UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA - UNESP
CÂMPUS DE JABOTICABAL
INFLUÊNCIA DA ADUBAÇÃO EM CANA-DE-AÇÚCAR
SOBRE AS BACTÉRIAS SOLUBILIZADORAS DE FÓSFORO
Lívia Lima Campitelli
Bióloga
2014
UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA - UNESP
CÂMPUS DE JABOTICABAL
INFLUÊNCIA DA ADUBAÇÃO EM CANA-DE-AÇÚCAR
SOBRE AS BACTÉRIAS SOLUBILIZADORAS DE FÓSFORO
Lívia Lima Campitelli
Orientador: Prof. Dr. Everlon Cid Rigobelo
Dissertação apresentada à Faculdade de
Ciências Agrárias e Veterinárias – Unesp,
Câmpus de Jaboticabal, como parte das
exigências para a obtenção do título de Mestre
em Microbiologia Agropecuária
2014
C196e
Campitelli, Lívia Lima
Influência da Adubação em Cana-de-açúcar sobre as Bactérias
Solubilizadoras de Fósforo / Lívia Lima Campitelli. – – Jaboticabal,
2014
iii, 40 p. ; 29 cm
Dissertação (mestrado) - Universidade Estadual Paulista,
Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, 2014
Orientador: Everlon Cid Rigobelo
Banca examinadora: Adolfo Valente Marcelo, Eduardo da Silva
Martins
Bibliografia
1. Bactérias solubilizadoras de fósforo. 2. Cana. 3. Bactérias que
promovem crescimento de plantas. 4. Torta de filtro. I. Título. II.
Jaboticabal-Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias.
CDU 576.8:633.61
Ficha catalográfica elaborada pela Seção Técnica de Aquisição e Tratamento da Informação –
Serviço Técnico de Biblioteca e Documentação - UNESP, Câmpus de Jaboticabal.
DADOS CURRICULARES DA AUTORA
LÍVIA LIMA CAMPITELLI – Nascida em 07 de outubro de 1985, em Frutal,
estado de Minas Gerais, filha de Antônio Carlos Gangini e Eliana Alice Lima Silva,
casada com Flávio Moreti Campitelli em 2012, tornou-se graduada em Ciências
Biológicas, em janeiro de 2008, pela Universidade Estadual Paulista – UNESP,
Câmpus de São José do Rio Preto, SP. Concluiu o cursou de MBA (Pós-Graduação
lato sensu) em Tecnologia Sucroalcooleira no ano de 2010, pela Universidade de
Ribeirão Preto – UNAERP, Câmpus de Ribeirão Preto, SP. Ingressou no Programa
de Pós-graduação em Microbiologia Agropecuária no curso de Mestrado, iniciando-o
em Agosto de 2013 sob orientação do Prof. Dr. Everlon Cid Rigobelo.
“A tarefa não é tanto ver aquilo que
ninguém viu, mas pensar o que
ninguém ainda pensou sobre aquilo
que todo mundo vê.”
Arthur Schopenhauer
A minha mãe Eliana,
que me ensinou a abraçar todas as oportunidades e valorizar todas as conquistas,
sem perder a humildade. Obrigada pelo incentivo, conselhos, compreensão e amor
incondicional.
A minha irmã Graziela,
pela amizade, carinho, apoio e confiança e união em todos os momentos.
Ao meu amado Flávio,
que sempre esteve ao meu lado, me ajudando a superar todas as dificuldades, pois
o caminho percorrido para chegar até aqui não foi nada fácil e sem o seu apoio eu
jamais conseguiria.
Com amor,
DEDICO
AGRADECIMENTOS
À Deus, sempre presente na minha vida me fazendo ver sua infinita
magnitude, me dando força, coragem e saúde para nunca desistir dos meus sonhos.
À minha família, que sempre me incentivou e me apoiou.
Ao meu orientador Prof. Dr. Everlon Cid Rigobelo, cuja orientação e
dedicação vou agradecer para sempre. Obrigada pela oportunidade e paciência.
Ao querido Assis, que tanto me ajudou no laboratório, sendo que sem seu
apoio não conseguiria ter realizado esse trabalho.
À Usina Cerradão, que forneceu o material a ser analisado e disponibilizou as
informações necessárias, tratando com atenção e interesse o presente estudo.
Ao pessoal do laboratório da UEMG, que muito me ajudou e ficou comigo até
mudando as suas rotinas de trabalho.
A Samira que muitas vezes me ajudou no transporte de materiais entre
Jaboticabal e Frutal.
A Osania, meu muito obrigada por todo apoio e ajuda, de fundamental
importância.
A todos os meus colegas do Minter, por terem vencido essa comigo, em
especial a Marília, colega de estudos e uma amiga que ganhei pra vida toda.
As minhas amigas mais que especiais, Renata Follone, Cristina Veloso e
Rúbia Spirandelli, por terem me apoiado e me compreendido nos momentos mais
difíceis.
Aos meus colegas de trabalho que não mediram esforços em me ajudar a
cumprir esse sonho.
Enfim, a todos que participaram dessa conquista, meu muito obrigada!
i
SUMÁRIO
Página
RESUMO ................................................................................................................................................ ii
ABSTRACT ........................................................................................................................................... iii
1. INTRODUÇÃO ................................................................................................................................. 1
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ........................................................................................................... 3
3. MATERIAL E MÉTODOS ............................................................................................................. 10
3.1. Descrição dos tratamentos.................................................................................................... 10
3.2. As amostras de solo ............................................................................................................... 11
3.3. Caracterização da torta de filtro e da vinhaça .................................................................... 11
3.4. Análises químicas do solo ..................................................................................................... 13
3.5. Análises microbiológicas do solo ......................................................................................... 13
3.6. Seleção de bactérias solubilizadoras de fósforo e inoculação na torta ......................... 15
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................................................................................... 17
5. CONCLUSÕES .............................................................................................................................. 29
6. REFERÊNCIAS .............................................................................................................................. 30
ii
INFLUÊNCIA DA ADUBAÇÃO EM CANA-DE-AÇÚCAR SOBRE AS BACTÉRIAS
SOLUBILIZADORAS DE FÓSFORO
RESUMO - O uso de bactérias solubilizadores de fósforo pode ser uma
alternativa para reduzir a quantidade de fertilizantes fosfatados. O presente trabalho
examinou quatro diferentes áreas que recebem tratamentos distintos, sendo: soja
como cultura de rotação, vinhaça e torta de filtro, como fertilizantes, comparando
com o controle; relacionando o número total de bactérias solubilizadores de fósforo,
bactérias totais e alguns parâmetros microbiológicos do solo para cada tratamento.
Mesmo a matéria orgânica sendo maior (19,8%) para área de torta de filtro, a
umidade apresentando maior valor (18,9%) para a área de vinhaça e as bactérias
totais variando de 7,1 log10 de até 7,4 unidades formadoras de colônias, não houve
diferença significativa entre as áreas. A desidrogenase (TFF 593.5μg / 24h.g) e o
carbono da biomassa microbiana (916.7μg C / g) foram maiores para a área de torta
de filtro. A atividade respiratória foi menor (5,23 mg / 100g de CO 2) para a área de
soja e a concentração de fósforo foi maior (1011,3 g P g-1) para a área da torta de
filtro. Em contrapartida, o número total de bactérias solubilizadores de fósforo foi
maior (6,03 log10 UFC) para a área de soja e não para a área da torta de filtro ou
vinhaça. Estes resultados sugerem que o uso da vinhaça e torta de filtro não
melhora as condições para colonização e estabelecimento de bactérias
solubilizadores de fósforo e que a utilização de bactérias solubilizadoras de fósforo
em torta de filtro melhora a disponibilidade desse nutriente, tratando-se de uma
possível alternativa de baixo custo.
Palavras-chave: bactérias solubilizadores de fósforo; cana; bactérias que
promovem o crescimento de plantas; torta de filtro
iii
INFLUENCE OF FERTILIZATION IN SUGAR CANE ON PHOSPHORUS
SOLUBILIZING BACTERIA
ABSTRACT - The use of phosphate solubilizing bacteria can be an alternative
to reduce the amount of phosphate fertilizers. The present work examined four
different areas that receive different treatments, as follows: soybeans as crop
rotation, vinasse and filter cake as fertilizer, compared with control; relating the total
number of phosphorus solubilizing bacteria, total bacteria and some soil
microbiological parameters for each treatment. Even the organic matter was higher
(19.8%) to filter cake area, moisture having greater value (18.9%) to the area of
vinasse and total bacteria ranging from 7.1 to 7.4 log10 colony forming units, there
was no significant difference between the areas. Dehydrogenase (TFF 593.5μg /
24h.g) and microbial biomass carbon (C 916.7μg / g) were higher in the area of filter
cake. The respiratory activity was lower (5.23 mg / 100g of CO2) for soybean area
and the concentration of phosphorus was higher (1011.3 g P g-1) to the area of the
filter cake. However, the total number of phosphorus solubilizing bacteria was higher
(6.03 log10 CFU) in the area of soy and not to the area of the filter cake and vinasse.
These results suggest that the use of vinasse and filter cake does not improve the
conditions for colonization and establishment of phosphorus solubilizing bacteria and
the use of phosphorus solubilizing microorganisms in the filter cake improving the
availability of this nutrient , in the case of a possible low-cost alternative.
Keywords: P bacteria solubilizing; sugarcane; plant growth bacteria promoting; filter
cake
1
1. INTRODUÇÃO
Desde o século passado a industrialização da agricultura tem provocado um
significativo e essencial aumento de produtividade, que tem proporcionado uma
maior disponibilidade de alimentos para a população. Juntamente com essa maior
abundância, surgiram sérios problemas ambientais, tais como aumento no uso de
suplementos e defensivos agrícolas, problemas estes que devem ser enfrentados e
resolvidos em um futuro não muito distante.
Os esforços de manejo ambiental visam a manutenção do ecossistema e da
biodiversidade, buscando possiblidades de se diminuir possíveis impactos
ambientais negativos resultantes do uso contínuo de fertilizantes químicos,
herbicidas e inseticidas, como por exemplo através do uso de bactérias promotoras
de crescimento em plantas (BPCP).
Esse grupo de espécies de bactérias que possuem esta ação de solubilização
é chamado de bactérias promotoras de crescimento da planta (BOWEN; ROVIRA,
1999; OSÓRIO-VEGA, 2007). Estas são por organismos de vida livre que colonizam
ativamente
as
raízes
das
plantas,
exercendo
efeito
benéfico
sobre
o
desenvolvimento da planta (PÉREZ-MONTAÑO et al., 2014).
Dentre os elementos essenciais aos seres vivos, têm-se o fósforo, podendo
ser o principal nutriente a limitar o crescimento vegetal (AZZIZ et al., 2012). A
maioria dos solos agrícolas contêm grandes reservas de fósforo, todavia, uma
pequena porção é a que está disponível (DEY, 1988). Sendo assim, faz-se
necessário a incorporação ao solo desse nutriente mineral, o que eleva os custos da
produção vegetal.
Há anos a agricultura brasileira vem utilizando vinhaça e torta de filtro,
resíduos da produção de açúcar e álcool, na cultura de cana-de-açúcar, seja na
fertirrigação ou como adubos no plantio e durante o cultivo (CHRISTOFOLETTE et
al, 2013; DOS SANTOS; GATIBONI; KAMINSKI, 2008).
A vinhaça tem a finalidade de irrigar e reduzir os custos com fertilizantes
químicos (LAIME et al., 2011) e a torta de filtro é aplicada como adubo no sulco de
plantio de cana de açúcar devido a sua grande quantidade de fósforo (ADORNA et
2
al., 2013). No entanto, o impacto dessa aplicação sobre a comunidade bacteriana
total; bactérias solubilizadores de fósforo; e alguns importantes parâmetros do solo
ainda não foram estudados.
O presente trabalho examinou quatro diferentes áreas que receberam
tratamento fertilizante biológico distinto (soja como rotação de culturas, vinhaça e
torta de filtro, como fertilizantes), comparando-as com a área de controle que
recebeu apenas fertilizantes químicos. Foram analisados o número total de bactérias
solubilizadores de fósforo e outros parâmetros, como matéria orgânica, umidade do
solo, desidrogenase, C da biomassa microbiana e atividade respiratória, visando
verificar se a deposição de vinhaça e de torta de filtro durante anos no solo,
permitiriam o estabelecimento de bactérias solubilizadoras de fósforo, avaliando o
impacto desses fertilizantes sobre as atividades microbianas e importantes
parâmetros do solo. Além disso, foi verificado no estudo, a ação de bactérias
solubilizadoras de fósforo, selecionadas do solo analisado e inoculadas na torta de
filtro afim de detectar a taxa de solubilização do fósforo nesse resíduo.
3
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
O termo bactérias promotoras de crescimento de plantas (BPCP) foi
primeiramente utilizado por Kloepper e Schroth (1978) para descrever bactérias de
solo que colonizam a rizosfera das plantas crescendo na rizosfera ao redor do tecido
vegetal e estimulando o crescimento das plantas por diversos mecanismos.
Desde aquele tempo, os estudos realizados tiveram como objetivo o
entendimento de como essas bactérias atuavam sobre as plantas. Vários foram os
estudos realizados nesse sentido.
Primeiramente, selecionando rizobactérias in vivo que possuam habilidades
para síntese de fitormônios (CASSAN et al., 2009; HOYOS-CARVAJAL et al., 2009;
ABBASI et al., 2011) tais como auxinas (KHALID et al., 2004); sideróforos (FILIPPI et
al., 2011; YU et al., 2011); solubilizadores de fósforo (YASMIM et al., 2004; TAJINI;
TRABELSI; DREVON, 2012; KREY et al., 2013) ou fixação de nitrogênio (PEIX et
al., 2001; RIGGS et al., 2001; FISCHER et al., 2007). Nesses estudos, foram usados
BPCP isoladas da rizosfera para a seleção de habilidade de promoção de
crescimento de plantas. Uma vez que a bactéria candidata a ser promotora de
crescimento de plantas tivesse apresentado alguma habilidade para isso em
condições controladas, essas foram usadas como inoculantes para plantas
cultivadas em condições de campo.
A aplicação das BPCP em leguminosas tem sido restrita ao uso do rizóbio
como promotor de crescimento e desenvolvimento das plantas utilizando como
mecanismos para isso a fixação biológica do nitrogênio. O maior motivo para isso é
que existe uma grande amplitude de rizóbios que podem estabelecer simbiose com
leguminosas (COOPER, 2008). Por isso, a bactéria rizóbio pode ser considerada a
mais conhecida bactéria beneficiadora de crescimento de planta e um dos mais
importantes biofertilizantes.
Os benefícios promovidos pelas bactérias e suas interações com as plantas
têm sido mostrados, incluindo a saúde da planta e seu crescimento, supressão de
doenças causadas por microrganismos e o aumento da disponibilidade e
assimilação de nutrientes (MANTELIN; TOURAINE, 2004; YANG; KLOEPPER; RYU,
4
2009). Esses efeitos benéficos sobre as plantas podem ser alcançados pela direta
interação entre BPCP e suas plantas hospedeiras e também são indiretamente
devido às atividades antagônicas contra patógenos de plantas.
A estimulação direta inclui diversos mecanismos como a produção de 1aminociclopropano-1 carboxilato (ACC)-deaminase para reduzir os níveis de etileno
nas raízes para o desenvolvimento das plantas; produção de reguladores de
crescimento de plantas como auxinas, giberelinas, citocinas e certos voláteis;
fixação simbiótica do nitrogênio; solubilização de minerais como fósforo e outros
nutrientes. E a estimulação indireta é relacionada ao biocontrole por meio das
atividades antagônicas contra microrganismos fitopatogênicos induzindo a planta a
uma resposta de resistência sistêmica, interferindo no Quorum Sensing (QS)
bacteriano.
Alguns estudos mostram que BPCP podem ser usadas tendo habilidades
para mais do que um mecanismo de promoção de crescimento de plantas
(BASHAN; HOLGUIN, 1997; AHMAD; AHMAD; KHAN, 2008).
Diferentes BPCP podem ser administradas nas culturas em indicações que
estão disponíveis no mercado (LUCY; REED; GLICK, 2004) e recentemente a
popularidade dos inoculantes microbianos tem aumentado substancialmente,
facilitado pelo extenso número de estudos que tem aprimorado a eficácia e a
consistência desses biofertilizantes (BERG, 2009; THAKORE, 2006).
Os inoculantes microbianos incluem três grandes grupos: (1) fungos
micorrízicos arbusculares; (2) BPCP e (3) rizóbios fixadores de nitrogênio. A
capacidade de benefícios de cada grupo tem sido estudada separadamente
(DOBBELAERE et al., 2001; BAREA; AZCÓN; AZCÓN-AGUILAR, 2002; MURRAY,
2011; VERMA et al., 2010). Ademais, numerosos estudos estão sendo conduzidos
para avaliar os efeitos de crescimento das plantas aplicando diferentes combinações
microbianas ou em consórcio, tais como bactérias fixadoras de nitrogênio e bactérias
promotoras de crescimento de plantas ou simplesmente diferentes bactérias
promotoras
de
crescimento
de
plantas
(SINGH
e
KAPOOR,
1999;
SWARNALAKSHMI et al., 2013).
Nesse contexto, entender os mecanismos de promoção de crescimento de
plantas e entender o comportamento dos microrganismos promotores de tal
5
crescimento, é importante para se decidir qual é o melhor método para se usar em
uma determinada planta exposta a uma determinada situação.
Rizosfera é a zona de solo que circunda as raízes das plantas. Neste local, a
biologia e a química do solo são influenciadas pelas raízes (LUGTENBERG;
KAMILOVA, 2009). Exsudatos de raízes incluem aminoácidos, ácidos orgânicos,
carboidratos, açúcares, mucilagem e proteínas. A habilidade das rizobactérias em
usar os ácidos orgânicos como fontes de carbono estão correlatas com a
competência de viver na rizosfera. A estrutura das comunidades rizobacterianas é
determinada pela espécie de plantas justamente pelas diferenças de composição e
quantidades de exsudatos de raízes que mais afetam as populações microbianas. O
entendimento de como se dá a interação entre as raízes de plantas e os
microrganismos do solo, formando as comunidades microbianas da rizosfera, é um
importante papel da ciência quando se considera o uso de rizobactérias promotoras
de crescimento de plantas (DROGUE et al., 2012).
Um dos mecanismos para a promoção do crescimento das plantas é a
biofertilização, no qual, a rizobactéria promove o crescimento da planta melhorando
a absorção de nutrientes para as plantas. Essas bactérias são chamadas de
biofertilizantes. Elas têm o papel de melhorar a assimilação de nutrientes em plantas
plantas, por meio da fixação de nitrogênio, aumentando a disponibilidade de
nutrientes na rizosfera, promovendo o aumento da superfície da área das raízes ou
aprimorando a simbiose benéfica para o hospedeiro. Geralmente, a promoção do
crescimento é devido a combinação desses modos de ação (PÉREZ-MONTANO et
al., 2014).
Plantas podem assimilar nitrogênio (N), um dos principais nutrientes para as
plantas na forma de nitrato ou amônia. Essas formas de nitrogênio são as mais
abundantes na maioria dos solos e é o nutriente químico mais empregado na
agricultura sendo, frequentemente, perdido durante as chuvas por lixiviação.
Bactérias fixadoras de nitrogênio atmosférico, tais como as dos gêneros Rhizobium
e Bradyrhizobium, podem estabelecer simbioses, formando nódulos sobre as raízes
de plantas leguminosas, tais como soja, ervilha, amendoim e alfafa, no qual elas
convertem N2 em amônio, que pode ser usada pelas plantas como uma fonte de
nitrogênio (MURRAY, 2011).
6
Entretanto,
esse
processo
é
praticamente
limitado
às
culturas
de
leguminosas. Por outro lado, diversas bactérias não simbióticas tem sido
identificadas como bactérias fixadoras de nitrogênio de vida livre como Azospirillum,
Azoarcus, Azotobacter, Bacillus polymyxa, Burkholderia, Gluconoacetobacter E
Herbaspirillum. Essas BPCP podem fertilizar diversas plantas de interesse
agronômicos, como trigo (BODDEY et al., 1986), sorgo (STEIN; HAYEN-SCHMEG;
FENDRIK, 1997), milho (GARCIA e SALAMONE et al., 1996), arroz (MALIK et al.,
1997) ou cana de açúcar (BODDEY et al., 2001).
A inoculação com essas BPCP geralmente aumenta o peso seco das plantas,
o florescimento e a produção de grãos. Entretanto, o aumento da produtividade
quando se utiliza BPCP poderia frequentemente ser atribuído a um aumento do
desenvolvimento radicular, o qual permite maior absorção de água e nutrientes
minerais (OKON; BLOEMBERG; LUGTENBERG, 1998).
Outro elemento essencial para todos os seres vivos é o fósforo (P). Este faz
parte de proteínas, ácidos nucléicos, membranas e moléculas de energia, tais como
ATP, GTP, e NADH. Dependendo das condições ambientais e biológicas, o P pode
ser o principal nutriente a limitar o crescimento vegetal (AZZIZ et al., 2012). A
condição biológica mais importante na diminuição da limitação de nutrientes e capaz
de promover o crescimento das plantas é a presença de espécies de bactérias
específicas, capazes de solubilizar P de fosfatos presentes na solução do solo
(RODRIGUEZ et al., 2006).
A maioria dos solos agrícolas contêm grandes reservas de fósforo, onde há
uma parte considerável do que se acumulou como consequência da aplicação
regular de fertilizantes fosfatados (RICHARDSON, 1994). No entanto, uma porção
significativa do fosfato inorgânico solúvel aplicada ao solo como adubos químicos é
rapidamente imobilizada após a fertilização e normalmente fica indisponível para as
plantas (DEY, 1988).
O fósforo está presente nos níveis entre 400 – 1200 mg/Kg de solo
(FERNANDEZ et al., 1988). Seu ciclo biológico pode ser descrito como aberto ou
sedimentário pelo fato de não haver um intercâmbio com a atmosfera (BERGON et
al., 1990). Os microrganismos apresentam um importante papel no ciclo natural do
fósforo, que ocorre por meio de oxidação e redução dos componentes de fósforo,
7
sendo que as reações de transferência de elétrons ocorrem a partir dos estágios de
fosfina (-3) para fosfato (+5) (GOLDSTEIN, 1994). Os mecanismos genéticos e
bioquímicos dessas transformações não são ainda completamente entendidos
(OHTAKE et al., 1996).
As formas minerais do solo são representadas por minerais primários tais
como apatita, hidróxidoapatita e oxiapatita. Eles são encontrados fazendo parte de
uma parte da rocha estratificada e sua principal característica é a insolubilidade.
Apesar disso, eles constituem a maior reserva desse elemento no solo porque, sob
condições apropriadas, eles podem ser solubilizados e se tornam disponíveis para
as plantas e para os microrganismos. O fosfato mineral pode ser encontrado
associado à superfície de óxidos de ferro hidratados, alumínios e manganês, que
são muito pouco solúveis e assimiláveis. Esta é uma característica dos solos
ferrosos, no qual a hidratação e o acúmulo de óxidos hidratados e hidróxidos de
ferro ocorrem, produzindo um aumento na capacidade de fixação (FERNANDEZ;
NOVO, 1988).
O fenômeno de fixação e precipitação do fósforo no solo é altamente
dependente do pH e do tipo de solo. Assim, em solos ácidos, o fósforo é fixado por
óxidos livres e hidróxidos de alumínio e ferro, enquanto em solos alcalinos o fósforo
é fixado pelo cálcio, causando uma baixa eficiência dos fertilizantes solúveis como o
super cálcio (GOLDSTEIN, 1994; GOLDSTEIN, 1986; JONES et al., 1991). De
acordo com Lindsay (1979) o superfosfato simples contém uma quantidade
suficiente de cálcio para precipitar metade do seu próprio fósforo na forma de fosfato
dicálcio ou dicálcio di-hidratado.
O segundo maior componente de fósforo no solo é a matéria orgânica.
Formas orgânicas de fósforo podem conter de 30-50% de fósforo na maioria dos
solos, embora essa quantidade possa ser menor do que 5% ou maior que 95%
(PAUL; CLARK, 1988). O P orgânico do solo está largamente na forma de fosfato
inositol (fitato). O fitato é sintetizado por microrganismos e plantas e é a mais estável
forma orgânica de fósforo no solo podendo chegar até 50% do fósforo orgânico total
(DALAL, 1977; HARLEY e SMITH, 1983). Outros componentes do fósforo orgânico
do solo são as formas de fosfomonodiésteres incluindo fosfolipídios e ácidos
nucleicos e fosforotriésteres.
8
Entre os componentes identificáveis nos extratos de hidrolases estão as
citosinas, adeninas, guaninas, uracilas e xantinas (decomposição de produtos de
guaninas e adeninas). Do total do fósforo orgânico do solo, aproximadamente 1%
pode ser identificado como ácidos nucleicos e seus derivados (DALAL, 1977). Entre
os fosfolipídios, a colina tem sido identificada como um dos produtos da hidrólise da
lecitina . Vários limites têm mostrado que apenas aproximadamente de 1-5 ppm de
fosfolipídios ocorre no solo, embora valores muito elevados como de 34 ppm tem
sido detectados (PAUL; CLARK, 1988).
Como a concentração de P solúvel no solo geralmente é muito baixa,
normalmente os níveis estão entre 1ppm ou menos (BEEVER; BURNS, 1996),
necessita-se de adubações contendo esse mineral. Para tanto, utiliza-se fósforos
proveniente de rochas e outros depósitos, tais como apatitas primárias e minerais
primários formados durante a era geológica, que são suas maiores reservas
(FERNANDEZ; NOVO, 1988; ODUM, 1986). Por exemplo, estima-se que haja mais
de
40
milhões
de
toneladas
de
depósito
de
rocha
fosfática
na
Índia
(ROYCHOUDHURY e KAUSHIK, 1989) e este material deveria ser fornecido como
fonte barata de fertilizante de fósforo para a produção agrícola (HALDER et al.,
1990), o que não acontece.
Na agricultura brasileira é comum a utilização de resíduos das indústrias de
açúcar e álcool, como a vinhaça e torta de filtro, na cultura de cana-de-açúcar.
Esses resíduos são, respectivamente, usados na fertirrigação e como adubos no
plantio e durante o cultivo (CHRISTOFOLETTE et al, 2013; DOS SANTOS;
GATIBONI; KAMINSKI, 2008). A fertirrigação consiste na infiltração da vinhaça crua
no solo pela irrigação de lavouras de cana (CAMARGO et al., 2009). Quando
aplicada in natura no solo com cana-de-açúcar, a vinhaça, além de irrigação, reduz
os custos com fertilizantes químicos (LAIME et al., 2011).
Já a torta de filtro é um resíduo constituído por uma mistura de bagaço e lodo
de decantação, resultante do processo de clarificação do açúcar. Por cada tonelada
de cana moída, entre 30 e 40 kg de torta de filtro são produzidos. A torta de filtro é
aplicada principalmente como adubo no sulco de plantio de cana de açúcar
(ADORNA et al., 2013).
9
Ambos, vinhaça e torta de filtro, são usados como fertilizante de acordo com a
recomendação da análise química para reduzir o uso de quantidade de fertilizantes
K2O e P2O5, respectivamente. A quantidade de vinhaça e torta de filtro no solo é
baseada na análise do solo, portanto, o valor varia a cada ano-safra.
O uso de vinhaça e torta de filtro podem criar diferentes condições ambientais
para o estabelecimento de microrganismos do solo (CAMARGO et al, 2009;
ADORNA et al, 2013) diferindo em suas taxas de C, N e mineralização de P (PUPIN;
NAHAS, 2011). Entretanto, mesmo sabendo que a utilização desses materiais altera
o ambiente microbiológico do solo, muito pouco se estudou acerca desse impacto.
10
3. MATERIAL E MÉTODOS
O sítio experimental está localizado na cidade de Frutal-MG (Latitude: 20º 01'
29" S; Longitude: 48º 56' 26" W), com altitude de 550 m. O tipo de solo para todas as
áreas é Latossolo Vermelho (EMBRAPA, 2006) e o clima, segundo a classificação
de Köppen, foi classificado como Cwa, com verões quentes e invernos secos. A
temperatura média anual é de 21ºC e a precipitação média é de 1428 milímetros.
Todas as áreas estão localizadas nas proximidades da fazenda produtora de cana
de açúcar e também estão nas mesmas condições ambientais.
3.1. Descrição dos tratamentos
As amostras de solo foram coletadas em quatro áreas de uma fazenda
produtora de cana de açúcar. Essas quatro áreas têm a mesma classificação quanto
ao tipo de solo (Cwa) e praticamente a mesma altitude (em média 550m). No
entanto, com base na distância da área em relação à indústria cada área recebeu
um tratamento diferente durante a fertilização por pelo menos cinco anos.
Na primeira área (Controle) foi plantada cana durante cinco anos, e não
recebeu soja como a rotação de culturas nem vinhaça ou torta de filtro como
adubos, recebendo apenas fertilizante químico de acordo com a recomendação da
análise de solo, que é realizada anualmente e varia conforme as condições do solo.
A segunda área, denominada no estudo de área de soja, após a quinta colheita da
cana (5 anos) foi plantada soja como a rotação de culturas, não recebendo torta de
filtro nem vinhaça, apenas fertilizante químico de acordo com a recomendação da
análise de solo, o que também varia anualmente. A terceira área, denominada por
vinhaça, recebeu vinhaça como fertilizante durante a safra de cana em substituição
de K2O, juntamente com fertilizantes químicos baseado na análise química anual do
solo. A quarta área e última área, denominada no estudo por área de torta de filtro,
recebeu torta de filtro como fertilizante durante a safra de cana em substituição ao
11
P2O5 junto com fertilizantes químicos baseados na recomendação da análise
química anual do solo.
Como a quantidade de vinhaça e torta de filtro no solo é baseada na análise
do solo, seu valor varia a cada ano-safra. Já a semeadura da soja é feito a cada
cinco anos, como a rotação de culturas.
3.2. As amostras de solo
Amostras de solo, Latossolo Vermelho (EMBRAPA, 2006) foram coletadas
aleatoriamente no inverno, ao mês de junho, em todas as áreas. Cada amostra foi
composta por seis sub-amostras colhidas de 0-20 cm de profundidade do solo.
Todas as quatro áreas foram divididas em cinco lotes, nas quais foram coletadas
uma amostra de composto por parcela de 20 amostras. As amostras de solo foram
transportadas para o laboratório, peneiradas (2 mm) e homogeneizadas. Cada
amostra foi dividida em duas partes: uma parte foi mantida a 7º C até à análise e a
outra parte foi e armazenado à temperatura ambiente, onde secou ao ar.
3.3. Caracterização da torta de filtro e da vinhaça
As concentrações de matéria orgânica, elementos minerais, os valores de pH
e as relações C/N determinados na torta de filtro calculado com base no peso seco
são retratados na Tabela 1. A Tabela 2 mostra os requisitos químicos para oxigênio
(CRO), requisitos biológicos (BRO), condutividade elétrica (CE), sólidos totais
dissolvidos (TDS), valores de pH, sódio e concentrações de macronutrientes de
vinhaça.
12
Tabela 1. Concentrações de matéria orgânica, elementos minerais, valores de pH e
relações C/N determinados na torta de filtro, calculado com base no peso
seco, conforme Prado; Caione e Campos (2013).
Determinações
Matéria Orgânica
(%)
pH
N (%)
P (%)
K (%)
Ca (%)
Mg (%)
S (%)
C/N ratio
Torta de filtro
(Meios)
22.3
7.7
2.0
1.1
0.3
2.1
0.6
0.25
24
Tabela 2. Requisitos química de oxigênio (CRO), requisitos biológicos para (BRO),
condutividade elétrica (CE), sólidos dissolvidos totais (SDT), valores de pH,
de sódio e de macronutrientes de vinhaça de acordo com Prado, Caione e
Campos (2013).
Determinações
CRO (mg L-1)
BRO (mg L-1)
EC (dS L-1)
TDS (mg L-1)
pH
N (mg L-1)
P (mg L-1)
K (mg L-1)
Na (mg L-1)
Ca (mg L-1)
Mg (mg L-1)
Torta de Filtro
(Meios)
32.360
12.092
9.72
12.764
4.8
485
175
1.644
191
500
129
Mesmo que a composição da vinhaça dependa do tipo de matéria-prima
empregada no preparo do mosto, da procedência ou localização da destilaria, da
época de amostragem e do processo utilizado na fabricação do álcool (SILVA;
ORLANDO FILHO, 1981), pode-se traçar um parâmetro médio para a composição
da vinhaça da planta estudada. A vinhaça proveniente de mosto de melaço, como é
o caso, é, em geral, mais rica em melaço orgânico e elementos minerais que a de
mosto misto e a de caldo, sendo que o potássio e o elemento mineral predominante,
13
com teores razoáveis de cálcio e sulfato, e pobre em nitrogênio, fósforo e magnésio.
Entre os vários micronutrientes que a compõe, o ferro aparece em maior
concentração, seguido de manganês, cobre e zinco em pequenas concentrações
(SILVA; ORLANDO FILHO, 1981).
3.4. Análises químicas do solo
Uma amostra composta de cada uma das quatro áreas foi enviada ao
Laboratório de Solos do Departamento de Solos e Adubos, UNESP / Jaboticabal, a
fim de se verificar as propriedades e a fertilidade do solo em cada área.
3.5. Análises microbiológicas do solo
A matéria orgânica do solo foi determinada após a adição do ácido sulfúricodicromato de potássio nas amostras de solo (SIMS & HALY, 1971).
O teor de água foi determinado por secagem do solo em 105°C até que um
peso constante fosse obtido.
O Carbono da biomassa microbiana (MB-C) foi determinado de acordo com o
método de irradiação de extração (MENDONÇA; MATOS, 2005), que consiste de
energia eletromagnética (micro-ondas) para transferir o calor (a temperatura), o que
leva a rebentamento celular, com libertação de compostos intracelulares. De acordo
com o Islam e Weil (1998), a lise bacteriana exige energia de 800 J s -1 g-1 solo
(matéria seca). Por isso, a seguinte fórmula para calcular o tempo de irradiação é
usada: T = RW / P, em que T corresponde tempo de irradiação; R da energia
incidente pretenso na amostra; W a massa de solo (base seca) e P é a potência de
micro-ondas. No entanto, esses autores destacam que a temperatura do solo úmido
deve ser mantida acima de 80ºC e não exceder 88°C, evitando a liberação C não
microbiano durante a irradiação. Antes da extração, a calibração de micro-ondas
14
com um volume conhecido de água, seguido de pré estabelecimento do tempo de
irradiação de micro-ondas para elevar a temperatura.
Atividade respiratória microbiana (MRA) foi determinada através da incubação
de solo úmido (100 g solo seco) com 20 mL de água e 20 mL de NaOH 0,5 M em
potes de 2,5 L, que foram selados e incubados por 12 dias a 30°C no escuro
(RESENDE; SANTOS; XAVIER, 2006). O CO2 liberado, proveniente da atividade
respiratória, foi determinado por titulação a solução de NaOH a 1M restante com
HCL utilizando como indicador a fenolftaleína.
Bactérias solubilizadores de P foram identificadas através da incubação de
10g de solo com água de peptona a 0,9% e agitação por 10 minutos. Em seguida,
uma alíquota foi transferida para meio Bunt & Rovira com adição de 38,4 mg/g de
solo fluorapatita seca durante uma semana a 30°C. Depois, a presença do halo de
solubilização no prato foi verificada todos os dias. Todas as estirpes que
apresentaram o halo na placa foram contadas como bactérias P solubilizantes
(Figura 1).
Figura 1. Presença de halos de solubilização ao redor da colônia de bactérias
solubilizadoras
Amônio e nitrato foram determinados usando método indofenol azul de acordo
com Keeney e Nelson (1982). Resultados NO3- e NH4+ foram expressos em base
seca.
15
Os teores de P foram determinados utilizando um espectrofotômetro pelo
método do ácido ascórbico (WATANABE & OLSEN, 1965) seguindo o procedimento
de digestão molhado. O fosfato disponível foi determinado colorimetricamente
(WATANABE & OLSEN, 1965) após uma extração de bicarbonato de sódio a pH 8,5
(OLSEN e SOMMER, 1982).
Atividade da desidrogenase foi determinada de acordo com o método
modificado de Casida (1977), por adição de 0,06 g de CaCO 3 de 0,5 ml de 0,5% de
cloreto de trifenil tetrazólio, e 1,0mL de água destilada a 3g de solo em tubos de
ensaio. Os tubos foram fechados e incubados durante 24h a 37°C. A mistura foi
filtrada num filtro Whatman No. 1, e o formazano trifenil (TPF) foi extraído com 5mL
de metanol e determinado colorimetricamente a 485nm, utilizando-se metanol como
um controle. Os resultados foram expressos como mg TPF/g de solo seco 24h.
A relação entre o azoto de carbono (Relação C:N) foi medida usando os
valores de matéria orgânica dividido pela soma dos valores de amônio e nitrato.
O coeficiente metabólico qCO2 foi medido dividindo a atividade respiratória
por valores de carbono da biomassa. Esse valor representa a quantidade liberada de
CO2 por quantidade de biomassa. Os resultados foram expressos como ug de
CO2/ug biomassa C.
3.6. Seleção de bactérias solubilizadoras de fósforo e inoculação na torta
De todas as estirpes que apresentaram o halo na placa, contadas como
bactérias P solubilizantes, foram selecionadas seis bactérias que apresentaram os
maiores halos.
Após
a
seleção
dessas
seis
bactérias,
estas
foram
inoculadas,
separadamente, em 20 gramas de torta de filtro durante 10 dias com três repetições
cada dia. Todos os dias a concentração de fósforo de três placas de petri de cada
bactéria solubilizadora foi dosada. Foi utilizado como testemunha a torta de filtro
sem a inoculação de bactérias solubilizadoras de fósforo.
Os teores de P nas placas de petri foram determinados utilizando um
espectrofotômetro pelo método do ácido ascórbico (WATANABE & OLSEN, 1965)
16
seguindo o procedimento de digestão molhado. O fosfato disponível foi determinado
colorimetricamente (WATANABE & OLSEN, 1965) após uma extração de
bicarbonato de sódio a pH 8,5 (OLSEN e SOMMER, 1982).
17
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
A Tabela 3 apresenta os resultados das propriedades químicas do solo em
cada uma das quatro áreas, conforme determinado pelo Departamento de Solos.
Tabela 3. Propriedades químicas do solo, Latossolo Vermelho da cana em quatro
sistemas de adubações.
Propriedades
pH
Matéria orgânica
P resina
K+
Ca+
Mg2+
H+ + Al3+
Soma das bases, SB
(K+Ca+Mg)
Capaciadade de troca
catiônica, T (SB + H
+Al)
Saturação por bases
(SB/T *100)
Controle
Soja
Vinhaça Torta de Filtro
CaCl2
g dm-3
mg dm-3
mmol L dm-3
mmol L dm-3
mmol L dm-3
mmol L dm-3
mmol L dm-3
6.1
34
24
1.3
137
62
15
200.3
5.0
23
35
1.4
31
7
28
39.4
5.6
35
9
6.4
58
25
28
89.4
6.4
77
1024
6.8
239
78
15
323.8
mmol L dm-3
215.3
67.4
117.4
338.8
%
93
58
76
96
As análises químicas de todas as áreas demonstraram que há grandes
diferenças de matéria orgânica, teor de P, soma de bases, capacidade de troca
catiônica conteúdo e Mg2+ comparando cada área. Entretanto, não houve grande
diferença comparando a fertilidade do solo (Tabela 1).
A torta de filtro foi utilizada com bons resultados como um substituto para os
fertilizantes minerais de fosfato na produção de culturas de campo, por causa de sua
composição, que tem grande teor de P (Tabela 2). Já o uso da vinhaça na
fertirrigação é crescente em diversas áreas agrícolas, em substituição aos
fertilizantes minerais de potássio e fornecimento de água, matéria orgânica e outros
nutrientes minerais em quantidades menores. Isso porque a vinhaça de cana
apresenta elevada quantidade de potássio (Tabela 3).
A faixa de matéria orgânica foi de 4,6% (soja) até 19,8% (torta de filtro).
Comparando cada área com o controle, verifica-se que o aumento da matéria
18
orgânica foi 61,42%, 11,10% para torta de filtro e vinhaça, respectivamente, e houve
uma redução de 62,86% na área de soja (Figura 2).
A
25
% de Matéria Orgânica
20
B
15
C
10
D
5
0
Controle
Soja
Vinhaça
Torta de Filtro
Tratamentos
Figura 2. Porcentagem de matéria orgânica por grama de solo seco de solo
submetido a quatro tratamentos sob cana-de-açúcar.
A umidade do solo foi diferente para cada área, sendo a vinhaça o mais alto
teor, 18,9%, seguido de torta de filtro, 15,4%, enquanto que o controle tinha 14,3% e
a soja teve a menor quantidade de umidade, com 6,3% (Figura 3).
25
A
20
% de Umidade
B
B
15
10
C
5
0
Controle
Soja
Vinhaça
Torta de Filtro
Tratamentos
Figura 3. Porcentagem de umidade do solo a partir do solo sob cana com quatro
tratamentos diferentes
19
A área com vinhaça apresentou o teor de umidade mais elevado em
comparação com a área de controle (Figura 3), certamente como consequência de
sua composição, que consiste basicamente de água (93%), sólidos orgânicos e
nutrientes minerais (LAIME et al, 2011;. CHRISTOFOLETTI et al, 2013). A vinhaça é
uma fonte de nutrientes, matéria orgânica e água e seu uso pode contribuir para
aumentar a produtividade da cana (RESENDE; SANTOS; XAVIER, 2006). No
entanto o seu uso excessivo pode causar a lixiviação de minerais e nitrato de
potássio e de contaminação das águas subterrâneas (PRADO; CAIONE; CAMPOS,
2013).
A maior atividade da desidrogenase, que foi mais um parâmetro para medir a
atividade microbiana, ocorreu na área de torta de filtro, 593.48μg TFF/24h.g,
enquanto a vinhaça apresentou 243.92μg TFF/24h.g. A soja apresentou 168.97μg
TFF/24h.g e a menor atividade da desidrogenase foi apresentada pela área controle,
150.64μg TFF/24h.g (Figura 4).
800
Desidrogenase
(μg TFF/24h.g de solo seco)
A
600
B
400
B
B
200
0
Controle
Soja
Vinhaça
Torta de Filtro
Tratamentos
Figura 4. Desidrogenase do solo de diferentes tratamentos com cana
O valor do C da biomassa microbiana foi maior para a torta de filtro, 916,71
mg C/g, enquanto a vinhaça apresentou 312,78 mg C/g, soja 201,33 mg C/g e área
controle apresentou 132,79 mg C/g. O aumento do C da biomassa microbiana a
partir da área de torta de filtro foi de quase 7 vezes quando comparado com a área
controle (Figura 5).
20
1600
A
1400
Biomassa Microbiana
(μg C/g de solo seco)
1200
1000
800
600
B
B
400
B
200
0
Controle
Soja
Vinhaça
Torta de Filtro
Tratamentos
Figura 5. Carbono da biomassa microbiana do solo de diferentes tratamentos com
cana
A quantidade da atividade respiratória foi maior no solo com torta de filtro,
92,14 mg/100g de CO2, enquanto o controle apresentou 72,87 mg/100g de CO2,
área de vinhaça apresentou 62,67 mg/100g de CO 2. A menor atividade respiratória
foi apresentada para a área de soja, 5,23 mg/100g de CO2 (Figura 6).
160
A
Atividade Respiratória
(μg CO2 / 100g de solo seco)
140
120
A
A
100
80
60
40
B
20
0
Controle
Soja
Vinhaça
Torta de Filtro
Tratamentos
Figura 6. A atividade respiratória de solo de diferentes tratamentos com cana
21
A menor atividade respiratória ocorreu na área de soja em comparação com
outras áreas (Figura 6). Gilbert et al., (2008) compararam a resposta de cana, após
três anos de torta de filtro e vinhaça, fertilizantes padrão e cultura da soja antes de
cana e os resultados indicaram que a soja era a que apresentava menos efeito do
que as práticas de torta de filtro ou fertilizantes convencionais em aumentar a
produtividade da cana em solos arenosos.
Os efeitos benéficos no solo foram demonstrados por alguns estudos que
trazem, em solos tropicais, a inclusão na rotação de culturas com leguminosas,
aumenta a matéria orgânica do solo e melhora as propriedades biológicas, físicas e
químicas do solo (FRANCHINI et al, 2007; HUNGRIA et al., 2009). No entanto, as
maiores contribuições para a atividade microbiana, provavelmente, foram dadas por
vinhaça e torta de filtro, pois ambas apresentaram mais matéria orgânica e
nutrientes do que a área de soja (Figura 6).
O maior número de UFC / g para bactérias solubilizadores de P foi na área de
soja, log10 5,73; provavelmente devido ao alto desvio padrão. Comparando-se o
total de bactérias solubilizadores de P a partir de cada área não é possível verificar a
diferença entre eles. O maior número de UFC / g para bactérias solubilizadores de P
era de 6,03 log 10 da área de soja que, para o controle foi de 6,01 log 10 , para a
torta de filtro foi log10 5,84 e vinhaça foi log10 5,73. No entanto, não houve diferença
de P> 0,05 entre os valores de bactérias solubilizadores de P (UFC), para controle,
vinhaça e torta de filtro (Figura 7).
14
A
log10 of UFC/g de solo seco
12
B
B
B
Vinhaça
Torta de Filtro
10
8
6
4
2
0
Controle
Soja
Tratamentos
Figura 7. Bactérias solubilizadores de P no solo de diferentes tratamentos com cana
22
A quantidade de amônio mais alta foi apresentada pela área de torta de filtro,
68,35 mg NH4 + / g, enquanto que a área de soja foi de 61,38 mg NH4 + / g, seguida
pela área de vinhaça, 57,23 mg NH4 + / g, e controle, 54,46 mg NH4 + / g. Não
houve diferença entre a quantidade de amônio na área de vinhaça e na área
controle. Houve diferença comparando a área de soja e de controle. No entanto, a
quantidade de amônio a partir de área vinhaça não foi diferente quando comparada
com a área de soja (Figura 8).
80
A
B
μgNH4+ -N/g de solo seco
BC
C
60
40
20
0
Controle
Soja
Vinhaça
Torta de Filtro
Tratamentos
Figura 8. Quantidade de μgNH4 + N / g de solo seco de diferentes tratamentos sob
cultivo de cana de açúcar
A maior quantidade de nitrato foi apresentada pela área da torta de filtro, 339
mg NO3-N/GDS, em comparação com quantidades na área de soja, 97,03 mg NO3N/GDS, vinhaça, 78,87 mg NO3-N/GDS, e controle, 73,32 mg NO3-N/GDS. No
entanto, não houve diferença entre a quantidade de nitrato nas áreas de soja,
vinhaça e controle (Figura 9).
23
400
μgNO3-N/g de solo seco
A
300
200
B
100
B
B
0
Controle
Soja
Vinhaça
Torta de Filtro
Tratamentos
Figura 9. Quantidade de NO3- a partir de quatro áreas com diferentes tratamentos
sob cultivo de cana de açúcar.
A maior concentração de fósforo foi apresentada pela área de torta de filtro,
1.011,3 g P g-1, enquanto que a área de soja apresentou 132,97 g P g-1, controle
108,80 g P g-1 e o menor valor de concentração de P foi apresentado na área de
vinhaça, 63,80 g P g-1. Não houve diferença entre as concentrações de fósforo em
relação ao controle, vinhaça e área de soja (Figura 10).
1600
A
Concentração de P
(g P g-1 de solo seco)
1400
1200
1000
800
600
400
200
B
B
Controle
Soja
B
0
Vinhaça
Torta de Filtro
Figura 10. As concentrações de fósforo de diferentes tratamentos de solo sob cana
24
O coeficiente metabólico foi apresentado na Figura 11 e não houve diferença
comparando todos os tratamentos com o controle. A área de soja apresentou 33,52
mg CO2 / mg C biomassa, enquanto a área da torta de filtro apresentou 13,49 mg
CO2 / mg C biomassa, seguido de vinhaça 7,14 mg CO 2/ mg C biomassa, e área
controle, 1,73 mg de CO2 / mg C biomassa.
Coeficiênte Metabólico
80
60
40
20
0
Controle
Soja
Vinhaça
Torta de Filtro
Tratamentos
Figura 11. Coeficiente metabólico mg CO2 / biomassa mg C de diferentes
tratamentos de solo sob cana.
A relação C:N mostrou que tanto a área controle e a área com vinhaça
apresentaram os maiores valores, 10,31 e 9,64, respectivamente. Os menores
valores foram apresentados na área de soja e torta de filtro, 2,95 e 4,81,
respectivamente. Não houve diferença entre os valores que comparam controle com
vinhaça nem comparando soja e torta de filtro. No entanto, houve diferença entre os
valores de controle e vinhaça, quando comparado com a soja e torta de filtro (Figura
12).
25
12
A
A
Relação C:N /g de solo seco
10
8
6
B
4
B
2
0
Controle
Soja
Vinhaça
Torta de Filtro
Tratamentos
Figura 12. Relação C:N / g de solo de diferentes tratamentos sob cultivo de cana de
açúcar
A Figura 13 apresenta as médias de fósforo solubilizado em µg de P por 100
gramas de torta de filtro devido a ação de cada um dos isolados. Comparando com a
torta sem bactéria, que apresentou resultado de 1538,0000 µg de P / 100 gramas de
torta de filtro, todos os isolados apresentaram resultados significativos, melhorando
a quantidade de fósforo solúvel. Todavia, das médias de fósforo solubilizado por
cada inoculação de bactéria, bactéria 1 = 2498,0000 µg de P / 100 gramas de torta
de filtro, bactéria 2 = 2815,0000 µg de P / 100 gramas de torta de filtro, bactéria 3 =
2883,0000 µg de P / 100 gramas de torta de filtro, bactéria 4 = 2989,0000 µg de P /
100 gramas de torta de filtro, bactéria 5 = 3049,0000 µg de P / 100 gramas de torta
de filtro e bactéria 6 = 3248,0000 µg de P / 100 gramas de torta de filtro, não
apresentaram diferença entre si.
26
4000
g de P/g de torta de filtro seca
A
A
A
A
A
3000
A
2000
B
1000
0
controle
Isolados
Figura 13. Concentração de fósforo solúvel da torta de filtro sem inoculação
(controle) e da torta de filtro incubada em placas de petri separadamente
com seis bactérias solubilizadoras de fósforo durante 10 dias.
O estudo identificou que a área que recebeu torta de filtro apresentou maiores
valores de matéria orgânica, desidrogenase, biomassa microbiana, atividade
respiratória, amônia, nitrato e concentração de fósforo (figuras 1, 4, 5, 6, 8, 9 e 10).
Esta forte atividade microbiana mostra evidências de que a torta de filtro melhora a
ciclagem de nutrientes aumentando a sua disponibilidade para as plantas
(Hernández-Allica et al, 2006;. Hungria et al, 2009.). Microrganismos do solo
desempenham um papel fundamental nos processos de mineralização e
solubilização de P (Van Veen, 1997; Mendes e Reis Júnior, 2003).
Mesmo que a torta de filtro apresente as melhores condições para a atividade
microbiana em comparação com outras áreas em relação à maioria dos parâmetros
do solo analisados e seu uso pode causar alguns problemas. Isso porque como a
torta de filtro de cana é moderadamente ácida, sua adição em solos alcalinos levou
à imobilização de N inorgânico (RASUL et al 2006; KHAN et al 2008). Esta
imobilização é surpreendente como os traços de C no solo orgânico para o total de
N e 0,5 M K2SO4 C orgânico extraível de N orgânico na torta de filtro de cana foram
abaixo de 15, onde a imobilização N deve ocorrer (POWLSON et al., 2001). Isto
27
significa que a taxa de re-mineralização é independente do tamanho real dos
resíduos microbianos e também independente do tamanho da biomassa microbiana
do solo (RASUL et al., 2009).
Compreender o modo de ação das alterações é essencial para a melhoria da
sua eficácia e assimilação dos sistemas de cultura (LAZAROVITS; TENUTA; CONN,
2001). Se as alterações melhorarem o estabelecimento de bactérias solubilizadores
de P, bem como a disponibilidade de nutrientes P para as plantas, seria possível
reduzir a quantidade de fertilizantes fosfatados utilizados na cultura de cana de
açúcar.
Há populações consideráveis de bactérias solubilizadores de fosfato no solo e
na rizosfera de plantas (RODRÍGUEZ; FRAGA, 1999). No entanto, a sua melhor
criação ocorrerá quando as melhores condições ambientais são fornecidas para
microrganismos.
Como a área torta de filtro apresentou o maior teor de fósforo a hipótese
inicial era de que o número de bactérias solubilizadores de P fosse maior do que as
áreas de controle, de vinhaça e de soja. No entanto, surpreendentemente, a área
que apresentou a maior quantidade de bactérias solubilizadores de P foi a área de
soja. Esse resultado ocorreu provavelmente por dois motivos. Primeiro, a maior
disponibilidade de nutrientes P não permite a seleção de bactérias solubilizadores de
P, porque quem seleciona a população microbiana é a planta e quando a planta tem
qualquer disponibilidade de nutrientes, não depende de solubilização. Em segundo
lugar, a área de soja apresentou atividade microbiana menor e quando ocorre a
diversidade microbiana é menor também. E a diversidade microbiana menor
favorece a seleção de uma população microbiana específica.
Analisando dois parâmetros do solo, tais como coeficiente metabólico e a
relação C: N, é possível verificar que essas áreas que receberam vinhaça e torta de
filtro não melhoram sua qualidade ou a fertilidade. Os resultados mostraram que não
houve diferença entre os quatro tratamentos com relação coeficiente metabólico e
sobre a relação C:N, e não houve diferença entre controle e área de vinhaça. Mas,
ainda assim, os referentes valores para este parâmetro foram menores do que do
controle, da torta de filtro e da soja (Figura 11 e 12).
28
O uso da torta de filtro como fonte de fósforo já vem a muito sendo utilizado
no país, todavia, grande quantidade do fósforo presente nesse adubo está
indisponível para utilização pelos vegetais. No que tange à solubilização do fósforo
presente na torta de filtro, verificou-se que, como esperado, as bactérias
solubilizadoras proporcionariam aumento no teor de P (Figura 13). Alguns estudos já
demonstraram a melhora nesse teor a partir do uso de bactérias ou fungos
solubilizadores (SOUCHIE et al, 2005; SOUSA, 2010), inclusive com a utilização de
isolados a partir de solo sob o plantio de cana-de-açúcar (INUI, 2009). Além disso,
na literatura encontram-se trabalhos que houve a inoculação de bactérias e fungos
solubilizadores e verificou sua ação em cultivos, como rabanetes (NARLOCH, 2002)
e espécies arbóreas (SOUCHIE et al, 2005), afim de avaliar os efeitos sobre o
vegetal.
Todavia, muito pouco se conhece sobre a ação dessas bactérias em torta de
filtro, a fim de potencializar seu uso como fonte de fósforo para culturas,
especialmente cana-de-açúcar. Com os dados do trabalho, verifica-se que as
bactérias solubilizadoras melhoram o teor de P, mas não há diferença significativa
quanto aos isolados utilizados.
29
5. CONCLUSÕES
Pode-se concluir que a utilização da torta de filtro e vinhaça não favorecem o
estabelecimento de bactérias solubilizadores de P solo sob o plantio de cana.
Todavia, a utilizar a soja na rotação de cultura melhora a quantidade de bactérias
solubilizadoras de fósforo no solo analisado.
Entretanto, a utilização desses resíduos promovem ganhos de fertilidade do
solo e economia de fertilizantes, o que é uma ótima opção já que a indústria
sucroalcooleira gera esses resíduos e precisa dar alguma destinação a eles.
Além disso, o presente trabalho demonstrou que todos os tratamentos com as
bactérias solubilizadoras melhoraram a disponibilidade de P quando comparado com
a torta não inoculada. Essa prática poderia ser utilizada como estratégia viável para
se aumentar a quantidade de fósforo disponível com baixo custo.
30
6. REFERÊNCIAS
ABBASI, M. K.; SHARIF, S.; KAZMI, M.; SULTAN, T.; ASLAM, M. Isolation of plant
growth promoting rhizobacteria from wheat rhizosphere and their effect on improving
growth,yield and nutrient uptake of plants. Plant Biosyst,145:159–68, 2011.
ADORNA, J. C.; CRUSCIOL, C. A. C.; ROSSATO, O. B. Fertilization with filter cake
and micronutrients in plant cane. Revista Brasileira de Ciência do Solo, Viçosa,
37:649-657, 2013.
AHMAD, F.; AHMAD, I.; KHAN, M. S. Screening of free-living rhizospheric bacteria
for their multiple plant growth promoting activities. Microbiol Res,163:173–81, 2008.
ANDERSON, G. Assessing organic phosphorus in soils. In: Khasawneh FE, Sample
EC, Kamprath EJ, editors. The Role of Phosphorus in Agriculture. Madison, Wis:
Amer Soc Agronomy, pp. 411–32, 1980.
AZZIZ, G.; BAJSA, N.; HAGHJOU, T.; TAULÉ, T.; VALVERDE, A; IGUAL, J. M.;
ARIAS, A. Abundance, diversity and prospecting of culturable phosphate solubilizing
bacteria on soils under crop-pasture rotations in a no-tillage regime in Uruguay.
Appl. Soil Ecol, 61: 320–326, 2012.
BAREA, J. M.; AZCÓN, R.; AZCÓN-AGUILAR, C. Mycorrhizosphere interactions to
improve plantfitness and soil quality. Antonie Van Leeuwenhoek; 81:343–51, 2002.
BARROTI, G.; NAHAS, E. El fósforo y el encalado sobre las fosfatasas y la
producción de Braquiria ruziziensis y Cajanus cajan. Agr. Trop, Venezuela, 53: 209225, 2003.
BASHAN, Y.; HOLGUIN, G. Azospirillum–plant relationships: environmental and
physio-logical advances (1990–1996). Can J Microbiol, 43:103–21, 1997.
BEEVER, R. E.; BURNS, D. J. W. Phosphorus uptake, storage and utilization by
fungi. Adv Bot Res, 8:127–219, 1980.
BEGON, M.; HARPER, J. L.; TOWNSEND, C. R. Ecology: Individuals, Populations
and Communities. Blackwell Scientific Publications, USA, 2nd ed, 1990.
31
BERG, G. Plant–microbe interactions promoting plant growth and health: perspectives for controlled use of microorganisms in agriculture. Appl
MicrobiolBiotechnol, 84:11–8, 2009.
BHATTACHARYYA, P. N.; JHA, D. K. Plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR):
emergence in agriculture. World J Microbiol Biotechnol, 28:1327–50, 2012.
BODDEY, R. M.; BALDANI, V. L. D.; BALDANI, J. I.; DOBEREINER, J. Effect of
inoculation of Azospirillum spp on nitrogen accumulation by field grown wheat. Plant
Soil, 95:109–21, 1986.
BOWEN, G. D.; ROVIRA, A. D. The rhizosphere and its management to improve
plant growth. Adv. Agron, 66: 1–102, 1999.
BUNT, J. S.; ROVIRA, A. D. Microbiological studies of some subantartic soils.
Journal of soil, Science 6: 119-128, 1995.
CAMARGO, J. A.; PEREIRA, N.; CABELLO, P. R.; TERAN, F. J. C. Viabilidade da
aplicação do método respirométrico de Bartha para a análise da atividade
microbiana de solos sob a aplicação de vinhaça. Eng. Amb., 6: 264–271, 2009.
CASIDA, L. E. Jr. Microbial metabolic activity in soil as measured by dehydrogenase
determinations. Appl. Envir. Microb., 34:630-636, 1977.
CASSÁN, F.; PERRIG, D.; SGROY, V.; MASCIARELLI, O.; PENNA, C.; LUNA, V.
Azospirillum brasilense Az39 and Bradyrhizobium japonicum E109, inoculated singly
or in combination, promote seed germination and early seedling growth in corn (Zea
mays L.) andsoybean (Glycine max L.). Eur J Soil Biol, 45:28–35, 2009.
CHRISTOFOLETTI, C. A.; ESCHER, J. P.; CORREIA, J. E.; MARINHO, J. F. U.; &
FONTANETTI, C. S. Sugarcane vinasse: Environmental implications of its use.
Waste manag. 33: 2752-2761, 2013.
COOPER, J. E. Early interactions between legumes and rhizobia: disclosing
complexity in a molecular dialogue. J Appl Microbiol, 103:1355–65, 2008.
DALAL, R. C. Soil organic phosphorus. Adv Agron. 29:83–117, 1977.
32
DEY, K. B. Phosphate solubilizing organisms in improving fertility status. In: Sen SP,
Palit P, editors. Biofertilizers: Potentialities and Problems. Calcutta: Plant
Physiology Forum, Naya Prokash, pp. 237–48, 1988.
DOBBELAERE, S.; CROONENBORGHS, A.; THYS, A.; PTACEK, D.;
VANDERLEYDEN, J.; DUTTO, P.; et al. Response of agronomically important crops
to inoculation with Azospirillum. Aust J Plant Physiol, 28:871–9, 2001.
DOS SANTOS, D. R.; GATIBONI, L. C.; KAMINSKI, J. Fatores que afetam a
disponibilidade do fósforo e o manejo da adubação fosfatada em solos sob sistema
plantio direto. Ciência Rural, 38: 576-586, 2008.
DROGUE, B.; DORÉ, H.; BORLAND, S.; WISNIEWSKI-DYÉ, F.; PRIGENTCOMBARET, C. Which specificity in cooperation between phytostimulating
rhizobacteria and plants? Res. Microbiol, 163:500–10, 2012;
EMBRAPA - Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária. Girassol- Embrapa
122/V-2000. Embrapa Soja, Londrina, Folder n04/2006, 2006.
FERNÁNDEZ, C.; NOVO, R. Vida Microbiana en el Suelo, II. La Habana: Editorial
Pueblo y Educación, 1988.
FILIPPI, M. C. C.; DA SILVA, G. B.; SILVA-LOBO, V. L.; CÔRTES, M. V. C. B.;
MORAES, A. J. G.; PRABHU, A. S. Leafblast (Magnaporthe oryzae) suppression and
growth promotion by rhizobacteria on aerobic rice in Brazil. Biol Control, 58:160–6,
2011.
FISCHER, S. E.; FISCHER, S. I.; MAGRIS, S.; MORI, G. B. Isolation and
characterization of bacteria from the rhizosphere of wheat. World J Microbiol
Biotechnol, 23:895–903, 2007.
FRANCHINI, J. C.; CRISPINO, C. C.; SOUZA, R. A.; TORRES, E.; HUNGRIA, M.
Microbiological parameters as indicators of soil quality under various soil
management and crop rotation systems in southern Brazil. Soil Till, Res. 92:18–29,
2007.
33
GARCIA DE SALAMONE, I. E.; DOBEREINER, J.; URQUIAGA, S.; BODDEY, R. M.
Biological nitrogen fixation in Azospirillum strain-maize genotype associations as
evaluated by the15N isotope dilution technique. Biol Fertil Soils, 23:249–56, 1996.
GILBERT, R. A.; MORRIS, D. R.; RAINBOLT, C. R.; MCCRAY, J. M.; PERDOMO, R.
E.; EILAND, B.; POWELL, G.; & MONTES, G. Sugarcane response to mill mud,
fertilizer, and soybean nutrient sources on a sandy soil. Agron. J, 100: 845-854,
2008.
GOLDSTEIN, A. H. Bacterial solubilization of mineral phosphates: historical
perspective and future prospects. Am J Altern Agri, 1:51–7, 1986.
GOLDSTEIN, A. H. Involvement of the quinoprotein glucose dehydrogenase in the
solubilization of exogenous phosphates by gram-negative bacteria. In: Torriani-Gorini
A, Yagil E, Silver, S, editors. Phosphate in Microorganisms: Cellular and Molecular
Biology. ASM Press, Washington, DC, pp. 197–203, 1994.
HALDER, A. K.; MISHRA, A. K.; BHATTACHARYYA, P.; CHAKRABARTTY, P. K.
Solubilization of rock phosphate by Rhizobium and Bradyrhizobium. J Gen Appl
Microbiol, 36:81–92, 1990.
HAMEEDA, B.; HARINI, G.; RUPELA, O. P.; WANI, S. P.; REDDY, G. Growth
promotion of maize byphosphate solubilizing bacteria isolated from compost and
microfauna. Micro-biol Res, 163:234–42, 2008.
HARLEY, J. L.; SMITH, S. E. Mycorrhizal symbiosis. New York: Academic Press,
London, 1983.
HERNÁNDEZ-ALLICA, J.; BECERRIL, J. M.; ZÁRATE, O.; GARBISU, C.
Assessment of the efficiency of a metal phytoextraction process with biological
indicators of soil health. Plant Soil, 281:147–158, 2006.
HOYOS-CARVAJAL, L.; ORDUZ, S.; BISSETT, J. Growth stimulation in bean
(Phaseolus vulgaris L.) by Trichoderma. Biol Control, 51:409–16, 2009.
34
HUNGRIA, M.; FRANCHINI, J. C.; BRANDÃO-JUNIOR, O.; KASCHUK, G.; SOUZA,
R. A. Soil microbial activity and crop sustainability in a long-term experiment with
three soil-tillage and two crop-rotation systems. Appl. Soil Ecol, 42: 288–296, 2009.
ISLAM, K. R.; & WEIL, R. R. Microwave irradiation of soil for routine measurement of
microbial biomass carbon. Biology Fertility Soils, 27:408-416, 1998.
INUI, R. N. Isolamento e identificação de bactérias solubilizadoras de fósforo e
produtoras de auxinas em solo com cana-de-açúcar. 2009. 90 f. Dissertação
(Mestrado em Agronomia - área de concentração em Genética e Melhoramento de
Plantas.) – Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, Universidade Estadual
Paulista “Júlio de Mesquita Filho”, Jaboticabal, 2009.
JONES, D. A.; SMITH, B. F. L.; WILSON, M. J.; GOODMAN, B. A. Solubilizator fungi
of phosphate in rise soil. Mycol Res, 95:1090–3, 1991.
KEENEY, D. R.; NELSON, D. W. Nitrogen-inorganic forms. In: A.L. Page (Editor),
Methods of Soil Analysis, Part 2. Agronomy Series, 9. Am. Soc. Agron., Madison,
WI, pp. 643-698, 1982.
KHALID, A.; TAHIR, S.; ARSHAD, M.; ZAHIR, Z. A. Relative efficiency of
rhizobacteria forauxin biosynthesis in rhizosphere and non-rhizosphere soils. Aust J
Soil Res, 42:921–6, 2004.
KHAN, K. S.; GATTINGER, A.; BUEGGER, F.; SCHLOTER, M.; JOERGENSEN, R.
G. Microbial use of organic amendments in saline soils monitored by changes in the
13C/12C ratio. Soil Biol Biochem, 40:1217–1224, 2008.
KLOEPPER, J. W.; SCHROTH, M. N. Plant growth-promoting rhizobacteria on
radishes. In: Proceedings of the IVth International Conference on Plant Pathogenic
Bacteria Vol. 2. Station de Pathologie Vegetale et Phyto-Bacteriologie; 1978. p.
879–82.
KREY, T.; VASSILEV, N.; BAUM, C.; EICHLER-LÖBERMANN, B. Effects of longterm phosphorus application and plant-growth promoting rhizobacteria on maize
phosphorus nutrition under field conditions. Eur J Soil Biol, 55:124–30, 2013.
35
LAIME, E. M. O; FERNANDES, P. D, OLIVEIRA, D. C. S.; FREIRE, E. A.
Possibilidades tecnológicas para a destinação da vinhaça: uma revisão. Rev. Tróp.,
5: 3-16, 2011.
LAZAROVITS, G.; TENUTA, M.; & CONN, K. L. Organic amendments as a disease
control strategy for soil borne diseases of high-value agricultural crops. Austr. Plant
Pathol., 30: 111-117, 2001.
LINDSAY, W. L. Chemical Equilibrial in Soil. New York: John Wiley and Sons,
1979.
LUCY, M.; REED, E.; GLICK, B. R. Application of free living plant growth-promoting
rhi-zobacteria. Antonie Van Leeuwenhoek, 86:1–25, 2004.
LUGTENBERG, B.; KAMILOVA, F. Plant-growth-promoting rhizobacteria. Annu Rev
Microbiol, 63:541–56, 2009.
Malik, K. A.; Bilal, R.; Mehnaz, S.; Rasul, G.; Mirza, M. S.; Ali, S. Association of
nitrogen-fixing, plant-growth-promoting rhizobacteria (PGPR) with kallar grass and
rice. Plant and Soil, v. 194, n. 1-2, p. 37-44, 1997.
MANTELIN, S.; TOURAINE, B. Plant growth-promoting bacteria and nitrate
availability: impacts on root development and nitrate uptake. J Exp Bot, 55:27–34,
2004.
MENDES, I. C.; & REIS JUNIOR, F. B. Microrganismos e disponibilidade de fósforo
(P) nos solos: uma análise crítica. Embrapa Cerrados, Planaltina, DF, 26 p, 2003.
MENDONÇA, E. S.; MATOS, E. S. Matéria orgânica do solo: métodos de análises.
UFV, Vicosa, 2005.
MENG, Y. C.; TANG, Q. Z.; LIU, Z.; CHEN, G. F.; AND WANG, Y. Impact of several
organic materials of sugar industry on soil microbe population in sugarcane field. J.
Agri. Sci., Southwest, China, 22: 389–392, 2009.
MURRAY, J. D. Invasion by invitation: rhizobial infection in legumes. Mol Plant
MicrobeInteract, 24:631–9, 2011.
36
NARLOCH, C.; OLIVEIRA, V. L. D.; ANJOS, J. T. D.; & SILVA FILHO, G. N.
Resposta da cultura do rabanete à inoculação de fungos solubilizadores de fosfatos.
Pesquisa Agropecuária Brasileira, 37(06), 841-845, 2002.
ODUM, E. P. Fundamentos de Ecologìa. Mexico: Interamericana, 1986.
OHTAKE, H.; WU, H.; IMAZU, K.; AMBE, Y.; KATO, J.; KURODA, A. Bacterial
phosphonate degradation, phosphite oxidation and polyphosphate accumulation. A
Res Conserv and Recycling, 18:125–34, 1996.
OKON, Y.; BLOEMBERG, G. V.; LUGTENBERG, B. J. J. Biotechnology of
biofertilization and phytostimulation. In: Altman, A., editor. Agricultural
Biotechnology, New York, Marcel Dekker; p. 327–49, 1998.
OKON, Y.; KAPULNIK, Y. Development and function of Azospirillum-inoculated roots.
Plant Soil, 90:3–16, 1986.
OLSEN, S. R.; AND SOMMERS, L. E. Phosphorus. In: A.L. Page (Editor), Methods
of Soil Analysis, Part 2. Agronomy Series, 9, American Society Agronomy.,
Madison, WI, pp. 403-430, 1982.
OSORIO-VEGA, N. W. A review on beneficial effects of rhizosphere bacteria on soil
nutrient availability and plant nutrient uptake. Rev. Fac. Nal. Agr. Medellín, 60,
3621–3643, 2007.
PAUL, E. A.; CLARK, F. E. Soil Microbiology and Biochemistry. Academic Press,
San Diego, CA, 1988.
PEIX, A.; MATEOS, P. F.; RODRÍGUEZ-BARRUECO, C.; MARTÍNEZ-MOLINA, E.;
VELÁZQUEZ, E. Growth promotion of common bean (Phaseolus vulgaris L.) by a
strain of Burkholderia cepacia under growth chamber conditions. Soil Biol Biochem,
33:1927–35, 2001.
PÉRES-MONTAÑO, F.; ALIAS-VILLAGES, C.; BELLOGIN, R. A.; DEL CERRO, P.;
ESPUNI, M. R.; JIMENEZ-GUERRERO, I.; LOPEZ-BAENA, F. J.; OLLERO, F. J.;
CUBO, T. Plant growth promotion in cereal and leguminous agricultural important
plants: From microorganism capacities to crop production. Microb Res., 169:325336, 2014.
37
POWLSON, D. S.; HIRSCH, P. R.; BROOKES, P. C. The role of soil microorganisms
in soil organic matter conservation in the tropics. Nutr Cycl Agroecosyst, 61:41–51.
doi: 10.1023/A: 1013338028454, 2001.
PRADO, R. D. M.; CAIONE, G.; & CAMPOS, C. N. S. Filter cake and vinasse as
fertilizers contributing to conservation agriculture. Applied and Environmental Soil
Science, 2013.
PUPIN, B.; & NAHAS, E. Impact of successive sugarcane harvests and trash
management practices on soil microbiological properties. Soil Research, 49(2), 183189, 2011.
RAHMAN, K. S.; RAHMAN, T.; LAKSHMANAPERUMALSAMY, P.; BANAT, I. M.
Occurrence of crude oil degrading bacteria in gasoline and diesel station soils. J
Basic Microbiol, 42:284–91, 2002.
RASUL, G.; KHAN, A. A.; KHAN, K. S.; & JOERGENSEN, R. G. Immobilization and
mineralization of nitrogen in a saline and alkaline soil during microbial use of
sugarcane filter cake amended with glucose. Biology and fertility of soils, 45(3),
289-296, 2009.
RESENDE, A. S.; SANTOS, A.; XAVIER, R. P.; et al. Efeito da queima da palhada
da cana-de-açúcar e de aplicações de vinhaça e adubo nitrogenado em
características tecnológicas da cultura. Revista Brasileira de Ciência do Solo,
30(6) 937–941, 2006.
RICHARDSON, A. E. Soil microorganisms and phosphorus availability. In: Pankhurst
CE, Doube B. M., Grupta V. V. S. R., Grace PR, editors. Soil Biota, Management in
Sustainable Farming Systems, Melbourne, Australia: CSIRO, pp. 50–62, 1994.
RICHARDSON, A. E.; BAREA, J. M.; MCNEILL, A. M.; PRIGENT-COMBARET, C.
Acquisition of phosphorus and nitrogen in the rhizosphere and plant growth
promotion bymicroorganisms. Plant Soil, 321:305–39, 2009.
RIGGS, P. J.; CHELIUS, M. K.; INIGUEZ, A. L.; KAEPPLER, S. M.; TRIPLETT, E. W.
Enhanced maize productivity by inoculation with diazotrophic bacteria. Aus J Plant
Physiol, 28:829–36, 2001.
38
RODRÍGUEZ, H.; FRAGA, R. Phosphate solubilizing bacteria and their role in plant
growth promotion. Biotechnol. Adv., 17:319–339, 1999.
RODRÍGUEZ, H.; FRAGA, R.; GONZALEZ, T.; BASHAN, Y. Genetics of phosphate
solubilization and its potential applications for improving plant growth-promoting
bacteria. Plant Soil, 287:15–21, 2006.
ROYCHOUDHURY, P.; KAUSHIK, B. D. Solubilization of Mussorie rock phosphate
by cyanobacteria. Curr Sci, 58:569–70, 1989.
SILVA, M. B.; KLIEMANN, H. J.; SILVEIRA, P. M.; LANNA, A. C. Atributos biológicos
do solo sob influência da cobertura vegetal e do sistema de manejo. Pesquisa
Agropecuária Brasileira, 42:1755–1761, 2007.
Silva, G. D. A.; Orlando Filho, J. Caracterização da composição química dos
diferentes tipos de vinhaça no Brasil. PLANALSUCAR, 1981.
SIMS, J.; HABY, V. A. Simplified colorimetric determination of soil organic matter.
Soil sci., 112: 137-141, 1971.
SINGH, S.; KAPOOR, K. K. Inoculation with phosphate-solubilizing microorganisms
and avesicular-arbuscular mycorrhizal fungus improves dry matter yield and
nutrientuptake by wheat grown in a sandy soil. Biol Fertil Soils, 28:139–44, 1999.
SOUCHIE, E. L.; AZCÓN, R.; BAREA, J. M.; SAGGIN-JÚNIOR, O. J.; & DA SILVA,
E. M. R. Notas Científicas Solubilização de fosfatos em meios sólido e líquido por
bactérias e fungos do solo. Pesq. agropec. bras., Brasília, 40(11), 1149-1152, 2005.
SOUCHIE, E. L.; CAMPELLO, E. F. C.; SAGGIN-JÚNIOR, O. J.; & DA SILVA, E. M.
R. Mudas de espécies arbóreas inoculadas com bactérias solubilizadoras de fosfato
e fungos micorrízicos arbusculares. Floresta, 35(2), 2005.
SOUSA, C. A. Solubilização de fósforo por bactérias endofíticas. 2010. 38 f.
Dissertação (Mestrado em Ciência do Solo) - Universidade Federal Rural de
Pernambuco, Recife. 2010.
39
SPARLING, G. P. Ratio of microbial biomass carbon to soilorganic carbon as a
sensitive indicator of changes in soilorganic matter. Aust. J. Soil Res., 30:195-207,
1992.
SPARLING, G. P.; & WEST, A. W. A direct extraction method to estimate soil
microbial C: Calibration in situ using microbial respiration and 14C labelled cells. Soil
Biol. Biochem., 20:337-343, 1988.
STEIN, T.; HAYEN-SCHNEG, N.; FENDRIK, I. Contribution of BNF by Azoarcus sp.
BH72 in Sorghum vulgare. Soil Biol Biochem, 29:969–71, 1997.
SUDHAKAR, P.; CHATTOPADHYAY, G. N.; GANGWAR, S. K.; GHOSH, J. K. Effect
of foliar application of Azotobacter, Azospirillum and Beijerinckia on leaf yield and
quality of mulberry (Morus alba). J Agric Sci, 134:227–34, 2000.
SWARNALAKSHMI, K.; PRASANNA, R.; KUMAR, A.; PATTNAIK, S.;
CHAKRAVARTY, K.; SHIVAY, Y. S.; et al. Evaluating the influence of novel
cyanobacterial biofilmed biofertilizers on soil fertility and plant nutrition in wheat. Eur
J Soil Biol, 55:107–16, 2013.
TAJINI, F.; TRABELSI, M.; DREVON, J. J. Combined inoculation with Glomus
intraradicesand Rhizobium tropici CIAT899 increases phosphorus use efficiency for
symbiotic nitrogen fixation in common bean (Phaseolus vulgaris L.). Saudi J Biol
Sci, 19:157–63, 2012.
THAKORE, Y. The biopesticide market for global agricultural use. Ind Biotechnol,
2:194–208, 2006.
VAN VEEN, J. A.; OVVERBEEK, L. S.; AND VAN ELSAS, J. D. Fate and activity of
microorganisms introduced into soil. Microb. Molecular Biol. Rev., 61: 121-135,
1997.
VERMA, J. P.; YADAV, J.; TIWARI, K. N.; LAVAKUSH; SINGH, V. Impact of plant
growth promoting rhizobacteria on crop production. Int J Agric Res, 5:954–83, 2010.
WATANABE, F. S.; AND OLSEN, S. R. Test of an ascorbic acid method of
determining phosphorus in water and NaHCO2 extracts from soil. Soil Science
American Procedures., 29: 677-678, 1965.
40
YANG, J.; KLOEPPER, J. W.; RYU, C. M. Rhizosphere bacteria help plants tolerate
abiotic stress. Trends Plant Sci, 14:1–4, 2009.
YASMIN, S.; BAKAR M. A. R.; MALIK, K. A.; HAFEEZ, F. Y. Isolation,
characterization and beneficial effects of rice associated plant growth promoting
bacteria from Zanzibar soils. JBasic Microbiol, 3:241–52, 2004.
YEOMANS, J. C.; & BREMNER, J. M. A rapid and precise method for routine
determination of organic carbon in soil. Comm. Soil Sci. Plant Anal., 19:1467-1476,
1988.
YU, X. M.; AI, C. X.; XIN, L.; ZHOU, G. F. The siderophore-producing bacterium,
Bacillus subtilis CAS15, has a biocontrol effect on Fusarium wilt and promotes the
growth of pepper. Eur J Soil Biol, 47:138–45, 2011.