Relatório do Estágio 1079
Produção de biomassa e bioenergia - as plantas
como recursos energéticos renováveis: trabalho
de campo e análises no laboratório
Ana Raquel Santos de Matos Fortuna
Christine Luz Antunes
Inês Alves de Melo
Joana Monteiro Clero
Lizandra Deister
Rute da Silva Fernandes
Orientação:
Professora Doutora Ana Luísa Almaça da Cruz Fernando
Unidade de Biotecnologia Ambiental
Relatório do Estágio 1079
Produção de biomassa e bioenergia - as plantas como recursos
energéticos renováveis: trabalho de campo e análises no
laboratório
Alunos envolvidos no projecto
Ana Raquel Santos de Matos Fortuna 1
Christine Luz Antunes 2
Inês Alves de Melo 3
Joana Monteiro Clero 3 *
Lizandra Deister 1
Rute da Silva Fernandes 4
O estágio decorreu de 21 de Agosto a 8 de Setembro de 2006 na Unidade
Biotecnologia Ambiental da Faculdade de Ciências e Tecnologia
Universidade Nova de Lisboa, integrado no programa Ocupação Científica
Jovens nas Férias, promovido pela Agência Ciência Viva, sob orientação
Professora Doutora Ana Luísa Almaça da Cruz Fernando
1
Escola Secundária de Palmela
Escola Secundária c/ 3º C.E.B. de Henriques Nogueira, Torres Vedras
3
Escola Secundária Anselmo de Andrade, Almada
4
Escola Profissional de Eduacação e Desenvolvimento, Quinta da Torre, Monte de Caparica
*
Só de 4 a 8 de Setembro de 2006
2
de
da
de
da
Relatório do Estágio 1079
Produção de biomassa e bioenergia
As plantas como recursos energéticos renováveis: trabalho de campo e análises no laboratório
1. Introdução
O estágio realizado na Unidade de Biotecnologia Ambiental da Faculdade de
Ciências e Tecnologia da Universidade Nova de Lisboa inseriu-se no trabalho
que estava a ser realizado pelo Grupo no âmbito do projecto europeu Biomass
Production Chain and Growth Simulation Model for Kenaf – Biokenaf (QLK5CT-2002-01729). Este projecto tem como principal objectivo o estudo do
comportamento do Kenaf nas condições climatéricas do sul europeu. O Kenaf é
uma cultura energética, e durante o projecto pretendeu-se determinar a
influência de diversos parâmetros, nomeadamente a fertilização e a irrigação, no
crescimento, na produtividade e na qualidade da biomassa de kenaf. Para
avaliar a influência destes parâmetros efectuam-se análises às plantas ao longo
do ciclo vegetativo.
Figura 1 – As alunas participantes no estágio, Inês, Joana, Rute, Raquel,
Lizandra e Christine (da esquerda para a direita), no campo experimental de
Kenaf.
Unidade de Biotecnologia Ambiental
Faculdade de Ciências e Tecnologia da Universidade Nova de Lisboa, Monte de Caparica
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Produção de biomassa e bioenergia
As plantas como recursos energéticos renováveis: trabalho de campo e análises no laboratório
2. Material e Métodos
Os campos experimentais estão situados na Península de Setúbal, a sul do rio
Tejo, perto do estuário e da costa atlântica (latitude 38º40’ N, longitude 9º W,
altitude de 50 m), onde o clima é moderadamente temperado. Os estudos piloto
foram estabelecidos num solo argiloso e alcalino e cada talhão tinha uma área
superficial de 5 x 8 m2. Foi estudada uma variedade: Everglades 41. Os campos
foram semeados a 3 de Maio de 2006 usando uma distância entre linhas de
0.50m e uma distância de 0.10m entre sementes, em cada linha (20
sementes/m2). Foram aplicados os seguintes fertilizantes na altura da
sementeira: P - 60 kg P2O5.ha-1, K - 120 kg K2O.ha-1 e ½ N. A outra ½ do adubo
azotado foi aplicada quando as plantas atingiram cerca de 20 cm de altura
(aproximadamente um mês após a sementeira). Foram aplicados três níveis de
adubo azotado: 0, 75 and 150 kg N.ha-1. Em fases iniciais do crescimento, todos
os campos foram irrigados abundantemente para compensar o défice de água
no solo e para prevenir o stress hídrico. 40 dias após a sementeira, a irrigação
foi diferenciada e quatro níveis diferentes de irrigação foram aplicados: 0%, 25%,
50% e 100% de evapotranspiração potencial (PET). O delineamento
experimental dos campos é apresentado na Figura 2.
N75
N150
N0
N150
N0
N75
N0
N75
N150
N75
N150
N0
8m
N0
N150
N150
N0
5m
N75
N75
Bloco II
N75
N150
N150
N75
N0
N0
N150
N0
N75
N75
N0
N150
N75
N0
N150
N0
N150
N75
Bloco I
I0: sem irrigation
I25: 25% de PET
I50: 50% de PET
I100: 100% de PET
Bloco III
Figura 2 – Delineamento experimental dos campos experimentais de Kenaf.
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Durante a realização do estágio foram realizadas diversas determinações às
plantas colhidas nos campos experimentais sitos no Campus do Monte de
Caparica. Realizaram-se nomeadamente as seguintes determinações:
2.1) parâmetros biométricos – altura do caule, diâmetro do caule e
medição da área foliar (Li-3100C Area meter da LI-COR Biosciences).
2.2) produtividade – por fracções da planta: caule externo, caule interno e
folhas.
2.3) composição química – humidade, azoto, fósforo, cinzas. Os
protocolos referentes a estas determinações estão em Anexo.
Figura 3 – As alunas Joana e Inês, o Investigador Nuno Lobato, e as alunas
Lizandra, Raquel e Christine (da esquerda para a direita), no laboratório.
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3. Resultados e Discussão
3.1 Parâmetros biométricos
A colheita das plantas de kenaf foi realizada pelas alunas no dia 28 de Agosto
de 2006.
Figura 4 – As alunas participantes no estágio, Lizandra, Raquel, Christine, Rute,
Inês e Joana (da esquerda para a direita), no campo experimental de Kenaf.
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Tabela 1 – Parâmetros biométricos do Kenaf a 28.08.2006
Altura (cm)
Diâmetro (cm)
Índice de Área Foliar (m2/m2 solo)
N0I0
104
1,3
1,54
N75I0
75
0,8
1,51
N150I0
96
1,5
1,53
N0I25
122
1,7
2,56
N75I25
133
1,9
2,52
N150I25
126
1,6
2,43
N0I50
111
1,4
2,19
N75I50
125
1,6
2,06
N150I50
138
1,6
2,09
N0I100
115
1,3
1,99
N75I100
123
1,6
2,12
N150I100
134
1,8
2,75
As Figuras 5-7, mostram as diferenças entre diferentes irrigações e diferentes
fertilizações, em termos dos parâmetros biométricos em estudo.
a)
160
140
120
100
Altura (cm) 80
60
40
20
0
I0
I25
I50
I100
1
b)
160
140
120
100
Altura (cm) 80
60
40
20
0
N0
N75
N150
1
Figura 5 – Diferenças entre níveis de irrigação (a) e níveis de fertilização
azotada (b), em termos da altura das plantas de kenaf.
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As plantas como recursos energéticos renováveis: trabalho de campo e análises no laboratório
a)
2,00
1,50
I0
I25
Diâmetro (cm) 1,00
I50
I100
0,50
0,00
1
b)
2,50
2,00
N0
1,50
Diâmetro (cm)
N75
1,00
N150
0,50
0,00
1
Figura 6 – Diferenças entre níveis de irrigação (a) e níveis de fertilização
azotada (b), em termos do diâmetro das plantas de kenaf.
a)
3,00
2,50
I0
2,00
I25
Índice de Área
1,50
Foliar (m2/m2)
1,00
I50
I100
0,50
0,00
1
b)
3,00
2,50
2,00
Índice de Área
1,50
Foliar (m2/m2)
1,00
N0
N75
N150
0,50
0,00
Figura 7 – Diferenças entre níveis de irrigação (a) e níveis de fertilização
azotada (b), em termos do índice de área foliar das plantas de kenaf.
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Como se pode verificar pela análise das Figuras 5-7, verificaram-se diferenças
significativas entre os campos sem irrigação (I0) e os campos com irrigação (I25,
I50 e I100), para os parâmetros em estudo. Com efeito, os campos sem
irrigação apresentaram plantas com alturas, diâmetros de caule e áreas foliares,
significativamente inferiores aos observados nos campos com irrigação. Não se
verificaram diferenças significativas entre as plantas recolhidas nos campos com
irrigação (I25, I50 e I100). Não se verificaram diferenças significativas entre
níveis de fertilização azotada, para os parâmetros em estudo. No entanto,
verificou-se que as plantas que receberam mais fertilizante azotado (N150),
apresentaram uma maior altura, um maior diâmetro do caule e uma área foliar
superior aos outros níveis (N0 e N75), embora essa diferença não tenha sido
significativa.
Figura 8 – As alunas Raquel, Lizandra e Inês no laboratório.
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3.2 – Produtividade
A Tabela 2 mostra os dados da produtividade dos campos a 28 de Agosto de
2006.
Tabela 2 – Produtividade do kenaf a 28.08.2006 (t/ha de ms)
Folhas
Caule Interno
Caule Externo
Total
1,94
1,14
1,14
4,22
N0I0
1,39
1,80
1,07
4,26
N75I0
2,10
1,04
0,92
4,06
N150I0
2,61
2,41
1,82
6,84
N0I25
2,17
1,91
2,12
6,20
N75I25
3,07
2,68
1,90
7,65
N150I25
2,11
1,46
1,08
4,65
N0I50
2,45
2,05
1,55
6,05
N75I50
2,42
3,57
1,80
7,79
N150I50
2,08
1,76
1,33
5,18
N0I100
2,30
1,94
1,14
5,39
N75I100
2,67
2,63
2,21
7,51
N150I100
Figura 9 – As alunas Christine e Joana no laboratório.
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A Figura 10 mostra as diferenças entre diferentes níveis de irrigação e
diferentes níveis de fertilização azotada, em termos da produtividade das
plantas.
Produtividade (t/ha)
a)
9,00
8,00
7,00
6,00
5,00
4,00
3,00
2,00
1,00
0,00
I0
I25
I50
I100
1
Produtividade (t/ha)
b)
9,00
8,00
7,00
6,00
5,00
4,00
3,00
2,00
1,00
0,00
N0
N75
N150
1
Figura 10 – Diferenças entre níveis de irrigação (a) e níveis de fertilização
azotada (b), em termos da produtividade das plantas de kenaf a 28 de Agosto de
2006.
A par dos resultados obtidos nos parâmetros biométricos, verificaram-se
diferenças significativas entre os campos sem irrigação (I0) e os campos com
irrigação (I25, I50 e I100). Com efeito, os campos sem irrigação apresentaram
uma produtividade significativamente inferior à observada nos campos com
irrigação. Não se verificaram diferenças significativas entre as produtividades
dos campos com irrigação (I25, I50 e I100). Não se verificaram diferenças
significativas nas produtividades entre níveis de fertilização azotada. No entanto,
verificou-se que os campos que receberam mais fertilizante azotado (N150),
foram mais produtivos do que os campos N0 e N75, embora essa diferença não
tenha sido significativa.
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3.3 – Composição química
Na Tabela 3 apresentam-se os resultados referentes à composição em cinzas,
azoto e fósforo das folhas colhidas nos campos a 18 de Julho de 2006.
Apresentam-se também as humidades das folhas da colheita efectuada a 28 de
Agosto de 2006.
Tabela 3 – Composição química das folhas de kenaf a 18.07.2006
Humidade (%)* Azoto (% ms) Fósforo (% ms) Cinzas (% ms)
N0I0
74
2,38
0,45
9,9
N75I0
79
2,39
0,34
10,6
N150I0
70
2,93
0,32
13,2
N0I25
78
3,25
0,42
11,8
N75I25
78
2,62
0,38
13,2
N150I25
79
2,79
0,38
12,7
N0I50
76
2,59
0,52
10,0
N75I50
76
2,80
0,34
10,8
N150I50
81
2,55
0,38
15,8
N0I100
80
2,71
0,55
10,0
N75I100
77
2,51
0,39
8,6
N150I100
80
2,67
0,41
10,7
Média
77
2,68
0,41
11,4
* colheita de 28 de Agosto de 2006
Em relação à composição química, não se verificaram diferenças significativas
entre plantas provenientes de campos com diferentes irrigações e entre campos
com diferentes fertilizações azotadas.
Figura 11 – As alunas Inês e Lizandra, a investigadora Ana Catroga e as alunas
Christine, Joana, Raquel e Rute (da esquerda para a direita), no laboratório.
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4. Conclusões
Verificou-se que a irrigação dos campos influencia significativamente a altura
das plantas, o diâmetro do caule e a área foliar, assim como a produtividade, do
kenaf. Com efeito, nos campos sem irrigação (I0), as plantas apresentaram
valores de parâmetros biométricos e produtividades, significativamente inferiores
aos dos campos com irrigação (I25, I50 e I100). Não se verificaram diferenças
significativas, nestes parâmetros, entre plantas dos campos I25, I50 e I100.
Por outro lado, verificou-se que o nível de adubação azotada não influencia os
parãmetros biométricos e as produtividades. Com efeito, não se verificaram
diferenças significativas entre alturas das plantas, diâmetros do caule, áreas
foliares e produtividades das plantas colhidas nos campos com os diferentes
níveis de fertilização azotada, N0, N75 e N150. Os campos com mais adubação
apresentaram, no entanto, sempre valores superiores aos das plantas dos
outros campos.
A composição química do kenaf, em termos dos teores de humidade, cinzas,
azoto e fósforo, não foi influenciada pelos diferentes níveis de irrigação e pelos
diferentes níveis de fertilização.
Figura 12 – A investigadora Ana Catroga e as alunas Rute, Christine, Raquel,
Lizandra, Joana e Inês (da esquerda para a direita), no laboratório.
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Anexo
1. Determinação de humidade das amostras(1)
a)
Numa balança analítica (Mettler Toledo AB204), pesou-se num pesa filtro,
previamente seco em estufa (WTB binder E28) a 103±2ºC e tarado, cerca de 1g
de amostra. Secou-se em estufa a 103±2ºC durante duas horas;
b)
Seguidamente retirou-se o pesa filtros da estufa e deixou-se arrefecer
num exsicador durante uma hora e pesou-se novamente o pesa filtro;
c) Repetiu-se o procedimento b) até peso constante.
Expressão dos resultados:
O teor em humidade será dado por:
% Humidade (%H) =
P1 − P 2
* 100
P1 − P 3
em que
P1 é o peso da amostra juntamente com o pesa-filtro (g)
P2 é o peso da amostra seca juntamente com o pesa-filtro (g)
P3 é a tara do pesa-filtro (g)
1
AOAC (1990) Official Methods of Analysis. Agricultural Chemicals; Contaminants; Drugs.
Volume I, 15th Ed. Association of Official Analytical Chemists, Arlington, EUA.
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2. Determinação do azoto(2)
a)
Pesou-se rigorosamente, numa balança analítica (Mettler Toledo AB204),
cerca de 0.2g de amostra, num tubo de digestão;
b)
Adicionou-se 10mL de Ácido Sulfúrico (95-97%) e uma porção de mistura
catalisadora, composta por Selénio e Sulfato de Potássio, assim como
reguladores de ebulição;
c)
Levou-se a aquecer numa placa de aquecimento a 360ºC até a amostra
ficar transparente;
d)
Transferiu-se a amostra digerida para um balão volumétrico de 100ml e
aferiu-se com a água destilada. Filtrou-se para um frasco e reservou-se.
e)
Colocou-se 50mL de amostra digerida e 50mL de Água destilada num
tubo de reacção e foram adicionadas 3 gotas de Fenolftaleína;
f)
Seguidamente procedeu-se à alcalinização do meio, adicionando uma
solução de Hidróxido de Sódio (6M), até a solução adquirir uma coloração rosa;
g)
Colocou-se, num erlenmeyer de 250ml, 50mL de Ácido Bórico (20g/L) e
0.5mL de solução indicadora de Ácido Bórico ( 0,2g de vermelho de metilo em
100ml de solução alcoólica 95% + 0,1g de azul de metileno em 50ml de solução
alcoólica 95%);
h)
Em seguida, efectuou-se uma destilação por arrastamento de vapor da
solução em análise numa unidade destiladora (Kjeltec System 1002 Distilling
Unit Tecator), sendo recolhido o destilado na solução de ácido bórico;
i)
Após a destilação, efectuou-se uma titulação da solução com Ácido
Sulfúrico (0.02N ou 0.1N).
Expressão dos resultados:
% Azoto =
V 1.N .b1
x1,4
V 2.m1
V1 - volume de H2SO4 gasto na titulação(ml)
V2 - volume de amostra digerida utilizado na destilação (ml)
b1 - volume do balão volumétrico onde ficou reservado o digerido (ml)
N - normalidade do titulante
m1 - massa de amostra seca utilizada na digestão (g)
2
Watts, S. e Halliwell, L. (1996) Appendix 3 – Detailed field and chemical methods for soil. In:
Watts, S. and Halliwell, L. (eds), Essential Environmental Science, Methods & Techniques,
Routledge, Londres, Reino Unido,pp.475-505.
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3. Determinação do fósforo total
Digestão a quente com H2SO4(2). Determinação dos fosfatos no digerido, por
espectrofotometria de absorção molecular(3).
a)
Pesou-se rigorosamente, numa balança analítica (Mettler Toledo AB204),
cerca de 0.2g de amostra, num tubo de digestão;
b)
Adicionou-se 10mL de Ácido Sulfúrico (95-97%) e uma porção de mistura
catalisadora, composta por Selénio e Sulfato de Potássio, assim como
reguladores de ebulição;
c)
Levou-se a aquecer numa placa de aquecimento a 360ºC até a amostra
ficar transparente;
d)
Transferiu-se a amostra digerida para um balão volumétrico de 100ml e
aferiu-se com a água destilada. Filtrou-se para um frasco e reservou-se.
f)
Em balões volumétricos de 100ml, colocou-se um determinado volume de
amostra, adicionando-se seguidamente uma gota de fenolftaleína e NaOH 6N,
até a solução ficar rosa.
g)
Adicionou-se 8ml de agente redutor ( 250ml H2SO4 5N + 75ml molibdato
de amónio 40g/L + 2,6g ácido ascórbico + 25ml tartarato de potássio e antimónio
2,8 g/L, em 500ml) e aferiu-se com água destilada.
h)
Esperou-se cerca de 20 minutos antes de se proceder à medição da
absorvância no espectrofotómetro ( Cecil 9000 Series) a 880nm.
i)
A partir de uma solução padrão de fósforo (1mg(P)/L) prepararam-se
diversas soluções de diferentes concentrações de P (0; 0,025; 0,05; 0,10; 0,15;
0,20; 0,25 mg/L P), às quais se adicionou também 8 ml de agente redutor. A
medição da absorvância destas soluções, após 20 minutos, e a 880nm, permitiu
a construção de uma curva de calibração abs(880nm) vs mg/L (P).
⎛ x1.v1.b1 ⎞
⎟⎟ : 104
% Fósforo = ⎜⎜
⎝ v 2. p1 ⎠
v1 = volume do balão volumétrico utilizado na medição da absorvância (ml)
v2 = volume da amostra digerida e reservada (ml), utilizada na reacção com o
agente redutor
x1 = valor em mg/L (P) retirado da curva de calibração, utilizando o valor da
absorvância (880nm) medido
b1 = volume do balão volumétrico onde ficou reservado o digerido (ml)
p1 = massa de amostra seca utilizada na digestão (g)
Expressão dos resultados:
3
Watanabe, F.S. e Olsen, S.R. (1965) Test of an ascorbic acid method for determining
phosphorus in water and NaHCO3 extracts from the soil. Soil Sci. Soc. Amer. Proc. 29, 677-78.
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4. Determinação de cinzas(1)
a)
Colocou-se numa Mufla (Heraeus Electronic) uma cápsula de porcelana a
550±50ºC durante uma hora e arrefeceu-se a mesma num exsicador.
b)
Seguidamente pesou-se a cápsula numa balança analítica (Mettler Toledo
AB204) e colocou-se cerca de 1g da amostra a analisar. Procedeu-se à sua
pesagem na mesma balança analítica.
c)
Posteriormente colocou-se a cápsula contendo a amostra a analisar, na
mufla a 550±50ºC, durante duas horas.
d)
Após este período, arrefeceu-se a amostra num exsicador e pesou-se a
cápsula contendo as cinzas obtidas na balança analítica.
Expressão dos resultados:
A quantidade de cinzas presentes na amostra é determinada do seguinte modo:
% cinzas =
P1 − P 2
* 100
P3
Em que
P1 é o peso da cápsula com cinza (g)
P2 é a tara da cápsula (g)
P3 é o peso da amostra (g)
Unidade de Biotecnologia Ambiental
Faculdade de Ciências e Tecnologia da Universidade Nova de Lisboa, Monte de Caparica