CAMPUS UNIVERSITÁRIO DE GURUPI
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM BIOTECNOLOGIA
CARACTERIZAÇÃO FISICO-QUÍMICA E ATIVIDADE
ANTIOXIDANTE DE PSEUDOFRUTOS DE CAJU E
CAJUÍ NATIVOS DO TOCANTINS.
Gurupi
2013
RENATA COSTA FRANÇA
CARACTERIZAÇÃO FISICO-QUÍMICA E ATIVIDADE
ANTIOXIDANTE DE PSEUDOFRUTOS DE CAJU E
CAJUÍ NATIVOS DO TOCANTINS.
Trabalho
de
Dissertação
apresentado
à
Universidade Federal do Tocantins - UFT junto ao
Programa de Pós-Graduação Strictu Sensu em
Biotecnologia como requisito para a obtenção do
título de Mestre em Biotecnologia.
Orientador: Prof.º Dr. Luiz Gustavo de Lima
Guimarães
Co-orientadora: Prof.ª Dr. Elisângela Elena Nunes
Carvalho
Gurupi
2013
F814c
Dados Internacionais de Catalogação na Publicação (CIP)
Biblioteca da Universidade Federal do Tocantins
Campus Universitário de Palmas
França, Renata Costa
Caracterização físico-química e atividade antioxidante de
pseudofrutos de caju e cajuí nativos do Tocantins. / Renata Costa França.
- Palmas, 2013.
122f.
Dissertação de Mestrado – Universidade Federal do Tocantins,
Programa de Pós-Graduação em Biotecnologia, 2013.
Linha de pesquisa: Biotecnologia Agroalimentar.
Orientador: Prof. Dr. Luiz Gustavo de Lima Guimarães.
1. Atividade biológica. 2. Anacardium occidentale. 3. Anacardium
humile. I. Guimarães, Luiz Gustavo de Lima Guimarães II. Universidade
Federal do Tocantins. III. Título.
CDD 577.2
Bibliotecária: Emanuele Santos
CRB-2 / 1309
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dos direitos do autor (Lei nº 9.610/98) é crime estabelecido pelo artigo 184 do Código
Penal.
RENATA COSTA FRANÇA
CARACTERIZAÇÃO FISICO-QUÍMICA E ATIVIDADE
ANTIOXIDANTE DE PSEUDOFRUTOS DE CAJU E
CAJUÍ NATIVOS DO TOCANTINS.
Trabalho de Dissertação apresentado à Universidade Federal
do Tocantins - UFT junto ao Programa de Pós Graduação
Strictu Sensu em Biotecnologia como requisito
para a
obtenção do título de Mestre em Biotecnologia.
Orientador: Prof.º Dr. Luiz Gustavo de Lima Guimarães
Co-orientadora: Prof.ª Dr. Elisângela Elena Nunes Carvalho
Aprovada em 16 de dezembro 2013.
Banca Examinadora:
____________________________________________
Gessiel Newton Scheidt
_____________________________________________
Ildon Rodrigues do Nascimento
_____________________________________________
Luiz Gustavo de Lima Guimarães
____________________________________________
Tarcisio Castro Alves de Barros Leal
A Deus o companheiro
inseparável das horas, alegres,
tristes, trabalhosas e deliciosas,
das derrotas e vitórias.
DEDICO
À minha família, por todo
incentivo, orações e suporte, aos
meus amigos pela torcida e apoio
e ao meu amor pela paciência.
OFEREÇO
Agradecimentos
A Deus a honra a glória e o louvor para todo o sempre, pois foi Ele quem esteve ao meu lado
em todo o percurso desse trabalho, providenciando os meios e as pessoas para que este fosse
realizado e em nenhum momento me desamparou.
Á minha família que sempre me incentivou a seguir em frente.
Aos meus orientadores que se empenharam na execução deste projeto, tornando-o realidade.
A Universidade Federal do Tocantins por oferecer o curso, estrutura e suporte para realização
do curso.
Aos responsáveis pelos Laboratórios dos Campus de Gurupi e os laboratórios da Engenharia
de Alimentos do Campus de Palmas.
A Universidade Federal de São João Del Rei e aos técnicos responsáveis dos laboratórios do
Departamento de Química.
A Universidade Federal de Lavras e aos alunos do laboratório da professora Maria das Graças
Cardoso.
Aos professores do curso do mestrado que mostraram empenho e dedicação em nos repassar
seus conhecimentos, mesmo sem os subsídios e estruturas necessária.
Aos colegas do curso de mestrado que me ensinaram sobre superar limites e companheirismo.
A técnica Gabriela Eustáquio Lacerda por me substituir nas minhas atividades durante o
período em que estive ausente.
Aos amigos e irmãos que me ajudaram a recolher amostras, me incentivaram, torceram,
brigaram e que vibraram comigo nessa conquista.
RESUMO
Tendo em vista o potencial apresentado pelo estado do Tocantins para a
fruticultura, a importância de preservação do cerrado, além da necessidade de
desenvolvimento de práticas de manejo que gerem renda para a população,
por meio da exploração sustentável dos recursos naturais, este trabalho teve
como objetivo coletar mais informações a cerca dos pseudofrutos do caju
(Anacardium occidentale) e de sua espécie primitiva o cajuí (Anacardium
humile) coletados de plantas nativas do cerrado tocantinense. Foram feitas
algumas comparações de certos parâmetros físico-químicos em pseudofrutos
verdes e maturados destas espécies, além da avaliação do potencial
antioxidante, frente a diversos ensaios in vitro dos frutos maturados. Observouse que os pseudofrutos deste estudo apresentaram-se ácidos e com potencial
hidrogeniônico maiores no estágio verde da maioria das amostras, com sólidos
solúveis superiores a 20 ºBrix. As amostras pertencentes à região de Gurupi
apresentaram teores de vitamina C superiores a 200 mg/100 g de pseudofruto.
Constatou-se o decréscimo do teor de clorofila nos pseudofrutos maduros em
relação aos verdes das duas espécies. Os pseudofrutos de caju e cajuí
apresentaram baixa concentração de compostos fenólicos totais e flavonoides,
quando comparados a pseudofrutos de caju colhidos em outras regiões do
Brasil. Entretanto, apresentaram concentrações superiores a determinados
frutos como a manga, a qual também pertence a família anacardiacea.
Algumas amostras se destacaram quanto a capacidade antioxidante perante os
métodos FRAP e ABTS. Pelo método ABTS observou-se que as amostras do
Cerrado Tocantinense se assemelharam a capacidade antioxidante de outros
frutos usualmente consumidos, como acerola e abacaxi. As amostras de cajuí
se mostraram superiores quanto a capacidade antioxidante frente a frutos
como maracujá, goiaba, açaí, uva e morango. Diante dos resultados obtidos
conclui-se que os penducúlos de caju e cajuí coletados de plantas nativas do
estado do Tocantins possuem características físico-químicas particulares que
podem ser melhoradas para sua exploração comercial. Havendo a necessidade
de incentivos para cultivo dessas espécies frutíferas como também subsídios
para a preservação das mesmas.
PALAVRAS-CHAVE: Anacardium occidentale, Anacardium humile, frutos do
cerrado.
ABSTRACT
Considering the potential presented by the state of Tocantins for horticulture,
the importance of preservation of the Cerrado, as well as the need to develop
management practices that generate income for the population through the
sustainable exploitation of natural resources, this work was aimed at collecting
more information on the accessory fruits of cashew (Anacardium occidentale)
and its primitive species, the Cajuí (Anacardium humile), collected from native
plants of Tocantins' Cerrado. A few comparisons of certain physicochemical
parameters in green and matured accessory fruits of these species were made,
besides the assessment of the antioxidant potential, against several in vitro
assays of matured fruits. It was observed that the accessory fruits of this study
were acids and with greater hydrogen potential in the green stage of most of the
samples, with soluble solids above 20 °Brix. Samples belonging to the region of
Gurupi showed levels of vitamin C above 200 mg/100 g of accessory fruits. It
was noticed that there was a decrease in chlorophyll content in mature
accessory fruits in relation to the green ones of the two species. The cashew
and cashew Cajuí showed low concentration of total phenolics and flavonoids
compared to cashew accessory fruits harvested in other regions of Brazil.
However, they showed higher concentrations than certain fruits like mangoes,
which also belongs to anacardiacea family. Some samples stood out as for the
antioxidant capacity before FRAP and ABTS methods. By ABTS assay, it was
observed that the samples of Tocantins' Cerrado resembled the antioxidant
capacity of other fruits usually consumed, such as acerola and pineapple. Cajuí
samples showed higher antioxidant capacity as compared to fruits such as
passion fruit, guava, acai, grape and strawberry. Based on these results, the
conclusion is that cashew and “cajuí” peduncles collected from native plants in
the state of Tocantins have specific physicochemical characteristics that can be
improved for commercial exploitation, with the need for incentives for cultivation
of these fruit species as well as grants for the preservation of the same.
KEYWORDS: Anacardium occidentale, Anacardium humile, fruits of the
Cerrado.
ÍNDICE
CAPÍTULO 1: INTRODUÇÃO GERAL ...................................................................................... 15
1 INTRODUÇÃO GERAL ........................................................................................................... 16
2 REFERENCIAL TEÓRICO ...................................................................................................... 18
2.1 Cerrado ................................................................................................................................. 18
2.2 O cerrado tocantinense ...................................................................................................... 19
2.3 O caju.................................................................................................................................... 21
2.4 O cajuí................................................................................................................................... 27
2.5 Compostos bioativos e antioxidantes .............................................................................. 29
2.6 Os métodos de determinação da atividade antioxidante ................................................ 36
3 REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA ............................................................................................ 37
CAPÍTULO 2: CARACTERIZAÇÃO FÍSICO QUÍMICA DE PSEUDOFRUTOS DE CAJU E CAJUÍ DO
CERRADO TOCANTINENSE ......................................................................................................... 43
1 INTRODUÇÃO ......................................................................................................................... 46
2 METODOLOGIA ...................................................................................................................... 48
2.1 Localização e sistema de identificação das amostras .................................................... 48
2.2 Coleta das amostras ........................................................................................................... 48
2.3 Caracterização física ........................................................................................................... 49
2.4 Teste de determinação da firmeza da fruta ...................................................................... 49
2.5 Acidez titulável em ácido orgânico ................................................................................... 50
2.6 Determinação de pH ............................................................................................................ 50
2.7 Sólidos solúveis .................................................................................................................. 51
2.8 Colorimetria ......................................................................................................................... 51
2.9 Determinação do teor de vitamina C ................................................................................. 52
2.10 Determinação de clorofila ................................................................................................ 52
2.11 Análise estatística ............................................................................................................. 53
3 RESULTADOS E DISCUSSÕES............................................................................................. 54
3.1 Coleta das amostras ........................................................................................................... 54
3.2 Caracterização física ........................................................................................................... 54
3.3 Teste de determinação da dureza da fruta ....................................................................... 55
3.4 Acidez Titulável, pH e Sólidos Solúveis ........................................................................... 57
3.5 Colorimetria ......................................................................................................................... 63
3.6 Vitamina C ............................................................................................................................ 67
3.7 Determinação de clorofila .................................................................................................. 70
4 CONCLUSÃO .......................................................................................................................... 78
5 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS........................................................................................ 79
CAPÍTULO 3: DETERMINAÇÃO DA ATIVIDADE ANTIOXIDANTE E QUANTIFICAÇÃO DOS
TEORES DE COMPOSTOS FENÓLICOS E FLAVONÓIDES EM PEDÚNCULOS DE CAJU E CAJUÍ DO
CERRADO TOCANTINENSE. ........................................................................................................ 83
1 INTRODUÇÃO ......................................................................................................................... 86
2 MATERIAL E MÉTODOS ........................................................................................................ 88
2.1 Material ................................................................................................................................. 88
265 m .......................................................................................................................................... 88
2.2 Reagentes ............................................................................................................................ 88
2.3 Extração ............................................................................................................................... 89
2.4 Determinação do teor de flavonóides totais .................................................................... 89
2.5 Determinação do teor de fenólicos totais......................................................................... 89
2.6 Determinação da atividade antioxidante total pelo método de redução do ferro (FRAP)
..................................................................................................................................................... 90
•+
2.7 Determinação da atividade antioxidante total pela captura do Radical Livre ABTS . 90
2.8 Determinação da atividade antioxidante total pela captura do Radical Livre DPPH• .. 91
2.9 Análise estatística ............................................................................................................... 91
3 RESULTADOS E DISCUSSÕES............................................................................................. 92
3.1 Flavonóides totais ............................................................................................................... 92
3.2 Fenólicos totais ................................................................................................................... 94
3.3 Determinação da atividade antioxidante pelo método de redução do ferro (FRAP).... 96
•+
3.4 Determinação da atividade antioxidante pela captura do Radical Livre ABTS .......... 98
3.5 Determinação da atividade antioxidante pelo método de captura do Radical Livre
DPPH• ....................................................................................................................................... 100
4 CONCLUSÃO ........................................................................................................................ 102
5 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS...................................................................................... 103
CONSIDERAÇÕES FINAIS ...................................................................................................... 106
ANEXOS ................................................................................................................................... 107
ANEXO A – Curvas Padrão para compostos fenólicos e flavonóides ............................. 107
ANEXO B – Curvas Padrão para os métodos FRAP, ABTS e DPPH ................................. 108
ANEXO C – QUADROS DE ANÁLISE ESTATÍSTICA ........................................................... 110
LISTA DE FIGURAS
Figura 1.1: Cajueiro e seus pseudofrutos. ................................................................................. 21
Figura 1.2: Comparação das quantidades importadas e exportadas de castanha de caju no 1º
semestre de 2011 e 1º semestre de 2012 e evolução das quantidades importadas e exportadas
de castanha de caju, no período de 2005 a 2011 (em milhares de toneladas). ......................... 25
Figura 1.3: Percentagem de aproveitamento da polpa de suco produzido em relação a parte
comestível de alguns frutos tropicais.. ........................................................................................ 26
Figura 1.4: Espécie arbórea do cajuí (Anacardium humile) e seu pseudofruto. ........................ 27
Figura 1.5: O estresse oxidativo na DPOC gera danos diretos aos componentes pulmonares e
participa como desencadeador e amplificador dos outros mecanismo etiopatogênicos. . ......... 29
Figura 1.6: Fontes e respostas celulares aos Radicais Livres (RL): espécies Reativas de
Oxigênio (ERO), de Nitrogênio (ERN), derivados do Enxofre (ERS), do Cloro (ERCl), do
carbono (ERC) e metais de transição livres. .............................................................................. 30
Figura 2.1: Esquema de medida das amostras ......................................................................... 49
Figura 2.2: O valor de L* representado no centro axial. O a* aparece no plano horizontal. ..... 51
Figura 2.3: (a) e (b) amostras de cajuí e caju verdes; (c) e (d) amostras correspondentes aos
frutos maturados cajuí e caju, respectivamente, provenientes de Palmas. ................................ 55
Figura 2.4: Resultado do teste de dureza do pseudofruto de caju, em estágios verde pequeno,
verde médio e maduro. I = estágio 1 de maturação, II = estágio 2 de maturação.. ................... 56
Figura 2.5: Potencial hidrogênionico de amostras verdes e maduras de caju provenientes de
Palmas e Gurupi.. ........................................................................................................................ 57
Figura 2.6: Potencial hidrogênionico de amostras de cajuí verdes e amostras maduras
correspondentes. ......................................................................................................................... 58
Figura 2.7: Acidez titulável de amostras de caju e cajuí verdes e amostras maduras
correspondentes provenientes de Palmas.. ................................................................................ 59
Figura 2.8: Acidez titulável de amostras de caju e cajuí verdes e amostras maduras
correspondentes provenientes de Gurupi.. ................................................................................. 60
Figura 2.9: Sólidos solúveis (º Brix) para amostras de caju e cajuí nos estágios verde e
maduro.. ...................................................................................................................................... 62
Figura 2.10: (A) Amostra de cajuí proveniente de Palmas CIMP2, (B) Amostra de caju
proveniente de Palmas CJMP2, (C) Amostra de caju proveniente de Gurupi CJMG2, (C)
Amostra de caju proveniente de Gurupi (CJVG4)....................................................................... 65
Figura 2.11: Amostra CJVG5 de caju proveniente de Gurupi. ................................................... 67
Figura 2.12: Teor de vitamina C para amostras verdes e maduras de cajuí provenientes de
Palmas e Gurupi, nos estágios verde e maduro.. ....................................................................... 68
Figura 2.13: Teor de vitamina C para amostras verdes e maduras de cajuí provenientes de
Palmas e Gurupi.. ........................................................................................................................ 69
-1
Figura 2.14:Teor de clorofila a, b e total (µg.mL ) de amostras de cajus verdes provenientes de
Palmas e Gurupi. ......................................................................................................................... 74
Figura 2.15:Teor de clorofila a, b e total (µg.mL-1) de amostras de cajus maduros provenientes
de Palmas e Gurupi. .................................................................................................................... 75
Figura 2.16: Teor de clorofila a, b e total (µg.mL-1) de pseudofrutos de cajuís provenientes de
Palmas e Gurupi. ......................................................................................................................... 76
Figura 2.17: Teor de clorofila a,b e total (µg.mL-1) para pseudofrutos de cajuí maturados. ..... 76
Figura 3.1: Teores de Flavonóides totais dos pseudofrutos de caju (A) e cajuí (B) expressos
em mg de quercetina/100 g de peso fresco.. .............................................................................. 92
Figura 3.2: Teores de compostos fenólicos totais para amostras de caju (A) e cajuí (B)
expressos em mg de ácido gálico equivalente / 100 g de peso fresco.. .................................... 95
Figura 3.3: Valores médios da atividade antioxidante, determinada pelo ensaio FRAP para
amostras maturadas de caju (A) e cajuí (B) provenientes de Palmas e Gurupi expressos em
(µM de sulfato ferroso/g de fruta).. .............................................................................................. 97
Figura 3.4: Média dos resultados para o método ABTS para amostras de caju e cajuí
provenientes de Palmas e Gurupi expressos em µM de trolox/g de fruta.. ................................ 98
Figura 3.5: Atividade antioxidante para amostras de caju e cajuí pelo método de captura do
radical livre DPPH (g fruta/ g DPPH).. ...................................................................................... 100
LISTA DE TABELAS
Tabela 1.1: Compostos fenólicos e atividade antioxidante de alguns frutos. ............................ 35
Tabela 2.1: Identificação e coordenadas de localização das amostras. .................................... 54
Tabela 2.2: Valores médios das coordenadas valor L*, a* e b*, cromaticidade (C*) e ângulo
Hue (°h) de pedúnculos de cajuí em dois estádios de maturação, coletados nos municípios de
Gurupi e Palmas/ Tocantins. ....................................................................................................... 64
Tabela 2.3: Valores médios das coordenadas valor L*, a* e b*, cromaticidade (C*) e ângulo
Hue (°h) de pedúnculos de caju em dois estádios de maturação, coletados nos municípios de
Gurupi e Palmas/ Tocantins. ....................................................................................................... 66
-1
Tabela 2.4: Teor de clorofila a, b e total (µg.mL ) para amostras verdes e maduras de caju
provenientes de Palmas. ............................................................................................................. 71
-1
Tabela 2.5: Teor de clorofila a, b e total (µg.mL ) para amostras verdes e maduras de cajuí
provenientes de Palmas. ............................................................................................................. 72
-1
Tabela 2.6: Teor de clorofila a, b e total (µg.mL ) para amostras verdes e maduras de caju
provenientes de Gurupi. .............................................................................................................. 73
-1
Tabela 2.7: Teor de clorofila a, b e total (µg.mL ) para amostras verdes e maduras de cajuí
provenientes de Gurupi. .............................................................................................................. 73
Tabela 3.1: Coordenadas dos locais de colheita dos pseudofrutos de caju e cajuí. ................. 88
15
CAPÍTULO 1: INTRODUÇÃO GERAL
16
1 INTRODUÇÃO GERAL
O cerrado é o segundo maior ecossistema brasileiro e destaca-se pela
sua grande biodiversidade, além de ser uma importante fronteira agrícola do
mundo. No entanto, o processo de desenvolvimento agrícola tem prejudicado a
sustentabilidade desse ecossistema e contribuído para extinção de muitas
espécies animais e vegetais, incluindo as fruteiras nativas, base de
sustentação da vida silvestre e fonte de alimentos para as populações locais
(SILVA et al., 2013)
Neste contexto o Estado do Tocantins localiza-se em uma região de
importância ecológica, com características únicas, onde encontra-se a
importante bacia hidrográfica dos rios Tocantins e Araguaia, fazendo parte de
uma área de transição entre três dos maiores biomas brasileiro: Amazônico,
Cerrado e Caatinga, porém devido a forte influencia antrópica, já apresenta
muitas áreas devastadas (SILVA, 2007). Dessa forma torna-se necessário
conhecer os potenciais e explorar de forma sustentável as fruteiras nativas
desse bioma singular, bem como desenvolver técnicas de cultivo e
preservação. Entre estas espécies encontra-se o cajuí (Anacardium humile)
que consiste em uma fruteira melífera, largamente utilizada na medicina
popular (HIRSCHMANN e ARIAS, 1990; SILVA et al., 2013)
As
condições
edafoclimáticas
do
Tocantins
favorecem
o
desenvolvimento da fruticultura, a qual proporciona geração de emprego e
renda. Entre as principais fruteiras cultivadas no estado encontra-se o caju,
além do abacaxi, banana e melancia (SEAGRO, 2011). No entanto, a cultura
do caju é de pouca importância no estado quando comparada a região
Nordeste.
O caju é um fruto não climatérico com propriedades únicas das quais
destacam-se o de alto teor em vitamina C. Porém sua cadeia produtiva
necessita de ajustes logísticos para aproveitamento de seu pedúnculo (BANCO
DO BRASIL, 2010). Tendo em vista, estimativas da CONAB (Companhia
Nacional de Abastecimento), os quais demonstram que o Brasil em 2011
atingiu uma produção de mais de 291,3 mil toneladas de castanha de caju. Seu
pedúnculo possui alta suculência sendo indicado para produção de sucos,
17
doces e bebidas, como a cajuína. Além de ser um resíduo agroindustrial
promissor para fertilização do solo (FRAGOSO et al., 1999).
As frutas e vegetais são conhecidos por conterem uma vasta variedade
de antioxidantes que podem promover proteção contra o desenvolvimento de
inúmeras doenças (WOOTTON-BEARD et al., 2011). Tendo em vista o
potencial apresentado pelo Estado do Tocantins para a fruticultura, e a
importância
de
preservação
do
cerrado
além
da
necessidade
de
desenvolvimento de práticas de manejo que gerem renda para a população,
por meio da exploração sustentável dos recursos naturais, este trabalho teve
como objetivo coletar mais informações a cerca dos pseudofrutos do caju
(Anacardium occidentale) e de sua espécie primitiva, o cajuí (Anacardium
humile) coletados de plantas nativas do cerrado tocantinense.
Neste trabalho foram feitas algumas comparações de certos parâmetros
físico-químicos em pseudofrutos verdes e maturados de caju (Anacardium
occidentale) e de cajuí (Anacardium humile), além da avaliação do potencial
antioxidante, frente a diversos ensaios in vitro dos frutos maturados de ambas
as espécies.
18
2 REFERENCIAL TEÓRICO
2.1 Cerrado
A região do cerrado brasileiro abrange uma área de 204 milhões de
hectares, representando aproximadamente 25% do território nacional (AVIDOS
e FERREIRA, 2000), distribuídos principalmente na região Centro Oeste, parte
de Minas Gerais, Tocantins e em alguns Estados do nordeste, como Maranhão,
Ceará e Piauí (SILVA et al., 2001).
O cerrado brasileiro é rico em diversidade vegetal com 10.000 espécies
estimadas, entre arbóreas, arbustivas e herbáceas. Dentre as espécies
arbóreas as mais conhecidas estão o ipê, pequi, pau-terra, barbatimão, entre
outros. Dentre as herbáceas, tem-se o capim-flecha, o cajuzinho–do-campo, a
douradinha e a catuaba (FRANCO e UZUNIAN, 2010).
De acordo com Aguiar et al., (2004), o estado de conservação do
cerrado brasileiro é muito precário, somente após o Seminário de “Ações e
áreas prioritárias para a conservação da biodiversiade do Pantanal e Cerrado”
realizado em 1999, ações mais concretas foram tomadas para a definição de
uma política de conservação para o bioma Cerrado. Devido a boas condições
topográficas, tipo de terreno e facilidade de desmatamento o cerrado tornou-se
a principal região brasileira produtora de grãos e gado de corte do Brasil, o que
acelerou o processo de ocupação dessas áreas. A conversão da área original
do cerrado para áreas antrópicas é bastante preocupante, e sua preservação é
de vital importância para conservação de sua biodiversidade, bem como para
as populações humanas (MARINHO-FILHO et al., 2010).
Segundo Lima et al., (2000), os solos deste ecossistema apresentam acidez
elevada, toxidez alumínica e baixo teor matéria orgânica e nutrientes. Segundo
os esses autores, as unidades pedogenéticas de maior evidência na região são
os Latossolo Vermelho-Amarelo e Latossolo Vermelho-Escuro, com texturas
variáveis de média a argilosa, associados a Areias Quartzosas, Podzólico
Vermelho-Amarelo e Cambissolo. A microrregião na qual está inserida a região
de Gurupi possui solos classificados como: Latossolo Vermelho-Amarelo,
Latossolo Vermelho-Escuro, Areias Quartzosas, Podzólico Vermelho-Amarelo.
De acordo com Lima et al., (2000) estas áreas apresentam potenciais para
plantação de fruteiras tropicais, incluindo a cultura do caju.
19
Klink e Machado (2005) elaborando um trabalho de revisão sobre a
conservação do cerrado mencionaram que o estabelecimento de prioridades
deveria considerar os habitats e ecossistemas existentes no cerrado e que o
envolvimento dos vários setores da sociedade, inclusive o produtivo seriam
úteis para melhor utilização e conservação do mesmo. Por meio da criação de
mecanismos de compensação para uma melhor conservação desse bioma.
Diniz-Filho et al. (2009), em suas considerações sobre o cerrado brasileiro,
afirmam que mudanças climáticas são esperadas e irão afetar a agricultura
padrão. E sugerem que a expansão da agricultura geograficamente estruturada
para a parte norte do bioma, também favorecida pelas mudanças climáticas
nesta direção, promoverá até mesmo maiores razões de perda de habitat na
região norte do bioma. Estes autores também mencionam que se uma onda de
ocupação humana continuar para a parte norte do bioma, como esperado, as
porcentagens ainda existentes irão diminuir rapidamente, induzindo até mesmo
a perda de habitat mais forte e eventualmente da biodiversidade, na escala do
bioma.
Almeida (2008) discutiu questões de acesso, controle e uso dos recursos
naturais do cerrado do norte de Minas Gerais, onde a distribuição política dos
recursos não corresponde à distribuição natural acarretando situações de
conflito, de impacto e destruição.
As fruteiras nativas ocupam lugar de destaque no ecossistema do cerrado e
seus frutos já são comercializados em feiras com grande aceitação popular.
Esses frutos apresentam sabores “sui generis” e elevados teores de açúcares,
proteínas, vitaminas e sais minerais e podem ser consumidos “in natura” ou na
forma de sucos, licores, sorvetes, geleias entre outros. Existem mais de 58
espécies de frutas nativas do cerrado conhecidas e utilizadas pela população
(AVIDOS e FERREIRA, 2000).
2.2 O cerrado tocantinense
O Estado do Tocantins está localizado na região norte do Brasil, no Planalto
Central brasileiro, faz parte da Amazônia Legal e está localizado no centro
geográfico do país, entre os paralelos 5º e 13º sul e os meridianos 46º e 51º,
longitude oeste (CAVALCANTE, 1994). Encontra-se na zona de transição
20
geográfica entre o cerrado e a floresta amazônica. Sendo que dos cinco
grandes tipos de vegetação que formam as províncias vegetacionais que
cobrem o país, o Tocantins apresenta duas: a Floresta Amazônica de terra
firme, e a Savana, denominados, respectivamente, de Bioma Amazônia e
Bioma Cerrado. No entanto, mais da metade do seu território é ocupada pelos
cerrados (SILVA, 2007; ESTADOS BRASILEIROS, 2013). Além desses biomas
são encontrados no território tocantinense os chamados ecótonos, que são
importantes contatos entre dois ou mais biomas, sendo encontrado no
Tocantins duas das três zonas de transição do Brasil, inseridas parcialmente na
Região Hidrográfica Tocantins-Araguaia, o ecótono Cerrado-Amazônia e o
Cerrado-Caatinga. Desta forma, a biodiversidade da vegetação tocantinense é
formada pelo cerrado, o campo sujo, o campo limpo, a floresta equatorial e a
floresta tropical (CAVALCANTE, 1994).
A Secretaria da Agricultura, Pecuária e Abastecimento do Tocantins
(SEAGRO) vem incentivando o consumo e o processamento de frutos nativos
do cerrado (JUSBRASIL, 2013). Tendo em vista, que apesar dos frutos das
espécies nativas do cerrado oferecerem um elevado valor nutricional, além de
atrativos como cor, sabor e aroma peculiares e intensos, ainda são pouco
explorados comercialmente.
Dentre as diversas espécies frutíferas encontradas no cerrado tocantinense,
se destacam baru, pequi, babaçu, mangaba, cagaita, cupuaçu, buriti, araticum,
jatobá-do-cerrado, jenipapo, macaúba, mutamba, murici, entre outras. Segundo
dados da SEAGRO (2013), as principais fruteiras produzidas no Tocantins são
o abacaxi, a banana, o caju e a melancia.
Investimentos em biotecnologia na área da agricultura são de grande
importância para aumento de produtividade em menos área plantada,
diminuindo assim o desmatamento dessa área de grande biodiversidade que é
o cerrado brasileiro. Incentivos para utilização das plantas nativas desse bioma,
também serviriam para melhor preservação e conhecimento dos potenciais
dessa área, tendo em vista a grande importância tanto econômica, como social
e ambiental da mesma.
21
2.3 O caju
O cajueiro (Anacardium occidentale, Linn.), constitui-se em uma das mais
importantes fruteiras do Brasil, possiu grande valor alimentício como também
elevado valor comercial pertencendo ao gênero Anacardium.
O fruto do cajueiro (Anacardium occidentale), o caju (Figura 1.1) é um
aquênio reniforme constituído pelo pericarpo, formado pelo epicarpo,
mesocarpo e o endocarpo e pela amêndoa (que abriga o embrião). A parte
carnosa ligada ao fruto é o pedúnculo floral hipertrofiado, chamado hipocarpo
ou pseudofruto, este é rico em suco e apresenta formato variado, podendo ser
cilíndrico, piriforme ou alongado. É a parte comestível “in natura” do caju, e é
também de onde se obtém sucos, cajuína e fibras alimentares, representando
cerca de 90% do peso total (SEBRAE, 2005).
Figura 1.1: Cajueiro e seus pseudofrutos.
O pseudofruto tem um crescimento lento, em relação ao fruto, atingindo o
tamanho máximo somente perto da completa maturação, devido a grande
variação da relação peso do fruto/peso do falso fruto onde o fruto representa de
8 a 12% do peso total (BARROS, 2013).
Rufino et al (2007b) apresenta a classificação botânica do gênero
Anacardium proposta por Bailey em 1964:
IV Divisão – Spermatophyta
II Subdivisão – Angiospermae
II Classe – Dicotyledoneae
22
I Subclasse – Archichlamideae
39ª Ordem – Sapindales
Família – Anarcadiaceae
Gênero – Anacardium
Á família Anacardiaceae pertencem também, os gêneros Mangifera, cujo
principal representante é a espécie Mangifera indica (manga), importante
frutífera dos trópicos; gênero Pistacia, cuja espécie Pistacia viva produz uma
noz pistáque ou amêndoa verde. O cajá (Spondia. mombim L.), umbu
(Spondia. tuberosa, Arr. Cam.), ciriguela (Spondia purpurea L.) e a cajá manga
(Spondia cytherea Sonn.) - do gênero das Spondias também pertencem à
família Anacardiaceae dentre outros gêneros produtores de tanino, mástique
para fabricação de resinas e laca, um verniz natural de importância econômica
(BARROS, 1995; BARROS et al., 2002).
A coloração do pedúnculo do cajueiro varia desde o amarelo-canário
passando pelo laranja até ao vermelho vinho. Possui conformações variadas,
podendo assumir formato piriforme, cilíndrico, musóide, pomóide, cardióide,
tronco-cônico, fusiforme, alongado e ficóide, todas com tipos médios, pequenos
e grandes (Lima, 1988). O fruto é a castanha, um aquênio reniforme que varia
em peso de 3 a 32 g tendo a seguinte classificação: Castanha miúda – peso
menor que 4 g; castanha pequena – peso entre 5 e 8 g, castanha média – peso
entre 9 e 12 g; castanha grande- peso entre 13 e 16 g e castanha gigante –
peso maior que 17 g (LIMA, 1988).
O cajueiro é uma planta andromonóica com flores masculinas
(estaminadas) e hermafroditas perfeitas. O seu período de florescimento varia
com o genótipo e o ambiente, e geralmente dura de 5 a 7 meses entre os
meses de julho/agosto a dezembro/janeiro, isto para os de tipo comum, e de 6
a 8 meses para o tipo anão-precoce (junho/julho a janeiro/fevereiro) (BARROS
et al., 2002). Atinge altura de 5-10 m, porém em solos argilosos pode atingir até
20 m de altura, apresenta tronco tortuoso de 25-40 cm de diâmetro e possui o
pedúnculo super desenvolvido e com grande suculência, sendo geralmente
23
confundido como fruto, quando na verdade a castanha é o verdadeiro fruto
(LORENZI, 2000).
O caju possui em seus tecidos um líquido claro, que dependendo da
variedade pode ser insípido, doce ou azedo No entanto, também há os
rançosos e os extremamente ácidos, devido ao pH dos vacúolos vegetais.
Segundo Taiz e Zeiger (2006) embora o pH do vacúolo de algumas espécies
podem ser moderadamente ácidos (5,5), algumas apresentam valores muito
menores, fenômeno conhecido como hiperacidificação, o qual é a causa do
gosto ácido de certas frutas como os limões.
Na sua grande maioria, os cajus são doces, sem ranço e saborosos. É
uma importante fonte de vitamina C, apresentando teores de 160 a mais de
200 mg por 100 g de pseudofruto. Apresentam em seu peso teores próximos a
86% de água, 8,4% de glicose e 3,06% de taninos (GOMES, 2007). Lorenzi et
al. (2006) apresentam uma tabela de valores calóricos e nutricionais por 100 g
de pseudofruto e fruto onde para a polpa do caju observa-se 38 calorias, contra
566 calorias da castanha, 0,2% de gordura contra 42% de gordura da
castanha, 0,8% de proteína contra 18% para a castanha. Apresentando
também as seguintes porcentagens de minerais 3% de cálcio, 14% de fósforo,
0,4% de ferro, 28% de potássio e ainda quantidades significativas de vitaminas
A, B1, B2, C e B3 (niacina) da ordem de 0,4; 0,02; 0,2; 259 e 0,3 mg,
respectivamente. Segundo Menezes e Alves (1995) os principais açúcares
encontrados no pedúnculo do caju são: maltose, sacarose, glicose, celobiose e
rafinose. E os principais aminoácidos são: Asp, Ser, Gly, Glu, Ala, Tre, Ile, Leu
e Lys.
Diante de tais informações, observa-se que o caju, além de conter diversos
aminoácidos, também apresenta vitaminas, sais minerais, carboidratos e
ácidos orgânicos. Do ponto de vista dietético e médico o mesmo pode ser de
grande importância nutricional. Podendo ser utilizado, segundo Lima (1988),
como um reconstituinte geral, como um tônico de primeira ordem,
principalmente para o sistema nervoso, além de possuir propriedades de
desintoxicador, antientérico, diurético e levemente depurativo. Também pode
ser usado no combate às enterites e diarréias crônicas, devido a presença de
taninos em sua constituição.
24
Sendo um fruto encontrado praticamente em todas as regiões tropicais, a
sua cadeia produtiva gera renda e divisas cambiais para os países produtores
e exportadores. A Índia é o maior produtor de castanha, com cerca de 440.000
ton.ano-1 e o maior consumidor de amêndoa. No Brasil, cerca de 94% do caju é
produzido na região Nordeste. Em 2006 o país produziu 243 mil toneladas de
castanha de caju em uma área de cerca de 710 mil hectares. Entre os
principais estados produtores encontram-se o Ceará, Rio Grande do Norte e o
Piauí (BANCO DO BRASIL, 2010).
Entretanto, segundo CODEVASF (2012), o pedúnculo é pouco explorado, o
que representa um desperdício em torno de 90%. O mesmo poderia ser
aproveitado para preparo de diversos produtos como cajuína, doce em pasta,
caju passa, hamburguer de caju, farinhas, barras dietéticas, ração animal entre
outras. Pinho et al. (2011) desenvolveram hamburguer com substituição parcial
da carne pelo resíduo do pseudofruto de caju, o qual apresentou alta qualidade
nutricional, alto conteúdo em fibras e baixa concentração de lipídeos, além de
possuir maior teor de proteína quando comparado aos hambúrgueres vegetais
convencionais.
Guedes (2008) relata que 88% da produção do pedúnculo não é utilizada.
Banco do Brasil (2010) em estudo sobre desenvolvimento regional sustentável
abordou alguns pontos fracos da cadeia produtiva do caju sendo que um deles
é o pouco aproveitamento do pedúnculo, sendo o mesmo inferior a 12% de
toda a produção. Desta forma, é necessário mais estudos para um melhor
aproveitamento e destinação desse pseudofruto.
Na Figura 1.2 pode-se observar que a produção de castanha de caju é de
cerca 14 mil toneladas por semestre no Brasil, se supormos que para cada 1
tonelada são necessários 100.000 frutos e supondo que estes tenham um peso
médio de 10,5 g, tem se 1.050 Kg de caju.ton-1 de castanha produzida,
resultando em 945 kg de caju desperdiçado.ton-1 de castanha produzida, o que
equivale dizer que o desperdício chega a quase 1:1.
25
Figura 1.2: Comparação das quantidades importadas e exportadas de castanha de caju no 1º
semestre de 2011 e 1º semestre de 2012 e evolução das quantidades importadas e exportadas
de castanha de caju, no período de 2005 a 2011 (em milhares de toneladas). Fonte:
CODEVASF (2012).
O caju é classificado como fruto não climatérico, onde há decréscimo
contínuo na taxa respiratória pós-colheita, não havendo aumento na produção
de etileno, nem alterações no amadurecimento, ocasionando a necessidade de
colheita do fruto maduro (BANCO DO BRASIL, 2010). Essa característica
talvez explique o baixo nível de aproveitamento comercial do pedúnculo, pois
há necessidade de uma operação logística ajustada entre a colheita e o
processamento, o que requer colheita manual seletiva, a qual é consumidora
de mão-de-obra exaustiva, pois não há disponibilidade comercial de
equipamento para a operação (BANCO DO BRASIL, 2010).
Apesar dos custos de produção para aproveitamento do pedúnculo de caju,
Santos et al. (2007) estudando a produção e caracterização de cinzas do
bagaço de caju, encontraram os seguintes compostos na fase cristalina: KCO 3
(54,17%), K2SO4 (34,08%) e MgKPO4.6H2O (10,06%). A presença destes
compostos faz do pedúnculo de caju um resíduo agroindustrial promissor,
podendo ser uma fonte não perecível de potássio, enxofre, fósforo e magnésio
para fertilização do solo e ração animal, além de possíveis aplicações geradas
pela presença de bicarbonato de potássio. Fragoso (1999) em estudo de
macronutrientes encontrou teores de potássio de até 10,44 g Kg-1 de resíduo e
teores de nitrogênio de 7,13 g Kg-1 de resíduo.
Menezes e Alves (1995) apresentam dados sobre a porcentagem de
aproveitamento do caju para produção de suco (Figura 1.3), neles observa-se
26
que o aproveitamento do fruto para suco de caju é superior aos demais frutos
como abacaxi, graviola, goiaba e manga.
Figura 1.3: Percentagem de aproveitamento da polpa de suco produzido em relação a parte
comestível de alguns frutos tropicais. Fonte: Adaptado de Menezes e Alves (1995).
Devido à grande aceitação nos mercados local e nacional o suco de caju
integral é o subproduto da cajucultura de maior relevância econômica para
região nordeste (CAJUCULTURA, 2013). Entretanto a representatividade do
suco de caju no volume das exportações brasileiras de sucos é muito pequena,
sendo assim institutos de pesquisas e universidades vêm estudando formas
alternativas de beneficiamento do pedúnculo (LEITE e PAULA PESSOA, 2002),
já que segundo dados da CONAB (Companhia Nacional de Abastecimento) do
Ministério da Agricultura e Abastecimento até setembro de 2011 o Brasil teve
uma produção de 291,3 mil toneladas de castanha de caju, onde não há
registros de aproveitamento do pseudofruto (COMPANHIA NACIONAL DE
ABASTECIMENTO, 2011).
Não são encontradas referências quanto ao pedúnculo de caju produzido no
Tocantins, informações a respeito das características químicas e do seu valor
nutricional são ferramentas básicas para avaliação do consumo e formulação
de novos produtos com os pedúnculos de caju produzidos no Estado.
27
2.4 O cajuí
O cajuízeiro (Anacardium humile) (Figura 1.4) é uma frutífera nativa do
cerrado aberto das regiões Sudeste e Centro-oeste, Norte, Nordeste. Produz
um pseudofruto conhecido como cajuí, cajuzinho, caju-anão, caju-do-campo.
(LORENZI et al, 2006).
Figura 1.4: Espécie arbórea do cajuí (Anacardium humile) e seu pseudofruto.
É uma espécie não cultivada, mas facilmente encontrada em seu habitat
natural. Produz flores perfumadas, formadas de julho a setembro e contendo os
dois sexos, (LORENZI et al., 2006). Segundo Silva et al., (2013) observa-se a
seguinte classificação botânica do cajuí:
Divisão: Magnoliophyta (Angiospermae)
Classe: Magnoliopdida (Dicotiledonae)
Ordem: Sapindales
Família: Anacardiaceae
Espécie: Anacardium humile St. Hil.
Nome Popular: cajuzinho-do-cerrado, cajuí, caju, caju-do-campo.
Ocorrência: Campo Sujo, Cerrado
Distribuição: Bahia, Distrito Federal, Goiás, Minas Gerais, Mato Grosso, Mato
Grosso do Sul, São Paulo.
Floração: Entre junho e novembro com pico em agosto.
28
Frutificação: Normalmente de outubro a novembro, às vezes estendendo-se até
janeiro.
O fruto verdadeiro, a castanha possui cerca de 1,5 a 2 x 1 cm, é de aspecto
acinzentado, reniforme, brilhante e com semente única (ALMEIDA et al., 1998)
O cajuí é uma planta melífera que também é utilizada na medicina popular.
Sendo utilizadas praticamente todas as partes da planta, desde a raiz que é
usada como purgativo até as folhas que são usadas como expectorante
(HIRSCHMANN e ARIAS, 1990; SILVA et al., 2013;).
Alguns estudos já foram realizados quanto ao controle de pragas utilizando
a folha do Anacardium humile, tais como no controle da mosca branca (Bemisia
tuberculata) principal praga da cultura da mandioca (Mahihot esculenta Crantz);
no controle da cigarrinha-das-raízes (Mahanarva fimbriolata), importante praga
da cultura da cana-de-açúcar (ANDRADE FILHO et al., 2013; PISTORI et al.,
2013). Também extratos e frações das folhas de A. humile coletados em
Tocantins foram avaliados quanto a atividade antiulcerogênica em ratos onde
inibiram significativamente as lesões ulcerativas (FERREIRA, 2005; LUIZFERREIRA et al., 2012).
Apesar de já terem sido realizadas pesquisas quanto a prevalência desta
espécie em áreas de alta frequência de queimadas (LOIOLA et al., 2010) não
há estudos realizados com o seu pseudofruto. Silva et al. (2008) caracterizaram
o caju-do-cerrado (Anacardium othonianum Rizz) onde determinou o valor
energético total (38,27 Kcal por 100 g); umidade 86,57; proteínas 1,18; lipídios
0,63; carboidratos 6,97; cinzas 0,33 e fibra alimentar 4,26 expressos em g 100
g de pseudofruto. A composição mineral do caju-do-cerrado para cálcio, zinco e
ferro demonstrou teores de 15; 0,65 e 0,26 mg por 100 g de polpa,
respectivamente (SILVA et al., 2008).
Tendo em vista, a necessidade de dotar o Estado do Tocantins de
tecnologias que proporcionem a exploração sustentável dos recursos naturais,
e a falta de conhecimento das matérias-primas que possuam propriedades
funcionais, e que são encontradas de forma abundante no cerrado
tocantinense faz com que o estudo do cajuí seja de grande importância, não
apenas para sua exploração comercial, como também para preservação de sua
espécie.
29
2.5 Compostos bioativos e antioxidantes
Segundo “Food Ingredients” Brasil (2009), os antioxidantes são um
conjunto heterogêneo de substâncias formadas por vitaminas, minerais,
pigmentos naturais e outros compostos vegetais, como também enzimas, que
bloqueiam o efeito danoso dos radicais livres. São definidos como o que
impede a oxidação de outras substâncias químicas por radicais livres formados
nas reações metabólicas ou por fatores exógenos, como as radiações
ionizantes.
Pesquisas têm demonstrado que diversas doenças crônicas, como as
doenças cardiovasculares e pelo menos algumas formas de câncer, são
iniciadas devido a oxidação de lipídeos, ácidos nucleicos ou de proteínas por
radicais livres (CARLSON, 2005).
Cavalcante e Bruin (2009) esquematizaram o efeito do estresse
oxidativo para doença pulmonar obstrutiva crônica (DPOC) como ilustrado na
Figura 1.5.
Figura 1.5: O estresse oxidativo na DPOC gera danos diretos aos componentes pulmonares e
participa como desencadeador e amplificador dos outros mecanismo etiopatogênicos. Fonte:
Cavalcante e Bruin (2009).
A Figura 1.6 exemplifica as diversas fontes que podem ocasionar a
liberação de radicais livres e consequentemente o desequilíbrio oxidativo,
causando danos à célula, bem como o efeito protetor dos antioxidantes.
30
Oxidantes são gerados como resultado do metabolismo normal como na
mitocôndria, em peroxissomas e em uma variedade de enzimas citosólicas.
Existem ainda diversas fontes exógenas de produção de radicais livres. Por
outro lado, o sistema de defesa antioxidante (AO) enzimático e não enzimático,
quando atuam eficientemente, mantém a homeostase fisiológica e, quando
estão ineficientes permitem a instalação do estresse oxidativo, representado
pelo dano celular em macromoléculas fundamentais à vida como o DNA,
proteínas e lipídios, que se expressam clinicamente como envelhecimento ou
doença ou pela morte celular, seja diretamente ou indiretamente no curso da
doença. A morte celular pode ser programada (apoptose) ou não programada
(necrose), pelas células sob estresse oxidativo.
Figura 1.6: Fontes e respostas celulares aos Radicais Livres (RL): espécies Reativas de
Oxigênio (ERO), de Nitrogênio (ERN), derivados do Enxofre (ERS), do Cloro (ERCl), do
carbono (ERC) e metais de transição livres. Fonte: Vasconcelos, Silva e Goulart, 2006.
Bianchi e Antunes (1999) listam algumas doenças possivelmente
relacionadas com a geração de radicais livres, tais como: artrite, arterosclerose,
diabetes, câncer, cardiopatias dentre outras. Por isso a ingestão de alimentos
31
em quantidades suficientes de substâncias antioxidantes é de grande
importância para proteção do organismo a fim de evitar o desequilíbrio celular.
Dos
vegetais
são
formados
compostos
bioativos
advindos
de
metabólitos secundários que defendem estes contra herbívoros e patógenos,
dentre estes compostos encontram-se terpenos, compostos fenólicos, como os
flavonoides que constituem a maior classe de fenólicos vegetais, taninos entre
outros (TAIZ e ZAIGER, 2006).
Os compostos fenólicos são diferentes em tamanho que incluem desde
simples fenólicos como os ácidos hidroxibenzóicos até grandes polímeros
como os taninos, que possuem alta massa molecular (DEY e HARBONE,
1989). Estes compostos são relevantes para a qualidade dos alimentos
vegetais, estando relacionados com a aparência, sabor, flavor, e suas
propriedades funcionais benéficas a saúde (TOMÁS-BARBERÁN e ESPÍN,
2001).
Vários trabalhos avaliando as propriedades antioxidantes de frutos e
extratos foliáceos têm sido relatados na literatura (RAMFUL et al., 2010;
CONTRERAS-CALDERÓN et al., 2011; SANCHO et al., 2011; PALAFOXCARLOS et al., 2012). Souza et al. (2012), estudando os compostos bioativos e
atividade antioxidante de frutos do cerrado brasileiro, encontraram grande
potencial antioxidante e alto conteúdo de compostos fenólicos na polpa de
marolo (Annona crassiflora). Mais de 30 compostos fenólicos foram
identificados, em frutos do cerrado como a gabiroba (Camporcanesia
cambessedeana Berg), murici (Byrsonoma verbascifolia Rich) e guapeva
(Pouteria guardneriana Radlk), demonstrando assim a importância desses
frutos como fonte de compostos fenólicos (MALTA et al., 2013).
Kornsteiner et al. (2006), quantificaram tocoferóis e fenólicos totais em
dez diferentes tipos de castanhas, onde verificaram maiores teores destes
entre as castanhas de pistácia e nozes, por outro lado, observaram baixos
teores nas castanhas de caju e pinhas.
Vieira et al. (2011), encontraram teores de fenólicos totais iguais a
201,61 ± 19,15 e 165,07 ± 4,10 mg/100 g, para os extratos aquosos e
hidroalcoólicos, respectivamente, de polpas congeladas de caju (Anacardium
occidentale) e teores iguais a 70,92 ± 1,31 e 6,62 ± 0,90 mg/100 g em extratos
32
aquosos e hidroalcoólicos, respectivamente, para polpas congeladas de cajá
(Spondias mombin L.).
Vissoto et al. (2013), quantificando compostos fenóliocs em cajá e caju
encontraram valores de 11 ± 3 e 4 ± 0,5 mg CE/100 g para flavonoides totais;
51 ± 4 e 95 ± 13 mg GAE/100 g para compostos fenólicos totais e para ácido
ascórbico 1 ± 0 e 167 ± 24 mg/100 g, respectivamente. Os autores também
relatam valores de fenólicos totais, flavonoides e ácido ascórbico de 38 ± 6 mg
GAE/100 g; 6 ± 1 mg CE/100 g e 18 ± 1 mg/100 g, respectivamente, para
manga (Mangifera indica L.)
Dorta (2007) destacou os efeitos citoprotetor e citotóxico de cinco
flavonoides, quercetina, luteolina, galangina, taxifolina e catequina, onde as
três primeiras apresentaram efeito protetor substancialmente mais potente que
as demais no sentido de conferir proteção contra a lipoperoxidação, muito
embora somente a quercetina tenha tido um efetivo efeito sequestrador tanto
de DPPH•, quanto de O2• ˉ. O autor também observou a influência de alguns
grupamentos da estrutura dos flavonoides no processo de apoptose, tendo em
vista a possível interação destes compostos com a membrana mitocondrial,
diminuindo a sua fluidez, e também a capacidade de inibir a cadeia respiratória
das mitocôndrias.
A vitamina C, sinônimo do ácido ascórbico, possui muitas funções no
organismo humano. Entretanto, o mesmo não é capaz de sintetizar tal
composto, que é obtido por meio da ingestão de alimentos que o contém. A
vitamina C é um composto de baixo peso molecular, que se transforma em
ácido di-hidro-ascórbico, também com atividade vitamínica. Possui ação
durante a atividade física, elevando a resistência à fadiga, proporcionando mais
disposição e diminuindo os níveis de colesterol (LORENZI, et al., 2006).
Segundo Costa e Liberato (2003) a vitamina C é um doador de elétrons,
antioxidante ou agente redutor que promove a absorção de ferro não-heme,
reduzindo a anemia.
Os antioxidantes dietéticos são substâncias presentes nos alimentos que
reduzem significativamente os efeitos adversos de espécies reativas, como as
de oxigênio (ROS) e de nitrogênio (RNS), nas condições fisiológicas normais
do organismo. A sua definição baseia-se nos seguintes critérios: a substância
33
deve ser encontrada nos alimentos em teores comumente consumidos na dieta
humana e reduzir os efeitos adversos de espécies reativas in vivo em humanos
(COSTA e LIBERATO, 2003). Sendo a vitamina C pertencente a esta classe de
antioxidantes.
Das vitaminas hidrossolúveis a vitamina C é a menos estável. É uma
molécula ácida com atividade redutora forte, sintetizada a partir de açúcareshexoses, entre elas a glicose. A enzima final em seu caminho biossintético é a
L-gluconolactona oxidase, que atua em vários caminhos de biossíntese por
aceleração de reação de hidroxilação e amidação. Nas fases aquosas das
células, a vitamina C atua modificando radicais livres, participando do sistema
de proteção antioxidante, agindo em conjunto com a vitamina E, reciclando a
mesma e regenerando sua forma antioxidante (SOARES, 2009).
A vitamina C é doadora de elétrons para 11 enzimas, três das quais estão
presentes em fungos e envolvidas nas rotas de reutilização das pirimidinas ou
da porção desoxiribose dos desoxinucleosídeos. Nos mamíferos a vitamina C é
um co-fator para oito enzimas diferentes, que são monooxigenases ou
dioxigenases. Duas enzimas dioxigenase utilizam vitamina C na rota
biossintética da carnitina, necessária para o transporte de ácidos graxos para a
mitocôndria na síntese de trifosfato de adenosina (LEVINE et al., 2009). Sendo
assim o escorbuto, causado pela deficiência dessa vitamina, pode ser em
parte, o resultado de deficiência na função dessas enzimas (LEVINE et al.,
2009). Segundo estes mesmos autores, as funções não enzimáticas da
vitamina C podem ser devido ao seu potencial redox e/ou do seu radical livre
intermediário (L-ascorbila). Também mencionam a possibilidade da vitamina C
impedir a oxidação intracelular de proteínas, pois a mesma é encontrada em
tecidos em concentrações milimolares.
Roncada et al., (1977), analisando sucos industrializados e sucos obtidos
de frutas frescas, para determinar a concentração de ácido ascórbico,
chegaram a conclusão de que os sucos integrais de caju apresentaram a maior
concentração de ácido ascórbico entre todos os sucos industrializados
analisados, e que as necessidades diárias de ácido ascórbico recomendadas
poderiam ser preenchidas de maneira menos dispendiosa pelas diluições
necessárias de suco de caju processado ou por suco fresco de laranja.
34
Tendo em vista a baixa estabilidade da vitamina C, a sua concentração em
alimentos vegetais pode variar de acordo com a estação do ano, o transporte, o
tempo de permanência na prateleira, a estocagem e as formas de cozimento
(LEVINE et al., 2009).
Queiroz et al. (2011) quantificaram ácido ascórbico, polifenóis e
proantocianidinas em pseudofruto de caju, encontrando teores de 163 mg de
ácido ascórbico por 100 g de peso fresco, 17 mg ácido gálico equivalente/100 g
de peso fresco em extratos solúveis. Também verificaram que as temperaturas
de armazenamento e injúrias afetam os compostos bioativos em cortes de caju,
comprometendo a qualidade do pseudofruto.
Canuto et al. (2010) realizando a caracterização físico-química de polpas
de frutos da amazônia e suas capacidades de neutralizarem radicais livres,
observaram capacidade antioxidante semelhantes a soluções de trolox nas
concentrações de 1,8 ± 0,4 e 1,5 ± 0,2 µmol.L -1 para as polpas de cajá e caju,
respectivamente. As concentrações de ácido ascórbico foram de 0,3 ± 0,0 e
12,4 ± 0,0 mg/100 g de polpa para o cajá e o caju, respectivamente, e o teor de
fenólicos totais foi igual a 0,6 ± 0,0 mmol.L-1 de ácido gálico para ambas as
frutas.
Diversos trabalhos relatam a capacidade antioxidante de extratos de
frutas, uma das fontes potenciais de compostos antioxidantes. No trabalho de
Rufino et al. (2011) é relatado a capacidade antirradical de frutos como bacuri,
cajá, camu-camu, carnaúba, gurguri, jaboticaba, jambolão, juçara, murta e puçá
em ensaios utilizando-se o radical 2,2-difenil-1-picrahidrazil (DPPH•.) sendo que
a maior fonte de compostos antioxidantes se deu no camu-camu (Myrcuarua
dubia) um fruto da Amazônia, na ordem de 69,24 k2/(L/mol g.s) (k2: constante
de segunda ordem da cinética de reação).
Broinizi et al. (2007) avaliando a atividade antioxidante dos compostos
fenólicos naturalmente presentes em subprodutos do pseudofruto de caju
(Anacardium occidentale L.) chegaram a conclusão de que as frações do
bagaço e do pedúnculo de caju demonstraram atividade antioxidante superior
aos extratos e ao BHT. Estes resultados abrem a perspectiva de se ter um
melhor aproveitamento dos resíduos resultantes do processamento do
pedúnculo de caju.
35
A Tabela 1.1 mostra a atividade antioxidante de alguns frutos do Brasil e de
outros países, bem como os seus teores de compostos fenólicos.
Tabela 1.1: Compostos fenólicos e atividade antioxidante de alguns frutos.
Fruto estudado
Compostos fenólicos
DPPH
Açaí (Euterpe
3437 ± 154 fenólicos
oleraceae Mart.)
totais (mg GAEa/100 g
peso seco)
Referências
Gordon et al.,
2012.
Jujuba (Ziziphus
jujuba Mill.)
813,20 (mg GAE/100 g
peso seco)
51,30 mg
AEAC/100 g peso
seco
Zhang et al.,
2010.
Cajá(Spondias
mombin)
72,0 mg GAE/100 g
9397 g/g DPPH
Rufino et al.,
2010.
Caju (Anacardium
occidentale)
118 mg GAE/100 g
7142 g/g DPPH
Rufino et al.,
2010.
Bayberry (Myrica
rubra)
281,5 mg GAE/100 g
Bao et al., 2005.
Manga (Mangifera
indica L., cv. Ataulfo)
313,4 mg TE/100
g peso fresco
Palafox-Carlos et
al., 2012.
Mamey sapote
(Pouteria sapota)
234 µg GAE/g
peso fresco
Torres-Rodríguez
et al., 2011.
-1
Acerola (Malpighia
glabra)
4524 mg.100 g
equivalente a catequina
em peso fresco
Lima et al., 2005.
Fruto de aroeira
(Schinus
terebinthifolius Raddi)
125,4 µg/L
Bernardes et al.,
2011.
Marolo (Annona
crassiflora Mart.)
739,37 mg GAE/100 g
Souza et al.,
2012.
Murici (Byrsonima
crassifolia L. RICH)
334,37 mg GAE/100 g
Jenipapo (Genipa
americana L.)
47,94 mg GAE/100 g
(
Souza et al.,
2012.
Souza et al.,
2012.
Vieira et al. (2011), utilizando o radical livre DPPH•, encontraram valores
de EC50 da capacidade antioxidante de 154,95 e 259,18 μg/mL para extrato
aquoso e hidroalcoólico de caju e 535,53 e 486,65 μg/mL para cajá,
respectivamente. Para valor TEAC (Capacidade Antioxidante Total Equivalente
ao TROLOX) pelo método ABTS foram encontrados valores de 0,140 ± 0,016 e
0,212 ± 0,022 mM TROLOX/ g polpa para extratos aquosos de cajá e caju,
36
respectivamente, e 0,219 ± 0,113 e 0,561 ± 0,033 mM TROLOX/ g para
extratos hidroalcoólicos de cajá e caju, respectivamente.
2.6 Os métodos de determinação da atividade antioxidante
Os métodos de determinação da atividade antioxidante são vários, e se
dividem em in vitro e in vivo. Os testes in vitro têm se tornado importantes
ferramentas que auxiliam na busca por substâncias bioativas, bem como na
seleção de matéria-prima para estudo. Também têm demonstrado a
importância de dietas ricas em frutas e vegetais, comprovando a presença de
substâncias antioxidantes, as quais auxiliam no combate aos radicais livres
(ALVES et al., 2010). Neste trabalho foram utilizados três métodos in vitro,
sendo estes os métodos que avaliam a captura do radical livre ABTS •+, a
captura do radical livre DPPH e o poder de redução do ferro (FRAP – Ferric
reducing Antioxidant Power).
Segundo Kuskoski et al. (2005) um dos ensaios mais utilizados para
medir a atividade antioxidante é o método de captura do radical 2,2´-azinobis(3etilbenzotiazolina-6-ácido sulfônico) (ABTS•+). Este radical pode ser gerado por
meio de reações químicas ou enzimáticas.
O método de captura do radical livre DPPH (2,2-difenil-1-picril-hidrazil)
por antioxidantes foi descrito por Brand-Williams, Cuvelier e Berset (1995). Este
método está baseado na reação dos compostos antioxidantes com o DPPH
ocorrendo a perda da coloração do meio reacional; o grau de descoloração
indica o potencial de reduzir o radical DPPH e, consequentemente, a atividade
antioxidante (JAYAPRAKASHA et al., 2007).
O método FRAP (poder antioxidante de redução do ferro) foi
desenvolvido para determinar a redução do ferro em fluidos biológicos e
soluções aquosas de compostos puros (PULIDO et al., 2000).O complexo
férrico tripiridiltriazina é reduzido ao ferroso, em meio ácido, onde na presença
de um antioxidante sua coloração muda para o azul e os resultados são
expressos em capacidade antioxidante, equivalente a 1 mM do sulfato ferroso
(FeSO4) (MORGADO et al., 2010).
37
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43
CAPÍTULO 2: CARACTERIZAÇÃO FÍSICO QUÍMICA DE
PSEUDOFRUTOS DE CAJU E CAJUÍ DO CERRADO
TOCANTINENSE
44
RESUMO
Neste trabalho comparou-se alguns parâmetros físico-químicos em frutos
verdes e maturados de caju (Anacardium occidentale) e de cajuí (Anacardium
humile) colhidos de plantas nativas do estado do Tocantins. Observou-se que
os pseudofrutos deste estudo apresentaram-se ácidos, com acidez titulável
expressa em ácido málico variando de 0,62 a 2,12 m/v e com potencial
hidrogeniônico maior no estágio verde na maioria das amostras. Porém
apresentaram bom grau de doçura, independente do estágio de maturação,
variando de 10,67 a 16,27 °Brix. O diâmetro apical dos cajuís variaram de 7,56
a mais de 23 mm entre amostras verdes e maduras. As amostras da região de
Gurupi se mostraram mais brilhantes com destaque para amostra de cajuí, a
qual apresentou teor de vitamina C superior a 200 mg/100g. Observou-se que
o teor de clorofila decresce do estágio verde para o maduro indicando que há
degradação da mesma no processo de maturação. Diante dos resultados
conclui-se que os penducúlos de caju e cajuí coletados de plantas nativas das
duas regiões do estado do Tocantins, possuem características físico-químicas
particulares que podem ser melhoradas para sua exploração comercial.
Ressaltando-se a necessidade de preservação das plantas nativas, de cajuí.
PALAVRAS-CHAVE: Anacardium occidentale, Anacardium humile, frutos do
cerrado.
45
ABSTRACT
In this paper, some physicochemical parameters in green and matured cashews
(Anacardium occidentale) and Cajuí (Anacardium humile) harvested from native
plants in the state of Tocantins was compared. It was observed that the
accessory fruits of cashew in this study were acid, with titrated acidity
expressed as malic acid ranging from 0.62 to 2.12 w/v with more hydrogen
potential in the green stage in most samples. However, they showed high level
of sweetness, regardless of the maturation stage, ranging from 10.67 to 16.27
°Brix. The apical diameter of cajuís ranged from 7.56 to over 23 mm among
green and ripe samples. Samples from the Gurupi area were more bright
especially Cajuí sample, which showed vitamin C content greater than 200
mg/100 g. It was found that chlorophyll content decreases from green stage to
mature stage indicating that it degrades in the maturation process. With the
results, the conclusion is that cashew and Cajuí peduncles collected from native
plants of both regions of the state of Tocantins have specific physicochemical
characteristics that can be improved for commercial exploitation, with emphasis
on the need to preserve native plants of Cajuí.
KEYWORDS: Anacardium occidentale, Anacardium humile, fruits of the
Cerrado.
46
1 INTRODUÇÃO
O Cerrado é o segundo maior bioma da América do Sul, e representa cerca
de 22 % do território nacional possui elevado potencial aquífero e grande
biodiversidade (MINISTÉRIO DO MEIO AMBIENTE, 2013). O Tocantins inserese nesse cenário como área de transição de importantes biomas onde 91% de
seu território é ocupado pelo Bioma Cerrado (SILVA, 2007). O Estado tem
destaque nacional com produção de melancia, exportador em grande escala
para vários países do mundo. (AGÊNCIA TOCANTINENSE DE NOTÍCIAS,
2013).
Além dos aspectos ambientais, o cerrado tem grande importância social,
onde muitas populações sobrevivem de seus recursos naturais e detêm um
conhecimento tradicional de sua biodiversidade, consumindo e comercializando
frutos como pequi (Caryocar brasiliense), buriti (Mauritia flexuosa) e o cajuzinho
do cerrado (Anacardium humile) (FRANCO e UZUNIAN, 2010; MINISTÉRIO
DO MEIO AMBIENTE, 2013).
O cajuí (Anacardium humile) conhecido também como cajuzinho, caju-anão
e caju-do-campo é uma frutífera nativa do cerrado aberto das regiões Sudeste
e Centro-oeste sendo encontrado também no estado do Tocantins (SILVA,
2007). É uma espécie não cultivada, mas facilmente encontrada em seu habitat
natural. Sendo utilizadas praticamente todas as partes da mesma, desde a raiz
que é usada como purgativo até as folhas que são usadas como expectorante
(HIRSCHMANN e ARIAS, 1990; SILVA et al, 2013). O estudo do cajuí como
espécie nativa do cerrado Tocantinense é relevante para preservação de áreas
onde esta planta está inserida, como também para exploração econômica
desse pseudofruto pouco conhecido em termos científicos.
O cajueiro (Anacardium occidentale Linn.), constitui-se em uma das mais
importantes fruteiras do Brasil, tem grande valor alimentício como também
elevado valor comercial. Em termos de produção mundial de frutas o Brasil
ocupa a terceira colocação no ranking mundial com uma produção aproximada
de 41,5 milhões de toneladas, com colheitas significativas de laranja, banana,
coco, abacaxi, mamão, castanha de caju, caju e castanha do Brasil
(INSTITUTO BRASILEIRO DE FRUTAS, 2011; ANDRADE, 2012).
47
A parte carnosa ligada ao fruto do caju é o pedúnculo floral hipertrofiado
chamado hipocarpo ou pseudofruto, possui formato que pode variar entre
cilíndrico, piriforme e alongado, e é onde se encontra o suco do caju.
(SEBRAE, 2005). É rico em água, a qual pode representar cerca de 86% de
seu peso, apresenta teores de glicose e de taninos de 8,4% e 3,06%,
respectivamente (GOMES, 2007).
Em relação a cadeia produtiva do caju, um dos principais problemas é o
pouco aproveitamento do pedúnculo, sendo o mesmo inferior a 12% de toda a
produção. Desta forma é necessário mais estudos para um melhor
aproveitamento e destinação desse pseudofruto (BANCO DO BRASIL, 2010).
Tendo em vista a necessidade de dotar o estado do Tocantins de
tecnologias que proporcionem a exploração sustentável dos recursos naturais,
o conhecimento das matérias-primas que possuam propriedades funcionais, e
que são encontradas de forma abundante no cerrado tocantinense, torna-se
indispensável, dentro deste contexto, o estudo dos pseudofrutos do caju e do
cajuí como espécies encontradas em abundância nesta região é de grande
importância, não apenas para fins econômicos como também ambientais.
Diante do exposto, este trabalho se propôs ao estudo dos pedúnculos de
caju e do cajuí, coletados de plantas nativas do estado do Tocantins colhidos
em dois estágios de maturação, sendo realizada sua caracterização
morfológica e análises físico-químicas do pseudofruto.
48
2 METODOLOGIA
2.1 Localização e sistema de identificação das amostras
Foram definidas duas cidades para coleta das amostras de caju
(Anacardium occidentale) e cajuí (Anacardium humile), sendo elas Palmas e
Gurupi localizadas no Estado do Tocantins, Brasil. Palmas (capital do Estado)
situada a uma altitude de 267,3 m e Gurupi localizada a 223 Km ao sul de
Palmas, com altitude de 287 m. As amostras provenientes da cidade de
Palmas foram colhidas em terrenos e praças sendo muitas dessas nativas. Em
Gurupi os pseudofrutos foram coletados em complexo das fazendas Angra III e
IV localizadas a 37 Km da cidade no sentido Dueré. As coordenadas foram
pontuadas utilizando-se GPS (Garmin modelo GPSmap 60CSx)
As amostras foram identificadas da seguinte forma:
A primeira e a segunda letra descrevem a espécie CJ para caju, CI para
cajuí, a terceira letra descreve o estágio da amostra, V para verde e M para
maduro, e a última letra descreve a cidade de origem P para Palmas e G para
Gurupi, o número final descreve qual a repetição da amostra. Então para
exemplificação temos cajuí verde de Palmas amostra 1 (CIVP1).
2.2 Coleta das amostras
A coleta das amostras foram realizadas no período de julho a setembro
de 2012, tendo o cuidado de não causar danos físicos, exigindo-se que a coleta
fosse procedida manualmente.
As amostras provenientes de Palmas foram acondicionadas em caixa de
isopor contendo gelo e encaminhadas ao Laboratório de Tecnologia de Frutas
e Hortaliças – LAFRUHTEC da Universidade Federal do Tocantins Campus de
Palmas, lavadas com solução de hipoclorito de sódio e procedida a captura de
imagens, análises de pH, acidez e sólidos solúveis e acondicionadas em
freezer vertical (Brastemp Modelo BVR 28) a -20º C. Da mesma forma as
amostras coletadas em Gurupi foram acondicionadas e encaminhadas ao
Laboratório de Controle de Pragas da Universidade Federal do Tocantins,
Campus de Gurupi. Onde foram submetidas às mesmas análises realizadas
49
com as amostras colhidas em Palmas. Foram acondicionadas em Ultra Freezer
(Cold Lab CL374-80V) a -80º C.
2.3 Caracterização física
A caracterização física se deu pela medida do diâmetro apical e basal do
pedúnculo e diâmetro horizontal e longitudinal das castanhas com uso de
paquímetro digital 6” (Zaas Precision) (Figura 2.1).
Figura 2.1: Esquema de medida das amostras
2.4 Teste de determinação da firmeza da fruta
A medida de firmeza das amostras frescas foi realizada utilizando-se
penetrômetro (PTR-100) com probe de 7,9 mm de diâmetro com precisão de ±
0,1. Utilizou-se amostras verdes e maduras de caju (Anacardium occidentale)
em tamanho pequeno e médio para amostras verdes. Os diâmetros
longitudinal, basal e apical foram medidos, bem como suas firmezas, que foram
determinadas em Kg/cm2. As medidas foram realizadas em triplicata somente
para os frutos de caju.
A firmeza das frutas foi expressa pela pressão do penetrômetro (N)
dividida pela unidade de área (S) onde o quociente representa a dureza (P).
P = N/S
Onde:
50
P = o valor da dureza da fruta 10 Pa ou Kg/cm2
N = pressão do penetrômetro expresso em (N) ou Kg
S = a área da pressão expressa em m2 ou cm2
2.5 Acidez titulável em ácido orgânico
A acidez titulável das amostras de caju e cajuí nos estágios verde e
maduro foi quantificada por titulação com solução de hidróxido de sódio
(NaOH) 0,1N, utilizando como indicador a fenolftaleína, de acordo com o
Instituto Adolfo Lutz (2008). Os resultados foram expressos em porcentagem
de ácido málico, a partir dos seguinte cálculo:
Cálculo
V x F x M x PM = g de ácido málico por cento m/v
10 x P x n
V = volume da solução de hidróxido de sódio gasto na titulação em mL
M = molaridade da solução de hidróxido de sódio
P = massa da amostra em g ou volume pipetado em mL
PM = peso molecular do ácido correspondente em g
n = número de hidrogênios ionizáveis
F = fator de correção da solução de hidróxido de sódio
2.6 Determinação de pH
O pH foi determinado por meio de potenciômetro (Tecnal), segundo
técnica da AOAC (1990).
51
2.7 Sólidos solúveis
Os sólidos solúveis foram determinados por refratometria, utilizando-se
refratômetro de Abbé sendo os resultados expressos em °Brix, conforme AOAC
(1990).
2.8 Colorimetria
Foi determinada com colorímetro Minolta, modelo CR 400, no modo CIE
L*a*b*. Estes dois últimos valores foram usados para calcular o ângulo Hue (ºh)
e a cromaticidade (C*), usando-se as seguintes fórmulas: hº=arctang(b*/a*) e
C*=(a*2 + b*2)1/2. (Konica Minolta Sensing Americas, Minolta, 1998).
Coloração: em três pontos aleatórios da casca por meio de colorímetro Minolta,
modelo CR-400, com iluminante C, no sistema CIE L* a* b*. As variáveis a*
(+70 vermelho; -70 verde) e b* (+70 amarelo; -70 azul) foram utilizadas para o
cálculo do valor C* (cromaticidade) e h° (ângulo de cor), conforme
recomendado por McGuire (1992). A Figura 2.2 ilustra como é padronizada a
leitura de cor.
Figura 2.2: O valor de L* representado no centro axial. O a* aparece no plano horizontal.
Fonte: http://www.xrite.com/documents/literature/en/L10-001_Understand_Color_en.pdf
52
A média da cor foi realizada em triplicata de pseudofrutos escolhidos ao
acaso e os resultados expressam a média das leituras.
2.9 Determinação do teor de vitamina C
A determinação do teor de vitamina C foi realizada seguindo o método com
iodato de potássio estabelecido pelo Instituto Adolfo Lutz (2008). Este método é
aplicado para a determinação de vitamina C ou ácido L-ascórbico, em
alimentos in natura ou enriquecidos, quando a concentração da referida
vitamina é maior que 5 mg. Baseia-se na oxidação do ácido ascórbico pelo
iodato de potássio. As amostras foram maceradas com auxílio de pistilo e
pesadas de 2 a 10 g de amostra, as quais foram transferidas para frasco
Erlenmeyer de 250 mL com auxílio de aproximadamente 50 mL de água em
seguida foram adicionados 10 mL de solução de ácido sulfúrico a 20%. As
misturas foram homogeneizadas e filtradas para outro frasco Erlenmeyer,
lavando o filtro com água e, logo após, com mais 10 mL da solução de ácido
sulfúrico a 20%. Em seguida, adicionou-se 1 mL da solução de iodeto de
potássio a 10% e 1 mL da solução de amido a 1%. Titulou-se com solução de
iodato de potássio até coloração azul. Dependendo da quantidade de vitamina
C contida na amostra, utilizou-se solução de iodato de potássio 0,02 M ou
0,002 M.
Cálculo para determinação do teor de vitamina C:
100 x V x F = vitamina C mg por cento (massa/massa)
P
V = volume de iodato gasto na titulação
F = 8,806 ou 0,8806, respectivamente para KIO3 0,02 M ou 0,002 M
P = n° de g ou mL da amostra
2.10 Determinação de clorofila
Também para efeito de comprovação do estágio de desenvolvimento dos
pseudofrutos foi realizada a determinação de clorofila, utilizando a metodologia
53
de Moran (1982) com adaptação de Paula Neto (2009). Foram retirados
pedaços de aproximadamente 0,1 g da casca das amostras verdes e maduras
de caju e cajuí, e transferidos para eppendorfs, protegidos da luz. Adicionou-se
1,0 mL de N,N-dimetilformamida sob os mesmo, em seguida foram incubados
no escuro a temperatura ambiente por 72 h. Após o tempo de incubação, fezse as leituras de absorbância da solução em espectrofotômetro a 646,8 e 663,8
ηm. As análises foram realizadas em triplicadas, sendo os resultados
expressos em µg.mL-1 e os cálculos realizados segundo a fórmula:
Clorofila a = 12 x ABS 663,8 – 3,11 x ABS 646,8
Clorofila b = 20,78 x ABS 646,8 – 4,88x ABS 663,8
Clorofila total = clorofila a + b
2.11 Análise estatística
O delineamento experimental utilizado foi o inteiramente casualizado
(DIC), com três repetições. Para comparação de médias foi aplicado o teste de
Tukey, a 5% de significância. Os softwares utilizados foram Assistat 7.6 beta.
54
3 RESULTADOS E DISCUSSÕES
3.1 Coleta das amostras
Na Tabela 2.1 são apresentadas as coordenadas dos locais de coleta dos
cajus e cajuís verdes as quais correspondem também às amostras maturadas.
Tabela 2.1: Identificação e coordenadas de localização das amostras.
Fruto
Local
Amostra
Coordenadas
Latitude
CIVG1
22L 0694812
CIVG2
22L 0695375
CIVG3
22L 0695341
Cajuí
CIVP1
22L 0791356
Palmas
CIVP2
22L 0792578
CIVP3
22L 0791865
CJVG1
22L 0693598
Gurupi
CJVG2
22L 0693613
CJVG3
22L 0693629
Caju
CJVG4
22L 0695396
CJVG5
22L 0695368
CJVP1
22L 0791278
Palmas
CJVP2
22L 0789492
CJVP3
22L 0791865
*UTM (Universal Transverse Mercator) sistema de coordenadas.
Gurupi
UTM*
8725022
8725603
8725609
8872823
8874993
8870225
8723736
8723714
8723688
8725644
8725597
8872805
8873741
8870225
Altitude
330 m
299 m
306 m
261 m
266 m
265 m
336 m
364 m
363 m
299 m
306 m
259 m
218 m
265 m
3.2 Caracterização física
O diâmetro apical dos cajuís verdes variaram de 7,56 ± 1,29 a 9,89 ± 4,03
mm e diâmetro basal de 11,57 ± 0,52 a 20,02 ± 2,59 mm. Já para os cajus
verdes a variação foi de 10,20 ± 2,29 a 27,72 ± 1,07 mm para diâmetro apical e
20,02 ± 2,59 a 36,14 ± 2,85 mm para diâmetro basal. Os pedúnculos de cajuí
maduro variaram de 16,47 ± 1,60 a 23,02 ± 3,15 mm de diâmetro apical e
18,90 ± 0,85 a 35,71 ± 4,19 mm de diâmetro basal. Enquanto que os de caju
maduro os diâmetro apical e basal variaram de 19,61 ± 1,42 a 27,55 ± 3,13 mm
e 31,87 ± 2,70 a 51,30 ± 1,93 mm, respectivamente. Lopes et al. (2011)
avaliando a caracterização física de pedúnculos de clones de cajueiro anão
precoce em diferentes estádios de maturação observaram que os diâmetros
basal e apical aumentaram gradualmente com o decorrer do desenvolvimento e
maturação para todos os clones avaliados, sendo o mesmo observado nesse
trabalho.
55
A Figura 2.3 ilustra os estádios de coleta das amostras de cajuí e caju
provenientes de Palmas. Para as amostras verdes foram coletados dois
estádios de maturação como pode ser observado.
Figura 2.3: (a) e (b) amostras de cajuí e caju verdes; (c) e (d) amostras correspondentes aos
frutos maturados cajuí e caju, respectivamente, provenientes de Palmas. Foto: Renata Costa
França
3.3 Teste de determinação da dureza da fruta
Segundo Costa et al. (2001), geralmente a dureza das frutas é dada pela
protopectina em conjunto com o amido, sendo esta predominante em frutas
verdes e transformada em pectina durante o amadurecimento. Após
desmetoxilação e simplificação das cadeias por ação enzimática, ocorre
solubilização até a degradação total, quando a fruta está madura.
A Figura 2.4 apresenta a média dos cálculos de determinação da firmeza do
caju, em ensaio teste para observação da perda de firmeza do fruto, dada em
N.
56
9
8
a
Firmeza (N)
7
6
b
5
4
3
c
2
Caju verde P
Caju verde M
Caju maduro
Amostras de caju
Figura 2.4: Resultado do teste de dureza do pseudofruto de caju, em estágios verde pequeno,
verde médio e maduro. I = estágio 1 de maturação, II = estágio 2 de maturação. Médias
seguidas pela mesma letra minúscula não diferem significativamente pelo Teste de Tukey (p ≤
0,05).
Figuereido et al. (2007) indicam que o tratamento pós-colheita com cálcio a
2% (p/v) promove maior incorporação do mesmo nos tecidos de pedúnculos de
caju e, consequentemente, uma maior resistência pós-colheita. Abreu (2007),
encontrou valor de 8,19 a 13,61 N em clones de caju provenientes de Pacajus,
Ceará, Brasil. Figueiredo et al. (2002) encontraram valores variando de 8,57 a
45,61 N para pseudofrutos de caju em sete estágios de maturação onde o
menor valor representa o estágio mais avançado de maturação. Já Lopes et al.
(2011) em pedúnculos provenientes de Pacajus, Ceará, Brasil para sete
estágios de maturação em diferentes clones encontraram valores variando de
33,2 a 7,77 N sendo o último valor para o estágio mais avançado de
maturação. Considerando apenas a pressão do equipamento de medição, a
qual é expressa em Newtons (N), para as amostras estudadas foram
encontrados valores entre 8,3 a 2,7 N. os valores encontrados do estágio I
equivalem ao último estágio dos trabalhos de Lopes et al. (2011) e Figueiredo
et al. (2002). Tais resultados demonstram que esta amostra possui menor
firmeza já no estágio verde, o que representa a maior possibilidade destes
pseudofrutos sofrerem danos mecânicos pós colheita. Por outro lado, tais
resultados podem indicar maior suculência desse pseudofruto.
57
3.4 Acidez Titulável, pH e Sólidos Solúveis
A maior parte dos alimentos apresentam valores de pH na faixa de 5,0 a
6,5. Assim, os pedúnculos de caju e cajuí podem ser classificados como sendo
muito ácidos, uma vez que o valor médio de pH encontrado, 3,70 está próximo
ao pH do abacaxi (3,54) que é um produto classificado como muito ácido
(AZEREDO e BRITO, 2004) e do murici, (3,6) (SILVA, SILVA e OLIVEIRA,
2004). A acidez nas frutas está relacionada com a presença de ácidos
orgânicos. Os ácidos orgânicos contribuem para a acidez e o aroma
característico, devido à volatilidade de alguns componentes. A acidez é
calculada com base no principal ácido presente no alimento, portanto a acidez
das amostras de caju foram expressas em ácido málico.
Os valores do potencial hidrogeniônico das amostras de caju verdes e
Amostras verdes e maduras de caju
maduras são apresentados na Figura 2.5.
-CJMG5
CJMG4
CJMG3
CJMG2
CJMG1
CJMP3
CJMP2
CJMP1
CJVG5
CJVG4
CJVG3
CJVG2
CJVG1
CJVP3
CJVP2
CJVP1
d
ab
d
d
cd
c
e
e
bc
cd
e
cd
d
a
e
e
0
1
2
3
4
pH
Figura 2.5: Potencial hidrogênionico de amostras verdes e maduras de caju provenientes de
Palmas e Gurupi. Colunas seguidas pelas mesmas letras, para cada gráfico, não diferem
estatisticamente entre si, de acordo com o Teste de Tukey (p≤ 0,05).
Observou-se que entre as amostras de Gurupi houve diferença estatística
para as amostras CJVG1 e CJVG2 das suas amostras maturadas
correspondentes. Nas amostras de Palmas as amostras CJVP1 e CJVP2
diferiram
também
estatisticamente
de
suas
amostras
maturadas
correspondentes. No geral verificou-se que o potencial hidrogeniônico diferiu
58
estatisticamente (p≤0,05) nos estágios de desenvolvimento dos pseudofrutos
(verdes e maduros) em 50% das amostras.
A Figura 2.6 apresenta o potencial hidrogênionico para amostras de cajuí
verdes e maduras das cidades de Palmas e Gurupi. Diante dos resultados
observou-se que não houve diferença significativa (p ≤ 0,05) pelo teste de
Tukey entre as amostras verdes e suas correspondentes maduras.
Entre as amostras verdes de Gurupi a amostra CIVG2 diferiu das demais,
apresentando o menor valor de pH. No conjunto de amostras de Palmas não
houve diferença significativa entre CIVP1 e as demais, enquanto que CIVP3
diferiu de CIVP2. No conjunto de regiões (Palmas e Gurupi) para as amostras
verdes CIVP1 não diferiu das amostras de Gurupi enquanto que CIVG1 diferiu
significativamente de CIVP2 e CIVG2 diferiu da amostra CIVP3.
Quanto às amostras maturadas CIMP3 de Palmas, observa-se diferença
entre as mesmas e as amostras maturadas de Gurupi. As amostras CIMG2 e
CIMG3 diferiram das amostras CIMP1 e CIMP3.
--
def
Amostras verdes e maduras de cajuí
CIMG3
f
CIMG2
bcdef
CIMG1
CIMP3
a
CIMP2
abcd
CIMP1
abc
CIVG3
abcd
ef
CIVG2
ab
CIVG1
a
CIVP3
cdef
CIVP2
abcde
CIVP1
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
3,5
4,0
pH
Figura 2.6: Potencial hidrogênionico de amostras de cajuí verdes e amostras maduras
correspondentes. Colunas seguidas pelas mesmas letras, para cada gráfico, não diferem
estatisticamente entre si, de acordo com o Teste de Tukey (p≤0,05).
Numa análise geral, as amostras verdes não diferiram estatisticamente de
suas correspondentes maduras, independente da região, no entanto quando
contrapõem-se amostras verdes versus amostras maturadas independente de
sua correspondente, observa-se diferença significativa, principalmente das
59
amostras CIVP3 que diferiu estatisticamente de todas as amostras maturadas
de Gurupi e a amostra CIVG2 que diferiu estatisticamente de todas as
amostras maturadas de Palmas.
As Figuras 2.7 e 2.8 apresentam a acidez titulável em ácido málico para
amostras verdes e maduras de caju e cajuí provenientes de Palmas e Gurupi.
A
c
CJMP3
b
Amostras de caju
CJMP2
b
CJMP1
c
CJVP3
a
CJVP2
a
CJVP1
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
-1
1,4
1,6
-1
Acidez (g de ácido málico.100 (m.v ))
B
c
CIMP3
c
Amostras de cajuí
CIMP2
bc
CIMP1
bc
CIVP3
b
CIVP2
a
CIVP1
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
-1
1,4
1,6
-1
Acidez (g de ácido málico.100 (m.v ))
Figura 2.7: Acidez titulável de amostras de caju e cajuí verdes e amostras maduras
correspondentes provenientes de Palmas. Colunas seguidas pelas mesmas letras, para cada
gráfico, não diferem estatisticamente entre si, de acordo com o Teste de Tukey (p≤0,05).
Observou-se que as amostras verdes, de ambos os pseudofrutos
encontravam-se com altos valores de acidez titulável, sendo estes inferiores a
um (1) para algumas das amostras.
60
A
--
e
CJMG5
f
CJMG4
a
Amostras de caju
CJMG3
bcde
CJMG2
e
CJMG1
ab
CJVG5
cde
CJVG4
de
CJVG3
bcd
CJVG2
bc
CJVG1
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
-1
1,4
-1
Acidez (g de ácido málico.100 (m.v ))
B
bc
CIMG3
b
Amostras de cajuí
CIMG2
c
CIMG1
b
CIVG3
a
CIVG2
bc
CIVG1
0,0
0,5
1,0
1,5
-1
2,0
-1
Acidez (g de ácido málico.100 (m.v ))
Figura 2.8: Acidez titulável de amostras de caju e cajuí verdes e amostras maduras
correspondentes provenientes de Gurupi. Colunas seguidas pelas mesmas letras, para cada
gráfico, não diferem estatisticamente entre si, de acordo com o Teste de Tukey (p≤0,05).
A maioria das amostras verdes de caju diferiram de suas amostras maduras
correspondentes independente da região, no entanto para as amostras de cajuí
apenas a amostra CIVG2 diferiu de sua amostra madura correspondente.
Andrade et al. (2008), encontraram valores de pH de 4,4 a 4,6 em
pedúnculos de cajueiro-anão, observou-se que para as amostras maturadas
61
deste estudo que os valores de pH encontrados foram todos abaixo de 4,
exceto para amostra CJMG4 onde o pH foi de 4,16. Michodjehoun-Mestres et
al. (2009) na caracterização de pedúnculos de caju dos países Brasil e Bénin
encontraram valores de pH que variaram de 3,85 a 4,60 e acidez titulável em
ácido málico de 0,3 a 1,1 %. Canuto et al. (2010), para o pseudofruto do caju
relatam valores de 4,7 para pH e 0,2 mg de ácido cítrico/100 g para acidez.
Carvalho et al. (2013) estudando pseudofrutos de caju de três regiões do
Estado de Goiás, observaram variação de pH de 3,32 a 3,76 de acidez titulável
de 11,96 a 19,24 mL g-1 e de sólidos solúveis de 10,50 a 13,58 º Brix. Os
resultados encontrados das amostras analisadas corroboram com os descritos
por Carvalho et al. (2013) quanto ao pH, entretanto para acidez os resultados
encontram-se acima dos mencionados por Michodjehoun-Mestres et al. (2009).
Não foi possível comparar com os dados de Carvalho et al. (2013), devido a
diferença de metodologias.
Observou-se no geral que as amostras de caju e cajuí não diferiram
estatisticamente em termos de pH com média de 3,68 para ambas as espécies,
quanto aos sólidos solúveis as amostras de caju e cajuí maduras também se
assemelharam com média de 13,04 e 16,27 ºBrix, respectivamente, onde as
amostras de cajuí apresentaram-se com grau de doçura superior, como
também as amostras verdes de caju e cajuí com 10,67 e 11,89 ºBrix,
respectivamente.
Um importante atributo associado à qualidade dos frutos é o sabor. O
conteúdo e a composição de açúcares possuem papel fundamental sobre este,
sendo também indicadores do estágio de maturação dos mesmos (SANDRI,
SILVA e PASTRO, 2011).
O amadurecimento de um modo geral proporciona uma maior doçura
devido ao aumento nos teores de açúcares simples, decorrentes de processos
de biossíntese ou de degradação dos polissacarídeos existentes nos frutos,
apesar do consumo de uma parte destes constituintes pela oxidação
respiratória (CHEFTEL e CHEFTEL, 1992).
A Figura 2.9 apresenta a variação de sólidos solúveis das diferentes
amostras nos distintos estágios de maturação, onde se observou que, para as
amostras verdes, as que se apresentaram com maior grau de doçura, para
62
ambas as espécies, foram as provenientes de Gurupi. Para as amostras em
estágio maduro, a amostra CIMG1 foi a que mais se destacou com 19,92 º Brix
seguida da amostra CJMP1 com aproximadamente 15º Brix, observando-se
que sua amostra verde correspondente apresentou menor valor entre as
amostras.
Estatisticamente,
apenas
três
das
amostras
analisadas
apresentaram diferença significativa ao nível de 5% quando contrapostas entre
estágio verde e maduro, sendo elas as amostras 1 de caju e 2 de cajuí de
Palmas e amostra 2 de caju de Gurupi.
A
B
--
Amostras maturadas de caju e cajuí
a
CIVG1
a
CIVP3
a
CIVP2
a
CIVP1
a
CJVG5
a
CJVG4
a
CJVG3
a
a
CJVG2
CJVG1
a
a
CJVP3
CJVP2
a
CJVP1
0
2
4
6
8
10
12
ab
ab
CIMG3
a
CIVG2
Amostras verdes de caju e cajuí
--
a
CIVG3
14
16
18
CIMG2
a
CIMG1
ab
CIMP3
ab
CIMP2
ab
CIMP1
ab
CJMG5
ab
CJMG4
ab
CJMG3
ab
ab
ab
CJMG2
CJMG1
CJMP3
b
CJMP2
ab
CJMP1
0
5
Sólidos solúveis (º Brix)
10
15
20
25
Sólidos solúveis (º Brix)
Figura 2.9: Sólidos solúveis (º Brix) para amostras de caju e cajuí nos estágios verde e
maduro. Colunas seguidas pelas mesmas letras, para cada gráfico, não diferem
estatisticamente entre si, de acordo com o Teste de Tukey (p<0,05), n = 3.
No trabalho de Michodjehoun-Mestres et al. (2009) em estudo sobre fenóis
monoméricos de pseudofrutos de caju, foram
determinadas algumas
características físico-químicas do pedúnculo, sendo o maior teor de sólidos
solúveis encontrado entre as diversas amostras, igual 13,5 ± 0,1 ºBrix, onde as
amostras maturadas de caju apresentaram valor semelhante (13,04 ºBrix).
Figueiredo et al. (2002) estudando as mudanças físico-químicas em
pseudofruto de caju durante o desenvolvimento e maturação encontrou valores
de sólidos solúveis para o estágio 1 de desenvolvimento na ordem de 6,49 º
Brix (este estágio corresponde ao pseudofruto verde com castanha verde). Os
valores aqui encontrados foram superiores, tanto para os pseudofrutos de caju
(10,67º Brix) como para os pedúnculos de cajuí (11,89º Brix).
Lucena (2006), qualificando fruto e pseudofruto de caju encontrou valores
de sólidos solúveis variando de 7,25 a 13,75 ºBrix, resultados que concordam
63
com os aqui encontrados. Canuto et al. (2010), em estudo sobre frutos da
Amazônia encontrou valor de 5 º Brix para o caju. De um modo geral,
observou-se na literatura que há uma grande variação de sólidos solúveis para
esta espécie dependendo do local e das condições edafoclimáticas, as
amostras desse estudo apresentaram média de 12,81 º Brix, as quais
concordam com os resultados de Michodjehoun-Mestres et al. (2009) e Lucena
(2006) e a amostra de cajuí CIMG1 apresentou valor superior (19,92º Brix) aos
citados pela literatura.
3.5 Colorimetria
A cor é o atributo mais importante no processo de escolha pelos
consumidores (CHITARRA e CHITARRA, 2005)
A cromaticidade ou croma (C*) expressa a intensidade da cor, ou seja, a
saturação em termos de pigmentos desta cor. Valores de croma próximos de
zero representam cores neutras (cinzas), enquanto valores próximos de 60
expressam cores vívidas (PINHEIRO, 2009). As escalas utilizadas foram: L*, a*,
b*; e L*, C*, H*. A cor dos pedúnculos foi avaliada pela medida de Hunter L
(luminosidade, branco = 100, preto = 0), a (+, vermelho; -, verde) e b (+,
amarelo; -, azul) pelos parâmetros de reflectância do colorímetro.
A Tabela 2.2 a seguir apresenta os valores médios das coordenadas
valor L*, a* e b*, cromaticidade (C*) e ângulo Hue (°h) de pedúnculos de cajuí
em dois estádios de maturação, coletados nos municípios de Gurupi e Palmas/
Tocantins.
Para L* não foi observada diferença significativa entre as amostras
maduras, entretanto, as amostras verdes CIVP2 e CIVP3 diferiram de CIVG1 e
CIVG2. Constatou-se também que os valores médios de L* não diferiram das
amostras verdes para as maduras correspondentes. Porém, em relação à
luminosidade não observou-se diferença significativa.
Para os valores de a*, os valores quanto mais negativos indicam mais
intensidade de cor verde para as amostras verdes. Entretanto a amostra
CIMP2, considerada madura, apresentou valor negativo, estando seu estágio
de maturação determinado pelas castanhas cinzas, como pode ser atestado
com a Figura 2.8 (A).
64
Tabela 2.2: Valores médios das coordenadas valor L*, a* e b*, cromaticidade (C*) e ângulo
Hue (°h) de pedúnculos de cajuí em dois estádios de maturação, coletados nos municípios de
Gurupi e Palmas/ Tocantins.
Amostras
L*
a*
b*
C*
H
(p≤0,05)
CIVP1
35,99
abc
-9,62
26,26
abc
21,61
cd
24,53
CIVP2
22,05
c
-6,06
12,33
CIVP3
23,63
c
-2,74
8,14
CIVG1
49,04
ab
-8,06
31,73
CIVG2
49,50
a
-8,79
30,03
CIVG3
24,65
c
-2,74
CIMP1
31,28
bc
CIMP2
28,13
CIMP3
25,23
CIMG1
32,95
d
bc
109,19
abc
114,83
c
108,58
15,08
ab
a
ab
a
32,11
abc
106,14
ab
28,25
abc
103,68
17,73
abcd
22,23
bc
96,48
28,07
22,80
abcd
34,22
abc
39,37
c
-2,13
27,89
abc
38,42
ab
94,77
c
5,59
18,96
abcd
23,88
abc
75,97
abc
36,46
19,06
abcd
a
27,58
d
abc
29,28
d
ab
26,10
d
42,34
CIMG2
22,51
c
25,29
15,27
bcd
33,11
CIMG3
28,59
c
34,12
15,66
bcd
35,44
ab
ab
ab
d
bc
c
* Médias seguidas pelas mesmas letras na coluna, não diferem estatisticamente entre
si, de acordo com o Teste de Tukey (p<0,05), n = 3.
A cromaticidade C* observada não diferiu entre as amostras verdes e
nem entre as amostras maduras, como também entre amostras verdes e
maduras correspondentes. O ângulo Hue (H), indica que 0º corresponde ao
vermelho, 90º amarelo, 180º verde e 270º azul (ALMEIDA, 2004). Observou-se
que as amostras verdes tiveram ângulos variando de 96,48 a 114º, o que indica
cor entre amarelo e verde, e as amostras maduras dos pseudofrutos de cajuí
obtiveram ângulos variando de 26,10 a 94,77º indicando que suas cores
variaram do vermelho ao amarelo.
A Figura 2.10 apresenta as amostras de cajuí CIMP2 (A) e cajus CJMP2
(B), CJMG2 (C) e CJVG4 (D).
Onde suas medidas de cor *a, apresentaram-se mais negativas apesar de
três delas terem sido classificadas como maduras, todas são de cor amarelas
ou quase esbranquiçadas, apresentando valores que se aproximam das
amostras verdes, no entanto, sua maturidade é atestada pela cor das
castanhas cinzas.
65
Figura 2.10: (A) Amostra de cajuí proveniente de Palmas CIMP2, (B) Amostra de caju
proveniente de Palmas CJMP2, (C) Amostra de caju proveniente de Gurupi CJMG2, (C)
Amostra de caju proveniente de Gurupi (CJVG4).
Na Tabela 2.3 são apresentados os valores médios das coordenadas valor
L*, a* e b*, cromaticidade (C*) e ângulo Hue (°h) de pedúnculos de caju em
dois estádios de maturação, coletados nos municípios de Gurupi e Palmas/
Tocantins.
Para os valores médios da coordenada L* entre as amostras verdes houve
diferença significativa entre as amostras de Palmas CJVP1 e CJVP3 das de
Gurupi.
Entre as amostras maduras CJMG2 diferiu estatisticamente das demais
(L*= 82,51) indicando que a amostra tende a cor branca o que pode ser
constatado pela Figura 2.10 (C). Para o valor médio de a* os valores negativos
indicam a cor verde, exceto para a amostra CJVG5, que apesar de verde,
apresenta cor vermelha, o que pode ser observado na Figura 2.11. Note-se que
quanto mais negativo os valores de a* mais verde a amostra se encontrava,
destaque para as amostras CJVG2 e CJVG4.
A amostra CJVG5 para o valor de a* apresentou valor positivo, mas seu
estágio pode ser verificado pela Figura 2.11 onde é possível observar que a
mesma possui cor vermelha desde seu estágio verde, note-se pela castanha
verde.
66
Tabela 2.3: Valores médios das coordenadas valor L*, a* e b*, cromaticidade (C*) e ângulo
Hue (°h) de pedúnculos de caju em dois estádios de maturação, coletados nos municípios de
Gurupi e Palmas/ Tocantins.
Amostras
L*
a*
b*
C*
H
(p≤0,05)
CJVP1
27,65ef
-8,50
21,85cd
29,98cd
111,98a
CJVP2
43,14cde
-12,18
30,33abcd
31,10bcd
113,03a
CJVP3
18,09f
-8,80
23,16bcd
27,03d
111,59a
CJVG1
70,60ab
-4,38
40,37a
40,96abcd
94,18c
CJVG2
61,85abc
-18,67
40,98a
45,36 abcd
114,63a
CJVG3
60,76bcd
-13,86
38,26abc
40,65 abcd
109,43ab
CJVG4
51,53 bcd
-18,45
33,41abcd
38,12 abcd
118,68a
CJVG5
51,66 bcd
19,60
20,67d
28,58d
46,89d
CJMP1
26,96ef
16,90
27,57abcd
34,41bcd
56,18d
CJMP2
50,27 bcd
-2,26
39,70ab
34,40bcd
92,83c
CJMP3
12,11f
18,30
20,45d
27,18d
46,44d
CJMG1
40,93cde
48,87
22,49cd
53,62a
24,57e
CJMG2
82,51a
-4,99
40,65a
40,55abcd
97,07bc
CJMG3
43,97cde
42,64
21,24cd
48,34abc
26,20e
CJMG4
40,54de
45,07
21,16cd
50,16ab
25,16e
CJMG5
40,00de
46,86
25,72abcd
53,80a
28,71e
*Médias seguidas pelas mesmas letras na coluna, não diferem estatisticamente entre si, de
acordo com o Teste de Tukey (p≤0,05).
Em b* observou-se que as amostras dos pseudofrutos de caju verdes não
diferiram significativamente das amostras maduras correspondentes, exceto a
amostra CJVG1 de sua correspondente CJMG1 em que a cor amarela é mais
intensa na amostra verde e mais azul na amostra madura.
Para os valores de C* a cromaticidade foi mais elevada para as amostras
de Gurupi enquanto verdes ou maduras, ou seja, a pureza de cor foi melhor
observada. A variação para o ângulo Hue entre as amostras verdes foi de
46,89 a 118,68º, indicando que a cor foi do vermelho ao verde influenciada pela
amostra CJVG5 e para as amostras maduras a variação foi de 24,57 a 92,83º,
indicando que a cor variou do vermelho ao amarelo.
67
Figura 2.11: Amostra CJVG5 de caju proveniente de Gurupi.
Apesar do colorímetro ser um instrumento de cor eficaz, outro critério foi
adotado para determinação do estágio de maturação dos pseudofrutos, como a
cor da castanha.
Canuto et al. (2010) encontraram valores para polpa de caju proveniente da
região amazônica com L* = 57,6; H* = 79 e C* = 31,9. Valores de H* próximo
ou acima de 70 indicam tonalidade cromática alta. Abreu (2007) encontrou
média de L* = 60,45; C* = 48,43 e H*= 52,42. Azevedo et al. (2008) observou
em frutos de mamão papaya (Carica papaya L. cv. Golden) que os valores de L
acima de 50% indicavam que depois do pico de emissão do etileno as frutas
tornavam-se gradualmente mais claras.
A intensidade de cor das amostras analisadas apresentaram-se maiores
que os dados apresentados pela literatura já que estas foram analisadas em
seu estado original, sem processamento.
3.6 Vitamina C
O ácido ascórbico ou vitamina C é uma das substâncias com maior
significado para a nutrição humana e encontra-se presente nas frutas e
hortaliças (LEE e KADER, 2000). O ácido ascórbico desempenha várias
funções biológicas relacionadas ao sistema imune, formação de colágeno,
absorção de ferro, inibição da formação de nitrosaminas e atividade
antioxidante (VANNUCHI e JORDÃO JÚNIOR, 1998; SILVA et al., 2004).
Entre as amostras verdes e maduras de cajuí a amostra CIMG2, diferiu
estatisticamente das demais ao nível de significância de 5%, com teor médio
de vitamina C de 226,19 mg/100g (Figura 2.12)
68
A
a
CIMP3
ab
Amostras de cajuí
CIMP2
b
CIMP1
a
CIVP3
b
CIVP2
ab
CIVP1
0
20
40
60
80
100
120
-1
Teor de Vitamina C (mg.100 g )
B
b
CIMG3
a
Amostras de cajuí
CIMG2
b
CIMG1
b
CIVG3
b
CIVG2
b
CIVG1
0
50
100
150
200
250
-1
Teor de Vitamina C (mg.100 g )
Figura 2.12: Teor de vitamina C para amostras verdes e maduras de cajuí provenientes de
Palmas e Gurupi, nos estágios verde e maduro. Colunas seguidas pelas mesmas letras, para
cada gráfico, não diferem estatisticamente entre si, de acordo com o Teste de Tukey (p<0,05),
n = 3.
Entre as amostras de caju (Figura 2.13) a amostra CJMP3 diferiu das
demais com teor médio de vitamina C 119,58 mg/100 g. Entre as amostras de
caju de Gurupi todas as amostras maduras diferiram estatisticamente (p≤0,05)
das amostras verdes correspondentes, exceto CJMG1.
69
A
a
CJMP3
b
Amostras de caju
CJMP2
b
CJMP1
b
CJVP3
b
CJVP2
b
CJVP1
0
20
40
60
80
100
120
140
-1
Vitamina C (mg. 100 g )
B-a
CJMG5
bc
CJMG4
ab
Amostras de caju
CJMG3
a
CJMG2
e
CJMG1
bc
CJVG5
e
CJVG4
e
CJVG3
cd
CJVG2
de
CJVG1
0
10
20
30
40
50
-1
Teor de Vitamina C (mg.100 g )
Figura 2.13: Teor de vitamina C para amostras verdes e maduras de cajuí provenientes de
Palmas e Gurupi. Colunas seguidas pelas mesmas letras, para cada gráfico, não diferem
estatisticamente entre si, de acordo com o Teste de Tukey (p<0,05), n = 3.
Sherer et al. (2008), quantificaram através de cromatografia líquida de
alta eficiência (HPLC), a concentração dos ácidos tartárico, málico, ascórbico e
cítrico do caju encontrando valores máximos de 32,72 ± 3,89; 293,21 ± 28,33;
186,42 ± 0,59 e 9,89 ± 0,38 mg.100 mL-1, respectivamente.
Andrade et al. (2008) encontraram valores de vitamina C de 111,7 e
89,41 mg/100g em pedúnculos de caju cultivados nos sistemas de produção
integrada e convencional, respectivamente. Silva, et al. (2004) encontraram
valor de 36,92 mg/100g para vitamina C em pseudofruto in natura de caju-do-
70
cerrado (Anacardium spp), algumas das amostras de cajuí apresentaram
valores próximos ao encontrado por estes autores. Oliveira et al. (1999) em
polpas congeladas de caju provenientes de indústrias de Pernambuco e
Paraíba, Brasil, encontraram teor médio de vitamina C de 162,89 mg/100g,
havendo uma variação nos teores de 76,95 a 228,02 mg/100g. Vissotto et al.
(2013) encontraram valores de 167 mg/100 g para polpa de caju provenientes
de São Paulo, entretanto Canuto et al. (2010) em pseudofrutos de caju
provenientes da floresta amazônica do estado de Roraima encontraram valores
de 12,4 mg/100 g de polpa.
O teor de vitamina C de um modo geral, entre as amostras verdes e
maduras, independente da espécie (caju ou cajuí), variou de 17,43 ± 4,71 a
227,31 ± 4,75 mg/100 g estando de acordo com os resultados apresentados
por outros pesquisadores, entretanto quando observadas separadamente,
verifica-se que a maioria das amostras possuem baixo teor de vitamina C se
comparadas a outras regiões do país.
Souza et al. (2012), em estudo sobre frutos do cerrado de marolo
(Annona crassiflora Mart.), jenipapo (Genipa americana L.), murici (Byrsonima
crassifolia L. RICH), graviola (Annona muricata, L.) e maracujá doce (Passiflora
alata Dryand), encontraram valores para vitamina C variando de 21,83 a 59,05
mg/ 100 g de polpa, o que indica que as variedades de caju e cajuí estudadas
contém maior conteúdo em vitamina C em comparação a estas espécies.
3.7 Determinação de clorofila
O mais ativo dos tecidos fotossintéticos das plantas superiores é o
mesófilo foliar. As células do mesófilo possuem muitos cloroplastos, os quais
contêm os pigmentos verdes especializados na absorção da luz, as clorofilas
(TAIZ e ZEIGER, 2006). As clorofilas são porfirinas que formam complexos
com magnésio, sendo as principais a clorofila a e clorofila b (WONG, 1995). As
clorofilas, pigmentos verdes, comuns em células fotossintéticas, possui
estrutura química instável e de fácil degradação que modificam a percepção e
qualidade dos alimentos (STREIT et al., 2005). Estão envolvidos no processo
de amadurecimento, a síntese do etileno e a ação de enzimas péctica como a
pectinametilesterase (PME) e poligalacturonase (PG) (PRADO et al., 2013).
71
Neste estudo foram quantificadas os teores de clorofilas a, b e total dos
pedúnculos verdes e maduros de caju e cajuí, a fim de atestar seu estágio de
maturação.
A Tabela 2.4 apresenta as amostras de caju verdes e maturadas
provenientes de Palmas com a média e desvio padrão para clorofila a, b e total.
Observou-se pelo teste de Tukey que as amostras verdes diferiram
estatisticamente (p≤0,05) para clorofila a das amostras maduras, exceto a
amostra CJVP1 da CJMP3. Quando comparado os teores apresentados pelas
amostras verdes e aqueles apresentados pelas amostras maduras, observa-se
diferença significativa, sendo os teores das amostras verdes inferiores aos das
amostras maduras. O teor de clorofila a não diferiu estatisticamente entre as
amostras maduras, no entanto entre as amostras verdes foi observada
diferença estatística da amostra CJVP3 das demais.
-1
Tabela 2.4 Teor de clorofila a, b e total (µg.mL ) para amostras verdes e maduras de caju
provenientes de Palmas.
Amostras
Clorofila a
Clorofila b
Clorofila Total
bc*
a
ab
3,18
±
1,19
14,59
±
1,33
17,77 ± 2,51
CJVP1
CJVP2
4,02 ± 1,24
b
14,31 ± 0,90
a
18,33 ± 2,09
ab
CJVP3
6,66 ± 0,60
a
14,64 ± 0,51
a
21,30 ± 1,06
CJMP1
0,30 ± 0,00
d
12,94 ± 0,00
a
13,03 ± 0,39
c
CJMP2
0,08 ± 0,00
d
12,87 ± 0,00
a
12,95 ± 0,00
c
CJMP3
1,19 ± 0,47
cd
14,43 ± 0,99
a
15,61 ± 1,46
a
bc
*Médias seguidas pelas mesmas letras na coluna, não diferem estatisticamente entre si, de
acordo com o Teste de Tukey (p ≤ 0,05).
Para clorofila b as amostras dos pseudofrutos verdes e maduros não
apresentaram diferença estatística pelo teste de Tukey (p<0,05). Verificou-se
que para clorofila total as amostras verdes de caju diferiram das amostras
maduras, com exceção da amostra madura CJMP3 que se assemelhou
estatisticamente das amostras verdes CJVP1 e CJVP2, mas não a sua
correspondente verde.
A Tabela 2.5 apresenta os dados para clorofila a, b e total para amostras
dos pseudofrutos verdes e maduros de cajuí provenientes de Palmas. Para
clorofila a observou-se que as amostras verdes diferiram das maduras, exceto
72
a amostra CIVP2 a qual se assemelhou às amostras maturadas, pelo teste de
Tukey (p≤0,05). Para clorofila b o mesmo foi observado, exceto a amostra
CIVPI que diferiu das amostras maduras CIMP2 e CIMP3 pelo teste de Tukey
(p<0,05). Na quantificação da clorofila total não foi observada diferença
significativa entre as amostras verdes e nem entre as amostras maduras, pelo
teste de Tukey (p≤0,05). No entanto a amostra CIMP1 se assemelhou em
conteúdo de clorofila total às amostras verdes CIVP2 e CIVP3 e a amostra
verde CIVP2 se assemelhou às amostras maduras em teor de clorofila total.
-1
Tabela 2.5: Teor de clorofila a, b e total (µg.mL ) para amostras verdes e maduras de cajuí
provenientes de Palmas.
Amostras
Clorofila a
Clorofila b
Clorofila Total
a*
a
a
5,05
±
1,09
15,04
±
0,33
20,09 ± 1,37
CIVP1
ab
14,04 ± 0,56
ab
16,17 ± 1,04
5,29 ± 3,05
a
13,58 ± 0,58
ab
18,87 ± 3,63
CIMP1
0,62 ± 0,54
b
13,84 ± 0,78
ab
14,46 ± 1,31
CIMP2
0,33 ± 0,00
b
13,16 ± 0,00
b
13,49 ± 0,00
c
CIMP3
0,46 ± 0,42
b
13,28 ± 0,81
b
13,74 ± 1,20
c
CIVP2
2,13 ± 0,54
CIVP3
abc
ab
bc
*Médias seguidas pelas mesmas letras na coluna, não diferem estatisticamente entre si, de
acordo com o Teste de Tukey, (p ≤0,05).
Verifica-se na Tabela 2.6 o teor de clorofila a, b e total, expressas em
(µg.mL-1), para amostras verdes e maduras de caju provenientes de Gurupi.
Observa-se que entre as amostras maduras para clorofila a não houve
diferença significativa (p≤0,05) pelo Teste de Tukey, a amostra verde CJVG3
se assemelhou a sua amostra madura correspondente CJMG3.
Para clorofila b observou-se que não houve diferença significativa entre
as amostras verdes, como também entre as maduras, sendo o teor de clorofila
b das amostras verdes estatisticamente semelhante à suas amostras maduras
correspondentes.
Verificou-se na determinação de clorofila total que não houve diferença
significativa entre as amostras verdes, como também entre as amostras
maduras. A amostra verde CJVG4 diferiu estatisticamente de sua amostra
madura correspondente CJMG4 pelo teste de Tukey (p≤0,05).
73
-1
Tabela 2.6: Teor de clorofila a, b e total (µg.mL ) para amostras verdes e maduras de caju
provenientes de Gurupi.
Amostras
Clorofila a
Clorofila b
Clorofila Total
bc*
a
ab
5,08
±
0,15
5,93
±
0,28
11,02 ± 0,93
CJVG1
CJVG2
CJVG3
a
4,30 ± 0,69
abcd
5,87 ± 1,37
a
4,84 ± 1,49
6,23 ± 1,30
4,76 ± 1,63
ab
10,53 ± 1,99
abc
a
10,63 ± 2,59
abc
ab
CJVG4
6,82 ± 1,70
CJVG5
5,15 ± 0,14
ab
5,52 ± 0,55
CJMG1
2,31 ± 0,39
de
4,14 ± 0,31
CJMG2
1,84 ± 0,14
e
2,77 ± 0,55
bcde
4,67 ± 0,96
ab
de
3,98 ± 0,73
ab
cde
4,45 ± 1,20
ab
CJMG3
2,91 ± 0,57
CJMG4
2,22 ± 0,41
CJMG5
2,49 ± 0,67
11,66 ± 2,93
a
10,67 ± 0,64
ab
6,45 ± 0,48
b
abc
bcd
4,61 ± 0,64
7,58 ± 1,49
d
abcd
6,20 ± 1,14
6,94 ± 1,87
a
cd
abcd
*Médias seguidas pelas mesmas letras na coluna, não diferem estatisticamente entre si, de
acordo com o Teste de Tukey, (p≤0,05).
A Tabela 2.7 apresenta o teor de clorofila a, b e total para amostras
verdes e maduras de cajuí provenientes de Gurupi. Na análise de clorofila a
observou-se diferença significativa (p≤0,05) pelo teste de Tukey entre as
amostras verdes CIVG1 e CIVG3, já entre as amostras maduras não houve
diferença significativa. Para clorofila b não houve diferença significativa
(p≤0,05) entre as amostras verdes e suas correspondentes maduras. Para
clorofila total as amostras verdes não diferiram entre si, entretanto as amostras
dos pseudofrutos verdes CIVG1 e CIVG3 diferiram estatisticamente (p≤0,05) de
suas amostras maduras correspondentes.
São apresentados, na Figura 2.14, os teores de clorofila a, b e total para
as amostras de cajus verdes provenientes de Palmas e Gurupi, onde notou-se
maior conteúdo em clorofilas b e total nas amostras de Palmas quando
comparadas às de Gurupi com destaque para a amostra CJVP3.
-1
Tabela 2.7: Teor de clorofila a, b e total (µg.mL ) para amostras verdes e maduras de cajuí
provenientes de Gurupi.
Amostras
Clorofila a
Clorofila b
Clorofila Total
a*
ab
a
7,07
±
1,28
4,74
±
0,70
11,80 ± 1,05
CIVG1
ab
5,91 ± 0,47
bc
4,68 ± 0,83
CIVG2
6,10 ± 0,45
CIVG3
4,82 ± 0,32
a
12,01 ± 0,28
ab
9,50 ± 1,01
a
ab
74
d
4,31 ± 0,89
cd
d
CIMG1
2,85 ± 0,85
CIMG2
3,62 ± 0,19
CIMG3
2,55 ± 0,19
ab
7,15 ± 1,71
5,94 ± 0,33
a
9,56 ± 0,38
4,04 ± 0,33
b
bc
ab
6,59 ± 0,38
c
*Médias seguidas pelas mesmas letras na coluna, não diferem estatisticamente entre si, de
acordo com o Teste de Tukey, (p≤0,05).
45
a
40
a
35
-1
Teor de clorofila (µ.mL )
Clorofilaa
Clorofilab
ClorofilaTo
a
30
25
a
20
a
b
b
b
b
b
b
10
a
b
b
a
15
5
b
ab
ab
ab
ab
b
a
b
ab
0
CJVP1 CJVP2 CJVP3 CJVG1 CJVG2 CJVG3 CJVG4 CJVG5
--
Amostras de cajus verdes
-1
Figura 2.14:Teor de clorofila a, b e total (µg.mL ) de amostras de cajus verdes provenientes de
Palmas e Gurupi. Médias seguidas pelas mesmas letras na coluna, não diferem
estatisticamente entre si, de acordo com o Teste de Tukey (p≤0,05).
A Figura 2.15 apresenta o teor de clorofila a, b e total das amostras de
caju maduros provenientes de Palmas e Gurupi.
Observou-se que as amostras de Palmas apresentaram maior conteúdo
em clorofila, indicando que as amostras de Gurupi, encontravam-se em estágio
mais avançado de maturação.
São apresentados, na Figura 2.16 os teores de clorofila a, b e total das
amostras de pseudofrutos de cajuí verdes provenientes de Palmas e Gurupi,
onde o maior conteúdo de clorofila é observado nas amostras de Palmas.
Entretanto o menor conteúdo em clorofila a foi observado na amostra CIVP2. O
maior teor encontrado, com mais de 14 µg.mL-1 de clorofila b, ocorreu nas
amostras de Palmas.
A Figura 2.17 apresenta o teor de clorofila a, b e total para amostras de
pseudofrutos de cajuí maturados, onde o teor de clorofila a foi menor para as
75
amostras de Palmas, entretanto para as clorofilas b e total as amostras de
Palmas apresentaram-se superiores às de Gurupi.
Clorofilaa
Clorofilab
Clorofilato
a
32
30
28
-1
Teor de clorofila (µg.mL )
26
a
a
a
a
24
22
20
18
a
16
14
b
b
b
12
b
10
8
b
6
4
2
0
b
b
c
bc
c
ab
ab
a
b
ab
b
b
a
CJMP1 CJMP2 CJMP3 CJMG1 CJMG2 CJMG3 CJMG4 CJMG5
--
Amostras de cajus maduros
Figura 2.15:Teor de clorofila a, b e total (µg.mL-1) de amostras de cajus maduros provenientes
de Palmas e Gurupi. Colunas seguidas pelas mesmas letras, não diferem estatisticamente
entre si, de acordo com o Teste de Tukey (p≤0,05).
Observou-se
que
as
amostras
maduras
de
Palmas
diferiram
estatisticamente (p≤0,05) das amostras maduras de Gurupi em teor de clorofila
b atingindo valor máximo de 14,42 µg.mL-1.
A decomposição das clorofilas é afetada pelo pH dos tecidos. O pH
básico (9,0) torna a clorofila mais estável ao calor, quando comparada ao pH
ácido (3,0) (STREIT et al., 2005).
Figueiredo et al. (2002) em pseudofrutos de caju provenientes de
Mossoró, Rio Grande Norte, Brasil relata decréscimo gradual do teor de
clorofila total nos sete estágios de maturação analisados o qual variou de 53,3
para o primeiro estágio a 6,52 mg/100 g observa-se o mesmo para as amostras
analisadas neste estudo (Tabela 2.8 e 2.9), porém, em teores bem menores
expressos em microgramas.
76
c
Amostras verdes de cajuí
CIVG3
b
bc
CIVG2
bc
CIVG1
Clorofilato
Clorofilab
Clorofilaa
ab
b
ab
b
a
a
CIVP3
a
ab
ab
CIVP2
a
b
a
CIVP1
a
ab
0
5
10
15
20
-1
Teor de clorofila (µ.mL )
Figura 2.16: Teor de clorofila a, b e total (µg.mL-1) de pseudofrutos de cajuís provenientes de
Palmas e Gurupi. Colunas seguidas pelas mesmas letras, não diferem estatisticamente entre
si, de acordo com o Teste de Tukey (p≤0,05).
Amostras maturadas de cajuí
CIMG3
c
c
a
CIMG2
CIMP3
bc
bc
a
b
b
a
CIMG1
Clorofilato
Clorofilab
Clorofilaa
a
b
CIMP2
a
b
CIMP1
a
a
b
0
a
2
4
6
8
10
12
14
a
16
-1
Teor de clorofila (µg.mL )
Figura 2.17: Teor de clorofila a,b e total (µg.mL-1) para pseudofrutos de cajuí maturados.
Colunas seguidas pelas mesmas letras, não diferem estatisticamente entre si, de acordo com o
Teste de Tukey (p≤0,05).
Encontrou-se valores de 0,5 a 2,9 mg/g massa fresca para as espécie
frutíferas de graviola (Anonna muricata) e 0,7 a 2,6 mg/g massa fresca de
camu-camu (Myrciaria dubia) (LIMA, MENDES e MARENCO, 2009) os teores
77
de clorofila destes frutos foram maiores do que os encontrados neste estudo
para os pseudofrutos de caju e cajuí.
78
4 CONCLUSÃO
Observou-se que os pseudofrutos deste estudo apresentaram-se ácidos e
sendo que em 11 das 16 amostras analisadas o potencial hidrogênionico foi
maior no estágio de maturação verde.
As amostras apresentaram graus de doçura satisfatórios, independente do
estágio de maturação.
Quanto a cor, os pedúnculos da região de Gurupi se mostraram mais
brilhantes o que pode ser ocasionado pela variedade, região de cultivo e por
não haver interferência de poluição, já que os pseudofrutos de Palmas foram
colhidos na zona urbana da cidade.
Constatou-se que apenas uma amostra de cajuí proveniente da região de
Gurupi se destacou quanto ao teor de vitamina C com teor acima de 200
mg/100 g.
Observou-se que o teor de clorofila decresce do estágio verde para o
maduro indicando que há degradação da mesma e síntese de novos pigmentos
para composição da cor característica dos pseudofrutos.
Conclui-se que os penducúlos de caju e cajuí do estado do Tocantins, Brasil
possuem
características
físico-químicas
particulares
que
podem
ser
melhoradas para sua exploração comercial. No entanto, há a necessidade de
incentivos para cultivo dessas espécies frutíferas, bem como da preservação
das plantas nativas, principalmente do cajuí.
79
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83
CAPÍTULO 3: DETERMINAÇÃO DA ATIVIDADE
ANTIOXIDANTE E QUANTIFICAÇÃO DOS TEORES DE
COMPOSTOS FENÓLICOS E FLAVONÓIDES EM
PEDÚNCULOS DE CAJU E CAJUÍ DO CERRADO
TOCANTINENSE.
84
RESUMO
A presença de radicais livres no organismo, quando em excesso pode causar
efeitos adversos ao mesmo, tais como doenças crônicas não transmissíveis.
Os antioxidantes são capazes de interceptar os radicais livres, impedindo o
ataque sobre os lipídeos, as proteínas e bases do DNA, evitando a formação
de lesões e perda da integridade celular. Os compostos com antioxidantes
obtidos por meio da dieta são extremamente importantes na intercepção dos
radicais livres. O pedúnculo de caju (Anacardium occidentale L.) e do cajuí
(Anacardium. humile) são ricos em vitamina C, fibras e compostos fenólicos
onde avaliou-se as atividades antioxidantes dos mesmos, por diferentes
metodologias, como também quantificou-se os teores de compostos fenólicos
totais e flavonoides. Observou-se que os pseudofrutos possuem baixa
concentração de fenólicos totais (1,79 mg de quercetina/100 g de peso fresco)
e flavonoides (3,27 mg ácido gálico equivalente/ 100 g de peso fresco) quando
comparados aos mesmos pseudofrutos coletados em outras regiões do Brasil.
Para o método FRAP a amostra de caju de Palmas teve destaque significativo
apresentando atividade antioxidante de 415,07 µM de sulfato ferroso/g de fruta.
Pelo método ABTS observou-se que as amostras de caju do Cerrado
Tocantinense assemelharam-se a capacidade antioxidante de outros frutos
usualmente consumidos como acerola e abacaxi, apresentando amostra com
poder antioxidante de 129,05 µM de trolox/ g de fruta. Pelo método de DPPH
as amostras de caju apresentaram melhores resultados frente às amostras de
cajuí com capacidade antioxidante variando de 1798,55 a 9565,74 g fruta/ g
DPPH. A maioria das amostras do cerrado Tocantinense apresentaram baixo
poder antioxidante, indicando a necessidade de melhoramento genético das
espécies nativas.
PALAVRAS-CHAVE: Compostos fenólicos,
Anacardium humile, análise biológica.
Anacardium
occidentale,
85
ABSTRACT
When in excess, free radicals can cause adverse effects to the body, such as
non-communicable chronic diseases. Antioxidants are able to trap free radicals
preventing the attack on lipids, proteins and DNA bases, avoiding the formation
of lesions and loss of cell integrity. The compounds obtained by antioxidants in
the diet are extremely important in intercepting free radicals. Peduncles of
cashew (Anacardium occidentale L.) and Cajuí (Anacardium humile) are rich in
vitamin C, fiber and phenolic compounds for which their antioxidant activities
were analyzed, using varied methodologies, and the levels of total phenolic
compounds and flavonoids were quantified. It was observed that accessory
fruits have low concentration of total phenolics (1.79 mg of quercetina/100 g of
fresh weight) and flavonoids (3.27 mg Gallic acid equivalent / 100 g of fresh
weight) compared to the same accessory fruits collected in other regions of
Brazil. For the FRAP assay, sample cashew of Palmas had significant
distinction showing antioxidant activity of 415.07 µM of ferrous sulfate / g of fruit.
By the ABTS assay, it was observed that the samples of Tocantins Savannah
(Cerrado) resembled the antioxidant capacity of other commonly consumed
fruits such as acerola and pineapple, showing sample with antioxidant power of
129.05 µM of Trolox / g of fruit. By the DPPH assay, cashew samples showed
better results against Cajuí samples with antioxidant capacity ranging from
1798.55 to 9565.74 g fruit / g DPPH. Most samples of Tocantins Cerrado
showed low antioxidant power, indicating the need for genetic improvement of
native species.
KEYWORDS: Phenolic compounds, Anacardium occidentale, Anacardium
humile, biological analysis.
86
1 INTRODUÇÃO
A presença de radicais livres no organismo pode causar diversos efeitos
adversos ao mesmo, uma vez que estes compostos estão envolvidos em
processos
degenerativos
que
conduzem
a
doenças
crônicas
não
transmissíveis.
Os radicais livres podem ser gerados pelo próprio organismo no
citoplasma, nas mitocôndrias ou na membrana. Entre seus principais alvos
celulares estão as proteínas, os lipídeos e até mesmo o DNA. O estresse
oxidativo se dá quando a quantidade de reações oxidativas ultrapassa a
capacidade de defesa antioxidante de nosso organismo. Tal efeito causa danos
em moléculas importantes como o DNA, proteínas e lipídios de membranas
celulares, entre outras, resultando em doenças como diabetes, doenças
cardiovasculares, câncer, catarata, envelhecimento, doenças inflamatórias,
entre outras (PENAFORTE, JORDÃO JUNIOR e CHIARELLO, 2008).
Os antioxidantes são capazes de interceptar os radicais livres gerados
pelo metabolismo celular ou por fontes exógenas, impedindo o ataque sobre os
lipídeos, as proteínas, a dupla ligação dos ácidos graxos poliinsaturados e as
bases do DNA. Os antioxidantes obtidos da dieta, tais como as vitaminas C, E
e A, os flavonóides e carotenóides são extremamente importantes na
intercepção dos radicais livres (BIANCHI e ANTUNES, 1999). A natureza
autocatalítica das reações com radicais livres é o fator mais importante na
deterioração oxidativa de substratos orgânicos.
Além dos nutrientes antioxidantes como o ascobarto, tocoferol, βcaroteno e alguns minerais, tem-se também substâncias antioxidantes nãonutrientes tais como compostos fenólicos de plantas (incluindo fenóis simples,
ácidos fenólicos, derivados do ácido hidroxinâmico e os flavonoides) (RIBEIRO
et al., 2008).
As frutas são ricas em antioxidantes e seu baixo consumo está entre os
dez principais fatores de risco associados à ocorrência de doenças crônicas
não transmissíveis (ESQUIVEL, 2013). As frutas nativas brasileiras como o
cambuci, o açaí, a cagaita entre outras podem ser consideradas excelentes
fontes de compostos bioativos de natureza fenólica (RODRIGUEZ, 2013).
87
O cajueiro é uma planta rústica, típica de regiões de clima tropical, a
principal espécie de ocorrência é o Anacardium occidentale L., cujas árvores
apresentam pequeno e médio porte. Nas regiões de cerrado do Brasil Central
as espécies nativas podem apresentar porte médio, como o cajueiro-arbóreodo cerrado (A. othonianum), porte arbustivo, como o cajueiro-do-campo (A.
humile) ou até porte rasteiro (A. nanum e A. corymbosum). As espécies do
cerrado produzem pseudofrutos aromáticos conhecidos como cajuí, caju-docampo, cajuzinho-do-campo, caju-docerrado, caju-rasteiro, caju-de-árvore-docerrado, que possuem sabor muito agradável e tamanho bem menor do que o
caju produzido no Nordeste (AGOSTINI-COSTA, VIEIRA e NAVES, 2005). O
cajuí apresenta-se como um fruto pequeno de baixo pH e sólidos solúveis
elevado com conteúdo de flavonoides na faixa de 0,22 a 3,12 mg/100g
(ROCHA, 2011). O pedúnculo de caju é rico em vitamina C, fibras e compostos
fenólicos, que além do potencial vitamínico conferem potencial antioxidante à
polpa do caju (AGOSTINI-COSTA, VIEIRA e NAVES, 2005).
Estudos têm sido realizados no intuito de quantificar os compostos
bioativos e atividade antioxidante de frutos provenientes do cerrado, do
nordeste e sul do Brasil (ALMEIDA et al., 2011; SOUZA et al., 2012; PEREIRA
et al., 2013). Dentro desse contexto Michodjehoun-Mestres et al., (2009a;
2009b) determinaram o conteúdo de taninos em quatro genótipos de
pseudofrutos de caju (Anacardium occidentale L.) e observaram que a casca é
muito rica em fenólicos simples. Broinizi et al. (2007; 2008) determinaram as
propriedades
antioxidantes
em
subprodutos
do
pedúnculo
de
caju
demonstrando efeitos efetivos na redução da lipoperoxidação.
Tendo em vista as características nutricionais do caju, bem como a sua
importância na fruticultura brasileira e a ausência de estudos de seus
pseudofrutos, bem como dos pseudofrutos de cajuí, produzidos por plantas
nativas no cerrado tocantinense, objetivou-se neste estudo avaliar as
atividades antioxidantes dos pendúnculos destes dois pseudofrutos, por
diferentes metodologias, bem como quantificar os teores totais de compostos
fenólicos e flavonoides.
88
2 MATERIAL E MÉTODOS
2.1 Material
Foram coletadas quartoze amostras maturadas dos pseudofrutos de caju
(Anacardium occidentale L.) e cajuí (Anacardium humile) no período de julho a
setembro de 2012, em duas regiões do estado do Tocantins. As amostras
foram acondicionadas, em caixa isotérmica contendo gelo durante a coleta, e
armazenadas no laboratório em temperaturas inferiores a -20º C.
As amostras foram identificadas da seguinte forma: a primeira e a segunda
letra descrevem a espécie CJ para caju, CI para cajuí, a terceira letra descreve
o estágio da amostra, M para maduro, e a última letra descreve a cidade de
origem P para Palmas e G para Gurupi, o número final descreve qual a
repetição da amostra. Os locais de coleta bem como suas coordenadas
encontram-se na Tabela 3.1.
Tabela 3.1: Coordenadas dos locais de colheita dos pseudofrutos de caju e cajuí.
Fruto
Local
Amostra
Coordenadas
Latitude
UTM*
Elevação
CIMG1
22L 0694812
8725022
CIMG2
22L 0695375
8725603
CIMG3
22L 0695341
8725609
Cajuí
CIMP1
22L
0791356
8872823
Palmas
CIMP2
22L 0792578
8874993
CIMP3
22L 0791865
8870225
CJMG1
22L 0693598
8723736
Gurupi
CJMG2
22L 0693613
8723714
CJMG3
22L 0693629
8723688
Caju
CJMG4
22L 0695396
8725644
CJMG5
22L 0695368
8725597
CJMP1
22L
0791278
8872805
Palmas
CJMP2
22L 0789492
8873741
CJMP3
22L 0791865
8870225
*UTM (Universal Transverse Mercator) sistema de coordenadas.
Gurupi
2.2 Reagentes
Os reagentes
ABTS
(2,2-azino-bis
(áciod
330 m
299 m
306 m
261 m
266 m
265 m
336 m
364 m
363 m
299 m
306 m
259 m
218 m
265 m
3-etilbenzo-tiazolino-6-
sulfônico) sal diamônio (PM = 548,68), Trolox (ácido 6-hidroxi-2,5,7,8tetrametilcroman-2-carboxílico) (PM = 250, 29), DPPH (2,2- difenil-1-picrilhidrazil) (PM = 394,3), TPTZ (2,4,6-Tris (2-piridil)-s-triazina) (PM = 312,34),
quercetina, Folin Ciocalteu 2M foram adquiridos da Sigma Aldrich.
89
2.3 Extração
As amostras do pseudofruto (casca e polpa) foram trituradas com auxílio
de pistilo, em seguida pesou-se (10 – 15 g) do material triturado de cada
amostra. O extrato para avaliação da atividade antioxidante foi obtido de
acordo com Rufino et al. (2007a), seguido de pequenas adaptações.
Inicialmente adicionou-se 40 mL de metanol 50% sob o material resultante da
maceração, agitou-se a mistura resultante em seguida deixou-se em repouso
por 60 minutos à temperatura ambiente. Após, a mesma foi, centrifugada a
3200 rpm durante 15 minutos. O sobrenadante foi transferido para um balão
volumétrico de 100 mL. Sobre o resíduo resultante da primeira extração,
adicionou-se 40 mL de acetona (70%), agitou-se a mistura e deixou-a em
repouso por 60 min à temperatura ambiente. Centrifugou-se a mesma nas
condições anteriores, transferiu-se o sobrenadante para o balão volumétrico
contendo o primeiro sobrenadante e completou-se o volume com água
destilada. Os extratos foram acondicionados em frascos protegidos da luz e
armazenados a ± 8 º C.
2.4 Determinação do teor de flavonóides totais
O conteúdo de flavonoides totais foi determinado pelo método
colorimétrico segundo Bao et al. (2005) seguido de pequenas modificações.
Alíquotas de 0,5 mL das amostradas foram pipetadas para tubos de ensaio de
15 mL contendo 2 mL de água destilada, em seguida adicionou-se 0,15 mL de
NaNO2 5%. Após 5 min, foi adicionado 0,15 mL de solução de AlCl3.6H2O a
10%, deixando o sistema em repouso por outros 5 min. Posteriormente
adicionou-se 1 mL de NaOH 1 M,agitou-se a solução reacional e a manteve em
repouso por 15 min. Após o tempo de repouso, a absorbância foi lida a 415 nm
em espectrofotômetro Biospectro modelo SP 220. O conteúdo total de
flavonoides foi calculado usando uma curva padrão de quercetina sendo o
mesmo expresso em miligrama de quercetina por 100 g de peso fresco dos
pseudofrutos.
2.5 Determinação do teor de fenólicos totais
O conteúdo de fenólicos totais foi avaliado pelo método colorimétrico
segundo Zhou et al. (2009), utilizando o reagente Folin-Ciocalteu. Inicialmente,
90
50 µL do extrato em diluição apropriada foi adicionado em 5 mL de água
destilada. Em seguida adicionou-se 500 µL do reagente Folin-Ciocalteu (1M) e
500 µL de uma solução de de Na2CO3 ( 20% m/v), a solução foi agitada e
mantida em repouso por 60 min a temperatura ambiente. Após o tempo de
repouso a absorbância da solução foi medida a 765 nm (Biospectro modelo SP
220). O resultado final foi expresso como ácido gálico equivalente (GAE) em
miligramas por grama de peso fresco dos pseudofrutos.
2.6 Determinação da atividade antioxidante total pelo método de redução
do ferro (FRAP)
Para a avaliação da capacidade antioxidante dos extratos de caju e
cajuí, perante o ensaio FRAP, utilizou-se a metodologia de acordo com Rufino
et al. (2006). Foram utilizadas cinco diluições diferentes (em triplicata) do
extrato metanol/acetona, previamente preparado. O reagente FRAP foi obtido a
partir da combinação de 25 mL de tampão acetato 0,3 M, 2,5 mL de uma
solução de TPTZ 10 mM e 2,5 mL de uma solução aquosa de cloreto férrico 20
mM, sendo o mesmo utilizando imediatamente após sua preparação. Em
ambiente escuro, transferiu-se 90 µL de cada diluição do extrato para tubos de
ensaio, adicionou-se 270 µL de água destilada, 2,7 mL do reagente FRAP,
homogeneizou-se a mistura em agitador de tubos e a manteve em banho-maria
a 37º C por 30 minutos. A leitura foi realizada a 595 nm, em espectrofotômetro
Biospectro modelo SP 220, utilizando o reagente FRAP como branco. O
resultado foi expresso em µM de sulfato ferroso/g de fruta.
2.7 Determinação da atividade antioxidante total pela captura do Radical
Livre ABTS•+
A capacidade total antioxidante dos extratos de caju e cajuí, foi
determinada pelo ensaio que avalia a neutralização do radical ABTS de acordo
com a metodologia descrita por Rufino et al., (2007a). O radical ABTS•+ foi
preparado a partir da reação de 5 mL da solução estoque de ABTS, com 88 µL
da solução de persulfato de potássio 140 mM. A solução estoque de ABTS foi
obtida por meio da dissolução em água destilada de 192 mg de ABTS em balão
91
volumétrico de 50 mL. A mistura foi mantida no escuro, à temperatura
ambiente, por 16 horas. Em seguida, diluiu-se 1 mL desta mistura em álcool
etílico até obter uma absorbância de 0,70 ± 0,05 nm a 734 nm. Foram utilizadas
cinco diluições diferentes em triplicata a partir do extrato original. Em ambiente
escuro foi transferido 30 µL de cada diluição do extrato para tubos de ensaio
contendo 3 mL da solução do radical ABTS•+ previamente preparada, a mistura
foi homogeneizada e a absorbância medida a 734 nm após 6 minutos, as
medidas de absorbância foram feitas em espectrofotômetro Biospectro modelo
SP 220. Como branco foi utilizado álcool etílico. O resultado final foi expresso
em µM trolox/ g de fruta.
2.8 Determinação da atividade antioxidante total pela captura do Radical
Livre DPPH•
A avaliação da atividade antioxidante dos extratos de caju e cajuí diante
do consumo de DPPH foi realizada de acordo com a metodologia de Rufino et
al. (2007b). A partir do extrato obtido, foi preparado em tubos de ensaio cinco
diluições diferentes dos extratos, em triplicata. Para as amostras de Palmas as
diluições variaram de 10 a 100% e para as amostras de Gurupi de 5 a 75%. A
solução metanólica do radical DPPH foi preparada dissolvendo-se 2,4 mg de
DPPH em álcool metílico e completando-se o volume para 100 mL em balão
volumétrico. Em seguida a solução foi homogeneizada e transferida para um
frasco de vidro âmbar. Para a realização das análises antioxidantes, transferiuse uma alíquota de 0,1 mL de cada diluição do extrato para tubos de ensaio
com 3,9 mL do radical DPPH. As leituras foram realizadas depois de 40
minutos em espectrofotômetro Biospectro modelo SP 220 a 515 nm, utilizando
álcool metílico como branco. Antes de realizar a leitura das amostras mediu-se
0,1 mL da solução controle com 3,9 mL do radical DPPH. A solução controle é
constituída de álcool metílico, acetona e água nas mesmas concentrações da
solução de extração dos extratos. O resultado foi expresso em g fruta/g DPPH.
2.9 Análise estatística
O delineamento experimental utilizado foi o inteiramente casualizado (DIC),
com três repetições e cinco diferentes diluições para cada amostra. Para
92
comparação de médias foi aplicado o teste de Tukey, a 5% de significância. Os
softwares utilizados foram Assistat 7.6 beta.
3 RESULTADOS E DISCUSSÕES
3.1 Flavonóides totais
Os teores de flavonoides expressos em mg de quercetina/100 g de peso
fresco das amostras de pseudofrutos de caju e cajuí se encontram na Figura
3.1.
--
b
Amostras maturadas de caju
CJMG5
b
CJMG4
a
CJMG3
b
CJMG2
d
CJMG1
c
CJMP3
e
CJMP2
e
CJMP1
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
1,4
1,6
1,8
2,0
Teor de flavonóides (mg de quercetina/100 g de peso fresco)
a
Amostras maturadas de cajuí
CIMG3
c
CIMG2
b
CIMG1
d
CIMP3
d
CIMP2
b
CIMP1
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
Teor de flavonóides (mg de quercetina/100 g de peso fresco)
Figura 3.1: Teores de Flavonóides totais dos pseudofrutos de caju (A) e cajuí (B) expressos
em mg de quercetina/100 g de peso fresco. Colunas seguidas pelas mesmas letras, para cada
gráfico, não diferem estatisticamente entre si, de acordo com o Teste de Tukey (p≤0,05).
Dentre as amostras de caju, observa-se que as amostras coletadas na
região de Gurupi, foram as que apresentaram os maiores teores de
93
flavonoides, 0,13 a 1,79 mg de quercetina/100 g de peso fresco, quando
comparadas com os teores das amostras colhidas na Região de Palmas, que
variaram de 0,17 a 1,19 mg de quercetina/100 g de peso fresco. Para as
amostras de cajuí, observa-se que o maior teor de flavonoides, 1,19 mg de
quercetina/100 g de peso fresco, foi apresentado por uma das amostras
coletadas em Gurupi, seguido por outra amostra coletada em Palmas (0,93) e
por uma das amostras coletadas em Gurupi (0,87) em mg de quercetina/100 g
de peso fresco. Brito et al. (2007), identificaram e quantificaram 13 flavonóides
glicosilados em extratos do pseudofruto do caju,coletados no estado do Ceará
tais como 3-O-galactosídeo, 3-O-glucosídeo, 3-O-arabinopiranosídeo dentre
outros.
Michodjehoun-Mestres et al. (2009a) em trabalho sobre fenóis monoméricos
no pseudofruto de caju, observaram que os compostos fenólicos se
concentram mais no pericarpo, entretanto os frutos provenientes do Brasil
apresentaram-se de modo contrário, e concluiram que esse fruto é pobre em
flavonoides (1,00 e 3,72 mg/100 g). Vissotto et al. (2013) encontraram 4 mg
catequina equivalente/100 g em polpa de caju provenientes de São Paulo,
Brasil. Oliveira et al. (2002) identificaram fenóis, taninos condensados,
flavonóis, catequinas, flavonóides, xantonas, flavononas, antocianinas e
esteróis em clone de pedúnculo de caju. Huber e Rodriguez-Amaya (2008)
apresentam os teores de flavonoides e flavonas em alimentos brasileiros dentre
os quais encontra-se o pedúnculo de caju com 13 µg/g parte comestível para
quercetina, traços de kampferol e 20 µg/g parte comestível para miricetina,
valores este semelhantes para quercetina em variedades de goiaba branca e
morango grande, 12 e 11 µg/g parte comestível, respectivamente. Estes
autores
chamam
a
atenção
quanto
às
perdas
de
flavonóides
no
processamento, especialmente nos derivados de caju onde a polpa de caju
apresentou três a seis vezes menos de miricetina e três a oito vezes menos de
quercetina em relação à fruta fresca. No trabalho de Agostini-Costa et al.
(2000) a quercetina foi o único flavonol identificado nos pseudofrutos de caju. O
valor médio dos flavonóides totais para os pseudofrutos de cajuí (0,65 mg de
quercetina/100 g de peso fresco) foi superior aos apresentados por Sousa et al.
(2011) para resíduos de frutas tropicais 1,01 µg/g. Entretanto, os resultados
94
deste estudo foram bem abaixo dos encontrados por Rufino et al. (2010), que
encontraram
63,8 mg/100 g de peso fresco de flavonoides amarelo, em
polpas de caju proveniente de Pacajus-CE, Brasil, .Esta diferença reforça a
hipótese de que a localização, as condições de solo e espécie influenciam na
constituição final do fruto. Rocha (2011) estudando pseudofrutos de
Anacardium humile≤ coletados na região de cerrado em Teresina, Piauí, Brasil
encontrou teores de flavonoides iguais a 3,12 mg/100g de polpa fresca, porém
estes resultados não corroboram com os valores encontrados nos pseudofrutos
de cajuí em estudo. Tendo em vista que os mesmos apresentaram teores
inferiores aos relatados por Rocha (2011), na ordem de 1,19 mg de
quercetina/100 g de peso fresco.
3.2 Fenólicos totais
Os teores de fenólicos totais, expressos em mg de GAE/ 100 g de peso
fresco, dos pseudofrutos de caju e cajuí, colhidos em diferentes localidades nas
regiões de Gurupi e Palmas, encontram- se na Figura 3.2.
Os maiores teores de compostos fenólicos, em frutos de caju, foram
apresentados pelas amostras colhidas na região de Gurupi com valores
variando de 1,94 a 3,27 mg de ácido gálico equivalente/100 g de peso fresco.
Apenas uma delas apresentou teor semelhante a algumas amostras de
Palmas, que apresentaram menores valores, 0,57 a 1,74 mg de ácido gálico
equivalente/100 g de peso fresco.
Nas amostras de pedúnculo de cajuí o teor de fenólicos totais variaram
de 0,68 a 2,61 mg de ácido gálico equivalente/100 g de peso fresco para as
amostras de Palmas e 1,98 a 2,17 mg de ácido gálico equivalente/100 g de
peso fresco para as amostras de Gurupi. A amostra CIMP3 diferiu
estatisticamente das demais amostras analisadas apresentando menor
conteúdo em fenólicos totais, com teor igual a 0,68 mg de ácido gálico
equivalente/100
g
de
peso
fresco.
A
amostra
CIMG1
não
diferiu
estatisticamente das amostras de Palmas CIMP1 e CIMP2, apresentando
valores de 2,17; 2,61 e 2,14 mg de ácido gálico equivalente/100 g de peso
fresco, respectivamente.
95
--
ab
Amostras maturadas de caju
CJMG5
a
CJMG4
a
CJMG3
a
CJMG2
bc
CJMG1
c
CJMP3
c
CJMP2
d
CJMP1
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
3,5
Teor de fenólicos totais (mg de GAE/ 100 g de peso fresco)
b
Amostras maturadas de cajuí
CIMG3
b
CIMG2
ab
CIMG1
c
CIMP3
ab
CIMP2
a
CIMP1
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
Teor de fenólicos (mg de GAE/ 100 g de peso fresco)
Figura 3.2: Teores de compostos fenólicos totais para amostras de caju (A) e cajuí (B)
expressos em mg de ácido gálico equivalente / 100 g de peso fresco. Colunas seguidas pelas
mesmas letras, para cada gráfico, não diferem estatisticamente entre si, de acordo com o Teste
de Tukey (p≤0,05).
O teor de fenólicos totais variou de 0,68 a 2,62 mg ácido gálico
equivalente/100 g de peso fresco para as amostras de cajuí e de 0,57 a 3,27
mg de ácido gálico equivalente/100 g de peso fresco para as amostras de caju.
Melo et al. (2008), encontraram valores de fenólicos totais expressos em
equivalente de catequina (µg/mL) em extrato aquoso de caju na ordem de
808,05 ± 32,32, em contrapartida ao extrato acetônico apresentou teor igual a
629,85 ± 31,49. No trabalho de Vieira et al. (2011) os teores de compostos
fenólicos totais encontrados para o extrato aquoso do caju foi de 201,61 ±
19,15 mg de ácido gálico/100 g de polpa, enquanto que para o extrato
hidroalcóolico observou-se teor igual a 165,07 ± 4,10 mg de ácido gálico/ 100 g
de polpa. Estas observações sugerem que para alguns frutos como o caju a
forma de obtenção dos extratos interfere na quantificação dos fenólicos totais.
Rufino et al. (2010) classificou o caju como pobre em polifenóis. TomázBarberán e Espín (2001) afirmam que a composição fenólica dos frutos é
determinada por fatores genéticos e ambientais, mas pode ser modificada por
96
reações oxidativas que ocorrem durante o período de pós-colheita, resultado
do processamento e/ou estocagem. Queiroz et al. (2011), quantificou polifenóis
totais em pedúnculos de caju em diferentes condições de temperaturas de
estocagem e encontrou valores variando de 10,52 a 14,46 em extratos solúveis
e 16,86 a 21,23 em extratos hidrolisados expressos em mg ácido gálico
equivalente/100 g de peso fresco. Vissoto et al. (2013) encontraram para
fenólicos totais em polpa de caju 95 mg de ácido gálico equivalente/100 g.
Oliveira et al. (2002) encontraram 0,1 mg ácido gálico equivalente/100 g em
clone de pedúnculo de caju. No entanto, Silva et al. (2014) relataram valor de
5286,49 mg de ácido gálico equivalente/100 g para pedúnculo de caju
proveniente do Ceará, Brasil.
Lima et al. (2007) encontraram para o fruto do cerrado pequi (Caryocar
brasiliense, Camb.) teor de fenólicos na ordem de 209 mg/100 g. Melo et al.
(2008) encontraram teor de fenólicos expressos em catequina equivalente na
ordem de 173,45 µg.mL-1 para manga rosa (Mangifera indica L. var. rosa) e
157,55 µg.mL-1 para manga espada (Mangifera indica L. var espada) em
extratos aquosos e 84,15 e 99,45 e µg.mL -1 em extrato acetônico dos mesmos
frutos, respectivamente.
Pelos dados apresentados, podemos perceber que a região de origem
influencia de forma direta a composição dos teores de compostos fenólicos
presentes nos frutos.
3.3 Determinação da atividade antioxidante pelo método de redução do
ferro (FRAP)
A capacidade antioxidante avaliada pela metodologia FRAP, para os
pseudofrutos de caju e cajuí, coletados em diferentes localidades das regiões
de Gurupi e Palmas, encontram-se na Figura 3.3
A maior atividade antioxidante foi apresentada pelos pseudofrutos de caju
coletados na região de Palmas 415,07 µM de sulfato ferroso/g de fruta, sendo
muito superior aos valores apresentados pelas demais amostras, que
apresentaram atividade antioxidante variável entre 18,41 a 141,10 µM de
sulfato ferroso/g de fruta.
97
B
A-cd
a
CIMG3
bc
CJMG4
Amostras maturadas de cajuí
Amostras maturadas de caju
CJMG5
cd
CJMG3
cd
CJMG2
b
CJMG1
a
CJMP3
d
CJMP2
d
CJMP1
b
CIMG2
a
CIMG1
b
CIMP3
b
CIMP2
a
CIMP1
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
500
0
Atividade antioxidante (µM de sulfato ferroso/g de fruta)
10
20
30
40
50
Atividade antioxidante (µM de sulfato ferroso/g de fruta)
Figura 3.3: Valores médios da atividade antioxidante, determinada pelo ensaio FRAP para
amostras maturadas de caju (A) e cajuí (B) provenientes de Palmas e Gurupi expressos em
(µM de sulfato ferroso/g de fruta). Colunas seguidas pelas mesmas letras, para cada gráfico ,
não diferem estatisticamente entre si, de acordo com o Teste de Tukey (p≤0,05).
Para as amostras de cajuí destacou-se dentre as demais três amostras
sendo
estas
a
CIMG1,
CIMG3
e
CIMP1,
as
quais
não
diferiram
estatisticamente entre si obtendo-se valores na faixa de 38,2 a 46,30 µM de
sulfato ferroso/g de fruta. Contreras-Calderón et al. (2011) na parte comestível
do caju da Colômbia encontraram valor de 125 µmol de trolox equivalente/g de
peso fresco, já Rufino et al. (2010) relatam valor de 22,9 µM de sulfato
ferroso/g de fruta para o caju proveniente do nordeste brasileiro. Park et al.
(2011) encontraram valores variando de 11 a 94,4 µM de equivalente de
trolox/g para cultivares de kiwi resultados estes menores que os encontrados
para a amostra em destaque deste estudo. Os menores resultados
encontrados para as amostras de caju assemelharam-se a fruto do cerrado
como a mangaba 18,3 µmol Fe2SO4/g e o maior valor superior a atividade
antioxidante da jaboticaba 87,9 µmol Fe2SO4/g (RUFINO et al., 2010). Para a
maioria das amostras de caju os resultados apresentaram-se superiores a
frutos como buriti (Mauritia flexuosa) 27,8 µmol de trolox equivalente/g de peso
fresco e cupuaçu (Theobrama grandiflorum) 4,07 27,8 µmol de trolox
equivalente/g de peso fresco (CONTRERAS-CALDERÓN et al. 2011). Todas
as amostras mostraram-se superiores a vegetais e legumes comumente
consumidos no Brasil como abóbora, beterraba, cenoura e cebola sendo estes
com atividade antioxidante inferior a 0,1 µmol Fe2+/mg (TIVERON, 2010).
98
3.4 Determinação da atividade antioxidante pela captura do Radical Livre
ABTS•+
Os resultados da atividade antioxidante pelo ensaio ABTS •+ estão
expressos em µM de trolox/g de fruta (Figura 3.4 ), assim quanto maior o valor
mais forte é o potencial antioxidante (SOUSA, VIEIRA e LIMA, 2011).
Verificou-se que para as amostras de caju não houve diferença
significativa (p≤0,05) pelo teste de Tukey entre as amostras de Gurupi,
entretanto estas diferiram das amostras de Palmas, por sua vez a amostra
CJMP3 diferiu estatisticamente dentre as demais com média de 129,05 µM de
trolox/ g de fruta. Contreras-Calderón (2011) relatam valor de 115 µM de trolox
equivalente /g de fruta para o mesmo método em pedúnculo de caju colhido,
resultado que corrobora com o encontrado nesta amostra.
--
Amostras maturadas de cajuí
Amostras maturadas de caju
b
CJMG4
b
CJMG3
b
CJMG2
b
CJMG1
a
CJMP3
c
CJMP2
c
CJMP1
b
CIMG3
b
CJMG5
b
CIMG2
a
CIMG1
c
CIMP3
c
CIMP2
b
CIMP1
0
20
40
60
80
100
120
Atividade antioxidante (µM de trolox/g de fruta)
140
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
22
Atividade antioxidante (µM de trolox/g de fruta)
Figura 3.4: Média dos resultados para o método ABTS para amostras de caju e cajuí
provenientes de Palmas e Gurupi expressos em µM de trolox/g de fruta. Colunas seguidas
pelas mesmas letras, para cada gráfico, não diferem estatisticamente entre si de acordo com o
Teste de Tukey (p≤0,05).
Vieira et al. (2011) relatam melhores valores 0,212 em extrato aquoso de
caju e 0,561 em extrato hidroalcoólico expressos em mM Trolox/ g de polpa,
para capacidade antioxidante total equivalente ao trolox pelo método ABTS e
para o cajá, a qual pertence também a família Anarcadiacea, os mesmos
autores encontraram valores de 0,140 e 0,219 mM trolox/ g de polpa para
extrato aquoso e hidroalcoólico, respectivamente. Canuto et al. (2010) para
polpa de caju da Amazônia descreve valores de 1,8 ± 0,4 e 1,5 ± 0,2 µmol.L -1
99
de Trolox para atividade antirradical livre de polpas de cajá e caju,
respectivamente. Dembitsky et al. (2011) relatam valores de 5,28 a 27,31 µM
equivalente de trolox/g de extrato seco em diferentes extratos de manga, o
resultado máximo encontrado equiparam-se aos teores médios das amostras
de Gurupi que foram de 21,80 a 24,15 µM de trolox/ g de fruta. Sousa, Vieira e
Lima (2011) encontraram valores variando de 0,04 a 0,17 mM.g -1 para resíduos
de goiaba (Psidium guayaba L.), acerola (Malpighia glabra L.), abacaxi (Ananas
comosus L.), graviola (Annona muricata), bacuri (Platonia insignis) e cupuaçu
(Theobrama grandiflorum) provenientes de Teresina-PI, estes valores se
assemelham ao maior teor encontrado entre as amostras de caju. A
capacidade antioxidante para os pedúnculos de cajuí apresentaram-se abaixo
do menor valor encontrado para os resíduos de frutos relatados por Sousa,
Vieira e Lima (2011). Entretanto Kukoski et al. (2005) relatam valor de 11,8 a
13,2 µM de trolox/ g de fruta para manga (Mangifera indica L.), valores
semelhantes foram encontrados para as amostras de cajuí provenientes de
Gurupi 11,48 a 18,68 µM de trolox/ g de fruta, valores estes superiores ao
maracujá (Passiflora sp), cupuaçu, graviola , pinha (Ananas comosus L.),
goiaba, açaí (Euterpe oleracea Mart.), uva (Vitis vinifera) e morango (Fragaria
vesca var.) que variaram de 1,7 a 9,4 µM de trolox/ g de fruta (KUKOSKI et
al.,2005). Souza et al. (2012) para o mesmo método encontraram valores
variando de 7,31 a 131,58 µmol de trolox equivalente/ g peso fresco em frutos
do cerrado. Frutas do nordeste brasileiro apresentaram valores variando de
0,63 a 15,73 µmol de trolox equivalente/g peso fresco (ALMEIDA et al., 2011).
Observou-se que os extratos de caju e cajuí apresentaram melhores resultados
com variação de 6,1 a 129,05 µM de trolox/ g de fruta e 4,73 a 18,68 µM de
trolox/ g de fruta, respectivamente, valores estes superiores a fruto largamente
consumido no Brasil como o açaí (Euterpe oleraceae Mart.) com valor de 2,78
µmol trolox/100 g em matéria seca (GÓRDON et al., 2012).
100
3.5 Determinação da atividade antioxidante pelo método de captura do
Radical Livre DPPH•
Os resultados da atividade antioxidante dos pseudofrutos de caju e cajuí,
determinada pelo método do radical livre DPPH (2,2-Difenil-1-picril-hidrazil),
encontram-se apresentados na Figura 3.6
Para as amostras de caju de Gurupi não houve diferença significativa
(p≤0,05) entre as mesmas. Para as amostras de Palmas a amostra CJMP3
diferiu estatisticamente das demais, entretanto não diferiu estatisticamente da
amostra CJMG2.
B
--
c
Amostras maturadas de caju
CJMG5
c
CIMG3
c
CJMG4
Amostras maturadas de cajuí
A
c
CJMG3
bc
CJMG2
c
CJMG1
b
CJMP3
a
CJMP2
a
CJMP1
cd
CIMG2
d
CIMG1
b
CIMP3
a
CIMP2
b
CIMP1
0
2000
4000
6000
8000
10000
Atividade antioxidante (g fruta/ g DPPH)
12000
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
Atividade antioxidante (g fruta/g de DPPH)
Figura 3.5: Atividade antioxidante para amostras de caju e cajuí pelo método de captura do
radical livre DPPH (g fruta/ g DPPH). Colunas seguidas pelas mesmas letras, para cada
gráfico, não diferem estatisticamente entre si de acordo com o Teste de Tukey (p≤0,05).
Entre as amostras de Palmas, a amostra CIMP2 diferiu estatisticamente
das demais, apresentando menor poder antioxidante, já que quanto maior o
resultado menor sua capacidade antioxidante. Rufino et al. (2010) relatam
valores para o mesmo método para amostra de caju de 906 g/g DPPH em
matéria seca, os resultados aqui constatados são expressos em peso fresco.
Para os padrões ácido ascórbico e BHT utilizados foram encontrados valores
de 1,04 ± 0,00 e 1,24 ± 0,31 g/ g DPPH, respectivamente.
Os resultados variaram de 2743,25 a 11995,83 g fruta/ g DPPH para as
amostras de cajuí e de 1798,55 a 9565,74 g fruta/ g DPPH para as amostras de
caju, evidenciando-se que as amostras de cajuí possuem mais poder
antioxidante. Rufino et al. (2010) relatam valores de 9387 g/g DPPH para cajá e
101
7142 g/g DPPH para caju proveniente de Pacajus, Ceará, Brasil. No entanto
para caju arbóreo proveniente do cerrado de Goiás são relatados melhores
valores variando de 821,31 a 1546,63 g fruta/g DPPH (CARVALHO et al.
2013). Estes dados são compatíveis com grande parte dos resultados
encontrados.
102
4 CONCLUSÃO
Os pseudofrutos possuem baixa concentração de fenólicos totais e
flavonoides quando comparados a pseudofrutos de outras regiões do Brasil,
entretanto, em concentrações superiores a frutos como a manga que pertence
a mesma família.
Algumas amostras se destacam quanto a capacidade antioxidante, quando
avaliadas pelos métodos FRAP e ABTS.
Pelo método ABTS observa-se que as amostras do Cerrado Tocantinense
se assemelham a capacidade antioxidante de resíduos de polpa de frutas como
acerola e abacaxi. As amostras de cajuí se mostram superiores quanto a
capacidade antioxidante frente a frutos como maracujá, açaí, uva, goiaba e
morango. Quanto a captura do radical livre DPPH• os pseudofrutos do Cerrado
Tocantinense apresentam baixo poder antioxidante quando comparados aos
pseudofrutos do estado de Goiás, onde as amostras de cajuí apresentam-se
com melhores resultados.
103
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polpas de frutas tropicais. Ciências agrotecnológica, Lavras, v. 35, n. 3, p. 554-559,
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SOUSA, M. S. B.; VIEIRA, L. M.; LIMA, A. de Fenólicos totais e capacidade antioxidante in
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SOUZA, V. R. de Determination of bioactive compounds, antioxidant activity and chemical
composition of Cerrado Brazilian fruits. Food Chemistry, Amsterdan, n.134,p. 381–386, 2012.
TOMÁS-BARBERÁN, F.; ESPÍN, J. C. Phenolic compounds and related enzymes as
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ZHOU, S. et al. Phenolics and antioxidant properties of bayberry (Myrica rubra Sieb. et Zucc.)
pomace. Food Chemistry, Amsterdan, n. 112, p. 394–399, 2009.
106
CONSIDERAÇÕES FINAIS
O trabalho dá subsídios para pesquisas de melhoramento das plantas nativas de caju e
cajuí do Estado do Tocantins e oferece informações para trabalhos posteriores na área
agrotecnológica. A cultura do caju é importante no cenário do desenvolvimento regional
sustentável, do nordeste brasileiro a qual pode vir a ser significante para o Estado do Tocantins
quando agregado ao conhecimento, houver incentivos financeiros, logística de produção e
tecnologias que proporcionem um melhor aproveitamento dos pendúculos de caju.
107
ANEXOS
ANEXO A – Curvas Padrão para compostos fenólicos e flavonóides
Figura A- 1: Curva padrão para fenólicos totais.
Figura A- 2: Curva padrão para flavonóides totais.
108
ANEXO B – Curvas Padrão para os métodos FRAP, ABTS e DPPH
Figura B- 1: Curva padrão para o método FRAP.
Figura B- 2: Curvas padrão para o método ABTS.
109
Figura B- 3: Curvas padrão para o método DPPH.
110
ANEXO C – QUADROS DE ANÁLISE ESTATÍSTICA
Tabela C - 1: Análise estatística para determinação de firmeza.
ANÁLISE ESTATÍSTICA PARA DETERMINAÇÃO DE FIRMEZA
Clorofila total: Amostras verdes Palmas e Gurupi – Caju
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
2
6
8
10,9248
49,06082
0,11122
49,17204
24,53041
0,01854
13,23,3185**
MG
5,32222
dms
0,34115
CV%
2,56
Ponto Médio
5,43167
Tabela C - 2: Quadro de análise estatística para pH.
ANÁLISE ESTATÍSTICA pH
pH: Amostras verdes e maduras de Palmas e Gurupi – Caju
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
15
32
47
2,6556
4,38103
0,17627
4,5573
0,29207
0,00551
53,0231**
MG
dms
CV%
3,68354
0,22475
2,01
Ponto
Médio
3,79
pH: Amostras verdes e maduras de Palmas e Gurupi - Cajuí
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
11
24
35
3,0936
1,7486
0,3278
2,0764
0,15896
0,01366
11,6386**
MG
dms
CV%
3,68
0,34412
3,18
Ponto
Médio
3,695
111
Tabela C - 3: Quadro de análise estatística para acidez.
ANÁLISE ESTATÍSTICA ACIDEZ
Acidez: Amostras verdes e maduras de Palmas - Caju
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
5,0643
1,94332
0,11224
2,05556
0,38866
0,00935
41,5548**
MG
Ponto
Médio
0,26522
9,85
0,99939
Acidez: Amostras verdes e maduras de Palmas - Cajuí
Dms
CV%
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
5,0643
1,46538
0,14301
1,6084
0,29308
0,01192
24,5913**
MG
Dms
CV%
0,97267
0,29939
11,22
0,98144
Ponto
Médio
1,01446
Acidez: Amostras verdes e maduras de Gurupi - Caju
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
9
20
29
3,4567
1,72163
0,12671
1,84834
0,19129
0,00634
30,1948**
MG
Ponto
Médio
0,23023
9,64
0,87162
Acidez: Amostras verdes e maduras de Gurupi - Cajuí
Dms
CV%
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
5,0643
2,16528
0,28746
2,45274
0,43306
0,02395
18,0779**
MG
Dms
CV%
1,46737
0,42445
10,55
0,82608
Ponto
Médio
1,53611
112
Tabela C - 4: Quadro de análise estatística para sólidos solúveis.
ANÁLISE ESTATÍSTICA SÓLIDOS SOLÚVEIS
Sólidos solúveis: Amostras verdes Palmas e Gurupi – Caju e Cajuí
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
13
28
41
2,0884
103,6012
94,25
197,8512
7,96932
3,36607
2,3675*
Ponto
Médio
11,19048
5,48544
16,4
12,375
Sólidos solúveis: Amostras maduras Palmas e Gurupi – Caju e Cajuí
MG
dms
CV%
FV
GL
SQ
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
13
28
41
2,0884
206,4941
209,4167
415,9107
MG
dms
CV%
Ponto
Médio
18,95
18,75
14,42857
8,17666
QM
F
15,88416 2,1238*
7,47917
113
Tabela C - 5: Quadro de análise estatística para colorimetria do cajuí.
ANÁLISE ESTATÍSTICA COLORIMETRIA
Cor L* : Amostras verdes e maduras Gurupi e Palmas - Cajuí
FV
Tratamento
s
Resíduo
Total
F-crit
MG
31,12972
FV
Tratamento
s
Resíduo
Total
F-crit
MG
20,4875
FV
Tratamento
s
Resíduo
Total
F-crit
MG
29,2675
GL
SQ
QM
F
11
2971,3637
270,12397
7,1028**
24
35
3,0936
912,7366
3884,1003
38,03069
Ponto
Médio
18,15836
19,81
36,055
Cor b* : Amostras verdes e maduras Gurupi e Palmas - Cajuí
dms
CV%
GL
SQ
QM
F
11
1777,12588
161,5569
5,7469**
24
35
3,0936
674,6878
2451,81368
28,1199
Ponto
Médio
15,61189
25,88
19,91
C : Amostras verdes e maduras Gurupi e Palmas - Cajuí
dms
CV%
GL
SQ
QM
F
11
2106,01001
191,45546
4,4855**
24
35
3,0936
1024,39187
3130,40188
42,68299
Ponto
Médio
19,23698
22,32
29,665
H : Amostras verdes e maduras Gurupi e Palmas – Cajuí
dms
CV%
GL
SQ
FV
Tratamento
s
Resíduo
Total
F-crit
11
43328,89816
24
35
3,0936
1048,39307
44377,29123
MG
dms
CV%
77,66639
19,46104
8,51
QM
F
3938,99074 90,1721**
43,68304
Ponto
Médio
70,08
114
Tabela C - 6: Quadro de análise estatística para colorimetria do caju.
ANÁLISE ESTATÍSTICA COLORIMETRIA
Cor L* : Amostras verdes e maduras Gurupi e Palmas – Caju
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
15
32
47
2,6556
15621,95843
1537,31093
17159,26937
1041,4639
48,04097
21,6787**
MG
45,16083
Ponto
Médio
20,98895
15,35
47,4
Cor b* : Amostras verdes e maduras Gurupi e Palmas - Caju
dms
CV%
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
15
32
47
2,6556
3100,1696
1023,6116
4123,7812
206,67797
31,98786
6,4611**
MG
dms
CV%
29,25
17,12685
19,34
Ponto
Médio
26,39
C : Amostras verdes e maduras Gurupi e Palmas - Caju
FV
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
MG
GL
SQ
15
32
47
QM
3816,9779
1273,61333
5090,59123
F
254,46519 6,3935**
39,80042
2,6556
Ponto
Médio
19,10419
16,17
37,615
H : Amostras verdes e maduras Gurupi e Palmas - Caju
dms
CV%
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
15
32
47
2,6556
64443,94938
687,67867
65131,62805
4296,2633
21,48996
199,9196**
MG
76,09771
dms
14,03792
CV%
6,09
39,01688
Ponto
Médio
71,925
115
Tabela C - 7: Quadro de análise estatística para vitamina C.
ANÁLISE ESTATÍSTICA VITAMINA C
Vitamina C: Amostras verdes e maduras Palmas - Cajuí
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
5,0643
9367,82244
3475,84213
12843,6646
1873,56449
289,65351
6,4683**
MG
Ponto
Médio
46,67372
22,85
78,71692
Vitamina C: Amostras verdes e maduras Gurupi - Cajuí
dms
CV%
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
5,0643
87206,3726
1752,85545
88959,228
17441,2745
146,07129
119,4025**
MG
dms
CV%
72,55619
33,1448
16,66
74,46959
Ponto
Médio
121,78633
Vitamina C: Amostras verdes e maduras Palmas - Caju
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
5,0643
9012,22806
1527,79775
10540,0258
1802,4456
127,31648
14,1572**
MG
Ponto
Médio
3094392
15,25
93,62842
Vitamina C: Amostras verdes e maduras Gurupi - Caju
dms
CV%
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
9
20
29
3,4567
4257,1228
273,00632
4530,12912
473,01364
13,65032
34,6522**
MG
dms
CV%
10,68682
11,33
74,00254
32,59921
Ponto
Médio
35,60408
116
Tabela C - 8: Quadro de análise estatística para clorofila a.
ANÁLISE ESTATÍSTICA PARA DETERMINAÇÃO DE PIGMENTOS
Clorofila a: Amostras verdes e maduras de caju de Palmas
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
5,0643
97,32752
7,02033
104,3479
19,4655
0,58503
33,2728**
MG
Ponto
Médio
2,09759
29,74
3,63
Clorofila a: Amostras verdes e maduras de caju de Gurupi
dms
CV%
FV
GL
SQ
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
9
20
29
3,4567
90,46567
16,7562
107,2219
MG
dms
CV%
3,981
2,64759
22,99
2,57167
QM
F
10,05174 11,9976**
0,83781
Ponto
Médio
5,09
Clorofila a: Amostras verdes e maduras de cajuí de Palmas
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
5,0643
79,94218
22,52787
102,47
15,98844
1,87732
8,5166**
MG
Ponto
Médio
3,75753
59,2
4,235
Clorofila a: Amostras verdes e maduras de cajuí de Gurupi
dms
CV%
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
5,0643
49,65512
5,44893
55,10405
9,93102
0,45408
21,8708**
MG
dms
CV%
4,50167
1,84798
14,97
2,31444
Ponto
Médio
5,19
117
Tabela C - 9: Quadro de análise estatística para clorofila b.
ANÁLISE ESTATÍSTICA PARA DETERMINAÇÃO DE PIGMENTOS
Clorofila b: Amostras verdes e maduras de Palmas – Caju
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
3,1059
10,83129
7,6174
18,44869
2,16626
0,63478
3,4126*
MG
dms
CV%
13,94944
2,18497
5,71
Clorofila b: Amostras verdes e maduras Gurupi - Caju
Ponto
Médio
14,455
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
9
20
29
2,3928
25,04405
16,45627
41,50032
2,78267
0,82281
3,3819*
MG
dms
CV%
4,646
2,62378
19,52
Ponto
Médio
4,79
Clorofila b: Amostras verdes e maduras Palmas – Cajuí
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
3,1059
6,99913
4,04347
11,0426
1,39983
0,33696
4,1543*
MG
dms
CV%
13,82333
1,59191
4,2
Clorofila b: Amostras verdes e maduras de Gurupi - Cajuí
Ponto
Médio
13,885
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
3,1059
9,82572
4,81313
14,63885
1,96514
0,40109
4,8995*
MG
dms
CV%
4,935
1,73683
12,83
Ponto
Médio
4,88
118
Tabela C - 10: Quadro de análise estatística para clorofila total.
ANÁLISE ESTATÍSTICA PARA DETERMINAÇÃO DE PIGMENTOS
Clorofila total: Amostras verdes e maduras Palmas – Caju
FV
GL
SQ
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
5,0643
157,9669
27,88167
185,8486
MG
QM
F
31,59338 13,5975**
2,32347
Ponto
Médio
4,18025
9,23
17,435
Clorofila total: Amostras verdes e maduras Gurupi – Caju
dms
CV%
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
9
20
29
3,4567
172,3679
55,07467
227,4425
19,15199
2,75373
6,9549**
MG
dms
CV%
8,62767
4,79997
19,23
16,51889
Ponto
Médio
9,46
Clorofila total: amostras verdes e maduras Palmas – Cajuí
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
5,0643
116,0894
38,52967
154,619
23,21788
3,21081
7,2312**
MG
Ponto
Médio
4,91406
11,11
17,5
Clorofila total: Amostras verdes e maduras Gurupi – Cajuí
dms
CV%
FV
GL
SQ
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
5,0643
76,73671
10,78493
87,52164
MG
dms
CV%
9,43556
2,59987
10,05
16,13556
QM
F
15,34734 17,0764**
0,89874
Ponto
Médio
8,935
119
Tabela C - 11: Quadro de análise estatística comparativo dos locais de coleta para clorofila a.
ANÁLISE ESTATÍSTICA PARA DETERMINAÇÃO DE PIGMENTOS
Clorofila a: Amostras verdes Palmas e Gurupi – Caju
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
7
16
23
2,6572
34,45405
21,1
55,55405
4,92201
1,31875
3,7323*
MG
dms
CV%
5,2375
Ponto
Médio
3,24875
21,93
Clorofila a: Amostras maduras Palmas e Gurupi - Caju
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
7
16
23
4,0259
22,74532
2,67653
25,42185
3,24933
0,16728
19,4241**
MG
dms
CV%
1,6675
1,15708
24,53
Ponto
Médio
1,82
Clorofila a: Amostras verdes Palmas e Gurupi – Cajuí
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
3,1059
41,46443
25,43453
66,89896
8,29289
2,11954
3,9126*
MG
Ponto
Médio
3,99259
28,67
5,045
Clorofila a: amostras maduras Palmas e Gurupi – Cajuí
dms
CV%
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
5,0643
30,88811
2,54227
33,43038
6,17762
0,21186
29,1596**
MG
dms
CV%
1,738889
1,26227
26,47
5,07722
Ponto
Médio
1,92
120
Tabela C - 12: Quadro de análise estatística comparativo dos locais de coleta para clorofila b.
ANÁLISE ESTATÍSTICA PARA DETERMINAÇÃO DE PIGMENTOS
Clorofila b: Amostras verdes Palmas e Gurupi – Caju
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
7
16
23
4,0259
484,538
15,56713
500,1051
69,21971
0,97295
71,14445**
MG
dms
CV%
Ponto Médio
8,74958
2,79049
11,27
9,88
Clorofila b: Amostras maduras Palmas e Gurupi – Caju
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
7
16
23
4,0259
506,9283
8,50653
515,4348
72,41832
0,53166
136,2121**
MG
dms
CV%
Ponto Médio
7,52
2,06278
9,7
8,85
Clorofila b: Amostras verdes Palmas e Gurupi - Cajuí
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
5,0643
380,0081
4,30733
384,3154
76,00162
0,35894
211,7364**
dms
CV%
Ponto Médio
MG
9,66444
1,64303
6,2
9,73
Clorofila b: Amostras maduras Palmas e Gurupi - Cajuí
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
5,0643
344,9092
4,54927
349,4584
68,98183
0,37911
181,9594**
MG
9,09389
dms
1,68855
CV%
6,77
Ponto Médio
8,975
121
Tabela C - 13: Quadro de análise estatística comparativo dos locais de coleta para clorofila
total.
ANÁLISE ESTATÍSTICA PARA DETERMINAÇÃO DE PIGMENTOS
Clorofila total: Amostras verdes Palmas e Gurupi – Caju
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
7
16
23
4,0259
405,4161
63,39013
468,8062
57,91658
3,96188
14,6184**
MG
dms
CV%
13,98792
5,63101
14,23
Ponto
Médio
14,825
Clorofila total: Amostras maduras Palmas e Gurupi - Caju
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
7
16
23
4,0259
348,7518
19,5662
368,318
49,82168
1,22289
40,7410**
MG
dms
CV%
9,18583
3,12845
12,04
Clorofila total: Amostras verdes Palmas e Gurupi - Cajuí
Ponto
Médio
10,55
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
5,0643
273,9057
36,60787
310,5136
54,78115
3,05066
17,9572**
MG
Ponto
Médio
4,78994
11,85
15,575
Clorofila total: Amostras maduras Palmas e Gurupi- Cajuí
dms
CV%
FV
GL
SQ
QM
F
Tratamentos
Resíduo
Total
F-crit
5
12
17
5,0643
185,4156
12,70673
198,1224
37,08313
1,05889
35,0206**
MG
dms
CV%
10,83111
2,82202
9,5
14,74
Ponto
Médio
10,52