# 14
informativo sbm • ano 4 / 2011
A revista do
Microbiologista.
ISSN 1982-1301
www.sbmicrobiologia.org.br
26º congresso BrAsileiro De MicroBiologiA
DAtA: 02/10/2011 À 06/10/2011.
locAl: rAfAin pAlAce Hotel e convention center
foz Do iguAçu, pr – BrAsil.
1º Prêmio Jovem
Microbiologista 2011
A Sociedade Brasileira de Microbiologia (SBM) e a OXOID e Remel convidam os
microbiologistas, com título de doutor obtido nos últimos três anos anteriores à data de
início do 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia (02/10/2011), a participarem do Prêmio Jovem Microbiologista 2011, uma oportunidade ímpar de se destacar e deixar sua
marca no meio científico. Visando a maior integração entre os países latino-americanos,
a SBM abre as inscrições para jovens microbiologistas dos países membros da ALAM
(Associação Latino Americana de Microbiologia). Ao primeiro colocado será concedido
um prêmio em dinheiro em valor a ser definido. O prêmio será entregue durante a sessão de encerramento do 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia. Os demais classificados receberão um certificado de participação.
pAtrocinADor oficiAl
1 - inscrições
da revista Brazilian Journal of Microbiology . Os trabalhos que não estiverem de acor-
A inscrição ao Prêmio Jovem Microbiologista 2011 é isenta de taxa e pode ser realizada
do com essas especificações serão automaticamente desconsiderados sem qualquer
até 01/07/2011. Poderão inscrever-se recém-doutores que tenham defendido a tese nos
comunicado ao participante.
últimos três anos anteriores à data de início do 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia. O candidato deverá estar inscrito no 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia e
3 - ApresentAção e seleção
deverá submeter apenas um trabalho. O comprovante de inscrição no 26º CBM deverá
A Comissão Científica, designada pela Diretoria da SBM, selecionará cinco trabalhos.
ser enviado para a Secretaria da SBM ao endereço Av. Prof. Lineu Prestes, 2415, Bu-
Os trabalhos selecionados deverão ficar expostos, na forma de painéis, durante o 26º
tantã. CEP 05508-000, São Paulo, SP, juntamente com o trabalho, Currículo Lattes e
Congresso Brasileiro de Microbiologia, em local a ser designado pela Comissão Organi-
documento da comissão de pós-graduação da instituição, declarando a data da defesa
zadora. Os autores serão convidados para apresentação pública desses trabalhos, em
da tese e o título recebido. A documentação submetida não será devolvida.
sessão do 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia. O tempo de apresentação oral
será de 20 minutos, perante Comissão Julgadora, composta por três membros, indicada
2 - trABAlHo
pela Diretoria da SBM. Não serão aceitos recursos quanto ao mérito das decisões das
O trabalho, de responsabilidade do recém-doutor, deverá ser encaminhado na forma
comissões de seleção e julgadora.
de paper, tendo como modelo o periódico Brazilian Journal of Microbiology, em três
vias, acompanhado do respectivo arquivo gravado em CD-Rom. O texto deverá ser
4 - prescrição Do Direito Ao prÊMio
redigido em inglês e ter, no máximo, 10 páginas (incluindo tabelas e figuras) for-
Caso o prêmio não seja solicitado no prazo de 1 ano contado a partir da data da pre-
matadas em fonte Arial, tamanho 12, espaçamento de 1,5 entrelinhas, formato A4,
miação que acontecerá durante o 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia o mesmo
margens 2 cm (esquerda, direita, superior e inferior) em editor de texto Microsoft
perderá o direito de recebê-lo. A comissão avaliadora terá poderes para decidir as situ-
Word. As citações bibliográficas deverão ser apresentadas de acordo com as normas
ações em que nenhum trabalho merece receber o prêmio.
26º Congresso Brasileiro de Microbiologia
2 a 6 de Outubro de 2011
Rafain Palace Hotel e Convention Center
Foz do Iguaçu - Paraná
EDITAL DO CONCURSO PARA
OBTENÇÃO DO TÍTULO
DE ESPECIALISTA EM
MICROBIOLOGIA TEMICRO 2011.
1. Apresentação
O Presidente da Sociedade Brasileira de Microbiologia,
Adalberto Pessoa Junior, e o Secretário Geral, Carla Taddei de
Castro Neves, no uso de suas atribuições legais, farão realizar
Concurso para Obtenção do Título de Especialista em Microbiologia-TEMICRO, no dia 03 de outubro de 2011, regulamentado
pelo presente Edital.
O Título de Especialista em Microbiologia terá validade por 5
(cinco) anos, devendo ser renovado de acordo com as normas
estabelecidas pela Comissão Nacional de Titulação SBM.
2. Das inscrições
2.1. A inscrição do candidato implicará o conhecimento e a
tácita aceitação das normas e condições estabelecidas neste
Edital, em relação às quais não poderá alegar desconhecimento.
2.2. As inscrições serão recebidas no período de 02 de fevereiro a 29 de julho de 2011, por via eletrônica www.sbmicrobiologia.org.br/26cbm.
2.3. O candidato deverá efetuar o pagamento da taxa de inscrição no valor de R$ 390,00 além da inscrição no 26º Congresso
Brasileiro de Microbiologia.
As Especialidades
É importante esclarecer que as especialidades regulamentadas são profissionais, isto é, são especialidades no campo
do exercício profissional do microbiologista. Foram regulamentadas algumas que se configuraram como mais definidas e
consensuais.
A Saber:
Microbiologia Ambiental
Microbiologia de Alimentos
Microbiologia Industrial
Microbiologia Clínica
Deve ser destacado que o título de especialista em microbiologia é uma referência sobre a qualificação do profissional, não
se constituindo condição obrigatória para o exercício da profissão.
Podem solicitar o título de Especialista os Biólogos, Biomédicos, Farmacêuticos, Médicos, Médicos Veterinários e outros
profissionais que tenham atuação em uma das áreas da Microbiologia, desde que preencham alguns dos pré-requisitos abaixo
relacionados:
I – Das Inscrições:
1. O candidato deverá ser associado da Sociedade Brasileira
de Microbiologia (SBM) tendo quitado o ano vigente;
2. O candidato deverá ter nível superior e cinco anos de experiência profissional comprovada na área após a graduação
OU carga horária mínima de 1.200 horas de estágio em microbiologia comprovadas depois de formado;
3. Estar inscrito no 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia
4. Pagar a taxa estabelecida pela SBM;
5. O candidato deverá ter uma carta de apresentação e três
indicações de associados da SBM;
6. O certificado terá validade por cinco anos.
II – Documentos necessários para Inscrição:
1. Preencher a ficha de inscrição do 26º Congresso Brasileiro
de Microbiologia;
2. Durante o processo de inscrição no 26º CBM efetuar a matrícula no CONCURSO PARA OBTENÇÃO DO TÍTULO DE
ESPECIALISTA EM MICROBIOLOGIA
Enviar para a SBM via correio curriculum vitae documentado, que deverá ser confeccionado de acordo com a “Plataforma
Lattes” , histórico escolar e carteira ou comprovante de trabalho
e uma fotografia recente 3x4;
Sociedade Brasileira de Microbiologia
ICB III - SBM - Dep. de Microbiologia
Av. Prof. Lineu Prestes, 2415
Cidade Universitária
05508-000 São Paulo, SP - Brasil
Tel: (+5511) 3813-9647/3037-7095
III – Pontuação dos Títulos e Atividades:
1. Para obtenção do título o candidato deverá atingir média
final = 7,0;
Provas – 90%
Títulos – 10%
IIIa – Provas
Prova escrita: será composta de questões de múltipla escolha e dissertativas sendo que 60% do conteúdo deverá versar
sobre Microbiologia Geral e 40% sobre Microbiologia Específica
da área de especialização escolhida.
Prova Prática: Versará sobre temas específicos da área de
especialização escolhida
Critérios a serem utilizados na avaliação do CV para OBTENÇÃO do Título de Especialista
OBS: Os documentos referentes às atividades pontuadas
deverão ser enviados organizadamente, agrupados por atividade. Caberá à SBM, através da Comissão de Titulação, proceder
a pontuação estabelecida nos itens acima discriminados, para
cada candidato, ação essa que será executada antes da realização da prova.
Outrossim, a comprovação de títulos e atividades constantes
do currículo devem somar no mínimo 10 pontos nos últimos 5
anos para a aprovação da inscrição no concurso.
TÍTULOS
Exigências
Doutor na área
escolhida,
Programa regular credenciado pela CAPES
Pontuação
5
Mestre na área
escolhida
Programa regular credenciado pela CAPES
3
Especialização na
área escolhida
Deverão ter carga horária mínima de 720 horas, considerando-se as horasaulas e os trabalhos de campo, experimental, de estudo e monografia, bem
como deverão atender às exigências do Conselho Federal de Educação e
deverão ser reconhecidos pela SBM
Liderança técnica
Liderança técnica em Laboratórios de Microbiologia nos últimos 10 anos
1,5
1 ponto a cada 2 anos de
atividade (máximo 5 pontos)
Atividade Docente
Atividade Docente em Microbiologia nos últimos 10 anos
1 ponto a cada 2 anos de
atividade (máximo 5 pontos)
Artigos científicos
Artigo científico em Microbiologia na área escolhida, publicados em revistas
indexadas no ISI e/ou PubMed, como autor ou co-autor nos últimos 5 anos
1 ponto por artigo (máximo 5
pontos)
Apresentação em
Congresso
Trabalhos científicos em Microbiologia, apresentados em Congressos
reconhecidos pela SBM, como autor ou co-autor
Cursos de
aperfeiçoamento
Em microbiologia nos últimos 5 anos, carga horária mínima de 180 horas,
reconhecido pela SBM
Cursos de
atualização
Em microbiologia nos últimos 5 anos, , reconhecido pela SBM. Abaixo de 36
horas de atualização nos últimos cinco anos não será pontuado
Estágio em microbiologia
Período mínimo de 480 h consecutivas, nos últimos cinco anos
Máximo de 1 ponto
Eventos
Participação em Congresso de Microbiologia e afins nos últimos 5 anos.
Somente eventos reconhecidos pela SBM serão pontuados (veja anexo).
Eventos não reconhecidos serão julgados pela comissão
0,2 por evento
(Máximo de 1 ponto)
Eventos
Participação ativa como palestrante em Congressos de Microbiologia nos
últimos 5 anos
0,2 por evento
(Máximo de 1 ponto)
0,2 por apresentado
(máximo 1 pontos)
1 ponto
36 - 72 h 0,5; 73 - 109 h 1.0;
>110 h 1,5
(máximo 1,5 ponto)
O título terá validade por cinco anos. Para revalidação, o solicitante deverá encaminhar CV circunstanciado à SBM. A avaliação será feita pela Comissão de Titulação pela análise e pontuação do CV. Pontuação mínima exigida será de 10 pontos.
Editorial
Índice
Prezado
Microbiologista,
Ciência in Foco
É com grande satisfação que encaminhamos a décima quarta edição da Revista
Microbiologia in Foco. Continuamos com os objetivos iniciais selecionando temas
abrangentes e de interesse na divulgação da Microbiologia.
No período, foram publicados 71 artigos, incluindo esse volume, abrangendo
diversos temas relacionados à microbiologia, além de notícias e outros informes
de interesse dos leitores.
Voltamos a enfatizar que esperamos e contamos com a colaboração ativa dos
leitores sugerindo temas e encaminhando artigos para publicação. Infelizmente,
não temos recebido muitas sugestões por parte da comunidade científica e gostaríamos de deixar claro que os editores estão ansiosos por uma participação mais
ativa dos colegas.
Esperamos que comunidade de microbiologistas continue a colaborar ativamente
para que essa iniciativa possa alcançar o objetivo de divulgar a microbiologia nos
mais diversos setores da comunidade brasileira.
Lembramos que a revista é de informação e divulgação e é composta de várias
seções:
Seção 1: Ciência in foco: artigos de informação sobre temas relevantes
Seção 2: Resenhas: comentários sobre livros
Seção 3: Resumos comentados de trabalhos científicos relevantes
Seção 4: Homenagem a profissionais com destaque na fundação da SBM e no
desenvolvimento da Microbiologia
Seção 5: Ensino em Microbiologia
Seção 6: Departamento in Foco: Departamentos em destaque: Noticias de interesse da Microbiologia
Seção 7: Leitor in Foco: espaço aberto ao leitor
Seção 8: Empresas in Foco - Informes publicitários: espaço destinado a empresas
Agradecemos a todos que colaboraram com a edição número 14 da revista Microbiologia in Foco e contamos com a colaboração dos colegas para futuros artigos.
Biomonitoramento:
Bioindicadores microbianos
da presença de óleo em
manguezais. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 8
PRODUÇÃO DE CELULOSE
BACTERIANA: UMA NOVA
TENDÊNCIA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14
Microbiota Fecal Humana. . . . . 18
Atividade biológica de
polissacarídeos: lições
ensinadas por microrganismos
patogênicos.. . . . . . . . . . . . . . . . . . 25
Potencial biotecnológico
de fungos marinhos para
produção de enzimas
ligninolíticas e degradação
de poluentes ambientais . . . . . 29
SBM In Foco . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 38
Agenda In Foco . . . . . . . . . . . . . . . 40
Adalberto Pessoa Junior
Presidente
Marina B. Martinez
Editora
Carlos P. Taborda
Editor
Expediente
SBM in Foco
Revista da Sociedade Brasileira
de Microbiologia
Ano 4, nº 14
São Paulo: SBM, 2011
Periodicidade Trimestral
Editores:
Carlos P. Taborda e Marina B. Martinez
Tiragem:
2000 exemplares - Circulação Nacional
Distribuição gratuita para sócios SBM
Impressão:
Vox Editora Ltda.
(11) 3871-7300
Curso de Especialização
e Aperfeiçoamento em
Microbiologia . . . . . . . . . . . . . . . . 41
Fique sócio . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 42
Diagramação:
Hermano Design Editorial
[email protected]
Responsabilidade autoral:
Todos os artigos assinados são de
responsabilidade dos respectivos autores
Responsabilidade editorial:
Tífani Luri N. Hanashiro
7
Ciência in Foco
BIOMONITORAMENTO:
BIOINDICADORES
MICROBIANOS DA PRESENÇA
DE ÓLEO EM MANGUEZAIS
Peixoto, RS
Professora Adjunta - Laboratório de Ecologia Microbiana Molecular, Departamento de Microbiologia Geral, Instituto de
Microbiologia Paulo de Góes, Universidade Federal do Rio de Janeiro - [email protected]
Carmo, FL
Doutoranda Programa de Biotecnologia Vegetal da Universidade Federal do Rio de Janeiro - Laboratório de Ecologia
Microbiana Molecular, Departamento de Microbiologia Geral, IMPPG
Santos, HF
Doutorando Instituto de Microbiologia Paulo de Góes - Universidade Federal do Rio de Janeiro - Laboratório de Ecologia
Microbiana Molecular, Departamento de Microbiologia Geral, IMPPG
Andrade, LL
Doutoranda Instituto de Microbiologia Paulo de Góes - Universidade Federal do Rio de Janeiro - Laboratório de Ecologia
Microbiana Molecular, Departamento de Microbiologia Geral, IMPPG
Paes, JE
Doutorando Programa de Biotecnologia Vegetal da Universidade Federal do Rio de Janeiro - Laboratório de Ecologia
Microbiana Molecular, Departamento de Microbiologia Geral, IMPPG e Biólogo CEnPES/Petrobras
Cury, JC
Pós-doutorando (PnPD) - Laboratório de Ecologia Microbiana Molecular, Departamento de Microbiologia Geral, Instituto de
Microbiologia Paulo de Góes, Universidade Federal do Rio de Janeiro
Rosado, AS
Professor Associado e Diretor do Instituto de Microbiologia Paulo de Góes, Laboratório de Ecologia Microbiana Molecular,
Universidade Federal do Rio de Janeiro - [email protected]
introDução
A população humana da Terra vem
se expandindo e se desenvolvendo significativamente e os efeitos colaterais
impostos por este desenvolvimento vêm
sendo cada vez mais notados. Tais efeitos
são resultados da intensa e descontrola-
8
da atividade antropogênica, impactando
diversos ecossistemas. Por outro lado, a
crescente preocupação com a sustentabilidade ambiental tem motivado a busca
pela solução e/ou minimização desses
problemas. Alguns ecossistemas são cruciais para a manutenção de outros ecossistemas associados, sendo fundamental
a sua preservação não apenas do ponto
de vista pontual quanto global. Por exemplo, diversos ecossistemas marinhos dependem da manutenção dos manguezais
para sua própria manutenção. Apesar
desse fato, os manguezais apresentam
características e situações que os coloca
entre os ecossistemas mais ameaçados
do mundo, tendo sido especulada a sua
possível extinção (Duke et al 2007). Este
fato não apenas assusta como nos indica
a real necessidade de conhecer e preservar esses locais.
Por serem ambientes heterogêneos e,
algumas vezes, de difícil acesso, além de
conhecer e propor alternativas para a recuperação e/ou preservação de manguezais, é importante saber como monitorar
esses ambientes e os graus de impacto
presentes em diferentes localidades e
condições. Dentro desse contexto, os microrganismos podem ser alvos eficientes
para o biomonitoramento de manguezais,
uma vez que apresentam respostas rápidas às alterações ambientais.
Manguezais
Manguezais são ecossistemas costeiros característicos de regiões tropicais
e sub-tropicais que se situam em áreas
de transição entre ambientes terrestres
e marinhos. Muitas funções naturais de
grande importância ecológica e econômica são desempenhadas por esses ecossistemas, o que reforça a necessidade
de preservar esses ambientes. Entre as
funções associadas a esse ecossistema
podemos destacar, a retenção dos sedimentos carreados pelos rios, a ação
depuradora desse ecossistema (que
funciona como um filtro biológico em que
bactérias aeróbicas e anaeróbicas reciclam a matéria orgânica e o sedimento
pode promover a fixação e a inertização
de partículas contaminantes) e a renovação da biomassa da região litoranea, já
que os manguezais funcionam como área
de alimentação, abrigo, nidificação e repouso de aves. Além dessas funções, podemos ainda destacar a proteção da linha
da costa contra a ação erosiva das ondas
e marés, o que torna esses ambientes extremamente importantes na atenuação de
ondas e a conseqüente proteção contra
tempestades tropicais, enchentes, ciclones, erosão costeira e tsunâmis (Walthers
et al., 2008; Koch et al. 2009).
Esse ecossistema alberga uma grande riqueza e diversidade de microrganismos, os quais são responsáveis por
importantes papéis na produtividade,
conservação e reabilitação deste ecossistema. Os microrganismos estão diretamente envolvidos na transformação de
nutrientes, fotossíntese, fixação de nitrogênio, metanogênese, solubilização de
fosfato, redução de sulfato e produção de
antibióticos e enzimas (Holguin, Vasquez
& Bashan, 2001; Das et al., 2006).
Por serem ecossistemas costeiros,
os manguezais estão entre os principais
locais para onde os derramamentos de
óleo convergem, e segundo Duke e colaboradores (2007), por causa desse e de
outros impactos antropogênicos, esses
ambientes estão ameaçados de “extinção”. Ao contrário dos costões rochosos,
onde a própria ação das marés ajuda na
lavagem, os manguezais funcionam como
um verdadeiro depósito de óleo, uma vez
que a circulação das marés dentro deste
ecossistema acaba favorecendo a deposição deste material no sistema de raízes
aéreas e no sedimento (Li et al., 2007).
Óleo em ambientes
costeiros
O óleo corresponde a uma mistura de
diversos compostos como hidrocarbonetos
alicíclicos, alifáticos e aromáticos; compostos sulfurosos (ex: sulfetos, polissulfetos,
benzotiofenos); compostos nitrogenados
(ex: piridinas, quinolinas, indóis); compostos oxigenados (ex: ácidos carboxílicos,
fenóis, ésteres); resinas e asfaltenos (Atlas
& Barta, 1993; Huang et al., 2004).
Existem evidências suficientes de que
a poluição por hidrocarbonetos provoque
sérios efeitos adversos sobre o ecossistema aquático, tanto em organismos produtores como nos consumidores primários,
secundários, terciários até os níveis mais
elevados.
Como o aporte anual de hidrocarbonetos do óleo para os oceanos é de
aproximadamente 2,35 x 106 toneladas
(Gesamp et al.,1993) e considerando-se
que a maior parte desta contaminação se
dá no ambiente costeiro, pode-se avaliar
o sério problema ambiental que isto pode
representar para os manguezais. Derramamentos de óleo e seus derivados em
florestas de mangue podem causar tanto
efeitos agudos, que se manifestam em
curto prazo, quanto crônicos, que irão
provocar impactos detectáveis em períodos de tempo mais longos. Muitos manguezais que sofrem derramamento de
óleo por um curto período de tempo conseguem resistir e se recuperar. Porém,
quando os derrames ocorrem a médio e
longo prazo, ou seja, quando a contaminação ocorre continuamente, este tipo
de ecossistema pode ser substituído por
sistemas menos complexos com menor
diversidade (SEMADS, 2001).
Para tentar minimizar esses problemas, é de extrema importância o conhecimento da diversidade microbiológica
dos manguezais, pois os microrganismos
possuem uma grande versatilidade metabólica que pode ser otimizada e/ou aplicada para a transformação dos contaminantes em produtos finais menos tóxicos, os
quais são integrados nos ciclos biogeoquímicos naturais (biorremediação) (Alexander, 1994). Além disso, os microrganismos podem ainda ser utilizados como
ferramentas para o biomonitoramento de
impactos nesses ambientes. O biomonitoramento permite não apenas avaliar o
estado de contaminação do ecossistema
como ainda acompanhar o efeito de tratamentos aplicados de forma eficiente.
Biomonitoramento
Biomonitoramento pode ser definido
como “o uso sistemático das respostas de
organismos vivos (bioindicadores) para
avaliar as mudanças ocorridas no ambiente, geralmente causadas por ações
antropogênicas” (Buss et al., 2003).
Os bioindicadores são “espécies,
grupos de espécies ou comunidades biológicas cuja presença, abundância e condições são indicativos biológicos de uma
determinada condição ambiental” (Hyne
& Maher, 2000). Os organismos indicadores mais utilizados são os capazes de
distinguir variações naturais dos impactos
de origem antrópica (Hakanson & Blenckner, 2008).
Segundo Torres e colaboradores
(2008), organismos indicadores têm sido
amplamente utilizados, pois fornecem
sinais rápidos sobre problemas ambientais mesmo antes de o homem perceber
sua ocorrência e amplitude, permitindo a
identificação das causas e efeitos entre
os agentes de estresse e as respostas
biológicas e, ainda, possibilitando a avaliação da efetividade das ações tomadas
para contornar os problemas causados
por ações antropogênicas.
Kolkwitz & Marsson (2007) realizaram
a primeira abordagem científica buscando
9
a identificação de indicadores biológicos
da qualidade das águas, avaliando bactérias, fungos e protozoários na Alemanha
por Kolkwitz & Marsson (2007). A partir
desse estudo pioneiro metodologias de
avaliação para macrófitas aquáticas,
peixes e macroinvertebrados também foram descritas (Cairns & Van Der Schalie,
1982; Reynaud & Deschaux, 2005).
Diversos organismos de diferentes níveis tróficos também são utilizados com o
objetivo de monitorar contaminantes distintos, como metais pesados, pesticidas e
hidrocarbonetos (Torres et al., 2008).
Bioindicadores da
presença de Óleo
A poluição marinha por óleo tem recebido cada vez mais atenção desde meados do século XIX, pois a imensa intensificação no uso deste produto levou a um
aumento nos acidentes com petroleiros
(Owen, 1999), a liberação de poluentes
por refinarias costeiras (Tolosa et al.,
2005; Wake, 2005) e ao contínuo derrame
de óleo por navios (Carpenter & Macgill,
2001), como ocorrido recentemente no
Golfo do México.
Podemos citar como outro exemplo
de acidente em ambientes marinhos, o
petroleiro Amoco Cadiz de propriedade
da Amoco que após um acidente ocorrido
em 16 de março de 1978 a 5 Km da costa
da Bretanha, França, partiu-se em dois e
gerou um dos maiores desastres ambientais da história. O petroleiro Aegean Sea
da Repsol, que sofreu um acidente na
costa da Espanha, é mais um exemplo,
derramando mais de 70.000 toneladas
de óleo no oceano (Gomez & Dauvina,
2000). Os efeitos dos derrames, em ambas as áreas, levaram ao desaparecimento dos anfípodos (pequenos crustáceos,
predominantemente de ambientes marinhos), especialmente os pertencentes ao
gênero Ampelisca, gerando uma colonização muito baixa dessas espécies nos
quatro anos subseqüentes ao derrame de
óleo. Por outro lado poliquetas, por exemplo, mantiveram-se dominantes antes e
após o derrame, levando Gesteira (2000)
a propor a utilização desses anfípodos
como bioindicadores do impacto da poluição por hidrocarbonetos naquela região.
Outros trabalhos vêm elucidando a
importância do uso de indicadores bioló-
10
gicos da presença de óleo. Armynot Du
Chatelet e colaboradores (2003) demonstraram, a partir de estudos em 5 portos
da França, que a densidade e riqueza
de espécies de foraminíferos bentônicos
diminuíram com o aumento da concentração de metais pesados e HPAs e, portanto, podem ser utilizados como indicadores
de poluição. Além disso, as zonas mais
poluídas são dominadas pelas espécies
pioneiras tolerantes, como a Haynesina
germanica, que pode ser utilizada como
bioindicador, principalmente nas áreas
mais críticas.
Com o mesmo objetivo de monitoramento de áreas contaminadas por óleo,
outros organismos também são utilizados
com sucesso em vários países, como peixes na Ásia e América (Ueno et al., 2005;
Carrasco-Letelier et al., 2006), algas na
Polônia, França e China (Aksmann &
Tukaj, 2004; Lei et al., 2007) e mexilhões
em manguezais no Sul do Brasil (Torres
et al., 2002).
Bioindicadores em
manguezais
Existem poucos trabalhos sugerindo
o uso de bioindicadores de contaminação por hidrocarbonetos ou outro contaminante em manguezais. Um exemplo
foi o estudo realizado por um grupo de
pesquisadores do Rio de Janeiro, que
verificou a eficiência do Ucides cordatos,
um caranguejo, como indicador da contaminação por óleo em sedimento de manguezal da Baía de Guanabara. O estudo
demonstrou que os caranguejos coletados nas áreas de Suruí e Canal da Peteca possuíam elevadas concentrações
de HPAs em seus tecidos, o que também
foi constatado na análise dos sedimentos
dessas regiões. Estes resultados sugerem o U. cordatus como um bom bioindicador da presença de óleo nesses locais
(Nudi et al., 2007). Ainda no Brasil, mais
especificamente em Pernambuco, ostras
da espécie Crassostrea rhizophorae são
utilizadas para monitorar a presença de
mercúrio em manguezais do Canal de
Santa Cruz, localizado a 40 km de Recife
(Meyer, Hagen & Medeiros 1998).
Na Espanha, caranguejos da espécie
Carcinus maenas e mexilhões da espécie
Ruditapes philippinarum, são utilizados
como bioindicadores da presença de óleo
de uma forma bastante interessante. Eles
são colocados em gaiolas, divididas em dois
compartimentos diferentes, um para os caranguejos (n = 20) e um para os mexilhões
(n = 40). As gaiolas são, então, colocadas
no sedimento durante a maré baixa e após
alguns dias, esses animais são levados ao
laboratório para análises químicas e histopatológicas, com o objetivo de detectar
os níveis de poluentes e avaliar assim as
condições ambientais da área estudada
(Morales-Caselles et al., 2008).
Não apenas caranguejos e moluscos
são utilizados como bioindicadores da
presença de xenobiontes em manguezais. A planta da espécie Avicennia marina é um alvo para diagnosticar a presença de Cu, Pb e Zn nestes ecossistemas a
partir da quantificação desses poluentes
em seus tecidos (Macfarlane & Burchett
et al., 2001).
Na China, um grupo de pesquisadores avalia a utilização de ciliados, para
acompanhar um interessante sistema de
tratamento de esgoto que utiliza plantas
e sedimento de manguezal (Chen et al.,
2008; Yang et al., 2008), porém não existem trabalhos sugerindo a utilização de
algum bioindicador microbiano para detectar especificamente a contaminação de
manguezais por hidrocarbonetos de óleo.
A utilização de microrganismos para
o biomonitoramento da presença de óleo
no ambiente é uma excelente ferramenta
para auxiliar a prevenção e a remediação
de desastres ecológicos. Entre os microrganismos utilizados como bioindicadores
de outros, podemos destacar a utilização
dos microeucariotos como um grupo potencialmente eficiente para demonstrar a
presença de contaminantes no ambiente,
já que estes apresentam as principais características necessárias para compor um
bom bioindicador, destacando-se, dentre
elas, sua abundância, diversidade genética e o tempo reduzido de geração, o que
possibilita uma resposta rápida às mudanças ambientais (Griebler et al., 2002). Para
o estudo e monitoramento da diversidade
desses microrganismos e do impacto de
um determinado xenobionte sobre essas
populações e/ou comunidades é essencial
o uso de técnicas moleculares.
Em manguezais é possível verificar
que a comunidade bacteriana reflete os
gradientes de nutrientes e de poluição
existentes em diferentes porções do se-
dimento (Santos et al., 2010a). Peixoto
e colaboradores (2011) demonstraram
que diferenças na distribuição do perfil
de diferentes grupos bacterianos pode
ser correlacionada à variação na distribuição de nutrientes e de contaminantes
(hidrocarbonetos de óleo) em sedimento
de manguezal.
Com base nessas respostas, obtidas
através do monitoramento de comunidades microbianas às variações ambientais,
nosso grupo de pesquisa avaliou recentemente a utilização das técnicas moleculares para detectar microrganismos
alvos no biomonitoramento de óleo em
manguezais. Para detectar microeucariotos sensíveis e resistentes à presença de
óleo, bibliotecas de clones foram construídas a partir de amostras de microcosmos
(Figura 1) contendo sedimento de manguezal sem histórico de contaminação
com óleo e as mesmas amostras após
contaminação com 2% óleo (Santos et
al., 2010b). Verificamos a prevalência e a
dinâmica das sequências de subunidades
18S do RNA ribossomal de microeucariotos 23 e 66 dias após a contaminação. Os
dados obtidos demonstraram diminuição
na diversidade e abundância de espécies
de microeucariotos após a contaminação,
sendo Nematoda o grupo filogenético que
apresentou maior sensibilidade à presença de óleo. Por outro lado, os grupos Bacillariophyta (diatomáceas) e Biosoecida
apresentaram aumento expressivo em
sua abundância. As amostras contaminadas apresentaram-se quase que inteiramente dominadas por Bacillariophyta sp
e Cafeteria mínima, importantes grupos a
serem considerados em estudos de biomonitoramento (Tabela 1).
Em outro estudo, nosso grupo avaliou
a dinâmica dos grupos bacterianos nas
mesmas amostras de microcosmos (Santos et al., 2011) através da técnica de pirosequenciamento. Uma extensa diversidade bacteriana foi observada no sedimento
de manguezal não contaminado e mesmo
após a contaminação do óleo. Ao contrário do observado com microeucariotos,
a riqueza de espécies aumentou após a
exposição ao óleo. O número de diferentes UTOs detectadas apenas em amostras contaminadas foi significativamente
maior que o número de UTOs detectadas
apenas em amostras não contaminadas.
O filo Proteobacteria, em especial as clas-
Tabela 1. Bioindicadores microbianos propostos na literatura
para o monitoramento de óleo em manguezais
Sensíveis à presença
de óleo
Estimulados pela
presença de óleo
Bactérias
Microeucariotos
Gênero Haliea (Santos et al., 2011)
Ordem Chormatiales (Santos et al., 2011)
Gênero Chromatium (Essien & Antai, 2009)
Nematoda (Santos et al., 2010)
Gênero Marinobacterium (Santos et al., 2011)
Gênero Marinobacter (Santos et al., 2011)
Gênero Cycloclasticus (Santos et al., 2011)
Bacillariophyta sp (Santos et al., 2010)
Cafeteria mínima (Santos et al., 2010)
Figura 1: Montagem dos microcosmos contendo sedimento de manguezal da
Restinga da Marambaia, Rio de Janeiro, com aplicação de óleo, nos estudos
conduzidos por Santos e colaboradores 2010b e 2011.
ses Gammaproteobacteria e Deltaproteobacteria, predominaram antes e depois
do derramamento de óleo simulado. Por
outro lado, a ordem Chromatiales e o gênero Haliea diminuiram após a exposição
a 2 e 5% de óleo, sendo propostos como
11
ATLAS, M. R., BARTHA, D. M. Microbial Ecology. Fundamentals And Applications. 3rd Ed.
The Benjamin/Cummings Pub. Comp., Inc.
Redwood City, Cal. 563,1993.
BUSS, D.F.; BAPTISTA, D.F. & NESSIMIAN
J.L. Conceptual basis for the application of biomonitoring on stream water quality programs.
Cad. Saúde Pública. 19(2), 465-473, 2003.
CAIRNS JR. & VAN DER SCHALIE Biological Monitoring in Water Pollution. Pergamon
Press, 955, 1982.
CARPENTER, A., MACGILL, S. Charging for
port recption facilities in North Sea Ports: putting theory into practice. Mar. Pollut. Bull. 42,
257–266, 2005.
Figura 2: Restinga da Marambaia, Rio de Janeiro, RJ.
indicadores sensíveis da contaminação
do óleo. Três outros gêneros, Marinobacterium, Marinobacter e Cycloclasticus
apresentaram aumento de sua prevalência, quando expostos ao óleo (Tabela 1).
Estes grupos são possíveis alvos para o
biomonitoramento do impacto do óleo em
ambientes de manguezal.
Alguns dos trabalhos citados foram
realizados utilizando-se amostras de sedimento coletadas no manguezal da Restinga da Marambaia, no Rio de Janeiro
(Figura 2). Este manguezal não apresenta
histórico de contaminação por óleo. Estudos sobre a utilização de bioindicadores
microbianos da presença de óleo nesse
ecossistema são de extrema importância,
pois a Restinga da Marambiaia está localizada na Baía de Sepetiba, onde se encontra também o Porto de Itaguaí. Este porto
está em expansão visando a sua adequação para o recebimento, por exemplo, de
navios petroleiros de grande porte (FEEMA, 2010), o que torna esse ambiente suscetível a um desastre ecológico provocado
por derramamento de óleo.
Como estratégias para o biomonitoramento, de acordo com esses resultados, propusemos o desenvolvimento e
aplicação de análises de quantificação
dos organismos selecionados em estudos de monitoramento de manguezais
in situ. Nesse caso, os ácidos nucléicos
12
extraídos das amostras ambientais (DNA
e RNA) poderiam ser submetidos a protocolos de PCR em Tempo Real utilizando
os marcadores específicos para os alvos
propostos. Tal metodologia pode fornecer
importantes informações relacionadas à
presença e à abundância desses grupos
durante o monitoramento de manguezais,
podendo ser esses dados correlacionados
a dados fisico-químicos para comprovar a
eficiência do biomonitoramento. Essas
ferramentas se configuram como alternativas importantes e complementares no
estudo e monitoramento de manguezais,
direcionando as ações relacionadas a sua
recuperação e/ou preservação.
Referências
Bibliográficas
AKSMANN, A., TUKAJ, Z. The effect of anthracene and phenanthrene on growth, photosynthesis, and SOD activity of the green algae
(Scenedesmus armatus) depends on the PAR
irradiance and CO2 level. Arch. Environ. Contam. Toxicol. 47, 177–184, 2004.
CARRASCO-LETELIER, L., EGUREN, G.,
MELLO, F.T., GROVES, P. Preliminary field
study of hepatic porphyrin profiles of (Astynax
fasciatus) (Teleostei, Characiformes) do define
anthropogenic pollution. Chemistry 62, 1245–
1252, 2006.
CHEN, Q.U.; XU, R.L.; TAM,N.F.Y.; CHEUNG,
S.G.; SHIN, P.K.S. Use of ciliates (Protozoa:
Ciliophora) as bioindicator to assess sediment
quality of two constructed mangrove sewage
treatment belts in Southern China. Mar. Pollut.
Bull. 57, 689–694, 2008.
DAS, S., LYLA, P. S.; AJMAL KHAN, S. Marine microbial diversity and ecology: importance
and future perspectives. Current Science 90,
1325-1335, 2006.
DUKE, N. C., J.-O. MEYNECKE, S. DITTMANN, A. M. ELLISON, K. ANGER, U. BERGER, S. CANNICCI, K. DIELE, K. C. EWEL,
C. D. FIELD, N. KOEDAM, S. Y. LEE, C. MARCHAND, I. NORDHAUS, AND F. DAHDOUHGUEBAS. A World Without Mangroves? Science 317, 41-42, 2007.
ESSIEN, J.P., ANTAI, S.P. Chromatium species: an emerging bioindicator of crude oil
pollution of tidal mud flats in the Niger Delta
mangrove ecosystem, Nigeria. Environ. Monitor. Assess. 153 (1-4), 95-102, 2009.
FEEMA. Disponível em: http://www.feema.
rj.gov.br/baia-sepetiba.aspcat=75. Acessado
em 14 de Janeiro de 2011.
ALEXANDER, M. Biodegradation and Bioremediation. J. of Contr. Rel. 67: 418-453, 1994.
GESAMP. Impact of oil and related chemicals
on the marine environment. Rep. Stud. 50: 180,
1993.
ARMYNOT DU CHATELET, E.; DEBENAY,
J.P.; SOULARD, D.R. Foraminiferal proxies for
pollution monitoring in moderately polluted harbours, Environ. Poll. 127, 27–40, 2003.
GESTEIRA, J. L., DAUVIN J. C. Amphipods
are good bioindicators of the impact of oil spills
on soft-bottom macrobenthic communities.
Mar. Pollut. Bull. 40, 1017-1027, 2000.
GOMEZ J.L.G. & DAUVINA J.C. Amphipods
are Good Bioindicators of the Impact of Oil
Spills on Soft-Bottom Macrobenthic. Communities Mar. Pollut. Bull. 40, 1017-1027, 2000.
GRIEBLER, C.; SONNTAG, B.; MINDL, B;
POSCH, T.; KLAMMER, S.; PSENNER, R. Assessment of the Ecological Integrity of Traunsee (Austria) Via Analysis of Sediments and
Benthic Microbial Communities. Water, Air Soil
Poll.2, 33-62, 2002.
HAKANSON L.; BLENCKNER T. A review on
operational bioindicators for sustainable coastal
management. Criteria, motives and relationships
Ocean Coast. Manag. 51, 43–72, 2008.
HOLGUIN, G.; VAZQUEZ P., BASHAN, Y.
The role of sediment microorganisms in the
productivity, conservation, and rehabilitation of
mangrove ecosystems: an overview. Biol. Fert.
Soils., 33, 265–278, 2001.
HUANG , H., LARTER, S.R., BOWLER, B.F. J.
AND OLDENBURG, T.B.P A dynamic biodegradation model suggested by petroleum compositional gradients within reservoir columns. Org.
Geochem. 35, 299-316, 2004.
HYNE R.V., MAHER W.A. Macroinvertebrate Biomarkers: Links to Toxicosis and Changes in Population or Communities. Technical Report, 2000.
KOCH, E.W., BARBIER, E.B., SILLIMAN, B.R.,
REED, D.J., GERARDO ME PERILLO, SALLY
D HACKER, GRANEK, E.F., PRIMAVERA,
J.H., MUTHIGA, N., POLASKY, S., HALPERN,
B.S., KENNEDY, C.J., KAPPEL,C.V., WOLANSKI E. Non-linearity in ecosystem services: temporal and spatial variability in coastal
protection Front. Ecol. Environ. 7(1), 29–37,
doi:10.1890/080126, 2009.
KOLKWITZ R, MARSSON M. Oekologie der
tierischen Saprobien. Internationale Revue der
gesamten. Hydrobiologie und Hydrographie.
2:126-152, 2007. LEI, A-P., HU, Z-L.,WONG, Y-S., TAM, N.F-Y.
Removal of fuoranthene and pyrene by different microalgal species. Bioresour. Technol. 98,
273–280, 2007.
LI, H.; ZHAO, Q.; BOUDFADEL, M.C.; VENOSA, A. A universal nutrient application
strategymfor the bioremediation of oil-polluted
beaches. Mar. Pollut. Bull. 54, 1146-1161,
2007.
MACFARLANE G.R.; BURCHETT M.D. Photosynthetic Pigments and Peroxidase Activity as
Indicators of Heavy Metal Stress in the Grey
Mangrove, Avicennia marina (Forsk.) Vierh.
Mar. Pollut. Bull. 42, 3, 233-240, 2001.
MEYER, U.; HAGEN, W.; MEDEIROS, C. Mercury in a northeastern Brazilian mangrove area,
a case study: potential of the mangrove oyster
Crassostrea rhizophorae as bioindicator for
mercury. Mar. Biol. 131, 113-121, 1998.
MORALES-CASELLES, C.; MARTÍN-DÍAZ,
M.L.; RIBA, I.; SARASQUETE, C.; DELVALLS,
T.A. Sublethal responses in caged organisms
exposed to sediments affected by oil spills Chemosphere 72, 819–825, 2008.
NUDI, A.H.; WAGENER, A.L.R.; FRANCIONI,
E.; SCOFIELD, A.L.; SETTE C.B.; VEIGA, A.
Validation of Ucides cordatus as a bioindicator
of oil contamination and bioavailability in mangroves by evaluating sediment and crab HPA
records. Environ. Internat.33, 315–327, 2007.
OWEN, J. The environmental management of
oil tanker routes in UK waters. Mar. Policy 23,
289–306, 1999.
PEIXOTO R., CHAER G.M., CARMO F.L.,
ARAÚJO F.V., PAES J.E., VOLPON A.,
SANTIAGO G.A., ROSADO A.S. Bacterial
Communities Reflect the Spatial Variation
in Pollutant Levels in Brazilian Mangrove
Sediment. Antonie van Leeuwenhoek, 99,
341-354, 2011.
REYNAUD, S.; DESCHAUX, P. The effects of
3-methylcholanthrene on lymphocyte proliferation in the common carp (Cyprinus carpio L.)
Toxicology 211, 156–164, 2005.
SANTOS H.F., CARMO F.L., PAES J.E.S., ROSADO A.S., PEIXOTO R.S. Bioremediation of
Mangroves Impacted by Petroleum. Water Air
Soil Poll. DOI: 10.1007/s11270-010-0536-4,
2010a.
SANTOS H.F., CARMO F.L., CURY J., ROSADO A.S., PEIXOTO R.S. 18S rDNA sequences
from microeukaryotes reveal oil indicators in
mangrove sediment. Plos One 5(8): e12437,
2010b.
SANTOS H.F., CARMO F.L., CURY J., LOPES,
A.L., TIEDJE, J., van ELSAS, J.F., ROSADO
A.S., PEIXOTO R.S. Mangrove bacterial diversity and the impact of oil contamination
revealed by pyrosequencing: Bacterial proxies
for oil pollution. Plos One PONE-D-11-00505
10.1371/journal.pone.0016943, 2011.
SEMADS. Manguezais educar para proteger.
Proj. Planágua FEMAR. 95, 2001.
TOLOSA, I., MORA, S.J., FOWLER, S.W.,
VILLENEUVE, J-P., BARTOCCI, J., CATTINI,
C. Alipahtic and aromatic hydrocarbons in marine biota and coastal sediments from the Gulf
and the Gulf of Oman. Mar. Pollut. Bull. 50,
1619–1633, 2005.
TORRES, M.A., TESTA, C.P., GASPARI, C.G.,
MASUTTI, M.B., PANITZ, C.M.N., CURIPEDROZA, R., ALMEIDA, E.A., DI MASCIO,
P., WILHELM FILHO, D. Oxidative stress in
the mussel (Mytella guyanensis) from polluted
mangroves on Santa Catarina Island, Brazil.
Mar. Pollut. Bull. 44, 923–932, 2002.
TORRES A.M., BARROS M.P., CAMPOS
S.C.G., PINTO E., RAJAMANI S., SAYRE R.T.,
COLEPICOLO P. Biochemical biomarkers in algae and marine pollution: A review. Ecotoxicol.
Environment. Saf., (71) 1– 15, 2008
UENO, D., WATANABE, M., SUBRAMANIAN,
A., TANAKA, H., FILLMANN, G., LAM, P.K.S.,
ZHENG, G.J., MUCHTAR, M., RAZAK, H.,
PRUDENTE, M., CHUNG, K.H., TANABE, S.
Global pollution monitoring of polychlorinated
dibenzo-p-dioxins (PCDDs) furans (PCDFs)
and coplanar polychlorinated biphenyls (coplanar PCBs) using skipjack tuna as bioindicator.
Environ. Pollut. 136, 303–313, 2005.
WAKE, H. Oil refineries: a review of their ecological impacts on the aquatic environment.
Estuar. Coast. Shelf Sci. 62, 131–140, 2005.
YANG, Q., TAM, N.F.Y., WONG, Y.S., LUAN,
T.G., WU, W.S., LAN, C.Y., SHIN, P.K.S.,
CHEUNG, S.G. Potential use of mangroves as
constructed wetland for municipalsewage treatment in Futian, Shenzhen, China. Mar. Pollut.
Bull., 57, 735–743, 2008.
13
Ciência in Foco
PRODUÇÃO DE CELULOSE
BACTERIANA: UMA NOvA
TENDÊNCIA
Angela Faustino Jozala, André Moreni Lopes,
Leticia Célia de Lencastre novaes, Adalberto Pessoa Junior
Universidade de São Paulo, Faculdade de Ciências Farmacêuticas,
Departamento de Tecnologia Bioquímico-Farmacêutica.
introDução
A necessidade de desenvolvimento
de novos materiais e da adaptação dos
já existentes, para uso biotecnológico,
levaram ao surgimento de uma nova
área de pesquisa: os biomateriais.
Uma das definições correntes diz
que biomateriais são “materiais (sintéticos ou naturais; sólidos ou, às vezes,
líquidos) utilizados em dispositivos médicos ou em contato com sistemas biológicos” (Ratner, 2004). Outra definição
encontrada na literatura é “parte de um
sistema que trata, aumenta ou substitua
qualquer tecido, órgão ou função do corpo” (Helmuse e Tweden, 1995).
O desenvolvimento de novos materiais ou dispositivos capazes de interações específicas com os tecidos biológicos (Croce et al.,2004), busca a utilização de materiais biocompatíveis que
devem servir como suporte e arquitetura
para o crescimento de células in vitro,
organizando e desenvolvendo o tecido
que posteriormente será implantado no
paciente. A expansão das pesquisas tem
acentuado a busca de novas classes
de polímeros biodegradáveis e biocompatíveis com bioatividade específica e
controlável (Madihally e Matthew, 1999),
para serem usados como suportes para
culturas celulares (scaffolds) (Nehrer et
14
al., 1997), na tentativa de reconstruir tecidos in vitro.
Nos últimos anos, uma grande variedade de biomateriais vem sendo desenvolvida com diferentes propriedades
físico-químicas e mecânicas, dependendo da aplicação biomédica prevista,
incluindo regeneração tecidual, sistemas
de liberação de medicamentos, novos
enxertos vasculares, ou suportes para
engenharia de tecidos in vitro e in vivo
(Czaja et al., 2007; Serrano et al., 2004).
Assim, para que um biomaterial possa
ser vinculado ao corpo humano ele deve
satisfazer a uma série de exigências.
Além de biocompatível e biofuncional,
deve ser atóxico, fácil de esterilizar e
apresentar propriedades mecânicas
adequadas, dependendo do propósito
da aplicação (Vert et al., 1992). De um
modo geral um material biocompatível
não deve provocar reação inflamatória
crônica ou aguda do tecido e não deve
apresentar diferenças significativas entre o material implantado e o material
circunvizinho. O biomaterial deve garantir não só a restauração do tecido, mas
também deve garantir que não exerça,
a longo ou médio prazo, qualquer distúrbio ao corpo do paciente. Portanto,
a escolha do material é crítica. Obter
a biocompatibilidade representa uma
tarefa interdisciplinar, que envolve pes-
quisadores de varias áreas (Schaldach,
2000). Dessa maneira, a interação das
células com as superfícies dos materiais
é de extrema importância na efetividade
de implantes médicos (Craighead et al.,
2001), podendo definir o seu grau de
rejeição. O conhecimento dos mecanismos básicos de interação célula-material
e um melhor entendimento dos processos em nível celular durante a adesão
podem colaborar para o desenvolvimento de novos biomateriais e para o desenvolvimento de novos produtos biomédicos (Kumari et al., 2002).
Um dos desafios, nesta área de
pesquisa, envolve abordagens interdisciplinares e tecnologias que vão da
biologia à engenharia. Avanços recentes
no campo de biomateriais e suas aplicações médicas indicam a importância
e o potencial de vários polissacarídeos
de origem microbiológica no desenvolvimento de novas classes de materiais
biomédicos (Czaja et al., 2006). Dentre
estes materiais encontra-se a celulose
bacteriana.
celulose BActeriAnA
A celulose bacteriana possui uma
nanoestrutura fibrilar única que determina propriedades físicas e mecânicas
características, que lhe conferem papel
bastante promissor na medicina moderna e nas pesquisas biomédicas (Czaja et
al., 2007). Algumas questões a respeito
deste biomaterial necessitam maior investigação. Ainda não há indicações
claras do seu mecanismo de ação, mas
acredita-se que seja promovido pela sua
nanoestrutura característica, que proporciona condições favoráveis para a cura
de feridas e regeneração tecidual (Hoenich, 2006).
A celulose bacteriana é um polímero linear de glicose, altamente cristalino, sintetizado extracelularmente pela
bactéria Gluconacetobacter xylinus na
forma de nanofibras. Diferentemente da
celulose vegetal, a celulose bacteriana é
produzida de forma pura, livre de outros
polímeros (como hemicelulose e lignina)
e também não contém componentes de
origem animal. Deste modo, a celulose
bacteriana pode ser considerada um
material biocompatível (Sanchavanakit
et al., 2006). É altamente hidrofílica e
tem a possibilidade de ser moldada em
estruturas tridimensionais durante sua
síntese (Helenius et al., 2006). Sua estrutura nanofibrilar, além de suas propriedades já citadas, a torna uma matriz
ideal para ser utilizada em dispositivos
médicos, seja como auxiliar na cura de
lesões dérmicas (Czaja et al., 2007) ou
na engenharia de tecidos, auxiliando
a regeneração celular (Fontana et al.,
1990; Sanchavanakit et al., 2006).(Figuras 1 e 2).
A celulose bacteriana é um biomaterial promissor visto que possui alta resistência no estado úmido, moldabilidade in
situ, biocompatibilidade, relativa simplicidade e baixo custo de produção (Svensson et al., 2005). Um substituto dérmico
ideal deve ser capaz de funcionar como
guia para que as células sintetizem componentes da matriz extracelular na reparação de áreas teciduais (Croce et al.,
2004). Neste contexto, a celulose bacteriana vem sendo utilizada em diversas
aplicações médicas, como por exemplo,
em enxertos e substitutos temporários
de pele e como curativos no tratamento
de lesões, queimaduras e úlceras; visto
que auxilia no alívio das dores causadas
pelas feridas, protege contra infecções
e acelera o processo de cicatrização
(Fontana et al., 1990; Mayall et al., 1980;
Sanchavanakit et al., 2006). (Figura 3).
OH
OH
OH
HO
...
O
O
HO
O
O ...
HO
O
O
OH
OH
Figura 1. Estrutura química da celulose bacteriana (Fonte: Klemm et al., 2001).
Figura 2. Microscopia eletrônica de Varredura (MEV) da rede de celulose
bacteriana, mostrando as bactérias excretando as nanofibras celulósicas
(Fonte: Iguchi and Yamanaka, 1997).
PRODUÇÃO MICROBIANA DA
CELULOSE
Apesar das promissoras expectativas
em torno desse biomaterial em dispositivos biomédicos, o processo de obtenção dessas membranas em larga escala
necessita de estudos mais detalhados,
objetivando a compreensão e melhoria
do cultivo da G. xylinus (Czaja, et al.,
2007) e a caracterização das diferentes
propriedades estruturais nas membranas de celulose produzidas, bem como
modificações deste biomaterial visando a um melhoramento nas interações
células-material.
Os processos de obtenção da celulose bacteriana podem levar até 120
horas de cultivo e ainda a variação dos
componentes nutricionais pode levar a
diferentes formações estruturais da celulose. Alguns trabalhos descritos na literatura desenvolveram diferentes meios
de cultura com o objetivo de aumentar
o rendimento de produção da celulose
bacteriana, bem como obter sua melhor
definição estrutural. O meio de cultura
apresentado como padrão na produção
da celulose bacteriana foi definido por
Hestrin&Schramm (1954). Este meio
de cultura é comumente utilizado como
base de estudo para melhoria de produção da celulose bacteriana, pois há
interesse em utilizar fontes com menor
custo e alto rendimento de produção
(Mikkelsen et al., 2009; Nguyen et al.;
2008, Kurosumi et al., 2009). Mikkelsen
e colaboradores (2009) estudaram a influência de diferentes fontes de carbono,
principal elemento na formação da celu-
15
Figura 3. Algumas aplicações médicas da celulose bacteriana. a) tubos de
celulose bacteriana para implantes em vasos sanguíneos, b) d) e e) Celulose
bacteriana aplicada em queimaduras e c) membrana de celulose bacteriana
(Adaptação das Fontes: Klemm et al., 2001; Czaja et al., 2006).
lose bacteriana e obtiveram rendimentos
de 2.5g.L-1 de celulose. Com base neste
principal elemento de formação da celulose, Kurosumi e colaboradores (2009)
produziram celulose bacteriana através
do cultivo da G. xylinus em meios de cultura contendo suco de abacaxi, laranja,
maça e uva (separadamente) com a suplementação de fontes nitrogênio, contidas no meio de cultivo padrão, sugeridas
por Hestrin&Schramm.
Atualmente os problemas que envolvem o meio ambiente estão sendo
abordados com maior evidência, pois há
preocupação com a transformação de
processos ambientalmente inviáveis em
sistemas sustentáveis que beneficiem a
sociedade. Sendo assim, trabalhos que
utilizem resíduos, como por exemplo, em
meios de cultivo, promovem a redução
dos custos de produção e de poluição
ambiental, tornando-se cada vez mais
relevantes (Arauz et al., 2009).
Baseados no incentivo de processos
que gerem a inovação de produtos aplicáveis à saúde associados à sustentabilidade e trazendo melhorias significativas em produtos e processos (Manual
de Oslo 2006), são importantes os estudos que objetivem a obtenção de biomaterial através da utilização de resíduos
como meio de cultivo. Neste sentido, o
desenvolvimento de processo que utilize
meios de cultura oriundos de resíduos
da indústria de alimentos (suco de frutas e lacticínios) e que são propícios ao
desenvolvimento de celulose bacteriana
pelas células de G. xylinus sem adição
de fontes nutricionais extras vem sendo
conduzidos (Figura 4). Estudos com estes objetivos estão em desenvolvimento
no Laboratório de Biotecnologia Farmacêutica da FCF/USP.
REFERÊNCIAS
BIBLIOGRÁFICAS
RATNER, B.D. Biomaterials Science: An Introduction to Materials in Medicine, 840p., 2004.
HELMUSE, M.N.; TWEDEN, K. Materials
Selection. In: Encyclopedic Handbook of
Biomaterials and Bioengineering, Part A, v.1,
p.27-59, 1995.
Figura 4. Celulose bacteriana produzida nos seguintes meios de cultura: (A) Suco
de Frutas e Soro de Leite; (B) padrão Hestrin&Schramm; e (C) Suco de frutas.
16
CROCE, M. A.; SILVESTRI, C.; GUERRA, D.;
CARNEVALI, E.; BORALDI, F.; TIOZZO, R.;
PARMA, B. Adhesion and proliferation of hu-
man dermal fibroblasts on collagen matrix. J
Biomater Appl, v.18, n.3, p.209-22. 2004.
MADIHALLY, S. V.; MATTHEW, H. W. T. Porous chitosan scaffolds for tissue engineering.
Biomaterials, v.20, n.12, p.1133-1142. 1999.
NEHRER, S.; BREINAN, H. A.; RAMAPPA,
A.; SHORTKROFF, S.; YOUNG, G.; MINAS,
T.; SLEDGE, C. B.; YANNAS, I. V.; SPECTOR,
M. Canine chondrocytes seeded in type I and
type II collagen implants investigated in vitro.
Journal of Biomedical Materials Research,
v.38, 1997.
CZAJA, W. K.; YOUNG, D. J.; KAWECKI, M.;
BROWN, R. M. The future prospects of microbial cellulose in biomedical applications. Biomacromolecules, v.8, n.1, p.1-12. 2007.
SERRANO, M. C.; PAGANI, R.; VALLET-REGI, M.; PENA, J.; RAMILA, A.; IZQUIERDO, I.;
PORTOLES, M. T. In vitro biocompatibility assessment of poly(epsilon-caprolactone) films
using L929 mouse fibroblasts. Biomaterials,
v.25, n.25, p.5603-5611. 2004.
VERT, M.; LI, S.M.; SPENHAUER, G.;
GUERIN, P. Biosorbability and biocompatibility of aliphatic polyesters. J. Mater. Sci. Mater.
Med., v.3, p.432-446, 1992.
SCHALDACH, M. Cardiologia cirúrgica: persperctivas para o ano de 2000. Biomateriai,
Cap. 3, 2000.
CRAIGHEAD, H. G.; JAMES, C. D.; TURNER,
A. M. P. Chemical and topographical patterning for directed cell attachment. Current Opinion in Solid State & Materials Science, v.5,
n.2-3, p.177-184. 2001.
KUMARI, T. V.; VASUDEV, U.; KUMAR, A.;
MENON, B. Cell surface interactions in the
study of biocompatibility. Trends in biomaterials and artificial organs , v.15, n.2, p.37-41.
2002.
CZAJA, W.; KRYSTYNOWICZ, A.; BIELECKI,
S.; BROWN, R. M., JR. Microbial cellulose-the natural power to heal wounds. Biomaterials, v.27, n.2, p.145-51. 2006.
HOENICH, N. Cellulose for medical applications: past, present, and future. BioResources, v.1, n.2, p.270-280. 2006.
SANCHAVANAKIT,
N.;
SANGRUNGRAUNGROJ, W.; KAOMONGKOLGIT,
R.; BANAPRASERT, T.; PAVASANT, P.;
PHISALAPHONG, M. Growth of human keratinocytes and fibroblasts on bacterial cellulose film. Biotechnology Progress, v.22, n.4,
p.1194-1199. 2006.
HELENIUS, G.; BACKDAHL, H.; BODIN,
A.; NANNMARK, U.; GATENHOLM, P.; RISBERG, B. In vivo biocompatibility of bacterial
cellulose. J Biomed Mater Res A, v.76, n.2,
p.431-8. 2006.
SVENSSON, A.;
NICKLASSON,
E.;
HARRAH, T.; PANILAITIS, B.; KAPLAN, D. L.;
BRITTBERG, M.; GATENHOLM, P. Bacterial
cellulose as a potential scaffold for tissue engineering of cartilage. Biomaterials, v.26, n.4,
p.419-31. 2005.
FONTANA, J. D.; DE SOUZA, A. M.; FONTANA, C. K.; TORRIANI, I. L.; MORESCHI, J. C.;
GALLOTTI, B. J.; DE SOUZA, S. J.; NARCISCO, G. P.; BICHARA, J. A.; FARAH, L. F. Acetobacter cellulose pellicle as a temporary skin
substitute. Appl Biochem Biotechnol, v.24-25,
p.253-64. 1990.
KLEMM, D.; SCHUMANN, D.; UDHARDT,
U.; MARSCH, S. Bacterial synthesized cellulose - artificial blood vessels for microsurgery. Progress in Polymer Science, v.26, n.9,
p.1561-1603. 2001.
MAYALL, R. C.; MAYALL, A. C.; MAYALL, L.
C.; ROCHA, H. C.; MARQUES, L. C. Tratamento das ulceras troficas dos membros com
um novo substitute da pele. ReV. Bras. Cir.
(Abstract in English) 1990, 80.
Hestrin, S.; Schramm, M. Synthesis of
cellulose by Acetobacter xylinum. Preparation
of freeze-dried cells capable of polymerizing
glucose to cellulose. Biochem J 58, 345–352,
1954.
Mikkelsen, D., Flanagan B.M., Dykes,
G.A., Gidley, M.J.. Influence of different carbon sources on bacterial celluloseproduction
by Gluconacetobacter xylinus strain ATCC
53524. Journal of Applied Microbiology. 107,
576–583, 2009.
Nguyen, V.T., Gidley, M.J., Dykes, G.A.
Potential of a nisin-containing bacterial cellulose film to inhibit Listeria monocytogenes
on processed meats. Food Microbiol 25,471–
478. 2008.
Kurosumi,a. Sasaki, c, Yamashita,
y., Nakamura,y. Utilization of various fruit
juices as carbon source for production of bacterial cellulose by Acetobacter xylinum NBRC
13693. Carbohydrate Polymers 76, 333–335.
2009.
ARAUZ, L.J., JOZALA, A.F., MAZZOLA, P.G.,
PENNA, T.C.V. Nisin biotechnological production and aplication: a review. Trends in Food
Science and Technology, v.20, p. 146-154,
2009.
MANUAL DE OSLO. DIRETRIZES PARA
COLETA E INTERPRETAÇÃO DE DADOS
SOBRE INOVAÇÃO, 3ª Ed, OCDE e Eurostat,
2006.
Iguchi, M., Yamanaka, S. Industrial use
of bacterial cellulose – A review. Proceedings of International Workshop Green Polymer.
Bandung-Bogor, 47–54. 1997.
17
Ciência in Foco
MICROBIOTA fECAL HUMANA
Carla Taddei
1°Secretária da Sociedade Brasileira de Microbiologia, Professora Doutora da
Escola de Artes, Ciências e Humanidades - USP
Fernanda F. Oliveira
Mestre em Análises Clínicas pela Faculdade de Ciências Farmacêuticas - USP
Cristina Bogsan
Doutoranda em Tecnologia de Alimentos pela Faculdade de Farmácia e Bioquímica - USP
INTRODUÇÃO
O trato gastrointestinal (TGI) humano
pode ser considerado um complexo ecossistema, uma vez que alberga uma sofisticada rede de interações entre células do
hospedeiro, alimentos e microrganismos
(Zoetendal, 2006). O intestino é considerado o maior órgão imunológico do corpo
humano, abrigando cerca de 80% das células imunológicas e é responsável pela
produção de um terço de anticorpos, necessários no Sistema Imunológico Inato e
Adaptativo (Ouwehand, 2002).
Com relação aos microrganismos, o
TGI alberga o maior número e a maior
diversidade de espécies bacterianas que
colonizam o corpo humano. Embora as
bactérias possam ser encontradas em
todo o TGI, o maior número de bactérias
reside no cólon e no ceco. A população
11
14
microbiana do TGI varia de 10 a 10
UFC/mL no conteúdo intestinal. Estimase a existência de aproximadamente 400
a 1.000 espécies diferentes de micro-organismos, a maioria bactérias (Magalhaes et al., 2007).
Mais de 99% da microbiota fecal cultivável é representada por apenas 30-40
espécies bacterianas, o que reflete a dificuldade ainda existente em se conhecer
a diversidade de micro-organismos que
residem no TGI.
18
O entendimento da microbiota intestinal humana era limitado às técnicas
microbiológicas convencionais, porém,
o sequenciamento dos genes de RNA
ribossomal 16S (rRNA) de bactérias fecais e de mucosa facilitaram a identificação e classificação bacteriana (Eckburg,
Bik et al., 2005; Palmer, Bik et al., 2007).
O estudo da comunidade bacteriana
usando técnicas metagenômicas revelou
uma diversidade muito maior dos domínios bacteriano e archaeal que o existente anteriormente e ajudou a determinar a
estrutura de ecossistemas antigamente
desconhecidas (Macfarlane e Macfarlane, 2004; Gill, Pop et al., 2006; Frank e
Pace, 2008).
O uso de técnicas moleculares para o
estudo da microbiota fecal tem contribuído para a aplicação de métodos rápidos
e independentes de cultivo e tem revelado grande diversidade da microbiota nas
amostras analisadas. No entanto, podese argumentar que a informação obtida a
partir da análise da microbiota das fezes
não fornece resultados precisos sobre a
microbiota de mucosa intestinal.
A definição exata da microbiota da
mucosa intestinal ainda é muito difícil
uma vez que os procedimentos de coleta são invasivos a informação obtida a
partir da análise da microbiota das fezes
não fornece resultados precisos sobre
a microbiota de mucosa intestinal. Porém, alguns estudos demonstraram que
a microbiota fecal reflete na microbiota
do colón intestinal (Tannock, 2005). As
amostras colhidas por biópsias do cólon
intestinal não estão livres de contaminação, pois o fluido fecal continua presente
na superfície do intestino. Portanto, não
está claro o que exatamente está sendo
descrito nos estudos atuais, se é a composição de mucosa ou contaminação da
comunidade fecal (Tannock, 2005).
O sequenciamento genético 16S
rRNA mostrou que as especies não cultivaveis representam parte substancial da
microbiota intestinal. Através de técnicas
de clonagem Eckburg, Bik et al. (2005)
encontraram que Bacteroidetes e Firmicutes compreendem mais de 90% do
todos os filotipos bacterianos e que M.
smithii, bactéria metanogênica, domina o
domínio Archaea.
A microbiota bacteriana intestinal
tem papel fundamental na proteção
ecológica do hospedeiro, impedindo o
estabelecimento de bactérias patogênicas. As bactérias da microbiota inibem
o crescimento de bactérias patogênicas
(antagonismo), produzindo substâncias
antimicrobianas, além de competirem
por nutrientes e sítios de adesão. Este
fenômeno é conhecido como “resistência à colonização” (Tannock, 2001).
Outra função atribuída à microbiota
intestinal está relacionada à sua contribuição para a nutrição e o metabolismo
do hospedeiro. Esta contribuição pode
ser evidenciada pela sua capacidade de
interferir no pH do intestino e na motilidade intestinal, favorecendo a absorção
de íons e água e na diferenciação de
células da mucosa. A microbiota ainda
exerce atividade bioquímica, produzindo
vitaminas do complexo B e K as quais
são utilizadas pelo hospedeiro (Grolund
et al., 1999). Além disso, a microbiota
degrada carboidratos ingeridos pela alimentação, produzindo substratos absorvidos pela célula intestinal do hospedeiro (Hooper, 2009). Foi demonstrado que
alguns micro-organismos da microbiota
intestinal são capazes de produzir grandes variedades de ácidos graxos bioativos e metabólitos, tais como o ácido linoleico conjugado (CLA), ácidos graxos de
cadeia curta (AGCC), gama-amino ácido
butírico (GABA), que têm mostrado grande potencial no tratamento de doenças
como o câncer, obesidade e doenças
cardiovasculares. Um papel fundamental dos ácidos graxos de cadeia curta na
fisiologia do cólon é o seu efeito trófico
sobre o epitélio intestinal, além de estimular a proliferação e a diferenciação
das células epiteliais (Wall et al., 2009).
Imunomodulação
A mucosa intestinal humana é a
principal interface entre o sistema
imunológico e o ambiente externo. A
microbiota tem efeito estimulante no
desenvolvimento do sistema imunológico do hospedeiro. Nos animais de
experimentação isentos de bactérias,
os nódulos linfáticos são menores e
menos frequentes. O efeito estimulante
da microbiota no tecido imunológico do
hospedeiro está envolvido em aspectos
da resistência que são importantes nos
estágios iniciais das infecções pelos
patógenos. No TGI, existe um estado
de modulação imunológica constante.
Enquanto o sistema imunológico está
pronto para responder contra bactérias
patogênicas, também é capaz se manter tolerante em relação à microbiota,
que é um processo ativamente mantido
(Mounttzouris et al., 2002; Schiffrin &
Blum, 2002). A microbiota desempenha
Figura 1. Esquema do tecido linfoide associado ao intestino (GALT), com estruturas linfóides organizadas, como placas de Peyer e linfonodos mesentéricos, como também linfócitos distribuídos difusamente e plasmócitos na lâmina
própria, além de linfócitos intraepitelial. Macrofagos e células dendríticas
estão presentes tanto em compartimentos linfóides organizados como difusos
(Adlerberth, 2009).
papel importante no desenvolvimento
e na expansão dos tecidos linfoides e
na homeostasia da imunidade intestinal
(Gaskins et al.,2008).
O sistema imune inato possui receptores de reconhecimento de padrões
(PRR), que têm como alvos estruturas
moleculares comuns a grandes grupos
de patógenos e não ao hospedeiro.
Essas estruturas são denominadas
padrões moleculares associados à patógenos (PAMP). Membros de várias
famílias de proteínas funcionam como
PRR e são expressas em células responsáveis pela primeira linha de defesa
do organismo, como as células epiteliais e também as células apresentadoras de antígeno, representadas por
macrófagos e células dendríticas (Medzhitov & Janeway, 2000).
No intestino, duas classes de receptores têm papel crucial no reconhecimento de patógenos pelo sistema imune de mucosa; os receptores Toll-like
(TLR) e Nod (NLR).
O sistema imunológico inato reconhece um grande número de estruturas
moleculares de bactérias, como os componentes da parede bacteriana (lipopolissacarídeos, peptideoglicanos e ácidos lipoteicoicos) e a flagelina, componente do
flagelo bacteriano. Diferentes estruturas
ativam diferentes TLR: o TLR2 reconhece
pepitideoglicanos e ácido lipoteicoico; o
TLR3 reconhece RNA- dupla-fita, comuns
em vírus; o TLR4 é o receptor de lipopolissacarídeos (LPS), o principal componente da parede de bactérias Gram
negativas; e o TLR5 reconhece a flagelina. A ligação de componentes dos microorganismos com esses receptores induz
o recrutamento de proteínas adaptadoras
específicas que transduzem o sinal, ativando quinases e fatores de transcrição,
como NF-kB e STAT-1, com subsequente
produção de mediadores inflamatórios,
como citocinas e quimiocinas (Bedani &
Rossi, 2009).
As células epiteliais do intestino
humano e as células da lâmina própria
19
expressam TLR3 e TLR5, porém pouco
TLR2 e TLR4. Estudos mostraram que
TLR2 e TLR4 são expressos apenas em
células epiteliais das criptas e que esta
expressão foi perdida com a maturação
das células no lúmen intestinal. A falta de
TLR2 de TLR4 e do co-receptor CD14
(necessário para resposta ao LPS) e
outras moléculas nas células epiteliais,
provavelmente explica a ausência de
resposta imunológica ao LPS das bactérias comensais. Porém, a presença de
TLR5 permitiria ao epitélio intestinal responder às infecções mediadas por bactérias comensais flageladas, bem como
às bactérias enteropatogênicas (Winkler
et al., 2007; Furrie et al., 2007). No entanto, foi demonstrado que o receptor
TLR5 é expresso apenas na região basolateral das células intestinais, evitando
assim o reconhecimento das bactérias
comensais (Gewirtz et al., 2001).
Os receptores NOD (NLR), que
estão localizados no citosol celular,
NOD1 e NOD2 estão envolvidos no
reconhecimento de pepitideoglicanos,
um importante componente da parede
celular bacteriana. O estímulo destas
proteínas, de maneira similar aos TLR,
induz a produção de mediadores inflamatórios, como citocinas e quimiocinas
(Magalhaes et al., 2007).
Além disso, as células dendríticas
têm a capacidade de capturar as bactérias no lúmen intestinal e induzir a
produção de células B e IgAs bactéria
específica, que limitam a invasão bacteriana pelo do epitélio intestinal. Deste
modo, o sistema imunológico inato e
adaptativo utiliza mecanismos para a
detecção de bactérias e colabora para
limitar o acesso ao epitélio intestinal.
Embora as bactérias simbióticas sejam toleradas no lúmen intestinal, as
mesmas são rapidamente fagocitadas
e eliminadas por macrófagos e células
dendríticas residentes quando atravessam a barreira epitelial. Estes mecanismos são importantes para manter a
simbiose, sem causar danos à saúde do
hospedeiro (Hooper, 2009).
Microbiota infantil
Ao nascimento, as mucosas do recém-nascido são estéreis. A colonização
ocorre progressivamente após o parto.
20
No intestino, a população microbiana
inicial é bastante heterogênea. Mecanismos regulatórios gerados dentro dos
habitats (como imunidade e condições
físico-químicas do meio) e forças externas (tipos de nutrientes, contaminação
ambiental e uso de antimicrobianos)
permitem a presença continuada de
alguns tipos de micro-organismos e a
eliminação de outros. Posteriormente, a
composição da microbiota se torna mais
estável, e a comunidade bacteriana normal do adulto é alcançada (comunidade
clímax) (Tannock, 2001).
As crianças atingirão uma microbiota
com características de adulto ou comunidade clímax em torno dos 2 anos de
idade. A partir deste período, embora a
microbiota intestinal permaneça em interação permanente com micro-organismos do meio ambiente, sua composição
se mantém estável. Alterações neste
equilíbrio poderão ser observadas em
condições patológicas, como por ocasião de infecções intestinais, uso de antibióticos e tratamento imunossupressor
(Penders, 2007).
De maneira geral, as bactérias anaeróbias facultativas, como Escherichia
coli, Staphylococcus, Enterococcus
faecalis e E. faecium, são as primeiras
bactérias a colonizarem o TGI do recémnascido, devido ao elevado teor de oxigênio que existe inicialmente. À medida
que estas bactérias consomem o oxigênio, o meio se torna mais adequado para
as bactérias anaeróbias estritas (Bifidobacterium, Bacteroides e Clostridium).
Depois disso, pouco se sabe sobre a
identidade e a época de entrada dos
outros componentes do ecossistema digestivo (Adlerberth, 1999).
Fatores internos e externos interferem no processo de colonização da mucosa intestinal (Tannock, 1999 e 2001).
Os fatores internos estão relacionados
às condições do hospedeiro, tais como
desenvolvimento anatômico do TGI, movimentos peristálticos, ácidos biliares,
pH intestinal e resposta imune, assim
como contemplariam as inter relações
microbianas, quantidade e qualidade dos
receptores de mucosa e terapias medicamentosas. Os fatores externos dependem
do ambiente ao qual este hospedeiro está
inserido e incluem carga de bactérias do
meio ambiente, composição da microbio-
ta materna, forma de nascimento e alimentação (Fanaro et al., 2003).
Alguns fatores favorecem a implantação de bactérias consideradas benéficas ao organismo, como Lactobacillus
e Bifidobacterium, no TGI dos recémnascidos, como o “fator bífido” (oligossacarídeos), presentes em quantidade
elevada somente nas secreções lácteas
humanas.
O fator bífido é utilizado por bactérias
bífidas, podendo ser considerado, portanto, como fator de crescimento que favorece a implantação específica dessas bactérias no trato digestivo do recém-nascido
humano. Uma vez instaladas, juntamente
com a baixa capacidade tamponante do
leite humano, permitem também a melhor
atuação das bactérias produtoras de ácido lático, devido a redução do pH intestinal, tornando o ambiente desfavorável ao
crescimento de microrganismos patogênicos (Cummings, 2000).
O desenvolvimento da microbiota
intestinal é afetado também pela região
geográfica em que a criança nasce e
esse fato é descrito até mesmo em países do mesmo continente. A formação
da microbiota parece diferir entre crianças que vivem em países desenvolvidos
e países em desenvolvimento, podendo,
este fato, ser atribuído a elevados níveis de contaminação ambiental que as
crianças de países em desenvolvimento
são expostas no início da vida (Adlerberth, 2008).
De acordo com a hipótese da higiene,
práticas mais rigorosas de higiene adotadas em países desenvolvidos podem
modificar a exposição microbiana inicial,
e, consequentemente, o padrão da microbiota intestinal desses recém-nascidos causando impacto negativo sobre
a regulação imunológica, possivelmente
levando à maior incidência de doenças
alérgicas e autoimunes observadas nesses países (Penders, et al.,2006).
Mirobiota do adulto
A microbiota do adulto alberga 1014
UFC, ou 60% da massa fecal (Aldeberth,
2009). Neste ambiente, não há oxigênio,
e as bactérias facultativas ou anaeróbicas são as residentes deste ecossistema, obtendo energia de processos metabólicos anaeróbicos.
A microbiota difere entre cada indivíduo, porém, a composição desta
parece ser homogênea do cólon distal
até o reto. Bacteroides, Bifidobacterium
e os clusters XIV e IV de Clostridium
(contendo gêneros como Eubacterium,
Ruminococcus, Veillonella e Faecalibacterium, pertencentes ao filo Firmicutes)
dominam entre os adultos. Lactobacillus
são identificados em cerca de 80% dos
indivíduos, porém, em baixo número.
Membros da família Enterobacteriaceae
representam menos de 1% da composição desta microbiota.
Poucos estudos mostram esse ecossistema no intestino delgado, onde o
oxigênio é abundante e bactéria aerotolerantes como Lactobacillus e Streptococcus são dominantes (Aldeberth,
2009).
Mesmo após o estabelecimento da
composição da micorbiota na infância,
ao longo dos anos, a idade avançada
também parece ser um fator determinante para a composição de microbiota.
Em indivíduos idosos, há um predomínio
de gêneros como Clostridium, Bacteroides e Lactobacilus e um acentuado
declínio de Bifidobacterium (Hayashi et
al, 2003). Interessantemente, a bactéria
Feacalibacterium prausnitzzi foi relatada em abundância na composição da
microbiota em idosos. Esta bactéria em
especial possui um perfil antiinflamatório
uma vez que induz a secreção de baixos
níveis de IL-12 e IFN- e altos níveis de
IL-10. Este bactéria possui uma razão
IL-10/IL-12 maior que Lactobacillus salivariums Ls33, mundialmente conhecida
por seus efeitos antiinflamatórios (Sokol
et al, 2008).
Microbiota e obesidade
A obesidade é uma doença crônica
caracterizada pelo acumulo excessivo de gordura (Carvalho, Dutra et al.,
2009). Sua etimologia é complexa e
multifatorial, resultado da interação genética, ambiente, estilo de vida e fatores
emocionais. Além disso, a obesidade representa um fator de risco a muitas doenças crônicas como dislipidemia, diabete, hipertensão e hipertrofia vascular
(Duvnjak e Duvnjak, 2009). A prevalência de obesidade aumentou dramaticalmente nos últimos trinta anos e se tornou
uma pandemia. Não apenas adultos,
mas crianças e adolescentes estão se
tornando obesos (Hill, Wyatt et al., 2003;
Kalliomaki, Collado et al., 2008).
O tratamento da obesidade através da
mudança de estilo de vida nem sempre é
eficaz por muito tempo devido a dificuldade enfrentada com as grandes mudanças
permanentes na dieta e atividades físicas
que são requeridas para manter o peso
(Hill e Wyatt, 2002; Tsai e Wadden, 2005).
Uma estratégia alternativa seria promover
pequenas mudanças de hábitos quando
se inicia o ganho de peso (Hill, 2009).
Muitas pessoas que perdem peso através
da modificação extrema de estilo de vida
recuperam esse peso ao longo do tempo
(Tsai e Wadden, 2005).
Há evidencias que alterações na
microbiota intestinal impactam no desenvolvimento da obesidade devido as
diferenças encontradas na microbiota de
obesos, não-obesos e diabéticos tipo-2
(Raoult, 2008; Cani, P. D. e Delzenne, N.
M., 2009).
A microbiota intestinal se mantém
constante depois da transformação de
microbiota infantil em adulta, no entanto, podem ocorrer mudanças transitórias derivadas de fatores alimentares
como demonstraram Ley, Backhed et
al. (2005). A estabilidade da microbiota
é possível devido ao reconhecimento e
tolerância do sistema immune de mucosas adquirida durante a infância (Ouwehand, Salminen et al., 2002). Alguns
estudos apontam para a diversidade
entre a composição bacteriana luminal e
de mucosa (Eckburg, Bik et al., 2005),
isso devido provavelmente a um grupo
de genes compartilhados que definem o
microbioma intestinal e várias funções
metabólicas (Turnbaugh, Hamady et al.,
2009). Estudos comparativos entre adultos mostraram que o genótipo é mais
importante que a dieta, idade ou estilo
de vida para determinar a composição
da microbiota intestinal (Zoetendal, BenAmor et al., 2001).
Obesidade Viceral
A obesidade visceral é caracterizada
pelo excesso de gordura armazenada ao
redor do abdomen, e é o primeiro sinal
das anormalidades metabólicas, caracterizado como uma inflamação crônica
de baixa intensidade, na qual o tecido
adiposo apresenta o papel regulatório
principal e representa um importante
alvo para a síndrome metabólica (Matsuzawa, 2006). O desenvolvimento da obesidade é complexo, envolvendo fatores
ambientais e genéticos. Alguns genes
estão relacionados com a determinação
do peso corporal, afetando apetite, energia e funções metabólicas (Cecil, Tavendale et al., 2008).
De acordo com Hill (2006) e Jernas,
Palming et al. (2006), a obesidade visceral é resultado de um desequilíbrio energético entre energia absorvida, energia
gasta e energia estocada. O excesso de
energia é estocado nos tecidos adipócitos como triglicérides. A quantidade de
gordura no fígado é determinado pelo
balanço entre absorção de ácidos graxos da dieta, síntese de ácidos gráxos
endógenos, síntese de triglicérides, oxidação de ácidos graxos e exportação de
triglicérides. Mudanças em qualquer um
destes parâmetros pode afetar a quantidade de gordura estocada no fígado. As
anormalidades metabólicas que acompanham a obesidade incluem hipertensão, comprometimento da tolerância a
glicose, resistência a insulina levando a
hiperinsulinemia e dislipidemia (Stienstra, Duval et al., 2007).
Obesidade Visceral e microbiota intestinal
O processo fisiológico que regula
peso e metabolismo, incluindo sinais periféricos de fome e saciedade e resposta
à ingestão de alimento pelo sistema gastrointestinal tem sido de grande interesse na pesquisa atual (Camilleri, Bueno
et al., 2006; Murphy, Dhillo et al., 2006).
Evidências recentes sugerem que a
microbiota simbionte do trato gastrointestinal humano afeta a aquisição de nutrientes e regulação energética, baseadas
na observação de que pessoas obesas e
magras apresentarem perfis de microbiotas diferentes. Cani e Delzenne (2009)
sugeriram duas vias importantes da microbiota afetar a aquisição de nutrientes
e a regulação energética. No primeiro, a
microbiota promove a absorção de monossacarídeos, a extração de energia de
componentes alimentares não digeríveis
(via ácidos graxos de cadeia curta produzidos durante a fermentação), lipogenese
hepática via de novo, e armazenamento
21
de gordura nos adipócitos (Backhed,
2010). Na segunda via, os ácidos graxo
de cadeia curta, formados a partir da fermentação realizada pela microbiota intestinal atuam não apenas como substratos
ao hospedeiro mas também como moléculas de sinalização como receptores
acoplados a proteína G (Gpr41, Gpr43).
Samuel, Shaito et al. (2008) demonstraram que os camundongos GPR41-/- colonizados com um modelo de comunidade
microbiana fermentativa (Bacteroides
thetaiotaiomicron e Methanobrevibacter
smithii) não ganharam massa adiposa
na mesma proporção que os correspondentes wild-type ganharam. Os autores
também mostraram que camundongos
wild-type germ-free tiveram aumento
plasmático do peptidio YY (PYY) anorexogênico, enquanto o camundongo
GPR41-/- não apresentou modificação.
Não há consenso no quanto a redução de
Gpr41 influencia a concentração de PYY
e causa a redução das taxas de entrega
de nutrientes ao segmento íleo-colônico
do intestino. Em contrapartida Delzenne,
Cani et al. (2005) mostraram a modulação
da microbiota através da fermentação de
carboidratos não digeríveis (prebióticos),
os quais aumentam as concentrações de
ácidos graxos de cadeia curta no ceco
e também aumentam a concentração
plasmática de PYY, um mecanismo que
provavelmente contribua para a redução
no consumo alimentar e desenvolvimento de massa corporal. Além disso, com a
mudança na microbiota ocorre uma super
produção de ácidos graxos de cadeia
curta concomitantemente com o aumento
de secreção de PYY e esse aumento não
acarreta necessariamente em dispersão
energética e desenvolvimento de gordura.
Atividades metabólicas da microbiota intestinal facilitam a extração de
calorias ingeridas na dieta; ajudam a
estocar estas calorias no tecido adiposo para uso posterior e prove energia
e nutrientes para o crescimento e proliferação microbiológica. Diferenças individuais na captação de energia pode
ser a explicação fisiológica para alguns
pacientes obesos que não comem em
excesso, sugerindo que a microbiota
intestinal de cada pessoa apresenta
eficiencia metabólica específica com
características que podem predispor a
obesidade (Backhed, 2010).
22
Enquanto os estudos relacionados a
disbiose intestinal durante a obesidade
apontam mudanças na quantidade de
bifidobactéria Cani, e Delzenne (2009),
Kalliomaki, Collado et al. (2008) observaram aumento no número de bifidobactérias e diminuição na quantidade de
Staphylococcus aureus quando comparavam crianças de peso normal e obesas
aos sete anos de idade, sugerindo que
as diferenças na microbiota precedem a
obesidade.
Bacteroidetes e Firmicutes são as
principais divisões bacterianas que diferem consideravelmente entre indivíduos
magros e obesos. O camundongo obeso
aumenta a concentração de Firmicutes e
diminue a concentração de Bacteroidetes
quando comparados entre si, corroborando com a teoria de que certas composições de microbiota intestinal extraem
mais energia do alimento do que outras
(Frank e Pace, 2008).
Ley, Peterson et al. (2006) monitoraram a microbiota fecal de 12 pacientes
obesos durante a participação de um
programa de perda de peso, onde, de
forma randômica, foram selecionados a
ingerir dieta de baixa caloria restrita em
gordura ou dieta de baixa caloria restrita
em carboidratos. Assim como nos experimentos em camundongos, as divisões
Bacteroidetes e Firmicutes dominaram
a microbiota com estabilidade individual
bem determinada durante todo o período
de estudo. Após a dieta terapia, pacientes
obesos apresentaram menos Bacteroidetes e mais Firmicutes que os participantes
magros controles.
Depois da perda de peso, uma proporção relativa de Bacteroidetes aumentou,
enquanto de Firmicutes diminuiu. A correlação feita de acordo com a perda de
peso e não com o tipo de dieta hipocalórica mostrou que Bacteroidetes constituem aproximadamente 3% das bactérias intestinais antes da dieta terapia e
aproximadamente 15% após a perda de
peso. No entanto, Duncan, Lobley et al.
(2008) realizaram experimento similar e
não encontraram dados que suportem
esta hipótese. Ainda não se sabe porque
pessoas obesas apresentam mais Firmicutes (DiBaise et al., 2008), no entanto,
sabe-se que pessoas obesas apresentam
menor diversidade de microbiota do que
pessoas magras (Raoult, 2008; Turnbau-
gh, Hamady et al., 2009). Este pode ser o
primeiro sinal para entender como a dieta
afeta a regulação energética e a composição da microbiota individual.
Considerações finais
Apesar dos avanços obtidos nas últimas décadas no estudo da composição
da microbiota fecal com o advento de
técnicas moleculares, mais estudos são
necessários para entender a modulação deste complexo ecossistema e os
fatores que interferem no seu estabelecimento.
Estes estudos poderão contribuir ainda para o entendimento dos reais efeitos
da microbiota infantil no desenvolvimento de alergias e doenças imunológicas
e/ou inflamatórias, possibilitando a intervenção com, por exemplo, o uso de
alimentos funcionais na dieta de lactentes, e desta forma, promover o correto
desenvolvimento do TGI e garantir seu
equilíbrio na idade adulta.
Referencias
ADLERBERTH I., WOLD AE. - Establishment
of the gut microbiota in Western infants. Acta
Pediatria. 2008; p. 229-238.
Adlerberth, I. - Establishment of normal
intestinal microflora in the newborn infant. In:
Hanson LA, Yolken RH, editors. Probiotics,
Other Nutritional Factors and Intestinal Microflora. Nestlé Nutrition Workshop Series, vol 42.
, Philadelphia: Lippincott-Raven Publishers;
1999. p. 63-78.
ANDERSSON, A. F. et al. Comparative Analysis of Human Gut Microbiota by Barcoded Pyrosequencing. Plos One [S.I.], v. 3, n. 7, 2008.
BACKHED, F. Addressing the gut microbiome
and implications for obesity. International Dairy
Journal [S.I.], v. 20, n. 4, p. 259-261, 2010.
BERDANI, R.; ROSSI, E.A.; Microbiota intestinal e probióticos: Implicações sobre o câncer
de colón . Departamento de alimentos e nutrição, Faculdade de Ciências Farmacêuticas,
Universidade Estadual paulista, Araraquara,
São Paulo Brasil. 2009.
CAMILLERI, M. et al. Pharmacological and
pharmacokinetic aspects of functional gastrointestinal disorders. Gastroenterology [S.I.], v.
130, n. 5, p. 1421-1434, 2006.
CANI, P. D.; DELZENNE, N. M. Interplay between obesity and associated metabolic disorders: new insights into the gut microbiota. Current Opinion in Pharmacology [S.I.], v. 9, n. 6,
p. 737-743, 2009.
GILL, S. R. et al. Metagenomic analysis of the
human distal gut microbiome. Science [S.I.], v.
312, n. 5778, p. 1355-1359, 2006.
MACFARLANE, G. T.; CUMMINGS, J. H. Probiotics, infection and immunity. Current Opinion
in Infectious Diseases, v. 15, p. 501-506, 2002.
MACFARLANE, 2000.
CARVALHO, K. M. B. et al. Obesidade e Síndrome Metabólica. Barueri: Manole, 2009.
(Nutrição nas doenças crônicas não-transmissíveis).
Grolund, M.; Lehtonen, O.; Erola, E.;
Kero, P. - Fecal microflora in healthy infants
born by different methods of delivery: permanent changes in intestnal flora after cesarean
delivery. J Pediatr Gastroenterol Nutr. 1999;
28(1):19-25.
CECIL, J. E. et al. An Obesity-Associated FTO
Gene Variant and Increased Energy Intake in
Children. New England Journal of Medicine
[S.I.], v. 359, n. 24, p. 2558-2566, 2008.
HILL, J. O. Understanding and addressing the
epidemic of obesity: An energy balance perspective. Endocrine Reviews [S.I.], v. 27, n. 7,
p. 750-761, 2006.
MATSUZAWA, Y. Therapy insight: adipocytokines in metabolic syndrome and related cardiovascular disease. Nature Clinical Practice
Cardiovascular Medicine [S.I.], v. 3, n. 1, p.
35-42, 2006.
DELZENNE, N. M. et al. Impact of inulin and
oligofructose on gastrointestinal peptides. British Journal of Nutrition [S.I.], v. 93, p. S157S161, 2005.
______. Can a small-changes approach help
address the obesity epidemic? A report of the
Joint Task Force of the American Society for
Nutrition, Institute of Food Technologists, and
International Food Information Council. American Journal of Clinical Nutrition [S.I.], v. 89, n.
2, p. 477-484, 2009.
MEDZHITOV, R., JANEWAY, C. Innate immune
Recognition: mechanisms and pathways. Immunological Reviews, 173:97,2000.
Mounttzouris, K.C.; McCartney, A.L.;
Gibson, G.R. - Intestinal microflora of human
infants and current trends for its nutritional modulation. Br J Nutr. 2002; 87:405-20.
HILL, J. O.; WYATT, H. Outpatient management of obesity: A primary care perspective.
Obesity Research [S.I.], v. 10, p. 124S-130S,
2002.
MURPHY, K. G. et al. Gut peptides in the regulation of food intake and energy homeostasis.
Endocrine Reviews [S.I.], v. 27, n. 7, p. 719727, 2006.
HILL, J. O. et al. Obesity and the environment:
Where do we go from here? Science [S.I.], v.
299, n. 5608, p. 853-855, 2003.
OUWEHAND, A. C. et al. Probiotics: an overview of beneficial effects. Antonie Van Leeuwenhoek International Journal of General and
Molecular Microbiology [S.I.], v. 82, n. 1-4, p.
279-289, 2002.
DUNCAN, S. H. et al. Human colonic microbiota associated with diet, obesity and weight
loss. International Journal of Obesity [S.I.], v.
32, n. 11, p. 1720-1724, 2008.
DUVNJAK, L.; DUVNJAK, M. The metabolic
syndrome – an ongoing story. Journal of Physioly and Pharmacology [S.I.], v. 60, p. 19-24,
2009.
ECKBURG, P. B. et al. Diversity of the human
intestinal microbial flora. Science [S.I.], v. 308,
n. 5728, p. 1635-1638, 2005.
Fanaro, S.; Chierici, R.; Guerrini, Vigi V.
- Intestinal microflora in early infancy: composition and development. Acta Paediatr Suppl,
2003; 441: 48-55.
FRANK, D. N.; PACE, N. R. Gastrointestinal
microbiology enters the metagenomics era.
Current Opinion in Gastroenterology [S.I.], v.
24, n. 1, p. 4-10, 2008.
Furrie, E. - A molecular revolution in the study of intestinal microflora. Gut 2006 Feb; 55(2)
141-143 www.gut.bmj.com on 4 december
2007.
GASKINS, H.R; CROIX, A.J.; NAKAMURA, N.;
NAVA, G.M. Impact the intestinal microbiota on
the development of mucosal defense. Clinical
Infectious diseases; v. 46 2008.
GEWIRTZ, A.T., NAVAS, T.A., GODOWSKI,
P.J., MADARA, J.L. Cutting edge: bacterial flagellin activates basolaterally expressed TLR5
to induce epithelial proinflammatory gene expression. J. Immunol., 167:1882-5, 2001.
HOPPER,L.V. Do symbiotic bactéria subvert
host immunity? Nature Reviews microbiology;
vol.7, 2009, p. 367-374.
HOOPER, 2007
JERNAS, M. et al. Separation of human adipocytes by size: hypertrophic fat cells display
distinct gene expression. Faseb Journal [S.I.],
v. 20, n. 9, p. 1540-+, 2006.
KALLIOMAKI, M. et al. Early differences in
fecal microbiota composition in children may
predict overweight. American Journal of Clinical Nutrition [S.I.], v. 87, n. 3, p. 534-538, 2008.
LEY, R. E. et al. Obesity alters gut microbial
ecology. Proceedings of the National Academy
of Sciences of the United States of America
[S.I.], v. 102, n. 31, p. 11070-11075, 2005.
______. Ecological and evolutionary forces
shaping microbial diversity in the human intestine. Cell [S.I.], v. 124, n. 4, p. 837-848, 2006.
MACFARLANE, S.; MACFARLANE, G. T. Bacterial diversity in the human gut. Advances in
Applied Microbiology, Vol 54 [S.I.], v. 54, p. 261289, 2004.
MAGALHAES J.G; TATTOLI I.; GIRARDIN S.E.
The intestinal epithelial barrier: how to distinguish between the microbial flora and pathogens. Semin Immunol. v.2 , p. 106-15, 2007.
PALMER, C. et al. Development of the human
infant intestinal microbiota. Plos Biology [S.I.],
v. 5, p. 1556-1573, 2007.
PENDERS, J.; STOBBRINGH, E.E.; THIJS,
C.; ADAMS, H.; VINK, C.; VAN REE, VAN DEN
BRANDT, P.A. – Molecular fingerprinting of the
intestinal microbiota of infantsin whom atopic
eczema was or was not developing. Clin Exp
Allergy, v. 36 p. 1602-08. 2006.
RAOULT, D. Obesity pandemics and the modification of digestive bacterial flora. European
Journal of Clinical Microbiology & Infectious
Diseases [S.I.], v. 27, n. 8, p. 631-634, 2008.
SAMUEL, B. S. et al. Effects of the gut microbiota on host adiposity are modulated by
the short-chain fatty-acid binding G proteincoupled receptor, Gpr41. Proceedings of the
National Academy of Sciences of the United
States of America [S.I.], v. 105, n. 43, p. 1676716772, 2008.
23
Schiffrin, E.J.; Blum, S. - Interactions between the microbiota and the intestinal mucosa. Eur J Clin Nutr, 2002; 56(suppl 3):S60-S4.
SOKOL, H. et al. Faecalibacterium prausnitzii
is an anti-inflammatory commensal bacterium
identified by gut microbiota analysis of Crohn
disease patients. PNAS v. 105, n. 43, p.
16731–16736. 2008.
Tannock GW. New perceptions of the gut microbiota: implications for future research. Gastroenterol Clin North Am. 34(3):361-82, 2005.
STIENSTRA, R. et al. The role of PPAR-alpha
and PPAR-gamma in obesity-induced hepatic
inflammation. Journal of Hepatology [S.I.], v.
46, p. 739, 2007.
TURNBAUGH, P. J. et al. A core gut microbiome in obese and lean twins. Nature [S.I.], v.
457, n. 7228, p. 480-U7, 2009.
Tannock, G.W. - Molecular assessment of
intestinal microflora. Am J Clin Nutr, 2001; 73:
410S-4S.
Tannock, G.W. - The normal microflora: an
introduction. In: Tannock GW, editor. Medical
Importance of Normal Microflora. Netherlands:
Kluwer Academic Publishers; 1999. p. 1-23.
24
TSAI, A. G.; WADDEN, T. A. Systematic review:
An evaluation of major commercial weight loss
programs in the United States. Annals of Internal Medicine [S.I.], v. 142, n. 1, p. 56-66, 2005.
WALL, R.; ROSS, R.P.; RYAN,C.A.;
HUSSEY,S.; MURPHY, B.; FITZGERALD, G.F.;
STANTON, C. Role of Gut Microbiota in Early
Infant Development. Clinical Medicine: Pediatrics, 2009, p.45-54.
WINKLER, P.; GHADIMI, D.; SCHREZENMEIR,J.;
KRAEHENBUHL, JP. Molecular and Cellular Basis of microflora host interaction. J Nutr., 2007;
137(3 Suppl 2) p. 756S-72S.
ZOETENDAL EG.; RAJILIC-STOJANOVIC M.;
VOS WM. High-throughput diversity and functionality analysis os the gastrointestinal tract
microbiota. Recent advances in basic science;
2008. p. 1605-1615.
ZOETENDAL, E. G. et al. DNA isolation Protocols affect the detection limit of PCR approaches of bacteria in samples from the human
gastrointestinal tract. Systematic and Applied
Microbiology [S.I.], v. 24, n. 3, p. 405-410, 2001.
Zoetendal EG, Vaughan EE, de Vos WM.
A microbial world within us. Mol Microbiol.
59(6):1639-50. 2006
Ciência in Foco
ATIvIDADE BIOLÓGICA
DE POLISSACARÍDEOS:
LIÇÕES ENSINADAS
POR MICRORGANISMOS
PATOGÊNICOS
Marcio L. Rodrigues
Laboratório de Estudos Integrados em Bioquímica Microbiana, Instituto de
Microbiologia, Universidade Federal do Rio de Janeiro; Avenida Carlos Chagas
Filho, 373, Cidade Universitária CCS, Bloco I. Rio de Janeiro - RJ, 21941-902,
Brasil. Telefone: 21 2562 6740, fax: 21 25608344 - [email protected]
resuMo
Estudos sobre estrutura e função de polissacarídeos em sistemas biológicos classicamente
envolvem análise de seqüência e composição de monossacarídeos, configuração anomérica, tipo de ligação glicosídica, ramificações e presença de substituintes. A literatura recente,
entretanto, indica que outros parâmetros, até então pouco explorados, parecem influenciar
diretamente a atividade biológica de polissacarídeos microbianos. Dentre esses parâmetros,
destaca-se a correlação inversa entre as dimensões de polissacarídeos fúngicos e sua atividade imunobiológica. Essas observações recentes sugerem novos conceitos sobre estrutura e
função de polissacarídeos, o que pode gerar novas abordagens para o estudo dessas estruturas e suas aplicações práticas.
Polissacarídeos são estruturas poliméricas compostas de ao menos dez
monossacarídeos conectados seqüencialmente por ligações glicosídicas.
Essas estruturas podem ser lineares ou
ramificadas, característica observada
quando um monossacarídeo constituinte de um polissacarídeo está envolvido
em mais de duas ligações glicosídicas.
Os polissacarídeos podem ser classificados como homopolissacarídeos,
termo usado para indicar um polímero
composto de monossacarídeos idênticos, ou hereropolissacarídeos, termo
usado para definir polissacarídeos
compostos por dois ou mais tipos de
monossacarídeos [1].
Os polissacarídeos são componentes estruturais importantes encontrados
nos três domínios da vida. Em microrganismos patogênicos, vários estudos
demonstram que os polissacarídeos desempenham papéis determinantes para
a arquitetura do envelope celular [2].
Em patógenos procarióticos e eucarióticos, são vários os polissacarídeos componentes da superfície celular. Essa
distribuição permite que estruturas polissacarídicas influenciem diretamente
a interação patógeno-hospedeiro [3-7].
Polissacarídeos capsulares foram
alguns dos primeiros determinantes de
virulência microbiana descritos na literatura, como demonstrado no clássico
experimento de Griffith (revisão em [8]).
Nesse estudo pioneiro sobre transferência de ácidos nucléicos e transformação bacteriana, o uso de isolados de
Streptococcus pneumoniae, na época
identificados como tipo III-S (do inglês
“smooth”) e tipo II-R (do inglês “rough”),
permitiu o estabelecimento de uma relação direta entre a presença de cápsulas polissacarídicas em bactérias patogênicas e proteção contra as defesas
do hospedeiro. O isolado III-S, revestido pela rede de polissacarídeos, foi
capaz de sobreviver à resposta imune
25
e causar morte de animais infectados.
O isolado II-R, acapsular, mostrou-se
avirulento. Posteriormente, ao longo
de várias décadas, a associação entre
polissacarídeos capsulares e virulência
microbiana foi consolidada [9], embora
seja claro que, em alguns casos, essas
estruturas funcionem em favor do controle da infecção [10-12].
Classicamente, polissacarídeos são
considerados antígenos indutores de
padrões de imunidade independente
de células T, consistindo em ativadores
mais eficientes da produção de anticorpos do que da resposta imune mediada por células [13]. Na última década,
centenas de estudos demonstraram o
papel de polissacarídeos na ativação
de mecanismos de imunidade inata
(revisão em [10]). A conjugação de
polissacarídeos a estruturas protéicas
pode gerar estruturas de imunogenicidade aumentada e, de fato, vacinas
contendo polissacarídeos contra patógenos procarióticos são comercialmente disponíveis atualmente [14, 15].
Dentre essas, destacam-se vacinas
anti-pneumocócicas, baseadas na combinação de polissacarídeos capsulares
de Streptococcus pneumoniae de 13
sorotipos individualmente conjugadas
a proteína diftérica não tóxica, e conjugados polissacarídeo-toxóide diftérico protetores contra meningococos de
quatro sorogrupos diferentes [14, 15].
Os polissacarídeos são fundamentais para mecanismos de patogenicidade e imunidade também nas infecções
fúngicas [16]. Ao contrário das células
de mamífero, os fungos possuem um
envoltório denominado parede celular,
estrutura composta majoritariamente
de polissacarídeos [4]. Glucanas, quitina e mananas (polímeros formados por
unidades repetitivas, respectivamente,
de glucose, N-acetilglucosamina e manose) são particularmente abundantes
na parede celular de fungos, onde, dependendo de seus aspectos estruturais,
funcionam como reguladores de virulência ou ativadores de imunidade inata
[4, 11, 12]. O gênero fúngico no qual a
função de polissacarídeos no processo
infeccioso é conhecida em mais detalhes é o Cryptococcus.
O gênero Cryptococcus comporta as
espécies patogênicas C. neoformans
26
e C. gattii. Esses são os agentes etiológicos da criptococose, doença que
pode atingir o pulmão e, em indivíduos
imunocomprometidos, causar danos ao
sistema nervoso central e outros órgãos
[17]. Estima-se que cerca de um milhão
de novos casos de criptococose ocorram anualmente, com índices de letalidade que podem atingir 60% [18]. No
Brasil, a criptococose é a doença fúngica de maior índice de letalidade em
pacientes HIV-positivos em estágio de
imunossupressão [19]. C. neoformans
e C. gattii são patógenos eucarióticos
leveduriformes que apresentam uma
característica singular: a presença de
cápsula polissacarídica [20] (Figura 1).
Essa é uma característica comum em
patógenos bacterianos, mas rara em
microrganismos eucarióticos.
Em C. neoformans e C. gattii, a cápsula é majoritariamente composta pelos
polissacarídeos glucuronoxilomanana
(GXM) e glucuronoxilomanogalactana
(GXMGal) [20]. O polissacarídeo capsular majoritário em ambas as espécies
é a GXM, que consiste de um polímero
de unidades de manose α1,3 ligadas
com substituições de ácido glucurônico e xilose, formando ligações β1,2 e
β1,4 com o esqueleto de manose [20].
É fato, portanto, que ácido glucurônico,
xilose e manose são as unidades formadoras da GXM. As particularidades
estruturais oriundas das conformações
distintas que esses açúcares podem
formar, entretanto, se refletem em propriedades sorológicas diferenciadas.
Essas propriedades dividem a GXM
em quatro principais sorogrupos: A e
D, produzidos por C. neoformans, e B
e C, produzidos por C. gattii [20]. Para
construção da rede capsular, as leveduras secretam os polissacarídeos para o
ambiente extracelular por mecanismos
que envolvem a liberação de vesículas,
para posterior incorporação na superfície celular e crescimento distal da cápsula [21, 22].
Acredita-se que a produção de GXM
e liberação para o ambiente extracelular sejam eventos fundamentais para a
imunopatogênese da criptococose [20].
Em geral, a GXM é deletéria para o
sistema imune [23], embora vários relatos indiquem que esse polissacarídeo
seja um potente ativador do sistema
complemento e da imunidade inata [16,
20, 24]. Recentemente, foi claramente
demonstrado que frações extracelulares de GXM diferem em estrutura e
função de amostras de polissacarídeo
associado à superfície celular do C. neoformans [25]. Essas observações sugeriram que as leveduras de C. neoformans e C. gattii produzem populações
altamente diversificadas de GXM que,
mesmo com composição monossacarídica similar, apresentam particularidades estruturais com reflexo direto em
sua função. De fato, o grupo liderado
pelo Dr. Arturo Casadevall demonstrou
em estudo recente que a produção de
GXM por C. neoformans inclui fibras
polissacarídicas com dimensões moleculares muito variáveis, que interagiriam por mecanismos diversos para
formar a malha capsular nessa espécie
[26]. Esse estudo permitiu que fossem
levantadas questões como: amostras
polissacarídicas de composição idêntica, mas com dimensões e graus de
polimerização variáveis, apresentarão
funções biológicas distintas?
A questão levantada acima é fundamentada por observações que se tornaram recentemente disponíveis na literatura científica. A quitina, polissacarídeo
encontrado em células fúngicas, de
insetos e parasitas, é um polímero insolúvel em água composto de unidades
de N-acetilglucosamina formando ligações β1,4. Conforme descrito por Da
Silva e colaboradores [27, 28], frações
de quitina com dimensões elevadas são
imunologicamente inertes. Amostras do
polissacarídeo com dimensões reduzidas, entretanto, estiveram associadas à
eficiente estimulação de receptores da
imunidade inata e produção de citocinas pró- e antiinflamatórias. Essas observações criaram um claro precedente
na literatura indicando que amostras
polissacarídicas de composição idêntica, mas com dimensões variáveis, podem ter funções diferenciadas.
A observação acima descrita e o fato
de estruturas capsulares de espécies do
complexo Cryptococcus serem compostas por moléculas de GXM de dimensões
variadas estão de acordo com a hipótese
de que as mesmas poderiam gerar múltiplos efeitos biológicos. Em estudo recente desenvolvido por Fonseca e colegas
Figura 1. Polissacarídeos de superfície celular do C. neoformans. O painel à esquerda mostra leveduras contra-coradas com
tinta Nanquim; os halos brancos representam a malha capsular. O painel à direita mostra, por microscopia de fluorescência, polissacarídeos capsulares (em verde, corados com anticorpo contra GXM) e de parede (azul, corados com calcofluor white, corante fluorescente para quitina). As regiões da célula coradas em vermelho representam oligômeros de quitina, revelados através de
reação com a lectina do germe do trigo. Cortesia da Dra. Fernanda L. Fonseca (Instituto de Microbiologia, UFRJ).
[29], essa hipótese foi comprovada. Através do uso de um modelo experimental
que testou a ativação de respostas celulares resultantes na produção de óxido
nítrico por fagócitos e ativação de receptores do tipo Toll, foi observado que
amostras de GXM isoladas de C. gattii
(sorotipo B) com composições monossacarídicas similares a outras produzidas
por C. neoformans (sorotipos A e D) e
mesmo por outros isolados de C. gattii
(sorotipo C) geravam respostas muito
variáveis. Através de ensaios de medida
de diâmetro molecular por espalhamento
de luz, foi observado que a capacidade
aumentada de induzir respostas celulares está correlacionada com a ocorrência de diâmetros moleculares reduzidos
nas amostras polissacarídicas do sorotipo B. Foi assim gerada a conclusão de
que amostras de GXM com dimensões
reduzidas teriam maior potencial imunobiológico, conforme demonstrado para
quitina [27, 28, 30].
As observações descritas acima
geram novos conceitos sobre estrutura
e função de polissacarídeos. Além de
aspectos estruturais tradicionalmente
estudados, como análise de seqüência
e composição de monossacarídeos,
configuração anomérica, tipo de ligação
glicosídica, ramificações e presença de
substituintes, torna-se clara a necessidade de análise de outros parâmetros
para determinação de estrutura e fun-
ção de polissacarídeos, como diâmetro molecular e grau de polimerização.
Esses conceitos podem gerar novas
visões sobre, por exemplo, imunogenicidade de polissacarídeos e aplicações
em terapia e prevenção de doenças. Os
estudos concluídos na área são ainda
embrionários e, parece claro, há ainda
muito a ser descoberto.
Agradecimentos
O trabalho sobre estrutura e funções
de polissacarídeos em nosso laboratório vem sendo desenvolvido com apoio
financeiro das agências de fomento FAPERJ, FAPESP, FINEP, CNPq e CAPES.
Cabem aqui também agradecimentos
aos Profs. Luiz R. Travassos e Arturo
Casadevall pelos ensinamentos na área
e ao Prof. Leonardo Nimrichter pela colaboração constante nesses estudos. As
imagens mostradas na Figura 1 são de
autoria da Dra. Fernanda L. Fonseca. Referências
bibliográficas.
1. Book Review of Chemical Glycobiology.
ACS Symposium Series 990. J Am Chem
Soc, 2008.
2. Roberts, I.S., The biochemistry and genetics of capsular polysaccharide production in
bacteria. Annu Rev Microbiol, 1996. 50: p.
285-315.
3. Doering, T.L., How Sweet It Is! Cell Wall
Biogenesis and Polysaccharide Capsule Formation in Cryptococcus neoformans. Annu
Rev Microbiol, 2009.
4. Nimrichter, L., et al., The multitude of targets for the immune system and drug therapy
in the fungal cell wall. Microbes Infect, 2005.
7(4): p. 789-98.
5. Reiter, W.D., Biosynthesis and properties of
the plant cell wall. Curr Opin Plant Biol, 2002.
5(6): p. 536-42.
6. Whitfield, C., Biosynthesis and assembly of
capsular polysaccharides in Escherichia coli.
Annu Rev Biochem, 2006. 75: p. 39-68.
7. Whitfield, C., N. Kaniuk, and E. Frirdich,
Molecular insights into the assembly and diversity of the outer core oligosaccharide in
lipopolysaccharides from Escherichia coli and
Salmonella. J Endotoxin Res, 2003. 9(4): p.
244-9.
8. Smith, H., Pathogenicity and the microbe in
vivo. The 1989 Fred Griffith Review Lecture. J
Gen Microbiol, 1990. 136(3): p. 377-93.
9. Moxon, E.R. and J.S. Kroll, The role of bacterial polysaccharide capsules as virulence
factors. Curr Top Microbiol Immunol, 1990.
150: p. 65-85.
10. Roeder, A., et al., Toll-like receptors as key
mediators in innate antifungal immunity. Med
Mycol, 2004. 42(6): p. 485-98.
27
11. Bittencourt, V.C., et al., An alpha-glucan of
Pseudallescheria boydii is involved in fungal
phagocytosis and Toll-like receptor activation.
J Biol Chem, 2006. 281(32): p. 22614-23.
18. Park, B.J., et al., Estimation of the current global burden of cryptococcal meningitis
among persons living with HIV/AIDS. AIDS,
2009. 23(4): p. 525-30.
12. Figueiredo, R.T., et al., TLR4 recognizes
Pseudallescheria boydii conidia and purified
rhamnomannans. J Biol Chem. 285(52): p.
40714-23.
19. Prado, M., et al., Mortality due to systemic
mycoses as a primary cause of death or in
association with AIDS in Brazil: a review from
1996 to 2006. Mem Inst Oswaldo Cruz, 2009.
104(3): p. 513-21.
13. Vecchiarelli, A., Fungal capsular polysaccharide and T-cell suppression: the hidden
nature of poor immunogenicity. Crit Rev Immunol, 2007. 27(6): p. 547-57.
14. Deeks, E.D., Meningococcal quadrivalent
(serogroups A, C, w135, and y) conjugate
vaccine (Menveo): in adolescents and adults.
BioDrugs. 24(5): p. 287-97.
15. Pletz, M.W., et al., Pneumococcal vaccines: mechanism of action, impact on epidemiology and adaption of the species. Int J
Antimicrob Agents, 2008. 32(3): p. 199-206.
16. Levitz, S.M., Interactions of Toll-like receptors with fungi. Microbes Infect, 2004. 6(15):
p. 1351-5.
17. Bicanic, T. and T.S. Harrison, Cryptococcal
meningitis. Br Med Bull, 2004. 72: p. 99-118.
28
20. Zaragoza, O., et al., The capsule of the
fungal pathogen Cryptococcus neoformans.
Adv Appl Microbiol, 2009. 68: p. 133-216.
21. Zaragoza, O., et al., The polysaccharide
capsule of the pathogenic fungus Cryptococcus neoformans enlarges by distal growth and
is rearranged during budding. Mol Microbiol,
2006. 59(1): p. 67-83.
22. Rodrigues, M.L., et al., Vesicular polysaccharide export in Cryptococcus neoformans is
a eukaryotic solution to the problem of fungal
trans-cell wall transport. Eukaryot Cell, 2007.
6(1): p. 48-59.
23. Monari, C., F. Bistoni, and A. Vecchiarelli,
Glucuronoxylomannan exhibits potent immunosuppressive properties. FEMS Yeast Res,
2006. 6(4): p. 537-42.
24. Levitz, S.M., Receptor-mediated recognition of Cryptococcus neoformans. Nippon
Ishinkin Gakkai Zasshi, 2002. 43(3): p. 133-6.
25. Frases, S., et al., Cryptococcus neoformans capsular polysaccharide and exopolysaccharide fractions manifest physical, chemical, and antigenic differences. Eukaryot Cell,
2008. 7(2): p. 319-27.
26. Frases, S., et al., Capsule of Cryptococcus neoformans grows by enlargement of
polysaccharide molecules. Proc Natl Acad Sci
U S A, 2009. 106(4): p. 1228-33.
27. Da Silva, C.A., et al., Chitin is a sizedependent regulator of macrophage TNF and
IL-10 production. J Immunol, 2009. 182(6): p.
3573-82.
28. Da Silva, C.A., et al., TLR-2 and IL-17A
in chitin-induced macrophage activation and
acute inflammation. J Immunol, 2008. 181(6):
p. 4279-86.
29. Fonseca, F.L., et al., Immunomodulatory
effects of serotype B glucuronoxylomannan
from Cryptococcus gattii correlate with polysaccharide diameter. Infect Immun. 78(9): p.
3861-70.
30. Lee, C.G., et al., Chitin regulation of immune responses: an old molecule with new roles. Curr Opin Immunol, 2008. 20(6): p. 684-9.
Ciência in Foco
POTENCIAL BIOTECNOLÓGICO
DE fUNGOS MARINHOS
PARA PRODUÇÃO DE
ENZIMAS LIGNINOLÍTICAS E
DEGRADAÇÃO DE POLUENTES
AMBIENTAIS
Rafaella C. Bonugli-Santos, Mariana J. Magrini, Maria Raphaella S.
Vasconcelos, Michel Rodrigo Z. Passarini & Lara Durães Sette
Divisão de Recursos Microbianos DRM – CPQBA Universidade Estadual de Campinas (UnICAMP) – Campinas – SP
introDução
O interesse pelo isolamento e avaliação do potencial biotecnológico de microorganismos pertencentes a nichos ecológicos pouco explorados tem crescido nos
últimos anos. Recentemente, estudos
com enfoque na identificação e isolamento de compostos a partir da diversidade
microbiana de origem marinha vêm se expandindo [1-4]. Segundo Bugni e Ireland
[1], os fungos derivados de ambientes
marinhos são uma fonte de diversidade
química, e este fato é atestado pelos 277
novos compostos que foram isolados e
descritos. Alguns trabalhos relacionados
ao isolamento e produção de metabólitos
secundários por fungos filamentosos marinhos ou derivados de ambiente marinho
foram reportados na literatura [1-3,5-7],
demonstrando o potencial biotecnológico
destes organismos.
As principais atividades biológicas
relacionadas aos fungos derivados mari-
nhos são: propriedades antimicrobianas
e antitumorais, inibição de ciclo celular,
antagonistas de fatores de ativação,
atividade antiviral, inibição de fosfatase
e quinase [1]. Entretanto, seu potencial
pode ser explorado em diversas áreas,
como na produção de diferentes enzimas [4,8-10] e na degradação de poluentes ambientais [11-13].
fungos MArinHos
Os fungos marinhos não formam um
grupo taxonômico, mas sim ecológico
[14]. No ambiente marinho, são organismos heterotróficos, com papel principal
na decomposição do tecido vegetal e
animal (celulose, lignina, queratina, entre
outros) e na reciclagem de nutrientes [1].
A temperatura é o parâmetro mais importante que controla a distribuição dos
fungos marinhos, embora a pressão hidrostática e a disponibilidade de oxigênio
sejam também fatores relevantes [15].
Os estudos na área de micologia
marinha são relativamente recentes e
renderam até o momento a classificação
de dois grupos de fungos marinhos, com
base em sua capacidade de crescer e se
reproduzir na água do mar. São chamados fungos marinhos obrigatórios aqueles
que crescem e esporulam exclusivamente na água do mar, e seus esporos são
capazes de germinar neste ambiente; e
fungos marinhos facultativos aqueles terrestres e aquáticos com adaptações que
permitem seu crescimento no ambiente
marinho [16]. De acordo com Hyde et
al. [14], aproximadamente 800 espécies
de fungos marinhos obrigatórios foram
encontrados. Porém, estes micro-organismos não podem ser definidos somente
por critérios fisiológicos, necessitando de
um vasto estudo de sua ecologia para serem classificados como fungos marinhos
obrigatórios. Neste sentido, um grande
número de fungos isolados de amostras marinhas não foi comprovadamente
29
classificado como micro-organismo marinho obrigatório ou facultativo. Assim, foi
criada a expressão “fungos derivados de
ambiente marinho” (marine-derived fungi), visando uma classificação mais geral
para estes organismos [17].
Pesquisas conduzidas principalmente durante a metade do século passado
permitiram uma compreensão do papel
dos micro-organismos no ambiente marinho. Em contraste com o ambiente
terrestre, a vida no mar é dominada em
termos de biomassa e metabolismo por
micro-organismos dos três domínios de
vida (Bacteria, Archaea e Eukarya). Nos
oceanos, os micro-organismos fototróficos que coletam a energia solar, produzem energia para os processos heterotróficos que ocorrem no ecossistema
marinho [18].
Diversidade microbiana do
ambiente marinho
Os oceanos cobrem aproximadamente 71% da superfície da Terra e são considerados como grandes reservatórios
de recursos naturais [18]. No entanto,
a extensão da biodiversidade marinha,
especialmente de micro-organismos, é
pouco conhecida. Estima-se que a diversidade biológica dos ecossistemas marinhos pode ser mais elevada do que em
florestas tropicais [19]. As comunidades
microbianas marinhas são compostas
por organismos que podem ser encontrados não só nas águas superficiais,
mas também em profundezas abissais,
nas regiões litorâneas e oceânicas, associados a uma variedade de substratos, incluindo esponjas, algas, madeiras,
sedimentos, moluscos, plantas, peixes e
corais [15,20].
A associação entre micro e macroorganismos é uma característica proeminente dos ecossistemas marinhos.
Corais e esponjas são conhecidos por
manterem relações simbióticas com
micro-organismos como cianobactérias,
fungos e bactérias, o que os torna um
conglomerado em miniatura de vários
organismos. Entretanto, para muitos dos
organismos marinhos a natureza destas associações não foi, até o presente
momento, rigorosamente investigada e
definida [21]. Contudo, a associação entre fungos e invertebrados marinhos tem
sido descrita na literatura [21-23].
30
Poucos são os estudos de microorganismos marinhos ao longo da costa
brasileira. Entre os fungos filamentosos
caracterizados, os gêneros com maior
incidência são: Acremonium, Aspergillus, Cladosporium, Fusarium, Paecilomyces, Penicillium e Trichoderma
[4,24,25].
Um dos trabalhos mais recentes realizado pelo nosso grupo de pesquisa
[4], avalia a diversidade de fungos filamentosos recuperados de quatro diferentes amostras de esponjas marinhas.
Os resultados permitiram a identificação
de 144 ribotipos distintos do total de 256
isolados (Figura 1). Os fungos filamentosos foram distribuídos entre 24 gêneros pertencentes aos filos Ascomycota,
Basidiomycota e Zygomycota, alguns
dos quais jamais haviam sido relatados
na literatura como fungos derivados
marinhos (Pestalotiopsis, Xylaria, Botrysphaeria e Cunnninghamella). Muitos
dos gêneros identificados pertencem a
um grupo conhecido como ‘esponjasgeneralistas’, incluindo Penicillum e Aspergillus, e também os gêneros Trichoderma, Phoma, Cladosporium, Fusarium
e Mucor.
Potencial biotecnológico de
fungos marinhos
As propriedades físico-químicas únicas do ambiente marinho são susceptíveis de ter conferido aos fungos marinhos adaptações fisiológicas especiais,
diferentes dos fungos terrestres, que podem ser explorado em diversas áreas da
biotecnologia. Diversos fungos têm sido
isolados do ambiente marinho e são descritos como produtores de novos metabólitos secundários não encontrados em
fungos terrestres [1]. Temperatura, pH,
salinidade e concentração de íons sódio
são fatores físicos com propriedades
exclusivas no ambiente marinho e que
afetam estes micro-organismos. A água
do mar possui em média uma salinidade
de 33-35 ppt, enquanto que a água doce
possui menos de 0,05% de sais (0,5
ppt). O sódio, mesmo em baixas concentrações, é tóxico para a célula da maioria dos organismos terrestres e de água
doce. A presença de altos níveis de íons
sódio confere características únicas às
células dos fungos derivados marinhos,
capazes de reduzir sua toxicidade.
O habitat marinho tem sido uma fonte
de produtos naturais exclusivos usados
em compostos farmacêuticos ou com
características úteis para aplicações
biotecnológicas. Entretanto, os estudos
sobre as enzimas microbianas de origem
marinhas podem ser considerados praticamente inexplorados. Estas enzimas
podem oferecer propriedades relacionadas com o habitat marinho que são muito
apreciadas no âmbito de uma perspectiva biotecnológica [26].
As enzimas extracelulares são importantes para o desenvolvimento dos
fungos em seu habitat natural, entre elas
as celulases, hemicelulases, pectinases
e ligninases fornecem aos fungos os
meios para obtenção de energia e nutrientes, além de contribuir para a ação
de fungos patogênicos a células vegetais e animais [27].
Enzimas Ligninolíticas
As enzimas ligninolíticas são enzimas
capazes de degradar a lignina presente
em todas as plantas vasculares, sendo
de grande importância na valorização de
resíduos vegetais, juntamente com outras aplicações industriais e ambientais.
A lignina é um polímero amorfo complexo composto de unidades fenilpropano (C9) unidas por diferentes tipos de
ligações e suas estruturas podem variar
entre as espécies vegetais [28]. Constituindo de 20-30% da parede celular
vegetal é um polímero natural rico em
anéis aromáticos, e o mais abundante
no planeta, depois da celulose [29]. Este
polímero confere rigidez à parede celular
e aos tecidos das plantas vasculares e
está envolvido no transporte de água em
plantas superiores, além de formar uma
barreira contra o ataque microbiano [30].
Os fungos produtores de enzimas ligninolíticas, capazes de degradar a lignina, são conhecidos como fungos que degradam madeira. São divididos em três
categorias principais, definidas de acordo com o modo de ataque à molécula
da lignina durante o processo de degradação [31]: a) fungos de podridão mole
(soft-rot fungi): a maioria pertence ao filo
Ascomycota; b) fungos de podridão parda (brown-rot fungi): pertencem ao filo
Basidiomycota e, c) fungos de podridão
branca (white-rot fungi): pertencem aos
filos Basidiomycota e Ascomycota. Em
Figura 1. Ocorrência de fungos filamentosos em amostras de macro-organismos marinhos da costa brasileira: Dideminun sp. (ascídia), Mycale laxissima,
Anphimedon viridis e Dragmacidon reticulata (esponjas). Fonte: [4].
adição, os fungos de podridão branca
são os únicos organismos conhecidos
capazes de mineralizar completamente
a lignina em CO2 e H2O, porém não são
capazes de utilizar este composto como
única fonte de carbono e energia [32]. É
importante destacar que o sistema ligninolítico dos fungos, principalmente dos
fungos de degradação branca, não é
homogêneo. Diferentes fungos têm mostrado capacidade para produzir uma ou
mais enzimas ligninolíticas [31].
As enzimas ligninolíticas são produzidas durante o metabolismo secundário
e atuam na oxidação dos substratos em
ambientes externos às células [30]. São
três as principais enzimas diretamente
envolvidas na degradação da lignina:
lignina peroxidase (LiP), primeiramente caracterizada por Tien e Kirk [33],
manganês-peroxidase (MnP) descoberta
por Kuwahara et al. [34] e lacase (Lac),
descoberta por Yoshida em plantas em
1983 e alguns anos depois em fungos,
por Call e Mucke [35]. Essas enzimas
foram extensivamente estudadas em
fungos terrestres visando aplicação em
processos de degradação de poluentes
ambientes, principalmente hidrocarbonetos policíclicos aromáticos (HPAs)
e efluentes têxteis, mas atualmente o
recente isolamento de fungos com uma
melhor capacidade de biodegradação
em relação às linhagens terrestres de
referência tem direcionado a atenção
mundial na busca de fungos pertencentes a diferentes grupos ecofisiológicos
e taxonômicos para a biorremediação,
como é o caso das enzimas ligninolíticas
de origem marinha.
Produção de enzimas ligninolíticas por fungos derivados
de ambientes marinhos
As pesquisas com fungos derivados
de ambiente marinho, em sua maioria,
se referem aos experimentos de descoloração de efluentes coloridos e corantes
sintéticos, sendo a avaliação da produção de enzimas ligninolíticas um objetivo
secundário [36]. No ambiente marinho,
as enzimas ligninolíticas possivelmente fornecem meios para a obtenção de
energia e nutrientes, além da proteção
a possíveis patógenos [27]. O primeiro
relato sobre a mineralização da lignina
por um fungo marinho foi publicado por
Sutherland et al. [37].
Alguns poucos fungos marinhos foram reportados na literatura como produtores de enzimas ligninolíticas. Neste
31
contexto, nosso grupo de pesquisa vem
realizando estudos sobre a produção
dessas enzimas por fungos derivados
de ambiente marinho. Para tanto, cerca
de 800 fungos filamentosos recuperados
de diferentes amostras marinhas e mantidos na coleção de pesquisa da Divisão
de Recursos Microbianos do CPQBA/
UNICAMP estão sendo investigados e
têm revelado ser uma potencial fonte
de recursos genéticos para produção
de enzimas ligninolíticas. No trabalho
de seleção inicial utilizando guaiacol
como substrato para lacase 35% dos
fungos derivados de esponjas marinhas
avaliados foram positivos para a atividade ligninolítica (Figura 2). As esponjas
marinhas alimentam-se por filtração,
bombeando a água através das paredes
do corpo e, consequentemente, retêm
impurezas do fitoplâncton e/ou outras
matérias em suspensão. Portanto, de
acordo com Wang [9], é razoável acre-
ditar que alguns micro-organismos associados às esponjas produzam enzimas
hidrolíticas para converter esta matéria
orgânica em nutrientes.
Atividades significativas de lacase,
LiP e principalmente MnP foram produzidas em 12,5% e 23% de salinidade por
fungos derivados de cnidários marinhos:
Aspergillus sclerotiorum CBMAI 849,
Cladosporium cladosporioides CBMAI
857 e Mucor racemosus CBMAI 847
[38]. Este foi o primeiro trabalho a relatar
a atividade ligninolítica por fungo zigomiceto pertencente ao gênero Mucor, bem
como por fungos isolados de cnidários
marinhos.
Recentemente, a atividade da lacase
e a detecção dos genes que codificam
para a lacase foram estudados por Bonugli-Santos et al. [39] em basidiomicetos isolados de esponjas marinhas. Altos
valores de lacase foram produzidos por
Marasmiellus sp. CBMAI 1062 (971,2
Figura 2. Seleção de fungos derivados de esponjas marinhas com atividade
ligninolítica. Resultado positivo: halo marrom escuro em meio B&K suplementado com guaiacol (7 dias de cultivo a 28°C)
32
UL) e Peniophora sp. CBMAI 1063
(709,03 UL) em meio de cultivo preparado com água do mar artificial, que possui
salinidade de aproximadamente 4%. Em
adição, estes basidiomicetos marinhos
estão demonstrando capacidade de produção de valores significativos de LiP e
MnP quando cultivados em água do mar
artificial.
Aplicação biotecnológica das
enzimas ligninolíticas produzidas por fungos marinhos
Levando-se em consideração a complexidade da molécula da lignina as enzimas capazes de degradar este polímero
não possuem alta especificidade em relação aos substratos. Portanto, possuem
um papel de destaque nos tratamentos
enzimáticos em diferentes setores industriais, como o alimentício e de papel e
celulose, e na remediação de diversos
compostos poluentes. Neste sentido,
são amplamente estudadas na degradação de diferentes compostos formados
por estruturas complexas (aromáticas),
como por exemplo, os hidrocarbonetos
policíclicos aromáticos (HPAs).
Biodegradação de corantes
sintéticos e efluentes têxteis
As indústrias têxteis apresentam
grande potencial de poluição devido
principalmente ao elevado consumo de
corantes durante a etapa de tingimento
e ao consumo de aditivos (ligantes, fixadores, antiespumantes, espessantes,
amaciantes, resinas, antiestáticos, antichamas e antifungos) [40]. Neste sentido, essas indústrias são responsáveis
pela geração de efluentes com elevados
níveis de coloração, demanda química
de oxigênio (DQO) e sólidos suspensos.
Dentre estes, o problema da coloração
tem atraído a atenção de pesquisadores,
ambientalistas e governantes.
O complexo têxtil do estado de São
Paulo está localizado na região da cidade de Americana e constitui um dos
maiores pólos de indústrias têxteis do
Brasil, contando com aproximadamente
3.000 indústrias. Em virtude do grande
volume de produção, também é significativo o volume de resíduos que são
gerados por essas empresas, necessitando de alternativas para o tratamento
dos poluentes gerados.
A maioria das técnicas para remoção
das características físicas, químicas e
biológicas dos resíduos coloridos é a
concentração dos resíduos sólidos em
lodos. Atualmente, os principais métodos de tratamento de águas residuais
têxteis envolvem processos físicos e/ou
químicos por filtração em membranas,
coagulação, floculação, precipitação,
flotação, adsorção, troca iônica, extração de pares iônicos, eletrólise, redução
química e oxidação química avançada
[41]. Os processos oxidativos avançados incluem a cloração, branqueamento,
ozonização e a oxidação fotocatalítica
[41-44]. Entretanto, nestes tratamentos,
há possibilidade de que um problema de
poluição secundária possa surgir devido
a uma excessiva utilização de produtos
químicos, além de serem extremamente
onerosos.
Sistemas biológicos e/ou sistemas
de tratamento misto que possam efetivamente remover a cor de grandes volumes de águas residuais com um baixo
custo estão sendo considerados como
importantes alternativas [42]. Técnicas
biológicas incluem a biossorção e a
biodegradação em processos de tratamento com bactérias, fungos, plantas,
algas e enzimas em sistemas aeróbios,
anaeróbios, anóxicos ou combinados
anaeróbio/aeróbio [45-48].
A utilização de fungos filamentosos
na degradação/descoloração de poluentes ambientais pode ser considerada
vantajosa devido à capacidade de suportar altas concentrações de compostos
tóxicos, baixa especificidade do complexo enzimático ligninolítico e amplo crescimento das hifas através do substrato, o
que juntamente com a difusão das enzimas extracelulares contribuem para o alcance e oxidação dos compostos pouco
disponíveis [49].
Na última década um extenso número de revisões demonstra o potencial
das enzimas ligninolíticas na descoloração de diferentes grupos de corantes
têxteis e efluentes [50-53]. Contudo,
os efluentes têxteis, além de corantes,
contêm também valores extremos de pH
e sais, os quais podem variar de 20 a
80% [54], representando um dos principais problemas durante a degradação
por fungos terrestres [55]. Assim, apesar
da alta eficiência de algumas linhagens
relatadas na literatura, novos grupos
de fungos e enzimas ligninolíticas com
características que possam suprir estas
dificuldades estão sendo cada vez mais
valorizados nas pesquisas, visando melhoria na eficiência processo de degradação/descoloração de corantes.
Neste contexto, os fungos derivados de ambiente marinho podem ser
considerados estratégicos para a biorremediação de ambientes ou processos salinos, incluindo o tratamento de
efluentes de indústria têxtil. Os trabalhos
de Raghukumar et al., [56,57] e D’Souza
et al. [8] mostram a capacidade de descoloração de efluentes têxtil e corantes
sintéticos como vermelho congo, verde
brilhante e Remazol Brilhant Blue R
(RBBR) por fungos marinhos. Resultados significativos de descoloração de
corantes têxteis têm sido obtidos pelo
nosso grupo de pesquisa (Figura 3), utilizando fungos filamentosos recuperados
de amostras marinhas da costa brasileira [25, 58].
Biodegradação de Hidrocarbonetos Policíclicos Aromáticos
Os hidrocarbonetos policíclicos aromáticos (HPAs) são constituídos por
dois ou mais anéis aromáticos unidos de
forma linear, angular ou agrupada. Eles
podem existir em mais de 100 diferentes
combinações, porém os mais comuns
formam um grupo de 15 HPAs [59]. Devido à sua estrutura hidrofóbica e estabilidade química à temperatura ambiente
eles são praticamente insolúveis em
água e altamente lipofílicos [60].
Embora os HPAs sejam encontrados
naturalmente no carvão e petróleo, sua
principal origem atual é a combustão
incompleta de material orgânico, como
no caso da queima de madeira e óleos combustíveis [61]. Podem ainda ser
lançados no ambiente durante as atividades de rotina da indústria petrolífera,
como o transporte de óleo, ou através
de seu derramamento acidental no ambiente marinho, causando sérios danos
ambientais, sociais e econômicos, como
o ocorrido em 2010 no Golfo do México.
Muitos destes poluentes foram descritos como carcinogênicos, genotóxicos,
citotóxicos ou ecotóxicos em estudos in
vitro e em humanos, animais, plantas e
micro-organismos aquáticos [62]. Pireno
e benzo[a]pireno são compostos cancerígenos com um longo período de meiavida no solo, que varia de 270 dias a 5,2
anos e 269 dias a 8,2 anos, respectivamente [63]. Ambos são classificados pela
Agência de Proteção ao Meio Ambiente
dos Estados Unidos (US EPA) como poluentes prioritários [59].
Os fungos filamentosos envolvidos
na degradação de HPAs incluem fungos
ligninolíticos e fungos não-ligninolíticos
Figura 3. Descoloração do corante RBBR pelo fungo derivado marinho
Peniophora sp. CBMAI 1603 em meio sólido (A) e líquido (B).
33
(fungos que não produzem estas enzimas). As enzimas ligninolíticas oxidam
os HPAs em difenóis transitórios que
facilmente se auto-oxidam em quinonas
[64]. Outra rota metabólica de degradação envolve a hidroxilação por monooxigenases do citocromo P-450 através
de uma sequência de reações similares
àquelas encontradas em células de mamíferos [65]. Os metabólitos produzidos
são geralmente mais hidrossolúveis e
menos tóxicos que os HPAs de origem.
Entretanto, o mecanismo básico envolvido nos processos de biorremediação dos
HPAs permanece ainda pouco entendido
[66]. De acordo com da Silva et al. [25,
67], Baborová et al. [68] e Chulalaksananukul et al. [69], o sistema ligninolítico
é de grande importância na degradação
de HPAs, servindo como uma estratégia
fundamental na biorremediação de ambientes impactados.
Embora a produção destas enzimas
por fungos derivados marinhos tenha
sido observada, sua relação com a degradação de HPAs é pouco conhecida
[36]. O uso destes micro-organismos
na biorremediação de ambientes salinos poluídos pode ser vantajoso devido
à sua tolerância a altas pressões e a
condições salinas. Neste contexto, nosso grupo de pesquisa tem concentrado
esforços nos estudos de degradação
dos HPAs pireno e benzo[a]pireno. Os
primeiros resultados utilizando fungos
derivados de cnidários marinhos selecionados pela capacidade de descolorir
o corante RBBR [25] foram animadores.
O fungo Aspergillus sclerotiorum CBMAI
849 foi capaz de degradar 99,7% de pireno (Figura 4A) e 76,6% de benzo[a]
pireno (Figura 4B) após 8 e 16 dias,
respectivamente. Uma redução significativa de benzo[a]pireno (>50,0%) também foi alcançada pelo isolado Mucor
racemosus CBMAI 847. Os metabólitos
formados, pirenilsulfato e benzo[a]pirenilsulfato, sugerem que o mecanismo de
hidroxilação foi mediado pela citocromo
P450 mono-oxigenase [13]. Por outro
lado, estudos de degradação destes
mesmos HPAs por três fungos basidiomicetos ligninolíticos isolados de esponjas marinhas (em andamento) sugerem o
envolvimento das enzimas MnP e lacase
no processo de degradação.
Conclusão
O isolamento e seleção de fungos
derivados de amostras marinhas representam uma importante estratégia para
obtenção de recursos genéticos com
potencial aplicação biotecnológica nos
setores industrial e ambiental. Por estarem adaptados às condições do ambiente marinho, os fungos recuperados de
amostras provenientes deste ecossistema podem apresentar vantagens biológicas em processos salinos e/ou alcalinos, como por exemplo, a degradação/
descoloração de corantes e efluentes de
indústria têxteis, bem como na biorremediação de HPAs derivados do petróleo
em águas e sedimentos marinhos.
Tendo em vista o potencial biotecnológico dos fungos derivados de amostras
marinhas, uma coleção de micro-organismos marinhos está sendo estabelecida
no âmbito da Coleção Brasileira de Microorganismos de Ambiente e Indústria do
CPQBA/UNICAMP, garantindo a preservação deste valioso recurso genético.
Agradecimentos
Os autores agradecem ao apoio financeiro e/ou bolsas de estudo da Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado
de São Paulo (FAPESP), ao Conselho
Nacional de Desenvolvimento Científico
e tecnológico (CNPq), à Coordenação
de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível
Superior (CAPES) e à Financiadora de
Estudos e Projetos (FINEP).
Bibliografia
Figura 4. Cromatogramas obtidos por CG-EM: solução padrão (24,4 ug.mL-1),
pireno e benzo[a]pireno (40,0 ug.mL-1) (A); Degradação de pireno após 8 dias
de incubação pelo fungo A. sclerotiorum CBMAI 849 (A1); Degradação de
benzo[a[pireno após 16 dias de incubação pelo fungo A. sclerotiorum CBMAI
849 (A2). Fonte: [13].
34
Bugni, T.S.; Ireland, C.M. (2004). Marinederived fungi: a chemically and biologically
diverse group of microorganisms. Natural
Product Reports 21, 143-163.
Amagata, T.; Morinata, B.I.; Amagata, A.; Tenney, K.; Valeriote, F.A.; Lobkovsky, E.; Clardy,
J.; Crews, P. (2006). A Chemical Study of
Cyclic Depsipeptides Produced by a SpongeDerived Fungus. Journal of Natural Products
69, 560-1565.
Leahy, J.G.; Colwell, R.R. (1990). Microbial
Degradation of Hydrocarbons in the Environment. Microbiological Reviews 54 (3), 305315.
Boot, C.M.; Tenney, K.; Valeriote, F.A.;
Crews, P. (2006). Highly N-Methylated Linear
Peptides Produced by an Atypical SpongeDerived Acremonium sp. Journal of Natural
Products 69, 83-92.
Jackson, A.; Pardue, J.H. (1999). The Role of
Nutrient Additions on Crude Oil Degradation
in Louisiana’s Salt Marshes. Water Soil Air
Pollut. 109, 343-355.
Menezes, C.B.; Bonugli-Santos, R.C.;
Miqueletto, P.B.; Passarini, M.R.Z.; Silva,
C.H.D.; Justo, M.R.; Leal, R.R.; FantinattiGarboggini, F.; Oliveira, V.M.; Berlinck,
R.G.S.; Sette, L.D. (2010). Microbial diversity
associated with algae, ascidians and sponges
from the north coast of São Paulo state, Brazil.
Microbiological Research 165 (6), 466-482.
Namikoshi, M.; Akano, K.; Meguro, S.; Kasuga, I.; Mine, Y.; Takahashi, T.; Kobayashi,
H. (2001). A new macrocyclic trichothecene,
12, 13-deoxyroridin E, produced by the marine-derived fungus Myrothecium roridum collected in Palau. Journal of Natural Products
64, 396-398.
Li, Y.; Li, X.; Kim, S.K.; Kang, J.S.; Choi, H.D.;
Rho, J.R.; Son, B.W. (2004). Golmaenone, a
New Diketopiperazine Alkaloid from the Marine-Derived Fungus Aspergillus sp. Chemical
and Pharmaceutical Bulletin 52, 375-376.
Rocha, L.C.; Ferreira, H.V.; Pimenta, E.F.;
Berlinck, R.G.S.; Seleghin, M.H.; Javaroti,
D.C; Sette, L.D.; Bonugli, R.C.; Porto, A.L.M.
(2009). Bioreduction of α-chloroacetophenone
by whole cells of marine fungi. Biotechnology
Letters 31, 1559-1563.
D’Souza, D.T.; Tiwari, R.; Sah, A.K.; Raghukumara, C. (2006). Enhanced production of laccase by a marine fungus during treatment of
colored effluents and synthetic dyes. Enzyme
and Microbial Technology 38, 504-511.
Wang, G. (2006). Diversity and biotechnological potential of the sponge-associated microbial consortia. Journal of Industrial Microbiology and Biotechnology 33, 545-551.
Le Crom, S.; Schackwitz, W.; Pennacchio,
L.; Magnuson, J.K.; Culley, D.E.; Collett, Jr;
Martin, J.; Druzhinina, I.S.; Mathis, H.; Monot,
F.; Seiboth, B.; Cherry, B.; Rey, M.; Berka,
R.; Kubicek, C.P.; Baker, S.E.; Margeo, T.A.
(2009). Tracking the roots of cellulase hyperproduction by the fungus Trichoderma reesei
using massively parallel DNA sequencing.
Proceedings of the National Academy of Sciences 106, 16151-16156.
Passarini, M.R.Z.; Rodrigues, M.V.N.; da Silva, M.; Sette, L.D. (2011). Marine-derived filamentous fungi and their potential application
for polycyclic aromatic hydrocarbon bioremediation. Marine Pollution Bulletin 62, 364-370.
Hyde, K.D.; Sarma, V.V.; Jones, E.B.G.
(2000). Morphology and taxonomy of higher
marine fungi. In: Hyde, K.D., Pointing, S.B.
(eds) Marine Mycology- A Practical Approach.
Fungal Diversity Research Series 1, Fungal
Diversity Press, Hong Kong, China.
Das, S.; Lyla, P.S.; Ajmal Khan, S. (2006).
Marine microbial diversity and ecology: importance and future perspectives. Current Science 90 (10), 1325-1335.
Kohlmeyer, J.; Kohlmeyer, E. (1979). Marine
Micology: The Higher Fungi. Academic Press,
New York, USA.
Osterhage, C. (2001). Isolation, Structure
Determination and Biological Activity Assessment of Secondary Metabolites from
Marine-derived Fungi. Alemanha, 186p. (Tese
de Doutorado. Gemeinsamen Naturwissenschaftlichen Fakultät).
Karl, D.M. (2007). Microbial oceanography:
paradigms, processes and promise. Nature
Reviews Microbiology 5, 759-769.
Larsen, T.O.; Smedsgaard, J.; Nielsen, K.F.;
Hansen, M.E.; Frisvad, J.C. (2005). Phenotypic taxonomy and metabolite profiling in
microbial drug discovery. Natural Product Reports 22, 672-695.
Hill, R.A. (2005). Marine natural products.
Annu. Rep. Prog. Chem. 101, 124-136.
Taylor, M.W.; Radax, R.; Steger, D.; Wagner,
M. (2007). Sponge-Associated Microorganisms: Evolution, Ecology, and Biotechnological
Potential. Microbiology and Molecular Biology
Reviews 71, 295-347.
Wang, G.; Li, Q.; Zhu, P. (2008). Phylogenetic
diversity of culturable fungi associated with
the Hawaiian sponges Suberites zeteki and
Gelliodes fibrosa. Antonie van Leeuwenhoek
93, 163-174.
Baker, P.W.; Kennedy, J.; Dobson, A.D.W.;
Marchesi, J.R. (2009). Phylogenetic Diversity
and Antimicrobial Activities of Fungi Associated with Haliclona simulans Isolated from
Irish Coastal Waters. Marine Biotechnology
11, 540-547.
Berlinck, R.G.S.; Hajdu, E.; Rocha, R.M.;
Oliveira, J.H.H.L.; Hernández, I.L.C.;
Seleghim, M.H.R.; Granato, A.C.; Almeida,
E.R.V.R.; Nuñez, C.V.; Muricy, G.; Peixinho,
S.; Pessoa, C.; Moraes, M.O.; Cavalcanti,
B.C.; Nascimento, G.G.F.; Thiemann, O.;
Silva, M.; Souza, A.O.; Silva, C.L.; Minarini,
P.R.R. (2004). Challenges and Rewards of
Research in Marine Natural Products Chemistry in Brazil. Journal of Natural Products 67
(3), 510–522.
da Silva, M.; Passarini, M.R.Z.; Bonugli, R.C.;
Sette, L.D. (2008). Cnidarian-derived filamentous fungi from Brazil: isolation, characterisation and RBBR decolourisation screening.
Environmental Technology 29, 1331-1339.
Trincone, A. (2010). Potential biocatalysts
originating from sea environments. Journal
of Molecular Catalysis B: Enzymatic 66, 241256.
Aro, N.; Pakula, T.; Penttila, M. (2005). Transcriptional regulation of plant cell wall degradation by filamentous fungi. FEMS Microbiology Reviews 29, 719-739.
Fengel, D.; Wegener G. (1984). Wood: Chemistry, ultrastructure, reactions. Walter de
Gruyter: Berlin & New York.
Leonowicz, A.; Matuszewska, A.; Luterek, J.;
Ziegenhagen, D.; Wojtas Wasilewska, M.;
Cho, N.; Hofrichter, M. (1999). Review: Biodegradation of lignin by white rot fungi. Fungal
Genetics and Biology 27, 175-185.
Hofrichter, M. (2002). Review: lignin conversion by manganese peroxidases (MnP). Enzyme and Microbial Technology 30, 454-466.
Arora, D.S.; Sharma, R.K. Ligninolytic Fungal
Laccases and Their Biotechnological Applications. Applied Biochemistry and Biotechnology. In press: DOI 10.1007/s12010-0098676-y.
Boyley, C.D.; Kropp, B.R.; Reid, I.D. (1992).
Solubilization and mineralization of lignin by
white rot fungi. Applied and Environmental
Microbiology 58, 3217-3224.
Tien, M.; Kirk, T.K. (1984). Lignin-degrading
enzyme from Phanerochaete chrysosporium:
35
purification, characterization and catalytic properties of unique H2O2 requiring oxygenase.
Proc Natl Acad Sci USA 81, 2280-2284.
Kuwahara, M.; Glenn, J.K.; Morgan, M.A.;
Gold, M.H. (1984). Separation and characterization of two extracellular H2O2 dependent
oxidases from ligninolytic cultures of Phanerochaete chrysosporium. FEBS Lett. 169,
247-50.
Call, H.P.; Mucke, I. (1997). History, overview
and applications of mediated lignolytic systems, especially laccase-mediator-systems
(Lignozym-process). Journal of Biotechnology
53,163–202.
Raghukumar, C. (2008). Marine fungal biotechnology: an ecological perspective. Fungal
Diversity 31, 19-35.
Sutherland, J.B.; Crawford, D.L.; Speedie,
M.K. (1982). Decomposition of 14C-labeled
maple and spruce lignin by marine fungi.
Mycologia 74, 511–513.
Bonugli-Santos, R.C.; Durrant, L.R.; da Silva,
M.; Sette, L.D. (2010). Production of laccase,
manganese peroxidase and lignin peroxidase
by Brazilian marine-derived fungi. Enzyme
and Microbial Technology 46, 32-37.
Bonugli-Santos, R.C.; Durrant, L.R.; Sette,
L.D. (2010). Laccase activity and putative
laccase genes in marine-derived basidiomycetes. Fungal Biology 114, 863- 872.
Cammarota, M.C; Coelho, M.A.Z. (2001). Tratamento Enzimático Para Remoção de Cor de
Efluentes da Indústria Têxtil. Revista Química
Têxtil 65, 40-47.
Gogate, P.R.; Pandit, A.B. (2004). A review
of imperative technologies for wastewater
treatment I: oxidation technologies at ambient
conditions. Advan. Environ. Res. 8, 501-551.
Robinson,T.; Chandran, P.; Nigam,P. (2001).
Studies on the production of enzymes by
white-rot fungi for the decolourisation of textile
dyes. Enzyme and Microbial Technology 29,
575-579.
Alaton, I.A.; Ferry, J.L. (2003). Merits of polyoxotungstates as environmental remediation
catalysts: a novel wet oxidation technology for
refractory industrial pollutants. J. Environ. Sci.
Health Tox. Hazard Subst. Environ. Eng. 38,
2435-2445.
Kusvuran, E.; Gulnaz, O.; Irmak, S.; Atanur,
O.M.; Yavuz, H.I.; Erbatur, O. (2004). Compa-
36
rison of several advanced oxidation processes for the decolorization of Reactive Red 120
azo dye in aqueous solution. J. Hazard Mater.
109, 85-93.
Forgacs, E.; Cserhati, T.; Oros, G. (2004) Removal of synthetic dyes from wastewaters: a
review. Environ. Int. 30, 953-971.
Christian, V.; Shrivastava, R.; Shukla, D.;
Modi, H.; Vyas, R.B.M. (2005). Mediator role
of veratryl alcohol in the lignin peroxidasecatalyzed oxidative decolorization of Remazol
brilliant blue R. Enz. Microbiol. Technol. 36,
426-431.
Shrivastava, R.; Christian, V.; Vyas, B.R.M
(2005) Enzymatic decolorization of sulfonphthalein dyes. Enz Microbiol Technol 36,
333-337
Enayatzamir, K.; Tabandeh, F.; Yakhchali, B.;
Alikhani, H.A.; Couto, S.R. Assessment of the
joint effect of laccase and cellobiose dehydrogenase on the decolouration of different
synthetic dyes. J. Hazard Mater. In press: DOI
10.1016/j.jhazmat.2009.0.
Reddy, C.A. (1985). The potential for white rot
fungi in the treatment of pollutants. Curr. Opt.
Biotechnol. 6, 320-328.
Robinson, T.; McMullan, G.; Marchant, R.; Nigam, P. (2001). Remediation of dyes in textile
effluent: a critical review on current treatment
technologies with a proposed alternative. Bioresource Technology 77, 247-255.
Peralta-Zamora, P.; Pereira, C.M.; Tiburtius,
E.R.L; Moraes, S.G.; Rosa, M.A; Minussi,
R.C.; Durán, N. (2003). Decolorization of reactive dyes by immobilized laccase. Applied
Catalysis B: Environmental 42, 131-144.
Wesenberg, D.; Kyriakides, I.; Agathos, S.N.
(2003). White-rot fungi and their enzymes for
the treatment of industrial dye effluents. Biotechnology Advances 22, 161-187.
Kaushik, P.; Malik, A. (2009). Fungal dye decolourization: Recent advances and future potential. Environment International 35,127-141.
Silva, A.C. (2006). Degradação de corante em
meio salino por ozonização. Rio de Janeiro,
Brasil, 181p. (Tese de Doutorado. COPPE.
Universidade Federal do Rio de Janeiro).
Muthukumar, M.; Selvakumar, N. (2004).
Studies on the effect of inorganic salts on decolouration of acid dye effluents by ozonation.
Dyes and Pigments 62, 221-228.
Raghukumar, C.; D’Souza, T.M.; Thorn, R.G.;
Reddy, C.A. (1999). Lignin-Modifying Enzymes of Flavodon flavus, a Basidiomycete
Isolated from a Coastal Marine Environment.
Applied and Environmental Microbiology 65
(5), 2103-2111.
Raghukumar, C. (2002). Bioremediation of coloured pollutants by terrestrial versus facultative marine fungi. In: K.D. Hyde (ed). Fungi in
Marine Environment. Fungal Diversity Press,
Hong Kong, China, p.317-344.
Bonugli-Santos, R.C.; Durrant, L.R.; Sette,
L.D. (2010). Textile Dyes Decolorization and
Ligninolytic Activity by Marine-Derived Peniophora sp. CBMAI 1063. proceedings of the
12th International Conference on Culture Collections, pg. 23.
United States Environmental Protection Agency. 2011. Polycyclic Aromatic Hydrocarbons
(PAHs). Disponível em: http://www.epa.gov/
osw/hazard/wastemin/priority.htm. Acesso em
13 de janeiro de 2011.
Harvey, R.G. (1997). Polycyclic Aromatic Hydrocarbons. Hoboken, Wiley-VCH, New York.
Finlayson-Pitts, B.J.; Pitts, J.N. (1997). Tropospheric air pollution: Ozone, airborne toxics,
polycyclic aromatic hydrocarbons, and particles. Science 276, 1045-1052.
Anyakora, C. (2007). Environmental Impact
of Polynuclear Aromatic Hydrocarbons. Research Signpost, Kerala, India.
Juhasz, A.L.; Naidu, R. (2000). Bioremediation of high molecular weight polycyclic aromatic hydrocarbons: a review of the microbial
degradation of benzo(a)pyrene. International
Biodeterioration & Biodegradation 45, 57-88.
Cerniglia, C.E.; Sutherland, J.B. (2010). Degradation of Polycyclic Aromatic Hydrocarbons
by Fungi. In Timmis K.N. (ed) Handbook of
Hydrocarbon and Lipid Microbiology. Springer-Verlag Berlin Heidelberg, p.2079-2110.
Miller, K.P.; Ramos, K.S. (2001). Impact of
cellular metabolism on the biological effects
of benzo[a]pyrene and related hydrocarbons.
Drug Metab. Rev. 33, 1–35.
Verdin, A.; Sahraoui, A.; Durand, R. (2004).
Degradation of benzo[a]pyrene by mitosporic
fungi and extracellular oxidative enzymes. International Biodeterioration & Biodegradation
53, 65-70.
da Silva, M.; Cerniglia, C.E.; Pothuluri, J.V.;
Canhos, V.P.; Esposito, E. (2003) Screening filamentous fungi isolated from estuarine
sediments for the ability to oxidize polycyclic
aromatic hydrocarbons. World Journal of Microbiology & Biotechnology 19, 399–405.
Baborová, P.; Möder, M.; Baldrian, P.;
Cajthamlová, K.; Cajthaml, T. (2006) Purification of a new manganese peroxidase of the
white-rot fungus Irpex lacteus, and degradation of polycyclic aromatic hydrocarbons by
the enzyme. Research in Microbiology 157,
248–253.
Chulalaksananukul, S.; Gadd, G.M.;
Sangvanich, P.; Sihanonth, P.; Piapukiew,
J.; Vangnai, A.S. (2006). Biodegradation of
benzo(a)pyrene by a newly isolated Fusarium
sp. FEMS Microbiol. Lett. 262, 99-106.
37
Aprovado pela SBM
confiança na qualidade
do produto
Em 2009 a Sociedade Brasileira de Microbiologia implantou o Selo de Aprovação
SBM, com o objetivo de promover a aprovação de produtos sanitariamente adequados
quanto à presença de microrganismos. Em paralelo ao Selo, foi criado o Departamento
de Avaliação de Produtos pela SBM, responsável pelas análises e pesquisas dos produtos, incluindo as embalagens e informações ao consumidor.
A aprovação do produto começou a ser uma exigência do mercado e os fabricantes
passaram a se preocupar mais em adequar sua produção e seus produtos dentro de
parâmetros qualitativos e com preços competitivos. O programa de aprovação da SBM
visa certificar produtos quanto a sua qualidade microbiológica e/ou sua capacidade germicida.
O processo de aprovação pela SBM segue um programa internacional, cujas diretrizes emanam da Organização Mundial de Saúde.
O primeiro produto a receber o Selo de Aprovação da SBM foi o Dettol® produzido
pela empresa Reckitt-Benckiser nas formas de sabonete em barra, sabonete líquido e
gel anti-séptico. Este selo foi concedido após avaliação de parecer técnico-específico
emitido por especialistas indicados pela SBM.
Como solicitar o Selo SBM
As empresas interessadas em encaminhar seus produtos para avaliação do programa de aprovação da SBM devem:
- Enviar carta à Sociedade Brasileira de Microbiologia e solicitar que o produto, fabricado ou comercializado no Brasil seja analisado
para receber o Selo de Aprovação SBM;
- Também é preciso enviar estudos já realizados sobre o produto, como análises, pesquisas e formulação, além de informações
adicionais que houver;
- Caso a comissão de avaliação achar necessário, novos testes em laboratórios credenciados poderão ser solicitados.
Depois do envio deste material, o SBM firma com a empresa solicitante um protocolo de pesquisa, informando os objetivos, procedimentos e tempo de estudo. A realização dos ensaios dura entre 30 a 90 dias e todas as análises realizadas, materiais e equipamentos
utilizados obedecem a normas específicas para cada produto. Sendo o produto aprovado, deverá a Empresa assinar um Contrato que
rege todos os pontos do relacionamento com a SBM.
Para tornar possível mais essa atividade da SBM, foi realizado um convênio de parceria com empresa tradicional em proficiência, a
Controllab.
Para obtenção de maiores esclarecimentos entre em contato com:
[email protected]
38
SBM in foco - A forma
direta de falar com
os microbiologistas.
Apresentamos o plano de comercialização para 4 edições da Revista Microbiologia in Foco.
Periódico da Sociedade Brasileira de Microbiologia, com tiragem de 2000 exemplares e
distribuição gratuita. Revista de informação e divulgação sobre temas em bacteriologia,
micologia e virologia nas várias áreas de abrangência da Microbiologia: ambiental, agrícola, básica, de alimentos, industrial, médica humana e veterinária e oral.
A revista ainda conta com espaços para divulgação de consensos, agenda científica,
atualidades e oportunidades de trabalho.
Venha fazer parte deste veículo de informação atualizada!
Atenciosamente,
Marina Baquerizo Martinez e Carlos P. Taborda - Editores
Sociedade Brasileira de Microbiologia
página inteira
21 x 28 cm
Para anunciar entre em contato com José Jair Cagnotto:
E-mail: [email protected]
Telefone: (11) 3813-9647 ou 3037-7095
1/2 página
18 x 12 cm
www.sbmicrobiologia.org.br
Agenda in Foco
26º Congresso Brasileiro de Microbiologia
Data: 02/10/2011 à 06/10/2011.
Local: Rafain Palace Hotel e Convention Center
Foz do Iguaçu, PR – Brasil.
XXI Congresso Latino-Americano de Microbiologia
Data: 28/10/2012 à 01/11/2012
Local: Mendes Convention Center – Santos, SP – Brasil
40
Cursos de Especialização e
Aperfeiçoamento em Microbiologia
• Microbiologia Clínica
• Microbiologia Industrial
• Microbiologia de Alimentos
• Microbiologia Ambiental
Início das turmas em janeiro e julho
Coodernadora: Dra. Marina Baquerizo Martinez
Profa. Titular da FCF-USP
Público Alvo
Graduados em
• Biologia
• Medicina Veterinária
• Engenharia de Alimentos
• Engenharia Química
• Farmácia
• Biomedicina
• Medicina
• Odontologia
Especialização
Aperfeiçoamento
Interessados em atuar na área de microbiologia de
alimentos, ambiental, industrial e clínica.
Profissionais que atuam na área de microbiologia de
alimentos, ambiental, industrial e clínica. E queiram
aprimorar seus conhecimentos específicos.
Seleção: Ficha de inscrição e Envio de currículo
Seleção: Ficha de inscrição e Envio de currículo
Duração: 18 meses, aulas quinzenais, sextas-feiras
das 19:00 a 23:00 horas e sábados das 9:00 as
18:00 horas
Duração: 8 meses, aulas quinzenais, sextas-feiras
das 19:00 a 23:00 horas e sábados das 9:00 as
18:00 horas
Carga Horária Total: 760 horas
Carga Horária Total: 180 horas
www.sbmicrobiologia.org.br
Av. Prof. Lineu Prestes 2415 ICB III | Cidade Universitária | São Paulo | SP | CEP: 05508-000
Tel: 11 3037-7095 | 11 3813-9647 | [email protected]
41
FIQUE SÓCIO
Os sócios da SBM têm direito a descontos especiais nos eventos
promovidos ou patrocinados pela SBM . Para usufruir do desconto
de associado em nossas atividades é imprescindivel estar anuente
a dois anos consecutivos com a sociedade. Além disso, têm acesso
livre à revista científica Brazilian Journal of Microbiology (BJM e que
se destina à publicação de trabalhos de pesquisa originais, notas
breves e revisões, envolvendo todos os aspectos da Microbiologia.
É considerada uma das revistas científicas mais importantes do
nosso país. O BJM tem uma política muito severa de avaliação dos
trabalhos submetidos à publicação, sendo cada manuscrito avaliado
por pelo menos dois revisores criteriosamente selecionados.
A revista Microbiologia in Foco tem o objetivo de promover o
intercâmbio de informações científicas entre os associados, publicando os autores nacionais de expressão. Adota o mesmo critério
de avaliação e excelência que a SBM sempre adotou. Enviaremos
o último número da Microbiologia in Foco a todos os novos associados, após sua efetiva associação, um exemplar da revista, no
período composto entre os dias 05 e 10. Nos meses seguintes, os
associados receberão regularmente os novos números publicados
da revista.
Fique sócio da SBM.
Veja informações no site: www.sbmicrobiologia.org.br
Lembre-se: um sócio da SBM integra a maior e mais representativa associação da comunidade científica que atua na microbiologia nacional.
Valores para associação
Categoria de Sócio ............................................... Anuidade 2011
Aluno de Graduação................................................... R$ 80,00
Aluno de Pós-Graduação
(Mestrado e Doutorado)............................................. R$ 130,00
Aluno de Pós-Doutorado............................................ R$ 160,00
Profissional................................................................ R$ 190,00
Biênio 2010-2011
Presidente
Adalberto Pessoa Junior, USP-SP
1º Tesoureiro
Carlos Pelleschi Taborda, USP-SP
Vice Presidente
Alexandre Soares Rosado, UFRJ-RJ
2º Tesoureiro
Patrícia Silva Cisalpino, UFMG-MG
1º Secretário
Carla Taddei de Castro Neves, USP-SP
Conselho Fiscal
Bernadette G. Franco, USP-SP
Sergio E. L. Fracalanza, UFRJ-RJ
Agnes Marie Sá Figueiredo, UFRJ-RJ
2º Secretário
Lauro Santos Filho, UFPB-PB
Representantes de Área
SBM 2010-2011
Coleções de Cultura
Lara D. Sette, UNICAMP-SP
Carlos Augusto Rosa, UFMG
Microbiologia Clínica
Elizabeth de Andrade Marques, RJ
Jorge Luiz Mello Sampaio, Fleury-SP
Parasito-Hospedeiro
Sandro R. de Almeida, USP-SP
Dario Simões Zamboni, USP-SP
Ensino
Alexandre Lourenço, UNIP/UNISA/FMU-SP
Marcela Pellegrini Peçanha, PUC/UNESP
Microbiologia Industrial
José Gregório, USP-SP
Eleni Gomes, UNESP-Rio Preto
Microbiologia do Solo
Itamar Soares de Melo, Embrapa-SP
Mariangela Hungria, Embrapa-PR
Infecção Hospitalar
Ana Lúcia Darini, USP-SP
Afonso Luis Barth, UFRGS
Microbiologia Médica
Leila Carvalho Campos, FIOCRUZ-BA
Waldir P. Elias Jr, Instituto Butantan-SP
Microbiologia Veterinária
Walter Lilenbaum, UFF-RJ
Odir Antônio Dallagostin, UFPel
Microbiologia de Alimentos
Bernardete G. Franco, USP-SP
Ricardo Souza Dias, FUNED-MG/Metodista de Minas
Micologia
Célia Maria de Almeida Soares, UFG-GO
Marcio Rodriges, UFRJ-RJ
Virologia
Maurício L. Nogueira, FAMERP-SP
Luciana Barros de Arruda, UFRJ-RJ
Microbiologia Ambiental
Irma Grivera, USP-SP
Ricardo Henrique Kruger, UnB
Micotoxinas
Marta Taniwashi, ITAL-SP
Myrna Sabino, Instituto Adolfo Lutz-SP
Genética de Microrganismos e Bioinformática
Vasco Ariston de Carvalho Azevedo, UFMG-MG
Artur Luiz da Costa Silva, UFPA