JULIANA PAIVA CARNAÚBA
CONTROLE BIOLÓGICO, FÍSICO E QUÍMICO DE Phytophthora palmivora EM
PLÂNTULAS DE MAMOEIRO CV. SUNRISE SOLO
UNIVERSIDADE FEDERAL DE ALAGOAS
CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS
CURSO DE MESTRADO EM AGRONOMIA
RIO LARGO, ESTADO DE ALAGOAS.
FEVEREIRO DE 2006
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
UNIVERSIDADE FEDERAL DE ALAGOAS
CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS
CURSO DE MESTRADO EM AGRONOMIA
RIO LARGO, ESTADO DE ALAGOAS.
FEVEREIRO DE 2006
JULIANA PAIVA CARNAÚBA
CONTROLE BIOLÓGICO, FÍSICO E QUÍMICO DE Phytophthora palmivora EM
PLÂNTULAS DE MAMOEIRO CV. SUNRISE SOLO
Dissertação apresentada como requisito parcial para a
obtenção do grau de Mestre, pelo Curso de Mestrado
em Agronomia, Área de Concentração “Produção
Vegetal”, do Centro de Ciências Agrárias da
Universidade Federal de Alagoas.
Orientação: Profa.Dra. Edna Peixoto da Rocha Amorim
Catalogação na fonte
Universidade Federal de Alagoas
Biblioteca Central
Divisão de Tratamento Técnico
Bibliotecária Responsável: Helena Cristina Pimentel do Vale
C288c
Carnaúba, Juliana Paiva.
Controle biológico, físico e químico de Phytophthora palmivora em plântulas
de mamoeiro cv. Sunrise solo / Juliana Paiva Carnaúba. – Rio Largo, 2006.
xvi, 62f. : tabs., gráfs.
Orientadora: Edna Peixoto da Rocha Amorim.
Dissertação (mestrado em Agronomia : Produção Vegetal) – Universidade
Federal de Alagoas. Centro de Ciências Agrárias. Rio Largo, 2006 .
Inclui bibliografia.
1. Pragas agrícolas – Controle integrado. 2.Trichoderma. 3. Fungicida.
4. Mamão – Doenças e pragas. I. Título.
CDU: 632.9
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
À minha FAMÍLIA pelo amor,
confiança, apoio, dedicação,
compreensão em todos os momentos,
OFEREÇO
Aos meus avós ANA CARMELITA (in
memoriam) e JOSÉ CARNAÚBA (in
memoriam); e ao meu tio TÁGORE
CARNAÚBA
exemplo
de
(in
memoriam)
amor,
coragem
pelo
e
honestidade, minha
HOMENAGEM
Aos meus pais MARCOS e GLÓRIA Ma CARNAÚBA;
Às minhas irmãs FABÍOLA e FABIANA;
Às minhas sobrinhas RAFAELA e MANUELA;
E à minha avó GLORINHA,
DEDICO
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
AGRADECIMENTOS
À Deus por toda força, coragem e saúde em todo o meu percurso.
À Universidade Federal de Alagoas, ao Centro de Ciências Agrárias e ao
Programa de Pós Graduação em Agronomia pela oportunidade de realização do
curso.
À Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES)
pela bolsa concedida.
Em especial, à minha orientadora Profa.Dra. Edna Peixoto da Rocha Amorim
pela orientação, ensinamentos, confiança e amizade.
Ao meu namorado e amigo Márcio Félix Sobral por todo amor, compreensão,
paciência, companheirismo e ajuda diária, principalmente nos trabalhos mais difíceis.
Aos professores do Laboratório de Fitopatologia Dra. Iraíldes Pereira Assunção,
Dr°. Gaus Silvestre Andrade de Lima, Msc. Marcelo Menezes Cruz, Dr°. Domingos
Eduardo Andrade e em especial a minha co-orientadora Dra. Arlinda Pereira Eloy
pelos ensinamentos e amizade.
Aos funcionários do Laboratório de Fitopatologia Edvaldo (Pareia) e Sebastião
(Galego) pela constante dedicação.
A Profa Maria de Fátima Muniz pela amizade mesmo distante.
Aos meus colegas e amigos do Laboratório de Fitopatologia: Ana Paula da Silva,
Júlio César da Silva, Izael Oliveira Silva, Kirley Michelly Marques da Silva, Kátia
Cilene da Silva Félix, Daniella Cavalcanti de Medeiros Furtado, Edlene Maria da
Silva Moraes, Thalita Regina Gosmão de Mendonça, Genildo Cavalcante Ferreira
Junior, Elzir Correia Alves, Sarah Jacqueline Cavalcanti da Silva, Gisele Tenório de
Almeida, Ana Karolina Teixeira Lima Gomes, Márcia Carine da Silva Barros, Ícaro
Andrade e Silva, Carlos José Tavares de Oliveira, Angerson Góes Casado de
Araújo, Jessé Marques da Silva Junior, Joyce Silva Lima, Jammily de Oliveira
Vieira, Maryanne Medeiros Moura, Ana Cecília Pires de Azevedo Lopes, Liliane
Dias Nascimento, André Gustavo Agra pela amizade, companheirismo e ajuda; e ao
colega Willians de Oliveira Calixto pela constante ajuda nos experimentos.
Aos colegas Vanderley Borges dos Santos e Cyro Rego Cabral Junior; e às
professoras Dra. Angelina Bossi Fraga e Dra. Leila de Paula Rezende pela amizade e
auxílio nas análises estatísticas.
Ao secretário Geraldo de Lima, secretário da Coordenação do curso de PósGraduação, por sua dedicação.
Aos meus pais Marcos Fernando Carneiro Carnaúba e Glória Maria Paiva
Carnaúba, às minhas irmãs Fabíola Carneiro Paiva Carnaúba e Fabiana Carnaúba
Medeiros; às minhas sobrinhas Rafaela Carnaúba medeiros e Manuela Carnaúba
Medeiros, à minha avó Glorinha Figueiredo e aos meus cunhados Fernando
Medeiros e Maurício Lessa pelo amor e confiança.
E a todos que de alguma maneira contribuíram para a realização deste trabalho.
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
“Sempre antes de realizar um sonho, a alma do mundo resolve testar tudo aquilo
que foi aprendido durante a caminhada. Ela faz isto não porque seja má, mas para
que possamos, junto com o nosso sonho, conquistar também as lições que
aprendemos seguindo em direção a ele. É o momento em que a maior parte das
pessoas desiste. É o que chamamos, em linguagem do deserto, de ‘morrer de sede
quando as tamareiras já apareceram no horizonte’. Uma busca começa sempre
com a sorte de principiante e termina sempre com a prova do conquistador”.
Paulo Coelho
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
SUMÁRIO
Página
LISTA DE TABELAS ...................................................................................
x
LISTA DE FIGURAS ....................................................................................
xi
LISTA DE SIGLAS........................................................................................
xiv
RESUMO.......................................................................................................
xvi
ABSTRACT...................................................................................................
xvii
INTRODUÇÃO..............................................................................................
01
REVISÃO DE LITERATURA ........................................................................
04
1 - Podridão das raízes e dos frutos ...............................................
04
2 - Caracterização morfofisiológica de Phytophthora spp ...........
05
3 - Ciclo da doença ...........................................................................
05
4 - Controle da doença .....................................................................
06
4.1 - Controle Biológico..........................................................
07
4.1.1 - Controle Biológico mediante utilização de
Trichoderma spp...............................................
09
4.2 - Controle Físico – Solarização .......................................
10
4.3 - Controle Químico ...........................................................
11
METODOLOGIA ..........................................................................................
14
1 - Local de execução dos experimentos ......................................
14
2 - Obtenção do Isolado de Phytophthora palmivora ...................
14
3 - Teste de patogenicidade e reisolamento de Phytophthora
palmivora.............................................................................................
14
4 - Obtenção de Isolados de Trichoderma spp. ............................
15
5 - Controle Biológico ......................................................................
15
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
5.1
Avaliação do antagonismo dos isolado de
Trichoderma spp. a Phytophthora palmivora “in
vitro”...............................................................................
15
5.2 - Teste de antibiose ..........................................................
16
5.2.1 - Produção de metabólitos não voláteis ...........
16
5.2.2 - Produção de metabólitos voláteis ...................
17
5.2.3 - Hiperparasitismo ..............................................
17
5.3 - Controle Biológico “in vivo” .........................................
18
6 - Controle Físico - Solarização de substrato .............................
19
7 - Controle Químico ........................................................................
20
7.1 - Controle químico “in vitro” ...........................................
20
7.2 - Controle químico “in vivo” ............................................
21
RESULTADOS E DISCUSSÃO ...................................................................
22
1 - Teste de patogenicidade e reisolamento ..................................
22
2 - Controle Biológico ......................................................................
24
2.1
Avaliação do antagonismo dos isolados de
Trichoderma spp. a Phytophthora palmivora “in
vitro” ................................................................................
24
2.2 - Teste de antibiose ...........................................................
26
2.2.1 - Produção de metabólitos não voláteis ............
26
2.2.2 - Produção de metabólitos voláteis ...................
27
2.2.3 - Hiperparasitismo ..............................................
29
2.3 - Controle Biológico “in vivo” ..........................................
30
3 - Controle Físico - Solarização de substrato ..............................
33
4 - Controle químico .........................................................................
38
4.1- Controle químico “in vitro” .............................................
38
4.2 - Controle químico “in vivo” .............................................
39
CONCLUSÕES ............................................................................................
45
REFERÊNCIAS ............................................................................................
46
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
LISTA DE TABELAS
TABELA 1 - Crescimento micelial de P. palmivora na presença de
isolados de Trichoderma..................................................
25
TABELA 2 - Crescimento micelial de P. palmivora em presença de
metabólitos não voláteis produzidos por Trichoderma....
26
TABELA 3 - Crescimento micelial de P. palmivora em presença de
metabólitos voláteis produzidos por Trichoderma...........
28
TABELA 4 - Crescimento micelial e redução de crescimento de P.
palmivora em presença do fungicida tiofanato metílico nas 3
doses testadas ......................................................
38
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1 - Teste de Hiperparasitismo....................................................
18
FIGURA 2 - Caixa contendo os coletores solares (10 e 15 cm de
diâmetro) de ferro galvanizado. (A) Caixa fechada; (B)
Caixa aberta.........................................................................
20
FIGURA 3 - Medidor digital multisensor...................................................
20
FIGURA 4 - Teste de patogenicidade em frutos de mamão. (A) Fruto
inoculado
com
Phytophthora
palmivora;
(B)
Fruto
testemunha...........................................................................
23
FIGURA 5 - Teste de patogenicidade em plântulas de mamoeiro (esquerda) murcha após 3 dias de infestação do solo com
P. palmivora; (direita) testemunha........................................
23
FIGURA 6 - Estruturas de Phytophthora palmivora em meio BDA. (A)
Esporângio; (B) Clamidósporo..............................................
24
FIGURA 7 - Antagonismo “in vitro” de Trichoderma spp. a Phytophthora
palmivora..............................................................................
25
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
FIGURA 8 - Percentagem de Redução de Crescimento (%RC) de
Phytophthora palmivora no teste “in vitro” de antibiose
(metabólitos
não
voláteis)
de
Trichoderma
spp........................................................................................
27
FIGURA 9 - Percentagem de Redução de Crescimento (%RC) de P.
palmivora no teste “in vitro” de antibiose (metabólitos
voláteis) de Trichoderma spp................................................
28
FIGURA 10 - Teste “in vitro” da produção de metabólitos voláteis de
Trichoderma a P. palmivora..................................................
29
FIGURA 11 - Hiperparasitismo de Trichoderma spp. sobre Phytophthora
palmivora: a) enrolamento de hifas; b) apressórios; c)
penetração de hifas; d) lise de hifas.....................................
30
FIGURA 12 - Percentagem de plântulas sobreviventes submetidas ao
controle biológico com isolados de Trichoderma spp...........
31
FIGURA 13 - Controle “in vivo” de isolados de Trichoderma spp. à
Phytophthora. palmivora.......................................................
32
FIGURA 14 - Solarização do substrato - porcentagem de plantas
sobreviventes........................................................................
34
FIGURA 15 - Temperaturas máximas atingidas (°C) no substrato no
tratamento de solarização.....................................................
34
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
FIGURA 16 - Alturas médias das plântulas de mamoeiro com substrato
submetido à solarização.......................................................
36
FIGURA 17 - Solarização do substrato infestado com Phytophthora
palmivora..............................................................................
37
FIGURA 18 - Percentagem de plântulas sobreviventes submetidas ao
tratamento químico...............................................................
40
FIGURA 19 - Altura média das plântulas de mamoeiro submetidas ao
controle químico....................................................................
42
FIGURA 20 - Controle químico “in vivo” de P. palmivora utilizando 5
fungicidas: (1) oxicloreto de Cobre – 3g/L; (2) mancozeb –
3g/L; (3) metalaxyl + mancozeb – 3,5g/L; (4) tiofanato
Metílico – 7g/L; (5) carbendazim – 1mL/L.............................
43
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
LISTA DE SIGLAS
UFAL - Universidade Federal de Alagoas ............................................
14
CECA - Centro de Ciências Agrárias ...................................................
14
BDA - Batata-Dextrose-Agar ...............................................................
14
T3 - Trichoderma koningii ....................................................................
15
T13 - Trichoderma harzianum .............................................................
15
T152D - Trichoderma sp. …………......................………………………
15
TP - Trichoderma polysporum .............................................................
15
UV - Ultravioleta ...........................................................................
16
RC% - Taxa de Redução de Crescimento ...........................................
16
F1 - Fungicida oxicloreto de cobre ......................................................
20
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
F2 - Fungicida mancozeb .....................................................................
20
F3 - Fungicida metalaxyl + mancozeb ..................................................
20
F4 - Fungicida tiofanato metílico ..........................................................
20
F5 - Fungicida carbendazim .................................................................
20
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
RESUMO
A cultura do mamoeiro é extensamente cultivada no mundo tendo o Brasil como o maior
produtor. Dentre os principais problemas inerentes à cultura, destacam-se as podridões
do pé e do fruto, causadas por Phytophthora palmivora. O presente trabalho teve por
objetivo avaliar o controle de P. palmivora em plântulas de mamoeiro cv. Sunrise solo,
utilizando métodos de controle biológico, físico e químico. Foram testados quatro
isolados de Trichoderma (T. koningii - T3; T. harzianum - T13; Trichoderma sp. - T152D e
T. polysporum - TP) e cinco fungicidas “in vitro” (oxicloreto de cobre - 2; 3 e 4g/L;
mancozeb – 2; 3 e 4g/L; metalaxyl + mancozeb – 2,5; 3,5 e 4g/L; tiofanato metílico – 6; 7
e 8g/L; e carbendazim – 0,5; 1,0 e 1,5mL/L) e “in vivo” na dosagem recomendada pelo
fabricante, bem como a solarização do substrato em coletores solares. Foram feitos
ainda, testes de metabólitos voláteis, não voláteis e hiperparasitismo para os isolados de
Trichoderma. No controle biológico “in vitro”, utilizou-se a técnica de confrontamento em
cultivo pareado, enquanto no controle “in vivo”, o substrato foi tratado com os isolados de
Trichoderma de forma isolada e integrada, antes da infestação do solo com o patógeno.
No controle químico, os fungicidas foram testados “in vitro” adicionando-os ao meio BDA,
enquanto “in vivo” as raízes das plântulas foram imersas durante 10 minutos na solução
dos fungicidas. A solarização do substrato foi realizada durante 24, 48 e 72 horas, em
coletores solares de 10 e 15 cm de diâmetro, infestando-se, previamente o substrato
com o patógeno (40 mL do inoculo com aproximadamente 20 esporângios por mL /
vaso). Os isolados de Trichoderma T3, T13 e TP foram os mais eficientes na inibição do
crescimento de P. palmivora “in vitro”, no entanto, apenas o isolado TP produziu
metabólitos voláteis e não voláteis. Por outro lado, todos os isolados apresentaram
capacidade de hiperparasitar o patógeno. Já no controle biológico “in vivo” nenhum
isolado foi capaz de reduzir a severidade da doença. A solarização do substrato
aumentou significativamente a sobrevivência das plântulas quando comparada à
testemunha. Não houve diferenças significativas entre os períodos de exposição solar,
entretanto, o diâmetro de 15 cm apresentou uma melhor eficiência, com 87% de
sobrevivência das plântulas. Os produtos mais eficientes na inibição do patógeno “in
vitro” foram oxicloreto de cobre, mancozeb e metalaxyl + mancozeb, enquanto “in vivo”
os cinco fungicidas apresentaram eficiência semelhante, não havendo diferença
significativa entre as dosagens testadas.
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
Termos para Indexação: Podridão das raízes e dos frutos, Trichoderma, Solarização,
Fungicida, Mamão.
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ABSTRACT
The papaya culture is extensively cultivated in the world, where Brazil meets as
worldwide the producing greater. Amongst the problems main inherent to the culture, the
root and fruit rots are distinguished, caused by Phytophthora palmivora. The present work
had for objective to control P. palmivora in seedling of papaya cv. Sunrise solo, through
methods of biological, physical and chemical control. They had been tested four
Trichoderma isolated (T. koningii - T3; T. harzianum - T13; Trichoderma sp. - T152D and
T. polysporum - TP) and five fungicides "in vitro" (copper oxychloride - 2; 3 e 4g/L;
mancozeb - 2; 3 e 4g/L; metalaxyl + mancozeb - 2,5; 3,5 e 4g/L; thiophanate-methyl - 6; 7
e 8g/L and carbendazim - 0,5; 1,0 e 1,5mL/L) and "in vivo", as well as the solarization of
the substratum in solar collectors. They had been made still, test of volatile, not volatile
metabolites and hyperparasitism for the Trichoderma isolated. In the biological control "in
vitro", used the plate technique, while in the “in vivo” control, the substratum was dealt
with Trichoderma of isolated and integrated form, before the infestation of the ground. In
the chemical control, the fungicides had been tested "in vitro" adding them in BDA
medium, while "in vivo" the seedlings roots had been immersed during 10 minutes in the
fungicides solution. The solarization of the substratum was carried during 24, 48 and 72
hours, in solar collectors of 10 and 15 cm of diameter, becoming infested itself, previously
the substratum with the pathogen (40 mL of inocule with approximately 20 sporangia for
mL/ vase). The Trichoderma isolated T3, T13 and TP had been most efficient in the
inhibition of the growth of P. palmivora "in vitro", however, only the isolated TP produced
volatile and not volatile metabolites. On the other hand, all the isolated ones had
presented capacity to hyperparasite the pathogen. In the biological control "in vivo" no
isolated one was capable to reduce the severity of the disease. The solarization of the
substratum increased significantly the seedlings survival, when compared to the witness.
It didn’t have significant differences between the periods of solar exposition, however, the
diameter of 15 cm presented one better efficiency, with 87% of seedlings survival. The
products most efficient in the pathogen inhibition "in vitro" had been oxicloreto de cobre,
mancozeb and metalaxyl + mancozeb, while "in vivo" the five fungicides had presented
similar efficiency, not having significant difference between the dosages tested.
Index terms: Root and fruit rots, Trichoderma, Solarization, Fungicide, Papaya.
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
INTRODUÇÃO
O mamoeiro (Carica papaya L.), originário da América Central, é uma planta
cultivada em regiões tropicais e subtropicais, estando distribuído praticamente em todo o
território nacional, onde existem milhares de hectares propícios ao seu desenvolvimento
(Oliveira & Caldas, 2004). Pertence à família Caricaceae, da qual fazem parte 31
espécies, compreendidas em quatro gêneros, sendo o Carica o mais conhecido,
destacando-se o Carica papaya L., a única de valor comercial das 22 espécies deste
gênero (Kist & Manica, 1995).
A cultura do mamoeiro é extensamente cultivada no mundo devido à grande
aceitação de seus frutos, que são consumidos maduros e ‘in natura’, e quando verdes,
em doces industrializados (Manica, 1982). Além dos frutos, o mamoeiro pode ser
cultivado objetivando a produção de papaína, uma enzima proteolítica de ampla
utilização na indústria de alimentos e medicamentos. Há, ainda, grandes perspectivas
para a produção de suco concentrado destinado à indústria de refrigerantes (Silva,
2001).
Por ser uma cultura que necessita de renovação dos pomares de 3 em 3
anos, no máximo, e que produz o ano inteiro, é de grande relevância a sua importância
social, pois gera empregos e absorve mão-de-obra durante todo o ano (Ritzinger &
Souza, 2000).
O Brasil figura como o maior produtor dessa cultura em escala internacional
com 29% da produção, seguido da Índia com 24%, Tailândia com 8,8%, México com
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
7,4% e Indonésia com 5,9% (Agrianual, 2003). A produção 1nacional da cultura em 2004
foi de 1,65 milhões de toneladas, numa área plantada de 36,5 mil hectares, onde a
região Nordeste produziu cerca de 890 mil toneladas (FAO, 2005). As regiões Sudeste e
Nordeste somam em média 87,5% da produção nacional, destacando-se os Estados do
Espírito Santo e Bahia como os principais produtores. Em Alagoas, dados de 2004
indicam que a área colhida de mamão foi de 173 ha, com uma produção de 3 mil
toneladas e um rendimento de 17,3 mil kg/ha (IBGE, 2005).
O mamoeiro sofre o ataque de diferentes agentes etiológicos, além dos
distúrbios e anomalias de causas desconhecidas e não parasitárias, causando grandes
perdas na produção. As doenças podem afetar as folhas, ramos, raízes, flores e frutos
do mamoeiro em diferentes etapas do seu desenvolvimento (Oliveira & Santos Filho,
2000).
Dentre os principais problemas inerentes à cultura, destacam-se as podridões
do pé e do fruto, causadas por Phytophthora palmivora. A podridão do pé tem sido
relatada em vários países, com grande intensidade em algumas localidades, podendo
acarretar perdas acentuadas na produção. Segundo Alvarez & Nelson (1982), esta
doença chegou a dizimar 181 mil plantas no Havaí em 1979, reduzindo a produção em
35%, sendo também registrados sérios ataques em Filipinas, Taiwan, Sri Lanka e Ilhas
Canárias. Na Austrália, em dois anos, cerca de 8 mil plantas foram destruídas pela
doença (Oliveira & Santos Filho, 2000).
No Brasil, Batista (19461) apud Luz & Silva (2001) faz referência à P.
palmivora em mamoeiros nos Estados da Bahia e Pernambuco. Posteriormente, a
doença foi identificada em São Paulo, Espírito Santo, Amazonas, Maranhão, Pará e
Ceará.
A doença está disseminada por quase todas as regiões produtoras e com o
agravante de que as variedades utilizadas comercialmente não apresentam resistência a
essa enfermidade. O problema é ainda mais sério pelo fato do seu agente etiológico
também utilizar cerca de 80 espécies como hospedeiras, dentre as quais citros,
cacaueiro, coqueiro e abacaxizeiro (Oliveira & Santos Filho, 2000).
1
BATISTA, A.C. Principais doenças de plantas no Nordeste. Boletim S.A.I.C., Recife, 1946. p. 195252.
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
O manejo das doenças causadas por Phytophthora spp. inclui um conjunto de
medidas preventivas e curativas. Dentre elas destacam-se as medidas preventivas nos
viveiros para obtenção de mudas sadias; uso de porta-enxertos resistentes; e medidas
de controle nos pomares, como a escolha de áreas desfavoráveis à doença, adoção de
práticas de conservação de solo, uso de adubos orgânicos que favoreçam uma
microbiota antagônica ao patógeno, manejo da irrigação e drenagem, monitoramentos
freqüentes e controle químico (Erwin & Ribeiro, 1996; Feichtenberger, 2001).
Dentro deste contexto, o presente trabalho teve por objetivo avaliar o controle
de P. palmivora em plântulas de mamoeiro cv. Sunrise solo, utilizando métodos de
controle biológico, físico e químico, visando obter um sistema de produção com alta
qualidade fitossanitária.
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
REVISÃO DE LITERATURA
1 - Podridão das raízes e dos frutos
A podridão das raízes e dos frutos do mamoeiro é considerada uma das
principais doenças da cultura. As raízes do mamoeiro são mais suscetíveis nos três
primeiros meses após a germinação das sementes. No entanto, plantas de qualquer
idade são suscetíveis especialmente quando predominam condições predisponentes
como solo mal drenado e excesso de água de irrigação ou de chuva (Silva, 2001).
Durante o período de infecção das raízes, ocorre o amarelecimento de folhas,
desfolha prematura, queda prematura dos frutos e, às vezes, a morte da planta
(Rezende & Fancelli, 1997). Na base do caule, lesões aquosas podem ser observadas.
Em épocas chuvosas, ou em cultivos irrigados por aspersão, essas lesões muitas vezes
se recobrem de um crescimento micelial branco em que há a formação de numerosos
esporângios do fungo. Com o desenvolvimento da doença as lesões coalescem
envolvendo todo o caule (Silva, 2001).
A doença destrói os tecidos parenquimatosos, porém os vasculares
permanecem intactos. Dependendo do ataque do patógeno, ou das condições
ambientais, a planta pode morrer ou reagir, mas mesmo neste ultimo caso a produção da
planta é afetada (Rezende & Fancelli, 1997).
Os frutos verdes são mais resistentes à doença, porém, podem ser afetados
caso a infecção se dê no caule, próximo ao pedúnculo adjacente. Neste caso, o fruto fica
enrugado e cai no solo liberando esporos do fungo. Nos frutos maduros observa-se uma
podridão em que os tecidos ficam consistentes, recobertos por um micélio aéreo e
cotonoso (Oliveira et al., 1999).
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
2 - Caracterização morfofisiológica de Phytophthora spp.
Descrita no início como Phytophthora faberi Maubl. e em seguida como P.
parasitica Dast. (= P. nicotianae), recentemente, a maioria dos autores considera P.
palmivora Butl. o principal agente causal da doença (Oliveira & Santos Filho, 2000).
Atualmente, o gênero Phytophthora está incluído no Filo Oomycota, pertencente ao
Reino Chromista, não sendo considerado um fungo verdadeiro (Ribeiro, 1997).
É um patógeno que sobrevive no solo, em lesões de mamoeiro e em outros
hospedeiros e caracteriza-se por ser extremamente variável no que diz respeito às suas
características morfológicas e fisiológicas (Cerqueira et al., 1999; Resnik et al., 1980).
Phytophthora palmivora apresenta micélio cenocítico, heterotálico e produz
abundantes esporângios sobre frutos atacados ou em meio V-8. Possui esporângios
caducos, proeminentemente papilados, ovóides a elipsóides com pedicelo curto,
medindo em média 50 x 30 μm, taxa comprimento: largura 1:6. Os clamidósporos são
globosos a sub-globosos, terminais ou intercalares no micélio. Alguns isolados não
formam clamidósporos. Formam oogônios e oósporos quando grupos de compatibilidade
(A1 e A2) são pareados. Oogônios são esféricos e os anterídios anfígenos (Silva, 2001).
Segundo Van Der Plank (1963)2 apud Amorim (1997)2, os esporângios e
zoósporos são as principais estruturas de reprodução responsáveis pela rápida infecção
e desenvolvimento da doença, atuando como inóculo secundário, enquanto os oósporos
e clamidósporos, desempenham papel de maior importância na fase de sobrevivência do
patógeno.
3 - Ciclo da doença
A produção de estruturas reprodutivas e vegetativas, responsáveis pelo
desenvolvimento da doença, pode ser afetada por fatores climáticos (umidade, luz,
oxigênio e temperatura), nutricionais e população microbiana, conforme observações
feitas por diversos pesquisadores (Silva, 2003).
2
VAN DER PLANK, J.E. Plant disease: epidemies and control. New York: Academic Press, 1963. 349p.
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
Segundo Silva (2001), durante o período chuvoso e quente do ano, as raízes
infectadas produzem esporângios que, por sua vez, irão liberar zoósporos móveis. Estes
são atraídos para novas raízes, especialmente na zona de elongação onde nutrientes
são exsudados. Após o contato com as raízes os zoósporos encistam, germinam e
infectam novas raízes mantendo-se no solo por repetidas infecções. O ciclo pode se
repetir tantas vezes quantas forem as condições predisponentes e tecidos suscetíveis
estejam disponíveis. Já na estação seca do ano, clamidósporos e oósporos dormentes
permanecem no solo, e após o início das chuvas essas estruturas germinam formando
esporângios que produzirão grande quantidade de zoósporos, reiniciando o ciclo da
doença.
Na podridão dos frutos, a doença tem início quando esporângios
disseminados pelos ventos em dias chuvosos chegam à superfície dos frutos. Com o
progresso da doença, o patógeno cresce rapidamente e produz grande quantidade de
esporângios que são disseminados. Quando os frutos atacados caem, as estruturas do
fungo ficam no solo contribuindo para a infecção das raízes (Silva, 2001).
4 - Controle da doença
O controle de doenças radiculares é muito difícil, pois os patógenos
coevoluiram com as plantas por milhões de anos e estão altamente adaptados ao
ambiente subterrâneo em associação com o hospedeiro (Bruehl, 198733 apud Michereff
et al. 2005). Além disso, devido à infecção inicial e o desenvolvimento subseqüente das
doenças ocorrerem, na maioria das vezes abaixo do nível do solo, patógenos radiculares
são comparativamente inacessíveis à manipulação direta do homem e as doenças
freqüentemente não são notadas até que atinjam estádios bem avançados tornando as
opções de controle limitadas (Wheeler & Rush4, 2001b apud Michereff, 2005).
De acordo com Homechin (1991), os patógenos de solo e do sistema radicular
são controlados pela ação de medidas que atuam destruindo as unidades propagativas
(propágulos), prevenindo a formação de inóculo no solo, ou fazendo desaparecer o
inóculo presente em resíduos infestados, reduzindo o vigor e a virulência do patógeno e
promovendo o desenvolvimento das plantas.
3
BRUEHL, G.W. Soilborne Plant Pathogens. New York. MacMillan. 1987.
WHEELER, T. & RUSH, C.M. Soilborne diseases. In: Maloy, O.C. & Murray, T.D. (Eds.) Encyclopedia of
Plant Pathology. New York. JohnWiley & Sons. 2001b. pp. 935-947.
4
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
A produção de plântulas com alta qualidade sanitária é fundamental, e a
importância da sanidade em sementeiras na prevenção da disseminação e severidade
de Phytophthora é bastante significativa, mesmo quando o estoque da sementeira está
destinado a áreas onde o patógeno já está presente (Shea & Broadbent, 1983). Sendo
assim, diversas medidas devem ser tomadas para prevenir a doença, tais como:
plântulas obtidas em solos tratados pelo calor ou produtos químicos; deve-se dar
preferência a uma área distante de pomares antigos de mamoeiro, com boa insolação e
ventilação; e a água de irrigação deve ser obtida de poços profundos para evitar a
contaminação por fungos e nematóides, com regas feitas com cuidado para evitar o
excesso de umidade (Silva, 2001).
A podridão de raízes em plantas jovens, no campo, pode ser minimizada ou
controlada por meio de diversas medidas tais como: evitar o plantio em solo mal
drenado, especialmente nas regiões com alto índice pluviométrico; evitar área cultivada
sucessivamente com mamoeiros; erradicar plantas doentes e destruí-las; e controlar,
preventivamente, a incidência do fungo no caule, pulverizando as plantas com fungicidas
à base de cobre ou metalaxyl + mancozeb (Silva, 2001).
Novas técnicas, como controle biológico com microrganismos antagonistas,
controle cultural com adubação orgânica (Amorim, 1997), controle físico, através da
solarização (Katan, 1980) dentre outros, podem ser empregadas como alternativas
economicamente viáveis na tentativa de se obter um substrato supressivo ao patógeno.
4.1 - Controle Biológico
O controle biológico, segundo Cook & Baker (1983), é a redução da
quantidade de inóculo ou da atividade de produção da doença pelo patógeno realizado
por um ou mais organismos. Entretanto, o controle biológico raramente elimina o
patógeno do local, mas reduz a população de propágulos e conseqüentemente, a sua
habilidade de produzir doença.
A introdução de microrganismos adaptados ao microhabitat do patógeno é um
dos aspectos mais relevantes para o sucesso de um programa de controle biológico de
doenças
de
plantas.
Neste
contexto
diversos
microrganismos
são
isolados,
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
4
selecionados e utilizados como agentes biocontroladores de doenças, também
conhecidos como antagonistas (Bettiol, 1991).
No entanto, sabe-se que o sucesso do uso de microrganismo no controle
biológico depende da forma de aplicação do antagonista, da sua capacidade de
parasitismo e naturalmente da sua especificidade em relação ao patógeno, sendo
necessárias algumas características para que os antagonistas sejam eficientes, como a
capacidade de competição por nutrientes, produção de metabólitos tóxicos ou atuação
por parasitismo (Amorim, 1997).
Apesar do controle biológico de patógenos do solo ser limitado, diversos
autores têm demonstrado o antagonismo microbiano a espécies de Phytophthora por
uma variedade de microganismos (Ahmed & Ahmed, 19635; Pratt, 19716; Marx, 19737;
Malajczuk et al., 1977b8; Sneh et al., 19779 apud Amorim, 1997).
Segundo Malajczuk (1983), o antagonismo microbiano à Phytophthora pode
ser encontrado no solo durante o período de dormência e sobrevivência saprofítica, na
rizosfera, durante as atividades de pré-penetração e dentro dos tecidos das plantas,
durante a patogênese.
O uso de antagonistas para o controle de doenças induzidas por
microrganismos fitopatogênicos residentes no solo tem sido bastante pesquisado, e
dentre os muitos agentes potenciais destaca-se o gênero Trichoderma, devido às suas
características antagônicas e a grande gama de patógenos que controla, incluindo:
Pythium spp., Phytophthora spp., Rhizoctonia solani, Sclerotium rolfsii, Sclerotinia
sclerotiorum, Verticillium spp., etc. (Amorim, 1997; May, 1994).
5
AHMED, N.; AHMED, Q.A. Selection of antagonistic soil microbial against a few fungal pathogens of
Piper bettle L. Mycopathol. Mycol. Appl., v.21, p. 334-40, 1963.
6
PRATT, B.H. Isolation of basidiomycetes from Australian eucalyptus Forest and assessment of their
antagonism to Phytophthora cinnamomi. Trans. Br. Mycol. Soc., v. 56, p. 243-50, 1971.
7
MARX, D.H. Mycorrhizae and feedr root diseases. In: MARX, G.C.; KOZLOWISKI, T.T. Ectomycorrhizae –
their Ecology and Physiology. New York: Academic Press, 1973. p. 351-82.
8
MALAJCZUK, N.; NESBITT, H.J.; GLENN, A.R. A light and eletronic microscope study of the interaction of
soil bacteria with Phytophthora cinnamomi Rands. Can. J. Microbiol., v. 23, p. 1518-25, 1977b.
9
SNEH, B., HUMBLE, S.J., LOCKWOOD, J.L. Parasitism of oospores of Phytophthora megaspermae var.
sojae, P. cactorum, Pythium and Aphanomyces euteiches in soil by oomycetes, chytridiomycetes
hyphomycetes, actinomycetes and bactéria. Phytopathology, v. 67, p. 622-8, 1977.
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
4.1.1 - Controle Biológico mediante utilização de Trichoderma spp.
O fungo Trichoderma spp. tem sido um dos agentes potenciais de biocontrole,
dado as suas características peculiares de antagonismo em condições naturais,
principalmente no solo (Melo, 1991), tais como, facilidade de isolamento e cultivo,
crescimento rápido sobre muitos substratos, alta capacidade competitiva por alimento e
sítio de atuação, habilidade de produzir antibióticos e enzimas com aptidão de atacar
muitos patógenos, adquirir resistência aos fungicidas com facilidade, dentre muitas
outras (Baker & Cook, 1974; Lewis & Papavizas, 1984).
Trichoderma é encontrado em solos de todo o mundo, sendo eficaz no
controle de uma variada gama de patógenos de plantas, principalmente aqueles com
estruturas de resistência. T. harzianum destaca-se por ser a espécie mais estudada do
ponto de vista do controle biológico, contudo, outras espécies como T. koningii, T. viride,
T. hamatum, T. Pseudokoningii e T. polysporum também têm sido isoladas e estudadas
(Melo, 1998).
Alguns autores questionam a utilização de Trichoderma como agente de
controle microbiano, pois consideram esse fungo como micoparasita pouco agressivo e
pouco eficiente, que apenas atuam quando aplicados em ambientes alterados, como
solo ou substratos recém-vaporizados ou fumigados, já que nesses ambientes não
competitivos eles proliferam e evitam a recolonização do patógeno (Adams, 1990).
Segundo Brassier (1975 a e b), várias espécies de Trichoderma já foram
relatadas como antagônicas a Phytophthora. No entanto, Bell et al. (1982) concluíram
que um Trichoderma pode ter ótimo efeito de controle para um isolado do patógeno, mas
não ter efeito em outros isolados da mesma espécie.
Como principais mecanismos de ação as espécies de Trichoderma podem
atuar por antibiose, parasitismo e competição (Melo, 1998). Em estudos in vitro
metabólitos voláteis de Trichoderma spp. reduziram o crescimento de Phytophthora,
seguido da vacuolação do conteúdo celular e lises das hifas (Brassier, 1975 a). Estudos
sobre o comportamento de P. cinnamomi reafirmaram o papel de Trichoderma spp. como
um comum antagonista envolvido na estimulação da formação de oósporos, lises de
hifas (Malajczuk & Theodorou, 1979; Reeves, 1975) e produção de clamidósporos
(Kelley, 1977).
As lises de hifas de Phytophthora incitadas por Trichoderma spp. são
rápidas e envolvem contato e enrolamento da hifa antes da penetração (Melajczuk,
1983).
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
Uma forma importante de manipular o antagonismo de Trichoderma é através
da introdução do antagonista em substrato de plantio. May (1994) e Amorim (1997)
controlaram P. parasitica, enquanto Silva (2003) controlou P. nicotianae utilizando
isolados de Trichoderma cultivado em meio de farinha de arroz e aplicado em substrato
infestado com o patógeno.
4.2 - Controle Físico – Solarização
A desinfestação de substratos utilizados na produção de mudas é uma das
principais medidas preventivas de controle de patógenos do solo. Além disso, as mudas
produzidas sobre substratos desinfestados crescem vigorosamente e garantem o bom
desenvolvimento inicial da cultura (Ghini & Bettiol, 1995).
A solarização do solo foi desenvolvida em Israel, por Katan et al. (1976), e
vem sendo utilizada também em outros países, tais como Estados Unidos, Japão, Itália,
Egito, Espanha e Brasil, dentre outros (DeVay et al., 1991; Ghini & Bettiol, 1995; Katan &
DeVay, 1991; Souza, 1994).
É um método viável de controle de fitopatógenos, plantas daninhas e
nematóides, visto que não agride o ambiente e não cria um efeito de vácuo biológico,
mantendo um satisfatório equilíbrio da microbiota do solo (Souza, 1994).
Como métodos para a solarização têm-se a cobertura do solo com um filme
plástico (Katan et al., 1976), a utilização de sacos plásticos transparentes para
quantidades menores de solo ou substratos (Kaewruang et al., 1989) e o coletor solar,
constituído basicamente de uma caixa de madeira, coberta com um filme plástico
transparente, contendo tubos de chapa galvanizada onde o substrato é colocado (Ghini,
1993).
O método de solarização normalmente empregado é o da cobertura plástica;
no entanto, diversas limitações restringem o uso desse método de controle, como a
necessidade de máquinas para a sua aplicação, custos de tratamento, limitações
climáticas, tempo de tratamento, fitotoxidez, reinfestação do solo devida à intensa
redução de microrganismos antagônicos, etc. (Katan, 1980; Ghini, 1997).
A utilização da energia solar através do coletor mostrou-se extremamente
eficiente no controle de fungos e nematóides fitopatogênicos encontrados no solo, tais
como: Sclerotium rolfsii, Sclerotinia sclerotiorum, Fusarium solani fsp. phaseoli, Pythium
aphanidermatum e Meloidogyne incognita (Ghini, 1993; Ghini et al., 1998). Atualmente, a
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
solarização é indicada como alternativa viável para o controle de várias espécies do
gênero Phytophthora (Juarez-Palacios et al., 1991; Ghini et al., 2000; Coelho et al., 2000;
Pinkerton et al., 2000).
As temperaturas atingidas no solo através da técnica da solarização, permitem
a sobrevivência de alguns grupos de microrganismos do solo. Segundo Baker & Cook
(1974), a maioria dos patógenos é menos resistente ao aumento de temperatura que
muitos saprófitas e, de acordo com Ghini (1993), as temperaturas de inativação de
diversos microrganismos são inferiores às atingidas pela massa de substrato contida no
coletor solar, sendo suficientes para controlar os patógenos com a exposição durante um
dia de radiação.
May (1994) obteve o controle de P. parasitica em coletor solar que atingiu
temperatura acima de 60°C. Através de teste de sensibilidade térmica, Juarez-Palacios
et al. (1991) constataram que a temperatura de inativação de P. cactorum e P.
megaspora foi de 45°C por 30 minutos e 45°C por 20 minutos, respectivamente.
O controle físico promovido pela elevação da temperatura é responsável pela
eliminação dos patógenos nas camadas superficiais do solo. Em maiores profundidades,
somente temperaturas subletais são obtidas (Bettiol & Ghini, 2003). Juarez-Palacios et
al. (1991) obtiveram 50% de redução da infecção de P. criptogea, sendo o patógeno
erradicado até à profundidade de 30 cm.
Em conseqüência da exposição às maiores temperaturas, alguns processos
microbianos, como a nitrificação, nitratação e a produção de algumas enzimas que serão
liberadas no solo, são alterados contribuindo para o controle de fitopatógenos (Cruz et
al., 2005). A alteração na composição microbiana do solo em favor de antagonistas
estimula a sua supressividade, dificultando a reinfestação e permitindo que o tratamento
seja eficiente em vários ciclos da cultura sem a necessidade de se repetir o tratamento
de solarização (Ghini, 1997).
2.3 - Controle Químico
O uso de fungicidas é um dos principais métodos de controle de doenças de
plantas, sendo a única solução para diversos problemas fitossanitários. A facilidade de
aplicação e os resultados imediatos obtidos os tornaram amplamente difundidos em
diversas culturas; porém, o uso contínuo pode promover a seleção de fungos
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
fitopatogênicos resistentes, não controlados pelo fungicida anteriormente eficaz,
colocando em risco a eficiência do método (Ghini, 2001).
Apesar da dificuldade de desenvolvimento de resistência de fitopatógenos
infectantes de raízes, há relatos de resistência de Phytophthora spp. a fungicidas (Ferrin
& Kabashima, 1991). Além disso, o seu uso indiscriminado levou a sérias conseqüências
ambientais, gerando opiniões contrárias a esse método de controle (Kimati, 1995), mas
apesar de todas as restrições e efeitos indesejáveis, deve-se considerar a sua
importância no manejo das doenças e manutenção de altas produtividades (Sales Jr. et
al., 2005).
O controle de patógenos habitantes do solo por produtos químicos
proporciona a redução do inóculo inicial no solo e/ou da taxa de infecção. A quantidade
de infecção pode ser reduzida pela proteção do sítio onde ocorre, impedindo que o
patógeno infecte a raiz e pela indução de resistência à planta hospedeira. Atualmente,
com o aumento das doenças radiculares, muitas empresas vêm trabalhando no sentido
de desenvolver novas tecnologias para obtenção de moléculas eficientes, que não
causem danos potenciais ao meio ambiente e que atendam às recomendações impostas
pelos órgãos regulamentadores das áreas de saúde e agricultura (Sales Jr. et al., 2005).
O controle químico de Phytophthora spp. durante muito tempo era limitado ao
uso de fungicidas cúpricos ou captan, ou tratamentos cirúrgicos da área lesionada. No
entanto, a partir da década de 70, surgiram os fungicidas sistêmicos altamente efetivos
contra fungos, e a estratégia de controle químico para estes patógenos, utilizada hoje,
baseia-se na proteção ou recuperação de plantas e na redução da população do
patógeno por meio do uso de produtos sistêmicos como metalaxyl e fosetyl-Al (May &
Kimati, 2000).
Segundo Shew (1991), o fungicida metalaxyl tem sido efetivo no controle de P.
nicotianae, especialmente quando usado em conjunto com outras estratégias de
controle. Cofeey & Bower (1984), comparando resposta de seis espécies de
Phytophthora a metalaxyl in vitro, observaram que P. citrophthora na concentração de
0,1 mg L-1 do produto teve 5% de inibição e em 5mg L-1 a inibição foi mais de 90%. Para
P. parasítica, em 0,1mg L-1, obteve-se 50% de inibição, enquanto a 1 mg L-1 a inibição foi
de 100%.
Silva et al. (2000) estudando diferentes princípios ativos de fungicidas no
controle da requeima (P. infestans) em plantas de tomate, verificaram que a doença foi
controlada com a pulverização de dimethomorph alternado com mancozeb e
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
chlorothalonil. De acordo com Silva (2001), o controle satisfatório de P. palmivora em
frutos de mamão é obtido com pulverizações semanais de produtos à base de sulfato de
cobre, mancozeb ou chlorothalonil.
Matheron & Matejka (1991) testando a eficiência de tetratiocarbamato de sódio
para controlar Phytophthora dos citros, observaram que o produto tem boa ação sobre a
motilidade dos zoósporos e capacidade para matar os zoósporos encistados restantes
(12 μg/mL). Entretanto, na mesma concentração não inibem a formação de esporângios
e crescimento micelial.
Para o controle de P. palmivora em cacaueiro, Luz & Silva (2001)
recomendam fungicidas à base de cobre, tais como, óxido cuproso, oxicloreto e hidróxido
de cobre, na dosagem de 3g do ingrediente ativo por planta.
A grande dificuldade no controle de fitopatógenos habitantes do solo se deve
às características etiológicas inerentes a cada espécie microbiana. É importante buscar
a maximização do benefício econômico, através do controle químico aliado a um baixo
impacto ambiental, sendo esta uma das principais regras preconizadas pela utilização de
agrotóxicos no controle de doenças de plantas (Sales Jr. et al., 2005).
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
METODOLOGIA
1 - Local de execução dos experimentos
Os experimentos foram conduzidos no Laboratório de Fitopatologia e casa de
vegetação do Centro de Ciências Agrárias (CECA) da Universidade Federal de Alagoas
(UFAL) – Campus Delza Gitaí, em Rio Largo, durante o período de Junho de 2005 a
Janeiro de 2006.
2 - Obtenção do Isolado de Phytophthora palmivora
O isolado de P. palmivora utilizado no experimento foi obtido a partir de frutos
de mamão cv. Sunrise solo, com sintomas típicos da doença, em uma propriedade
produtora de mamão localizada no município de São Miguel dos Milagres em Junho de
2005. O patógeno foi preservado em meio BDA (Batata – 200g; Agar – 18g; Dextrose –
20g e Água destilada – 1000mL) em condições ambientais.
3 - Teste de patogenicidade e reisolamento de Phytophthora palmivora
A patogenicidade do isolado foi realizada em frutos e em plântulas de
mamoeiro cv. Sunrise solo. Foram utilizados 10 frutos de mamão sadios, classificados no
subgrupo 3 com relação a maturação, e a partir de cultura pura foram inoculados discos
de BDA contendo as estruturas do patógeno, sobre a superfície previamente
desinfestada, enquanto nos frutos testemunha utilizou-se discos contendo apenas meio
de cultura (BDA). Os frutos permaneceram em câmara úmida por 48 h. A patogenicidade
em plântulas foi realizada, utilizando-se 10 plântulas de mamoeiro com 20 dias de idade,
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
onde as sementes foram obtidas de frutos de mamão sadios. As plântulas foram
transplantadas para vasos (400mL) contendo substrato (solo + torta de filtro + fibra de
coco – 2:1:1) esterilizado com brometo de metila, segundo metodologia descrita por
Sandler et al. (1986), que consistiu em homogeneizar culturas do patógeno de 7 dias
preparadas com meio BDA. O crescimento micelial de cada placa de Petri foi
homogeneizada em liquidificador com 200mL de água esterilizada, utilizando-se 40mL do
inóculo em cada vaso de 400mL (aproximadamente 20 esporângios/ mL). Para manter a
umidade, colocaram-se os vasos em bandejas com nível de água de + 2 cm. Foram
realizadas observações diárias durante 10 dias, e as plântulas e os frutos que
apresentaram algum sintoma típico da doença foram coletadas e utilizadas para o
reisolamento do patógeno em placas de Petri contendo meio BDA, sob condições
ambiente.
4 - Obtenção de Isolados de Trichoderma spp.
Foram utilizados quatro isolados de Trichoderma (T. koningii – T3; T.
harzianum – T13; Trichoderma sp. – T152D e T. polysporum – TP), pertencentes à
micoteca do Laboratório de Fitopatologia do Centro de Ciências Agrárias - CECA/UFAL.
5 - Controle Biológico
5.1 - Avaliação do antagonismo dos isolados de Trichoderma spp. a Phytophthora
palmivora “in vitro”
Inicialmente foi determinada a velocidade de crescimento dos isolados de
Trichoderma spp. e do isolado de P. palmivora, cultivando-os separadamente em placas
de Petri contendo meio BDA a fim de verificar se há diferenças no crescimento dos
mesmos.
Para a avaliação da atividade antagônica dos isolados de Trichoderma “in
vitro”, utilizou-se a técnica de confrontamento em cultivo pareado que consiste em
transferir um disco de BDA (5mm) contendo o crescimento micelial de P. palmivora para
placas de Petri com meio BDA, contra outro disco contendo micélio de Trichoderma. As
placas foram incubadas durante 7 dias sob alternância de luz (12h claro/ 12h escuro) a
28°C.
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
Para estabelecer os graus de antagonismo, foi feita a avaliação baseando-se
na escala de notas, segundo Bell et al. (1982):
Nota 1 - Trichoderma invadiu completamente a colônia do patógeno;
Nota 2 - Trichoderma invadiu pelo menos 2/3 da superfície do meio;
Nota 3 - Trichoderma invadiu a metade da superfície do meio;
Nota 4 - O patógeno coloniza no mínimo 2/3 do meio, opondo-se ao antagonista;
Nota 5 - O patógeno coloniza completamente a colônia.
O delineamento experimental foi inteiramente casualizado com 4 tratamentos
e 5 repetições, constituído pelos quatro isolados de Trichoderma spp. e um isolado de P.
palmivora. Os dados originais do crescimento micelial de P. palmivora foram submetidos
à análise de variância, e as médias comparadas pelo teste de Tukey a 5% de
probabilidade, por meio do programa estatístico “Sisvar”.
5.2 - Teste de antibiose
5.2.1 - Produção de metabólitos não voláteis
Placas de Petri contendo meio BDA foram recobertas com discos de papel
celofane (9cm de diâmetro) previamente esterilizado em luz ultravioleta (UV) durante 30
minutos. A seguir, discos de micélio de Trichoderma spp. foram colocados em seu centro
sobre a superfície do papel celofane, conforme metodologia descrita por Dennis &
Webster (1971 a e b). Após 96 horas de crescimento das colônias, retirou-se
cuidadosamente o papel celofane colonizado, transferindo-se discos contendo o
crescimento micelial de P. palmivora para o centro da placa de petri, retirados da borda
de colônias com 72 horas de crescimento em meio BDA. Após três dias de incubação a
28°C, sob alternância de luz (12h claro/ 12h escuro), foi realizada a avaliação medindose o crescimento micelial do patógeno com auxílio de uma régua milimetrada, obtendose a percentagem de redução de crescimento (RC%). As testemunhas constituíram do
cultivo do patógeno após a retirada do papel celofane, sem a prévia sobreposição do
Trichoderma spp. O delineamento foi inteiramente casualizado com quatro tratamentos e
5 repetições, representado pelos quatro isolados de Trichoderma spp. e um isolado de P.
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
palmivora. Os dados originais do crescimento do patógeno foram submetidos à análise
de variância, e as médias comparadas conforme descrito no item 3.5.1.
5.2.2 - Produção de metabólitos voláteis
Os isolados de Trichoderma spp. foram cultivados em meio BDA, e após 72 horas
as tampas das placas de Petri foram removidas e substituídas por discos de papel
celofane (11cm de diâmetro), previamente esterilizadas em luz UV. A seguir, placas
contendo discos do isolado de P. palmivora tiveram suas tampas removidas, sendo
sobrepostas às de Trichoderma, unindo as duas partes com papel filme. A testemunha
foi constituída por placas contendo apenas discos de P. palmivora. As avaliações foram
realizadas medindo-se o crescimento do patógeno, após 3 dias de incubação sob
alternância de luz (12h claro/ 12h escuro) a 28°C, através da RC% onde o delineamento
experimental foi idêntico ao item anterior.
5.2.3 - Hiperparasitismo
Neste teste utilizaram-se lâminas de vidro previamente esterilizadas, sendo
mergulhadas em meio agar-água a 2% seguida da retirada do agar da face inferior com
papel absorvente esterilizado. Após 24 horas os isolados de Trichoderma spp. foram
pareados com o de P. palmivora na lâmina de vidro e foram incubados conforme item
anterior, em placas de Petri com papel de filtro umedecido, previamente esterilizados,
colocando-se um suporte de canudo em forma de V para evitar o contato das lâminas
com o papel umedecido (Figura 1). As avaliações foram realizadas diariamente, através
de microscópio óptico, observando-se as alterações morfológicas de P. palmivora.
Figura 1. Teste de Hiperparasitismo
CARNAÚBA, J.P. 2006. Controle Biológico, Físico e Químico de Phytophthora palmivora ...
5.3 - Controle Biológico “in vivo”
Plântulas de mamoeiro cv. Sunrise solo cultivadas em sementeira foram
transplantadas para vasos (400mL) contendo substrato esterilizado com brometo de
metila (solo + torta de filtro + fibra de coco – 2:1:1) tratado com os isolados de
Trichoderma spp. (2g/vaso), de forma isolada e integrada.
O inóculo dos antagonistas foi preparado retirando-se 4 discos (5mm) da
borda de colônias de Trichoderma spp. cultivadas em meio BDA, transferindo-os para
Erlenmeyer contendo 100g de arroz previamente autoclavado. Os isolados foram
incubados por sete dias a 28°C sob alternância de luz (12h claro/12 h escuro).
Vasos (400mL) foram preenchidos com a mistura de 2g de arroz contendo o
crescimento micelial de Trichoderma + substrato. Após 24 horas, o mesmo foi infestado
com o patógeno conforme metodologia descrita no item 3 e, em seguida, as plântulas de
mamoeiro com 20 dias após a germinação foram transplantadas. A testemunha foi
constituída de substrato não tratado com o antagonista e utilizou-se, também, um
tratamento com fungicida metalaxyl + mancozeb (3,5g/L) como padrão. Após 15 dias
realizou-se a avaliação através da porcentagem de plantas sobreviventes.
O delineamento experimental foi inteiramente casualizado com seis tratamentos +
testemunha e quatro repetições, sendo os 4 isolados de Trichoderma utilizados de forma
isolada; um coquetel constituído dos 4 isolados; e um fungicida. Cada parcela foi
constituída por quatro vasos contendo uma plântula/ vaso.
Os dados originais da porcentagem de plantas sobreviventes foram
transformados em arcoseno da raiz x/100 e as médias comparadas pelo teste de Tukey,
a 5% de probabilidade, por meio do programa estatístico “Sisvar”.
6 - Controle Físico – Solarização de substrato
Para a solarização foram utilizados coletores solares de modelo proposto por
Ghini & Bettiol (1991), com tubos de ferro galvanizado de 10 e 15 cm de diâmetro e 110
cm de comprimento (Figura 2). Os coletores foram instalados no Centro de Ciências
Agrárias – CECA/UFAL e durante os experimentos foram colocados em direção norte-sul
e inclinação de 20°S (latitude local + 10°) com o propósito de receberem o máximo de
intensidade de radiação solar. A temperatura do substrato contido nos coletores foi
determinada com o auxílio de um medidor digital multisensor (Figura 3), em três horários
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durante as 72 horas de experimento (10:00; 12:00 e 14:00 h). O substrato utilizado e a
infestação do mesmo seguiram a mesma metodologia do descrita no item 3.
Após infestação, o substrato permaneceu durante 24 horas na sombra e em
seguida foi colocado nos coletores (10 e 15cm de diâmetro) e tratados durante 24, 48 e
72 horas. A testemunha foi constituída pelo mesmo substrato infestado, entretanto,
mantido à sombra em temperatura ambiente.
Após o período de incubação do substrato, previamente infestado, foram
realizados testes biológicos com o objetivo de avaliar a eficiência dos tratamentos de
solarização, ou seja, o substrato foi colocado em vasos (400mL) para os quais as
plântulas de mamoeiro com 20 dias de idade foram transplantadas servindo assim, de
indicadoras da presença de P. palmivora no substrato solarizado. As plântulas foram
mantidas em casa de vegetação.
A eficiência da solarização foi avaliada 15 dias após o transplante por meio da
porcentagem de plantas sobreviventes, determinando-se, também, a altura das mesmas.
O delineamento experimental foi inteiramente casualizado, com esquema fatorial, 3 x 2 +
1, representado por três períodos de solarização do substrato (24, 48 e 72 horas), dois
diâmetros dos coletores (10 e 15 cm) e uma testemunha, com quatro repetições sendo
cada parcela constituída por 4 vasos com uma plântula/ vaso.
A transformação dos dados seguiu mesma metodologia do item anterior.
A
B
Figura 2. Caixa contendo os coletores solares (10 e 15 cm de diâmetro) de ferro
galvanizado. (A) Caixa fechada; (B) Caixa aberta.
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Figura 3. Medidor digital multisensor.
7 - Controle Químico
7.1 - Controle químico “in vitro”
Os fungicidas testados no controle “in vitro” de P. palmivora foram: oxicloreto de
cobre - agrinose (2, 3 e 4g/L), mancozeb - dithane (2, 3 e 4g/L), metalaxyl + mancozeb ridomil Gold MZ (2,5; 3,5 e 4,5g/L), tiofanato metílico -cercobin 700 (6, 7 e 8g/L) e
carbendazim - derosal (0,5; 1,0 e 1,5 mL/L), utilizando três dosagens: uma dosagem
abaixo da recomendada pelo fabricante, uma igual à recomendada e uma dosagem
superior à recomendada.
O método consistiu em adicionar as dosagens dos fungicidas em meio BDA
fundente a 45-55°C e vertição do meio em placas de Petri previamente esterilizadas. Em
seguida discos de BDA (5mm) contendo micélio de P. palmivora, retirados da borda de
colônias crescidas em BDA, com 7 dias de idade, foram repicados para o centro das
placas contendo a mistura BDA + Fungicida e incubadas sob alternância de luz (12h
claro/ 12h escuro) a 28°C. A avaliação foi realizada quando a colônia testemunha atingiu
o diâmetro da placa de Petri medindo-se perpendicularmente o diâmetro das colônias.
O delineamento foi inteiramente casualizado com cinco tratamentos e 3
repetições. A testemunha consistiu apenas em colônias do patógeno cultivadas em meio
BDA sem a adição de fungicida. Os dados foram analisados estatisticamente mediante a
utilização do Teste não-paramétrico de "Kruskal-Wallis".
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7.2 - Controle químico “in vivo”
Este ensaio foi conduzido em casa de vegetação onde foi testada, “in vivo”, a
eficiência dos fungicidas. Plântulas de mamoeiro com 20 dias de idade tiveram suas
raízes imersas nos fungicidas durante 10 minutos, utilizando-se a dosagem
recomendada pelo fabricante. Em seguida as plântulas foram transplantadas para vasos
(400mL) contendo substrato esterilizado, previamente infestado com o patógeno,
seguindo mesma metodologia descrita no item 3. A infestação do substrato e a
incubação dos vasos seguiram a mesma metodologia dos ensaios anteriores. A
avaliação foi realizada 15 dias após o transplante, através da porcentagen de plântulas
sobreviventes e a medição da altura das mesmas.
O delineamento experimental do ensaio foi inteiramente casualizado com 5
tratamentos e quatro repetições, onde cada parcela foi constituída por quatro vasos com
uma plântula/vaso.
A transformação dos dados seguiu mesma metodologia dos itens 5.3 e 6.