FACULDADE DE TECNOLOGIA DE POMPÉIA
CURSO TECNOLOGIA EM MECANIZAÇÃO EM AGRICULTURA DE
PRECISÃO
CLÓVIS APARECIDO SILVA
ELIZIANA PAIVA MOURA
AVALIAÇÃO DOS TEORES FOLIARES DA CLOROFILA
NA CULTURA DO GIRASSOL (Helianthus annuus L.),
EM RELAÇÃO ÀS CONCENTRAÇÕES DE NITROGÊNIO.
Pompéia - SP
2013
FACULDADE DE TECNOLOGIA DE POMPÉIA
CURSO TECNOLOGIA EM MECANIZAÇÃO EM AGRICULTURA DE
PRECISÃO
CLÓVIS APARECIDO SILVA
ELIZIANA PAIVA MOURA
AVALIAÇÃO DOS TEORES FOLIARES DA CLOROFILA
NA CULTURA DO GIRASSOL (Helianthus annuus L.),
EM RELAÇÃO ÀS CONCENTRAÇÕES DE NITROGÊNIO.
Trabalho de Graduação apresentado à
Faculdade de Tecnologia “Shunji Nishimura” FATEC, como requisito parcial para conclusão
do Curso de Tecnologia em Mecanização em
Agricultura de Precisão. Linha de pesquisa:
Trabalho de Iniciação Científica
Orientador: Prof° Dr° Marcio Christian Serpa
Domingues
Pompéia – SP
2013
Trabalho de Graduação de autoria de Clóvis Aparecido Silva e Eliziana Paiva
Moura, intitulada “AVALIAÇÃO DOS TEORES FOLIARES DA CLOROFILA NA
CULTURA DO GIRASSOL (Helianthus annuus L.), EM RELAÇÃO ÀS
CONCENTRAÇÕES DE NITROGÊNIO.”, apresentada como requisito parcial
para a obtenção do grau de
Tecnólogo em Mecanização em Agricultura de Precisão da Faculdade de
Tecnologia de Pompéia “Shunji Nishimura” em: 10 de junho de 2013,
defendida, e aprovada pela banca examinadora abaixo assinada:
_____________________________________________
Professor Dr. Marcio Christian Serpa Domingues
(Orientador)
_____________________________________________
Professora Dra. Marisa Silveira Almeida Renaud Faulin
Presidente da Comissão de Pesquisa
_____________________________________________
Professor Me. Carlos Eduardo Martini da Silveira Bueno
Pompéia
Junho de 2013
DEDICATÓRIA
Aos nossos amados pais, amigos e
professores pelo amor, incentivo e
compreensão de forma
incondicional.
AGRADECIMENTOS
Primeiramente agradecemos a Deus.
A FATEC de Pompéia, pela oportunidade que nos foi dada.
Ao nosso orientador, Prof° Dr° Marcio Christian Serpa Domingues, pela
paciência e conhecimento demonstrado, durante esse tempo.
A nossa querida professora Mirian Maya Sakuno, pela sincera amizade.
E finalmente a todos que contribuíram direta e indiretamente para a realização
deste trabalho.
EPÍGRAFE
“Porque todo o que é nascido
de Deus vence o mundo; e esta é a
vitória que vence o mundo: a nossa
fé.”
1 João 5:4
Sumário
Resumo
................................................................... 10
1. Introdução
................................................................... 12
1.2. Caracterização Botânica
................................................................... 13
1.3. Sensoriamento Direto
................................................................... 16
2. Objetivo
................................................................... 22
2.1. Justificativa
................................................................... 22
3. Materiais e Métodos
................................................................... 23
3.1. Etapa à campo
................................................................... 23
3.1.1. Semeadura
................................................................... 23
3.2.Parâmetros avaliados à campo ................................................................... 24
3.2.1. Parâmetros agronômicos
3.2.2.
Parâmetros
sensores
com
................................................................... 24
os ..................................................................
24
3.3. Parâmetros avaliados em
..................................................................
laboratório
26
3.4. Resultados e discussão
................................................................... 27
3.5. Conclusão
................................................................... 31
4. Referências bibliográficas
................................................................... 32
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 Vista parcial das parcelas experimentais, instaladas em área
experimental da FATEC ................................................................................. 24
Figura 2 Vista parcial das parcelas experimentais, instaladas em área
experimental da FATEC ................................................................................. 25
Figura 3 Vista parcial das parcelas experimentais, instaladas em área
experimental da FATEC ................................................................................. 25
Figura 4 Equipamento de sensoriamento direto em área experimental da
FATEC ............................................................................................................. 25
Figura 5 Etapas para determinação do teor de clorofila em laboratório....26
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 Altura média de plantas .................................................................. 27
Tabela 2 Quantidade média de folhas .......................................................... 28
Tabela 3 Leituras do sensor falker ............................................................... 29
Tabela 4 Leituras em laboratório com espectrofotômetro ......................... 30
10
AVALIAÇÃO DOS TEORES FOLIARES DA CLOROFILA NA CULTURA DO
GIRASSOL (Helianthus annuus L.), EM RELAÇÃO ÀS CONCENTRAÇÕES DE
NITROGÊNIO.
RESUMO
O desenvolvimento do medidor portátil de clorofila, que faz leituras
instantâneas sem necessidade de destruição da folha, surge como nova ferramenta
para avaliar o nível de N na planta. As leituras efetuadas por este equipamento
indicam valores proporcionais de clorofila na folha e são calculadas com base na
quantidade de luz transmitida pela folha em dois comprimentos de ondas, esse
método torna o processo mais rápido na diagnose dos teores de nitrogênio, o
objetivo foi avaliar os teores de clorofila a e b comparando como parâmetros em
laboratório e analisando seus pontos críticos, em diversas doses de nitrogênio na
cultura do girassol, foram evidenciadas essas
correlações entre
a leitura
e
diferentes doses de nitrogênio, com isso correlacionando e determinando os níveis
adequados de N, na cultura do girassol para a área de plantio.
Avaliou-se o uso do equipamento como parâmetro para estimar o teor relativo
de clorofila na folha e com isso correlacionar com teores de Nitrogênio nas folhas.
Os experimentos foram instalados em área experimental da FATEC Shunji
Nishimura, município de Pompéia - SP, situado a 22º 06’ 39’’ de latitude Sul, 50º 11’
45’’ de longitude Oeste e 607 m de altitude em relação ao nível do mar. O solo,
Latossolo Amarelo, foi preparado para o plantio convencional. A espécie utilizada foi
girassol a variedade catissol 01. Foram realizados seis tratamentos com diferentes
doses de nitrogênio. As leituras realizadas com sensoriamento direto e a extração de
clorofila das folhas em laboratório foram realizadas nos estádios V2, V4, V6, V8, R1,
R3, R5. Nos tratamentos T1 a T6, as quantidades de clorofila total e das clorofilas a
e b extraíveis, foram relacionadas às leituras do clorofilômetro, nos estádios de
desenvolvimento a serem avaliados nesse estádio (V6, V8, R1, R3, R5) A leitura foi
realizada com clorofilômetro ClorofiLog Falker® estimou o teor relativo de clorofila
na folha do girassol, esse tipo de equipamento apresenta algumas vantagens, como
a rapidez na coleta (leitura) do teor de clorofila, menor custo em relação as análises
feitas em laboratório, com isso se pode fazer aplicação de nitrogênio localizada em
quantidades adequadas.
11
Palavras-chaves:
clorofilômetro,
Helianthus
annuus
L,
clorofila,
nitrogênio,
sensoriamento direto.
Abstract
The development of portable chlorophyll meter, which allows instantaneous
without leaf destruction, emerges as a new tool to assess the level of Nitrogen in the
plant. The reading in this unit indicates a relationship with chlorophyll and are
calculated based on the amount of light transmitted by the leaf in two wavelengths,
this method makes the process faster in the diagnosis of nitrogen contents, the aim
was to evaluate the concentration of chlorophyll a and b as parameters in the
laboratory comparing and analyzing their critical points, in various levels of nitrogen
in sunflower cultivation, these will be highlighted correlations between reading and
different nitrogen levels, thus correlating and determining appropriate levels of N,
sunflower crop to the planting area.
Evaluated the use of the equipment as a parameter to estimate the relative
chlorophyll content on the sheet, thus correlate with levels of nitrogen in the leaves.
The experiments will be installed in the experimental area FATEC Pompéia, installed
in Shunji Nishimura Technology Foundation, the city of Pompéia - SP, located at 22º
06'39'' south latitude, 50º11'45'' west longitude and 607 m altitude. The soil, was
prepared for conventional tillage. The species is used sunflower variety is Catissol
01. Will be performed six treatments. Readings taken with direct and remote sensors
and extraction of chlorophyll from leaves in the laboratory will be performed at the
V2, V4, V6, V8, R1, R3, R5. In T1 to T6, the amounts of total chlorophyll and
chlorophyll a and b extractable, these readings are related to chlorophyll reading in
the development stages to be evaluated at this stage (V6, V8, R1, R3, R5) The
reading to be performed with chlorophyll ClorofiLogFalker cherish the relative
chlorophyll content in sunflower leaf, this equipment has some advantages, such as
speed of collection (reading) of chlorophyll content, lower cost compared analyzes
made in the laboratory, it can be Application to Nitrogen located in suitable amounts.
Keywords: chlorophyll, Helianthus annuus L, chlorophyll, nitrogen, direct sensing.
12
1. INTRODUÇÃO
O girassol (Helianthus annuus L.) está entre as três culturas anuais
produtoras de óleo do mundo, sendo de grande importância na economia mundial.
As perspectivas do crescimento da área cultivada com esta espécie são bastante
favoráveis e vem aumentando em diversas regiões do Brasil (Barros, 2009), visando
atender o mercado de óleos comestíveis nobres, produção de silagem e de mel,
sendo também importante no ramo de flores ornamentais (Embrapa, 2008). Além
disso, desponta como uma nova opção para a produção de bio-combustíveis, devido
ao alto teor de óleo no grão (Balbinot Jr., 2009).
No Brasil, é notável o crescimento do cultivo de girassol. Dados da
Companhia Nacional de Abastecimento – CONAB mostram que no ano de 2001
havia 52,6 mil hectares de área cultivada com girassol no Brasil. Já no ano de 2005,
essa área era de 100 mil hectares, segundo a Empresa Brasileira de Pesquisa
Agropecuária – EMBRAPA, distribuídos nos Estados de Goiás (37%), Mato Grosso
do Sul (18%), São Paulo (16%), Mato Grosso (11%), Rio Grande do Sul (9%) e
Paraná (6%). No período de 1999 a 2004.
A região Centro-Oeste apresentou um aumento de área cultivada com
girassol de 3,1% ao ano, sendo semeado em “janelas de cultivo”, principalmente na
safrinha (fevereiro). Além do Centro Oeste, o girassol é semeado em fevereiro no
norte do Paraná, Minas Gerais e São Paulo. Já no Rio Grande do Sul, a semeadura
ocorre de julho a setembro. No Paraná e São Paulo, a semeadura pode ocorrer
também nos meses de agosto a outubro (Castro et al., 1996 a).
Em média, além de 400 kg de óleo de excelente qualidade, para cada
tonelada de grão, a cultura do girassol produz 250 kg de casca e 350 kg de torta,
com 45% a 50% de proteína bruta. Além dos usos anteriormente citados, como:
consumo humano, apicultura, biodiesel e ração animal, o óleo de girassol pode
também ser utilizado nas indústrias farmacêuticas de cosméticos, de tintas e de
limpeza. Suas sementes podem ser torradas e usadas como aperitivo, na
composição de barras de cereais, biscoitos, papas de bebês, alimento de pássaros e
ração para cães e gatos. O girassol também pode servir de adubação verde, além
de que suas cascas podem ser prensadas na forma de aglomerado para a indústria
de móveis, e o caule pode ser utilizado na construção civil como isolante térmico e
13
acústico. Nos países eslavos, as sementes de girassol são torradas, moídas e
utilizadas como sucedâneo do café. Na área de floricultura e ornamentação, sua
utilização pode ser ampliada com a criação de girassóis coloridos (Vieira, 2005).
1.2. CARACTERIZAÇÃO BOTÂNICA
O girassol é uma das oleaginosas de características agronômicas mais
importantes, visto que apresenta maior resistência à seca, ao frio e ao calor do que a
maioria das espécies normalmente cultivadas no Brasil. Por possuir um ciclo
vegetativo relativamente curto, elevada adaptabilidade às diferentes condições
edafoclimáticas e por não ter seu rendimento afetado por parâmetros como latitude,
longitude e foto-período, seu cultivo torna-se uma opção nos sistemas de rotação e
sucessão
de
culturas
em
regiões
produtoras
de
grãos.
Disponível
em:
<http://www.cooperbio.com.br/materias/Girassol.pdf>. Acesso em: 10 Abr. 2012.
A planta de girassol apresenta porte alto, raízes profundas e uma grande
diversificação de características fenotípicas. Apresenta caule robusto e ereto, com
ou sem pêlos, geralmente sem ramificações e com diâmetros variando entre 15 e 90
mm. Quanto à altura, são observadas variações de 0,5 a 4,0 m (Castiglioni et
al.,1994), usualmente oscilando entre 1,0 m e 2,5 m. Suas folhas são alternadas e
pecioladas, com comprimentos de 8 a 50 cm e com um número de folhas por caule
variando entre 8 e 70, mas geralmente este número fica entre 20 e 40. Além disso,
as folhas de girassol podem ter diversos formatos e tamanhos (Frank e Szabo, 1989,
appud Castiglioni et al., 1994).
A inflorescência é um capítulo, onde se desenvolvem os grãos, denominados
aquênios. A inflorescência pode ter formação plana, convexa ou côncava, com flores
que se desenvolvem do exterior para o interior do capítulo, dando origem aos frutos
(Castro et al., 1996). Os capítulos têm diâmetros de 6 a 50 cm, contendo de 100 a
8000 flores, sendo mais frequente um número de flores variando entre 800 e 1700
por capítulo. O caule e o capítulo são os componentes de maior participação na
produção de massa do girassol.
As sementes são constituídas pelo pericarpo
(casca) e pela semente propriamente dita (amêndoas), de tamanho, cor e teor de
óleo variáveis entre 30 a 48% de óleo, dependendo do cultivar (Kakida et al., 1981).
Frequentemente, o número de aquênios ficam em torno de 800 a 1.700 por capítulo
(Castro et al., 1996 b), sendo que o peso de mil aquênios pode variar de 30 a 60g.
14
A duração do ciclo vegetativo pode variar de 90 a 130 dias, dependendo do
cultivar, da data de semeadura e das condições ambientais características de cada
região e ano. Características da planta, como altura, tamanho do capítulo e
circunferência do caule, variam segundo o genótipo e as condições edafoclimáticas
(Castiglioni et al.,1994), além da época de semeadura (Mello et al., 2006). O girassol
é uma cultura que se adapta bem a diversos ambientes, podendo tolerar
temperaturas baixas e períodos de estresse hídrico. O déficit hídrico é o principal
fator limitante para o desenvolvimento das culturas em solos agricultáveis, e
constitui-se na maior causa de variabilidade dos rendimentos de grãos de um ano
para outro. Ventos fortes, além de provocar grande evaporação e perda de água,
podem tombar ou até mesmo quebrar a planta de girassol, em qualquer fase de
desenvolvimento. Assim como a ocorrência de granizo também é altamente
prejudicial a esta culta, temperaturas
baixas acarretam um aumento do ciclo da
cultura, atrasando a floração e a maturação, além de que se ocorrerem após o início
da floração, podem afetar significativamente o rendimento. Pode suportar
temperaturas baixas por curto período, principalmente nos estádios iniciais.
De acordo com a Organização das Nações Unidas para a Agricultura e a
Alimentação - FAO (2002), a porcentagem total média de água usada nos diferentes
períodos de crescimentos da cultura do girassol é de aproximadamente 20% durante
o período vegetativo e de 55% durante o florescimento, restando 25% para o
período de enchimento de grãos. Suas necessidades hídricas não estão bem
definidas, havendo informações desde menos de 200 mm até mais de 900 mm por
ciclo. Essa cultura tem uma capacidade aproximada de 92% de extrair a água
disponível da camada de solo compreendida da superfície até dois metros de
profundidade, contra 64% do sorgo (Bremner et al., 1986).
Em solos com aeração e disponibilidade hídricas adequadas, a temperatura é
o fator mais limitante á germinação da semente de girassol, sendo que a ideal é
entre 6 a 23º C. Por mais que o girassol tenha facilidade de adaptação em vários
tipos de solo, o ideal é a utilização de solos corrigidos, com pH entre 5,2 e 6,4, a fim
de se evitar sintomas de toxidez. Além disso, solos profundos, de textura média,
férteis, planos e bem drenados, favorecem o bom desenvolvimento do sistema
radicular.
15
Disponível
em:
<http://www.cooperbio.com.br/materias/Girassol.pdf>.
Acesso em: 10 Abr. 2012.
Em relação ao girassol, a maioria dos equipamentos semeadores disponíveis
no mercado brasileiro ainda não cumpre convenientemente as funções de
dosificador, distribuir e acondicionar a semente no solo, transformando-se em
grande entrave para o estabelecimento uniforme da população de plantas prédefinidas. A uniformidade de semeadura e de distribuição de plantas são fatores
fundamentais para o cultivo de girassol com alta produção. Uma característica
importante que deve ser observada no beneficiamento da semente de girassol é a
padronização de seu tamanho, o que facilita a escolha de discos adequados para
fazer a semeadura. (Kakida et al., 1981).
O girassol é uma cultura que melhora a qualidade do solo, porque promove a
ciclagem de nutrientes ao longo do perfil do solo e disponibiliza uma grande
quantidade de nutrientes pela mineralização dos restos culturais, beneficiando o
desenvolvimento e a melhoria do estado nutricional das culturas subsequentes. O
nitrogênio (N) é o nutriente que mais limita a produção do girassol. Quando cultivado
em sucessão à soja, aplicar apenas 40 kg ha-1. Entretanto, a produção máxima do
girassol é alcançada com 80 kg ha-1 de N. Contudo, com a aplicação de 40 a50 kg
ha-1 de N obtém-se 90% da produção relativa máxima, correspondendo à
quantidade do nutriente economicamente mais eficiente. Para o fósforo (P) e para o
potássio (K), as maiores produtividades de girassol cultivado em solos de textura
argilosa e com teores médios a altos de P e de K no solo, foram alcançadas com
níveis de adubação variando entre 40 e 80 kg ha-1 de P2 O5 e 40 e 80 kg ha-1 de
K2O. (Blackmer & Scheppers, 1995; Gil et al., 2002).
A aplicação de fertilizantes nitrogenados no solo deve ser feita de acordo com
a necessidade da planta a ser cultivada. A determinação desta necessidade no solo
e na planta é importante no sentido de otimizar o uso do nitrogênio pela cultura,
minimizar o custo com fertilizante nitrogenado e evitar a poluição ambiental. Tem-se
demonstrado com algumas culturas, que a concentração de clorofila ou o
enverdecimento das folhas se correlaciona positivamente com a concentração foliar
de nitrogênio, uma vez que 70% do N contido nas folhas está nos cloroplastos,
participando da síntese e da estrutura das moléculas de clorofila (Wood et al.,1993),
16
(Blackmer & Scheppers, 1995; Gil et al., 2002). Entretanto, a metodologia de
extração e de determinação da clorofila em laboratório (Arnon, 1940), ainda que
fácil, apresenta algumas desvantagens como grande consumo de tempo, coleta
destrutiva do material vegetal, extração via maceração com acetona 80% e leitura
em espectrofotômetro.
1.3. SENSORIAMENTO DIRETO
Os medidores de clorofila são efetivos em avaliar o verde da planta, ou
indiretamente a concentração de clorofila e o “status” de nitrogênio das folhas,
oferecendo várias vantagens em relação aos métodos convencionais de análise das
concentrações de N na matéria seca das folhas, em laboratório. Entre essas
vantagens, está o fato dos medidores serem portáteis, das avaliações serem
rápidas, baratas e feitas “in situ”, e dos tecidos das plantas não serem destruídos
(Piekielek & Fox, 1992).
Os medidores portáteis de clorofila podem oferecer vantagens em termos
ambientais e econômicos, pois podem permitir aos produtores ajustar, de forma
dinâmica, as taxas de adição de nitrogênio ao solo, com base no “status” atual de N
das plantas, com risco mínimo de redução na produção um destes medidores é o
SPAD-502. O medidor portátil de clorofila SPAD-502, da Minolta Camera Co Ltd.,
mede a transmissão de luz vermelha a 650 nm, quando ocorre absorção de luz pela
molécula de clorofila, e de luz infra-vermelha, a 940 nm, sem absorção. Com base
nesses valores, o instrumento calcula o valor ou índice SPAD (Soil Plant Analysis
Development), o qual é altamente correlacionado com o teor de clorofila (Wood et
al., 1992; Markwellet al., 1995; Silveira et al., 2003).
As leituras do medidor de clorofila SPAD-502 apresentam correlação
significativa com os teores de clorofila extraível das plantas (Guimarães, 1998;
Argenta et al., 2001; Zotarelli et al., 2003). No entanto, os coeficientes de
determinação da regressão linear, obtida entre essas duas variáveis, dependem dos
espaços intercelulares nas folhas amostradas, uma vez que o teor de clorofila
permanece o mesmo, mas a transmissão de luz varia de acordo com esses espaços.
Desta forma, os estádios anatômico e morfológico das folhas e o estádio fenológico
das plantas são importantes fatores que irão governar a relação entre os teores de
17
clorofila determinados pelos métodos convencionais de laboratório e os valores do
medidor SPAD-502 (Paliwal & Karunaichamy, 1995).
A determinação de clorofila tornou-se mais fácil e rápida, sendo realizada
diretamente no campo. O modelo atual, SPAD-502, tem sido utilizado com sucesso
para diagnosticar o estado nitrogenado de culturas como milho (Piekielek & Fox,
1992; Blackmer et al., 1994; Smeal& Zhang, 1994), batata (Minotti et al., 1994), trigo
(Fox et al., 1994), entre outras.
O clorofilômetro possui diodos que emitem luz na faixa do vermelho e
infravermelho. Durante a mensuração, a luz passa pela folha e é recebida por um
fotodiodo, onde é convertida primeiramente em sinais analógicos e depois
convertida em sinais digitais. As leituras efetuadas pelo medidor portátil de clorofila
correspondem ao teor relativo de clorofila presente na folha da planta. Os valores
são calculados pelo equipamento com base na quantidade de luz transmitida pela
folha, em dois comprimentos de ondas, com diferentes absorbâncias da clorofila
(MINOLTA, 1989).
As regiões de picos de absorbância da clorofila são o azul e o vermelho, as
de baixa absorbância situam-se nas regiões do verde e as de absorbância
extremamente baixa na região do infravermelho (HENDRY, 1993).
Em função disto, os comprimentos de ondas escolhidos para medição do teor
de clorofila, ou do índice de esverdeamento, situam-se na faixa do vermelho, em que
a absorbância é alta e não é afetada pelos carotenóides, e do infravermelho, em que
a absorbância é extremamente baixa. O medidor de clorofila possui diodos que
emitem luz a 650nm (vermelho) e a 940nm (infravermelho). A luz em 650nm situa-se
próxima dos dois comprimentos primários de ondas associados à atividade da
clorofila (645 e 663nm). O comprimento de onda de 940nm serve como referência
interna para compensar diferenças na espessura ou no conteúdo de água da folha
ou diferenças que se devem a outros fatores (WASKOM, 1996).
Os dados obtidos foram submetidos a um processador para calcular os
valores SPAD (Soil Plant Analysis Development), que são mostrados num visor. Os
valores obtidos têm relação proporcional ao teor de clorofila presente na folha.
Alguns pesquisadores tem demonstrado a existência de relação entre índice de
18
esverdeamento e teor de clorofila na folha em cereais (DWYER et al., 1995;
MARQUARD & TIPTON, 1987).
Após a leitura o próprio aparelho utiliza equações matemáticas que convertem
os valores de absorbância em um índice que é relacionado com os teores de
pigmentos fotossintéticos. Com o índice obtido no clorofilômetro pode-se estimar a
concentração de clorofila em uma amostra, utilizando modelos matemáticos que
expressem a relação entre o conteúdo de pigmentos extraídos pelo método
tradicional e a leitura feita no clorofilômetro portátil. Entretanto, para estimar
adequadamente os teores de pigmentos fotossintéticos nas folhas os modelos
matemáticos devem ser gerados para cada espécie de planta e modelo de
clorofilômtero portátil. Nesse sentido, para a cultura da soja não há relatos de
calibração do clorofilômetro portátil Clorofilog 1030 (FALKER AUTOMAÇÃO
AGRÍCOLA LTD.,2008).
Segundo
Kramer
&
Kozlowski
(1979)
As
clorofilas
são
pigmentos
responsáveis pela captura de luz usada na fotossíntese, sendo elas essenciais na
conversão da radiação luminosa em energia química, na forma de ATP e NADPH.
Assim, as clorofilas estão relacionadas com a eficiência fotossintética das plantas, e
consequentemente com seu crescimento e adaptabilidade aos diferentes ambientes.
Um dos fatores ligados à eficiência fotossintética de plantas, ao seu
crescimento e adaptabilidade a diversos ambientes é a clorofila, presente em todos
os vegetais verdes. Segundo Kramer &
Kozlowski (1979) a clorofila é
constantemente sintetizada e destruída (foto-oxidação) em presença de luz, mas sob
intensidades luminosas muito altas a velocidade de decomposição é maior, sendo o
equilíbrio estabelecido a uma concentração mais baixa. Assim como, Boardman.
(1977) salienta que as folhas de sombra apresentam maior concentração de clorofila
(mg/g) do que folhas de sol. porém se o conteúdo for expresso por unidade de área
foliar a concentração é menor nas folhas de sombra.
A análise do teor de clorofila é utilizada para avaliar o efeito das condições
nutricionais do solo, encontrada correlação positiva entre teor de nutrientes e
aumento da concentração dos pigmentos (SOFIATTI et al., 2009). A redução na
19
quantidade de clorofila pode estar relacionada ao efeito negativo da deficiência de
nitrogênio sobre a taxa fotossintética (CRUZ et al., 2007).
Os teores de clorofila e carotenóides nas folhas são utilizados para estimar o
potencial fotossintético das plantas, pela sua ligação direta à absorção e
transferência de energia luminosa e ao crescimento e adaptação a diversos
ambientes (REGO; POSSAMAI, 2006).
Os pigmentos foliares podem ser utilizados como parâmetros indicativos de
estresse nas plantas, entre os quais, o cultivo em condições de elevada acidez
provocada pelo alumínio, que prejudica, dependendo da espécie, cultivar, tempo de
exposição e concentração desse elemento na solução, a absorção de outros
nutrientes constituintes da molécula de clorofila, a formação de outros pigmentos
fotossintéticos e, consequentemente, o processo de fotossíntese (CODOGNOTTO et
al., 2002).
Já em plantas submetidas ao estresse salino, os decréscimos na
concentração de clorofila podem ser atribuídos ao aumento da atividade da enzima
clorofilase que degrada a clorofila (SHARMA et al., 1991 apud CAVALCANTE et al.,
2009).
O teor de clorofila foliar tem sido utilizado também como um indicativo do
estado nutricional e da necessidade ou não da aplicação de nitrogênio (N) em
culturas de interesse agrícola, baseado no fato de ser o N um dos principais
elementos da estrutura molecular da clorofila. As clorofilas proporcionam a cor verde
às plantas devido à baixa absorção de luz na região do espectro eletro magnético
correspondente a esta cor, enquanto apresentam forte absorbância na região
espectral do vermelho (BROGE; LEBLANC, 2001).
A clorofila a apresenta picos máximos de absorção aos 665 e 465 nm, com
uma absortividade molar superior a105 M-1 cm−1, uma das mais altas em compostos
orgânicos (BERG et al., 2002). A determinação do conteúdo de clorofila é um
procedimento comumente utilizado na pesquisa com plantas. Técnicas destrutivas
são tradicionalmente utilizadas para a determinação do teor de clorofila em folhas de
plantas. Em geral, os métodos destrutivos utilizam vários protocolos de laboratório
20
com elevado consumo de reagentes químicos, tornando-os caros além de
extremamente trabalhosos (TUCKER,1977).
Esses métodos utilizam solventes orgânicos que incluem acetona, DMSO
(HISCOX; ISRAELSTAM, 1979), metanol, N, N-dimetilformamida e éter de petróleo
(INSKEEP; BLOOM, 1985; LICHTENTHALER; WELLBURN, 1983; MORAN;
PORATH, 1980). Durante a extração e diluição, podem ocorrer significativas perdas
de pigmentos, ocasionando elevada variabilidade nos dados (Shoaf e Lium 1976)
utilizaram DMSO para modificar a metodologia de extração e eliminar o estágio de
centrifugação.
Esse método permitiu aumentar o período de armazenamento dos pigmentos
extraídos, assim a análise em espectrofotômetro não precisa ser feita imediatamente
após a extração. Para redução de tempo e custos, vários modelos empíricos para
predizer a quantidade da clorofila através da refletância espectral foram
desenvolvidos e são baseados, em sua maioria, na região do vermelho do espectro
eletromagnético (BANNARI et al., 1995; BROGE; LEBLANC, 2001).
Utilizando as características de refletância da clorofila, foram desenvolvidos
na década de 90, equipamentos portáteis baseados em sensores ópticos para
estimar o conteúdo de clorofila foliar. Esses dispositivos, também chamados de
clorofilômetros, determinam com rapidez o conteúdo de clorofila nas folhas e
permitem estimar o estado nutricional de uma cultura para aplicações eficientes de
fertilizantes nitrogenados (MALAVOLTA et al., 2004).
Nos cloroplastos ocorre a reação da mais fundamental importância para a
vida das plantas e, indiretamente, para a vida dos animais: a fotossíntese. Os
cloroplastos são geralmente discoidais. Sua cor é verde devido a presença de um
pigmento denominado clorofila. No seu interior existe um conjunto bem organizado
de membranas, as quais formam pilhas unidas entre si, que são chamadas de
grana. Cada elemento da pilha, que tem o formato de uma moeda, é chamado de
tilacóide. Todo esse conjunto de membranas encontra-se mergulhado em um fluído
gelatinoso que preenche o cloroplasto, chamado de estroma, onde há enzimas,
DNA, pequenos ribossomos e amido. As moléculas de clorofila se localizam nos
tilacóides, reunidas em grupos (Blackburn, 1998).
21
A fotossíntese é dividida em duas fases: a e b. A fase a, também chamada de
fotoquímica, consiste na incidência da luz solar sob a clorofila A. Elétrons são
liberados e recebidos pela plastoquinona (aceptor primário de elétrons). Estes
elétrons passam por uma cadeia transportadora liberando energia utilizada na
produção de ATP (adenosina tri-fosfato). Os elétrons com menos energia entram na
molécula de clorofila A repondo os liberados pela ação da luz. (Blackburn, 1998).
A molécula de clorofila absorve energia luminosa. Esta energia é acumulada
em elétrons que, por este fato, escapam da molécula sendo recolhidos por
substâncias transportadoras de elétrons. A partir daí, estes irão realizar a
fotofosforilação, que, dependendo da substância transportadora, poderá ser cíclica
ou acíclica. Em todos os dois processos, os elétrons cedem energia, que é utilizada
para a síntese de ATP através de fosforilação - processo em que adiciona um
fosfato rico em energia no ADP (adenosina di-fosfato ( Blackburn, 1998).
A fotofosforilação acíclica está relacionada basicamente com a fotólise da
água. Na fotofosforilação cíclica o elétron sai da clorofila A, é captado pela
ferrodoxina e passa por transportadores de elétrons, havendo os cloroplastos
liberação de energia, que será utilizada na síntese de ATP. Estes processos
acontecem simultaneamente nos cloropastos. A fase escura ocorre no estroma dos
cloroplastos e é nesta fase que se forma a glicose, pela reação inicial entre o gás
carbônico atmosférico e um composto de 5 carbonos, a ribulose difosfato (RDP), que
funciona como suporte para a incorporação do CO2.( Blackburn, 1998).
A molécula de CO2 se liga ao suporte de RDP desencadeando um ciclo de
reações no qual se formam vários compostos de carbono. Para formação de uma
molécula de glicose é necessário que ocorram 6 ciclos destes. Os átomos 13 de
Hidrogênio da água são adicionados a compostos de carbonos, obtidos a partir de
CO2, havendo uma redução de gás, com produção de glicose.( Blackburn, 1998).
Os pigmentos fotossintéticos (clorofilas a e b, carotenoides e xantofilas) são
essenciais para o desenvolvimento de uma planta, pois são responsáveis pela
captura da energia solar incidente usada na fotossíntese. Com o desenvolvimento
do sensoriamento remoto hiperespectral, tem-se aberto a possibilidade de
quantificar pigmentos fotossintéticos individuais contidos na vegetação. Estas
22
informações ajudam na determinação do estado fisiológico da vegetação (p.e.,
detecção de estresse), na discriminação de espécies (p.e., monitoramento das
características fenológicas) e na estimativa da produtividade (p.e., medindo e
interpretando a quantidade de radiação fotossinteticamente ativa absorvida, com
mais acurácia) (Blackburn, 1998).
2. OBJETIVO
O objetivo deste trabalho foi quantificar o pigmento fotossintético, nas
diferentes fases de desenvolvimento da cultura do girassol e com isso estabelecer a
relação entre este pigmento fotossintético extraído em acetona e as leituras do
clorofilômetro manual e correlacionar com o nitrogênio isto é, aplicar de diferentes
doses de N em diversos estádios da cultura e verificar o seu comportamento no
sensor e correlacionar com análises laboratoriais de clorofila.
2.1. JUSTIFICATIVA
O girassol (Helianthus annuus L.) está entre as três culturas anuais
produtoras de óleo do mundo, sendo de grande importância na economia mundial,
com o aumento do interesse dos produtores no Brasil, podendo ser utilizada para
fabricação de biodiesel, e outros, fato este que por si só já justifica um possível
aumento nas pesquisas envolvendo a cultura para torná-la cada vez mais adequada
e produtiva e por consequência mais lucrativa.
Diversas técnicas de agricultura de precisão vem sendo utilizadas nas
culturas comerciais, muitas delas ainda em desenvolvimento como a aplicação de
fertilizantes (como a aplicação localizada de fertilizante). Esses tipos de técnicas de
sensores em tempo real e o direto, está sendo utilizado, mas sem muita precisão
pois, não há muitos estudos sobre o comportamento da cultura quanto a dose do
nitrogênio, isto é, fato que não só pra cultura do girassol mas pode ser usada em
diversas culturas . A importância desses sensores e manejo da técnica de aplicação
a taxa variável é a possibilidade da redução dos impactos ambientais e otimização
de insumos agrícola no caso, o nitrogênio que é o insumo mais utilizado na
agricultura .
23
3. MATERIAIS E MÉTODOS
3.1. Etapas à campo
O ensaio de pesquisa à campo foi instalado em área experimental da FATEC
Campus Pompéia, Shunji Nishimura, município de Pompéia - SP, situado a 22º 06’
39’’ de latitude Sul, 50º 11’ 45’’ de longitude Oeste e 607 m de altitude. O solo,
Latossolo Amarelo, foi preparado para o plantio direto, onde foi realizada análise de
ph e fertilidade do solo e efetuadas as devidas correções de pH e aumento da
fertilidade. A aplicação de calcário foi realizada para elevar a saturação de bases
elevada a 60%. A adubação foi fundamentada na análise química do solo. Potencial
de produção de grãos entre: 1.500 a 2.500kg/ha. As sementes utilizadas foram da
variedade Catissol 01 pertencente ao grupo de maturidade (ciclo precoce) e área de
indicação o estado de São Paulo. Catissol 01 é uma variedade de girassol, suas
mudas e matrizes/CATI, sua origem cruzamento e recombinação de diversos
genótipos, seu ciclo 115 a 130 dias (grãos), 80 a 100 dias (silagem), 60 a 90 dias
(adubação
verde).
Época
de
plantio
Safra
normal: agosto
a
dezembro.
Características da planta tem porte ereto, altura 1.70 m sem ramificações,
característica da flor tipo capitulo com diâmetro de 22 cm.
3.1.1. Semeadura
O experimento foi iniciado dia 23/12 na época de semeadura normal com
densidade de plantas de 7 plantas m-1 linear, com espaçamento entrelinhas de 90
cm, o que resultou numa população de 70.000 plantas ha-1. As sementes foram
colocadas à profundidade de 3 a 5 cm no sulco acima e ao lado do adubo sendo as
duas linhas externas consideradas como bordaduras. Para tal, o experimento foi
arranjado segundo um delineamento em blocos casualizados, em esquema de
parcelas subdivididas, com 5 doses de N nas parcelas de amostragens nas subparcelas, com quatro repetições, seis tratamentos repetições, com área de parcela
de 25m2, totalizando 24 parcelas adubação nitrogenada (Uréia agrícola, com 45%
N) foi aplicada em 28/01/13, desta forma, as doses de N utilizadas foram: T1=0;
T2=30; T3=60; T4=90; T5 =120 e T6 =150 Kg/ha.
24
Figura 1. Vista parcial das parcelas experimentais.
3.2. PARÂMETROS AVALIADOS A CAMPO
3.2.1. Parâmetros agronômicos
Foram avaliados, semanalmente, nos estádio V2, V4 e V6, a altura das
plantas a partir do colo da planta até a folha apical, número de folhas totalmente
expandidas, do estádio R2, R4 e para cada tratamento, foram avaliadas 4 plantas
em campo. As informações foram anotadas em planilha para criação das tabelas e
análise dos dados.
3.2.2. Parâmetro com os sensores
As determinações do índice relativo de clorofila (ICF) das folhas foram
realizadas nos estádios V4, V6, R2, R4 e R6. Foram realizadas 3 leituras por folha, 1
folha por planta da parte superior da planta, 3 plantas por tratamento em casa de
vegetação e 5 plantas por tratamento a campo. As leitura foram
realizadas no
quarto esquerdo superior da mesma folha, a medida indireta do teor de clorofila foi
obtida com o auxílio do medidor portátil, o clorofilômetro ClorofiLog Falker®. Os
valores obtidos pelo equipamento têm como base a quantidade de luz transmitida
pela folha, em dois comprimentos de ondas, os quais medem a intensidade da
coloração verde da folha (quantidade de luz absorvida pela clorofila). Esses valores,
cuja unidade é denominada são designados Índice Relativo de Clorofila (IRC). As
informações foram obtidas e anotadas em planilhas para criação dos tabelas e
análise dos dados.
25
Figura 2. Vista parcial das parcelas experimentais.
Figura 3. Vista parcial das parcelas experimentais.
Figura 4. Equipamento de sensoriamento direto.
26
3.3. Parâmetros em laboratório
As determinações dos teores de clorofila em laboratório foram realizadas com
as mesmas folhas utilizadas nas leituras com sensores óticos. A determinação da
concentração de pigmentos (Clorofila) em laboratório, foi realizada utilizando discos
foliares com 20 mm de diâmetro. Estes discos foram pesados em balança de
precisão, macerados em uma solução acetona 80% e 20% água destilada,
centrifugados a 1700 rpm por 4 minutos, e após estabilização, levados para que
fossem feitas as leituras com o espectrofotômetro em laboratório, onde foram
realizadas leituras em 646 e 663 nm de comprimento de onda; em seguida estas
leituras foram utilizadas nas equações sugeridas por Arnon (1949).
Acetona 80%, Espectroscópico (Vetec®) (ARNON, 1949);
Clor a = 12,7 x (A663) – 2,69 x (A645)
Clor b = 22,9 x (A645) – 4,68 x (A663)
Clor t (a+b) = 8,02 x (A663) + 20,2 x (A645)
Figura 5. Etapas para determinação do teor clorofila em laboratório
27
3.4 RESULTADOS E DISCUSSÃO
A análise de variância mostrou efeito significativo da interação doses, teor de
clorofila, houve efeito significativo de doses de N, nas doses máximas de N,
demostrando aumento em relação á concentração clorofila.
Os resultados confirmam os obtidos por outros pesquisadores (Schadchina e
Dmitrieva,1995; Booij et al., 2000). A falta de relação entre leitura com clorofilômetro
e teor de N na folha de associação entre teor de N e clorofila extraível na folha
(Tabela 3 e 4). No estádio de seis a oito folhas, indicam que boa parte do N
absorvido nessa fase é provavelmente utilizado para produção de outras estruturas
na planta e não para formação de clorofila, portanto, as leituras efetuadas com
medidor portátil de clorofila, com objetivo de verificar os teores de esverdeamento na
planta, não são muito precisas nos estádios iniciais de desenvolvimento do girassol.
Tabela 1 - Altura média de plantas (cm) do girassol (Helianthus annus hibrido
Catissol 01) submetidas a diferentes dosagens de nitrogênio em cobertura.
Pompéia/SP 2013.
Tratamento
28/01/2013
13/02/2013
21/02/2013
28/02/2013
07/03/2013
14/03/2013
21/03/2013
32 dias
42 dias
50 dias
57 dias
64 dias
71 dias
78 dias
Testemunha
53,25 c
54,50 c
67,25 c
82,50 c
93,75 b
97,75 c
99,50 e
T2 50% N
57,75 c
60,25 c b
72,00 c
82,75 c
94,00 b
104,00 c b
106,75 e d
T3 100% N
61,00 c b
69,25 b
75,50 c b
92,75 c b
97,25 b
107,25 b
110,25 d c
T4 150% N
63,50 c b
72,25 b
77,25 c b
97,50 c b
99,00 b
108,25 b
120,75 c b
T5 200% N
67,75 b a
74,75 b a
79,75 c b
100,25 b
109,75 b
120,25 b
121,75 b a
T6 250% N
75,25 a
81,00 a
89,25 b
123,50 a
138,00 a
148,00 a
156,75 a
C.V (%)
11,95
8,55
15,90
10,38
14,46
11,35
5,95
Médias seguidas de mesma letra na vertical não diferem entre si pelo teste T de médias, ao nível de
5% de probabilidade.
Aplicação
de
nitrogênio
em
diferentes
dosagens
promoveu
maior
desenvolvimento em altura de planta de girassol, de acordo com a Tabela 1, a maior
dose de nitrogênio (que representa 250% a mais da recomendação N), foram
28
efetivas para elevar o desenvolvimento das plantas, seguidos dos tratamentos T5 e
T4 (200% e 150% a mais da quantidade recomendada para a cultura, de N), onde
todos estes tratamentos
foram significativos em relação as plantas não adubadas
(testemunha), que não receberam aplicação do nitrogênio. As dosagens de
nitrogênio (100% e 50%, dos tratamentos 3 e 2 respectivamente) também
promoveram desenvolvimento das plantas de girassol, diferindo das plantas não
tratadas. Porém, o desenvolvimento em altura de plantas, foi efetivamente o
tratamento 6, onde as plantas receberam maior dosagem de nitrogênio.
Tabela 2 - Quantidade média de folhas em plantas do girassol (Helianthus annus
hibrido Catissol 01) submetidas a diferentes dosagens de nitrogênio em cobertura.
Pompéia/SP2013.
Tratamento
28/01/2013
13/02/2013
21/02/2013
28/02/2013
07/03/2013
14/03/2013
21/03/2013
32 dias
42 dias
50 dias
57 dias
64 dias
71 dias
78 dias
Testemunha
13,25 c
10,75 c
14,00 c
14,00 a
14,75 c
8,75 c
13,00 c
T2 50% N
14,25 c
13,75 b
14,75 c b
14,75 a
15,50 c
12,50 b
15,25 c b
T3 100% N
14,75 c b
15,00 b
18,00 c b
16,00 a
16,50 c b
15,00 b a
17,00 b a
T4 150% N
15,25 c b
15,00 b
18,25 b
16,25 a
16,75 c b a
15,25 b a
17,75 b a
T5 200% N
18,75 b a
16,00 b
18,50 b
16,75 a
19,00 b a
16,25 a
18,50 b a
T6 250% N
20,00 a
22,25 a
18,75 b
17,75 a
19,75 a
17,25 a
19,50 a
C.V (%)
17,26
12,02
15,90
16,87
12,04
15,29
13,24
Média seguidas de mesma letra no vertical não se diferem entre si pelo teste T de média dos níveis
de 5%.
Nas avaliações de quantidades de folhas, as diferentes doses de nitrogênio
promoveram maior desenvolvimento em quantidade de folhas, de acordo com a
Tabela 2, as maiores doses de nitrogênio foram efetivas para elevar o
desenvolvimento das plantas, seguidos dos tratamentos T5 e T6 foram significativos
em relação as plantas não adubadas. No dia 28/02 não houve nenhuma diferença
entre os tratamentos. Os valores superiores de quantidade de folhas foram
encontrados no tratamento 6, sendo a maior quantidade de folhas por planta (22,00
29
folhas). As folhas foram diminuindo gradativamente, com a maturação da planta do
girassol.
Tabela 3 - Leituras do sensor falker® Indice de Clorofila Falker® realizadas em
plantas de girassol (Helianthus annus hibrido Catissol 01) submetidas a diferentes
dosagens de nitrogênio em cobertura. Pompéia/SP2013.
Tratamento
28/01/2013
13/02/2013
21/02/2013
28/02/2013
07/03/2013
14/03/2013
21/03/2013
32 dias
42 dias
50 dias
57 dias
64 dias
71 dias
78 dias
Testemunha
30,00 c
29,50 d
33,50 b
35,00 b
34,25 c
37,25 a
34,25 b
T2 50% N
30,00 c
30,75 d
34,75 b
35,50 a b
36,50 c b
38,25 a
34,75 b
T3 100% N
33,25 c b
34,25 c
36,25 b
36,50 a b
39,25 c b a
38,25 a
36,00 a b
T4 150% N
34,75 c b
37,00 c b
37,00 b
38,50 a b
40,25 b a
38,75 a
37,75 a b
T5 200% N
36,50 b a
38,75 b a
37,75 b
39,50 a b
41,25 b a
39,75 a
39,25 a
T6 250% N
40,75 a
41,50 a
43,00 a
40,50 a
42,25 b a
41,25 a
39,50 a
C.V (%)
9,75
5,90
7,78
9,01
8,90
8,04
8,07
Média seguidas de mesma letra no vertical não diferem entre si pelo teste T de média dos níveis de
5%.
Nas avaliações do sensor portátil as quantidades de clorofilas total foram
bastante significativas em todos os tratamentos com relação das plantas não
tratadas, nos demais tratamentos esse aumento no teor de clorofila foram bastante
expressivos, principalmente, nos tratamentos onde as doses de nitrogênio foram
maiores. No dia 14/03/2013 não houve diferenças em função do estresse hídrico,
portanto, os índices de teores de clorofilas nas plantas do girassol tiveram aumento
significativo. Uma das primeiras respostas das plantas ao déficit hídrico é o
fechamento estomático que causa a diminuição da difusão de CO2 para o mesófilo
foliar, e com isso provoca a queda na fotossíntese. Além disso, ocorre a redução do
potencial hídrico das folhas, afetando o crescimento e produtividade da planta
(Souza, 2001).
30
-1
Tabela 4 - Leituras em laboratório com espectrofotômetro mg.L do teor de clorofila
média de plantas do girassol (Helianthus annus hibrido Catissol 01) submetidas a
diferentes dosagens de nitrogênio em cobertura. Pompéia/SP2013.
Tratamento
28/01/2013
13/02/2013
21/02/2013
28/02/2013
07/03/2013
14/03/2013
21/03/2013
32 dias
42 dias
50 dias
57 dias
64 dias
71 dias
78 dias
Testemunha
6,00 c
5,75b
18,00 c
23,00 b
19,50 b
17,50 c
17,75 b
T2 50% N
6,50 c b
6,25 a b
19,75 c b
25,50 a b
19,75 b
18,75 a
18,75 a b
T3 100% N
6,75 b
6,25 a b
20,25 c b
25,75 a b
21.00 a b
19,25 a
20,00 a b
T4 150% N
6,75 b a
6,25 a b
24,500 c b
27,75 a b
22,00 a b
21,00 a
21,00 a b
T5 200% N
7,00 b a
6,50 a b
31,25 a
29,00 a b
23,00 a b
22,50 a
21,75 a b
T6 250% N
7.50 a
7,00 a
31,25 a
30,75 a
26,50 b
23,25 a
24,25 a
c.v (%)
6,98
12,00
15,02
15,51
19,51
21,76
20,04
Média seguidas de mesma letra no vertical não se diferem entre si pelo teste T de média dos níveis
de 5%.
Ao analisar a relação entre as leituras do clorofilômetro e as leituras em
laboratório nas folhas de girassóis constatou-se que, não houve relação entre as
duas variáveis, pois o índice de clorofila extraível foram menores entre os dias 28/01
e 13/02. Já nos estádios de 14 a 16 folhas os teores de N nas folhas aumentaram
linearmente à medida que as leituras com clorofilômetro eram maiores que, teores
de clorofilas extraíveis das folhas de plantas de girassol. No dia 14/03/2013 não
houve diferença entre os tratamentos, o mesmo aconteceu com as leituras do
clorofilômetro, possivelmente, a baixa disponibilidade de água limitou a síntese de
clorofila, os demais tratamentos apresentaram maiores valores no teor de clorofila
por um período que variou entre 50 dias e 57 dias. Contudo, nas últimas avaliações
houve redução desses valores, pois os níveis de água abaixo do recomendado com
isso, começaram a provocar o aumento da senescência foliar, com déficit hídrico
limitou a síntese da clorofila. A eficiência fotossintética também está ligada ao teor
de clorofila das plantas, afetando o crescimento e a adaptabilidade das mesmas aos
diversos ambientes. Logo, o teor de clorofila nas folhas é um indicador do nível de
31
dano que determinado estresse pode causar à planta (Catunda, 2005). Isso é devido
as condições climáticas desfavoráveis para seu crescimento e desenvolvimento.
A relação verificada entre leitura com medidor portátil de clorofila e teor de
clorofila extraível evidenciou que as leituras efetuadas com clorofilômetro estimam
adequadamente o grau de esverdeamento da folha de girassol, ou seja, o teor
relativo de clorofila na folha, doses crescentes de nitrogênio influenciaram no índice
de clorofila das folhas em plantas de girassol em plantas de girassol durante seu
desenvolvimento.
Conclusão
Os teores de clorofila aumentaram o efeito direto com as doses de N, nas
avaliações as maiores doses obtiveram maiores concentrações de teores clorofila.
Foi verificada uma relação direta entre os teores de clorofila e as concentrações de
Nitrogênio.
32
4. Referências bibliográficas
ARSENOVIC,M. The possibilities of controlling weeds in sunflower.Fragmenta HerbologicaJugoslavica. 1990, 19:2, 125 - 132; 9 ref.
BATISTA, G.T. & RUDORFF, B.F.T. Spectral response of soybean by field
radiometry. Journal of Photogrammetry and Remote Sensing 45:111-121. 1990.
BERG, M. J.; TYMOCZKO, J. L.; STRYER, L. Transducing and storing energy.The
light reactions of photosynthesis. In: FREEMAN, W. H.; et al. Biochemistry. 2002.
Disponível em: <http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/.>. Acesso em: 30 jun. 2009.
BLACKBURN
G.A.
Spectral
indices
for
estimating
photosynthetic
pigment
concentrations: a test using senescent tree leaves. International Journal of Remote
Sensing, v.19, n.4, p. 657-675, Mar.1998aBlackburn, G.A. Quantifying chlorophylls
and caroteniods at leaf and canopy scales: an evolution of some hyperspectral
approaches. Remote Sensing of Environment, v.66, n.3., p.273-285, May. 1998.
BOARDMAN, N.K. Comparative photosyntesis of sun and shade plants.Annual
Review of Plant Physiology, California, 28:355-77, 1977.
BREMNER, P. M., PRESTON, G. K., St.GROTH, C. F. A field comparison of
sunflower (Helianthus annuus L.) and sorghum (Sorghum bicolor) in a long drying
cycle.I. Waterextraction. Australian Journal of Agricultural Research, (37(5):483-493,
1986.
BRENCHLEY, G.H. Aerial photography for the study of plant diseases. Annual
Review of Phytopathology 6:1-23. 1968.
BROGE, N. H.; LEBLANC, E. Comparing prediction power and stability of broadband
and hyperspectral vegetation indices for estimation of green leaf area index and
canopy chlorophyll density.Remote Sensing of Environment, v. 76, p.156-172. 2001.
CASTIGLIONI, V.B.R., BALLA, A., CASTRO, C., SILVEIRA, J.M. Fases de
desenvolvimento daplanta do girassol. Documentos, EMBRAPA-CNPSo. n.58,
1994, 24 p.
33
CASTIGLIONI, V.B.R.; CASTRO, C.; BALLA, A. Avaliação de genótipos de
girassol em ensaio intermediário (1992/93), Londrina- PR. In: Reunião Nacional
de Girassol, 10, 1993,Goiânia. Resumos... Goiânia: IAC, 1993. p.37.
CASTRO, C.; CASTIGLIONI, V.B.R.; BALLA, A. A cultura do girassol. Circular
Técnica,EMBRAPA-CNPSo, n.13, 1996 b, 38 p.
CASTRO, C.; CASTIGLIONI, V.B.R.; BALLA, A. A cultura do girassol: tecnologia
de produção. Documentos, EMBRAPA-CNPSo, n.67, 1996 a, 20.
CAVALCANTE, Polyana Geysa da Silva et al. Teor de clorofila e carotenoides em
pinhão-manso (JatrophacurcasL.) sob estresse salino. In: JORNADA DE ENSINO,
PESQUISA E EXTENSÃO, 9., 2009, Pernambuco. Resumos... Pernambuco, out.
2009.
CODOGNOTTO, Lucas Mateus et al. Efeito do alumínio nos teores de clorofilas de
plântulas de feijão-mungo e labe-labe. Revista Ecossistema, v. 27, n. 12, jan./dez.
2002.
Comunicado técnico 78 do Girassol ISSN 1517-1752 Fevereiro, 2007 Londrina, PR.
<http://www.redebiodiesel.com.br/publicação/5.pdf>. Acesso em: 12 Abr. 2012.
CONTIBRASIL. Girassol. Manual do Produtor. Sementes ContibrasilLtda, SP. 1981.
GAZDAG, TORMA M. Novenyveddem. 1988, 24:2, 70-72.
COOPEBIO – Cooperativa Mista de Produção, Industrialização e comercialização de
biocombustíveis do brasilLtda .
<http://www.cooperbio.com.br/materias/Girassol.pdf>. Acesso em: 10 Abr. 2012
FALKER AUTOMAÇÃO AGRÍCOLA LTDA. Medidor eletrônico do teor de clorofila
ClorofiLOG 1030. 2008. 33 p. Manual de Instruções.
GRATANI, L. A non-destructive method to determine chlorophyll content of
leaves.Photosynthetica,Flemingovo, 26(4):469-473, 1992.
HATCHELL, D.C., ed. Analytical spectral devices.3.ed. Boulder,Analytical Spectral
Devices, 1999. 140p.
34
HENDRY, G.A. Plant pigments. In: LEA. P.J., LEEGOOD, R.C. Plant biochemistry
and molecular biology. Great Britain: Bookcraft, 1993. p.181-196.
HISCOX, J. D.; ISRAELSTAM, G. F.A method for the extraction of chlorophyll from
leaf tissue without maceration.Canadian Journal of Botany, v. 57, p. 1332-1334,
1979.
HOLBEN, B.N., TUCKER, C.J. & FAN, C.J. Spectral assessment of soybean leaf
area and leaf biomass. Photogrammetric Engineering &Remote Sensing 46:651-656.
1980
INSKEEP, W. P.; BLOOM, P. R. Extinction coefficients of chlorophyll a and b in N.Ndimethylformamide and 80% acetone.Plant Physiolology, v. 77, p. 483-485, 1985.
JENSEN, J.R. 2007. Remote Sensing of the Environment: An Earth Resource
Perspective. 2.ed. PrenticeHall, Upper Saddle River, NJ, USA
KAKIDA, J.; GONÇALVES, N.P.; MARCIANI-Bendezú, J.; Arantes, N.E. Cultivares
de girassol. InformeAgropecuário, (82):776-78, 1981.
KNIPLING, E.B. Physical and physiological basis for the reflectance of visible and
near-infrared radiation from vegetation. Remote Sensing of Environment 3:155-159.
1970.
KRAMER, T. & KOZLOWSKI, T. Physiology of woody plants.New York, Academic
Press, 1979. 811p.
LASCA, DALMO H. de C. Girassol. In: Manual Técnico das Culturas. 2 ed. CATI,
Campinas, 1997. Tomo I. p. 341-348.
LICHTENTHALER, H. K.; WELLBURN, A. R. Determinations of total carotenoids and
chlorophylls a and b of leaf extracts in different solvents.Biochemical Society
Transactions, v. 11, p. 591-592, 1983.
LIU, W.T.H. Aplicações de sensoriamento remoto. Campo Grande: UNIDERP, 2006.
908 p. RAUN, W.R.; SOLIE, J.B.; STONE, M.L.; MARTIN, K.L.; FREEMAN, K.W.;
MULLEN, R.W.; ZHANG, H.; SCHEPERS, J.S.; JOHNSON, G.V. Optical sensorbased algorithm for crop nitrogen fertilization. Communications in Soil Science and
Plant Analysis, Monticello, v.36, n.19-20, p.2.759-2.781, 2005.
35
MACHADO NETO, J.G. Controle de capim - colchão (Digitaria sanguinalis L.) na
cultura do Girassol.
MALAVOLTA, E.; VITTI, G. C.; OLIVEIRA, S. A. Avaliação do estado nutricional das
plantas: princípios e aplicações. 2. ed. Piracicaba: Potafos, 1997. 201p.
MARKWELL, J.; OSTERMAN, J. C.; MITCHELL, J. L. Calibration of the Minolta
SPAD-502 leaf chlorophyll meter.Photosynthesis Research, v. 46, p. 467-472, 1995.
MELLO, NORNBERG J.L.;RESTLE, J.; NEUMANN, M.; QUEIROZ, A.C.; COSTA,
P.B.;MAGALHÃES, A.L.R.; David, D.B. de. Características fenológicas, produtivas
equalitativas de girassol em diferentes épocas de semeadura para produção de
silagem.
MINOLTA CAMERA Co., Ltda. Manual for chlorophyll meter SPAD 502. Osaka :
Minolta, Radiometric Instrumentsdivisions. 1989. 22
MONJE, O. A.; BUGBEE, B. Inherent limitations of nondestructive chlorophyll
meteres: A comparasion of two types of meteres. Hotscience, v. 27, p. 69-71, 1992.
MORAN, R.; PORATH, D. Chlorophyll determinations in intact tissue using N,Ndimethylformamide. Plant Physiology, v. 65, p. 478-479, 1980.
MYERS, V.I. Soil, water and plant relations. In: National AcademyofScients. Remote
Sensing with special reference to agricultural and forestry. Washington. 1970.
PIEKIELEK, W.P. & FOX, R.H. Use of a chlorophyll meter to predict sidedress
nitrogen requirements for maize.Agronomy Journal, Madison, 84(1):59-65, 1992.
REGO, Gizelda Maia; POSSAMAI, Edilberto. Efeito do sombreamento sobre o teor
de clorofila e crescimento inicial do Jequitibá-rosa. Boletim de Pesquisa Florestal,
Embrapa Florestas, n. 53, p. 179-194, 2006.
SCHEPERS, J.S.; FRANCIS, D.D.; PVCGIL, M. & BELOW, F.E. Comparison of corn
leaf-nitrogen concentration and chlorophyll meter readings.Communications in
SoilScience and Plant Analysis, New York, 23(17/20):2173-2187, 1992.
SHOAF, T. W.; LIUM, B. W. Improved extraction of chlorophyll a and b from algae
using dimethyl sulphoxide.LimnologyandOceanography, v. 21, p. 926-928, 1976.
36
SOFIATTI, Valdinei et al. Determinação da concentração de pigmentos da
fotossíntese em folhas de algodoeiro por meio do clorofilômetro portátil clorofilog10301. In: CONGRESSO BRASILEIRO DO ALGODÃO, 7., 2009, Foz do Iguaçu.
Sustentabilidade da cotonicultura Brasileira e Expansão dos Mercados: Anais...
Campina Grande: Embrapa Algodão, 2009. p. 852-858.
SMEAL, D & ZHANG, H. Chlorophyll meter evaluation for nitrogen management in
corn. Communications in SoilScience and Plant Analysis, New York, 25(9/10):14951503, 1994.
TAYLOR, J.C., THOMAS, G. & WOOD, G.A. Mapping yield potential with remote
sensing.Anais. Precision Agriculture’97 2:713-72. 1997.
TUCKER, C. J. Asymptotic nature of grass canopy spectral reflectance.Applied
Optics, v. 16, p. 1151–1156, 1977.
VALERIANO, M.M. Reflectância espectral de trigo irrigado (TriticumaestivumL.) por
espectrorradiometria de campo.(Dissertação de Mestrado). São José dos Campos.
Instituto Nacional de Pesquisas Espaciais. 1992
VIEIRA, O.V. Características da cultura do girassol e sua inserção em sistemas
decultivos no Brasil. Revista Plantio Direto, ed. 88, julho/agosto 2005. Passo Fundo
– RS.
WASKOM, R.M., WESTFALL, D.G., SPELLMAN, D.E., et al. Monitoring nitrogen
status of corn with a portable chlorophyll meter. Communications in Soil Science
and Plant Analysis, New York, v.27, n.3, p.545-560, 1996.
YADAVA, U.L. A rapid and nondestructive method to determine chlorophyll in intact
leaves.HortScience, Minnesota, 21(6):1449-1450, 1986.