunologia/UFVJM pela colaboração no ensaio
antiinflamatório.
À Juliana Martins Ribeiro pelo interesse e ajuda em meu trabalho.
Aos técnicos do laboratório, Ana Carolina Ferreira Maia e Fernando Roberto
Figueiredo Leite, pela ajuda diária.
Aos professores e colegas da Pós-graduação em Química por dividirem seus
conhecimentos e experiências, em especial às professoras Cristiane, Roqueline e
Patrícia, e aos amigos Wilson, Vinícius e Abraão.
À Universidade Federal dos Vales do Jequitinhonha e Mucuri por minha
formação profissional.
Ao Departamento de Farmácia pelos laboratórios.
À CAPES pela bolsa de estudos.
À FAPEMIG pelo apoio financeiro.
“O correr da vida embrulha tudo.
A vida é assim: esquenta e esfria,
aperta e daí afrouxa,
sossega e depois desinquieta.
O que ela quer da gente é coragem.”
João Guimarães Rosa
SUMÁRIO
LISTA DE FIGURAS...............................................................................................
i
LISTA DE TABELAS..............................................................................................
iv
LISTA DE ABREVIATURAS, SIGLAS E SÍMBOLOS......................................
v
RESUMO...................................................................................................................
vii
ABSTRACT...............................................................................................................
vii
1. INTRODUÇÃO.....................................................................................................
1
2. OBJETIVOS..........................................................................................................
5
2.1. Objetivos gerais.............................................................................................
6
2.2. Objetivos específicos.....................................................................................
6
3. REVISÃO DE LITERATURA............................................................................
7
3.1. Pseudobrickellia brasiliensis..........................................................................
8
3.2. Metabolismo vegetal......................................................................................
9
3.3. Óleo essencial.................................................................................................
10
3.4. Atividade antiinflamatória...........................................................................
13
3.5. Atividade antioxidante..................................................................................
15
4. MATERIAL E MÉTODOS.................................................................................
19
4.1. Materiais, equipamentos e técnicas utilizadas............................................
20
4.2. Coleta e identificação do material vegetal..................................................
22
4.3. Estudo Fitoquímico.......................................................................................
22
4.4. Ensaios Biológicos.........................................................................................
30
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO..........................................................................
34
5.1. Estudo Fitoquímico.......................................................................................
35
5.2. Ensaios Biológicos.........................................................................................
65
6. CONCLUSÃO.......................................................................................................
73
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS................................................................
75
LISTA DE FIGURAS
Figura 1.
Terpenos identificados por Bohlmann et al. (1984) em extrato apolar
de partes aéreas de P. brasiliensis..........................................................
10
Figura 2.
Estruturas gerais dos principais metabólitos secundários......................
12
Figura 3.
Reação do ácido gálico com molibdênio, componente do reagente
Folin-Ciocalteau...................................................................................... 16
Figura 4.
Reação de redução do DPPH..................................................................
Figura 5.
Reação de formação do Azul da Prússia através de compostos
17
redutores.................................................................................................. 18
Figura 6.
Pseudobrickellia brasiliensis (A- Planta inteira; B- Folhas)..................
23
Figura 7.
Cidade de Diamantina no estado de Minas Gerais.................................
23
Figura 8.
Preparação de extratos brutos.................................................................
25
Figura 9.
Triagem fitoquímica do EHE.................................................................
26
Figura 10. Triagem fitoquímica do EAE.................................................................
26
Figura 11. Triagem fitoquímica do EET..................................................................
27
Figura 12. Triagem fitoquímica do EAQ.................................................................
28
Figura 13. Partição de EAE e EET..........................................................................
29
Figura 14. Cromatograma do óleo essencial obtido por CG em coluna DB5-MS..
35
Figura 15. Espectro de massas do α-tujeno.............................................................
36
Figura 16. Espectro de massas do α-pineno.............................................................
36
Figura 17. Espectro de massas do sabineno.............................................................
37
Figura 18. Espectro de massas do β-pineno.............................................................
37
Figura 19. Espectro de massas do β-mirceno..........................................................
37
Figura 20. Espectro de massas do α-felandreno......................................................
37
Figura 21. Espectro de massas do α-terpineno........................................................
38
Figura 22. Espectro de massas do p-cimeno............................................................
38
Figura 23. Espectro de massas do limoneno............................................................
38
Figura 24. Espectro de massas do Z-β-ocimeno......................................................
38
Figura 25. Espectro de massas do E-β-ocimeno......................................................
39
Figura 26. Espectro de massas do γ-terpineno.........................................................
39
Figura 27. Espectro de massas do α-terpinoleno.....................................................
39
Figura 28. Espectro de massas do α-terpineol.........................................................
39
i
Figura 29. Espectro de massas do δ-elemeno..........................................................
40
Figura 30. Espectro de massas do α-copaeno..........................................................
40
Figura 31. Espectro de massas do E-cariofileno......................................................
40
Figura 32. Espectro de massas do α-humuleno.......................................................
40
Figura 33. Espectro de massas do germacreno D....................................................
41
Figura 34. Espectro de massas do biciclogermacreno.............................................
41
Figura 35. Espectro de massas do α-muuroleno......................................................
41
Figura 36. Espectro de massas do δ-cadineno.........................................................
41
Figura 37. Espectro de massas do germacreno B....................................................
42
Figura 38. Espectro de massas do espatulenol.........................................................
42
Figura 39. Espectro de massas do óxido de cariofileno...........................................
42
Figura 40. Obtenção, partição e fracionamento de extratos brutos de P.
brasiliensis..............................................................................................
45
Figura 41. Fracionamento e identificação de constituintes químicos do EHE........
45
Figura 42. Cromatograma de EHE1 obtido por CG em coluna DB17-MS.............
46
Figura 43. Espectro de massas do ácido caurenóico................................................
47
Figura 44. Espectro de massas do acetato de β-amirina..........................................
48
Figura 45. Espectro de massas de acetato de α-amirina..........................................
48
Figura 46. Espectro de massas de acetato de lupeol................................................
48
Figura 47. Espectro de RMN de 1H da fração EHE1 (CDCl3; 200 MHz)...............
49
Figura 48. Espectro de RMN de 13C da fração EHE1 (CDCl3; 50 MHz)................
50
Figura 49. Subespectro DEPT-135 de EHE1 (CDCl3; 50 MHz).............................
52
Figura 50. Cromatograma de EHE4 obtido por CG em coluna DB17-MS.............
52
Figura 51. Espectro de massas de β-amirina...........................................................
53
Figura 52. Espectro de massas de α-amirina...........................................................
54
Figura 53. Espectro de massas de lupeol.................................................................
54
Figura 54. Cromatograma da fração EHE5 obtido por CG em coluna DB5-MS....
55
Figura 55. Espectro de massas de pseudotaraxasterol.............................................
56
Figura 56. Espectro de massas de taraxasterol........................................................
56
Figura 57. Fracionamento e identificação de constituintes químicos do EAE........
57
Figura 58. Cromatograma da fração EAE1 obtido por CG em coluna DB5-MS....
58
Figura 59. Espectro de massas da crisanina.............................................................
59
Figura 60. Espectro de RMN de 1H da fração EAE1 (CDCl3; 200 MHz)...............
60
ii
Figura 61. Espectro de RMN de 13C da fração EAE1 (CDCl3; 50 MHz)................
61
Figura 62. Espectro de IV da fração EAE2.............................................................
61
Figura 63. Fracionamento e identificação dos constituintes químicos do EET.......
63
Figura 64. Fracionamento do EAQ..........................................................................
64
Figura 65. População de linfócitos estimulados a expressarem a citocina IFN-γ....
66
Figura 66. Potencial imunomodulador para as citocinas IFN-γ , TNF-α e IL-10....
67
Figura 67. Curva de regressão linear do padrão AT nas concentrações 100, 200,
300, 400 e 500 ppm................................................................................
68
Figura 68. Porcentagem de ARR dos extratos de P. brasiliensis e do padrão 70
ácido gálico.............................................................................................
Figura 69. Poder redutor dos extratos de P. brasiliensis.........................................
71
iii
LISTA DE TABELAS
Tabela 1.
Taxonomia de P. brasiliensis................................................................
9
Tabela 2.
Preparo das culturas para ensaio antiinflamatório.................................
31
Tabela 3.
Terpenóides do óleo essencial de folhas frescas de P. brasiliensis.......
43
Tabela 4.
Classes de metabólitos secundários detectadas nos extratos brutos de
folhas de P. brasiliensis.........................................................................
44
Tabela 5.
Terpenos identificados em EHE1 por CG.............................................
46
Tabela 6.
Atribuição dos sinais de hidrogênios de EHE1 (200 MHz, CDCl3)...... 49
Tabela 7.
Atribuição dos sinais de carbono de EHE1 (50 MHz, CDCl3).............. 51
Tabela 8.
Terpenos identificados em EHE4 por CG.............................................
53
Tabela 9.
Terpenos identificados em EHE5 por CG.............................................
55
Tabela 10.
Terpenos identificados em EAE1 por CG.............................................
58
Tabela 11.
Quantidade de fenólicos totais nos extratos de P. brasiliensis.............. 69
Tabela 12.
Atividade de retirada de radical de extratos de P. brasiliensis e do
antioxidante ácido gálico.......................................................................
Tabela 13.
70
Poder redutor dos extratos de P. brasiliensis sobre o íon metálico
Fe3+......................................................................................................... 71
iv
LISTA DE ABREVIATURAS, SIGLAS E SÍMBOLOS
Abs
Absorbância
ARR
Atividade de Retirada de Radical
AG
Ácido gálico
AT
Ácido tânico
BFA
Brefeldina A
BSA
Albumina de soro bovino
CCC
Cromatografia em Coluna Clássica
CCD
Cromatografia em Camada Delgada
CG
Cromatografia Gasosa
CG-EM
Cromatografia Gasosa acoplada à Espectrometria de Massas
DMSO
Dimetilsulfóxido
DP
Desvio Padrão
DPPH
2,2-difenil-1-picrilhidrazila
EDTA
Ácido etilenodiamino tetra-acético
IFN-γ
Interferon gama
IL-10
Interleucina 10
IRR
Índice de Retenção Relativo
IS
Índice de Similaridade
IV
Infravermelho
µL
Microlitro
mM
Milimolar
N.I.
Não Identificado
nm
Nanômetro
PBS
Phosphate Buffered Saline
PBS-P
Phosphate Buffered Saline Peptone
PBS-W
Phosphate Buffered Saline Wash
PMA
Acetato Miristato de Forbol
ppm
Partes por milhão
1
RMN H
Ressonância Magnética Nuclear de Hidrogênio
RMN 13C
Ressonância Magnética Nuclear de Carbono 13
rpm
Rotações por minuto
v
RPMI
Meio de cultura desenvolvido pelo Roswell Park Memorial Institute
TNF-α
Fator de Necrose Tumoral alfa
UV
Ultravioleta
UV-VIS
Ultravioleta-Visível
TR
Tempo de Retenção
vi
RESUMO
Pseudobrickellia brasiliensis (Spreng.) R.M. King & H. Rob (Asteraceae) é uma
espécie de Asteraceae conhecida popularmente como arnica-do-mato, arnica-do-campo
ou simplesmente arnica. E utilizada na medicina popular contra machucados e dores no
corpo, porem a literatura carece de informações científicas, encontrando-se apenas um
artigo sobre estudo fitoquímico. Com o objetivo de contribuir para o estudo de P.
brasiliensis, esse trabalho relata o estudo fitoquímico e ensaios biológicos que
investigaram a atividade antiinflamatória e antioxidante de extratos das folhas da planta.
As folhas foram coletadas na cidade de Diamantina, no Campus JK da UFVJM. Uma
parte das folhas ainda frescas foi utilizada para extração de óleo essencial, e outra parte
do material vegetal foi seco e submetido à extração com solventes de diferentes
polaridades – hexano, acetato de etila, etanol e água – obtendo-se quatro extratos. Os
constituintes do óleo essencial foram identificados por CG-EM, encontrando-se 25
terpenos, sendo os majoritários os monoterpenos α-tujeno (17,21%) e α-pineno
(32,61%). Os extratos foram submetidos a técnicas cromatográficas clássicas e suas
frações foram analisadas por CG-EM, IV, RMN de 1H e
13
C, identificando-se o
diterpeno acido caurenóico; os triterpenos β-amirina, acetato de β-amirina, α-amirina,
acetato de α-amirina, lupeol, acetato de lupeol, pseudotaraxasterol, taraxasterol; e
possivelmente uma lactona sesquiterpênica. Em ensaios de triagem fitoquímica
realizados com os extratos, foram detectadas as classes de metabólitos secundários:
cumarinas, flavonóides, taninos condensáveis, antocianinas, antraquinonas, saponinas,
compostos redutores e triterpenos/esteróides. A espécie apresentou um potencial
antiinflamatório, uma vez que os extratos aquoso e etanólico modularam a produção da
citocina IFN-γ, envolvida diretamente na inicialização e amplificação da resposta
inflamatória. Os extratos apresentaram baixo potencial antioxidante, nas concentrações
avaliadas e nos ensaios de atividade de retirada de radical, e de poder de redução do íon
metálico Fe3+, apesar dos extratos aquoso e etanólico possuírem compostos fenólicos.
Sendo assim, o presente trabalho foi uma contribuição para o estudo fitoquímico e de
atividades biológicas desta planta.
Palavras-chave: Pseudobrickellia brasiliensis, fitoquímica, atividade antiinflamatória,
atividade antioxidante.
vii
ABSTRACT
Pseudobrickellia brasiliensis (Spreng.) R.M. King & H. Rob (Asteraceae) is a
species of Asteraceae popularly known as arnica-do-mato, arnica-do-campo or arnica
simply. It is used in folk medicine against wounds and body aches, but there lack of
scientific literature and found only one article on phytochemical study. Aiming to
contribute to the study of P. brasiliensis, this work reports the phytochemical and
biological tests that investigated the anti-inflammatory and antioxidant activity of
extracts of the leaves. The leaves were collected in the city of Diamantina, in the
Campus JK of UFVJM. Part of the leaves still fresh, were used for extraction of
essential oil, and another part of the plant material was dried and subjected to extraction
with solvents of different polarities - hexane, ethyl acetate, ethanol and water - resulting
in four extracts. The constituents of the essential oil were identified by GC-MS and was
found 25 terpenes, of which the major was the monoterpenes α-thujene (17.21%) and αpinene (32.61%). The extracts were subjected to classical chromatographic techniques
and their fractions were analyzed by GC-MS, IR, 1H and
13
C NMR, identifying the
diterpene kaurenoic acid, triterpenes β-amyrin acetate, β-amyrin, α-amyrin, α-amyrin
acetate, lupeol acetate, lupeol, pseudotaraxasterol, taraxasterol, and possibly a
sesquiterpene lactone. In tests conducted with phytochemical extracts were detected
classes of secondary metabolites, coumarins, flavonoids, condensed tannins,
anthocyanins, anthraquinones, saponins, reducing compounds and triterpenes/steroids.
The species had an anti-inflammatory potential, because the aqueous and ethanol
extracts modulate the production of the cytokine IFN-γ, directly involved in the startup
and amplification of the inflammatory response. The extracts showed lower antioxidant
potential, and concentrations evaluated in the trials of withdrawal of radical activity, and
power reduction of Fe3+ metal ion, despite the aqueous and ethanol extracts possess
phenolic compounds. Thus, the present work was a contribution to the study
phytochemical and biological activities of this plant.
Keywords: Pseudobrickellia brasiliensis, phytochemistry, anti-inflammatory activity,
antioxidant activity.
viii
1. Introdução
1
1. INTRODUÇÃO
O Brasil possui uma das maiores biodiversidades do mundo, estimada em cerca
de 20% do número total de espécies do planeta (CALIXTO, 2003). Com a grandeza de
seu litoral, de sua flora e, sendo o detentor da maior floresta equatorial e tropical úmida
e de outros biomas únicos no planeta, não pode abdicar de sua vocação para o estudo de
produtos naturais (PINTO et al., 2002).
Esse imenso patrimônio genético tem valor econômico-estratégico inestimável
no campo do desenvolvimento de novos medicamentos. Estima-se que 25% dos
medicamentos disponíveis na terapêutica atual foram desenvolvidos a partir de plantas
(CALIXTO, 2003). Além disso, muitas plantas são utilizadas por diversas populações
com fins terapêuticos.
Segundo a RDC nº 10 de 9 de março de 2010 (BRASIL, 2010) plantas
medicinais são espécies vegetais, cultivadas ou não, utilizadas com propósitos
terapêuticos. Podem ser usadas como chás, extratos brutos ou suas frações padronizadas
em preparações farmacêuticas, como tinturas, extratos fluidos, em pó, comprimidos e
cápsulas; seus compostos isolados podem ser usados diretamente na composição de
medicamentos ou como precursores em processos de síntese ou semi-síntese de
fármacos (RATES, 2001).
A utilização de plantas com fins medicinais, para tratamento, cura e prevenção
de doenças, é uma das mais antigas formas de prática medicinal da humanidade
(VEIGA Jr. et al.,2005). As observações populares sobre o uso e a eficácia de plantas
medicinais contribuem de forma relevante para a divulgação das virtudes terapêuticas
dos vegetais, tornando válidas informações que foram sendo acumuladas durante
séculos (MACIEL et al., 2002).
Está comprovado hoje, que grande parte da população mundial, principalmente
aquelas de países em desenvolvimento usa como remédios as preparações oriundas de
plantas (MONTANARI & BOLZANI, 2001). Isso ocorre porque o conhecimento sobre
essas plantas representa muitas vezes o único recurso terapêutico de muitas
comunidades e grupos étnicos (MACIEL et al., 2002).
As pesquisas com plantas medicinais envolvem várias etapas de investigação: 1a medicina tradicional; 2- isolamento, purificação e caracterização de princípios ativos;
3- investigação farmacológica e toxicológica de extratos e dos constituintes químicos
isolados; 4- transformações químicas de princípios ativos; 5- estudo da relação
2
estrutura/atividade e dos mecanismos de ação dos princípios ativos (MACIEL et al.,
2002).
Essas pesquisas têm diversos objetivos, sendo os mais comuns, aqueles voltados
para o descobrimento de estruturas químicas com as quais se possam desenvolver novos
produtos terapêuticos. No entanto, segundo Kong et al. (2011), na atualidade a
descoberta de moléculas novas e interessantes do ponto de vista estrutural e de atividade
biológica está se tornando difícil mesmo com grandes avanços nas técnicas de
purificação e análise estrutural. Assim, atualmente, o foco de uma parte das pesquisas
na área de produtos naturais é o estudo das plantas medicinais (seus princípios ativos,
marcadores químicos, a comprovação de sua atividade farmacológica, a verificação de
sua toxicidade, e a realização de ensaios biológicos diversos) para fornecer subsídios
para o desenvolvimento de fitoterápicos ou para validação de seu uso popular ou ainda
conhecer potenciais atividades biológicas de seus extratos.
Dentre os biomas brasileiros, o Cerrado se destaca como um dos mais ricos e
ameaçados ecossistemas mundiais, sendo considerado um dos ‘hotspots’ para a
conservação da biodiversidade, devido à 54,9% de sua área ter sido devastada até o ano
de 2002 (MYERS et al., 2000; MACHADO et al., 2004; KLINK & MACHADO,
2005). Possuindo uma flora estimada em aproximadamente 7 mil espécies, é o segundo
bioma brasileiro de maior diversidade vegetal (MENDONÇA et al., 1998). Ocupava
originalmente uma área de aproximadamente 1,8 milhão de km², cerca de 21% do
território nacional, cortando diagonalmente o país no sentido nordeste-sudoeste
(AGUIAR & CAMARGO, 2004).
No bioma ocorrem diferentes formações vegetais, florestais, savânicas, lenhosas
e campestres, com várias fitofisionomias denominadas de cerrado, cerradão, mata de
galeria, campo, vereda, entre outros (AGUIAR & CAMARGO, 2004).
O uso de plantas do Cerrado na medicina popular brasileira é muito difundido,
sendo utilizadas aproximadamente 270 espécies com diversos fins terapêuticos
(VIEIRA & MARTINS, 2000). Muitas plantas medicinais e alimentícias são usadas e
comercializadas, gerando alimentos alternativos e renda adicional para as comunidades.
Arnica, casca-de-barbatimão, velame, frutos de sucupira, mangaba, pequi, semprevivas, folhas e palmitos de palmeiras estão entre as principais coletadas (AGUIAR &
CAMARGO, 2004).
Umas das famílias com maior relevância no cerrado é a Asteraceae. A família é
uma das mais importantes como fonte de espécies vegetais de valor medicinal dentro da
3
ordem Asterales. Inclui espécies arbustivas, arbóreas, trepadeiras e ervas, sendo que a
maioria são espécies de pequeno porte (DI STASI & HIRUMA-LIMA, 2002).
Asteraceae é a família que contém o maior número de espécies de plantas do
planeta, 24.000-30.000, distribuídas em 1.600-1.700 gêneros que ocorrem em todos os
continentes exceto na Antártida, o que equivale a 10% do total de plantas existentes no
mundo (FUNK et al., 2005).
Dentre as espécies da família Asteraceae que são endêmicas do cerrado,
podemos destacar a Pseudobrickellia brasiliensis (Spreng.) R.M. King & H. Rob. Essa
planta medicinal não apresenta nenhum estudo de suas atividades biológicas, havendo
somente um estudo da composição química de seu extrato apolar realizado em 1984 por
Bohlmann e colaboradores.
Apesar do aumento de estudos na área de produtos naturais nas últimas décadas,
apenas um pequeno percentual de plantas conhecidas foram estudadas quanto ao seu
potencial medicinal e/ou sua composição química. Assim, as plantas endêmicas ainda
são pouco conhecidas e se constituem num fascinante assunto de pesquisa acadêmica e
de desenvolvimento de novos fármacos ou fitoterápicos (SOEJARTO, 1996; PINTO et
al., 2002).
4
2. Objetivos
5
2. OBJETIVOS
2.1. OBJETIVOS GERAIS
O presente trabalho objetivou o estudo fitoquímico e a realização de ensaios
biológicos de extratos de folhas de Pseudobrickellia brasiliensis (Spreng.) R.M. King &
H. Rob. (Asteraceae).
2.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Coleta de folhas de P. brasiliensis e preparo de extratos brutos de diferentes
polaridades;
Extração, identificação e quantificação dos componentes químicos do óleo
essencial das folhas de P. brasiliensis por CG-EM;
Determinação qualitativa dos principais grupos de metabólitos secundários nos
extratos da planta, através de ensaios cromogênicos, de precipitação e CCD;
Fracionamento e isolamento de metabólitos secundários de extratos de P.
brasiliensis;
Identificação
dos
compostos
químicos
isolados
através
de
técnicas
espectrométricas e hifenadas (CG-EM, IV, RMN 1H e RMN 13C);
Avaliação do potencial antiinflamatório de extratos de P. brasiliensis;
Avaliação do potencial antioxidante de extratos de P. brasiliensis.
6
3. Revisão de
literatura
7
3. REVISÃO DE LITERATURA
3.1. Pseudobrickellia brasiliensis
O gênero Pseudobrickellia é composto por três espécies endêmicas, de
ocorrência apenas no Brasil: P. angustissima (Spreng. ex Baker) R.M. King & H. Rob.,
P. brasiliensis (Spreng.) R.M. King & H. Rob., e P. irwinii R.M. King & H. Rob.
(FORZZA et al., 2010).
A espécie Pseudobrickellia brasiliensis (Spreng.) R.M. King & H. Rob. é uma
planta pertencente à tribo Eupatorieae, derivada da família Asteraceae, que é encontrada
nos estados de Minas Gerais, São Paulo, Goiás, Mato Grosso, Bahia e Pernambuco, em
regiões de cerrado, campo rupestre, e campo sujo (RIBEIRO et al., 2001; ALMEIDA et
al., 2004; BRASIL, 2004; MUNHOZ, 2007; VIANA, 2007; HATTORI &
NAKAJIMA, 2008; KAMINO et al., 2008; REIS, 2008).
Conhecida
popularmente
como
arnica-do-mato,
arnica-do-campo,
ou
simplesmente arnica, suas folhas, o caule, ou a planta inteira macerada ou curtida no
álcool são utilizadas na medicina popular para o tratamento de machucados e dores no
corpo (RIBEIRO et al., 2001; REIS, 2008; CARNEIRO, 2009).
Sua descrição botânica segundo Hattori & Nakajima (2008) consiste em:
Subarbusto de 1,3 m de altura; ramos cilíndricos, costados, glabros. Folhas
simples, alternas, densamente espiraladas, sésseis, limbo 9–21 x 0,5 mm,
linear; ápice agudo, margens ciliadas, base obtusa; ambas as faces glabras.
Capítulos discóides, pedunculados, em corimbos; invólucro campanulado, 4–
6 mm de comprimento, 1,5–3 mm diâmetro; brácteas involucrais 13, 4seriadas, 2–6 x 1–1,5 mm, lanceoladas, ápice agudo, margens inteiras,
glabras; receptáculo plano, epaleáceo, glabro. Flores 5, creme, monóclinas,
corola tubulosa, tubo 4–4,5 mm de comprimento, 1,2 mm diâmetro,
internamente glabro, fauce infundibuliforme, lobos 1 x 0,4 mm, glabros;
anteras com apêndice apical obtuso, base obtusa; ramos do estilete
clavelados, curto-papilosos, ápice arredondado, sem pilosidade abaixo do
ponto de bifurcação. Cipsela cilíndrica, 2,5–3 mm de comprimento, 0,9 mm
de diâmetro, setosa, 10-costada, costas ciliadas; papilho cerdoso, 2-seriado,
série interna 5 mm, série externa 1,2 mm.
A Tabela 1 (pág. 9) indica a taxonomia da espécie.
A espécie em questão possui somente um estudo de Bohlmann e colaboradores
(1984), em que os pesquisadores fizeram extração das partes aéreas de P. brasiliensis
com éter etílico e éter de petróleo 1:2. Após fracionamento e isolamento
cromatográfico, os autores puderam verificar a presença dos sesquiterpenos 4βhidroxigermacra-1(10),5-dieno, espatulenol, γ-cadineno, α-cadinol, oplopanona, e dos
triterpenos, lupeol, isômero de lupeol, acetato de β-amirina, 11α-hidroxi-α-amirina e
provavelmente 11α-hidroxi-β-amirina (Fig. 1, pág. 10).
8
Tabela 1. Taxonomia de P. brasiliensis.
Táxons
Classe
Equisetopsida
Subclasse
Magnoliidae
Superordem
Asteranae
Ordem
Asterales
Família
Asteraceae
Tribo
Eupatorieae
Subtribo
Alomiinae
Gênero
Pseudobrickellia
Espécie
P. brasiliensis
Fontes: KING & ROBINSON, 1972; BOHLMANN et al., 1984;
www.tropicos.org/Name/2716144
3.2. METABOLISMO VEGETAL E PESQUISA FITOQUÍMICA
O conjunto de reações químicas que ocorrem em um organismo é chamado de
metabolismo. Além do metabolismo primário, responsável pela produção de celulose,
lignina, proteínas, lipídios, açúcares e outras substâncias que realizam suas principais
funções vitais, as plantas também apresentam o chamado metabolismo secundário, do
qual resultam substâncias de baixo peso molecular, às vezes produzidas em pequenas
quantidades (ALVES, 2001).
Os metabólitos secundários é que são, em sua maioria, responsáveis pelos efeitos
medicinais, ou tóxicos das plantas, além de apresentarem grande importância ecológica,
pois atraem potenciais agentes polinizadores ou dispersores de sementes, e estão
relacionados com a defesa química do vegetal contra estresse ambiental, atuando em sua
sobrevivência e preservação (BALADRIN et al., 1985; DI STASI, 1996; SIMÕES et
al., 2007).
Eles tem uma distribuição restrita no reino vegetal, ou seja, nem todos os
metabólitos secundários são encontrados em todos os grupos de plantas. São
sintetizados de forma não generalizada, tendo muitas vezes a sua produção restrita a
uma determinada família, um gênero ou mesmo uma espécie (GARCÍA & CARRIL,
2009).
O acúmulo e a composição dos metabólitos secundários em plantas podem ser
influenciados por diversos fatores, os principais são: sazonalidade, ritmo circadiano,
9
Sesquiterpenos:
H
HO
OH
4ß-hidroxigermacra-1(10),5-dieno
Espatulenol
OH
H
OH
H
H
H
H
Oplopanona
H
gama-cadineno
alfa-cadinol
O
Triterpenos:
H
H
H
H
H
HO
Lupeol
H
HO
12 de Lupeol
Isômero∆
Δ12
H
H
H
HO
HO
H
H
H
H
HO
HO
H
11-alfa-hidroxi-beta-amirina
H
11-alfa-hidroxi-alfa-amirina
H
O
H
O
H
Acetato de beta-amirina
Figura 1. Terpenos identificados por Bohlmann et al. (1984) em extrato apolar de
partes aéreas de P. brasiliensis
10
altitude, temperatura, índice pluviométrico, radiação UV, composição atmosférica,
água, nutrientes, herbivoria e ataque de patógenos (GOBBO-NETO & LOPES, 2007).
Além disso, a genética e o desenvolvimento individual também influenciam no
metabolismo secundário (BÜTER, 1998; SUDATTI, 2004).
O uso das plantas para fins medicinais tem despertado um grande interesse pelo
conhecimento da composição química dos vegetais. Para o estudo da composição
química de um determinado vegetal, são coletados órgãos (folhas, flores, frutos, caule
e/ou raízes), dos quais são obtidas drogas derivadas, tais como, extratos, tinturas, óleo
essencial, mucilagem (CSEKE et al., 2006; SIMÕES et al., 2007).
A pesquisa fitoquímica tem por objetivos conhecer os constituintes químicos das
espécies vegetais ou avaliar sua presença nos mesmos. Quando não se dispõe de estudos
químicos sobre a espécie de interesse, a triagem fitoquímica pode identificar a presença
de grupos de metabólitos secundários relevantes (SIMÕES et al., 2007).
A triagem fitoquímica normalmente é realizada através de ensaios qualitativos
(reações cromogênicas e de precipitação, e análise por CCD) que indicam a possível
presença ou ausência de grupos de metabólitos secundários (COSTA, 2002; SIMÕES et
al., 2007). Os principais metabólitos secundários de plantas pesquisadas nos ensaios de
triagem
são
cumarinas,
flavonóides,
taninos,
antocianinas,
derivados
de
antracenosídeos, alcalóides, saponinas, triterpenos e esteróides (Fig. 2, pág. 12).
A identificação estrutural dessas substâncias em um extrato de planta é feita,
geralmente, a partir de procedimentos exaustivos de isolamento, purificação e análises
através de métodos cromatográficos e espectrométricos (PATITUCCI et al., 1995).
3.3. ÓLEO ESSENCIAL
Os óleos essenciais são misturas complexas de substâncias voláteis, lipofílicas, e
geralmente odoríferas e líquidas. Geralmente possuem um sabor acre e picante;
normalmente são incolores ou levemente amarelados; apresentam densidade geralmente
menor do que a água; são pouco estáveis, principalmente na presença de ar, luz, calor,
umidade e metais; a maioria possui índice de refração e são opticamente ativos
(SIMÕES et al., 2007).
Quimicamente, a maioria dos óleos voláteis é constituída de derivados
fenilpropanóides ou de terpenóides, sendo que esses últimos preponderam (SANGWAN
et al., 2001; SIMÕES et al., 2007). O perfil terpênico apresenta normalmente
substâncias constituídas de moléculas de dez e de quinze carbonos (monoterpenos e
11
COOH
O
HO
OH
OH
O
O
Ácido gálico (e derivados)
presentes em tanino hidrolisável
O
Cumarina
Flavonóide
+
HO
O
O
OH
OH
Antocianina
Monômero de tanino condensado
R
O
H
OH
O
OH
HO
Derivado de antracenosídeo
Esteróide
H
H
R= açúcar
RO
Saponina
HO
Triterpeno
O
N
N
N
N
H
N
N
Esqueletos básicos de alguns Alcalóides
Figura 2. Estruturas gerais dos principais metabólitos secundários
12
sesquiterpenos), mas, dependendo do método de extração e da composição da planta,
terpenos menos voláteis podem aparecer na composição do óleo essencial (assim como
podem se perder os elementos mais leves) (SIANI et al., 2000).
Geralmente são encontrados em folhas e flores, mas também podem estar em
outros órgãos vegetais. São utilizados em indústrias farmacêuticas, de cosméticos,
perfumaria, de domissaneantes e alimentícias (SANGWAN et al., 2001).
Um método muito comum de análise da composição química do óleo essencial é
a Cromatografia Gasosa acoplada à Espectrometria de Massas (CG-EM). Em geral, para
a identificação dos componentes químicos, analisa-se o espectro de massas e o Índice de
Retenção Relativo (IRR) de cada componente da amostra (ADAMS, 1995;
BABUSHOK & ZENKEVICH, 2009).
O IRR pode ser determinado através de CG, co-injetando a amostra do óleo
essencial com uma série homóloga de hidrocarbonetos lineares e alifáticos. Após a
obtenção do cromatograma com os tempos de retenção dos componentes do óleo e dos
hidrocarbonetos, são aplicados cálculos para obtenção de IRR de cada componente do
óleo (VAN DEN DOLL & KRATZ, 1963). Cada IRR calculado é comparado com o
IRR na literatura para um determinado componente do óleo essencial (ADAMS, 1995;
BABUSHOK & ZENKEVICH, 2009).
3.4. ATIVIDADE ANTIINFLAMATÓRIA
As respostas imunes são estimuladas quando o organismo está ameaçado. A
ativação do sistema imune frente à colonização por agentes infecciosos propaga o
distúrbio na balança fisiológica do hospedeiro o qual dispõe de mecanismos reguladores
para o retorno à homeostase, no entanto, em algumas situações esse poderá estar
prejudicado (HOLLAND & VIZI, 2002).
Os imunomoduladores são agentes capazes de modificar a resposta imune,
podendo o efeito ser estimulatório ou inibitório (DUTTA, 2002). Os imunoestimulantes
estimulam os mecanismos que envolvem tanto a imunidade inata quanto a imunidade
adquirida, através da ativação de células e mediadores, enquanto os imunossupressores
agem seletivamente sobre os mecanismos envolvidos na imunidade adquirida
deprimindo-os (STITES & TERR, 1995).
Com a descoberta dos imunomoduladores tornou-se possível a manipulação do
sistema imune na tentativa de reduzir os efeitos associados à quimioterapia, à rejeição
de enxertos, à doenças alérgicas, e à doenças cancerígenas (DUTTA, 2002) .
13
Dentre os imunomoduladores, destacam-se os produtos de origem vegetal e
microbiana, as drogas sintéticas, além das proteínas derivadas da ativação do próprio
sistema imune (MASIHI, 2000).
Dentre os mediadores endógenos, liberados, primeiramente, pelas células
residentes e, posteriormente, pelas células recrutadas para o foco infeccioso, as citocinas
desempenham um papel primordial na resposta do hospedeiro (BENJAMIM, 2001).
Citocinas são proteínas de baixo peso molecular produzidas por diferentes tipos
celulares do sistema imune. A produção de citocinas é desencadeada quando as células
são ativadas por diferentes estímulos, como agentes infecciosos, tumores ou estresse. As
citocinas atuam na comunicação entre as células, promovendo a indução ou regulação
da resposta imune (BILATE, 2007).
As citocinas pró-inflamatórias TNF-α e IFN-γ são respectivamente importantes
na resposta inflamatória aguda a bactérias gram-negativas e outros microorganismos
infecciosos e responsável por muitas complicações sistêmicas de infecções graves; e na
ativação de macrófagos e exercício de funções críticas na imunidade natural e na
imunidade adquirida mediada por células contra microorganismos intracelulares
(ABBAS et. al., 2008).
A citocina antiinflamatória IL-10 é um inibidor de macrófagos e células
dendríticas ativados e está, portanto, envolvida no controle das reações da imunidade
natural e da imunidade mediada por células (ABBAS et. al., 2008).
Inflamação é um mecanismo de defesa do organismo caracterizado por uma
série de alterações bioquímicas, fisiológicas e imunológicas para responder a estímulos
agressivos. A reação inflamatória produz calor, rubor, tumor, dor e perda de função do
tecido lesionado. Apesar de ser um mecanismo de defesa, o complexo de eventos e os
mediadores envolvidos no processo inflamatório, podem manter ou agravar muitas
doenças. Por isso, em alguns casos, há a necessidade de utilização de antiinflamatórios
(FALCÃO et al., 2005).
A citometria de fluxo vem sendo uma ferramenta importante no estudo dos
eventos celulares envolvidos na resposta imunológica e inclui métodos para a avaliação
de efeitos sobre a população analisada, como, por exemplo, ativação e proliferação
celulares, para a identificação de eventuais modificações que ocorrem dentro e fora das
células e na análise das substâncias produzidas e secretadas pelas células em estudo
(SHAPIRO, 1985).
14
3.5. ATIVIDADE ANTIOXIDANTE
A oxidação é parte fundamental da vida aeróbica e do nosso metabolismo e,
assim, os radicais são produzidos naturalmente. No organismo, encontram-se
envolvidos na produção de energia, fagocitose, regulação do crescimento celular,
sinalização intercelular e síntese de substâncias biológicas importantes (BARREIROS et
al., 2006).
No entanto, em excesso, os radicais e outros oxidantes, tais como espécies
reativas de oxigênio, espécies reativas de nitrogênio, radicais derivados de tióis,
espécies reativas de cloro, espécies reativas de carbono e complexos de metais de
transição, principalmente Fe, Cu, Mn e Cr, causam danos ao DNA ou podem oxidar
lipídios e proteínas. Estão envolvidos no processo de envelhecimento e nas doenças
degenerativas associadas ao envelhecimento, como câncer, doenças cardiovasculares,
catarata, declínio do sistema imune e disfunções cerebrais (SOUSA et al., 2007;
OLIVEIRA et al., 2009).
O excesso de radicais no organismo é combatido por antioxidantes endógenos,
destacando-se as superóxido dismutases, consideradas como a linha de frente de defesa
antioxidante, a catalase e as glutationas peroxidases; ou absorvidos da dieta, como as
vitaminas C, E e A, carotenóides, flavonóides, outros polifenóis, furanóides e tióis e
produtos sintéticos (ex.: N-acetilcisteína) (BARREIROS et al., 2006; OLIVEIRA et al.,
2009).
Antioxidantes são as substâncias que presentes em concentrações baixas,
comparadas ao substrato oxidável, retardam significativamente ou inibem a oxidação do
substrato. Os radicais formados a partir de antioxidantes não são reativos, sendo
neutralizados por reação com outro radical, formando produtos estáveis ou podem ser
reciclados por outro antioxidante (SOUSA et al., 2007).
Os compostos fenólicos de origem vegetal são considerados agentes
antioxidantes e se enquadram em diversos grupos de metabólitos secundários, como
fenóis simples, ácidos fenólicos (derivados de ácidos benzóico e cinâmico), cumarinas,
flavonóides, estilbenos, taninos condensados e hidrolisáveis, lignanas e ligninas
(SOUSA et al., 2007).
A atividade antioxidante de compostos fenólicos deve-se principalmente às suas
propriedades redutoras e estrutura química. Estas características desempenham um
papel importante na neutralização ou seqüestro de espécies radicalares e quelação de
metais de transição, agindo tanto na etapa de iniciação como na propagação do processo
15
oxidativo. Os intermediários formados pela ação de antioxidantes fenólicos são
relativamente estáveis, o elétron desemparelhado entra em ressonância com a nuvem
eletrônica do anel aromático (SOUSA et al., 2007).
A quantificação de compostos fenólicos em extratos vegetais é realizada por
meio de uma variedade de métodos; todavia, o que utiliza o reagente de FolinCiocalteau é o mais extensivamente empregado (ABDILLE et al., 2005).
O reagente de Folin-Ciocalteau consiste de uma mistura dos ácidos
fosfomolibídico e fosfotunguístico, na qual o molibdênio e o tungstênio se encontram
no estado de oxidação 6 (cor amarela no complexo Na2MoO4.2H2O); porém, em
presença de certos agentes redutores, como os compostos fenólicos, formam-se os
chamados complexos molibdênio-tungstênio azuis [(PMoW11O4)4-], nos quais a média
do estado de oxidação dos metais está entre 5 e 6 e cuja coloração permite a
determinação da concentração das substâncias redutoras (SINGLETON et al., 1999;
HUANG et al., 2005).
A Figura 3 mostra a desprotonação do ácido gálico (composto fenólico de
origem vegetal) em meio básico, gerando os ânions fenolatos. A partir daí, ocorre uma
reação de oxirredução entre o ânion fenolato e o reagente de Folin-Ciocalteau, na qual,
segundo Singleton e colaboradores (1999) o molibdênio, componente do reagente, sofre
redução e o meio reacional muda de coloração amarela para azul (absorção no
comprimento de onde de 765 nm).
Figura 3. Reação do ácido gálico com molibdênio, componente do reagente FolinCiocalteu
16
Diversas técnicas têm sido utilizadas para determinar a atividade antioxidante in
vitro, de forma a permitir uma rápida seleção de substâncias e/ou misturas
potencialmente interessantes. Dentre estes métodos destaca-se o método de seqüestro de
espécies radicalares (DUARTE-ALMEIDA et al., 2006).
O radical DPPH é um cromóforo muito estável, com um pico de absorção no
comprimento de onda de 517 nm, em meio alcoólico, apresentando solução de
coloração violeta intensa (BLOIS; 1958; ARNAO et al., 2000).
O método consiste em avaliar a atividade seqüestradora do radical 2,2-difenil-1picril-hidrazila (DPPH•), de coloração violeta. Por ação de um antioxidante ou uma
espécie radicalar (R•), o DPPH• é reduzido formando 2,2-difenilpicril-hidrazina (DPPHH), de coloração amarela (Figura 4), com conseqüente decréscimo da absorbância em
517 nm (OLIVEIRA et al., 2009).
Figura 4. Reação de redução do DPPH
Os métodos baseados na redução do Fe+3, que determinam o poder redutor são
também utilizados para avaliação do potencial antioxidante. Tais métodos avaliam a
capacidade de compostos fenólicos reduzirem o Fe+3, com conseqüente formação de um
complexo colorido com Fe+2 (ROGINSKY & LISSI, 2005).
Substâncias fenólicas reagem com o íon ferricianeto [Fe(CN)6]3- e são oxidadas,
enquanto [Fe(CN)6]3- é reduzido ao íon ferrocianeto [Fe(CN)6]4-. O íon [Fe(CN)6]4então reage com o íon férrico (Fe3+) para formar ferrocianeto férrico ou hexacianeto de
ferro III (Fe4[Fe(CN)6]3), conhecido como Azul da Prússia (Fig. 5, pág. 18). Deste
modo, a formação da coloração azul medida a 700 nm pode ser usada para monitorar a
concentração de Fe2+ (GRAHAM, 1992).
17
[Fe(CN)6]3- + Compostos Redutores [Fe(CN)6]4Ferricianeto
Ferrocianeto
3 [Fe(CN)6]4- + 4 Fe3+ Fe4[Fe(CN)6]3
Ferrocianeto
Ferrocianeto férrico
Azul da Prússia
Figura 5. Reação de formação do Azul da Prússia através de compostos redutores
18
4. Materiais e
Métodos
19
4. MATERIAIS E MÉTODOS
4.1. MATERIAIS, EQUIPAMENTOS E TÉCNICAS UTILIZADAS
4.1.1. Solventes
Foram utilizados solventes orgânicos de grau comercial para o preparo dos
extratos, partição, fracionamento por CCC, análise por CCD, limpeza e união das
frações. Os solventes PA eram das marcas Dinâmica®, Impex®, Isofar®, Proquimios®
e Vetec®. A água foi destilada em Destilador Quimis®.
4.1.2. Concentração de solventes
Os solventes contidos nos extratos, fases e frações foram concentrados em
evaporador rotativo Fisatom® 802 a 40-50ºC sob pressão reduzida, e/ou secagem por
exposição à temperatura ambiente.
4.1.3. Balança
Para pesagem de todos os reagentes, materiais, frascos e extratos deste trabalho,
utilizou-se balança analítica Shimadzu® AY220.
4.1.4. Liofilizador
O extrato aquoso e as fases hidroalcoólicas foram liofilizados em liofilizador
Liotop® L101.
4.1.5. Cromatografia em coluna clássica (CCC)
As fases estacionárias usadas nas CCC foram Sílica Gel 60 0,060 – 0,200 mm
(Acrós-Organics®), e Sephadex® LH-20 (GE Healthcare®). Nas colunas de sílica gel, a
fase móvel foi por gradiente crescente de polaridade com os solventes hexano, acetato
de etila e etanol, e misturas dos mesmos. Já nas colunas de Sephadex®, a fase móvel foi
isocrática usando metanol.
4.1.6. Cromatografia em camada delgada (CCD)
Para a CCD foram empregadas placas de Sílica Gel 60 Whatman® 20 x 20 cm,
espessura 250 µm. A fase móvel foi preparada com os solventes hexano, acetato de etila
e etanol, e misturas dos mesmos de acordo com as características de polaridade de cada
amostra analisada. Como agentes reveladores foram usadas luz UV (λ = 254 e 366 nm)
20
(lâmpadas Sankyo Denk®), vanilina sulfúrica seguida de aquecimento da placa a 100110ºC e vapor de iodo.
4.1.7. Cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de massas (CG-EM)
O óleo essencial e frações pouco polares dos extratos foram analisados por
Cromatógrafo Gasoso acoplado a Espectômetro de Massas (CG-EM) Shimadzu® CGEM-QP2010 do Núcleo de Pesquisa em Produtos Naturais e Sintéticos da FCFRP/USP.
4.1.7.1. Coluna e condições de análise do óleo essencial
Espectômetro equipado com coluna capilar DB-5-MS Agilent (30 m X 0,25 mm,
0,25 µm de espessura). Empregou-se o hélio como gás de arraste a uma pressão de
81,90 kPa, e fluxo de 1,33 mL/min. A temperatura no injetor foi de 250°C, a
temperatura do forno aumentou de 60 até 240°C a 3°C/min. O modo de ionização
utilizado foi ionização por elétrons a 70 eV.
4.1.7.2. Coluna e condições de análise dos demais terpenos
As amostras contendo terpenos foram analisadas em coluna DB-5-MS Agilent®
(30 m X 0,25 mm, 0,25 µm de espessura) ou DB-17-MS Agilent® (30 m X 0,25 mm,
0,25 µm de espessura), sob as seguintes condições:
DB-5-MS: utilizou-se o hélio como gás de arraste a uma pressão de 182,20 kPa,
e fluxo de 1,50 mL/min; a temperatura no injetor foi de 260°C; a temperatura inicial da
coluna era 250°C (permanecendo por 12 min), aumentando para 280°C a 6°C/min
(sendo conservado por 20 min). O modo de ionização utilizado foi ionização por
elétrons a 70 eV.
DB-17-MS: empregou-se o hélio como gás de arraste a uma pressão de 114,10
kPa, e fluxo de 1,40 mL/min; a temperatura no injetor foi de 260°C; a temperatura
inicial da coluna era 120°C, aumentando para 260°C a 20°C/min (permanecendo por 5
min), aumentando para 280°C a 2°C/min (sendo conservado por 9 min), aumentando
para 290°C a 2°C/min (permanecendo por 20 min). O modo de ionização utilizado foi
ionização por elétrons a 70 eV.
O 5-α-colestano (SIGMA®) foi usado como padrão interno. Os constituintes das
amostras foram identificados através de análise dos espectros de massas e comparação
de seus IRR calculados com o IRR de padrões de terpenos (isolados de extratos de
diversas plantas e identificados por RMN1H e RMN13C. A quantificação de cada
21
constituinte da mistura foi realizada através da área relativa dos picos dos
cromatogramas.
4.1.8. Ressonância magnética nuclear (RMN)
Foi utilizado espectrômetro Bruker® Avance DPX-200 para análise de algumas
amostras em solventes deuterados, com TMS como referência interna. Foram
registrados espectros de RMN1H (200 MHz), RMN13C (50 MHz) e DEPT-135 do
Departamento de Química da UFMG.
4.1.9. Infravermelho (IV)
Para análise de uma fração, foi utilizado o Espectrômetro Shimadzu® IR-408 do
Departamento de Química da UFMG. Para sólidos, os espectros são obtidos utilizando
pastilhas de KBr [1% (m/m)].
4.1.10. Ultravioleta-Visível (UV-VIS)
Nos
ensaios
de
atividade
antioxidante
dos
extratos,
foi
utilizado
espectrofotômetro UV-VIS Quimis® modelo Q798U2VS.
4.1.11. Citometria de fluxo
No teste de potencial antiinflamatório dos extratos, foi utilizado citômetro de
fluxo FACScan® (Becton Dickinson, San Jose, CA, USA).
4.2. COLETA E IDENTIFICAÇÃO DO MATERIAL VEGETAL
No dia 21 de abril de 2010, às 7 horas e 45 minutos, foram coletadas folhas de P.
brasiliensis (Fig. 6, pág. 23), na cidade de Diamantina (Fig. 7, pág. 23), estado de Minas
Gerais, em área situada no Campus JK da Universidade Federal dos Vales do
Jequitinhonha e Mucuri (UFVJM). A espécie está localizada em área de campo rupestre,
na altitude de 1.384 m, nas coordenadas Sul 18°12,164’ e Oeste 43°34,398’. Uma
exsicata foi depositada no Herbário DIAM/UFVJM sob o número 1296.
22
A
B
Figura 6. Pseudobrickellia brasiliensis (A- Planta inteira; B- Folhas)
Fotos: Wilson Muanis Godinho – com permissão
Figura 7. Cidade de Diamantina no estado de Minas Gerais
Fonte: http://pt.wikipedia.org/wiki/Diamantina
4.3. ESTUDO FITOQUÍMICO
4.3.1. Óleo essencial
4.3.1.1. Extração do óleo essencial
Os componentes voláteis foram extraídos mediante hidrodestilação por 2 horas e
20 minutos de 84,4912g de folhas frescas de P. brasiliensis, utilizando aparato de
Clevenger. O óleo foi coletado e armazenado em freezer até a análise. O rendimento
médio do óleo essencial foi obtido através da relação do volume de óleo obtido e a
massa de material vegetal fresco utilizada.
23
4.3.1.2. Caracterização do óleo essencial
O óleo essencial foi analisado em Cromatógrafo a Gás acoplado a Espectômetro
de Massas (CG-EM). Posteriormente, sob as mesmas condições experimentais, a
amostra foi injetada novamente com uma série homóloga de n-alcanos (C9 – C24)Alltech® para obtenção de Índice de Retenção Relativa (IRR) de cada componente do
óleo.
Para a realização dos cálculos do IRR utilizou-se a equação abaixo de Van Den
Dool & Kratz (1963).
IRR = 100.n + 100. (tx – tn)/(tn+1 – tn)
Onde:
n = número de átomos de carbono do hidrocarboneto eluído imediatamente
antes do composto “x” de interesse;
tn = tempo de retenção do hidrocarboneto eluído imediatamente antes do
composto “x” de interesse;
tn+1 = tempo de retenção do hidrocarboneto eluído imediatamente após o
composto “x” de interesse;
tx = tempo de retenção do composto “x”.
A identificação dos compostos foi realizada por análise e comparação dos
espectros de massa com os do banco de dados da espectroteca Wiley 7 e por
comparação do IRR calculado de cada substância com o IRR da literatura (ADAMS,
1995; BABUSHOK & ZENKEVICH, 2009).
4.3.2. Preparação de extratos brutos
Foram dessecadas 184g de folhas de P. brasiliensis à temperatura ambiente,
protegidas da luz solar direta, por duas semanas, até peso constante. As folhas foram
rasuradas e armazenadas em recipientes de vidro âmbar. O método utilizado para a
preparação dos extratos foi a maceração, sendo os solventes usados sucessivamente para
a extração, o hexano, o acetato de etila, o etanol e a água, respectivamente (Fig. 8, pág.
25). Cada extração foi realizada em duplicata, e cada processo de maceração foi feito
por três dias. Ao término da maceração, os extratos hexânico, em acetato de etila e
etanólico foram filtrados e concentrados em evaporador rotativo (40-42oC, sob pressão
reduzida). Já o extrato aquoso foi filtrado, congelado e liofilizado. Ao final foram
obtidos quatro extratos de diferentes polaridades.
24
Folhas de
P. brasiliensis
Maceração com
hexano
Extrato
hexânico
(EHE)
Torta 1
Maceração com
acetato de etila
Extrato em
acetato de etila
(EAE)
Torta 2
Maceração com
etanol
Extrato
etanólico
(EET)
Torta 3
Maceração com
água
Extrato aquoso
(EAQ)
Torta 4
Figura 8. Preparação de extratos brutos
4.3.3.. Triagem Fitoquímica
Foram pesquisados qualitativamente os principais grupos de metabólitos
secundários nos extratos da planta,
planta por análise fitoquímica,, que compreende reações
cromogênicas, de precipitação e análise por CCD.
CCD Os testes foram realizados segundo
Costa (2002) e Matos (1997) conforme a polaridade de cada extrato.
As figuras 9 à 12 (pág. 26 à 28) indicam os testes realizados na triagem
fitoquímica de alíquotas dos extratos e o resultado esperado no caso de reação positiva
para cada uma determinada classe de metabólito secundário.
s
25
Extrato hexânico
Alcalóides: 3 mL de HCl 3% + Reativo de Mayer = Formação de precipitado (+)
Cumarinas: 1 mL de água fervendo. CCD - Fase estacionária sílica gel, fase
móvel hexano:acetato de etila 1:1, revelador KOH 0,5M. Observação a 254 nm =
Manchas esverdeadas ou azul fluorescente (+)
Derivados antracênicos: 1 mL de NH4OH 25% = Coloração vermelha (+)
Flavonóides: 2 mL de metanol + Mg metálico + 1 mL de HCl concentrado.
Aguardar 10-20
10
min = Cor avermelhada (+)
Triterpenos/esteróides: 1 mL de CHCl3 + Reativo de Liebermann Burchard =
Anel verde com interface marrom (+)
Figura 9. Triagem fitoquímica do EHE
Extrato em
acetato de etila
Alcalóides: 3 mL de HCl 3% + Reativo de Mayer = Formação de precipitado (+)
Cumarinas: 1 mL de água fervendo. CCD - Fase estacionária sílica gel, fase
móvel hexano:acetato de etila 1:1, revelador KOH 0,5M. Observação a 254 nm =
Manchas esverdeadas ou azul fluorescente (+)
Derivados antracênicos: 1 mL de NH4OH 25% = Coloração vermelha (+)
Flavonóides: 2 mL de metanol + Mg metálico + 1 mL de HCl concentrado.
Aguardar 10-20
10
min = Cor avermelhada (+)
Triterpenos/esteróides: 1 mL de CHCl3 + Reativo de Liebermann Burchard =
Anel verde com interface marrom (+)
Figura 10. Triagem fitoquímica do EAE
26
Extrato
etanólico
Alcalóides: 10 mL de HCl 10% + Alcalinização até pH 9 + Extração com
éter dietílico + Evaporação da fração etérea + 10 mL de HCl 10% + Reativo
de Mayer = Formação de precipitado (+)
Taninos: 2 mL de água destilada + 3 gotas de FeCl3 1% = Cor verde (+) para
taninos condensados; = Cor azul (+) para taninos hidrolisáveis
25 mL de etanol + 20 mL de HCl 20% + Refluxo por 30 min + 10 mL de água +
Evaporação + Extração com 10 mL de éter dietílico por 3 vezes + Separação das
fases aquosa e etérea
Faseaquosa
aquosa
Fase
Antocianinas: pH 9-10
10 = coloração verde
acastanhado a azul (+)
Fase
Fase etérea
etérea
Cumarinas: CCD - Fase estacionária sílica gel, fase móvel
hexano:acetato de etila 1:1, revelador KOH 0,5M.
Observação a 254 nm = Manchas esverdeadas ou azul
fluorescente (+)
Derivados antracênicos: 3 mL de NH4OH 25% = Coloração
vermelha (+)
Flavonóides: 2 mL de metanol 50% + Mg metálico + 1 mL
de HCl concentrado. Aguardar 10-20
20 min = Cor avermelhada
(+)
Triterpenos/esteróides: Reativo de Liebermann Burchard =
Anel verde com interface marrom (+)
Figura 11. Triagem fitoquímica do EET
27
Extrato aquoso
Alcalóides: Alcalinização até pH 9 + Extração com 30 mL de éter dietílico 3
vezes + Evaporação da fração etérea + 1,5 mL de HCl 10% + Reativo de Mayer
= Formação de precipitado (+)
Taninos: 1 mL de água destilada + 3 gotas de FeCl3 1% = Cor verde (+) para
taninos condensados; Cor azul (+) para taninos hidrolisáveis
Saponinas: 10 mL de água + Agitação por 10 min = Espuma persistente por
20 min (+)
100 mL de água + 20 mL de HCl concentrado + Refluxo por 30 min + Extração
com 30 mL de éter dietílico por 3 vezes + Separação das fases aquosa e etérea
Fase aquosa
Antocianinas: pH 9-10
10 = coloração verde
acastanhado a azul (+)
Fase etérea
Cumarinas: CCD - Fase estacionária sílica gel, fase móvel
hexano:acetato de etila 1:1, revelador KOH 0,5M. Obseração
a 254 nm = Manchas esverdeadas ou azul fluorescente (+)
Derivados antracênicos: 3 mL de NH4OH 25% = Coloração
vermelha (+)
Flavonóides: 2 mL de metanol 50% + Mg metálico + 1 mL
de HCl concentrado. Aguardar 10-20
10 20 min = Cor avermelhada
(+)
Triterpenos/esteróides: Reativo de Liebermann Burchard =
Anel verde com interface marrom (+)
Figura 12. Triagem fitoquímica do EAQ
4.3.4. Fracionamento dos extratos brutos
4.3.4.1. Partição dos extratos em acetato de etila e etanólico
28
Oss extratos em acetato de etila e etanólico foram suspensos separadamente em
400 mL de água:etanol 1:3, filtrados e particionados com hexano e clorofórmio.
Obtendo-se
se assim as fases hexânica, clorofórmica
clorofórmica e hidroalcoólica. A figura 13 ilustra o
processo realizado.
Extrato
Suspensão em
400 mL de
água:etanol 1:3
Adição de 300
mL de nhexano (3 x de
100 mL)
Fase hexânica
Fase
hidroalcoólica
Adição de
300 mL de
Clorofórmio (3
x de 100 mL)
Fase
clorofórmica
Fase
hidroalcoólica
Rotaevaporação
e liofilização
Figura 13. Partição de EAE e EET
4.3.4.2. Cromatografia em Coluna Clássica
O extrato hexânico, a porção clorofórmica do extrato em acetato de etila e a
porção clorofórmica do extrato etanólico foram fracionados através de CCC, utilizando
29
como fase estacionária a sílica gel 60 (35-70 mesh) e fase móvel n-hexano, acetato de
etila, etanol e misturas desses solventes em gradiente crescente de polaridade.
A fase hidroalcoólica do EET e o EAQ liofilizado foram fracionados através da
CCC, usando como fase estacionária o Sephadex LH 20 GE, e metanol como fase
móvel. Essas amostras foram preparadas pesando-se aproximadamente 1,5 g, que foram
diluídas em 20 mL de metanol, filtradas e centrifugadas. Os constituintes não solúveis
no solvente foram descartados, de modo que somente os solúveis foram colocados na
coluna.
4.3.4.3. Cromatografia em Camada Delgada
O monitoramento das frações obtidas na CCC foi através de CCD tendo como
objetivos a observação do grau de pureza das frações e a detecção de frações com perfis
cromatográficos semelhantes para sua posterior reunião.
4.3.4.4. Identificação de substâncias isoladas
Os constituintes dos extratos foram identificados através de espectros obtidos a
partir de análises por CG-EM, IV, RMN 1H e RMN 13C.
4.4. ENSAIOS BIOLÓGICOS
4.4.1. Atividade antiinflamatória
Os testes foram realizados pelo Laboratório de Imunologia do Programa
Multicêntrico de Pós-Graduação em Ciências Fisiológicas da UFVJM, sendo aprovado
pelo CEP/UFVJM sob registro nº 002/09.
Neste estudo, foram utilizados três extratos de P. brasiliensis: em acetato de etila
e etanólico dissolvidos em DMSO 1 mg/mL, e aquoso, solubilizado em PBS 1 mg/mL.
4.4.1.1. Preparo das culturas
Foram colocados RPMI e 12,5 µL de BFA em todos os tubos de cultura. Em
seguida adicionou-se 25 µL de PMA (1:1000) e 1µL de Ionomicina aos tubos das
culturas estimuladas (E) para a produção de citocinas, e 26 µL de RPMI nas culturas
não estimuladas. Foram acrescentados 50 µL de cada extrato em seus respectivos tubos
identificados (AE+E, ET+E e AQ+E) e 50 µL de RPMI nas culturas controle (C) e na
cultura estimulada (E). Depositou-se em todos os tubos 500 µL de sangue devidamente
30
homogeneizado de 3 voluntários aptos a doação de sangue, conforme Tabela 2. As
culturas foram incubadas por 4 horas em estufa de CO2 a 37,0 °C.
Tabela 2. Preparo das culturas para ensaio antiinflamatório
Cultura
celular
C
RPMI
(µ
µL)
488
Sangue
(µ
µl)
500
BFA
(µg/mL)
12,5
PMA
(µL)
-
Ionomicina
(µg/mL)
-
Extrato
(µL)
-
EXT
438
500
12,5
-
-
50
E
462
500
12,5
25
1, 0
-
EXT+E
412
500
12,5
25
1, 0
50
C: Cultura controle não estimulada; EXT: Cultura experimental não estimulada; E: Cultura estimulada;
EXT+E: Cultura experimental estimulada; EXT: AE (em acetato de etila), ET (etanólico) ou AQ (aquoso)
4.4.1.2. Marcação intracitoplasmática de citocinas em linfócitos humanos
Após 4 h de incubação, as culturas foram tratadas com 138 µL de EDTA a 20
mM e incubados por 15 min à temperatura ambiente. Em seguida, foram lavadas com 6
mL de PBS-W (PBS 0,015 M, pH 7,4, contendo 0,5% de BSA e 0,1% de azida sódica) e
centrifugadas a 1800 rpm por 7 min. Os sobrenadantes foram desprezados, e os
precipitados celulares foram submetidos a lise eritrocitária através da adição da solução
de 5 mL de Billig [citrato de sódio.2H2O, formaldeído 2%, dietilenoglicol 3%, heparina
comercial (5.000 UI/mL) e água bidestilada] e mantidos em incubação por 10 min à
temperatura ambiente.
Após esse tempo, os tubos foram centrifugados a 1800 rpm por 7 min a 18ºC, e
os sobrenadantes desprezados. As células foram ressuspensas em 500 µL de PBS-W e 3
mL de PBS-P (PBS 0,015 M, pH 7,4, contendo 0,5% de BSA, 0,1% de azida sódica, e
0,5% de saponina), incubadas novamente por 10 min à temperatura ambiente, e
centrifugadas sob as mesmas condições anteriores. Na seqüência as células foram
lavadas duas vezes e ressuspensas em PBS-W.
Após a homogeneização, a suspensão celular foi incubada com anticorpos
monoclonais anticitocinas conjugados a ficoeritrina, específicos para as citocinas IFN-γ,
IL-10 e TNF-α, seguido de incubação por 30 min à temperatura ambiente e ao abrigo da
luz.
Em seguida, as células foram ressuspensas em PBS-P e centrifugadas a 1500
rpm por 7 min a 18ºC. Após desprezar o sobrenadante, as células foram lavadas duas
vezes com PBS-W, seguido de centrifugação e descarte do sobrenadante (1500 rpm por
31
7 min a 18ºC). As suspensões celulares foram avaliadas quanto à produção de citocinas
utilizando-se citômetro de fluxo, procedendo-se a aquisição de pelo menos 30.000
eventos dentro da região correspondente aos linfócitos.
4.4.1.3. Análise estatística
Os resultados dos ensaios da atividade antiinflamatória foram expressos como
médias de três repetições (n=3) ± desvio padrão. Os dados foram submetidos à análise
de variância (ANOVA) e, em seguida foi aplicado o teste de Tukey (p<0,05). O
programa estatístico utilizado para esses testes foi o GraphPad Prism (versão 5, 2007).
4.4.2. Atividade Antioxidante
4.4.2.1. Fenólicos totais
O conteúdo de compostos fenólicos nos extratos de P. brasiliensis foi obtido
baseado no método colorimétrico de Folin-Ciocalteau, e foi analisado de acordo com
metodologia descrita por Singh e colaboradores (2002).
Todos os extratos foram dissolvidos em metanol, e alíquotas de 0,6 mL a 300
ppm (3 mg de extrato solubilizados em 10 mL de solvente) foram misturadas a 0,3 mL
de reagente de Folin-Ciocalteu (Dinâmica®) diluído em metanol (1:9) e 2,4 mL de
solução de carbonato de sódio 7,5%. Após 30 min em repouso à temperatura ambiente,
as absorbâncias foram medidas a 765 nm em espectrofotômetro UV-VIS. O ácido tânico
(AT) (Isofar®) foi utilizado como padrão para construção da curva analítica, sendo
determinada uma curva de regressão linear a partir das concentrações 100, 200, 300,
400 e 500 ppm. O ensaio foi realizado em triplicata, e a quantidade em miligramas de
fenólicos totais foi expressa em equivalentes de AT por grama de extrato.
4.4.2.2. Atividade de retirada de radical usando o método DPPH
A atividade antioxidante foi determinada através da capacidade das
substâncias presentes nas amostras em seqüestrar o radical estável DPPH, de acordo
com a metodologia descrita por Blois (1958) e Singh e colaboradores (2002).
Alíquotas de 100 µL dos extratos dissolvidos em metanol, a 200 e 300 ppm,
foram colocadas em tubos de ensaio separadamente. Foram adicionados aos tubos 5,0
mL de solução metanólica de DPPH (Aldrich®) 0,1 mM, que em seguida foram
agitados vigorosamente. Os tubos foram deixados em repouso a 27 ºC por 20 min. Dois
tubos controles contendo metanol e DPPH, sem os extratos, foram usados como
32
brancos. As absorbâncias foram medidas a 517 nm em espectrofotômetro UV-VIS.
Como padrão utilizou-se 100 µL de solução metanólica de ácido gálico (Impex®) a 200
e 300 ppm. Todos os testes foram realizados em triplicata e a atividade de retirada de
radical (ARR) foi expressa como a porcentagem de inibição e calculada usando a
fórmula:
% ARR = (Abs. branco – Abs. amostra) x 100
Abs. branco
4.4.2.3. Poder redutor
A avaliação do poder redutor dos extratos de P. brasiliensis foi realizada de
acordo com a metodologia descrita por YILDIRIM e colaboradores (2001).
Foram utilizadas alíquotas de 1 mL dos extratos a 50, 100, 200 e 300 ppm em
etanol, separadamente. Foi usado como padrão 1 mL de solução de ácido gálico
(Impex®) nas mesmas concentrações dos extratos. Acrescentaram-se às alíquotas, 1,0
mL de tampão fosfato 0,2 mol/L (pH 6,6) e 1,5 mL de ferricianeto de potássio 1%. Em
seguida, as amostras foram incubadas a 50 °C por 30 min. Após este período adicionouse 1,5 mL de ácido tricloroacético 10% e as misturas foram centrifugadas
separadamente a 2500 rpm por 8 min. Retirou-se 2,0 mL da camada superior, que foram
acrescidos de 2,0 mL de água destilada e 0,5 mL de cloreto férrico 0,1 %. A absorbância
foi medida a 700 nm em espectrofotômetro UV-VIS. Os testes foram realizados em
triplicata, e o poder redutor foi considerado maior ou menor dependendo da maior ou
menor absorbância observada, respectivamente.
4.4.2.4. Análise estatística dos ensaios antioxidantes
Os resultados apresentados neste estudo correspondem à média de três
repetições (n=3) ± desvio padrão da média. Para detectar as diferenças entre as médias e
avaliar estas diferenças foi utilizada análise de variância (ANOVA) e o teste de Tukey
com 95% de nível de confiança para os testes de atividade de retirada de radical usando
o método DPPH e poder redutor. O programa estatístico utilizado para esses testes foi o
GraphPad Prism (versão 5, 2007).
33
5. Resultados e
Discussão
34
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1. ESTUDO FITOQUÍMICO
5.1.1. Óleo essencial
A hidrodestilação das folhas frescas de P. brasiliensis apresentou um rendimento
de 0,002% de óleo essencial.
O óleo essencial foi analisado através de CG em coluna DB5-MS acoplado ao
EM. Na Figura 14 está representado o cromatograma obtido por CG.
Figura 14. Cromatograma do óleo essencial obtido por CG em coluna DB-5-MS
Os espectros de massas e as estruturas dos componentes identificados no óleo
essencial de folhas frescas de P. brasiliensis estão nas Figuras 15 à 39 (pág. 36 à 42).
A comparação dos espectros de massas dos componentes da amostra com os do
banco de dados Wiley 7 library e a comparação de seus IRR com os IRR já descritos na
literatura (Adams, 1995) permitiram identificar e quantificar 25 dos 30 componentes do
óleo essencial, apresentados na Tabela 3 (pág. 43).
As duas substâncias majoritárias observadas foram os monoterpenos α-tujeno
(17,21%) e α-pineno (32,61%), ambos com fórmula molecular C10H16. Nos espectros de
massas desses monoterpenos pode-se observar os sinais em 136 m/z relativo ao íon
molecular, e em 93 m/z relativo ao pico base, indicando a provável formação de C7H9+,
provavelmente o íon toluenium (MORMANN et al., 2006).
35
Diferentes monoterpenos apresentam padrões de fragmentação semelhantes, o
que dificulta sua identificação apenas por análise de espectros de massas. Sendo viável,
portanto obter IRR para auxiliar na identificação.
i
Outros monoterpenos que apresentaram quantidade relativa acima de 3% foram
o α-felandreno
felandreno (8,86%), o β-pineno
β pineno (7,55%), o sabineno (4,44%), o E-β-ocimeno
(4,15%), o limoneno (3,41%) e o β-mirceno
β mirceno (3,22%). Os sesquiterpenos mais
abundantes na amostra
mostra analisada que apresentaram
apresentar m quantidade relativa acima de 3%
foram o E-cariofileno
cariofileno (6,87%) e o germacreno D (3,40%).
Dos terpenóides identificados no óleo essencial, o cadineno e o espatulenol já
foram isolados de extratos de partes aéreas da P. brasiliensis por Bohlmann e
colaboradores (1984).
Figura 15. Espectro de massas do α-tujeno
α
Figura 16. Espectro de massas do α-pineno
α
36
Figura 17. Espectro de massas do sabineno
β
Figura 18. Espectro de massas do β-pineno
Figura 19. Espectro de massas do β-mirceno
β
Figura 20. Espectro de massas do α-felandreno
α
37
Figura 21. Espectro de massas do α-terpineno
Figura 22. Espectro de massas do p-cimeno
Figura 23. Espectro de massas do limoneno
Figura 24. Espectro de massas do Z-β-ocimeno
38
Figura 25. Espectro de massas do E-β-ocimeno
Figura 26. Espectro de massas do γ-terpineno
Figura 27. Espectro de massas do α-terpinoleno
Figura 28. Espectro de massas do α-terpineol
39
Figura 29. Espectro de massas do δ-elemeno
Figura 30. Espectro de massas do α-copaeno
Figura 31. Espectro de massas do E-cariofileno
Figura 32. Espectro de massas do α-humuleno
40
Figura 33. Espectro de massas do germacreno D
Figura 34. Espectro de massas do biciclogermacreno
Figura 35. Espectro de massas do α-muuroleno
Figura 36. Espectro de massas do δ-cadineno
41
Figura 37. Espectro de massas do germacreno B
Figura 38. Espectro de massas do espatulenol
Figura 39. Espectro de massas do óxido de cariofileno
5.1.2. Triagem fitoquímica
Nos ensaios de triagem fitoquímica, foram empregados testes usuais para a
detecção de 9 classes de metabólitos secundários nos 4 extratos de P. brasiliensis. Os
resultados são mostrados na Tabela 4 (pág. 44).
De acordo com os resultados das reações desenvolvidas nos testes se pode
sugerir a presença de cumarinas, flavonóides e triterpenos/esteróides no EHE. No EAE
pode-se observar a provável presença de triterpenos/esteróides. No EET foram
detectados antocianinas, cumarinas, taninos condensados e triterpenos/esteróides. No
42
Tabela 3. Terpenóides do óleo essencial de folhas frescas de P. brasiliensis.
Componente
1. α-tujeno
2. α-pineno
3. N.I.
4. N.I.
5. sabineno
6. β-pineno
7. β-mirceno
8. α-felandreno
9. α-terpineno
10. p-cimeno
11. limoneno
12. N.I.
13. Z-β-ocimeno
14. E-β-ocimeno
15. γ-terpineno
16. α-terpinoleno
17. N.I.
18. α-terpineol
19. δ-elemeno
20. α-copaeno
21. E-cariofileno
22. N.I.
23. α-humuleno
24. germacreno D
25. biciclogermacreno
26. α-muuroleno
27. δ-cadineno
28. germacreno B
29. espatulenol
30. óxido de cariofileno
Total
Compostos identificados
Monoterpenos
Sesquiterpenos
IS
97
99
97
96
99
98
89
95
96
91
96
95
91
94
91
96
96
90
95
95
90
94
93
91
89
TR
IRR
IRR
(min) calculado teórico
5,181
924
931
5,396
932
939
5,573
939
948
5,822
6,423
971
976
6,590
977
980
6,867
987
991
1007
1005
7,449
7,779
1016
1018
8,044
1023
1026
8,198
1028
1031
1030
8,265
8,391
1033
1040
8,772
1044
1050
9,212
1056
1062
10,224
1084
1088
11,310
1112
1179
1189
14,111
20,663
1332
1339
22,361
1372
1376
24,189
1415
1418
1426
24,623
25,647
1450
1454
26,715
1476
1480
27,295
1490
1494
1494
1499
27,458
28,246
1514
1524
29,779
1552
1556
30,520
1571
1576
30,690
1576
1581
Quantidade
relativa (%)
17,21
32,61
0,18
0,22
4,44
7,55
3,22
8,86
0,08
0,52
3,41
0,05
0,10
4,15
0,33
0,16
0,17
0,31
0,13
1,28
6,87
0,23
0,15
3,40
1,54
0,19
0,85
1,12
0,46
0,21
100,00
99,15
82,95
16,20
IS: Índice de Similaridade do espectro de massas obtido experimentalmente com o espectro da
espectroteca Wiley 7; TR: Tempo de Retenção; IRR: Índice de Retenção Relativo; N.I.: Não
Identificado.
EAQ pode-se sugerir a presença de antocianinas, cumarinas, antracenosídeos,
flavonóides, saponinas e taninos condensados.
Não se observou a presença de alcalóides e taninos hidrolisáveis em nenhum
extrato.
43
Tabela 4. Classes de metabólitos secundários detectadas nos extratos brutos de folhas
de P. brasiliensis.
Classe
EHE
EAE
EET
EAQ
Negativo
Negativo
Negativo
Negativo
*
*
Positivo
Positivo
Cumarinas
Positivo
Negativo
Positivo
Positivo
Antracenosídeos
Negativo
Negativo
Negativo
Positivo
Flavonóides
Positivo
Negativo
Negativo
Positivo
Saponinas
*
*
*
Positivo
Taninos condensados
*
*
Positivo
Positivo
Taninos hidrolisáveis
*
*
Negativo
Negativo
Triterpenos/esteróides
Positivo
Positivo
Positivo
Negativo
Alcalóides
Antocianinas
* Teste não realizado devido as características dos metabólitos secundários serem incompatíveis
com as polaridades dos extratos.
Segundo Alvarenga et al. (2001), os alcalóides não são encontrados comumente
na família Asteraceae. Por outro lado, flavonóides, cumarinas e terpenóides são
observados na família, sendo que muitos são marcadores químicos (BOHLMANN &
JAKUPOVIC, 1990; ZDERO & BOHLMANN, 1990; ALVARENGA et al., 2001).
5.1.3. Fracionamento de extratos brutos e identificação de compostos
A Figura 40 (pág. 45) mostra um resumo da preparação, partição e
fracionamento dos extratos brutos de P. brasiliensis.
5.1.3.1. Extrato hexânico
O fracionamento de 5,0323 g do extrato hexânico em coluna de sílica gel 60
rendeu 107 frações de 25 mL cada. Estas frações foram submetidas a CCD e foram
reunidas em 53 frações conforme a semelhança do perfil cromatográfico. A seguir, 19
frações foram lavadas com hexano, e o material insolúvel das frações EHE1, EHE4 e
EHE5 foi analisado por CG-EM, RMN 1H e RMN 13C.
A Figura 41 (pág. 45) resume a obtenção e análise de frações obtidas a partir do
EHE de folhas de P. brasiliensis.
44
184 g
Folhas de
P. brasiliensis
6,1425 g
Extrato
Hexânico
5,9045 g
Extrato em
Ac. de etila
3,1887 g
Extrato
Etanólico
5,0323 g CCC
Sílica gel 60
4,9888 g
Partição
2,1808 g
Partição
1,8307 g
Fase hexânica
0,9220 g
Fase
clorofórmica
1,4098 g
Fase
hidroalcoólica
0,3559 g
Fase hexânica
0,4623 g
Fase
clorofórmica
13,6782 g
Extrato
Aquoso
1,5583 g CCC
Sephadex
LH 20
1,6248 g
Fase
hidroalcoólica
CCC Sílica
gel 60
CCC Sílica
gel 60
1,5064 g CCC
Sephadex
LH 20
Figura 40. Obtenção,, partição e fracionamento de extratos brutos de P. brasiliensis
Ácido
caurenóico
α-amirina
Acetato de
α-amirina
6,1425 g
Extrato
hexânico
5,0323 g
CCC Sílica
gel 60
(eluída com
hexano,
acetato de
etila e
etanol)
107 Frações
(25 mL
cada)
CCD Reunião de
frações
semelhantes
em 53
frações
β-amirina
HE1, HE4 e
HE5 CG-EM,
EM,
RMN 1H e
RMN 13C
Acetato de
β-amirina
Lupeol
Acetato de
lupeol
Pseudo
taraxasterol
Taraxasterol
Figura 41. Fracionamento e identificação de constituintes químicos do EHE
45
5.1.3.1.1. Análise da fração EHE1
A Figura 42 representa o cromatograma obtido por CG da fração EHE1 do
extrato hexânico. A tabela 5 apresenta a identificação dos terpenos através de seus TRR
quando comparados aos TRR de seus respectivos padrões.
Tabela 5. Terpenos identificados em EHE1 por CG
ácido caurenóico
acetato de β-amirina
acetato de α-amirina
acetato de lupeol
Área (%)
TR (min)
TRR cal
TRR ref
77,09
10,986
0,7891
-
3,34
31,991
2,2977
2,305
2,19
34,440
2,4736
2,471
4,86
34,838
2,5022
2,505
TR padrão interno = 13,923 min; Área: área relativa do pico no cromatograma;
TR: Tempo de Retenção; TRR: Tempo de Retenção Relativo.
Figura 42. Cromatograma de EHE1 obtido por CG em coluna DB17-MS. (AC = Ácido
caurenóico, PI = Padrão interno: α-Colestano, ABA = Acetato de β-amirina, AAA =
Acetato de α-amirina, AL = Acetato de lupeol)
Na fração EHE1 podemos observar a ocorrência do ácido caurenóico como
componente majoritário, e dos triterpenos acetato de β-amirina, acetato de α-amirina e
46
acetato de lupeol, presentes em menores concentrações de acordo com a área relativa
dos picos do cromatograma.
Os espectros de massas dos terpenos de EHE1 são apresentados nas Figuras 43 a
46 (pág. 47 e 48).
O diterpeno ácido caurenóico, com fórmula molecular C20H30O2, e íon molecular
de 302 m/z, possui pico base 91 m/z, indicando a provável formação do íon tropílio.
Outros picos característicos de espectro de massas obtido por impacto eletrônico são
287 m/z, 259 m/z, 243 m/z, 148 m/z, 121 m/z, 109 m/z, 105 m/z (KALINOVSKII et al.,
1971; VILEGAS et al., 1997; GREGÓRIO, 2008).
Por se tratarem de isômeros de posição, com fórmula molecular C32H52O2, e pelo
molecular de 468, o acetato de β-amirina e o acetato de α-amirina possuem espectros de
massas muito semelhantes. O que basicamente difere os espectros das duas moléculas
são as intensidades de certos picos. O pico base do acetato de β-amirina e do acetato de
α-amirina é 218 m/z, representando íon característico de triterpenos das séries oleaneno
e urseno, com insaturação no C-12. O íon representado pelo pico base é proveniente de
um rearranjo do tipo retro-Diels-Alder. Esse tipo de rearranjo pode levar a formação de
fragmentos contendo anéis A-B e parte do C e anéis E-D e parte do anel C
(OGUNKOYA, 1981; BURNOUF-RADOSEVICH et al., 1985; SILVA et al., 1998).
O acetato de lupeol, com fórmula molecular C32H52O2, e íon molecular de 468
m/z, possui pico base 189 m/z, característico de triterpenos da série lupano. O íon
molecular 468 m/z difere o acetato de lupeol do lupeol, que apresenta íon molecular 426
m/z (BUDZIKIEWICZ et al., 1963; SILVA et al., 1998).
H
H
O
OH
Figura 43. Espectro de massas do ácido caurenóico
47
E
H
C
D
O
A
B
H
O
H
Figura 44. Espectro de massas do acetato de β-amirina
H
O
H
O
H
Figura 45. Espectro de massas de acetato de α-amirina
H
H
O
H
O
H
Figura 46. Espectro de massas de acetato de lupeol
Através dos dados de TRR dos componentes da mistura de EHE1, bem como
pela análise de seus respectivos espectros de massas, podemos sugerir a presença dos
triterpenos acetato de β-amirina, acetato de α-amirina e acetato de lupeol nas folhas de
P. brasiliensis.
48
O diterpeno ácido caurenóico foi identificado na mistura através de seu espectro
de massas e por meio das análises de espectros de RMN da fração EHE1 (Fig. 47 a 49,
pág. 49 a 51).
O espectro de RMN 1H de EHE1 (Fig. 47) apresentou um singleto largo
em δH 2,64 (1H) indicativo de hidrogênio alílico, ligado ao carbono C-13, característico
de diterpenos de esqueleto do tipo caureno. Este tipo estrutural foi confirmado por
sinais característicos de hidrogênios, como indicado na Tabela 6: H-18 (δH 1,24; s; 3H),
H-20 (δH 0,95; s; 3H), H-17 (δH 4,80; s; 1H) e H-17 (δH 4,74; s; 1H) (BATISTA et al.,
2005; NETO et al., 2008).
Tabela 6. Atribuição dos sinais de hidrogênios de EHE1 (200 MHz, CDCl3)
Hidrogênio
Presente trabalho
Batista et al., 2005
13
2,64 (1H, s)
2.64 (1H, m)
17a
4,74 (1H, s)
4.73 (1H, s)
17b
4,80 (1H, s)
4.79 (1H, s)
18
1,24 (3H, s)
1.24 (3H, s)
20
0,95 (3H, s)
0.95 (3H, s)
s: singleto; m: multipleto
H18
12
13
11
20
1
2
9
17
8
14
10
H
3
H
O
H17a
5
4
18
H17b
H20
16
19
7
15
6
OH
H13
Figura 47. Espectro de RMN de 1H da fração EHE1 (CDCl3; 200 MHz)
49
No espectro de RMN 13C de EHE1 (Fig. 48) o sinal em δC 183,6 foi relacionado
ao grupo carboxila (C-19) e os sinais em δC 155,3 e 102,4 foram atribuídos aos C-16 e
C-17, respectivamente, o que permitiu confirmar a presença da ligação dupla exocíclica
do esqueleto caureno. O sinal em δC 56,4 (C-5) pode indicar uma localização trans-axial
entre o grupo carboxila e o H-5 (VELANDIA et al., 1998; BATISTA et al., 2005;
NETO et al., 2008).
12
13
11
20
1
2
9
17
8
14
16
10
H
3
5
4
H
18
O
19
7
15
6
OH
C19
C16
C17
C5
Figura 48. Espectro de RMN de 13C da fração EHE1 (CDCl3; 50 MHz)
O padrão de hidrogenação dos carbonos determinados pelo subespectro DEPT135 (Fig. 49), indica que em EHE1 há um composto que apresenta 2 carbonos metílicos
(C-18 e C-20), 10 carbonos metilênicos, 3 metínicos (C-5, C-9, C-13), e 5 carbonos
não-hidrogenados, totalizando 20 carbonos. A Tabela 7 (pág. 51) apresenta a atribuição
dos sinais do espectro de RMN 13C (BATISTA et al., 2005).
Os dados obtidos por RMN mostraram-se de acordo com os dados registrados na
literatura para o ácido caurenóico. Como o ácido caurenóico é o componente majoritário
na fração EHE1, os sinais dos triterpenos não são evidenciados nos espectros de RMN.
50
Tabela 7. Atribuição dos sinais de carbono de EHE1 (50 MHz, CDCl3)
Carbono
Presente trabalho
Batista et al., 2005
1
40,79
40,7
2
19,18
19,1
3
37,89
37,7
4
43,23
43,2
5
57,14
57,1
6
21,92
21,8
7
41,37
41,3
8
43,61
44,2
9
55,19
55,1
10
40,08
39,7
11
18,52
18,4
12
33,20
33,1
13
43,94
43,8
14
39,79
39,7
15
49,05
48,9
16
155,3
155,9
17
103,08
103,0
18
29,06
29,0
19
183,6
184,8
20
15,69
15,6
5.1.3.1.2. Análise da fração EHE4
A Figura 50 (pág. 52) representa o cromatograma obtido por CG da fração
EHE4 do extrato hexânico. A Tabela 8 (pág. 53) apresenta a identificação dos terpenos
através de seus TRR quando comparados aos TRR de seus respectivos padrões.
51
12
13
11
20
1
2
9
17
8
14
16
10
H
3
5
4
H
18
O
19
7
15
6
C18
OH
C20
C13
C9
C5
C7
C17
C12
C6
C15
C2
C11
C1 C14 C3
Figura 49. Subespectro DEPT-135 de EHE1 (CDCl3; 50 MHz)
Figura 50. Cromatograma de EHE4 obtido por CG em coluna DB17-MS. (PI = Padrão
interno: α-Colestano, BA = β-amirina, AA = α-amirina, L = Lupeol)
52
Tabela 8. Terpenos identificados em EHE4 por CG
β-amirina
α-amirina
lupeol
Área (%)
TR (min)
TRR cal
TRR ref
8,20
30,370
2,1818
2,184
8,03
32,999
2,3706
2,370
29,73
33,253
2,3889
2,390
TR padrão interno = 13,920 min; Área: área relativa do pico no
cromatograma; TR: Tempo de Retenção; TRR: Tempo de Retenção Relativo.
Na fração EHE4 podemos observar a ocorrência de triterpenos, sendo o
majoritário, o lupeol. A β-amirina e a α-amirina estão presentes em menores
concentrações de acordo com a área relativa dos picos do cromatograma.
Os espectros de massas dos componentes de EH4 são apresentados nas figuras
51 a 53 (pág. 53 e 54).
Por se tratarem de isômeros de posição, com fórmula molecular C30H50O, e íon
molecular de 426 m/z, β-amirina e α-amirina possuem espectros de massas muito
semelhantes. O que difere os espectros das duas moléculas são as intensidades de alguns
picos. O pico base de β-amirina e de α-amirina é 218 m/z, característico de triterpenos
das séries oleaneno e urseno, respectivamente. O íon representado pelo pico base é
proveniente de um rearranjo retro-Diels-Alder. Esse tipo de rearranjo pode levar a
formação de fragmentos contendo anéis A-B e parte do C e anéis E-D e parte do anel C
(OGUNKOYA, 1981; BURNOUF-RADOSEVICH et al., 1985; SILVA et al., 1998).
O lupeol, com fórmula molecular C30H50O, e íon molecular de 426 m/z, possui
pico base de 95 m/z. na fragmentação do lupeol ocorreu a formação do íon representado
pelo pico 189 m/z, característico de triterpeno com esqueleto lupano (OGUNKOYA,
1981).
H
H
HO
H
Figura 51. Espectro de massas de β-amirina
53
H
H
HO
H
Figura 52. Espectro de massas de α-amirina
H
H
H
HO
H
Figura 53. Espectro de massas de lupeol
5.1.3.1.3. Análise da fração EHE5
A Figura 54 (pág. 55) representa o cromatograma obtido por CG da fração
EHE5 do extrato hexânico. A tabela 9 (pág. 55) apresenta a identificação dos terpenos
através de seus TRR quando comparados aos TRR de seus respectivos padrões.
Na fração EHE5 podemos observar a ocorrência do ácido caurenóico e de
triterpenos, sendo os majoritários o lupeol e a β-amirina. O pseudotaraxasterol e o
taraxasterol estão presentes em baixas concentrações de acordo com a área relativa dos
picos do cromatograma.
Os espectros de massas do pseudotaraxasterol e do taraxasterol, presentes na
mistura EHE5, são apresentados nas Figuras 55 e 56 (pág. 56). Os espectros de massas
do ácido caurenóico, β-amirina e lupeol foram obtidos e apresentaram padrão de
fragmentação característico, como já discutido anteriormente; por isso não são
reapresentados.
54
Figura 54. Cromatograma da fração EHE5 obtido por CG em coluna DB5-MS. (AC =
Ácido caurenóico, PI = Padrão interno: α-Colestano, BA = β-amirina, L = Lupeol, PT =
Pseudotaraxasterol, T = Taraxasterol)
Tabela 9. Terpenos identificados em EHE5 por CG
ácido caurenóico
β-amirina
lupeol
pseudotaraxasterol
taraxasterol
Área (%)
TR (min)
TRR cal
TRR ref
3,18
17,425
0,7914
-
16,31
29,434
1,3368
1,334
47,48
30,504
1,3854
1,383
0,50
32,664
1,4835
1,480
0,83
32,977
1,4977
1,494
TR padrão interno = 22,018 min; Área: área relativa do pico no cromatograma;
TR: Tempo de Retenção; TRR: Tempo de Retenção Relativo.
Confrontando os dados dos espectros com os dados de TRR, sugerimos que na
mistura analisada ocorre a presença do pseudotaraxasterol (urs-20-eno) e do taraxasterol
(urs-20(30)-eno), que são isômeros de posição, com fórmula molecular C30H48O, peso
molecular de 424, e pico base de 189 m/z. São triterpenos pentacíclicos que
apresentaram padrão de fragmentação semelhante a outros terpenos de esqueleto urseno,
derivados de taraxasterol (JEONG & LACHANCE, 2001).
55
H
H
H
HO
H
Figura 55. Espectro de massas de pseudotaraxasterol
H
H
H
HO
H
Figura 56. Espectro de massas de taraxasterol
5.1.3.2. Extrato em acetato de etila
A partição de 4,9888 g do extrato em acetato de etila resultou em 3 fases de
polaridades diferentes: hexânica, clorofórmica e hidroalcoólica.
As fases hexânica e clorofórmica foram concentradas em evaporador rotativo,
rendendo respectivamente 1,8307 g e 0,9220 g.
O fracionamento de 0,9220 g da fase clorofórmica em coluna de sílica gel 60
rendeu 234 frações de 20 mL cada. Estas frações foram submetidas a CCD e foram
reunidas em 80 frações conforme a semelhança do perfil químico. Em seguida, a fração
EAE1 foi limpa com hexano e analisada por CG-EM, RMN1H e RMN13C.
A fase hidroalcoólica foi concentrada em evaporador rotatório, congelada e
liofilizada obtendo-se 2,5398 g. Esta foi submetida a CCD e posteriormente a análise
por IV, RMN1H e RMN13C.
A Figura 57 (pág. 57) consta a obtenção, fracionamento e análise do extrato em
acetato de etila de folhas de P. brasiliensis.
56
5,9045 g
Extrato em
acetato de
etila
4,9888 g
Partição
1,8307 g
Fase hexânica
0,9220 g
Fase
clorofórmica
CCC Sílica
gel 60 (Eluída
com hexano,
acetato de
etila e etanol)
Fase
hidroalcoólica
Liofilização
2,5398 g
CCD
234 Frações
(20 mL)
RMN e IV
CCD Reunião de
frações
semelhantes
em 80 frações
Resultado
Inconclusivo
EAE1
CG-EM
EM
Ácido
caurenóico
β-amirina
amirina
EAE1
RMN
Lupeol
Ácido
caurenóico
Provavelmente
a lactona
sesquiterpênica
Crisanina
Figura 57. Fracionamento e identificação de constituintes químicos do EAE
5.1.3.2.1. Análise da fração EAE1
A Figura 58 representa o cromatograma obtido por CG da fração EAE1 do
extrato em acetato de etila.
57
CR
Figura 58. Cromatograma da fração EAE1 obtido por CG em coluna DB5-MS. (AC =
Ácido caurenóico, PI = Padrão interno: α-Colestano, CR = Crisanina, BA = β-amirina,
L = Lupeol)
A Tabela 10 apresenta a identificação dos terpenos através de seus TRR quando
comparados aos TRR de seus respectivos padrões.
Tabela 10. Terpenos identificados em AE1 por CG
ácido caurenóico
β-amirina
lupeol
Área (%)
TR (min)
TRR cal
TRR ref
25,01
17,524
0,7970
-
0,25
29,295
1,3324
1,334
0,96
30,344
1,3801
1,383
TR padrão interno = 21,987 min; Área: área relativa do pico no cromatograma;
TR: Tempo de Retenção; TRR: Tempo de Retenção Relativo.
Na fração AE1 podemos observar a ocorrência do diterpeno ácido caurenóico
como componente majoritário, e dos triterpenos β-amirina e lupeol, presentes em
menores concentrações de acordo com a área relativa dos picos do cromatograma.
Foram obtidos os espectros de massas desses terpenos, que são compatíveis com os
espectros de massas do ácido caurenóico, da β-amirina, e do lupeol presentes em outras
amostras de P. brasiliensis e analisadas por CG-EM.
A Figura 59 apresenta o espectro de massas de um quarto componente presente
na mistura EAE1 que foi eluída no TR 24,687 min. A comparação desse espectro com
58
os espectros da espectroteca indicou um IS de 71, tratando-se possivelmente da lactona
sesquiterpênica crisanina, cuja fórmula molecular é C20H26O5, e o peso molecular é 346.
No espectro de massas pode-se observar o pico base 83 m/z que pode corresponder ao
íon angelato ([C4H7CO]+). Outro pico intenso em 55 m/z, pode ser do fragmento [83 –
CO]+. O angelato está presente na molécula de lactonas sesquiterpênicas, como o
eudesmanolídeo crisanina (BOHLMANN et al., 1983).
OH
O
O
O
CH3
CO
C
H 3C
C
H
Figura 59. Espectro de massas da crisanina
O espectro de RMN 1H de EAE1 (Fig. 60, pág. 60) apresentou sinais em δH 6,09,
1,89, e 1,77 correspondentes respectivamente aos H-3’ vinílicos, e aos H das posições
C-5’ e C-4” (metilas vinílicas) do grupo angeloil (GRAEL, 2003; HAJDÚ et al., 2010).
Esse espectro também apresentou um singleto largo em δH 2,79 (1H) indicativo
de hidrogênio alílico, ligado ao carbono C-13, característico de diterpenos de esqueleto
do tipo caureno. Este tipo estrutural foi confirmado pelos sinais característicos dos
hidrogênios: H-18 (δH 1,21; s; 3H), H-20 (δH 0,95; s; 3H), H-17 (δH 4,79; s; 1H) e H-17
(δH 4,73; s; 1H) sugerindo a presença do ácido caurenóico na mistura (NETO et al.,
2008).
No espectro de RMN 13C de EAE1 (Fig. 61, pág. 61) podemos observar nesse
espectro, a presença dos sinais em δC 168,07, 137,10 e 128,95. Sendo que o primeiro foi
relacionado a carboxila do grupo angeloil; o segundo ao carbono quaternário 11 da
ligação dupla exocíclica; e o terceiro ao carbono quaternário do grupo angeloil. Os
sinais em δC 15,78 e 20,30 são relativos aos carbonos de metilas vinílicas do grupo
angeloil. Esses dados sugerem a presença de lactona sesquiterpênica com grupo angeloil
(GRAEL, 2003; HAJDÚ et al., 2010).
O sinal em δC 183,95 foi relacionado ao grupo carboxila e os sinais
em δC 155,51 e 109,97 permitiram confirmar a presença da ligação dupla exocíclica do
59
OH
14
12
13
11
20
1
2
17
9
8
14
16
10
H
3
5
4
H
18
O
19
OH
7
1
2
3
9
10
5
4
6
O
13
8
7
O
11
15
6
Ácido caurenóico
15
12
O
OC
5'
1'
2'
Crisanina
C
H3C
3'
CH3
C
H
4'
Figura 60. Espectro de RMN de 1H da fração EAE1 (CDCl3; 200 MHz)
esqueleto caureno. Os dados obtidos por RMN mostraram-se de acordo com os dados
registrados na literatura para o ácido caurenóico (NETO et al., 2008).
Tentativas de purificação e outras análises merecem ser realizadas para
confirmar a presença ou não de lactona sesquiterpênica, bem como identificar a
estrutura.
5.1.3.2.2. Análise da fração EAE2
O espectro de IV da fração EAE2 (Fig. 62, pág. 61) apresenta uma banda larga
em 3118 cm-1 característica de νO-H, absorção em 3024 cm-1 referente a ν=C-H de
aromáticos, absorção em 2804 cm-1 característico de νC-H, absorção 1746 cm-1
referente a νC=O, uma banda intensa em 1402 cm-1 referente a νC=C, e absorção em
666 cm-1 característico de γC-H de aromáticos (BARBOSA, 2007).
Experimentos de RMN 1H e RMN 13C foram realizados, no entanto os espectros
não apresentaram sinais. Novas análises poderão ser feitas para se obter alguma
conclusão sobre a composição da amostra.
60
OH
14
12
13
1
2
1
11
20
17
9
8
14
2
5
3
16
9
10
4
6
O
13
8
7
O
11
10
H
3
5
4
H
18
O
19
OH
7
15
12
O
15
6
OC
2'
Crisanina
Ácido caurenóico
5'
1'
C
H3C
3'
CH3
C
H
4'
Figura 61. Espectro de RMN de 13C da fração EAE1 (CHCl3; 50 MHz)
70
65
666
60
55
50
35
2000
40
2344
2370
1746
%Transmittance
45
30
25
20
2804
15
10
5
4000
3500
3000
1402
3024
3118
0
2500
2000
Wavenumber (cm-1)
1500
1000
500
Figura 62. Espectro de IV da fração EAE2
61
5.1.3.3. Extrato etanólico
A partição de 2,1808 g do extrato etanólico resultou em 3 fases de polaridades
diferentes: hexânica, clorofórmica e hidroalcoólica.
As fases hexânica e clorofórmica foram concentradas em evaporador rotatório,
rendendo respectivamente 0,3559 g e 0,4623 g.
O fracionamento de 0,4623 g da fase clorofórmica em coluna de sílica gel 60
rendeu 215 frações de 10 mL cada. Estas frações foram submetidas a CCD e foram
reunidas em 43 frações conforme a semelhança do perfil químico. Porém, por se
tratarem
de misturas
e apresentarem
massas
insuficientes
para posteriores
fracionamentos, essas frações não foram pesquisadas quanto a natureza de seus
constituintes.
A fase hidroalcoólica foi concentrada em evaporador rotatório, congelada e
liofilizada. O fracionamento de 1,5064 g da fase hidroalcoólica liofilizada em coluna de
Sephadex LH 20 rendeu 42 frações de 25 mL cada. Estas frações foram submetidas a
CCD e foram reunidas em 10 frações conforme a semelhança do perfil químico. Duas
frações foram submetidas posteriormente a análise por RMN 1H e RMN 13C, porém os
resultados foram inconclusivos porque os espectros não apresentaram sinais. Novas
análises poderão ser feitas a fim de se obter alguma conclusão sobre a composição da
amostra.
A Figura 63 (pág. 63) apresenta a obtenção e análise do EET de folhas de P.
brasiliensis.
5.1.3.4. Extrato aquoso
O fracionamento de 1,5583 g do extrato aquoso liofilizado em coluna de
Sephadex LH 20 rendeu 33 frações metanólicas de 25 mL cada. Estas frações foram
submetidas a CCD e foram reunidas em 12 frações com metanol conforme a
semelhança do perfil químico. Porém houve crescimento de fungos, e as amostras não
foram analisadas.
A Figura 64 (pág. 64) consta a obtenção e análise do EAQ de folhas de P.
brasiliensis.
62
3,1887 g
Extrato
etanólico
2,1808 g
Partição
0,3559 g Fase
hexânica
0,4623 g Fase
clorofórmica
Fase
hidroalcoólica
CCC Sílica
gel 60 (Eluída
com hexano,
acetato de
etila e etanol)
Liofilização
1,6248 g
215 Frações
(10 mL)
CCD Reunião de
frações
semelhantes
em 43 frações
Amostras não
analisadas
1,5064 g
Sephadex LH
20 (Isocrática:
metanol)
42 Frações (25
mL)
CCD Reunião de
frações
semelhantes
em 10 frações
RMN 1H e
RMN 13C
Resultado
inconclusivo
Figura 63. Fracionamento e identificação dos constituintes químicos do EET
63
13,6782 g
Extrato
Aquoso
1,5583 g CCC
Sephadex LH
20
CCD Reunião de
frações
semelhantes
em 12 frações
33 Frações
(25 mL)
Amostras
deterioradas
Figura 64. Fracionamento do EAQ
5.1.4. Terpenóides identificados na espécie P. brasiliensis
No estudo realizado foram identificados monoterpenos e sesquiterpenos no óleo
essencial das folhas de P. brasiliensis,
brasiliensis, sendo que os monoterpenos se apresentaram
qualitativamente e quantitativamente em número superior aos sesquiterpenos.
A partir de extratos orgânicos, foram identificados um diterpeno,
diterpeno, triterpenos do
tipo olean-12-eno, urs-12-eno,
eno, urs-20-eno,
urs
urs-20(30)-eno e lup-20(29)--eno e derivados
acetilados de alguns deles. Além disso, detectou-se
detectou se a possível presença de uma lactona
sesquiterpênica, porém outros estudos devem ser conduzidos para identificar sua
estrutura química.
A presença de lupeol, acetato de β-amirina,
amirina, espatulenol e cadineno já foi descrita
na espécie por Bohlmann e colaboradores (1984).
Esta é a primeira vez que se relata a presença de diterpeno na espécie.
Diterpenos são encontrados em espécies da tribo Eupatorieae, sendo destacados aqueles
com esqueleto caurano (ALVARENGA et al., 2005). O ácido caurenóico apresenta
atividade antiinflamatória, o que pode justificar o uso popular da planta
(CAVALCANTI et al.,, 2006).
Lactonas
ctonas sesquiterpênicas são características de Asteraceae e são encontradas
também em espécies da tribo Eupatorieae (BOHLMANN & JAKUPOVIC, 1990;
ZDERO
&
BOHLMANN,
1990;
ALVARENGA
et
al.,,
2001).
Lactonas
sesquiterpênicas do tipo helenalina são
s as responsáveis
is pela atividade antiinflamatória
antiinflamatóri
de Arnica montana L., espécie nativa da Europa utilizada na medicina tradicional para o
tratamento de contusões, inflamações, dores musculares e reumáticas (HALL et al.,
1979; LYSS et al.,, 1997; BLUMENTHAL, 1998).
1998) A presença dessas substâncias em P.
brasiliensis, poderia justificar também o seu uso popular.
Triterpenos com esqueletos oleano, ursano
ursano e lupeano são característicos da
família Asteraceae, e estão presentes em praticamente todas as tribos (HEGNAUER,
1977; ZDERO & BOHLMANN, 1990). É sabido que os dois primeiros
primeir tipos de
64
esqueletos possuem atividade antiinflamatória, o que também pode justificar o uso
popular da planta (LIU, 1995).
5.2. ENSAIOS BIOLÓGICOS
5.2.1. Atividade antiinflamatória
Na Figura 65 (pág. 66) estão representados os gráficos utilizados para a análise
do percentual de linfócitos positivos para as citocinas por citometria de fluxo. O gráfico
de distribuição pontual FSC (Tamanho das células) x SSC (Complexidade das células) é
utilizado para a seleção da população de linfócito. Em seguida são utilizados gráficos de
distribuição pontual FL1 x FL2 para avaliar a expressão de citocinas em linfócitos.
Sendo que E é a cultura estimulada, AE+E a cultura estimulada e acrescida de EAE,
ET+E a cultura estimulada e acrescida de EET e AQ+E a cultura estimulada e acrescida
de EAQ. Os dados aqui apresentados se referem a população de linfócitos estimulados a
expressarem a citocina é o IFN-γ.
As culturas AE, ET e AQ não mostraram diferença significativa (p>0,05) na
porcentagem de células positivas para as citocinas quando comparadas com a cultura C.
Verificou-se uma redução (p<0,05) na porcentagem de linfócitos positivos para a
citocina IFN-γ nas culturas ET+E, e AQ+E quando comparados com a cultura E,
indicando uma inibição da produção da citocina pelos extratos.
Não foi observada diferença (p>0,05) na porcentagem de células positivas para
TNF-α e IL-10 quando os leucócitos foram tratados com os diferentes extratos de P.
brasiliensis.
Os flavonóides presentes no EAQ e as cumarinas presentes no EET e no EAQ
possuem efeito antiinflamatório, e podem ser os responsáveis por essa atividade em P.
brasiliensis, justificando assim o seu uso popular (ROBBERS et al., 1997).
Mais estudos merecem ser realizados a fim de se comprovar o efeito
antiinflamatório da espécie para validar o seu uso popular.
65
E
ET+E
AE+E
AQ+E
Figura 65. População de linfócitos estimulados a expressarem a citocina IFN-γ
66
A Figura 66 mostra os resultados do ensaio para cada citocina separadamente.
% de linfócitos INF-γ +
50
40
30
*
20
*
10
ET
+E
A
Q
+E
E
A
E+
E
Q
A
ET
E
A
C
0
Cultura
% de linfócitos TNF-α +
80
60
40
20
ET
+E
A
Q
+E
A
E+
E
E
Q
A
ET
E
A
C
0
Cultura
% de linfócitos IL-10+
1.5
1.0
0.5
ET
+E
A
Q
+E
E
A
E+
E
A
Q
ET
E
A
C
0.0
Cultura
Figura 66. Potencial imunomodulador para as citocinas IFN-γ, TNF-α e IL-10 (*
Diferença estatística significativa em relação as outras amostras analisadas – p<0,05)
67
5.2.2. Atividade antioxidante
5.2.2.1. Fenólicos totais
No método colorimétrico de Folin-Ciocalteu, a curva analítica foi obtida
utilizando ácido tânico (AT) como padrão (Fig. 67). Considerando A = absorbância; C =
concentração de compostos fenólicos totais em equivalentes de AT em mg, a equação
da reta encontrada foi:
A = 1,89 x 10-4 C + 0,2719
R= 0,9915
Absorbância (765 nm)
0.38
0.36
0.34
0.32
0.30
0.28
100
200
300
400
500
Concentração de ácido tânico (ppm)
Figura 67. Curva de regressão linear do padrão AT nas concentrações 100, 200, 300,
400 e 500 ppm.
Substituindo a absorbância (A) de cada solução dos extratos na equação da reta,
obteve-se C, e em seguida, calculou-se a quantidade de fenóis totais em equivalentes de
AT na solução dos extratos, utilizando a equação:
mg AT (10 mL) = 10 x C / 1000
Por fim, para encontrar a quantidade em mg de fenóis totais em equivalentes de
AT por g de extrato, utilizou-se a equação seguinte:
mg AT / g extrato = 1000 x mg AT (10 mL) / 3
As quantidades em mg de fenólicos totais em equivalentes de AT por g dos
extratos de P. brasiliensis são apresentadas na Tabela 11 (pág. 69).
68
Tabela 11. Quantidade de fenólicos totais nos extratos de P. brasiliensis
Extrato
Absorbância média
Fenólicos totais
(nm)
(mg AT/g extrato ± DP)
EHE
0,011
-
EAE
0,125
-
EET
0,281
160,49 ± 26,94
EAQ
0,317
795,41 ± 17,63
n=3
Analisando os extratos de diferentes polaridades, não foram detectadas
concentrações significativas de compostos fenólicos no EH e no EAE. Já no EE e no
EA, foi observada a ocorrência de 160,49 ± 26,94 mg e 795,41 ± 17,63 mg de
compostos fenólicos por grama do extrato. O extrato mais polar foi o que apresentou
maior quantidade de fenóis totais.
Comparando-se os resultados com a triagem fitoquímica, verifica-se que foram
detectados compostos fenólicos em EET e EAQ, no entanto, os mesmos não foram
isolados e identificados a partir de seus fracionamentos. Para EAE os resultados
sugerem ausência desses compostos, ou os mesmos não estavam em concentrações
detectáveis para os testes aplicados. Apesar da triagem fitoquímica sugerir a presença de
cumarinas e flavonóides no EHE, não se detectou quantidades significativas de fenóis
totais através do método de Folin-Ciocalteu.
5.2.2.2. Atividade de retirada de radical usando o método DPPH
A Tabela 12 e Figura 68 (pág. 70) apresentam os resultados de ARR de extratos
de P. brasiliensis.
Analisando os resultados de concentração de extratos de P. brasiliensis a 200 e
300 ppm e comparando-os com o antioxidante utilizado com padrão, ácido gálico, a 200
e 300 ppm, verifica-se que os extratos tem uma pequena ARR.
Excetuando-se o EAQ na maior concentração, os extratos não possuem diferença
estatística (p>0,05) entre si na ARR. Há diferença estatística (p<0,05) entre os extratos
de P. brasiliensis nas concentrações avaliadas e as soluções de ácido gálico a 200 e 300
ppm.
69
Tabela 12. Atividade de retirada de radical de extratos de P. brasiliensis e do
antioxidante ácido gálico
Amostra
Média Abs ± DP
% ARR
EHE 200
1,028 ± 0,014
17,69
EHE 300
1,012 ± 0,008
18,98
EAE 200
1,002 ± 0,004
19,78
EAE 300
1,000 ± 0,010
19,96
EET 200
0,975 ± 0,019
21,94
EET 300
0,961 ± 0,004
23,06
EAQ 200
0,950 ± 0,010
23,96
EAQ 300
0,677 ± 0,006
45,80
AG 200
0,204 ± 0,004
83,67
AG 300
0,109 ± 0,003
91,27
n=3
100
% ARR
80
*
*
60
40
20
EH
E
EH 200
E
EA 300
E
EA 200
E
EE 300
T
EE 200
T
EA 30
Q 0
EA 20
Q 0
3
A 00
G
2
A 00
G
30
0
0
Figura 68. Porcentagem de ARR dos extratos de P. brasiliensis e do padrão ácido
gálico (* Diferença estatística significativa em relação as outras amostras analisadas –
p<0,05)
Conforme os resultados, o EAQ na concentração de 300 ppm foi o extrato que
apresentou o melhor resultado de atividade antioxidante por captura de radical, porém
esse resultado não é significativo quando comparado com o padrão ácido gálico.
70
5.2.2.3. Poder redutor
A Tabela 13 e Figura 69 mostram os resultados de poder redutor de extratos de
P. brasiliensis sobre o íon metálico Fe3+.
Tabela 13. Poder redutor dos extratos de P. brasiliensis sobre o íon metálico Fe3+
Amostra
Média Abs ±
Média Abs ±
Média Abs ±
Média Abs ±
DP (50 ppm)
DP (100 ppm)
DP (200 ppm)
DP (300 ppm)
EHE
0,202 ± 0,001
0,222 ± 0,003
0,283 ± 0,006
0,308 ± 0,010
EAE
0,224 ± 0,001
0,239 ± 0,001
0,259 ± 0,005
0,301 ± 0,001
EET
0,209 ± 0,002
0,241 ± 0,010
0,251 ± 0,024
0,263 ± 0,008
EAQ
0,201 ± 0,001
0,226 ± 0,014
0,254 ± 0,005
0,370 ± 0,026
AG
0,821 ± 0,007
0,865 ± 0,029
0,882 ± 0,0011
0,919 ± 0,004
n=3
A partir dos resultados de poder de redução dos extratos de P. brasiliensis sobre
o íon metálico Fe3+, observa-se uma pequena atividade dos extratos, quando
comparados com o poder de redução do padrão ácido gálico.
Observou-se um maior poder de redução no EAQ na concentração de 300 ppm,
no entanto, baixo quando comparado ao padrão.
Verifica-se que o poder de redução é dependente da concentração, isto é, quanto
mais concentrado está o extrato, maior o seu poder redutor.
Absorbância (700 nm)
1.0
0.8
*
*
*
*
0.6
0.4
EHE
EAE
EET
EAQ
AG
0.2
30
0
20
0
10
0
50
0.0
Concentração (ppm)
Figura 69. Poder redutor dos extratos de P. brasiliensis (* Diferença estatística
significativa em relação as outras amostras analisadas – p<0,05)
71
O potencial antioxidante por redução de íon metálico dos EAQ e EET, mesmo
sendo baixo, pode ser associado com a presença de compostos fenólicos. O EAQ de P.
brasiliensis contém a concentração mais elevada de compostos fenólicos, e tem o maior
potencial antioxidante, apesar de não ser comparável à atividade antioxidante de
composto fenólico ácido gálico.
72
6. Conclusão
73
6. CONCLUSÃO
O óleo essencial de folhas frescas de P. brasiliensis obtido por hidrodestilação
com aparato de Clevenger, permitiu um rendimento de 0,002%. Através das técnicas de
cromatografia gasosa, espectrometria de massas e índice de retenção relativo foram
identificados e quantificados 25 terpenos, dentre eles, 82,95% de monoterpenos e
16,20% de sesquiterpenos, totalizando 99,15% de óleo identificado.
Pela triagem fitoquímica nos extratos da espécie, destaca-se a presença de
cumarinas, flavonóides, taninos condensáveis, antocianinas, antraquinonas, saponinas,
compostos redutores e triterpenos/esteróides. Apesar desse resultado, os processos de
fracionamento dos extratos levaram a identificação apenas da presença de terpenóides
nas folhas de P. brasiliensis: o diterpeno ácido caurenóico; os triterpenos β-amirina,
acetato de β-amirina, α-amirina, acetato de α-amirina, lupeol, acetato de lupeol,
pseudotaraxasterol, taraxasterol; e possivelmente a lactona sesquiterpênica crisanina. As
cumarinas, flavonóides, o diterpeno ácido caurenóico, os triterpenos de esqueleto oleano
e ursano, e as lactonas sesquiterpênicas possuem atividade antiinflamatória
comprovada, o que pode justificar o uso popular da planta.
Os extratos etanólico e aquoso de P. brasiliensis têm potencial antiinflamatório,
uma vez que modularam a produção da citocina tipo 1, IFN-γ, envolvida diretamente na
inicialização e amplificação da resposta inflamatória, explicando assim o seu uso
popular.
Os extratos etanólico e aquoso são os únicos a possuírem concentração
significativa de compostos fenólicos quando comparados aos outros extratos menos
polares. Sendo o extrato aquoso, o que apresenta maior quantidade de compostos
fenólicos, maior atividade de retirada de radical, e maior poder de redução do íon
metálico Fe3+, sendo assim, apresentou maior potencial antioxidante, apesar de não ser
tão significativo quando comparado com o padrão ácido gálico.
Sendo a espécie P. brasiliensis utilizada na medicina popular e, havendo poucos
estudos fitoquímicos e nenhum biológico sobre a mesma, os dados obtidos nesse
trabalho são uma contribuição ao conhecimento da composição química da planta, bem
como algumas atividades biológicas. Mais estudos deverão ser conduzidos a fim de
validar a utilização medicinal desta espécie e determinar o(s) marcador(es) químico(s).
74
7. Referências
Bibliográficas
75
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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