MELINA ANDREA FORMIGHIERI BERTOL
ESTÁGIO CURRICULAR SUPERVISIONADO EM REPRODUÇÃO
ANIMAL
CURITIBA
2009
MELINA ANDREA FORMIGHIERI BERTOL
ESTÁGIO CURRICULAR SUPERVISIONADO EM REPRODUÇÃO
ANIMAL
Trabalho apresentado para conclusão
do Curso de Medicina Veterinária da
Universidade Federal do Paraná.
Supervisor:
Prof.
Dr.
Romildo
Romualdo Weiss
a
a
Orientador: Prof . Dr . Eunice Oba
CURITIBA
2009
A minha família, em especial a minha mãe
Margot, que sempre me incentivou e acreditou no meu
potencial, e ao meu avô Nelson, quem me permitiu
descobrir o amor pela Medicina Veterinária,
DEDICO.
AGRADECIMENTOS
A Deus, por sempre guiar meus passos, e iluminar a minha vida.
Aos meus pais, Moacir e Margot, por sempre me proporcionarem tudo de
melhor, e me ensinarem todos os princípios que carregarei comigo para o resto da
minha vida. Obrigado pela dedicação, pelos conselhos, pelo apoio e pelo exemplo
de vida que vejo em vocês.
A minha irmã Mariel, pela companhia diária e pela amizade incondicional.
Aos meus avós Elvira, Iaia, e Nelson, que na fazenda me permitiu ter contato
direto com os animais e descobrir minha vocação profissional.
Ao meu namorado Rodolfo, pelo apoio em todos os momentos que precisei, e
por ser sempre tão carinhoso e compreensivo.
Aos meus amigos de faculdade, que compartilharam comigo nesses cinco
anos os momentos mais incríveis da minha vida, em especial a Adri, Lê, Mi, Livia,
Má, Isa, Dessa, Mar, May, Gabi e Rafa vou levar vocês no coração para sempre.
Aos professores da Universidade Federal do Paraná, por me acrescentarem
conhecimento contribuindo para minha formação profissional, em especial ao meu
orientador Prof. Dr. Romildo e a Profa. MSc Priscilla por me ajudar sem hesitar.
A todos da FMVZ-UNESP-Botucatu por me receberem e me acolherem da
melhor forma para realização do estágio curricular, em especial a Carol, obrigado
pela companhia todos os dias.
A todos que direta ou indiretamente contribuíram para mais uma etapa
vencida,
Muito Obrigado!
“Sem esforço não há progresso.”
Frederick Douglass
SUMÁRIO
LISTA DE FIGURAS ................................................................................................ VII
LISTA DE QUADROS ............................................................................................. VIII
LISTA DE GRÁFICOS .............................................................................................. IX
LISTA DE ABREVIATURAS ...................................................................................... X
RESUMO ................................................................................................................... XI
1. INTRODUÇÃO ......................................................................................................12
2. OBJETIVO GERAL DO ESTÁGIO .......................................................................13
2.1 OBJETIVOS ESPECÍFICOS DO ESTÁGIO ...................................................................................... 13
3. DESCRIÇÃO DO ESTÁGIO..................................................................................14
3.1 LOCAL E PERÍODO ........................................................................................................................ 14
3.2 ESPAÇO FÍSICO ........................................................................................................................... 15
3.2.1 BLOCO PRINCIPAL DO DEPARTAMENTO DE REPRODUÇÃO ANIMAL .................................... 15
3.2.1.1 Laboratório de citologia ................................................................................................... 15
3.2.1.2 Ambulatório de pequenos animais .................................................................................... 15
3.2.1.3 Laboratório de biotecnologia da reprodução de pequenos animais ................................. 16
3.2.1.4 Salas anexas ...................................................................................................................... 16
3.2.2 ÁREA EXTERNA DE BAIAS E PIQUETES ................................................................................... 16
3.2.3 ÁREA ANEXA PARA ATIVIDADES COMPLEMENTARES ........................................................... 17
3.2.4 ÁREA PARA COLETA DE SÊMEN .............................................................................................. 17
3.2.5 CENTRO DE DIAGNÓSTICO E BIOTECNOLOGIA EM REPRODUÇÃO ANIMAL (CERAN) ....... 17
3.2.6 CENTRO DE ESTUDOS EM BIOTECNOLOGIA APLICADA À REPRODUÇÃO DE OVINOS E
CAPRINOS .......................................................................................................................................... 18
3.3 DESCRIÇÃO DAS ATIVIDADES .................................................................................................... 18
4. DISCUSSÃO .........................................................................................................22
5. CONSIDERAÇÕES FINAIS ..................................................................................23
6. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA .................................................................................25
6.1 INTRODUÇÃO ........................................................................................................................... 26
DESENVOLVIMENTO ................................................................................................................... 27
6.3 ANAMNESE ................................................................................................................................. 27
6.4 EXAME CLÍNICO GERAL ............................................................................................................. 28
6.5 EXAME CLÍNICO ESPECÍFICO DO APARELHO REPRODUTIVO .................................................. 28
6.5.1 ESCROTO ................................................................................................................................... 28
6.5.2 TESTÍCULOS .............................................................................................................................. 28
6.5.3. EPIDÍDIMOS .............................................................................................................................. 29
6.5.4 PREPÚCIO .................................................................................................................................. 30
6.5.5 PÊNIS......................................................................................................................................... 30
6.5.6 GLÂNDULAS ANEXAS................................................................................................................ 30
6.6 ENDOCRINOLOGIA REPRODUTIVA DO GARANHÃO .................................................................. 31
v
6.7 COLETA DE SÊMEN DO GARANHÃO COM VAGINA ARTIFICIAL ................................................ 34
6.7.1 LOCAL ADEQUADO ................................................................................................................... 34
6.7.2 MANEQUIM ARTIFICIAL OU ÉGUA NO ESTRO ............................................................................ 34
6.7.3 VAGINA ARTIFICIAL ................................................................................................................. 35
6.7.4 PROCEDIMENTO DE COLETA ..................................................................................................... 36
6.8 COMPORTAMENTO SEXUAL DO GARANHÃO ............................................................................. 38
6.9 AVALIAÇÃO DE SÊMEN............................................................................................................... 39
6.9.1 VOLUME.................................................................................................................................... 40
6.9.2 COR ........................................................................................................................................... 40
6.9.3 DENSIDADE ............................................................................................................................... 40
6.8.4 ODOR ........................................................................................................................................ 40
6.9.5 MOTILIDADE ESPERMÁTICA ..................................................................................................... 41
6.9.6 VIGOR ESPERMÁTICO ................................................................................................................ 41
6.9.7 CONCENTRAÇÃO ESPERMÁTICA ............................................................................................... 42
6.9.8 MORFOLOGIA ESPERMÁTICA .................................................................................................... 43
6.9.9 SISTEMAS AUTOMÁTICOS DE ANÁLISE SEMINAL (CASA) ........................................................ 46
7. CONCLUSÃO .......................................................................................................47
8. REFERÊNCIAS .....................................................................................................48
9. APÊNDICES E ANEXOS ......................................................................................52
vi
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1- Vista externa do Departamento de Reprodução Animal da FMVZ,2009.
FIGURA 2- Área de baias para animais do Departamento de Reprodução Animal da
FMVZ,2009.
FIGURA 3- Vista externa do Centro de Diagnóstico e Biotecnologia em Reprodução
Animal- CERAN,2009.
FIGURA 4- Disposição normal dos órgãos genitais externos do garanhão da raça
Árabe da FMVZ,2009.
FIGURA 5 – Função neuroendócrina do garanhão. Adaptado de SAMPER (2009).
FIGURA 6 – Vagina artificial montada, modelo Botucatu (Biotech Botucatu / ME
Ltda. – Botucatu, SP, Brasil).
FIGURA 7 – Coleta de sêmen de garanhão com vagina artificial na FMVZ,2009.
FIGURA 8 – Esquema de como deve percorrer a lâmina para leitura da morfologia
espermática.
FIGURA 9 - Defeitos morfológicos em espermatozóides de eqüino corados com
Karras modificado. A- Cabeça dupla, B- Inserção abaxial da cauda, C- Cauda
fortemente dobrada, D- Cauda fortemente enrolada, E- cabeça gigante, F- Cabeça
estreita.
FIGURA 10 – Aparelho de análise seminal computadorizada, (Hamilton-Thorn
Research, Beverly, Massachusetts) pertencente ao CERAN da FMVZ.
vii
LISTA DE QUADROS
QUADRO 1- Relação de atividades acompanhadas no período de estágio na área
de fisiopatologia da reprodução.
QUADRO 2- Relação de atividades acompanhadas no período de estágio na área
de biotecnologia da reprodução.
viii
LISTA DE GRÁFICOS
GRÁFICO 1- Proporção de atendimentos por espécie animal em relação ao total, no
departamento e de reprodução durante o período de estágio.
GRÁFICO 2- Proporção de atendimentos por gênero em relação ao total, no
departamento e de reprodução durante o período de estágio.
ix
LISTA DE ABREVIATURAS
FMVZ
Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia
UNESP
Universidade Estadual de São Paulo
F.I.V.
Fecundação in vitro
CERAN
Centro de Diagnóstico e Biotecnologia em Reprodução Animal
Ml
Mililitro
µl
Microlitro
°C
Graus Celcius
mg
Miligramas
Kg
kilogramas
mm
Milímetro
mm2
Milímetro quadrado
mm3
Milímetro cúbico
103
Dez elevado a terceira potência = 1.000
106
Dez elevado a sexta potência = 1.000.000
GnRH
Hormônio liberador de gonadotrofinas
LH
Hormônio luteinizante
FSH
Hormônio folículo-estimulante
CASA
Análise de sêmen computadorizada
x
RESUMO
As biotécnicas reprodutivas têm sido amplamente empregadas na produção
animal e em animais de companhia, com a finalidade de acelerar o melhoramento
genético dos animais, permitindo um melhor aproveitamento do material genético
dos reprodutores, em conseqüência aumentando a formação de descendentes em
um curto espaço de tempo. O presente trabalho se refere à realização de estágio
curricular obrigatório no departamento de Reprodução Animal da Faculdade de
Medicina Veterinária e Zootecnia da Universidade Estadual de São Paulo "Júlio de
Mesquita Filho", UNESP de Botucatu- SP. A rotina ambulatorial e laboratorial foi
acompanhada diariamente com objetivo de aperfeiçoamento teórico e prático nas
áreas de ginecologia, andrologia e obstetrícia veterinária. A ampla gama de
docentes, pós-graduandos e residentes aliados à rotina do departamento
proporcionaram um aproveitamento satisfatório do estágio. Essa participação diária
frente às diversas situações previsíveis ou emergenciais contribuiu para capacitação
profissional na área de reprodução animal dentro da medicina veterinária. Na
segunda parte, uma revisão bibliográfica dos principais aspectos do exame
andrológico em eqüinos, prática freqüente durante o período estágio.
Palavras chave: biotécnicas reprodutivas; estágio curricular; UNESP-Botucatu
xi
12
1. INTRODUÇÃO
A Medicina Veterinária é uma ciência muito abrangente de importância
fundamental no aspecto econômico, que aliado ao desenvolvimento, crescimento
populacional e necessidades alimentares, intensifica, cada vez mais rapidamente, a
transformação e evolução das criações em indústria animal. Neste aspecto,
nenhuma outra área de atuação profissional adquire tanta importância quanto a
Reprodução Animal, que, trabalhando com rebanhos e não com indivíduos, garante
o aumento e desfrute da produção animal. Nos dias atuais o que se observa
também, é a urbanização da profissão em conseqüência da domesticação dos
animais e o incremento da preocupação individual e com o bem-estar destes,
gerando um mercado diferenciado, preocupado com as boas condições em todos os
aspectos dos animais de estimação.
As
biotécnicas
aplicadas
à
reprodução
animal
têm
contribuído
significativamente para melhorar o desempenho da cadeia de produção, debelar
problemas de infertilidade ou subfertilidade, ajudar a esclarecer as funções
fisiológicas, avaliar o potencial da capacidade reprodutiva dos machos e fêmeas,
além de atuar como uma ferramenta importante no melhoramento genético animal.
A escolha da realização do estágio de conclusão de curso em reprodução
animal foi fruto da paixão e admiração que tenho por essa grande área da Medicina
Veterinária e pela vontade de seguir esse caminho durante minha vida profissional.
A decisão de realizar o estágio junto a Faculdade de Medicina Veterinária e
Zootecnia UNESP- Botucatu foi motivada pelo grande número de profissionais e
pesquisadores trabalhando para o avanço científico e desenvolvimento da
13
reprodução aliado a uma rotina significativa e ótima infra-estrutura e suporte que a
Universidade oferece.
2. OBJETIVO GERAL DO ESTÁGIO
O objetivo do estágio é o aperfeiçoamento profissional na área de reprodução
animal e requisito para formação em Medicina Veterinária.
2.1 Objetivos específicos do estágio
Os objetivos específicos incluem a vivência diária na área de fisiopatologia e
biotecnologia da reprodução animal, encarar dificuldades e aprender a solucionar
problemas, adquirir experiência prática do dia-a-dia profissional e ter contato com
uma ampla informação teórica sempre amparada por profissionais capacitados e
com experiência.
14
3. DESCRIÇÃO DO ESTÁGIO
3.1 Local e período
O estágio curricular foi realizado na Faculdade de Medicina Veterinária e
Zootecnia, UNESP localizada no distrito de Rubião Junior em Botucatu, São Paulo.
As atividades foram realizadas junto ao departamento de reprodução animal e
radiologia veterinária na área de reprodução animal de pequenos e grandes animais.
O período foi de 06 de julho a 31 de agosto de 2009, a freqüência era diária
com inicio as 08h00min da manha até as 12h00min, intervalo para almoço e retorno
das atividades as 14h00min com término as 18h00min, de segunda a sexta-feira,
com carga-horária de 40 horas semanais, totalizando 320 horas de atividades.
Eventualmente ocorriam plantões em finais de semana, para atender os animais
internados que necessitavam de medicação e troca de curativos ou para receber
qualquer emergência. A carga horária de plantões foi de 16 horas no total.
O trabalho era supervisionado por uma equipe de quatro residentes amparada
por nove docentes da área de reprodução. Os professores eram especializados nas
diferentes espécies e gêneros desde eqüinos, bovinos, bubalinos, pequenos
ruminantes, pequenos animais e suínos sendo fêmeas ou machos. O departamento
possui um grande número de pós-graduandos, com vários projetos em
desenvolvimento, e atividades freqüentes, possibilitando o auxilio nas mesmas. A
troca de informações era muito facilitada, pois envolvia pessoas com diferentes
níveis de conhecimento de todas as regiões do país, sempre com algo á
acrescentar.
15
3.2 Espaço físico
O departamento de reprodução animal é parte integrante do Hospital
Veterinário da FMVZ, e é composto por:
FIGURA 1- Vista externa do Departamento de Reprodução Animal da FMVZ, 2009.
Foto: Arquivo pessoal.
3.2.1 Bloco principal do departamento de reprodução animal
3.2.1.1 Laboratório de citologia
Laboratório onde são realizadas as atividades de coloração e análise de
lâminas de citologia vaginal e morfologia espermática.
3.2.1.2 Ambulatório de pequenos animais
Atendimento ambulatorial e hospitalar nas áreas de Fisiopatologia da
Reprodução e Obstetrícia Veterinária em pequenos animais. Formado por uma sala
para exames ultrassonograficos, uma sala de atendimento e preparação cirúrgica,
uma sala de paramentação e uma sala cirúrgica de pequenos animais.
16
3.2.1.3 Laboratório de biotecnologia da reprodução de pequenos animais
Laboratório para aplicação de biotécnicas de reprodução, como a análise de
sêmen, em pequenos animais. Anexo ao laboratório existe uma sala de coleta de
sêmen.
3.2.1.4 Salas anexas
Salas dos professores, dos residentes e dos estagiários.
3.2.2 Área externa de baias e piquetes
Os animais internados ou de pesquisa permaneciam nessa área para
aguardar uma possível intervenção, ou para recuperação e realização do pósoperatório.
FIGURA 2- Área de baias para animais do Departamento de Reprodução Animal da
FMVZ,2009.
Foto: Arquivo pessoal.
17
3.2.3 Área anexa para atividades complementares
Espaço externo que contêm três troncos de contenção animal, uma sala de
ultrassonografia de grandes animais, um laboratório de fecundação in vitro (F.I.V.),
um laboratório de imuno-fluorêscencia, um laboratório de endocrinologia (radio
imunoensaio) e um laboratório de eletroforese.
3.2.4 Área para coleta de sêmen
Espaço anexo ao bloco do departamento que contém um manequim artificial
sob piso emborrachado para coleta de sêmen com vagina artificial em eqüinos e
bovinos.
3.2.5 Centro de diagnóstico e biotecnologia em reprodução animal (CERAN)
Anexo ao departamento, laboratório de processamento e análise de sêmen
das diferentes espécies animais.
FIGURA 3- Vista externa do Centro de Diagnóstico e Biotecnologia em Reprodução AnimalCERAN, 2009.
Foto: Arquivo pessoal.
18
3.2.6 Centro de estudos em biotecnologia aplicada à reprodução de ovinos e
caprinos
Espaço destinado à coleta e análise de sêmen de ovinos e caprinos e
desenvolvimento de projetos de pesquisa nesses animais. Formado por uma área
externa de baias e local de coleta de sêmen, e uma área interna de laboratório e
salas.
A universidade conta ainda com a fazenda experimental Lajeado onde há
criação de caprinos, ovinos, bovinos e o Centro de Biotecnologia em Reprodução
Eqüina- CERBEC- Posto de Monta, e a fazenda experimental de São Manuel onde
há criação de bovinos de corte para realização de projetos de pós-graduação e
aulas práticas para graduandos da universidade. Os estagiários tinham acesso a
qualquer uma dessas instalações se houvesse atividade, e caso a rotina
ambulatorial do departamento não estivesse sobrecarregada.
3.3 Descrição das atividades
Os animais que chegam à Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia são
recepcionados no centro de triagem do hospital veterinário. Passam por um exame
geral e anamnese, e depois de relatada a queixa principal, são encaminhados para
os diferentes departamentos do hospital. Animais avaliados com aspectos referentes
ao aparelho reprodutivo são encaminhados ao departamento de reprodução animal
e radiologia veterinária.
As atividades desenvolvidas envolveram animais de
companhia, cães e gatos e animais de produção, bovinos, caprinos, ovinos,
bubalinos, eqüinos e asininos nas áreas de fisiopatologia e biotecnologia em
reprodução animal.
19
Ocorria esquema de rodízio de áreas, entre grandes e pequenos animais e
laboratório. Toda semana os estagiários e os residentes trocavam de área para
participarem de todas as atividades do departamento. Caso houvesse preferência
por alguma área em específico os estagiários podiam fazer um acordo entre si e
acompanhar a área de maior interesse pessoal.
Quando ocorria um procedimento cirúrgico os estagiários juntamente com o
residente da semana ficavam responsáveis pelo pós-operatório diário desse animal.
Isto incluía troca de curativos, aplicação de medicamentos, ou qualquer outro tipo de
cuidado necessário.
No mês de outubro iniciaram as aulas na faculdade, então tivemos a
oportunidade de acompanhar junto aos alunos, aulas teóricas e práticas de
reprodução. Além disso, cada estagiário teve que ler e apresentar em forma de
seminário para os demais estagiários, professores e pós-graduandos um artigo
científico publicado na revista Theriogenology.
Os procedimentos laboratoriais, clínicos e cirúrgicos acompanhados durante o
período de estágio estão descritos detalhadamente nas tabelas 1 e 2.
Os
procedimentos podiam ser auxiliados ou até mesmo executados pelos estagiários
para aprendizagem, com exceção de algum caso mais complicado de difícil
resolução, como foi o caso de laceração de terceiro grau de períneo em égua, que
necessitou de cirurgia dividida em três etapas realizada pelo professor responsável
pela área de obstetrícia veterinária.
20
QUADRO 1- Relação de atividades acompanhadas no período de estágio na área
de fisiopatologia da reprodução
Fisiopatologia
Reprodução
da
Espécie
Quantidade
Carga
horária
Fequência
relativa
(%)
Ginecologia
Citologia vaginal
Canino;Equino
5;1
11
3,82
Diagnóstico de prenhez
Bovino;Canino;Equino
10;8;3
20
6,94
Abortamento
Bovino;Canino;Equino
1;2;1
8
2,78
Infecção uterina
Canino; Caprino
3;3
8
2,78
Toque retal
Asinino; Bovino;Equino
3;27;10
40
13,89
Vaginoscopia
Caprino
3
10
3,47
Exame ultrassonográfico
Asinino;Bovino;Canino;
3;12;5;3;15;
40
13,89
Caprino;Equino;Felino
1
Toxemia da gestação
Ovino
1
10
3,47
Mastectomia
Canino; Equino
2;1
8
2,78
Castração
Canino; Felino
5;1
20
6,94
Reparação de fístula retro-vaginal
Equino
1
20
6,94
Fetotomia
Bovino
1
4
1,39
Cesáreana
Canino
3
15
5,21
Vulvoplastia
Equino
1
4
1,39
Neoplasia Vaginal
Bovino
1
4
1,39
Apresentação de seminário
Canino
1
8
2,78
Análise de sêmen
Equino
1
20
6,94
Lesão de processo uretral
Equino
1
2
0,69
Castração
Canino;Equino;Ovino
1;1;6
20
6,94
Correção de acrobustite
Bovino
1
4
1,39
Orquiectomia unilateral
Bovino
1
4
1,39
Aula teórica
2
8
2,78
TOTAL
151
288
100
Andrologia
21
QUADRO 2- Relação de atividades acompanhadas no período de estágio na área
de biotecnologia da reprodução
Biotecnologia
Reprodução
Ginecologia
da Espécie
Quantidade Carga
horária
Frequência
relativa (%)
Inseminação artificial
Bubalino
1
8
5,93
Biópsia uterina
Bovino
20
13
9,63
Dinâmica folicular
Bovino
10
16
11,85
Coleta de sêmen
Bovino;Equino;Ovino
1;38;4
60
44,44
Avaliação de sêmen
Equino
12
30
22,22
Congelamento de sêmen
Equino
2
8
5,93
88
135
100
Andrologia
TOTAL
O departamento tinha demanda de todas as espécies animais tanto machos
como fêmeas. A porcentagem de atendimentos nas diferentes espécies e gêneros
animais que passaram pelo departamento durante o período de estágio estão
ilustradas nos Gráficos 1 e 2.
GRÁFICO 1- Proporção de atendimentos por espécie animal em relação ao
total, no Departamento e de Reprodução Animal da FMVZ durante o período de
estágio em 2009.
22
GRÁFICO 2- Proporção de atendimentos por gênero em relação ao total, no
Departamento e de Reprodução Animal da FMVZ durante o período de estágio em
2009.
4. DISCUSSÃO
A preocupação com a implantação de tecnologia na produção animal para
aumentar a produtividade e a lucratividade, bem como o aumento de pessoas
preocupadas com o bem-estar e a produção de descendentes dos seus animais de
companhia, tem contribuído para o incremento do uso de biotécnicas em reprodução
animal. A demanda nessa área é cada vez mais crescente, pois as pessoas estão
percebendo a importância de investir na reprodução para gerar bons resultados na
geração seguinte. A interação da prática a campo, atuando sobre os animais, com
as técnicas laboratoriais se mostra essencial para o bom andamento da reprodução,
e devem trabalhar juntas para garantir eficiência e resultados satisfatórios.
Devido ao intenso fluxo de projetos de pesquisa no departamento,
principalmente no centro de diagnóstico e biotecnologia em reprodução animal
23
(CERAN), aliado a alta densidade de Haras na região da universidade, coletas e
análises de sêmen de garanhão foram freqüentes durante o período de estágio.
Os pontos positivos do estágio na Faculdade de Medicina Veterinária e
Zootecnia UNESP- Botucatu foi a possibilidade de realizar e participar ativamente
das atividades por se tratar de uma instituição de ensino, a especificidade curricular
com especialização nas diferentes áreas da reprodução permitindo maior
aprofundamento no conhecimento específico, a boa infra-estrutura que a
universidade oferece e a grande equipe de residentes e professores da área
dispostos a ensinar e trocar conhecimento com os estagiários. Devido à convivência
com os docentes da área o incentivo á leitura era constante. A apresentação de
seminários foi essencial para o treinamento de como falar em público e da leitura de
artigos em língua inglesa.
5. CONSIDERAÇÕES FINAIS
O uso de modernas tecnologias tem cada vez mais contribuído para o avanço
no aspecto reprodutivo numa variedade de espécies animais.
O estágio curricular supervisionado foi muito importante, pois, sem duvida a
melhor forma de aprender é praticando diariamente e enfrentando as mais diferentes
situações da prática profissional. A grande densidade de profissionais trabalhando
em conjunto aliada ao incentivo á pesquisa na área de reprodução animal me
proporcionou boa experiência e troca de informações com pessoas capacitadas. A
atuação nas diferentes áreas dentro da reprodução me fez conhecer a importância
da interação de casos práticos, a campo, com os aspectos microscópicos, a nível
laboratorial, além do contato com a parte básica e generalizada da reprodução, o
24
que me permitiu sustentação e embasamento, conhecendo um pouco de cada
espécie.
Além disso, o estágio se fez essencial na escolha da área de atuação
profissional, pois somente com a verdadeira vivência da profissão e da área
específica dentro da Medicina Veterinária é que podemos ter certeza do que
gostamos e temos aptidão profissionalmente.
25
6. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
ALGUNS ASPECTOS FUNDAMENTAIS SOBRE O EXAME ANDROLÓGICO EM
EQUINOS
(SOME FUNDAMENTALS ASPECTS OF THE ANTHOLOGICAL EVALUATION OF EQUINE)
RESUMO
O exame andrológico reflete as atuais condições reprodutivas de um
reprodutor. É essencial provar os reprodutores eqüinos para estimar a sua
capacidade reprodutiva, uma vez que nessa espécie animal não houve seleção para
fertilidade. Além disso, a avaliação do reprodutor tem influência direta na fertilidade
das fêmeas e em conseqüência nas taxas de prenhez. Essa revisão tem por objetivo
esclarecer e unificar vários pontos básicos da andrologia eqüina e elucidar a
seqüência ideal de uma avaliação andrológica nos reprodutores da raça.
Palavras – chave: andrológico, reprodutor eqüino, fertilidade
ABSTRACT
The clinic anthological evaluation reflects the current reproductive conditions
of one reproducer. It is essential to prove the equine reproducers to esteem its
reproductive capacity, a time that in this animal species did not have selection for
fertility. Moreover, the evaluation of the reproducer has direct influence in the fertility
of the females and in consequence, the pregnancy rates. The aim of this revision is to
26
clarify and to unify some basic points of the equine anthology and to elucidate the
ideal sequence of a clinical anthological evaluation of equine reproducers.
key words: anthological, equine reproducer, fertility
6.1 INTRODUÇÃO
Em virtude da espécie eqüina ter sido selecionada pelo padrão racial e
performance atlética, pouca atenção foi dada para o desempenho reprodutivo,
portanto, alguns garanhões, apresentam baixos índices de eficiência reprodutiva
(NUNES, 2006).
O exame andrológico caracteriza-se por um exame clínico completo, com
ênfase no sistema reprodutivo, com a finalidade de verificar a capacidade e
eficiência de um reprodutor. Segundo PAPA et. al. (2008) a avaliação destina-se a
observação das condições semiológicas, bem como as condições de sanidade,
alterações genéticas, saúde geral, deficiências na cópula por alterações locomotoras
ou alterações no sistema genital (impotência coeundi) e problemas espermáticos
(impotência generandi). O laudo de um exame andrológico nunca é definitivo, e deve
ser emitido com validade para a presente data do exame.
A avaliação de reprodutores superiores também reflete diretamente na fêmea,
confirmado por FERNANDES e PIMENTEL (2002) que encontraram resultados
indicando que a qualidade do ejaculado desempenha um papel fundamental na
obtenção de índices reprodutivos mais favoráveis, já que as éguas mais velhas,
quando cobertas por garanhões com sêmen de alta qualidade, apresentaram níveis
satisfatórios de fertilidade.
27
Na maioria das vezes, o exame da saúde reprodutiva do garanhão se baseia
apenas na avaliação da concentração, motilidade, morfologia espermática e
capacidade de monta e ejaculação, o que é falho em predizer o real potencial de
fertilidade do macho (NEILD et al., 2005).
Ao se utilizar de biotecnologias em
reprodução, por mais simples que sejam, é necessário atentar para o fato de que a
reprodução em si está vinculada a vários outros fatores, sejam eles nutricionais,
morfofisiológicos, ambientais e sanitários. O seu conjunto e harmonia refletem no
resultado satisfatório.
DESENVOLVIMENTO
Em seqüência, desenvolve-se o tema proposto, abordando a metodologia
básica do exame andrológico no garanhão, incluindo referências do que é
considerado normal para a espécie, e os pontos principais dessa avaliação de
eficiência reprodutiva.
6.2 Identificação do animal
Deve ser identificado nome, registro, idade e raça do animal em questão.
Sabe-se que a atividade sexual diminui com o aumento da idade do garanhão, como
conclui DE FREITAS (2005). O proprietário deve ser identificado com as
informações de nome, endereço, telefone, nome e localização da propriedade a qual
o animal é proveniente.
6.3 Anamnese
A anamnese consiste em um levantamento de informações com o proprietário
que podem refletir no desempenho reprodutivo do animal. Informações sobre as
28
condições de manejo, se o animal é estabulado ou não e quanto tempo esse
reprodutor se encontra em descanso sexual. Também devem ser levados em
consideração o histórico de doenças anteriores e medicamentos aplicados (PAPA et
al., 2008).
6.4 Exame clínico geral
Parâmetros de sistema respiratório, cardíaco, digestivo devem ser aferidos
para garantir a higidez do animal em questão.
A avaliação dos aprumos é essencial, bons aprumos são fundamentais para o
macho efetuar bem a monta e para a fêmea suportá-la. (ABCZ, 2008).
6.5 Exame clínico específico do aparelho reprodutivo
6.5.1 Escroto
O escroto do garanhão está localizado na região inguinal e é levemente
penduloso. É formado por duas bolsas distintas que contem os testículos,
epidídimos, cordões espermáticos e músculos cremásteres (SAMPER, 2009). Em
um garanhão normal o escroto e seus componentes são geralmente simétricos. Na
palpação deve-se apresentar fino, com consistência fibroelástica, deslizar solto
sobre os testículos e estar livre de qualquer tipo de lesão (CHENIER,2009).
6.5.2 Testículos
No garanhão os testículos possuem formato oval e consistência firme e estão
dispostos
horizontalmente.
Juntamente
com
o
escroto
os
testículos
são
29
encapsulados pela túnica albugínea, ligada externamente a camada visceral da
túnica vaginal. Segundo CHENIER (2009) o tamanho dos testículos e o peso do
parênquima têm alta correlação com a produção diária de espermatozóides.
6.5.2.1 Biometria testicular
A mensuração testicular é um importante componente da avaliação
reprodutiva do garanhão, pois permite diagnosticar alterações testiculares e auxiliar
na predição do potencial reprodutivo e da produção espermática diária.
Os testículos devem ser medidos individualmente utilizando um paquímetro,
e é considerado normal para o padrão da espécie comprimento de 5 a 12
centímetros (do pólo proximal até o pólo distal do testículo), largura de 4 a 8
centímetros (medida latero-medial, na porção media do testículo) e altura de 4 a 8
centímetros (medida ínfero-superio, na porção média do testículo) (PAPA et al. ,
2008).
6.5.3. Epidídimos
Devem ser palpados para avaliar se estão presentes, verificar sensibilidade
ao toque, forma e localização. A cabeça do epidídimo deve estar acoplada ao pólo
cranial do testículo, o corpo deve estar localizado na face medial, e a cauda na
região caudal, com consistência fibro-elástica e o tamanho varia conforme a idade
do animal e a freqüência de ejaculados.
Nos mamíferos, o epidídimo possui múltiplas funções: reabsorção dos fluídos
dos túbulos seminíferos, promovendo a concentração do sêmen, transporte dos
espermatozóides, eliminação dos espermatozóides defeituosos, maturação e
30
armazenamento dos espermatozóides, que é bem ilustrado pelo fato de que os
espermatozóides ejaculados sobrevivem por 24 horas ou mais fora do epidídimo, e
são mantidos vivos por mais de 15 dias na cauda do epidídimo (BEDFORD, 1994).
Os espermatozóides liberados nos testículos são imóveis, a capacidade de se
movimentar é adquirida durante o trajeto destes pelo epidídimo (PRESTES et al,
2006).
6.5.4 Prepúcio
Não deve apresentar nenhuma alteração ao padrão normal, sem aumento de
volume (edema) lesões ou anormalidades de formação.
6.5.5 Pênis
O pênis do garanhão é do tipo musculocavernoso e miovascular, é composto
pela base, corpo e a glande peniana. O que da o suporte a base do pênis é o
ligamento suspensório do pênis e os músculos isquiocavernosos. No centro da
glande peniana é evidente a presença do processo uretral e está cercado por uma
invaginação da fossa da glande (CHENIER, 2009).
O pênis no exame físico deve-se apresentar sem nenhuma alteração, escara,
edema hematoma em qualquer uma de suas porções.
6.5.6 Glândulas anexas
É muito difícil acessar o trato reprodutivo interno do garanhão. A forma de
avaliar as glândulas anexas é através da palpação retal, porém não é uma prática
rotineira e só deve ser realizada quando for constatado um quadro de piospermia
31
(presença de pus no ejaculado) ou hemospermia (presença de sangue no
ejaculado).
FIGURA 4- Disposição normal dos órgãos genitais externos de um garanhão da raça Árabe
da FMVZ, 2009.
Foto: Arquivo pessoal
6.6 Endocrinologia reprodutiva do garanhão
Está bem estabelecido em muitas espécies de mamíferos, incluindo os
eqüinos que as funções testiculares normais são dependentes de um funcionamento
normal do eixo hipotálamo-hipófise-testículo, o qual envolve mecanismos clássicos
de feedback (ROSER, 2008).
O controle da fisiologia reprodutiva do garanhão é complexo e inclui o
hipotálamo, hipófise, glândula pineal, o órgão vomeronasal (OVN), e os testículos.
Falha em qualquer um desses constituintes ou algo que esteja ligado a eles, reflete
numa redução do potencial reprodutivo do garanhão.
32
O hipotálamo é responsável pelo primeiro estímulo hormonal no ciclo
reprodutivo do garanhão, através da liberação pulsátil do hormônio liberador de
gonadotrofinas (GnRH), que atua na hipófise anterior, regulando a produção e
liberação dos hormônios gonadotróficos, o hormônio luteinizante (LH) e o hormônio
folículo estimulante (FSH), os quais atuam nas células dos testículos regulando a
espermatogênese e a esteroidogenese. O FSH atua sobre as células de Sertoli e
regula a produção de proteína ligadora de andrógenos, estrogênio, fatores de
crescimento, inibina e ativina, todos componentes importantes para a produção de
espermatozóides. A inibina e a ativina estão envolvidas no processo de feedback
sob liberação de FSH, regulação do fluido seminífero tubular, manutenção da
barreira
hemato-testicular,
e
sustentação
do
desenvolvimento
das
células
germinativas essenciais para espermatogênese (SAMPER, 2009). Segundo
VARNER (2003) a espermatogênese consiste em uma série de divisões e
transformações das células germinativas nos testículos que resultam na formação
do espermatozóide. Esse processo ocorre na porção enovelada dos túbulos
seminíferos que constituem mais de 70 % do parênquima testicular.
O LH atua sobre as células de Leydig dos testículos, estimulando a produção
dos hormônios esteróides, a testosterona, a diidrotestosterona e estrogênios. Os
hormônios esteróides regulam a espermatogênese, glândulas acessórias e a
manutenção da libido. A testosterona e o estrogênio atuam sobre o hipotálamo e a
hipófise no mecanismo de feedback, Figura 5.
Os estímulos visuais, olfatórios e auditivos são importantes para regular o
comportamento e a fisiologia reprodutiva do garanhão. O órgão vomeronasal é
responsável pela conversão de estímulos sensoriais causados pelos ferormônios ao
hipotálamo (SAMPER, 2009).
33
FIGURA 5 – Função neuroendócrina do garanhão. Adaptado de SAMPER (2009).
Nos mamíferos, o foto período influencia no ritmo secretório de melatonia pela
glândula pineal. Altos níveis de melatonina são secretados durante a noite (períodos
de escuridão) e atuam no hipotálamo suprimindo a produção de GnRH (
MAULPAUX, 2001).
A influência da glândula pineal no desempenho reprodutivo é mais evidente
em éguas do que nos garanhões, uma vez que os garanhões podem produzir sêmen
o ano todo, porém sabe-se que o tamanho dos testículos, produção de sêmen, libido
e concentrações de hormônios variam durante as estações do ano, valores máximos
são obtidos durante os meses de primavera e verão (SAMPER, 2009).
PICKETT et al., (1975) já tinha observado que o sêmen sofre variações
físicas durante o ano.
34
6.7 Coleta de sêmen do garanhão com vagina artificial
6.7.1 Local adequado
A área usada para a coleta de sêmen deve ser espaçosa, sem poeira, limpa,
e livre de barulhos, pessoas e animais que possam distrair o garanhão. O tamanho
do local deve ser compatível com a segurança do animal e do condutor no caso de
uma monta sem cooperação ou se o garanhão estiver incontrolável. Garanhões
inexperientes e jovens devem ser manejados numa área maior do que um garanhão
experiente e bem treinado. A superfície do solo deve se abrasiva o suficiente para
permitir ao garanhão boa tração mesmo se o chão estiver molhado. Muitos
garanhões chutam, dão patadas e golpeiam enquanto provocam a égua, enquanto
são lavados ou no momento da descida (SAMPER, 2009).
6.7.2 Manequim artificial ou égua no estro
Garanhões com baixa libido ou com relutância a monta podem ser
estimulados por uma égua no estro antes da coleta. Porém se a égua não estiver
receptiva, ela irá chutar ou mostrar outros sinais de agressividade (WARING, 2003).
É necessário tomar cuidado na utilização de éguas em cio para a coleta do
sêmen. Observaram-se, algumas vezes, situações difíceis, tais como: éguas que
mesmo no cio não aceitam a monta, que necessitam de cachimbo para contenção,
que apresentam movimentação lateral resultando em apoio da pata sobre o pé do
veterinário, soltura das peias de contenção durante a coleta, colocando em risco o
garanhão e o veterinário, e enrolamento das peias de contenção da égua nas patas
do garanhão. A falta de uma égua em cio para a coleta de sêmen, por estarem elas
35
em local diferente do da coleta, é outro problema apresentado por esse tipo de
monta para coleta de sêmen (SILVA FILHO et al, 1999).
O manequim artificial é feito de um cilindro oco fechado nas extremidades, e
recoberto por material acolchoado de superfície não abrasiva e livre de dobras. Deve
possuir regulagem de altura e angulação para poder se adaptar a garanhões com
diferentes pesos e estatura (SAMPER, 2009). Como constatou (SILVA FILHO et al,
1999), o uso do manequim artificial para a coleta de sêmen é mais seguro tanto para
o garanhão como para o veterinário.
6.7.3 Vagina Artificial
O sêmen no garanhão pode ser coletado de quatro maneiras: através de
camisinha, indução farmacológica da ejaculação (imipramina 2.0 mg/kg associado
ou não a xilazina 0,2-0,3 mg/kg) através de vagina artificial e manipulação manual
do pênis. A mais comumente utilizada é a coleta através de vagina artificial. Todas
as vaginas artificiais utilizadas para a coleta de sêmen são basicamente similares
(SAMPER, 2009).
Há vários tipos de VA fechada como: Hannover, Colorado, Botucatu,
Nishikawa ou Japonesa, Missouri, entre outros, sendo que as mais utilizadas em
todo território nacional são o modelo alemão (Hannover), seguido pelo modelo
brasileiro Botucatu (CANISSO et al. 2008).
36
FIGURA 6 – Vagina artificial montada, modelo Botucatu (Biotech Botucatu / ME Ltda. –
Botucatu,SP, Brasil).
Foto: Arquivo pessoal
As vaginas seguem um padrão, são preparadas com um compartimento de
água que permite o controle da temperatura interna do tubo flexível de borracha
entre 40 e 45°C. Na maioria dos casos, o diâmetro interno pode ser regulado pela
adição de água ou ar no compartimento interno (SAMPER, 2009).
6.7.4 Procedimento de coleta
Conforme relatado por SAMPER (2009), o procedimento de coleta de sêmen
com vagina artificial segue os seguintes passos:
1. Todo o laboratório e os produtos a serem utilizados no sêmen devem estar
limpos e na temperatura ideal (35 a 37°C) no momento de coleta.
37
2. A vagina artificial deve ser montada e preenchida com água quente, a
temperatura de, segundo WEISS, 51°C, pois há uma tendência que essa
temperatura diminua até o momento exato de coleta, a uma temperatura
ideal de 40 a 45°C.
3. O garanhão é conduzido até a área de coleta e estimulado por uma égua
no cio. Uma vez que o garanhão tenha completado a ereção seu pênis
deve ser lavado com água limpa e morna para evitar contaminação do
sêmen com sujidades.
4. O garanhão deve ser estimulado mais uma vez pela égua no estro até
apresentar ereção e então ser conduzido até o manequim artificial para
realizar a coleta de sêmen.
5. O garanhão irá realizar o movimento de fricção para induzir a ejaculação
que será sentida pela mão do manipulador como uma forte pulsação
uretral. Nesse momento a válvula do compartimento de água deve ser
liberada para aliviar a pressão interna para o ejaculado fluir no copo
coletor que está acoplado ao tubo flexível.
6. O copo coletor é desacoplado da vagina artificial e o sêmen encaminhado
para o laboratório para avaliação.
38
FIGURA 7 – Coleta de sêmen de garanhão com vagina artificial na FMVZ, 2009.
Foto: Arquivo pessoal
6.8 Comportamento sexual do garanhão
O
comportamento
sexual
normal
dos
garanhões
domésticos
inclui
principalmente: imediato interesse e interação com uma égua no estro, a ereção do
pênis em média de dois minutos após o estímulo, estar pronto para a monta cinco a
dez segundos após a ereção, ejacular na primeira monta, tempo total de coleta de
dois a cinco minutos. O garanhão vocaliza na presença da fêmea, uma investigação
olfatória e tátil ocorre no corpo da égua e ele apresenta o reflexo de Flehmen
(SAMPER, 2009).
Alguns garanhões podem rejeitar uma determinada égua é só se atraírem por
outras, a coloração da pelagem parece estar envolvida, assim como a idade.
Quando o garanhão é apresentado a mais de uma égua em estro ele tende a
39
escolher a égua dominante, sendo mais atraído pelas éguas adultas do que as
jovens (WARING, 2003).
6.9 Avaliação de sêmen
Após a colheita é importante que se realize a separação da fração gelatinosa
do ejaculado da fração rica em espermatozóides, uma vez que esta primeira
apresenta efeitos nocivos à célula espermática. Para isso, o procedimento mais
comumente utilizado é a filtragem, que permite a retenção da fração gelatinosa,
parte dos contaminantes bacterianos, além de sujidades (elementos estranhos)
presentes no sêmen. A filtragem é realizada através do acoplamento de um filtro ao
copo coletor de sêmen, ou realizada imediatamente após sua coleta (SQUIRES et
al., 1999).
Deve-se realizar a diluição na proporção de 1:1 com diluente de proteção.
Esses diluentes fornecem energia para o espermatozóide manter-se vivo. Os
diluentes mais utilizados para sêmen eqüino em todo o mundo, assim como no
Brasil, são derivados do diluente de KENNEY et al. (1975), que é à base de leite em
pó desnatado, glicose, penicilina e estreptomicina. Essa diluição tem por objetivo
proteger a membrana do espermatozóide na fase de transição, período em que a
célula espermática está mais suscetível a lesões (NUNES,2006).
Por outro lado WEISS et al. (2003) observou que a inseminação artificial em
égua com sêmen. in natura. e diluído imediatamente após a colheita, não
apresentou diferença significativa na eficiência reprodutiva entre os dois grupos, não
sendo necessária a diluição do sêmen, neste caso.
40
Depois da diluição o sêmen estará protegido para realização dos
procedimentos de avaliação macro e microscópicos.
6.9.1 Volume
O volume de sêmen deve ser mensurado utilizando um recipiente graduado.
Vários fatores podem alterar o volume de sêmen como: época do ano, carência
alimentar, manejo inadequado e a diferença entre os indivíduos. Segundo GARNER
e HAFEZ (2004) o volume em média do ejaculado nos garanhões é 60 a 100 ml. Na
prática observamos que o volume pode variar entre 20 e 100 ml.
6.9.2 Cor
Para o garanhão, o normal é a coloração branca acinzentada e qualquer
alteração nesta pode indicar processo patológico ou simplesmente contaminação
com urina, e/ou sujidades (LOVE, 2007).
6.9.3 Densidade
A densidade esta diretamente relacionada com a concentração espermática,
quanto mais concentrado o sêmen mais “leitosa” a amostra e quanto mais diluída
mais “aquoso” o aspecto.
6.8.4 Odor
Odor deve ser característico, “sui- generis”, que provém do fosfato de
espermina (GUIDO, 2005)
41
6.9.5 Motilidade espermática
Uma pequena gota de sêmen é colocada entre a lâmina e a lamínula
aquecidas a 37 graus Celsius (mante-las aquecidas evita alterações nos resultados
por choque térmico), e realiza-se a visualização em microscópio ótico em aumento
de 200 e 400 vezes. A motilidade espermática é analisada seguindo uma escala de
0 a 100 % relativo ao número de células móveis analisadas subjetivamente pelo
observador. Caso a amostra esteja muito concentrada pode-se realizar a diluição em
meio diluidor na proporção 1:1. Nos garanhões a motilidade ideal é em torno de 70
%. (PAPA et al., 2008), mas podemos observar nessa espécie uma variação na
quantidade de espermatozóides móveis entre 40 e 75 %. (GARNER e HAFEZ,
2004).
Apesar da motilidade espermática ser o parâmetro mais utilizado na avaliação
da qualidade do sêmen, em algumas condições, pode ocorrer baixa capacidade
fecundante com elevada motilidade espermática, devido a alterações principalmente
no acrossoma (ENGLAND, 1993).
Tradicionalmente, a quantificação da qualidade espermática tem sido
baseada na avaliação subjetiva, usando estimativa visual, contudo, estudos relatam
existir uma variação de 30 a 60% na estimativa desses parâmetros devido à
limitação do ser humano em quantificar as diferentes subpopulações espermáticas
na amostra (VERSTEGEN et al., 2002).
6.9.6 Vigor espermático
Representa a velocidade com que o espermatozóide se desloca, quanto
maior a velocidade, maior o vigor. É avaliado concomitantemente com a motilidade
42
espermática em uma escala de 0 a 5. Nos garanhões o ideal é o vigor espermático
maior ou igual a 3 (KRAUSE, 1966).
6.9.7 Concentração espermática
Para realizar essa análise deve-se retirar do volume total do ejaculado uma
parcela de 20 µl utilizando uma micropipeta e acrescenta-a a um tubo de ensaio
contendo 1 ml de água destilada previamente aquecida com o objetivo de imobilizar
os espermatozóides. Pode-se optar também por fazer a diluição de 1 gota de sêmen
em 19 gotas de água destilada e deionizada. Deve-se homogeneizar a amostra para
que ocorra a correta diluição. A amostra é utilizada para montar uma Câmara de
Neubauer. Os seus dois retículos devem ser preenchidos com a amostra e a leitura
deve ser feita em microscópio ótico. A leitura deve ser feita de maneira a contar os
espermatozóides, levando em consideração o posicionamento da cabeça que
estejam sobre 5 quadrados de cada retículo. A variação da somatória dos quadrados
entre os dois retículos não pode ser superior a 10%, caso isso aconteça repete-se à
operação. Quando a soma dos espermatozóides nos dois retículos não obtiver
variação superior a 10%, calcula-se a média aritmética, e então aplica-se a fórmula
descrita por HALLMANN (1955):
Onde n= média do número de células contadas dos dois lados da câmara,
1/10 refere-se a altura entre a lamínula e a câmara de Neubauer em mm, 5/25 =
5.1/25, cinco quadrados contados com área de 1/25 mm2 e 1/20 ou 50 refere-se a
diluição utilizada.
43
O resultados será número de espermatozóides por mm3, para converter esse
dado para ml basta multiplica-lo por 103 .
Também podemos utilizar o cálculo direto sempre que a taxa de diluição for
1:20, basta multiplicar o número médio encontrado por milhão (106 ) e o resultado é
a concentração por ml de sêmen (PAPA et al, 2008).
O número total de espermatozóides no ejaculado do garanhão é de 5 a 15
bilhões, e a concentração espermática encontrada nessa espécie é 150 a 300
milhões por ml (GARNER e HAFEZ,2004). O número total de espermatozóides,
calculado pelo produto da concentração espermática e o volume de sêmen, é
provavelmente um dos mais importantes parâmetros usados para se estimar a
fertilidade de garanhões (VARNER e LOVE, 2003).
A concentração espermática pode apresentar variação, tanto entre raças,
como num mesmo animal, dependendo da freqüência de utilização desse macho
para reprodução (SILVA et al., 2003).
6.9.8 Morfologia espermática
Para realização dessa análise uma gota de sêmen é colocada em uma lâmina
é realiza-se o esfregaço com a gota atrás da lamínula para não danificar os
espermatozóides e mascarar possíveis deformidades espermáticas. O esfregaço é
fixado em metanol e em seguida corado. Um corante passível para avaliação dos
defeitos espermáticos é o corante Karras modificado, que consiste em imersão em
rosa bengala por 1 minuto, lava-se a lâmina, 1 minuto em tanino, lava-se novamente
e mais 30 segundos em azul vitória (PAPA et al., 1988).
44
Após a lâmina estar corada deve observar em microscópio ótico em aumento
de 1000 vezes. Conta-se 200 células percorrendo a lâmina de forma homogenia,
conforme FIGURA 8, e classificam-se os espermatozóides conforme seus defeitos
morfológicos (BLOM 1977).
FIGURA 8 – Esquema de como deve percorrer a lâmina para leitura da morfologia
espermática.
Segundo BLOM (1977) são descritas duas categorias morfológicas para os
defeitos dos espermatozóides: primários, que ocorrem durante a espermatogênese,
representando uma falha da espermatogênese; e secundários que ocorrem durante
o trânsito pelos ductos, representando falhas na maturação. Os defeitos primários,
portanto são defeitos testiculares e os secundários ocorrem na maturação,
armazenamento, transporte ou até mesmo na manipulação do sêmen. VARNER e
LOVE (2003) elegem alterações por problemas na coleta e na manipulação do
sêmen como alterações terciárias.
Os defeitos morfológicos específicos devem ser registrados, como Knobbed,
gotas protoplasmáticas proximais, peças intermediárias inchadas e caudas
enroladas. (AX et al., 2004).
No ejaculado do eqüino é considerado normal encontrar a inserção abaxial da
cauda no colo do espermatozóide, essa pode não afetar a fertilidade, pois o
espermatozóide tende a adaptar-se ao movimento e conseguir um deslocamento
compatível com a fertilização (PAPA et al. 2008).
45
A avaliação morfológica é essencial, pois o sêmen pode possuir boa
motilidade e elevada taxa de espermatozóides morfologicamente anormais em
quantidade suficiente para promover baixa fertilidade (VARNER e LOVE 2003).
→
↑
↓
→
→
→
FIGURA 9 - Defeitos morfológicos em espermatozóides de eqüino corados com Karras
modificado. A- Cabeça dupla, B- Inserção abaxial da cauda, C- Cauda fortemente dobrada,
D- Cauda fortemente enrolada, E- cabeça gigante, F- Cabeça estreita.
Fonte: Arquivo pessoal.
Na espécie eqüina, o total de defeitos entre primários e secundários, não
deve ultrapassar 30% (CBRA, 1998).
46
6.9.9 Sistemas automáticos de análise seminal (CASA)
O CASA (Computer Assisted Sperm Analysis) é um sistema automático
(hardware e software) utilizado para visualizar, digitalizar e analisar imagens
sucessivas, fornecendo informações acuradas, precisas e significativas do
movimento individual de cada célula bem como de sub-populações de células
espermáticas (AMANN e KATZ, 2004).
A utilização do CASA pode ter valor na avaliação da fertilidade potencial de
um cavalo, em que ele pode proporcionar a quantificação relativamente precisa das
características de movimentação dos espermatozóides a partir da avaliação de
poucos ou apenas um ejaculado (JASKO et al., 1991).
O CASA permite uma mensuração objetiva de diferentes características da
célula espermática, mostrando alto nível de precisão e segurança, sendo atualmente
utilizado como uma ferramenta para melhorar o nosso conhecimento e habilidade
para manipular espermatozóides, abolindo a subjetividade das análises realizadas
pelo método convencional. A futura uniformização e a padronização desse
instrumento darão a oportunidade de analisar, objetivamente, resultados de
motilidade e morfometria espermática, definindo universalmente valores aceitos
como normais e dando subsídio para melhorar a aplicação das biotécnicas da
reprodução (MATOS et al., 2008).
Para se avaliar o sêmen nesse aparelho, ele deve estar diluído, pois a alta
concentração espermática prejudica a leitura.
Nos
últimos anos, relatos utilizando
esse
sistema têm aumentado
significativamente, e a principal espécie no qual tem sido utilizado é a humana, em
medicina veterinária, o CASA ainda não é uma prática rotineira (VERSTEGEN et al.,
2002).
47
FIGURA 10 – Aparelho de análise seminal computadorizada, (Hamilton-Thorn Research,
Beverly, Massachusetts) pertencente ao CERAN da FMVZ.
Foto: Arquivo pessoal
7. CONCLUSÃO
É essencial provar o quanto um garanhão tem condições físicas e mentais de
produzir sêmen de boa qualidade, e também em conseqüência, altas taxas de
prenhez e geração de produtos de boa qualidade. Nesse aspecto o exame
andrológico é indispensável no âmbito da equideocultura mundial.
Este artigo científico seguiu as normas para submissão constantes nas
instruções aos autores da revista Archives of Veterinary Science.
48
8. REFERÊNCIAS
AMANN, R.; KATZ, D. Reflections on CASA after 25 years. Journal of Andrology,
v.25, p.317-325, 2004.
ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE CRIADORES DE ZEBU-ABCZ. Apostila do curso
de noções em morfologia e julgamento de zebuínos.Uberaba, MG, 2008.155p.
AX,R.L.;DALLY,M.;DIDION,B.A.;LENZ,R.W.;LOVE,C.C.;VARNER,D.D.;HAFEZ,B.;B
ELLIN,M.E. Avaliação do Sêmen. In: HAFEZ E.S.E.; HAFEZ,B. Reprodução
Animal. 7ed.Barueri-SP: Manole, 2004, p.375.
BEDFORD, J.M. The status and the state of the human epididymis. Human
Reproduction, v.9, p.2187-2199,1994.
BLOM, E. Sperm morphology with reference to bull infertility. In: First All India
Symposium Animal Reproduction, 1977. p.61-81.
CANISSO, I.F.; SOUZA,F. A.;DA SILVA, E. C.;CARVALHO, G. R.; GUIMARÃES, J.
D.; LIMA, A. L.Inseminação artificial em eqüinos: sêmen fresco, diluído, resfriado e
transportado Rev. Acad., Ciênc. Agrár. Ambient., Curitiba, v. 6, n. 3,p. 389-398,
2008.
CHENIER, T.S. Anatomy and physical examination of the stallion. In: SAMPER,J.C.
Equine Breeding Management and Artificial Insemination- Estados Unidos da
América: Saunders Elsevier, 2009. p2-15.
DE FREITAS, C.C. Aspectos do comportamento reprodutivo na monta natural
de eqüinos da raça Crioula. 2005. Porto Alegre.65f. Dissertação (Mestrado em
Ciências Veterinárias)- Programa de Pós-graduação em Medicina Veterinária,
Universidade Federal do Rio Grande do Sul.
COLÉGIO BRASILEIRO DE REPRODUÇÃO ANIMAL-CBRA. Manual para exame
andrológico e avaliação de sêmen animal. 2.ed. Belo Horizonte,1998. 49p.
ENGLAND, G.C.W. Cryopreservation of dog semen: a review. Journal of
Reproduction and Fertility Supplement, v.47, p.725-733, 1993.
GARNER,D.L.; HAFEZ,E.S.E. Espermatozóide e plasma seminal. In: HAFEZ, E.S.E.;
HAFEZ,B. Reprodução Animal. 7ed.Barueri-SP: Manole, 2004, p.98.
49
GUIDO,M.C.Espermograma.2005.
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WEISS, R. R. Colheita de sêmen no garanhão. Informação pessoal.
52
9. APÊNDICES E ANEXOS
Diretrizes para Autores
INSTRUÇÃO AOS AUTORES
O periódico ARCHIVES OF VETERINARY SCIENCE (AVS) é publicado trimestralmente, sob orientação do seu Corpo Editorial, com a
finalidade de divulgar artigos completos e de revisão relacionados à ciência animal sobre os temas: clínica, cirurgia e patologia veterinária;
sanidade animal e medicina veterinária preventiva; nutrição e alimentação animal; sistemas de produção animal e meio ambiente;
reprodução e melhoramento genético animal; tecnologia de alimentos; economia e sociologia rural e métodos de investigação científica. A
publicação dos artigos científicos dependerá da observância das normas editoriais e dos pareceres dos consultores “ad hoc”. Todos os
pareceres têm caráter sigiloso e imparcial, e os conceitos e/ou patentes emitidos nos artigos, são de inteira responsabilidade dos autores,
eximindo-se o periódico de quaisquer danos autorais. A submissão de artigos deve ser feita diretamente na página da revista
(www.ser.ufpr.br/veterinary.). Mais informações são fornecidas na seção “Informações sobre a revista”.
APRESENTAÇÃO DOS ARTIGOS
1. Digitação: O artigo com no máximo vinte e cinco páginas deverá ser digitado em folha com tamanho A4 210 x 297 mm, com margens
laterais direita, esquerda, superior e inferior de 2,5 cm. As páginas deverão ser numeradas de forma progressiva no canto superior direito.
Deverá ser utilizado fonte arial 12 em espaço duplo; em uma coluna. Tabelas e Figuras com legendas serão inseridas diretamente no
texto e não em folhas separadas.
2. Identificação dos autores e instituições: Todos os dados referentes a autores ou instituição devem ser inseridos exclusivamente nos
metadados no momento da submissão online. Não deve haver nenhuma identificação no corpo do artigo enviado para a revista. Os
autores devem inclusive remover a identificação de autoria do arquivo e da opção Propriedades no Word, garantindo desta forma o
critério de sigilo da revista.
3. Tabelas: Devem ser numeradas em algarismo arábico seguido de hífen. O título será inserido na parte superior da tabela em caixa
baixa (espaço simples) com ponto final. O recuo da segunda linha deverá ocorrer sob a primeira letra do título. (Ex.: Tabela 1 – Título.).
As abreviações devem ser descritas em notas no rodapé da tabela. Estas serão referenciadas por números sobrescritos (1,2,3). Quando
couber, os cabeçalhos das colunas deverão possuir as unidades de medida.
4. Figuras: Devem ser numeradas em algarismo arábico seguido de hífen. O título será inserido na parte inferior da figura em caixa baixa
(espaço simples) com ponto final. O recuo da segunda linha deverá ocorrer sob a primeira letra do título (Ex.: Figura 1 – Título). As
designações das variáveis X e Y devem ter iniciais maiúsculas e unidades entre parênteses. São admitidas apenas figuras em preto-ebranco. Figuras coloridas terão as despesas de clicheria e impressão a cores pagas pelo autor. Nesse caso deverá ser solicitada
ao Editor (via ofício) a impressão a cores.
NORMAS EDITORIAIS
Artigo completo - Deverá ser inédito, escrito em idioma português (nomenclatura oficial) ou em inglês. O artigo científico deverá conter
os seguintes tópicos: Título (Português e Inglês); Resumo; Palavras-chave; Abstract; Key words; Introdução; Material e Métodos;
Resultados; Discussão; Conclusão; Agradecimento(s) (quando houver); Nota informando aprovação por Comitê de Ética (quando houver);
Referências.
Artigo de Revisão - Os artigos de revisão deverão ser digitados seguindo a mesma norma do artigo científico e conter os seguintes
tópicos: Título (Português e Inglês); Resumo; Palavras-chave; Abstract; Key words; Introdução; Desenvolvimento; Conclusão;
Agradecimento(s) (quando houver); Referencias.
53
ESTRUTURA DO ARTIGO
TÍTULO - em português, centralizado na página, e com letras maiúsculas. Logo abaixo, título em inglês, entre parêntesis e centralizado na
página, com letras minúsculas e itálicas. Não deve ser precedido do termo título.
RESUMO - no máximo 1800 caracteres incluindo os espaços, em língua portuguesa. As informações devem ser precisas e sumarizar
objetivos, material e métodos, resultados e conclusões. O texto deve ser justificado e digitado em parágrafo único e espaço duplo. Deve
ser precedido do termo “Resumo” em caixa alta e negrito.
PALAVRAS-CHAVE – inseridas abaixo do resumo. Máximo de cinco palavras em letras minúsculas, separadas por vírgula, em ordem
alfabética, retiradas exclusivamente do artigo, não devem fazer parte do título, e alinhado a esquerda. Não deve conter ponto final. Deve
ser precedido do termo “Palavras-chave” em caixa baixa e negrito.
ABSTRACT - deve ser redigido em inglês, refletindo fielmente o resumo e com no máximo 1800 caracteres. O texto deve ser justificado e
digitado em espaço duplo, em parágrafo único. Deve ser precedido do termo “Abstract” em caixa alta e negrito.
KEY WORDS - inseridas abaixo do abstract. Máximo de cinco palavras em letras minúsculas, separadas por vírgula, em ordem alfabética,
retiradas exclusivamente do artigo, não devem fazer parte do título em inglês, e alinhado a esquerda. Não precisam ser traduções exatas
das palavras-chave e não deve conter ponto final. Deve ser precedido do termo “Key words” em caixa baixa e negrito.
INTRODUÇÃO – abrange também uma breve revisão de literatura e, ao final, os objetivos. O texto deverá iniciar sob a primeira letra da
palavra “Introdução” (escrita em caixa alta e negrito), com recuo da primeira linha do parágrafo a 0,5 cm da margem esquerda.
MATERIAL E MÉTODOS - o autor deverá ser preciso na descrição de novas metodologias e adaptações realizadas nas metodologias já
consagradas na experimentação animal. Fornecer referência específica original para todos os procedimentos utilizados. Não usar nomes
comerciais de produtos. O texto deverá iniciar sob a primeira letra do termo “Material e Métodos” (escrito em caixa alta e negrito), com
recuo da primeira linha do parágrafo a 0,5 cm da margem esquerda.
RESULTADOS - o texto deverá iniciar sob a primeira letra da palavra “Resultados” (escrita em caixa alta e negrito), com recuo da
primeira linha do parágrafo a 0,5 cm da margem esquerda. Símbolos e unidades devem ser listados conforme os exemplos: Usar 36%, e
não 36 % (não usar espaço entre o no e %); Usar 88 kg, e não 88Kg (com espaço entre o no e kg, que deve vir em minúsculo); Usar 42
mL, e não 42 ml (litro deve vir em L maiúsculo, conforme padronização internacional); Usar 25oC, e não 25 oC (sem espaço entre o no e
oC ); Usar (P<0,05) e não (p < 0,05); Usar r2 = 0,89 e não r2=0,89; Nas tabelas inserir o valor da probabilidade como “valor de P”; Nas
tabelas e texto utilizar média ± desvio padrão (15,0 ± 0,5). Devem ser evitadas abreviações não-consagradas, como por exemplo: “o T3
foi maior que o T4, que não diferiu do T5 e do T6”. Este tipo de redação é muito cômodo para o autor, mas é de difícil compreensão para
o leitor. Escreva os resultados e apresente suporte com dados. Não seja redundante incluindo os mesmos dados ou resultados em
tabelas ou figuras.
DISCUSSÃO - o texto deverá iniciar sob a primeira letra da palavra “Discussão” (escrita em caixa alta e negrito), com recuo da primeira
linha do parágrafo a 0,5 cm da margem esquerda. Apresente a sua interpretação dos seus dados. Mostre a relação entre fatos ou
generalizações reveladas pelos seus resultados. Aponte exceções ou aspectos ainda não resolvidos. Mostre como os seus resultados ou
interpretações concordam com trabalhos previamente publicados ou discordam deles, mas apresente apenas trabalhos originais, evitando
citações de terceiros. Discuta os aspectos teóricos e/ou práticos do seu trabalho. Pequenas especulações podem ser interessantes,
porém devem manter relação factual com os seus resultados. Afirmações tais como: "Atualmente nós estamos tentando resolver este
problema..." não são aceitas. Referências a "dados não publicados" não são aceitas. Conclua sua discussão com uma curta afirmação
sobre a significância dos seus resultados.
54
CONCLUSÕES - preferencialmente redigir a conclusão em parágrafo único, baseada nos objetivos. Devem se apresentar de forma clara
e sem abreviações. O texto deverá iniciar sob a primeira letra da palavra “Conclusão” (escrita em caixa alta e negrito), com recuo da
primeira linha do parágrafo a 0,5 cm da margem esquerda.
AGRADECIMENTOS - os agradecimentos pelo apoio à pesquisa serão incluídos nesta seção. Seja breve nos seus agradecimentos. Não
deve haver agradecimento a autores do trabalho. O texto deverá iniciar sob a primeira letra da palavra “Agradecimento” (escrita em caixa
baixa).
NOTAS INFORMATIVAS - quando for o caso, antes das referências, deverá ser incluído parágrafo com informações e número de
protocolo de aprovação da pesquisa pela Comissão de Ética e ou Biossegurança. (quando a Comissão de Ética pertencer à própria
instituição onde a pesquisa foi realizada, deverá constar apenas o número do protocolo).
REFERÊNCIAS - o texto deverá iniciar sob a primeira letra da palavra “Referências” (escrita em caixa alta e negrito). Omitir a palavra
bibliográficas. Alinhada somente à esquerda. Usar como base as normas da Associação Brasileira de Normas Técnicas – ABNT (NBR
10520 (NB 896) - 08/2002). Devem ser redigidas em página separada e ordenadas alfabeticamente pelo(s) sobrenome(s) do(s) autor(es).
Os destaques deverão ser em NEGRITO e os nomes científicos, em ITÁLICO. NÃO ABREVIAR O TÍTULO DOS PERIÓDICOS. Indica-se
o(s) autor(es) com entrada pelo último sobrenome seguido do(s) prenome(s) abreviado (s), exceto para nomes de origem espanhola, em
que entram os dois últimos sobrenomes. Mencionam-se os autores separados por ponto e vírgula. Digitá-las em espaço simples e
formatá-las segundo as seguintes instruções: no menu FORMATAR, escolha a opção PARÁGRAFO... ESPAÇAMENTO...ANTES...6
pts.Exemplo de como referenciar:
ARTIGOS DE PERIÓDICOS:
JOCHLE, W.; LAMOND, D.R.; ANDERSEN, A.C. Mestranol as an abortifacient in the bitch. Theriogenology, v.4, n.1, p.1-9, 1975.
Livros e capítulos de livro. Os elementos essenciais são: autor(es), título e subtítulo (se houver), seguidos da expressão "In:", e da
referência completa como um todo. No final da referência, deve-se informar a paginação. Quando a editora não é identificada, deve-se
indicar a expressão sine nomine, abreviada, entre colchetes [s.n.]. Quando o editor e local não puderem ser indicados na publicação,
utilizam-se ambas as expressões, abreviadas, e entre colchetes [S.I.: s.n.].
REFERÊNCIA DE LIVROS (in totum):
BICHARD, S.J.; SHERDING, R.G. Small animal practice. Philadelphia : W.B. Saunders, 1997. 1467 p.
REFERÊNCIA DE PARTES DE LIVROS: (Capítulo com autoria)
SMITH, M. Anestrus, pseudopregnancy and cystic follicles. In: MORROW, D.A. Current Therapy in Theriogenology. 2.ed. Philadelphia :
W.B. Saunders, 1986, Cap.x, p.585-586.
REFERÊNCIA DE PARTES DE LIVROS: (Capítulo sem autoria)
COCHRAN, W.C. The estimation of sample size. In____. Sampling techniques. 3.ed. New York : John Willey, 1977. Cap.4., p.72-90.
OBRAS DE RESPONSABILIDADE DE UMA ENTIDADE COLETIVA: A entidade é tida como autora e deve ser escrita por extenso,
acompanhada por sua respectiva abreviatura. No texto, é citada somente a abreviatura correspondente. Quando a editora é a mesma
instituição responsável pela autoria e já tiver sido mencionada, não é indicada.
ASSOCIATION OF OFFICIAL ANALYTICAL CHEMISTRY - AOAC. Official methods of analysis. 16.ed. Arlington: AOAC International,
1995. 1025p.
55
UNIVERSIDADE FEDERAL DE VIÇOSA - UFV. Sistema de análises estatísticas e genéticas - SAEG. Versão 8.0. Viçosa, MG, 2000.
142p.
REFERÊNCIA DE TESE/DISSERTAÇÃO/MONOGRAFIA:
BACILA, M. Contribuição ao estudo do metabolismo glicídico em eritrócitos de animais domésticos. 1989. Curitiba, 77f.
Dissertação (Mestrado em Ciências Veterinárias) - Curso de Pós-graduação em Ciências Veterinárias, Universidade Federal do Paraná.
REFERÊNCIA DE PUBLICAÇÕES EM CONGRESSOS:
KOZICKI, L.E.; SHIBATA, F.K. Perfil de progesterona em vacas leiteiras no período do puerpério, determinado pelo radioimunoensaio
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BUFFALO CONGRESS, 4., 1994, São Paulo. Proceedings... São Paulo: Associação Brasileira dos Criadores de Búfalos, 1994. p.301303.
REFERÊNCIA DE ARTIGOS DE PERIÓDICOS ELETRÔNICOS:Quando se tratar de obras consultadas on-line, são essenciais as
informações sobre o endereço eletrônico, apresentado entre os sinais < >, precedido da expressão “Disponível em: xx/xx/xxxx”e a data de
acesso do documento, precedida da expressão “Acesso em: xx/xx/xxxx.”
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em: http://www.propesq.ufpe.br/anais/anais.htm> Acesso em: 21/01/1997.
CITAÇÃO DE TRABALHOS PUBLICADOS EM CD ROM:Na citação de material bibliográfico publicado em CD ROM, o autor deve
proceder como o exemplo abaixo:
EUCLIDES, V.P.B.; MACEDO, M.C.M.; OLIVEIRA, M.P. Avaliação de cultivares de Panicum maximum em pastejo. In: REUNIÃO ANUAL
DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE ZOOTECNIA, 36., 1999, Porto Alegre. Anais... São Paulo: Gmosis, 1999, 17par. CD-ROM.
Forragicultura. Avaliação com animais. FOR-020.
INSTITUTO BRASILEIRO DE INFORMAÇÃO EM CIÊNCIA E TECNOLOGIA. Bases de dados em Ciência e Tecnologia. Brasília, n. 1,
1996. CD-ROM.
E.mail Autor, < e-mail do autor. “Assunto”, Data de postagem, e-mail pessoal, (data da leitura)
56
Web Site Autor [se conhecido], “Título”(título principal, se aplicável), última data da revisão [se conhecida], < URL (data que foi acessado)
FTPAutor [se conhecido] “Título do documento”(Data da publicação) [se disponível], Endereço FTP (data que foi acessado)
CITAÇÕES NO TEXTO: Quando se tratar de dois autores, ambos devem ser citados, seguido apenas do ano da publicação; três ou mais
autores, citar o sobrenome do primeiro autor seguido de et al. obedecendo aos exemplos abaixo:
Silva e Oliveira (1999)
Schmidt et al. (1999)
(Silva et al., 2000)
Archives of Veterinary Science
Setor de Ciências Agrárias
Curso de Pós-Graduação em Ciências Veterinárias
Rua dos Funcionários, 1540 80035-050 - Curitiba - Paraná - Brasil
57
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