Centro Universitário Fundação Santo André
Faculdade de Filosofia, Ciências e Letras
CURSO: CIÊNCIAS BIOLÓGICAS
GENÉTICA MENDELIANA
3º ANO
NOME:
Nº:
Profa. Dra. Adriana Madeira Álvares da Silva
2005
1
ATIVIDADE 1
CICLO CELULAR - DIVISÃO CELULAR
1) Observe o esquema de ciclo celular, ele pode ser dividido em duas fases, _________________ e
____________________.
2) A interfase pode ser subdividida em fases ____, ____ e ____.
3) A mitose pode ser dividida em ___________, __________, __________ e ___________.
4) O que é apoptose? Ela é importante? O que pode acontecer com uma célula que não entra em apoptose?
2
5) Explique o funcionamento das ciclinas (observe a figura e explique)
6) Observado o esquema abaixo, nota-se uma fase G0, o que quer dizer isso?
7) O que é ponto de restrição, qual sua importância?
3
8) O que acontece na fase S do ciclo celular?
9) Construa um gráfico da variação da quantidade de DNA durante as diferentes fases do ciclo celular.
TEOR
DE
DNA
4C
2C
G1
S
G2
M
G1
TEMPO
10) Suponha que a célula em questão tenha 2 pares de cromossomos, quantos pares ela terá nas fases
abaixo relacionadas. Desenhe ao lado cada uma das fases.
a) G1
b) S
c) G2
d) PRÓFASE
e) METÁFASE
f)
ANÁFASE
g) TELÓFASE
4
11) Quantos pares de cromossomos tem essa célula? A fase do ciclo celular é
12) Quantos pares de cromossomos tem essa célula? A fase celular deste núcleo é
13) Divida essa célula
INTÉRFASE G1
1)
FASE S E G2
METÁFASE
TELÓFASE
5
14) Explique a replicação de DNA detalhadamente, conforme mostra a figura abaixo.
6
15) Compare a figura da divisão celular em célula vegetal (Junqueira p. 251) e a divisão celular em célula
animal.
16) O que são cinetócoros?
17) Em que fase do ciclo celular ocorre a duplicação dos centríolos?
18) Qual o papel do citoesqueleto na divisão celular?
7
ATIVIDADE 2
MEIOSE
1) Observe a figura de meiose e responda
a) Trata-se de célula animal ou vegetal? Justifique
b) Em que fase ocorre o crossing-over?
c) O que são quiasmas?
d) O que ocorre na meiose II?
e) Quais as fases da meiose I?
f) Quais as subfases da prófase I da meiose?
8
2) Faça o gráfico da quantidade de DNA durante a meiose.
QUANTIDADE
DE
DNA
4X
2X
G1
S
G2
INTERFASE
MEIOSE I
MEIOSE II
TEMPO
3) Qual a importância biológica da meiose?
4) Qual meiose é reducional? Meiose I ou Meiose II?
9
4) Faça a divisão meiótica da célula abaixo (pinte cada cromossomo com uma cor)
INTÉRFASE
DUPLICAÇÃO
CROSSING-OVER
MEIOSE I
SEPARAÇÃO DOS PARES
TELÓFASE I
MEIOSE II
TELÓFASE II
10
ATIVIDADE 3
RAÍZ DE CEBOLA
MITOSE
PROTOCOLO (Profa. Dra. Catarina Satie Takahashi – USP – Ribeirão Preto)
Entre os inúmeros materiais que permitem a observação da divisão celular, as raízes meristemáticas da
cebola talvez sejam os mais práticos e mais fáceis de serem visualizados. Esta é a razão pela qual foi
escolhida para analise da mitose e ainda para demonstrar a ação dos corantes como o carmim acético e a
reação de Feulgen.
Essa técnica permitirá a contagem do número de cromossomos de diferentes espécies vegetais, bem como
estudar a morfologia dos cromossomos para montagem dos cariótipos ou ainda observar se ocorreu alguma
aberração cromossômica. É preciso que se escolha material em divisão como raízes em crescimento ou
mesmo células em cultura.
Material: Adquirir as cebolas comerciais, limpar a parte inferior do bulbo e colocar para germinar em frascos
contendo água corrente. Trocar a água com freqüência. Caso nunca tenha feito isso, pergunte aos técnicos a
metodologia. Espere que germine e que as raízes atinjam de um a 1,5 cm. Com uma pinça de ponta fina
remover as raízes que estarão prontas para serem trabalhadas.
Pré-tratamento: Quando há a necessidade de bloquear as células em metáfase e encurtar os cromossomos
para facilitar o seu estudo procede-se ao pré-tratamento. Os antimitóticos mais utilizados são a colchicina, αbromo naftaleno, β hidroxiquinolina e água gelada (zero a 2ºC). O tempo pode variar de 1 a 5 horas.
Fixação: A fixação interrompe todo o processo de atividade celular de modo bastante rápido e permite a
preservação da integridade da estrutura cromossômica. O fixador mais utilizado é composto de três partes de
etanol para 1 parte de ácido acético glacial. Também pode ser utilizada a solução: seis partes de etanol, três
partes de clorofórmio e 1 parte de ácido acético. O tempo de fixação pode variar de 1 a 24 horas.
Armazenamento: Muitas vezes há a necessidade de armazenar o material, o mesmo pode ser feito
passando do fixador para álcool 95 e depois para o álcool 70. O material se conservado em geladeira pode
durar vários meses. Caso não vá armazenar, passar do álcool 70 para a água e estará pronta para a próxima
etapa.
Coloração: A Reação de Feulgen inicia-se pela hidrólise do material com ácido clorídrico. A hidrólise é
também utilizada para facilitar que as células possam espalhar-se na lâmina, pois ela amolece o material. Ela
dissolve a pectina da membrana das células e faz o citoplasma tornar-se claro. Mas a ação no nosso caso é
para que o ácido clorídrico libere os grupos aldeídos do açúcar da molécula de DNA destruindo a ligação
química entre as bases de purina e o açúcar desoxirribose.
A hidrólise pode ser realizada a quente ou a frio. A quente quando se tratam as raízes por 12 minutos em HCl
1N a 60ºC e a frio quando as raízes são tratadas por uns 30 minutos em HCl 5N. Estes são os tempos ideais
para a raiz de cebola. Cada material tem o seu tempo ideal.
Após a hidrólise passar para água destilada fria para interromper o processo, em seguida segurar as raízes
com uma pinça e passar rapidamente no papel de filtro para retirar o excesso de água e mergulhar no reativo
de Schiff. Se estiver trabalhando com vidro claro colocar dentro de um armário para que fiquem no escuro.
Deixar por uns 40 minutos. As pontas das raízes devem estar bem coradas.
O reativo de Schiff é preparado a partir da fucsina básica que se fixa nos grupamentos aldeídos liberados
durante a hidrólise dando a coloração vermelha violeta aos cromossomos. É conhecida como reação de
Feulgen, pois, foi ele o primeiro a descrever a técnica (Feulgen, 1926). Se a sua reação foi um sucesso
passar as raízes por três banhos de 5 a 10 minutos em água sulfurosa recém-preparada.
11
Montagem: Colocar na lâmina uma gota de ácido acético 45% e sobre ela a raiz. Com a ajuda de dois
estiletes retirar a coifa e separar a região mais densamente corada, descartando o resto do material. Colocar
a lamínula sobre esse material prestando atenção na quantidade de ácido acético. Segurar a lâmina e com a
outra mão utilizando a ponta de um lápis com borracha dar suaves pancadas para esparramar o material de
maneira a obter uma monocamada de células. Enrole a lâmina com papel de filtro e pressione de maneira a
eliminar o ácido acético em excesso. Tomar cuidado para não deslizar a lamínula.
Saber escolher a região mais densamente corada significa que estará trabalhando com células no processo
de divisão e livre de sujeira o que permitirá uma análise mais fácil.
Para tornar a lâmina permanente congelar em nitrogênio líquido, deslocar a lâmina, passar rapidamente por
banhos de álcool 95, xilol, xilol e bálsamo do Canadá. Existem outros meios de montagem que tem afinidade
com álcool, não necessitando passar pelo xilol. Se não dispuser de nitrogênio líquido, mergulhar gelo seco
em metanol ou fazer uma câmara saturada com vapores de álcool 95 e deixar a lâmina, a lamínula irá se
deslocar sozinha.
Análise: O tecido meristemático radicular das plantas é muito bom para observar as diferentes fases da
mitose. Contar o número total de células em interfase, prófase, metáfase, anáfase e telófase num total de
1000 células. Fazer o esquema de cada uma das fases. Calcular o índice mitótico (número de células em
divisão pelo número total de células x 100).
CARMIM ACÉTICO
É um corante muito prático e de fácil trabalho. Após a fixação das raízes, as mesmas são colocadas em uma
lâmina que contenha uma gota de carmim acético. Colocar a lâmina na chama de uma lamparina de maneira
a aquecer o corante. Repetir a operação algumas vezes, renovando sempre o corante. Quando a raiz estiver
bem corada, lavar com ácido acético 45%, fazer uma limpeza geral na lâmina, cortar a ponta mais
densamente corada e proceder a montagem da lâmina como no item anterior.
Observações:
O reativo de Schiff que foi transformado em incolor adora voltar à sua forma bem colorida, assim todo o
cuidado é pouco, forrar o balcão de trabalho, limpar muito bem todo o material utilizado, muito cuidado com o
seu avental as mãos e todo o resto.
Você está trabalhando num laboratório de pesquisa, para todos nos é um prazer recebe-lo, mas solicitamos
que preste muita atenção, todo material utilizado deve ser separado, passado várias vezes na água para
depois ser colocado no vasilhame para lavagem. Na medida do possível deixar lavado. Não temos pessoal
para lavagem de material, assim o trabalho deverá ser facilitado ao máximo. Várias pessoas estão deixando
de usar o laboratório para que você possa realizar as suas aulas práticas.
Todo o material danificado por desatenção terá que ser reposto imediatamente ao laboratório.
REATIVO DE SCHIFF
1- Ferver 200 mL de água destilada, retirar do fogo e aos poucos dissolver 1 g de fucsina básica
(Harleco ou Fischer), volte no fogo bem baixo se todo o corante não se dissolver. Tomar cuidado para
não espirrar o corante.
2- Esfriar até 50ºC a temperatura ambiente e filtrar em papel de filtro.
12
3- Adicionar 30 mL de HCl 1N e 3 gramas de metabissulfito de potássio (K2S2O5). Misturar muito bem e
agitar com vigor. Deixar a solução numa garrafa escura e no escuro e agitar várias vezes. Deixar por
24 horas e agitar o maior número de vezes.
4- Adicionar 0,5 gramas de carvão descolorante e agitar por alguns minutos. Filtrar rapidamente em
papel de filtro. Caso não consiga um liquido totalmente incolor repetir a operação.
5- Guardar em vidro escuro no refrigerador.
ÁGUA SULFUROSA
A solução tem que ser preparada na hora do uso. Misturar 5 mL de HCL 1N, 5 mL de metabissulfito de sódio
(Na2S2O5) e 90 mL de água destilada.
CARMIN ACÉTICO
Ferver 100 mL de ácido acético 45% (45 mL de ácido acético em 55 mL de água destilada), apagar o fogo e
dissolver 1 grama de carmim. Misturar muito bem, esfriar e filtrar em papel de filtro.
13
I - PROTOCOLO 2 – SIMPLIFICADO
MATERIAL
a) Raízes de cebola
b) Corante orceína aceto-clorídrica
c) Ácido acético a 50%
d) Copos, lâminas, lamínulas, pinças, estiletes, tesoura, esmalte incolor, lamparina de álcool.
PROCEDIMENTO
a) Colocar uma cebola emborcada em 1 copo com água, de forma a permitir que a região onde se formam as raízes
da cebola (o disco ou caule) toquem a água;
b) Deixar as raízes crescerem até atingirem 2 cm. Cortar de 3 a 4 raízes em tamanhos de 1 a 2 cm na parte apical e
transferi-las para um vidro de relógio contendo orceína aceto-clorídrica;
c) Aquecê-las sobre uma lamparina de álcool até a emissão de vapores, sem contudo deixar ferver;
d) Deixar esfriar por 5 minutos;
e) Repetir esta operação 2 vezes mais e, após o 3° aquecimento, deixar esfriar e repousar por 15 minutos;
f) Colocar uma das raízes sobre uma lâmina limpa e separar os 2-3 mm apicais, desprezando o resto da estrutura;
g) Juntar 1 gota de orceína sobre o meristema seccionado e, com muito cuidado, cobrir o material com a lamínula;
h) Com um lápis, bater suavemente a preparação para se obter uma extensão unicelular;
i) Com um pedaço de papel de filtro, eliminar o excesso de corante;
j) Esmagar então com os polegares apoiados sobre a lamínula coberta com o papel de filtro;
k) Vedar a lamínula com esmalte incolor;
l) Observar ao microscópio óptico.
OBS: Caso se deseje obter lâminas permanentes, ao invés de se vedar o material com o esmalte, deve-se colocar a
lâmina com a lamínula virada para baixo, em um vidro relógio com ácido acético 50% até a lamínula cair. Deixar a
lâmina secando em um suporte e passar a lamínula para um frasco contendo xilol. Esta lamínula pode ser montada com
Permount em uma lâmina limpa. Passar uma outra lamínula no frasco com xilol e colocá-la com uma gota de Permount
sobre a lâmina com o material. Deixar secar.
RESULTADOS
a) Examinar as diversas fases da mitose, procurando caracterizar cada uma delas.
b) Desenhar as diferentes fases da mitose, procurando ressaltar os aspectos mais importantes de cada uma delas.
c) Que fase(s) da mitose deveria(m) ser escolhida(s) caso se necessitasse determinar o número de cromossomos de
uma dada espécie?
DISCUSSÃO
1. Quando, durante o ciclo celular, tem lugar a duplicação dos cromossomos?
2. Qual é a diferença entre cromátides irmãs e não irmãs? Entre cromossomos homólogos e não
homólogos?
3. Observando-se o processo mitótico é possível afirmar que ambas células-filhas herdam a mesma
quantidade e o mesmo tipo de informação que existia na célula-mãe? Justifique sua resposta.
14
4. Duplique esta célula e indique os cromossomos homólogos, as cromátides irmãs e as não irmãs.
15
ATIVIDADE 4
OBSERVAÇÃO DE RAÍZ DE CEBOLA (LÂMINAS PRONTAS)
O OBJETIVO DESTA OBSERVAÇÃO É:
a) Identificar as fases da mitose
b) Identificar na interfase as células diferenciadas e as indiferenciadas
c) Calcular o índice mitótico
PROCEDIMENTO
a) Focalizar a lâmina em médio aumento
b) Identificar no campo escolhido as células em divisão
c) Classificar essas células segundo as fases
d) Contar todas as células do campo (sem mudar de campo). Desenhe a observação de 1 campo
e) Calcular o índice mitótico dividindo o número de células em divisão pelo número total de células
(devem ser contados pelo menos 200 núcleos, se necessário, troque de lâmina)
AUMENTO
X
NÚMERO DE CÉLULAS EM INTÉRFASE =
NÚMERO DE CÉLULAS EM PRÓFASE =
NÚMERO DE CÉLULAS EM METÁFASE =
NÚMERO DE CÉLULAS EM ANÁFASE =
NÚMERO DE CÉLULAS EM TELÓFASE =
NÚMERO DE CÉLULAS EM DIVISÃO =
IM=
CÉLULAS EM DIVISÃO
TOTAL DE CÉLULAS
IM=
1) Em qual local da raiz ocorre a divisão celular com grande freqüência?
16
2) Esquematize a ponta da raiz e suas partes
3) Qual a importância do ponto de checagem ou ponto de restrição para o organismo vivo?
4) Qual célula está mais sujeita a mutações, uma que se divide pouco ou uma que se divide muito? Explique
17
ATIVIDADE 5
OBSERVAÇÃO DO ÍNDICE MITÓTICO EM LÂMINAS PREPARADAS PELO GRUPO
NÚMERO DE CÉLULAS EM INTÉRFASE =
NÚMERO DE CÉLULAS EM PRÓFASE =
NÚMERO DE CÉLULAS EM METÁFASE =
NÚMERO DE CÉLULAS EM ANÁFASE =
NÚMERO DE CÉLULAS EM TELÓFASE =
NÚMERO DE CÉLULAS EM DIVISÃO =
IM=
CÉLULAS EM DIVISÃO
TOTAL DE CÉLULAS
IM=
18
ATIVIDADE 6
CRIANDO Drosophila
Obs: Para esta prática, os alunos deverão (com antecedência) trazer dois vidros médios de maionese vazios
e limpos.
CICLO DE VIDA
IDENTIFICAÇÃO
Desenho da mosca observada (macho e fêmea)
19
Na lupa:
Identificar os machos e as fêmeas
Identificar as características gerais como:
a)
b)
c)
d)
Cor do corpo
Cor do olho
Tipo de asa
Outras características
Coloca-las de volta no vidro antes que acordem
PESQUISA:
COMO É FEITO O MEIO DE CULTURA??
20
ATIVIDADE 7
CRUZAMENTO DE Drosophila
MATERIAL OBRIGATÓRIO PATA TODOS OS ALUNOS:
1) PINCEL NO. 0 OU 1
2) VIDROS PARA A CULTURA (2 POR ALUNO – PEGAR A ESPECIFICAÇÃO)
3) PEDAÇO DE BORRACHA (TIPO CHINELO HAVAIANAS)
4) LUPA DE MÃO E LANTERNA
5) ESTOJO COM MATERIAL, AVENTAL E CANETA QUE ESCREVE EM VIDRO
1) Seleção das moscas virgens: como é feita a seleção das moscas para o cruzamentos?
2) Cruzamento I (MOSCAS SELVAGENS X MOSCAS VESTIGIAIS)
Procedimento: ATENÇÃO! PREENCHER A FOLHA ANEXA CONFORME O EXPRERIMENTO FOR
OCORRENDO
a) Etiquetar o tubo que contém o meio de cultura colocando o cruzamento, o nome do grupo e a
data.(anotar a data na folha anexa e os detalhes)
b) Juntar o macho e a fêmea no tubo com meio (cuidado para as moscas não fugirem)
c) Durante a semana anotar o aparecimento de ovos e larvas
d) Depois de uma semana descartar os pais (anotar a data na folha anexa)
e) Observar o surgimento de larvas e pupas (anotar tudo na folha anexa)
f) Depois de uma semana contar a prole (F1) e transferir 3 casais para outro tubo etiquetado (anotar na
folha anexa
g) Depois de uma semana eliminar os pais (F1)
h) Depois de uma semana contar a F2
i) Descartar as moscas
21
FOLHA ANEXA DO EXPERIMENTO I
INÍCIO DO EXPERIMENTO I DATA_____/______/______
CRUZAMENTO P X P LINHAGENS CRUZADAS: _____________ X ____________
GENÓTIPO ______________________ X _______________________
GAMETAS ( ____________________________________________________________)
QUADRADO DE PUNNET
APARECIMENTO DE OVOS EM _________/_______/_________
APARECIMENTO DE LARVAS EM ___________/___________/_________
APARECIMENTO DE PUPAS EM __________/_____________/__________
DESCARTE DOS PAIS EM __________/_____________/____________
NASCIMENTO DA F1 EM ____________/_________/____________
CONTAGEM DA F1 EM_________/_____________/____________
RESULTADO DA CONTAGEM
CRUZAMENTO F1 X F1
QUANTAS MOSCAS? __________________________________
DATA _______/____________/_________
GENÓTIPO DAS MOSCAS CRUZADAS __________________ X ________________
GAMETAS (_________________________________________________________)
22
QUADRADO DE PUNNET
APARECIMENTO DE OVOS EM _________/_______/_________
APARECIMENTO DE LARVAS EM ___________/___________/_________
APARECIMENTO DE PUPAS EM __________/_____________/__________
DESCARTE DOS PAIS (P2) EM __________/_____________/____________
NASCIMENTO DA F2 EM ____________/_________/____________
CONTAGEM DA F2 EM_________/_____________/____________
RESULTADO DA CONTAGEM
APLICAÇÃO DO TESTE DO QUI-QUADRADO
FENÓTIPO
OBSERVADO
ESPERADO
TOTAL
23
Anexo - 1º Lei
I - INTRODUCÃO
Na maioria dos organismos vivos que conhecemos, tais como aves, mamíferos, plantas, répteis, etc.,
os genes ocorrem aos pares, o mesmo acontecendo com os seus cromossomos. Por isso eles são chamados
de organismos diplóides (do grego diploos = duplo + eidos = semelhante). Estes pares de genes, que
ocupam posições definidas nos cromossomos, são chamados de alelos (do grego allelon = um e outro). Já
os cromossomos que compartilham os genes alelos são chamados de cromossomos homólogos. Durante a
gametogênese, os genes alelos e, por conseguinte, os cromossomos homólogos, segregam-se, de modo que
cada gameta formado acaba sendo portador de apenas um gene de cada par. Esta segregação dos genes
alelos durante a formação dos gametas é conhecida como a Primeira Lei de Mendel.
As drosófilas (Drosophila sp) são organismos diplóides encontrados em quase todas as partes do
mundo. Por se alimentarem de frutas em decomposição, elas também são conhecidos como as "moscas das
frutas", Estes dípteros constituem excelente material para estudos genéticos em 19.boratório, pois oferecem
grandes vantagens sobre outros materiais, visto apresentarem:
• Ciclo de vida curto, variando de 12 a 15 dias, o que favorece a obtenção de um grande número
de gerações em um pequeno espaço de tempo;
• Produção de um grande número de descendentes;
• Exigência de alimentação simples e barata pois, elas podem ser mantidas em um meio de cultura
contendo apenas banana ou fubá, ágar, fermento de pão e nipagin (fungicida que evita a
contaminação do meio);
• Existência de muitos tipos mutantes, com características fenotípicas que podem ser facilmente
observadas a olho nu ou à lupa;
• Um pequeno número de cromossomos, o que vem favorecer o seu estudo;
• A diferenciação entre machos e fêmeas é relativamente simples, e pode ser feita considerandose os seguintes caracteres:
MACHOS: São menores que as fêmeas; a extremidade do abdômen é arredondada e escura;
apresentam pentes sexuais (tarsais) no 1° segmento tarsal (formados por um agrupamento de cerdas);
possuem placa anal e cerdas copuladoras na porção ventral.
FÊMEAS: São maiores que os machos; a extremidade do abdômen é pontiaguda e clara; não
possuem pentes sexuais; possuem placa anal e aparelho ovopositor.
O objetivo deste capítulo é demonstrar através do experimento abaixo, no qual está envolvido um par
de genes responsável pela cor do corpo (ebony = cinza escuro ou preto e seu alelo selvagem = cinza) o
princípio da primeira lei de Mendel. Para tanto o aluno deverá ser capaz de diferenciar machos e fêmeas de
Drosophila, bem como os indivíduos de cada linhagem, realizar cruzamentos, coletar e analisar
estatisticamente os dados (através de um teste de Qui-quadrado) para verificar se a segregação destes
caracteres está ou não de acordo com a Primeira Lei de Mendel.
24
ATIVIDADE 8
SEGUNDA LEI DE MENDEL
1) Cruzamento II (MOSCAS SELVAGENS X MOSCAS EBONY)
Procedimento: ATENÇÃO! PREENCHER A FOLHA ANEXA CONFORME O EXPRERIMENTO FOR
OCORRENDO
a) Etiquetar o tubo que contém o meio de cultura colocando o cruzamento, o nome do grupo e a
data.(anotar a data na folha anexa e os detalhes)
b) Juntar o macho e a fêmea no tubo com meio (cuidado para as moscas não fugirem)
c) Durante a semana anotar o aparecimento de ovos e larvas
d) Depois de uma semana descartar os pais (anotar a data na folha anexa)
e) Observar o surgimento de larvas e pupas (anotar tudo na folha anexa)
f) Depois de uma semana contar a prole (F1) e transferir 3 casais para outro tubo etiquetado (anotar na
folha anexa
g) Depois de uma semana eliminar os pais (F1)
h) Depois de uma semana contar a F2
i) Descartar as moscas da F2
25
FOLHA ANEXA DO EXPERIMENTO II
INÍCIO DO EXPERIMENTO II DATA_____/______/______
CRUZAMENTO P X P LINHAGENS CRUZADAS: _____________ X ____________
GENÓTIPO ______________________ X _______________________
GAMETAS ( ____________________________________________________________)
QUADRADO DE PUNNET
APARECIMENTO DE OVOS EM _________/_______/_________
APARECIMENTO DE LARVAS EM ___________/___________/_________
APARECIMENTO DE PUPAS EM __________/_____________/__________
DESCARTE DOS PAIS EM __________/_____________/____________
NASCIMENTO DA F1 EM ____________/_________/____________
CONTAGEM DA F1 EM_________/_____________/____________
RESULTADO DA CONTAGEM COM FENÓTIPO OBSERVADO
CRUZAMENTO F1 X F1
QUANTAS MOSCAS? __________________________________
DATA _______/____________/_________
GENÓTIPO DAS MOSCAS CRUZADAS __________________ X ________________
GAMETAS (_________________________________________________________)
26
QUADRADO DE PUNNET
COLOCAR OS FENÓTIPOS ESPERADOS DENTRO DO QUADRADO
APARECIMENTO DE OVOS EM _________/_______/_________
APARECIMENTO DE LARVAS EM ___________/___________/_________
APARECIMENTO DE PUPAS EM __________/_____________/__________
DESCARTE DOS PAIS (P2) EM __________/_____________/____________
NASCIMENTO DA F2 EM ____________/_________/____________
CONTAGEM DA F2 EM_________/_____________/____________
RESULTADO DA CONTAGEM
TOTAL DE MOSCAS CONTADAS ______________________
APLICAÇÃO DO TESTE DO QUI-QUADRADO
FENÓTIPO
OBSERVADO
ESPERADO
TOTAL
27
ANEXO - 2ª LEI DE MENDEL
INTRODUÇÃO
Nos organismos diplóides os genes ocorrem aos pares, o mesmo acontecendo com os cromossomos.
Durante a gametogênese, os genes, que ocupam posições definidas nos cromossomos, segregam. Dessa
forma, cada gameta formado é portados de apenas um gene de cada par. Esta segregação dos alelos
durante a formação dos gametas é conhecida como a Primeira Lei de Mendel. Além disso, os pares de
cromossomos homólogos segregam independentemente durante a gametogênese. Consequentemente, o
mesmo ocorre com os pares de genes localizados em cromossomos não homólogos. Isso permite a
formação, ao acaso, de novas combinações gênicas nos gametas. Esta condição é conhecida como a
Segunda Lei de Mendel. A mosca das frutas Drosophila melanogaster constitui um ótimo material para a
demonstração da Segunda Lei de Mendel. Isto devido a facilidade de manutenção de estoques deste inseto
em laboratório, a fácil identificação de machos e fêmeas, a variedade de mutantes disponíveis e ao ciclo
reprodutivo relativamente curto.
O objetivo deste capítulo é demonstrar o princípio da Segunda Lei de Mendel, através do
experimento abaixo, no qual estão envolvidos dois pares de genes, localizados em pares de cromossomos
não homólogos. Para atingir os objetivos desta prática, o aluno deverá ser capaz de identificar machos e
fêmeas, distinguir as linhagens, realizar cruzamentos, coletar e analisar estatisticamente os dados (através de
um teste de Qui-quadrndo) para verificar se a segregação destes caracteres está ou não de acordo com a
Segunda Lei de Mendel.
28
ATIVIDADE 9
HERANÇA LIGADA AO SEXO
1) Cruzamento III: MOSCAS SELVAGENS FÊMEAS X MOSCAS WHITE MACHOS
Procedimento: ATENÇÃO! PREENCHER A FOLHA ANEXA CONFORME O EXPRERIMENTO FOR
OCORRENDO
a) Etiquetar o tubo que contém o meio de cultura colocando o cruzamento, o nome do grupo e a
data.(anotar a data na folha anexa e os detalhes)
b) Juntar o macho e a fêmea no tubo com meio (cuidado para as moscas não fugirem)
c) Durante a semana anotar o aparecimento de ovos e larvas
d) Depois de uma semana descartar os pais (anotar a data na folha anexa)
e) Observar o surgimento de larvas e pupas (anotar tudo na folha anexa)
f) Depois de uma semana contar a prole (F1) e transferir 3 casais para outro tubo etiquetado (anotar na
folha anexa
g) Depois de uma semana eliminar os pais (F1)
h) Depois de uma semana contar a F2
i) Descartar as moscas
29
FOLHA ANEXA DO EXPERIMENTO III
INÍCIO DO EXPERIMENTO III DATA_____/______/______
CRUZAMENTO P X P LINHAGENS CRUZADAS: _____________ X ____________
GENÓTIPO ______________________ X _______________________
GAMETAS ( ____________________________________________________________)
QUADRADO DE PUNNET
APARECIMENTO DE OVOS EM _________/_______/_________
APARECIMENTO DE LARVAS EM ___________/___________/_________
APARECIMENTO DE PUPAS EM __________/_____________/__________
DESCARTE DOS PAIS EM __________/_____________/____________
NASCIMENTO DA F1 EM ____________/_________/____________
CONTAGEM DA F1 EM_________/_____________/____________
RESULTADO DA CONTAGEM COM FENÓTIPO OBSERVADO
CRUZAMENTO F1 X F1
QUANTAS MOSCAS? __________________________________
DATA _______/____________/_________
GENÓTIPO DAS MOSCAS CRUZADAS __________________ X ________________
GAMETAS (_________________________________________________________)
30
QUADRADO DE PUNNET
COLOCAR OS FENÓTIPOS ESPERADOS DENTRO DO QUADRADO
APARECIMENTO DE OVOS EM _________/_______/_________
APARECIMENTO DE LARVAS EM ___________/___________/_________
APARECIMENTO DE PUPAS EM __________/_____________/__________
DESCARTE DOS PAIS (P2) EM __________/_____________/____________
NASCIMENTO DA F2 EM ____________/_________/____________
CONTAGEM DA F2 EM_________/_____________/____________
RESULTADO DA CONTAGEM
MACHOS WHITE:
FÊMEAS WHITE:
MACHOS SELVAGENS:
FÊMEAS SELVAGENS:
TOTAL DE MOSCAS CONTADAS ______________________
APLICAÇÃO DO TESTE DO QUI-QUADRADO
FENÓTIPO
OBSERVADO
ESPERADO
TOTAL
31
ATIVIDADE 10
HERANÇA LIGADA AO SEXO
1) Cruzamento IV: MOSCAS SELVAGENS MACHOS X MOSCAS WHITE FÊMEAS
Procedimento: ATENÇÃO! PREENCHER A FOLHA ANEXA CONFORME O EXPRERIMENTO FOR
OCORRENDO
a) Etiquetar o tubo que contém o meio de cultura colocando o cruzamento, o nome do grupo e a
data.(anotar a data na folha anexa e os detalhes)
b) Juntar o macho e a fêmea no tubo com meio (cuidado para as moscas não fugirem)
c) Durante a semana anotar o aparecimento de ovos e larvas
d) Depois de uma semana descartar os pais (anotar a data na folha anexa)
e) Observar o surgimento de larvas e pupas (anotar tudo na folha anexa)
f) Depois de uma semana contar a prole (F1) e transferir 3 casais para outro tubo etiquetado (anotar na
folha anexa
g) Depois de uma semana eliminar os pais (F1)
h) Depois de uma semana contar a F2
i) Descartar as moscas
32
FOLHA ANEXA DO EXPERIMENTO IV
INÍCIO DO EXPERIMENTO IV DATA_____/______/______
CRUZAMENTO P X P LINHAGENS CRUZADAS: _____________ X ____________
GENÓTIPO ______________________ X _______________________
GAMETAS ( ____________________________________________________________)
QUADRADO DE PUNNET
APARECIMENTO DE OVOS EM _________/_______/_________
APARECIMENTO DE LARVAS EM ___________/___________/_________
APARECIMENTO DE PUPAS EM __________/_____________/__________
DESCARTE DOS PAIS EM __________/_____________/____________
NASCIMENTO DA F1 EM ____________/_________/____________
CONTAGEM DA F1 EM_________/_____________/____________
RESULTADO DA CONTAGEM COM FENÓTIPO OBSERVADO
CRUZAMENTO F1 X F1
QUANTAS MOSCAS? __________________________________
DATA _______/____________/_________
GENÓTIPO DAS MOSCAS CRUZADAS __________________ X ________________
GAMETAS (_________________________________________________________)
33
QUADRADO DE PUNNET
COLOCAR OS FENÓTIPOS ESPERADOS DENTRO DO QUADRADO
APARECIMENTO DE OVOS EM _________/_______/_________
APARECIMENTO DE LARVAS EM ___________/___________/_________
APARECIMENTO DE PUPAS EM __________/_____________/__________
DESCARTE DOS PAIS (P2) EM __________/_____________/____________
NASCIMENTO DA F2 EM ____________/_________/____________
CONTAGEM DA F2 EM_________/_____________/____________
RESULTADO DA CONTAGEM
MACHOS WHITE:
FÊMEAS WHITE:
MACHOS SELVAGENS:
FÊMEAS SELVAGENS:
TOTAL DE MOSCAS CONTADAS ______________________
APLICAÇÃO DO TESTE DO QUI-QUADRADO
FENÓTIPO
OBSERVADO
ESPERADO
TOTAL
34
ATIVIDADE 11
ESTUDO DE CROMATINA SEXUAL
INTRODUÇÃO
A cromatina sexual é um corpúsculo heteropicnótico, encontrado nos núcleos interfásicos das células
somáticas femininas dos mamíferos em geral. É formada por um dos cromossomos sexuais X que se duplica
tardiamente e que é geneticamente inativo. Foi primeiramente observada em neurônios de gatas, com o
aspecto de um grânulo heterocromático que se localizava junto à membrana nuclear, sendo exclusivamente
encontrado nas fêmeas. Por esse motivo, passou a ser utilizado no diagnóstico do sexo em mamíferos, a
seguir foi confirmada sua presença nos tecidos femininos humanos, inclusive em neutrófilos
polimorfonucleares do sangue periférico, onde seu aspecto lembra um bastonete. Devido a sua grande
importância no diagnóstico do sexo cromossômico, seu estudo tornou-se obrigatório nos laboratórios de
genética médica. É nula no homem normal ou pode ser observada numa taxa muito baixa. Em mulheres
normais, esfregaços da mucosa oral apontam freqüências de cromatina positiva que vão de 20 a 50%. Uma
vez que o número de cromatinas sexuais foi verificado corresponder ao número de cromossomos X menos
um, seu estudo é também muito útil no diagnóstico de aneuploidias sexuais como Síndromes de Turner e
Klinefelter, nas disgenesias gonadais, em casos de mosaicismo, etc.
Este capítulo tem como objetivo ensinar ao aluno como preparar uma lâmina com esfregaço da
mucosa oral para a observação e identificação do corpúsculo de Barr ou cromatina sexual. II
MATERIAIS
a)
b)
c)
d)
e)
f)
g)
h)
i)
j)
k)
Corante fucsina básica
Fenol 5%
Ácido acético glacial
Formaldeído 70%
Álcool absoluto
Álcool 95%
Álcool 70%
Agua destilada
Lâminas
Espátulas de madeira
Microscópio
PROCEDIMENTO
a) Dissolver 3g de fucsina básica em 100mL de álcool etílico 70% (solução estoque);
b) Em outro frasco, separar 10 mL desta solução estoque e acrescentar 90 mL de fenol a 5%, 10 mL de
ácido acético glacial e 10 mL de formaldeído a 37%;
c) Deixar em repouso por no mínimo 24 horas antes de utilizar esta solução na coloração das lâminas;
d) Com o uso de espátulas ou de lâmina limpa, raspar a face interna da bochecha. Desprezar este primeiro
raspado e em seguida raspar novamente;
e) Espalhar o material sobre lâminas limpas. Deixar secar;
f) Hidratar primeiramente em álcool 70% por 5 minutos, em seguida em água destilada por 8 minutos:
g) Corar durante 15 minutos na solução preparada a partir da solução estoque;
h) Desidratar em álcool 95% e álcool absoluto, com uma passagem rápida em ambos.
35
RESULTADOS
a) Observar a lâmina em microscópio óptico, com objetiva de imersão.
b) Faça um esquema de uma célula de mucosa oral com cromatina sexual.
DISCUSSÃO
1. Qual o significado genético do corpúsculo de Barr?
2. O que você pode concluir dos seguintes dados:
a) indivíduos com 47 cromossomos e que não apresentam corpúsculo de Barr.
b) indivíduos com 47 cromossomos e que apresentam corpúsculo de Barr.
36
ANEXO - HLX
INTRODUÇÃO
A determinação do sexo entre os seres vivos pode se dar através de diferentes mecanismos de
herança. Em certas espécies de animais e plantas, os indivíduos compartilham o mesmo conjunto de genes
para determinação do sexo masculino e feminino. Em alguns casos, o que determina se um indivíduo será
macho ou fêmea são as condições ambientais ou então a proporção herdada entre estes genes. Por
exemplo, na orquídea Catasetum fimbriatum, as plantas que crescem em locais ensolarados (e portanto, mais
secos), desenvolvem flores femininas. Por outro lado, aquelas que crescem em locais sombreados (e
portanto, mais úmidos), desenvolvem flores masculinas. Já em abelhas e formigas, as fêmeas são diplóides,
isto é, apresentam dois conjuntos n de cromossomos (ou dois genomas) e surgem pela união de um óvulo
com um espermatozóide, e os machos são haplóides e surgem por partenogênese. Em outros grupos de
organismos, como na maioria das espécies vegetais e em peixes, os genes para determinação do sexo são
encontrados em duas ou mais formas alélicas diferentes, onde uma delas determina o sexo masculino e a
outra, o feminino. Sendo assim, o sexo nesses indivíduos é dado através de herança mendeliana simples. Em
outros organismos, tais como os mamíferos, aves e répteis, além do conjunto cromossômico comum a
machos e fêmeas, chamados de cromossomos autossômicos (A), existem um ou dois cromossomos
(denominados de X e Y, ou Z e W) responsáveis direta ou indiretamente pela determinação do sexo nestes
organismos. Nestes casos, um dos sexos é sempre portador de dois cromossomos sexuais homólogos (Ex:
XX e ZZ) e sempre produzirá gametas idênticos quanto ao cromossomo sexual que recebem, sendo então
chamados de SEXO HOMOGAMÉTICO. Já o outro sexo, terá dois cromossomos sexuais diferentes ou
apenas um cromossomo sexual (Ex: XY, XO, ZW e ZO), logo eles originarão gametas diferentes com relação
aos cromossomos sexuais que eles recebem e por isso eles são chamados de SEXO HETEROGAMÉTICO.
A tabela a seguir mostra os diferentes sistemas de determinação do sexo através de cromossomos sexuais:
SISTEMA
GAMETAS
M=♂
GAMETAS
M=♀
SEXO
OCORRÊNCIA
XY
(AX)
(AY)
(AX)
(AAXX) = ♀
(AAXY) = ♂
XO
(AX)
ZW
(AX)
(AO)
(AZ)
ZO
(AZ)
(AAXX) = ♀
(AAXO) = ♂
(AAZZ) = ♀
(AAZW) = ♂
(AAZZ) = ♀
(AAZO) = ♂
Mamíferos, alguns anfíbios (no
gênero Axolot), em alguns vegetais
(Ex.: Cannabis sativa) e na mosca
das frutas (Drosophila melanogaster).
Percevejos, baratas e ganfanhotos.
(AZ)
(AW)
(AZ)
(AO)
Aves, borboletas, mariposas, traças e
em alguns peixes.
Répteis.
O termo herança ligada ao sexo geralmente se refere ao mecanismo de herança dos genes
encontrados no cromossomo X. Como nesta situação, os genes recessivos se manifestam nos machos em
dose simples, isto é, em hemizigose. Nas fêmeas é necessário estarem em homozigose, devido à presença
de dois cromossomos X. A herança desses genes é também conhecida como herança cruzada, pois
dependendo do tipo de cruzamento, a característica da mãe se manifestará nos filhos, enquanto que as filhas
serão fenotipicamente iguais ao pai. Nas células diplóides de Drosophila melanogaster são encontrados oito
cromossomos. Dos quatro pares que se formam na meiose, três serão comuns às células dos machos e
fêmeas (autossomos). O quarto par é denominado de par sexual que nas fêmeas é constituído por dois
cromossomos X e nos machos por um cromossomo X e um Y, ambos bastante diferentes na sua morfologia.
O objetivo deste capítulo é realizar experimentos utilizando o gene white (que determina cor de olhoi
branca) e seu alelo selvagem (cor de olho vermelho) que, em Drosophila melanogaster, está localizado na
região não homóloga do cromossomo X, para verificar como se dá o mecanismo de herança ligada ao sexo.
Para atingir os objetivos desta prática, o aluno deverá ser capaz de identificar machos e fêmeas, distinguir as
37
linhagens, realizar cruzamentos, coletar dados e fazer uma análise estatística (teste do Qui-quadrado) para
verificar se a segregação destes caracteres está de acordo ou não com o preconizado pela Herança Ligada
ao Sexo.
38
ATIVIDADE 12
LIMIAR GUSTATIVO AO PTC (FENILTIOCARBOMIDA)
INTRODUCÃO
Em 1931, ao manipular a substância feniltiocarbamida (PTC), o químico norte-americano Fox
espalhou acidentalmente cristais deste composto no laboratório. Ao levar, distraidamente a mão à boca,
sentiu imediatamente um forte gosto amargo, gosto este que, curiosamente, não era compartilhado por seu
assistente. Intrigado, submeteu outras pessoas a prova e percebeu que existiam diferenças individuais na
capacidade de sentir o gosto desta substância.
Quando muitos indivíduos são testados com soluções de diferentes concentrações de PTC, verificase que eles se distribuem em dois fenótipos distintos: sensíveis e insensíveis. Porém, essa distinção não é
absoluta, visto que a sensibilidade gustativa a esta substância apresenta uma grande variação mostrando
dois picos, um para os indivíduos sensíveis e outro para os insensíveis. A herança à sensibilidade ao PTC é
determinada por um único par de genes alelos (T e t) de modo que as pessoas sensíveis possuem o genótipo
TT ou Tt e, as insensíveis, tt. Acredita-se que as diferenças no grau de sensibilidade ao PTC dependem,
provavelmente, de genes modificadores.
O objetivo deste capítulo é determinar o limiar de sensibilidade gustativa dos indivíduos ao PTC,
através da utilização de soluções com diferentes concentrações desta substância.
MATERIAIS
•
•
•
•
•
16 frascos escuros de 1 litro
16 frascos pequenos pequenos (cerca de 10 mL) com conta gotas
2,6 g de PTC
Etiquetas auto-adesivas
Água fervida e água da torneira
PROCEDIMENTOS
a) Dissolver 2,6g de PTC em dois litros de água fervida e resfriada (solução mãe). Esperar 3 dias para uma
completa dissolução;
b) Separar litro da solução mãe e etiquetar com o nº 1;
c) Misturar ao litro restante da solução de PTC 1 litro água fervida e resfriada. Separar 1 litro e etiquetar com
o nº 2;
d) Misturar ao litro restante de PTC, 1 litro de água fervida e resfriada. Separar 1 litro e etiquetar com o
número nº 3;
e) Proceder da mesma maneira para as soluções 4 a 15;
f) Colocar no frasco 16, água da torneira e etiquetar com o nº 16;
g) Guardar todas as soluções em um ambiente escuro;
h) Montar todas as baterias com as soluções de 1 a 16, em pequenos frascos com conta-gotas e identificálos, como feito com os frascos maiores;
i) Pingar 2 gotas de solução nº. 15 sobre a parte posterior da língua de um aluno;
j) Anotar se ele sente ou não o gosto amargo;
k) Seguir o mesmo procedimento para com as demais soluções, em ornem decrescente, até o aluno sentir o
gosto amargo, tendo o cuidado de lavar a boca com água do frasco nº 16 após cada teste;
39
l) Em caso de dúvida com relação ao sabor amargo ou não de uma determinada solução, repetir o teste
com ela.
RESULTADOS
a) Com os dados coletados no grupo, preencher as tabelas abaixo:
b) Com base nos dados desta tabela construir um gráfico de distribuição de frequência (de colunas ou de
linhas) com os diferentes limiares gustativos no eixo de x.
Limiar Gustativo
Número de indivíduos
Homens
Mulheres
Porcentagem
Homens
Mulheres
Porcentagem total
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
Total
Total de sensíveis
Total de insensíveis
Porcentagem dos
sensíveis
Porcentagem dos
insensíveis
Homens
Mulheres
Total
DISCUSSÃO
a) Determinar se o limiar gustativo ao PTC em pessoas sensíveis e insensíveis, segundo as soluções
trabalhadas, realmente varia de pessoa para pessoa.
b) É possível observar alguma diferença quanto a sensibilidade ao PTC entre indivíduos de sexo feminino e
masculino?
c) A distribuição quanto a sensibilidade/insensibilidade ao PTC é uniforme ou existe algumas soluções que
agrupam um maior número de indivíduos sensíveis e insensíveis?
d) Com base nas tabelas e no gráfico de distribuição de frequência, determinar a solução a partir da qual se
pode diferenciar as pessoas sensíveis das insensíveis ao PTC.
40
ATIVIDADE 13
ANÁLISE DE LIGAÇÃO
INTRODUÇÃO
Em todas as espécies de animais e plantas, o número de cromossomos que eles possuem é sempre menor
que o de genes detectados através de estudos genéticos. Desse modo, é possível afirmar que cada
cromossomo transporta mais de um gene, constituindo assim um conjunto denominado grupo de ligação
gênica (ou grupo de "linkage"). Durante a meiose, cada grupo de ligação se comporta como um único gene,
não ocorrendo entre os mesmos segregação independente. Este grupo pode ser desfeito e novas
combinações gênicas podem ser produzidas por um fenômeno biológico denominado permuta ou "crossingover". A freqüência de uma permuta é inversamente proporcional à distância existente entre dois genes.
Assim, dois genes que apresentam uma freqüência baixa de recombinação estarão mais próximos entre si do
que dois outros genes que apresentam uma alta freqüência de recombinação. Determinando-se a freqüência
de recombinação entre vários genes de um mesmo grupo de ligação podemos construir um mapa mostrando
as distâncias e a seqüência em que os genes se encontram dispostos ao longo deste cromossomo. Os
primeiros estudos em que se detectou o fenômeno de ligação aconteceram no início deste século. Estes
experimentos mostravam desvios nas proporções fenotípicas esperadas na geração F2 em cruzamentos
envolvendo dois caracteres. Coube a T. H. Morgan em 1911, sugerir o mecanismo de ligação para explicar os
desvios nas proporções genotípicas de F2 observados em seus experimentos com Drosophila melanogaster.
Tendo em vista que este díptero constitui um ótimo material de estudo de ligação, convém ressaltar que, em
D. melanogaster, ao contrário da maioria dos organismos de reprodução sexuada, a permuta ocorre apenas
nas fêmeas. Sendo assim, nos machos, os genes localizados em um mesmo cromossomo apresentam
ligação completa. O objetivo deste capítulo é estabelecer a seqüência e a distância entre os genes scute
(determina apenas duas ou nenhuma cerda no escutelo ), crossveinless (determina a ausência de veias
transversais na asa) e forked (determina cerdas grossas e bifurcadas) de D. melanogaster bem como testar
estatisticamente a hipótese de ligação entre eles.
MATERIAIS
a) Frascos de 250 mL com meio de cultura
b) Fêmeas virgens da linhagem scute, crossveinless e forked.
c) Machos da linhagem selvagem
d) Eterizador, reeterizador, caneta para escrever em vidro ou etiquetas, pincel e placa de contagem
PROCEDIMENTOS
Para o estudo destes materiais, é preciso adotar os seguintes procedimentos:
a) OBTENÇÃO DA GERAÇÃO F1
1) Selecionar os progenitores que serão cruzados (homozigotos para o caráter a ser estudado),
tomando-se o cuidado de se trabalhar com fêmeas virgens;
2) Colocar em um frasco de cultura 10 fêmeas da linhagem scute, crossveinless e forked e 10 machos
da linhagem selvagem para estes caracteres.
41
Observações:
•
•
•
•
•
•
Observar diariamente os vidros onde essas moscas estão sendo mantidas;
Anotar todos os dados relevantes que ocorrem ao longo do experimento;
Adicionar fermento ao meio somente quando surgirem as primeiras larvas;
Eliminar os pais dois dias após o aparecimento das primeiras pupas; .
notar as características fenotípicas (sexo. presença/ausência de veias transversais. presença/ ausência
de cerdas no escutelo e presença/ausência de cerdas grossas e bifurcadas) de todas as moscas que
surgirem dentro de um prazo máximo de 10 dias;
Eliminar as moscas que já foram analisadas.
b) OBTENÇÃO DA GERAÇÃO F2
01.
02.
03.
04.
Quando iniciar o nascimento das primeiras moscas F1, separar 10 fêmeas (virgens) e 10 machos;
Anotar as características fenotípicas destas moscas;
Transferir estes animais para novo frasco de cultura. Estas moscas serão os progenitores da geração F2;
Anotar no vidro o tipo de cruzamento (entre indivíduos F1 ou simplesmente Fl x F1) e o fenótipo dos
progenitores;
05. Seguir as mesmas observações feitas para obtenção da geração F1;
06. Anotar as características fenotípicas de pelo menos 200 moscas F2.
RESULTADOS
a) Resumir os resultados obtidos na análise fenotípica das moscas, de acordo com a tabela abaixo:
Geração
Fenótipos
Número de indivíduos
F1
F2
Total
b) Após a coleta de todos os dados realizar uma análise estatística, através do teste de Qui-Quadrado, para
se verificar se eles se comportam como caracteres ligados ou se apresentam segregação independente.
42
Teste de Qui-Quadrado para o experimento:
Fenótipos da geração F2
Freq.
(absoluta)
Observada Freq.Esperada (absoluta) (FO - FE)2/FE
Σ x2
DISCUSSÃO
01. As proporções fenotípicas encontradas em F2 estão de acordo com o esperado para genes ligados?
02. Determine a ordem destes genes no cromossomo, a distância entre eles, bem como o coeficiente de
coincidência e a interferência.
03. Considere a seguinte situação: dois loci A/a e D/d são tão fortemente ligados que nunca se obserevou
nenhum recombinante. Caso um indivíduo Ad/As for cruzado com um aD/aD, quais fenótipos serão vistos
na F2 e em que proporções?
04. Uma planta com o genótipo AB/ab é cruzada com uma ab/ab. Se os dois locos estão a 10 u.m. de
distância, que proporção da prole será AB/ab?
43
QUESTÕES - LIGAÇÃO GÊNICA
01. (Fuvest-SP) O cruzamento AABb x aabb produziu a seguinte descendência:
genótipos: AaBb, aaBb, Aabb; aabb
freqüências: 48%, 2%, 2%, 48%
a) Qual a distância entre os genes em questão, em unidades de recombinação?
b) Qual a posição dos genes nos cromossomos do heterozigoto utilizado no cruzamento?
2. (PUC-SP) Considerando o cruzamento AaBb x aabb, demonstre o resultado genotípico com as respectivas
freqüências, supondo a ocorrência de:
a) segregação independente;
b) ligação completa (linkage), considerando os genes A e B localizados no mesmo cromossomo.
3. (FEI-SP) Analise os resultados obtidos nos dois cruzamentos abaixo e responda:
1º) P __ AaBb x aabb
F1 __ AaBb = 350
Aabb = 346
aaBb = 352
aabb = 349
2º) P __ AaBb x aabb
F1 __ AaBb = 42
Aabb = 160
aaBb = 168
aabb = 40
a) Em qual dos dois cruzamentos ocorreu distribuição independente dos genes, obedecendo à segunda lei
de Mendel?
b) Qual a freqüência de crossing no cruzamento onde dois pares de genes alelos ocupavam o mesmo par
de cromossomos homólogos?
4. (Unicamp-SP) Um cruzamento entre uma fêmea heterozigota para dois pares de genes (AaBb) e um
macho homozigoto (aabb) resultou na seguinte descendência: AaBb Aabb aaBb aabb. Foi observado,
também, que todas as classes acima apareceram na mesma freqüência (25%), tanto entre os machos como
entre as fêmeas. Considerando que há interesse em determinar se existe. ou não, ligação entre os genes
estudados. explique qual seria a informação que esse cruzamento fornece.
Balophus minhoquensis é uma espécie hipotética de animal que habita certas praias de ilhas tropicais. Em
certas ilhas, estes animais apresentam corpo redondo, cauda longa e fina e orelhas longas e pontiagudas,
sendo denominados variedade A. Em outras ilhas, os animais apresentam corpo alongado, cauda fina e
grossa e orelhas curtas e arredondadas, sendo denominados variedade B.
44
05. Um cientista, interessado no mecanismo de herança da forma de cauda desses animais, cruzou
exemplares da variedade A com outros da variedade B. Todos os descendentes de tal cruzamento
apresentaram cauda longa e fina, do mesmo tipo que indivíduos da variedade A. O cruzamento dos
híbridos entre si resultou em uma geração F2 composta por oitocentos indivíduos, dos quais 580
apresentaram cauda longa e fina e 220 apresentaram cauda curta e grossa como a dos indivíduos da
variedade B. Com base nos resultados apresentados é possível se estabelecer o mecanismo de herança
da forma da cauda em Balophus minhoquensis? Caso sua resposta seja afirmativa, determine o
mecanismo.
6. A análise dos híbridos F1 mencionada no exercício anterior mostrou que todos eles apresentaram corpo
alongado. Dentre os oitocentos indivíduos F2 obtidos, 610 apresentaram corpo alongado e 190
apresentaram corpo arredondado. Determine o mecanismo de herança da forma do corpo em Balophus
minhoquensis.
7. Foi analisado também. no experimento mencionado, o caráter forma da orelha. Verificou-se que todos os
F1 obtidos no cruzamento de indivíduos da variedade A com indivíduos da variedade B apresentaram
orelhas curtas e arredondadas. Dos oitocentos descendentes obtidos no cruzamento dos F1 entre si,
seiscentos apresentaram orelhas curtas e arredondadas e duzentos as apresentaram longas e
pontiagudas. Determine o mecanismo de herança da forma da orelha em Balophus minhoquensis.
8. Foi ana1isada em Ba1ophus minhoquensis a herança simultânea dos caracteres forma da cauda e forma
do corpo. Nessa análise, indivíduos F1, resultantes do cruzamento entre indivíduos da variedade A e
indivíduos da variedade B e que apresentavam, portanto, cauda fina e longa e corpo alongado foram
cruzados com indivíduos duplo-recessivos que apresentavam cauda curta e grossa e corpo redondo.
Desse cruzamento resultou uma prole de quatrocentos indivíduos, constituída por: 97 indivíduos com
cauda fina e longa e corpo alongado; cem indivíduos com cauda fina e longa e corpo redondo; 105
indivíduos com cauda grossa e curta e corpo alongado; 98 indivíduos com cauda grossa e curta e corpo
redondo. A herança desses dois caracteres segue a lei da segregação independente? Justifique sua
resposta.
9. Foi analisada também a herança simultânea dos caracteres forma da orelha e forma do corpo. Nessa
análise. indivíduos F1 resultantes do cruzamento entre indivíduos da variedade A e indivíduos da
variedade B e que apresentavam, portanto. orelhas curtas e arredondadas e corpo alongado foram
cruzados com indivíduos duplo-recessivos que apresentavam orelhas longas e pontiagudas e corpo
redondo. Desse cruzamento resultou uma prole de oitocentos indivíduos constituída por: 202 indivíduos
com orelhas curtas e arredondadas e corpo alongado; duzentos indivíduos com orelhas curtas e
arredondadas e corpo redondo; 205 indivíduos com orelhas longas e pontiagudas e corpo alongado; 193
indivíduos com orelhas longas e pontiagudas e corpo redondo. A herança desses dois caracteres segue a
segunda lei de Mendel? Justifique sua resposta.
10. Foram realizados também experimentos para se estudar a herança simultânea dos caracteres forma da
cauda e forma da orelha. Nesse caso, indivíduos F1 resultantes do cruzamento entre indivíduos da
variedade A e indivíduos da variedade B e que, portanto, apresentavam orelhas curtas e arredondadas e
cauda longa e fina foram cruzados com indivíduos duplo-recessivos que apresentavam orelhas longas e
pontiagudas e cauda curta e grossa. Desse cruzamento resultou uma prole de 1.200 indivíduos
constituída por: 484 indivíduos com cauda longa e fina e orelhas longas e pontiagudas; 476 indivíduos
com cauda curta e grossa e orelhas curtas e arredondadas; 120 indivíduos com cauda longa e fina e
orelhas curtas e arredondadas; 120 indivíduos com cauda curta e grossa e orelhas longas e pontiagudas.
A herança desses dois caracteres segue a segunda lei de Mendel? Justifique sua resposta. Que tipo de
45
fenômeno está ocorrendo nesse caso? É possível, com base nos dados apresentados, determinar a
distância relativa entre os dois genes em questão? Em caso de resposta afirmativa, qual é essa
distância?
11. Em coelhos, o gene que condiciona pelagem manchada é dominante sobre seu alelo que condiciona
pelagem de coloração homogênea. Da mesma forma. o gene que condiciona pêlo curto é dominante
sobre o alelo que condiciona pêlo longo (tipo angorá). Coelhos de uma linhagem apresentando pelagem
manchada e pêlos curtos foram cruzados com indivíduos de uma linhagem de pelagem tipo angorá e
coloração homogênea. Os F1 produzidos. apresentando todos pelagem manchada e pêlos curtos. foram
cruzados com indivíduos de linhagem angorá e coloração homogênea. Nesse cruzamento foi obtido o
seguinte resultado:
Número de indivíduos
Comprimento do pêlo
Tipo de Coloração
68
Longo
Manchada
431
Longo
Homogênea
432
Curto
Manchada
69
Curto
Homogênea
Com bases nesses resultados responda:
a) Os genes em questão têm segregação independente? Justifique.
b) Qual a porcentagem de recombinação entre os dois locos gênicos?
12. A distância entre os genes recessivos cinnabar (olho vermelho-vivo) e vestigial (asa reduzida) em
Drosophila é 9,5 UR. Os alelos dominantes desses genes são respectivamente C (olho marromavermelhado) e V (asa normal), que chamaremos de selvagem. Ambos os genes são autossômicos. O
cruzamento de fêmea selvagem (para ambas as características), duplo-heterozigota e de constituição
trans com um macho de olho cinnabar e asa vestigial produziu 180 descendentes.
a) Quantos desses 180 descendentes esperamos encontrar para cada fenótipo?
b) Se cruzássemos uma fêmea selvagem (para ambas as características), filha do casal do item a desta
questão, com um macho idêntico ao seu pai, obtendo trezentos descendentes, quantos esperaríamos
encontrar para cada classe fenotípica?
46
ATIVIDADE 14
EQUILÍBRIO DE HARDY-WEINBERG
INTRODUÇÃO
O conhecimento da dinâmica dos genes e seu comportamento em populações é essencial para um
bom entendimento de Evolução, de Melhoramento Genético, bem como de Genética Geral. Muito embora os
princípios básicos da Genética de Populações sejam relativamente simples, a sua demonstração na prática é
geralmente demorada, em virtude do espaço de tempo entre uma geração e outra.
Para resolver esse problema, populações mendelianas podem ser simuladas no laboratório. Existem
várias maneiras de se fazer essa simulação e um exemplo é apresentado a seguir.
O objetivo deste capítulo é a utilização de um modelo (botões metálicos de pressão) para construir
uma população, onde ocorre acasalamentos ao acaso, e a partir desta calcular freqüências gênicas e
genotípicas e verificar se as freqüências obtidas estão em equilíbrio de Hardy-Weinberg.
MATERIAL
a) Empregam-se botões metálicos de pressão, que se encaixam, podendo-se designar um tipo de
masculino e outro de feminino.
b) Esses botões são disponíveis nas cores branca e preta, sendo que essas cores representam os alelos
de um loco. O de cor preta representa o alelo A1 e a cor branca o alelo A2.
c) Deverão existir em disponibilidade cerca de 100 pares de botões para cada aluno, sendo 50 brancos e
50 pretos.
d) Dois botões brancos unidos constituem um indivíduo homozigoto A1A1, dois botões pretos unidos
constituem um indivíduo homozigoto A2A2 e um botão branco e um preto constitui um indivíduo
heterozigoto A1A2. Cada botão representa um gameta.
PROCEDIMENTO
a) Construa uma população de 64 indivíduos, por exemplo, misturando ao acaso um certo número de
indivíduos A1A1, outro número de indivíduos A1A2 e outro número de indivíduos A2A2.
RESULTADOS
a) Determine as freqüências gênicas e genotípicas na população escolhida.
N=
p=
q=
A1A1 =
A1A2 =
A2A2 =
b) Determine as freqüências de indivíduos na população em equilíbrio de Hardy-Weinberg.
47
Tabela 1 - Frequências dos genótipos A1A1, A1A2, e A2A2
Genótipos
A1A1
A1A2
A2A2
Soma
Proporção Esperada
proporção
algébrica
N
Tabela 2 - Comparação das frequências esperadas no equilíbrio de Hardy-Weinberg com as frequências
observadas.
Genótipos
A1A1
A1A2
A2A2
Freq. esperada
Freq. observada
(desvio)2/freq.esp.
x2 =
gl=
Tabela 3 - Frequências de acaslamentos realizados ao acaso, com respectivas descendências para se obter
a população da próxima geração.
Acasalamento
♂
♀
A1A1
x
A1A1
A1A1
A1A1
A1A2
A1A2
A1A2
A2A2
A2A2
A2A2
x
x
x
x
x
x
x
x
A1A2
A2A2
A1A1
A1A2
A2A2
A1A1
A1A2
A2A2
Frequência dos
acasalamentos
Obs.
Esp.
Descendência por
acasalamento
A1A1A1A2A2A2
Descendência
total esperada
A1A1A1A2A2A2
Descendência
total observada
A1A1A1A2A2A2
d) Compare as frequências obtidas na nova geração, com as proporções esperadas no equilíbrio de HardyWeinberg.
Tabela 4 - Comparação das frequências esperadas no equilíbrio de Hardy-Weinberg com as frequências
observadas.
Genótipos
A1A1
A1A2
A2A2
Freq. Esperada
Freq. Observad
(desvio)2/freq.esp.
x2 =
gl =
48
DISCUSSÃO:
01. Observando os resultados obtidos acima, qual a conclusão com relação as fequências gênicas e
genotípicas e o equilíbrio de Hardy-Weinberg?
02. Organize uma nova população com outras frequências, como por exemplo: 4 A1A1, 20 A1A2 e 40 A2A2.
Calcule as frequências gênicas, verifique se a população está em equilíbrio de Hardy-Weinberg.
49
ATIVIDADE 15
CITOGENÉTICA DE PLANTAS
INTRODUÇÃO
Citogenética é uma ciência híbrida que combina citologia e genética. Esta ciência inclui manuseio dos
cromossomos através da aplicação de técnicas de coloração, para a determinação do número e morfologia
dos cromossomos (análise cariotípica) e para um melhor entendimento do processo de divisão celular
(mitose, meiose) e das modificações ocorridas na estrutura e número dos cromossomos. Para estudos de
comportamento e morfologia de cromossomos mitóticos e meióticos de plantas, não existe uma técnica geral
que possa ser usada para todos os grupos de plantas. Por esta razão deve-se experimentar diferentes prétratamentos, fixadores, corantes e mesmo métodos de obtenção das preparações, adaptados para o estudo
dos cromossomos de um grupo particular de plantas. O estudo da análise cromossômica é extremamente
importante pois permite a caracterização de um cariótipo que em alguns grupos de plantas, pode ser usado
na identificação de espécies.
O objetivo deste capítulo é ensinar ao aluno a realizar coletas e tratamento de raízes de milho e
cebola e usá-las para a obtenção de metáfases que poderão ser posteriormente utilizadas para a análise
cariotípica.
MATERIAIS
a)
b)
c)
d)
e)
Raízes de milho e cebola
8 hidroxiquinoliria 0,02 mol/L
Colchicina 0,1%
Carmin acético 1%
Reativo de Schiff
PROCEDIMENTO
a) Coleta de raízes.
As raízes são obtidas de sementes de milho, germinados em placa de Petri e de bulbos de cebola. As
raízes devem ser coletadas quando estiverem com dois a três centímetros de comprimento;
b) Pré-tratamento.
A finalidade do pré-tratamento é interromper a divisão celular em metáfase. Para obtenção dos
cromossomos de cebola as raízes são tratadas por colchicina 0,1% durante 4 horas. As raízes de milho são
tratadas com 8-hidroxiquinolina 0,02 mol/L durante 4 horas. Após o pré-tratamento as raízes são fixadas
etanol : ácido acético na proporção de 3 : 1 durante o período de 12:00 a 24:00 horas. Em seguida duas
trocas de etanol 70% são feitas e o material mantido em geladeira.
c) Coloração pelo Método de Feulgen
Este método de coloração usa o reativo de Schiff preparado da seguinte forma:
• 1 g fucsina básica
• 3 g de metabissulfito de sódio
• 30 mL de HCl 1N
• 1 g de carvão ativado
Adicione 200 mL de água de torneira em um becker e aqueça a 50°C. Adicione fucsina básica e agite. A
seguir acrescente simultaneamente o metabissulfito de sódio e o HCl. Coloque a mistura em um frasco
50
escuro e deixar descansar no escuro durante no mínimo 12:00 horas. No dia seguinte acrescente o carvão
ativado mexa por 1 minuto e filtre. O filtrado deve ficar incolor ao contrário, acrescente mais 1 grama de
carvão e filtre novamente
d) Preparação das lâminas
01.
02.
03.
04.
05.
06.
07.
08.
09.
10.
Coloque as raízes por 5 minutos em água destilada;
Transfira as raízes para o NHCl a 60°C por 8 minutos;
Coloque as raízes por 5 minutos em água destilada
Coloque no reativo de Schiff por 1 hora;
Lave as raízes em água de torneira até o líquido tornar-se claro;
Coloque as raízes por 1-3 minutos em ácido acético 45%;
Esmague as pontas de raiz sobre uma lâmina com uma ou duas gotas de carmin acético 1%;
Aqueça a lâmina vagarosamente e evite ferver o corante;
Pressione a lâmina e lamínula entre duas folhas de papel filtro;
Observe ao microscópio.
RESULTADOS
a) O método de coloração utilizado foi eficiente?
b) Foram obtidas metáfases com cromossomos sem sobreposição e com boa morfologia?
c) Caso contrário, seria possível melhorar o espalhamento e a nitidez das figuras metafásicas? Como?
DISCUSSÃO
01.
02.
03.
04.
Qual a importância do fixador?
Qual a diferença de ação entre a 8-hidroxiquinolina e colchicina?
Como se dá a coloração dos cromossomos pelo reativo de Schiff?
Como você usaria o conhecimento obtido nesta aula?
51