Material didático SITUAÇÃO ATUAL DAS VACINAS CONTRA CARRAPATOS CARLOS LUIZ MASSARD; CLEBER O. SOARES e ADIVALDO HENRIQUE DA FONSECA Curso de Pós-graduação em Medicina Veterinária - Parasitologia Veterinária, Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro (UFRRJ), Km 47, Rod. Rio-São Paulo, Seropédica-RJ, 23890-000. INTRODUÇÃO Os carrapatos são artrópodes ectoparasitas de diferentes grupos de animais. Estes possuem grande importância por determinarem injúrias aos hospedeiros, pelo hematofagismo, inoculação de toxinas, determinação de lesões e são responsáveis por transmitirem biológica e/ou mecanicamente a maior diversidade de agentes patogênicos. Consequentemente, este parasito tem alvo de modernas pesquisas na busca de seu controle. A imunidade contra os carrapatos são naturalmente designadas, essencialmente, contra os antígenos presentes na saliva, os quais são inoculados no hospedeiro durante o repasto alimentar. Esses mecanismos imunológicos podem modificar a pele do hospedeiro, de maneira que o repasto do artrópode é prejudicado. Entretanto, os artrópodes são hábeis em evadir o sistema imune dos hospedeiros e, a resposta contra antígenos salivares são pouco eficientes, pois não determinam danos consideráveis no artrópode, são de curta duração e a saliva dos artrópodes possui efeito imunossupressor1,2,3. A expressão da resposta imune a estes parasitas é reconhecida desde o início do século, com estudos sobre a imunidade adquirida ao Boophilus microplus (Canestrini, 1887), segundo Johnston & Bancroft4. A resistência imunológica adquirida aos carrapatos é expressa, principalmente, sobre o estágio larval e se faz, especialmente, pela participação de células da inflamação e substâncias que produzem. Na resistência induzida, a expressão ocorre sobre o estágio adulto do ixodídeo, sendo este tipo de imunidade determinada por inoculação de antígenos brutos ou particulados5. Uma grande variedade de imunógenos foram testados objetivando o controle de carrapatos e outros artrópodes: desde extratos brutos derivados de órgãos do ixodídeo; antígenos "ocultos" recombinantes, a partir de proteínas de células digestivas; até peptídeos sintetizados. Na resistência adquirida pouco se conhece sobre o mecanismo que determina a interrupção do repasto sangüíneo do carrapato. Entretanto, na imunidade induzida, mais eficiente, o principal mecanismo decorre da atuação dos anticorpos específicos, bloqueando a atividade endocítica das células digestivas2,6. Baseado nos conhecimentos de expressão da imunidade dos animais aos ixodídeos, duas alternativas no controle imunológico foram propostas atualmente: uma através da seleção de indivíduos imunocompetentes e outra pelo uso de antígenos purificados como indutor da resistência através da imunização direta. O uso de anticorpos anti-saliva para detectar a imunidade à carrapatos, quanto à resistência adquirida, é um erro potencial, pois estes apenas contribuem na expressão da resistência e muitos não são reativos com moléculas envolvidas nos processos biológicos do artrópode2. A saliva dos carrapatos possui substâncias farmacologicamente ativas com propriedades antiinflamatória, antihemostática e imunossupressiva o que reduz a defesa do hospedeiro1. A imunossupressão mediada por carrapatos contribui ao sucesso no estabelecimento de infecção por hematozoários transmitidos por estes ixodídeos7. Pouco se conhece sobre o mecanismo da interrupção no repasto sangüíneo do carrapato, prejudicando a produção de ovos e a viabilidade destes. As substâncias biologicamente ativas liberadas por basófilos, eosinófilos e outros tipos celulares são apenas fatores que podem contribuir no fenômeno da resistência3. IMUNIDADE INDUZIDA Os primeiros avanços no conhecimento da imunidade induzida ao carrapatos foram reportados por Trager8, imunizando cobaios e coelhos com extratos brutos de D. variabilis. Este autor observou que larvas e ninfas submetidas aos desafios apresentavam menores índices de ingurgitamento. A partir da década de 40 muitos estudos foram desenvolvidos relativos à resistência induzida aos ixodídeos. A redução no número de adultos de Hyalomma anatolicum excavatum foi observada em coelhos após inoculação com extrato de glândula salivar2. Garin & Grabarev9 obtiveram sucesso na imunização de coelhos e cobaios com extrato de glândula salivar de Rhipicephalus sanguineus. Em teste com cobaios imunizados extrato de larva de Ixodes holocyclus, verificou-se, após três semanas, o percentual de rejeição para larvas de 29 - 68 %10. A purificação do alérgeno 2 (inibidor da enzima proteolítica e da coagulação sangüínea), a partir de larvas de B. microplus, quando inoculado em bovinos, demonstrou sucesso parcial na resposta imune, caracterizada pela reação de hiperssensibilidade. Assim, Willadsen et al.11 sugeriram a necessidade do encontro de antígenos internos que induzissem resposta imune satisfatória. Bovinos mestiços (B. indicus x B. taurus) foram imunizados com a combinação de antígenos solúveis e particulados, preparados de B. microplus, onde observou-se uma redução altamente significativa na carga parasitária12. Os melhores resultados na imunização contra os ixodídeos têm sido obtidos ao inocular-se nos animais antígenos derivados de porções dos carrapatos que não estão diretamente expostas no momento do repasto sangüíneo. Para estes antígenos foi proposta a denominação de "antígenos ocultos" ou "antígenos escondidos"13. Diferente da imunidade adquirida à carrapato, a imunidade induzida por antígenos particulados, principalmente os “ocultos”, não apresenta reações de hiperssensibilidade; atua principalmente sobre o estágio adulto do carrapato; os carrapatos sobreviventes são pequenos e apresentam sinais de lesões internas, com cor avermelhada e, ao exame histológico, observa-se severas lesões no trato digestivo14,15 acompanhadas de redução no peso e postura das fêmeas que ingurgitam6,16,17. Assim, esta imunidade expressa seus efeitos principalmente nos sistemas digestivos e reprodutivos do carrapato. VACINAS CONTRA ARTRÓPODES Várias tentativas vêm sendo realizadas para a obtenção de vacinas contra artrópodes. O uso de antígenos particulados de Stomoxys calcitrans para induzir imunidade reduziu o grau de ingurgitamento deste muscídeo18. Utilizando extratos de membrana peritrófica de Lucilia cuprina, para imunizar ovinos, foi observado a inibição do crescimento da larva deste díptero no hospedeiro19. Mumcuoglu et al.20 localizaram antígenos no trato digestivo de Pediculus humanus que conferem imunidade ao homem. Os efeitos desses imunógenos são variados sobre os artrópodes, sendo observado interferência na fecundidade, oviposição, sobrevida, índices nutricionais e reprodutivos, ruptura de órgãos, paralisia e morte21. Diferentes tipos de antígenos “ocultos” de artrópodes têm sido utilizados na tentativa de produção de imunógenos. Para os imunógenos contra os artrópodes, os melhores resultados foram encontrados contra carrapatos21; este fato pode estar relacionado, possivelmente, à digestão intracelular dos ixodídeos, enquanto nos insetos a digestão se processa na luz intestinal dentro da membrana peritrófica. Fracionando antígeno bruto total de porções intestinais de B. microplus, a atividade protetora foi obtida com frações contendo proteínas entre 79 - 205 Kilodaltons (Kd). A imunidade induzida por estas frações foi superior àquela obtida com o material bruto22. Genes, responsáveis por estes antígenos, foram identificados, conseguindo-se purificar e caracterizar uma glicoproteína da superfície de membrana das células digestivas no intestino médio de B. microplus, a qual possui peso molecular de 89Kd, posteriormente denominada Bm 8623. A glicoproteína Bm 86 encontra-se em grande quantidade na superfície externa da membrana de células do “tipo digestivas” do trato intestinal do B. microplus. Outras proteínas foram isoladas e caracterizadas, de B. microplus, como a Bm 91, porém não conferiram imunidade satisfatória quando usada isoladamente2. Antígenos obtidos a partir do cultivo de células de A. americanum induziram significativo nível de imunidade às infestações de adultos de A. americanum e D. variabilis24, no entanto, pouco se sabe sobre estes tipos antigênicos. Clones de cDNA da glicoproteína Bm 86 foram isolados, purificados, homogeneizados, sendo determinado a seqüência de fragmentos peptídicos. A recombinação gênica foi expressa inicialmente em Escherichia coli25. Posteriormente, a Bm 86 foi também recombinada aos fungos Aspergillus nidulans e A. niger26 e em baculovírus27. Este antígeno recombinante induziu proteção ao mesmo nível que a rBm 86 em E. coli21. Rodriguez et al.28 isolaram e amplificaram o gene que codifica a Bm 86, expressando-o em vários sistemas, incluindo a levedura metilotrófica Pichia pastoris. Esta expressão induziu um aumento no potencial imunogênico por ser secretada na forma glicosilada, originando partículas de 20 - 36 nm. Estas recombinações gênicas possuem a vantagem de apresentarem cadeias regulares de polipeptídeos do antígeno, as quais se dobram homogeneamente. Quanto a importância dos antígenos recombinantes, estes potencialmente diferem dos nativos tanto pela configuração, como pelos padrões no processo de glicosilação29. O principal mecanismo de atuação dos anticorpos contra os antígenos recombinantes rBm 86 se dá pelo bloqueio da atividade endocítica das células digestivas do carrapato, associada por conseguinte às lesões6,15. Os antígenos recombinantes da Bm 86 têm sido utilizados como imunógenos em alguns países da América Latina como Cuba, Brasil, Argentina, Colômbia, México e Nicarágua; e na Austrália, apresentando resultados satisfatórios16,30,31. Estes antígenos foram demonstrados e reconhecidos em diversas cepas de B. microplus32. Outro modelo de imunógenos, considerados eficazes contra carrapatos, são os peptídeos sintéticos, inicialmente testados por Sharp et al.33. Estes foram sintetizados, purificando oligopeptídeos a partir de cálculos preditivos da seqüência de aminoácidos da glicoproteína Bm 86. EFEITO DOS IMUNÓGENOS SOBRE OS CARRAPATOS O antígeno recombinante rBm 86 induz a formação de altos níveis de anticorpos e de outros componentes séricos que mediam a resposta imune dos bovinos, como o complemento. Os anticorpos específicos se fixam ao antígeno, in situ e, neste caso, à superfície de membrana das células digestivas de B. microplus, ocasionando severos danos morfofisiológicos, quando o sangue dos animais vacinados é ingerido pelos carrapatos adultos6,15. Estes danos manifestam-se principalmente das seguintes formas: 1- na redução do número e tamanho das fêmeas alimentadas; 2- na redução da oviposição; 3- na redução da fertilidade dos ovos; 4- na diminuição do potencial reprodutivo dos carrapatos em gerações sucessivas, o que leva ao decréscimo das populações nas pastagens. Pouco são os estudos referentes a influência de anticorpos anti-rBm 86 nos parâmetros biológicos dos carrapatos. Na fase parasitária tem-se observado, em diversas pesquisas, que as fêmeas na sua maioria encontram-se semi-ingurgitadas, mortas, aderidas à pele do hospedeiro, apresentando aspecto "seco". As fêmeas sobreviventes possuem colorações anormais que variam do róseo ao azul escuro16,17,28,34. Para a fase não parasitária os resultados das avaliações sobre o efeito dos anticorpos anti-rBm 86 são variados porém, as pesquisas concordam na busca da eficiência do imunógeno, baseando-se na redução desses parâmetros. Os registros sobre a sobrevivência e longevidade das larvas provenientes de fêmeas de carrapatos alimentadas em bovinos imunizados com diferentes antígenos de carrapatos, são pouco. Observações originais foram realizadas no Brasil, no que se refere à menor sobrevivência e longevidade das larvas, oriundas de fêmeas de B. microplus sobreviventes de animais imunizados17,35. A redução na população de carrapato é decorrente da alteração dos processos biológicos, especialmente os processos metabólicos da digestão, afetando as gerações que se sucedem. Consequentemente, a reprodução torna-se menos eficiente e a capacidade de sobrevivência e o poder de fixação das larvas diminui substancialmente. As alterações nos parâmetros biológicos de B. microplus contribuem para a redução das populações deste carrapato nas pastagens. O mecanismo de ação dos anticorpos anti-rBm 86 se dá pela fixação destes à membrana das células digestivas6. Os anticorpos, junto ao complemento e outros componentes séricos, provocam severos danos na ausência de leucócitos14,23. O complemento pode ou não ser essencial, uma vez que foi demonstrado que o soro de bovinos imunizados reage com a superfície das células intestinais e que a intervenção de anticorpos contra as células digestivas resulta em uma marcante inibição de suas atividades endocíticas, precedendo lesões celulares detectáveis36. Severas alterações morfológicas no intestino de carrapatos alimentados, in vitro e in vivo, foram registradas três semanas após a terceira dose do imunógeno Bm 86; quando os níveis de anticorpos circulantes encontravam-se no pico máximo. Em B. microplus coletados 12 horas após iniciada a alimentação, verificou-se que ocorre um bloqueio das atividades endocíticas nas células digestivas14,37. No Brasil, estudos histológicos foram realizados no trato digestivo de B. microplus alimentados em bovinos imunizados com a rBm 86, de fêmeas coletadas 30, 40, 50, 60 e 70 dias pós vacinação. Foi observado a destruição de células digestivas, das secretoras (S1 e S2) e, em casos mais severos, das células basofílicas, permanecendo apenas a lâmina basal. Ocorreu ainda erosão e ruptura da parede intestinal e extravasamento do conteúdo digestivo para a cavidade celomática15. Estas lesões incompatibilizam o processo de oogênese neste carrapato e interrompe seu ciclo vital. As alterações no intestino de B. microplus, pela ação dos anticorpos anti-rBm 86, justificam as observações macroscópicas encontradas em fêmeas mortas, ou parcialmente ingurgitadas aderidas à pele do hospedeiro15,16,35. As lesões intestinais podem afetar a oviposição, por interrupção da digestão ou pelo bloqueio da síntese de vitelogenina nas células intestinais14,17. O motivo das larvas não serem afetadas pelos anticorpos anti-rBm 86 deve-se ao fato de os componentes celulares do intestino deste instar serem constituídos apenas por células basais38,39. Também é conhecida a existência de enzimas inibidoras da proteólise, presentes, apenas, no estágio larval23. A glicoproteína Bm 86 mantem-se conservada em diferentes cepas de B. microplus. Os anticorpos de bovinos imunizados com a rBm 86 protegem e atuam contra distintas cepas de B. microplus, mesmo as cepas resistentes a acaricidas como os organofosforados32. A associação da Bm 86 com a Bm 91, a princípio, mostrou-se ser mais eficiente do que o uso de uma destas proteínas isoladamente. As vacinas recombinantes contra carrapatos são as alternativas, modernas, mais viáveis ao controle destes artrópodes, quando utilizadas de forma correta e com acompanhamento técnico. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 1 RIBEIRO, J. M. C.; MAKOUL, G. T.; LEVINE, J.; et al., 1985. J. Exp. Med., 161: 332-344. 2 WIKEL, S. K. 1996. Ann.. Rev. Entomol., 41: 1-22. 3 SOARES, C. O.; MASSARD, C. L.; MORA HERNANDEZ, C. A. et al., 1999. In: Imunodiag. Med. Vet., Embrapa-CNPGC. p.37-67. 4 JOHSNTON, T. H. & BANCROFT, M. J. 1918. Proc. Roy. Soc. Qd., 41; 121-132. 5 WILLADSEN, P. 1980. Adv. Parasitol., 18: 293- 313. 6 KEMP, D. H.; AGBEDE, R. I. S.; JHONSTON, L. A. Y. & COUGH, J. M. 1986. J. Parasitol., 16: 115-120. 7 URIOSTE, S.; HALL, L. R.; TELFORD, S. R. et al., 1994. J. Exp. Med., 180: 1077-1085. 8 TRAGER, W. 1939. J. Parasitol., 25: 137-139. 9 GARIN, N. S. & GRABAREV, P. A. 1972. Medit. Parazitolog. Parazitar. Bolez., 41: 274-279. 10 BAGNALL, B. G. 1978. In: Tick-borne disease and their vectors. WILDE, J. K. H. Ed. Univ. of Edinburgh; p. 79-81. 11 WILLADSEN, P.; WILLIAMS, P. G.; ROBERTS, J. A. et al., 1978. Intern. J. Parasitol., 8: 89-95. 12 JOHSTON, L. A. Y.; KEMP, D. H. & PEARSON, R. D. 1986. Intern. J. Parasitol., 16: 27-34. 13 ACKERMAN, S.; FLOYD; M. & SONENSHINE, D. E. 1980. J. Medical Entomol., 17 (5):391-397. 14 AGBEDE, R. I. S. & KEMP, D. H. 1986. Intern. J. Parasitol., 16 (1): 35-41. 15 MORA HERNANDEZ, C.; MASSARD, C. L.; SOARES, C. O. et al., 1999. Rev. Bras.Cienc. Vet., 6(1): 26-30. 16 MASSARD, C. L.; FONSECA, A. H.; BITTENCOURT,V. R.; et al., 1995. Rev. Bras. Med. Vet., 17 (4): 167-173. 17 MORA HERNANDEZ, C.; MASSARD, C. L.; SOARES, C. O. et al. 1997. Rev. Bras. Parasitol. Vet., 6(1): 33-37. 18 WEBSTER, K. A.; RANKIN, M.; GODDARD, N.; et al., 1992. Vet. Parasitol., 44(1-2): 143-150. 19 EISEMANN, C. H. & BINNINGTON, K. C. 1994. Inter. J. Parasitol., 24(1): 15-26. 20 MUMCUOGLU, K. Y.; RAHAMIM, E.; BEN-YAKIR, D.; et al., 1996. J. Med. Entomol., 33(1): 74-77. 21 OPDEBEECK. J. P. 1994. Vet. Parasitol., 54: 205-222. 22 WILLADSEN, P.; MCKENNA, R. V. & RIDING, G. A. 1988. Intern. J. Parasitol., 18(2): 183-189. 23 WILLADSEN, P.; RIDING, G. A.; MCKENNA, R. V.; et al., 1989. J. Immunol., 143(4):1346-1351 . 24 WIKEL, S. K. 1985. Ann. Trop. Ned. Parasitol., 79: 513-518. 25 RAND, K. N.; MOORE, T.; SRISKANTHA, A.; et al., 1989. Proc. Natl, Acad. Sci. USA, 86 : 9657- 9661. Biochem. 26 TURNBULL, I. F.; SMITH, D. R. J.; SHARP, P. J.; et al., 1990. Appl. And Env. Microbiol., 56 (9) : 2847 - 2852. 27 RICHARDSON, M. A.; SMITH, D. R. J.; KEMP, D. H. et al., 1993. Insect Molecular Biol., 1: 1-9. 28 RODRÍGUEZ, M.; RUBIERA, R.; PENICHET, M.; et al., 1994. J. Biotechnol., 33: 135-146. 29 WILLADSEN, P. & MC KENNA, R. V. 1991. Parasite Immunol., 13: 605-616. 30 DE LA FUENTE, J. 1995. Reconbinant vaccines for the control of cattle tick, Elfos Scientiae, Monograph, Cuba. 241p. 31 WILLADSEN, P.; BIRD, P. E.; COBON, G. S. et al., 1995. Parasitology, 110: S 43-50. 32 PENICHET, M.; RODRIGUEZ, M.; CASTELLANO, O.; et al., 1994. Parasite Immunol., 16 (9): 493-500. 33 SHARP, P. J.; MCINERNEY, B. V.; SMITH, D. R; et al., 1990. J. Chromatogr., 512: 189-202. 34 WILLADSEN, P. 1987. Intern. J. Parasitol., 17(2): 671-677.. 35 MORA HERNANDEZ, C. 1996. Tese de Doutorado, UFRRJ, Seropédica-RJ. 100p. 36 WILLADSEN, P. & KEMP, D. H. 1988. Parasitology Today, 4 (7) 196-198. 37 AGBEDE, R. I. S. & KEMP, D. H. 1987. Intern. J. Parasitol., 17 (6): 1089-1098. 38 BALASHOV, Y. S. 1972. Miscellaneous Publications Entomol. Soc. America, 8 (5): 276-296. 39 AGBEDE, R. I. S. & KEMP, D. H. 1985. Intern. J. Parasitol., 15(2): 147-157.