CONTRIBUIÇÃO AO MÉTODO DE CAPTURA DE INSETOS POR MEIO DE
ARMADILHA LUMINOSA, PRA OBTENÇÃO DE EXEMPLARES SEM
DANOS MORFOLÓGICOS
Paulo Sérgio Fiuza Ferreira
David dos Santos Martins
Compilado por Evelyn R. Moretti – Bio Controle
A armadilha luminosa tem sido muito usada em estudos entomo-faunísticos para
avaliar a distribuição, flutuação e fazer o controle de pragas, sendo o mais eficiente
método de levantamento de insetos noturnos fototrópicos positivo.
No Brasil, o modelo mais utilizado é o “Luis de Queiroz”, com fonte luminosa
fluorescente ultra-violeta de 15 W e 100 V, F15T8BL. Contudo este modelo apresenta
algumas dificuldades e problemas, sendo um deles, a dificuldade de se obter espécimes
com estruturas morfológicas em bom estado de conservação. No final das coletas,
principalmente os lepidópteros, que são os mais atraídos e sofrem maiores danos, se
apresentam aglutinados e danificados. Isto dificulta ou até impossibilita a identificação
dos insetos, prejudicando a precisão dos resultados das pesquisas.
Os fatores que contribuem para tal resultado são: o excesso de umidade,
proveniente de orvalho e chuva que levam à aderência dos insetos ao recipiente de
coleta, aglutinando-os no fundo; e o contato entre eles que favorece mutilações,
provenientes de seu constante debater nas tentativas de fuga.
Este trabalho visa apresentar uma solução para a captura de insetos com menores
danos, que possam contribuir para o aperfeiçoamento de pesquisas entomológicas, e
ampliação de acervos das coleções de museus e instituições nacionais.
O experimento, instalado na Zona da Mata de Viçosa-MG de 1981 a 1982,
utilizou uma armadilha luminosa baseada no modelo “Luiz de Queiroz”, modificada no
seu receptáculo de coleta.
Este receptáculo é formado por:
a) saco plástico transparente com 60 cm por 100 cm e 0,04 cm de espessura;
b) “almofada” de retalhos de jornal emaranhados, formados por fitas de 0,5 cm
por 50 cm;
c) Dispositivo para matança: tubo de vidro transparente de 3,5 cm de diâmetro,
8 cm de comprimento e abertura de 2 cm de diâmetro. Dispõe de tampa
plástica de pressão com orifício central de onde emerge 2 cm de pavio de
algodão com 14 cm de comprimento por 1 cm de diâmetro, e um cartão
suporte quadrado de 18 cm de lado e 0,3 cm de espessura, furado no centro,
onde se encaixa o tubo de vidro.
Para o receptáculo, coloca-se, frouxamente, no interior do saco plástico a
almofada de retalhos, ocupando 1/3 do volume. Dentro desta almofada, no centro,
coloca-se o dispositivo para matança com o tubo de vidro na posição vertical, com
acetato de etila. Prende-se o receptáculo ao tubo do cone de captura da armadilha
luminosa. Recomenda-se esperar 1 hora antes de ligar a armadilha, a fim de que se
possa criar uma atmosfera com o gás de acetato de etila.
Após passar o período de coleta, retira-se o receptáculo e, no laboratório,
separam-se os insetos capturados do emaranhado de fitas. Para isso, retira-se o
dispositivo de matança, e despeja-se a “almofada” numa superfície plana e branca,
agitam-se as fitas em pequenas porções, coletando-se os insetos capturados.
Neste trabalho, em média, 95 % dos insetos coletados apresentaram bom estado
de conservação, sem perdas ou danos em estruturas morfológicas. Além do saco
plástico ser um material leve, econômico, de fácil manuseio, transporte e substituição,
obteve-se mais algumas vantagens tais como: total vedação e impermeabilidade, sem
escape de gás mortífero e sem entrada de água; maior expansão do gás de acetato de
etila que leva a um melhor efeito mortal para os insetos; melhor acomodação da
“almofada” de retalhos e do dispositivo de matança e total retirada dos insetos
capturados.
Pelo fato do saco plástico apresentar 0,04 cm de espessura, houve maior
resistência a perfurações principalmente por ação de mandíbula e projeções agudas do
exoesqueleto e de muitos insetos, sobretudo coleópteros escarabeídeos.
A “almofada” apresenta vantagem, pois tem grande capacidade de absorção,
evitando o acumulo de água de chuva e orvalho no fundo e nas paredes do saco plástico,
e cria um ambiente em que os insetos ficam presos, dificultando sua fuga. Assim, os
insetos tem pouco contato uns com os outros, evitando o mutilamento mutuo. Além
disso, há ampliação da zona evaporatória na região do contato com o pavio do tubo de
vidro, acelerando a formação de uma câmara mortífera dentro do saco plástico.
O uso do cartão de suporte favoreceu a manutenção da estabilidade vertical do
tubo de vidro, evitando sua inclinação por ação dos ventos, movimentação dos insetos e
outro distúrbio mecânico.
O acetato de etila mostrou-se uma substância muito útil e eficaz, pois apresenta
baixa toxicidade para o homem e apresenta-se efetivo contra os insetos pelo tempo
necessário até sua morte. A dosagem de acetato de etila recomendada para cada período
de captura, em condições noturnas (temperatura média de 18°C, e umidade média de
94%) foi de 40 mL.
LITERATURA CITADA
ALINIAZEE. M. T. & STAFFORD, E. M. Seasonal fligt patterns of the omnivorous
leaffolder and grape leaffolder in central California vineyards by backlight traps.
Environm. Emtomol., 1 (1): 65-68, 1972.
CIVIDANES, F. J., SILVEIRA NETO, S. & BOTELHO, P. S. M. Flutuação
populacional de Chysomelidae coletados com armadilhas luminosas em regiões
canavieiras de São Paulo. O solo. 72 (1): 45-51, 1980.
CHAGAS, E. F., COELHO I. P., SILVEIRA NETO S., DIAS J. F. S. & FAZOLIN, M.
Analise faunística da família Pyralidae (Lepidóptera). Vol. XXIX, n. 165, 1982.
COELHO I. P., SILVEIRA NETO S., DIAS J. F. S. FORTI L. C., CHAGAS, E. F. &
LARA F.M., Fenologia e analise faunística da família Sphihgidae (Lepidóptera) através
de levantamentos com armadilha luminosa em piracicaba, SP. Anais da S.E.B., 8
(2):295-309, 1979.
FROST, S. W., Light traps for insects collection, survey and control. Pennsylvania
State University, Agricultural Experiment Station, 1952. 32 p. (Bulletin, 550)
LARA F.M., Influencia de fatores ecológicos na coleta de algumas pragas com
armadilhas luminosas. Piracicaba, ESALQ/USP, 1974. 142 p. (Dissertação de
mestrado).
LARA F.M. Análise de fauna de noctuídeos (Lepidóptera) de Jabotocabal e Piracicaba
(SP) através de levantamentos com armadilhas luminosas. Jaboticabal, F. C. A. V.,
1976. 170 p. (Tese de livre docência).
NAKAYAMA, K., SILVEIRA NETO, S. & NAKANO, O. Armadilha luminosa LQ-III
para captura de insetos. Ecossistema 4 (1): 139-140, 1979.
SILVEIRA NETO, S. & SILVEIRA, A. C. Armadilha luminosa Luis de Queiros. O
solo. 61 (2): 15-21, 1969.
SILVEIRA NETO, S., CASTILHO H. J., & FORTI L. C. Armadilha luminosa portátil
modelo Luis de Queiroz 2. Ecossistema, 1 (1):15, 1976.
SILVEIRA NETO, S., NAKANO, O., BARBIN, D. & VILLANOVA, N. A., Manual
de ecologia de insetos. São Paulo, E. Agr. Ceres, 1976. 519 p.
SOUTHWOOD, T. R. E., Ecological methods. 3 ed. Londres, Chapman and hall, 1971,
391 p.
WINDL, F. M. & SILVEIRA NETO, S. Levantamento da população de insetos pelo
emprego de armadilhas luminosas. Ci. Cult. 19 (2): 307-308, 1967.
VAIL, P. V., HOWLAND, A. F., HENNEBERRY, T. J. Seasonal distribution sex
ratios, and mating of female noctuid moths in blacklight trappings studies. Ann.
Entomol. Soc. Amer. 61 92): 405-410: 1968.