UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO NORTE CENTRO DE CIÊNCIAS EXATAS E DA TERRA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA E ENGENHARIA DE MATERIAIS DISSERTAÇÃO DE MESTRADO Modificação de membranas de quitosana por plasma para uso biológico Marina de Oliveira Cardoso Macêdo. Orientador: Prof. Dr. Clodomiro Alves Júnior Natal (RN), Abril de 2009 UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO NORTE CENTRO DE CIÊNCIAS EXATAS E DA TERRA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA E ENGENHARIA DE MATERIAIS Modificação de membranas de quitosana por plasma para uso biológico Dissertação de Mestrado apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Ciência e Engenharia de Materiais do Centro de Ciência Exata e da Terra da Universidade Federal do Rio Grande do Norte, como parte dos requisitos para obtenção do título de Mestre em Ciência e Engenharia de Materiais. Aluna: Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Orientador: Prof. Dr. Clodomiro Alves Júnior. Natal (RN), Abril de 2009 Catalogação da Publicação na Fonte. UFRN / SISBI / Biblioteca Setorial Especializada Centro de Ciências Exatas e da Terra – CCET. M141m Macêdo, Marina de Oliveira Cardoso. Modificação de membranas de quitosana por plasma para uso biológico / Marina de Oliveira Cardoso Macêdo. -- Natal, 2009. 96 f.: il. Orientador: Prof. Dr. Clodomiro Alves Júnior. Dissertação (Mestrado) Universidade Federal do Rio Grande do Norte. Centro de Ciências Exatas e da Terra. Programa de Pós-graduação em Ciência e Engenharia de Materiais, 2009. 1. Quitosana - Dissertação. 2. Plasma - Dissertação. 3. Permeabilidade - Dissertação. 4. Membrana - Dissertação. I. Alves Júnior, Clodomiro. II. Título. RN/UF/BSE-CCET CDU: 620.1 Dedico este trabalho aos meus pais, Maria Dalva e Braz Cardoso e ao meu esposo Haroldo Reis pelo amor, compreensão, carinho e incentivo. Agradecimentos A Deus por sempre guiar e iluminar meus pensamentos. A minha mãe Maria Dalva de Oliveira Araújo e ao meu pai Braz Cardoso de Araújo pelo amor, carinho e por terem sempre ficado ao meu lado nas horas mais difíceis de minha vida. A meu esposo, Haroldo Reis, por sempre ter me ajudado nas atividades relacionadas a este trabalho, bem como as atividades do lar que sempre soube fazer de modo a ajudar na conclusão deste trabalho e pelo seu amor, respeito e sinceridade. Ao professor Dr. Clodomiro Alves Júnior pela dedicação na orientação deste trabalho, pelo incentivo, pela amizade e por estar sempre presente. A professora Márcia Rodrigues pela ajuda na realização desse trabalho, bem como a todos os estudantes que fazem parte do laboratório de membranas de colóides. Ao professor Dr. Ayrton de Sá Brandim por ter acreditado no meu potencial e me incentivado a cursar uma pós graduação. A minha sogra Tereza Cristina e ao meu sogro Haroldo Macêdo por terem me recebido como filha e apoiado nesta nova fase de minha vida. Aos meus irmãos Marcos, Marcelo e Mauro por terem acreditado em mim e terem me apoiado quando da minha saída de casa para estudar em Natal. Aos meus sobrinhos Rafael, Mariana, Ravy, Yuri e Agnes pela alegria e carinho. A todos os professores do curso de Biologia da UESPI em especial Prof.ª Emilia Saleh, Prof ª Socorro Meireles e Prof ª Socorro Viana. Aos funcionários e pesquisadores da Embrapa pelo incentivo a pesquisa e apoio nos trabalhos de campo durante a graduação em especial Dr.ª Claudia, Dr. Freire e Vera Lúcia. Aos colegas do LABPLASMA pelo apoio, incentivo e valiosa ajuda na realização desse trabalho. A Michelly pelo conhecimento transmitido sobre tratamento de polímeros por plasma. Ao Júlio pelos ensinamentos sobre espectroscopia de emissão ótica. Ao Zilvam pelas valiosas imagens de microscopia de força atômica. A Gymman por me ajudar nos ensaios de viscosimetria. Aos alunos de iniciação científica Melquesedeque e Cynthia Aires pela ajuda nos ensaios de permeação e tratamento das membranas. Às minhas amigas Leanni, Marcilene, Kelly e Daugerlândia pelas palavras de conforto quando a saudade aumentava. A todos os meus familiares, em especial a minha Madrinha Carminha, tia Anunciação, tia Jesus, tia Aurora e tio Nonato. Aos professores do PPGCEM da UFRN que transmitiram os conhecimentos necessários para adaptação de uma nova área. Às secretárias desse programa que sempre se mostraram dispostas ajudar os alunos, em especial Gabriela a qual tive maior contato. Aos professores do CEFET-PI os quais, não cito nomes para não ser injusta, pelo apoio, incentivo e pela oportunidade oferecida de cursar as disciplinas junto com eles. A Capes, pelo apoio financeiro. Resumo Membranas de quitosana foram modificadas por plasma, utilizando os seguintes gases: nitrogênio (N2), metano (CH4), argônio (Ar), oxigênio (O2) e hidrogênio (H2). Membranas não tratadas foram utilizadas para comparação com as tratadas. As amostras foram caracterizadas por ensaio de ganho de massa (capacidade de absorção de água), ângulo de contato, microscopia de força atômica (MFA) e quanto à sua permeabilidade em relação ao fármaco sulfamerazina de sódio. Através dos ensaios de absorção e ângulo de contato foi possível obter informações sobre a molhabilidade das membranas e quais mudanças o tratamento a plasma pode promover em relação à molhabilidade. O tratamento por plasma utilizando o oxigênio promoveu um aumento da hidrofilicidade e do ganho de massa enquanto as amostras tratadas com metano tiveram uma diminuição da hidrofilicidade e do ganho de massa. Através da Espectroscopia de Emissão Ótica (EEO) identificaram-se quais espécies estavam presentes no plasma durante o tratamento, pois estas influenciam o grau de molhabilidade das amostras, tornando-as mais hidrofílicas ou hidrofóbicas através da inserção de grupos funcionais. Nos resultados da MFA foi possível observar as modificações nanotopográficas ocorridas na superfície das amostras, como o aumento da rugosidade em amostras tratadas com hidrogênio e a diminuição dessa rugosidade nas amostras tratadas com argônio. Ensaios de permeação foram realizados para todas as membranas tratadas e comparados com as membranas não tratadas. Através desse ensaio foi possível verificar que os tratamentos a plasma ampliaram o espectro de permeabilidade das membranas que variou de 1,4548 *10-5cm2.min-1 a 2,7713*10-5cm2.min-1. As amostras tratadas com oxigênio apresentaram a menor permeabilidade enquanto que a amostras tratada com argônio apresentaram a maior permeabilidade. A obtenção de membranas de quitosana com permeabilidade variada é de grande importância na tecnologia de liberação de fármacos, pois as mesmas podem ser utilizadas nos mais diversos sistemas carreadores de fármacos. Liberando uma ampla variedade de fármacos e/ou agente bioativos. Palavras Chave: Quitosana, Plasma, Permeabilidade Abstract Chitosan membranes have been modified by plasma, utilizing the following gases: nitrogen (N2), methane (CH4), argon (Ar), oxygen (O2) and hydrogen. The modified membranes by plasma were compared to the unmodified ones. The membranes were characterized by absorption assay, contact angle, atomic force microscopy (AFM). Also, permeability assay of sodium sulfamerazine from such membranes were carried out. Through the absorption assay and contact angle it was possible to obtain information of the wettability of the membranes and what changes the plasma treatment can promote in relation to it. The plasma treatment using oxygen promoted increase of the wetability and swelling while the samples treated with methane decrease of the wetability and swelling. Through the Optical Emission Spectroscopy (OES) it was possible to identify which species were present in the plasma during the treatment. And through the AFM analysis it was possible to observe the changes nanotopography occurred on the surface of the samples. Permeability assay were archived for all treated membranes and compared to no treated ones. Due to that assay it was possible verify which the plasma treatment increased the permeability spectrum of the membranes which has varied from 1,4548 *10-5cm2.min-1 to 2,7713*10-5cm2.min-1. Chitosan membranes with permeability varied are importance in systems drug delivery, to liberate a wide variety of drugs. Key word: Chitosan, Plasma, Permeability Lista de Figuras Figura 2.1: Esquema do processo para obtenção de quitina e quitosana. ............... 20 Figura 2.2: Representação esquemática da estrutura química da quitina, celulose e quitosana, sendo n o grau de polimerização ............................................................ 21 Figura 2.3: Escaneamento do comprimido de quitosana no corpo humano utilizado para liberação de fármaco no cólon. (a) 60 minutos após a administração o escaneamento mostra que o comprimido chegou ao cólon humano intacto. (b) 305 minutos após a administração - início da desintegração e expansão do comprimido. (c) 365 minutos - ascensão e expansão extensiva. (d) 405 minutos - expansão extensiva para o cólon transversal ........................................................................... 23 Figura 2.4: Perfis da liberação de drogas em função do tempo: Liberação convencional x controlada ........................................................................................ 27 Figura 2.5: Representação esquemática da sulfanilamida. ...................................... 32 Figura 2.6: Representação esquemática da sulfamerazina de sódio ....................... 34 Figura 2.7 – Gota depositada sobre uma superfície sólida. Onde σsv, σlv e σls são as tensões resultantes da interação entre os três meios sólido, líquido e vapor ........... 45 Figura 2.8: Ângulos de contato de líquidos com superfícies sólidas: (a) totalmente hidrofílica; (b) predominantemente hidrofílica; (c) predominantemente hidrofóbica; (d) totalmente hidrofóbica .............................................................................................. 46 Figura 2.9: Intumescimento e erosão em matrizes hidrofílicas. ................................ 47 Figura 3.1: Desenho esquemático do reator a plasma utilizado para tratamento de membranas de quitosana ......................................................................................... 57 Figura 3.2: Reator de plasma utilizado para modificar as membranas de quitosana. ................................................................................................................................. 59 Figura 3.3: Fotografia do espectrômetro de emissão ótica que inclui o monocromador, o sensor ótico, o spectrahub e o computador. ................................ 60 Figura 3.4: Ilustração do equipamento utilizado para determinação do ângulo de contato. ..................................................................................................................... 62 Figura 3.5 – Esquema da célula de permeação ....................................................... 64 Figura 3.6: Espectro de absorção uv/visível da sulfamerazina de sódio. ................. 65 Figura 4.1: Espectro de emissão ótica dos gases utilizados nos tratamentos das membranas por plasma, 4.1a: espectro do argônio, 4.1b: espectro do metano, 4.1c: espectro do nitrogênio, 4.1d: espectro do oxigênio, 4.1e: espectro do hidrogênio. .. 72 Figura 4.2: Imagens de microscopia de força atômica de membranas de quitosana não tratada. Figura 4.2a imagem frontal, figura 4.2b imagem em 3d. ...................... 74 Figura 4.3: Imagens de microscopia de força atômica de membranas de quitosana tratada com metano. Figura 4.3a imagem frontal, figura 4.3b imagem em 3d.......... 74 Figura 4.4: Imagens de microscopia de força atômica de membranas de quitosana tratada com argônio. Figura 4.4a imagem frontal, figura 4.4b imagem em 3d.......... 75 Figura 4.5: Imagens de microscopia de força atômica de membranas de quitosana tratada com hidrogênio. Figura 4.5a imagem frontal, figura 4.5b imagem em 3d. .... 76 Figura 4.6: Imagens de microscopia de força atômica de membranas de quitosana tratada com nitrogênio. Figura 4.6a imagem frontal, figura 4.6b imagem em 3d. ..... 77 Figura 4.7: Imagens de microscopia de força atômica de membranas de quitosana tratada com oxigênio. Figura 4.7a imagem frontal, figura 4.7b imagem em 3d. ....... 77 Figura 4.8: Ângulo de contato para a água............................................................... 79 Figura 4.9: Perfil da molhabilidade das amostras tratadas e não tratada durante 60 segundos. ................................................................................................................. 80 Figura 4.10: Gráfico representativo do ganho de massa. ......................................... 81 Figura 4.11: Gráfico da permeabilidade das membranas de quitosana em relação ao fármaco sulfamerazina de sódio. .............................................................................. 82 Figura 4.12: Gráficos das permeações das membranas tratadas e não tratadas com as duplicatas. Figura 4.12a: gráfico da permeação da QUI NT, Figura 4.12b: gráfico da permeação da QUI N2, Figura 4.12c: gráfico da permeação da QUI CH4, Figura 4.12d: gráfico da permeação da QUI Ar, Figura 4.12e: gráfico da permeação da QUI O2, Figura 4.12f: gráfico da permeação da QUI H2, .................................................. 85 Figura 4.13: Gráficos da permeação do fármaco sulfamerazina de sódio.......................................................................................................................... 86 Lista de Tabelas Tabela 3.1 Tabela 4.1 Tabela 4.2 Tabela 4.3 Parâmetros que se mantiveram fixos durante o tratamento por plasma. Valores de rugosidade e de altura máxima dos picos. Valores de Permeabilidade. Concentração de fármaco no compartimento A após 50 minutos. 60 74 83 86 Lista de Abreviaturas e Símbolos AA – Ácido acrílico ATD – Análise térmica diferencial AVS – Ácido vinil sulfúrico CED – Calorimetria exploratória diferencial DMA – Análise térmica dinâmico-mecânica DVQPA – Deposição a vapor químico por plasma assistido EES – Espectroscopia de emissão ótica EFE-RX – Espectroscopia de fotoelétrons excitados por raios - X EIRTA - Espectroscopia de infravermelho de reflexão total atenuada HMDS - Hexametildissilazana MEV – Microscopia eletrônica de varredura MFA – Microscopia de força atômica NT – Não tratada P – Permeabilidade PEO – Poli (óxido de etileno) PSf– Polisulfona QUI Ar – Membrana de quitosana tratada com plasma de argônio QUI CH4 – Membrana de quitosana tratada com plasma de metano QUI H2 – Membrana de quitosana tratada com plasma de hidrogênio QUI N2 – Membrana de quitosana tratada com plasma de nitrogênio QUI NT – Membrana de quitosana não tratada QUI O2 – Membrana de quitosana tratada com plasma de oxigênio Ra – Rugosidade média aritmética SLFs – Sistema de liberação de fármacos TG – Análise termogravimétrica UV/visível – Espectroscopia de absorção na região do ultravioleta/visível θ - Ângulo de contato σ sv - Tensão resultante da interação sólido - vapor σ lv - Tensão resultante da interação líquido – vapor σ sl - Tensão resultante da interação sólido – líquido Sumário 1 - Introdução ........................................................................................................... 16 2 - Revisão Bibliográfica ........................................................................................... 19 2.1 – Quitosana ........................................................................................................ 19 2.1.1 Membranas de Quitosana ............................................................................... 24 2.2 - Sistema de Liberação de Fármacos ................................................................. 26 2.2.1 - Polímeros em Sistemas de Liberação de Fármacos ..................................... 29 2.3 - Sulfonamidas .................................................................................................... 32 2.3.1 - Sulfamerazina de Sódio ................................................................................ 33 2.4 – Modificação Química de Polímeros. ................................................................ 34 2.5 – Modificação de Polímeros por Plasma ............................................................ 36 2.5.1 - Plasma .......................................................................................................... 39 2.6 – Diagnóstico de Plasma por Espectroscopia de Emissão Ótica (EEO)............. 41 2.7 - Microscopia de Força Atômica (MFA) .............................................................. 42 2.8 – Medidas do Ângulo de Contato ....................................................................... 44 2.9 - Ensaio de Absorção ......................................................................................... 46 2.10 - Ensaios de Difusão e Permeação .................................................................. 48 2.10.1 - Difusão ........................................................................................................ 48 2.10.2 - Difusão Através de Membranas .................................................................. 50 2.10.3 - A Constante de Permeabilidade .................................................................. 51 2.10.4 - A Permeabilidade da Membrana ................................................................. 53 3 – Materiais e Métodos ........................................................................................... 56 3.1 – Materiais .......................................................................................................... 56 3.2 - Preparação das Membranas ............................................................................ 56 3.3 - Tratamentos por Plasma .................................................................................. 57 3.4 – Técnicas de Caracterização ............................................................................ 59 3.4.1 – Diagnóstico por Espectroscopia de Emissão Ótica ...................................... 59 3.4.2 - Microscopia de Força Atômica (MFA) ........................................................... 61 3.4.3 – Medidas de Ângulo de Contato..................................................................... 61 3.4.4 - Ensaio de Absorção de Água ........................................................................ 62 3.4.5 - Ensaio de Permeação ................................................................................... 63 3.4.6 - Cálculo da Permeabilidade das Membranas ................................................. 65 4 – Resultados e Discussão ..................................................................................... 69 4.1- Diagnóstico por Espectroscopia de Emissão Ótica (EEO) ................................ 69 4.2 - Microscopia de Força Atômica ......................................................................... 73 4.3 – Medidas de Ângulo de Contato ....................................................................... 77 4.4 - Ensaios de Absorção........................................................................................ 80 4.5 - Ensaios de Permeação .................................................................................... 82 5 – Conclusões ......................................................................................................... 89 Referências .............................................................................................................. 91 Capítulo 1 Introdução 16 Introdução 1 - Introdução Nesses últimos anos, a indústria farmoquímica tem-se destacado pelo uso e aproveitamento de matérias primas de baixo custo e fácil, como por exemplo, os materiais poliméricos. Esses estão sendo utilizados na liberação controlada de fármacos (TRINDADE, 2004). Dentre esses materiais podemos citar as membranas poliméricas. Polímeros biodegradáveis naturais e/ou sintéticos, estão sendo utilizados na fabricação destas membranas, mas apenas alguns têm demonstrado biocompatibilidade. Entre os polímeros que se destacam pela excelente biocompatibilidade estão os polissacarídeos. Como exemplo tem-se a quitosana que devido sua à abundância, biocompatibilidade, biodegradabilidade e baixa toxicidade tem se destacado entre os polímeros polissacarídicos utilizados em sistemas carreadores de fármacos (FREIRE, 2006; DODANE, 1998). Além disso, a quitosana foi um dos biopolímeros mais citados em um estudo de monitoramento tecnológico e mercadológico de biopolímeros, obtendo o 2º lugar dentre os biomateriais mais citados e em número de patentes (BORSCHIVER, 2008). As membranas de quitosana possuem uma boa resistência mecânica aliada a uma permeabilidade molecular seletiva. Devido a estas características, membranas de quitosana estão sendo utilizadas em: empacotamento de alimentos, pele artificial, cicatrização de ferimentos, sistemas de liberação de drogas e outras aplicações. A permeabilidade das membranas de quitosana é Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Introdução 17 afetada por vários fatores como: espessura do filme, grau de desacetilação, massa molar e grau de molhabilidade (CHEN, 2002). Atualmente esforços têm sido realizados para modificar o grau de molhabilidade das membranas, ajustando a superfície hidrofílico-hidrofóbica, com o objetivo de alterar a permeabilidade. A modificação da permeabilidade das membranas de quitosana é de suma importância no estudo do tratamento de água, ultrafiltração (hemodiálise) e liberação de fármacos (WANG, 2001). Visando ampliar a faixa de permeação em membranas de quitosana é que se propõe o presente trabalho. O tratamento por plasma tem-se mostrado como uma técnica particularmente interessante para transformar membranas poliméricas. Essa técnica altera somente a natureza química e morfológica da superfície das mesmas, sem a necessidade de adicionar outro polímero ou modificar as propriedades volumétricas do material (WANG, 2001). Nesse trabalho os aspectos teóricos referentes aos materiais e as técnicas utilizadas na pesquisa são relatados no segundo capítulo. No terceiro capítulo encontra-se descrita a metodologia empregada na preparação e caracterização das membranas e diagnóstico do plasma. No quarto capítulo, são apresentados e discutidos os resultados experimentais obtidos e por fim no quinto capítulo, são apresentadas as conclusões alcançadas no trabalho. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Capítulo 2 Revisão Bibliográfica Revisão Bibliográfica 19 2 - Revisão Bibliográfica 2.1 – Quitosana Embora as pesquisas e publicações sobre quitosana sejam bem atuais, seu uso não é recente. Antigos pescadores japoneses e o exército dos Estados Unidos já a utilizavam como agente homeostático e cicatrizante (HAMILTON, 2006). Por se tratar de um polímero natural, biodegradável, biocompatível, extremamente abundante e de baixa toxicidade (DL50 em ratos é de 16g kg-1, por via oral) a quitosana tem sido proposta como um material potencialmente atraente para usos diversos, principalmente em engenharia, biotecnologia e medicina (HIRANO, 1990; CHANDY, 1990). As indicações mais comuns são seu emprego como meio complexante de íons metálicos, em revestimentos por sua ação antifúngica e bactericida (ASSIS, 2007) e em matrizes para liberação controlada de drogas (ATCHE, 2000). Também fartamente divulgado, embora ainda que controverso, é o seu uso como um agente ativo no emagrecimento humano por sua interação com as gorduras e estruturas afins (fatter trapper) (ASSIS, 2007). A quitosana é um polissacarídeo amino, derivado do processo de desacetilação alcalina da quitina (Figura 2.1). Esse processo envolve a remoção de proteínas e a dissolução dos sais orgânicos. Fatores como a concentração de hidróxido de sódio/potássio, temperatura e tempo de reação, determinam o grau de desacetilação e a massa molar da quitosana obtida. Para ser considerado quitosana, o grau de Ndesacetilação deve estar entre 40 e 98% e a massa molar entre 1x105 e 1,2x106Da (SANDFORD, 1988; MUZZARELLI, 1986). Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Revisão Bibliográfica 20 Figura 2.1: Esquema do processo para obtenção de quitina e quitosana (SANDFORD, 1988). A quitina constitui a maior fração dos exoesqueletos dos insetos e crustáceos tais como caranguejo, camarão e lagosta e também da parede celular de alguns fungos. Sendo assim é considerada como o segundo polímero natural mais abundante da natureza, ficando atrás apenas da celulose (KUMAR, 2004; RATHKE, 1994). A estrutura da quitosana é muito similar à de sua precursora quitina (Figura 2.2). A diferença está na presença de um grupo amino (NH2) na posição 2 do anel glicopiranosídeo no caso da quitosana, enquanto que na quitina tem-se a presença do grupo acetamido (NHCOCH3) (LIMA, 2006). A celulose é outro polímero natural que possui similaridade com a quitosana, neste caso ao invés do grupo amino na posição 2 do anel glicopiranosídeo tem-se a presença dos grupos hidroxila (OH) (ASSIS, 2003). Estruturalmente a quitosana é um polissacarídeo linear com um número variável (em função do grau residual de acetilação) de grupos N-acetil-glucosamina, aleatoriamente localizados, podendo ser definida como um copolímero de 2-amino2deoxi-D-glicopiranose e 2-acetamido-2-deoxi-D-glicopiranose, cujas unidades são unidas por ligações β (1-4) (TRINDADE, 2004). Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 21 Revisão Bibliográfica Figura 2.2: Representação esquemática da estrutura química da quitina, celulose e quitosana, sendo n o grau de polimerização (ASSIS, 2003). A quitosana é um biopolímero insolúvel em água e solúvel na maior parte dos ácidos orgânicos, como ácido acético, fórmico, cítrico, além de ácidos inorgânicos como ácido clorídrico diluído, resultando em soluções viscosas. Tal solubilização se deve à presença de grupos amino na estrutura da quitosana. Em meio ácido, é um polieletrólito catiônico, que tem seus grupos amino protonados (NH3+), conferindo à molécula cargas positivas. Sendo um policátion, a quitosana pode formar complexos eletrostáticos com espécies carregadas negativamente incluindo proteínas, polímeros, fármacos e outros ânions de baixa massa molar (ZHANG, 2002; LIMA, 2006). Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 22 Revisão Bibliográfica Atualmente a quitosana tem despertado muito interesse em aplicações médicas e farmacêuticas. A principal razão para este crescente interesse é, indubitavelmente, devido às suas propriedades farmacológicas intrínsecas como, ação hipolipêmica (reduz a absorção de gorduras), tratamento de osteoartrite, efeito analgésico, efeito hipocolesterolêmico e propriedades biológicas como efeito bacteriostático, coagulante e ação cicatrizante. Acredita-se que essas propriedades são em virtude dos seus produtos de degradação, os oligômeros de N-acetil-D-glucosamina (LIMA, 2006; SILVA, 2006). Esses oligômeros são totalmente absorvíveis pelo organismo sendo metabolizados por enzimas humanas e por isso, a quitosana é considerada um material biodegradável. Outra propriedade que a quitosana possui é a bioadesividade. Isso se deve aos seus grupos (NH2 e OH) sofrerem protonação em certos pH fisiológicos e interagirem eletrostaticamente, com cargas negativas na mucosa ou superfícies celulares (LIMA, 2006). O potencial da quitosana para aplicação bio/mucoadesividade foi reforçado pelo primeiro relato de Illum (1994), sobre a capacidade que a quitosana possui de promover a absorção transmucosa de pequenas moléculas polares, bem como de drogas peptídicas e protéicas para o epitélio nasal. Posteriormente, Artursson (1994) relatou que a quitosana pode aumentar a permeabilidade de drogas peptídicas via mucosa epitelial intestinal. Além disso, é um promissor material bioadesivo em pHs fisiológicos, por possuir grupos OH e NH2 que podem promover pontes de hidrogênio, propriedade considerada essencial para mucoadesão; termo esse usado, porque a interação é restrita à camada mucosa. Quando quitosana está exercendo a função de sistema carreador de fármaco, essa interação pode resultar em um aumento no tempo de permanência desse Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 23 Revisão Bibliográfica sistema nos sítios específicos de absorção do fármaco, liberando-o controladamente e melhorando a sua biodisponibilidade (Figura 2.3). Esta característica bio/mucoadesividade tem potencializado seu uso como carreador para liberação controlada e sustentada de agente farmacêuticos, incluindo prednisolona, albumina, cisplatina, diclofenaco sódico e melantonina e, ainda, para liberação sustentada de agentes quimioterápicos (THANOU, 2001). Figura 2.3: Escaneamento do comprimido de quitosana no corpo humano utilizado para liberação de fármaco no cólon. (a) 60 minutos após a administração o escaneamento mostra que o comprimido chegou ao cólon humano intacto. (b) 305 minutos após a administração - início da desintegração e expansão do comprimido. (c) 365 minutos - ascensão e expansão extensiva. (d) 405 minutos - expansão extensiva para o cólon transversal (KUMAR et. al., 2004) Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 24 Revisão Bibliográfica Por tudo isso, a quitosana vem sendo considerada um promissor material para a preparação das mais diferentes formas físicas de liberação controlada, tais como, micropartículas, microesferas, nanoesferas, géis e membranas. (LIMA, 2006). 2.1.1 Membranas de Quitosana Na área médica a utilização de membranas poliméricas tem se desenvolvido a partir da necessidade de obtenção de materiais biocompatíveis. Esses devem possuir propriedades mecânicas e características de permeação ideais para originar membranas seletivas que possam ser utilizadas na obtenção de curativos, diálise e sistemas de liberação de fármacos (OKAMOTO, 2003; KHOR, 2003). Para desempenhar estas funções, polímeros naturais são preferenciais, pois apresentam um menor índice de rejeição e assim maior biocompatibilidade quando comparados aos polímeros sintéticos. Outra característica importante dos polímeros naturais é a biodegradabilidade diminuindo assim o impacto ambiental causado pelo acúmulo de resíduos no meio ambiente (PILLAI, 2001; TRINDADE, 2004). Devido à existência de ligações de hidrogênio inter e intramoleculares nos resíduos D-glucosamina na quitosana, esta possui excelentes propriedades de formação de filmes e fibras, transformando a quitosana em um dos promissores polímeros utilizados na preparação de membranas (CHAO, 2004). As membranas de quitosana foram descritas e caracterizadas pela primeira vez por Muzzzarelli (1978). Membranas de quitosana para aplicação biomédica funcionam como barreira, imitando a pele. Além disso, a quitosana é utilizada em outras aplicações como osmose Marina de Oliveira Cardoso Macêdo reversa, quelante de metais pesados, Revisão Bibliográfica 25 pervaporação, na ultrafiltração (hemodiálise) e como padrões de referência em sistemas de liberação de fármacos (DUREJA, 2001; DODANE, 1998). A técnica mais simples para a preparação das membranas de quitosana é a evaporação de solvente em uma solução de quitosana sobre uma placa de vidro que, geralmente, produz membranas resistentes e transparentes, com elevada absortividade à água e lenta degradação enzimática pela lisoenzima, presente em tecidos e fluidos corporais de mamíferos (BEPPU, 1999). Uragami (1997) estudou a preparação de membranas de quitosana destinadas à separação de água-etanol por pervaporação e membranas heparinizadas, para imobilização de enzimas e transporte de espécies iônicas. Ren e colaboradores (1998) estudaram o processo de transporte da solução água-etanol nas membranas de quitosana natural e reticulada com ácido sulfúrico. Sakurai (1997) estudou membranas de quitosana aplicadas à separação e concentração de proteínas. Beppu e colaboradores (1999) estudaram a síntese e caracterização de membranas densas e porosas de quitosana através de microscopia eletrônica de varredura (MEV), microscopia de força atômica (MFA), titulação potenciométrica e espectroscopia de infravermelho. O agente reticulante escolhido para tal trabalho foi o glutaraldeído. As membranas densas mostraram-se mais resistentes que as porosas, através do glutaraldeído, foi possível tornar as membranas mais resistentes do ponto de vista físico, químico e microbiológico, como também torná-la mais hidrofóbica. Silva (2006) desenvolveu membranas de quitosana assimétricas utilizando uma camada de DNA na superfície da membrana. Analisando suas propriedades mecânicas pode-se evidenciar que estas membranas são adequadas ao uso como curativo cirúrgico. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 26 Revisão Bibliográfica 2.2 - Sistema de Liberação de Fármacos A introdução de novos fármacos na terapêutica tem se tornado um processo muito oneroso. Em razão disso, pesquisas de novas alternativas tecnológicas que aumentem a eficiência de fármacos já conhecidos têm sido intensificadas. Muitas destas alternativas têm sido focadas no desenvolvimento de sistemas de liberação de fármacos (AZEVEDO, 2002). A tecnologia de liberação de fármacos representa uma das fronteiras da ciência, a qual envolve diferentes aspectos multidisciplinares e pode contribuir muito para o avanço da saúde humana. Os sistemas de liberação, são freqüentemente descritos como “drug delivery systems” e incluem a liberação modificada, sustentada, retardada, programada e controlada, entre outros. No entanto a terminologia mais aceita é a que designa o termo geral como liberação controlada, pois denota que o sistema está apto a prover um real controle terapêutico, seja de maneira temporal, controlando o tempo de liberação, ou espacial, através da vetorização de fármacos para locais específicos (AZEVEDO, 2002). Essa tecnologia proporciona algumas vantagens em relação aos sistemas convencionais de liberação de fármacos: (Figura 2.4) • Melhoria da eficácia, • Diminuição da toxicidade, • Liberação do fármaco no local específico de ação (direcionamento de fármacos), • Mascaramento do sabor/odor desagradável de alguns fármacos, • Diminuição do número de doses diárias, Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Revisão Bibliográfica 27 • Tratamento contínuo, sem administrações noturnas, • Proteção do fármaco de uma eventual degradação pelos componentes dos fluidos biológicos, nomeadamente dos fluidos gástricos, • Diminuição ou mesmo desaparecimento dos picos plasmáticos, • Diminuição ou eliminação dos efeitos locais e sistêmicos, • Otimização da administração de produtos oriundos da biotecnologia, tais como vacinas, entre outras. Figura 2.4: Perfis da liberação de drogas em função do tempo: A – Liberação controlada x B - Liberação convencional (adaptado de AZEVEDO, 2002). Embora o uso de formas farmacêuticas de ação controlada tenha sido uma grande melhoria na área farmacológica, inconvenientes com relação ao transporte de medicamentos podem existir, por exemplo, se a velocidade de eliminação do fármaco for lenta (ANSEL, 2000). Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 28 Revisão Bibliográfica O desenvolvimento de dispositivos de liberação controlada tem suas razões fundamentadas em três fatores: • O direcionamento de fármacos para locais específicos de liberação, com conseqüente aumento da eficácia, prevenindo a degradação ou inativação do fármaco durante o trânsito até o local específico de ação. Desse modo, o organismo torna-se protegido de reações adversas provenientes da liberação em locais inespecíficos; • Necessidade do desenvolvimento de sistemas capazes de promover a administração de produtos oriundos da biotecnologia e da engenharia genética, por exemplo, os peptídeos e proteínas, etc; • A geração de novas patentes de produtos contendo fármacos convencionais com o uso desta tecnologia. Isto constitui um motivo especial para a indústria desenvolver medicamentos de liberação controlada. Desse modo, a indústria farmacêutica tem investido grandemente neste setor tecnológico, devido ao alto retorno financeiro que ele proporciona mesmo a longo prazo (ALLEN, 2007). A utilização de formas farmacêuticas de liberação controlada veio lançar uma clara esperança de melhoria da terapêutica das doenças crônicas. Tal tratamento pode ocorrer por toda a vida do paciente. Alguns dos mecanismos mais comuns utilizados na obtenção de sistemas de liberação de fármacos com a velocidade controlada são (TRINDADE, 2004): Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 29 Revisão Bibliográfica • Ação solvente dos líquidos biológicos sobre as partículas revestidas ( microesferas, micro e nanopartículas). • Sistemas osmóticos baseados em membranas semipermeáveis controladas pela difusão dos líquidos biológicos através de um polímero. • Sistemas passiveis de erosão controlada de uma matriz polimérica; • Bioadesivos que atuam por reação química ou interação entre o fármaco ou sistema de liberação e líquidos biológicos com especificidade para determinados locais; • Lipossomas, uma classe de estruturas vesiculares baseada em bicamadas lipídicas ao redor de um compartimento aquoso, tipicamente composto de fosfolipídeos e\ou colesterol. • Sistemas de difusão controlados pela difusão do fármaco através de uma membrana polimérica; A melhoria no desenvolvimento de sistemas de liberação modificada depende estritamente da seleção de um agente apropriado capaz de controlar a liberação do fármaco, sustentar a ação terapêutica ao longo do tempo e/ou de liberar o fármaco ao nível de um determinado tecido ou órgão alvo. Dentre as várias opções, os polímeros são agentes versáteis e promissores para exercer tal função (LOPES, 2005). 2.2.1 - Polímeros em Sistemas de Liberação de Fármacos Os polímeros são uma das classes de materiais mais versáteis e têm mudado nosso cotidiano por várias décadas com importantes aplicações na área médica, Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Revisão Bibliográfica 30 agricultura e engenharia. A fusão da ciência de polímeros com as ciências farmacêuticas conduziu a um avanço espetacular em termos de “inovação” (flexibilidade no estado físico, forma, tamanho e superfície) no design e desenvolvimento de novos sistemas de liberação de fármacos (SLFs) (LANGER, 2003). Dentre as várias propriedades dos polímeros, algumas demonstram serem mais importantes na elaboração de um sistema de liberação de fármacos como permeabilidade, molhabilidade, solubilidade, energia de superfície. Além disso, o pH e temperatura de transição vítrea também são importantes (ZHU, 2002). A permeabilidade está diretamente ligada a difusão das moléculas do fármaco. Se o polímero possuir um elevada taxa de permeação ou uma permeação muito baixa a liberação do fármaco não ocorrerá de forma controlada. A molhabilidade e solubilidade determinam a capacidade de sorção de água dos polímeros, essa capacidade determina a velocidade de degradação e intumescimento do polímero (ZHU, 2002). A energia de superfície está relacionada à adesão dos polímeros, pois quanto maior for a energia de superfície mais átomos livres o polímero terá, favorecendo assim a adesão/ligação com outras substâncias. A temperatura de transição vítrea também é outro fator importante na seleção dos polímeros. Esses devem possuir uma baixa temperatura de transição vítrea, em virtude da sensibilidade térmica de muitos fármacos. (ZHU, 2002). Dependendo do mecanismo de liberação, o pH do polímero também pode ser uma importante propriedade. Polímeros com pH neutro são preferenciais, pois, evitam a interação entre eles e o fármaco. (RIOS, 2005). Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Revisão Bibliográfica 31 O uso de polímeros biodegradáveis contribuiu para a melhoria destes sistemas, visto que eles não requerem remoção cirúrgica e apresentam poucos efeitos colaterais. Matrizes poliméricas biodegradáveis já são biocompatíveis e degradáveis, isto é degradam in vivo em fragmentos menores que podem ser excretados pelo corpo. Estes produtos de degradação não são tóxicos, e não devem criar nenhuma resposta inflamatória. Polímeros biologicamente degradáveis incluem, portanto (AZEVEDO 2002): • Polímeros naturais: são sempre biodegradáveis como, por exemplo, o colágeno, a celulose e a quitosana e são muito utilizados como matrizes em liberação de fármacos. Um exemplo é a aplicação de quitosana enxertada com poli (ácido acrílico), formando um copolímero, na confecção de nanoesferas para se estudar a liberação controlada em função do tempo. A eosina, um corante solúvel em água, é utilizada como marcador nestes sistemas (AZEVEDO 2002). • Polímeros sintéticos: são também largamente utilizados, como, por exemplo, poli (etileno), poli (álcool vinílico), poli (ácido acrílico), poli (acrilamidas), poli (etilenoglicol), poliésteres (AZEVEDO 2002). Atualmente vários estudos in vitro e in vivo sobre liberação controlada são realizados utilizando a quitosana e diferentes fármacos (Rifampsina (tuberculose), Diclofenaco de sódio, Sulfato de ferro, Enrofloxacina (antibiótico veterinário) e sulfonamidas) (NASCIMENTO, 2001; TRINDADE, 2004). Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Revisão Bibliográfica 32 2.3 - Sulfonamidas Em uma descoberta marcante nos anos de 1930, Dogmagk demonstrou que era possível que um fármaco influenciasse a evolução de uma infecção bacteriana. O agente era o prontosil, um contraste que se comprovou ser um pró-fármaco inativo que é metabolizado in vivo para originar o produto ativo, sulfanilamida (Figura 2.5) (RANG, 2007). Muitas sulfonamidas, ou simplesmente sulfas, foram desenvolvidas desde então. As sulfonamidas são comumente empregadas como denominação genérica dos derivados do ácido para-aminobenzenossulfonamida. As sulfas formam um dos primeiros grupos de agentes quimioterápicos utilizados para o tratamento de infecções bacterianas, sendo também utilizada contra vírus dos gêneros BedsoniaMiyagawanella e Chlamydozoon. As sulfas deram origem a outros compostos de grande valor terapêutico, como exemplo os diuréticos tiazídicos e as sulfoniluréias com atividade hipogliceminante (AULTON, 2005; SILVA, 1998). Figura 2.5: Representação esquemática da sulfanilamida (RANG, 2007). As sulfas podem ser classificadas de acordo com diversos critérios, como por exemplo, o espectro de atividade, duração de ação, usos terapêuticos e estrutura química. Usando a classificação de acordo com a aplicação terapêutica, temos as sulfas de ação sistêmicas e as sulfas de ação tópica. As sulfas são na maioria das Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 33 Revisão Bibliográfica vezes administradas por via oral. O uso tópico é geralmente ineficaz, pois sua ação é inibida pela presença de pus e fragmentos celulares. Entretanto, as sulfas de uso tópico podem ser aplicadas no saco conjuntival, canal ótico e vaginal. As sulfas são bem absorvidas no trato gastrointestinal, exceto aquelas de ação intestinal (RANG, 2007). Quanto às propriedades físico-químicas, as sulfas apresentam-se na forma de pós- brancos cristalinos, geralmente pouco solúveis em água. Sendo ácidos fracos, formam sais com bases. Os sais sódicos são muito hidrossolúveis e assim são mais empregados na terapêutica. Nas doses usuais as sulfas são agentes bacteriostáticos, mas quando altas concentrações são alcançadas no organismo, como ocorre no tratamento de infecções urinárias, as sulfas passam a apresentar ação bactericida (RANG, 2007). 2.3.1 - Sulfamerazina de Sódio A sulfamerazina ou 4-amino-N-(4-metil-2-pirimidinil) benzenossulfonamida (Figura 2.6) é classificada, de acordo com seu uso terapêutico e duração de ação no organismo, como um agente antibacteriano sistêmico de ação curta, sendo necessário administrar doses do fármaco em intervalos de 4 a 6 horas para garantir uma atividade antibacteriana adequada. O grupo de sulfonamidas sistêmicas de ação curta é muito utilizado para o tratamento de infecções urinárias, tendo vantagem sobre as sulfas de longa duração por que seu uso pode ser rapidamente interrompido com o aparecimento de reações adversas. A sulfamerazina possui baixa solubilidade quando comparada com as outras sulfas, ocasionando uma fraca Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Revisão Bibliográfica 34 ação bacteriostática, sendo assim mais comumente utilizada com outros fármacos (RANG et. al., 2007). Figura 2.6: Representação esquemática da sulfamerazina de sódio (TRINDADE, 2004). 2.4 – Modificação Química de Polímeros. A ciência dos polímeros tem sido o eixo principal para o desenvolvimento de novos sistemas de liberação de fármacos (SLFs) nas últimas décadas. Avanços na ciência dos polímeros estão baseados em modificações das propriedades químicas e físicas dos polímeros, e em novas combinações de copolímeros com objetivos e componentes que podem liberar uma ampla variedade de agente bioativos. Através da modificação das propriedades dos polímeros, um sistema de matriz pode ser elaborado para uma liberação controlada do fármaco (ALLENDER, 2000; GHADERI, 2000). Em estudo, Thacharodi (1993) desenvolveu membranas de quitosana com diferentes características de permeabilidade devido a sua reticulação com o glutaraldeído e as utilizou em sistemas de liberação controlada de drogas. Os estudos de permeabilidade das membranas foram realizados com um antihipertensivo. As técnicas de espectroscopia na região do infravermelho, MEV, absorção de água e ensaios de permeabilidade foram empregadas neste estudo. Os resultados obtidos indicaram que a permeabilidade das membranas pode ser Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Revisão Bibliográfica 35 alterada pela reticulação com o glutaraldeído e que as membranas de quitosana mostraram um grande potencial no uso de sistemas de liberação controlada de drogas anti-hipertensivas. Oliveira (2006) desenvolveu membranas de complexos polieletrolíticos de quitosana e poli-ácido acrílico para estudo da permeabilidade do fármaco sulfamerazina de sódio. Tais membranas apresentaram uma diminuição nos valores de permeabilidade devido à formação de complexos polieletrolítico. Lima (2006) também estudou membranas de quitosana com poli-ácido acrílico para a permeação do fármaco metronidazol. Tais membranas foram caracterizadas por MEV e espectroscopia de infravermelho e mostraram-se termicamente estáveis e menos permeáveis ao fármaco utilizado. Trindade (2004) estudou as propriedades térmicas e de permeabilidade da membrana de quitosana modificadas através da reticulação com glutaraldeído e através da mistura da quitosana com o poli-óxido de etileno (PEO). As três membranas obtidas (Pura, reticulada e misturada com PEO) foram caracterizadas quanto às suas propriedades térmicas por análise termogravimétrica (TG), análise térmica diferencial (ATD), calorimetria exploratória diferencial (CED) e análise térmica dinâmico-mecânica (DMA) e também quanto a sua permeabilidade em relação ao fármaco sulfamerazina de sódio através da espectroscopia de absorção na região do ultravioleta/visível (UV/visível). Através das técnicas de análise térmica foi possível mostras as diferenças, tanto na capacidade de retenção de água das membranas, quanto na intensidade da interação da água com o polímero, para as diferentes membranas estudadas. Nos ensaios de permeação, houve um aumento da permeabilidade para as membranas com PEO e um aumento maior ainda para as membranas reticuladas, pois estas apresentaram um baixo grau de reticulação. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Revisão Bibliográfica 36 Atualmente tem-se proposto a modificação das membranas de quitosana por plasma. Estas estão sendo estudadas quanto a permeabilidade para fármacos (WANG, 2001), gases (ASSIS, 2007) e para proliferação e adesão celular (PÉREZ, 2007). 2.5 – Modificação de Polímeros por Plasma Desde 1960 o tratamento de superfícies poliméricas a plasma tem sido aplicado em vários campos de estudo, tais como: eletrônica, têxtil e medicina. A maioria dessas aplicações usa plasma de baixa pressão e temperatura. Devido à versatilidade do plasma, o resultado da sua interação com a superfície do polímero muda as propriedades físicas e químicas do mesmo, tais como: coeficiente de fricção, energia superficial (molhabilidade e adesão), permeabilidade entre outras (KAMISKA, 2002). Thiré (2004) estudou a redução da hidrofilicidade de filmes biodegradáveis à base de amido por meio de polimerização por plasma. Naquele trabalho filmes termoplásticos foram recobertos com uma fina camada protetora polimérica gerada por intermédio da tecnologia de plasma frio. 1-Buteno e 1,3-Butadieno foram utilizados como monômeros para polimerização por plasma. Os filmes apresentaram uma redução de 80% na absorção de água e aumento do ângulo de contato em relação à água. Vidaurre (2002) estudou a influência do tempo de exposição e o bombardeamento de partículas do plasma de rafiofrequência, utilizando como gás de trabalho o argônio, nas propriedades de permeabilidade das membranas de Polisulfona (PSf). Tais membranas foram caracterizadas por microscopia de força Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Revisão Bibliográfica 37 atômica (MFA), microscopia eletrônica de varredura (MEV) e espectroscopia de fotoelétrons excitados por raios – x (EFE – RX). Os níveis de potência usados foram 5, 10, 15 W e o tempo utilizado foi de 1 a 50 minutos. Foi observado que houve uma redução na permeabilidade ao gás em membranas tratadas com plasma de baixa potência (5w) e um período curto de exposição (20 minutos). Verificou-se também que um alto bombardeamento de partículas e/ou um longo período de exposição ao plasma causa a degradação do polímero. Esposito e colaboradores (2007) estudaram as interações entre células Vero e suportes de poli(ácido láctico–co–ácido glicólico) (PLGA) previamente tratados por plasma de oxigênio, com o objetivo de aumentar a hidrofilicidade da superfície desses materiais. As membranas de PLGA tratadas mostraram características desejáveis, onde as células apresentaram uma melhor adesão nas superfícies tratadas com plasma. O tratamento por plasma de O2 promoveu um aumento na hidrofilicidade das amostras estudadas, observando-se, nas membranas tratadas, uma queda nos valores dos ângulos de contato e aumento na rugosidade das superfícies das amostras, proporcionando uma boa adesão celular. Pérez e colaboradores (2007) induziram modificação por polimerização de enxertia em membranas de quitosana tratadas a plasma com o intuito de aumentar a adesão de células osteoblásticas. O tratamento foi feito em 2 etapas. Primeiro foi feito o tratamento com o gás oxigênio com o intuito de ativar a superfície e depois realizou-se a polimerização por enxertia do monômero. Dois monômeros foram utilizados a saber: o ácido vinil sulfúrico (AVS), usado como fonte de grupos sulfúricos e o segundo foi o ácido acrílico (AA) usado para introduzir grupos carboxílicos. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Revisão Bibliográfica 38 Mudanças químicas e de energia na superfície foram caracterizadas por meio de EFE – RX. Foram feitas medidas de ângulo de contato e espectroscopia de infravermelho com transformata de Fourier. Adicionalmente, alterações na morfologia da superfície foram investigadas por MEV. As análises de EFE - RX confirmaram a enxertia na superfície das membranas da quitosana. Um pico S2s aparece no exame do espectro do AVS e um pico de O-C=O emerge no C1s em alta resolução no espectro após a enxertia com AA. Além disso, medidas do ângulo de contato mostram um incremento nos valores da energia superficial polar para todas as amostras tratadas, confirmando a adição de grupos polares por processos de modificação (PÉREZ, 2007). Através da espectroscopia de infravermelho de reflexão total atenuada (EIRTA) não foi possível ver nenhuma diferença significativa entre as amostras tratadas e as não tratadas. Este resultado confirma que somente as primeiras camadas superficiais (pouco angstroms) foram modificadas, não alterando o bulk (volume) do material (PÉREZ, 2007). Os resultados revelaram que as amostras tratadas com plasma de O2 e amostras tratadas com grupos sulfônicas melhoraram a adesão e proliferação celular se comparada com as amostras não tratadas e as tratadas com AA (PÉREZ, 2007). Zhu e sua equipe (2008) modificaram membranas de quitosana com plasma de argônio para aumentar a hidrofilidade delas e promover a proliferação de células fibroblásticas derivadas da pele humana. Os resultados mostraram que os ângulos de contato de água destas membranas foram significativamente reduzidos de 60,76º para 11,57º. Após o tratamento as membranas apresentaram um aumentou da proliferação de células fibroblásticas derivadas da pele humana. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 39 Revisão Bibliográfica Assis (2007) avaliou os efeitos da deposição de uma fina camada hidrofóbica de silício sobre a superfície de filmes de quitosana. O objetivo era depositar um filme hidrofóbico ao vapor de água com a finalidade de aumentar a utilidade em embalagens e acondicionamento. A técnica de plasma frio foi usada para produzir um filme de hexametildissilazana (HMDS) depositado sobre a superfície de filmes de quitosana. O filme resultante era incolor e transparente. O efeito do tratamento na superfície foi caracterizado através de medidas de ângulo de contato e grau de inchamento. Foi observada uma redução significativa na hidrofilicidade e nas taxas de transmissão de vapor de água, o que não ocorreu para o O2 e CO2. Wang e colaboradores (2001) modificaram membranas de quitosana através do plasma utilizando vapores de alcanos para controlar a taxa de permeação de drogas e metabólitos solúveis em água. As membranas apresentaram redução da hidrofilicidade e das taxas de permeação para uréia (54,0%), creatinina (83,3%), ácido úrico (64,7%) e cis-DDP (47,6%). 2.5.1 - Plasma Em um processo artificial o plasma é gerado pela diferença de potencial aplicada entre dois eletrodos (cátodo e ânodo), contido em um sistema hermeticamente fechado contendo um gás. Nesse sistema, elétrons e íons são acelerados pelo campo elétrico, colidindo com outras espécies do gás. Esse impacto provoca a liberação de mais elétrons, que novamente são influenciados pelo campo elétrico e por sua vez colidem com outras partículas, ocasionando a ionização do gás. Esse efeito é representado pela seguinte equação: e − + G = G * + 2e − Marina de Oliveira Cardoso Macêdo (2.1) Revisão Bibliográfica 40 onde: “G” é a partícula neutra do gás, “G*” o íon da mesma e o símbolo “e-” representa o elétron. O número de partículas que são ionizadas por esse processo em comparação com o número total de partículas do ambiente de plasma é determinado pelo grau de ionização. Este grau de ionização pode variar da ordem de 10-4 – 10-6 para gases parcialmente ionizados até 1 no caso de gases totalmente ionizados O tratamento a plasma tem-se mostrado como uma técnica eficiente na modificação de superfícies e vários processos diferentes de modificação têm sido utilizados, por exemplo, DVQPA (Deposição de Vapor Químico Assistido por Plasma), polimerização a plasma e Etching. O processo conhecido como DVQPA consiste na formação de sólidos depositados por reações químicas iniciais no gás com uma descarga elétrica. Nele o impacto de elétrons energéticos da descarga com moléculas dos gases no reator resulta na formação de uma série de fragmentos reativos (átomos e moléculas em estados neutros, ionizados e excitados, radicais livres, etc.). A recombinação destes fragmentos dá origem a um material sólido que se deposita sobre as superfícies próximas ou em contato com o plasma (SHOHET, 1991). A polimerização a plasma é muito similar ao DVQPA. A diferença é que no processo DVQPA utiliza-se gases inorgânicos e a polimerização utiliza gases orgânicos (SHOHET, 1991). As vantagens deste processo incluem a baixa temperatura do substrato, maior flexibilidade na escolha do material de partida e uma grande versatilidade nas propriedades químicas e físicas do revestimento (ALVES JR, 2001). Por outro lado, os plasmas podem também ser gerados a partir de gases que não resultam na deposição de filmes, como por exemplo, oxigênio (O2), nitrogênio Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Revisão Bibliográfica 41 (N2), argônio (Ar), hidrogênio (H2), hélio (He), amina (NH3), hexafluoreto de enxofre (SF6). Neste caso, o impacto ou a reação química de íons do plasma com o material resulta na formação de sítios ativos (radicais livres, por exemplo) na superfície. Esta superfície ativada pode sofrer um rearranjo molecular, como a formação de ligações, por exemplo, ou então reagir posteriormente com espécies químicas colocadas em contato com ela. Além disso, reações entre íons do plasma e a superfície do material podem também resultar na remoção de espécies da superfície. Este mecanismo, conhecido como Plasma Etching é frequentemente empregado para procedimentos de limpeza, preparação de substrato para grafting ou recobrimento por DVQPA (SHOHET, 1991). Por tais qualidades o tratamento a plasma tem se tornado um importante processo industrial para a modificação da superfície de polímeros. 2.6 – Diagnóstico de Plasma por Espectroscopia de Emissão Ótica (EEO) Esta é uma técnica importante para identificação de espécies atômicas, moleculares e iônicas formadas no plasma e também suas quantidades relativas, quando os parâmetros da descarga são variados. A principal vantagem dessa técnica é a característica não perturbativa, evitando interferência nas condições reais do processo, por isso ela é conhecida como uma técnica de análise “não invasiva’’ (BARBOSA, 2007). Através dessa técnica, a radiação eletromagnética emitida pela descarga pode ser analisada fora do ambiente onde o material está sendo tratado. A EEO é uma técnica que consiste em captar a radiação emitida pelo plasma. Esta radiação é capturada e conduzida por uma fibra ótica até o monocromador. O monocromador consiste de um conjunto de espelhos que direcionam a onda até uma rede de difração que separa as radiações em comprimentos de onda as quais são Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 42 Revisão Bibliográfica focalizadas sobre outros espelhos até um sensor ótico que converte a luz em corrente elétrica. As leituras são interpretadas pelo “Spectrahub” e transformadas em dados computacionais (BARBOSA, 2007). Os dados são expostos em forma de gráficos cujos eixos indicam a intensidade relativa “I” com respeito ao comprimento de onda “ λ ”. Precisamente, quando a espécies emitem em determinado comprimento de onda, o sistema detecta aqueles fótons e registra sua captura. Assim, quanto maior for a quantidade de fótons emitidos naquele comprimento correspondente a transição de dois estados quânticos, maior será a intensidade relativa registrada pelo espectrômetro. Todo espectro eletromagnético pode ser varrido, dependendo da resolução ou capacidade do sistema EEO de detectar tais extremos (BARBOSA, 2007). Uma vez apresentado, o espectro eletromagnético traduz, em termos físicos, a composição química do plasma, podendo-se obter, inclusive, sua evolução temporal (BARBOSA, 2007). 2.7 - Microscopia de Força Atômica (MFA) O microscópio de força atômica foi desenvolvido em meados de 1980 e nos últimos anos tem trazido notáveis contribuições à ciência, em especial à biologia, física, ciência dos materiais e microeletrônica (OLIVEIRA, 2006). Ao contrário dos microscópios óticos ou eletrônicos, o MFA não utiliza lentes para obtenção de imagens e não necessita de uma fonte de luz, nem de feixes de elétrons. Esse equipamento usa uma sonda afiada de dimensões muito reduzidas para ampliar as características da superfície. O MFA está sendo usado para investigar materiais que incluem filmes finos e espessos, cerâmicas, compósitos, Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 43 Revisão Bibliográfica membranas sintéticas e biológicas, metais, semicondutores e polímeros (FERREIRA, 2006). O princípio de funcionamento do MFA baseia-se na varredura da superfície da amostra por uma ponta de alguns micros de comprimento (100 µm a 120 µm) e geralmente com menos de 20 nm de diâmetro, acoplada a um cantilever flexível. A força entre a ponta e a superfície da amostra faz com que o cantilever se aproxime ou se afaste. Essa deflexão é proporcional à força de interação. À medida que a ponta varre a amostra ou a amostra é deslocada sob a ponta, os diferentes tipos de “acidentes geográficos” encontrados sobre a superfície fazem com que a interação elétrica mude. As variações das interações são tão fortes que provocam diferentes deflexões. Essas diferenças, captadas no detector, são armazenadas e processadas por um computador que as transformam em imagens topográficas da superfície bi e tridimensionais. As principais forças que contribuem para a deflexão do cantilever são as forças eletrostáticas de repulsão (Coulomb) e as forças atrativas de Van Der Waals entre os átomos da ponteira e os átomos da superfície da amostra. Na prática, outras forças tais como capilaridade ou forças eletrostáticas podem contribuir para a imagem obtida, o que pode complicar a interpretação dos dados obtidos (HYUN, 2000). A técnica de MFA.; pode ser operada em três modos diferentes: contato, não contato e contato intermitente (“tapping”). No modo contato, o cantilever é mantido a poucos ângstrons da superfície da amostra e a força interatômica entre a ponta e a amostra é repulsiva. Neste modo de operação, a ponta faz um leve “contato físico” com a amostra produzindo imagens com alta resolução. No modo não contato, o cantilever é mantido de dezenas a centenas de ângstrons distante da superfície da amostra e a força interatômica entre a ponta e a amostra é atrativa. Esse modo não Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 44 Revisão Bibliográfica contato não sofre os efeitos do atrito sobre a amostra, causado pela ponta. Por outro lado este modo não tem encontrado aplicabilidade geral, devido à instabilidade entre a ponta e as forças adesivas da superfície e a resolução reduzida pela distância relativamente grande entre a ponta e a amostra. Esta limitação tem sido contornada com a utilização do modo intermitente. O modo contato intermitente ou dinâmico é similar ao não contato, exceto pelo fato de que, a ponta vibrante, fica mais próxima da amostra (FERREIRA, 2006). 2.8 – Medidas do Ângulo de Contato Com o desenvolvimento de novas técnicas de modificação de superfícies, ampliou-se o uso de materiais para os mais diversos setores industriais, principalmente no setor biomédico, pois é grande a contribuição que essas técnicas trazem na modificação de propriedades superficiais como molhabilidade, biocompatibilidade, adesão celular, diferenciação celular, etc (BEAKE., 1998). Todas essas propriedades físico-químicas estão sempre relacionadas com medidas de ângulo de contato. Desse modo, medidas de ângulo de contato têm sido amplamente usadas para monitorar propriedades superficiais, tais como, tensão superficial crítica, componentes dispersivas e polares da energia superficial livre, interações ácido-base na superfície, cristalinidade superficial, orientação superficial dos grupos funcionais, rugosidade superficial, contaminação superficial e molhabilidade (BEAKE, 1998). O ângulo de contato de uma superfície depende apenas das propriedades físicas dos três meios de contato (sólido, líquido e vapor). A figura 2.7 ilustra uma gota de um fluido em contato com o sólido num meio vapor (KWOK, 2000). A linha pela qual as três fases se encontram é denominada “linha de contato”. O ângulo de Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 45 Revisão Bibliográfica contato θ é determinado a partir de um balanço de forças devido às tensões superficiais ao longo da linha de contato e é definido por: ⎛ σ sv − σ sl ⎞ ⎟⎟ σ lv ⎝ ⎠ θ = cos −1 ⎜⎜ (2.2) Onde: σ sv ,σ sl e σ lv são as tensões resultantes das interações entre os três meios sólido, líquido e vapor (KWOK, 2000). Figura 2.7 – Gota depositada sobre uma superfície sólida. Onde σsv, σlv e σls são as tensões resultantes da interação entre os três meios sólido, líquido e vapor (KWOK, 2000). O líquido gotejado sobre a superfície pode se comportar entre dois extremos: espalhar-se sobre a superfície em contato ou minimizar o contato com a superfície, isso dependerá das forças intermoleculares que se estabelecem entre as fases. (KAMINSKA, 2002). O comportamento da gota sobre a superfície indica diferentes situações de molhabilidade de uma superfície: para (θ = 0 ) podemos dizer que a superfície apresenta alta molhabilidade ou que é uma superfície hidrofílica, para (0º < θ < 90º ) diz-se que a superfície é predominantemente hidrofílica, para superfície é predominantemente hidrofóbica e para totalmente hidrofóbica ou não molhavél. (Figura 2.8) Marina de Oliveira Cardoso Macêdo (θ = 180º ) (90º < θ < 180º ) a a superfície é Revisão Bibliográfica 46 Figura 2.8: Ângulos de contato de líquidos com superfícies sólidas: (a) totalmente hidrofílica; (b) predominantemente hidrofílica; (c) predominantemente hidrofóbica; (d) totalmente hidrofóbica (FERREIRA, 2004). O teste de ângulo de contato mostra-se como uma técnica eficiente para caracterizar membranas de quitosana tratadas a plasma. Muitos autores têm utilizado está técnica para observar o grau de molhabilidade de suas amostras. Wang (2001) caracterizou membranas de quitosana tratadas por vapores de alcanos pelo teste de ângulo de contato. Os resultados mostraram que a hidrofilicidade diminuiu com o tempo de tratamento do plasma e potência do mesmo. Assis (2007) modificou membranas de quitosana por plasma de deposição de HMDS e o teste de ângulo de contato refletiu o sucesso do tratamento. As amostras tiveram um aumento de 24º no ângulo de contato. 2.9 - Ensaio de Absorção O ensaio de absorção tem sido muito utilizado para caracterizar membranas de quitosana tratadas quimicamente ou por plasma. Esse ensaio consiste em colocar as membranas imersas em água destilada e pesá-las em diferentes intervalos de tempo. Através desse ensaio é possível observar dois fenômenos que ocorrem em matrizes hidrofílicas utilizadas na liberação de fármacos, o intumescimento e a erosão (Figura 2.9). Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Revisão Bibliográfica 47 Figura 2.9: Intumescimento e erosão em matrizes hidrofílicas (LOPES, 2005). Na primeira fase da liberação de fármacos, as matrizes hidrofílicas (1), quando em contato com os fluidos corporais, absorvem água. Após a hidratação ocorre o início do intumescimento/relaxamento das cadeias poliméricas (2), a água continua a penetrar na matriz. À medida que o núcleo seco fica hidratado a camada exterior sofre erosão. Estes dois fenômenos ocorrem simultaneamente (3 e 4) (LOPES, 2005). Quando a penetração da água na matriz excede um valor crítico de concentração as cadeias poliméricas começam a se separar, alargando os espaços onde a difusão do fármaco ocorre. Nesta fase a taxa de hidratação diminui relativamente à taxa de erosão (5), as cadeias poliméricas dispersam-se na camada mais externa, resultando em aumento da taxa de erosão. Em consequência do aumento da distância entre as cadeias poliméricas, estas deixam de estar interligadas entre si, separando-se com subsequente desintegração total do sistema (6) (LOPES, 2005). Trindade (2004) estudou o ganho de massa em membranas de quitosana pura, tratadas com poli (óxido de etileno) e reticulada com glutaraldeído. As membranas tratadas com poli (óxido de etileno) apresentaram maior grau de absorção do que as membranas puras e as reticulada com glutaraldeído (TRINDADE, 2004). Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Revisão Bibliográfica 48 Lima (2006) avaliou o ganho de massa em membranas pura e tratada com poli (ácido acrílico) a 25% e a 60%. As três membranas apresentaram ganhos de massas superiores a 90%, o que é uma indicação da forte afinidade desses polímeros pela água. Na membrana pura o processo de intumescimento ocorre muito rapidamente tendendo a um valor de equilíbrio o que não ocorreu com as membranas tratada com poli (ácido acrílico). Nas membranas tratada com poli – ácido acrílico o ganho de massa foi mais gradual, não tendo atingido seus valores de equilíbrio. Isso pode ser consequência do tratamento na superfície das membranas que ficaram reticuladas, fazendo com que haja uma redução na velocidade de retenção de água pela membrana (LIMA, 2006). Assis (2007) observou o ganho de massa ou grau de inchamento em membrana de quitosana pura e tratada a plasma com HMDS. A membrana tratada a plasma apresentou uma diminuição em 30% o grau de absorção em relação à membrana não tratada comprovando que a deposição a plasma foi próspera em criar uma superfície hidrofóbica em filmes de quitosana que inibiu a absorção de água. 2.10 - Ensaios de Difusão e Permeação 2.10.1 - Difusão Difusão é o transporte de massa de moléculas individuais, por uma barreira ou espaço livre, que ocorre segundo um processo aleatório dependente do gradiente de concentração. Esse processo é de considerável importância na ciência química e Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 49 Revisão Bibliográfica farmacêutica, pois é o principal meio de liberação de fármacos através de estruturas poliméricas tais como filmes e microesferas (OLIVERIA, 2006). Essas estruturas compõem a classe dos atuais sistemas de liberação controlada de fármacos, onde a difusão acontece gradativamente impedindo a ocorrência de elevados picos na concentração plasmática, sendo estes os principais responsáveis pelos efeitos adversos relacionados a muitos fármacos (WILLIAMS et. al., 2000). O processo de difusão é regido pela primeira e segunda lei de Fick. A primeira lei de Fick relaciona o fluxo de material com o gradiente de concentração e descreve o processo de difusão sob condições de estado estacionário, ou seja, o gradiente de concentração , ∂c / ∂x , não varia com o tempo. O mecanismo de liberação é governado por essa lei, que pode ser expressa pela equação 2.3 (CRANK, 1975) e que estabelece que o fluxo de matéria seja proporcional à variação de concentração (∂c) e inversamente proporcional à distância ( ∂x ). ⎛ ∂c ⎞ Fx = − D⎜ ⎟ ⎝ ∂x ⎠ (2.3) Em que Fx representa a quantidade de substância que se difunde no intervalo de tempo através de uma área plana, e D é um coeficiente de difusão que se pode definir como sendo a quantidade de substância difundida por unidade de tempo ⎛ ∂c ⎞ ⎟ é ⎝ ∂x ⎠ através da unidade de superfície, quando o gradiente de concentração ⎜ também unitário. O sinal negativo da equação significa que a difusão ocorre na direção de diminuição da concentração da substância que difunde (TRINDADE, 2004). Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 50 Revisão Bibliográfica No entanto, na maioria dos métodos experimentais utilizados para estudar a difusão, dependem da concentração com o tempo e a distância. Neste caso, a 1ª lei pode ser convertida em uma equação diferencial parcial de 2ª ordem, conhecida como 2ª lei de Fick que é expressa pela equação 2.4 (TRINDADE, 2004). ⎛ ∂ 2c ⎞ ⎛ ∂c ⎞ ⎜ ⎟ = D ⎜⎜ 2 ⎟⎟ ⎝ ∂t ⎠ ⎝ ∂x ⎠ (2.4) onde c é a concentração de substância permeante, t é o tempo, D o coeficiente de difusão e x é uma das direções em que o fluxo pode ocorrer num corpo, sendo esta mais conhecida como equação de difusão. A segunda lei de Fick representa a velocidade de alteração da concentração de soluto em função do tempo e do deslocamento, ou seja, dois fatores importantes na determinação do coeficiente de difusão de qualquer soluto em diferentes sistemas. Para qualquer situação, o problema é encontrar uma solução apropriada para a equação 2.4 (CRANK, 1975). 2.10.2 - Difusão Através de Membranas Uma membrana pode ser descrita como uma barreira fina que separa dois fluidos onde a transferência de matéria ocorre apenas por difusão. Considere o caso de difusão através de uma membrana de espessura l, e o coeficiente de Difusão D, que separa dois compartimentos, cujas superfícies x = 0 e x = l são mantidas às concentrações constantes c1 e c2, respectivamente. Após algum tempo, um estado estacionário será criado, onde as concentrações permanecem constantes em todos os pontos da membrana. Deste modo, a partir da equação de difusão (equação 2.3), Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 51 Revisão Bibliográfica mantendo o coeficiente de difusão constante e integrado em relação à x, teremos (TRINDADE, 2004): dc = dx constante (2.5) E através de uma integração posterior, introduzindo as condições em que x = 0 e x = l: c − c1 x = c 2 − c1 l (2.6) As equações 2.5 e 2.6 mostram que as concentrações variam de formar linear de c1 a c2 através da membrana. Também o fluxo de substância difusora é o mesmo para todas as secções da membrana e pode ser representado por: F =− D ( c −c dc =− D 2 1 dx l ) (2.7) Se a espessura l e as concentrações de superfície c1 e c2 são conhecidas, o valor de D pode ser obtido a partir de uma observação do valor F utilizando a equação 2.7. Entretanto experimentalmente nem sempre os valores de concentrações c1 e c2 podem ser determinados (TRINDADE, 2004). 2.10.3 - A Constante de Permeabilidade Em diversos sistemas, quando as concentrações C1e C2 nos dois lados da membrana são conhecidas, a taxa de fluxo de transferência no estado estacionário é então descrita como (THEEUWES et. al., 1976): Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 52 Revisão Bibliográfica F =− P(C2 −C1) l (2.8) A constante P é denominada de constante de permeabilidade do sistema. Sendo o coeficiente de difusão D constante e existindo uma relação linear entre a concentração das soluções e a correspondente de equilíbrio na superfície da membrana, então as equações 2.7 e 2.8 são equivalentes, resultando em: − D(c 2 − c1 ) l =− D (C 2 − C1 ) l (2.9) Deste modo, teremos: P=D (c2 − c1 ) (C 2 − C1 ) (2.10) Sabendo que: K= (c2 − c1 ) (C 2 − C1 ) (2.11) Onde K é o coeficiente de partição. Assim, substituindo 2.10 em 2.11, teremos: P = KD Marina de Oliveira Cardoso Macêdo (2.12) 53 Revisão Bibliográfica 2.10.4 - A Permeabilidade da Membrana O cálculo da permeabilidade da membrana pode ser desenvolvido assumindo uma membrana de espessura l e área S entre dois compartimentos com soluções em diferentes concentrações C1 e C2. Se inicialmente o sistema estiver livre de diferenças de concentração entre as faces da membrana, ou seja, c1=c2, pode-se dizer que a concentração inicial de permeante na membrana é zero. Após adicionar uma solução C1 em um dos compartimentos da célula de permeabilidade, a quantidade de matéria Q que difunde deste compartimento para outro, considerando um comportamento linear quando t → ∞ , é dada por (CRANK, 1975): Dc1 ⎛ l2 ⎞ ⎜t − ⎟ Q= l ⎜⎝ 6 D ⎟⎠ (2.13) No estado estacionário, a equação 2.13 pode ser aplicada. Então, a quantidade de substância difusora que atravessa a membrana de área S no tempo t é: Q=− SD(c2 − c1 ) t l (2.14) Sabendo que o coeficiente de partição K se aplica a ambas as faces da membrana, a equação 2.14 torna-se: Q=− Marina de Oliveira Cardoso Macêdo SDK (C 2 − C1 ) t l (2.15) 54 Revisão Bibliográfica Como P = KD teremos: Q=− SP(C 2 − C1 ) t l (2.16) Deste modo, o coeficiente de permeabilidade P pode ser determinado através da inclinação da reta Q x t no estado estacionário. Nas condições experimentais freqüentemente encontramos C1 muito maior que C2. Assim, a equação 2.16 pode ser simplificada para: Q=− Marina de Oliveira Cardoso Macêdo SPC1 t l (2.17) Capítulo 3 Materiais e Métodos Materiais e Métodos 56 3 – Materiais e Métodos 3.1 – Materiais A quitosana (polymar Ltda, Fortaleza, Brasil) usada neste trabalho apresentou grau de desacetilação em torno de 90% segundo o fabricante. Sua massa molar ( Mv = 2,0 x 105 Da) foi determinada pelo método de viscometria, utilizando a equação de Mark-Howink-Sakurada (TSAIH et. al.; 1999; TONHI et. al.; 2002). O fármaco sulfamerazina de sódio (MM= 286,8 gmol-1, SigmaAldrich, St. Louis, USA) foi usado como recebido. 3.2 - Preparação das Membranas A quitosana em pó foi dissolvida em solução aquosa de ácido acético 0,35 mol/L, sob agitação constante durante 24h, de modo a obter uma solução de 1,5% m/v do polímero. Após este período a solução foi filtrada, sendo este procedimento realizado em duas etapas. Na primeira etapa foi utilizado um filtro com tela de nylon a fim de eliminar resíduos sólidos derivados do processo de obtenção da quitosana. Na segunda etapa foi utilizado um filtro Millex Millipore® com diâmetro de poros de 41 μ m. Um volume de 27 ml da solução de quitosana foi então adicionado às placas de Petri e estas colocadas em estufa a 50ºC por 24 h para evaporação do solvente. Depois de retiradas da estufa, às membranas formadas, uma solução aquosa de 1,25 mol/L NaOH foi adicionada por 2h para neutralizá-las, sendo estas lavadas em seguidas com água destilada em abundância para remoção dos resíduos de sal. Após o Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Materiais e Métodos 57 estiramento e secagem à temperatura ambiente, por 24h, foram obtidas membranas de quitosana (QUI) com espessura na faixa de 33 μ m a 43 μ m (micrômetro digital,Digi-Derm, Mitutoyo, Brasil). 3.3 - Tratamentos por Plasma O equipamento utilizado para tratar as membranas de quitosana foi desenvolvido no laboratório de processamento de materiais por plasma da URFN e encontra-se ilustrado na figura 3.1. Figura 3.1: Desenho esquemático do reator a plasma utilizado para tratamento de membranas de quitosana (Adaptado de Feitor, 2006). Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Materiais e Métodos 58 O sistema consiste de uma fonte de corrente contínua, sistema de vácuo (10-3mbar) e transporte de gases. A fonte de tensão contínua possui uma potência de 1 kW, com voltagem de saída máxima de 900 V e está acoplada capacitivamente ao reator. O reator consiste de um tubo de vidro de borossilicato, com 180 mm x 300 mm (diâmetros x altura), fechado por dois flanges de aço inox. Pelo flange superior foi inserido os gases de trabalho (eletricamente aterrado). Pelo flange inferior, eletricamente isolado, passa o termopar. Nesse mesmo flange encontra-se acoplado uma bomba mecânica e um manômetro. A bomba mecânica foi usada para evacuar o sistema a aproximadamente 0,3 x 10-2 mbar. A pressão do reator foi medida por um sensor de membrana capacitiva, através de um mostrador digital. A temperatura do experimento foi medida utilizando um termopar do tipo alumel-cromel que está localizado dentro do cátodo. O fluxo dos gases foi regulado por um controlador de fluxo e introduzido no reator por orifícios situados no flange superior. A figura 3.2 mostra a foto do reator de plasma utilizado neste trabalho. Durante o tratamento das membranas de quitosana foram usados os seguintes gases: Metano (CH4), O2, H2, N2, Ar (White-Martins, Brasil) e alguns parâmetros foram mantidos constantes como pressão, corrente, fluxo de gás e tempo. Os valores desses parâmetros estão apresentados na tabela 3.1. Tabela 3.1 – Parâmetros que se mantiveram fixos durante o tratamento por plasma. Pressão Corrente Tempo Fluxo de Gás 6,0 mbar 0,09 A 60 min 16 cm3/min. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Materiais e Métodos 59 As membranas de quitosana foram colocadas a uma distância de 5 cm do cátodo para que as mesmas não sofressem modificações devido à temperatura do cátodo (Figura 3.2). Figura 3.2: Reator de plasma utilizado para modificar as membranas de quitosana. 3.4 – Técnicas de Caracterização 3.4.1 – Diagnóstico por Espectroscopia de Emissão Ótica Para investigar as espécies presentes no plasma, o diagnóstico por espectroscopia óptica foi realizado por um sistema composto de um espectrômetro de emissão Acton Spectrapro 2500i com comprimento focal de 500 mm, resolução espectral mínima de 0.05nm. A figura 3.3 mostra o aspecto visual do equipamento. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Materiais e Métodos 60 Figura 3.3: Fotografia do espectrômetro de emissão ótica que inclui o monocromador, o sensor ótico, o spectrahub e o computador. Este dispositivo possui três redes de difração com faixas espectrais de comprimento de onda (blaze) diferentes. Neste trabalho foi utilizada a rede de 1800g/mm e uma fibra ótica de 5m de comprimento que interliga a luz proveniente do plasma ao monocromador. Um fotodiodo de silício de 10mm de diâmetro com resposta óptica entre 200-1100nm foi utilizado como detector. A fibra óptica foi posicionada próximo ao reator, apontando diretamente para a descarga luminescente. Os espectros de emissão adquiridos foram comparados com os valores encontrados no banco de dados de transição atômica disponível na página eletrônica do NIST (National Institute of Standards and Technology) e em alguns artigos sobre espectroscopia de emissão ótica. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Materiais e Métodos 61 3.4.2 - Microscopia de Força Atômica (MFA) Amostras tratadas e não tratadas foram analisadas por MFA, buscando-se caracterizar a topografia das mesmas e identificar as mudanças que pudessem ser atribuídas ao tratamento de plasma. Imagens tanto em duas como em três dimensões foram capturadas. Também foram realizadas medidas de rugosidade da superfície das membranas. As imagens de MFA foram obtidas em um Microscópio da Shimadzu, modelo SPM-9600 (Japão), utilizando modo dinâmico ou intermitente numa taxa de varredura de 1 Hz. Áreas aleatórias de 5 μm x 5 μm foram escaneadas e analisadas pelo programa SPM Maneger Versão 3.4(Japão) . 3.4.3 – Medidas de Ângulo de Contato As medidas de ângulo de contato, baseadas na técnica de gota séssil, foram realizadas em um aparato desenvolvido no Labplasma, o qual se baseia na determinação do ângulo de contato através de medidas de diâmetro da base da gota e da altura da mesma. O aparato usado para medir o ângulo de contato está ilustrado na figura 3.4. Esse é composto de uma base móvel, com movimentos no sentido vertical, uma microcâmera, uma pipeta de volume regulável, e uma fonte de luz difusa. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Materiais e Métodos 62 Figura 3.4: Ilustração do equipamento utilizado para determinação do ângulo de contato (Macêdo,2008). As amostras foram colocadas sobre a base plana e em seguida foi depositado uma gota de 10µl dos seguintes líquidos: água destilada, formamida e glicerol, sobre a superfície das membranas. O software utilizado para isolar as imagens foi o Pinnacle Studio Quickstart versão 8 e o software utilizado para calcular o ângulo de contato foi o surftens. Para este teste foram utilizadas três amostras de cada tratamento e em cada amostra foram feitas cinco medições. 3.4.4 - Ensaio de Absorção de Água A quantidade de água absorvida pelas membranas foi determinada pela imersão destas em água destilada a temperatura ambiente por 24 h. As membranas de quitosana tratadas e não tratada por plasma foram inicialmente pesadas em uma balança analítica (Mettler Toledo H35AR) com três casas decimais e imersas em água destilada. Acompanhou-se a percentagem de ganho de massa através da pesagem da amostra em diferentes tempos. O ganho percentual de massa M foi calculado através da relação: Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 63 Materiais e Métodos %= mu − ms x100 ms (3.1) Onde mu e ms, representam respectivamente as massas das membranas úmida e seca. 3.4.5 - Ensaio de Permeação O fármaco modelo escolhido para ser permeado foi a sulfamerazina de sódio, em virtude de algumas de suas características como solubilidade em água e absorção na região do ultravioleta. As membranas tratadas e não tratadas utilizadas neste experimento foram imersas em água destilada durante 24h antes de serem usadas neste ensaio. O ensaio de permeação consistiu em colocar a membrana em estudo presa firmemente entre dois compartimentos A e B de uma célula de permeação (Figura 3.5) em formato de U feita de PVC. No compartimento A, colocou-se 230,0 ml de solvente puro (água destilada) e no compartimento B, colocou-se 230,0 ml da solução de fármaco na concentração de 0,017mol/L (1,25g). Ambos os compartimentos foram submetidos à agitação constante. A célula de permeabilidade estava imersa em banhos termoestático a temperatura constante de 30º ± 0,1ºC. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Materiais e Métodos 64 Figura 3.5 – Esquema da célula de permeação (OLIVEIRA, 2006). Uma bomba peristáltica (Micronal 332II), foi usada para fazer a conexão entre a célula de permeação e o espectrofotômetro (Genesy 10 UV Scanning, Thermo electron corporation) através de um tubo de silicone obtendo-se assim um sistema de fluxo contínuo. Uma das extremidades do tudo de silicone foi colocada no compartimento A do sistema de permeação onde a alíquota foi retirada, levada até a cubeta de quartzo do espectrofotômetro e continuamente devolvida ao compartimento A. A medida de absorbância foi feita no comprimento de onda ( λ ) de 260nm, pois a sulfamerazina de sódio tem sua banda de absorção máxima neste ponto, como mostra a figura 3.6. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 65 Materiais e Métodos Figura 3.6: Ponto máximo de absorção da sulfamerazina de sódio (TRINDADE, 2004). 3.4.6 - Cálculo da Permeabilidade das Membranas O valor da permeabilidade das membranas foi calculado utilizando o modelo descrito por Crank, para fluxo de membranas (CRANK, 1975). Neste caso, a quantidade total de substância Q que difunde através da membrana no tempo t é dada pela equação 2.13, mostrada abaixo: Q= Dc1 ⎛ l2 ⎞ ⎜⎜ t − ⎟ l ⎝ 6 D ⎟⎠ (2.13) Como a quantidade de fármaco foi determinada por espectroscopia, Q é dada por: Q= Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Vc S (3.2) 66 Materiais e Métodos pela lei de Lambert- Beer, A = ε .b.c, a concentração é: c = A εb (3.3) Assim, substituindo 3.3 em 3.2 teremos: Q= VA εbS (3.4) Onde V é o volume da célula de difusão, “A” é a absorbância, S é a área de superfície da membrana, b o caminho óptico da célula do espectrofotômetro, ε a absortividade. Igualando a equação 3.4 com a equação 2.13 e rearranjando, obtemos: A(t ) = Dc1εbS c1lεbS − 6V Vl (3.5) Onde c1 é a concentração da substância difusora na superfície da membrana, D o coeficiente de difusão da membrana, l sua espessura. Tendo em vista que as membranas são relativamente finas, a determinação da concentração do fármaco na superfície da membrana, necessária para a determinação do valor de D, seria muito difícil. Neste caso, optou-se por substituir o cálculo do coeficiente de difusão D pelo cálculo da permeabilidade, utilizando-se para isto a relação existente entre estes dois fatores (equação 2.12). Desta forma, substituindo a equação 2.12 na equação 3.5 obtemos: Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 67 Materiais e Métodos A(t ) = c lεbS PC1εbS t− 1 Vl 6V (3.6) Assim o valor da permeabilidade P será obtido através do coeficiente angular α da curva gerada pelo gráfico A x t na região linear: α= PC1εbS Vl Marina de Oliveira Cardoso Macêdo (3.7) Capítulo 4 Resultados e Discussão 69 Resultados e Discussão 4 – Resultados e Discussão 4.1- Diagnóstico por Espectroscopia de Emissão Òtica (EEO) Na figura 4.1, são mostrados os espectros obtidos por emissão ótica do plasma presentes nos tratamentos. Na fig. 4.1a é observado o espectro obtido para o plasma na atmosfera de nitrogênio puro. É possível observar a presença de espécies de nitrogênio, oxigênio e hidrogênio. O impacto das espécies presentes nesse tratamento provoca uma reação química que resulta na formação de sítios ativos e formação de novas ligações. Acredita-se que essas novas ligações seja a inserção de grupos hidrofílicos na amostra. No espectro do tratamento com CH4 (Figura 4.1b) observou-se a presença de C, CH e CN. Essas espécies apolares interagem com a superfície do material, deixando-o com um caráter mais apolar, ou seja, mais hidrofóbico. Na figura 4.1c, observou-se a presença de átomos de Ar que é proveniente do gás utilizado para o tratamento. No espectro é também possível observar a presença de átomos e moléculas de hidrogênio. As espécies de Ar encontradas nesse tratamento são responsáveis pelo efeito Etching no material. Apesar de não se ligarem ao material as espécies encontradas nesse tratamento favorecem a formação de radicais livres na amostra. Além de remover espécies da superfície. As formações desses radicais livres favorecem a ligação com as espécies químicas presentes, essa espécies podem ser oriundas do próprio material ou da pressão residual. Observando os espectros do tratamento com O2 e H2 (Figura 4.1d e 4.1 e respectivamente) é possível observar a presença de espécies de O, H e N. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 70 Resultados e Discussão Essas reagem quimicamente com o material formando sítios ativos. A superfície ativada sofre rearranjo molecular e novas ligações são formados na superfície do material. As espécies presentes neste tratamento têm um caráter polar conferindo ao material uma maior hidrofilicidade. Nitrogênio N + 2 N Intensidade (u.a) 2 N2 + N2 N N2 + N 2 O + N N2 O 2 O2+ N + 2 N N2+ 400 N2+ + N N 600 H2 H2 800 Comprimento de Onda(nm) Figura 4.1a Marina de Oliveira Cardoso Macêdo N 1000 71 Resultados e Discussão Metano H α Intensidade (u.a) CH CN N + 2 C 2+ H N β 2 350 400 450 500 550 600 650 700 Comprimento de Onda (nm) Figura 4.1b Argônio Ar Intensidade (u.a) Ar Ar Ar Ar Ar Ar Ar H α 600 Ar Ar Ar Ar H 2 H 700 800 Ar Ar Ar 2 900 Comprimento de Onda (nm) Figura 4.1c Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 1000 1100 72 Resultados e Discussão Oxigênio Intensidade (u.a) O O 2+ O 400 500 600 700 800 900 1000 Comprimento de Onda(nm) Figura 4.1d Hidrogênio α Intensidade (u.a) H N 400 2+ H + β N 500 600 700 800 Comprimento de Onda (nm) Figura 4.1 e Figura 4.1: Espectro de emissão ótica dos gases utilizados nos tratamentos das membranas por plasma, 4.1a: espectro do argônio, 4.1b: espectro do metano, 4.1c: espectro do nitrogênio, 4.1d: espectro do oxigênio, 4.1e: espectro do hidrogênio. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Resultados e Discussão 73 4.2 - Microscopia de Força Atômica Nas figuras 4.2, 4.3, 4.4, 4.5, 4.6, 4.7 são apresentadas as imagens de MFA. Para as membranas não tratadas (QUI NT) e para as membranas tratadas com metano (QUI CH4) (Figura 4.2 e 4.3 respectivamente) o valor da rugosidade Ra é aproximadamente igual, (QUI NT Ra = 3.426 nm, QUI CH4 Ra = 3.424 nm) (Tabela 4.1). No entanto quando se compara a figura 4.2b (QUI NT – 3d) com a figura 4.3b (QUI CH4 – 3d), observa-se que a relação entre as variações de altura de picos e vales são bem diferentes. Para a figura 4.2b (QUI NT – 3d) verifica-se a altura máxima do pico é de 34,8nm enquanto que para a figura 4.3b (QUI CH4 – 3d) o valor é de 50,11nm. Isso demonstra que o tratamento com o metano teve uma ação capaz de modificar a textura da superfície, adicionando ou subtraindo material da superfície. Tabela 4.1 : valores de rugosidade e altura máxima do picos Membrana Rugosidade (Ra) Altura dos picos QUI NT 3.426 nm 34,80 nm QUI N2 5.911 nm 51,63 nm QUI CH4 3.424 nm 50,11nm QUI Ar 1,790 nm 42,83 nm QUI O2 4.800 nm 56,61 nm QUI H2 5.062 nm 246,12 nm Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Resultados e Discussão 74 Figura 4.2a Figura 4.2b Figura 4.2: Imagens de microscopia de força atômica de membranas de quitosana não tratada. Figura 4.2a imagem frontal, figura 4.2b imagem em 3d. Figura 4.3a Figura 4.3b Figura 4.3: Imagens de microscopia de força atômica de membranas de quitosana tratada com metano. Figura 4.3a imagem frontal, figura 4.3b imagem em 3d. Os demais tratamentos geraram superfície com maior rugosidade Ra que antes do tratamento com exceção da QUI Ar onde a rugosidade cai para um valor igual a 1,790nm, mas a altura máxima(42.83nm) dos picos dessa amostra apresentam-se maiores do que na amostra não tratada. Entretanto observando a figura 4.4b, verifica-se que esses picos com altura superior aos picos da amostra não tratada apresentam-se em quantidade desprezível. Supõe-se que a diminuição da rugosidade nesse tratamento se deve ao arrancamento de material da superfície das membranas de quitosana. Em Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Resultados e Discussão 75 relação à altura dos picos serem maior do que nas amostras não tratadas está relacionado com o impacto das moléculas e íons do gás sobre o material. Figura 4.4a Figura 4.4b Figura 4.4: Imagens de microscopia de força atômica de membranas de quitosana tratada com argônio. Figura 4.4a imagem frontal, figura 4.4b imagem em 3d. Na figura 4.5 são apresentadas a imagens das amostras tratadas com hidrogênio. Apesar de apresentar uma rugosidade Ra semelhante à rugosidade das amostras tratadas com nitrogênio e oxigênio (QUI H2 Ra = 5.062 nm, QUI N2 Ra = 5.911nm, QUI O2 Ra= 4.8nm). A QUI H2 apresentam uma topografia diferente com picos espaçados e com altura máxima igual a 242,12 nm, ou seja, bem diferente da média dos picos existentes. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Resultados e Discussão 76 Figura 4.5a Figura 4.5b Figura 4.5: Imagens de microscopia de força atômica de membranas de quitosana tratada com hidrogênio. Figura 4.5a imagem frontal, figura 4.5b imagem em 3d. Finalmente na figura 4.6 e 4.7 são apresentadas as amostras tratadas com nitrogênio e oxigênio respectivamente. Observando a altura máxima dos picos nas duas amostras (figura 4.6b e 4.7b) é possível ver que não existem grandes diferenças, assim como na rugosidade Ra (QUI N2 Ra = 5.911nm, QUI O2 Ra= 4.8nm). No entanto a topografia apresenta-se bastante diferente (figura 4.6b e 4.7b). Esses resultados reforçam que apenas a rugosidade Ra não nos fornece informações suficientes para prever interações de dimensões micro ou nanométrica como em material biológico. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Resultados e Discussão 77 Figura 4.6a Figura 4.6b Figura 4.6: Imagens de microscopia de força atômica de membranas de quitosana tratada com nitrogênio. Figura 4.6a imagem frontal, figura 4.6b imagem em 3d. Figura 4.7a Figura 4.7b Figura 4.7: Imagens de microscopia de força atômica de membranas de quitosana tratada com oxigênio. Figura 4.7a imagem frontal, figura 4.7b imagem em 3d. 4.3 – Medidas de Ângulo de Contato Na figura 4.8 são apresentados os resultados de molhabilidade para as membranas não tratadas e para as membranas tratadas com diferentes atmosferas. O tratamento das membranas de quitosana por plasma mostrou-se uma técnica eficaz na modificação da molhabilidade dessas. As membranas de quitosana foram tratadas a plasma com os seguintes gases: N2, O2, H2, Ar e Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 78 Resultados e Discussão CH4. O tratamento a plasma aumentou a molhabilidade das membranas de quitosana para a maioria das atmosferas gasosas, exceto quando foi usado o gás CH4. (Figura 4.8) Esse aumento na hidrofobicidade deve ter uma origem mais química do que física uma vez que os valores da rugosidade das amostras não tratadas e das tratadas com metano são similares. Acredita-se que a diminuição da molhabilidade nas membranas tratadas com CH4 está relacionada com a inserção de grupos apolares na superfície como visto na espectroscopia de emissão ótica ou a formação de um filme polimérico hidrofóbico que é característico do tratamento por plasma que utiliza o gás metano, vapores de alcanos (WANG, 2007) e HMDS (ASSIS, 2007). Para as amostras tratadas com N2, Ar, O2, e H2 houve aumento da molhabilidade, que está relacionada com as mudanças químicas. O aumento da molhabilidade nas membranas tratadas com plasma de Ar e O2 confirmam o que foi encontrado na literatura, por Zhu (2005) e Pérez (2007). Essas mudanças químicas devem ser devido as espécies encontradas no plasma durante o tratamento, como visto através das análises de espectroscopia de emissão ótica. As espécies encontradas nos tratamentos com N2, Ar, O2, e H2 favorecem a formação de grupos funcionais hidrofílicos na superfície do material, aumentando, portanto a molhabilidade. . Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 79 Resultados e Discussão 120,00 Ângulo de Contato 100,00 80,00 60,00 40,00 20,00 0,00 NT N2 CH4 ÁGUA FORMAMIDA Ar O2 H2 GLICEROL Figura 4.8: Ângulo de contato para a água, formamida e glicerol. Durante o teste de ângulo de contato observou-se o perfil da gota de água durante 60 segundos. Nesse período foi observada uma diminuição do ângulo de contato em todas as amostras, tendo destaque as amostras tratadas com metano que tiveram a menor relaxação do ângulo de contato e as membranas tratadas com hidrogênio que tiveram a maior relaxação. Esta diminuição do ângulo durante os 60 segundos deve-se a acomodação da gota na superfície das amostras. Na figura 4.9 é apresentado esse comportamento para diferentes tempos de acomodação. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 80 Resultados e Discussão 90,00 80,00 Ângulo de Contato 70,00 60,00 NT N2 CH4 Ar O2 H2 50,00 40,00 30,00 20,00 10,00 0,00 00s 10s 20s 30s 40s 50s 60s Tempo Figura 4.9: Perfil da molhabilidade das amostras tratadas e não tratada durante 60 segundos. 4.4 - Ensaios de Absorção Analisando-se a figura 4.10 observa-se que as seis membranas estudadas apresentam um ganho de massa superior a 100%, o que é uma indicação da forte afinidade desse polímero pela água. A quitosana possui em sua estrutura grupos amino (NH) e hidroxila (OH) que dão um caráter hidrofílico a membrana. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 81 Resultados e Discussão 250 Ganho de Massa (%) 200 150 100 50 0 QUI NT QUI N2 QUI O2 QUI Ar QUI H2 QUI CH4 Figura 4.10: Gráfico representativo do ganho de massa. Observando a figura 4.10 é possível observar que houve uma diminuição de 26,12% no grau de inchamento em membranas tratadas por plasma de metano quando comparado com os filmes não tratados, isso demonstra que o tratamento com metano foi próspero em criar uma superfície hidrofóbica em membranas de quitosana. Para as membranas tratadas com N2, Ar e H2, não houve grandes diferenças se comparada com as membranas não tratadas. Para as membranas tratadas com O2 houve um aumento de 38,57% em relação as membranas não tratadas demonstrando que esse tratamento promove um aumento na absorção de água pela membrana. Através desse ensaio foi possível comprovar o que foi visto nos ensaios de ângulo de contato, mostrando que o tratamento com o metano diminui a absorção de água e a molhabilidade pelas membranas de quitosana e que os tratamentos com Ar, H2, N2, O2 aumentam a absorção de água e a molhabilidade. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 82 Resultados e Discussão 4.5 - Ensaios de Permeação Na figura 4.11 e na tabela 4.2 são apresentados os valores de permeabilidade calculados para os seis tipos membranas estudadas. Na figura 4.11 observa-se que ocorreu uma significativa redução nos valores de permeabilidade para as membranas tratadas com CH4 e para as membranas tratadas com O2. Para as membranas tratadas com N2, H2 e Ar houve um aumento da permeabilidade. Os resultados mostram que o tratamento, embora apenas superficial influenciou a permeabilidade da membrana. Permeabilidade (10^5 g cm^2 min^-1) 3 2,5 2 1,5 1 0,5 0 QUI NT QUI N2 QUI CH4 QUI Ar QUI O2 QUI H2 Figura 4.11: Gráfico da permeabilidade das membranas de quitosana em relação ao fármaco sulfamerazina de sódio. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Resultados e Discussão 83 Tabela: 4.2: Permeabilidade das membranas Membrana P(10-5 g cm2. min-1) Desvio Padrão QUI 2, 218 0,014 QUI N2 2, 685 0,044 QUI CH4 1, 649 0,011 QUI Ar 2, 771 0,042 QUI O2 1, 455 0,021 QUI H2 2, 362 0,074 No caso das membranas tratada com CH4 houve uma redução na permeabilidade do fármaco sulfamerazina de sódio em relação à QUI NT, QUI N2, QUI H2, QUI Ar. O tratamento com o metano fez com que a membrana ficase mais hidrofóbica, portanto diminuindo a hidratação da mesma como mostrado nos ensaio de ângulo de contato e ganho de massa e consequentemente isso não favoreceu a formação de muitos espaços vazios por onde ocorreria a difusão do soluto diminuindo assim a permeabilidade da membrana. Para as membranas tratadas com O2 ocorreu também uma redução na permeabilidade da membrana, mas as mesmas durante os ensaios de ângulo de contato e de ganho de massa mostraram-se altamente hidrofílicas e hidratadas, acreditava-se, no entanto que tais membranas fossem apresentar uma alta permeabilidade o que não ocorreu. Entretanto durante os ensaios de permeabilidade das membranas tratada com O2, houve um pequeno desvio na reta, levando a crer que ocorreu uma interação entre a membrana e o fármaco o que levaria a uma redução da permeabilidade. Com relação à permeabilidade das membranas tratadas com N2, H2 e Ar estas apresentaram um aumento da permeabilidade, confirmando os resultados encontrados nos ensaios de ângulo de contato e ganho de massa Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 84 Resultados e Discussão onde essas membranas, apresentaram-se altamente hidrofílicas e hidratadas. Essa hidratação possibilitou o aumento de espaços vazios na membrana, possibilitando o aumento da permeabilidade do fármaco. A duração do experimento foi limitada pelos valores de absorbância, ou seja, o experimento foi interrompido no instante em que a amostra retirada do compartimento “A” (figura 3.5) da célula de permeação alcançou um valor de absorbância próximo de 2. Isto por que valores de absorbância acima de 2 significam menos de 1% de luz transmitida chegando ao detector, o que devido ao limite de sensibilidade do detector pode levar a erros na medida. Todos os experimentos foram feitos em duplicata e apresentaram uma boa reprodutibilidade. (Figura 4.12) Através dos valores de absorbância encontrados no gráfico de permeação. Calculou-se o valor da concentração do fármaco após 50 minutos do início da permeação. Utilizou-se esse tempo a fim de abranger todos os tratamentos realizados nas membranas de quitosana. Os valores de concentração correspondente a cada tratamento estão na tabela 4.3 Tabela 4.3: Concentração de fármaco no compartimento A após 50 minutos. Membrana C(g) (10-5) QUI 2,6 QUI N2 2,4 QUI CH4 1,9 QUI Ar 3,2 QUI O2 2,7 QUI H2 2,6 Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 85 Resultados e Discussão QUI NT 1 QUI NT 2 2,0 QUI N2 2 1,5 Absorbância 1,5 Absorbância QUI N2 1 2,0 1,0 1,0 0,5 0,5 0,0 0,0 0 10 20 30 40 50 60 70 0 80 10 20 30 Figura 4.12 a 2,0 1,5 70 80 1,5 Absorbância Absorbância 60 QUI Ar 1 QUI Ar 2 QUI CH4 2 1,0 0,5 1,0 0,5 0,0 0,0 0 10 20 30 40 50 60 70 80 0 10 20 30 Tempo (min) 40 60 70 80 Figura 4.12 d QUI O21 2,0 50 Tempo (min) Figura 4.12 c QUI H2 1 2,0 QUI 02 2 QUI H2 2 1,5 Absorbância 1,5 Absorbância 50 Figura 4.12 b QUI CH4 1 2,0 40 Tempo (min) Tempo (min) 1,0 1,0 0,5 0,5 0,0 0,0 0 10 20 30 40 50 60 70 80 Tempo (min) Figura 4.12 e 0 10 20 30 40 50 60 70 80 Tempo (min) Figura 4.12 f Figura 4.12: Gráficos das permeações das membranas tratadas e não tratadas com as duplicatas. Figura 4.12a: gráfico da permeação da QUI NT, Figura 4.12b: gráfico da permeação da QUI N2, Figura 4.12c: gráfico da permeação da QUI CH4, Figura 4.12d: gráfico da permeação da QUI Ar, Figura 4.12e: gráfico da permeação da QUI O2, Figura 4.12f: gráfico da permeação da QUI H2, Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 86 Resultados e Discussão Analisando a figura 4.12 observa-se que os experimentos apresentaram um comportamento linear para o período de tempo e concentração utilizada, exceto para as membranas tratada com O2 que apresenta um pequeno desvio. O comportamento linear indica que o estado estacionário é atingido rapidamente e que a permeabilidade pode ser obtida a partir de valores do coeficiente angular das retas (Figura 4.13), como já descrito na subseção 3.4.6 da metodologia. 2,0 Absorbância 1,5 QUI NT 1 QUI N2 1 1,0 QUI CH4 1 QUI Ar 1 QUI O21 0,5 QUI H2 1 0,0 0 10 20 30 40 50 60 70 80 Tempo (min) Figura 4.13: Gráficos da permeação do fármaco sulfamerazina de sódio. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Resultados e Discussão 87 De acordo com a literatura, algumas vezes este estado estacionário leva algum tempo para ser estabelecido, produzindo um comportamento inicial conhecido como tempo de retardo (time lag), que pode ser definido como o tempo necessário para que o sistema alcance o seu estado estacionário. Outra observação importante a ser feita é que o comportamento linear está geralmente relacionado à ausência de fortes interações entre o fármaco e a membrana (KRAJEWSKA, 2001). Para compreender estes resultados, deve-se recorrer aos modelos existentes na literatura para a permeação em membranas. Dentre os vários modelos existentes, podem ser destacados o modelo de poros e o modelo de volume livre. O modelo utilizado no presente trabalho foi o de volume livre. Nesse modelo, a membrana é considerada como sendo uma rede homogênea hidratada. A difusão ocorre por “saltos” sucessivos por entre espaços vazios (volume livre) que seriam maiores que o soluto. A difusão é dependente da quantidade desses espaços vazios (WIJMANS et. al., 1995). Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Capítulo 5 Conclusões 89 Conclusões 5 – Conclusões As membranas de quitosana foram tratadas com plasma de N2, H2, O2, Ar, CH4. Através da técnica de modificação por plasma foi possível provocar alterações na membrana sem, contudo alterar seu aspecto macroscópico, pois a coloração e forma foram preservadas. As modificações microscópicas foram observadas através da microscopia de força atômica. Através desta técnica é possível analisar com mais detalhes diferenças marcantes de topografia entre duas superfícies com rugosidade aproximadamente semelhante. Deste modo através do presente trabalho foi possível verificar a versatilidade no uso do plasma para obtenção de um largo espectro de propriedades que podem ser assim enumeradas: 1- Valores de ângulo de contato variando de 22º para amostras tratadas com oxigênio e 83º graus para amostra tratadas com metano. 2- Absorção variando de 249% para amostras tratada com oxigênio e 133% para amostras tratadas com metano. 3- Esses tratamentos permeabilidade na repercutiram faixa de no amplo 1,4548.105 espectro de g*cm2*min-1 para membranas tratadas com oxigênio a 2,6846.105 g*cm2*min-1 para membranas tratadas com argônio. 4- O tratamento com plasma utilizando gás metano foi o mais relevante na diminuição da liberação do fármaco, apresentando Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 90 Conclusões uma baixa permeabilidade e uma baixa concentração do fármaco no compartimento A da célula de permeação após os 50 minutos. 5- O tratamento com plasma de argônio proporcionou as membranas de quitosana uma maior permeabilidade e também um aumento na concentração de fármaco no compartimento A da célula de permeação. 6- Como as membranas de quitosana tratadas por plasma apresentaram uma permeação constante, essas podem ser usadas em sistema de liberação de fármacos. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Referências Bibliográficas 91 Referências Allen Jr, L. V.; et al. Formas Farmacêuticas e sistemas de liberação de fármacos. 8° ed. Porto Alegre: Editora Artmed, 2007. Allender, C.J.; et at. Pharmaceutical applications for moleculary imprinted polymers. Int. J. Pharm. , Amsterdam, v.195, p. 39-43, 2000. Alves Jr, C. Nitretação a Plasma – Fundamentos e aplicações. Edufrn, 2001 Amiji, M.M. Permeability and blood compatibility properties of chitosanpoly (ethylene oxide) blend membranes for haemodialyses. Biomaterials, v. 16, p. 593-599, 1995. Angelova, N. et al. Rationalizing the desing of polymeric biomaterials. Trends Biotechnol. Amsterdam, v.17, p. 409-421, 1999. Ansel, H.C; et al. Farmacotécnica. Formas farmacêuticas e sistemas de liberação de fármacos. 6°ed. São Paulo: Editorial Premier, 2000. Artursoon, P. et al. Chitosan on the permeability of monolayers of intesticial epitelial cells (caco-2). Pharm. Research, v.11, p 1358-1361, 1994. Assis, O.B.G.; et al. Surface hydrophobic modifications of chitosan thinfims by HMDS plasma deposition, Effects on water vapor, CO2 and O2 permeabilites. Jornal of Packaging Science and Tecnology, 2007. Assis, O.B.G.; et al. Caracterização estrutural e da capacidade de absorção de água em filmes finos de quitosana processados em diversas concentrações. Polímeros. Ciência e tecnologia, v. 13, n° 4, p.223-228, 2003. Atche, J.; et al. Liberação controlada da eosina impregnada em microesferas de copolímeros de quitosana e poli(ácido acrílico). Polímeros: Ciência e tecnologia., v. 10, p. 116, 2000. Aulton, M.E. Delineamento de formas farmacêuticas. 8° ed. Porto Alegre: Editora Artmed, 2005. Azevedo, M.M.M. Nanoesferas e a liberação controlada de fármacos. Monografia (Graduação)– Universidade Federal de Campinas. 2002. Barbosa, J.C.P.; Análise por meio de espectroscopia de emissão óptica das especias ativas em nitretação iônica e gaiola catódica. Dissertação (Mestrado) - Universidade Federal do Rio Grande do Norte, 2007. Beake, B.D.; et al. Correlation of friction, adhesion, wettability and surface chemistry after argon plasma treatmente of poly (ethylene terephthalate). Journal of Materials Chemistry, Manchester, v. 8, p. 2845-2854, 1998. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Referências Bibliográficas 92 Beppu, M.; et al. Sintese e caracterização de estruturas densas e porosas de quitosana. Polímeros: Ciência e tecnologia, 1999. Borschiver, S.; et al. Monitoramento tecnológico e mercadológico de biopolimeros. Polímeros: Ciência e Tecnologia, v. 18, n° 3, p. 256-261, 2008 Chandy, T.; et al.; Chitosan as a biomaterial. Biomat. Art. Cells art. Org., v. 18, p. 1-24, 1990 Chao, A.C.; et al. Enzymatic grafting of carboxyl groups on to chitosan to confer on chitosan the property of cationicdye adsorbent. Bioresource Technol.,v. 91, p. 157-162, 2004. Chen, X.; et al. Molecular Affinity and Permeability of different molecular weight chitosan membranes. J. Agric. Food chem. V. 30, p. 5915-5918, 2002. Crank, J. The mathematics of diffusion. London, Claredrom Press, 2° ed, 1975. Dodane, V.; et al. Pharmaceutical applications of chitosan. Pharm. Scie. Technol. To., v. 1, n° 6, p. 246-253, 1998. Dureja, H.; et al. Simulations of skin permeability in chitosan membranes. Journal of Controlled Release, v. 213, p. 193-198, 2001. Esposito, A.R.; et al. Estudo da interação celular vero/PLGA após a modificação da superfíce por plasma de oxigênio. Revista Matéria, v. 12, n° 1, p. 164-172, 2007. Favia, P.; Plasma Microstruturing of polymers for contact guidance cells, In International Conference On Advances of Biomaterials for Reconstuctive Médici, p. 74-75, Capri, 2002. Feitor, M.C. Estudo da molhabilidade de tecidos 100% polyester tratados a plasma: variáveis e tempo de duração desse efeito. Dissertação (Mestrado) - Universidade Federal do Rio Grande do Norte, 2006. Ferreira, A.A.P.; Microscopia de força atômica aplicada em imunoensaios. Química Nova, v. 29, n.1, p. 137-142, 2006. Ferreira, J.P.M. Tensão superficial – sua natureza e efeitos. Química – Boletim da SPQ, v. 93, p. 43-48, 2004. Freire, A.C.; et al. Liberação específica de fármaco no cólon por via oral – II Tipos de sistemas utilizados. Revista Brasileira de Ciências Farmacêuticas, v. 42, n° 3, p. 337-355, 2006. Galaev, I.Y.; et al. Smart polymers and what they could do in biotechnology and medicine. Trends Biotechnol, Amsterdam, v. 17, p. 335340, 1990. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo 93 Referências Bibliográficas Ghaderi, R.; et al. A new method for preparing biodegradable microparticles and entrapment of hydrocortisone in DL – PLG microparticles using supercritical fluid. Eur. J. Pharm. Sci, Amsterdam, v. 10, p. 1-9, 2000. Hamilton, V.; et al. Characterization of chitosan films and effects on fibroblast cell attachment and proliferation. J. Mater. Sci: Mater Med (2006) 17: 1373-1381. Hirano, S.; et al. Progress in biomedical polymers. New York: Plenum, 1990. Hyun, J. et al. Effect Ar+ Ion Beam in the Process of Plasma Surface Modification of Pet films. J. Appl. Polym. Sci., v. 77, p. 1679-1683, 2000. Illum, L.; et al. Chitosan as novel nasal delivery systems for peptide drugs. Pharm Research, v. 11, p. 1186-1189, 1994. Jacobs, I.C.; et al. Polymer delivery systems concepts, in polymeric delivery systems: properties and applications, B.A Charpentier, editor, Americas Chemical Society. Washignton, D.C. p. 1-17, 1993. Kaminska, A..; et al. The influence of side groups and polarity of polymers on the kind and effetiveness of their surface modification by air plasma action. Europen Polymer Journal, v.38, p.1915-1919, 2002. Khor, E.; et al. Implantable applications of chitin and chitosan. Biomaterials, v. 24, p. 2339-2349, 2003. Kumar, M.N.V.R.; et al. Chitosan chemistry perpectives. Chem. Rev, 2004, 104, 6017-6084. and pharmaceutical Krajewska, B. Diffusion of metal ions through gel chitosan membranes. React. Func. Polymers, v.47, p.37-47, 2001. Kwok, D.Y.; et al. Contacte Angle interpretation in terms of solid surface tension. Coolids an surface: A Physicochemical and engineering aspects, v. 161, p. 31-48, 2000. Langer, R.; et al. Avances in biomaterials, drug delivery and bionanotechnology. Alche J. New York, v. 49, n° 12, p. 2990-3006, 2003. Lima, M.S.P. Preparo e caracterização de membranas de quitosana modificadas com Poli (Ácido acrílico). Dissertação (Mestrado) Universidade Federal do Rio Grande do Norte, 2006. Lopes, C.M.; et al. Formas farmacêuticas de liberação modificada: polímeros hidrofílicos. Revista brasileira de ciências farmacêuticas. v. 41, n°2, p. 143-154, 2005. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Referências Bibliográficas 94 Macêdo, H.R.A. Efeito do tratamento térmico do titânio sobre a proliferação de células pré osteoblásticas. Dissertação (Mestrado) Universidade Federal do Rio Grande do Norte. Muzzarelli, R.A.A.; et al. Chitin in Nature and Technology. New York: Plenum Press, 1986. Muzzarelli, R.; et al. Applications of chitin and chitosan in wound-healing acceleration. Cambridge. Ed. MIT. Press, 1978. Oliveira , H.C.L. Membranas de complexos polieletrolíticos de quitosana e poli (ácido acrílico): Preparo, caracterização e estudos de permeabilidade. Dissertação (Mestrado) - Universidade Federal do Rio Grande do Norte, 2006. Oliveira, R.B.; et al. Polímeros ne obtenção de sistemas de liberação de fármacos. Revista eletônica de farmácia, v. 3 (1), P. 29-35, 2006. Perez, P.M.L.; et al. Effect of chitosan membrane surface modification via plasma induced polymerization on the adhesion of osteoblast - like cells. Journal of Materials Chemistry, v.17, p. 4064-4071, 2007. Pillai, O.; et al. Polymers in drug delivery. Current Opinion in chemical biology, London, v. 5, p. 447-451, 2001. Rang, H. P.; et al. Farmacologia. 6º ed. Rio Janeiro. Elsevier,1998. Rathke, T.; et al. Determination of the degree of N-deacetylation in chitin and chitosan as well as their monomer sugar ratios by near infrared spectroscopy. Polymer chemical, v. 31, p. 749-753, 1994. Ren, J.; et al. Transport Phenomena of chitosan membrane in evaporation of water-ethanol mixture, separation. Sci. And Technol.., v. 33, p. 517-535, 1998. Rios, M. Polymers of controlled release. Formulation Follows function. Pharm. Technol., New York, v. 29, n° 6, p. 42-50, 2005. Sakurai, K. Ultrafiltration Chitosan Membranes in Chitin Handbook (e. Muzzarelli, R.A.A. e Peter. M.G) via San martino, Italy: Atec Edizioni, p. 445450, 1997. Sandford, P.A. Chitin and Chitosan: Sources, chemistry, biochemistry, physical properties and applications, 4°ed. New York. Elsevier, 1998. Shohet J.L.F. Plasma Aided Manufacturing. Plasma Science, v 19, n° 5, p. 725-733, 1991. Silva, H.S.R.C.; et al. Quitosana: derivados hidrossolúveis, aplicações farmacêuticas e avanços. Química Nova, v. 29, n° 4, p. 776-785, 2006. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Referências Bibliográficas 95 Silva, P. Farmacologia. 5°ed. Rio de Janeiro. Editora Guanabara Hoogan S.A., 1998. Thacharodi, D.; et al. Release of nifedipine though crosslinked chitosan membranes. International Journal of Pharmaceutics, v. 96, p. 33-39, 1993. Thanou, M.; et al. Oral drug absortion enchancement by chitosan and its derivates separation. Advanced drug delivery reviews, v. 52, p. 117-126, 2001. Theeuwes, F.; et al. Transference: a comprehensive paramenter governing permeation of solutes through membranes j. membrane Sci., v. 1, p. 3-16, 1976. Tonhi, E.; et. al. Obtenção e caracterização de blendas colágenoquitoasana. Química Nova, v. 25, n.6, p. 943-948, 2002. Trindade, C.G.N. Obtenção de membranas de quitosana modificadas e estudo das suas propriedades térmicas e permeabilidade. Dissertação (Mestrado) - Universidade Federal do Rio Grande do Norte, 2006. Tsaih, M. L.; et al. Effects of ionic strength and pH on the diffusion coefficients and conformation of chitosan molecule in solution. Journal of Applied Polymer Science, v. 73, p. 2041 – 2050, 1999. Uragami, T et al. Chitosan derivative membranes separation of alcohol/water mixtures In chitin and chitosan (Ed. Muzzarelli, R. A. A et al.), Via San Martino, Italy: Atec Edizioni, p. 783 (1997). Valcarce, M.B.; et al. The influence of the surface condition of the adhesion of pseudômonas fluorecens (ATCC 17552) to copper and aluminium brass. International. Biodetermination and Biodegradation. 50, 61-66, 2002. Vidaurre, E.F.C.; et al. Surface modification of polymeric materials by plasma treatment. Materials Research, v. 5, n°1, p. 37-41, 2002. Wang, H.; et al. Surface modification of chitosan membranes by alkane vapor plasma. Journal of Materials Chemistry, v. 11, p. 1374-1377, 2001. Wiliams, K.R.; et al. Micelles in the physical chemistry laboratory diffusion coefficients and half-wave potentials of ferrocene. Journal of chemical edication, v.77, nº33, p.392-394, 2000. Wijmans, J. G.; et. al. The solution-diffusion model: a review. J. Membrane Sci., v. 107, p. 1-21, 1995. Zhang, M.; et. al. Properties and biocompatibility of chitosan films modified by blending with PEG. Biomaterials, v.23, p.2641-2648,2002. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo Referências Bibliográficas 96 Zhu, X.; et al. Effect of argon – plasma treatment on proliferation of humam –skin – derived fibroblast on chitosan membrane in vitro. J. Biomed. Mater. Res. 73A: p. 264-274, 2005. Zhu, Y. Properties of polymeric drug delivery system prepared by hot – melt extrusion. 2002. Tese (doutorado) Faculty of the graduate school of the university of texas, Austin, 2002. Marina de Oliveira Cardoso Macêdo