UNIVERSIDADE ESTADUAL DO SUDOESTE DA BAHIA - UESB
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM QUÍMICA - PGQUI
PAULO ROBERTO TAVARES DE SOUZA
Terpenos isolados de Trichilia casaretti e Trichilia silvatica (Meliaceae)
Jequié - Ba
Outubro – 2008
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PAULO ROBERTO TAVARES DE SOUZA
Terpenos isolados de Trichilia casaretti e Trichilia silvatica (Meliaceae)
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-graduação
em química da Universidade Estadual do Sudoeste da
Bahia como requisito parcial para obtenção do grau de
Mestre em Química.
Orientadora: Vanderlúcia Fonseca de Paula
Co-orientadora: Suzimone de Jesus Correia
Jequié - Ba
Outubro - 2008
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UNIVERSIDADE ESTADUAL DO SUDOESTE DA BAHIA - UESB
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM QUÍMICA – PGQUI
PAULO ROBERTO TAVARES DE SOUZA
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-graduação em Química da Universidade
Estadual do Sudoeste da Bahia como requisito parcial para obtenção do grau de Mestre em
Química.
DISSERTAÇÃO APROVADA EM ____ / ____ / ____.
Comissão Examinadora:
_______________________________________________
Profa. Dra. Vanderlúcia Fonseca de Paula
(Orientadora)
_______________________________________________
Profa. Dra. Glória Del Carmem Melendez Salazar
_______________________________________________
Profa. Dr. Fernando Faustino de Oliveira
iv
"Investir em conhecimento rende
sempre os melhores juros"
Benjamin Franklin
v
AGRADECIMENTOS
Gostaria de agradecer a Deus por tudo que fez e faz em nossas vidas
Aos meus familiares, em especial à minha mãe, pelo modo guerreiro como sempre
encarou as batalhas da vida.
À Universidade Estadual do Sudoeste da Bahia que possibilitou a realização de
minha graduação e mestrado. Aos professores, funcionários e amigos.
Aos colegas do Laboratório de Produtos Naturais Angélica Ferraz, André Dias,
Eleane Monaliza, Luciana, Rafaela, Larissa, Ariadna, Caíque e Jamille. Em especial a André
e Angélica, por todo o aprendizado, companheirismo e amizade que me proporcionaram, e a
Jamille, pelo apoio prestado em vários momentos.
À Profa. Guadalupe Edilma L. de Macedo, curadora do Herbário da UESB, por
ceder as informações botânicas e viabilizar a coleta das espécies estudadas.
Ao prof. Jorge Maurício David (UFBA), por ceder diversos horários reservados ao
seu Grupo de Pesquisa para a realização de experimentos de RMN.
Aos colegas Clayton, Jeferson e Bruno da UFBA, por toda a colaboração,
realizando os experimentos de RMN.
Ao prof. Luiz Cláudio de Almeida Barbosa (UFV) pela indispensável colaboração
com
o
nosso
grupo
de
pesquisa,
permitindo
o
uso
dos
equipamentos
CG-
EM e RMN, para realização de diversas análises realizadas no decorrer deste trabalho.
Aos grandes amigos e colegas de turma Cléber, Luana, Melina, Daniela e John, pela
companhia nessa jornada.
Às amigas, Creuza, que me iniciou no mundo da química possibilitando meu
ingresso na vida acadêmica, e Elenir, pelos conselhos e orientações, sempre pertinentes e que
muito me ajudaram.
Aos professores do Programa de Pós-graduação em Química da UESB, Vanderlúcia
Fonseca, Valfredo Lemos, Regina Terumi, Luiz Augusto Cardoso, Sérgio Ferreira, Ronan
Batista, pela dedicação e intensa colaboração com a minha formação acadêmica e
profissional.
À professora Suzimone de Jesus Correia, de quem tive toda a atenção sempre que
solicitei, desde a época de graduação, com dedicação e sabedoria, solucionando problemas
e/ou apontando caminhos a seguir.
vi
À professora Vanderlúcia, que foi muito mais que uma orientadora, com extrema
dedicação e responsabilidade ao trabalho que se propõe a fazer, soube nos guiar na busca de
soluções e constitui-se num grande exemplo para todos, não só como profissional, mas
também e principalmente, como ser humano, capaz de responsabilizar com os outros mesmo
quando se encontrava em condições adversas.
À Fundação de Amparo à Pesquisa da Bahia - FAPESB pelo apoio financeiro, que
nos forneceu o devido suporte para desenvolvimento desta pesquisa.
vii
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO .....................................................................................................................2
1.1. Estudo Químico de Plantas .................................................................................................2
2. REVISÃO DA LITERATURA .............................................................................................4
2.1. A Família Meliaceae ...........................................................................................................4
2.2. O Gênero Trichilia ..............................................................................................................6
2.2.1. Atividade Biológica das Espécies do Gênero Trichilia ...................................................6
2.2.2. A Química do Gênero Trichilia .......................................................................................8
2.2.3. Descrição Botânica das T. casaretti e T. silvatica .........................................................21
2.2.3.1. Trichilia casaretti .......................................................................................................21
2.2.3.2. Trichilia silvatica ........................................................................................................22
3. OBJETIVOS ........................................................................................................................23
3.1. Objetivo Geral ...................................................................................................................23
3.2. Objetivos Específicos .......................................................................................................23
4. MATERIAIS E MÉTODOS ................................................................................................25
4.1. Materiais ...........................................................................................................................25
4.1.1. Materiais e reagentes utilizados .....................................................................................25
4.1.2 Preparo de Reagente .......................................................................................................25
4.1.3 Condições utilizadas nas análises cromatográficas e espectrométricas ..........................25
4.1.3.1 Análise por CG-EM dos sesqui- e diterpenos ..............................................................25
4.1.3.1.1. Análise dos óleos essenciais e dos sesquiterpenos isolados ....................................26
4.1.3.1.2. Análise das frações TsF1 e TsF3 .............................................................................26
4.1.3.1.3. Cálculo dos índices de retenção (IK). ......................................................................26
Equação 1. Algoritmo de Kóvats. ............................................................................................26
4.1.3.2 Condições para análise por RMN de 1H e de 13C ........................................................27
4.2 Coleta das espécies ............................................................................................................27
4.3 Preparo dos Extratos Vegetais ...........................................................................................30
4.4 Fracionamento do extrato etanólico das folhas da Trichilia silvatica (EFTs) ...................31
4.5 Fracionamento do extrato hexânico das folhas da Trichilia casaretti (HFTc) ..................37
4.6 Extração dos óleos essências .............................................................................................41
4.7 Ensaios biológicos para avaliar a atividade Inseticida dos Extratos das Folhas e da Casca
do Caule de T.silvatica e T. casaretti.......................................................................................42
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO .........................................................................................44
5.1. Ensaios biológicos para avaliar a atividade inseticida dos extratos..................................44
5.2. Constituintes químicos das folhas de T. silvatica .............................................................46
5.2.1. Constituintes isolados e/ou identificados do extrato etanólico ......................................46
5.2.1.1. Constituintes identificados por CG-EM .....................................................................46
5.2.1.1.1. TsF1: α-tocoferol (1)................................................................................................46
5.2.1.1.2. TsF2: Mistura de sesquiterpenos .............................................................................48
5.2.1.1.3. TsF3: veridiflorol (3), óxido de humuleno (4) e palmitato de etila (5) ...................50
5.2.1.2. Constituintes identificados por RMN .........................................................................54
5.2.1.2.1. TsF4: β-sitosterol (6) ...............................................................................................54
5.2.1.2.2. TsF5 - TsF5A: (2S,3S,6R,7R)-humuleno-2,3;6,7-diepóxido (7A) e TsF5B:
(2R,3R,6R,7R)-humuleno-2,3;6,7-diepóxido (7B)...................................................................58
5.2.1.2.3. TsF6: mustacona (8) ................................................................................................64
5.2.1.2.4. TsF7: Mistura contendo α-Amirina (9), β-amirina (10), pseudotaraxasterol (11) e
lupeol (12) ................................................................................................................................70
5.2.2. Constituintes do óleo essencial (OETs) .........................................................................76
viii
5.3. Constituintes Químicos das Folhas de T. casaretti ........................................................79
5.3.1. Isolados por cromatografia em coluna ........................................................................79
5.3.1.1. TcF1: Mistura de β-sitosterol (6) e estigmasterol (27) ............................................79
5.3.1.2. TcF2A: aromadendrano-4β,10α-diol (28) ...............................................................83
5.3.1.3. TcF3A: 8-epi-esclareol (29).....................................................................................89
5.3.2. Constituintes do óleo essencial (OETc) ......................................................................95
5.4. Considerações sobre terpenos ........................................................................................99
6. CONCLUSÕES E PERSPECTIVAS .............................................................................110
7. REFERÊNCIAS..............................................................................................................111
ix
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Distribuição geográfica das espécies da família Meliaceae. ......................................5
Figura 2. Estrutura da Azadiractina A ........................................................................................6
Figura 3. Trichilia casaretti. . ...................................................................................................21
Figura 4. Trichilia silvatica. . ..................................................................................................22
Figura 5. Foto da exsicata de Trichilia casaretti. .....................................................................28
Figura 6. Foto da exsicata de Trichilia silvatica .......................................................................29
Figura 7. Procedimento geral para preparo dos extratos. .........................................................30
Figura 8. Fluxograma obtido a partir do fracionamento da fração EFTs................................302
Figura 9. Fluxograma obtido a partir do fracionamento da sub-fração EFTs3.6......................33
Figura 10. Fluxograma obtido a partir do fracionamento da fração EFTs 3.8..........................34
Figura 11. Fluxograma obtido a partir do fracionamento das frações EFTs5 e EFTs6. ...........35
Figura 12. Fluxograma de frações obtidas a partir do fracionamento de EFTs5. .....................36
Figura 13. Fluxograma das frações obtidas a partir do fracionamento de EFTs4. ...................37
Figura 14. Fluxograma obtido a partir do fracionamento de HFTc. .........................................38
Figura 15. Fluxograma obtido a partir do fracionamento da fração HFTc8. ............................39
Figura 16. Fluxograma obtido a partir do fracionamento da fração HFTc6. ............................40
Figura 18. Cromatograma da fração TsF1: α-Tocoferol (1). ...................................................46
Figura 19. Espectro de massas (IE) de TsF1: α-Tocoferol (1)..................................................47
Figura 20. Espectro de massas (IE) de uma amostra padrão de α-Tocoferol. ..........................47
Figura 21. Cromatograma da amostra TsF2. ............................................................................49
Figura 24. Cromatograma da fração TsF3, obtido a partir da análise por CG-EM. .................51
Figura 25. Espectro de massas do Pico 7 de TsF3 – TsF3A: Óxido de Humuleno (4). ...........51
Figura 28. Espectro de RMN de 1H (CDCl3, 300 MHz) da fração TsF4: β-sitosterol (6)........56
Figura 29. Espectro de RMN de 13C (CDCl3, 75 MHz) da fração TsF4: β-sitosterol (6).........57
Figura 30. Cromatograma da fração TsF5 obtido na análise por CG-EM. ...............................58
Figura 31. Espectro de massas (IE) de TsF5A..........................................................................59
Figura 32. Espectro de massas (IE) de TsF5B. .........................................................................59
Figura 33. Espectro de RMN de 1H (CDCl3, 300 MHz) da fração TsF5: Mistura de
estereoisômeros do Humuleno diepóxido (7A) e (7B). ............................................................62
Figura 34. Espectro de RMN de 13C (CDCl3, 75 MHz) da fração TsF5: Mistura de
estereoisômeros do Humuleno diepóxido (7A) e (7B). ............................................................63
Figura 35. Cromatograma da fração TsF6. ...............................................................................64
Figura 36. Espectro de massa de TsF6A: mustacona (8). .........................................................65
Figura 37. Espectro de RMN de 1H (CDCl3, 300 MHz) da fração TsF6: Mustacona (8). ........68
Figura 38. Espectro de RMN de 13C (CDCl3, 75 MHz) da fração TsF6: Mustacona (8). ........69
Figura 39. Espectro de RMN de 1H (CDCl3, 300 MHz) da fração TsF7: Mistura de triterpenos
(9), (10), (11) e (12). .................................................................................................................72
Figura 39A. Espectro de RMN de 1H (CDCl3, 300 MHz) da fração TsF7, com ampliação da
região de δ 4,95 a 4,81. .............................................................................................................73
Figura 40. Espectro de RMN de 13C (CDCl3, 75 MHz) da TsF7: Mistura de triterpenos (9),
(10), (11) e (12). ........................................................................................................................74
Figura 40A. Espectro de RMN de 13C (75 MHz, CDCl3) da fração TsF7, região ampliada
entre δ 160-78. ..........................................................................................................................75
Figura 41. Cromatograma de OETs (região ampliada entre Tr 29,0 e Tr 36,5). ......................76
Figura 42. Cromatograma de OETs (região ampliada entre Tr 36,5 e 43,0). ...........................76
Figura 43. Estruturas dos sesquiterpenos identificados no OETs. ............................................78
x
Figura 44. Espectro de RMN de 1H (CDCl3, 300 MHz) da fração TcF1: Mistura de βsitosterol (6) e estigmasterol (27). ............................................................................................81
Figura 45. Espectro de RMN de 13C (CDCl3, 75 MHz) da fração TcF1: Mistura de β-sitosterol
(6) e estigmasterol (27). ............................................................................................................82
Figura 46. Cromatograma obtido da fração TcF2.....................................................................83
Figura 47. Espectro de massas (IE) de TcF2A: Aromadendrano-4β,10α-diol (28)..................84
Figura 47A. Espectro de massas (IE) do espatulenol. ..............................................................84
Figura 48. Espectro de RMN de 1H (CD3OD, 300 MHz) da fração TcF2: Aromadendrano4β,10α-diol (28). .......................................................................................................................87
Figura 49. Espectro de RMN de 13C (CD3OD, 75 MHz) da fração TcF2: Aromadendrano4β,10α-diol (28). .......................................................................................................................88
Figura 50. Cromatograma obtido a partir análise por CG-EM da fração TcF3. .......................89
Figura 51. Espectro de massas (IE) de TcF3A: 8-epi-Esclareol (29). ......................................90
Figura 52. Esqueleto do labd-14-eno-8,13-diol. .......................................................................91
Figura 53. Espectro de RMN de 1H (CDCl3, 300 MHz) da fração TcF3: 8-epi-Esclareol (29).
..................................................................................................................................................92
Figura 56. Cromatograma de OETc ( região ampliada entre Tr 31,5 e Tr 40,8) ......................95
Figura 56A. Cromatograma de OETc (região ampliada entre Tr 46,0 a 58,0) .........................95
Figura 57. Espectro de massas (IE) do Pico 16 de OETc, IK= 1692........................................96
Figura 58. Estruturas das substâncias identificadas no OETc. .................................................98
Figura 59. Rotas metabólicas envolvidas na formação de terpenos. ......................................100
Figura 60. Biossíntese de terpenóides. ....................................................................................101
Figura 62. Biossíntese de alguns esqueletos monoterpênicos a partir de DMAPP e IPP .......103
Figura 63. Formação de diversos esqueletos sesquiterpênicos a partir do FPP. .....................104
Figura 64. Formação do geranil-geranil difosfato a partir do FPP. ........................................105
Figura 65. Formação do copalil PP a partir do GGPP. ...........................................................106
Figura 66. Formação do sestertepeno esclarina a partir do geranil-farnesil difosfato (GFPP).
................................................................................................................................................106
Figura 67. Ciclização do esqualeno para a formação de um triterpeno. .................................107
xi
LISTA DE TABELAS
Tabela 1. Massas (g, peso seco) dos materiais vegetais coletados. ..........................................31
Tabela 2. Massas dos extratos obtidos a partir do material vegetal coletado. ..........................31
Tabela 3. Resultados dos ensaios biológicos ...........................................................................45
Tabela 4. Substâncias identificadas na fração TsF2 .................................................................49
Tabela 5. Substâncias identificadas da fração TsF3 .................................................................53
Tabela 6. Dados de RMN de 13C, de TsF4 comparados com dados do β-sitosterol .................55
Tabela 7. Dados de RMN de 13C de TsF5A e TsF5B comparados com dados da literatura dos
estereoisômeros .........................................................................................................................61
Tabela 8. Dados de RMN de 1H e de 13C(CDCl3) de TsF6A comparados com valores da
literatura para mustacona (8) e oxo-ylangeno (8B) ..................................................................67
Tabela 9. Dados de RMN de 13C (75 MHz, CDCl3) da fração TsF7 comparados com dados
dos triterpenos lupeol, pseudotaraxasterol, α-amirina e β-amirina ...........................................71
Tabela 10. Constituintes do Óleo essencial obtido das folhas da T. silvatica ..........................77
Tabela 11. Dados de RMN de 13C (CDCl3) comparados com dados do β-sitosterol e do
estigmasterol .............................................................................................................................80
Tabela 12. Dados de RMN de 1H (CD3OD) de TcF2A comparados com valores do
aromadendreno-4β,10α-diol. ....................................................................................................85
Tabela 13. Dados de RMN de 13C de TcF4A comparados com os dados de diversos
estereoisômeros do aromadendrano-4,10-diol ..........................................................................86
Tabela 14. Dados de RMN de 13C para a TcF3A em comparação com dados de diversos
estereoisômeros com esqueleto labd-14-eno-8,13-diol ............................................................94
Tabela 15. Constituintes do óleo essencial obtido das folhas de T. casaretti ...........................97
xii
LISTA DE QUADROS
Quadro 1. Estudos da atividade inseticida de algumas espécies do gênero Trichilia .................7
Quadro 2. Substâncias isoladas de espécies do gênero Trichilia ................................................8
xiii
LISTA DE SÍMBOLOS E ABREVIATURAS
AE - Acetato de etila
CC – Cromatografia em Coluna
CCDP – Cromatografia em camada delgada preparativa
CD3OD – Metanol deuterado
CDCl3 – Clorofórmio deuterado
CG-EM – Cromatografia em fase gasosa acoplada a espectrômetro de massas
d – dupleto
dd – duplo dupleto
DEPT – Distortionless Enhancement Polarization Transference
ECcTc – Extrato etanólico da casca do caule da Trichilia casaretti.
ECcTs – Extrato etanólico da casca do caule da Trichilia silvatica.
EFTc – Extrato etanólico das folhas da Trichilia casaretti.
EFTs – Extrato etanólico da folhas da Trichilia silvatica.
HCcTc – Extrato hexânico da casca do caule da Trichilia casaretti.
HCcTs – Extrato hexânico da casca do caule da Trichilia silvatica.
HFTc – Extrato hexânico das folhas da Trichilia casaretti.
HFTs – Extrato hexânico das folhas da Trichilia silvatica.
IE – Impacto de elétrons
IK – Índice de Kóvats
J – Constante de acoplamento (Hz)
m – multipleto
m/z – relação massa-carga
MeOH – Metanol
MHz – Megahertz
OETc – Óleo Essencial da Trichilia casaretti
OETs – Óleo Essencial da Trichilia silvatica
RMN de 13C – Ressonância Magnética Nuclear de carbono 13
RMN de 1H – Ressonância Magnética Nuclear de hidrogênio
s – simpleto
sext ap – sexteto aparente
sl – simpleto largo
t – tripleto
Tr – Tempo de retenção
UV – Ultravioleta
xiv
δ – deslocamento químico
λ – Comprimento de onda (nm)
xv
RESUMO
O presente trabalho apresenta o estudo químico e a avaliação da atividade inseticida
de extratos e dos óleos essenciais das folhas de Trichilia silvatica e Trichilia casaretti, ambas
pertencentes à família Meliaceae. Para avaliação da atividade inseticida destas espécies, os
extratos hexânico e etanólico das folhas e casca do caule foram testados in vitro sobre três
espécies de insetos considerados pragas agrícola ou doméstica: Plutella xylostella L.
(Lepidoptera: Plutellidae), Blatella germanica L. (Dictyoptera: Blattellidae) e Diaphania
hyalinata L. (Lepidoptera: Pyralidae). Embora nenhuma atividade significativa tenha sido
observada para os extratos testados, optou-se por realizar o estudo químico dos mesmos, uma
vez que a constituição química destas espécies é praticamente desconhecida. Do
fracionamento, por cromatografia em coluna de sílica gel, do extrato etanólico das folhas da
T. silvatica, foram isolados e/ou identificados o α-tocoferol (Vitamina E), os sesquiterpenos
espatulenol, veridiflorol, óxido de humuleno, (2S,3S,6R,7R)-humuleno-2,3;6,7-diepóxido,
(2R,3R,6R,7R)-humuleno-2,3;6,7-diepóxido, mustacona, o esteróide β-sitosterol e uma
mistura contendo os triterpenos α-amirina, β-amirina, pseudotaraxasterol e lupeol. Do extrato
hexânico de T. casaretti foram isolados o sesquiterpeno aromadendrano-4β,10α-diol, o
diterpeno 8-epi-esclareol, além de uma mistura dos esteróides β-sitosterol e estigmasterol. A
determinação estrutural das substâncias isoladas foi baseada na análise dos dados obtidos dos
espectros de RMN de 1H e RMN de 13C, incluindo experimentos como DEPT 90, DEPT 135,
além de espectrometria de massas (EM). Nos óleos essenciais foram identificados dezesseis
sesquiterpenos das folhas da T. silvatica e oito sesquiterpenos das folhas de T. casaretti. A
identificação destes sesquiterpenos foi realizada por meio da comparação de seus espectros de
massas com aqueles da biblioteca Wiley 7ª edição e também, pela comparação de seus índices
de Kovats, com valores descritos na literatura. Este estudo revelou um predomínio de
substâncias terpênicas, especialmente, sesquiterpenos tanto em T. silvatica quanto T.
casaretti.
xvi
ABSTRACT
This work presents the chemical study and evaluation of the insecticidal activity of
extracts and essential oils from the leaves of Trichilia silvatica and Trichilia casaretti, both
belonging to the family Meliaceae. To evaluate the insecticidal activity of these species the
hexane and ethanol extracts of leaves and stem bark were tested in vitro on three species of
insect pests considered agricultural or domestic: Plutella xylostella L. (Lepidoptera:
Plutellidae), Blatella germanica L. (Dictyoptera: Blattellidae) e Diaphania hyalinata L.
(Lepidoptera: Pyralidae). Though no significant activity has been observed for the extracts
tested, has been performed the chemical study from them, since the chemical constitution of
these species is practically unknown. Of the fractionation, by column chromatography on
silica gel, of the ethanol extract from the leaves of T. silvatica, were isolated and identified the
α-tocopherol (vitamin E), the sesquiterpenes spathulenol, veridiflorol, humulene oxide,
(2S,3S,6R,7R)-humulene-2,3;6,7-diepoxide,
(2R,3R,6R,7R)-humulene-2,3;6,7-diepoxide,
mustakone, the steroid β-sitosterol and a mixture containing the triterpenes α-amyrin, βamyrin, pseudotaraxasterol and lupeol. Of the hexane extract from the leaves of T. casaretti
were isolated the sesquiterpene aromadendrane-4β,10α-diol, the diterpene 8-epi-sclareol, and
a mixture of the steroids β-sitosterol and stigmasterol. Structural formulas determination of
the substances isolated was based on analysis of data obtained from 1H NMR and
13
C NMR
spectra, including experiments as DEPT 90, DEPT 135, and mass spectrometry (MS). In the
essential oils were identified sixteen sesquiterpenes of the leaves of T. silvatica and nine
sesquiterpenes from the leaves of T. casaretti. The identification of these sesquiterpenes was
performed by comparing their mass spectra with those from the Wiley 7th ed. library of GCMS and, by comparison of their Kovats index, with values reported in the literature. This
study revealed a predominance of terpenoids substances, especially sesquiterpenes, in both
Trichilia species studied.
SEÇÃO I
FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA
2
1. INTRODUÇÃO
1.1. Estudo Químico de Plantas
O estudo químico de plantas tem despertado ao longo da história o interesse de
farmacêuticos, químicos, médicos, agrônomos e mais recentemente de leigos, com vistas à
descoberta ou à justificativa das atividades daquelas usadas como medicinais (MATOS,
1997). Todo esse interesse deve-se ao fato da grande diversidade de produtos naturais
produzidos por espécies vegetais, os quais apresentam um imenso potencial e vários campos
de aplicação.
Segundo Cechinel (1997), outro aspecto a ser ressaltado é a quantidade de plantas
existente no planeta, sendo que a maioria é desconhecida sob o ponto de vista científico, onde
entre 250-500 mil espécies, somente cerca de 5% teriam sido estudadas fitoquimicamente até
o ano de 1996, e uma porcentagem menor ainda teria sido avaliada sob os aspectos biológicos.
Só para se ter uma idéia da importância dos produtos naturais, eles se encontram
presentes em, aproximadamente, 60% dos compostos anticancerígenos e em 75% das drogas
para tratamento de doenças infecciosas (NEWMAN et al., 2003; CRAGG et al., 2005 apud
MCCHESNEY et al., 2007)
Quando se trata da medicina, por exemplo, o conhecimento sobre plantas medicinais
simboliza muitas vezes o único recurso terapêutico de muitas comunidades e grupos étnicos.
O uso de plantas no tratamento e na cura de enfermidades é tão antigo quanto à espécie
humana. Ainda hoje nas regiões mais pobres do país e até mesmo nas grandes cidades
brasileiras, plantas medicinais são comercializadas em feiras livres, mercados populares e
encontradas em quintais residenciais (MACIEL et al, 2002). A importância da utilização de
plantas na área farmacêutica é tão grande que a implementação da Fitoterapia no sistema
público de saúde vem sendo sugerida desde 1988, sendo uma das diretrizes da I Conferência
Nacional de Assistência Farmacêutica, realizada em 2003 (VENDRUSCOLO et al, 2005).
Já no campo agroquímico, os produtos naturais com atividade inseticida despertam
especial atenção. Durante muitas décadas o Brasil teve sua economia baseada no setor
primário de produção e, ainda hoje, ocupa uma posição de destaque no abastecimento mundial
de cereais, frutas e outros produtos de origem vegetal sendo, portanto, o controle de pragas,
nativas ou exóticas, um desafio que persiste e tem se agravado ano após ano. Antes do
descobrimento do Brasil os insetos endêmicos desse território limitavam-se a alimentar-se de
3
plantas silvestres, situação que se modificou com o processo de colonização, quando parte dos
insetos nativos passou a tirar alimento das novas plantas e como estas normalmente
apresentavam-se concentradas, houve multiplicação rápida e desequilibrada de insetos.
(VIEGAS, 2003).
Segundo Pinto (2002), os estudos sobre Produtos Naturais ganharam evidência em
1976, quando se realizou na cidade do Vaticano, a semana de estudos “Produtos Naturais e a
Proteção de Plantas”. As discussões travadas nessa reunião focalizaram o papel de
determinados metabólitos secundários na defesa de plantas contra organismos predadores.
Segundo ele, a importância desse tema pode ser avaliada pela destruição cada vez maior dos
cultivares de cereais pelo ataque de pragas, que chega a causar a perda de 1/3 da produção
mundial de cereais. Pinto (2002) diz ainda que esse problema vem sendo agravado pela
prática cada vez mais freqüente de monoculturas e pela resistência dos predadores aos
inseticidas sintéticos. Além disso, a descoberta dos efeitos indesejáveis aos ecossistemas dos
inseticidas sintéticos, que tem no DDT seu principal vilão, deu um grande impulso na busca
por inseticidas naturais.
Para Mcchesney (2007) os estudos com produtos naturais sofreram um declínio nos
últimos anos. Segundo ele isto ocorreu por conta de alguns problemas na prospecção de
produtos naturais, tais como o grande período exigido para a comercialização de protótipos
desses materiais. Por outro lado, o pesquisador aponta algumas características peculiares dos
produtos naturais. Por exemplo, tem-se uma grande quantidade de organismos produtores de
metabólitos secundários, o que ocasiona a existência de uma grande variedade dessas
substâncias, bem como, propicia a existência de estruturas das mais variadas complexidades,
algo que ainda tem a colaboração dos processos de interação entre os organismos produtores.
O reino vegetal tem então contribuído de forma significativa para o fornecimento de
metabólitos secundários, utilizados nas mais variadas aplicações, as quais vão desde
fitoquímicos, modelos para o desenvolvimento de medicamentos sintéticos, agroquímicos, até
insumos para a indústria de alimentos, entre outras aplicações (PINTO et al., 2002; NIERO et
al., 2003 apud BUFFON, 2005).
4
2. REVISÃO DA LITERATURA
2.1. A Família Meliaceae
O uso de plantas com atividades inseticidas não é tecnicamente recente, ocorrendo
relatos dessa prática desde o século passado. No entanto, desde a década de 40, com o
surgimento de inseticidas sintéticos, que se mostravam mais eficientes e baratos, houve uma
descrença para com os inseticidas naturais. Contudo, com a necessidade de desenvolvimento
de novos produtos que não causassem ou tornassem mínimos os impactos ambientais, os
estudos e a posterior adoção dos produtos naturais se tornaram mais evidentes (CUNHA,
2004).
Na linha de frente dos estudos com produtos naturais que apresentam atividades
biológicas, tais como a atividade inseticida, vários relatos apontam para a família Meliaceae.
A família Meliaceae se destaca como fonte de plantas inseticidas dentre as diversas
famílias botânicas, tanto pelo número de espécies vegetais com atividade inseticida como pela
eficiência de seus extratos. Nessa família, incluem-se Azadirachta indica A. Juss (comumente
denominada nim ou nime) e Melia azedarach (conhecida popularmente por cinamomo, páraraios ou santa-bárbara), sendo a primeira espécie considerada, dentre as plantas inseticidas já
estudadas, como a mais eficiente (SCHMUTTERER, 1988; KOUL et al., 1990; MORDUE &
BLACKWELL, 1993; VENDRAMIM, 1997 apud ROEL et al., 2000).
A família Meliaceae, pertencente à Ordem Rutales, compreende 51 gêneros de
plantas lenhosas dos trópicos e sub-trópicos, economicamente, importantes como fonte de
madeira (RODRIGUES et al., 2008).
No Brasil são encontrados cerca de 6 gêneros e 100 espécies. A região amazônica é a
mais rica em espécies, especialmente em grupos monotípicos. Na Mata Atlântica ocorrem
quatro gêneros e 28 espécies, a maioria pertencente ao Trichilia, sendo oito delas endêmicas
da Mata Atlântica. Os centros com maior endemismo localizam-se no sul da Bahia e Espírito
Santo (Fig. 1), no Corredor Central da Mata Atlântica (PENNINGTON, 1981, In:
http://www.icb.ufmg.br/bot/mataatlantica/familias/Meliaceae.htm, acesso em 10/07/08).
5
Figura 1. Distribuição geográfica das espécies da família Meliaceae. Disponível em:
http://www.icb.ufmg.br/bot/mataatlantica/familias/Meliaceae.htm. Acesso em: 10/07/08.
Na família Meliaceae, os limonóides são, provavelmente, os maiores representantes
da classe dos terpenos com atividade inseticida. Eles são conhecidos como meliacinas, devido
ao seu sabor amargo e suas principais fontes são espécies das famílias Meliaceae. São
encontrados com freqüência também em espécies das famílias Rutaceae e Cneoraceae Os
limonóides ou tetra-nor-triterpenos representam o nível máximo na seqüência de produção de
terpenóides em plantas que normalmente não são atacadas por insetos (VIEGAS, 2003).
Ainda segundo VIEGAS (2003), a azadiractina A (Fig 2), e um grupo de outros limonóides
estão intimamente associados à ação supressora de apetite ou inibidora de crescimento em
insetos de Azadirachta indica e têm sido extensamente estudados, com o objetivo de se
6
conhecer a química, biossíntese, toxicologia e o potencial inseticida deste grupo de compostos
naturais.
Figura 2. Estrutura da Azadiractina A, limonóide isolado da Azadirachta indica (Meliaceae).
2.2. O Gênero Trichilia
O gênero Trichilia, pertencente a esta família, é constituído de aproximadamente 230
espécies, distribuídas principalmente na América Tropical. Em termos fitoquímicos, estudos
mostram que o gênero Trichilia é rico em metabólitos oriundos da rota biogenética dos
terpenos, tais como esteróides, triterpenos e os tetranortriterpenóides (limonóides)
(RODRIGUES et al., 2008).
.
2.2.1. Atividade Biológica das Espécies do Gênero Trichilia
Na literatura são encontrados diversos relatos sobre atividade biológica de espécies
do gênero Trichilia, a maioria relacionados à atividade inseticida. O Quadro 1 apresenta
alguns desses estudos.
7
Quadro 1. Estudos da atividade inseticida de algumas espécies do gênero Trichilia
Espécie(s)
Trichilia sp
T. pallida Swartz
T. claussenii e T. catigua
T. catigua, T. claussenii e T.
elegans
Partes da Planta / Substâncias
Referência
Folhas, caule, raiz e galhos (CAZAL et al., 2008)
(Hidroxi-metoxicinamadeíldo).
Óleo Essencial (α-Copaeno, β- (TISSOTL et al., 2008)
Elemeno,
(E)-Cariofileno,
Viridifloreno, α-Selineno, βCadineno, Germacreno B)
Frutos
e
inflorescências (PASQUALOTTO et al.,
(Catequina e Uridina)
2008)
Ramos, folhas, sementes, arilo e (MATOS, 2006)
exocarpo.
T. pallida Swartz
Folhas e ramos.
T. pallida e T. rubra
Flores,
folhas
e
frutos (ROCHA, 2004)
(cumarinas,
alcalóides,
esteróides,
limonóides
e
flavonóides.
Folhas e sementes
(BOGORNI
T. casaretti, T. catigua, T.
clausseni, T. elegans, T.
(CUNHA et al., 2005)
&
VENDRAMIM, 2003)
pallens e T. pallida
T. pallida Swartz
Folhas e sementes
(GONÇALVESGERVASIO, 2003)
T. pallida Swartz
Folhas, frutos e ramos
(SOUZA
&
VENDRAMIM, 2001)
T. pallida Swartz
Folhas e ramos
(ROEL et al., 2000)
T. havanensis Jacq
Frutos
(LÓPEZ-OLGUÍN et al.,
1998)
8
2.2.2. A Química do Gênero Trichilia
As classes de metabólitos secundários isolados que mais se destacam no gênero
Trichilia são os terpenos e os esteróides. O quadro 2 apresenta alguns metabólitos isolados em
trabalhos com espécies desse gênero.
Quadro 2. Substâncias isoladas de espécies do gênero Trichilia
No
Nome
1
2β,19-Hemicetal da
2α,3α-diidroxiandrostan-16-ona
Estrutura
Espécie
O
O
O
O
Referência
HO
HO
2
2β,19-Hemicetal da
2α,3β-diidroxipregnan-16-ona
PUPO et al.,
1997.
HO
HO
3
2β,3β-Diidroxipregnan-16-ona
O
HO
T.
HO
4
5
6
7
(2R,3S,4S)-3Hidroxi-4-metil-2(13’-fenil-1’-ntridecil)butanolídeo
(2R,3S,4S)-3Hidroxi-4-metil-2(11’-fenil-1’undecil)butanolídeo
(2R,3S,4S)-3Hidroxi-4-metil-4metil-2-(1’-nhexadec-7’(Z)enil)butanolídeo
(2R,3S,4S)-3Hidroxi-4-metil-2(1’-n-tetradecil)butanolídeo
OH
11
clausseni
i
O
O
OH
9
O
O
OH
5
7
O
O
OH
12
O
O
PUPO et al.,
1998.
9
OH
8
PUPO et al.,
1996.
24-Metileno-26hidroxicicloartan3-ona
O
OH
9
14-Hidroxielemol
OH
OH
10
Germacra-10(14)eno-9,11,15-triol
PUPO et al.,
2002.
OH
OH
OH
11
Germacra3,10(14)-dien-9,11diol-4-carbaldeído
OH
O
12
H
Criptomeridiol
OH
OH
OH
13
24-Metileno3β,4β,22α-triidroxicolesterol
MATOS, 2006.
HO
OH
14
Campesterol
HO
10
15
OH
13-Hidroxi-14nordeidrocalohastin
a
O
OMe
OAc
13-Acetoxi-1416
nordeidrocalohastin
O
a
T.
DOE et al.,
cuneata
2005.
OMe
O
17
Maturinona
O
O
OAc
O
O
O
18
Dregeana-3
OAc
H
O
O
T.
OAc
H
MULHOLLAN
D et al., 1980
apud
MULHOLLAN
D et al., 2000.
dregeana
OH
OH
19
(-)-Epicatequina
HO
O
NAIDOO, 1997
apud
MULHOLLAN
D et al., 2000.
OH
OH
OH
OH
O
20
O
Kihadanina A
O
O
O
O
O
O
T.
elegans
ssp.
elegans
GARCEZ et al,
1997.
11
O
O
21
OH
Kihadanina B
O
O
O
O
O
O
OH
O
22
O
Elegantina A
AcO
O
O
O
O
O
CO2Me
O
O
23
OH
Elegantina B
AcO
O
O
O
O
O
CO2Me
OH
O
24
O
1,2-Diidro-1αacetoxielegantina A
AcO
O
AcO
O
O
O
CO2Me
O
12
O
O
25
OH
1,2-Diidro-lαacetoxielegantina B
AcO
O
AcO
O
O
O
O
CO2Me
O
OAc
O
OH
26
KUBO et al.,
1982 apud
MULHOLLAN
D et al., 2000.
O
H
Sedanina
AcO
O
OH
AcO
O
O
OH
AcO
27
Trichilina A
T.
O
O
AcO
emetica
OH
O
O
O
O
OH
28
Trichilina B
AcO
AcO
O
O
O
O
OH
NAKATANI et
al., 1981apud
MULHOLLAN
D et al., 2000.
13
OH O
29
GUANATILAK
A et al., 1998
apud
MULHOLLAN
D et al., 2000.
O
O O
HO
Nymania 1
AcO
O
HO
OH O
CO2Me
OAc
30
O
7α-23-diidroxi-3oxo-24,25,26,27tetranorapotirucal1,14,20(22)-trien21,23-olino
O
O
T.
OAc
estipulata
O
31
CORTEZ et al.,
1998.
Escopoletina
HO
O
O
H3CO
32
Isofraxidina
H3CO
O
OCH3
OHO
O
O O
HO
33
Trichavensina
T.
AcO
havanens
OH OAc
O
O
is
CO2Me
HAHN et al.,
1996.
O
O
34
3Hidroxipregnano2,16-diona
O
O
T. hirta
HO
35
2-Hidroxiandrosta1,4-dieno-3,16diona
HO
O
O
CHAURET et
al., 1996.
14
O
36
6-Hidroxi-11βacetoxi-12α-(2metilpropanoiloxi)-3,7-dioxo14β,15β-epoxi-1,5meliacadien-29oato de metila
H3C(H3C)HC
O
O
AcO
O
O
H3CO2C
O
OH
O
37
6,11β-Hidroxi-12α(2-metilpropanoiloxi)-3,7dioxo-14β, 15βepoxi-1,5-meliacadien-29-oato de
metila
H3C(H3C)HC
O
O
HO
O
O
H3CO2C
O
OH
T. pallida
O
38
6-Hidroxi-11βacetoxi-12α-(2metilbutanoiloxi)3,7-dioxo-14β,15βepoxi-1,5meliacadien-29oato de metila
H3C(H3C)HC
O
AcO
O
O
H3CO2C
O
T. pallida
OH
O
H3CH2C
O
O
AcO
39
Hirtina
O
O
H3CO2C
O
OH
O
H3CH2C
O
O
HO
40
SIMMONDS et
al., 2001.
Deacetilirtina
O
O
H3CO2C
O
OH
SIMMONDS et
al., 2001.
15
41
24-Metileno
cicloarta-3β-ol
HO
OH
42
Cicloarta-23-eno3β,25-diol.
HO
CUNHA, 2004.
43
24-Metilenocolesterol
HO
O
44
O
Gedunina
O
O
OAc
O
16
O
OH
O
45
O
O
T.
Prieurianosideo
prieurian
a
OLUGBADE et
al., 2000.
O
OH
O
O
OH
OH
OH O
O
46
Prieurianina
O
O
BEVAN et al.,
1965; GULLO et
al., 1975 apud
MULHOLLAN
D et al., 2000.
HO
AcO
OH
O
O
O
AcOH2C
47
CO2Me
Ácido
(1R,3E,7Z,11S,12S)
-dolabella-3,7,18trien-17- óico
T.
trifolia
RAMÍREZ et
al., 2000.
COOH
OH
H
O
48
Cinchonaína Ia
Cinchonaína Ib
OH
OH
O
OH
PIZZOLATTI et
al., 2002.
O
OH
OH
OH
T.
OH
catigua
OH
49
Cinchonaína Ic
(9R)
Cinchonaína Id
HO
HO
O
OH
HO
OH
O
(9S)
O
TANG, et al.,
2007.
17
OH
HO
H
50
CO2Me
OH
OH
Catiguanina A
Catiguanina B
O
O
OH
OH
T.
OH
catigua
OH
OH
51
(-)-Catequina
HO
O
OH HH
H
OH
H
PASQUALOTT
O, 2008
O
N
52
H
Uridina
HO
O
N
O
OHOH
O
HO
53
7-Hidroxi-1-oxonorcalameneno
54
Espatulenol
MATOS, 2006.
OH
O
O
O
55
HO
Desacetilirtina
O
O
H3CO2CH2C
O
OH
18
O
56
O
Angolensato de
metila
O
O
O
CO2Me
O
57
Cedrelona
O
O
OH
OH
58
O
12-Oxo-24metilenocicloartan-3β-22diol
T.
casaretti
AQUINO, 2008.
HO
OH
59
Piscidinol
OH
OH
T.
O
quadrijug
O
60
OH
Diidronilocitina
HO
a
RODRIGUES,
2008.
19
O
61
OH
Nilocitina
O
62
O
3-Hidroxi-4metoxicinamaldeído
HO
HO
O
63
4-Hidroxi-3,5dimetoxibenzaldeíd
o
MeO
Trichilia
sp
HO
CAZAL, 2008.
OMe
O
64
4-Hidroxi-3,5dimetoxicinamaldeído
MeO
HO
OMe
65
β-Sitosterol
HO
66
T.
Estigmasterol
ramalhoi
HO
67
Lupeol
HO
GOMES, 2008.
20
O
68
Ácido 5-OCafeoilmetoxiquíni
co
OH
O
MeOCO
OH
OH
HOOC
OH
OH
OH
OH
O
69
Apocinina C
OH
O
O
OH
OH
OH
OH
OH
O
70
Cinchonaínas
OH
O
O
OH
OH
OH
21
2.2.3. Descrição Botânica das T. casaretti e T. silvatica
2.2.3.1. Trichilia casaretti
A T. casaretti (Fig. 3) apresentou-se como árvores que medem de 5 a 8 m. Possuem
folhas medindo de 7 a 15,5 cm. Floresce de dezembro a fevereiro e frutos maduros dessa
espécie já foram coletados entre os meses de abril e setembro. No Brasil ela apresenta
diversos nomes vulgares, a depender do estado: Murta-vermelha e Baga-de-morcego (Santa
Catarina), Orvalho (Minas Gerais), Catiguá-branco (Rio Grande do Sul), e catiguá (Paraná,
Santa Catarina e Rio Grande do Sul). (KLEIN, 1984 apud PATRICIO et al, 2005).
Figura 3. Trichilia casaretti. A, hábito. B, inflorescência. C, flor sem corola, mostrando o
tubo estaminal. D, flor em corte longitudinal, mostrando androceu e gineceu. E, pétala. F,
gineceu. G, tubo estaminal aberto – face ventral. H, fruto. I, semente.
Fonte: PATRICIO & CERVI, 2005.
22
2.2.3.2. Trichilia silvatica
O nome Trichilia silvatica vem do latim silvatica e significa “que vive na floresta”.
(KLEIN, 1984, apud PATRICIO et al, 2005). Essa espécie (Fig. 4) apresentou-se como
árvores que medem entre e 5 e 10 metros de altura, com folhas medindo entre 8 e 24
centímetros de comprimento. Floresce de agosto a outubro e os frutos maduros surgem a
partir de novembro. No Brasil ela ocorre nos estados da Bahia, Rio de Janeiro, São Paulo,
Paraná, Santa Catarina e Paraná, denominada por alguns nomes vulgares tais como: Catiguá,
Catiguá-branco e Cutiavermelha (Santa Catarina) e Rosa-branca (Bahia). (PENNINGTON et
al, 1981 apud PATRICIO et al, 2005).
Figura 4. Trichilia silvatica. A, hábito. B, flor estaminada. C, flor em corte longitudinal,
mostrando androceu e gineceu. D, tubo estaminal aberto – face dorsal. E, pétala. F, flor
pistilada. G, gineceu. H, tubo estaminal aberto — face dorsal. I, fruto.
Fonte: PATRICIO & CERVI, 2005.
23
3. OBJETIVOS
3.1. Objetivo Geral
Realizar um estudo químico de espécies do gênero Trichilia visando obtenção de
substâncias com atividade inseticida.
3.2. Objetivos Específicos
1) Avaliar uma possível atividade inseticida dos extratos de folhas e cascas do caule
T. casaretti e T. silvatica;
2) Analisar uma análise preliminar, por RMN de 1H, dos extratos das folhas e cascas
do caule de T. casaretti e T. silvatica de espécies coletadas em diferentes períodos;
3) Isolar e identificar metabólitos secundários dos extratos de T. casaretti e T.
silvatica.
SEÇÃO II
PARTE EXPERIMENTAL
25
4. MATERIAIS E MÉTODOS
4.1. Materiais
4.1.1. Materiais e reagentes utilizados
As folhas e casca do caule foram moídas num liquidificador industrial Siemsen.
As fases estacionárias utilizadas na cromatografia em coluna foram sílica 60 (0,0630,200 mm) da Merck, Sephadex LH-20 da Pharmacia para permeação e sílica flash com
diâmetro de partícula entre 0,040-0,063 mm da Merck.
Nas placas de CCD foram utilizadas sílica gel GF254 da Merck e sílica gel PF254 da
Vetec, cuja suspensão era espalhada com espessura de 0,5 mm sobre placas de vidro que
foram ativadas em estufa a 100oC.
As cromatoplacas foram reveladas por irradiação com lâmpada ultravioleta nos
comprimentos de onda 254 e 365 nm ou com os reveladores químicos: ácido fosfomobilídico
e vapores de iodo.
Os solventes e reagentes utilizados foram grau PA das marcas Quimex, Vetec e Synth
e FMaia.
A eliminação do solvente foi realizada utilizando evaporador rotativo da marca
Fisatom.
4.1.2 Preparo de Reagente
Ácido fosfomobilídico: 4 g do ácido foram dissolvidos em 100 mL de etanol.
4.1.3 Condições utilizadas nas análises cromatográficas e espectrométricas
4.1.3.1 Análise por CG-EM dos sesqui- e diterpenos
As análises foram realizadas em um Cromatógrafo a Gás equipado com um detector
de massas Shimadzu QP5050. A coluna utilizada foi ELITE-5 de 30 m x 0,25 mm (di).
26
4.1.3.1.1. Análise dos óleos essenciais e dos sesquiterpenos isolados
Para análise dos óleos essenciais e alguns sesquiterpenos isolados das folhas da T.
silvatica e da T. casaretti as condições foram as seguintes: fluxo do gás de arraste (H2) foi 1,8
ml/min; temperaturas: do injetor, 220 ºC, da interface, 240 ºC e da coluna, 40º C isotérmica
durante 2 min, a partir daí programada na razão de 3 ºC/min, até atingir a temperatura máxima
de 240 ºC, permanecendo isotérmica por 30 min.
4.1.3.1.2. Análise das frações TsF1 e TsF3
Para as análises das demais amostras com constituintes voláteis utilizou-se outra
programação para o equipamento, sob as seguintes condições: fluxo do gás de arraste (H2) foi
1,8 ml/min; temperaturas: do injetor, 290 ºC, do detector, 290 ºC e da coluna, 100º C
isotérmica durante 1 minuto, a partir daí programada na razão de 5 ºC/min, até atingir a
temperatura máxima de 285 ºC, permanecendo isotérmica por 52 min.
4.1.3.1.3. Cálculo dos índices de retenção (IK).
Os índices de retenção (IK) foram calculados com base no Algoritmo de Kovats (Eq.
1), utilizando a série homóloga de hidrocarbonetos lineares de C9H20 (nonano) a C26H54 como
padrões.
IK = 100 (NC) + 100.[(log t’Rx) - (log t’Rz)] / [(log t’Rz+1) – log t’Rz)]
Onde:
IK – índice de retenção;
NC – número de carbonos do hidrocarboneto que elui antes da substância analisada;
t'Rx – tempo de retenção da substância analisada;
t’Rz – tempo de retenção do hidrocarboneto que elui antes da substância analisada;
t’Rz+1 – tempo de retenção da substância que elui depois da substância analisada.
Equação 1. Algoritmo de Kóvats.
27
4.1.3.2 Condições para análise por RMN de 1H e de 13C
Os espectros de Ressonância Magnética Nuclear de Hidrogênio (RMN de 1H) a 300
MHz e Ressonância Magnética Nuclear de Carbono 13 (RMN de
13
C) a 75,5 MHz,
unidimensionais (1D) e bidimensionais (2D), foram registrados em espectrômetros Varian,
modelo GEMINI 2000 ou Mercury-300. Utilizou-se CDCl3 e CD3OD como solventes, e como
referência interna para estes o TMS. Os espectros foram obtidos no Instituto de Química da
UFBA e no Departamento de Química da UFV.
4.2 Coleta das espécies
As folhas e casca do caule de espécimes de Trichilia silvatica e Trichilia casaretti
foram coletadas na fazenda Brejo Novo (S 13º56’41” / O 40º06’33,9”; 617 m a 750 m), numa
Floresta estacional (Mata de Cipó), zona de transição, localizada no município de Jequié-BA,
nos meses de outubro de 2006 (1ª coleta) e janeiro de 2007 (2ª coleta). As Figuras 5 e 6
apresentam fotos das exsicatas depositadas no Herbário da UESB.
28
Figura 5. Foto da exsicata de Trichilia casaretti.
29
Figura 6. Foto da exsicata de Trichilia silvatica.
30
4.3 Preparo dos Extratos Vegetais
O material vegetal (folhas e casca do caule) foi seco em estufa com circulação de ar,
o
a 40 C, e pulverizado. Em seguida, esse material foi submetido à maceração com hexano, à
temperatura ambiente, durante um período de 48 h. Esse procedimento foi repetido por três
vezes consecutivas. O filtrado obtido foi reunido e concentrado sob pressão reduzida,
originando os respectivos extratos hexânicos. O material vegetal retido após a última filtração
foi submetido à nova maceração, desta vez com etanol, durante um período de 48 h. Esse
procedimento também foi repetido por três vezes. O filtrado obtido foi reunido e concentrado
sob pressão reduzida, originando os respectivos os extratos etanólicos. O procedimento geral
para preparo dos extratos é apresentado de forma resumida na Figura 7.
Torta
Torta
Figura 7. Procedimento geral para preparo dos extratos.
A partir do procedimento descrito anteriormente foram obtidos os extratos analisados
nesse trabalho, e massa de cada um deles é apresentada na Tabela 1.
31
Tabela 1. Massas (g, peso seco) dos materiais vegetais coletados.
T. silvatica
MATERIAL
T. casaretti
Massa (g)
1a COLETA 2a COLETA 1a COLETA 2a COLETA
Folhas
1526,04
651,77
448,43
321,20
Cascas do Caule
1241,50
552,69
114,10
228,20
Tabela 2. Massas dos extratos obtidos a partir do material vegetal coletado.
EXTRATO
CÓDIGO
MASSA (g)
1ª COLETA 2ª COLETA
Hexânico das Folhas da T. silvatica
HFTs
18,00
7,18
Etanólico das Folhas da T. silvatica
EFTs
24,75
13,42
Hexânico da Casca do caule da T. silvatica
HcCTs
2,52
2,48
Etanólico da Casca do caule da T. silvatica
ECcTs
82,22
57,02
Hexânico das Folhas da T. casaretti
HFTc
11,24
10,30
Etanólico das Folhas da T. casaretti
EFTc
21,38
21,09
Hexânico da Casca do caule da T. casaretti
HCcTc
1,30
6,60
Etanólico da Casca do caule da T. casaretti
ECcTc
5,26
11,70
Todos os extratos obtidos foram submetidos a análises preliminares por CCD e RMN
de 1H. Como não se observou diferenças significativas entre extratos similares, de material
coletado em diferentes períodos, esses foram reunidos para posterior fracionamento.
4.4 Fracionamento do extrato etanólico das folhas da Trichilia silvatica
(EFTs)
Com base nas análises dos espectros de RMN de 1H e no perfil cromatográfico em
CCD, o extrato EFTs (38,17 g) foi escolhido para fracionamento inicial. Esse extrato foi então
submetido à CC filtrante, empregando-se sílica gel 60 como suporte e utilizando-se como fase
móvel inicialmente o solvente hexano e, gradativamente, aumentou-se a polaridade,
utilizando-se desde misturas de HEX:AE até acetato de etila e MeOH puros. Desta coluna
32
foram recolhidas 44 frações de 500 mL, as quais, após análises em CCD, utilizando vapor de
iodo e luz UV (λ=254 nm) como reveladores, foram reunidas em 11 grupos (Fig. 8).
Figura 8. Fluxograma obtido a partir do fracionamento da fração EFTs.
A sub-fração EFTs3 (2,223 g) foi fracionada com CC empregando-se sílica gel 60
como suporte e utilizando-se como hexano como fase móvel inicial e, posteriormente,
misturas de HEX:AE com polaridades crescentes. Dessa coluna forma recolhidas 130 frações,
as quais, após análises em CCD, utilizando ácido fosfomolibídico e luz UV (λ=254 nm) como
reveladores, foram reunidas 13 grupos. Nesse fracionamento foi obtido um sólido alaranjado,
EFTs 3.7 (TsF1), o qual foi submetido à análise por CG-EM.
A sub-fração EFTs3.6 foi fracionada, aplicando-se sílica gel 60 como suporte e
Hexano puro como solvente inicial. Em seguida foram introduzidas misturas de Hex/Acet em
polaridades crescentes e finalizou-se a coluna com MeOH. Desse fracionamento foram
obtidas 150 frações, as quais após análises em CCD e UV foram reunidas em 13 grupos (Fig.
9). O grupo EFTs 3.6.7 foi submetido a novo fracionamento, novamente utilizando sílica gel
60 como suporte e Hexano como fase móvel inicial. Do fracionamento do grupo EFTs 3.6.7,
33
foram obtidas 72 frações, as quais foram analisadas por CCD e UV, e agrupadas em 10
frações, dentre as quais a fração EFTs 3.6.7.2 (TsF3), uma substância oleosa de coloração
alaranjada, a qual foi submetida a análise por CG-EM pra posterior caracterização.
Figura 9. Fluxograma obtido a partir do fracionamento da sub-fração EFTs3.6.
Da fração EFTs3 procedeu-se também com o fracionamento da sub-fração EFTs 3.8.
A mesma foi submetida ao processo de cromatografia em coluna, utilizando como suporte
sílica gel 60 e Hexano como eluente inicial. A seguir foram aplicadas misturas de Hex/Acet
com polaridades crescentes. Nesse procedimento obteve-se 133 frações, as quais, após
análises em CCD utilizando ácido fosfomolíbdico como revelador e radiação UV, foram
agrupadas em 14 grupos, como apresentado na Figura 10. A sub-fração EFTs 3.8.9 foi
submetida a procedimento similar, obtendo-se agora 74 frações reunidas em 9 grupos. O
grupo EFTs3.8.9.6 foi submetido a outra separação cromatográfica, em condições
semelhantes às duas ocorridas anteriormente, originando 38 frações, agrupadas logo depois
em 5 grupos, dentre eles o grupo EFTs3.8.9.6.3 (TsF2), um óleo transparente que foi
submetido a análise por CG-EM.
34
Figura 10. Fluxograma obtido a partir do fracionamento da fração EFTs 3.8.
As subfrações EFTs1 (461 mg) e EFTs2 (943 mg) foram reunidas para
fracionamento em CC, empregando sílica gel 60 como suporte e utilizando-se hexano como
fase móvel inicial e, posteriormente, misturas de HEX:AE em polaridades crescentes. Dessa
coluna foram obtidas 83 frações, as quais, após análises em CCD, utilizando ácido
fosfomolibídico e luz UV (λ=254 nm) como reveladores, foram reunidas em 9 grupos (Fig.
11). As subfrações EFTs2A.5 (36,8 mg) e EFTs2A.6 (913,9 mg) foram submetidas à CCDP
em sílica gel PF254 (Fig. 11), utilizando como eluente misturas de HEX:AE (8:2), em ambos
os casos. Desses fracionamentos foram obtidas as sub-frações TsF5 e TsF6, duas substâncias
de aspecto oleosas, as quais foram submetidas a análises por RMN de 1H e
identificação.
13
C para
35
Figura 11. Fluxograma obtido a partir do fracionamento das frações EFTs5 e EFTs6.
A sub-fração EFTs5 (3,116 g) foi submetida a fracionamento em CC, empregando-se
sílica gel 60 como suporte e hexano como solvente inicial. Posteriormente, utilizou-se como
eluente misturas de HEX:AE com polaridades crescentes. Dessa coluna foram obtidas 138
frações, as quais, após análises em CCD, utilizando ácido fosfomolibídico e luz UV (λ=254
nm) como reveladores, foram reunidas em 8 grupos (Fig. 12).
A sub-fração EFTs5.6 (474,2 mg) foi submetida a fracionamento em CC,
empregando-se sílica gel 60 como suporte e como solvente inicial hexano e, posteriormente,
misturas de HEX:AE com polaridades crescentes. Foram obtidas 106 frações dessa coluna, as
quais, após análises em CCD, utilizando ácido fosfomolibídico e luz UV (λ=254 nm) como
reveladores, foram reunidas em 13 grupos.
A sub-fração EFTs5.6.6 (207,7 mg) foi submetida a fracionamento em CC,
empregando-se sílica gel 60 como suporte e como solvente inicial hexano e, posteriormente,
misturas de HEX:AE com polaridades crescentes. Foram obtidas 79 frações dessa coluna, as
quais, após análises em CCD, utilizando ácido fosfomolibídico e luz UV (λ=254 nm) como
reveladores, foram reunidas em 9 grupos. A fração EFTs 5.6.6.3 apresentou-se como um
sólido branco, o qual foi denominado TsF4, e submetido a análises por RMN de 1H e 13C para
identificação.
36
Figura 12. Fluxograma de frações obtidas a partir do fracionamento de EFTs5.
Do extrato etanólico das folhas da T. silvatica fracionou-se também o grupo EFTs 4,
obtido do fracionamento inicial. Para tanto, aplicou-se a técnica de CC, empregando sílica gel
60 como suporte e Hexano como solvente inicial. Em seguida, foram introduzidas misturas de
Hex/Acet em polaridades crescentes. Assim foram obtidas 74 frações, analisadas por CCD,
utilizando radiação UV e ácido fosfomolíbdico como reveladores, as mesmas foram reunidas
em 8 grupos. A sub-fração EFTs4.4 passou por novo fracionamento, em condições
semelhantes ao procedimento anterior, apenas substituindo o hexano puro por uma mistura de
Hex/Acet como solvente inicial, e aumentando gradativamente a polaridade do eluente. Desse
modo obteve-se 35 frações, reunidas em 6 grupos após análises em CCD. Por fim, procedeuse com o fracionamento da sub-fração EFTs4.4.4, empregando novo procedimento de CC,
idêntico ao procedimento adotado para a sub-fração EFTs4.4. Deste foram obtidas 21 frações,
as quais foram analisadas e reunidas em 5 grupos, incluindo o grupo EFTs 4.4.4.2 (TsF7)(Fig.
13).
37
Figura 13. Fluxograma das frações obtidas a partir do fracionamento de EFTs4.
4.5 Fracionamento do extrato hexânico das folhas da Trichilia casaretti
(HFTc)
Com base no perfil cromatográfico apresentado em CCD, além das análises de RMN
de 1H, o HFTc (21,54 g) foi o segundo escolhido para o fracionamento. Esse extrato foi então
submetido a fracionamento cromatográfico em CC, utilizando-se sílica gel 60 como suporte e
como solvente inicial hexano e, posteriormente, misturas de HEX:AE com polaridades
crescentes. Dessa coluna foram obtidas 91 frações, as quais, após análises em CCD, utilizando
ácido fosfomolibídico e luz UV (λ=254 nm) como reveladores, foram reunidas 8 grupos (Fig.
14).
A sub-fração HFTc5 (1,0605 g) foi submetida a fracionamento em CC, utilizando-se
sílica gel 60 como suporte e uma mistura de HEX:AE (9:1) como solvente inicial.
Posteriormente, foram utilizadas misturas de HEX:AE com polaridades crescentes. Dessa
38
coluna obteve-se 67 frações, as quais foram reunidas em 10 grupos (Fig. 14), após análises em
CCD, utilizando ácido fosfomolibídico e luz UV (λ=254 nm) como reveladores.
A sub-fração HFTc5.4 (535,6 mg) foi fracionada em CC, fazendo uso de sílica gel
60 como fase estacionária e uma mistura de HEX:AE como solvente inicial. Misturas de
HEX:AE com polaridades crescentes foram utilizadas em seguida. Obteve-se 78 frações dessa
coluna, as quais foram reunidas em 9 grupos, após análises em CCD utilizando ácido
fosfomolibídico e luz UV (λ=254 nm) como reveladores. A sub-fração HFTc5.4.4 (TcF1) foi
submetida a análises por RMN de 1H e 13C a fim de proceder com a identificação das mesmas.
Figura 14. Fluxograma obtido a partir do fracionamento de HFTc.
A sub-fração HFTc8 (1,8934 g) foi submetida a fracionamento em CC, fazendo uso
de sílica gel 60 como suporte e uma mistura de HEX:AE (8:2) com solvente. Foram utilizadas
posteriormente, outras misturas de HEX:AE com polaridades crescentes. Nesse primeiro
momento, obteve-se 100 frações, reunidas a seguir em 12 grupos (Fig. 15), com base nas
análises em CCD, utilizando ácido fosfomolibídico e luz UV (λ=254 nm) como reveladores.
A sub-fração HFTc8.7 (123,3 mg) foi levada a fracionamento em CC, utilizando-se
Sephadex LH-20 como suporte e MeOH como eluente. O fracionamento resultou na obtenção
39
de 13 frações, reunidas posteriormente em 2 grupos, depois das análises em CCD, com uso de
ácido fosfomolibídico e luz UV (λ=254 nm) como reveladores.
A sub-fração HFTc8.7.2 (107,2 mg) foi então conduzida a uma CCDP, suportada em
sílica gel PF254 e tendo uma mistura de HEX:AE(4:6) como fase móvel. Desse fracionamento
foi obtida a fração HFTc8.7.2.2 (TcF2), uma substância oleosa, ligeiramente esverdeada, a
qual foi submetida a análises de RMN de 1H e 13C e CG-EM para identificação.
Figura 15. Fluxograma obtido a partir do fracionamento da fração HFTc8.
Do extrato hexânico das folhas da T. casaretti fracionou-se ainda a sub-fração
HFTc6, através de procedimento cromatográfico em coluna, utilizando sílica gel 60 como
suporte e misturas de Hex/Acet com polaridades para eluição. Obteve-se 78 frações,
analisadas por CCD e reunidas em 9 grupos, conforme Figura 16. O grupo HFTc6.5 foi
escolhido para novo fracionamento, o qual ocorreu de modo isocrático, empregando sephadex
LH-20 e MeOH como eluente. Foram obtidas 26 frações, as quais após analisadas por CCD,
foram agrupadas em 4 grupos. Por fim, o grupo HFTc6.5.3 passou por nova separação
cromatográfica em coluna, empregando novamente Sephadex LH-20 como fase estacionária e
MeOH como eluente. Obteve-se mais 20 frações, que foram reunidas em 03 grupos, após as
análises em CCD, reveladas em radiação UV e ácido fosfomolíbdico. O óleo obtido na fração
40
HFTc6.5.3.3 (TcF3) foi levado a análises por CG-EM e RMN de 1H e 13C, para possibilitar a
identificação do mesmo.
Figura 16. Fluxograma obtido a partir do fracionamento da fração HFTc6.
41
4.6 Extração dos óleos essências
Foram extraídos os óleos essências folhas da T. silvatica (OETs) e da T. casaretti (OETc),
respectivamente. Para tanto, utilizou-se uma aparelhagem do tipo Clevenger (Fig. 17) e um
procedimento de hidrodestilação. Nesse procedimento, cada amostra de 250 g de folhas foi
colocada num balão volumétrico de 500 mL, onde se adicionou 350 mL de água. Após duas
horas de destilação, ao hidrolato, recolhido num funil de separação, se adicionou Na2SO4
(anidro) e lavou-se com 20 mL de pentano por três vezes. O filtrado foi recolhido e enviado
para análises por CG/EM.
Figura 17. Aparelhagem do tipo Clevenger, utilizada na extração de óleos essenciais.
42
4.7 Ensaios biológicos para avaliar a atividade Inseticida dos Extratos das
Folhas e da Casca do Caule de T.silvatica e T. casaretti
Foram realizados ensaios biológicos para avaliar uma possível atividade inseticida dos
extratos HFTs, EFTs, HFTc E EFTc sobre três espécies de insetos: Plutella xylostella L.
(Lepidoptera: Plutellidae), Blatella germânica L. (Dictyoptera: Blattellidae) e Diaphania
hyalinata L. (Lepidoptera: Pyralidae).
Os extratos (50 mg) foram dissolvidos em 1 mL de etanol ou metanol, transferidos
para frascos de vidro de 10 mL e o solvente evaporado à temperatura ambiente. Após
completa evaporação do solvente, grupos de 10 insetos de cada espécie foram transferidos
para os vidros contendo os respectivos extratos ou frações.
Após a montagem dos experimentos, os frascos contendo as espécies foram supridos
com alimentos apropriados para cada espécie.
Em todos os tratamentos os frascos de vidros foram colocados em uma estufa
incubadora, a 25±0.5 oC, 75±5% de umidade relativa, com um fotoperíodo de 12 h. A
mortalidade dos insetos foi aferida 12 e 24 h após a montagem dos experimentos. Para cada
experimento foi realizado um controle, utilizando-se apenas o solvente (etanol ou metanol).
Todos os experimentos e respectivos controles foram conduzidos em triplicata.
SEÇÃO III
RESULTADOS E DISCUSSÃO
44
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO
A partir do estudo químico de extrato etanólico das folhas da T. silvatica foi possível
identificar os constituintes presentes em sete frações: α-tocoferol (vitamina E) em TsF1;
espatulenol e veridiflorol em TsF2; espatulenol, óxido de humuleno e palmitato de etila em
TsF3; β-sitosterol em TsF4; humuleno 2,3;6,7-diepóxido e mustacona em TsF5 e TsF6,
respectivamente, e uma mistura de triterpenos em TsF7. Além disso, 16 sesquiterpenos foram
identificados no óleo essencial das folhas.
Já do extrato hexânico das folhas da T. casaretti, foi possível identificar os
constituintes de três frações: uma mistura dos esteróides β-sitosterol e estigmasterol em TcF1;
o sesquiterpeno aromadendrano-4β,10α-diol em TcF2 e o diterpeno 8-epi-esclareol em TcF3.
Da análise do óleo essencial foram identificados oito sesquiterpenos.
Estas substâncias foram identificadas pela análise dos dados espectrais de RMN de
1
H e 13C uni e bidimensionais e por CG-EM.
5.1. Ensaios biológicos para avaliar a atividade inseticida dos extratos
Os extratos hexânicos e etanólicos das folhas e casca do caule de T. silvatica e T.
casaretti foram avaliados quanto a suas atividades inseticida sobre os insetos Plutella
xylostella, Blatella germanica e Diaphania hyalinata e os resultados são apresentados na
Tabela 3.
45
Tabela 3. Resultados dos ensaios biológicos realizados com os extratos brutos de T. silvatica
e T. casaretti
Nº
Extrato
1*
2
3
4
5
6
7**
8
9
10
11
12
13
14
ECcTc
EFTc
ECcTs
HFTs
HFTc
HCcTc
HCcTc-A
HFTc-A
EFTc-A
ECcTc-A
HCcTs-A
HFTs-A
EFTs-A
ECcTs-A
D. hyalinata
12 h
24 h
3,3
17,0
3,3
20,0
0,0
0,0
0,0
0,0
0,0
16,7
6,7
10,0
0,0
8,3
0,0
10,0
10,0
10,0
11,7
11,0
0,0
11,7
0,0
0,0
0,0
0,0
0,0
3,7
Mortalidade (%)
B. germanica
12 h
24 h
3,3
3,3
0,0
3,7
3,0
3,0
5,6
8,9
0,0
0,0
0,0
3,3
4,1
36,1
0,0
3,7
0,0
15,7
0,0
11,1
13,7
17,4
0,0
3,7
7,4
11,1
7,7
19,6
P. xylostella
12 h
24 h
0,0
6,4
3,3
0,0
3,7
10,3
0,0
4,1
14,2
14,2
3,3
6,7
0,0
0,0
3,3
17,4
0,0
16,7
16,7
16,7
26,7
43,3
10,8
14,2
24,2
34,2
0,0
10,0
*(1–6) Extratos da primeira remessa de material coletado em outubro de 2006.
** (7–14) Extratos da segunda remessa de material coletado em janeiro de 2007.
Apesar de vários estudos realizados sobre atividades inseticidas de espécies do
gênero Trichilia (Quadro 1), as espécies estudadas nesse trabalho não apresentaram atividades
significativas. Plutella xylostella foi o inseto, dentre aqueles utilizados nos ensaios biológicos,
que apresentou maior sensibilidade aos extratos. De um modo geral, o extrato hexânico das
cascas do caule de T. silvatica foi o que apresentou maior atividade (43,3% de mortalidade)
dentre todos avaliados. No entanto, a toxicidade deste extrato, para os insetos testados, é
considerada relativamente baixa. A baixa atividade inseticida apresentada pelos extratos de T.
silvatica e T. casaretti pode indicar uma possível ausência de substâncias da classe dos
limonóides nestas espécies, uma vez que, estes são os principais responsáveis pela atividade
inseticida de plantas da família Meliaceae.
46
5.2. Constituintes químicos das folhas de T. silvatica
5.2.1. Constituintes isolados e/ou identificados do extrato etanólico
5.2.1.1. Constituintes identificados por CG-EM
5.2.1.1.1. TsF1: α-tocoferol (1)
O
HO
(1)
TsF1 foi obtido da fração EFTs3, constituída por um óleo alaranjado. Sua
identificação foi realizada com base na análise por CG-EM. O cromatograma desta fração
(Fig. 18) mostrou a presença de três principais picos, sendo o composto referente ao pico
majoritário, denominado de TsF1, correspondendo a, aproximadamente, 65% da constituição
total da fração. A comparação do espectro de massas de TsF1 (Fig. 19) com espectros da
biblioteca Wiley 7th ed., indicou a possibilidade de este composto ser a vitamina E (αtocoferol). Para confirmação desta hipótese, uma amostra padrão foi analisada nas mesmas
condições. A semelhança entre os tempos de retenção e os espectros de massas de TsF1 (Fig.
19) e do α-tocoferol (Fig. 20), possibilitou a confirmação TsF1.
Figura 18. Cromatograma da fração TsF1: α-Tocoferol (1).
47
Figura 19. Espectro de massas (IE) de TsF1: α-Tocoferol (1).
Figura 20. Espectro de massas (IE) de uma amostra padrão de α-Tocoferol.
48
O espectro de massas apresenta como fragmentos principais íons de m/z 165, 205 e
430. Poter e Baldas (apud SIQUEIRA et al., 2003) propõem uma rota de fragmentação para o
acetato de tocoferila: o íon de m/z 430 formado (Esquema 1, p. 48) sofre um processo de
fragmentação através de um rearranjo de hidrogênio (a) uma reação de retro Diels-Alder (b)
no anel pirânico do tocoferol, para dar origem ao íon m/z 165, ou a perda da cadeia alquílica
lateral para formar o fragmento m/z 205.
O
3
HO
C29H50O2 m/z 430
a
b
OH
O
HO
HO
C13H17O2 m/z 205
Esquema 1. Rota de fragmentação padrão proposta para os ésteres do α-tocoferol.
Fonte: SIQUEIRA et al., 2003.
5.2.1.1.2. TsF2: Mistura de sesquiterpenos
H
HO
OH
H
Espatulenol (2) Veridiflorol (3)
A amostra TsF2, constituída por um óleo, foi analisada por CG-EM e o cromatograma
obtido desta análise (Fig 21), revelou que esta era constituída por dois componentes
majoritários TsF2A e TsF2B, correspondentes, aos picos 4 e 5, respectivamente. Além destes
dois compostos, a presença de vários outros constituintes minoritários também foi observada.
49
Entretanto, por esta metodologia, só foi possível identificar os dois principais constituintes
desta fração, TsF2A e TsF2B, correspondentes aos sesquiterpenos espatulenol (2) e
veridiflorol (3), respectivamente, presentes em TsF2 na concentração relativa de
aproximadamente 30% e 28%.
A Tabela 4 mostra os índices de retenção (IK) calculados para os constituintes
presentes nesta fração, bem como, comparação dos IK calculados com aqueles da literatura
(ADAMS, 1995) para os compostos identificados. As figuras 22 e 23 apresentam os
respectivos espectros de massas das substâncias identificadas nessa fração.
Figura 21. Cromatograma da amostra TsF2.
Tabela 4. Substâncias identificadas na fração TsF2
PICO IK cal
IK Lit. Substância
FM
m/z (int. rel.)
1
1387
não identificado
2
1398
não identificado
3
1548
não identificado
4
1559
1576
Espatulenol
C15H24O
43(100), 220(2). .
5
1573
1590
Veridiflorol
C15H26O
43(100) 222(1)
6
1583
não identificado
7
1601
não identificado
8
1623
não identificado
50
Figura 22. Espectro de massas do Pico 4 de TsF2: Espatulenol (2).
Figura 23. Espectro de massas do Pico 5 de TsF2: Veridiflorol (3).
5.2.1.1.3. TsF3: veridiflorol (3), óxido de humuleno (4) e palmitato de etila
(5)
O
O
O
Óxido de humuleno (4)
Palmitato de Etila (5)
51
A fração TsF6, constituída de um óleo de coloração amarela, também foi analisada por
CG-EM. O cromatograma dessa fração (Fig 24) mostrou um total de 44 picos, revelando que
a mesma era constituída por uma mistura complexa de substâncias. Apesar da diversidade de
constituintes químicos presentes em TsF3, só possível identificar as substâncias
correspondentes aos picos 7 (TsF3A), 10 (TsF3B) e 20 (TsF3C), cujos dados são
apresentados na Tabela 5 e nas figuras 25, 26 e 27, respectivamente. Dos constituintes
identificados, TsF3A, correspondente a 4,36%, TsF3B a 4,68% e TsF3C a 11,72% da fração
TsF3.
Apesar de serem observados 44 picos no cromatograma da Fig. 24, só foi possível
calcular o IK para 27 destes, uma vez que o tempo de retenção dos demais estava acima do
tempo de retenção do hidrocarboneto padrão de maior cadeia (C26H54), disponível para esta
análise.
Figura 24. Cromatograma da fração TsF3, obtido a partir da análise por CG-EM.
Figura 25. Espectro de massas do Pico 7 de TsF3 – TsF3A: Óxido de Humuleno (4).
52
Figura 26. Espectro de massas do Pico 10 de TsF3 – TsF3B: Veridiflorol (3).
Figura 27. Espectro de massas do Pico 20 de TsF3 – TsF3C: Palmitato de etila (5).
53
Tabela 5. Substâncias identificadas da fração TsF3
PICO
IK cal
IK Lit.
1
1550
não identificado
2
1564
não identificado
3
1569
não identificado
4
1574
não identificado
5
1579
não identificado
6
1586
não identificado
7
1589
8
1593
não identificado
9
1597
não identificado
10
1609
11
1612
não identificado
12
1617
não identificado
13
1620
não identificado
14
1628
não identificado
15
1636
não identificado
16
1653
não identificado
17
1675
não identificado
18
1818
não identificado
19
1898
não identificado
20
1963
21
2130
não identificado
22
2138
não identificado
23
2161
não identificado
24
2262
não identificado
25
2267
não identificado
26
2304
não identificado
27
2513
não identificado
1606
1590
1983
Substância
Óxido de
Humuleno
Veridiflorol
Palmitato de etila
FM
C15H24O
C15H26O
C18H36O2
m/z (int. rel.)
43(100) 220(1)
43(100) 204(14)
88(100), 284(6)
54
5.2.1.2. Constituintes identificados por RMN
5.2.1.2.1. TsF4: β-sitosterol (6)
28
26
11
27
19
H
1
15
H
3
HO
H
6
(6)
A fração TsF4 apresentou-se como um sólido cristalino esbranquiçado, em forma de
agulhas. O espectro de RMN de 1H (Fig. 28) desta substância apresentou uma grande
quantidade de sinais relativos a hidrogênios metílicos, metilênicos e metínicos, na região de
δ 0,60–2,30, o que indicou a sua natureza alifática. Os sinais claramente observados neste
espectro foram aqueles de H-6 (δ 5,36, d; J = 5,4 Hz, 1H), correspondente a um hidrogênio
olefínico e de H-3 (δ 3,52, m), característico de hidrogênio geminal a um grupo hidroxila.
No espectro de RMN de
13
C (Fig 29) os sinais em δ 140,7 (C-5) e δ 121,7 (C-6),
característicos de ligação dupla de compostos com esqueleto do tipo colestaneno (ZANON et
al, 2008) e em δ 71,8 (C-3) indicativo de carbono ligado a hidroxila, além dos sinais
correspondentes a 26 carbonos, observados na região de δ 56,8 a 11,9, sugeriram se tratar de
um esteróide. A comparação desses dados com aqueles descritos na literatura (Tabela 6),
possibilitou a identificação de TsF4 como o β-sitosterol (6), um esteróide comumente
encontrado em plantas.
55
Tabela 6. Dados de RMN de 13C, de TsF4 comparados com dados do β-sitosterol
C
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
TsF4
δ ( CDCl3)
37,3
β-sitosterol1
δ (CDCl3)
37,3
β-sitosterol2
δ (CDCl3)
37,2
31,7
71,8
42,3
140,7
121,7
31,9
31,9
50,1
36,5
21,1
39,8
42,3
56,8
24,3
28,2
56,1
12,0
19,4
36,1
18,8
34,0
26,1
45,9
29,2
19,8
19,0
23,1
11,9
31,9
71,8
42,3
140,8
121,7
31,9
31,9
50,2
36,5
21,1
40,5
42,3
56,9
24,4
28,9
56,0
12,1
19,4
36,5
19,0
31,9
25,4
42,3
28,9
21,1
19,4
24,4
12,1
31,6
71,8
42,3
140,7
121,7
31,9
31,9
50,1
36,1
21,1
39,9
42,3
56,6
24,3
28,8
56,0
11,9
19,4
36,1
18,8
33,9
26,6
45,5
29,1
19,9
19,0
23,0
12,0
(1) – Fonte: BORGES, 2006
(2) – Fonte: KOJIMA et al., 1990.
Figura 28. Espectro de RMN de 1H (CDCl3, 300 MHz) da fração TsF4: β-sitosterol (6)
56
Figura 29. Espectro de RMN de 13C (CDCl3, 75 MHz) da fração TsF4: β-sitosterol (6).
57
58
5.2.1.2.2. TsF5 - TsF5A: (2S,3S,6R,7R)-humuleno-2,3;6,7-diepóxido (7A) e
TsF5B: (2R,3R,6R,7R)-humuleno-2,3;6,7-diepóxido (7B)
15
O
O
O
7
6
9
11
1
H
H
2
14
H
12
3
O
H
O
O
13
(7)
(7A)
(7B)
O cromatograma obtido para a fração TsF5 na análise por CG-EM (Fig. 30),
possibilitou observar a presença de dois constituintes principais nessa fração (TsF5A e
TsF5B), representados pelos picos 2 (Tr=45,994 min) e 3 (Tr=46,403 min), os quais
correspondem, respectivamente, a aproximadamente 66% e 22% do total de constituintes da
fração.
Figura 30. Cromatograma da fração TsF5 obtido na análise por CG-EM.
Os espectros de massas de TsF5A e TsF5B (Fig. 31 e 32) foram praticamente
idênticos e apresentaram o pico do íon molecular m/z = 236. A massa molecular 236 sugeriu a
fórmula molecular C15H24O2, indicando a possibilidade de serem dois sesquiterpenos
oxigenados. No entanto, apenas pela comparação destes espectros com aqueles da biblioteca
(Wiley 7th Ed) do CG-EM, não foi possível propor uma fórmula estrutural para estes
sesquiterpenos, uma vez que os espectros selecionados por similaridade, ainda eram bastante
diferentes daqueles obtidos para os compostos presentes em TsF5, e nenhum deles foi
compatível com MM=236.
59
Figura 31. Espectro de massas (IE) de TsF5A.
Figura 32. Espectro de massas (IE) de TsF5B.
No espectro de RMN de 1H (Fig 33), os principais sinais observados para o composto
principal (TsF5A) foram um dupleto em δ 5,30 (J=15,6 Hz; H-5); um duplo duplo dupleto em
δ 5,47 (J=15,6; 10,5 e 4,8 Hz; H-6), indicando a presença de dois hidrogênios olefínicos; e
quatro simpletos em δ 1,31 (6H), δ 1,20 (3H) e δ 1,08 (3H), correspondentes a quatro metilas
ligadas a carbonos não hidrogenados.
O espectro de RMN de
13
C (Fig. 34) de TsF5 apresentou dois conjuntos de sinais
correspondentes a 15 carbonos cada, confirmando se tratarem de dois sesquiterpenos, como já
indicado na análise por CG-EM. Estes conjuntos de sinais foram diferenciados entre si pela
intensidade dos sinais pertencentes a cada composto, compatível com a concentração relativa
de TsF5A:TsF5B (3:1), indicada no cromatograma da Figura 30. A grande similaridade entre
os valores de deslocamentos químicos observada tanto no espectro de RMN de 1H, quanto no
espectro de RMN de 13C, associada à grande semelhança entre os espectros de massas destes
(Fig. 31 e 32), indicaram a possibilidade de que TsF5A e TsF5B fossem estereoisômeros.
Com base no espectro de DEPT foi possível verificar a presença de quatro carbonos
metílicos: δ 16,7(C-12), δ 23,6(C-13), δ 30,9(C-14) e δ 16,7(C-15), quatro carbonos
metilênicos: δ 38,5(C-1), δ 35,0(C-4), δ 25,4(C-5) e δ 43,5(C-8), quatro carbonos metínicos: δ
64,9(C-2), δ 60,5(C-6), δ 122,8(C-9) e δ 143,1(C-10), e três carbonos não hidrogenados. Esta
informação possibilitou confirmar que todos os 24 hidrogênios, indicados pela fórmula
C15H24O2, estavam ligados a carbonos.
60
Os sinais observados no espectro de RMN de
13
C de TsF5A, em δ 143,1(C-5) e δ
122,8(C-6) caracterizaram a presença de dois carbonos sp2. Já os sinais δ 64,9(CH-2), δ
63,6(C-1), δ 60,5(C-9) e δ 60,4(C-8), caracterizaram a presença de dois anéis oxiranos
trissubstituídos. A presença de quatro metilas também foi facilmente evidenciada pelos sinais
observados em δ 30,9(C-14), δ 23,6 (C-13) e 16,7 (C-12 e C-15), em conformidade com os
dados obtidos no espectro de RMN de 1H (Fig 33). Na Tabela 5 também são apresentados os
dados de RMN de
13
C para TsF5B (constituinte minoritário), entretanto, não foi possível
tabular os dados de RMN de 1H, uma vez que a maioria dos sinais aparece sobrepostos com
os sinais de TsF5A (composto majoritário).
A partir dos dados obtidos nos espectros de massas, de RMN de 1H e RMN de 13C,
foi proposta a estrutura do humuleno diepóxido para os compostos presentes em TsF5. Estes
dados foram então comparados com os dados de vários isômeros do humuleno diepóxido
existentes na literatura (HEYMANN et al, 1994; HAYANO et al, 1996), evidenciando que a
fração TsF5 era constituída pelos estereoisômeros (2S,3S,6R,7R)-humuleno-2,3:6,7-diepóxido
(7A) e (2R,3R,6R,7R)-humuleno-2,3:6,7-diepóxido (7B). A comparação dos dados de RMN
de 13C, destes compostos com os dados de TsF5A e TsF5B é apresentada na Tabela 7.
61
Tabela 7. Dados de RMN de 13C de TsF5A e TsF5B comparados com dados da literatura dos
estereoisômeros (2S,3S,6R,7R) e (2R,3R,6R,7R) do humuleno-2,3;6,7-diepóxido
TsF5A
(CDCl3)1
δH
TsF5A
(CDCl3)
C
TsF5A
(CDCl3)
δH
δC
δC
δC
δC
1
1,38 (m, 3H)
38,5
38,3
40,9
40,7
2
64,9
64,6
64,3
64,0
3
4
2,47 (d, J=9,3Hz;
1H)
1,08 (s, 1H)
63,6
35,0
63,3
34,8
63,2
34,7
63,0
34,5
5
1,38 (m, 3H)
25,4
25,2
27,0
26,8
6
2,72 (dd, J=12,
4,8 Hz; 1H)
1,64 (t, J=11,4 Hz;
1H)
5,47 (d, J=15,6;
10,5; 4,8 Hz; 1H)
1,38 (dd, J=14; 9,5
Hz; 1H)
2,48 (d, J=9,5Hz;
1H)
1,08 (td, J=13,5; 5
Hz; 1H)
1,38 (dddd, J13,5;
10; 4; 2,5 Hz; 1H)
2,73 (dd, J=10; 5
Hz; 1H)
1,65 (t, J=10,5 Hz;
1H)
5,49 (ddd, J=16;
10,5;
5 Hz; 1H)
5,31 (d, J=16 Hz;
1H)
1,31 (s, 3H)
1,20 (s, 3H)
1,08 (s, 3H)
1,31 (s, 3H)
60,5
60,3
60,9
60,6
60,4
43,5
60,1
43,3
63,2
42,5
63,0
42,3
122,8
122,6
124,0
123,8
143,1
142,8
142,6
142,4
35,9
16,7
23,6
30,9
16,7
35,6
16,4
23,3
30,7
16,4
37,0
19,2
23,7
30,3
16,6
36,8
19,0
23,5
30,0
16,3
7
8
9
10
11
12
13
14
15
5,30 (d, J=15,6 Hz;
1H)
1,29 (s, 3H)
1,18 (s, 3H)
1,07 (s, 3H)
1,29 (s, 3H)
(*) (2S, 3S, 6R, 7R)-humuleno-2,3:6,7-diepoxido
(**) (2R, 3R, 6R, 7R)-humuleno-2,3:6,7-diepóxido
(1) Fonte: HEYMANN et al, 1994.
(2) Fonte: HAYANO et al, 1996.
7A*
(CDCl3)2
TsF5B
(CDCl3)
7B**
(CDCl3)2
Figura 33. Espectro de RMN de 1H (CDCl3, 300 MHz) da fração TsF5: Mistura de estereoisômeros do Humuleno diepóxido (7A) e (7B).
62
Figura 34. Espectro de RMN de 13C (CDCl3, 75 MHz) da fração TsF5: Mistura de estereoisômeros do Humuleno diepóxido (7A) e (7B).
63
64
5.2.1.2.3. TsF6: mustacona (8)
15
O
H
3
2
10
4
7
14
H
11
12
13
(8)
A fração TsF6 foi analisada por CG-EM e o cromatograma obtido (Fig. 35) indicou
que esta era constituída por um composto majoritário, correspondente ao pico 4 (Tr = 44,255
min), com concentração relativa de aproximadamente 72%, o qual foi denominado de TsF6A.
Para este composto foi calculado o índice de retenção (índice de Kovats, IK), de acordo com a
fórmula do item 3.1.3.1.3, cujo valor obtido foi de 1695.
Figura 35. Cromatograma da fração TsF6.
O espectro de massas de TsF6A (Figura 36) apresentou o pico do íon molecular em
m/z = 218. A comparação deste espectro com aqueles da biblioteca do equipamento (Wiley 7th
ed.), mostrou uma similaridade de 82% com o espectro de massas de Vulgarona B (8A), um
sesquiterpeno de fórmula molecular C15H22O (MM = 218). Entretanto, os dados de RMN
obtidos na literatura (MEEPAGALA, 2003) para a vulgarona B não são compatíveis àqueles
observados para a TsF6A.
65
Figura 36. Espectro de massa de TsF6A: mustacona (8).
O
Estrutura de vulgarona B
(8A)
No espectro de RMN de 1H de TsF6A (Fig. 37) observou-se a presença dos
principais sinais em: δ 5,74 (sext ap., J = 1,5 Hz, 1H), indicativo de hidrogênio olefínico; em
δ 2,68 (dd, J = 6,6 e 1,5 Hz, 1H) e δ 1,98 (dd, J = 6,6 e 1,5 Hz, 1H), característicos de
hidrogênios cis localizados em vértices opostos de um anel ciclobutano, como já reportado na
literatura (NYASSE, 1988); em δ 0,86 (d, J=6,6 Hz; 3H, H-13) e δ 0,85 (d, J=6,6 Hz; 3H, H12), indicando a presença de duas metilas de grupo isopropil; em δ 0,97 (s, 3H, H-15) uma
metila ligada a um carbono não hidrogenado; e em δ 2,00 (d, J=1,5 Hz, 3H, H-14), uma
metila ligada a carbono sp2, apresentando acoplamento alílico (4J) com um hidrogênio
olefínico.
No espectro de RMN de
13
C (Fig. 38) é possível observar 15 sinais, evidenciando a
natureza sesquiterpênica para TsF6A. Os sinais de carbono em δ 204,4, correspondente a uma
carbonila cetônica, em δ 121,6 e δ 170,3, característicos de carbonos sp2, aliados aos dados
obtidos na análise por (CG- EM), confirmam a existência de uma carbonila α,β-insaturada em
TsF6A. Outros sinais característicos, presentes no espectro de RMN de 13C, foram aqueles em
66
δ 19,8, δ 20,2, δ 20,5 e δ 23,9 associados às quatro metilas, como observado no espectro de
RMN de 1H (Fig. 37).
Com base nas informações obtidas do espectro de DEPT (Tabela 8), pode-se concluir
que TsF6A era constituído por quatro carbonos metílicos, dois carbonos metilênicos, seis
carbonos metínicos e três carbonos não hidrogenados.
A partir de todas as análises já descritas foi possível propor o esqueleto apresentado a
seguir para TsF6A.
O
H
H
Estrutura proposta para TsF6A.
Foi então realizada uma pesquisa no SciFinder Scholar 2007, para verificar a
existência de substâncias com a estrutura equivalente àquela proposta para TsF6A. Nesta
pesquisa verificou-se a ocorrência de dois estereoisômeros, com a mesma estrutura proposta
para TsF6A, sendo estes conhecidos como mustacona (8) e 4-oxoilangeno (8B).
O
O
H
H
H
H
(8)
(8B)
67
Por meio da comparação dos dados de RMN de 1H e
13
C de TsF6A com aqueles
relatados na literatura para os estereoisômeros 4-oxoilangeno (DUH et al, 2004) e mustacona
(NYASSE et al, 1988), foi possível concluir que TsF6A se trata da mustacona (8). Além
disso, o índice de Kovats calculado (IKcal = 1695) para TsF6A apresentou-se de acordo com
aquele descrito na literatura (ZOGHBI et al, 2006) para a mustacona (IKlit = 1676). A
comparação dos dados de RMN entre os compostos acima mencionados é apresentada na
Tabela 7.
Tabela 8. Dados de RMN de 1H e de
13
C(CDCl3) de TsF6A comparados com valores da
literatura para mustacona (8) e oxo-ylangeno (8B)
C/H
1
2
3
4
5
6
7
8ax
8eq
9ax
9eq
10
11
12
13
14
15
TsF6A
δH (J/Hz)
2,68 (dd, J=6,6 e 1,5;
1H)
5,74 (sext ap., J=1,5;
1H)
1,98 (dd, J=6,6 e 1,5;
1H)
2,67 (s, 1H)
1,73 (m, 1H)
1,52 (m, 1H)
1,73 (m, 1H)
1,85 (m, 1H)
1,73 (m, 1H)
1,52 (dd, J=6,9; 6,9,
1H)
0,86 (d, J=6,6; 3H)
0,85 (d, J=6,6; 3H)
2,00 (d, J=1,5; 3H)
0,97 (s, 3H)
mustacona1
δH (J/Hz)
δC
2,65 (dd, J=6,7 e 1,3; 1H)
56,6
2,27 (d, J=6,6; 1H)
64,3
204,4
121,6 5,71 (ddq, J=0,9; 1,3 e 1,4;
1H)
170,3
56,2
1,96 (d, J=6,7 e 0,9; 1H)
203,5
121,4
5,80 (sl, 1H)
203,3
122,3
169,5
55,9
2,47 (d, J=6,6; 1H)
169,6
46,7
54,7
45,6
22,2
54,6
45,4
21,9
2,66 (s, 1H)
1,69 (m, 1H)
1,84 (m, 1H)
56,4
44,9
22,1
36,7
57,6
32,0
2,64 (s, 1H)
1,7 (m, 1H)
1,50 (ddd, J=2,8; 10,5 e
10,5; 1H)
1,7 (m, 1H)
1,85 (m, 1H)
1,7 (m, 1H)
1,49 (dd, J=6,5 e 6,5; 1H)
57,0
31,7
1,88 (m, 1H)
1,66 (m, 1H)
19,8
20,2
20,5
23,9
0,83 (d, J=6,5; 3H)
0,81 (d, J=6,5; 3H)
1,98 (d, J=1,4; 3H)
0,94 (s, 3H)
19,4
19,9
20,2
23,5
0,89 (d, J=6,6; 3H)
0,85 (d, J=6,6; 3H)
2,02 (sl, 3H)
0,97 (s, 3H)
δC
56,8
36,9
(1) – Fonte: NYASSE et al, 1988.
(2) – Fonte: DUH et al, 2004.
oxo-ylangeno2
δH (J/Hz)
δC
36,7
56,9
32,0
19,5
19,7
24,0
20,4
Figura 37. Espectro de RMN de 1H (CDCl3, 300 MHz) da fração TsF6: Mustacona (8).
68
Figura 38. Espectro de RMN de 13C (CDCl3, 75 MHz) da fração TsF6: Mustacona (8).
69
70
5.2.1.2.4. TsF7: Mistura contendo α-Amirina (9), β-amirina (10),
pseudotaraxasterol (11) e lupeol (12)
29
30
R2
R1
29
21
21
28
11
25
25
5
27
H
6
HO
5
24
(9): R1= Me e R2=H;
H
23
H
15
H
3
H
23
26
15
6
HO
22
11
26
H
3
28
22
27
H
HO
H
24
(11)
(12)
(10): R1=H e R2=Me.
O espectro de RMN de 1H (Fig. 39) da fração TsF7 apresentou uma grande quantidade
de sinais entre δ 0,76 e δ 1,07, referentes a grupos metílicos e um multipleto em δ 3,21 junto
ao tripleto em δ 3,63 (J=6,6 Hz), característicos de hidrogênios oximetínicos. Também foram
observados vários sinais de hidrogênios olefínicos, aparecendo em δ 4,56 (m), δ 4,68 (m), δ
4,84 (dd, J=10,8 e 1,5 Hz), δ 4,91 (dd, J=17,1 e 1,5 Hz), δ 5,12 (t, J= 3,6 Hz), δ 5,18 (t, J= 3,6
Hz), δ 5,59 (m) e δ 5,81 (dd, J=10,2 e 6,9 Hz), apontando para uma mistura de triterpenos.
A grande quantidade de sinais presentes no espectro de RMN de
13
C (Fig. 40)
também sinalizou para uma mistura de triterpenos na fração TsF7. Desses sinais, pôde-se
identificar vários, entre δ 35,0-14,0, referentes a grupos metílicos e metilênico, como já
observado no espectro de RMN de 1H. Os sinais em aproximadamente δ 79,3 (79,28, 79,25 e
79,23) caracterizaram uma mistura de triterpenos contendo 3β-OH. A presença de pelo menos
quatro constituintes nesta fração foi evidenciada pela observação de oito sinais de carbono
numa região do espectro característica de carbonos de dupla ligação (δ 108,9 a δ 151,2). Com
base nos sinais dos carbonos olefínicos e na comparação com dados da literatura (OLEA &
ROQUE, 1990), foi possível associar cada constituinte da fração TsF7 a um esqueleto
específico, do seguinte modo: os sinais em δ 151,2 e δ 109,6 são característicos de esqueleto
do tipo lupeno; os pares δ 139,8 e δ 118,9; δ 139,8 e δ 124,6 são característicos de esqueleto
urseno; e os sinais δ 145,4 e δ 121,9 caracterizam o esqueleto Oleaneno.
A partir das análises dos espectros de RMN de 1H e
13
C, da caracterização dos
respectivos esqueletos associados aos pares de carbonos olefínicos, e da comparação com
dados da literatura (Tabela 9), foi possível identificar quatro dos constituintes da fração TsF4
71
como uma mistura dos triterpenos pentacíclicos lupeol, pseudotaraxasterol, α-amirina e βamirina.
Tabela 9. Dados de RMN de
13
C (75 MHz, CDCl3) da fração TsF7 comparados com dados
dos triterpenos lupeol, pseudotaraxasterol, α-amirina e β-amirina
PseudoTsF1C
1
taraxasterol
C
δ (CDCl3)
1
38,8
38,7
38,8
38,8
38,8
2
27,5
27,4
27,5
27,4
27,2
3
79,3
78,9
79,3
79,0
79,3
4
39,0
38,8
39,0
38,9
38,8
5
55,4
55,3
55,5
55,3
55,4
6
18,6
18,3
18,2
18,3
18,2
7
34,5
34,2
34,5
34,3
32,9
8
41,0
40,8
41,0
41,1
40,0
9
50,6
50,4
50,6
50,4
47,8
10 37,1
37,1
37,1
37,1
37,1
11 21,1
20,9
21,7
21,6
23,7
12 25,3
25,1
27,6
27,6
124,6
13 38,3
38,0
39,1
39,2
139,8
14 43,2
42,8
42,3
42,3
41,9
15 27,6
27,4
27,2
27,0
28,6
16 35,8
35,5
36,6
36,7
26,8
17 43,0
43,0
34,5
34,4
33,6
18 48,2
48,2
48,5
48,7
59,3
19 47,9
47,9
36,2
36,3
39,9
20 151,2 150,9
139,8
139,8
39,8
21 29,8
29,8
118,9
118,9
31,3
22 40,0
40,0
42,3
42,2
41,8
23 28,2
28,0
28,2
28,0
28,2
24 15,6
15,4
15,6
15,4
15,6
25 16,2
16,1
16,4
16,3
15,7
26 15,9
15,9
16,2
16,1
16,9
27 14,8
14,5
14,8
14,8
23,5
28 18,2
18,0
17,7
17,7
28,2
29 109,6 109,3
22,6
22,5
23,5
30 19,5
19,3
21,7
21,7
21,3
(1)- Fonte: MAHATO et al, 1994.
TsF1A Lupeol1 TsF1B
α-Amirina1 TsF1D β-Amirina1
38,7
27,2
78,3
38,7
55,2
18,3
32,9
40,0
47,7
36,9
23,3
124,3
139,3
42,0
28,7
26,6
33,7
58,9
39,6
39,6
31,2
41,5
28,1
15,6
15,6
16,8
23,3
28,1
17,4
21,3
38,8
27,2
79,3
38,6
55,4
18,2
32,9
39,9
47,8
36,6
23,7
121,9
145,4
41,8
26,2
26,8
33,6
47,4
46,5
31,3
34,5
37,1
28,4
15,6
15,7
16,9
26,0
28,6
33,2
23,6
38,7
27,3
79,0
38,8
55,3
18,5
32,8
38,8
47,7
37,6
23,6
121,8
145,1
41,8
26,2
27,0
32,5
47,4
46,9
31,1
34,8
37,2
28,2
15,5
15,6
16,9
26,0
28,4
33,3
23,7
Figura 39. Espectro de RMN de 1H (CDCl3, 300 MHz) da fração TsF7: Mistura de triterpenos (9), (10), (11) e (12).
Figura 33A
α-amirina e
β-amirina
72
Figura 39A. Espectro de RMN de 1H (CDCl3, 300 MHz) da fração TsF7, com ampliação da região de δ 4,95 a 4,81.
lupeol
73
Figura 40. Espectro de RMN de 13C (CDCl3, 75 MHz) da TsF7: Mistura de triterpenos (9), (10), (11) e (12).
74
Figura 40A. Espectro de RMN de 13C (75 MHz, CDCl3) da fração TsF7, região ampliada entre δ 160-78.
75
76
5.2.2. Constituintes do óleo essencial (OETs)
A análise por CG-EM do óleo essencial das folhas de T. silvatica (OETs) revelou que
este é constituído principalmente por sesquiterpenos. Nesta análise, de um total de
aproximadamente 41 picos, foi possível identificar apenas 16 destes, sendo 4 sesquiterpenos
oxigenados e 12 sesquiterpenos hidrocarbonetos. Os 16 sesquiterpenos identificados
correspondem a 88,4% do conteúdo total de componentes voláteis presentes neste óleo.
As Figuras 41 e 42 apresentam o cromatograma obtido para OETs. Os dados
referentes às substâncias identificadas são mostrados na Tabela 10, e suas respectivas
estruturas são apresentadas na Figura 43.
Figura 41. Cromatograma de OETs (região ampliada entre Tr 29,0 e Tr 36,5).
Figura 42. Cromatograma de OETs (região ampliada entre Tr 36,5 e 43,0).
77
Tabela 10. Constituintes do Óleo essencial obtido das folhas da T. silvatica
Pico
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
36
37
38
39
40
41
IKCal
1339
1374
1377
1391
1393
1410
1422
1430
1431
1438
1441
1447
1451
1454
1457
1464
1475
1480
1485
1489
1492
1504
1509
1518
1528
1556
1559
1561
1564
1573
1584
1591
1598
1603
1608
1626
1630
1633
1638
1648
1663
IKLit
Substância
FM
Concentração
m/z (int. rel)
1339
δ-elemeno
C15H24
1,12
93(100), 204(2)
1373
Isoledeno
C15H24
tr
105(100), 204(20).
1376
α-copaeno
C15H24
1,97
105(100), 204(11).
--NI
--tr
----NI
--1,49
--1409
α-gurjeneno
C15H24
0,55
41(100), 204(41).
--NI
--7,01
----NI
----0,62
--NI
------NI
--0,28
--Aromadendreno
C15H24
2,29
41(100), 204(11).
1439
--NI
--4,82
----NI
--tr
----NI
--tr
--α-humuleno
C15H24
2,78
93(100), 204(4).
1454
1,33
41(100), 204(14).
1461 Aloaromadendreno C15H24
--NI
--tr
----NI
--tr
--1480
Germacreno D
C15H24
10,14
41(100), 204(17).
--NI
--tr
----NI
--1,02
--33,54
41(100), 204(11).
1494 Biciclogermacreno C15H24
Germacreno A
C15H24
1,33
41(100), 204(17).
1503
--NI
--0,31
--δ-cadineno
C15H24
3,15
41(100), 204(40).
1524
Elemol
C15H26O
41(100), 220(1).
1549
0,61
--NI
----Germacreno B
C15H24
1,52
41(100), 204(90).
1556
--NI
--tr
----NI
--1,40
--1576
Espatulenol
C15H24O
0,99
43(100), 220(1).
Veridiflorol
C15H26O
3,87
43(100), 222(1).
1590
--NI
----3,98
--NI
------NI
--2,31
----NI
--0,72
----NI
--2,34
----NI
--1,41
----NI
--tr
--α-cadinol
C15H26O
1,21
43(100), 204(14).
1653
--NI
--0,87
---
78
OH
H
HO
H
Veridiflorol (3)
Espatulenol (2)
H
H
H
δ-elemeno (13)
α-gurjeneno (16)
Aloaromadendreno (19)
Isoledeno (14)
Aromadendreno (17)
α-copaeno (15)
α-humuleno (18)
Germacreno D (20)
Biciclogermaceno (21)
H
OH
Germacreno A (22)
δ-cadineno (23)
HO
Elemol (24)
H
H
Germacreno B (25)
δ-cadinol (26)
Figura 43. Estruturas dos sesquiterpenos identificados no OETs.
79
5.3. Constituintes Químicos das Folhas de T. casaretti
5.3.1. Isolados por cromatografia em coluna
5.3.1.1. TcF1: Mistura de β-sitosterol (6) e estigmasterol (27)
H
H
H
HO
(27)
A fração TcF1 apresentou-se como um sólido cristalino esbranquiçado, em forma de
agulhas. O espectro de RMN de 1H (Fig 44) de TcF1 apresentou uma grande quantidade de
sinais na região compreendida entre δ 0,67-2,35, caracterizando uma natureza alifática para os
constituintes dessa fração. Os principais sinais nesse espectro foram aqueles observados em: δ
3,52 (m, 1H) característico de hidrogênio geminal a hidroxila; δ 5,34 (d, J=6,0 Hz, 1H), δ
5,14 (dd, J=15,3 e 8,4 Hz, 1H), δ 5,00 (dd, J=15,3 e 8,4 Hz, 1H) correspondentes aos
hidrogênios olefínicos. Este espectro apresentou-se muito característico de uma mistura de βsitosterol (6) e estigmasterol (27).
No espectro de RMN de
13
C (Fig 45) também foi possível observar alguns sinais
característicos destes esteróides, tais como aqueles em: δ 141,0, δ 122,0, δ 138,5 e δ 129,5,
referentes aos carbonos olefínicos, além do sinal em δ 72,0 que associado a um carbono
contendo um grupo 3β-OH. Pode-se ainda notar nesse espectro uma grande quantidade de
sinais na faixa de δ 12,1 a δ 32,1.
Da análise dos espectros de RMN de 1H e 13C, bem como da comparação desses dados
com aqueles da literatura (GOMES, 2007; BREITMAIER, 1993; GOULART et al, 1993)
(Tabela 11), pode-se concluir que a fração TcF1 trata-se de fato de uma mistura dos esteróides
β-sitosterol (6) e estigmasterol (27). As diferenças entre esses dois esteróides é caracterizada
pelos sinais no espectro de RMN de 1H de H-22 (δ 5,14) e H-23 (δ 5,00), presentes apenas na
estrutura do estigmasterol, junto àqueles do espectro de RMN de 13C em C-22 (δ 138,5) e C23 (δ 129,5).
80
Tabela 11. Dados de RMN de
13
C (CDCl3) comparados com dados do β-sitosterol e do
estigmasterol
C
TcF1A
(β-Sitosterol)
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
37,5
31,9
72,0
42,5
141,0
122,0
32,1
31,9
50,4
36,7
21,5
40,0
42,5
57,0
24,6
29,2
56,1
12,2
19,6
36,4
19,0
34,1
26,2
46,0
29,3
20,1
20,1
23,3
12,5
TcF1B
β-Sitosterol1 Estigmasterol1 β-Sitosterol2
(Estigmasterol)
37,5
31,9
72,0
42,4
141,0
122,0
32,1
31,9
50,3
36,4
21,4
39,9
42,5
57,1
24,6
28,5
56,1
12,1
19,6
40,8
21,5
138,5
129,5
51,5
29,3
19,3
19,3
25,7
12,3
(1) Fonte: GOMES, 2008.
(2) Fonte: BREITMAIER, 1993.
(3) Fonte: GOULART et al, 1993.
37,2
31,6
71,7
42,3
140,7
121,7
31,9
31,6
50,1
36,5
21,2
39,7
42,2
56,71
24,3
28,9
55,9
11,9
19,4
36,1
18,7
33,9
26,0
45,8
29,1
19,8
19,8
23,0
12,2
37,2
31,6
71,7
42,2
140,7
121,7
31,9
31,6
50,1
36,1
21,0
39,6
42,2
56,7
24,3
28,2
55,9
11,8
19,4
40,5
21,2
138,3
129,2
51,2
29,1
19,0
19,0
25,4
12,0
37,3
31,6
71,7
42,3
140,8
121,6
32,0
31,9
50,2
36,5
21,1
39,8
42,3
56,8
24,3
28,3
56,1
11,9
19,4
36,2
18,8
34,0
26,1
45,9
29,2
19,8
19,8
23,1
12,3
Estigmasterol3
37,3
31,6
71,8
42,3
140,7
121,7
31,9
31,9
50,1
36,4
21,1
39,7
42,3
56,9
24,4
28,2
55,9
11,9
19,4
40,5
21,2
138,4
129,3
51,2
31,9
19,0
19,0
25,4
12,3
Figura 44. Espectro de RMN de 1H (CDCl3, 300 MHz) da fração TcF1: Mistura de β-sitosterol (6) e estigmasterol (27).
81
Figura 45. Espectro de RMN de 13C (CDCl3, 75 MHz) da fração TcF1: Mistura de β-sitosterol (6) e estigmasterol (27).
82
83
5.3.1.2. TcF2A: aromadendrano-4β,10α-diol (28)
15
OH
H
10
1
4
6
OH H
11
12
13
(28)
A fração TcF2 foi analisada por CG-EM e o cromatograma obtido (Fig. 46) indicou
que esta era constituída por um composto majoritário (TcF2A), indicado pelo pico 3 (Tr =
45,82 min), com concentração relativa de aproximadamente 76%.
Figura 46. Cromatograma obtido da fração TcF2.
O espectro de massas (Fig. 47) de TcF2A, apresentou o pico do íon molecular em
m/z = 238. A partir da comparação desse espectro com aqueles da biblioteca do equipamento
(Wiley 7th Ed), obteve-se uma similaridade de 84% com o espectro de massas do espatulenol
(Figura 47A), um sesquiterpeno de fórmula molecular C15H24O (MM = 220). A diferença de
18 unidades na razão m/z do pico do íon molecular de TcF2A, comparado à massa molecular
do espatulenol, indicou que este último deve ser formado a partir da perda de uma molécula
de água [M-18] de TcF2A, sugerindo, portanto, a fórmula molecular C15H26O2 (MM = 238)
para este composto.
84
Figura 47. Espectro de massas (IE) de TcF2A: Aromadendrano-4β,10α-diol (28).
Figura 47A. Espectro de massas (IE) do espatulenol.
No espectro de RMN de 1H de TcF2 (Fig. 48) a observação de um duplo dupleto em
δ 0,43 (J= 10,8; 9,6 Hz, 1H) e um multipleto de δ 0,56-0,62 (1H), indicaram a presença de
um anel ciclopropânico (MEIRA et al, 2008). Foram observados também quatro simpletos em
δ 1,03 (3H), δ 1,04 (3H), δ 1,14(3H) e δ 1,21 (3H), correspondentes a quatro metilas. Os
demais sinais aparecem como multipletos sobrepostos na região de δ 0,70-2,00.
A partir do espectro de RMN de
13
C (Fig. 49) foi possível confirmar a natureza
sesquiterpênica de TcF2, pela observação de sinais correspondentes a 15 carbonos. Os sinais
em δ 74,5 e δ 79,9, característicos de carbonos metínicos oxigenados, reforçaram a hipótese
da presença de duas hidroxilas em TcF2, como já indicado pelos dados obtidos na análise por
CG-EM. A não observação de qualquer sinal na região de ligação dupla confirma que o
fragmento em m/z = 220, correspondente ao espatulenol, é de fato, formado pela perda de uma
molécula de H2O em TcF2. Nesse espectro pode-se notar facilmente, ainda, os sinais
referentes a quatro metilas em δ 29,0, δ 15,6, δ 23,7 e δ 19,5, como também observado no
espectro de RMN de 1H (Fig. 48).
85
As
informações
acima
descritas,
possibilitaram
propor
a
estrutura
do
aromadendrano-4,10-diol para TcF2A. A partir desta proposta, os dados de RMN de 1H
(Tabela 12) e RMN de 13C (Tabela 13) de TcF2A foram comparados com dados da literatura
(MEIRA et al, 2008; MOREIRA et al, 2003; WU et al, 2000) para diversos estereoisômeros
do aromadendrano-4,10-diol. Estes estereoisômeros diferem entre si apenas pela
estereoquímica dos carbonos (C-4 e C-10) contendo os grupos hidroxila. Por meio desta
comparação, pôde-se concluir que TcF2A trata-se do aromadendrano-4β,10α-diol (28).
Tabela 12. Dados de RMN de 1H (CD3OD) de TcF2A comparados com valores do
aromadendreno-4β,10α-diol.
TcF2A
H
(CD3OD)
δ (J/Hz)
1
2,40-0,70(m)
2
2,40-0,70(m)
3
2,40-0,70(m)
4
5
2,40-0,70(m)
6
0,43(dd, J=10,8 e 9,6; 1H)
7
0,62-0,56(m, 1H)
8
2,40-0,70(m)
9
2,40-0,70(m)
10
11
12
1,03(s, 3H)
13
1,04(s, 3H)
14
1,21(s, 3H)
15
1,14(s, 3H)
1- Fonte: MEIRA et al, 2008.
aromadendrano-4β,10α-diol1
(CDCl3)
δ (J/Hz)
1,87(m, 1H)
1,65(m, 2H)
1,67(m, 2H)
1,18(m, 1H)
0,44(dd, J=9,6 e 9,0; 1H)
0,67(m, 1H)
1,81(m,2H)
1,53(m, 1H)
1,77(m, 1H)
1,04(s, 6H)
1,25(s, 3H)
1,18(s, 3H)
86
Tabela 13. Dados de RMN de
13
C de TcF4A comparados com os dados de diversos
estereoisômeros do aromadendrano-4,10-diol
TcF4A
Aromadendrano-4,10-diol (CDCl3)
δ(CD3OD) 4β,10α 1
4α,10α 2 4α,10β 2 4β,10β 2
1
56,5
56,4
56,2
52,5
56,4
2
23,2
23,8
23,7
23,7
24,3
3
40,9
41,1
41,0
39,6
41,4
4
79,9
80,4
80,1
80,5
80,3
5
47,8
48,4
48,2
45,8
47,2
6
28,0
28,3
28,3
24,9
30,1
7
26,6
26,6
26,5
27,0
26,9
8
20,0
20,1
20,0
19,1
19,2
9
44,2
44,4
44,3
42,4
42,8
10
74,5
75,0
74,8
72,8
71,8
11
19,0
19,4
19,4
20,1
20,9
12
29,0
28,6
28,5
29,0
28,7
13
15,6
16,4
16,3
16,4
16,4
14
23,7
24,4
24,3
25,8
25,1
15
19,5
20,3
20,0
31,2
30,5
1- Fonte: MEIRA et al, 2008.
2- Fonte: MOREIRA et al, 2003.
C
Figura 48. Espectro de RMN de 1H (CD3OD, 300 MHz) da fração TcF2: Aromadendrano-4β,10α-diol (28).
87
Figura 49. Espectro de RMN de 13C (CD3OD, 75 MHz) da fração TcF2: Aromadendrano-4β,10α-diol (28).
88
89
5.3.1.3. TcF3A: 8-epi-esclareol (29)
16
11
OH
13
20
OH
1
15
8
3
18
17
4
6
19
(29)
A fração TcF3 foi submetida a análise por CG-EM e o cromatograma obtido (Fig.
50) aponta a presença de um constituinte principal, correspondente ao pico 3 (Tr = 61,996
min), com concentração relativa de aproximadamente 81%, o qual foi denominado de TcF3A.
O índice de retenção (IK) calculado para esse composto, de acordo com a equação do item
4.1.3.1.3, foi igual a 2228.
Figura 50. Cromatograma obtido a partir análise por CG-EM da fração TcF3.
O espectro de massas (Fig. 51) de TcF3A, apresentou o pico referente ao fragmento
de maior massa em m/z = 290. A partir da comparação desse espectro com aqueles da
biblioteca do equipamento (Wiley 7th Ed), obteve-se uma similaridade de 80% com o espectro
de massas do geranil linalol (30), um diterpeno de fórmula molecular C20H34O (M = 290).
HO
Geranil Linalol (30)
90
Figura 51. Espectro de massas (IE) de TcF3A: 8-epi-Esclareol (29).
O espectro de RMN de 1H (Fig. 53) de TcF3 apresentou os principais sinais em: δ
0,81 (s, 3H), δ 0,85 (s, 3H), δ 0,84 (s, 3H), δ 1,12 (s, 3H) e δ 1,28 (s, 3H), referentes a cinco
metilas. A presença nesse espectro de três duplos dupletos em δ 5,06 (dd, J= 10,8 e 1,2 Hz,
1H), 5,18 (dd, J= 17,4 e 1,2 Hz, 1H) e em δ 5,87 (dd, J= 17,4; 10,8 Hz, 1H) caracterizaram a
existência de hidrogênios vinílicos.
No espectro de RMN de 13C de TcF3 foi possível identificar com clareza a presença
de 20 sinais de carbono, confirmando a natureza ditepêrnica de seu principal constituinte
(TcF3A). Na região de δ 150,0 a 70,0 deste espectro (Fig. 54), os sinais em δ 145,0 (C-14) e δ
112,0 (C-15) confirmaram a presença de ligação dupla do tipo vinílica. Nenhum outro sinal de
carbono sp2 foi observado nesse espectro, o que permitiu descartar completamente a
possibilidade de se tratar do geranil linalol, conforme sugerido pela biblioteca do CG-EM.
Além disso, os sinais em δ 73,6 (C-8) e δ 73,8 (C-13) indicaram a presença de dois carbonos
oxigenados no composto TcF3A, incompatível com a fórmula molecular proposta para o
geranil linalol (C20H34O). Esta informação indica que o fragmento observado em m/z=290,
pode ser resultante de uma possível perda de água do composto TcF3 e, portanto, não foi
observado o pico do íon molecular em m/z=308, compatível com a fórmula molecular
C20H36O2. No espectro de RMN de
13
C outros importantes sinais observados foram aqueles
correspondentes a cinco metilas, em δ 27,7 (C-16), δ 30,8 (C-17), δ 33,5 (C-18), δ 21,9 (C-19)
e δ 15,3 (C-20). Os dados completos de RMN de 13C de TcF3A são apresentados na Tabela
13.
Baseando-se nos espectros de DEPT 90 e DEPT 135 foi possível atribuir a
multiplicidade de todos os sinais correspondentes aos 20 átomos de carbono, presentes no
espectro de RMN de
13
C, sendo cinco metilícos, oito metilênicos, três metínicos e quatro
91
carbonos não hidrogenados. Esses dados também são incompatíveis com aqueles do geranil
linalol (30).
A análise detalhada dos dados de RMN de 1H e 13C, bem como os dados fornecidos
pelas análises em CG-EM, e a comparação com dados da literatura, possibilitou a proposição
de um esqueleto labd-14-eno-8,13-diol (Fig. 52) para TsF3A.
OH
OH
Figura 52. Esqueleto do labd-14-eno-8,13-diol.
Diversos estereoisômeros com o esqueleto labd-14-eno-8,13-diol (Fig. 52) são
relatados na literatura, sendo o mais conhecido deles, o esclareol ((8R,13R)-labd-14-eno-8,13diol). Os dados de RMN de
13
C de TcF3A (Tab 14) foram então comparados àqueles dos
diferentes estereoisômeros com o esqueleleto labd-14-eno-8,13-diol e, a partir desta
comparação, foi possível concluir que TcF3A se trata do 8-epi-esclareol (29), um constituinte
raro de plantas.
Figura 53. Espectro de RMN de 1H (CDCl3, 300 MHz) da fração TcF3: 8-epi-Esclareol (29).
92
Figura 54. Espectro de RMN de 13C (CDCl3, 75 MHz), de TcF3: 8-epi-Esclareol (29).
93
94
Tabela 14. Dados de RMN de
13
C para a TcF3A em comparação com dados de diversos
estereoisômeros com esqueleto labd-14-eno-8,13-diol
TcF3A 13-epi-esclareol 1
C
esclareol 2 ent-esclareol 3 8-epi-esclareol 4
1
39,4
39,9
2
18,5
20,7
3
42,3
42,2
4
33,6
32,7
5
56,2
56,2
6
18,4
19,3
7
42,4
44,9
8
73,6
74,4
9
59,2
62,0
10
39,4
39,4
11
19,5
18,6
12
46,3
44,3
13
73,8
75,2
14
145,0
145,0
15
112,0
112,0
16
27,7
24,7
17
30,8
24,3
18
33,5
33,6
19
21,9
21,7
20
15,3
15,4
1- Fonte: DEMETZO et al, 1990.
2- Fonte: JASSBI et al, 2002.
3- EL-SEEDI et al, 2002.
4- Fonte: TORRENEGRA et al, 1992.
(#) - as atribuições podem ter sido trocadas.
16
11
20
17
3
18
19
Esclareol
17
3
6
4
18
19
8-epi-Esclareol
11
20
OH
17
3
19
13-epi-Esclareol
Figura 55. Estereoisômeros com esqueleto labd-14-eno-8,13-diol.
15
8
17
3
6
4
OH
13
OH
1
15
8
18
16
OH
13
1
15
8
6
4
20
OH
1
15
8
OH
13
39,2
18,3#
42,0
33,2
55,9
18,1#
42,1
73,4
59,0
39,1
19,3
46,1
73,6
145,0
112,0
27,6
30,5
33,4
21,6
15,1
16
11
11
20
OH
1
39,7
18,4
42,0
33,2
56,1
20,5
44,4
74,7
61,6
39,2
19,1
45,0
73,6
146,0
111,0
27,3
24,2
33,4
21,5
15,4
16
OH
13
δC (CDCl3)
39,7
18,5
42,0
33,3
56,1
20,6
44,4
74,8
61,6
39,3
19,2
44,9
73,7
146,0
111,0
27,3
24,3
33,5
21,6
15,5
6
4
18
19
ent-Esclareol
95
5.3.2. Constituintes do óleo essencial (OETc)
Na análise do OETc por CG-EM conforme descrito no item 4.1.3.1.3 e por
comparação com a biblioteca Wiley 7th Ed., foi possível identificar oito sesquiterpenos, dos
quais cinco são oxigenados e três são hidrocarbonetos. Apesar de apenas oito constituintes
terem sido identificados, no cromatograma (Fig. 56 e 56A), 25 picos podem ser visualizados.
Os constituintes identificados correspondem a 35,5 % da constituição total do óleo.
Mesmo não sendo possível a sua identificação por comparação direta com os dados
da biblioteca do CG-EM (Wiley 7th Ed), o pico 16 foi identificado por comparação com os
dados de TcF2A (Fig 47). A análise dos espectros de massas de TcF2A (Fig 47) e do
constituinte correspondente ao pico 16 do OETc (Fig 58), permitiu concluir que se tratam
provavelmente do mesmo composto, um estereoisômero do aromadendranodiol.
Figura 56. Cromatograma de OETc ( região ampliada entre Tr 31,5 e Tr 40,8)
Figura 56A. Cromatograma de OETc (região ampliada entre Tr 46,0 a 58,0)
96
Figura 57. Espectro de massas (IE) do Pico 16 de OETc, IK= 1692.
A Figura 51 apresenta as substâncias identificadas e a Tabela 15 descreve os dados
referentes aos picos.
97
Tabela 15. Constituintes do óleo essencial obtido das folhas de T. casaretti
Pico IKCal
IKLit
Substância
FM
Concentração
m/z (int. rel)
41(100),
204(1).
41(100),
204(11).
41(100),
204(17).
-
1
1393
1391
β-elemeno
C15H24
1,24
2
1442
1439
Aromadendreno
C15H24
1,62
3
1480
1480
Germacreno D
C15H24
0,64
4
1517
NI
-
1,30
5
1557
Elemol
C15H26O
2,24
6
1566
NI
-
0,51
7
1573
1565
Ledol
C15H26O
0,96
8
1589
1576
Espatulenol
C15H24O
1549
41(100),
220(1).
-
9
1592
1581
Óxido de cariofileno
C15H24O
10
1599
1590
Veridiflorol
C15H26O
1,53
11
1617
NI
-
1,27
43(100),
204(9).
43(100),
220(1).
41(100),
205(2).
43(100),
222(1).
-
12
1692
NI
-
2,66
-
13
1702
NI
-
1,88
-
14
1724
NI
-
1,39
-
15
1727
NI
-
1,54
-
16
1732 1738* Aromadendrano-4,10-diol C15H26O2
3,38
17
1751
NI
-
2,05
43(100),
220(4)
-
18
1758
NI
-
2,53
-
19
1760
NI
-
1,57
-
20
1765
NI
-
0,91
-
21
1777
NI
-
1,04
-
22
1782
NI
-
1,51
-
23
1852
NI
-
1,30
-
24
1951
NI
-
1,18
-
25
1997
NI
-
9,80
-
27,24
* IK de TcF2A: Aromadendrano-4β,10α-diol (28)
98
β-elemeno (31)
Aromadendreno (17)
Germacreno D (20)
OH
Elemol (24)
OH
H
HO
H
Espatulenol (2)
Ledol (32)
O
OH
H
H
Óxido de Cariofileno (33)
Veridiflorol (3)
Figura 58. Estruturas das substâncias identificadas no OETc.
99
5.4. Considerações sobre terpenos
Todos os seres vivos possuem uma característica fundamental que é a presença de
atividade metabólica, que nada mais é do que um conjunto de reações químicas que ocorrem
no interior das células. Quando se trata de células vegetais, o metabolismo costuma ser
dividido em primário e secundário.
Define-se como metabolismo primário o conjunto de processos metabólicos que
desempenham uma função essencial no vegetal, tais como a fotossíntese, a respiração e o
transporte de solutos. Os compostos envolvidos no metabolismo primário possuem uma
distribuição universal nas plantas. Esse é o caso dos aminoácidos, dos nucleotídeos, dos
lipídios, carboidratos e da clorofila. Por outro lado, o metabolismo secundário dá origem a
compostos que não possuem uma distribuição universal, pois não são necessários para todas
as plantas. Como conseqüência prática, esses compostos podem ser utilizados em estudos
taxonômicos (quimiossistemática), como ocorrem com os limonóides, considerados
marcadores taxonômicos da família Meliaceae.
Os metabólitos secundários são substâncias produzidas pelos organismos vegetais,
mas que não participam dos processos de formação de protoplasto e geração de energia.
Muitos metabólitos secundários são mediadores em processos de interação das
plantas com o ambiente, especialmente como inibidores da germinação, na proteção contra
predadores, na atração de polinizadores, na proteção contra a perda de água e aumento de
temperatura. Como exemplo, espécies de Datura e Brugmansia (Solanaceae), conhecidas
como trombeteira ou dama-da-noite, apresentam perfume notável à noite e podem atrair
morcegos e mariposas (MELO, 2005). Um grande número de metabólitos secundários
apresenta alguma atividade biológica (inseticida, anti-inflamatória, analgésica etc)
Eles não ocorrem universalmente nas plantas, mas apresentam ampla diversidade
estrutural: taninos, flavonóides, alcalóides, glicosinolatos, pigmentos, ceras, etc. No entanto, o
número de vias metabólicas relacionadas à biossíntese da grande maioria dos metabólitos
secundários é muito pequeno.
Segundo YAMADA (2004) são três as principais classes de metabólitos secundários:
Terpenos, compostos fenólicos e compostos nitrogenados. Terpenos ou terpenóides
constituem o maior grupo de produtos secundários. As diversas substâncias desta classe são,
em geral, insolúveis em água e sintetizadas a partir de acetil CoA ou de intermediários
glicolíticos (Fig 59). Os terpenos são tóxicos e deletérios para muitos insetos e mamíferos
100
herbívoros; assim, eles parecem exercer importantes funções de defesa no reino animal. Entre
os terpenos têm-se os piretróides e a azadiractina com atividade inseticida; os óleos
essenciais, com propriedades repelentes de insetos; os cardenolídeos e as saponinas, de gosto
amargo e extremamente tóxicos para os animais superiores (YAMADA, 2004).
Apesar da grande diversidade de terpenos, apenas duas rotas metabólicas, a do
mevalonato e do MEP são responsáveis pela síntese dos mesmos, a partir de precursores
comuns. A Figura 59 apresenta as vias metabólicas envolvidas na síntese de terpenos.
Figura 59. Rotas metabólicas envolvidas na formação de terpenos.
Fonte: YAMADA, 2004.
Os terpenóides são sintetizados via mevalonato, o qual é formado pela condensação
aldólica de duas unidades da acetoacetil-CoA, seguida de uma hidrólise, originando a 3hidroxi-3-metilglutaril-CoA (HMG-CoA). Esse sofre uma reação de redução catalizada pela
enzima HMGCoA-redutase à mevalonato. O mevalonato é, então, convertido em isopentilpirofosfato (IPP) ou isopreno ativo e seu isômero dimetilalilpriofosfato (DMAPP). As
moléculas de IPP e DMAPP condensam e formam o trans-geranilpirofosfato, dando origem
aos monoterpenos e sesquiterpenos (SANTOS apud FREIRE, 2008). Tudo isso ocorre
segundo esquema apresentado na Figura 60, disposta a seguir.
101
Figura 60. Biossíntese de terpenóides.
Fonte: FREIRE, 2008.
A biossíntese de terpenos pode ocorrer também por outra via metabólica, a do 1deoxi-D-xilulose-5-fosfato (DXPS). Nessa via, o piruvato e o gliceraldeído-3-fosfato formam
o DXPS que, posteriormente, dá origem ao 2-metil-D-eritritol-4-fosfato (MEP). Em seguida,
são formados, por sucessivas reações, o isopentenil-difosfato (IPP) e o dimetilalil-pirofosfato
(DMAPP), os quais irão originar os terpenos (GUIMARÃES apud FREIRE, 2008).
Da condensação dos grupos isômeros ativos do isopreno, são originadas as diferentes
classes de terpenóides conhecidas, conforme figura 61.
102
Figura 61. Formação dos terpenóides a partir de duas rotas metabólicas.
Fonte: SILVA, 2008.
MONOTERPENOS
A combinação de DMAPP e IPP através da enzima prenil transferase produz o
geranil difostato (GPP, Fig. 62). Acredita-se que isso envolva a ionização de DMAPP ao
cátion alílico e posterior adição desse cátion à ligação dupla do IPP, produzindo um
monoterpeno fosfatado, geranil difosfato. A partir do GPP podem ser produzidos dois
isômeros, o linalil difosfato (LPP) e o neril difosfato (NPP), a partir da ionização do cátion
alílico, conduzindo a modificações na posição da ligação dupla ou do grupo difosfato. Esses
três compostos por mudanças relativamente pequenas, dão origem a uma série de
monoterpenos lineares encontrados como componentes de óleos voláteis, flavorizantes e
perfumes. O composto final pode ser um álcool, aldeído, ésteres e, especialmente, acetatos.
A partir daí, por diferentes processos de ciclização, os diferentes esqueletos
monoterpênicos são formados.
103
Figura 62. Biossíntese de alguns esqueletos monoterpênicos a partir de DMAPP e IPP.
SESQUITERPENOS
A adição de unidades IPP em extensão ao geranil difosfato (GPP) origina o precursor
fundamental dos sesquiterpenos, o farnesil difosfato (FPP), conforme figura 63. O FPP pode
então dar origem a sesquiterpenos cíclicos e lineares. Devido ao aumento de comprimento da
cadeia e a adição de uma ligação dupla, o número de possíveis modos de ciclização é também
aumentada, e uma enorme gama de estruturas mono-, bi- e tricíclicas podem resultar.
104
Figura 63. Formação de diversos esqueletos sesquiterpênicos a partir do FPP.
105
DITERPENOS
Por sua vez, os diterpenos são formados pela união de uma unidade IPP ao farnesil
difosfato, por meio da adição eletrofílica do IPP ao cátion alílico terciário formado a partir do
FPP. Dessa união surge o geranil-geranil difosfato (GGPP), de acordo com o esquema
apresentado na Figura 64.
Figura 64. Formação do geranil-geranil difosfato a partir do FPP.
Muitos dos diterpenos naturais surgem a partir da formação de carbocátion iniciada
pela protonação da ligação dupla no começo da cadeia que conduz a uma primeira seqüência
de ciclização (Fig 65). A perda do difosfato mais tarde também produz um carbocátion e
facilita futura ciclizações.
106
Figura 65. Formação do copalil PP a partir do GGPP.
SESTERTEPENOS
Embora muitos exemplos desse grupo de terpenóides naturais sejam conhecidos, eles
são encontrados principalmente em fungos e organismos marinhos, e apresentam
relativamente poucos tipos estruturais. O tipo mais comum de sestertepenóide é
exemplificado pela esclarina (Fig. 66) e esta estrutura pode ser encarada como o resultado de
uma ciclização em seqüência semelhante à que se vê com GGPP nos diterpenos, e com óxido
de esqualeno nos triterpenóides.
Figura 66. Formação do sestertepeno esclarina a partir do geranil-farnesil difosfato (GFPP).
107
TRITERPENOS
Os triterpenos constituem um amplo grupo de produtos naturais derivados do
esqualeno ou relacionado a precursores acíclicos com 30 carbonos. Duas sub-classes
importantes de triterpenos são os esteróides (os quais são componentes dos lipídios de
membrana e precursores de hormônios esteróides em mamíferos) e as saponinas (prontamente
reconhecidas pela formação de espuma em certos extratos vegetais).
Os triterpenos são formados a partir da união de duas moléculas de farnesil
pirofosfato (FPP), através de adição eletrofílica envolvendo carbocátio terciário de uma
unidade e ligação dupla da outra. Dessa união surge o hidrocarboneto conhecido como
esqualeno (Fig. 67), precursor dos triterpenos.
Figura 67. Ciclização do esqualeno para a formação de um triterpeno.
Fonte: DEWICK, 2002.
Neste trabalho foram identificados 22 sesquiterpenos, dos quais dois esqueletos
sesquiterpênicos são observados com maior freqüência: o germacreno, precursor dos
compostos germacreno A, germacreno B, germacreno D, biciclogermacreno e α-copaeno; e o
108
esqueleto humuleno, do qual derivam o óxido de humuleno, humuleno diepóxido, o αhumuleno e o óxido de cariofileno.
O diterpeno esclareol, aqui isolado, tem como precursor o (+)copalil PP (Fig. 65),
originado da ciclização do GGPP.
Ainda foi possível identificar os esteróides β-sitosterol e estigmasterol, cujo
precursor é o triterpeno cicloartenol. Além deles foram identificados quatro triterpenos
pentaciclicos, α-amirina, β-amirina, pseudotaraxasterol e lupeol. Os três primeiros possuem o
esqueleto do tipo urseno e oleaneno, e o último, o esqueleto do tipo lupeno.
SEÇÃO IV
CONCLUSÃO
110
6. CONCLUSÕES E PERSPECTIVAS
Muitas espécies do gênero Trichilia já foram estudadas e uma variedade de
substâncias foram isoladas e identificadas, dentre as quais, muitas com atividades inseticidas.
Entretanto, sobre a espécie T. casaretti poucas informações são encontradas na literatura
sobre a sua constituição química, de modo que esse trabalho assume grande relevância
quando contribui para o conhecimento sobre essa espécie. No caso da T. silvatica, a
importância dessa pesquisa é ainda maior, já que não há relato de qualquer estudo químico
sobre essa espécie, caracterizando essa pesquisa como o primeiro estudo sobre a constituição
química dessa espécie.
Assim sendo, este trabalho vem colaborar com o informações significativas para o
conhecimento sobre plantas do gênero Trichilia.
Dentro desse gênero de plantas os triterpenos correspondem à principal classe de
compostos isolados. Sob esse aspecto essa pesquisa aponta numa nova vertente, fato
caracterizado pelo grande número de sesquiterpenos identificados, e substâncias de várias
classes de terpenóides foram aqui encontradas.
No que diz respeito às atividades inseticidas, apesar dos ensaios biológicos
realizados com os extratos preparados a partir do material vegetal coletado não apresentarem
resultados significativos, não foram realizados estudos de atividade inseticida para as
substâncias isoladas, ficando esses ensaios como perspectiva futura, bem como, o estudo
fitoquímico dos demais extratos ainda não trabalhados, no intuito de complementar a pesquisa
sobre essas espécies.
111
7. REFERÊNCIAS
ADAMS, R. P.; Identification of essential oil components by gas chromatography/ mass
spectroscopy. Allured Publishing Corporation: Illinois, 1995.
ALADESANMI, A. J.; ODEDIRAN, S. A. Antimicrobial activity of Trichilia heudelotti
leaves. Fitoterapia, v. 71, p. 179-182, 2000.
AMBROZIN, A. R. P. “Estudo fitoquímico das famílias Rutaceae e Meliaceae visando o
isolamento de substâncias protótipos para o desenvolvimento de novos fármacos
antichagásicos e antileishmanioses”. São Carlos, Tese de Doutorado, p. 24-49, 2004.
AMBROZIN, R. P; VIEIRA, P. C.; FERNANDES, J. B.; M. F. G. F. SILVA; S.
ALBUQUERQUE. Trypanocidal Activity of Meliaceae and Rutaceae Plant Extracts.
Instituto Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, v. 99, n. 2, p. 227-231, 2004.
AQUINO, V. L., FIGUEIREDO, E. R., MATHIAS, L., BRAZ-FILHO, R., OLIVEIRA, R.
R., VIEIRA, I. J. C., Um novo Cicloartano de Trichilia casaretti (Meliaceae). Anais da 31ª
Reunião Anual da Sociedade Brasileira de Química, 2008.
ATKINS, P. W.; HOLKER, J. S. E.; HOLLIDAY, A. K. Secondary Metabolism, 2a ed.
Clarendon Press, Oxford, 1987.
BARREIRO, E. J. “Desenho de fármacos a partir de produtos naturais”. In: Plantas
Medicinais: sob a ótica da Química Medicinal Moderna. Chapecó: Argos - Editora
Universitária, p. 238-296, 2001.
BARREIRO, E. J. Química Medicinal: as bases moleculares da ação dos fármacos. Porto
Alegre: Artmed Editora, 2002.
BOGORNI, Paulo C., VENDRAMIM, José D., Bioatividade de Extratos Aquosos de
Trichilia spp. sobre Spodoptera frugiperda (Lepidoptera: Noctuidae) em Milho. Neotropical
Entomology, v. 32, n. 4, p. 665-669, 2003.
BOGORNI, P. C.; VENDRAMIM, J. D. Efeito Subletal de Extratos Aquosos de Trichilia spp.
Sobre o Desenvolvimento de Spodoptera frugiperda (J.E. Smith) (Lepidoptera: Noctuidae)
em Milho. Neotropical Entomology, v. 34, n. 2, p. 311-317, 2005.
BORGES, Endler Marcel, Estudo Fitoquímico de Trichogonia menthaefolia Gardner
(Asteraceae-Euphorbiaceae), Dissertação de Mestrado, USP, Ribeirão Preto, p. 35, 2006.
BREHMER, J. S. “Estudo de extratos de plantas medicinais no desenvolvimento do
tumor ascítico de Ehrlich”. Itajaí, Dissertação de Mestrado, p. 9-10, 2005.
BREITMAIER, E. Structure elucidation by NMR in organic chemistry: a pratical guide.
Chichester, John Wiley & Sons, 1993.
112
BUFFON, Daniela Enilda, Isolamento e identificação de princípios ativos Calophyllum
Brasiliense Camb. (CLUSIACEAE). Itajaí: Universidade do Vale do Itajaí. Dissertação de
Mestrado, 74 p., 2005.
CARVALHO, M. G.; VELANDIA, J. R., OLIVEIRA, L. F., BEZERRA, F. B., Triterpenos
isolados de Eschweilera Longipes Miers (Lecythidaceae). Química Nova, v. 21, n. 6, 1998.
CAZAL, C. M., ALVES, A. R., MATOS, A. P., FERNANDES, J. B., SILVA, M. F. G. F.,
VIEIRA., P. C., Constituintes Químicos de Trichilia sp (Meliaceae) e Atividade Biológica de
Seus Extratos Orgânicos sobre Spodoptera frugiperda. Anais da 31ª Reunião Anual da
Sociedade Brasileira de Química, 2008.
CECHINEL, V. F.; YUNES, R. A. . "Estudo Químico de Plantas Medicinais Orientado para
a Análise Biológica, Obtenção, Determinação e Modificação Estrutural de Compostos
Bioativos" In: Plantas Medicinais: sob a ótica da Química Medicinal Moderna. Chapecó:
Argos - Editora Universitária, p. 48-75, 2001.
CECHINEL, V. F.; YUNES, R. A. Estratégias para a obtenção de compostos
farmacologicamente ativos a partir de plantas medicinais. Conceito sobre modificação
estrutural para a otimização da atividade. Química Nova, v. 21, n.1, p. 99-105, 1998.
CHAURET, D. C.; DURST, T.; ARNASON, J. T.; VINDAS, P. S.; ROMAN, L. S.;
POVEDA, L.; KEIFER, P. A. Novel steroids from Trichilia hirta as identified by nanoprobe
inadequate 2D-NMR spectroscopy. Tetrahedron Letters, v. 37, n. 44, p. 7875-7878, 1996.
CORTEZ, D. A. C. “Estudo fitoquímico de Trichilia estipulata e Trichilia hirta (Meliaceae)”.
São Carlos, Tese de doutorado, 253p., 1993.
CORTEZ, D. A. G.; FERNADES, J. B.; VIEIRA, P. C.; DA SILVA, M. F. G. F.;
FERREIRA, A. G.; CASS, Q. B.; PIRANI, J. R. Meliacin butenolides from Trichilia
estipulata. Phytochemistry, v. 49, n. 8, p. 2493-2496, 1998.
CORTEZ, D. A. G.; FERNANDES, J. B.; VIEIRA, P. C.; DA SILVA, M. F. G. F.;
FERREIRA, A. G. A limonoid from Trichilia estipulata. Phytochemistry, v. 55, p. 711-713,
2000.
CUNHA, U. S., VENDRAMIM, J. D., ROCHA, W. C., VIEIRA, P. C., Potencial de Trichilia
pallida Swartz (Meliaceae) Como Fonte de Substâncias com Atividade Inseticida Sobre a
Traça-do-Tomateiro, Tuta absoluta (Meyrick) (Lepidoptera: Gelechiidae). Neotropical
Entomology, v. 34, n. 4, p. 667-673, 2005.
CUNHA, Uemerson Silva da. “Busca de substância de Trichilia pallida e Trichilia pallens
(Meliaceae) com atividade sobre a traça-do-tomateiro, Tuta absoluta (Meyrick) (Lep.:
Gelechiidae)”. Dissertação de Mestrado, 108 p., 2004.
DEMETZO, S. C., HARVALA, C., PHILLIANOS, S.M.. A new labdane-type diterpene and
other compounds from the leaves of Cistus incanus ssp.creticus. Journal of Natural
Products, v. 53, p. 1365-1368, 1990.
DEWICK, P. M.; Medicinal Natural Products – A Biosynthetic Approach, 2ª ed.
Nottingham, 2002.
113
DI STASI, L. C. Plantas medicinais: arte e ciência. Um guia de estudo interdisciplinar.
São Paulo: Editora da Universidade Estadual Paulista, 1996.
DOE, M.; SHIBUE, T.; HARAGUCHI, H.; MORIMOTO, Y. Structures, biological activities,
and total syntheses of 13-hydroxy- and 13-acetoxy-14-nordehydrocacalohastine, novel
modified furanoeremophilane-type sesquiterpenes from Trichilia cuneata. Organic Letters,
v. 7, n. 9, p. 1765-1768, 2005.
DUH, C.; EL-GAMAL, A.; SONG, P.; WANG, S.; DAL, C.; Steroids and Sesquiterpenoids
from the Soft Corals Dendronepphthya gigantea and Lemnalia cervicoral. Journal of
Natural Products, v. 67, p. 1650-1653, 2004.
EL-SEEDI, H. R.; SATA, N.; TORSSELL, K. B. G., New labdene diterpenes from
Eupatorium glutinosum. Journal of Natural Products, v. 65, n 5, p. 728-729, 2002.
FARKAS, P.; HOLCI, M.; TEKEL, J.; MELLEN, S.; VAVERKOVA, S.; Composition of
the Essential Oils from the Flowers and Leaves of Salvia sclarea L. (Lamiaceae) Cultivated in
Slovak Republic. Journal of Essential Oil Reseach, v. 17, p. 141-144, 2005.
FREIRE, Juliana Mesquita. Óleos essenciais de canela, manjerona e anis-estrelado:
caracterização químicae atividade biológica sobre Staphylococcus aureus, Eschericia
coli, Aspergillus flavus e Aspergillus parasiticus. Lavras, Dissertação de Mestrado, 2008.
GARCEZ, F. R.; GARCEZ, W. S.; ROQUE, N. F.; CASTELLANO, E. E.; SCHPECTOR, J.
Z. 7β-Oxygenated limonoids from Trichilia elegans ssp. elegans. Phytochemistry, v. 55, p.
733-740, 2000.
GARCEZ, F.; GARCEZ, W. S.; TSUTSUMI, M. T.; ROQUE, N. F. Limonoids from
Trichilia elegans ssp. elegans. Phytochemistry, v. 45, n. 1, p. 141-148, 1997.
GOMES, A. F. Flavalignanas e um Derivado do Ácido Clorogênico de Trichilia ramalhoi
Rizz. (Meliaceae). Jequié, Dissertação de Mestrado, 2008.
GONÇALVES-GERVÁSIO, Rita de Cássia Rodrigues. Efeito de extratos de Trichilia
pallida swartz e Azadirachta indica A. Juss (Meliaceae) sobre Tuta absoluta (Meyrick) e
seu parasitóide Trichogramma pretiosum Riley. Tese de Doutorado, 88 p. 2003.
GOULART, M. O. F.; SANT’ANA, A. E. G.; LIMA, R. A.; CAVALCANTE, S. H.;
CARVALHO, M. G.; BRAZ-FILHO, R. Fitoconstituintes químicos isolados de Jatropha
elliptica. Atribuição dos deslocamentos químicos dos átomos de carbono e hidrogênio dos
triterpenos Jatrofolonas A e B. Química Nova, v. 16, n. 2, p. 95-100, 1993.
HAHN, L. R.; CARDENAS, J.; ARENAS, C. Trichavesin, a prieurianin derivate from
Trichilia havanensis. Phytochemistry, v. 43, n. 2, p. 457-459, 1996.
HAYANO, K., SHINJO, T., MOCHIZUKI, K., Isolation of new tc conformational Humulene
2,3:6,7-Diepoxide. Heterocycles, v. 43, n 3, p. 523 – 526, 1996.
114
HEYMANN, H.; TEZUKA, Y.; KIKUCHI, T.; SUPRYTATNA, S.; Constituents of Sindora
sumatrana MIQ. I. Isolation and NMR Spectral Analysis of Sesquiterpenes from the Dried
Pods. Chemical & Pharmaceutical Bulletin, v. 42, n. 1, p. 138-146, 1944.
JASSBI, A. R.; ZAMANIZADEHNAJARI, S.; AZAR, P. A.; TAHARA, S., Antibacterial
Diterpenoids from Astragalus brachystachys. Zeitschrift fur Naturforsch. v. 57c, p. 10161021, 2002.
MACIEL, M. A. M., PINTO, A, C., VEIGA-JR, V. F., GRYNBERG, N. F., ECHEVARRIA,
A., Plantas Medicinais: A Necessidade de Estudos Multidisciplinares. Química Nova, v. 25,
n. 3, p. 429-438, 2002.
MAHATO, S. B.; KUNDU, A. P. 13C Spectra of Pentacyclic Triterpenoids – A Compilation
and Some Salient Features. Phytochemistry, v. 37, n.6, p. 1517-1575, 1994.
MATOS, Andréia Pereira. Busca de compostos inseticidas: estudo de espécies do gênero
Trichilia (Meliaceae) – São Carlos: UFSCar. Tese de Doutorado, 170 p. 2006.
MATOS, F. J. A. Introdução à fitoquímica experimental. 2. ed. Fortaleza: Edições UFC,
1997.
McCHESNEY, J. D., VENKATARAMAN, S. K., HENRI, J. T., Plant natural products: Back
to the future or into extinction? Phytochemistry, v. 68, p. 2015–2022, 2007.
MEEPAGALA, K. M.; KUHAJEK, J. M., STURTZ, G. D., WEDGE, D. E., Vulgarone B,
The Antifungal Constituent in the Steam-Distilled Fraction of Artemisia Douglasiana.
Journal of Chemical Ecology, v. 29, n. 8, p. 1171-1780, 2003.
MEIRA, M.; DAVID, J. M.; DAVID, J. P.; ARAÚJO, S. V.; REGIS, T. L.; GIULIETTI, A.
M., QUEIRÓZ, L. T., Constituintes químicos de Ipomea subincana MEISN,
(CONVOLVULACEAE). Química Nova, v. 31, n. 4, p. 751-754, 2008.
MELO, Rosana Coelho de Alvarenga. Plantas medicinais, óleos essenciais e aromas. Revista
Eletrônica Nutritime, v. 2, n. 2, p.193 – 200, 2005.
MENDES, Carlos Leonardo Azevedo. Triterpenóides e a sua actividade AntiInflamatória. Departamento de Química, Faculdade de Ciências e Tecnologias da
Universidade Nova de Lisboa, 2004.
MOREIRA, I. C.; LAGO, J. H.; YOUNG, M. C.; ROQUE, N. F., Antifugal Aromadendrane
Sesquiterpenoids from the Leaves of Xylopia brasiliensis. Journal of the Brazilian
Chemistry Society, v. 14, n. 5, p. 828-831, 2003.
MULHOLLAND, D. A., PAREL, B., COOMBES, P. H. The chemistry of the Meliaceae and
ptaeroxylaceae of southern and eastern Africa and Madagascar. Current Organic
Chemistry, Durban, v. 4, p. 1011-1054, 2000.
NYASSE, B. TIH, R. G., SONDENGAM, B. L., MARTIN, M. T., BODO, B. Mandassidione
and other sesquiterpenic ketones from Cyperus articulatus. Phytochemistry, v. 27, n. 10, p.
3319-3321, 1988.
115
OLEA, R. S. G.; ROQUE, N. F. Análise de misturas de triterpenos por RMN de
Química Nova, v. 13, n.4, p. 278-281, 1990.
13
C.
OLGUIN-LOPEZ, J. F., TORRE, M. C., VIÑUELA, E., CASTAÑERA, P., Actividad de
extractos de semillas de Trichilia havanensis Jacq, sobre larvas de Helicoverpa armigera
(Hübner). Boletin Sanidad Vegetal, v. 24, n. 3, p. 629-636, 1998.
OLUGBADE, T. A.; ADESANYA, S. A. Prieurianoside, a protolimonoid glucoside from the
leaves of Trichilia prieuriana. Phytochemistry, v. 54, p. 867-870, 2000.
ORTEGO, F.; OLGUÍN, J. L.; RUÍZ, M.; CASTANERAL, P. Effects of Toxic and Deterrent
Terpenoids on Digestive Protease and Detoxication Enzyme Activities of Colorado Potato
Beetle Larva e Pesticide. Biochemistry and Physiology, v. 63, p. 76–84, 1999.
PASQUALOTTO, V. G., NEBO, L., MATOS, A. P., VIEIRA, P. C., FERNANDES, J. B.,
SILVA, M. F. G. F., Estudo Fitoquímico e Avaliação da Atividade Inseticida dos Frutos e
Sementes de Trichilia spp. (Meliaceae). Anais da 31ª Reunião Anual da Sociedade
Brasileira de Química, 2008.
PATRICIO, P. C., CERVI, A. C., O gênero Trichilia P. Browne (Meliaceae) no Estado do
Paraná, Brasil. Acta Biology, v. 34, p. 27-71, 2005.
PENNINGTON, T. D. & STYLES, B. T. “A generic monograph of the Meliaceae”. Blumea,
v. 22, p. 419-540, 1975.
PENNINGTON, T. D. Meliaceae. Flora Neotropica Monograph, v. 28, p. 1-472, 1981. In:
http://www.icb.ufmg.br/bot/mataatlantica/familias/Meliaceae.htm, Acesso em 02/2008.
PINTO, A. C., SILVA, D. H. S., BOLZANI, V. S., LOPES, N. P., EPIFANIO, R. M.,
Produtos Naturais: Atualidade, Desafios e Perspectivas. Química Nova, v. 25, supl. 1, p. 4561, 2002.
PIZZOLATTI, M.G.; VENSON, A.F.; SMÂNIA, A.J.; SMÂNIA, E.F.A.; FILHO, R.B. Two
epimeric flavalignans from Trichilia catigua (Meliaceae) with antimicrobial activity.
Zeitschrift fur Naturforsch, v. 57 c, p. 483-488, 2002.
PUPO, M. T., ADORNO, M. A. T., VIEIRA, P. C., FERNANDES, J. B., DA SILVA, M. F.
G. F., PIRANI, J. R.. Terpenoids and Steroids from Trichilia Species. Journal of the
Brazilian Chemical Society, v. 13, n. 3, p.382-388, 2002.
PUPO, M. T.; VIEIRA, P. C.; FERNANDES, J. B.; DA SILVA, M. F. G. F.; RODRIGUES,
E. Androstane and pregnane 2β,19-Hemiketal steroids from Trichilia claussenii.
Phytochemistry, v. 45, n. 7 p. 1495-1500, 1997.
PUPO, M. T.; VIEIRA, P. C.; FERNANDES, J. B.; DA SILVA, M. F. G. F. γ-Lactones from
Trichilia claussenii. Phytochemistry, v. 48, n. 2, p. 307-310, 1998.
PUPO, M. T.; VIEIRA, P. C.; FERNANDES, J. B.; DA SILVA, M. F. G. F. A cycloartane
triterpenoid and ω-phenyl alkanoic and alkenoic acids from Trichilia claussenii.
Phytochemistry, v. 42, n. 3, p. 795-798, 1996.
116
RAMÍREZ, M. C.;TOSCANO, R. A.; ARNASON, J.; OMAR, S.; ROJAS, C. M. C. G.;
MATA, R. Structure, Conformation and Absolute Configuration of New Antifeedant
Dolabellanes from Trichilia trifolia. Tetrahedron, v. 56, p. 5085-5091, 2000.
ROCHA, Waldireny Caldas. Busca de substâncias bioativas em plantas amazônicas:
Adiscanthus fusciflorus (Rutaceae), Trichilia pallida e T. rubra (Meliaceae). São Carlos:
UFSCar, Tese de Doutorado, 221 p., 2005.
RODRIGUES, V. F., CARMO, H. M., BRAZ-FILHO, R., MATHIAS, L., VIEIRA, I. J. C.,
Protolimonóides Isolados de Trichilia Quadrijuga (Meliaceae). Anais da 31ª Reunião Anual
da Sociedade Brasileira de Química, 2008.
RODRÍGUEZ, B.; CABALLERO, C.; ORTEGO, F.; CASTANERA, P. A new
tetranortriterpenoid from Trichilia havanensis. Journal of Natural Products, v. 66, p. 452454, 2003.
ROEL, A. R., VENDRAMIN, J. D., FRIGHETTO, R. T. S., FRIGHETTO, N., Atividade
Tóxica de Extratos Orgânicos de Trichilia pallida Swartz (Meliaceae) Sobre Spodoptera
frugiperda (J. E. Smith). Anais Society Entomology Brasil. v 29, n. 4, p. 799-808, 2000.
SCHUSTER, I. ; ABDELNOOR, R. V. ; MARIN, S. R. R. ; CARVALHO, V. P. ; KIIHL, R.
A. S. ; SILVA, J. F. V. ; SEDIYAMA, C. S. ; BARROS, E. G. de ; MOREIRA, M. A. .
Identification of a new major QTL associated with resistance to soybean cyst nematode
(Heterodera glycines). Theoretical And Applied Genetics, v. 102, p. 91-96, 2001.
SILVA, F. A.; LIMA, M. A. S.; BEZERRA, A. M.; FILHO, R. B.;SILVEIRA, E. R., Labdane
Diterpene from the Aerial Parts of Egletes viscosa Less. Journal Brazilian of the Chemical
Society, v. 18, n. 7, p. 1374-1378, 2007.
SIMMONDS, M. S. J.; STEVENSON, P. C.; PORTER, E. A.; VEITCH, N. C. Insect
Antifeedant Activity of Three New Tetranortriterpenoids from Trichilia pallida. Journal of
Natural Products, v. 64, p. 1117-1120, 2001.
SIQUEIRA, D. S. de; PEREIRA, A. dos S.; NETO, F. R. de A.; CABRAL, J. A.;
FERREIRA, C. A. C.; SIMONEIT, B. R. T.; ELIAS, V. O. Determinação de compostos de
massa molecular alta em folhas de plantas da Amazônia. Química Nova, v. 26, n. 5, p. 633640, 2003.
SOUZA, A. P. “Atividade inseticida e modo de ação de extratos de Meliáceas sobre
Bemisia tabaci (GENN., 1889) Biótipo B”. Piracicaba, Tese de Doutorado, p. 17, 2004.
SOUZA, Antonio P., VENDRAMIM, Jose´. D., Atividade Inseticida de Extratos Aquosos de
Meliáceas sobre a Mosca-branca Bemisia tabaci (Genn.) Biótipo B (Hemiptera: Aleyrodidae).
Neotropical Entomology, v 30, n 1, p. 133, 2001.
TANG, W.; HIOKI, H.; HARADA, K.; KUBO, M.; FUKUYAMA, Y. Antioxidant
Phenylpropanoid-Substituted Epicatechins from Trichilia catigua. Journal of Natural
Products, v. 70, p. 2010-2013, 2007.
TEMPLETON, W. An Introduction to the chemistry of the terpenóides and steroids;
Butterworths & Co.; London, p. 244., 1969.
117
TISSOTL, A. C., OLIVEIRA, S. L., DUQUEL, J. E. L., SILVAL, A. N., FRENSCH, G.,
COSTA, E. V., MAIS, B. H. L. N. S. M., MARQUES, F. A. Avaliação do Efeito de
Repelência do Óleo Essencial das Folhas de Trichilia pallida Swartz (Meliaceae) Frente a
Mosquitos Aedes aegypti. Anais da 31ª Reunião Anual da Sociedade Brasileira de
Química, 2008.
TORRENEGRA R., PEDROZO J., ROBLES J., WAIBEL R., ACHENBACH H., Diterpenes
from Gnaphalium pellitum and Gnaphalium graveolens. Phytochemistry, v. 31, p. 2415 –
2418, 1992.
VENDRUSCOLOO, G. S., RATES, S. M., MENTZ, L. A., Dados químicos e farmacológicos
sobre as plantas utilizadas como medicinais pela comunidade do bairro Ponta Grossa, Porto
Alegre, Rio Grande do Sul. Brazilian Journal of Pharmacognosy, v. 15, n. 4, p. 361-372,
2005.
VIEGAS, Cláudio Jr. Terpenos com Atividade Inseticida: Uma Alternativa para o Controle
Químico de Insetos. Química Nova, v. 26, n. 3, p. 390-400, 2003.
VIEIRA, P. C.; MAFEZOLI, J. BIAVATTI, M. W. Inseticidas de Origem natural. In:
FERREIRA, J. T. B. ; CÔRREA, A. G. ; VIEIRA, P. C. Produtos Naturais no Controle de
Insetos. São Carlos: Editora da UFSCar, 2001.
WHEELER A. D.; ISMAN, M. B. Effect of Trichilia americana Extract on feeding behavior
of Asian Armyworm, Spodoptera litura. Journal of Chemical Ecology, v. 26, n. 12, 2000.
WHEELER A. D.; ISMAN, M. B.; VINDAS, P. E. S.; ARNASON, J. T.Screening of Costa
Rican Trichilia species for biological activity against the larvae of Spodoptera litura
(Lepidoptera: Noctuidae). Biochemical Systematics and Ecology, v. 29, p. 347-358, 2001.
WU, T.; CHAN, Y.; LEU, Y., The Consituents of the Root and Stem of Aristolochia
heterophylla Hemsl. Chemical Pharmaceutical Bulletin, v. 48, n. 3, p. 357-361, 2000.
XIE, Y. S.; ISMAN, M. B.; GUNNING, P.; MACKINNON, S.; ARNASON, J. T.; TAYLOR,
D. R.; SÀNCHEZ, P.; HASBUN, C.; TOWERS, G. H. N. Biological activity of extracts of
Trichilia species and the limonoid hirtin against lepidopteran larvae. Biochemical
Systematics and Ecology, v. 22, n. 2 p. 129-136, 1994.
YAMADA, Tsuioshi, Resistências de plantas às pragas e doenças: pode ser afetada pelo
manejo da cultura? Informações Agronômicas, n. 108, p. 1-25, 2004.
ZANON, R. B., PEREIRA, D. F., BOSCHETTI, T. K., SANTOS, M., ATHAYDE, M. L.,
Fitoconstituintes isolados da fração em diclorometano das folhas de Vernonia tweediana
Baker. Revista Brasileira de Farmacognosia, v. 18, n. 2, p. 226-229, 2008.
ZOGHBI, Maria das G. B., ANDRADE, E. H., OLIVEIRA, J. e CARREIRA, L. M. M.,
Yield and Chemical Composition of the Essential Oil of the Stems and Rhizomes of Cyperus
articulatus L. Cultivated in the State of Pará, Brazil. Journal of Essential Oil Reseach, v. 18,
p. 10-12, 2006.
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