Universidade Camilo Castelo Branco
Instituto de Engenharia Biomédica
LUIZ DOS SANTOS ARRIFANO
TÉCNICAS ALTERNATIVAS DE HIGIENIZAÇÃO DA CASCA DO OVO
UTILIZANDO GÁS OZÔNIO E ULTRASSOM
ALTERNATIVE TECHNIQUES FOR EGGSHELL SANITIZING WITH OZONE GAS
AND ULTRASOUND
São José dos Campos, SP
2013
II
LUIZ DOS SANTOS ARRIFANO
TÉCNICAS ALTERNATIVAS DE HIGIENIZAÇÃO DA CASCA DO OVO
UTILIZANDO GÁS OZÔNIO E ULTRASSOM
Orientador: Prof. Dr. Carlos José de Lima
Co-orientadora: Profª. Drª Adriana Barrinha Fernandes
Dissertação de Mestrado apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Engenharia
Biomédica da Universidade Camilo Castelo Branco, como complementação dos créditos
necessários para obtenção do título de Mestre em Engenharia Biomédica.
São José dos Campos, SP
2013
III
IV
V
DEDICATÓRIA
Dedico este árduo trabalho aos que comigo caminharam nesta longa estrada,
ajudando-me quando meus passos ficaram trôpegos e até, para quem acredita que
pouco fez, mas que transmitiu seu grande poder de persuasão quando o desânimo
já se fazia sentir.
VI
AGRADECIMENTOS
A Deus, que com sua infinita bondade fez com que todas as adversidades
encontradas se transformasse em uma escada para alcançar o topo do sucesso.
Ao Prof. Dr. Carlos José de Lima pela sua atuação não apenas como
docente, mas, sobretudo como orientador que com sua paciência e abnegação, não
poupou esforços e incentivos que me possibilitaram a conclusão deste trabalho.
À Profa. Dra. Adriana Barrinha Fernandes, que por meio de seus
ensinamentos e dedicação, presentes desde o início deste curso, souberam mostrarme o caminho a trilhar, como quem a um filho ensina a caminhar.
À Profa. Dra. Livia Moreira que por meio de seus
conhecimentos,
acompanhamentos e orientações, tornaram um pouco menos árdua a tarefa
desenvolvida.
Ao Prof. Dr. Wagner Wuo, nem tanto como coordenador do curso de
Matemática da Unicastelo, muito mais como amigo, que soube entender todas as
dificuldades de se concretizar um trabalho como este, incentivando e preocupandose com a sua realização.
Agradeço também a todos os meus amigos da UNICASTELO, que
contribuíram direta ou indiretamente nesta realização, muito em especial a Jorge
Eduardo Menezes e Miguel Alves Novo, irmãos na jornada, à Mirian Arid Soares e
Denilce Xisto pela companhia e incentivo.
OBRIGADO A TODOS
VII
“O fracasso não existe, senão a todos que
não conseguem lutar insistentemente por
um ideal”.
Lusanar
VIII
TÉCNICAS ALTERNATIVAS DE HIGIENIZAÇÃO DA CASCA DO OVO
UTILIZANDO GÁS OZÔNIO E ULTRASSOM.
RESUMO
Os ovos por sua rica fonte de proteínas e pelo seu baixo custo são um alimento de
alto consumo, merecendo a atenção dos órgãos fiscalizadores, quanto aos cuidados
desde a postura até a venda ao consumidor nas prateleiras dos supermercados do
país. Esta necessidade é decorrente do fato de que o alimento está contaminado,
dadas às características da postura, manipulação e transporte. Tal contaminação
quando não controlada adequadamente, pode trazer danos graves para a saúde do
consumidor. Pesquisas revelam a importância da conservação da qualidade desde
sua produção até a chegada à mesa do consumidor. Atualmente, o processo é
executado com a utilização de desinfetantes derivados do grupo dos halogêneos:
peróxidos, clorexidina, álcoois, aldeídos, entre outros, que deixam resíduos. Este
trabalho procurou processos alternativos executados com ultrassom e gás ozônio,
que não oferecem riscos à saúde. Os ovos foram recolhidos em sítios da região
leste da cidade de São Paulo. Foram utilizadas 120 unidades as quais foram
medidas, pesadas, e executada ovoscopia antes e pós-submissão às técnicas
utilizadas. A análise é quantitativa e visa principalmente verificar a contaminação
microbiana, medidas por Unidades Formadoras de Colônias– UFC, apresentando
altos índices de descontaminação com as técnicas utilizadas.
Palavras-chave: desinfecção, ovos, processos alternativos, ozônio, ultrassom.
IX
ALTERNATIVE TECHNIQUES FOR EGGSHELL SANITIZING WITH OZONE GAS
AND ULTRASOUND.
ABSTRACT
Due to its high source of protein and low cost, the egg is a highly consumed food,
deserving the attention of inspection agencies starting from its handling up to the
consumer sales off the country's grocery shelves. This is necessary given that egg
contamination occurs due to the position, handling and transport features. Such
contamination when not properly controlled can bring serious damage to the health of
the consumer. Studies have shown the importance of quality conservation from its
production until the consumer. Currently, this process is run using disinfectants
derived from the halogen group: peroxides, chlorhexidines, alcohols, aldehydes,
among others, which leave residues. This study sought alternative techniques of
eggshell sanitization using ultrasound and ozone gas, which offer no health risks.
Eggs were collected from farms in the Eastern region of São Paulo city. Before and
after applying the used techniques, the 120 eggs selected were measured, weighed
and candled. The analysis is quantitative and aims mainly to check the microbial
contamination, measured by colony-forming Units – UFC, showing high levels of
decontamination with the techniques used.
Key words: disinfection, eggshell, alternative techniques, ozone, ultrasound.
X
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1. Desenho esquemático da estrutura do ovo ............................................... 15
Figura 2. Ovoscópio (vista externa e interna) ........................................................... 20
Figura 3. Modelo triatômico do gás ozônio ............................................................... 27
Figura 4. Aparelho gerador de ozônio(A) entrada de oxigênio, (B) saída de ozônio 27
Figura 5. Mecanismos de atuação do ozônio: (1) bactéria sadia; (2). Parede celular
da bactéria sendo atacada pelo ozônio; (3). Oxidação da parede celular da bactéria;
(4), (5) e (6) Ruptura e destruição da bactéria. ......................................................... 28
Figura 6. Obtendo as medidas do ovo e sua pesagem ............................................ 31
Figura 7. Ovo sendo analisado ao ovoscópio ........................................................... 32
Figura 8. Autoclave Phoenix-Luferco........................................................................ 35
Figura 9. Frasco de sangue de carneiro ................................................................... 35
Figura 10. Conjunto de placas. Amarelas: Müller Hinton e as vermelhas: Agar
Sangue. ..................................................................................................................... 36
Figura 11. Umedecendo o swab com solução fisiológica ......................................... 37
Figura 12. Área de trabalho ...................................................................................... 37
Figura 13. Coletando amostras na casca do ovo ..................................................... 37
Figura 14. Aparelho de ultrassom Cole-Parmer ....................................................... 38
Figura 15. Grade suporte para ovos ......................................................................... 38
Figura 16. Esquema de alimentação da água na cuba do ultrassom ....................... 39
Figura 17. Ultrassom em operação .......................................................................... 39
Figura 18. O gerador de ozônio ................................................................................ 40
Figura 19. Válvula de regulagem saída oxigênio ...................................................... 40
Figura 20. Sistema de geração do ozônio ................................................................ 41
Figura 21. Caixa plástica vista internamente com a grade para suporte dos ovos. .. 42
Figura 22. Grade suporte para ovos tratados ........................................................... 43
Figura 23. Placas de (a) agar sangue e (b) agar Mueller Hinton .............................. 46
Figura 24. Gráfico comparativo da mortalidade por meio de cultura utilizado no
processo de desinfecção e o respectivo desvio padrão. ........................................... 53
XI
LISTA DE TABELAS
Tabela 1. Composição média do ovo........................................................................ 19
Tabela 2. Composição centesimal do ovo ................................................................ 19
Tabela 3. Propriedades do ozônio puro .................................................................... 26
Tabela 4. Solubilidade do gás ozônio na água em função da temperatura .............. 26
Tabela 5. Potencial de oxidação de alguns elementos. ............................................ 29
Tabela 6. Quantidade de ovos aceitos e rejeitados. ................................................. 33
Tabela 7. Classificação dos ovos de acordo com o seu peso................................... 33
Tabela 8. Classificação dos ovos segundo a classe ................................................. 33
Tabela 9. Quadro resumo dos ovos para análise ..................................................... 34
Tabela 10. Análise microbiológica dos ovos destinados ao consumo encontrados na
prateleira do supermercado, retirando-se a medida discrepante para o agar Muller
Hinton. ....................................................................................................................... 47
Tabela 11. Procedimento utilizando ultrassom e água natural.................................. 49
Tabela 12. Resumo dos cálculos segundo o método do log de redução .................. 49
Tabela 13. Procedimento utilizando ultrassom e água ozonizada ............................ 50
Tabela 14. Resumo dos cálculos segundo o método do log de redução .................. 50
Tabela 15. Procedimento utilizando água ozonizada................................................ 51
Tabela 16. Resumo dos cálculos segundo o método do log de redução .................. 51
Tabela 17. Procedimento utilizando gás ozônio........................................................ 51
Tabela 18.Resumo dos cálculos segundo o método do log de redução ................... 52
Tabela 19. Resumo dos dados obtidos segundo o tratamento e o meio utilizado. ... 52
XII
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
AS
CO2
IUPAC
Agar Sangue de Carneiro
Gás carbônico
International Union of Pure and Applied Chemistry
LD
Logaritmo da densidade
LR
Logaritmo de redução
Média aritmética
MH
NOM
Agar Müeller Hinton
Material orgânico natural
O2
Gás Oxigênio
O3
Gás Ozônio
PK
Porcentagem de mortalidade
PPM
S
Partes por milhão. Equivalente a mg/L
Desvio padrão
SF
Fração de sobreviventes
US
Ultrassom
UFC
Unidades Formadoras de Colônias
XIII
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO................................................................................................................. 15
1.1. Objetivo geral: .......................................................................................................... 17
1.2. Objetivos específicos:............................................................................................... 17
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA............................................................................................. 18
2.1. Qualidade do ovo in natura para consumo ............................................................... 18
2.2. Preservação e conservação ................................................................................... 21
2.3. As contaminações do ovo ........................................................................................ 23
2.4. O gás ozônio ............................................................................................................ 26
2.5 Ultrassom .................................................................................................................. 29
3. MATERIAL E MÉTODOS................................................................................................. 31
3.1. Controle da qualidade dos ovos ............................................................................... 31
3.2 Meios de cultura ........................................................................................................ 34
3.3. Obtenção da amostra ............................................................................................... 36
3.4. Processos de descontaminação ............................................................................... 37
3.4.1. Processo de ultrassonificação com água sem tratamento ..................................... 38
3.4.2. Processo de sonicação com água ozonizada ........................................................ 40
3.4.3. Processo com água ozonizada .............................................................................. 41
3.4.4. Processo com gás ozônio...................................................................................... 42
3.5. Análise de ovos adquiridos em supermercado ......................................................... 42
3.6. Tratamento com ultrassom e água em estado natural .............................................. 43
3.7. Tratamento com ultrassom e água ozonizada .......................................................... 44
3.8. Tratamento com água ozonizada ............................................................................. 44
3.9. Tratamento com gás ozônio ..................................................................................... 45
3.10. Análise quantitativa ................................................................................................ 45
3.11. Análise e apresentação dos dados ......................................................................... 46
4. RESULTADOS ................................................................................................................ 47
4.1. Ovos adquiridos em supermercado .......................................................................... 47
XIV
4.2. Método de análise por redução logarítmica (LR) ...................................................... 47
4.3. Obtenções dos resultados ........................................................................................ 49
4.3.1. Ultrassom com água em estado natural ................................................................ 49
4.3.2. Ultrassom com água ozonizada............................................................................. 50
4.3.3. Água ozonizada ..................................................................................................... 50
4.3.4. Gás ozônio ............................................................................................................ 51
5. DISCUSSÃO.................................................................................................................... 54
6. CONCLUSÃO .................................................................................................................. 57
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ..................................................................................... 58
15
1. INTRODUÇÃO
O ovo como produto de origem animal é um alimento perecível que inicia a perda de
suas qualidades internas no momento da postura se, não forem tomadas
precauções para retardar a velocidade desse processo. O ovo sendo um corpo
unicelular formado no ovário ou oviduto das aves e composto de vesículas
germinativas, protoplasmas e envoltórios que podem ser resumidos em quatro
partes: a casca, a membrana que se aloja entre a casca e a albumina (ou clara), a
clara como sendo maior parcela representativa do peso e a gema ou oócito (Figura
1).
clara
gema
membrana externa
espaço aéreo
membrana interna
casca
calaza
membrana vitelina
blastodisco
Figura 1: Desenho esquemático da estrutura do ovo
Fonte: Reproduzido de http://t0.gstatic.com/images
A casca é fundamental para que a contaminação aderida a ela não invada o
interior onde encontrará outras barreiras à contaminação como as membranas e o
albúmen, mas também, situações favoráveis a seu desenvolvimento ao se alojar na
gema. Não há qualquer referência quanto ao peso e superfície das cascas dos ovos
como facilitadores de contaminação.
Sendo um alimento de grande consumo pela população brasileira tem a seu
favor o valor nutritivo aliado ao seu custo acessível o que o torna um hábito
alimentar, fonte de proteínas, alto valor biológico e rico em vitamina A
(RODRIGUES; SALAY, 2001).
O ovo é um alimento que representa grande importância na alimentação, em
sua constituição há a presença de diversos compostos nutricionais relevantes para
uma adequada manutenção da saúde (BERTECHINI; MAZZUCO, 2013).
16
A contaminação dá-se, na maioria das vezes, por intermédio da casca em que
o tempo e a forma de armazenamento são fatores fundamentais à sua penetração.
(SILVA, 1995).
A coloração da casca é típica da raça, de acordo com a sua herança genética
em que a pigmentação deve-se a presença de porfirinas. A casca contém cerca de
8.000 poros sendo revestida por uma película que impede a troca entre os
ambientes interno e externo, porém é facilmente removida com uma simples
lavagem. As trocas ocorrem quando o ambiente externo envia oxigênio para o
interior do ovo e o ambiente interno, expulsa o gás carbônico (BENITEZ et al., 2005).
A desinfecção e o resfriamento do ovo logo após a postura são
procedimentos adotados em vários países como medidas para reduzir a
contaminação e a multiplicação bacteriana (HAMMACK et al., 1993). Ovos podem
também se contaminar via transovariana por salmonela sp. Nesse caso, a
contaminação está localizada na gema e os processos convencionais de
desinfecção dos ovos não são eficientes.
O Brasil é o 7° maior produtor de ovos em todo o mundo, atrás da China, a
União Europeia, Estados Unidos, Índia, Japão e México (INTERNATIONAL EGG
COMMISSION – IEC, 2012). Levando-se em conta a produção total, o consumo per
capita do Brasil é modesto, cerca de 150 ovos, (INSTITUTO BRASILEIRO DE
GEOGRAFIA E ESTATÍSTICA-IBGE, 2012), no México e Japão, chegam a 365 e
355 ovos respectivamente (INTERNATIONAL EGG COMMISSION - IEC, 2012).
A produção é prejudicada pela perda de ovos devido à quebra da casca em
sua má formação, sendo a maior preocupação dos produtores, já que é influenciada
por vários fatores, principalmente pela idade das poedeiras e a má nutrição das aves
(BAIÃO; CANÇADO, 1997)
Tem-se dado muita importância à segurança de alimentos nos últimos anos,
em especial aos métodos de processamento de higienização para reduzir ou
eliminar agentes patogênicos humanos em produtos frescos, (GONÇALVES, 2009).
Setores públicos vêm interagindo com os setores privados a fim de que os
ovos cheguem à mesa do consumidor livres de qualquer contaminação e, portanto,
medidas de segurança estão sendo tomadas para que esse objetivo seja alcançado.
Essas questões envolvem critérios para avaliar a necessidade/justificativa para a sua
regulamentação em segurança alimentar, destacando fatores cruciais para o
entendimento dos controles de segurança em alimentos em escala maior nos países
17
desenvolvidos e em menor grau nos países subdesenvolvidos (CASWELL;
HENSON, 1999).
1.1. Objetivo geral:
Verificar a eficiência de higienização de ovos pela análise microbiológica
quantitativa, utilizando as técnicas de ozonização (água e gás), ultrassom, e a
atuação simultânea da água ozonizada com o ultrassom.
1.2. Objetivos específicos:
Verificar o grau de desinfecção via análise microbiológica quantitativa após aplicação
das seguintes técnicas:
1. Gás ozônio;
2. Água ozonizada;
3. Ultrassom;
4. Ultrassom com água ozonizada.
18
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1. Qualidade do ovo in natura para consumo
A contaminação de produtos destinados ao consumo é sempre indesejável e em
qualquer situação deve ser combatida, oferecendo ao consumidor um produto
saudável. Suas proteínas estão em maior número do que as encontradas no leite e
na carne. As atividades antioxidantes da proteína da gema do ovo foram analisadas
mostrando forte atividade antioxidante num sistema de oxidação do ácido linoleico
ou uma mistura de aminoácidos (SAKANAKA et al., 2000).
O ovo também é fonte de ácidos graxos insaturados e estão presentes o ferro
e o fósforo, além das vitaminas A, E, K e o complexo B. A vitamina D só é
encontrada em quantidades maiores nos óleos de fígado do pescado enquanto a
vitamina C apenas traços são observados (LINDEN; LORIENT, 1996)
Um fato é que, enquanto a clara diminui, as gemas aumentam, devido a
transição da água que ocorre entre elas, na base de 2%, sem afetar a qualidade do
ovo (MULLER; TOBIN, 1996).
O ovo é uma transformação biológica feita pela galinha quando transforma
recursos alimentares de baixo valor biológico em um produto de alta qualidade
nutricional. Tal transformação é decorrente de fatores biológicos e de práticas de
manejo em ambientes preparados para essa finalidade (BERTECHINI, 2003).
A casca é provida de uma cutícula que protege o ovo de invasão por
microrganismos além de preservar a umidade interna ovo, evitando a troca entre o
interior e o exterior (PROUDLOVE, 1996).
A membrana interna e a casca externa agem no sentido de evitar o
rompimento e invasões microbianas com espessura que varia de 0,01 a 0,02 mm
(MADRID; CENZANO; VICENTE, 1996).
A Tabela 1 apresenta a composição média do ovo para a clara e a gema
enquanto que, na Tabela 2 é apresentada a composição centesimal de seus
componentes.
19
Tabela 1: Composição média do ovo
Componentes
Gema
Clara
Umidade (%)
51,0 – 52,0
87,0 – 88,0
Gorduras (%)
30,0 – 34,0
0,1 – 0,2
Proteína(%)
16,0 – 17,0
10,6 – 10,9
Carboidratos (%)
1,0 – 1,5
0,8 – 1,5
Sais minerais (%)
1,5 – 2,0
0,6 – 0,9
Valor Calórico (cal/100g)
360
50
Fonte: Madrid, Cenzano e Vicente (1996)
Tabela 2: Composição centesimal do ovo
Componentes
(g/100g)
Água
74,9 ± 1,0
Proteínas
12,0 ± 0,5
Lipídios totais
11,8 ± 0,5
Cinzas
0,95 ± 0,02
Fonte: Closa et al. (1999)
No Brasil, segundo o estipulado no decreto nº 30.691 de 29/03/1952 do
CIPOA/DNDA/SNAD classifica os ovos em dois grupos: os comerciais de casca
branca e os de casca vermelha (BRASIL, 1952).
Ovos de casca branca são produzidos por poedeiras da raça Leghorn branca
enquanto as poedeiras da raça Rhode Islandred, New Hampshire e Leghorn
vermelha produzem ovos de casca marrom.
Os ovos têm características fisiológicas, essencialmente iguais e os de casca
escura, mostram-se mais resistentes a fissuras se comparados com os de casca
branca (BERTECHINI, 2003).
Outra forma de classificação para o ovo é por meio do ovoscópio (Figura 2)
que julga os ovos segundo os aspectos da casca quanto a fissuras, o tamanho da
câmara de ar, a nitidez, a cor e mobilidade da gema. Ao ovoscópio também se
20
tornam visíveis às manchas de sangue ou de carne além de se poder visualizar se já
há sinais de algum desenvolvimento embrionário e até mesmo algum processo de
deterioração em andamento. As manchas de sangue são devidas à ruptura de
algum vaso do folículo da gema ainda no ovário da galinha. (GRISWOLD, 1972).
Segundo Madrid, Cenzano e Vicente (1996) os ovos são classificados em três
classes para efeito de comercialização.
VISTA
INTERNA
VISTA
EXTERNA
Figura 2: Ovoscópio (vista externa e interna)
Fonte: Arquivo do pesquisador
- OVOS FRESCOS: São todos aqueles que apresentam cor e sabor característicos e
nunca sofreram qualquer tipo de manipulação além da limpeza a seco. A clara é
firme, transparente, sem qualquer turvação. A gema possui cor uniforme podendo
variar do amarelo claro ao laranja avermelhado, sem qualquer aderência à casca
além de se apresentar inteira. Sua comercialização deve ocorrer nos primeiros 15
dias após a postura para permanência dessas características;
- OVOS REFRIGERADOS: São aqueles que se mantêm em câmaras frigoríficas ou
ambientes onde a temperatura se encontre abaixo de 4° C e cujo prazo esteja entre
15 e 30 dias para a sua comercialização;
- OVOS CONSERVADOS: São aqueles que se mantêm em câmaras frigoríficas a
0°C e os prazos variam de um a seis meses.
O ovo é um alimento perecível, perdendo suas qualidades imediatamente
após a postura. Baixas temperaturas de armazenamento retardam esse processo,
quando aplicados logo após a coleta (SOUZA; SOUZA; LIMA, 1994)
21
A qualidade interna dos ovos é medida em unidades Haugh e o índice Gema
(SOUZA; SOUZA; LIMA, 1994). Define-se unidade Haugh como sendo a relação
entre a massa do ovo em gramas e a altura da clara em mm. O índice Gema é a
relação entre a altura e o diâmetro da gema.
Alguns estudos têm propiciado melhorias na qualidade do ovo e a
composição lipídica da gema de poedeiras alimentadas com farelo da castanha de
caju, adicionado às rações (VIDAL et al., 2013).
2.2. Preservação e conservação
O período de estocagem e a temperatura de conservação sobre a qualidade interna
dos ovos, de diferentes idades, foram analisados em ovos frescos e em ovos
armazenados aos 4, 6, 12 e 16 dias em diferentes sistemas: ambiente natural e
ambiente refrigerado, concluindo que o tempo de estocagem acarretou prejuízo na
qualidade interna dos ovos, sem importância da idade das poedeiras e independente
do sistema de conservação, minimizando apenas no caso dos ovos refrigerados
(GARCIA et al., 2010).
A contaminação do conteúdo dos ovos ocorre já no trato reprodutor da
galinha enquanto de sua formação do folículo da gema ou da formação no oviduto
do albume, antes da formação da casca. Assim o ovo já é contaminado por meio de
uma transmissão vertical do microrganismo (MESSENS; GRIJSPEERDT; HERMAN,
2005). Entretanto estudos verificaram que a microbiota do oviduto nas aves sadias
difere daquela encontrada em ovos comercializados indicando ser a contaminação,
para a maioria dos microrganismos dá-se após postura (BOARD; FULLER, 1994;
SESTI; ITO, 2000).
A contaminação ocorrida desta forma é dita horizontal e são devidas aos
fatores referentes ao ambiente e a manipulação dos ovos (BOARD; TRANTER,
1995).
Algumas bactérias têm maior impacto na transformação físicas e químicas
que podem ser observadas após o consumo e provocando menor valor nutricional
(FRAZIER; WESTHOFF, 2000, PATRÍCIO, 2003)
A quase totalidade dos ovos após a postura é estéril internamente, já que não
se encontram fertilizados devido à ausência de machos nas granjas. Assim, o ovo é
na verdade um óvulo. Seu exterior apresenta-se contaminado por microrganismos
22
cujas fontes mais comuns para a sua contaminação é por matéria fecal ocasionada
por equipamentos e o homem. A casca e a cutícula servem como primeiras barreiras
à penetração desses microrganismos (CAMARGO et al., 1984; LINDEN; LORIENT,
1996).
A cutícula é facilmente removida com a simples lavagem da casca o que
ocasionará a possibilidade da invasão microbiana principalmente quando estes
contiveram material aderido. A utilização de água limpa e morna contendo sabão,
detergente ou germicida com uma rápida secagem, ajudará no combate a essa
invasão. Embora o ovo tenha outras barreiras, como a membrana interna entre a
casca e a clara, a própria clara como barreira natural dado seu pH alcalino e a
lisozima, proteína que naturalmente degrada as bactérias, tem-se raramente uma
contaminação (GRISWOLD, 1972).
Segundo Plank (1963) a porcentagem de contaminação é sempre muito maior
nas gemas do que em claras. A microbiota nos ovos se compõe de 38% de bactérias
que não formam esporos, entre as quais se destacam a Pseudomonas e Proteus,
30% de bactérias que formam esporos, 25% de cocos, 4% de leveduras e 3% de
actinomicetos, é raro encontrar bactérias patógenas como a Salmonella (0,6%).
Ainda segundo Plank (1963), quando conservados em temperaturas próximas de
0°C, microrganismos como Staphylococcus spp e Micrococcus spp, interrompem
seu desenvolvimento, porém, vários fungos filamentosos, têm aí suas condições
favoráveis.
O resfriamento do ovo é importante no controle da perda da qualidade que
tem início após a postura e independe da ação de microrganismos. Deve-se manter
refrigerado entre 13°C e 15°C com uma umidade relativa de 70%. Se mantidos à
temperaturas de -1,7°C e –0,55°C com umidade entre 80 e 85% sua conservação
será de até seis meses. (GRISWOLD, 1972).
Alguns tratamentos podem ser aplicados, auxiliando no armazenamento. O
emprego de óleo mineral que, quando aplicado sobre a casca fecha os poros e
consequentemente dificulta a desidratação e a perda de CO2 (CAMARGO et
al.,1984). Outros processos como o tratamento com hidróxido de cálcio ou imersão
em óleo mineral e produtos semelhantes, resultam no fechamento dos poros
retardando assim a alteração por putrefação bacteriana e fúngica (HAWTHORN,
1983).
23
Outro processo ainda sugerido é por termo estabilização, quando se passa o
ovo por líquido quente que irá estabilizar a albumina, pasteurizando o ovo e
desvitalizando-o caso esteja fértil. Pode-se ainda deixá-lo submerso em água ou
óleo a uma temperatura de 54°C por 15 minutos. A desvantagem desse processo é
que causa redução no poder de formação da espuma da clara do ovo (GRISWOLD,
1972).
O principal método para a conservação dos ovos é ainda a refrigeração. O
ovo tem seu ponto de congelamento em -2°C. Em ovos mantidos acima desse limite
e com umidade controlada, tão alta quanto possível, sem, contudo, com o
aparecimento de mofo, poderá permitir a manutenção por até seis meses
(GRISWOLD, 1972)
2.3. As contaminações do ovo
A contaminação microbiana do ovo pós-postura é bastante comum, porém deve ser
eliminada ou pelo menos minimizada com processos de manuseio higiênico dos
ninhos, das camas, do coletor e, finalmente, com a utilização de processos para
desinfecção que sejam eficientes, na intenção de controlar a multiplicação
microbiana na superfície do ovo, principalmente nas três ou quatro primeiras horas
em que está em contato com o meio externo, já que esta é a fase de formação da
câmara de ar (GUSTIN, 2003). Além dessas defesas há o albúmen que é a clara do
ovo, e que possui mecanismos químicos e físicos que impedem a multiplicação e o
deslocamento bacteriano (BOARD; TRANTER, 1986).
Segundo Soncine e Bittencourt (2003) são três os modos que se constatam a
presença de microrganismos no interior dos ovos:
Transmissão transovariana, denominada de transmissão vertical, pois o
agente encontra-se diretamente no ovário da ave sendo veiculada na formação do
ovo. Podem-se citar aqui os vírus da encefalomielite aviária, pulorose, leucose
aviária, dentre outros.
Transmissão transuterina também vertical, por contaminação ou presença de
agentes no epitélio do oviduto ou das serosas dos sacos aéreos das poedeiras,
incorporados durante a formação dos componentes do ovo. Neste caso podem-se
citar as bactérias do tipo E. coli, micoplasmas que são uma membrana flexível
menor que uma bactéria e, a Pasteurela, bactérias gram-negativas
que
24
compreendem o agente da peste bubônica e do grupo das septicemias
hemorrágicas dos animais.
Transmissão pós-postura, chamada de transmissão horizontal sendo a forma
mais comum de contaminação bacteriana e fúngica que ocorre assim que o ovo
entra em contato com o meio exterior.
As defesas naturais previnem a contaminação, mas não impedem totalmente
que os microrganismos invadam seu meio interior. É necessário que o meio
ambiente onde os ovos sejam produzidos e, principalmente, seu manejo pelo
pessoal da granja e o maquinário estejam isentos de contaminação para influenciar
em sua qualidade e o isolamento, a ventilação e a condição da cama são fatores
importantes para obtenção de um produto de alta qualidade e sem contaminação
(PATRÍCIO, 2003). Além de todos esses cuidados outros fatores também podem
facilitar a contaminação tais como o tamanho do ovo, umidade, quantidade de poros
e danos à cutícula (CAFÉ, GONZALES, 2003).
Algumas recomendações são dadas para que se mantenha o ambiente da
postura de forma adequada e com higiene, conforme descritas a seguir (VALLE,
1997).
•
Uso de grade nos pisos;
•
Restringir a água nos ambientes, tanto produtivo quanto de criação;
•
Uso de bebedouros com bicos;
•
Manter a cama em condições ideais;
•
Guarnecer os galpões da água de chuva;
•
Assegura o bom funcionamento dos aspersores para que não molhem o
piso nem tão pouco os ninhos;
•
Prover dieta balanceada que previna fezes úmidas;
•
Manter o lote saudável;
•
Desinfetar a água de bebida;
•
Para galpões com ventilação mecânica, assegurar o fluxo correto de ar;
•
Antes do alojamento de um lote, limpar e desinfetar o galpão
corretamente com o tratamento de água.
Ainda segundo Valle (1997), como o primeiro contato do ovo é com a cama
ou o tapete do ninho, deve-se cuidar para que as seguintes medidas sejam
25
praticadas assim assegura-se reduzir a contaminação destes materiais e
consequentemente a dos ovos:
•
Usar material do ninho de boa qualidade;
•
Monitorar os níveis de contaminação desde sua origem. Desinfetar
quando necessário;
•
Monitorar ao menos uma vez ao mês o nível de contaminação da cama;
•
Manter o material dos ninhos protegidos garantindo estarem secos e
limpos;
•
Manter ninhos limpos e cheios de cama, pelo menos 2/3 de sua
capacidade;
•
Trocar a cama do ninho mensalmente;
•
Fechar os ninhos à noite assegurando estarem abertos pela manha antes
da postura;
•
Colocar barreiras nos ninhos evitam as aves subirem sobre eles.
Para o manejo de coleta dos ovos também há recomendações para os
funcionários (VALLE, 1997).
•
Coletar os ovos no mínimo, quatro vezes ao dia. Em condições de
temperaturas elevadas, aumentar o número dessas coletas;
•
Usar transporte aéreo para a coleta;
•
Assear-se antes de coletar os ovos no piso;
•
Jamais incubar ovos de piso;
•
Não utilizar cestos e baldes para recolher ovos;
•
Não utilizar panos para lixar ou limpar ovos;
•
Não recolher a mortalidade simultaneamente à coleta dos ovos;
•
Se houver poeira em excesso no galpão cobrir o carro aéreo com plástico;
•
Não utilizar mão-de-obra em excesso.
Os ovos podem ser tratados com uma solução desinfetante que pode ser
glutaraldeido, amônia, peróxido de hidrogênio, utilizando aspersão ou imersão. O
uso de luz ultravioleta, imersão com gradiente de temperatura ou de pressão
também podem ser utilizados (PATRÍCIO, 2003 ).
26
2.4. O gás ozônio
O gás ozônio é hoje um agente microbicida alternativo e com largas aplicações nas
mais diversas áreas. É reconhecido como agente bactericida (SHARMA; HUDSON,
2008). Cardoso et al. (2003) demonstraram a eficácia da aplicação do gás ozônio
para tratamento de galões de água mineral, em relação aos mesófilos.
O gás (O3) é um gás instável de odor característico e formado de modo
fotoquímico na estratosfera terrestre onde se encontra em uma camada média de 15
km de espessura concentrando-se a uma altitude de 16 a 30 km. Gás de cor azul
quando em temperatura normal e cujas propriedades são citadas na Tabela 3 e
Tabela 4
Tabela 3: Propriedades do ozônio puro
Ponto de fusão (°C)
– 192,5 ± 0,4
Ponto de ebulição (°C)
– 119,9 ±0,3
Temperatura crítica (°C)
– 12,1
Pressão crítica (atm.)
54,6
Volume crítico (cm3/mol)
111
Fonte: Rice e Netzer(1982)
O gás (O3) é uma molécula triatômica de oxigênio (O2) (Figura 3), menos
estável que este. É uma molécula composta por três átomos de oxigênio formado a
partir do rompimento de suas moléculas devido à radiação ultravioleta que,
separados, combinam com outras moléculas de oxigênio.
Tabela 4: Solubilidade do gás ozônio na água em função da temperatura.
Temperatura (°C) Solubilidade (litros ozônio/litros água)
0
0,640
15
0,456
27
0,270
40
0,112
60
0,000
Fonte: Rice(2006)
27
(+)
116,8°
(-)
1,278
(-)
Figura 3: Modelo triatômico do gás ozônio
Fonte: Adaptado de Rakovsky; Anachkov; Zaikov, (2009)
Em laboratório o gás ozônio é criado por um gerador de ozônio (Figura 4)
que, a partir do gás oxigênio ou do ar seco realiza a conversão fazendo-os passar
por meio de um arco voltaico onde são submetidos a altas tensões. Descoberto em
1872 pelo químico Christian Friedrich Schönbein, descobriu-se que o mesmo era
cerca de 50% mais denso que o oxigênio (SHELDON; BROWN, 1996).
(A)
(B)
Figura 4: Aparelho gerador de ozônio, (A) Entrada de oxigênio, (B) saída de ozônio
Fonte: Arquivo do pesquisador
Seu uso comercial é a aplicação em mistura com outros gases devido a sua
capacidade oxidante principalmente como agente transformador dos alcenos em
aldeídos, cetonas e ácidos carboxílicos. Também é um poderoso germicida e
atualmente muito utilizado pela Engenharia Sanitária no tratamento de esgotos além
de, ser um eliminador de sabores e odores.
O gás ozônio apresenta certas características sanitizantes principalmente
levando-se em conta na indústria alimentícia, por ser mais potente que certos
28
desinfetantes e com atuação em um número maior de microrganismos, inclusive
eficaz contra patógenos que são extremamente resistentes (CARDOSO et al., 2003).
A biodegradação de Matéria Orgânica Natural - MON, na água de beber,
mostrou que a sua ozonização pode formar uma quantidade mínima de carbono
orgânico biodegradável. A biofiltração convencional pode eliminar a fração
biodegradável, sendo que ainda existe a matéria no efluente do filtro, podendo
causar a re-contaminação do sistema de distribuição. Uma pequena quantidade de
água
ozonizada
mostrou-se
eficaz
na
remoção
desse
material
orgânico
biodegradável (YAVICH et al., 2004).
O ozônio é um poderoso oxidante chegando a 1,5 mais reativo que o cloro
bem como, mais rápido na inativação de bactérias tendo a seu favor o fato de não
produzir toxinas, porém com a desvantagem de ser instável (Figura 5). Assim, tornase impossível o armazenamento, para que sua concentração diminua pela metade,
ocorre em apenas 20 minutos, quando em água destilada a 20 °C (RICE, 2006).
Figura 5: Mecanismos de atuação do ozônio: (1) Bactéria sadia; (2). Parede
celular da bactéria sendo atacada pelo ozônio; (3). Oxidação da parede celular da
bactéria; (4), (5) e (6) Ruptura e destruição da bactéria.
Fonte: SNatural Tecnologias Ambientais LTDA (2013).
O ozônio tem um potencial de oxidação maior que a maioria das outras
substâncias, conforme mostra a Tabela 5. Além de ter maior poder de oxidação que
o cloro chegando a ser 1500 vezes mais rápido neste processo.
29
Tabela 5: Potencial de oxidação de alguns elementos.
Oxidante
Potencial (V)
Radical hidroxila
2,80
Ozônio
2,07
Peróxido de hidrogênio
1,78
Permanganato de potássio
1,70
Hidrocloreto
1,49
Cloro
1,36
Dióxido de cloro
1,27
Oxigênio
1,23
2.5. Ultrassom
O ultrassom tem sido um dos equipamentos mais utilizados em todos os ramos de
atividades devido à economia de tempo nas suas aplicações e no consumo de
energia, desde 1912, quando foi utilizado para a detecção de icebergs cuja evolução
ficou acentuada após a descoberta de transdutores piezelétricos, possibilitando a
sua aplicação nas diferentes áreas da ciência e tecnologia (DOMINGO et al., 2012).
Os aparelhos, constituídos de cristais piezelétricos, localizados sob a cuba,
que, ao serem submetidos à tensão acarretam diferenças de potencial entre pares
de faces gerando a cavitação que é a formação e o colapso de milhões de bolhas ou
cavidades, formadas em um líquido, com a alternância entre ondas de alta e baixa
pressão. Na fase de pressão baixa ocorre a formação das bolhas microscópicas, que
aumentando seu volume são atingidas pela pressão alta, e comprimidas implodem.
O processo acontece continuamente e os efeitos das implosões por segundo ajudam
o detergente enzimático a quebrar a molécula de resíduo e contaminantes,
resultando em uma limpeza eficaz. A cuba, construída em material não corrosivo,
geralmente, em aço inoxidável possui, segundo as aplicações a que se destinam,
várias capacidades volumétricas.
O ultrassom foi utilizado com baixa frequência e alta intensidade para
tratamentos de lamas de esgotos onde houve redução substancial de seu volume
inicial dos flocos. Tal redução deve-se à libertação de materiais inter e intracelular,
quantificados por meio da medição da demanda química do oxigênio e as proteínas
30
solubilizadas na solução. Outro benefício do ultrassom deve-se ao favorecimento da
decantação e de filtração das lamas (GONZE et al., 2003)
Uma das aplicações do ultrassom na engenharia, aplicado a corpos de prova
cilíndricos e cúbicos de resistência característica à compressão entre 10 e 35 MPa,
onde se obteve resultados estatisticamente equivalentes aos obtidos em prensa de
caracterização do concreto (GONÇALVES, GIACON JR, LOPES, 2011).
Na medicina foi estudado na redução de gordura localizada associando ao
ultrassom a corrente estéreo dinâmica (CAROLLO; FORNAZARI; DEON, 2013),
para a detecção de anormalidades em crianças com cardiopatia congênita, por meio
de ultrassom abdominal (ROSA et al., 2012). Na fisioterapia é relatado estudo
comparativo entre exercícios isolados ou combinados com ultrassom pulsado e ao
ultrassom contínuo, no tratamento de osteoartrite de joelhos com significantes
melhoras na amplitude do movimento, força muscular, qualidade de vida e
funcionalidade dos pacientes tratados com o ultrassom contínuo (CARLOS; BELLI;
ALFREDO, 2012).
De acordo com Schläfer et al. (2002), na indústria alimentícia o ultrassom vem
sendo utilizado para a degradação de resíduos em caráter experimental com ótimos
resultados. A intensidade do ultrassom não ensejou melhora na degradação quando
se fez variar as intensidades, mas mostrou que a eficiência encontrava-se em um
faixa estreita dessa oscilação. Sugestão para adequar a janela de operação do
ultrassom de acordo com cada processo investigado.
31
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1. Controle da qualidade dos ovos
Foram adquiridos em pontos de venda, granjas e de particulares, dez dúzias de
ovos, sem preocupação com a cor, tamanho e estado aparente de sua casca,
ocasionando uma gama diversificada de tipos. Na granja, localizada na cidade de
Mogi das Cruzes, em Biritiba Mirim, foram adquiridas quatro dúzias e nos pontos de
venda localizados nos bairros de Itaquera e Guaianazes foram adquiridas três dúzias
em cada um.
As granjas fornecem seus produtos para a população em São Paulo
circunvizinhas à Mogi das Cruzes, em bairros como Itaquera, São Miguel Paulista,
Guaianases, dentre outros. A produção das granjas não foi revelada, mas soube-se
que não existe controle biológico, apenas como processo de desinfecção os ovos
são lavados com água morna sem qualquer aditivo.
Os ovos foram pesados, medidos em seus dois sentidos, tanto no eixo polar
quanto no eixo equatorial, com paquímetro digital, com precisão de 0,1 mm (Figura
6). Foram coletados os pesos individuais para classificação, em balança analítica
A&D HR-200, com precisão de 0,0001g (Figura 6). Desta forma pode-se classificar
cada ovo pelo seu peso, de acordo com o Decreto 56.585 de 20/07/1965.
Medição polar
Medição equatorial
Figura 6: Obtendo as medidas do ovo e sua pesagem
Fonte: Arquivo do pesquisador
32
Em seguida, todos foram submetidos ao ovoscópio (Figura 7) para verificação
das condições da casca, tais como fissuras ou micro-fissuras, verificação das
condições da câmera de ar, nitidez e aparência e mobilidade da gema. Todos os
ovos que apresentaram fissuras ou estavam com a casca quebrada foram excluídos
deste estudo para que se evitasse a quebra total durante o ensaio e assim
contaminar os demais. Estas determinações permitem a classificação do ovo
segundo a sua Classe, que pode ser A, B ou C.
Os ovos inadequados foram descartados. Entenda-se como inadequado todo
aquele que apresentou fissuras, como o da Figura 7 ou, os que apresentaram a
gema com muita mobilidade, nitidez interna prejudicada, câmara de ar indefinida e
com movimento. Aqueles em que havia indícios de sangue ou de carne, processo
embrionário iniciado e abortado também foram rejeitados.
Figura 7: Ovo sendo analisado ao ovoscópio
Fonte: Arquivo do pesquisador
Assim, após analisados todos os ovos, foram selecionados para a análise
microbiológica e para os processos de desinfecção 77 ovos, representando 64,17%
do total adquirido e os rejeitados somaram 43, representando 35,83% do total
(Tabela 6). O valor do peso do ovo definirá sua classificação pelo tipo, segundo o
Decreto 56.585 de 20 de setembro de 1961, conforme a Tabela 7. A classificação do
ovo segundo a sua Classe, que pode ser A, B ou C, é mostrada na Figura 8.
33
Tabela 6: Quantidade de ovos aceitos e rejeitados.
Cor da casca Aceitos
%
Rejeitados
%
Total parcial
%
Brancos
27
52,94
24
47,06
51
100,00
Vermelhos
50
72,46
19
27,54
69
100,00
TOTAIS
77
43
120
Tabela 7: Classificação dos ovos de acordo com o seu peso
Classificação
peso (g)
Jumbo
> 66
Extra
60 a 65
Grandes
55 a 60
Pequeno
45 a 40
Fonte: Brasil (1965)
Tabela 8: Classificação dos ovos segundo a classe
a) Casca limpa, íntegra e sem deformação;
Classe
A
b) Câmara de ar fixa com o máximo de 4 mm de altura;
c) Clara límpida, transparente, consistente e com as chalazas intactas;
d) Gema translúcida, consistente, centralizado e sem desenvolvimento do
germe.
a) Casca limpa, íntegra, permitindo-se ligeira deformação e discretamente
manchada;
Classe
B
b) Câmara de ar fixa e com no máximo 6 mm de altura;
c) Clara límpida, transparente, relativamente consistente e com chalazas
intactas;
d) Gema consistente, ligeiramente descentralizada e deformada, porém com
contorno definido e sem desenvolvimento do germe.
34
a) Casca limpa, íntegra admitindo-se defeitos de textura, contorno e manchada;
Classe
C
b) Câmara de ar solta e com o máximo de 10 mm de altura;
c) Clara com ligeira turvação, relativamente consistente e com chalazas intactas;
d) Gema descentralizada e deformada, porém com contorno definido e sem
desenvolvimento do germe.
Fonte: Brasil (1965)
Dos setenta e sete ovos separados para a realização da análise
microbiológica, pôde-se constatar que, a sua classificação quanto ao peso e quanto
à classe estão resumidas na Tabela 9 a seguir:
Tabela 9: Quadro resumo dos ovos para análise
CLASSE EXTRA % TOTAL GRANDE % TOTAL
A
4
5,13
2
2,56
B
22
28,21
37
47,44
C
7
8,97
6
7,69
TOTAL
32
42,31
45
57,69
Ovos do tipo jumbo e/ou pequenos, pela pequena quantidade encontrada e
para atender ao proposto estipulado na fase do projeto piloto, foram descartados,
procurando-se desta forma uma uniformidade o que ocorreu utilizando-se apenas
ovos do tipo extra e ovos tipo grande.
3.2. Meios de cultura
Para a análise microbiológica quantitativa foram utilizados como meio de cultura dois
Ágares. Agar Müller Hinton que oferece meios de crescimento das principais
bactéria, enterobactérias, não fermentadores, Staphylococcus, Enterococcus sp e o
Agar Sangue de Carneiro, como é rico em proteínas cria maior favorecimento ao
crescimento das bactérias com o benefício de simplificar a visualização na
diferenciação entre Streptococcus spp e Staphylococcus spp.
Os meios foram pesados conforme recomendações dos fabricantes e diluídos
em um litro de água milliQ, homogeneizados e auto clavados, conforme
35
recomendações do fabricante da autoclave horizontal de 25 litros Phoenix-Luferco,
modelo AB 25 (Figura 8).
Figura 8: Autoclave Phoenix-Luferco
Fonte: Arquivo do pesquisador
A solução foi resfriada em temperatura ambiente com a solução de Agar
Sangue quando à temperatura se encontrava entre 45° C e 50° C foi adicionado 50
ml de Sangue de Carneiro Desfibrinado (Figura 9). Após homogeneização foi o
líquido vertido em placas Petri de 90 mm de diâmetro (BRASIL ANVISA, 2004). De
ambos os caldos após adquirir consistência, uma placa de cada ágar foi posta em
estufa para cultura e controle do correto procedimento dessa realização. As demais
foram embrulhadas em papel filme, com 12 placas cada conjunto, identificadas e
datadas, para posterior conservação em geladeira. (Figura 10).
Figura 9: Frasco de sangue de carneiro
Fonte: Arquivo do pesquisador
36
Figura 10: Conjunto de placas. Amarelas: Müller Hinton e as vermelhas: Agar Sangue.
Fonte: Arquivo do pesquisador
3.3. Obtenção da amostra
As amostras foram divididas em grupos de coletadas na casca do ovo utilizando-se
swab estéril embebido em solução fisiológica esterilizada SF-0,9% em embalagens
de 10 mL (Figura 11) sendo que o coletor se encontrava devidamente paramentado
com avental, luvas estéreis, máscara e gorro.
Todo o processo foi cercado de cuidados para garantir a não contaminação
das placas durante a semeadura, no qual foi utilizada em uma área restrita em cujo
centro um bico de Bunsen aceso provocava um campo estéril propício ao manejo
necessário. (Figura 12). Para a análise da quantidade de bactérias existentes na
casca foram coletadas amostras (Figura 13) utilizando-se swab e semeados em
placas Petri contendo o Agar Müeller Hinton e o Agar Sangue de Carneiro. Após a
coleta os ovos foram submetidos aos processos de verificação e as placas foram
depositadas em estufa microprocessada de cultura e bacteriológica da marca
Quimis, modelo Q-316M que opera com temperaturas de 10° acima da ambiente até
60° e uma precisão de ± 0,5 °C pelo prazo de 24 a 48 horas. As placas foram
retiradas da geladeira cerca de 30 minutos antes de sua utilização e acondicionadas
junto ao bico de Bunsen. Aberta a embalagem foram espalhadas apenas as que
seriam utilizadas naquele momento.
37
Figura 11: Umedecendo o swab com solução
fisiológica
Fonte: Arquivo do pesquisador
Figura 12: Área de trabalho
Fonte: Arquivo do pesquisador
Figura 13: Coletando amostras na casca do ovo
Fonte: Arquivo do pesquisador
3.4. Processos de descontaminação
Para este trabalho foram considerados quatro métodos de descontaminação da
casca do ovo:
1. Processo de sonicação em que foi utilizado um aparelho de ultrassom e água;
2. Processo de sonicação em que foi utilizado o aparelho de ultrassom
combinado com água ozonizada;
3. Processo de utilização de água ozonizada, e
4. Processo de utilização apenas do gás ozônio.
Cada processo foi assim executado:
38
3.4.1. Processo de ultrassonificação com água sem tratamento
No processo de sonicação foi utilizado equipamento da marca Cole-Parmer modelo
8891E DTH com tensão elétrica na gama de 220-230 V e 50/60 Hz, potência elétrica
de 245 W e acústica a partir de dois cristais piezelétricos de 100 W com frequência
42 ± 6% KHz (Figura 14).
Figura 14: Aparelho de ultrassom Cole-Parmer
Fonte: Arquivo do pesquisador
Os ovos foram acondicionados em seu interior por meio de uma grade em
alumínio especialmente desenhada para essa finalidade, mantendo o ovo distante 5
mm da cuba, evitando-se que o ovo entrasse em contato com esta e tivesse sua
casca danificada durante a operação. Essa grade tinha capacidade para oito ovos
simultaneamente conforme Figura 15.
Figura 15: Grade suporte para ovos
Fonte: Arquivo do pesquisador
39
A utilização do conjunto ultrassom-grade, foi complementada com água
potável onde foi criado um sistema contínuo de abastecimento e de descarga,
resultando numa vazão de aproximadamente 100 mL/min para que o aquecimento
gerado pelo sistema de ultrassom não pudesse ser considerado como agente
modificador de resultados. Assim enquanto uma mangueira alimentava com água
diretamente da torneira uma segunda mangueira drenava esse acréscimo retirando
água. Desta forma pode-se manter a temperatura da água em torno de 22 ± 1° C. O
esquema descrito encontra-se na Figura 16.
ENTRADA DA
ÁGUA
BANDEJA
SAÍDA DA
ÁGUA
DISTÂNCIA
5
CRISTAL PIEZELÉTRICO
ULTRASSOM
Figura 16: Esquema de alimentação da água na cuba do ultrassom
Na figura 17 mostra-se o ultrassom em operação com as duas mangueiras, a
de entrada vermelha e a de saída branca, com os ovos sobre a bandeja e a
temperatura sendo checada.
Figura 17: Ultrassom em operação
Fonte: Arquivo do pesquisador
40
3.4.2. Processo de sonicação com água ozonizada
Para a execução deste processo foi utilizado o mesmo aparelho de ultrassom e a
grade para ovos e acrescentado o sistema de geração de ozônio para permitir a
ozonização da água enquanto a operação de sonicação estivesse sendo executada.
O sistema de geração de ozônio consistiu em um gerador de ozônio (Figura
18) da marca Ozone & Life, modelo O&L1.5 M, provido de botão dosador para
regulagem de concentração (O3) de 10 posições e capacidade máxima de geração
de 1,5 g/h. Foi utilizado um cilindro de oxigênio de 7 L com 1 m3 de gás. Ao cilindro
uma válvula (Figura 19) garantia um fluxo constante de O2 segundo regulagem com
seletor de 10 posições, de 0 a 4 L/min. A vazão permaneceu constante e foi injetada
uma dose de 150 mg de O3 durante 10 minutos.
Figura 18: O gerador de ozônio
Fonte: Arquivo do pesquisador
Figura 19: Válvula de regulagem saída oxigênio
Fonte: Arquivo do pesquisador
41
O sistema completo é mostrado na Figura 20, onde se pode observar o
cilindro de oxigênio (A), o regulador de saída do gás O2 (B), a mangueira de
alimentação do gerador de ozônio (C), o gerador de ozônio (D) e a alimentação da
fonte de ozônio (O3 + O2) do processo de desinfecção (E).
(B)
(A)
(E)
(D)
(C)
Figura 20: Sistema de geração do ozônio
Fonte: Arquivo do pesquisador
3.4.3. Processo com água ozonizada
Para este processo, foi utilizado o sistema de geração do ozônio a partir do oxigênio,
um suporte de alumínio para ovos, especialmente desenhado para esse fim, uma
caixa de plástico transparente com tampa, e mangueiras de fornecimento e para
exaustão do excesso de gás.
A caixa, um recipiente plástico, foi nela acoplada dois “nipples” para fazer a
ligação do interior com o meio externo. O primeiro serviu para acoplar a mangueira
que fornecia o gás ozônio para o interior da caixa, desde o gerador, e na sua ponta
foi utilizado um difusor do gás para garantir uma melhor distribuição, bem como, a
formação das mini-bolhas a fim de permitir maior transferência de gás. Já no
segundo, foi acoplada uma mangueira para exaurir o excesso de gás. Este
recipiente permaneceu em uma capela que atuava como eliminador de qualquer
porção de gás porventura existente nas imediações da caixa plástica (Figura 21).
42
Figura 21: Caixa plástica vista internamente com a grade para suporte dos ovos
Fonte: Arquivo do pesquisador
3.4.4. Processo com gás ozônio
Para este processo foram utilizados todos os materiais do processo anterior onde
apenas não foi utilizada a água. O tempo de equalização da caixa foi de 10 minutos
levando-se em conta o volume da caixa a ser preenchido e homogeneizado. Todo o
processo se iguala ao anterior.
3.5. Análise de ovos adquiridos em supermercado
Foram utilizados 12 ovos adquiridos na prateleira de supermercado da zona leste de
São Paulo, para análise microbiológica e constatação da qualidade do ovo
consumido pela população. Uma inspeção inicial foi dirigida à embalagem, que se
encontrava fechada, rotulada e dentro do prazo de validade.
Os ovos estavam em embalagem de papel celofane, onde o consumidor não
detinha o poder de tocar nos ovos. Seu rótulo constava os seguintes dados: data de
embalagem, data de validade, carimbo do SIF – Sistema de Inspeção Federal, Cor e
tipo dos ovos, granja de procedência, informações nutricionais e os alertas: “ O
consumo deste produto cru ou mal cozido pode causar danos à saúde” e “Manter os
ovos preferencialmente refrigerados”. Obviamente a forma de conservação dos ovos
não era atendida, já que os mesmos se encontravam na prateleira junto à seção de
hortifrúti, bem distante de qualquer sistema refrigerado.
43
Este grupo controle será analisado apenas para confirmar contaminações ou
não nas cascas e a sua quantidade.
3.6. Tratamento com ultrassom e água em estado natural
A cuba do ultrassom foi lavada assepticamente com água e detergente neutro e
posteriormente foi aplicada uma solução de Lysoform Primo Plus, em frasco de 100
mL, produto adquirido em drogaria como combatente de germes e bactérias com
poder desinfetante. O produto foi aplicado com gaze esterilizada e aguardou-se o
tempo necessário para produzir o efeito segundo recomendações do fabricante. Por
fim, uma solução de álcool 70% foi aplicada com gaze estéril. Procedimentos
idênticos foram aplicados às grades suporte para ovos, às mangueiras utilizadas,
pois as mesmas permaneceram em contato com a água dentro da cuba e ao
termômetro.
Para experimento com ultrassom foram utilizados 24 ovos divididos em quatro
grupos de 6 ovos. Após a coleta com swab na casca, os mesmos foram submetidos
ao equipamento de ultrassom imediatamente por 45 minutos. A temperatura de
execução foi mantida entre 21°C e 23°C por meio da troca de água a qual foi
constantemente monitorada durante todo o processo. Decorrido o tempo, foram os
ovos retirados e colocados sobre uma grade suporte nas imediações do bico de
Bunsen para secagem (Figura 22).
Figura 22: Grade suporte para ovos tratados
Fonte: Arquivo do pesquisador
44
Após a secagem foram submetidos a novas coletas com swab estéril e a
semeadura ocorreu em placas de Agar Mueller Hinton e em placas com Agar
Sangue de Carneiro, que foram identificadas e depositadas em estufa de cultura a
37 °C por no mínimo 24 horas. Todo procedimento foi repetido para os restantes dos
ovos, desde o momento da assepsia dos materiais até a coleta, semeadura,
identificação e depósito em estufa.
As coletas resultaram em 12 ovos analisados com Agar MH e em 12 ovos
com Agar SC, na mesma ordem em que foram colhidos antes do tratamento.
3.7. Tratamento com ultrassom e água ozonizada
Esta técnica é um diferencial do método anterior, com a utilização de gás ozônio na
água, que foi produzido e injetado de forma contínua durante todo o processo. A
difusão do gás ocorreu por meio de uma pedra difusora, anexa à ponta da
mangueira de saída. Como no processo anterior todos os cuidados com a
esterilização dos equipamentos e acessórios foram tomados.
Os ovos em número de 24 foram divididos em quatro grupos de 6 e foram
submetidos à sonificação com água ozonizada por 10 minutos. Após cada
tratamento a cuba e os utensílios foram esterilizados. Os ovos tratados foram
depositados na grade auxiliar na zona de coleta até secagem da casca para que a
coleta pudesse ser iniciada. Feita a coleta e semeados nos Ágares MH e SC as
placas foram depositadas em estufa de cultura para leitura, em primeira instância
com 24 horas e, segunda instância, se houvesse necessidade com 48 horas.
3.8. Tratamento com água ozonizada.
Este experimento consistiu em submeter 24 ovos ao processo de gás ozônio em
água, divididos em quatro grupos de seis, pelo tempo de 10 minutos. Para este
procedimento foi utilizada a caixa de plástico e o sistema de geração de ozônio,
onde o recipiente e a grade foram lavados com detergente neutro, assepsiado com
Lysoform Primo Plus por 15 minutos e por fim com álcool 70%. Cada fase foi secada
com gaze estéril.
45
No interior da caixa, uma bandeja servia de apoio e distribuição dos ovos e foi
preenchida com 2,5 litros de água para completa cobertura dos ovos a serem
descontaminados. O fornecimento de gás ozônio foi constante com uma dose de
150 mg/L de O3 para 10 minutos de atuação do fluxo. Após cada fase da técnica os
ovos foram alojados na bandeja extra, junto à área de coleta para secagem.
Coletadas as amostras foram as mesmas distribuídas em 12 placas de Agar MH e
em 12 placas de Agar SC. As mesmas foram para a estufa de cultura por no mínimo
24 horas.
3.9. Tratamento com gás ozônio
Neste procedimento foram utilizados 12 ovos em dois grupos de 6, utilizando-se os
mesmos materiais do processo anterior que foram submetidos a igual tratamento
asséptico.
Para que se pudesse manter um fluxo constante do gás dentro do recipiente o
mesmo
foi
homogeneizado
por
10
minutos
antes
do
procedimento
de
descontaminação. Este tempo foi determinado levando-se em conta o volume a ser
preenchido, de 3 litros, pela vazão que se adotou como padrão a todos os
tratamentos. Os ovos foram submetidos a duas coletas simultâneas, uma para cada
meio de cultura a ser analisado, como também aconteceu no início da verificação.
Os ovos após ozonização, tiveram suas cascas submetidas a novas coletas e
semeaduras em Ágares, tanto MH quanto AS. As placas foram depositadas em
estufa de cultura pelo tempo mínimo de 24 horas.
3.10. Análise quantitativa
A análise quantitativa foi feita a través da determinação número de UFC (Unidades
Formadoras de Colônia) em dois meios de cultura, Mueller Hinton e Sangue de
carneiro (Figura 23). Cabe ressaltar que com o intuito de permitir uma análise
estatística, as placas incontáveis foram consideradas com UFCs igual a 500.
46
Figura 23: Placas de (a) ágar sangue e (b) ágar Mueller Hinton
3.11. Análise e apresentação dos dados
Os resultados obtidos foram anotados, tabulados e submetidos à análise
estatística para determinar o seu nível de significância. Foi realizada análise
estatística, com média e desvio padrão, levando-se em conta o logaritmo de
redução.
47
4. RESULTADOS
4.1. Ovos adquiridos em supermercado
Os ovos adquiridos em supermercado utilizados para comprovação da situação em
que se encontrava em seu ponto de venda, ou seja, após o seu tratamento e dentro
do prazo de validade, foram obtidos os resultados conforme a Tabela 10.
Tabela 10: Análise microbiológica dos ovos destinados ao consumo encontrados na prateleira do
supermercado, retirando-se a medida discrepante para o Agar Muller Hinton.
Número de colônias
Agar
Máximo
Mínimo
Intervalo
Total
Média
D. Padrão
Mediana
Muller Hinton
10
0
10
44
4,05
3,07
3,0
Agar Sangue de Carneiro 5%
12
0
12
69
5,75
4,58
4,5
Analisando-se os resultados obtidos pode-se notar que, embora os ovos
estivessem acondicionados em uma bandeja lacrada, sem possibilidade alguma do
contato manual, as colônias se encontravam presentes caracterizando uma
contaminação em baixa escala.
4.2. Método de análise por redução logarítmica (LR)
Os presentes resultados foram analisados segundo o processo de Redução da
medida logarítmica (LR) de eficácia desinfetante, introduzida pelo Artigo de
Compartilhamento de Conhecimento (KSA-SM-02) para testes de desinfetante
quantitativos, semi-quantitativos, qualitativos e métodos alternativos com aplicação
especial ao método quantitativo.
No artigo compartilhado KSA-SM-07, que trata da medição de eficiência de
desinfecção, são fornecidos elementos para determinação da eficácia do
desinfetante segundo sua redução logarítmica (LR) levando-se em conta a fração da
quantidade existente viva e a percentagem da população morta (HAMILTON, 2010).
O estudo recomenda verificar o logaritmo da densidade levando-se em conta
a média dos logaritmos individuais de cada unidade e não o logaritmo da média. A
48
contagem deu-se por placa, como poderia ter sido executada por UFC/cm2 sem
prejuízo do método (HAMILTON, 2010).
As seguintes fórmulas da Estatística foram utilizadas:
Média aritmética
∑
Desvio padrão
∑
ú
!" #
ú
Segundo Hamilton (2010), é fornecido em KSA-SM-07 as seguintes definições
e os cálculos como seguem:
LD – logaritmo da densidade;
LR – logaritmo de redução;
SF – fração de sobrevivência;
PK – porcentagem de microrganismos mortos
$
%&'()*+ ,-'). /+ -01&1*)'-2 &2
%&'()*+ -'-0-). /+ -01&1*)'-2 &2
34
1 6 $" 7 100%
Este processo está baseado na razão entre as densidades para o cálculo de
SF e de cálculos farmacocinéticos. Levando-se em conta que o LR é recíproco para
o SF quando transformado em escala logarítmica valem então os seguintes cálculos:
:;
:<
34
=
$
=
=
10
"6
>?
:<=
=
"
1 6 $" 7 100%
O valor de LR é afetado por muitas pequenas perturbações, logo, é justo que
se determine uma medida de incerteza para o LR por meio do desvio padrão de LR,
que, denotado por S temos:
49
@A
>?
onde
B
e
B
E
'
B
B
E
CDA
'E
G
#
CF
são os respectivos desvios-padrão dos logaritmos de redução
do inicial e final. Para ' temos tratar-se do número de placas em que se deram as
referidas contagens.
4.3. Obtenções dos resultados
4.3.1. Ultrassom com água em estado natural
Os resultados da análise encontram-se na Tabela 11 e os cálculos encontram-se na
Tabela 12 a seguir
Tabela 11: Procedimento utilizando ultrassom e água natural
AGAR
SITUAÇÃO
NÚMERO DE LOGARITMO NÚMERO
COLÔNIAS
DA
DE
(DENSIDADE) DENSIDADE(*) PLACAS
MÉDIA
ANTES
3755,00
28,50
12
2,37498
DEPOIS
12,00
0,78
5
0,15563
ANTES
2261,00
24,43
12
2,03595
DEPOIS
94,00
4,01
3
1,33800
ASC
MH
(*) O logaritmo da densidade é a média dos logaritmos individuais
Tabela 12: Resumo dos cálculos segundo o método do log de redução
AGAR
LOG.
REDUÇÃO
(LR)
ASC
1,99
MH
1,23
DESVIOS PADRÃO
FRAÇ. SOBREV.
(SF)
ÍNDICE
MORT. (PK)
0,371446 0,975957 1,99±0,45
0,010330
98,97%
0,510143 0,896657 1,23±0,47
0,058458
94,15%
ANTES
DEPOIS
LR
50
4.3.2. Ultrassom com água ozonizada
Os resultados da análise encontram-se na Tabela 13 e os cálculos encontram-se na
Tabela 14 a seguir:
Tabela 13: Procedimento utilizando ultrassom e água ozonizada
AGAR
SITUAÇÃO
NÚMERO DE LOGARITMO NÚMERO
COLÔNIAS
DA
DE
(DENSIDADE) DENSIDADE(*) PLACAS
MÉDIA
ANTES
2943,00
23,74
12
1,97801
DEPOIS
83,00
6,80
5
1,36045
ANTES
2922,00
25,39
12
2,11600
DEPOIS
48,00
3,68
3
1,22660
ASC
MH
(*) O logaritmo da densidade é a média dos logaritmos individuais
Tabela 14: Resumo dos cálculos segundo o método do log de redução
DESVIOS PADRÃO
AGAR
LOG. REDUÇÃO
(LR)
LR
FRAÇ.
SOBREV. (SF)
ÍNDICE
MORT. (PK)
ANTES
DEPOIS
ASC
1,30
0,76366
0,54337
1,30±0,33
0,050374755
94,96%
MH
1,71
0,65634
0,538
1,71±0,33
0,019627358
98,04%
4.3.3. Água ozonizada
Os resultados da análise encontram-se na Tabela 15 e os cálculos encontram-se na
Tabela 16 a seguir.
51
Tabela 15: Procedimento utilizando água ozonizada
AGAR
SITUAÇÃO
NÚMERO DE LOGARITMO NÚMERO
COLÔNIAS
DA
DE
(DENSIDADE) DENSIDADE(*) PLACAS
MÉDIA
ANTES
2014,00
18,37
12
1,53101
DEPOIS
98,00
3,30
5
0,65986
ANTES
2101,00
21,30
12
1,77510
DEPOIS
38,00
2,88
3
0,95835
ASC
MH
(*) O logaritmo da densidade é a média dos logaritmos individuais
Tabela 16: Resumo dos cálculos segundo o método do log de redução
FRAÇ.
ÍNDICE
DESVIOS PADRÃO
LOG.
AGAR
SOBREV.
MORT.
REDUÇÃO (LR) ANTES DEPOIS
LR
(SF)
(PK)
ASC
1,06
0,95426
0,74747
1,06±0,43
0,08716042
91,28%
MH
1,20
0,72711
0,62777
1,20±0,38
0,06308304
93,69%
4.3.4. Gás ozônio
Os resultados da análise encontram-se na Tabela 17 e os cálculos encontram-se na
Tabela 18 a seguir
Tabela 17: Procedimento utilizando gás ozônio
AGAR
NÚMERO DE
COLÔNIAS
(DENSIDADE)
LOGARITMO
DA
DENSIDADE(*)
NÚMERO
DE PLACAS
MÉDIA
ANTES
1813,00
21,29
12
1,77452
DEPOIS
12,00
1,30
5
0,26021
ANTES
565,00
15,73
12
1,31124
DEPOIS
7,00
0,70
3
0,23299
SITUAÇÃO
SC
MH
(*) O logaritmo da densidade é a média dos logaritmos individuais
52
Tabela 3: Resumo dos cálculos segundo o método do log de redução
DESVIOS PADRÃO
AGAR
LOG.
REDUÇÃO (LR)
ANTES
DEPOIS
LR
FRAÇ.
SOBREV. (SF)
ÍNDICE
MORT. (PK)
ASC
1,67
0,66827
0,28464
1,51±0,27
0,03059764
96,94%
MH
1,08
0,61531
0,50346
1,08±0,31
0,08351261
91,65%
Os dados obtidos para os quatro processos analisados estão agrupados na
Tabela 19 e no gráfico da Figura 24 a seguir:
Tabela 19: Resumo dos dados obtidos segundo o tratamento e o meio utilizado.
ÍNDICE DE MORTALIDADE (PK%)
TRATAMENTO
MEIO DE CULTURA
SANGUE CARNEIRO
MUELLER HINTON
Ultrassom e água natural
98,97%
94,15%
Ultrassom e água ozonizada
94,96%
98,04%
Água ozonizada
91,28%
93,69%
Gás ozônio
96,94%
91,65%
Os dados assim obtidos podem ser resumidos no gráfico da Figura 24 onde
os processos de desinfecção desenvolvidos e os meios utilizados de verificação dos
microrganismos foram agrupados.
53
Porcentagem mortos
Índice de Mortalidade (PK)
102,00%
100,00%
98,00%
96,00%
94,00%
92,00%
90,00%
88,00%
86,00%
84,00%
98,97%
94,15%
98,04%
94,96%
96,94%
93,69%
91,28%
91,65%
SANGUE CARNEIRO
MUELLER HINTON
Ultrassom e
Ultrassom e Água ozonizada
água potável água ozonizada
Gás ozônio
Processo executado
Figura 24: Gráfico comparativo da mortalidade por meio de cultura utilizado no processo de
desinfecção e o respectivo desvio padrão.
Analisando o gráfico da Figura 24 podemos notar que o processo mais bem
sucedido foi o ultrassom com água natural, onde se obteve 98,97% de colônias
mortas para o meio Agar Sangue de Carneiro. Para o mesmo meio, obtivemos
96,94%; 94,96% e 91,28% para gás ozônio, ultrassom com água ozonizada e água
ozonizada, respectivamente. Quanto ao meio Müeller Hinton, os resultados foram
98,04%, 94,15%, 93,69% e 91,65% para os processos de ultrassom com água
ozonizada,
ultrassom com
água
natural,
água
ozonizada e
gás
ozônio,
respectivamente.
Assim, podemos considerar que o processo mais adequado foi a sonicação
tanto com água natural quanto com água ozonizada, com uma média de 96,53%
para ambos os meios de cultura, enquanto que para o gás ozônio, a média foi de
93,40% para os mesmos meios de cultura. Algumas distorções verificadas podem
ser atribuídas às diversificações dos ovos tratados, quando em alguns casos a
contaminação
contaminação.
encontrava-se
excessiva
e
em
outros
com
muito
menor
54
5. DISCUSSÃO
O presente estudo teve como finalidade avaliar o potencial de desinfecção da casca
dos ovos comercializados e consumidos na região leste de São Paulo, a partir do
ultrassom, ozônio e processos híbridos. Sem a preocupação de realizar a análise
quantitativa das bactérias encontradas nos ovos, uma vez que já há bibliografia
específica neste sentido, a pesquisa buscou, por meios quantitativos, analisar a
eficiência de cada método, quanto ao poder de desinfecção por eliminação da
quantidade de colônias aderidas em cada placa.
Um processo eficaz é importante para a redução das possibilidades de
contaminação do alimento principalmente em se tratando do ovo, por seu preço
acessível e, logo, de grande consumo. Utilizando-se métodos alternativos, com
custos baixos, em tempos menores que os atuais e de fácil acesso e manuseio pelos
profissionais da área, espera-se colaborar para a prevenção e controle das
contaminações microbianas.
O estudo da desinfecção das cascas dos ovos é, até por questões de inovar,
uma condição primordial com vistas a novas tecnologias, buscando eficiência que
pode ser comprovada e uma relação custo/benefício atrativa para o distribuidor com
garantia de altas taxas de eliminação das contaminações, por si só, já é eficiente
para o consumidor, ainda há de se ressaltar a vantagem de que em termos de meio
ambiente a utilização do gás O3 não acarreta geração intrínseca residual.
A casca é o principal meio de transmissão da infecção que, aderida por
múltiplos fatores, dos quais destacam-se a precária lavagem e a utilização de um
desinfetante eficaz, são problemas que afetam diretamente ao consumidor,
agravado pela falta de higienização no manuseio e guarda em geladeira.
A contagem em placas de bactérias mesófilas é comumente empregada para
indicar a qualidade sanitária do alimento (FRANCO; LANDGRAF, 2006). Embora
não sejam explicitados valores aceitáveis de bactérias aderidas à casca do ovo pelo
Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA, 2003) torna-se
desejável a menor carga bacteriana possível a fim de se evitar o risco de penetração
do microrganismo no seu interior e consequente ingestão posterior.
Cada etapa, nesta pesquisa, foi analisada com diferentes tempos e
concentrações
significativos.
distintas,
obtendo-se
resultados
até
certo
ponto,
bastante
55
De acordo com Toledo, Soares e Saukas (1990), não existe no Brasil
levantamentos realizados para a obtenção de dados de análises microbiológicas,
que deveriam ser realizadas de forma contínua e sistemática, visando à
determinação da qualidade dos ovos “in natura” consumidos pela população.
Foram utilizados dois meios de cultura, o Ágar Sangue e o Ágar Muelle
Hintom, com aplicações para detecção de Staphylococcus aureus, Listeria spp e
Streptococcus spp Escherichia coli e Enterococcus sp, mas que não foi o objetivo
deste trabalho, preocupando-se com a quantidade de microorganismos sem a
necessidade de idêntificá-los
Alguns ovos foram analisados para verificar a presença de Salmonella sp, na
casca e não foram encontrados indícios em nenhum dos testes realizados. Para
Staphylococcus aureus, foram encontradas variações altas o que caracteriza como
indicativo de condições sanitárias deficientes bem como, altos indícios de coliformes.
Fungos e Leveduras também foram encontrados em muitas amostras. A variação
encontrada entre as múltiplas fases deveu-se principalmente à origem do ovo e
forma de tratamentos. Como foram recolhidos em diversas granjas, com a
recomendação de não serem lavados, notou-se que no estabelecimento da cidade
de Mogi das Cruzes os mesmos foram lavados para eliminação das aderências às
cascas o que causou, menores contaminações. Para os ovos recolhidos no bairro de
Itaquera, a presença de Staphylococcus aureus como de coliformes, foi em
quantidades muitíssimo acima do permitido além de bolores em excesso. Alguns
ovos foram recolhidos em granjas particulares, que utilizam apenas água para a
lavagem da casca, que são recolhidos uma vez por semana do ninho e que
forneceram altos índices de microrganismos presentes na casca bem como, cascas
com fezes aderidas, penas e outras substâncias. Estes ovos foram prontamente
descartados o que elevou os índices de rejeição.
Os ovos obtidos nas granjas de Itaquera tiveram recusa de 28% por
apresentarem rachaduras que comprometiam toda a análise a ser realizada. Para os
ovos das granjas de Mogi das Cruzes, o índice de quebra foi “zero” apenas
apresentaram fissuras que só puderam ser detectadas por meio do ovoscópio, em
uma taxa de 6% da quantidade adquirida e que também foram descartados.
Todos os estabelecimentos não permitiram fotos do local da postura nem o
acompanhamento da coleta que se dava duas vezes ao dia. O meio de lavagem dos
56
ovos também não foi revelado, exceção feita às granjas particulares que apenas
permitiram o acompanhamento da retirada e lavagem que se dava às quintas feiras.
Com esses resultados, chegou-se a conclusão de que, não importa o meio
nem o processo de desinfecção, os objetivos passam a ser atendidos, ficando
apenas a observação de que, os tempos podem ser melhor ajustados para se
atender a um processo mais eficaz, segundo as seguintes constatações:
O efeito do ultrassom, devido a sua potência acústica, atua como um
facilitador para distorcer ou reorientar as partículas, que se deve ao efeito das
tensões hidrodinâmicas que atuam sobre as células (SUSLICK, 1990). Ainda podese considerar seu poder germicida devido ao processo de cavitação que é um dos
principais mecanismos do ultrassom em meios líquidos.
Gonze et al. (2003) estudando processo de sonicação com água, podem
perceber que as ondas têm um poder de desinfecção elevado, com a destruição das
células bacterianas utilizando ondas de alta potência ao invés de baixa potência.
Jyoti e Pandit (2004) analisando a aplicação do ultrassom e de ozônio para redução
de microrganismos em água relatam suas eficiências. Nascimento et al. (2005)
também constataram a redução de mesófilos em café despolpado, quando tratado
com ozônio e ultrassom.
Já com relação ao ozônio, Cardoso et al. (2003) demonstraram a grande
eficiência do tratamento dos galões de água mineral, via ozônio. Para um resultado
mais eficiente, quanto maior for o tempo de contato do agente contaminado com a
solução ozonizada maior também será seu efeito oxidante (TORRES et al., 1996).
Uma estimativa da viabilidade econômica envolvendo as técnicas de
higienização citadas neste trabalho, e considerando o consumo de insumos de
material e energia, o processo isolado do US apresentou custo da higienização por
unidade de ovo de aproximadamente R$ 0,015; já os dois métodos que envolvem o
gás ozônio resultou em R$ 0,044; o híbrido que representa a atuação simultânea do
US com o ozônio acarretou valor de R$ 0,059. Todas estas técnicas citadas por não
utilizarem metodologia de toxicidade para a eliminação dos micro-organismos
apresentam a vantagem da não geração de elementos tóxicos perniciosos ao meio
ambiente e vida pertinente.
57
6. CONCLUSÃO
Pode se concluir que os métodos alternativos utilizados apresentaram alta eficiência
com índices superiores a 90%, onde o US foi o responsável pela remoção/morte de
98,97% e o sistema híbrido de 98,04%, indicando que as técnicas envolvendo US e
ozonização, podem ser utilizadas na higienização dos ovos, tanto pelas suas formas
ecologicamente corretas, pela sua redução bacteriana significante e pelos seus
custos viáveis.
58
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