UNIVERSIDADE FEDERAL DE MINAS GERAIS
FACULDADE DE FARMÁCIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS
MARCELA SILVA LOPES
SÍNTESE E AVALIAÇÃO DA ATIVIDADE CITOTÓXICA, LEISHMANICIDA E
TRIPANOCIDA DE DERIVADOS NITROAROMÁTICOS
Belo Horizonte – MG
2012
MARCELA SILVA LOPES
SÍNTESE E AVALIAÇÃO DA ATIVIDADE CITOTÓXICA, LEISHMANICIDA E
TRIPANOCIDA DE DERIVADOS NITROAROMÁTICOS
Dissertação, como requisito parcial, para
obter o grau de mestre em Ciências
Farmacêuticas, submetida ao Programa de
Pós-Graduação em Ciências Farmacêuticas
da Faculdade de Farmácia da Universidade
Federal de Minas Gerais.
Orientadora Profa. Dra. Renata Barbosa de
Oliveira – UFMG.
Belo Horizonte – MG
2012
“A química é, sem dúvida, muito singular porque é o único
ramo da ciência que cria, por si mesmo, seu próprio
objeto de estudo: as moléculas. Em especial a química
orgânica, em que a versatilidade do carbono como seu
elemento primordial não tem limites na formação de
estruturas, exceto a da imaginação do pesquisador. A
prática da química orgânica é, definitivamente, uma
viagem excitante rumo ao desconhecido”.
Rudolph Criegge e Dieter Seebach
AGRADECIMENTOS
Agradeço a Deus por me presentear com essa oportunidade e por colocar
pessoas tão boas em meu caminho.
Ao meu pai e minha mãe pelo carinho, dedicação e apoio incondicional durante
toda a minha formação.
A minha irmã pela amizade e companhia divertida.
Ao Saulo pelo carinho, pelos conselhos e por ter me incentivado a seguir nesse
belo caminho que é a química farmacêutica.
A minha querida orientadora Renata por me inspirar com seus brilhantes
ensinamentos, pela paciência, alegria, e por nunca medir esforços para tornar
meu trabalho cada dia mais empolgante e agradável.
Ao professor Ricardo pelo aprendizado, sabedoria e por compartilhar comigo o
amor aos animais que tornam nossos dias na Faculdade mais alegres e
divertidos.
Ao professor Basílio pelo “espírito crítico” e pela contribuição na normatização
desse trabalho.
À professora Thais pela presença alegre e amizade.
Ao meu companheiro de bancada e de mestrado Saulo Braga pelos estudos,
conversas e amizade.
À Tati, Dudu e Isadora pela contribuição nesse trabalho, sempre com um
sorriso e boa vontade em me ajudar.
AGRADECIMENTOS (Conclusão)
Aos amigos do laboratório: Thiago, Stefânia, Bruno, Dimas, Lucas, Bárbara,
Larissa, Giovanna, Ana Luiza, Nayara, Mário, Luíza, Vitor, Rachelzinha, Flavia,
Mara, Érika, Isabela, Camila e Betânia pela convivência alegre e prazerosa.
As minhas amigas da Fitoquímica Ana Bárbara e Bruna pela ajuda nos estudos
e momentos de descontração.
À Raquel, Lavina, Kênia e Ayeska pela ajuda e pelas risadas.
À Renata Pietra por me ajudar tanto nos ensaios com Leishmania.
Ao professor Armando por conduzir, com competência, a nossa Pósgraduação.
Aos funcionários Batista, Soninha, Eduardo, Ludmila e Silas por estarem
sempre dispostos a ajudar.
RESUMO
Neste trabalho é relatada a síntese de ácidos e amidas derivados do ácido 4bromometil-3-nitrobenzóico como agentes com potencial atividade antitumoral,
leishmanicida
e
tripanocida.
Para
obtenção
dos
ácidos
carboxílicos
adequadamente substituídos, foram utilizadas reações de bromação radicalar,
substituição eletrofílica aromática e substituição nucleofílica. As amidas foram
obtidas a partir dos ácidos carboxílicos, utilizando-se diferentes aminas e EDC
como reagente de acoplamento. Derivados híbridos da porção nitroaromático
com ácidos graxos (DHA e ácido butírico) bioativos foram sintetizados na
tentativa de otimizar a atividade dos compostos. A atividade dos compostos
sintetizados foi avaliada in vitro em três linhagens de células tumorais humanas
(HL60 (leucemia), Jurkat (linfoma) e MCF-7 (tumor de mama)), formas
promastigotas
de Leishmania amazonensis e formas amastigotas de
Trypanosoma cruzi. A toxicidade das substâncias para as células normais
também foi avaliada utilizando-se células mononucleares do sangue periférico
(PBMC). Dentre os compostos avaliados nos ensaios de citotoxidade, destacase a 4-(clorometil)-3-nitro-N-(2-hidroxietil)benzamida (4), composto mais ativo
contra as linhagens de células tumorais HL60 (CI50 9,0 µM) e Jurkat (CI50 19,4
µM). As amidas 4-(bromometil)-3-nitro-N-(2-hidroxietil)benzamida (6) e N-(2butanoiloxietil)-4-clorometil-3-nitrobenzamida
(19)
apresentaram
atividade
significativa contra L. amazonensis (CI50 23,1 µM) e T. cruzi (CI50 13,9 µM),
respectivamente. Em geral, os compostos apresentaram baixa toxicidade para
as células normais (PBMC).
ABSTRACT
In this work, a series of carboxylic acids and amides derived from 4(bromomethyl)-3-nitrobenzoic acid was synthesized and evaluated as potential
antitumoral, antileishmanial and trypanocidal agents. The carboxylic acid
derivatives were obtained by radical bromination, electrophilic aromatic
substitution and nucleophilic substitution reactions.
The amides
were
synthesized from carboxylic acids and different amines using EDC as the
coupling reagent. Conjugates of nitroaromatic unit and bioactive fatty acids
(DHA and butyric acid) were synthesized in an attempt to optimize the activity of
the compounds. The activity of the compounds was evaluated in vitro against
three cancer cells lines (HL60 (leukemia), Jurkat (linfoma) and MCF-7 (breast
cancer)), promastigotes forms of Leishmania amazonensis and amastigotes
forms of Trypanosoma cruzi. In vitro cytotoxicity on the normal cells was
evaluated using human peripheral blood mononuclear cells (PBMC). Among the
compounds evaluated in the cytotoxic assay, the 4-(chloromethyl)-3-nitro-N-(2hydroxyethyl)benzamide (4) was found to be the most active against HL60 (IC50
9.0 µM) and Jurkat (IC50 19.4 µM) cells lines. The amides 4-(bromomethyl)-3nitro-N-(2-hydroxyethyl)benzamide
(6)
and
N-(2-butanoyloxyethyl)-4-
chloromethyl-3-nitrobenzamide (19) displayed significant activity against L.
amazonensis (IC50 23.1 µM) and T. cruzi (IC50 13.9 µM), respectively. In a
general way, the compounds showed low cytotoxicity to mammalian cells
(PBMC).
LISTA DE FIGURAS
1.1 Vasos sanguíneos de um tecido normal e vasos sanguíneos do tumor .................... 20
1.2 Secção transversal de um tumor sólido mostrando a diminuição da concentração
........de oxigênio em relação à distância capilar .................................................................... 21
1.3 Proposta de mecanismo de resistência das células em hipóxia à radioterapia ........ 22
1.4 Representação das barreiras que o agente antineoplásico deve vencer para
.......alcançar as células em hipóxia ........................................................................................ 23
1.5 Comparação entre o processo redutivo em um tecido oxigenado e um tecido em
.......hipóxia ................................................................................................................................. 25
1.6 Ativação biorredutiva da mitomicina C........................................................................... 27
1.7 Ativação biorredutiva das aziridinil-quinonas ............................................................... 28
1.8 Mecanismo proposto para ativação biorredutiva da tirapazamina .............................. 29
1.9 Ativação biorredutiva de AQ4N ....................................................................................... 31
1.10 Etapas de biorredução de compostos nitroaromáticos ............................................. 32
1.11 Mecanismo de ação proposto para RSU-1069 ............................................................. 33
1.12 Ativação das mostardas nitroaromáticas após biorredução ..................................... 34
1.13 Biorredução da mostarda SN-23862 ............................................................................. 35
1.14 Ativação da mostarda PR-104 ....................................................................................... 37
1.15 Biorredução de compostos nitrobenzílicos ................................................................. 37
1.16 Biorredução do butirato de 2-nitrobenzila ................................................................... 38
1.17 Quimioterápicos utilizados no tratamento das leishmanioses.................................. 42
1.18 Gráfico de comparação de crescimento tumoral entre grupo controle e o ANB..... 43
3.1 Plano de síntese para obtenção dos ácidos (1), (2), (11), (14), (17), (34) e (35) .......... 47
3.2 Plano de síntese para obtenção das amidas (4), (6), (8), (10) e (13) ............................ 48
3.3 Plano de síntese para obtenção de (15) e (16) ............................................................... 49
3.4 Plano de síntese para obtenção de (21), (22) e (24) ....................................................... 50
3.5 Plano de síntese para obtenção de potenciais agentes bisalquilantes ...................... 51
3.6 Plano de síntese para obtenção de (19), (20) e (28) ....................................................... 51
4.1 Estrutura do reagente EDC .............................................................................................. 55
4.2 Subespectro de DEPT 135 de (8) após 4 horas de reação do intermediário (7) ......... 55
4.3 Proposta de mecanismo para formação das amidas (4), (6), (8), (10) e (13)............... 58
4.4 Desfavorecimento da reação do tipo SN1 ....................................................................... 60
LISTA DE FIGURAS (Continuação)
4.5 Mecanismo proposto para a formação de (18) .............................................................. 61
4.6 Papel do DMAP como catalisador em reações de acoplamento utilizando
.......carbodiimidas ..................................................................................................................... 63
4.7 Proposta simplificada de mecanismo para a formação de (24) ................................... 67
4.8 Deslocamento químico dos carbonos do heterociclo simulados pelo programa
.......ACD Labs Software e deslocamento obtido para (24) ................................................... 68
4.9 Mecanismo intramolecular proposto para a formação de (31) .................................... 70
4.10 Estruturas de ressonância para ésteres e amidas ...................................................... 71
4.11 Mecanismo proposto para a formação de (34) ............................................................ 75
A.1 Espectro no infravermelho de 1 .................................................................................... 130
A.2 Espectro no infravermelho de 2 .................................................................................... 130
A.3 Espectro no infravermelho de 3.................................................................................... 131
A.4 Espectro no infravermelho de 4 .................................................................................... 131
A.5 Espectro no infravermelho de 5 .................................................................................... 132
A.6 Espectro no infravermelho de 6 .................................................................................... 132
A.7 Espectro no infravermelho de 7 .................................................................................... 133
A.8 Espectro no infravermelho de 8 .................................................................................... 133
A.9 Espectro no infravermelho de 9 .................................................................................... 134
A.10 Espectro no infravermelho de 10 ............................................................................... 134
A.11 Espectro no infravermelho de 11 ............................................................................... 135
A.12 Espectro no infravermelho de 12 ............................................................................... 135
A.13 Espectro no infravermelho de 13 ............................................................................... 136
A.14 Espectro no infravermelho de 14 ............................................................................... 136
A.15 Espectro no infravermelho de 15 ............................................................................... 137
A.16 Espectro no infravermelho de 16 ............................................................................... 137
A.17 Espectro no infravermelho de 17 ............................................................................... 138
A.18 Espectro no infravermelho de 18 ............................................................................... 138
A.19 Espectro no infravermelho de 19 ............................................................................... 139
A.20 Espectro no infravermelho de 20 ............................................................................... 139
A.21 Espectro no infravermelho de 21 ............................................................................... 140
A.22 Espectro no infravermelho de 22 ............................................................................... 140
LISTA DE FIGURAS (Continuação)
A.23 Espectro no infravermelho de 23 ............................................................................... 141
A.24 Espectro no infravermelho de 24 ............................................................................... 141
A.25 Espectro no infravermelho de 25 ............................................................................... 142
A.26 Espectro no infravermelho de 26 ............................................................................... 142
A.27 Espectro no infravermelho de 27 ............................................................................... 143
A.28 Espectro no infravermelho de 28 ............................................................................... 143
A.29 Espectro no infravermelho de 29 ............................................................................... 144
A.30 Espectro no infravermelho de 30 ............................................................................... 144
A.31 Espectro no infravermelho de 31 ............................................................................... 145
A.32 Espectro no infravermelho de 32 ............................................................................... 145
A.33 Espectro no infravermelho de 33 ............................................................................... 146
A.34 Espectro no infravermelho de 34 ............................................................................... 146
B.1 Espectro de RMN de 1H de 1 (200 MHz, acetona-d6) ................................................... 147
B.2 Espectro de RMN de 13C de 1 (50 MHz, acetona-d6) .................................................... 148
B.3 Espectro de RMN de 1H de 2 (200 MHz, acetona-d6) ................................................... 149
B.4 Espectro de RMN de 13C de 2 (50 MHz, acetona-d6) .................................................... 150
B.5 Espectro de RMN de 1H de 4 (200 MHz, DMSO-d6) ...................................................... 151
B.6 Espectro de RMN de 13C de 4 (50 MHz, DMSO-d6) ....................................................... 152
B.7 Espectro de RMN de 1H de 6 (200 MHz, DMSO-d6) ...................................................... 153
B.8 Espectro de RMN de 13C de 6 (50 MHz, DMSO-d6) ....................................................... 154
B.9 Espectro de RMN de 1H de 8 (200 MHz, DMSO-d6) ...................................................... 155
B.10 Espectro de RMN de 13C de 8 (50 MHz, DMSO-d6) .................................................... 156
B.11 Espectro de RMN de 1H de 10 (200 MHz, DMSO-d6).................................................. 157
B.12 Espectro de RMN de 13C de 10 (50 MHz, DMSO-d6) .................................................. 158
B.13 Espectro de RMN de 1H de 13 (200 MHz, DMSO-d6) ................................................. 159
B.14 Espectro de RMN de 13C de 13 (50 MHz, DMSO-d6) .................................................. 160
B.15 Espectro de RMN de 1H de 14 (200 MHz, acetona-d6) ............................................... 161
B.16 Espectro de RMN de 13C de 14 (50 MHz, acetona-d6) ............................................... 162
B.17 Espectro de RMN de 1H de 15 (200 MHz, acetona-d6) ............................................... 163
B.18 Espectro de RMN de 13C de 15 (50 MHz, acetona-d6) ............................................... 164
LISTA DE FIGURAS (Continuação)
B.19 Espectro de RMN de 1H de 16 (200 MHz, acetona-d6) ............................................... 165
B.20 Espectro de RMN de 13C de 16 (50 MHz, acetona-d6) ............................................... 166
B.21 Espectro de RMN de 1H de 17 (200 MHz, acetona-d6) ............................................... 167
B.22 Espectro de RMN de 13C de 17 (50 MHz, acetona-d6) ............................................... 168
B.23 Espectro de RMN de 1H de 18 (200 MHz, acetona-d6) ............................................... 169
B.24 Espectro de RMN de 13C de 18 (50 MHz, acetona-d6) ............................................... 170
B.25 Espectro de RMN de 1H de 19 (200 MHz, CDCl3) ....................................................... 171
B.26 Espectro de RMN de 13C de 19 (50 MHz, CDCl3) ........................................................ 172
B.27 Espectro de RMN de 1H de 20 (200 MHz, acetona-d6) ............................................... 173
B.28 Espectro de RMN de 13C de 20 (50 MHz, acetona-d6) ............................................... 174
B.29 Subespectro de DEPT 135 de 20 (50 MHz, acetona-d6) ............................................ 175
B.30 Espectro de RMN de 1H de 21 (200 MHz, CD3OD) ..................................................... 176
B.31 Espectro de RMN de 13C de 21 (50 MHz, CD3OD) ...................................................... 177
B.32 Espectro de RMN de 1H de 22 (200 MHz, DMSO-d6).................................................. 178
B.33 Espectro de RMN de 13C de 22 (50 MHz, DMSO-d6) .................................................. 179
B.34 Espectro de RMN de 1H de 23 (200 MHz, DMSO-d6).................................................. 180
B.35 Espectro de RMN de 13C de 23 (50 MHz, DMSO-d6) .................................................. 181
B.36 Espectro de RMN de 1H de 24 (200 MHz, DMSO-d6).................................................. 182
B.37 Espectro de RMN de 13C de 24 (50 MHz, DMSO-d6) .................................................. 183
B.38 Espectro de RMN de 1H de 25 (200 MHz, CDCl3) ....................................................... 184
B.39 Espectro de RMN de 13C de 25 (50 MHz, CDCl3) ........................................................ 185
B.40 Espectro de RMN de 1H de 26 (200 MHz, CD3OD) ..................................................... 186
B.41 Espectro de RMN de 13C de 26 (50 MHz, CD3OD) ...................................................... 187
B.42 Espectro de RMN de 1H de 27 (200 MHz, acetona-d6)............................................... 188
B.43 Espectro de RMN de 13C de 27 (50 MHz, acetona-d6) ............................................... 189
B.44 Espectro de RMN de 1H de 28 (200 MHz, acetona-d6) ............................................... 190
B.45 Espectro de RMN de 13C de 28 (50 MHz, acetona-d6) ............................................... 191
B.46 Subespectro de DEPT 135 de 28 (50 MHz, acetona-d6) ............................................ 192
B.47 Espectro de RMN de 1H de 29 (200 MHz, CDCl3) ....................................................... 193
B.48 Espectro de RMN de 13C de 29 (50 MHz, CDCl3) ....................................................... 194
LISTA DE FIGURAS (Conclusão)
B.49 Espectro de RMN de 1H de 33 (200 MHz, acetona-d6) ............................................... 195
B.50 Espectro de RMN de 13C de 33 (50 MHz, acetona-d6) ............................................... 196
B.51 Subespectro de DEPT 135 de 33 (50 MHz, acetona-d6) ............................................ 197
B.52 Espectro de RMN de 1H de 34 (200 MHz, DMSO-d6).................................................. 198
B.53 Espectro de RMN de 13C de 34 (50 MHz, DMSO-d6) .................................................. 199
LISTA DE TABELAS
1.1 Estudos clínicos com a tirapazamina ............................................................................. 30
1.2 CI50 (µm) de alguns derivados para células NTR+ e índice de seletividade (IS) ......... 36
1.3 Resultados da avaliação da atividade tripanocida do ANB .......................................... 44
4.1 Dados de caracterização das amidas (4), (6), (8), (10) e (13) ........................................ 56
4.2 CI50 (µM) dos compostos (1) a (34) para a inibição do crescimento das linhagens
.......de células tumorais e PBMC ............................................................................................. 77
4.3 CI50 (µM) dos compostos (1) a (34) para a inibição do crescimento dos parasitos
........L. amazonensis e T. cruzi ................................................................................................. 80
LISTA DE ABREVIATURAS, SIGLAS E SÍMBOLOS
ADN
Ácido desoxirribonucléico
AmB
Anfotericina B
ArNO2
Nitroaromático
assim.
Assimétrica
CCD
Cromatografia em camada delgada
CCS
Cromatografia em coluna de sílica
d
Dupleto
dd
Dupleto duplo
dec.
Decomposição
DEPT
Distortionless enhancement by polarization
DHA
Ácido (4Z,7Z,10Z,13Z,16Z,19Z)-docosa-4,7,10,13,16,19hexaenóico
dl
Dupleto largo
DMAP
4-dimetilaminopiridina
DMF
N,N-dimetilformamida
DMSO
Dimetilsulfóxido
EDC
Cloridrato de 1-etil-3-(3-dimetilaminopropil)carbodiimida
F.F.
Faixa de fusão
F.M.
Fórmula molecular
IV
Infravermelho
J
Constante de acoplamento escalar
lit.
Literatura
m
Multipleto
M.M.
Massa molar
NBS
N-bromosuccinimida
NHS
N-hidroxisuccinimida
p/v
Peso por volume
Pd/C
Paládio 10% (p/p) em carvão ativado
q
Quarteto
qt
Quinteto
LISTA DE ABREVIATURAS, SIGLAS E SÍMBOLOS (Conclusão)
RMN
Ressonância Magnética Nuclear
s
Simpleto
sim.
Simétrica
sl
Simpleto largo
sx
Sexteto
t
Tripleto
t.a.
Temperatura ambiente
THF
Tetrahidrofurano
THIQ
Tetrahidroisoquinolina
v/v
Volume por volume
δ
Deslocamento químico
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ...................................................................................................... 19
1.1 Câncer ................................................................................................................ 19
1.1.1 Características dos tumores sólidos ....................................................... 19
1.1.2 Resistência das células tumorais em hipóxia à radioterapia .............. 21
1.1.3 Resistência das células tumorais em hipóxia à quimioterapia........... 23
1.1.4 Principais classes de agentes antineoplásicos biorredutíveis .......... 24
1.1.5 Outras estratégias no combate ao câncer .............................................. 38
1.2 Doença de Chagas e Leishmanioses .......................................................... 40
1.3 Atividade biológica do ácido 4-bromometil-3-nitrobenzóico ................. 42
1.3.1 Atividade antitumoral do ácido 4-bromometil-3-nitrobenzóico .......... 42
1.3.2 Atividade tripanocida do ácido 4-bromometil-3-nitrobenzóico .......... 43
2 OBJETIVOS .......................................................................................................... 45
3 PLANO DE SÍNTESE ........................................................................................... 46
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO .......................................................................... 52
4.1 Síntese ............................................................................................................... 52
4.1.1 Obtenção do ácido 4-bromometilbenzóico (1) ....................................... 52
4.1.2 Obtenção dos ácidos (2), (11) e (14) ......................................................... 52
4.1.3 Obtenção das amidas (4), (6), (8), (10) e (13) .......................................... 54
4.1.4 Obtenção das amidas (15) e (16) ............................................................... 58
4.1.5 Obtenção do ácido 4-(hidroximetil)-3-nitrobenzóico (17) .................... 59
4.1.6 Obtenção de 4-(clorometil)-3-nitro-N-(2-cloroetil)benzamida (18)...... 60
4.1.7 Obtenção de (19) e (20) ............................................................................... 62
4.1.8 Obtenção de (21) e (22) ............................................................................... 64
4.1.9 Obtenção de 4-[4-(2-hidroxietil)-1H-1,2,3-triazol-1-il]metil-3-nitro-N.........(2-hidroxietil)benzamida (24) ..................................................................... 65
4.1.10 Obtenção de N,N’-bis-(4-clorometil-3-nitrobenzoil)-1,3...........diaminopropan-2-ol (27) ............................................................................ 68
4.1.11 Obtenção de N,N’-bis-(4-clorometil-3-nitrobenzoil)-2-butanoiloxi...........1,3-diaminopropano (28) ........................................................................... 70
4.1.12 Obtenção de N,N’-dibutanoil-2-[4-(clorometil)-3-nitrobenzoiloxi]...........1,3-diaminopropano (33) ........................................................................... 73
SUMÁRIO (Continuação)
4.1.13 Obtenção do ácido 4-(mercaptometil)benzóico (34) ........................... 75
4.1.14 Obtenção do ácido 4-(mercaptometil)-3-nitrobenzóico (35) .............. 76
4.2 Ensaios biológicos .......................................................................................... 76
4.2.1 Avaliação da atividade citotóxica ............................................................. 76
4.2.2 Avaliação da atividade tripanocida e leishmanicida ............................. 79
5 PARTE EXPERIMENTAL .................................................................................... 82
5.1 Material e métodos gerais.............................................................................. 82
5.2 Procedimentos ................................................................................................. 85
5.2.1 Síntese do ácido 4-(bromometil)benzóico (1)......................................... 85
5.2.2 Síntese do ácido 4-(bromometil)-3-nitrobenzóico (2) ........................... 86
5.2.3 Síntese de N-[4-(clorometil)-3-nitrobenzoiloxi]succinimida (3) .......... 87
5.2.4 Síntese de 4-(clorometil)-3-nitro-N-(2-hidroxietil)benzamida (4) ........ 87
5.2.5 Síntese de N-[4-(bromometil)-3-nitrobenzoiloxi]succinimida (5) ........ 89
5.2.6 Síntese de 4-(bromometil)-3-nitro-N-(2-hidroxietil)benzamida (6) ...... 89
5.2.7 Síntese de N-[4-(clorometil)benzoiloxi]succinimida (7)........................ 91
5.2.8 Síntese de 4-(clorometil)-N-(2-hidroxietil)benzamida (8)...................... 91
5.2.9 Síntese de N-[4-(bromometil)benzoiloxi]succinimida (9) ..................... 93
5.2.10 Síntese de 4-(bromometil)-N-(2-hidroxietil)benzamida (10) ............... 93
5.2.11 Síntese do ácido 4-metil-3-nitrobenzóico (11) ...................................... 94
5.2.12 Síntese de N-[4-metil-3-nitrobenzoiloxi]succinimida (12) .................. 95
5.2.13 Síntese de 4-metil-3-nitro-N-(2-hidroxietil)benzamida (13) ................ 96
5.2.14 Síntese do ácido 4-(clorometil)-3-nitrobenzóico (14) .......................... 97
5.2.15 Síntese de N-[4-(clorometil)-3-nitrobenzoil]morfolina (15) ................ 98
5.2.16 Síntese de 4-(clorometil)-3-nitro-N-propilbenzamida (16) .................. 99
5.2.17 Síntese do ácido 4-(hidroximetil)-3-nitrobenzóico (17) .....................100
5.2.18 Síntese de 4-(clorometil)-3-nitro-N-(2-cloroetil)benzamida (18).......101
5.2.19 Síntese de N-(2-butanoiloxietil)-4-(clorometil)-3-nitrobenzamida
.......... (19)................................................................................................................102
5.2.20 Síntese de N-(cis-4,7,10,13,16,19-docosahexenoiloxietil)-4...........(clorometil)-3-nitrobenzamida (20).........................................................103
SUMÁRIO (Conclusão)
5.2.21 Síntese de 4-(morfolinometil)-3-nitro-N-(2-hidroxietil)benzamida
...........(21)................................................................................................................105
5.2.22 Síntese de 4-(tetra-hidroisoquinolinilmetil)-3-nitro-N-(2...........hidroxietil)benzamida (22) .......................................................................106
5.2.23 Síntese de 4-(azidometil)-3-nitro-N-(2-hidroxietil)benzamida (23) ...107
5.2.24 Síntese de 4-[4-(2-hidroxietil)-1H-1,2,3-triazol-1-il]metil-3-nitro-N...........(2-hidroxietil)benzamida (24) ..................................................................108
5.2.25 Síntese de 1,3-diazido-2-propanol (25) ................................................. 109
5.2.26 Obtenção de 1,3-diamino-2-propanol (26) ............................................ 110
5.2.27 Síntese de N,N’-bis-4-clorometil-3-nitrobenzoil-1,3...........diaminopropan-2-ol (27) ...........................................................................111
5.2.28 Síntese de N,N’-bis-4-clorometil-3-nitrobenzoil-2-butanoiloxi-1,3...........diaminopropano (28) ................................................................................112
5.2.29 Síntese de 2-butanoiloxi-1,3-diazidopropano (29) ..............................114
5.2.30 Síntese de N-butanoiloxisuccinimida (30) ........................................... 115
5.2.31 Síntese de N-butanoil-1,3-diaminopropan-2-ol (31) ...........................115
5.2.32 Síntese de N,N-dibutanoil-1,3-diaminopropan-2-ol (32) ....................116
5.2.33 Síntese de N,N’-dibutanoil-2-[4-(clorometil)-3-nitrobenzoiloxi]...........1,3-diaminopropano (33) ..........................................................................117
5.2.34 Síntese do ácido 4-(mercaptometil)benzóico (34) ..............................118
6 CONCLUSÃO ......................................................................................................120
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ....................................................................122
APÊNDICE A...........................................................................................................130
APÊNDICE B...........................................................................................................147
19
1 INTRODUÇÃO
1.1 Câncer
As neoplasias malignas ou câncer representam a segunda causa de
mortalidade
(15,1%)
no
Brasil,
superadas
apenas
pelas
doenças
cardiovasculares (31,6%). De acordo com dados da Organização Mundial de
Saúde, estima-se que, para o ano de 2020, aproximadamente 15 milhões de
novos casos surgirão, sendo que 70% dos portadores estarão vivendo em
países com menos de 5% dos recursos destinados a controlar a doença (INCA,
2012).
A terapia do câncer é baseada na cirurgia, radioterapia, imunoterapia e
quimioterapia. Entretanto, aproximadamente metade dos pacientes com câncer
não são curados por esses tratamentos e cada uma dessas modalidades tem
suas limitações (AVENDAÑO e MENENDEZ, 2008a).
Uma das principais limitações da quimioterapia e radioterapia está relacionada
ao
tratamento
de
tumores
sólidos,
que
apresentam
divisão
celular
relativamente lenta e áreas de baixa concentração de oxigênio, tais como os
carcinomas de pulmão, colón e mama (OLIVEIRA e ALVES, 2002). A seguir
serão abordadas as principais características dos tumores sólidos que os
tornam um desafio no tratamento do câncer.
1.1.1 Características dos tumores sólidos
Tumores sólidos são heterogêneos e estruturalmente complexos, constituídos
por células cancerosas e células do estroma (fibroblastos e células
inflamatórias) incorporadas em uma matriz extracelular e alimentadas por uma
rede vascular (TRÉDAN et al., 2007). As células neoplásicas frequentemente
ocupam menos da metade do volume total do tumor. Os vasos sanguíneos que
se entrelaçam dentro da massa tumoral preenchem 1 a 10% do volume do
tumor. O espaço restante é preenchido por matriz rica em colágeno, o
20
interstício, que envolve as células neoplásicas e pode separá-las da
vascularização (OLIVEIRA e ALVES, 2002).
Inicialmente, o abastecimento sanguíneo do tumor é realizado através da
vascularização existente na região. Durante o crescimento do tumor, alguns
dos vasos sanguíneos preexistentes são obstruídos ou comprimidos.
Posteriormente,
pequenos
vasos
sanguíneos
começam
a
surgir
(neovascularização) e, estes, se ramificam excessivamente, são tortuosos e
seguem em direções imprevisíveis que podem se modificar constantemente
(Figura 1.1).
Figura 1.1 – Vasos sanguíneos de um tecido normal e vasos sanguíneos do tumor
(Adaptado de BROWN, 2004).
Consequentemente, algumas áreas do tumor são bem irrigadas, outras têm
pouca ou nenhuma vascularização. O suprimento de oxigênio e nutrientes para
as áreas de pouca irrigação sanguínea é dificultado, o que favorece o
desenvolvimento de regiões necróticas e de células em condições de hipóxia.
As células localizadas próximas aos vasos sanguíneos (periferia do tumor) são
células bem oxigenadas. As células localizadas no centro do tumor e, portanto,
distantes da vascularização, são células anóxicas e necróticas. As células
existentes entre essas duas regiões são conhecidas como células em hipóxia,
21
pois estão localizadas em uma região de baixa concentração de oxigênio
(Figura 1.2) (JAIN, 1989, 1994).
Figura 1.2 – Secção transversal de um tumor sólido mostrando a diminuição da
concentração de oxigênio em relação à distância capilar (OLIVEIRA e ALVES, 2002).
As células em condições de hipóxia, apesar de serem capazes de se dividirem,
apresentam um ciclo celular prolongado e permanecem indefinidamente em
repouso. A proliferação celular diminui como resultado da diminuição dos níveis
de oxigênio (KIZAKA-KONDOH, 2003; KENNEDY, 1987).
A associação desses fatores explica as dificuldades existentes no tratamento
da maioria dos tumores sólidos, tanto com relação à radioterapia, quanto em
relação à quimioterapia.
1.1.2 Resistência das células tumorais em hipóxia à radioterapia
A radioterapia é uma das principais modalidades para a terapia do câncer e
pode ser definida como o uso medicinal da radiação ionizante como parte do
tratamento das neoplasias. Ela é baseada na geração de radicais hidroxila a
partir da fragmentação homolítica de moléculas de água no local da aplicação
da radiação. Esses radicais formados podem reagir com moléculas biológicas
22
como o ADN gerando um radical da biomolécula. A radiação também pode
provocar dano direto ao ADN. As defesas celulares contra esses processos
são variadas, mas normalmente estão relacionadas com a reação dos radicais
formados com moléculas antioxidantes como a glutationa. Essa molécula reage
com os radicais das biomoléculas, reparando-os e levando à formação da
glutationa-radical que se dimeriza ao derivado dissulfeto. (AVENDAÑO e
MENENDEZ, 2008b).
Os danos causados pela radiação podem ser reforçados pela presença de
oxigênio. Isso é devido à propriedade do oxigênio em reagir com os radicais
das biomoléculas gerando outros radicais que não podem ser reparados. A
ação da glutationa (G-SH), nesse caso, não leva à molécula original e sim a um
derivado oxidado (ADN-OOH) (Figura 1.3) (OLIVEIRA e ALVES, 2002;
AVENDAÑO e MENENDEZ, 2008b; FELS, 2006).
Figura 1.3 – Proposta de mecanismo de resistência das células em hipóxia à
radioterapia.
Dessa forma, como as células tumorais em hipóxia localizam-se em regiões de
baixa concentração de oxigênio, tais células tornam-se extremamente
resistentes à radioterapia.
23
1.1.3 Resistência das células tumorais em hipóxia à quimioterapia
Um dos fatores que explicam a resistência dos tumores sólidos à quimioterapia
é a dificuldade do fármaco em alcançar as células em hipóxia em
concentrações terapêuticas, já que tais células estão localizadas em uma
região pouco acessível. Para alcançar as células em hipóxia, um agente
quimioterápico deve vencer alguns obstáculos: a) atingir os vasos sanguíneos
do tumor; b) atravessar a parede destes vasos em direção ao interstício e c)
difundir pelo interstício em direção às células em hipóxia (Figura 1.4)
(OLIVEIRA e ALVES, 2002; BROWN e WILSON, 2004).
Figura 1.4 – Representação das barreiras que o agente antineoplásico deve vencer
para alcançar as células em hipóxia (OLIVEIRA e ALVES, 2002).
Como as células em hipóxia se localizam em uma região afastada da
vascularização sanguínea, elas recebem poucos nutrientes e precursores
bioquímicos essenciais ao processo de divisão celular. Consequentemente, tais
células se dividem muito lentamente (fase G0 do ciclo celular) e, portanto, são
resistentes aos quimioterápicos que interferem na divisão celular e atuam,
24
principalmente, sob células em rápida divisão (OLIVEIRA e ALVES, 2002;
BROWN e WILSON, 2004).
1.1.4 Principais classes de agentes antineoplásicos biorredutíveis
Em 1972, Sartorelli e colaboradores levantaram a hipótese que reações de
redução ocorreriam com maior facilidade em células com baixa concentração
de oxigênio quando comparadas às células normalmente oxigenadas. Foi
proposto,
então,
que
esta
característica
poderia
ser
explorada
no
desenvolvimento de citotoxinas com seletividade para as células em hipóxia, as
quais só se tornariam citotóxicas após ativação metabólica pelas redutases
celulares (LIN et al., 1972).
A discriminação entre o tecido normal (oxigenado) e o tumor (hipóxia) pode ser
alcançada quando um pró-fármaco possui um grupo funcional que é suscetível
a uma redução inicial, transformando-o no fármaco ativo. Quando o oxigênio
está presente, como no tecido normal, essa redução pode ser revertida pela
transferência de um elétron para o oxigênio levando a um ciclo redox que gera
um ânion-radical superóxido e regenera o pró-fármaco. Na ausência de
oxigênio, o radical do pró-fármaco é acumulado gerando, as espécies
citotóxicas. Caso a redução inicial ocorra somente na região em hipóxia, a
seletividade é alcançada (Figura 1.5) (AVENDAÑO e MENENDEZ, 2008e).
25
Figura 1.5 – Comparação entre o processo redutivo
em um tecido oxigenado e um tecido em hipóxia.
Três propriedades são fundamentais para o sucesso no planejamento de
agentes antineoplásicos seletivos para células em hipóxia: solubilidade e
difusibilidade adequadas, redução a espécies reativas somente nas regiões em
hipóxia e atividade apenas das espécies reduzidas (OLIVEIRA e ALVES,
2002). Para que a primeira etapa de redução aconteça, o composto deve
possuir potencial de redução adequado (-330 a -450 mV). Compostos com
potenciais de redução fora dessa faixa não são desejáveis, pois podem ser
reduzidos facilmente e dessa forma apresentar menor seletividade para regiões
de hipóxia (potenciais de redução maiores que -330 mV) ou podem ser difíceis
de ser reduzidos até mesmo em hipóxia (potenciais de redução menores que 450 mV) (AVENDAÑO e MENENDEZ, 2008b).
Os grupos funcionais presentes nas estruturas dos principais agentes
biorredutíveis descritos na literatura são os N-óxidos aromáticos e alifáticos,
quinonas e nitroaromáticos. Alguns exemplos serão mostrados a seguir.
26
1.1.4.1 Quinonas
As quinonas estão entre os primeiros compostos biorredutíveis estudados. A
mitomicina C e a porfiromicina podem ser consideradas como protótipos de
agentes alquilantes ativados por redução (AVENDAÑO e MENENDEZ, 2008d).
O
OCONH2
H2N
OCH3
N
H3C
N R
O
R = H mitomicina C
R = CH3 porfiromicina
A mitomicina C é um produto natural extraído da cultura de Streptomyces
caespitosus, que contém as unidades quinona e aziridina. Ela é usada como
citotoxina desde 1960 e é ativa contra vários tipos de tumores sólidos, mas seu
uso é limitado em razão dos efeitos colaterais tais como mielosupressão e
danos gastrintestinais (AVENDAÑO e MENENDEZ, 2008d).
O mecanismo de ação da mitomicina C em regiões de hipóxia envolve duas
reduções
monoeletrônicas
consecutivas
levando
à
correspondente
semiquinona e em seguida à hidroquinona. A partir desse ponto inicia-se uma
cascata de reações que levam à alquilação do ADN (Figura 1.6) (AVENDAÑO
e MENENDEZ, 2008d).
27
Figura 1.6 – Ativação biorredutiva da mitomicina C (Adaptado de AVENDAÑO e
MENENDEZ, 2008d).
O
OCONH2
H2N
OH
OCH3
N
H3C
e,H
NH
OCH3
N
H3C
O
OH
OCONH2
.
H2N
e,H
NH
OCONH2
H2N
OCH3
N
H3C
O
NH
OH
mitomicina C
- CH3OH
H
O
H
OCONH2
H2N
Nu
N
H3C
OH
OCONH2
-H
N
H3C
NH2
OH
O
H2N
ADN
NH
OCONH2
H
H2N
N
H3C
OH
NH
OH
H
O
OH
NH2
O
H2N
OH
Nu
N
H3C
OH
NH2
ADN
Nu
H2N
ADN
Nu
H
N
- CO2 + NH3 H3C
OH
NH2
Nu
OH
H2N
ADN
Nu
N
H3C
OH
NH2
Ligação cruzada
com o ADN
A eliminação espontânea de metanol da hidroquinona acontece somente em
solução aquosa o que sugere que a protonação do grupo abandonador pela
água é essencial. Uma reação de eliminação similar não é possível na
mitomicina C, pois o nitrogênio do anel possui caráter de nitrogênio de amida,
pois seu par de elétrons está em ressonância com a carbonila da quinona.
A porfiromicina, derivado N-metil da mitomicina C, também é de origem natural
e encontra-se em estudos clínicos de fase III, em associação com a
radioterapia, no tratamento de carcinoma cerebral e de pescoço (CLINICAL
TRIALS, 2012a).
Um segundo tipo estrutural de quinonas ativadas por biorredução são as
aziridinil-quinonas,
representadas
pela
benzoquinona, e indolequinona EO-9.
diaziquona
(AZQ),
derivada
da
28
O
EtO2C
N
H
N
N
H
N
O
OH
N
CO2Et
O
O
diaziquona (AZQ)
N
CH3
OH
EO-9
Essas quinonas são bioativadas por redução de 2 elétrons, particularmente
pela redutase DT-diaforase (Figura 1.7), uma enzima que é superexpressa em
muitos tumores. O mecanismo de bioativação dessas quinonas é similar ao da
mitomicina C.
Figura 1.7 – Ativação biorredutiva das aziridinil-quinonas
(Adaptado de AVENDAÑO e MENENDEZ, 2008b).
ADN
ADN
O
N
R'
R
Nu
DT-Diaforase
R''
O
H
Nu
OH
O
N
δ
R'
R
R''
OH
H
HN
R'
R
R''
OH
Após a biorredução, a basicidade do nitrogênio do anel aziridínio aumenta,
favorecendo a protonação do nitrogênio, resultando em uma espécie altamente
eletrofílica capaz de alquilar o ADN. Entretanto, os resultados clínicos para
esses compostos não foram satisfatórios (AVENDAÑO e MENENDEZ, 2008e;
OLIVEIRA e ALVES, 2002).
Em um estudo clínico de fase II, a atividade antitumoral de EO-9 foi avaliada
em pacientes com carcinoma de mama, gástrico, colorretal ou pancreático. EO9 não apresentou atividade antitumoral contra os tipos de câncer estudados
(DIRIX et al., 1996).
Também em estudos clínicos de fase II AZQ não apresentou atividade
significante para adenocarcinoma, carcinoma renal, melanoma maligno e
carcinoma de mama (DECKER, et al., 1984, 1986; HOST et al., 1983;
MARTINO et al., 1988).
29
1.1.4.2 N-óxidos
Em 1986, Brown e colaboradores descobriram a toxicidade seletiva para
células em hipóxia da tirapazamina (TPZ) e esse foi o primeiro composto
desenvolvido especificamente para atuar como citotoxina com seletividade para
as células em hipóxia (BROWN e WILSON, 2004).
A tirapazamina é um excelente substrato para várias redutases intracelulares,
as quais a reduzem, pela adição de um elétron, resultando na formação de um
intermediário radicalar altamente reativo (radical TPZ). Em células normais
essas espécies reagem com oxigênio regenerando a TPZ e originando um
radical superóxido. Entretanto, em condições de hipóxia, o radical TPZ sofre
dois tipos de reações de fragmentação levando à formação de radical hidroxila
e radical benzotriazinila (BZT), que causam quebra da dupla fita do ADN e
inibição da topoisomerase II (Figura 1.8) (AVENDAÑO e MENENDEZ, 2008e).
Figura 1.8 – Mecanismo proposto para ativação biorredutiva da tirapazamina
(Adaptado de AVENDAÑO e MENENDEZ, 2008e).
O
N
O
N
N
O
N
O
N
e, H
O2
tirapazamina (TPZ)
.
N
N
N
N
OH
NH2
O2
Células em
hipóxia
NH2
SR 4317
NH2
.OH
radical TPZ
Quebra da dupla fita do ADN
Células
normais
O
N
O
N
Células em
hipóxia
.
N
N
OH
.
N
N
NH
H
radical TPZ
NH
radical BTZ
H2O
Como a tirapazamina é seletivamente reduzida nas regiões em hipóxia, é
necessário que, após sofrer biorredução, a espécie reativa formada atue sobre
30
as células em hipóxia e se difunda para a periferia do tumor para matar,
também, as células tumorais bem oxigenadas. Entretanto, estudos de triagem
clínica já demonstraram que a TPZ tem baixa capacidade de difusão, não
sendo capaz de erradicar todo o tumor. Como alternativa, quando combinada
com a radioterapia, a TPZ é altamente efetiva e potencializa a morte das
células tumorais. Ela é, também, extremamente efetiva para a potencialização
da atividade antitumoral da cisplatina (KOVACS et al., 1999).
Estudos clínicos de fase III utilizando a associação da TPZ com radioterapia e
cisplatina no tratamento de pacientes com câncer de pescoço e cabeça já
foram concluídos. Entretanto, nesse estudo, a TPZ não foi capaz de aumentar
a sobrevivência dos pacientes com câncer em estado avançado (RISCHIN et
al., 2010). Um resumo dos estudos clínicos realizados com a TPZ está ilustrado
na Tabela 1.1. Atualmente, a tirapazamina encontra-se em estudos de fase III
para o tratamento de pacientes com câncer cervical (SRI BIOSCIENCES,
2011).
Tabela 1.1 – Estudos clínicos com a tirapazamina.
Fase
Tratamento
Estudo
Pacientes
Status
I-II
TPZ + CIS +
EFC2938
17
Concluído
XRT
DF14729
25
Concluído
TPZ + CIS +
EFC3344
122
Concluído
EFC4511
62
Concluído
TPZ + CIS +
EFC5512
550
Concluído
XRT
EFC4690
861
Concluído
IIb
5FU + XRT
II
TPZ + CIS +
5FU + XRT
III
__________________________
CIS = cisplatina; XRT = irradiação; 5FU = 5-fluorouracila.
Outro exemplo de agentes biorredutíveis são os N-óxidos alifáticos e o
representante
mais
conhecido
dessa
classe
é
o
N-óxido
de
dimetilaminoantraquinona AQ4N. Após ativação redutiva, AQ4N é convertido
em AQ4, o qual tem alta afinidade pelo ADN e inibe a enzima topoisomerase II
(Figura 1.9). A interação de AQ4 é facilitada pela sua estrutura planar,
deficiente de elétrons, capaz de intercalar entre pares de bases adjacentes do
ADN. Este complexo é estabilizado por interações eletrostáticas e ligações de
31
hidrogênio
com
os
grupos
fosfato
da
desoxirribose
(AVENDAÑO
e
MENENDEZ, 2008b; OLIVEIRA e ALVES, 2002; PAPADOPOULOS, 2008).
Figura 1.9 – Ativação biorredutiva de AQ4N (Adaptado de AVENDAÑO e MENENDEZ,
2008e).
OH O
HN
O
CH3
N
CH3
H
OH O
HN
CH3
N
CH3
1. Redução
2. Protonação
OH O
AQ4N
HN
O
N
CH3
CH3
Inibição da
topoisomerase II
OH O
HN
AQ4
H
N
CH3
CH3
Atualmente AQ4N está em estudos clínicos de fase I/II em associação com
radioterapia e temozolomida para o tratamento de pacientes com glioblastoma
multiforme (WILLIAMS et al., 2009; CLINICAL TRIALS, 2012b).
1.1.4.3 Derivados nitroaromáticos
No final da década de 60, Adams, Fowler e colaboradores foram os pioneiros
na utilização de nitroimidazóis como radiossensibilizadores para células em
hipóxia. Radiossensibilizadores mimetizam os efeitos do oxigênio reagindo com
os radicais formados pela radiação. O sucesso do tratamento de tumores
sólidos com o metronidazol foi a confirmação in vivo dessa hipótese (ADAMS,
1973).
Estes compostos foram desenvolvidos como radiossensibilizadores, mas,
posteriormente, foi demonstrado que a exposição prolongada das células em
hipóxia aos nitroimidazóis resulta na morte seletiva de tais células, mesmo na
ausência de radiação (TAYLOR e RAUTH, 1978).
Isso ocorre devido à redução metabólica do grupo nitro com consequente
formação de intermediários altamente reativos, sendo o ânion nitro radical e a
hidroxilamina os principais responsáveis pela citotoxicidade (Figura 1.10).
32
Acredita-se que o ânion nitro radical atue como aceptor de prótons e elétrons,
oxidando o ADN com consequente destruição da dupla fita do ácido nucléico.
Em relação à hidroxilamina, Knox e colaboradores propuseram que a
capacidade desse composto em se ligar ao ADN é devido à sua acetilação in
vivo e subsequente reação do derivado N-acetóxido com o ADN (KNOX, 1988,
1991).
Figura 1.10 – Etapas de biorredução de compostos nitroaromáticos.
ADNox
ADN
ArNO2
O2
1e-
ArNO2 H
H
ArNO2
O2
1e-/H
ArNO
2e-/2H
ArNHOH
H2 O
2e-/2H
ArNH2
Acetil CoA
H
Ar N ADN
ADN
Ar
H
N
O
O
CH3
AcO
A formação do ânion nitro radical pode ser revertida ou inibida pela presença
de oxigênio no meio e, consequentemente, a sequencia das etapas de
biorredução é restrita a células em hipóxia.
Apesar de os nitroimidazóis tais como o metronidazol e o misonidazol
possuírem seletividade para células em hipóxia, eles apresentam baixa
potência e, consequentemente, elevadas doses são necessárias para
exercerem uma ação citotóxica. (HAY et al., 1995).
O2N
CH2CH2OH
N
CH
3
N
metronidazol
N
NO2
N
CH2CHCH2OCH3
OH
misonidazol
Em função disso, novos compostos dessa classe forram estudados, como, por
exemplo, o análogo RSU-1069. A presença do anel aziridino na estrutura do
RSU-1069 aumenta a potência desse composto, pois representa um ponto de
33
interação adicional, conforme mostrado na Figura 1.11. Em tecidos normais o
RSU-1069 se comporta como um agente monoalquilante, pela alquilação do
ADN pelo anel aziridínio. Em condições de hipóxia, ele se torna um agente
bifuncional, capaz de realizar ligação cruzada com o ADN. Após biorredução, o
RSU-1069 se torna 50 a 100 vezes mais citotóxico, entretanto, estudos clínicos
demonstraram alta toxicidade intestinal o que impossibilitou o prosseguimento
dos estudos (AVENDAÑO e MENENDEZ, 2008e).
Figura 1.11 – Mecanismo de ação proposto para RSU-1069 (Adaptado de
N
N
NO2
OH
H
AVENDAÑO e MENENDEZ, 2008e).
N
N
NO2
NO2
Biorredução
N
N
OH
OH
N
RSU-1069
N
H
ADN
N
N
NHOH
NH
NH
Nu
ADN
OH
Nu
ADN
Nu
O-acetilação
N
N
H
N Nu
OH
NH
ADN
Nu
N
ADN
ADN
Nu
N
O
NH
CH3
O
OH
NH
AcO
ADN
Nu
Além dos nitroimidazóis, outra classe de nitroaromáticos importante são as
mostardas nitroaromáticas. A atividade das mostardas nitrogenadas está
relacionada com a densidade eletrônica no nitrogênio da mostarda. Em 1986,
Denny e Wilson sintetizaram uma série de mostardas nitroaromáticas e
avaliaram o seu potencial como agentes citotóxicos seletivos para células em
hipóxia. A presença do grupo nitro (fortemente retirador de elétrons) desativa a
mostarda por deslocalização do par de elétrons do nitrogênio amínico. Em
células em hipóxia, o grupo nitro seria reduzido a amino ou hidroxilamino
(fortemente doador de elétrons) ativando, assim, a mostarda (Figura 1.12)
(AVENDAÑO e MENENDEZ, 2008c).
34
Figura 1.12 – Ativação das mostardas nitroaromáticas após
biorredução (Adaptado de AVENDAÑO e MENENDEZ, 2008c).
O
N
O
HN R
HN R
Biorredução
N
N
Cl
Cl
N
Cl
inativa
Cl
Cl
ativa
(R= H ou OH)
O exemplo mais simples desse tipo de pró-fármaco é a N,N-bis(2-cloroetil)-4nitrobenzenamina. Entretanto essa mostarda apresentou baixa solubilidade em
água e potencial de redução fora da faixa ideal (-515 mV). O baixo potencial de
redução dessa mostarda dificulta a sua redução mesmo em regiões de hipóxia
(AVENDAÑO e MENENDEZ, 2008e; DENNY et al., 1990).
Para contornar essas limitações, uma série de mostardas derivadas da 2,4dinitroanilina, ligadas a uma cadeia hidrofílica foi preparada. O análogo mais
seletivo foi o SN-23862 que apresentou potencial de redução adequado (-460
mV) e hidrossolubilidade moderada (PALMER et al., 1992).
NO2
NO2
CONH2
O2N
N
Cl
N
Cl
N,N-bis(2-cloroetil)-4nitrobenzenamina
Cl
Cl
SN-23862
Estudos adicionais foram realizados com o SN-23862. Entretanto, durante
esses estudos demonstrou-se que o grupo nitro localizado em orto em relação
à mostarda era reduzido preferencialmente, resultando na formação do
metabólito 4-amino ou hidroxilamino correspondente. Porém, esse metabólito
35
sofre uma rápida ciclização intramolecular, originando a tetra-hidroquinoxalina
que possui citotoxicidade muito inferior a dos derivados 4-amino e
hidroxilamino (Figura 1.13) (PALMER et al., 1995, 1996).
Figura 1.13 – Biorredução da mostarda SN-23862.
NO2
NO2
CONH2
biorredução
(R= H ou OH)
O2N
CONH2
R
HN
N
Cl
NO2
R
N
Cl
Cl
CONH2
N
N
Cl
SN-23862
Cl
tetra-hidroquinoxalina
A formação da tetra-hidroquinoxalina constituiu um empecilho na utilização da
mostarda em estudos adicionais. Entretanto, esse problema foi solucionado
quando Anlezark e colaboradores isolaram e purificaram uma nitrorredutase de
E. coli capaz de reduzir seletivamente o grupo nitro de SN-23862 localizado na
posição orto ao grupo carboxamido. A redução desse grupo a hidroxilamino
leva à ativação da mostarda e evita a formação do produto de ciclização
(ANLEZARK et al., 1992 e 1995).
Atwell e colaboradores avaliaram a relação estrutura-atividade de 2,4dinitrobenzamida-5-mostardas, incluindo 32 novos exemplos, como potenciais
pró-fármacos para GDEPT (Gene-Directed Enzyme-Prodrug Therapy) com
nitrorredutase de E. coli. O sistema GDEPT envolve a transferência de um
gene às células tumorais, capaz de codificar a transcrição de uma enzima, que
será responsável pela ativação do pró-fármaco. A seletividade (IS) dos
compostos foi avaliada pela razão entre a CI50 para as linhagens de células
tumorais que não codificam a enzima (NTR-) e a CI50 para as linhagens de
células que expressam a nitrorredutase (NTR+). Alguns dados relevantes estão
ilustrados na Tabela 1.2. (ATWELL et al., 2007).
36
Tabela 1.2 – CI50 (µm) de alguns derivados para
células NTR+ e índice de seletividade (IS).
X
NO2
CONHR
O2N
N
X
X
*
R
CI50
IS
Cl
(CH2)2OH
4,48
179
Br
(CH2)2OH
0,20
350
Br/OMs
(CH2)2OH
0,46
537
Cl
CH2CH(OH)CH2OH
4,33
275
Br
CH2CH(OH)CH2OH
0,24
819
OMs
CH2CH(OH)CH2OH
12,3
28
Cl
(CH2)2N(CH3)2
46,7
2,1
Cl
(CH2)2Nmorfolida
71,6
4,2
___________________
* média geométrica considerando 3 linhagens de
células tumorais: EMT6 (carcinoma mamário de
camundongo), WiDr (carcinoma de cólon humano) e
Skov3 (carcinoma de ovário humano).
Análogos com grupos abandonadores mais reativos (especialmente bromo e
mesilato)
apresentaram
dicloromostardas.
maior
Variações
potência
das
cadeias
e
seletividade
carboxamidas
do
que
as
(especialmente
monoálcoois) são bem toleradas e podem ser usadas para aumentar a
solubilidade aquosa, embora as cadeias contendo aminas terciárias básicas
suprimem a seletividade em todos os casos e a cadeia dihidroxi diminui a
potência quando combinada com grupo abandonador mesilato na unidade da
mostarda. Com base nos resultados in vitro, uma série representativa de 19
compostos foi selecionada para estudos in vivo, utilizando camundongos com
tumor EMT-6 ou WiDr. Surpreendentemente, a toxicidade das mostardas em
camundongos foi menor para os análogos dibromo, dimesilato e bromomesilato
do que para as menos reativas dicloromostardas (ATWELL et al., 2007).
Estudos mais avançados com as mostardas nitroaromáticas resultaram no
desenvolvimento da mostarda PR-104, considerada como um “pré-prófármaco”. PR-104 possui um éster fosfato hidrofílico na cadeia lateral que é
rapidamente convertida in vivo ao álcool PR-104A. PR-104A é reduzido
seletivamente
em
condições
de
hipóxia
aos
metabólitos
citotóxicos
hidroxilamino (PR-104H) e amino (PR-104M) (Figura 1.14) que exercem seus
37
efeitos tóxicos pela formação de ligações cruzadas com o ADN (GU et al.,
2011). PR-104 entrou, recentemente, em estudos de triagem clínica para
determinação de toxicidade em vinte e seis pacientes portadores de tumor
sólido avançado, dentre eles melanoma, carcinoma colorretal, tumor das
glândulas salivares e glioblastoma (MCKEAGE et al., 2011).
Figura 1.14 – Ativação da mostarda PR-104.
NO2
NO2
H
N
O2N
N
O
PO32-
H
N
O2N
O
N
fosfatases
Br
NHR
OH
H
N
O2N
O
N
bioredução
OMs
Br
PR-104
OMs
PR-104A
OH
O
Br
OMs
R = OH PR-104H
R = H PR-104M
Outra classe de nitroaromáticos estudada são os haletos e carbamatos
nitrobenzílicos nas
posições orto ou para. Compostos nitrobenzílicos
apresentando um bom grupo abandonador na posição benzílica podem ser
reduzidos aos metabólitos hidroxilamino ou amino gerando uma espécie
altamente eletrofílica capaz de alquilar o ADN (Figura 1.15) (TEICHER e
SARTORELLI, 1980; WAKSELMAN et al., 1990; AVENDAÑO e MENENDEZ,
2008e).
Figura 1.15 – Biorredução de compostos nitrobenzílicos.
biorredução
X
H
NHR
NO2
NR
NHR
- HX
X
CH2 Nu
ADN
Nu
ADN
(R = H ou OH)
Em 1990, Walkseman e colaboradores sintetizaram uma série de ésteres e
haletos nitrobenzílicos. O efeito antitumoral dos compostos foi avaliado em
camundongos com sarcoma de Crocker. O derivado mais ativo foi o butirato de
38
2-nitrobenzila. A atividade desse composto parece estar relacionada com a
formação de espécie altamente eletrofílica capaz de alquilar o ADN após
biorredução e consequente liberação de ácido butírico (Figura 1.16). O ácido
butírico é um ácido graxo com conhecida atividade antitumoral que será
abordada posteriormente (subitem 1.1.5.2).
Figura 1.16 – Biorredução do butirato de 2-nitrobenzila.
O
biorredução
O
NO2
O
NHR
O
CH2
O
HO
NR
butirato de 2-nitrobenzila
espécies ativas
(R = H ou OH)
1.1.5 Outras estratégias no combate ao câncer
1.1.5.1 Ácido (4Z,7Z,10Z,13Z,16Z,19Z)-docosa-4,7,10,13,16,19-hexaenóico
(DHA)
Uma estratégia para um maior sucesso da quimioterapia é encontrar uma
propriedade bioquímica ou fisiológica do tecido tumoral que possa ser
explorada no direcionamento de fármacos para o tumor. Sauer e colaboradores
relataram que tumores absorvem rapidamente alguns tipos de ácidos graxos
naturais do sangue, presumivelmente para uso como precursores bioquímicos
e energia (BRADLEY et al., 2001; SAUER et al., 1982, 1986, 1990 e 1992).
Estudos indicaram que alguns ácidos graxos de cadeia longa, dentre eles o
DHA, são capazes de inibir o crescimento de tumor de mama humano tanto em
cultura de células quanto em roedores e de aumentar a eficácia de fármacos
antitumorais (MAHÉO et al., 2005).
O
HO
DHA
39
Vários mecanismos têm sido propostos para explicar a atividade dos ácidos
graxos poli-insaturados contra células cancerosas, incluindo alteração na
expressão gênica, modulação da proliferação celular, apoptose e diferenciação,
aumento do transporte do fármaco através da membrana celular, geração de
radicais livres e peroxidação lipídica (MAHÉO et al., 2005).
Bradley e colaboradores demonstraram que o conjugado DHA-paclitaxel
apresentou eficácia terapêutica superior quando comparado ao paclitaxel livre
em modelos de tumores experimentais, além de provocar menos efeitos
colaterais. A maior eficácia do DHA-paclitaxel foi atribuída principalmente a sua
extensiva ligação a proteínas plasmáticas, o que resulta em um menor volume
de distribuição e clearance sistêmico lento (WANG et al., 2006; BRADLEY et
al., 2001).
Atualmente o conjugado DHA-paclitaxel está em estudos clínicos de fase II
para o tratamento de pacientes com câncer pancreático (CLINICAL TRIALS,
2012c).
Os conjugados DHA-doxorrubicina e DHA-10-hidroxicamptotecina foram
sintetizados por Wang e colaboradores e em ambos a atividade antitumoral do
conjugado apresentou maior eficácia comparado ao fármaco livre (WANG et
al., 2006, 2005).
Dessa forma, a conjugação com o DHA pode ser uma estratégia válida para
aumentar a eficácia de agentes antitumorais.
1.1.5.2 Ácido butírico
O ácido butírico é um ácido graxo de cadeia curta (4 carbonos) que ocorre
naturalmente no corpo (PRASAD, 1980).
Estudos têm demonstrado que a atividade antitumoral do ácido butírico está
relacionada com a indução de diferenciação celular. O ácido butírico foi capaz
de induzir diferenciação em uma ampla variedade de células neoplásicas in
40
vitro. O potencial uso clínico do ácido butírico é limitado pela dificuldade
aparente de atingir concentrações efetivas devido ao seu rápido metabolismo
(NIITSU et al., 2000; CHEN e BREITMAN, 1994; PRASAD, 1980).
Niitsu e colaboradores relataram que a associação entre um pró-fármaco do
ácido butírico, o butirato de pivaloiloximetila (AN9), e a doxorrubicina inibiu
sinergicamente o crescimento de células de linfoma e carcinoma de pulmão
(NIITSU et al., 2000).
O
O
O
O
AN9
A busca por pró-fármacos do ácido butírico que possam melhorar seu perfil
farmacocinético bem como a sua associação com outros agentes antitumorais
é de grande interesse.
1.2 Doença de Chagas e Leishmanioses
Protozoários tripanossomatídeos são responsáveis por causar diversas
doenças em seres humanos incluindo a Doença de Chagas e as
leishmanioses.
A doença de Chagas é causada pelo protozoário Trypanosoma cruzi e é
encontrada principalmente na América Latina. Estima-se que 10 milhões de
pessoas estejam infectadas em todo o mundo e que mais de 25 milhões vivam
em regiões de risco. Em 2008, calcula-se que a doença de Chagas tenha
matado mais de 10.000 pessoas (OMS, 2012).
A quimioterapia atualmente disponível para o tratamento da doença de Chagas
baseia-se em apenas dois fármacos: o nifurtimox e o benznidazol. O
tratamento com esses fármacos é considerado insatisfatório devido a sua
limitada eficácia na fase crônica e seus efeitos colaterais graves (URBINA,
2003).
41
H3C
O2N
O
N N
O
S
O
NO2
N
nifurtimox
H
N
N
O
benznidazol
A leishmaniose é uma doença tropical negligenciada causada pelo protozoário
do gênero Leishmania e ameaça 350 milhões de pessoas em 88 países.
Existem diferentes formas de leishmanioses sendo a cutânea e a visceral as
mais comuns. As espécies causadoras de leishmaniose cutânea são
Leishmania (Leishmania) amazonenses, L. (L.) major, L. (L.) tropica, L. (L.)
ethiopica, L. (Viannia) braziliensis e L. (L.) mexicana. Os principais agentes
etiológicos das leishmanioses viscerais são L. (L.) donovani e L. (L.) infantum.
(CROFT, 2003).
Os compostos antimoniais pentavalentes são utilizados como fármacos de
primeira escolha para o tratamento das leishmanioses, seguidos da anfotericina
B, pentamidina e miltefosina (Figura 1.17). Entretanto, todos os agentes
quimioterápicos atualmente disponíveis possuem sérias limitações, como
necessidade de administração parenteral por um longo tempo e efeitos
adversos graves (CROFT, 2003; SHUKLA, 2010).
42
Figura 1.17 – Quimioterápicos utilizados no tratamento das leishmanioses.
OH
O
HO
H
HO
OH
O
O
O
OH
H
O O
Sb Sb
O O O
O O
. 3 Na
OH
O
O
HO
OH OH
OH
OH OH O
O
OH
OH
OH
O
estibogluconato de sódio
anfotericina B
O
HO
OH
NH2
OH OH
O
O
Sb
HO
OH OH
O
O
OH
H2N
N
H
NH2
NH
NH
antimoniato de N-metilglucamina
pentamidina
O
O
P
O
O
N
miltefosina
Em razão desse cenário desfavorável, a busca de novos fármacos mais
seletivos e eficazes para a doença de Chagas e leishmanioses é de extrema
importância.
1.3 Atividade biológica do ácido 4-bromometil-3-nitrobenzóico
1.3.1 Atividade antitumoral do ácido 4-bromometil-3-nitrobenzóico
Dentre as substâncias nitroaromáticas bioativas sintetizadas no Laboratório de
Química Farmacêutica (FAFAR-UFMG), destaca-se o ácido 4-bromometil-3nitrobenzóico (ANB).
COOH
NO2
CH2Br
ANB
43
Soares e colaboradores (2010) avaliaram a atividade citotóxica in vitro do ANB
frente à linhagem de células tumorais humanas UACC-2 (melanoma) e
JURKAT (leucemia linfóide). A porcentagem da proliferação após tratamento
das células com o ANB na concentração de 100 µM foi de 84% + 17% (UACC2) e 57% + 3% (JURKAT).
Estudos de avaliação da atividade antitumoral in vivo do ANB foram
posteriormente conduzidos. Nesses estudos foram utilizados camundongos
portadores de tumor sólido de Ehrlich. O ANB foi administrado por via
intratumoral, na dose de 50 mg/Kg. A avaliação da eficácia do composto foi
determinada por meio da medida do volume do tumor (mm3) e comparação
com o grupo controle não tratado. O ANB apresentou atividade antitumoral
significativa quando comparado ao grupo controle (Figura 1.18) (OLIVEIRA et
al., 2012).
Figura 1.18 - Gráfico de comparação de crescimento
tumoral entre grupo controle e o ANB.
Considerando a importância dos nitroaromáticos como agentes biorredutíveis e
com base na atividade antitumoral apresentada pelo ANB, foi proposta nesse
trabalho a síntese de análogos do ANB com potencial atividade citotóxica e
seletividade para células em hipóxia.
1.3.2 Atividade tripanocida do ácido 4-bromometil-3-nitrobenzóico
Inicialmente, a atividade tripanocida in vitro do ANB foi avaliada contra as
formas tripomastigotas de cepas Y de T. cruzi. Nas doses 500 e 250 µg/ml, o
44
ANB foi capaz de eliminar o parasito do sangue murino infectado (OLIVEIRA et
al., 2003). Além do estresse oxidativo que o ANB pode provocar no interior do
parasito em razão da biorredução do grupo nitro, outro provável mecanismo da
ação tripanocida do ANB pode estar relacionado com sua capacidade de inibir
a atividade da enzima tripanotiona redutase (TR) (resultados não publicados)
(Tabela 1.3).
Tabela 1.3 - Resultados da avaliação da atividade tripanocida do ANB.
ANB
Atividade contra T. cruzi
(% lise)
Inibição da TR
a
(% inibição)
b
Concentração (µ
µg/ml)
500
250
125
62,5
26
13
6,5
3,25
Resultado (%)
100
100
53
13
104
95
78
65
_________________________________
a
b
Violeta de genciana foi utilizada como controle positivo na dose 7,5 µg/ml; Clomipramina foi
utilizada como controle positivo na dose 6,5 µM.
Acredita-se que o ANB possa atuar como um substrato subversivo da TR,
sendo reduzido por essa enzima ao correspondente ânion radical, o qual reage
com o oxigênio molecular resultando na formação de radicais livres.
Concomitantemente, a redução fisiológica do substrato natural da TR
(tripanotiona dissulfeto) é inibida, pois a enzima está envolvida na redução dos
radicais livres formados a partir da redução do ANB. A TR é uma enzima
essencial para a sobrevivência dos tripanossomatídeos e, consequentemente,
sua inibição resulta na morte do parasito.
Tendo em vista a atividade tripanocida apresentada pelo ANB, propõe-se,
nesse trabalho, a síntese de derivados do ANB apresentando maior atividade
tripanocida. A atividade leishmanicida desses derivados também será avaliada
já que as diferentes espécies de Leishmania também são dependentes da TR e
sensíveis a espécies reativas de oxigênio.
45
2 OBJETIVOS
2.1 Objetivo geral
Objetivou-se com esse trabalho desenvolver novas substâncias com atividade
tripanocida, leishmanicida e antitumoral, com base na estrutura do ácido 4bromometil-3-nitrobenzóico (ANB).
2.2 Objetivos específicos
a) sintetizar amidas e ácidos baseados na estrutura do ácido 4-bromometil-3nitrobenzóico, bem como análogos não nitrados para fins de comparação;
b) avaliar a atividade in vitro das substâncias sintetizadas contra as formas
tripomastigotas e amastigotas de T. cruzi e promastigotas de Leishmania
amazonensis;
c) avaliar a capacidade das substâncias sintetizadas em inibir a proliferação
celular de linhagens de células neoplásicas in vitro;
d) avaliar a citotoxicidade das substâncias sintetizadas para células normais
para determinação da seletividade.
46
3 PLANO DE SÍNTESE
Considerando a capacidade de os nitroaromáticos atuarem como agentes
biorredutíveis
e
a
atividade
apresentada
pelo
ácido
4-bromometil-3-
nitrobenzóico (2), é de interesse a preparação de derivados do ácido (2) para
estudos de relação estrutura-atividade, objetivando o desenvolvimento de
análogos mais potentes, menos tóxicos e apresentando melhores propriedades
físico-químicas.
COOH
NO2
CH2Br
(2)
Com base nessas observações a síntese de uma série de ácidos e amidas
relacionados ao ANB foi proposta nesse trabalho.
A síntese de ácidos apresentando diferentes substituintes na posição benzílica
(-H, -Br, -Cl, -OH e -SH) foi planejada para a investigação da relevância do
mecanismo de alquilação para a atividade (Figura 3.1). Se esse mecanismo for
relevante, as substâncias apresentando melhores grupos abandonadores na
posição benzílica serão, provavelmente, mais ativas.
47
Figura 3.1 – Plano de síntese para obtenção dos ácidos (1), (2), (11), (14), (17), (34) e
(35).
COOH
COOH
COOH
i
ii
ii
NO2
CH3
CH3
11
COOH
COOH
CH2Br
1
COOH
iii
NO2
CH2Br
2
iv
iv
COOH
COOH
COOH
NO2
CH2Cl
14
CH2SH
34
NO2
CH2SH
35
NO2
CH2OH
17
ii
CH2Cl
__________________________
i = peróxido de benzoíla, NBS, benzeno, refluxo; ii = ácido nítrico fumegante, 0°C; iii = sol.
aquosa de NaHCO3, 80°C; iv = tiouréia, água, NaHCO3, HCl.
Bromação da posição benzílica do ácido p-tolúico, utilizando NBS e na
presença de peróxido de benzoíla como iniciador radicalar, permitirá a
obtenção do derivado bromado (1). Os produtos nitrados serão obtidos por
reação de substituição eletrofílica do anel aromático utilizando-se ácido nítrico
fumegante. Para obtenção do derivado hidroxilado (17), o ácido (2) será
submetido à reação de substituição nucleofílica com solução de bicarbonato de
sódio. Os derivados (34) e (35) serão obtidos por reação com a tiouréia.
Visando à melhoria das propriedades físico-químicas e tendo em vista a
importância da hidrossolubilidade para a biodisponibilidade, foi planejada a
síntese de amidas derivadas do ANB apresentando maior caráter hidrossolúvel.
Para isso a etanolamina foi a amina escolhida para o acoplamento com o ácido
carboxílico por apresentar um grupo hidroxila hidrofílico na cadeia lateral. A
síntese de análogos não nitrados será importante para comprovação da
importância do grupo nitro para a atividade.
Conforme ilustrado na Figura 3.2, as amidas serão obtidas por ativação do
ácido carboxílico correspondente com NHS, seguida do acoplamento com a
etanolamina. Os análogos clorados serão obtidos por reação de substituição
nucleofílica utilizando-se NaCl em DMF.
48
Figura 3.2 – Plano de síntese para obtenção das amidas (4), (6), (8), (10) e (13).
H
N
O
O
OH
H
N
OH
H
N
O
iv
O
H
N
H
N
OH
iv
CH2Cl
CH2Br
8
10
OH
O
OH
NO2
CH2Br
6
ii, iii
ii, iii
COOH
COOH
COOH
CH3
CH2Br
1
NO2
CH2Br
2
NO2
CH2Cl
4
i, ii, iii
NO2
CH3
13
________________________________________
i = HNO3 fumegante, 0°C; ii = EDC, NHS, diclorometano, t.a.; iii = etanolamina, diclorometano;
iv = NaCl, DMF.
Para avaliar a importância da hidrossolubilidade para a atividade, bem como de
uma possível interação do grupo hidroxila da cadeia lateral da etanolamina com
o alvo biológico (ADN), foi proposta a síntese da amida da propilamina (16). A
amida (15) foi planejada como uma restrição conformacional de (4) a fim de se
otimizar uma possível interação da cadeia lateral da amida com o biorreceptor
(ADN).
A obtenção de (15) consistirá na ativação do ácido carboxílico (14) com NHS,
seguida do acoplamento com a morfolina. O acoplamento do ácido ativado com
a propilamina fornecerá a amida (16) (Figura 3.3).
49
Figura 3.3 – Plano de síntese
para obtenção de (15) e (16).
O
O
N
i, ii
COOH
NO2
CH2Cl
14
i, iii
NO2
CH2Cl
15
O
H
N
NO2
CH2Cl
16
_________________________
i = EDC, NHS, diclorometano; ii =
morfolina, diclorometano, iii = propilamina,
diclorometano.
Outra estratégia para melhoria das propriedades físico-químicas envolve a
síntese de amidas-amina (21) e (22), bem como da amida-triazol (24) (Figura
3.4). Além de proporcionar maior hidrossolubilidade, a síntese das amidas (21),
(22) e (24) será importante para avaliar a influência na atividade de grupos
contendo nitrogênio na posição benzílica, pois, a princípio, não representam
bons grupos abandonadores. Vale ressaltar que compostos contendo grupo
amino na posição benzílica foram sintetizados por nosso grupo de pesquisa e
apresentaram boa atividade tripanocida (OLIVEIRA et al., 2003).
50
Figura 3.4 – Plano de síntese para obtenção de (21), (22), (24).
H
N
O
OH
NO2
N
22
ii
O
H
N
O
OH
NO2
i
N
O
21
H
N
NO2
CH2X
4 X = Cl
ou
6 X = Br
O
OH
iii, iv
HO
H
N
OH
NO2
N
N
24
N
__________________________________
i = morfolina, acetona; ii = tetrahidroisoquinolina, acetona; iii = NaN3, água, acetona;
iv = 3-butin-1-ol, ascorbato de sódio, CuSO4, t-butanol.
Na tentativa de aumentar a potência, foram planejados análogos como
potenciais agentes bisalquilantes (Figura 3.5). A síntese do derivado mesilado
foi proposta a partir da substituição da hidroxila de (4) por um bom grupo
abandonador, utilizando-se cloreto de mesila. Uma série de reações a partir da
epicloroidrina levaria à obtenção do derivado (27): substituição nucleofílica
utilizando-se azida de sódio, hidrogenação catalítica e acoplamento com o
ácido ativado (3).
51
Figura 3.5 – Plano de síntese para obtenção de potenciais agentes bisalquilantes.
H
N
O
H
N
O
OH
OMs
i
NO2
CH2Cl
NO2
CH2Cl
4
O
O
OH
ii
N3
Cl
OH
iii
N3
H2N
25
H
N
OH
H
N
O
iv
NH2
O2N
26
NO2
CH2Cl
CH2Cl
27
________________________________________
i = cloreto de mesila, diclorometano; ii = NaN3, água, acetonitrila; iii = H2, Pd/C; iv = (3),
diclorometano.
Conhecendo a atividade antitumoral de alguns ácidos graxos, foi proposta a
conjugação do ácido butírico e/ou do DHA com os derivados (4) e (27) na
presença de EDC e DMAP (Figura 3.6).
Figura 3.6 – Plano de síntese para obtenção de (19), (20) e (28).
O
H
N
O
O
ii
O
H
N
NO2
CH2Cl
20
OH
NO2
CH2Cl
4
O
H
N
O
i
O
NO2
CH2Cl
19
O
H
N
OH
H
N
O
O
H
N
O
O
H
N
O
i
O2N
CH2Cl
27
NO2
CH2Cl
O2N
CH2Cl
28
NO2
CH2Cl
________________________________________
i = ácido butírico, EDC, DMAP, diclorometano; ii = DHA, EDC, DMAP, diclorometano.
52
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1 Síntese
4.1.1 Obtenção do ácido 4-bromometilbenzóico (1)
COOH
COOH
NBS
(C6H5COO)2
1
2
3
benzeno
4
CH3
CH2Br
1
O ácido (1) foi obtido por reação de bromação benzílica do ácido p-tolúico
utilizando-se NBS e peróxido de benzoíla em benzeno sob refluxo (BARANY e
ALBERICIO, 1985). Após recristalização em metanol o produto foi obtido com
64% de rendimento.
No espectro de RMN de 1H de (1) (Figura B.1, p. 147) observa-se, além dos
sinais referentes aos hidrogênios aromáticos, um sinal em δ 4,71 referente aos
hidrogênios benzílicos.
No espectro de RMN de
13
C de (1) (Figura B.2, p. 148) observa-se o sinal
referente ao carbono ligado ao bromo em δ 33,11.
4.1.2 Obtenção dos ácidos (2), (11) e (14)
COOH
COOH
1
HNO3 fumeg.
6
5
2
NO2
CH2R
4
CH2R
3
2 R = Br
11 R = H
14 R = Cl
53
Os derivados nitrados (2), (11) e (14) foram obtidos por reação de substituição
eletrofílica do anel aromático, a partir de (1), ácido p-tolúico e ácido 4clorometilbenzóico,
respectivamente,
utilizando
ácido
nítrico
fumegante
(BARANY e ALBERICIO, 1985). Os produtos foram obtidos com 54%, 87% e
51% de rendimento, respectivamente.
Nos espectros no infravermelho de (2), (11) e (14) (Figuras A.2, p. 130, A.11,
p. 135 e A.14, p. 136) são observadas as bandas referentes às deformações
axiais assimétricas e simétricas de Ar-NO2 (~ 1530 e 1350 cm-1).
Nos espectros de RMN de 1H de (2) e (14) (Figuras B.3, p. 149 e B.15, p. 161)
a substituição do anel aromático pode ser confirmada pelo aparecimento de 3
sinais
referentes
aos
três
hidrogênios
aromáticos
com
multiplicidade
característica de anel tri-substituído. Além disso, os sinais referentes aos
hidrogênios aromáticos de (2) aparecem em deslocamento químico maior em
relação aos do material de partida. Isso se deve a um efeito de desblindagem
evidenciando a introdução de um grupo retirador de elétrons ao anel.
Nos espectros de RMN de
13
C de (2) e (14) (Figuras B.4, p. 150 e B.16, p.
162) observa-se, além de outros sinais, o sinal referente ao carbono ligado ao
grupo nitro (δ 149,05 e 149,17 respectivamente).
A obtenção do derivado nitrado (11) foi confirmada pela determinação de sua
faixa de fusão (184,1 – 185,2 °C) e comparação com a descrita na literatura
(187 – 188 °C, WEINSTEIN et al., 1962).
54
4.1.3 Obtenção das amidas (4), (6), (8), (10) e (13)
O
O
COOH
EDC, NHS
R2 diclorometano
CH2R1
1 R1 = Br, R2 = H
2 R1 = Br, R2 = NO2
11 R1 = H, R2 = NO2
O
O
N
O
H
N
OH
etanolamina
R2
CH2R1
3 R1 = Cl, R2 = NO2
5 R1 = Br, R2 = NO2
7 R1 = Cl, R2 = H
9 R1 = Br, R2 = H
12 R1 = H, R2 = NO2
R2
CH2R1
4 R1 = Cl, R2 = NO2
6 R1 = Br, R2 = NO2
8 R1 = Cl, R2 = H
10 R1 = Br, R2 = H
13 R1 = H, R2 = NO2
A primeira etapa de síntese para obtenção das amidas (4), (6), (8), (10) e (13)
consistiu na reação de ativação dos ácidos carboxílicos correspondentes com
cloridrato
de
1-etil-3-(3-dimetilaminopropil)carbodiimida
(EDC)
e
N-
hidroxisuccinimida (NHS) em diclorometano. Os intermediários (3), (5), (7), (9)
e (12) foram obtidos com 92%, 73%, 86%, 74% e 88% de rendimento,
respectivamente.
Os ésteres ativados (3), (5), (7), (9) e (12) foram isolados e caracterizados
somente pela análise de seus espectros no infravermelho. Nos espectros no
infravermelho desses intermediários (Figuras A.3, A.5, A.7, A.9 e A.12, p. 131135) não se observa a banda referente à deformação axial de O-H de ácido
carboxílico. Observa-se a banda relativa à deformação axial de C=O de éster e
de imida nos espectros dos cinco derivados (~ 1730 cm-1 e ~ 1760 cm-1).
A segunda etapa de síntese consistiu no acoplamento dos derivados (3), (5),
(7), (9) e (12) com a etanolamina para obtenção das respectivas amidas.
Inicialmente, na síntese da amida (4), esperava-se obter a amida contendo um
átomo de bromo na posição benzílica de acordo com a estrutura do respectivo
material de partida (2). Entretanto, após análise de seu espectro de RMN de
13
C, observou-se a presença de um sinal em δ 42 ppm, compatível com
carbono ligado a cloro. Esse sinal corresponde a um carbono metilênico no
subespectro DEPT135 da amida (4). Geralmente, o sinal correspondente a
55
carbono benzílico ligado a bromo apresenta deslocamento químico próximo a δ
30 ppm. No espectro de RMN13C da amida (4) não se observou nenhum sinal
próximo a esse deslocamento químico. Concluiu-se, portanto, que durante a
reação de obtenção de (3) ocorreu a substituição do bromo benzílico por cloro.
Isso foi possível pela presença de íons cloreto do reagente EDC no meio
reacional (Figura 4.1).
Figura 4.1 – Estrutura do
reagente EDC.
N
N C N
. HCl
Como a reação para obtenção do éster ativado (3) foi mantida por 4 horas,
repetiu-se o mesmo procedimento na formação de (7), análogo não nitrado de
(3),
objetivando-se,
nesse
caso,
a
obtenção
do
derivado
correspondente. Entretanto, após análise do espectro de RMN de
clorado
13
C, e sub-
espectro DEPT135 da amida formada, observou-se a presença de dois sinais
referentes a carbonos benzílicos em δ 45,5 ppm e δ 33,6 ppm (Figura 4.2),
evidenciando a formação de uma mistura de produtos clorado e bromado.
Figura 4.2 – Subespectro de DEPT 135
33.582
45.488
42.205
59.739
de (8) após 4 horas de reação do
intermediário (7).
CH2Br
CH2Cl
80
70
60
50
40
30
20
10
0
ppm
O maior tempo necessário para substituição completa do brometo por cloreto
pode ser explicado pelo fato de o carbono benzílico do reagente não nitrado (1)
56
ser menos reativo frente à substituição nucleofílica pela ausência do efeito
retirador de elétrons do grupo nitro. A fim de obter somente o produto clorado,
a mistura reacional foi mantida por um tempo maior (24 horas). Observou-se
assim a total substituição e formação de (7).
Como os produtos bromados eram inicialmente os desejados, foi importante
evitar a substituição do bromo benzílico. Para isso as reações de formação dos
respectivos ésteres ativados foram realizadas sob banho de gelo e por 20
minutos. Nessas condições foram obtidos somente os produtos bromados.
Vale ressaltar que, por CCD, não há diferença de Rf entre as manchas
correspondentes aos derivados clorados ou bromados. Por isso, a confirmação
da formação dos produtos bromados ou clorados só é possível após a análise
dos espectros de RMN de
13
C das amidas, já que os intermediários ésteres
ativados (3), (5), (7) e (9) foram caracterizados apenas por IV e, em seguida,
foram imediatamente submetidos à próxima etapa de reação.
Os principais dados referentes à caracterização de (4), (6), (8), (10) e (13) por
espectroscopia no infravermelho, RMN de 1H e RMN de
13
C estão mostrados
na Tabela 4.1.
Tabela 4.1 – Dados de caracterização das amidas (4), (6), (8), (10) e (13).
Infravermelho ( /cm-1)
RMN de 1H (δ/ppm)
RMN de 13C (δ/ppm)
O-H e N-H
C=O
Ar-CH2
HN-CH2
CH2-OH
Ar-CH2
HN-CH2
CH2-OH
(4)
3473-3154
1650
5,08
3,36
3,54
~42,00
~42,00
59,52
(6)
3498-3144
1642
4,95
3,36
3,53
29,11
42,41
59,49
(8)
3508-3103
1635
4,80
3,31
3,51
45,50
42,22
59,75
(10)
3468-3007
1635
4,73
3,34
3,51
33,55
42,19
59,72
(13)
3534-3154
1647
2,54
3,35
3,52
19,54
42,35
59,58
Nos espectros no infravermelho das amidas (4), (6), (8), (10) e (13) (Figuras
A.4, A.6, A.8, A.10 e A.13, p. 131-136) observam-se bandas referentes à
deformação axial de O-H e N-H bem como bandas referentes à deformação
axial de C=O característica de amida (Tabela 4.1).
57
Nos espectros de RMN de 1H e
13
C das amidas é possível observar que o
deslocamento químico referente aos hidrogênios e carbono benzílicos é maior
nas amidas cloradas quando comparado aos das amidas análogas bromadas
(Tabela 4.1). O efeito retirador de elétrons de um substituinte eletronegativo
diminui a densidade eletrônica ao redor dos prótons ligados ao carbono.
Quanto mais eletronegativo o substituinte maior o efeito de “desblindagem” e
maior o deslocamento químico do carbono e dos hidrogênios ligados a ele
(PAVIA, 2001). Como o cloro é mais eletronegativo que o bromo, o carbono e
hidrogênios benzílicos dos derivados clorados estão mais desblindados que o
dos derivados bromados. O carbono e hidrogênios metílicos de (13) são mais
blindados e aparecem em deslocamento químico menor, pois não apresentam
um substituinte retirador de elétrons ligado.
O mecanismo proposto para a formação das amidas (Figura 4.3) (CLAYDEN,
2001) está dividido em duas etapas. Na primeira etapa ocorre o ataque
nucleofílico do oxigênio desprotonado do ácido carboxílico ao carbono da
diimida gerando um bom grupo abandonador. Em seguida o par de elétrons do
oxigênio do NHS ataca a carbonila formando a estrutura do ácido ativado e da
uréia. Na segunda etapa ocorre a substituição nucleofílica à carbonila pela
etanolamina regenerando a N-hidroxisuccinimida.
58
Figura 4.3 – Proposta de mecanismo para formação das amidas (4), (6), (8), (10) e (13).
1a etapa: ativação do ácido com NHS
O
O
O
O
O
H
N C N
R
R'
H
N C N
R
R'
O
O
O
R'
N
H
N
H
R
O
O
+
H
O
N
O
H
N
O
R2
CH2R1
O
H
N
O
R
NR'
N O
H
O
R2
CH2R1
R2
CH2R1
O
R2
CH2R1
R
NR'
N
O
R2
CH2R1
2a etapa: acoplamento com a etanolamina
H
H
N
O
O
HO
O
NH2
N
O
O
O
N
H
N
O
OH
O
O
R2
+
R2
CH2R1
R2
CH2R1
CH2R1
OH
O
OH
N
O
4.1.4 Obtenção das amidas (15) e (16)
O
O
O
N
O
NO2
CH2Cl
O
morfolina ou
propilamina
diclorometano
3
R
1
6
5
2
3
NO2
CH2Cl
4
7
15 R =
N
16 R =
N
H
8
O
7
9
8
A amida (15) foi sintetizada por acoplamento de (3) com a morfolina em
diclorometano com 77% de rendimento.
59
No espectro no infravermelho de (15) (Figura A.15, p. 137) são observadas
bandas referentes à deformação axial de C-H alifático (2966, 2923, 2857 cm-1),
C=O de amida (1630 cm-1) e C-O de éter (1100 cm-1).
No espectro de RMN de 1H de (15) (Figura B.17, p. 163) observa-se, além de
outros sinais, um simpleto largo referente aos hidrogênios da cadeia da
morfolina (δ 3,67, integral para 8H).
No espectro de RMN de
13
C de (15) (Figura B.18, p. 164) observam-se os
sinais referentes a C=O de amida (δ 167,42), C-7 (δ 42,96) e C-8 (δ 67,10).
A amida (16) foi sintetizada pelo acoplamento de (3) com a propilamina em
diclorometano com 80% de rendimento.
No espectro no infravermelho de (16) (Figura A.16, p. 137) são observadas
bandas referentes à deformação axial de N-H (3291 cm-1), C-H alifático (2964,
2932, 2874 cm-1) e C=O de amida (1634 cm-1).
No espectro de RMN de 1H de (16) (Figura B.19, p. 165) são observados os
sinais referentes aos hidrogênios NH (δ 8,17), H-7 (δ 3,43), H-8 (δ 1,63) e H-9
(δ 0,94).
No espectro de RMN de
13
C de (16) (Figura B.20, p. 166) são observados,
dentre outros, sinais referentes à carbonila de amida (δ 164,67) e aos carbonos
da cadeia lateral C-7, C-8 e C-9 (δ ~ 42, 23,33 e 11,69, respectivamente).
4.1.5 Obtenção do ácido 4-(hidroximetil)-3-nitrobenzóico (17)
COOH
COOH
NaHCO3 (aq)
NO2
CH2Br
2
80°C
1
6
5
2
NO2
CH2OH
4
3
17
60
O ácido (17) foi sintetizado a partir de (2) em presença de solução aquosa de
carbonato de sódio, a 80 °C, por 1 hora (NICOLÁS et al., 1997). O produto foi
obtido com 86% de rendimento.
Essa reação trata-se de uma substituição nucleofílica provavelmente do tipo
SN2. Mesmo sendo possível a formação de um carbocátion benzílico, que é
mais estável pela deslocalização da carga positiva, o anel aromático apresenta
um grupo retirador de elétrons forte (NO2) que pode desestabilizar o
carbocátion em um mecanismo SN1 (Figura 4.4) (CLAYDEN, 2001).
Figura 4.4 – Desfavorecimento da reação do tipo SN1.
O
O
O
N
O
Br
O
O
N
O
Br
X
O
No espectro no infravermelho de (17) (Figura A.17, p. 138) é observada banda
característica de deformação axial C-O de álcool primário (1031 cm-1). A banda
de estiramento O-H de álcool encontra-se encoberta pela banda de O-H do
ácido carboxílico.
No espectro de RMN de
13
C de (17) (Figura B.22, p. 168) não é observado
sinal referente a carbono ligado ao bromo e observa-se um sinal com
deslocamento químico compatível com carbono ligado a OH (δ 61,53).
4.1.6 Obtenção de 4-(clorometil)-3-nitro-N-(2-cloroetil)benzamida (18)
O
H
N
H
N
O
OH
8
7
1
MsCl
NO2
CH2Cl
4
trietilamina
2
6
5
3
NO2
CH2Cl
18
4
Cl
61
O derivado (18) foi sintetizado por reação de (4) com cloreto de mesila e
trietilamina em diclorometano por 18 horas. O produto foi obtido com 84% de
rendimento.
Durante a reação ocorre, inicialmente, a mesilação da hidroxila gerando um
bom grupo abandonador frente a uma substituição nucleofílica. O produto
mesilado era o produto esperado para essa reação. Porém, os íons cloreto
presentes no meio de reação, atuaram como nucleófilo e deslocaram o grupo
mesilato, formando o derivado diclorado (18).
Para explicar a formação do produto diclorado (18), foi proposto um mecanismo
que envolve, em uma primeira etapa, o deslocamento do mesilato assistido
pelo grupo amido. Ocorre a formação de um intermediário cíclico de 5
membros que sofre ataque nucleofílico do íon cloreto originando o produto (18)
(Figura 4.5). A reação de formação do intermediário cíclico é favorecida pela
proximidade dos grupos (reação intramolecular) e pela estabilidade do anel de
5 membros que possui baixa tensão angular.
Figura 4.5 – Mecanismo proposto para a formação de (18).
H
N
O
O2N
Cl
OH O S O
CH3
O
H
N
O2N
4
Cl
Cl
OMs
- MsOH
O
N H
O2N
Cl
O
H
N
Cl
O2N
Cl
18
Cl
No espectro no infravermelho de (18) (Figura A.18, p. 138) não se observam
as bandas características de grupo mesila, o que é um indício que não foi
formado o produto esperado.
No espectro de RMN de 1H de (18) (Figura B.23, p. 169) observam-se os
sinais referentes ao NH (δ 8,45), hidrogênios aromáticos (δ 8,55, 8,26 e 7,92),
CH2Cl (δ 5,11), H-7 e H-8 (δ 3,78, integral para 4H).
62
No espectro de RMN de
13
C de (18) (Figura B.24, p. 170) observam-se os
sinais referentes aos carbonos C-7, C-8 e CH2Cl (δ 43,48, 42,97 e 42,74,
intercambiáveis) e carbonila de amida (δ 165,08). O deslocamento químico de
C-8 é característico de carbono ligado a cloro e, portanto, uma evidência da
formação do produto diclorado.
4.1.7 Obtenção de (19) e (20)
O
H
N
ác. butírico
ou DHA
NO2
CH2Cl
4
H
N
O
OH
EDC, DMAP
8
R
7
1
6
5
2
3
NO2
CH2Cl
4
O
O
19 R =
O
10
9
11
10
20 R =
O
9
13
11
12
19
16
14
15
17
18
22
20
21
28
25
23
24
26
27
29
Os produtos (19) e (20) foram sintetizados por reação de (4) com o ácido
carboxílico correspondente em presença de EDC e N,N-dimetilaminopiridina
(DMAP).
Inicialmente uma tentativa de síntese de (19) foi realizada por reação do ácido
butírico com EDC e NHS para formação do éster ativado, seguida do
acoplamento
desse
intermediário
com
(4).
Entretanto,
na
etapa
de
acoplamento, observou-se por CCD que não houve consumo dos materiais de
partida. Após elaboração, a análise do espectro no infravermelho do resíduo
obtido confirmou tratar-se do material de partida. Deste modo foi proposta a
reação em uma única etapa utilizando-se EDC e DMAP.
Para obtenção de (19) utilizou-se o ácido butírico e o rendimento foi de 87%.
Para
síntese
de
(20)
o
ácido
carboxílico
utilizado
(4Z,7Z,10Z,13Z,16Z,19Z)-docosa-4,7,10,13,16,19-hexaenóico
rendimento da reação foi de 75%.
foi
o
(DHA)
ácido
e
o
63
Nessa reação o DMAP foi utilizado como catalisador e funciona como uma
base produzindo pequena quantidade do ânion carboxilato, mais reativo
(Figura 4.6).
Figura 4.6 – Papel do DMAP como catalisador em reações de acoplamento utilizando
carbodiimidas.
N
H
N
O
N
H
O
N
N C N
R
R'
O
O
O
O
N
H
O
H
N
O
R'
N
H
N
H
NR'
NHR
N
O
O
4
R
NO2
19 CH Cl
2
No espectro no infravermelho de (19) (Figura A.19, p. 139) não se observa a
banda referente à deformação axial de O-H. Observam-se as bandas
características de deformação axial de N-H (3318 cm-1), C=O de éster (1731
cm-1) e C=O de amida (1645 cm-1).
No espectro de RMN de 1H de (19) (Figura B.25, p. 171) são observados os
sinais referentes aos hidrogênios aromáticos (δ 8,42, 8,06 e 7,77) e hidrogênios
da cadeia do ácido butírico H-9 (δ 2,31), H-10 (δ 1,63) e H-11(δ 0,91).
No espectro de RMN de
13
C de (19) (Figura B.26, p. 172) são observados os
sinais referentes à carbonila de éster (δ 174,34), carbonila de amida (δ 164,67),
carbonos aromáticos (δ 147,73 - 123,74), carbonos metilênicos C-9 (δ 35,93) e
C-10 (δ 18,27) e carbono metílico C-11 (δ 13,54).
No espectro no infravermelho de (20) (Figura A.20, p. 139) não se observa a
banda referente à deformação axial de O-H. Observam-se as bandas
características de deformação axial de N-H (3313 cm-1), C=O de éster (1734
cm-1) e C=O de amida (1648 cm-1).
64
No espectro de RMN de 1H de (20) (Figura B.27, p. 173) são observados os
sinais referentes aos hidrogênios aromáticos (δ 8,53, 8,27 e 7,89), hidrogênios
de alquenos (δ 5,36, integral para 12H) e demais hidrogênios do DHA.
No espectro de RMN de
13
C de (20) (Figura B.28, p. 174) são observados os
sinais referentes à carbonila de éster (δ 173,17), carbonila de amida (δ 165,00),
C=C (δ 129,68-127,86, 12 sinais) e demais carbonos do DHA.
4.1.8 Obtenção de (21) e (22)
O
H
N
NO2
CH2Cl
4
H
N
O
8
OH
7
OH tetrahidroisoquinolina ou
morfolina
1
6
2
5
3
4
acetona
R
NO2
9
10
11
N
21 R = O
12
22 R =
13
14
15
11
16
10
N
18
17
A síntese das aminas (21) e (22) ocorreu por reação de substituição
nucleofílica do haleto benzílico pela amina correspondente. O composto (21) foi
obtido da reação de (4) com a morfolina em acetona (64% de rendimento).
No espectro no infravermelho de (21) (Figura A.21, p. 140) observa-se a
presença da banda referente à deformação axial de C-O de éter (1113 cm-1).
No espectro de RMN de 1H de (21) (Figura B.30, p. 176) são observados, além
de outros sinais, os sinais referentes aos hidrogênios H-9 (δ 3,74), H-10
(δ 2,36-2,32) e H-11 (δ 3,57-3,53).
65
No espectro de RMN de
13
C de (21) (Figura B.31, p. 177) são observados,
dentre outros, os sinais correspondentes a C-9 (δ ~ 60,00), C-10 (δ 54,63) e C11 (δ 67,92).
Os deslocamentos químicos de H-9 e C-9 são compatíveis com o esperado
para hidrogênios e carbonos benzílicos, respectivamente, vizinhos a nitrogênio
de amina.
O
composto
(22)
foi
obtido
a
partir
da
reação
de
(6)
com
a
tetrahidroisoquinolina (THIQ) em acetona (56% de rendimento).
No espectro de RMN de 1H de (22) (Figura B.32, p. 178) são observados os
sinais referentes aos hidrogênios aromáticos H-12 a H-15 (multipleto, δ 7,107,00, integral para 4H) e alifáticos H-8 e H-10 (multipleto, δ 3,56-3,52, integral
para 4H), H-17 (δ 2,64-2,61) e H-18 (δ 2,74-2,71) além dos sinais referentes
aos hidrogênios da porção nitroaromático.
No espectro de RMN de
13
C de (22) (Figura B.33, p. 179) são observados os
sinais correspondentes a C-9 (δ 55,47) e aos carbonos aromáticos. Os
deslocamentos químicos de H-9 e C-9 são compatíveis com o esperado para
hidrogênios e carbonos benzílicos, respectivamente, vizinhos a nitrogênio de
amina.
4.1.9 Obtenção de 4-[4-(2-hidroxietil)-1H-1,2,3-triazol-1-il]metil-3-nitro-N-(2... .....hidroxietil)benzamida (24)
O
H
N
H
N
O
OH
8
7
1
NaN3
NO2
CH2Br
6
água, acetona
50°C
2
6
5
NO2
CH2N3
4
3
23
OH
HO
7
2
6
5
10
11
8
1
3
4
13
12
H
N
O
3-butin-1-ol
ascorbato de sódio
CuSO4
t-butanol
N
N N
9
24
NO2
OH
66
O triazol (24) foi obtido em 2 etapas a partir do derivado (6). A primeira etapa
consistiu na substituição do brometo benzílico por azida de sódio em água e
acetona na temperatura de 50 °C. O derivado azido foi obtido com 73% de
rendimento.
No espectro no infravermelho de (23) (Figura A.23, p. 141) observa-se a
banda característica de deformação axial de azida (2110 cm-1).
No espectro de RMN de
13
C de (23) (Figura B.35, p. 181) observa-se o sinal
referente ao CH2N3 (δ 50,75).
A segunda etapa consistiu na reação do tipo “click” entre a azida orgânica (23)
e um alcino terminal (3-butin-1-ol) catalisada por Cu(I) (Figura 4.7) (JEONG e
RYU, 2010). Após 24 horas de reação, o heterociclo foi obtido com 97% de
rendimento.
Conforme descrito na literatura (FREITAS et al., 2011; ROSTOVTSEV et al.,
2002; FREITAS et al., 2008), essa reação resulta na formação regioespecífica
do 1,2,3-triazol-1,4-dissubstituído. O mecanismo de formação do triazol está
representado na Figura 4.7. Inicialmente, ocorre a formação do acetileto de
cobre (I) que se complexa ao nitrogênio da azida. Em seguida, ocorre o ataque
do carbono do acetileto ao nitrogênio eletrofílico terminal da azida orgânica
resultando na formação do metalociclo instável. A contração do anel leva à
formação do triazolila de cobre que sofre protonólise originando o 1,2,3-triazol1,4-dissubstituído.
67
Figura 4.7 – Proposta simplificada de mecanismo para a formação de (24).
O
H
N
O
OH
O2 N
H
N
O2N
23
N N N
[Cu]
H
N
O
OH
O2N
N N N
R
O
OH
[Cu]
N
N
N
Cu
OH
O2N
N
R
[Cu]
metalociclo
acetileto de cobre
H
N
N
N
R
triazolila de cobre
R
H
N
O
OH
H
O2N
N
24
R = CH2CH2OH
H
N
N
R
No espectro de RMN de 1H de (24) (Figura B.36, p. 182) observam-se os
sinais referentes a H-10 (δ 7,95), H-12 (δ 2,79) e H-13 (δ 3,64-3,34).
No espectro de RMN de
13
C de (24) (Figura B.37, p. 183) observam-se os
sinais referentes aos carbonos C-10 (δ 123,79) e C-11 (δ 147,35) e não é
observado nenhum sinal na região esperada para alcinos (δ 75 a 95) (PAVIA,
2001).
Nos espectros de RMN não há sinais duplicados, o que indica que não há
mistura de produtos, confirmando a regioespecificidade da reação. Porém, para
caracterização inequívoca de qual regioisômero foi obtido seria necessária a
realização de outros experimentos, como, por exemplo, análise do mapa de
contornos HMBC.
Na tentativa de confirmar a estrutura de (24), os espectros de RMN de 1H e 13C
dos correspondentes triazóis 1,4- e 1,5-dissubstituídos foram simulados
utilizando-se o programa ACD Labs Software e comparados com os valores de
deslocamento químico no espectro real de (24). Não se observou diferença
significativa entre o deslocamento químico do sinal referente ao hidrogênio do
anel heterocíclico 1,4- e 1,5-dissubstituído. Entretanto, a diferença nos
68
deslocamentos químicos dos sinais dos carbonos do anel é significativa,
conforme ilustrado na Figura 4.8.
Figura 4.8 – Deslocamento químico dos carbonos do heterociclo simulados pelo
programa ACD Labs Software e deslocamento obtido para (24).
ACD Labs Software CNMR
H
N
O
H
N
O
OH
H
N
O
OH
OH
HO
δ 116,5
HO
NO2
δ 143,5
N
N N
δ 123
NO2
δ 131,7
HO
N
N N 24
N
N N
δ 129,0
NO2
δ 147
triazol-1,5-dissubstituído
triazol-1,4-dissubstituído
Com base nos dados apresentados na Figura 4.8 os deslocamentos químicos
dos carbonos do triazol na estrutura de (24) é compatível com a formação de
um anel 1,4-dissubstituído.
4.1.10 Obtenção de N,N’-bis-(4-clorometil-3-nitrobenzoil)-1,3............diaminopropan-2-ol (27)
O
Cl
NaN3
OH
N3
1
N3
2
25
H2
Pd/C
7
OH
H2N
1
26
OH
H
N
O
NH2
8
H
N
O
1
(3)
6
2
2
O 2N
3
5
NO2
CH2Cl
4
CH2Cl
27
A síntese da diamida (27) foi realizada pelo acoplamento de (3) com o derivado
diamino (26) via ligações amida. O derivado (26) foi sintetizado em duas etapas
a partir da epicloroidrina.
A primeira etapa consistiu na reação da epicloroidrina com azida de sódio em
água e acetonitrila, sob refluxo, por 18 horas. O derivado diazido (25) foi obtido
com 99% de rendimento.
69
No espectro no infravermelho de (25) (Figura A.25, p. 142) observam-se as
bandas referentes à deformação axial O-H (3355 cm-1) e N3 (2089 cm-1).
No espectro de RMN de 1H de (25) (Figura B.38, p. 184) observa-se um
quinteto correspondente a H-1 (δ 3,91) e um dupleto, com integral para 4H,
correspondente a H-2 (δ 3,37).
No espectro de RMN de
13
C de (25) (Figura B.39, p.185) o deslocamento
químico de C-1 (δ 69,47) é compatível com o deslocamento esperado para
carbono ligado a OH e o de C-2 (δ 53,81) também é esperado para carbono
ligado a azida.
Na segunda etapa os grupos azido foram reduzidos a amino via hidrogenação
catalítica utilizando-se Pd/C como catalisador. O derivado diamino (26) foi
obtido com 92% de rendimento e foi utilizado sem purificação prévia.
No espectro no infravermelho de (26) (Figura A.26, p. 142) observam-se as
bandas correspondentes à deformação axial O-H e N-H (3356 e 3294 cm-1).
A última etapa para obtenção de (27) consistiu no acoplamento de (3) e (26)
em uma mistura de THF e água. Após purificação por CCD em escala
preparativa, o produto foi obtido com 14% de rendimento. O baixo rendimento
pode ser atribuído à formação de subprodutos como consequência do ataque
nucleofílico da amina ao carbono benzílico e produto de formação de apenas
uma ligação amida (amida-amina). Esses subprodutos não foram isolados, pois
podem ter permanecido na fase aquosa após extração com solução de HCl
(etapa de elaboração).
No espectro no infravermelho de (27) (Figura A.27, p. 143) são observadas as
bandas referentes às deformações axiais de O-H e N-H (3670-3134 cm-1) e
C=O de amida (1640 cm-1).
70
No espectro de RMN de 1H de (27) (Figura B.42, p. 188) observam-se, dentre
outros, os sinais correspondentes aos hidrogênios NH (δ 8,49, integral para
2H), H-7 (δ 3,59) e H-8 (δ 4,07).
No espectro de RMN de
13
C de (27) (Figura B.43, p. 189) observam-se os
sinais correspondentes a C=O de amida (δ 165,61), C-7 (δ 44,35) e C-8
(δ 69,97).
4.1.11 Obtenção de N,N’-bis-(4-clorometil-3-nitrobenzoil)-2-butanoiloxi-1,3.............diaminopropano (28)
5
4
3
OH
N3
1
2
25
N3 ác. butírico
O
O
N3
EDC, DMAP
1
29
H2
N3
2
O
O
H2N
NH2
Pd/C
O
(3)
X
O2N
migração
OH
H2N
31
H
N
CH2Cl
O
O
H
N
28
O
NO2
CH2Cl
H
N
O
A síntese de (28) foi inicialmente planejada a partir da hidrogenação catalítica
do intermediário diazido-éster (29). Entretanto, durante a reação ocorreu
migração do éster com consequente formação da monoamida correspondente.
Essa migração pode ser inter ou intramolecular. Como as reações
intramoleculares são favorecidas, devido à proximidade dos grupos, foi
proposto um mecanismo intramolecular para a formação de (31) (Figura 4.9).
Figura 4.9 – Mecanismo intramolecular proposto para a formação de (31).
O
H2N
O
NH2
O
H
H N
H O
O
NH2
HN
O
H
H
N
NH2
O
OH
NH2
31
71
A migração do éster é favorecida em razão do maior caráter nucleofílico da
amina em relação ao álcool e maior caráter eletrofílico da carbonila do éster em
relação à carbonila da amida.
A menor reatividade e menor eletrofilia da amida em relação ao éster pode ser
explicada ao se analisar as estruturas de ressonância para os dois grupos
(Figura 4.10) (COSTA, 2003).
Figura 4.10 – Estruturas de ressonância
para ésteres e amidas.
O
HO
O
HO
O
HO
B
A
O
R2N
O
O
R2N
R2N
A
C
B
C
Cada grupo pode ser representado como o somatório das estruturas canônicas
(A, B e C) multiplicado pelo fator de contribuição de cada uma para o híbrido de
ressonância. A forma canônica C contribui mais para o híbrido de ressonância
das amidas do que dos ésteres pela menor eletronegatividade e melhor
habilidade de aceitar a carga positiva do nitrogênio em relação ao oxigênio.
Dessa forma, a maior contribuição de C, onde a carga positiva não está no
carbono, faz com que a carbonila das amidas sejam menos reativas.
Em razão da migração, essa rota foi redirecionada para a síntese do derivado
(33) (subitem 4.1.12, p. 73). Assim, uma nova rota de síntese foi proposta para
(28), conforme mostrado a seguir.
72
11
9
OH
H
N
O
7
8
H
N
O
O
ác. butírico
1
5
O2N
NO2
CH2Cl
4
3
CH2Cl
7
1
6
2
2
EDC, DMAP
O2N
27
O
O
H
N
10
H
N
8
O
6
3
5
NO2
CH2Cl
4
CH2Cl
28
O diamido-éster (28) foi obtido a partir da reação de (27) com ácido butírico em
presença de EDC e DMAP. O rendimento da reação foi de 72%.
No espectro no infravermelho de (28) (Figura A.28, p. 143) observam-se as
bandas referentes às deformações axiais de N-H (3310 cm-1), C=O de éster
(1731 cm-1) e C=O de amida (1645 cm-1).
No espectro de RMN de 1H de (28) (Figura B.44, p. 190) observam-se, dentre
outros, os sinais referentes aos hidrogênios metilênicos H-9 (δ 2,28) e H-10
(δ 1,57) e aos hidrogênios metílicos H-11 (δ 0,86).
No espectro de RMN de
13
C de (28) (Figura B.45, p. 191) observam-se os
sinais referentes à C=O de éster (δ 173,31), C=O de amida (δ 165,49), C-9
(δ 36,48), C-10 (δ 18,79) e C-11 (δ 13,81).
73
4.1.12 Obtenção de N,N’-dibutanoil-2-[4-(clorometil)-3-nitrobenzoiloxi]-1,3.............diaminopropano (33)
5
4
3
OH
N3
N3
1
ác. butírico
2
25
Cl
O2N
O
H2N
2
Pd/C
29
H
N
31
O
O
O
H
N
O
EDC, DMAP
11
9
8
O
O
NO2
CH2Br
2
1
33
OH
H2
N3
COOH
6
7
1
5
3
2
H
N
N3
EDC, DMAP
4
O
O
H
N
O
OH
32
30
H
N
N
O
O
10
O
A síntese de (33) foi realizada pelo acoplamento do ácido (2) com o derivado
(32). O derivado (32) foi sintetizado em três etapas a partir de (25).
A primeira etapa de síntese do derivado (32) consistiu na reação do ácido
butírico com o diazido (25) em presença de EDC e DMAP, resultando na
formação do diazido-éster (29) com 43% de rendimento.
No espectro no infravermelho de (29) (Figura A.29, p. 144) observam-se as
bandas correspondentes às deformações axiais de azida (2093 cm-1) e C=O de
éster (1738 cm-1). Não se observa banda referente à deformação axial de O-H.
No espectro de RMN de 1H de (29) (Figura B.47, p. 193) são observados os
sinais correspondentes a H-3 (δ 2,36), H-4 (δ 1,68) e H-5 (δ 0,96).
No espectro de RMN de
13
C de (29) (Figura B.48, p. 194) observam-se os
sinais correspondentes a carbonila de éster (δ 172,58), C-3 (δ 35,90), C-4
(δ 18,14) e C-5 (δ 13,47).
A segunda etapa consistiu na hidrogenação catalítica de (29) utilizando-se
Pd/C como catalisador e THF como solvente (85% de rendimento).
74
No espectro no infravermelho de (31) (Figura A.31, p. 145) observam-se as
bandas referentes às deformações axiais de O-H e N-H (3640-3124 cm-1) e
C=O de amida (1640 cm-1). Não se observa banda correspondente à
deformação axial C=O de éster. O intermediário (31) foi utilizado na próxima
etapa de síntese sem purificação prévia.
A etapa seguinte consistiu no acoplamento de (31) com (30). O derivado (30)
foi sintetizado previamente pela ativação do ácido butírico em presença de
EDC e NHS (88% de rendimento).
O acoplamento de (31) com (30) em THF resultou na obtenção da diamida (32)
com 20% de rendimento. O baixo rendimento pode ser atribuído, à perda de
parte do produto durante a etapa de extração. Em razão de sua polaridade,
parte do produto pode ter permanecido na fase aquosa.
No espectro no infravermelho de (32) (Figura A.32, p. 145) observam-se as
bandas referentes às deformações axiais de N-H e O-H (3600-3149 cm-1) e
C=O de amida (1625 cm-1).
A última etapa consistiu no acoplamento do ácido (2) com o derivado (32) em
presença de EDC e DMAP. O produto (33) foi obtido com 62% de rendimento.
Como o reagente de acoplamento utilizado foi o EDC, novamente houve a
substituição do bromo benzílico pelo cloro resultando no produto desejado (33).
No espectro no infravermelho de (33) (Figura A.33, p. 146) são observadas as
bandas correspondentes à deformação axial de N-H (3297 cm-1), C=O de éster
(1726 cm-1) e C=O de amida (1647 cm-1).
No espectro de RMN de 1H de (33) (Figura B.49, p. 195) observam-se os
sinais correspondentes aos hidrogênios aromáticos (δ 8,56 - 7,95), H-7 (δ 5,19),
H-8 (δ 3,67-3,43), H-9 (δ 2,14), H-10 (δ 1,58) e H-11 (δ 0,87).
75
No espectro de RMN de
13
C de (33) (Figura B.50, p. 196) são observados os
sinais referentes a C=O de éster (δ 173,78), C=O de amida (δ 164,19) e CH2Cl
(δ 42,84).
4.1.13 Obtenção do ácido 4-(mercaptometil)benzóico (34)
COOH
COOH
1. tiouréia
2. NaHCO3
3. HCl
CH2Br
1
CH2SH
34
O ácido (34) foi obtido a partir da reação de (1) com tiouréia em água sob
refluxo, seguida da adição de NaHCO3 e posterior acidificação com HCl 1 M,
com 55% de rendimento (Figura 4.11) (BROWN, et al., 1982).
Figura 4.11 – Mecanismo proposto para a formação de (34).
COOH
COO
H2C Br
S
H2N
O
- HBr
S
NH2
COOH
HN
OH
NH2
H2N
COOH
H
NH2
S
34
SH
No espectro de RMN de 1H de (34) (Figura B.52, p. 198) observam-se, dentre
outros, os sinais referentes aos hidrogênios benzílicos CH2SH em δ 3,78 e ao
hidrogênio SH em δ 2,96.
No espectro de RMN de
13
C de (34) (Figura B.53, p.199) observa-se o sinal
referente ao CH2SH em δ 27,44.
76
4.1.14 Obtenção do ácido 4-(mercaptometil)-3-nitrobenzóico (35)
COOH
COOH
1. tiouréia
NO2
CH2Br
2
2. NaHCO3
3. HCl
NO2
CH2SH
35
Para obtenção do derivado nitrado (35) foi realizado o mesmo procedimento de
obtenção do ácido (34). Entretanto, ao final da reação, CCD evidenciou a
formação de vários produtos. Para obtenção de (35) uma nova rota de síntese
foi planejada e será executada futuramente.
4.2 Ensaios biológicos
4.2.1 Avaliação da atividade citotóxica
Para avaliação da citotoxicidade dos compostos sintetizados foram utilizadas
três linhagens de células tumorais humanas: HL60 (leucemia), Jurkat (linfoma)
e MCF-7 (tumor de mama). As substâncias foram testadas, inicialmente, na
concentração de 50 µM. A concentração que inibe 50% do crescimento celular
(CI50) foi determinada para as substâncias ativas na triagem inicial (%
proliferação celular ≤ 50%). Etoposídeo foi utilizado como controle positivo na
concentração de 14 µM.
A toxicidade das substâncias para as células normais também foi avaliada
utilizando-se células mononucleares do sangue periférico (PBMC). Os
resultados obtidos estão ilustrados na Tabela 4.2.
77
O
R1
O
R2
O2N
R3
H
N
OH H
N
O
NO2
CH2Cl
CH2Cl
H
N
O
O2N
O
O
H
N
Cl
O2N
O
NO2
CH2Cl
CH2Cl
28
27
H
N
O
O
33
O
H
N
O
Tabela 4.2 – CI50 (µM) dos compostos 1 a 34 para a inibição do crescimento das
Composto
R1
linhagens de células tumorais e PBMC.
R2
R3
HL60
Jurkat
MCF-7
PBMC
1
OH
H
Br
36,30
>100
23,63
88,8
2
OH
NO2
Br
72,71
68,95
44,09
344,2
4
NH(CH2)2OH
NO2
Cl
9,09
19,36
79,89
959,9
6
NH(CH2)2OH
NO2
Br
14,92
53,28
30,54
53,9
8
NH(CH2)2OH
H
Cl
>100
>100
>100
329,9
10
NH(CH2)2OH
H
Br
ND
>100
>100
ND
11
OH
NO2
H
ND
ND
ND
ND
13
NH(CH2)2OH
NO2
H
ND
ND
ND
ND
14
OH
NO2
Cl
ND
ND
ND
ND
15
Morfolina
NO2
Cl
ND
ND
ND
ND
16
NH(CH2)2CH3
NO2
Cl
ND
ND
ND
ND
17
OH
NO2
OH
>100
>100
ND
>100
18
NH(CH2)2Cl
NO2
Cl
49,23
85
63
1099
19
NH(CH2)2butirato
NO2
Cl
15,96
>100
29,54
ND
20
NH(CH2)2DHA
NO2
Cl
>100
>100
>100
ND
21
NH(CH2)2OH
NO2
Morfolina
ND
ND
ND
ND
22
NH(CH2)2OH
NO2
THIQ
>100
>100
>100
ND
23
NH(CH2)2OH
NO2
N3
>100
>100
>100
ND
24
NH(CH2)2OH
NO2
Triazol
ND
ND
ND
ND
27
-
-
-
19,36
30,20
22,92
ND
28
-
-
-
ND
ND
ND
ND
33
-
-
ND
ND
ND
ND
34
OH
H
SH
>100
>100
>100
ND
etoposídeo
-
-
-
8,42
2,47
>100
>100
_______________________
ND = Não determinado.
De acordo com os resultados apresentados (Tabela 4.2), dentre os compostos
avaliados a amida (4) foi o mais ativo contra as linhagens HL60 (9,09 µM) e
78
Jurkat (19,36 µM). A substituição da hidroxila por cloro (18) foi desfavorável
para a atividade. Entretanto, a esterificação da hidroxila com o ácido butírico
(19) aumentou a atividade contra a linhagem MCF-7, o que indica uma
seletividade para determinados tipos de câncer. O amido-éster (19) foi ativo per
se, mas, provavelmente, a ligação éster será clivada pelas esterases in vivo,
liberando a amida (4) ativa e o ácido butírico, que já é conhecido apresentar
atividade citotóxica e efeito significativo na diferenciação celular.
O amido-éster (20) apresentou baixa atividade citotóxica (CI50 ≥ 100 µM) contra
as linhagens de células avaliadas. O amido-éster (20) pode, então, ser
considerado um “pró-fármaco”, com liberação in vivo da amida (4) ativa. A
presença do DHA na estrutura de (20) pode ser importante para o seu acúmulo
no tumor, em razão do consumo acelerado de ácidos graxos pelas células
tumorais.
A ausência do grupo nitro nas amidas (8) e (10) foi desfavorável para a
citotoxicidade nas três linhagens testadas quando comparadas com as
análogas nitradas (4) e (6), demonstrando, assim, que o grupo nitro é
importante para a atividade.
A maior atividade da amida (6) em relação ao ácido carboxílico correspondente
(2) pode estar relacionada a melhores características físico-químicas. As
amidas derivadas da etanolamina apresentam solubilidade no meio do ensaio
consideravelmente maior do que a dos derivados ácidos.
O derivado dinitrado (27) foi o mais ativo contra a linhagem MCF-7 (CI50 =
22,92 µM). Nesse caso, a presença de duas unidades nitroaromáticas na
mesma molécula pode ter favorecido a atividade por representar um potencial
agente bis-alquilante.
Ao contrário do esperado, o derivado (6) contendo o grupo bromometila
(melhor grupo abandonador) foi menos ativo quando comparado ao análogo
clorado (4), exceto contra a linhagem MCF-7. Resultado oposto foi observado
79
contra PBMC, indicando maior toxicidade do derivado bromado para as células
normais.
A maior toxicidade dos compostos bromados (1) e (6) pode estar associada à
propriedade alquilante intrínseca do grupo bromometila. O grupo clorometila é
menos reativo per se e consequentemente menos tóxico. A menor reatividade
do cloreto benzílico é, provavelmente, consequência da maior força da ligação
C-Cl (81 Kj.mol-1) comparada à ligação C-Br (67 Kj.mol-1). É mais fácil ocorrer a
quebra da ligação C-Br do que C-Cl.
Vale ressaltar que esses compostos podem ser ainda mais ativos quando
avaliados in vivo, já que nos testes in vitro não é possível simular o processo
de biorredução, necessário para a formação de espécies ainda mais reativas,
conforme proposta original desse trabalho.
4.2.2 Avaliação da atividade tripanocida e leishmanicida
Para avaliação in vitro da atividade tripanocida, os compostos foram testados
contra formas amastigotas de Trypanosoma cruzi e para a atividade
leishmanicida
foram
utilizadas
formas
promastigotas
de
Leishmania
amazonensis. Os compostos foram testados, inicialmente, na concentração de
100 µM e CI50 foi determinada para os compostos ativos. Os dados obtidos
estão ilustrados na Tabela 4.3.
80
O
R1
O
R2
O2N
R3
OH H
N
H
N
O
NO2
CH2Cl
CH2Cl
H
N
O
O2N
O
O
H
N
Cl
O
NO2
CH2Cl
CH2Cl
28
27
O2N
H
N
O
O
H
N
O
O
33
Tabela 4.3 – CI50 (µM) dos compostos 1 a 34 para a inibição do crescimento dos
Composto
R1
parasitos L. amazonensis e T. cruzi.
R2
R3
L. amazonensis
T. cruzi
1
OH
H
Br
>100
>1000
2
OH
NO2
Br
>100
>1000
4
NH(CH2)2OH
NO2
Cl
59,5
>1000
6
NH(CH2)2OH
NO2
Br
23,1
>1000
8
NH(CH2)2OH
H
Cl
>100
>1000
10
NH(CH2)2OH
H
Br
89,25
>1000
11
OH
NO2
H
ND
ND
13
NH(CH2)2OH
NO2
H
>100
>1000
14
OH
NO2
Cl
ND
ND
15
Morfolina
NO2
Cl
ND
ND
16
NH(CH2)2CH3
NO2
Cl
ND
ND
17
OH
NO2
OH
>100
>1000
18
NH(CH2)2Cl
NO2
Cl
50,6
>1000
19
NH(CH2)2butirato
NO2
Cl
ND
13,9
20
NH(CH2)2DHA
NO2
Cl
ND
ND
21
NH(CH2)2OH
NO2
Morfolina
>100
1000
22
NH(CH2)2OH
NO2
THIQ
>100
83
23
NH(CH2)2OH
NO2
N3
>100
500
24
NH(CH2)2OH
NO2
Triazol
ND
ND
27
-
-
-
ND
>1000
28
-
-
-
ND
ND
33
-
-
ND
ND
34
OH
H
SH
>100
>1000
AmB
-
-
-
0,9
-
benznidazol
-
-
-
-
3,8
________________________________________
ND = Não determinado.
81
Dos compostos testados apenas os derivados (19) e (22) apresentaram
atividade considerável contra formas amastigotas de T. cruzi. (13,9 e 83 µM
respectivamente).
Com relação à atividade leishmanicida, 4 derivados foram ativos com valores
de CI50 na faixa de 23 a 89 µM. A presença do grupo nitro, bem como de um
bom grupo abandonador na posição benzílica, parece ser importante para a
atividade. Os derivados apresentando o bromo na posição benzílica foram mais
ativos que seus análogos clorados.
As células de mamíferos possuem vários mecanismos de defesa contra
espécies reativas de oxigênio, o que pode explicar a baixa citotoxicidade dos
nitrocompostos (4) e (18) para PBMC (Tabela 4.2) comparada a Leishmania.
Nas células de mamíferos a baixa concentração de espécies reativas de
oxigênio é mantida pela ação da superóxido dismutase, glutationa peroxidase e
glutationa redutase. Os tripanossomatídeos apresentam superóxido dismutase,
que impede o acúmulo do ânion radical superóxido. Entretanto, as enzimas
antioxidantes catalase e glutationa peroxidase estão ausentes no parasito,
resultando em uma limitada capacidade de remover H2O2 e consequentemente,
maior suscetibilidade ao estresse oxidativo.
82
5 PARTE EXPERIMENTAL
5.1 Material e métodos gerais
As faixas de fusão foram determinadas em aparelho MQAPF 301 (Laboratório
de Química Farmacêutica, Faculdade de Farmácia, UFMG) e não foram
corrigidas.
Os espectros no infravermelho foram obtidos em aparelho Spectrum One,
Perkin-Elmer com sistema ATR (Laboratório de Química Farmacêutica,
Faculdade de Farmácia, UFMG). Todas as deformações apresentadas na
descrição dos espectros no infravermelho correspondem a deformações axiais
salvo quando especificado.
Os espectros de RMN de 1H e 13C foram registrados em espectrômetros Bruker
Avance DPX-200 (Laboratório de Ressonância Magnética Nuclear de Alta
Resolução – LAREMAR, Departamento de Química, ICEx, UFMG). Como
referência interna foi utilizado o tetrametilsilano (TMS). Para processar os
espectros utilizou-se o programa TOPSPIN 1.3 - Bruker. A numeração atribuída
aos átomos de hidrogênio e carbono de todas as estruturas químicas presentes
neste trabalho é para facilitar a identificação dos sinais nos espectros; não há
nenhuma correlação com a nomenclatura IUPAC.
A evolução das reações foi acompanhada por cromatografia em camada
delgada de sílica (CCD) com 0,25 mm de espessura de sílica (sílica gel 60G
Merck) utilizando-se como revelador vapor de iodo, solução etanólica de
ninhidrina 0,3% p/v ou solução etanólica de ácido sulfúrico 15% v/v.
As purificações por cromatografia em coluna de sílica (CCS) foram realizadas
com sílica gel 60 (0,063-0,200 mm/70-230 mesh Merck).
83
As purificações por cromatografia em camada delgada em escala preparativa
foram realizadas em placas de vidro com 1,0 mm de espessura de sílica (sílica
gel 60G Merck com indicador de fluorescência 254 nm). Como revelador foi
utilizada lâmpada UV 254 nm.
A avaliação da atividade leishmanicida in vitro foi realizada em colaboração
com a Profa. Dra. Ana Paula Salles M. Fernandes (Faculdade de Farmácia,
UFMG). Foi utilizado ensaio colorimétrico que envolve a conversão de um sal
de tetrazolium, 3-(4,5-dimetiltiazol-2-il)-2,5-difeniltetrazolium (MTT), em um
produto colorido (formazam), cuja quantidade produzida é proporcional ao
número de células viáveis. Formas promastigotas de Leishmania amazonensis
foram semeadas em placas de 96 poços (1 x 107 parasitas por poço). Os
compostos foram adicionados à suspensão de Leishmania amazonensis em
diferentes concentrações. Após 48 horas de incubação adicionou-se 10 µL de
MTT (10 mg/mL) em cada poço e as placas foram incubadas por mais 4 horas.
A reação de conversão do MTT foi parada pela adição de 100 µL de solução
10% dodecil sulfato de sódio / 50% isopropanol. Utilizou-se anfotericina B como
controle positivo. A densidade óptica foi medida a 570 nm usando um leitor de
ELISA
(BioSource,
Inc.,
EUA).
Foram
realizados
três
experimentos
independentes, em duplicata. Os resultados foram processados utilizando-se
MiniTab®.
A avaliação da atividade tripanocida in vitro foi realizada em colaboração com o
Dr. Álvaro José Romanha (Centro de Pesquisas René Rachou, FIOCRUZ). No
ensaio foi utilizada uma cepa de T. cruzi (Tulahuen) transformada para
expressar β-galactosidase, enzima que é capaz de catalisar uma reação
colorimétrica quando o vermelho de clorofenil-β-D-galactopiranosídeo (CPRG)
é utilizado como substrato (BUCKNER et al., 1996). Células de fibroblastos
L929 foram semeadas em placas de 96 poços, 4.000 células por poço, seguido
de incubação “overnight” em estufa a 37 °C para a adesão da célula à
superfície. Após incubação, a infecção foi feita com 10 parasitas/célula durante
2 h. Após esse período, o meio contendo os parasitas extracelulares foi
substituído por meio novo e a placa novamente incubada a 37 °C durante 48 h.
O meio de cultura foi substituído por 160 µL de meio novo, além dos compostos
84
diluídos numa concentração de 20 µg/mL em 40 µL de DMSO 5% em meio, e a
placa incubada a 37 °C por 96 h. Após esse período, foi adicionado o substrato
CPRG aos poços, a placa incubada a 37 °C, e a leitura realizada após 16-20 h
em espectrofotômetro utilizando um filtro de 570 nm. Em paralelo, foram
utilizados os seguintes controles: células não infectadas, células infectadas não
tratadas, benznidazol (1 µg/mL) (controle positivo) e DMSO diluído em meio a
uma concentração final de 1% (controle negativo). Os resultados foram
expressos como a porcentagem de redução da absorbância dos poços
experimentais em comparação com a absorbância dos poços com células
infectadas não tratadas.
A avaliação da atividade citotóxica in vitro foi realizada em colaboração com a
Profa. Dra. Elaine Maria de Souza-Fagundes (Instituto de Ciências Biológicas,
UFMG). Para a linhagem de células Jurkat, foi utilizada concentração de
100.000 células/poço (placas de 96 poços), para a linhagem HL60 utilizou-se a
concentração de 50.000 células/poço e por último, utilizou-se a concentração
de 40.000 células/poço para a linhagem MCF-7. Todas foram incubadas por 24
horas a 37 °C, 5% CO2 para estabilização. Após estabilização, todas as células
foram incubadas com as substâncias por 48 horas em atmosfera de 5% CO2 e
100% de umidade, 37 ºC. Os ensaios foram realizados em triplicata utilizandose como controle positivo o etoposídeo, composto já utilizado na terapia anticâncer. Foi realizado um controle do solvente (DMSO) na mesma concentração
das amostras testes. A proliferação e viabilidade celular foram avaliadas pelo
ensaio de MTT (MONKS et al., 1991). Pouco antes do término do período de
incubação das culturas, foram adicionados a cada poço 20 µL de uma solução
de MTT (2,5 mg/mL). Após a formação dos cristais de formazan (4 horas), o
sobrenadante foi cuidadosamente retirado à vácuo. A cada poço foram
adicionados 200 µL de uma solução de HCl 0,04 M em isopropanol. Após
solubilização dos cristais de formazan formados pela metabolização do MTT
pelas células viáveis, as placas foram lidas em leitor de ELISA a um
comprimento de onda de 595 nm.
85
5.2 Procedimentos
5.2.1 Síntese do ácido 4-(bromometil)benzóico (1)
COOH
1
2
3
4
CH2Br
1
A um balão de fundo redondo contendo ácido p-tolúico (20,0 g; 0,147 mol) e
peróxido de benzoíla (0,712 g; 2,94 mmol) em benzeno (200 mL), sob refluxo,
foi adicionado N-bromosuccinimida (26,17 g; 0,147 mol). A mistura permaneceu
sob agitação magnética e refluxo por 5 horas. Após resfriamento até
temperatura ambiente filtrou-se o precipitado formado. Em seguida adicionouse água (140 mL) ao precipitado coletado e aqueceu-se a mistura em banho de
óleo a 75 °C. Após 1 hora o ácido desejado foi obtido por filtração a quente e
lavado com água em ebulição. O produto foi recristalizado em metanol
obtendo-se 20,1 g (64% de rendimento).
F.M.: C8H7O2Br
M.M.: 215 g/mol
F.F.: 218,1 – 219,6 °C; lit.: 220 – 222 °C (BARANY e ALBERICIO, 1985).
IV ( /cm-1): 3286-2324 (O-H); 1674 (C=O); 1609, 1575, 1508 (C=C).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; acetona-d6; 200 MHz): 8,03 (d; 2H; H-2; J2,3 = 8,4);
7,60 (d; 2H; H-3; J2,3 = 8,4); 4,71 (s; 2H; CH2Br).
RMN de
13
C (δ/ppm; acetona-d6; 50 MHz): 167,05 (C=O); 144,16 (C-4); 131,16
(C-1); 130,82 (C-2); 130,11 (C-3); 33,11 (CH2Br).
86
5.2.2 Síntese do ácido 4-(bromometil)-3-nitrobenzóico (2)
COOH
1
6
5
2
NO2
CH2Br
4
3
2
A um balão de fundo redondo contendo ácido nítrico fumegante (60 mL), a 0
°C, adicionou-se o ácido (1) (8,0 g, 0,037 mol) lentamente. A mistura
permaneceu sob agitação magnética por 1 hora. Em seguida adicionou-se gelo
pilado à solução reagente e filtrou-se o precipitado formado lavando com água
destilada gelada. O produto foi recristalizado em diclorometano/hexano,
obtendo-se (2) como um sólido amarelo claro (4,33 g, 54% de rendimento).
F.M.: C8H6O4NBr
M.M.: 260 g/mol
F.F.: 128,9 – 130,8 °C; lit.: 128 – 130 °C (BARANY e ALBERICIO, 1985).
IV (
/cm-1): 3265-2359 (O-H); 1697 (C=O); 1619, 1567 (C=C); 1532 (ArNO2,
N=O assim.); 1348 (ArNO2, N=O sim.).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; acetona-d6; 200 MHz): 8,59 (d; 1H; H-2; J2,6 = 1,6);
8,30 (dd; 1H; H-6; J2,6 = 1,6; J5,6 = 8,0); 7,91 (d; 1H; H-5; J5,6 = 8,0); 5,00 (s, 2H,
CH2Br).
RMN de
13
C (δ/ppm; acetona-d6; 50 MHz): 165,28 (C=O); 149,05 (C-3); 137,97
(C-4); 135,02 (C-6); 134,00 (C-5); 133,00 (C-1); 126,96 (C-2); 28,94 (CH2Br).
87
5.2.3 Síntese de N-[4-(clorometil)-3-nitrobenzoiloxi]succinimida (3)
O
O
O
N
O
NO2
CH2Cl
3
A um balão de fundo redondo foram adicionados o ácido (2) (0,3 g, 1,15 mmol),
NHS (0,212 g, 1,85 mmol), EDC (0,354 g, 1,85 mmol) e diclorometano (6 mL).
A mistura foi mantida sob agitação magnética por 4 horas. Em seguida
adicionaram-se ao balão 50 mL de diclorometano e a solução foi vertida em
funil de separação. A fase orgânica foi lavada com solução saturada de cloreto
de sódio (3 x 50 mL), secada com sulfato de sódio anidro e o solvente foi
removido em evaporador rotatório. Obteve-se 0,333 g de um sólido amarelado
(92% de rendimento). Quantidades adicionais foram obtidas pelo mesmo
procedimento.
F.M.: C12H9O6N2Cl
M.M.: 312,5 g/mol
IV ( /cm-1): 2996, 2953 (C-H); 1770 (C=O succinimida); 1730 (C=O de éster);
1618 (C=C); 1533 (ArNO2, N=O assim.); 1348 (ArNO2, N=O sim.); 1200 (C-O).
5.2.4 Síntese de 4-(clorometil)-3-nitro-N-(2-hidroxietil)benzamida (4)
H
N
O
8
7
1
2
6
5
3
NO2
CH2Cl
4
4
OH
88
A um balão de fundo redondo contendo (3) (0,330 g, 1,06 mmol) foi adicionado
diclorometano (3 mL). Após solubilização adicionou-se ao balão, gota a gota,
solução de etanolamina (0,129 g, 2,11 mmol) em diclorometano (3 mL). A
evolução da reação foi acompanhada por CCD (eluente: acetato de etila,
revelador: iodo). Após o término da reação (4 horas) adicionaram-se ao balão
50 mL de acetato de etila e a solução foi vertida em funil de separação. A fase
orgânica foi lavada com solução aquosa de HCl 0,1 M (3 x 30 mL), solução
saturada de bicarbonato de sódio (1 x 15 mL) e água destilada (2 x 20 mL).
Secou-se a fase orgânica com sulfato de sódio anidro, filtrou-se e o solvente foi
removido em evaporador rotatório. O produto obtido foi recristalizado em
acetato de etila. Obteve-se 0,110 g de um sólido branco (41% de rendimento).
Quantidades adicionais foram obtidas pelo mesmo procedimento.
F.M.: C10H11O4N2Cl
M.M.: 258,5 g/mol
F.F.: 133,4 – 135,0 °C
IV (
/cm-1): 3473-3154 (N-H e O-H); 2973 (C-H); 1650 (C=O); 1538 (ArNO2,
N=O assim.); 1332 (ArNO2, N=O sim.); 1056,1045 (C-O).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; DMSO-d6; 200 MHz): 8,82 (t; 1H; NH; JNH,7 = 5,6);
8,52 (d; 1H; H-2; J2,6 = 1,6); 8,21 (dd; 1H; H-6; J2,6 = 1,6; J5,6 = 8,0); 7,88 (d; 1H;
H-5; J5,6 = 8,0); 5,08 (s; 2H; CH2Cl); 3,54 (t; 2H; H-8; J7,8 = 5,6); 3,36 (q; 2H; H7; JNH,7 = J7,8 = 5,6).
RMN de
13
C (δ/ppm; DMSO-d6; 50 MHz): 163,78 (C=O); 147,73 (C-3); 135,95
(C-4); 134,44 (C-1); 132,40 (C-6); 132,26 (C-5); 123,85 (C-2); 59,52 (C-8);
42,43; 42,31 (CH2Cl; C-7).
89
5.2.5 Síntese de N-[4-(bromometil)-3-nitrobenzoiloxi]succinimida (5)
O
O
O
N
O
NO2
CH2Br
5
A um balão de fundo redondo foram adicionados o ácido (2) (0,3 g, 1,15 mmol),
NHS (0,212 g, 1,85 mmol), EDC (0,354 g, 1,85 mmol) e diclorometano (6 mL)
sob agitação magnética e banho de gelo. Após 20 minutos adicionaram-se ao
balão 50 mL de diclorometano e a solução foi vertida em funil de separação. A
fase orgânica foi lavada com água destilada (3 x 50 mL), secada com sulfato de
sódio anidro, filtrada e o solvente foi removido em evaporador rotatório.
Obteve-se 0,300 g de um sólido amarelado (73% de rendimento).
F.M.: C12H9O6N2Br
M.M.: 357 g/mol
IV (
/cm-1): 2995, 2945 (C-H); 1761 (C=O succinimida); 1731 (C=O de éster);
1618 (C=C); 1536 (ArNO2, N=O assim.); 1357 (ArNO2, N=O sim.); 1194 (C-O).
5.2.6 Síntese de 4-(bromometil)-3-nitro-N-(2-hidroxietil)benzamida (6)
H
N
O
8
7
1
6
5
2
NO2
CH2Br
4
3
6
OH
90
A um balão de fundo redondo contendo (5) (0,300 g, 0,84 mmol) foi adicionado
diclorometano (3 mL). Após solubilização adicionou-se ao balão, gota a gota e
sob banho de gelo, solução de etanolamina (0,103 g, 1,68 mmol) em
diclorometano (3 mL). A mistura foi mantida sob agitação magnética e banho
de gelo. A evolução da reação foi acompanhada por CCD (eluente: acetato de
etila, revelador: iodo). Após o término da reação (4 horas) adicionaram-se ao
balão 50 mL de acetato de etila e a solução foi vertida em funil de separação. A
fase orgânica foi lavada com solução aquosa de HCl 0,1 M (3 x 30 mL),
solução saturada de bicarbonato de sódio (1 x 15 mL) e água destilada (2 x 20
mL). Secou-se a fase orgânica com sulfato de sódio anidro, filtrou-se e o
solvente foi removido em evaporador rotatório. Obteve-se 0,165 g de um sólido
branco (65% de rendimento). Quantidades adicionais foram obtidas pelo
mesmo procedimento.
F.M.: C10H11O4N2Br
M.M.: 303 g/mol
F.F.: 141,8 – 142,6 °C
IV (
/cm-1): 3498-3144 (N-H e O-H); 2932, 2883 (C-H); 1642 (C=O); 1527
(ArNO2, N=O assim.); 1327 (ArNO2, N=O sim.); 1060 (C-O).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; DMSO-d6; 200 MHz): 8,81 (sl; 1H; NH); 8,51 (d; 1H;
H-2; J2,6 = 1,6); 8,18 (dd; 1H; H-6; J2,6 = 1,6; J5,6 = 8,0); 7,85 (d; 1H; H-5; J5,6 =
8,0); 4,95 (s; 2H; CH2Br); 3,53 (t; 2H; H-8; J7,8 = 5,5); 3,36 (m; 2H; H-7).
RMN de
13
C (δ/ppm; DMSO-d6; 50 MHz): 163,76 (C=O); 147,62 (C-3); 135,92
(C-4); 134,96 (C-1); 132,87 (C-6); 132,38 (C-5); 123,98 (C-2); 59,49 (C-8);
42,41 (C-7); 29,11 (CH2Br).
91
5.2.7 Síntese de N-[4-(clorometil)benzoiloxi]succinimida (7)
O
O
O
N
O
CH2Cl
7
A um balão de fundo redondo foram adicionados o ácido (1) (0,1 g, 0,46 mmol),
NHS (0,086 g, 0,74 mmol), EDC (0,142 g, 0,74 mmol) e diclorometano (5mL). A
mistura foi mantida sob agitação magnética por 24 horas. Em seguida
adicionaram-se ao balão 50 mL de diclorometano e a solução foi vertida em
funil de separação. A fase orgânica foi lavada com solução saturada de cloreto
de sódio (3 x 50 mL), secada com sulfato de sódio anidro e o solvente foi
removido em evaporador rotatório. Obteve-se 0,107 g (86% de rendimento).
Quantidades adicionais foram obtidas pelo mesmo procedimento.
F.M.: C12H10O4NCl
M.M.: 267,5 g/mol
IV (
/cm-1): 2949 (C-H); 1766 (C=O succinimida); 1726 (C=O de éster); 1609
(C=C); 1202 (C-O).
5.2.8 Síntese de 4-(clorometil)-N-(2-hidroxietil)benzamida (8)
H
N
O
6
5
1
2
3
4
CH2Cl
8
OH
92
A um balão de fundo redondo contendo (7) (0,300 g, 1,12 mmol) foi adicionado
diclorometano (3 mL). Após solubilização adicionou-se ao balão, gota a gota,
solução de etanolamina (0,137 g, 2,24 mmol) em diclorometano (3 mL). A
evolução da reação foi acompanhada por CCD (eluente: acetato de etila,
revelador: iodo). Após o término da reação (4 horas) adicionaram-se ao balão
50 mL de acetato de etila e a solução foi vertida em funil de separação. A fase
orgânica foi lavada com solução aquosa de HCl 0,1 M (3 x 30 mL), solução
saturada de bicarbonato de sódio (1 x 15 mL) e água destilada (2 x 20 mL).
Secou-se a fase orgânica com sulfato de sódio anidro, filtrou-se e o solvente foi
removido em evaporador rotatório. O produto obtido foi recristalizado em
acetato de etila. Obteve-se 0,091 g de um sólido branco (38% de rendimento).
F.M.: C10H12O2NCl
M.M.: 213,5 g/mol
F.F.: 115,8 – 117,8 °C
IV (
/cm-1): 3508-3103 (N-H e O-H); 2942, 2884 (C-H); 1635 (C=O); 1613,
1571 (C=C); 1061,1037 (C-O).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; DMSO-d6; 200 MHz): 8,47 (sl; 1H; NH); 7,85 (d; 2H;
H-2; J2,3 = 8,0); 7,51 (d; 2H; H-3; J2,3 = 8,0); 4,80 (s; 2H; CH2Cl); 3,51 (t; 2H; H6; J5,6 = 5,8); 3,31 (m; 2H; H-5).
RMN de
13
C (δ/ppm; DMSO-d6; 50 MHz): 165,94 (C=O); 140,54 (C-4); 134,44
(C-1); 128,69 (C-3); 127,60 (C-2); 59,75 (C-6); 45,50 (CH2Cl); 42,22 (C-5).
93
5.2.9 Síntese de N-[4-(bromometil)benzoiloxi]succinimida (9)
O
O
O
N
O
CH2Br
9
A um balão de fundo redondo foram adicionados o ácido (1) (1,0 g, 4,65 mmol),
NHS (0,855 g, 7,44 mmol), EDC (1,425 g, 7,44 mmol) e diclorometano (10 mL)
sob agitação magnética e banho de gelo. Após 20 minutos adicionaram-se ao
balão 50 mL de diclorometano e a solução foi vertida em funil de separação. A
fase orgânica foi lavada com água destilada (3 x 50 mL), secada com sulfato de
sódio anidro, filtrada e o solvente foi removido em evaporador rotatório.
Obteve-se 1,068 g de um sólido amarelado (74% de rendimento).
F.M.: C12H10O4NBr
M.M.: 312 g/mol
IV (
/cm-1): 2942 (C-H); 1765 (C=O succinimida); 1729 (C=O de éster); 1609
(C=C); 1200 (C-O).
5.2.10 Síntese de 4-(bromometil)-N-(2-hidroxietil)benzamida (10)
H
N
O
6
5
OH
1
2
3
4
CH2Br
10
A um balão de fundo redondo contendo (9) (1,068 g, 3,43 mmol) foi adicionado
diclorometano (5 mL). Após solubilização adicionou-se ao balão, gota a gota e
94
sob banho de gelo, solução de etanolamina (0,420 g, 6,86 mmol) em
diclorometano (5 mL). A mistura foi mantida sob agitação magnética e banho
de gelo. A evolução da reação foi acompanhada por CCD (eluente: acetato de
etila, revelador: iodo). Após o término da reação (4 horas) adicionaram-se ao
balão 50 mL de acetato de etila e a solução foi vertida em funil de separação. A
fase orgânica foi lavada com solução aquosa de HCl 0,1 M (3 x 30 mL),
solução saturada de bicarbonato de sódio (1 x 15 mL) e água destilada (2 x 20
mL). Secou-se a fase orgânica com sulfato de sódio anidro, filtrou-se e o
solvente foi removido em evaporador rotatório. O produto foi recristalizado em
acetato de etila. Obteve-se 0,264 g de um sólido branco (30% de rendimento).
F.M.: C10H12O2NBr
M.M.: 258 g/mol
F.F.: 131,3 – 132,9 °C
IV (
/cm-1): 3468-3007 (N-H e O-H); 2942, 2884 (C-H); 1635 (C=O);
1061,1039 (C-O).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; DMSO-d6; 200 MHz): 8,45 (sl; 1H; NH); 7,83 (d; 2H;
H-2; J2,3 = 8,0); 7,52 (d; 2H; H-3; J2,3 = 8,0); 4,73 (s; 2H; CH2Br); 3,51 (t; 2H; H6; J5,6 = 5,8); 3,34 (m; 2H; H-5).
RMN de
13
C (δ/ppm; DMSO-d6; 50 MHz): 165,84 (C=O); 140,94 (C-4); 134,37
(C-1); 129,11 (C-3); 127,58 (C-2); 59,72 (C-6); 42,19 (C-5); 33,55 (CH2Br).
5.2.11 Síntese do ácido 4-metil-3-nitrobenzóico (11)
COOH
1
2
6
5
4
3
CH3
11
NO2
95
A um balão de fundo redondo contendo ácido nítrico fumegante (12 mL), a 0
°C, adicionou-se o ácido p-tolúico (0,920 g, 6,76 mmol) lentamente. A mistura
permaneceu sob agitação magnética por 1 hora. Em seguida adicionou-se gelo
pilado à solução reagente e filtrou-se o precipitado formado lavando com água
gelada. Obteve-se 1,070 g (87% de rendimento).
F.M.: C8H7O4N
M.M.: 181 g/mol
F.F.: 184,1 – 185,2 °C; lit.: 187 – 188 °C (WEINSTEIN et al., 1962).
IV (
/cm-1): 3260-2329 (O-H); 1685 (C=O); 1621, 1567 (C=C); 1531 (ArNO2,
N=O assim.); 1351 (ArNO2, N=O sim.).
5.2.12 Síntese de N-(4-metil-3-nitrobenzoiloxi)succinimida (12)
O
O
O
N
O
NO2
CH3
12
A um balão de fundo redondo foram adicionados o ácido (11) (0,3 g, 1,66
mmol), NHS (0,305 g, 2,65 mmol), EDC (0,508 g, 2,65 mmol) e diclorometano
(15 mL). A mistura foi mantida sob agitação magnética por 4 horas. Em seguida
adicionaram-se ao balão 50 mL de diclorometano e a solução foi vertida em
funil de separação. A fase orgânica foi lavada com solução saturada de cloreto
de sódio (3 x 50 mL), secada com sulfato de sódio anidro, filtrada e o solvente
foi removido em evaporador rotatório. Obteve-se 0,405 g de um sólido
amarelado (88% de rendimento).
F.M.: C12H10O6N2
96
M.M.: 278 g/mol
IV (
/cm-1): 2947 (C-H); 1774 (C=O succinimida); 1727 (C=O de éster); 1618
(C=C); 1529 (ArNO2, N=O assim.); 1359 (ArNO2, N=O sim.); 1204 (C-O).
5.2.13 Síntese de 4-metil-3-nitro-N-(2-hidroxietil)benzamida (13)
H
N
O
8
7
1
OH
2
6
5
4
3
NO2
CH3
13
A um balão de fundo redondo contendo (12) (0,405 g, 1,46 mmol) foi
adicionado diclorometano (5 mL). Em seguida adicionou-se ao balão, gota a
gota, solução de etanolamina (0,178 g, 2,92 mmol) em diclorometano (5 mL). A
evolução da reação foi acompanhada por CCD (eluente: acetato de etila,
revelador: iodo). Após o término da reação (4 horas) adicionaram-se ao balão
50 mL de acetato de etila e a solução foi vertida em funil de separação. A fase
orgânica foi lavada com solução aquosa de HCl 0,1 M (3 x 30 mL), solução
saturada de bicarbonato de sódio (1 x 15 mL) e água destilada (2 x 20 mL).
Secou-se a fase orgânica com sulfato de sódio anidro, filtrou-se e o solvente foi
removido em evaporador rotatório. O produto obtido foi recristalizado em
acetato de etila. Foi obtido 0,156 g de um sólido branco (47% de rendimento).
F.M.: C10H12O4N2
M.M.: 224 g/mol
F.F.: 148,6 – 149,1 °C
97
IV (
/cm-1): 3534-3154 (N-H e O-H); 2952, 2892 (C-H); 1647 (C=O); 1622,
1562 (C=C); 1530 (ArNO2, N=O assim.); 1357 (ArNO2, N=O sim.); 1060,1048
(C-O).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; DMSO-d6; 200 MHz): 8,71 (sl; 1H; NH); 8,45 (s; 1H;
H-2); 8,08 (d; 1H; H-6; J5,6 = 8,0); 7,58 (d; 1H; H-5; J5,6 = 8,0); 3,52 (t; 2H; H-8;
J7,8 = 5,7); 3,35 (m; 2H; H-7); 2,54 (s; 3H; CH3).
RMN de
13
C (δ/ppm; DMSO-d6; 50 MHz): 164,11 (C=O); 148,69 (C-3); 135,77
(C-4); 133,54 (C-1); 132,96 (C-6); 131,69 (C-5); 123,14 (C-2); 59,58 (C-8);
42,35 (C-7); 19,54 (CH3).
5.2.14 Síntese do ácido 4-(clorometil)-3-nitrobenzóico (14)
COOH
1
6
5
2
NO2
CH2Cl
4
3
14
A um balão de fundo redondo contendo ácido nítrico fumegante (10 mL), a 0
°C, adicionou-se ácido 4-clorometilbenzóico (1,0 g, 4,64 mmol) lentamente. A
mistura permaneceu sob agitação magnética por 1 hora. Em seguida
adicionou-se gelo pilado à solução reagente e filtrou-se o precipitado formado
lavando com água destilada gelada. O produto foi recristalizado em
diclorometano/hexano, obtendo-se (14) como um sólido amarelo claro (0,649 g,
51% de rendimento).
F.M.: C8H6O4NCl
M.M.: 215,5 g/mol
F.F.: 141,2 – 143,3 °C; lit.: 138 – 140 °C (HAMED et al., 1995).
98
IV (
/cm-1): 3362-2324 (O-H); 1696 (C=O); 1622, 1570 (C=C); 1532 (ArNO2,
N=O assim.); 1356 (ArNO2, N=O sim.).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; acetona-d6; 200 MHz): 8,60 (s; 1H; H-2); 8,35 (d; 1H;
H-6; J5,6 = 8,0); 7,96 (d; 1H; H-5; J5,6 = 8,0); 5,13 (s, 2H, CH2Cl).
RMN de
13
C (δ/ppm; acetona-d6; 50 MHz): 165,31 (C=O); 149,17 (C-3); 137,49
(C-4); 135,04 (C-6); 133,27 (C-5); 133,03 (C-1); 126,78 (C-2); 42,94 (CH2Cl).
5.2.15 Síntese de N-[4-(clorometil)-3-nitrobenzoil]morfolina (15)
O
O
N
8
7
1
2
6
5
3
NO2
CH2Cl
4
15
A um balão de fundo redondo contendo (3) (0,116 g, 0,37 mmol) foi adicionado
diclorometano (2 mL). Após solubilização adicionou-se ao balão, gota a gota,
solução de morfolina (0,065 g, 0,75 mmol) em diclorometano (2 mL). A
evolução da reação foi acompanhada por CCD (eluente: acetato de etila,
revelador: iodo). Após o término da reação (4 horas) adicionaram-se ao balão
40 mL de acetato de etila e a solução foi vertida em funil de separação. A fase
orgânica foi lavada com solução aquosa de HCl 0,1 M (3 x 20 mL), solução
saturada de bicarbonato de sódio (1 x 15 mL) e água destilada (2 x 20 mL).
Secou-se a fase orgânica com sulfato de sódio anidro, filtrou-se e o solvente foi
removido em evaporador rotatório. Foi obtido 0,082 g de um sólido branco
(77% de rendimento).
F.M.: C12H13O4N2Cl
M.M.: 284,5 g/mol
99
F.F.: 84,2 – 85,2 °C
IV (
/cm-1): 2966, 2923, 2857 (C-H); 1630 (C=O); 1531 (ArNO2, N=O assim.);
1347 (ArNO2, N=O sim.); 1100 (C-O).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; acetona-d6; 200 MHz): 8,12 (s; 1H; H-2); 7,90-7,80
(m; 2H; H-5 e H-6); 5,09 (s; 2H; CH2Cl); 3,67 (sl; 8H; H-7 e H-8).
RMN de
13
C (δ/ppm; acetona-d6; 50 MHz): 167,42 (C=O); 149,03 (C-3); 138,60
(C-4); 134,11 (C-1); 133,03 (C-5 e C-6); 67,10 (C-8); 42,96 (C-7 e CH2Cl).
5.2.16 Síntese de 4-(clorometil)-3-nitro-N-propilbenzamida (16)
H
N
O
8
7
9
1
6
5
2
NO2
CH2Cl
4
3
16
A um balão de fundo redondo contendo (3) (0,320 g, 1,02 mmol) foi adicionado
diclorometano (3 mL). Após solubilização adicionou-se ao balão, gota a gota,
solução de propilamina (0,121 g, 2,05 mmol) em diclorometano (3 mL). A
evolução da reação foi acompanhada por CCD (eluente: hexano/ acetato de
etila 7:3, revelador: iodo). Após o término da reação (1 hora) adicionaram-se ao
balão 50 mL de acetato de etila e a solução foi vertida em funil de separação. A
fase orgânica foi lavada com solução aquosa de HCl 0,1 M (3 x 30 mL),
solução saturada de bicarbonato de sódio (1 x 15 mL) e água destilada (2 x 20
mL). Secou-se a fase orgânica com sulfato de magnésio, filtrou-se e o solvente
foi removido em evaporador rotatório. Foi obtido 0,249 g (94% de rendimento).
Purificou-se o produto obtido por CCD em escala preparativa (eluente: acetato
de etila). Obteve-se um sólido amarelo claro com 80% de rendimento.
F.M.: C11H13O3N2Cl
100
M.M.: 256,5 g/mol
F.F.: 59,6 – 61,1 °C
IV (
/cm-1): 3291 (N-H); 2964, 2932, 2874 (C-H); 1634 (C=O); 1527 (ArNO2,
N=O assim.); 1344 (ArNO2, N=O sim.).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; acetona-d6; 200 MHz): 8,52 (d; 1H; H-2; J2,6 = 1,8);
8,24 (dd; 1H; H-6; J2,6 = 1,8; J5,6 = 8,0); 8,17 (sl; 1H; NH); 7,88 (d; 1H; H-5; J5,6
= 8,0); 5,10 (s; 2H; CH2Cl); 3,43-3,33 (m; 2H; H-7); 1,63 (sx; 2H; H-8; J7,8 = J8,9
= 7,4); 0,94 (t; 3H; H-9; J8,9 = 7,4).
RMN de
13
C (δ/ppm; acetona-d6; 50 MHz): 164,67 (C=O); 149,05 (C-3); 137,51
(C-4); 135,56 (C-1); 133,00 (C-6); 132,89 (C-5); 124,62 (C-2); 42,98, 42,40 (C-7
e CH2Cl); 23,33 (C-8); 11,69 (C-9).
5.2.17 Síntese do ácido 4-(hidroximetil)-3-nitrobenzóico (17)
COOH
1
6
5
2
NO2
CH2OH
4
3
17
A um balão de fundo redondo contendo (2) (0,5 g, 1,92 mmol) adicionou-se
solução aquosa saturada de carbonato de sódio (12,5 mL). A mistura
permaneceu a 80 °C e sob agitação magnética por 1 hora. Em seguida
resfriou-se a solução até temperatura ambiente e acidificou-se com solução
aquosa de HCl 2 M. O precipitado formado foi filtrado obtendo-se o produto
como um sólido amarelo claro. (0,324 g, 86% de rendimento).
F.M.: C8H7O5N
101
M.M.: 197 g/mol
F.F.: 163,9 – 164,7 °C; lit.: 166 – 168 °C (NICOLÁS et al., 1997).
IV (
/cm-1): 3554-2293 (O-H); 1694 (C=O); 1621 (C=C); 1529 (ArNO2, N=O
assim.); 1344 (ArNO2, N=O sim.); 1031 (C-O).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; acetona-d6; 200 MHz): 8,61 (d; 1H; H-2; J2,6 = 1,6);
8,34 (dd; 1H; H-6; J2,6 = 1,6; J5,6 = 8,0); 8,10 (d; 1H; H-5; J5,6 = 8,0); 5,07 (s; 2H;
CH2OH).
RMN de
13
C (δ/ppm; acetona-d6; 50 MHz): 165,81 (C=O); 147,89 (C-3); 144,15
(C-4); 134,86 (C-6); 131,17 (C-1); 129,60 (C-5); 126,16 (C-2); 61,53 (CH2OH).
5.2.18 Síntese de 4-(clorometil)-3-nitro-N-(2-cloroetil)benzamida (18)
H
N
O
1
Cl
2
6
5
8
7
3
NO2
CH2Cl
4
18
A um balão de fundo redondo contendo (4) (0,050 g, 0,19 mmol), trietilamina
(0,049 g, 0,48 mmol) e diclorometano (2 mL), sob agitação magnética e banho
de gelo, adicionou-se cloreto de mesila (0,055 g, 0,48mmol) lentamente. A
mistura permaneceu sob agitação magnética por 18 horas. Em seguida
adicionaram-se ao balão gelo pilado e solução saturada de bicarbonato de
sódio (2 mL). A mistura foi extraída com acetato de etila (3 x 15 mL). A fase
orgânica reunida foi lavada com solução aquosa de HCl 0,1 M (1 x 30 mL) e
água destilada até pH próximo a neutralidade. Secou-se a fase orgânica com
sulfato de sódio anidro, filtrou-se e o solvente foi removido em evaporador
rotatório. Foi obtido 0,045 g de um sólido branco. (rendimento de 84%).
102
F.M.: C10H10O3N2Cl2
M.M.: 277 g/mol
F.F.: 98,3 – 99,2 °C
IV (
/cm-1): 3303 (NH); 2934 (C-H); 1638 (C=O); 1538 (ArNO2, N=O assim.);
1344 (ArNO2, N=O sim.).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; acetona-d6; 200 MHz): 8,55 (s; 1H; H-2); 8,45 (sl; 1H;
NH); 8,26 (d; 1H; H-6; J5,6 = 8,0); 7,92 (d; 1H; H-5; J5,6 = 8,0); 5,11 (s; 2H;
CH2Cl); 3,78 (sl; 4H; H-7 e H-8).
RMN de
13
C (δ/ppm; acetona-d6; 50 MHz): 165,08 (C=O); 149,06 (C-3); 136,82
(C-4); 135,98 (C-1); 133,12 (C-6); 132,99 (C-5); 124,72 (C-2); 43,48, 42,97,
42,74 (CH2Cl, C-7 e C-8).
5.2.19 Síntese de N-(2-butanoiloxietil)-4-(clorometil)-3-nitrobenzamida (19)
O
H
N
O
10
8
O
7
9
11
1
6
5
2
NO2
CH2Cl
4
3
19
A um balão de fundo redondo contendo (4) (0,100 g, 0,39 mmol) e acetona (4
mL) adicionaram-se solução de ácido butírico (0,058 g, 0,66 mmol) em acetona
(2 mL), EDC (0,126 g, 0,66 mmol) e DMAP (0,005 g, 0,04mmol). A evolução da
reação foi acompanhada por CCD (eluente: acetato de etila). Após o término da
reação (5 horas) adicionaram-se ao balão 40 mL de acetato de etila e a
solução foi vertida em funil de separação. A fase orgânica foi lavada com
solução aquosa de HCl 0,1 M (3 x 30 mL), solução saturada de bicarbonato de
sódio (2 x 20 mL) e água destilada (2 x 20 mL). Secou-se a fase orgânica com
103
sulfato de sódio anidro, filtrou-se e o solvente foi removido em evaporador
rotatório. Foi obtido 0,110 g de um óleo amarelado. (87% de rendimento).
F.M.: C14H17O5N2Cl
M.M.: 328,5 g/mol
IV ( /cm-1): 3318 (N-H); 2965, 2876 (C-H); 1731 (C=O de éster); 1645 (C=O de
amida); 1623 (C=C); 1529 (ArNO2, N=O assim.); 1347 (ArNO2, N=O sim.).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; CDCl3; 200 MHz): 8,42 (d; 1H; H-2; J2,6 = 1,6); 8,06
(dd; 1H; H-6; J2,6 = 1,6; J5,6 = 8,0); 7,77 (d; 1H; H-5; J5,6 = 8,0); 7,19 (sl; 1H;
NH); 4,97 (s; 2H; CH2Cl); 4,31 (t; 2H; H-8; J7,8 = 5,2); 3,77-3,69 (m; 2H; H-7);
2,31 (t; 2H; H-9; J9,10 = 7,4); 1,63 (sx; 2H; H-10; J9,10 = J10,11 = 7,4); 0,91 (t; 3H;
H-11; J10,11 = 7,4).
RMN de
13
C (δ/ppm; CDCl3; 50 MHz): 174,34 (C=O de éster); 164,67 (C=O de
amida); 147,73 (C-3); 135,47 (C-4); 135,31 (C-1); 131,98 (C-5 e C-6); 123,74
(C-2); 62,61 (C-8); 42,29 (CH2Cl); 39,96 (C-7); 35,93 (C-9); 18,27 (C-10); 13,54
(C-11).
5.2.20 Síntese de N-(cis-4,7,10,13,16,19-docosahexenoiloxietil)-4............(clorometil)-3-nitrobenzamida (20)
O
H
N
O
8
7
1
9
13
11
12
19
16
14
15
17
18
22
20
21
28
25
23
24
26
27
29
2
6
5
10
O
3
NO2
CH2Cl
4
20
A um balão de fundo redondo contendo (4) (0,100 g, 0,39 mmol) e acetona (4
mL) adicionaram-se solução de DHA (0,127 g, 0,39 mmol) em acetona (4 mL),
EDC (0,119 g, 0,62 mmol) e DMAP (0,005 g, 0,04 mmol). A evolução da reação
104
foi acompanhada por CCD (eluente: acetato de etila, revelador: iodo). Após o
término da reação (5 horas) adicionaram-se ao balão 30 mL de acetato de etila
e a solução foi vertida em funil de separação. A fase orgânica foi lavada com
solução aquosa de HCl 0,1 M (2 x 15 mL), solução saturada de bicarbonato de
sódio (2 x 10 mL) e água destilada (2 x 10 mL). Secou-se a fase orgânica com
sulfato de sódio anidro, filtrou-se e o solvente foi removido em evaporador
rotatório. Foi obtido 0,164 g de um óleo amarelo (75% de rendimento).
F.M.: C32H41O5N2Cl
M.M.: 568,5 g/mol
IV (
/cm-1): 3313 (N-H); 3012 (C-H alqueno/aromático); 2964, 2932 (C-H);
1734 (C=O de éster); 1648 (C=O de amida); 1532 (ArNO2, N=O assim.); 1348
(ArNO2, N=O sim.).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; acetona-d6; 200 MHz): 8,53 (d; 1H; H-2; J2,6 = 1,6);
8,41 (sl; 1H; NH); 8,27 (dd; 1H; H-6; J2,6 = 1,6; J5,6 = 8,0); 7,89 (d; 1H; H-5; J5,6
= 8,0); 5,36 (m; 12H; H-11, H-12, H-14, H-15, H-17, H-18, H-20, H-21, H-23, H24, H-26 e H-27); 5,10 (s; 2H; CH2Cl); 4,27 (t; 2H; H-8; J7,8 = 5,7); 3,74-3,65 (m;
2H; H-7); 2,87 (sl; 10H; H-13, H-16, H-19, H-22 e H-25); 2,37 (sl; 4H; H-9 e H10); 2,15-2,01 (m; 2H; H-28); 0,95 (t; 3H; H-29; J28,29 = 7,5).
RMN de 13C (δ/ppm; acetona-d6; 50 MHz): 173,17 (C=O de éster); 165,00 (C=O
de amida); 149,00 (C-3); 137,04 (C-4); 135,74 (C-1); 133,00 (C-6); 132,41 (C5); 129,68-127,86 (C-11, C-12, C-14, C-15, C-17, C-18, C-20, C-21, C-23, C24, C-26 e C-27); 124,75 (C-2); 63,22 (C-8); 42,98 (CH2Cl); 39,80 (C-7); 34,45
(C-9); 26,14 (C-13, C-16, C-19, C-22 e C-25); 23,28 (C-10); 21,03 (C-28); 14,52
(C-29).
105
5.2.21 Síntese de 4-(morfolinometil)-3-nitro-N-(2-hidroxietil)benzamida (21)
H
N
O
8
7
OH
1
6
2
5
3
4
N
O
NO2
9
10
11
21
A um balão de fundo redondo contendo morfolina (0,067 g, 0,77 mmol) em
acetona (4 mL), sob agitação magnética, adicionou-se (4) (0,100 g, 0,39 mmol).
A evolução da reação foi acompanhada por CCD (eluente: acetato de
etila/metanol 39:1, revelador: solução de ninidrina). Após o término da reação
(8 horas) adicionaram-se ao balão 10 mL de solução aquosa de HCl 0,1M e a
solução foi vertida em funil de separação. A fase aquosa foi lavada com acetato
de etila (15 mL) e em seguida alcalinizada com solução aquosa de NaOH 1 M
até pH 11. Extraiu-se a fase aquosa com acetato de etila (3 x 15 mL). A fase
orgânica reunida foi lavada com água destilada (2 x 10 mL), secada com
sulfato de sódio anidro, filtrada e o solvente foi removido em evaporador
rotatório. Foi obtido 0,076 g de um sólido amarelado. (64% de rendimento).
F.M.: C14H19O5N3
M.M.: 277 g/mol
F.F.: 109,7 – 111,4 °C
IV (
/cm-1): 3344, 3281 (N-H e O-H); 2958, 2935, 2892, 2819, 2795 (C-H);
1644 (C=O); 1543 (ArNO2, N=O assim.); 1367 (ArNO2, N=O sim.); 1113 (C-O).
106
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; CD3OD; 200 MHz): 8,23 (s; 1H; H-2); 7,98 (d; 1H; H6; J5,6 = 8,0); 7,65 (d; 1H; H-5; J5,6 = 8,0); 3,74 (s; 2H; H-9); 3,68-3,62 (m; 2H;
H-8); 3,57-3,53 (m; 4H; H-11); 3,47-3,42 (m; 2H; H-7); 2,36-2,32 (m; 4H; H-10).
RMN de 13C (δ/ppm; CD3OD; 50 MHz): 167,71 (C=O); 151,33 (C-3); 137,43 (C4); 136,07 (C-1); 132,73 (C-6); 131,87 (C-5); 124,39 (C-2); 67,92 (C-11); 61,43,
60,13 (C-8 e C-9); 54,63 (C-10); 43,70 (C-7).
5.2.22 Síntese de 4-(tetra-hidroisoquinolinilmetil)-3-nitro-N-(2-hidroxietil)
..............benzamida (22)
H
N
O
8
7
OH
1
2
6
5
12
13
14
15
3
4
11
16
10
N
NO2
9
18
17
22
A um balão de fundo redondo contendo tetrahidroisoquinolina (0,044 g, 0,33
mmol) em acetona (2 mL), sob agitação magnética, adicionou-se (6) (0,050 g,
0,16 mmol). A evolução da reação foi acompanhada por CCD (eluente: acetato
de etila/metanol 7:3, revelador: solução de H2SO4). Após o término da reação
(3 horas) secou-se a acetona em evaporador rotatório e adicionaram-se ao
balão 10 mL de água destilada. A solução foi vertida em funil de separação e
extraída com éter etílico (3 x 10 mL). A fase orgânica reunida foi lavada com
solução saturada de cloreto de sódio (10 mL), secada com sulfato de sódio
anidro, filtrada e o solvente foi removido em evaporador rotatório. O produto foi
recristalizado em acetato de etila. Foi obtido 0,033 g de um sólido amarelo.
(56% de rendimento).
F.M.: C19H21O4N3
M.M.: 355 g/mol
107
F.F.: 146,5 – 147,2 °C
IV (
/cm-1): 3483-3124 (N-H e O-H); 2929 (C-H); 1639 (C=O); 1621 (C=C);
1522 (ArNO2, N=O assim.); 1328 (ArNO2, N=O sim.); 1035 (C-O).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; DMSO-d6; 200 MHz): 8,74 (t; 1H; NH; JNH,7 = 5,1);
8,36 (d; 1H; H-2; J2,6 = 1,2); 8,15 (dl; 1H; H-6; J5,6 = 8,0); 7,80 (d; 1H; H-5; J5,6 =
8,0); 7,10-7,00 (m; 4H; H-12, H-13, H-14 e H-15); 4,77 (sl; 1H; OH); 3,94 (s; 2H;
H-9); 3,56-3,52 (m; 4H; H-8 e H-10); 3,36 (sl; 2H; H-7); 2,74-2,71 (m; 2H; H-18);
2,64-2,61 (m; 2H; H-17).
RMN de
13
C (δ/ppm; DMSO-d6; 50 MHz): 164,09 (C=O); 149,19 (C-3); 135,97
(C-4); 134,68, 134,40, 133,87, 131,23 (C-1, C-5, C-6, C-11 e C-16); 128, 43,
126,33, 126,03, 125,5, (C-12, C-13, C-14 e C-15); 123,05 (C-2); 59,56 (C-8);
57,81 (C-10); 55,47 (C-9); 50,16 (C-18); 42,34 (C-7); 28,58 (C-17).
5.2.23 Síntese de 4-(azidometil)-3-nitro-N-(2-hidroxietil)benzamida (23)
H
N
O
8
7
OH
1
2
6
5
NO2
CH2N3
4
3
23
A um balão de fundo redondo contendo (6) (0,050 g, 0,16 mmol) e azida de
sódio (0,021 g, 0,33 mmol) adicionaram-se acetona (3 mL) e água destilada (1
mL). A mistura permaneceu sob agitação magnética e banho de óleo a 50 °C.
A evolução da reação foi acompanhada por CCD (eluente: acetato de etila,
revelador: solução de H2SO4). Ao final da reação (2 horas) adicionaram-se ao
balão 10 mL de água destilada. A solução foi vertida em funil de separação e
extraída com éter etílico (2 x 20 mL). A fase orgânica reunida foi lavada com
água destilada (10 mL), solução saturada de cloreto de sódio (10 mL), secada
com sulfato de sódio anidro, filtrada e o solvente foi removido em evaporador
108
rotatório. Obteve-se 0,032 g de um sólido amarelado (73% de rendimento).
Quantidades adicionais foram obtidas pelo mesmo procedimento.
F.M.: C10H11O4N5
M.M.: 265 g/mol
F.F.: 75,1 – 76,0 °C
IV ( /cm-1): 3518-3149 (N-H e O-H); 2950 (C-H); 2110 (N3); 1630 (C=O); 1532
(ArNO2, N=O assim.); 1357 (ArNO2, N=O sim.); 1059,1047 (C-O).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; acetona-d6; 200 MHz): 8,83 (t; 1H; NH; JNH,7 = 5,2);
8,56 (d; 1H; H-2; J2,6 = 1,6); 8,24 (dd; 1H; H-6; J2,6 = 1,6; J5,6 = 8,0); 7,82 (d; 1H;
H-5; J5,6 = 8,0); 4,92 (s; 2H; CH2N3); 4,77 (t; 1H; OH; JOH,8 = 5,6); 3,53 (q; 2H;
H-8; JOH,8 = J7,8 = 5,6); 3,40-3,31 (m; 2H; H-7).
RMN de
13
C (δ/ppm; acetona-d6; 50 MHz): 163,88 (C=O); 147,60 (C-3); 135,37
(C-4); 133,75 (C-1); 132,48 (C-6); 130,81 (C-5); 123,73 (C-2); 59,52 (C-8);
50,75 (CH2N3); 42,42 (C-7).
5.2.24 Síntese de 4-[4-(2-hidroxietil)-1H-1,2,3-triazol-1-il]metil-3-nitro-N-(2.......... .hidroxietil)benzamida (24)
H
N
O
8
7
OH
1
2
6
5
HO
10
11
12
3
4
13
N
N
N
NO2
9
24
A um balão de fundo redondo contendo 3-butin-1-ol (0,013 g, 0,19 mmol), (23)
(0,050 g, 0,19 mmol) e t-butanol (2 mL) adicionaram-se CuSO4.5H2O (0,009 g,
109
0,04 mmol) e solução de ácido ascórbico (0,020 g, 0,11 mmol) e bicarbonato de
sódio (0,009 g, 0,11 mmol) em 2 mL de água destilada. A mistura reacional
permaneceu sob agitação magnética e a evolução da reação foi acompanhada
por CCD (eluente: acetato de etila). Após o término da reação (24 horas)
removeu-se o solvente em evaporador rotatório. Adicionou-se etanol ao resíduo
obtido no balão e filtrou-se. Secou-se o filtrado em evaporador rotatório
obtendo-se 0,061 g de um óleo amarelado (97% de rendimento).
F.M.: C14H17O5N5
M.M.: 335 g/mol
IV (
/cm-1): 3665-3012 (N-H e O-H); 2935, 2881 (C-H); 1644 (C=O); 1529
(ArNO2, N=O assim.); 1345 (ArNO2, N=O sim.); 1049 (C-O).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; DMSO-d6; 200 MHz): 8,82 (sl; 1H; NH); 8,58 (s; 1H;
H-2); 8,15 (d; 1H; H-6; J5,6 = 7,8); 7,95 (s; 1H; H-10); 7,05 (d; 1H; H-5; J5,6 =
7,8); 5,97 (s; 2H; H-9); 4,75 (sl; 2H; 2 x OH); 3,64-3,34 (m; 6H; H-7, H-8 e H13); 2,79 (sl; 2H; H-12).
RMN de
13
C (δ/ppm; DMSO-d6; 50 MHz): 163,93 (C=O); 147,35 (C-3 e C-11);
135,48 (C-4); 133,96 (C-1); 132,69 (C-6); 130,07 (C-5); 123,79 (C-2 e C-10);
60,34, 59,58 (C-8 e C-13); 49,78 (C-9); 42,47 (C-7); 29,17 (C-12).
5.2.25 Síntese de 1,3-diazido-2-propanol (25)
OH
N3
1
N3
2
25
A um balão de fundo redondo contendo azida de sódio (12,65 g, 0,19 mol),
água destilada (55 mL) e acetonitrila (105 mL) adicionou-se epicloroidrina (5,1
mL, 65 mmol). A mistura reacional permaneceu sob agitação magnética e
110
refluxo por 18 horas. Em seguida reduziu-se o volume do solvente em secador
e a mistura foi vertida em um funil de separação. Extraiu-se com diclorometano
(4 x 25 mL). Secou-se a fase orgânica com sulfato de sódio anidro, filtrou-se e
removeu-se o solvente em evaporador rotatório. Foi obtido 9,13 g de um óleo
amarelado (99% de rendimento).
F.M.: C3H6ON6
M.M.: 142 g/mol
IV ( /cm-1): 3299 (O-H); 2931 (C-H); 2089 (N3).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; CDCl3; 200 MHz): 3,91 (qt; 1H; H-1; J1,2 = 5,4); 3,37
(d; 4H; H-2; J1,2 = 5,4).
RMN de 13C (δ/ppm; CDCl3; 50 MHz): 69,47 (C-1); 53,81 (C-2).
5.2.26 Obtenção de 1,3-diamino-2-propanol (26)
OH
H2N
1
NH2
2
26
A um balão de fundo redondo foram adicionados (25) (0,300 g, 2,12 mmol),
metanol (5 mL) e catalisador Pd/C (0,090 g). O balão foi selado com septo de
borracha e submetido a fluxo de nitrogênio por 10 minutos. Após esse período,
um balão de borracha contendo hidrogênio foi acoplado ao sistema e forçou-se
a passagem desse gás para dentro do balão reacional. Em seguida, um novo
balão de borracha com hidrogênio foi novamente adaptado e a mistura foi
mantida sob atmosfera de hidrogênio e agitação magnética por 24 horas. CCD
(eluente: hexano/acetato de etila 1:2, revelador: solução de H2SO4) evidenciou
o consumo do material de partida. O catalisador foi removido por filtração e o
solvente eliminado em evaporador rotatório. Foi obtido 0,175 g de um óleo
amarelado (92% de rendimento).
111
F.M.: C3H10ON2
M.M.: 90 g/mol
IV (
/cm-1): 3356, 3294 (N-H e O-H); 2923, 2866 (C-H); 1598 (deformação
angular N-H).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; CD3OD; 200 MHz): 3,55-3,47 (m; 1H; H-1); 2,72-2,49
(m; 4H; H-2).
RMN de 13C (δ/ppm; CD3OD; 50 MHz): 74,34 (C-1); 46,08 (C-2).
5.2.27 Síntese de N,N’-bis-4-clorometil-3-nitrobenzoil-1,3-diaminopropan........ ...2-ol (27)
OH
H
N
O
7
8
H
N
O
1
6
2
O2N
3
5
NO2
CH2Cl
4
CH2Cl
27
A um balão de fundo redondo contendo (26) (0,035 g, 0,39 mmol), água
destilada (0,5 mL) e THF (1,5 mL), adicionou-se, gota a gota, solução de (3)
(0,240 g, 0,77 mmol) em THF (3 mL) sob banho de gelo e agitação magnética.
A evolução da reação foi acompanhada por CCD (eluente: hexano/acetato de
etila 1:2, revelador: solução de H2SO4). Após 5 horas removeu-se o THF em
evaporador rotatório e adicionaram-se ao balão 40 mL de acetato de etila. A
mistura foi vertida em funil de separação e lavada com solução aquosa de HCl
0,1 M (2 x 20 mL), solução aquosa saturada de bicarbonato de sódio (10 mL) e
água destilada (2 x 20 mL). Secou-se a fase orgânica com sulfato de sódio
anidro, filtrou-se e eliminou-se o solvente em evaporador rotatório. O produto
foi purificado por CCD em escala preparativa (eluente: acetato de etila). Foi
obtido 0,051 g de um sólido amarelado (14% de rendimento).
112
F.M.: C19H18O7N4Cl2
M.M.: 485 g/mol
F.F.: 82,4 – 83,5 °C
IV (
/cm-1): 3670-3134 (N-H e O-H); 2934 (C-H); 1640 (C=O); 1524 (ArNO2,
N=O assim.); 1345 (ArNO2, N=O sim.).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; acetona-d6; 200 MHz): 8,58 (s; 2H; H-2); 8,49 (sl; 2H;
2 x NH); 8,31 (d; 2H; H-6; J5,6 = 8,0); 7,90 (d; 2H; H-5; J5,6 = 8,0); 5,10 (s; 4H;
CH2Cl); 4,07 (qt; 1H; H-8; J7,8 = 5,4); 3,59 (t; 4H; H-7; J7,8 = 5,4).
RMN de
13
C (δ/ppm; acetona-d6; 50 MHz): 165,61 (C=O); 149,07 (C-3); 136,99
(C-4); 135,82 (C-1); 133,06 (C-6); 132,97 (C-5); 124,91 (C-2); 69,97 (C-8);
44,35 (C-7); 42,97 (CH2Cl).
5.2.28 Síntese de N,N’-bis-(4-clorometil-3-nitrobenzoil)-2-butanoiloxi-1,3......... ..diaminopropano (28)
11
9
O
7
1
2
O2N
O
H
N
8
10
O
H
N
O
6
3
5
NO2
CH2Cl
4
CH2Cl
28
A um balão de fundo redondo contendo (27) (0,040 g, 0,08 mmol) e acetona (3
mL) adicionaram-se solução de ácido butírico (0,012 g, 0,13 mmol) em acetona
(1 mL), EDC (0,025 g, 0,13 mmol) e DMAP (0,001 g, 0,008 mmol). A evolução
da reação foi acompanhada por CCD (eluente: acetato de etila, revelador:
iodo). Ao final da reação (4 horas) removeu-se a acetona em evaporador
113
rotatório e adicionaram-se ao balão 30 mL de acetato de etila. A solução foi
vertida em funil de separação e lavada com solução aquosa de HCl 0,1 M (2 x
15 mL), solução aquosa saturada de bicarbonato de sódio (2 x 15 mL) e água
destilada (2 x 15 mL). Secou-se a fase orgânica com sulfato de sódio anidro,
filtrou-se e removeu-se o solvente em evaporador rotatório. Foi obtido 0,033 g
de um sólido branco (72% de rendimento).
F.M.: C23H24O8N4Cl2
M.M.: 555 g/mol
F.F.: 161,7 – 163,4 °C
IV (
/cm-1): 3310 (N-H); 2965, 2935, 2875 (C-H); 1731 (C=O de éster); 1645
(C=O de amida); 1525 (ArNO2, N=O assim.); 1345 (ArNO2, N=O sim.).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; acetona-d6; 200 MHz): 8,54 (d; 2H; H-2; J2,6 = 1,6);
8,48 (sl; 2H; NH); 8,26 (dd; 2H; H-6; J2,6 = 1,6; J5,6 = 8,0); 7,91 (d; 2H; H-5; J5,6
= 8,0); 5,27-5,21 (m; 1H; H-8); 5,10 (s; 4H; CH2Cl); 3,87-3,62 (m; 4H; H-7); 2,28
(t; 2H; H-9; J9,10 = 7,4); 1,57 (sx; 2H; H-10; J9,10 = J10,11 = 7,4); 0,86 (t; 3H; H-11;
J10,11 = 7,4).
RMN de 13C (δ/ppm; acetona-d6; 50 MHz): 173,31 (C=O de éster); 165,49 (C=O
de amida); 149,05 (C-3); 136,88 (C-4); 135,95 (C-1); 133,12 (C-6); 132,93 (C5); 124,81 (C-2); 71,68 (C-8); 42,96 (CH2Cl); 41,13 (C-7); 36,48 (C-9); 18,79 (C10); 13,81 (C-11).
114
5.2.29 Síntese de 2-butanoiloxi-1,3-diazidopropano (29)
5
4
3
O
O
N3
1
N3
2
29
A um balão de fundo redondo contendo ácido butírico (0,300 g, 3,41 mmol) em
diclorometano (5 mL) adicionaram-se solução de (25) (0,581 g, 4,09 mmol) em
diclorometano (5 mL), EDC (0,784 g, 4,09 mmol) e DMAP (0,042 g, 0,34 mmol)
sob agitação magnética. A evolução da reação foi acompanhada por CCD
(eluente: hexano/acetato 7:3, revelador: iodo). Após o final da reação (4 horas)
adicionaram-se ao balão 40 mL de diclorometano e a solução foi vertida em
funil de separação. A fase orgânica foi lavada com solução aquosa de HCl 0,1
M (4 x 30 mL), solução aquosa saturada de bicarbonato de sódio (2 x 20 mL) e
água destilada (20 mL). Secou-se a fase orgânica com sulfato de sódio anidro,
filtrou-se e removeu-se o solvente em evaporador rotatório. O produto obtido foi
purificado por CCS (eluente: hexano/acetato 95:5). Obteve-se 0,312 g de um
óleo amarelado (43% de rendimento).
F.M.: C7H12O2N6
M.M.: 212 g/mol
IV ( /cm-1): 2968, 2937, 2878 (C-H); 2093 (N3); 1738 (C=O); 1163 (C-O).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; CDCl3; 200 MHz): 5,06 (qt; 1H; H-1; J1,2 = 5,2); 3,47
(d; 4H; H-2; J1,2 = 5,2); 2,36 (t; 2H; H-3; J3,4 = 7,4); 1,68 (sx; 2H; H-4; J3,4 = J4,5
= 7,4); 0,96 (t; 3H; H-5; J4,5 = 7,4).
RMN de
13
C (δ/ppm; CDCl3; 50 MHz): 172,58 (C=O); 70,66 (C-1); 50,92 (C-2);
35,90 (C-3); 18,14 (C-4); 13,47 (C-5).
115
5.2.30 Síntese de N-butanoiloxisuccinimida (30)
O
O
O
N
O
30
A um balão de fundo redondo contendo ácido butírico (0,200 g, 2,27 mmol) em
diclorometano (5 mL) foram adicionados NHS (0,418 g, 3,64 mmol) e EDC
(0,697 g, 3,64 mmol) sob agitação magnética. A evolução da reação foi
acompanhada por CCD (eluente: hexano/acetato 7:3, revelador: iodo). Após o
término da reação (5 horas) adicionaram-se ao balão 40 mL de diclorometano e
a solução foi vertida em funil de separação. A fase orgânica foi lavada com
água destilada (3 x 30 mL), secada com sulfato de sódio anidro, filtrada e o
solvente removido em evaporador rotatório. Foi obtido 0,370 g de um óleo
amarelado (88% de rendimento).
F.M.: C8H11O4N
M.M.: 185 g/mol
IV ( /cm-1): 2970, 2880 (C-H); 1728 (C=O); 1200 (C-O).
5.2.31 Síntese de N-butanoil-1,3-diaminopropan-2-ol (31)
OH
H2N
H
N
O
31
A um balão de fundo redondo foram adicionados (29) (0,219 g, 1,03 mmol),
THF (4 mL) e catalisador Pd/C (0,065 g). O balão foi selado com septo de
borracha e submetido à circulação de nitrogênio por 10 minutos. Após esse
período, um balão de borracha contendo hidrogênio foi acoplado ao sistema e
116
forçou-se a passagem desse gás para dentro do balão reacional. Em seguida,
um novo balão de borracha com hidrogênio foi novamente adaptado e a
mistura foi mantida sob atmosfera de hidrogênio e agitação magnética por 24
horas. CCD (eluente: hexano/acetato de etila 7:3, revelador: solução de H2SO4)
evidenciou o consumo do material de partida. O catalisador foi removido por
filtração e o solvente eliminado em evaporador rotatório. Foi obtido 0,140 g de
um óleo amarelado (85% de rendimento).
F.M.: C7H16O2N2
M.M.: 160 g/mol
IV (
/cm-1): 3640-3124 (N-H e O-H); 2962, 2933, 2873 (C-H); 1640 (C=O);
1547 (deformação angular N-H); 1070 (C-O).
5.2.32 Síntese de N,N’-dibutanoil-1,3-diaminopropan-2-ol (32)
H
N
OH
H
N
O
O
32
A um balão de fundo redondo contendo (31) (0,140 g, 0,88 mmol) em 3 mL de
THF adicionou-se solução de (30) (0,162 g, 0,88 mmol) em THF (3 mL) sob
agitação magnética. A evolução da reação foi acompanhada por CCD (eluente:
acetato/metanol 7:3, revelador: solução de ninhidrina). Após o final da reação
(5 horas) adicionaram-se ao balão 40 mL de acetato de etila e a solução foi
vertida em funil de separação. Extraiu-se com solução aquosa de HCl 0,1 M
(20 mL). A fase aquosa foi neutralizada com solução aquosa de NaOH 1 M e
secada em evaporador rotatório. Em seguida adicionaram-se 20 mL de etanol e
filtrou-se a suspensão resultante. O filtrado foi evaporado em evaporador
rotatório. Ao resíduo obtido foram adicionados 2 mL de água destilada e
extraiu-se em funil de separação com acetato de etila (4 x 10 mL). A fase
orgânica reunida foi secada com sulfato de sódio anidro, filtrada e o solvente
117
removido em evaporador rotatório. Foi obtido 0,040 g de um óleo amarelado
(20% de rendimento).
F.M.: C11H22O3N2
M.M.: 230 g/mol
IV (
/cm-1): 3600-3149 (N-H e O-H); 2961, 2932, 2873 (C-H); 1625 (C=O);
1550 (deformação angular N-H).
5.2.33 Síntese de N,N’-dibutanoil-2-[4-(clorometil)-3-nitrobenzoiloxi]-1,3..............diaminopropano (33)
Cl
4
O2N
6
2
H
N
5
3
1
O
H
N
O
7
O
11
9
8
10
O
33
A um balão de fundo redondo contendo (32) (0,040 g, 0,17 mmol) em THF (2
mL) adicionaram-se (2) (0,045 g, 0,17 mmol), EDC (0,053 g, 0,28 mmol) e
DMAP (0,002 g, 0,02 mmol). A mistura permaneceu sob agitação magnética
por 5 horas. A evolução da reação foi acompanhada por CCD (eluente:
hexano/acetato de etila/ ácido acético 8:1:1, revelador: iodo). Em seguida
adicionaram-se ao balão 30 mL de acetato de etila. A solução foi vertida em
funil de separação e lavada com solução aquosa de HCl 0,1 M (3 x 10 mL),
solução aquosa saturada de bicarbonato de sódio (10 mL) e água destilada (10
mL). Secou-se a fase orgânica com sulfato de sódio anidro, filtrou-se e
removeu-se o solvente em evaporador rotatório. Foi obtido 0,046 g de um óleo
amarelo (62% de rendimento).
F.M.: C19H26O6N3Cl
118
M.M.: 427,5 g/mol
IV (
/cm-1): 3297 (N-H); 2963, 2933, 2874 (C-H); 1726 (C=O de éster); 1647
(C=O de amida); 1534 (ArNO2, N=O assim.); 1349 (ArNO2, N=O sim.).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; acetona-d6; 200 MHz): 8,56 (s; 1H; H-2); 8,33 (d; 1H;
H-6; J5,6 = 8,0); 7,95 (d; 1H; H-5; J5,6 = 8,0); 7,51 (sl; 2H; 2 x NH); 5,19 (sl; 1H;
H-7); 5,12 (s; 2H; CH2Cl); 3,67-3,43 (m; 4H; H-8); 2,14 (t; 4H; H-9; J9,10 = 7,2);
1,58 (sx; 4H; H-10; J9,10 = J10,11 = 7,2); 0,87 (t; 6H; H-11; J10,11 = 7,2).
RMN de 13C (δ/ppm; acetona-d6; 50 MHz): 173,78 (C=O de éster); 164,19 (C=O
de amida); 149,15 (C-3); 137,44 (C-4); 135,05 (C-6); 133,12 (C-5); 132,96 (C1); 126,70 (C-2); 74,55 (C-7); 42,84 (CH2Cl); 39,87 (C-8); 38,59 (C-9); 19,66 (C10); 13,96 (C-11).
5.2.34 Síntese do ácido 4-(mercaptometil)benzóico (34)
COOH
1
2
3
4
CH2SH
34
A um balão de fundo redondo adicionaram-se (1) (0,200 g, 0,93 mmol), tiouréia
(0,071 g, 0,93 mmol) e água destilada (5 mL). A mistura permaneceu sob
agitação magnética e refluxo por 1 hora. Em seguida resfriou-se o balão até
temperatura ambiente e adicionou-se bicarbonato de sódio (0,200 g, 2,38
mmol). A suspensão foi submetida à agitação magnética e refluxo até a
solubilização de todo o precipitado. Após resfriamento acidificou-se a solução
com solução aquosa de HCl 1 M até pH 1 e filtrou-se o precipitado formado
lavando com água destilada. O produto foi purificado por CCD em escala
preparativa (eluente: hexano/acetato de etila/ ácido acético 8:1:1). Foi obtido
119
0,086 g de um sólido branco (55% de rendimento). Quantidades adicionais
foram obtidas pelo mesmo procedimento.
F.M.: C8H8O2S
M.M.: 168 g/mol
F.F.: 168,5 – 170,5 °C; lit.: 176 °C (BARKENBUS et al., 1927).
IV ( /cm-1): 3356-2212 (O-H); 1673 (C=O) 1608, 1575 (C=C).
RMN de 1H (δ/ppm; J/Hz; DMSO-d6; 200 MHz): 7,88 (d; 2H; H-2; J2,3 = 8,0);
7,45 (d; 2H; H-3; J2,3 = 8,0); 3,78 (d; 2H; CH2; JCH2,SH = 7,8); 2,96 (t; 1H; SH;
JCH2,SH = 7,8).
RMN de
13
C (δ/ppm; DMSO-d6; 50 MHz): 167,13 (C=O); 146,80 (C-4); 129,52
(C-2); 129,12 (C-1); 128,36 (C-3); 27,44 (CH2).
120
6 CONCLUSÃO
Neste trabalho foram sintetizadas 34 substâncias, das quais 21 são inéditas,
utilizando materiais de partida de fácil disponibilidade e etapas de síntese
simples e eficientes, de um modo geral.
A atividade das substâncias sintetizadas foi avaliada em linhagens de células
tumorais humanas, formas promastigotas de L. amazonensis e formas
amastigotas de T. cruzi.
Em relação à atividade citotóxica, 7 substâncias (ácidos 1 e 2 e amidas 4, 6,
18, 19 e 27) apresentaram valores de CI50 < 50 µM contra, no mínimo, uma
linhagem de célula tumoral. Dentre as substâncias ativas, a amida (4) foi a
mais ativa contra as linhagens de células de leucemia (HL60) e linfoma
(Jurkat), enquanto a diamida (27) foi a mais ativa contra linhagens de células
de tumor de mama (MCF-7).
As amidas (4), (6) e (18) apresentaram atividade significativa contra formas
promastigotas de L. amazonensis, com valores de CI50 entre 23 e 59 µM. As
amidas (19) e (22) apresentaram notável atividade contra formas amastigotas
de T. cruzi.
A toxicidade das substâncias para as células normais também foi avaliada
utilizando-se células mononucleares do sangue periférico (PBMC) e as
substâncias contendo um átomo de bromo na posição benzílica (ácido 1 e
amida 6) apresentaram considerável citotoxidade. Ao contrário, as substâncias
contendo cloro ou hidroxila na posição benzílica foram muito pouco ativas
contra PBMC, indicando uma baixa toxicidade.
A presença do grupo nitro parece essencial para as atividades, entretanto,
avaliação da atividade de um maior número de moléculas é necessária para
confirmação dessa tendência.
121
As amidas (4), (19) e (27) representam compostos promissores para estudos
adicionais na busca de novos fármacos antitumorais, leishmanicidas e
tripanocidas.
É importante acrescentar, também, que estudos da atividade antitumoral in vivo
com as amidas (4) e (19) estão em andamento, com resultados preliminares
promissores.
122
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130
APÊNDICE A – Espectros na região do infravermelho
Figura A.1 – Espectro no infravermelho de 1.
94,1
90
85
1943
80
2811
2655
2545
1508
75
975
877
COOH
70
%T
1575
1092
1224
1125
1018
1199
1609
65
838
782
1172
60
1422
1311
CH2Br
939
55
1674
857
760
50
1285
45,9
4000,0
3600
3200
2800
2400
2000
1800
cm-1
1600
1400
1200
1000
800
650,0
Figura A.2 – Espectro no infravermelho de 2.
97,0
95
90
85
2839
2555
1567
80
1072
1103
%T 75
1166
COOH
1497
1203
1146
70
1619
NO2
CH2Br
65
1429
1221
877
850
1348
910
768
788
682
1697
60
1279
1316
1297
1532
818
754
54,0
4000,0
3600
3200
2800
2400
2000
1800
cm-1
1600
1400
1200
1000
800
650,0
131
Figura A.3 – Espectro no infravermelho de 3.
96,1
90
3093
3076
2996
2953
85
1447
80
75
1426
1409
1308
1290
1272
1799
70
935
O
65
O
%T
60
O
1618
1254
858
1152
1136
908
887
N
761
844
993
55
O
1770
1027
50
NO2
CH2Cl
45
727
689
1235
1348
1533
808
709
40
1047
1069
1730
35
29,9
4000,0
3600
3200
2800
2400
2000
1800
cm-1
1600
1400
1200
1000
800
650,0
Figura A.4 – Espectro no infravermelho de 4.
100,0
98
96
1712
2973
913
94
1090
1141
92
883
3301
90
1439
1403
1223
929
856
769
817
1306
1207
1260
88
1493
797
86
84
H
N
O
%T
OH
82
1562
1353
80
1056
1332
690
78
NO2
CH2Cl
76
74
1045
1650
72
70
68
67,0
4000,0
1538
3600
3200
2800
2400
2000
1800
cm-1
1600
1400
1200
1000
800
650,0
132
Figura A.5 – Espectro no infravermelho de 5.
100,0
95
90
2995
3096
3048
2945
85
1571
1311
80
1798
1651
1497
1280
75
881
1618
70
1413
1438
1428
O
65
O
%T
O
1125
771
N
60
926
1292
1158
900
995
737
703
676
850
1253
1229
55
O
1761
50
1357
810
NO2
CH2Br
45
750
1045
40
1071
1536
1731
35
1194
30
28,0
4000,0
3600
3200
2800
2400
2000
1800
cm-1
1600
1400
1200
1000
800
650,0
Figura A.6 – Espectro no infravermelho de 6.
100,0
95
90
85
2883
3086 2932
80
1118
1163 1086
1463
75
3269
%T 70
O
65
769
1403
1443
1493
881
851
820 754
869
1205
H
N
920
1279
OH
1224
1559
799
687
1354
60
1342
NO2
CH2Br
55
50
1327
1642
1527
1060
45
42,0
4000,0
3600
3200
2800
2400
2000
1800
cm-1
1600
1400
1200
1000
800
650,0
133
Figura A.7 – Espectro no infravermelho de 7.
100,0
95
3520
2279
2949
90
1442
1576
1529
85
1314
1795
80
75
910
734
1416
70
O
65
O
O
765
1374
868
1259
N
%T 60
55
1156
1116
1609
968
1024
O
50
1234
1047
806
848
679
45
1766
CH2Cl
40
1182
1202
35
1069 998
30
1726
704
24,0
4000,0
3600
3200
2800
2400
2000
1800
cm-1
1600
1400
1200
1000
800
650,0
Figura A.8 – Espectro no infravermelho de 8.
94,6
90
1924
1806
1720
2064
85
80
75
2884
2942
70
1571
1185
1395
65
1613
60
%T
O
55
50
H
N
1413
1456
1484
1158
1108
763
873
853
1331
OH
1503
806
1270
1441
3284
1303
45
1207
1061
40
CH2Cl
35
1037
1635
1544
30
24,0
4000,0
3600
3200
2800
2400
2000
1800
cm-1
1600
1400
1200
1000
800
650,0
134
Figura A.9 – Espectro no infravermelho de 9.
96,0
94
92
2547
90
2942
1795
88
86
1575
84
1093
1129
82
784
1312
1373 1289
1422
1415
80
O
78
76
%T
O
74
O
731
1155
860
1024
878
1609
N
1259
1047
72
808
O
70
759
68
1234
846
66
1765
CH2Br
64
62
1200
60
1070
1729
695
997
58
55,0
4000,0
3600
3200
2800
2400
2000
1800
cm-1
1600
1400
1200
1000
800
650,0
Figura A.10 – Espectro no infravermelho de 10.
95,7
94
92
90
88
2884
2942
86
84
82
O
%T
80
H
N
1102
1185
1158
1394
1455
1412
OH
805
764
729
1227
873
78
1503
1332
1438
76
854
3281
74
1303
CH2Br
72
1061
1205
1039
70
1546
1635
67,5
4000,0
3600
3200
2800
2400
2000
1800
cm-1
1600
1400
1200
1000
800
650,0
135
Figura A.11 – Espectro no infravermelho de 11.
96,3
90
1826
1003
85
2667
2977
80
2828
2547
1385
1377
1567
1030
75
1448
1073
1202
1165
70
778
673
1135
COOH
%T 65
766
816
60
1497
945
912 844
55
1423
NO2
1621
CH3
50
1351
698
45
1310
1294
1266
1531
1685
40
35,4
4000,0
3600
3200
2800
2400
2000
1800
cm-1
1600
1400
1200
1000
800
650,0
Figura A.12 – Espectro no infravermelho de 12.
99,0
95
90
3505 3347
3104
2947
85
80
75
766
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N
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NO2
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136
Figura A.13 – Espectro no infravermelho de 13.
99,0
96
94
3083
92
2892
2952
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1092
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813
1387
1465
86
885
785
1222
1208
84
1428
931
850
82
768
3308
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%T
O
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H
N
1492
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OH
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Figura A.14 – Espectro no infravermelho de 14.
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1963
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cm-1
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650,0
137
Figura A.15 – Espectro no infravermelho de 15.
99,6
95
90
2966
2923
2857
85
1727
80
1560
75
772
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1207
O
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O
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N
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1000
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650,0
Figura A.16 – Espectro no infravermelho de 16.
96,0
94
1831
92
90
3080
88
992
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2932
2964
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1071
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1378
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N
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NO2
CH2Cl
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138
Figura A.17 – Espectro no infravermelho de 17.
97,1
96
94
92
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COOH
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NO2
CH2OH
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Figura A.18 – Espectro no infravermelho de 18.
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1072
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1423
1207
1193
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139
Figura A.19 – Espectro no infravermelho de 19.
99,9
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Figura A.20 – Espectro no infravermelho de 20.
99,9
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Figura A.21 – Espectro no infravermelho de 21.
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Figura A.22 – Espectro no infravermelho de 22.
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Figura A.23 – Espectro no infravermelho de 23.
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Figura A.24 – Espectro no infravermelho de 24.
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Figura A.25 – Espectro no infravermelho de 25.
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Figura A.26 – Espectro no infravermelho de 26.
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Figura A.27 – Espectro no infravermelho de 27.
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Figura A.28 – Espectro no infravermelho de 28.
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O
O
H
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CH2Cl
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Figura A.29 – Espectro no infravermelho de 29.
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N3
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Figura A.30 – Espectro no infravermelho de 30.
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80
1430
75
906
70
836
1813
1160
1124
65
993
878
1366
60
812
55
%T
1782
50
45
40
O
35
30
O
1046
O
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1800
cm-1
1600
1400
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1000
800
650,0
145
Figura A.31 – Espectro no infravermelho de 31.
100,0
95
90
85
3085
80
2873
2933
75
1327
1252
886
2962
1374
1277
1215
%T 70
3301
1457
979
1093
1431
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1070
60
682
OH
55
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H2N
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1547
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Figura A.32 – Espectro no infravermelho de 32.
99,0
95
969
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1711
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2961
1374
75
1086
3296
%T
715
1432
70
1219
1109
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H
N
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OH
O
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H
N
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1625
1550
49,0
4000,0
3600
3200
2800
2400
2000
1800
cm-1
1600
1400
1200
1000
800
650,0
146
Figura A.33 – Espectro no infravermelho de 33.
100,0
95
3078
1778
90
2874
954
3297
85
2933
2963
920
834
80
1440
75
%T
767
806
740
Cl
70
O2N
65
1205
1726
1148
1118
1071
690
716
1291
60
1349
55
H
N
50
O
H
N
O
1647
1253
1534
O
44,0
4000,0
3600
O
3200
2800
2400
2000
1800
cm-1
1600
1400
1200
1000
800
650,0
Figura A.34 – Espectro no infravermelho de 34.
97,0
95
90
1946
1822
85
80
1511
75
2816
727
2663
2551
1203
70
1018
677
%T
1575
65
60
1126
1104
COOH
1248
941
1175
55
858
769
1608
1424
50
45
1314
CH2SH
707
1673
1286
40
38,0
4000,0
3600
3200
2800
2400
2000
1800
cm-1
1600
1400
1200
1000
800
650,0
147
APÊNDICE B – Espectros de Ressonância Magnética Nuclear
7.621
7.579
2.016
4.708
8.050
8.008
2.000
Figura B.1 – Espectro de RMN de 1H de 1 (200 MHz, acetona-d6)
COOH
1
2
3
4
9.0
8.5
8.0
7.5
2.083
CH2Br
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
2.0
ppm
148
33.111
130.818
130.110
33.111
131.160
130.820
130.113
144.162
167.052
Figura B.2 – Espectro de RMN de 13C de 1 (50 MHz, acetona-d6).
COOH
1
2
3
4
CH2Br
210
200
190
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
ppm
149
4.997
7.927
7.887
8.590
8.583
8.329
8.321
8.289
8.281
Figura B.3 – Espectro de RMN de 1H de 2 (200 MHz, acetona-d6).
COOH
1
6
2
NO2
CH2Br
9.0
8.5
8.0
2.189
1.167
3
1.000
4
1.088
5
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
ppm
150
28.936
126.962
135.028
134.000
28.936
137.970
135.025
133.996
133.005
126.959
149.054
165.277
Figura B.4 – Espectro de RMN de 13C de 2 (50 MHz, acetona-d6).
COOH
1
6
5
2
NO2
CH2Br
4
220
210
200
190
3
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
ppm
151
H
N
O
3.567
3.537
3.509
3.398
3.371
3.343
3.314
5.085
8.850
8.823
8.798
8.529
8.521
8.235
8.227
8.195
8.187
7.899
7.859
Figura B.5 – Espectro de RMN de 1H de 4 (200 MHz, DMSO-d6).
8
OH
7
1
2
6
3
9.0
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
2.552
2.388
2.004
1.000
0.980
9.5
1.028
NO2
CH2Cl
4
1.012
5
3.5
3.0
2.5
2.0
1.5
ppm
152
42.426
42.306
42.427
42.306
59.518
OH
7
123.849
8
59.518
135.952
134.441
132.403
132.266
123.851
132.404
132.263
H
N
O
147.735
163.784
Figura B.6 – Espectro de RMN de 13C de 4 (50 MHz, DMSO-d6).
1
2
6
5
220
210
3
NO2
CH2Cl
4
200
190
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
ppm
153
H
N
O
3.560
3.530
3.501
3.391
3.364
3.336
3.308
4.954
8.809
8.510
8.503
8.200
8.192
8.160
8.152
7.880
7.869
7.840
7.829
Figura B.7 – Espectro de RMN de 1H de 6 (200 MHz, DMSO-d6).
8
OH
7
1
6
NO2
CH2Br
10.0
9.5
9.0
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.222
2.379
1.948
1.036
1.005
3
1.021
4
1.000
5
2
3.5
3.0
2.5
2.0
1.5
ppm
154
42.406
29.109
70
60
29.109
42.407
59.495
123.982
59.497
OH
123.986
8
7
135.921
134.958
132.872
132.380
132.875
132.383
H
N
O
147.625
163.756
Figura B.8 – Espectro de RMN de 13C de 6 (50 MHz, DMSO-d6).
1
6
5
2
NO2
CH2Br
4
220
210
3
200
190
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
50
40
30
20
10
ppm
155
H
N
O
3.541
3.511
3.482
3.342
3.313
3.284
4.799
7.529
7.489
7.871
7.831
8.471
Figura B.9 – Espectro de RMN de 1H de 8 (200 MHz, DMSO-d6).
6
5
OH
1
2
3
4
9.0
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
2.166
2.518
2.267
2.126
2.137
1.000
CH2Cl
3.0
2.5
2.0
1.5
ppm
156
59.753
45.499
42.218
45.502
42.217
59.753
128.687
127.596
134.445
128.684
127.592
H
N
O
140.544
165.938
Figura B.10 – Espectro de RMN de 13C de 8 (50 MHz, DMSO-d6).
6
OH
5
1
2
3
4
CH2Cl
210
200
190
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
ppm
157
3.540
3.512
3.483
3.368
3.342
3.313
7.537
7.497
2.011
4.733
7.852
7.812
H
N
O
2.000
8.455
Figura B.11 – Espectro de RMN de 1H de 10 (200 MHz, DMSO-d6).
6
5
OH
1
2
3
4
9.5
9.0
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
2.286
2.388
2.163
0.949
CH2Br
3.0
2.5
2.0
ppm
158
5
33.551
42.188
59.724
59.722
OH
33.551
130
6
42.185
134.370
129.108
127.580
140
129.107
127.580
H
N
O
140.939
165.843
Figura B.12 – Espectro de RMN de 13C de 10 (50 MHz, DMSO-d6).
1
2
3
4
CH2Br
230
220
210
200
190
180
170
160
150
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
ppm
159
2.545
2.654
2.605
3.251
7.604
7.564
0.988
3.549
3.519
3.490
3.376
3.349
3.320
3.292
8.097
8.057
8
OH
7
1
1.000
H
N
O
8.448
8.710
Figura B.13 – Espectro de RMN de 1H de 13 (200 MHz, DMSO-d6).
2
6
5
4
3
NO2
10.0
9.5
9.0
0.980
1.022
CH3
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
2.0
1.5
ppm
160
H
N
O
19.541
42.352
19.541
59.583
42.351
59.584
123.141
8
OH
7
1
123.142
132.960
131.683
135.770
133.536
132.958
131.687
148.686
164.106
Figura B.14 – Espectro de RMN de 13C de 13 (50 MHz, DMSO-d6).
2
6
5
4
3
NO2
CH3
210
200
190
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10 ppm
161
5.133
7.982
7.942
8.604
8.368
8.329
Figura B.15 – Espectro de RMN de 1H de 14 (200 MHz, acetona-d6).
COOH
1
6
NO2
CH2Cl
9.5
9.0
8.5
8.0
2.002
1.037
3
1.000
4
1.080
5
2
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
2.0
1.5
1.0
ppm
162
42.945
126.781
135.044
133.265
42.945
137.488
135.045
133.266
133.026
126.781
149.167
165.315
Figura B.16 – Espectro de RMN de 13C de 14 (50 MHz, acetona-d6).
COOH
1
6
5
2
NO2
CH2Cl
4
230
220
210
200
190
3
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
ppm
163
3.673
5.089
8.123
7.901
7.862
7.846
7.807
Figura B.17 – Espectro de RMN de 1H de 15 (200 MHz, acetona-d6).
O
O
N
1
2
6
3
9.0
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
9.055
1.000
9.5
2.005
NO2
CH2Cl
4
2.077
5
8
7
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
2.0
1.5
ppm
164
42.956
42.956
67.100
124.901
67.098
124.899
133.030
138.603
134.111
133.028
149.037
167.422
Figura B.18 – Espectro de RMN de 13C de 15 (50 MHz, acetona-d6).
O
O
N
1
2
6
5
220
210
200
190
3
NO2
CH2Cl
4
230
8
7
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
ppm
9.5
9.0
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
2.0
1.5
3.132
4
2.084
6
2.058
7
1.997
5
H
N
1.015
O
1.974
1.000
1.723
1.686
1.650
1.614
1.577
1.541
0.980
0.943
0.906
3.434
3.399
3.370
3.364
3.334
5.097
8.523
8.514
8.261
8.252
8.221
8.212
8.171
7.903
7.863
165
Figura B.19 – Espectro de RMN de 1H de 16 (200 MHz, acetona-d6).
8
1
9
2
NO2
CH2Cl
3
1.0
0.5
ppm
166
11.687
23.335
11.687
42.980
42.404
23.334
42.980
42.403
137.512
135.556
133.000
132.890
124.616
149.049
8
124.614
H
N
O
132.997
132.887
164.666
Figura B.20 – Espectro de RMN de 13C de 16 (50 MHz, acetona-d6).
9
7
1
6
5
2
NO2
CH2Cl
4
230
220
210
200
190
3
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
ppm
167
5.075
8.614
8.606
8.363
8.355
8.323
8.315
8.125
8.085
Figura B.21 – Espectro de RMN de 1H de 17 (200 MHz, acetona-d6).
COOH
1
6
2
NO2
CH2OH
9.0
8.5
8.0
2.309
1.210
3
1.000
4
1.123
5
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
2.0
ppm
168
61.527
129.606
126.167
134.863
61.527
134.856
131.167
129.600
126.161
147.892
144.150
165.811
Figura B.22 – Espectro de RMN de 13C de 17 (50 MHz, acetona-d6).
COOH
1
6
5
2
NO2
CH2OH
4
220
210
200
190
3
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
ppm
169
H
N
O
3.785
5.109
Cl
2
6
3
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.082
2.047
1.000
0.803
1.011
8.5
0.985
NO2
CH2Cl
4
9.0
8
7
1
5
7.936
7.896
8.547
8.449
8.282
8.242
Figura B.23 – Espectro de RMN de 1H de 18 (200 MHz, acetona-d6).
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
2.0
1.5
1.0
ppm
170
H
N
O
5
210
200
190
43.483
42.969
42.743
136.816
135.977
133.116
132.990
124.722
3
NO2
CH2Cl
4
220
Cl
2
6
230
8
7
1
149.065
165.083
Figura B.24 – Espectro de RMN de 13C de 18 (50 MHz, acetona-d6).
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
ppm
9.0
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
2.0
1.5
3.348
2.295
2.233
9
2.168
4
O
2.101
6
8
2.000
7
O
0.885
5
H
N
0.938
O
0.990
0.927
0.950
0.913
0.876
2.348
2.311
2.274
1.722
1.685
1.648
1.611
1.574
1.537
3.771
3.744
3.718
3.692
4.336
4.311
4.284
4.968
7.187
8.429
8.421
8.080
8.072
8.040
8.032
7.787
7.747
171
Figura B.25 – Espectro de RMN de 1H de 19 (200 MHz, CDCl3).
10
1
11
2
NO2
CH2Cl
3
1.0
0.5
ppm
172
O
H
N
O
18.270
13.537
42.290
39.960
35.935
62.615
123.744
13.537
135.475
135.310
131.979
18.271
147.735
42.290
39.959
35.938
164.668
62.615
123.740
131.984
174.338
Figura B.26 – Espectro de RMN de 13C de 19 (50 MHz, CDCl3).
10
8
7
O
9
11
1
6
5
2
NO2
CH2Cl
3
4
230
220
210
200
190
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
ppm
9.0
8.5
8.0
7.5
11
7.0
12
16
14
6.5
15
17
6.0
18
19
20
5.5
22
21
5.0
23
24
25
4.5
26
4.0
27
3.5
3.0
2.5
2.0
3.389
1
13
2.453
10
4.595
9
10.576
4
O
2.057
7
1.961
6
8
1.977
5
H
N
12.223
O
1.007
1.000
0.994
1.015
0.983
0.946
0.908
2.375
2.147
2.111
2.075
2.053
2.042
2.007
2.873
3.738
3.710
3.682
3.654
4.301
4.273
4.244
5.098
5.356
8.539
8.531
8.407
8.291
8.283
8.251
8.243
7.912
7.871
173
Figura B.27 – Espectro de RMN de 1H de 20 (200 MHz, acetona-d6).
O
28
29
2
NO2
CH2Cl
3
1.5
1.0
0.5 ppm
174
8
10
O
7
9
1
220
210
200
11
19
16
12
14
140
130
15
17
18
22
20
21
14.519
26.140
23.280
21.033
34.449
42.978
39.798
28
25
23
24
26
70
60
27
29
3
NO2
CH2Cl
4
230
13
2
6
5
63.218
149.003
137.045
135.745
132.999
132.413
129.677
129.097
128.820
128.610
127.865
124.748
O
H
N
O
165.001
173.166
Figura B.28 – Espectro de RMN de 13C de 20 (50 MHz, acetona-d6).
190
180
170
160
150
120
110
100
90
80
50
40
30
20
10
0
ppm
175
8
10
O
7
9
13
11
1
19
16
12
14
160
150
15
17
18
22
20
28
25
21
23
110
100
24
26
29
27
2
6
5
42.980
39.804
34.450
26.140
26.087
26.028
23.282
21.035
14.519
O
H
N
O
63.222
132.988
132.417
129.678
129.101
128.943
128.820
128.612
127.868
124.745
Figura B.29 – Subespectro de DEPT 135 de 20 (50 MHz, acetona-d6).
3
NO2
CH2Cl
4
210
200
190
180
170
140
130
120
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
ppm
176
H
N
O
2.364
2.343
2.323
3.744
3.681
3.653
3.625
3.568
3.548
3.526
3.474
3.447
3.419
7.673
7.633
8.005
7.965
8.227
Figura B.30 – Espectro de RMN de 1H de 21 (200 MHz, CD3OD).
8
OH
7
1
6
2
5
3
4
N
O
NO2
9
10
9.5
9.0
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
4.287
2.186
2.292
4.266
2.215
1.107
1.092
1.000
11
3.0
2.5
2.0
ppm
177
43.698
61.426
60.126
54.631
43.698
67.924
61.428
60.128
54.633
67.922
124.387
137.430
136.072
132.730
131.867
124.394
H
N
O
151.331
132.739
131.875
167.709
Figura B.31 – Espectro de RMN de 13C de 21 (50 MHz, CD3OD).
8
7
OH
1
6
2
5
3
4
9
N
O
NO2
10
11
220
210
200
190
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10 ppm
178
3.559
3.361
4.353
7.319
2.738
2.713
2.638
2.614
3.942
4.767
2.116
H
N
O
7.099
7.081
7.001
7.821
7.781
8.767
8.741
8.716
8.361
8.355
8.166
8.127
Figura B.32 – Espectro de RMN de 1H de 22 (200 MHz, DMSO-d6).
8
7
OH
1
6
2
5
18
9.5
9.0
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
2.132
1.977
1.041
17
4.154
16
0.997
15
N
NO2
9
1.008
14
11
1.010
13
3
4
10
1.000
12
3.0
2.5
2.0
1.5 ppm
179
H
N
O
28.581
42.344
59.562
57.810
55.467
50.162
149.190
135.967
134.678
134.396
133.869
131.233
128.433
126.329
126.035
125.513
123.055
164.089
Figura B.33 – Espectro de RMN de 13C de 22 (50 MHz, DMSO-d6).
8
7
OH
1
6
2
5
12
13
14
15
220
210
3
NO2
180
170
4
11
16
200
10
N
9
18
17
190
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
ppm
9.5
9.0
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
6.309
4
2.081
6
1.993
1.008
7
1.000
5
H
N
1.027
O
1.013
1.000
3.579
3.549
3.520
3.492
3.396
3.358
3.312
4.917
4.805
4.777
4.749
8.852
8.826
8.800
8.560
8.552
8.260
8.252
8.220
8.211
7.838
7.798
180
Figura B.34 – Espectro de RMN de 1H de 23 (200 MHz, DMSO-d6).
8
1
OH
2
NO2
CH2N3
3
3.0
2.5
2.0
ppm
181
50
42.416
50.748
60
42.416
50.745
59.524
59.525
H
N
O
123.726
135.372
133.751
132.485
130.815
123.728
132.483
130.810
147.596
163.879
Figura B.35 – Espectro de RMN de 13C de 23 (50 MHz, DMSO-d6).
8
7
OH
1
2
6
5
NO2
CH2N3
4
220
210
200
3
190
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
40
30
20
10
ppm
182
H
N
O
2.795
3.645
3.527
3.502
3.361
3.337
4.749
5.972
7.074
7.035
8.167
8.129
7.946
8.585
8.819
Figura B.36 – Espectro de RMN de 1H de 24 (200 MHz, DMSO-d6).
8
OH
7
1
2
6
5
9.0
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
2.044
11.035
2.013
2.000
1.054
0.976
1.061
9.5
NO2
9
N
N
N
1.114
11
12
3
4
10
1.113
HO
13
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
2.0
ppm
183
29.174
42.471
49.785
29.173
42.471
49.790
60.344
59.581
123.799
60.340
59.579
135.478
133.956
132.689
130.071
123.794
132.692
130.072
H
N
O
147.349
163.932
Figura B.37 – Espectro de RMN de 13C de 24 (50 MHz, DMSO-d6).
8
7
OH
1
2
6
5
HO
10
11
12
220
210
200
3
4
13
N
N
N
190
NO2
9
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10 ppm
184
2.001
3.384
3.357
3.970
3.942
3.915
3.887
3.861
Figura B.38 – Espectro de RMN de 1H de 25 (200 MHz, CDCl3).
OH
N3
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
0.704
2
4.296
1
1.000
N3
3.0
2.5
2.0
1.5
ppm
185
53.810
53.810
69.469
69.470
Figura B.39 – Espectro de RMN de 13C de 25 (50 MHz, CDCl3).
OH
N3
200
190
1
180
2
N3
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
ppm
186
1.914
2.719
2.697
2.653
2.632
2.591
2.553
2.525
2.488
3.547
3.531
3.510
3.490
3.473
Figura B.40 – Espectro de RMN de 1H de 26 (200 MHz, CD3OD).
OH
NH2
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
0.916
2
4.468
1
1.005
H2N
2.0
1.5
ppm
187
OH
H2N
200
190
1
180
NH2
46.081
46.081
74.343
74.344
Figura B.41 – Espectro de RMN de 13C de 26 (50 MHz, CD3OD).
2
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
ppm
188
OH
H
N
O
7
8
H
N
4.121
4.094
4.066
4.039
4.012
3.610
3.587
3.559
5.101
7.921
7.881
8.578
8.495
8.328
8.288
Figura B.42 – Espectro de RMN de 1H de 27 (200 MHz, acetona-d6).
O
1
6
5
3
NO2
CH2Cl
4
9.0
8.5
8.0
3.811
2.000
2.154
1.980
1.918
CH2Cl
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
4.573
O2N
1.175
2
3.5
3.0
2.5
2.0
ppm
189
OH
H
N
O
7
8
H
N
44.348
42.967
44.349
42.967
69.935
124.907
133.062
132.970
69.972
136.995
135.816
133.060
132.971
124.912
149.071
165.606
Figura B.43 – Espectro de RMN de 13C de 27 (50 MHz, acetona-d6).
O
1
6
2
O2N
3
5
NO2
CH2Cl
4
CH2Cl
230
220
210
200
190
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
ppm
9.5
9.0
8.5
8.0
H
N
5
CH2Cl
4
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
2.0
1.5
3.393
3
7
8
2.290
1
O
2.182
9
4.373
O2N
H
N
1.167
3.959
2
2.000
O
2.028
4.104
2.315
2.278
2.241
1.660
1.623
1.586
1.549
1.512
1.476
0.893
0.857
0.819
3.866
3.837
3.795
3.766
3.753
3.739
3.721
3.690
3.651
3.620
5.268
5.240
5.212
5.104
8.545
8.537
8.485
8.283
8.275
8.243
8.235
7.935
7.895
190
Figura B.44 – Espectro de RMN de 1H de 28 (200 MHz, acetona-d6).
11
10
O
O
6
NO2
CH2Cl
1.0
0.5
0.0 ppm
191
13.815
18.792
42.961
41.131
36.485
71.679
124.808
136.878
135.949
133.124
132.928
149.050
165.493
173.309
Figura B.45 – Espectro de RMN de 13C de 28 (50 MHz, acetona-d6).
11
9
H
N
O
7
1
2
O2N
O
8
10
O
H
N
6
3
5
NO2
CH2Cl
4
CH2Cl
220
210
200
190
O
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
ppm
192
13.815
18.794
42.961
41.135
36.484
71.682
124.808
133.123
132.926
Figura B.46 – Subespectro de DEPT 135 de 28 (50 MHz, acetona-d6).
11
9
H
N
O
7
1
2
O2N
O
8
10
O
H
N
6
3
5
NO2
CH2Cl
4
CH2Cl
210
O
200
190
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
ppm
193
1.000
0.963
0.926
2.396
2.360
2.323
1.774
1.736
1.700
1.662
1.625
1.589
3.487
3.461
5.117
5.091
5.065
5.039
5.014
Figura B.47 – Espectro de RMN de 1H de 29 (200 MHz, CDCl3).
5
4
3
O
O
N3
9.0
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
2.0
3.042
2.226
2.000
2
4.036
1
0.933
N3
1.5
1.0
0.5
0.0
ppm
194
18.144
13.467
35.896
50.918
13.467
18.145
35.896
50.920
70.663
70.663
172.578
Figura B.48 – Espectro de RMN de 13C de 29 (50 MHz, CDCl3).
5
4
3
O
O
N3
230
220
1
210
N3
2
200
190
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
ppm
9.0
8.5
8.0
7
O
7.5
O
H
N
9
8
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
3.5
3.0
2.5
2.0
1.5
6.087
O
3.952
2
3.659
4
3.947
H
N
3
2.832
O2N
1.776
1.129
1.078
1.000
0.903
0.867
0.830
2.172
2.136
2.099
1.668
1.632
1.596
1.559
1.523
1.487
3.675
3.634
3.604
3.565
3.533
3.502
3.462
3.432
5.186
5.118
7.512
7.968
7.928
8.556
8.345
8.306
195
Figura B.49 – Espectro de RMN de 1H de 33 (200 MHz, acetona-d6).
Cl
5
1
6
11
O
10
1.0
ppm
196
13.964
19.663
42.840
39.872
38.592
74.552
137.438
135.053
133.125
132.965
126.704
149.153
164.193
173.778
Figura B.50 – Espectro de RMN de 13C de 33 (50 MHz, acetona-d6).
Cl
4
O2N
5
3
6
2
H
N
1
O
H
N
O
7
O
220
210
200
190
180
11
9
8
10
O
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
ppm
197
13.960
19.661
42.838
39.869
38.590
74.552
126.704
135.054
133.126
Figura B.51 – Subespectro de DEPT 135 de 33 (50 MHz, acetona-d6).
Cl
4
O2N
6
2
H
N
5
3
1
O
H
N
O
7
8
10
O
210
200
11
9
O
190
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
ppm
198
2.999
2.959
2.920
3.803
3.764
7.472
7.431
7.904
7.864
Figura B.52 – Espectro de RMN de 1H de 34 (200 MHz, DMSO-d6).
COOH
1
2
3
4
9.0
8.5
8.0
7.5
7.0
6.5
6.0
5.5
5.0
4.5
4.0
0.912
2.091
1.983
2.000
CH2SH
3.5
3.0
2.5
2.0
ppm
199
27.443
129.520
128.367
27.443
129.516
129.123
128.362
146.802
167.129
Figura B.53 – Espectro de RMN de 13C de 34 (50 MHz, DMSO-d6).
COOH
1
2
3
4
CH2SH
220
210
200
190
180
170
160
150
140
130
120
110
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
ppm