RECOMENDAÇÕES DA
SOCIEDADE BRASILEIRA DE
PATOLOGIA CLÍNICA/MEDICINA
LABORATORIAL PARA COLETA DE
SANGUE VENOSO
1ª Edição
Outubro de 2005
Direitos autorais reservados.
Recomendações da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica / ML para
Coleta de Sangue Venoso, 1ª.ed. / elaborado pelo Comitê de Coleta de Sangue da SBPC/ML e BD Diagnostics - Preanalytical Systems. São Paulo, 2005
76 p.
1. Sangue. 2. Técnicas de Laboratório Clínico. 3. Técnicas e Procedimentos de Laboratório. I. SBPC/ML. II. BD Diagnostics - Preanalytical
Systems. III. Título
SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOLOGIA
CLÍNICA/MEDICINA LABORATORIAL
COMISSÃO DE COLETA DE SANGUE VENOSO
PRESIDENTE:
Dr. Nairo Massakazu Sumita
Professor Assistente Doutor da Disciplina de Patologia Clínica da Faculdade de Medicina – Universidade de São
Paulo (FMUSP), Diretor do Serviço de Bioquímica Clínica da Divisão de Laboratório Central – HCFMUSP, Coordenador do Serviço de Química Clínica – Departamento de Patologia Clínica do Hospital Israelita Albert Einstein.
VICE-PRESIDENTE:
Dr. Ismar Barbosa
Médico Patologista Clínico, Gerente Técnico do Programa para Acreditação de Laboratórios Clínicos (PALC) da
Sociedade Brasileira de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial (SBPC/ML).
PARTICIPANTES:
Dr. Adagmar Andriolo
Professor Livre-Docente de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial da Escola Paulista de Medicina – UNIFESP,
Assessor Médico do Fleury – Centro de Medicina Diagnóstica.
Dra. Áurea Lacerda Cançado
Médica Patologista Clínica do Laboratório Central do Hospital das Clínicas – Universidade Federal de Minas
Gerais (HC-UFMG).
Dra. Luisane Maria Falci Vieira
Médica Patologista Clínica, Diretora Científica da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial.
Dra. Maria Elizabete Mendes
Doutora em Patologia pela Faculdade de Medicina da Universidade de São Paulo
Médica Patologista Clínica, Chefe da Seção Técnica de Bioquímica de Sangue da Divisão de Laboratório Central
do Hospital das Clínicas da Faculdade de Medicina da Universidade de São Paulo.
Dra. Patrícia Romano
Biomédica, Pós-Graduada em Saúde Pública, Especialista em Aplicação de Produtos da área de BD Diagnostics
- Preanalytical Systems.
Dra. Rita de Cássia Castro
Médica Clínica Geral e Endocrinologista, Pós-Gradução (nível mestrado) em Neuroendocrinologia, executiva
com experiência nas áreas de Diagnóstico, Indústria Farmacêutica, Consumo, Comunicação e Relacionamento
com Clientes, Gerente de Assuntos Médicos BD – Região América Latina Sul.
Dr. Ulysses Moraes Oliveira
Diretor Científico do Laboratório Franceschi. Presidente da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica/ Medicina
Laboratorial, Biênio 2004/2005.
PREFÁCIO
Este documento propõe recomendações da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial (SBPC/ML) para a coleta de sangue venoso.
Representa o resultado do esforço de profissionais reunidos, com o propósito de coletar,
analisar e selecionar procedimentos que abrangessem, de forma clara e objetiva, itens importantes para a coleta de sangue venoso.
Neste projeto, estiveram reunidas por seis meses consecutivos, pessoas que dedicaram tempo e energia a este tema de trabalho. A força-tarefa constituiu-se de professores associados da
SBPC/ML, em parceira com experientes profissionais da BD (Becton, Dickinson and Company).
O esforço resultou neste Documento, estruturado em aspectos técnicos, profundamente analisados, baseados na prática, na moderna literatura científica nacional e internacional, e nos
aspectos do relacionamento humano durante o ato da coleta de sangue venoso.
Estas recomendações envolvem as referências normativas complementadas por bibliografia
recomendada pelo grupo de trabalho.
Orgulhosamente, então, apresentamos este texto, no desejo de que ele não se encerre em si
mesmo, mas que sirva de estímulo para discussões e para a busca de novos desafios.
Boa leitura!
São Paulo, outubro de 2005.
ÍNDICE
INTRODUÇÃO......... ............................................................................................................................. 8
I. Recomendações da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica / Medicina Laboratorial
para Coleta de Sangue Venoso. .................................................................................................... 9
1. Causas Pré-Analíticas de Variações dos Resultados de Exames Laboratoriais ....................... 9
1.1 Variação Cronobiológica ................................................................................................... 9
1.2 Gênero ............................................................................................................................... 9
1.3 Idade ................................................................................................................................. 9
1.4 Posição ............................................................................................................................ 10
1.5 Atividade Física ............................................................................................................... 10
1.6 Jejum ............................................................................................................................... 10
1.7 Dieta ............................................................................................................................... 10
1.8 Uso de Fármacos e Drogas de Abuso ........................................................................... 11
1.9 Aplicação do Torniquete ................................................................................................. 11
1.10 Procedimentos Diagnósticos e/ou Terapêuticos ........................................................... 11
1.11 Infusão de Fármacos ...................................................................................................... 11
1.12 Gel Separador ................................................................................................................. 12
1.13 Hemólise .......................................................................................................................... 12
1.14 Lipemia ............................................................................................................................ 12
2. Instalações e Infra-Estrutura Física do Local de Coleta .......................................................... 13
2.1 Recepção e Sala de Espera ........................................................................................... 13
2.2 Área Física da Cabine de Coleta .................................................................................... 13
2.3 Infra-Estrutura .................................................................................................................. 13
2.4 Equipamentos e Acessórios ........................................................................................... 13
2.5 Conservação e Limpeza das Instalações ....................................................................... 13
3. Fase Pré-Analítica para Exames de Sangue ............................................................................ 14
3.1 Procedimentos Básicos para Minimizar Ocorrências de Erro ....................................... 14
3.1.1 Para um paciente adulto e consciente ............................................................... 14
3.1.2 Para pacientes internados .................................................................................. 14
3.1.3 Para pacientes muito jovens, ou inconscientes ou com algum tipo de
dificuldade de comunicação ............................................................................... 14
3.2 Definição de Estabilidade da Amostra ........................................................................... 16
3.3 Transporte de Amostra como Fator de Interferência Pré-Analítica ............................... 17
4. Procedimento de Coleta de Sangue Venoso ........................................................................... 18
4.1 Locais de Escolha para Venopunção ............................................................................. 18
4.2 Posição do Paciente ........................................................................................................ 20
4.3 Procedimento para Antissepsia e Higienização das Mãos em Coleta de Sangue
Venoso ............................................................................................................................. 20
4.4 Critérios para a Escolha da Técnica da Coleta de Sangue Venoso a Vácuo ou por
Seringa e Agulha ............................................................................................................. 22
4.4.1 Considerações sobre coleta de sangue venoso a vácuo ................................. 22
4.4.2 Considerações sobre coleta de sangue venoso com seringa e agulha ........... 23
4.5
Considerações Importantes sobre Hemólise ................................................................. 24
4.5.1
4.5.2
Boas práticas pré-coleta para evitar hemólise ................................................... 25
Boas práticas pós-coleta para evitar hemólise .................................................. 25
4.6
Recomendações para Tempo de Retração do Coágulo .............................................. 26
4.7
Centrifugação dos Tubos de Coleta ............................................................................... 26
4.8
Recomendação da Seqüência dos Tubos a Vácuo na Coleta de Sangue Venoso de
Acordo com a NCCLS ..................................................................................................... 29
4.8.1
4.8.2
Seqüência de coleta para tubos de plástico de coleta de sangue ................... 30
Seqüência de coleta para tubos de vidro de coleta de sangue ........................ 30
4.8.3
Homogeneização para tubos de coleta de sangue .......................................... 30
4.9 Procedimento de Coleta de Sangue a Vácuo ................................................................ 31
4.10 Procedimento de Coleta de Sangue com Seringa e Agulha......................................... 33
4.11 Cuidados para uma Punção Bem Sucedida .................................................................. 36
4.12 Coletas em Condições Particulares ............................................................................... 38
4.12.1 Coleta de sangue via cateter de infusão ........................................................... 38
4.12.2 Coleta de sangue via cateter de infusão com heparina ................................... 39
4.12.3 Fístula artério-venosa ......................................................................................... 41
4.12.4 Fluídos intravenosos .......................................................................................... 41
4.13
4.14
4.15
4.16
4.17
Hemocultura .................................................................................................................... 41
Coleta de Sangue para Provas Funcionais .................................................................... 43
Coleta de Sangue em Pediatria e Geriatria .................................................................... 44
Coleta de Sangue em Queimados ................................................................................. 45
Gasometria ...................................................................................................................... 45
5. Garantia da Qualidade .............................................................................................................. 46
5.1 Qualificação dos Fornecedores e Materiais ................................................................... 46
5.2 Especificação dos Materiais para Coleta de Sangue a Vácuo ...................................... 46
5.3
5.4
5.5
5.6
5.7
5.2.1 Agulhas para coleta múltipla ............................................................................. 46
5.2.2 Adaptadores para coleta de sangue a vácuo ................................................... 47
5.2.3 Escalpes para coleta múltipla de sangue a vácuo ........................................... 47
5.2.4 Tubos para coleta de sangue a vácuo .............................................................. 48
Comentários sobre a ISO 6710.2 - Single-use Containers for Human Venous Blood
Specimen Collection ....................................................................................................... 48
5.3.1
Informações que o tubo a vácuo deve conter descritas no rótulo ou mesmo no
tubo .................................................................................................................... 50
5.3.2
Concentração e volume dos anticoagulantes ................................................. 50
Requisição de Exames .................................................................................................... 51
Identificação e Rastreabilidade ....................................................................................... 51
Documentação ................................................................................................................ 52
Capacitação e Treinamento do Pessoal ......................................................................... 52
6. Aspectos de Segurança na Fase de Coleta ............................................................................. 53
6.1 Segurança do Paciente ................................................................................................... 53
6.2 Riscos e Complicações da Coleta .................................................................................. 53
6.3 Formação de Hematoma ................................................................................................ 53
6.4 Punção Acidental de uma Artéria ................................................................................... 53
6.5 Anemia Iatrogênica ......................................................................................................... 54
6.6 Infecção ........................................................................................................................... 54
6.7 Lesão Nervosa ................................................................................................................. 54
6.8 Dor ............................................................................................................................... 54
6.9 Segurança do Flebotomista ............................................................................................ 54
6.10 Boas Práticas Individuais ................................................................................................ 55
6.11 Equipamentos de Proteção Individual ........................................................................... 55
6.12 Cuidados na Sala de Coleta ........................................................................................... 55
6.13 Descarte Seguro de Resíduos ........................................................................................ 55
6.13.1 Classificação dos resíduos de saúde ................................................................ 56
6.13.2 Identificação dos resíduos ................................................................................. 57
6.13.3 Manejo dos RSS (Resíduos de Serviços de Saúde) ........................................ 57
6.13.4 Transporte interno de RSS ................................................................................ 58
6.13.5 Armazenamento dos resíduos sólidos de saúde ............................................. 58
Referências Normativas Consultadas. ........................................................................................... 59
Referências Bibliográficas Consultadas e Recomendadas. ....................................................... 61
Seqüência de Coleta dos Tubos para Coleta de Sangue a Vácuo. ............................................. 63
II. Aspectos Humanísticos da Coleta de Sangue. ......................................................................... 64
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
INTRODUÇÃO
A melhoria da qualidade na prestação de serviços de saúde tem sido uma busca constante e
cada vez mais crescente no país.
A qualidade dos resultados dos exames laboratoriais está intimamente relacionada à fase
pré-analítica e, principalmente, às condições de coleta de sangue venoso.
Inúmeras variáveis podem interferir no desempenho da fase analítica e, conseqüentemente,
na exatidão e precisão dos resultados dos exames, vitais para a conduta médica e, em última
instância, para o bem-estar do paciente.
Todos os laboratórios querem atender melhor e encantar o cliente. Ser atendido com excelência
também é um desejo de todos. A difusão do conhecimento é a premissa básica para se alcançar
estes objetivos.
A Sociedade Brasileira de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial e a BD criaram este
Documento de Recomendação de Coleta de Sangue Venoso que representa uma verdadeira
prestação de serviços para os profissionais de saúde, pacientes e a população em geral,
objetivando orientar e educar.
Este Documento não pretende esgotar todos os aspectos sobre os assuntos abordados,
mas abre uma discussão focada e atualizada, sendo parte da sua proposta, futuras contribuições, revisões e complementações.
Esperamos que este Documento permita ao leitor aprimorar seus conhecimentos, e aplicá-los
no dia-a-dia, promovendo mudanças que resultem em melhorias na atenção ao paciente.
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
I. RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA
DE PATOLOGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL
PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
1. Causas Pré-Analíticas de Variações dos Resultados de Exames Laboratoriais
Uma das principais finalidades dos resultados dos exames laboratoriais é reduzir as dúvidas que a
história clínica e o exame físico fazem surgir no raciocínio médico. Para que o laboratório clínico possa
atender, adequadamente, a este propósito, é indispensável que o preparo do paciente, a coleta, o
transporte e a manipulação dos materiais a serem examinados obedeçam a determinadas regras.
Antes da coleta de sangue para a realização de exames laboratoriais, é importante conhecer, controlar
e, se possível, evitar algumas variáveis que possam interferir com a exatidão dos resultados. Classicamente, são referidas como condições pré-analíticas variação cronobiológica, gênero, idade, posição,
atividade física, jejum, dieta, uso de drogas para fins terapêuticos ou não, e a aplicação de torniquete.
Numa abordagem mais ampla, outras condições devem ser consideradas, como procedimentos
terapêuticos ou diagnósticos, cirurgias, transfusão de sangue e infusão de soluções. Alguns aspectos
do tubo de coleta, como o uso de gel separador, anticoagulantes e conservantes e características da
amostra, como hemólise e lipemia, também podem ser causa de variação dos resultados.
1.1
Variação Cronobiológica: corresponde às alterações cíclicas da concentração de um determinado parâmetro em função do tempo. O ciclo de variação pode ser diário, mensal, sazonal,
anual, etc. Variação circadiana acontece, por exemplo, nas concentrações do ferro e do cortisol
no soro, onde as coletas realizadas à tarde fornecem resultados até 50% mais baixos do que os
obtidos nas amostras coletadas pela manhã. As alterações hormonais típicas do ciclo menstrual
também podem ser acompanhadas de variações em outras substâncias. Por exemplo, a concentração de aldosterona é cerca de 100% mais elevada na fase pré-ovulatória do que na fase
folicular. Além das variações circadianas, propriamente ditas, há que se considerar variações nas
concentrações de algumas substâncias, em razão de alterações do meio ambiente. Em dias
quentes, por exemplo, a concentração sérica das proteínas é significativamente mais elevada
em amostras colhidas à tarde, quando comparadas às obtidas pela manhã, em razão da
hemoconcentração.
A coleta de sangue para realização de exames de rotina pode ser efetuada no período
da tarde?
Classicamente, a melhor condição para coleta de sangue para realização de exames de rotina
é o período da manhã, embora não exista contra-indicação formal de coleta no período da
tarde, salvo aqueles parâmetros que sofrem modificações significativas no decorrer do dia
(exemplo: cortisol, TSH, etc.). É recomendável que exista uma indicação no laudo, do horário
em que foi realizada a coleta, evitando interpretação equivocada do resultado.
1.2
Gênero: além das diferenças hormonais específicas e características de cada sexo, alguns outros
parâmetros sangüíneos e urinários se apresentam em concentrações significativamente distintas
entre homens e mulheres, em decorrência das diferenças metabólicas e da massa muscular,
entre outros fatores. Em geral, os intervalos de referência para estes parâmetros são específicos
para cada gênero.
1.3
Idade: alguns parâmetros bioquímicos possuem concentração sérica dependente da idade do
indivíduo. Esta dependência é resultante de diversos fatores, como maturidade funcional dos
órgãos e sistemas, conteúdo hídrico e massa corporal. Em situações específicas, até os intervalos
de referência devem considerar essas diferenças. É importante lembrar que as mesmas causas de
variações pré-analíticas, que afetam os resultados laboratoriais em indivíduos jovens, interferem
nos resultados dos exames realizados em indivíduos idosos, mas a intensidade da variação
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tende a ser maior neste grupo etário. Doenças sub-clínicas também são mais comuns nos idosos e precisam ser consideradas na avaliação da variabilidade dos resultados, ainda que as
próprias variações biológicas e ambientais não devam ser subestimadas.
1.4
Posição: mudança rápida na postura corporal pode causar variações na concentração de alguns
componentes séricos. Quando o indivíduo se move da posição supina para a posição ereta, por
exemplo, ocorre um afluxo de água e substâncias filtráveis do espaço intravascular para o
intersticial. Substâncias não filtráveis, tais como as proteínas de alto peso molecular e os elementos celulares terão sua concentração relativa elevada até que o equilíbrio hídrico se restabeleça. Por essa razão, níveis de albumina, colesterol, triglicérides, hematócrito, hemoglobina, de
drogas que se ligam às proteínas e o número de leucócitos, podem ser superestimados. Este
aumento pode ser de 8 a 10% da concentração inicial.
1.5
Atividade Física: o efeito da atividade física sobre alguns componentes sangüíneos, em geral, é
transitório e decorre da mobilização de água e outras substâncias entre os diferentes
compartimentos corporais, das variações nas necessidades energéticas do metabolismo e da
eventual modificação fisiológica que a própria atividade física condiciona. Esta é a razão pela
qual se prefere a coleta de amostras com o paciente em condições basais, mais facilmente
reprodutíveis e padronizáveis. O esforço físico pode causar aumento da atividade sérica de
algumas enzimas, como a creatinoquinase, a aldolase e a aspartato aminotransferase, pelo
aumento da liberação celular. Esse aumento pode persistir por 12 a 24 horas após a realização
de um exercício. Alterações significativas no grau de atividade física, como ocorrem, por exemplo,
nos primeiros dias de uma internação hospitalar ou de imobilização, causam variações importantes
na concentração de alguns parâmetros sangüíneos. O uso concomitante de alguns medicamentos,
como as estatinas, por exemplo, pode potencializar estas alterações.
Após uma coleta de sangue de rotina, qual o intervalo de tempo recomendado para iniciar
a prática de um exercício físico ou retorno às atividades habituais?
A coleta de sangue não é procedimento impeditivo ou limitante para a prática de exercício físico.
Importante ressaltar que cada caso deve ser avaliado individualmente, ficando a decisão final
para o próprio paciente, ou a critério e orientação médica. A ingestão de alimento é necessária
para encerrar o estado de jejum, antes da prática esportiva, sob o risco de hipoglicemia durante
esta atividade.
1.6
Jejum: habitualmente, é preconizado um período de jejum para a coleta de sangue para exames
laboratoriais. Os estados pós-prandiais, em geral, causam turbidez do soro, o que pode interferir
em algumas metodologias. Nas populações pediátrica e de idosos, o tempo de jejum deve
guardar relação com os intervalos de alimentação. Devem ser evitadas coletas de sangue após
períodos muito prolongados de jejum, acima de 16 horas. O período de jejum habitual para a
coleta de sangue de rotina é de 8 horas, podendo ser reduzido a 4 horas, para a maioria dos
exames e, em situações especiais, tratando-se de crianças na primeira infância ou lactentes,
pode ser de 1 ou 2 horas apenas.
1.7
Dieta: a dieta a que o indivíduo está submetido, mesmo respeitado o período regulamentar de
jejum, pode interferir na concentração de alguns componentes, na dependência das características orgânicas do próprio paciente. Alterações bruscas na dieta, como ocorrem, em geral, nos
primeiros dias de uma internação hospitalar, exigem certo tempo para que alguns parâmetros
retornem aos níveis basais.
A ingestão de café é permitida antes da coleta?
Não. A cafeína pode induzir a liberação de epinefrina, que estimula a neoglicogênese, com
conseqüente elevação da glicose no sangue. Além disto pode elevar a atividade da renina
plasmática e a concentração de catecolaminas.
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1.8
Uso de Fármacos e Drogas de Abuso: este é um item amplo e inclui tanto a administração de
substâncias com finalidades terapêuticas como as utilizadas para fins recreacionais. Ambos podem causar variações nos resultados de exames laboratoriais, seja pelo próprio efeito fisiológico
in vivo ou por interferência analítica, in vitro. Dentre os efeitos fisiológicos devem ser citados a
indução e a inibição enzimáticas, a competição metabólica e a ação farmacológica. Dos efeitos
analíticos são importantes a possibilidade de ligação preferencial às proteínas e eventuais reações cruzadas. Alguns exemplos são mostrados no quadro 1.
Pela freqüência, vale referir o álcool e o fumo. Mesmo o consumo esporádico de etanol pode
causar alterações significativas e quase imediatas na concentração plasmática de glicose, de
ácido láctico e de triglicérides, por exemplo. O uso crônico é responsável pela elevação da
atividade da gama glutamiltransferase, entre outras alterações.
O tabagismo é causa de elevação na concentração de hemoglobina, no número de leucócitos e de
hemácias e no volume corpuscular médio; redução na concentração de HDL-colesterol e elevação
de outras substâncias como adrenalina, aldosterona, antígeno carcinoembriônico e cortisol.
1.9
Aplicação do Torniquete: ao se aplicar o torniquete por um tempo de 1 a 2 minutos, ocorre
aumento da pressão intravascular no território venoso, facilitando a saída de líquido e de moléculas pequenas para o espaço intersticial, resultando em hemoconcentração relativa. Se o torniquete permanecer por mais tempo, a estase venosa fará com que alterações metabólicas, tais
como glicólise anaeróbica elevem a concentração de lactato, com redução do pH.
O fumo é permitido antes da coleta?
Não. O fumo pode elevar a concentração dos ácidos graxos, da adrenalina, do glicerol livre, da
aldosterona, do cortisol, entre outros.
1.10 Procedimentos Diagnósticos e/ou Terapêuticos: como outras causas de variações dos resultados dos exames laboratoriais, devem ser lembrados alguns procedimentos diagnósticos (a
administração de contrastes para exames radiológicos ou tomográficos, a realização de toque
retal, de eletroneuromiografia) e alguns procedimentos terapêuticos, como: hemodiálise, diálise
peritoneal, cirurgias, transfusão sangüínea e infusão de fármacos.
1.11 Infusão de Fármacos: é importante lembrar que a coleta de sangue deve ser realizada sempre
em local distante da instalação do cateter. Mesmo realizando a coleta noutro local, se possível,
deve-se aguardar pelo menos uma hora após o final da infusão para a realização da coleta.
QUADRO 1:
EXEMPLOS DE INTERFERÊNCIAS LABORATORIAIS GERADAS POR ALGUNS FÁRMACOS
MECANISMO
FÁRMACO
PARÂMETRO
EFEITO
Indução enzimática
Fenitoína
Gama-GT
Eleva
Inibição enzimática
Alopurinol
Ácido úrico
Reduz
Inibição enzimática
Ciclofosfamida
Colinesterase
Reduz
Novobiocina
Bilirrubina indireta
Eleva
Competição
Aumento do transportador Anticoncepcional oral Ceruloplasmina cobre
Eleva
Reação cruzada
Espironolactona
Digoxina
Elevação aparente
Reação química
Cefalotina
Creatinina
Elevação aparente
Hemoglobina atípica
Salicilato
Hemoglobina glicada
Elevação aparente
4-OH- propranolol
Bilirrubina
Elevação aparente
Metabolismo
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1.12 Gel Separador: algumas vezes, o sangue é colhido em tubos contendo uma substância gelatinosa com a finalidade de funcionar como barreira física entre as hemácias e o plasma ou soro,
após a centrifugação. Este gel é um polímero com densidade específica de 1,040 contendo um
acelerador da coagulação e pode, eventualmente, liberar partículas que interferem com eletrodos seletivos e membranas de diálise. Em alguns casos, pode causar variação no volume da
amostra e interferir em determinadas dosagens.
Considerando que a composição deste gel varia entre os diferentes fornecedores, é recomendável
consultar o fabricante sobre a existência de estudos bem conduzidos demonstrando ou excluindo
possíveis limitações e interferências.
1.13 Hemólise: hemólise leve tem pouco efeito sobre a maioria dos exames, mas se for de intensidade
significativa causa aumento na atividade plasmática de algumas enzimas, como aldolase, aspartato
aminotransferase, fosfatase alcalina, desidrogenase láctica e nas dosagens de potássio, magnésio
e fosfato. A hemólise pode ser responsável por resultados falsamente reduzidos de insulina,
dentre outros.
Diferentes
graus de
Hemólise
1
1.14 Lipemia: também pode interferir na realização de exames que usam metodologias colorimétricas
ou turbidimétricas. A elevação significativa dos níveis de triglicérides pode ocorrer apenas no
período pós-prandial ou de forma contínua, nos pacientes portadores de algumas dislipidemias
e faz com que o aspecto do soro ou do plasma se altere, de límpido para algum grau variado de
turbidez, podendo chegar a ser leitoso. Uma vez que amostras normais colhidas dentro das
especificações de jejum apresentam-se sem turvação, a observação de turbidez tem relevância
clínica e deve ser avaliada e relatada pelo laboratório. Ela pode ser resultado da presença de
hipertrigliceridemia, ou do aumento nos quilomícrons, nas lipoproteínas (VLDL- colesterol), ou
de ambos.
Diferentes
graus de
Lipemia
2
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2. Instalações e Infra-Estrutura Física do Local de Coleta
As recomendações aqui descritas têm por finalidade caracterizar os requisitos mínimos de instalação
e infra-estrutura, visando a garantia do conforto e segurança dos clientes e da equipe do laboratório.
Eventualmente, as descrições podem não contemplar na íntegra, todos os requisitos legais exigidos
pelos órgãos competentes de sua cidade ou estado.
É fundamental uma consulta à legislação local aplicável para o cumprimento das exigências previstas
pela vigilância sanitária local.
2.1
Recepção e Sala de Espera
É recomendável que o laboratório clínico possua, pelo menos, uma sala de espera para pacientes
e acompanhantes. Esta área pode ser compartilhada com as outras unidades diagnósticas, sendo
necessária a instalação de sanitários para clientes e acompanhantes.
2.2
Área Física da Cabine de Coleta
A cabine de coleta adequada, também denominada “box de coleta”, necessita de espaço suficiente para instalação de uma cadeira ou poltrona, um local para armazenamento dos materiais de
coleta e um dispositivo para a higienização das mãos (álcool gel, lavatório ou similares) internamente ou próximo à cabine. As dimensões da cabine de coleta necessitam garantir a livre movimentação do paciente e do flebotomista, possibilitando um bom atendimento.
É recomendável ter um local com uma maca disponível, para caso de necessidade.
2.3 Infra-Estrutura
Recomendam-se alguns itens referentes à infra-estrutura da cabine de coleta:
• Pisos impermeáveis, laváveis e resistentes às soluções desinfetantes.
• Paredes lisas e resistentes ou divisórias constituídas de materiais lisos, duráveis, impermeáveis,
laváveis e resistentes às soluções desinfetantes.
• Dispositivos de ventilação ambiental eficazes, naturais ou artificiais, de modo a garantir conforto
ao paciente e ao flebotomista.
• Iluminação que propicie a perfeita visualização e manuseio seguro dos dispositivos de coleta.
• Janelas com telas milimétricas, caso estas cumpram a função de propiciar a aeração ambiental.
• Portas e corredores com dimensões que permitam a passagem de cadeiras de rodas, macas
e o livre trânsito dos portadores de necessidades especiais.
2.4
Equipamentos e Acessórios
Recomenda-se que o paciente seja acomodado numa cadeira ou poltrona confortável, que permita a regulagem da altura do braço, evitando o desconforto do flebotomista.
Armários fixos ou móveis são úteis para organizar o armazenamento dos materiais de coleta e
facilitar o acesso.
É recomendável disponibilizar equipamentos e medicamentos para eventuais situações de
emergência. Os procedimentos intervencionistas de emergência, o manuseio de equipamentos
médico-hospitalares e o uso de medicamentos, necessariamente devem ser realizados por
profissional devidamente habilitado.
2.5
Conservação e Limpeza das Instalações
Recomendam-se que as rotinas de limpeza e higienização das instalações sejam orientadas por
profissional capacitado para esta atividade ou por uma Comissão de Controle de Infecção Hospitalar, quando aplicável. É indispensável que sejam tomadas medidas preventivas para eliminação de insetos e roedores.
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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3. Fase Pré-Analítica para Exames de Sangue
A fase imediatamente anterior à coleta de sangue para exames laboratoriais deve ser objeto de atenção
por parte de todas as pessoas envolvidas no atendimento dos pacientes, com a finalidade de se
prevenir a ocorrência de enganos ou a introdução de variáveis não controladas que poderão
comprometer a exatidão dos resultados.
Quaisquer que sejam os exames a serem realizados, é muito importante a identificação positiva do
paciente e dos tubos nos quais será colocado o sangue. Deve-se buscar uma forma de estabelecer
um vínculo seguro e indissociável entre o paciente e o material colhido para que, ao final, seja garantida a rastreabilidade de todo o processo.
3.1
Procedimentos Básicos para Minimizar Ocorrências de Erro
O flebotomista deve se assegurar de que a amostra será colhida do paciente especificado na
requisição de exames. Para isto, recomendam-se:
3.1.1 Para um paciente adulto e consciente
-
pedir que forneça nome completo, documento de identidade, ou data de nascimento.
-
comparar estas informações com as constantes na requisição de exames.
3.1.2 Para pacientes internados
- em geral, os hospitais disponibilizam etiquetas pré-impressas com os dados de identificação necessários. Mesmo assim, o flebotomista deve verificar a identificação no bracelete ou a identificação postada na entrada do quarto, quando disponível. O número do
leito nunca deve ser utilizado como critério de identificação.
- relatar ao supervisor do laboratório qualquer discrepância de informação, antes de
efetuar a coleta.
3.1.3 Para pacientes muito jovens, inconscientes ou com algum tipo de dificuldade de
comunicação
-
o flebotomista deve valer-se de informações de algum acompanhante ou da enfermagem.
- pacientes atendidos no pronto-socorro ou em salas de emergência podem ser
identificados pelo seu nome e número de entrada no cadastro da unidade de emergência.
É indispensável que a identificação possa ser rastreada a qualquer instante do processo.
O material colhido deve ser identificado na presença do paciente. Nos sistemas manuais,
isto pode ser feito pela colocação, nos tubos de coleta, de etiquetas com o nome do
paciente, a data da coleta e o número seqüencial de atendimento. Este número deve
constar em todos os documentos, amostras, mapas de trabalho, relatórios e laudo final.
Existem processos informatizados simples que geram um número pré-determinado de
etiquetas, de acordo com a quantidade e tipo de exame a serem realizados.
Serviços mais complexos fazem uso de etiquetas com código de barras que vinculam, de
forma segura, a amostra em todas as fases do processo, uma vez que muitos dos equipamentos analíticos atualmente disponíveis conseguem identificar o paciente e reconhecer
quais exames devem ser realizados naquela amostra.
O sistema de identificação adotado deve contemplar a possibilidade de geração de etiquetas adicionais, para os casos em que seja necessário aliquotar a amostra original para
ser enviada a diferentes áreas do laboratório, para outro laboratório ou para armazenamento.
Recomenda-se que materiais não colhidos no laboratório sejam identificados como “amostra enviada ao laboratório”, e que o laudo contenha esta informação.
É importante verificar se o paciente está em condições adequadas para a coleta,
especialmente no que se refere ao jejum e ao uso de eventuais medicações. Para a maioria
dos exames de sangue, é necessário apenas um curto período de tempo em jejum, de 3 a
4 horas. Outros requerem cuidados específicos quanto a dietas especiais, condições
peculiares, como por exemplo, a necessidade de repouso por, pelo menos, 30 minutos
antes da coleta de sangue para a dosagem de prolactina ou de catecolaminas plasmáticas.
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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Nos exames de monitoração de drogas terapêuticas, para permitir a adequada interpretação dos resultados, algumas informações mais específicas devem ser obtidas, como os
horários da última tomada de medicação e da coleta do sangue, a dosagem e via de
administração do medicamento. Dessa forma, o paciente não deve ser considerado como
agente passivo do processo, mas um dos integrantes da equipe. Para que possa desempenhar adequadamente esta função, ele deve receber, previamente, algumas informações referentes aos procedimentos da coleta de sangue, ao exame que será realizado e
das condições nas quais ele deve se apresentar ao laboratório. De uma forma ideal, estas
informações e instruções devem ser fornecidas por escrito e o paciente deve ter a oportunidade de esclarecer suas eventuais dúvidas.
O paciente deve suspender os medicamentos antes da coleta de sangue?
Não. A suspensão de medicamentos somente pode ser autorizada pelo médico do paciente. Na
monitorização de drogas terapêuticas é importante o laboratório anotar o horário da última dose e
registrar esta informação no laudo. É conveniente orientar o paciente para que traga consigo o
medicamento em uso, ingerindo-o após a coleta de sangue, evitando ultrapassar o horário programado para a próxima tomada.
São aspectos relevantes, dentre outros, o tempo de jejum, a necessidade de abstenção
de fumo e/ou álcool, o registro do uso contínuo de alguma medicação, a realização de
algum procedimento diagnóstico ou terapêutico prévio. Objetivando evitar desconforto
desnecessário, convém sempre informar ao paciente que a ingestão de água não interfere, ou seja, não “quebra” o jejum, exceto em exames muito específicos.
A ingestão de água quebra o jejum?
Não. A ingestão de pequena quantidade de água, antes da coleta, não quebra o jejum.
Para a obtenção de soro, o sangue é colhido em tubo sem anticoagulante e deixado coagular
por um período de 30 a 60 minutos, à temperatura ambiente. Quando o tubo contiver gel
separador, com ativador da coagulação, a espera pode ser de 30 a 45 minutos. Após este
tempo, o tubo é centrifugado e a parte líquida, correspondente ao soro, é separada. O plasma
é obtido pela centrifugação do sangue total anticoagulado. Quando for necessário o uso de
sangue total ou plasma, são utilizados anticoagulantes específicos, dependendo do exame a
ser realizado. Para alguns exames, além do anticoagulante, pode ser necessária a adição de
um conservante. Cada uma destas frações do sangue se constitui na matriz ideal para a realização de exames específicos. Assim, por exemplo, para o hemograma, é utilizado sangue
total, anticoagulado pela adição de ácido etilenodiaminotetracético - EDTA; a dosagem de
glicose é realizada no plasma obtido pela adição de EDTA e fluoreto de sódio e, para a dosagem de creatinina utiliza-se, em geral, soro.
Algumas substâncias podem ser dosadas tanto no soro quanto no plasma, ainda que
existam diferenças entre os resultados obtidos, como mostrado no quadro 2.
QUADRO 2:
% DE VARIAÇÃO EM
COMPARAÇÃO À SUA
MEDIDA NO PLASMA
PRINCIPAL CAUSA DA
DIFERENÇA NO
SORO/PLASMA
+ 6,2
Lise das células
+ 10,7
Liberação de elementos
celulares
Proteínas totais
- 5,2
Efeito do fibrinogênio
Amônia
+ 38
Trombocitólises, hidrólises
Lactato
+ 22
Liberação de elementos
celulares
SUBSTÂNCIA
Potássio
Fosfato inorgânico
Guder, W. G.; Narayanan, S.; Wisser, H. et al – Samples: from the patient to the
laboratory. 2nd edition, Darmstadt, Git Verlag, 2001, pág 32.
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As vantagens da utilização de plasma sobre o soro incluem: redução do tempo de espera para a
coagulação, obtenção de maior volume de plasma em relação ao soro e da não interferência
advinda do processo de coagulação. Os resultados são mais representativos do estudo in vivo,
quando comparados aos do soro.
Há menor risco de interferência por hemólise, visto que a hemoglobina livre, em geral, está em
mais baixa concentração no plasma do que no soro. As plaquetas permanecem intactas, não
proporcionando pseudo-hipercalemia, como pode ocorrer no soro. Por outro lado, o plasma
apresenta algumas desvantagens, como alterar a eletroforese das proteínas, uma vez que contém fibrinogênio, que se revela como um componente na região das gama-globulinas, podendo
mascarar ou simular um componente monoclonal; potencial interferência método-dependente
por serem os anticoagulantes agentes complexantes e inibidores enzimáticos e, por fim, cátioninterferência quando sais de heparina são usados, interferindo em alguns dos métodos de dosagem de lítio e amônia, por exemplo.
3.2
Definição de Estabilidade da Amostra
As amostras, para serem representativas, devem ter sua composição e integridade mantidas
durante as fases pré-analíticas de coleta, manuseio, transporte e eventual armazenagem.
A estabilidade de uma amostra sangüínea é definida pela capacidade de seus elementos se
manterem nos valores iniciais, dentro de limites aceitáveis de variação, por um determinado
período de tempo. Portanto, a medida da instabilidade pode ser definida como sendo a diferença absoluta (variação dos valores inicial e final, expressa na unidade em que o determinado
parâmetro é medido); como um quociente (razão entre o valor obtido após um determinado
tempo e o valor obtido no momento em que a amostra foi coletada), ou ainda como uma porcentagem de desvio.
Por exemplo, se durante o transporte de uma amostra de sangue por 3 a 4 horas, em temperatura ambiente, a concentração do potássio variar de 4,2 mmol/L para 4,6 mmol/L, a diferença
absoluta será 0,4 mmol/L; o quociente 1,095 e o desvio será igual a + 9,5%.
O Conselho Médico Federal da Alemanha definiu que a instabilidade máxima permitida equivale
geralmente a 1/12 do intervalo de referência biológico.
A estabilidade pré-analítica depende de vários fatores, incluindo-se temperatura, carga mecânica e tempo, sendo este o fator que causa maior impacto. A estabilidade de uma amostra pode
ser muito afetada na presença de distúrbios específicos. O tempo máximo de estabilidade de
uma amostra deveria ser o que permite 95% de estabilidade de seus componentes.
Em geral, os tempos referidos de armazenagem das amostras primárias consideram os seguintes limites para a temperatura: ambiente de 18 a 22o C, refrigeradas de 2 a 8o C e congeladas,
abaixo de 20o C negativos.
Na prática, utiliza-se a regra de que quando não houver especificação de tratamento especial
para o acondicionamento ou transporte do material, este poderá ser deslocado para postos ou
outras unidades em caixa de isopor com gelo reciclável, apoiado por flocos de isopor ou papel
jornal. Assim, conserva-se mais a temperatura das amostras, que podem ser recebidas à temperatura ambiente.
A condição de congelamento recomenda o uso de gelo seco no transporte ou o chamado “transporte picolé” (congelar previamente o soro, colocar água em um frasco plástico, colocar o tubo
congelado dentro desse frasco, levar ao freezer por 24 horas. Envolver o pote em dois gelos
recicláveis no momento do transporte). É importante lembrar que a recomendação do “transporte picolé” somente se aplica em regiões onde a utilização do gelo seco não está disponível e
para transporte entre pequenas distâncias (postos de coleta, regiões circunvizinhas, etc.) não
sendo aplicável no transporte aéreo.
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Durante o processo de estocagem, os constituintes do sangue podem sofrer alterações que
incluem adsorção no vidro ou tubo plástico, desnaturação da proteína, bem como atividades
metabólicas celulares que continuam a ocorrer. Mesmo amostras congeladas são passíveis de
alterações em certos constituintes metabólicos ou celulares. Congelar e descongelar amostras
é, particularmente, uma condição importante a ser considerada. Assim, amostras de plasma ou
soro congeladas e descongeladas têm rupturas de algumas estruturas moleculares, sobretudo
as moléculas de grandes proteínas. Congelamentos lentos também causam a degradação de
alguns componentes.
Com relação ao envio de amostras entre laboratórios, vale lembrar a existência de regras e
diretrizes da terceirização, definidas nas leis federais 6.019, de 3 de janeiro de 1974, e 7.102,
de 20 de julho de 1983.
Outro ponto importante é a logística de transporte do material biológico objetivando que as
amostras se mantenham viáveis até o momento do processo analítico. Esse transporte deve
seguir as recomendações da Organização das Nações Unidas – ONU, documento “Transporte
de Substâncias Infecciosas”, em sua 13ª revisão, publicada em 2004. No Brasil, o transporte de
substâncias infecciosas é considerado como transporte de produtos perigosos, desde que se
enquadrem na Portaria nº 204, de 20 de maio de 1997, do Ministério dos Transportes, e que
corresponde à 7ª Edição das Recomendações da Organização Mundial de Saúde–OMS, editadas em 1991 e revisadas em 2004.
3.3
Transporte de Amostra como Fator de Interferência Pré-Analítica
Uma vez coletada e identificada adequadamente, a amostra deverá ser encaminhada para o
setor de processamento, que poderá estar na mesma estrutura física onde foi realizada a coleta,
ou afastado a distâncias variadas.
Há diversas maneiras de transportar amostras entre unidades de um mesmo laboratório, entre
unidades diferentes na mesma cidade ou até mesmo para o exterior. Em geral, o tempo de
transporte é curto quando o laboratório está próximo e não apresenta grandes dificuldades,
desde que as amostras sejam acondicionadas em maletas que ofereçam garantias de
biossegurança no transporte.
O processamento inicial da amostra inclui etapas que vão desde a coleta até a realização do
exame, compreendendo em três fases distintas: pré-centrifugação, centrifugação e póscentrifugação. Quando os exames não forem realizados logo após a coleta, as amostras devem
ser processadas até o ponto em que possam aguardar as dosagens, em condições para que
não haja interferência significativa em seus constituintes.
O tempo entre a coleta e centrifugação do sangue não deve exceder uma hora; amostras colhidas com anticoagulante, nas quais o exame será realizado em sangue total, devem ser mantidas
refrigeradas até o procedimento, em temperatura de 2 a 8o C. Plasma, soro e sangue total podem
ser usados para a realização de alguns exames, embora os constituintes estejam distribuídos
em concentrações diferentes entre estas matrizes. Assim, resultados no sangue total são diferentes daqueles obtidos no plasma ou soro, em função da distribuição de água nas hemácias;
um determinado volume de plasma ou de soro contém 93% de água, enquanto o mesmo volume
de sangue total possui apenas 81% de água.
Qual o volume máximo recomendado de sangue a ser coletado numa punção venosa?
Recomenda-se que cada laboratório estabeleça critérios visando coletar o mínimo de sangue
necessário para a execução dos parâmetros solicitados pelo médico. As metodologias mais
recentes exigem volumes cada vez menores de amostra.
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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4. Procedimento de Coleta de Sangue Venoso
As recomendações adotadas a seguir baseiam-se nas normas da NCCLS (National Committee for
Clinical Laboratory Standards), atualmente denominada CLSI, bem como na experiência dos autores.
O CLSI (Clinical and Laboratory Standards Institute) - é uma instituição sem fins lucrativos, reconhecida
mundialmente por promover o desenvolvimento e o uso de padrões e diretrizes dentro da comunidade de clínica médica. A instituição fornece, mundialmente, diretrizes de boas práticas de manufatura
de produtos, procedimentos técnicos laboratoriais e médicos que envolvem estes produtos,
biossegurança laboratorial e médica, análises laboratoriais, equipamentos para diagnóstico. Por ser
ainda usualmente chamada de NCCLS, esta será a abreviação usada neste texto quando fizermos
referência às normas desta instituição.
4.1
Locais de Escolha para Venopunção
A escolha do local de punção representa uma parte vital do diagnóstico. Existem diversos locais
que podem ser escolhidos para a venopunção, apontados abaixo nas figuras 3 e 4.
Embora qualquer veia do membro superior que apresente condições para coleta possa ser
puncionada, as veias basílica mediana e cefálica são as mais freqüentemente utilizadas. A veia
basílica mediana costuma ser a melhor opção, pois a cefálica é mais propensa à formação de
hematomas.
Veia do
membro
superior
3
Já no dorso da mão, o arco venoso dorsal é o mais recomendado por ser mais calibroso, porém
a veia dorsal do metacarpo também poderá ser puncionada.
Veia do
dorso da mão
4
Nas situações em que o paciente necessita de coletas venosas repetidas, qual o número de
punções que se poderia realizar no mesmo ponto?
Recomenda-se que o número de punções no mesmo sítio limite-se ao mínimo necessário. Cabe à
equipe médica e ao pessoal do laboratório a responsabilidade de racionalizar este tipo de coleta.
Sugere-se, nestas situações, a manutenção de uma veia cateterizada (exemplo: uso de escalpe).
Áreas a evitar:
•
•
•
•
Áreas com terapia ou hidratação intravenosa de qualquer espécie.
Locais com cicatrizes de queimadura.
Membro superior próximo ao local onde foi realizada mastectomia, cateterismo ou qualquer
outro procedimento cirúrgico.
Áreas com hematomas.
- 18 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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PATOLOGIA
•
•
Fístulas artério-venosas.
Veias que já sofreram trombose porque são pouco elásticas, podem parecer um cordão e têm
paredes endurecidas.
Técnicas para evidenciação da veia:
•
•
•
•
Pedir para o paciente abaixar o braço e fazer movimentos suaves de abrir e fechar a mão.
Massagear delicadamente o braço do paciente (do punho para o cotovelo).
Fixação das veias com os dedos nos casos de flacidez.
Equipamentos ou dispositivos que facilitam a visualização de veias ainda não são de uso rotineiro e são pouco difundidos.
Uso adequado do torniquete:
É importante que se utilize adequadamente o torniquete, evitando-se situações que induzam ao erro
diagnóstico (como hemólise, que pode elevar o nível de potássio, hemoconcentração, alterações na
dosagem de cálcio, por exemplo), bem como complicações de coleta (hematomas, parestesias). Portanto, recomenda-se:
Aplicação do
toniquete
5
6
•
Posicionar o braço do paciente, inclinado-o para baixo a partir da altura do ombro.
•
Posicionar o torniquete com o laço para cima, a fim de evitar a contaminação da área de punção.
•
Não aplicar o procedimento de “bater na veia com dois dedos”, no momento de seleção venosa.
Este tipo de procedimento provoca hemólise capilar e portanto, altera o resultado de certos analitos.
•
Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, fazê-lo apenas por um breve momento,
pedindo ao paciente para abrir e fechar a mão. Localizar a veia e, em seguida, afrouxar o torniquete. Esperar 2 minutos para usá-lo novamente.
•
O torniquete não é recomendado para alguns testes como lactato ou cálcio, para evitar alteração
do resultado.
•
Aplicar o torniquete cerca de 8 cm acima do local da punção para evitar a contaminação do local.
8 cm
Posicionamento
correto do
torniquete
7
•
Não usar o torniquete continuamente por mais de 1 minuto, já que poderia levar à hemoconcentração
e falsos resultados em certos analitos.
•
Ao garrotear, pedir ao paciente que feche a mão para evidenciar a veia.
•
Não apertar intensamente o torniquete, pois o fluxo arterial não deve ser interrompido. O pulso deve
permanecer palpável.
- 19 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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PATOLOGIA
•
Trocar o torniquete sempre que houver suspeita de contaminação.
•
Caso o torniquete tenha látex em sua composição, deve-se perguntar ao paciente se ele tem
alergia a este componente. Caso o paciente seja alérgico ao látex, não se deve usar este material
para o garroteamento.
4.2
Posição do Paciente
A posição do paciente pode também acarretar erros em resultados.
O desconforto do paciente, agregado à ansiedade podem levar à liberação indevida de alguns
analitos na corrente sangüínea.
Algumas recomendações que permitem facilitar a coleta de sangue e promovem um perfeito
atendimento ao paciente, neste momento, são indicadas e comentadas a seguir.
O laboratório pode questionar o paciente se ele é portador de alguma moléstia que tenha
risco de contágio ao coletador?
Do ponto de vista técnico, todo paciente necessita ser considerado como potencial portador de
doença, reforçando assim a necessidade dos cuidados universais de proteção.
-
Procedimento com o paciente sentado:
Pedir ao paciente que se sente confortavelmente numa cadeira própria para coleta de sangue. Recomenda-se que a cadeira tenha apoio para os braços e evite quedas, caso o paciente venha a perder a
consciência. Cadeiras sem braços não fornecem o apoio adequado para o braço, nem protegem
pacientes nestes casos.
Recomenda-se que a posição do braço do paciente no descanso da cadeira, seja inclinado levemente
para baixo e estendido, formando uma linha direta do ombro para o pulso. O braço deve estar apoiado
firmemente pelo descanso e o cotovelo não deve estar dobrado. Uma leve curva pode ser importante
para evitar hiperextensão do braço.
-
Procedimento para paciente acomodado em leito:
Solicitar ao paciente que se coloque em posição confortável.
Caso esteja em posição supina e seja necessário um apoio adicional, coloque um travesseiro debaixo
do braço do qual será coletada a amostra.
Posicione o braço do paciente inclinando levemente para baixo e estendido, formando uma linha
direta do ombro para o pulso. Caso esteja em posição semi-sentado, o posicionamento do braço para
coleta torna-se relativamente mais fácil.
4.3
Procedimento para Antissepsia e Higienização das Mãos em Coleta de Sangue Venoso
Algumas considerações são importantes sobre o uso de soluções de álcool, tanto na antissepsia
do local da punção, como na higienização das mãos.
Segundo Rotter, quando se compara a eficácia dos vários métodos de higiene das mãos na
redução da flora permanente, a fricção de álcool apresentou os melhores resultados tanto na
ação imediata, quanto na manutenção da eficácia após três horas da aplicação.
O álcool apresenta um amplo espectro de ação envolvendo micobactérias, fungos e vírus, com
menor atividade sobre os vírus hidrofílicos não envelopados, particularmente os enterovírus.
Durante o tempo usual de aplicação para antissepsia das mãos, ele não apresenta ação esporicida.
Em concentrações apropriadas, os álcoois possuem rápida e maior redução nas contagens
microbianas. Quanto maior o peso molecular do álcool, maior ação bactericida. Dados da literatura orientam que as soluções alcoólicas fossem preparadas com base no peso molecular e não
no volume a ser aplicado, afirmando que o álcool a 70% era o que possuía, dentre outras
concentrações, a maior eficácia germicida in vitro.
- 20 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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PATOLOGIA
Com relação à antissepsia da pele no local da punção, usada para prevenir a contaminação
direta do paciente e da amostra, o antisséptico escolhido deve ser eficaz, ter ação rápida, ser de
baixa causticidade e hipoalergência na pele e mucosa.
Os álcoois etílico e isopropílico são os que possuem efeito antisséptico na concentração de 70%,
contudo o etanol é o mais usado pois, nesta composição, preserva sua ação antisséptica, e diminui
a inflamabilidade. Nesta diluição, tem excelente atividade contra bactérias Gram-positivas e Gramnegativas, boa atividade contra Mycobacterium tuberculosis, fungos e vírus, além de ter menor custo.
Hoje, alguns países da América do Norte aboliram o uso de álcool etílico, devido a sua inflamabilidade,
utilizando o álcool isopropílico nos laboratórios e hospitais.
Higienização das mãos:
As mãos devem ser higienizadas após o contato com cada paciente, evitando assim contaminação
cruzada. Esta higienização pode ser feita com água e sabão como o procedimento ilustrado abaixo,
ou usando álcool gel.
A fricção com álcool reduz em 1/3 o tempo despendido pelos profissionais de saúde para a higiene
das mãos, aumentando a preferência por esta ação básica de controle. Quanto às desvantagens, é
citado o odor que fica nas mãos e a inflamabilidade, que é observada apenas com as soluções de
etanol acima de 70%.
1
2
3
4
5
6
7
8
A higienização das mãos deve ser feita após o contato com cada paciente. A ilustração
mostra o procedimento feito por meio da lavagem das mãos com água e sabão.
8
Colocando as luvas
As luvas devem ser calçadas com cuidado para que não rasguem, e devem ficar bem aderidas à pele
para que o flebotomista não perca a sensibilidade na hora da punção.
Calçando as
luvas
10
9
Antissepsia do local da punção:
•
Recomenda-se usar uma gaze com solução de álcool isopropílico ou etílico 70%, comercialmente preparado.
•
Limpar o local com um movimento circular do centro para a periferia.
- 21 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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•
Permitir a secagem da área por 30 segundos, para evitar hemólise da amostra, e também a
sensação de ardência quando o braço do paciente for puncionado.
•
Não assoprar, não abanar e não colocar nada no local.
•
Não tocar novamente na região após a antissepsia.
Antissepsia
do centro
para fora
Abrindo a
embalagem de
álcool swab
11
Nota:
4.4
12
Quando houver solicitação de dosagem de álcool no sangue, um antisséptico isento de álcool em sua
formulação deve ser usado no local da punção (por exemplo, sabão). Conforme recomendação do documento NCCLS T/DM6 - Blood Alcohol Testing in the Clinical Laboratory.
Critérios para Escolha da Técnica de Coleta de Sangue Venoso a Vácuo ou por Seringa
e Agulha
Recomenda-se que o hospital e laboratório estabeleçam uma política institucional para a escolha da técnica de coleta de sangue.
Estes critérios de escolha da metodologia a ser utilizada na coleta de sangue vão além do custo
do material, devendo-se observar a finalidade do procedimento, o tipo de clientela, as habilidades dos flebotomistas e as características da instituição.
O flebotomista desempenha um papel importante na garantia da qualidade neste processo.
Alguns pontos relevantes na escolha da técnica e do material de coleta de sangue são apontados a seguir.
4.4.1 Considerações sobre coleta de sangue venoso a vácuo
Sistema para
coleta de sangue
a vácuo
13
Aspectos históricos
Em 1943 a Cruz Vermelha Americana fez um pedido a uma empresa de materiais hospitalares para
que desenvolvesse um jogo descartável e estéril para coleta de sangue. Deveria ser esterilizado e
embalado para manter a esterilidade de modo a ser usado em campo, nas áreas de emergência e
nas guerras.
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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Foi desenvolvido, então, um dispositivo que aspirava o sangue diretamente da veia por meio de vácuo,
por uma agulha de duas pontas para um tubo de análise, constituindo o sistema para coleta de sangue a vácuo. Desde então, tecnologias e inovações foram aprimorando estes dispositivos para tornar
este sistema para coleta de sangue mais seguro, prático e que proporcione maior qualidade da amostra a ser analisada.
Coleta de Sangue Venoso a Vácuo
A coleta de sangue a vácuo é a técnica de coleta de sangue venoso recomendada pelas normas
NCCLS atualmente, é usada mundialmente e em boa parte dos laboratórios brasileiros, pois proporciona ao usuário inúmeras vantagens:
•
a facilidade no manuseio é um destes pontos, pois o tubo para coleta de sangue a vácuo tem,
em seu interior, quantidade de vácuo calibrado proporcional ao volume de sangue em sua etiqueta externa, o que significa que, quando o sangue parar de fluir para dentro do tubo, o
flebotomista terá a certeza de que o volume de sangue correto foi colhido. A quantidade de
anticoagulante/ativador de coágulo proporcional ao volume de sangue a ser coletado, proporcionando, ao final da coleta, uma amostra de qualidade para ser processada ou analisada.
•
o conforto ao paciente é essencial, pois com uma única punção venosa pode-se, rapidamente,
colher vários tubos, abrangendo todos os exames solicitados pelo médico.
•
pacientes com acessos venosos difíceis, crianças, pacientes em terapia medicamentosa,
quimioterápicos etc. também são beneficiados, pois existem produtos que facilitam tais coletas
(escalpes para coleta múltipla de sangue a vácuo em diversos calibres de agulha e tubos para
coleta de sangue a vácuo com menores volumes de aspiração). Outro ponto relevante a ser
observado é o avanço da tecnologia em equipamentos para diagnóstico e kits com maior
especificidade e sensibilidade, que hoje requerem um menor volume de amostra do paciente.
•
garantia da qualidade nos resultados dos exames, fator este relevante e primordial em um
laboratório.
•
segurança do profissional de saúde e do paciente, uma vez que a coleta a vácuo é um sistema
fechado de coleta de sangue; ao puncionar a veia do paciente, o sangue flui diretamente para o
tubo de coleta a vácuo. Isto proporciona ao flebotomista maior segurança, pois não há necessidade do manuseio da amostra de sangue. Por estes e outros fatores, como a diferença do
acesso venoso de um paciente para outro, recomendamos que sejam observados alguns pontos relevantes para uma coleta adequada.
Quais os principais fatores que levam o laboratório a optar pela técnica de coleta de sangue
a vácuo?
Facilidade na coleta, segurança do paciente e do profissional de saúde, proporção correta sangue/
aditivo elevando a qualidade da amostra, coletas em pacientes com acessos venosos difíceis, numa
única punção pode-se colher vários tubos, qualidade nos resultados dos exames,entre outros.
4.4.2 Considerações sobre coleta de sangue venoso com seringa e agulha
Seringa e
Agulha estéreis
14
A coleta de sangue com seringa e agulha é usada há muitos anos e enraizou-se em algumas
áreas de saúde, pois o mesmo produto é usado para infundir medicamentos. É a técnica mais
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PATOLOGIA
antiga desenvolvida para coleta de sangue venoso. Embora não seja mais o procedimento recomendado pelas normas NCCLS, ainda hoje, em algumas regiões do mundo, este procedimento
é bastante utilizado em laboratórios clínicos e hospitais.
A coleta com seringa e agulha é ainda muito usada, seja por sua disponibilidade, uma vez que
seringas e agulhas hipodérmicas são materiais essenciais para o funcionamento de uma instituição de saúde, seja pelo menor custo do produto. Porém, poderá trazer impacto em maior escala
na qualidade da amostra obtida, bem como nos riscos de acidente com materiais perfurocortantes.
Em função deste sistema de coleta ser aberto, e por existir a etapa de transferência do sangue
para os tubos acima ou abaixo da capacidade dos mesmos, que altera a proporção correta de
sangue/aditivo, a qualidade da amostra pode ser comprometida pela ocorrência de hemólise,
formação de microcoágulos e fibrina, que provocam resultados incompatíveis com o real estado
do paciente. Além disso causa um aumento de custo em todo o processo, pois uma amostra
comprometida leva o laboratório ao reprocessamento de amostras, causando situações
incômodas, como descritos a seguir:
• Novas coletas, ocasionando transtornos na reconvocação ao paciente e para os profissionais
do laboratório.
• Gasto de tempo desnecessário para o flebotomista e laboratório.
• Possibilidade de problemas nos equipamentos dos setores técnicos, (entupimento da probe).
• Utilização desnecessária de materiais de coleta e reagentes, envolvendo custos para o setor.
• Custos desnecessários para os setores administrativos e técnicos do laboratório.
No caso do uso desta técnica, o laboratório deve se certificar da utilização de meios que preservem a qualidade final da amostra a ser analisada, bem como de procedimentos que evitem
riscos biológicos.
O que significa manter a proporção sangue/anticoagulante?
Para que o sangue fique totalmente anticoagulado dentro do tubo é necessário que se mantenha a proporção correta de anticoagulante correspondente ao volume de sangue colhido do
paciente, assim evita-se a formação de microcoágulos e resultados inexatos.
4.5
Considerações Importantes sobre Hemólise
Hemólise tem sido definida como a liberação dos constituintes intracelulares para o plasma ou
soro, quando ocorre a ruptura das células do sangue; estes componentes podem interferir nos
resultados das dosagens de alguns analitos. Ela é geralmente reconhecida pela aparência
avermelhada do soro ou plasma, após a centrifugação ou sedimentação, causada pela
hemoglobina liberada quando da ruptura dos eritrócitos. Desse modo, a interferência pode ocorrer mesmo em baixas concentrações de hemoglobina liberada (invisíveis a olho nu).
Diferentes
graus de
hemólise
15
No entanto, a hemólise nem sempre se refere à ruptura de hemácias; fatores interferentes podem
também ser originados da lise de plaquetas e granulócitos, que pode ocorrer, por exemplo, quando o sangue é armazenado em baixa temperatura, mas não em temperatura de congelamento.
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
4.5.1 Boas práticas pré-coleta para prevenção da hemólise
• Antes de iniciar a punção, deixar o álcool usado na antissepsia secar.
• Evitar usar agulhas de menor calibre; usar este tipo de material somente quando a veia
do paciente for fina, ou em casos especiais.
• Evitar colher sangue de área com hematoma ou equimose.
• Em coletas a vácuo, puncionar a veia do paciente com o bisel voltado para cima. Perfurar
a veia com a agulha em um ângulo oblíquo de inserção de 30 graus ou menos. Este
procedimento visa prevenir o choque direto do sangue na parede do tubo, que pode
hemolisar a amostra, e também evita o refluxo do sangue do tubo para a veia do paciente.
• Tubos com volume insuficiente ou com excesso de sangue, alteram a proporção correta
de sangue/aditivo, podendo levar a hemólise e resultados incorretos.
• Recomenda-se, em coletas de sangue a vácuo, aguardar o sangue parar de fluir para
dentro do tubo, antes de trocá-lo por outro, assegurando a devida proporção sangue/
anticoagulante. Observar que, tubos com menor volume de aspiração (pediátricos), têm
menor quantidade de vácuo, portanto o sangue flui lentamente para dentro deste tubo.
• Em coletas com seringa e agulha, verificar se a agulha está bem adaptada à seringa
para evitar a formação de espuma.
• Não puxar o êmbolo da seringa com muita força.
• Ainda em coletas com seringa, descartar a agulha, passar o sangue deslizando cuidadosamente pela parede do tubo, cuidando para que não haja contaminação do bico da
seringa com o anticoagulante ou ativador de coágulo contido no tubo.
• Não executar o procedimento de espetar a agulha no tubo, para transferência do sangue da seringa para o tubo, porque pode ocorrer a criação de uma pressão positiva, o
que provoca, além da hemólise, o deslocamento da rolha do tubo, levando à quebra da
probe de equipamentos na área analítica.
4.5.2 Boas práticas pós-coleta para prevenção da hemólise
• Homogeneizar a amostra suavemente por inversão de 5 a 10 vezes (veja item 4.8.3), não
chacoalhar o tubo.
• Não deixar o sangue em contato direto com gelo, quando o analito a ser dosado necessitar desta conservação.
• Embalar e transportar o material de acordo com a Vigilância Sanitária local, instruções de
uso do fabricante de tubos e do fabricante do teste diagnóstico a ser analisado.
• Usar, de preferência, um tubo primário e evitar a transferência de um tubo para outro.
• O material coletado não deve ficar exposto a temperaturas muito elevadas ou mesmo
exposição direta à luz, para evitar hemólise e/ou degradação.
• Não deixar o sangue armazenado por muito tempo refrigerado, antes de fazer os exames. Verificar as recomendações do fabricante dos insumos para a realização do teste.
• Não centrifugar a amostra de sangue em tubo, para obtenção de soro, antes do término
da retração do coágulo, pois a formação do coágulo ainda não está completa, podendo
levar à ruptura celular.
• Quando utilizar um tubo primário (com gel separador), a separação do soro deve ser
efetuada dentro de, no mínimo, 30 minutos e, no máximo, 2 horas após a coleta,
evitando–se, assim, resultados incorretos.
• Não usar o freio da centrífuga com o intuito de interromper subitamente a centrifugação
dos tubos, esta brusca interrupção pode provocar hemólise.
Boas práticas - lembrete
Tubos com menor volume de aspiração (pediátricos), têm menor quantidade de vácuo, portanto
o sangue flui lentamente para dentro dele. No momento da coleta, aguardar que o sangue
pare de fluir para dentro do tubo, para retirá-lo da agulha e inserir o segundo tubo.
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
4.6
Recomendação para os Tempos de Retração do Coágulo
QUADRO 3:
TEMPOS MÍNIMOS DE RETRAÇÃO DE COÁGULO
RECOMENDADOS ANTES DA CENTRIFUGAÇÃO
TIPOS
(Tubos para obtenção de soro)
TEMPO DE COAGULAÇÃO
(minutos)
Sem ativador de coágulo
(tampa vermelha*)
60
Com ativador de coágulo
(tampa vermelha*)
30
Com gel separador e ativador de coágulo
(tampa amarela)
30
* Cores de tampas dos tubos de coleta a vácuo conforme ISO 6710.2
Os tempos recomendados baseiam-se em processos normais de coagulação. Pacientes
portadores de coagulopatias ou submetidos à terapia com anticoagulantes requerem um tempo
maior para esta etapa da fase pré-analítica.
•
Tubos coletados com volume de sangue inferior ao preconizado alteram a relação sangue/ativador de coágulo, resultando na formação de fibrina.
•
O intervalo necessário para a retração do coágulo deve ser respeitado antes da centrifugação,
para evitar a potencial formação de fibrina.
Tubo contendo
fibrina
16
4.7
Centrifugação dos Tubos de Coleta
Recomenda-se que as centrífugas do laboratório sejam submetidas periodicamente à manutenção preventiva, com calibração e verificação das condições metrológicas para garantir seu correto funcionamento. Para tubos de coleta a vácuo, recomenda-se o uso de centrífugas balanceadas de ângulo móvel (tipo swing-bucket).
Utilizar sempre caçambas ou cubetas apropriadas. As caçambas e cubetas da centrífuga devem
ser do tamanho específico para os tubos usados. Cubetas muito grandes ou muito pequenas
podem causar a quebra ou o deslocamento dos tubos, levando à má separação da amostra.
Certificar-se de que os tubos estejam corretamente encaixados na caçamba da centrífuga. Um
encaixe incompleto pode fazer com que a tampa de proteção do tubo se desprenda, ou que a
parte superior do tubo fique fora da caçamba. Tubos de vidro ou plástico acima da caçamba
podem chocar-se com a cabeça da centrífuga e quebrar-se.
Balancear os tubos para minimizar o risco de quebra. Os tubos devem ser agrupados de acordo
com o tipo, por exemplo: tubos com o mesmo volume de aspiração, tubos de tamanhos iguais,
tubos de vidro com tubos de vidro, tubos com o mesmo tipo de tampa ou rolha de proteção,
tubos com gel com outros do mesmo tipo, e tubos de plástico com tubos de plástico.
A RCF (Força Centrífuga Relativa) refere-se à regulagem da aceleração da centrífuga (rpm),
usando-se qualquer uma das seguintes equações:
rpm =
RCF x 105
1,12 x r
Onde “r”, expressa em cm, é a distância radial do centro do rotor da centrífuga à base do tubo
(raio). O quadro 4 fornece a velocidade e tempo de centrifugação recomendados:
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
Tempo e Rotação para Centrifugação da Amostra
QUADRO 4:
ACELERAÇÃO E TEMPO DE CENTRIFUGAÇÃO *
TUBOS
RCF (g)
TEMPO(min)
Tubos de vidro com gel separador e ativador de coágulo
1000-1300
10
Tubos de plástico com gel separador e ativador de coágulo
1300-2000
2000-3000
10
4a5
Tubos com gel separador e anticoagulante
1000-1300
10
< 1300
10
1500
15
Todos os tubos sem gel
Tubos de citrato **
* Valores referentes aos tubos BD Vacutainer®
RCF = Força Centrífuga Relativa , g = gravidade
** Tubos de citrato devem ser centrifugados a uma velocidade e tempo para consistentemente produzir o
plasma pobre em plaquetas (contagem de plaquetas < 10.000/mL) de acordo com normas do NCCLS
A relação velocidade/tempo pode variar de um fornecedor para outro; por exemplo, alguns
tubos com gel separador podem ser centrifugados em tempos reduzidos, aproximadamente 4 a
5 minutos, aumentando a produtividade e otimizando a rotina laboratorial. O laboratório deve
consultar seu fornecedor sobre as recomendações de centrifugação.
Os tubos não devem ser re-centrifugados após a formação da barreira. As barreiras têm maior
estabilidade quando os tubos são centrifugados em centrífugas horizontais (caçamba de ângulo móvel) não refrigeradas, do que em centrífugas de ângulo fixo.
Recomenda-se aguardar sempre até que a centrífuga pare completamente, antes de tentar retirar os tubos. Não usar o freio da centrífuga com o intuito de interromper a centrifugação dos
tubos; esta brusca interrupção, além de hemólise (veja item 4.5.2), pode deslocar o gel separador.
O plasma e o soro dos tubos sem gel devem ser removidos da camada celular em até 2 horas
após a coleta da amostra.
O soro ou plasma separado está pronto para ser usado. Os tubos podem ser colocados
diretamente na bandeja (rack) do equipamento, ou o soro/plasma pode ser pipetado para uma
cubeta do equipamento. Alguns equipamentos pipetam a amostra diretamente do tubo primário.
Observar as instruções do fabricante do equipamento.
Recomenda-se que cada serviço estabeleça sua política de armazenamento de materiais
biológicos.
Armazenando
amostras
17
Alguns parâmetros necessitam ser transportados e centrifugados sob refrigeração para a
manutenção da estabilidade, tais como: amônia, catecolaminas, paratormônio, ácido láctico.
Outros necessitam de proteção contra a ação da luz (bilirrubina, beta-caroteno, vitamina B12,
ácido fólico).
- 27 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
Diferentes
graus de
Icterícia
18
Atenção: Tubos com gel separador não podem ser centrifugados em baixas temperaturas, uma vez que as propriedades de fluxo do gel relacionam-se com a temperatura. A formação da barreira de gel pode ser comprometida caso o tubo seja resfriado antes ou durante a centrifugação. Para otimizar o fluxo e evitar aquecimento,
ajustar as centrífugas refrigeradas a 25o C ( 77o F).
O quadro 5 relaciona os raios do braço da centrífuga (em centímetros) com a velocidade necessária, para se obter a força “g” adequada :
QUADRO 5:
CÁCULO DE RPM
Tubos com gel separador de 1300 a 2000g*
Rcf= 1,118 x 10-5, sendo R: distância em cm; N: RPM
RAIO ( cm)
rcf (g)
900
950
1000
1050
1100
1150
1200
1250
1300
1350
1400
1500
1600
1700
1800
1900
2000
2100
2200
2300
2400
2500
2600
2700
2800
2900
7
3391
3484
3575
3663
3749
3833
3916
3997
4076
4153
4230
4378
4522
4661
4796
4927
5055
5160
5302
5421
5538
5652
5764
5874
5981
6087
8
3172
3259
3344
3426
3507
3586
3663
3738
3812
3885
3958
4095
4230
4360
4486
4609
4729
4646
4960
5071
5180
5267
5392
5494
5595
5694
9
2991
3073
3153
3230
3306
3381
3453
3525
3594
3663
3730
3861
3988
4110
4230
4345
4458
4568
4676
4781
4884
4965
5083
5180
5275
5369
10
2837
2915
2991
3065
3137
3207
3276
3344
3410
3475
3539
3663
3783
3899
4013
4122
4230
4334
4436
4536
4633
4729
4822
4914
5004
5093
11
2705
2779
2852
2922
2991
3058
3124
3188
3251
3313
3374
3492
3607
3718
3826
3931
4033
4132
4230
4325
4418
4509
4598
4686
4772
4856
12
2590
2661
2730
2798
2663
2926
2991
3052
3113
3172
3230
3344
3453
3560
3663
3763
3861
3956
4049
4140
4230
4317
4402
4486
4568
4649
13
2488
2557
2623
2688
2751
2813
2873
2933
2991
3048
3104
3213
3318
3420
3519
3616
3710
3601
3891
3978
4064
4147
4230
4310
4389
4467
14
2398
2464
2528
2590
2651
2711
2769
2826
2882
2937
2991
3096
3197
3296
3391
3484
3675
3663
3749
3883
3916
3997
4076
4153
4230
4304
15
2317
2380
2442
2502
2561
2619
2675
2730
2794
2837
2889
2991
3089
3184
3276
3366
3453
3539
3622
3703
3783
3661
3937
4013
4086
4158
16
2243
2305
2364
2423
2480
2536
2590
2643
2696
2747
2798
2896
2991
3083
3172
3259
3344
3426
3502
3586
3663
3738
3812
3885
3956
4026
17
2176
2236
2294
2350
2406
2460
2513
2565
2615
2665
2714
2809
2901
2991
3077
3162
3244
3324
3402
3479
3554
3627
3699
3769
3838
3906
18
2115
2173
2229
2284
2338
2391
2442
2492
2542
2590
2638
2730
2820
2906
2991
3073
3153
3230
3306
3381
3453
3525
3594
3663
3730
3796
19
2058
2115
2170
2223
2276
2327
2377
2426
2474
2521
2567
3657
2744
2829
2911
2991
3068
3144
3218
3291
3361
3431
3499
3565
3631
3695
20
2006
2061
2115
2167
2218
2268
2317
2364
2411
2457
2502
2590
2675
2757
2837
2915
2991
3065
3137
3207
3276
3344
3410
3475
3539
3601
21
1958
2012
2064
2115
2165
2213
2261
2307
2353
2398
2442
2528
2811
2691
2769
2845
2919
2991
3061
3130
3197
3263
3328
3391
3453
3515
22
1913
1965
2016
2066
2118
2162
2209
2254
2299
2343
2386
2470
2551
2629
2705
2779
2852
2912
2991
3058
3124
3168
3251
3313
3374
3434
23
1871
1922
1972
2021
2068
2115
2160
2205
2248
2291
2333
2415
2494
2571
2646
2718
2789
2656
2925
2991
3055
3116
3180
3240
3300
3358
24
1831
1882
1931
1978
2025
2070
2115
2158
2201
2243
2284
2364
2442
2517
2590
2661
2730
2796
2863
2928
2991
3052
3113
3172
3230
3288
25
1794
1844
1892
1938
1964
2028
2072
2115
2157
2196
2238
2317
2393
2466
2538
2607
2675
2741
2806
2869
2930
2991
3050
3108
3165
3221
*Consulte o fornecedor sobre as recomendações de centrifugação.
Como usar o quadro acima:
Exemplo de como usar o quadro acima: Suponha que o fabricante dos produtos para coleta de sangue a vácuo recomende que a centrifugação
do tubo seja feita a 1.300 g. Para transformar “g” em “rpm” devemos medir o raio da centrífuga usada pelo laboratório. O raio é medido em
centímetros, usando-se uma régua comum. Esta medida se dá, do ponto central da centrífuga de ângulo móvel até o fundo do tubo (base da
caçapa). O valor em “rpm” é o ponto de intersecção das duas medidas (g e raio) no quadro acima.
Ex. raio da centrífuga = 15 cm
Velocidade de centrifugação = 1300 g = 2794 rpm
Boas práticas - lembrete
A coleta em tubos com anticoagulante citrato requer aspiração correta do volume de sangue.
A aspiração parcial pode induzir uma falsa trombocitopenia. Este fenômeno resulta da ativação
plaquetária induzida pelo volume maior do “espaço morto” formado entre o sangue e a tampa
que veda o tubo
- 28 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
4.8
Recomendação da Seqüência dos Tubos a Vácuo na Coleta de Sangue Venoso de Acordo
com a NCCLS
Existe uma possibilidade pequena de contaminação com aditivos de um tubo para outro, durante a troca de tubos, no momento da coleta de sangue. Por isso, foi estabelecida pela NCCLS
uma ordem de coleta.
Esta contaminação pode ocorrer numa coleta de sangue venoso quando:
•
Na coleta de sangue a vácuo, o sangue do paciente entra no tubo e se mistura ao ativador de
coágulo ou anticoagulante, podendo contaminar a agulha distal, (recoberta pela manga de borracha da agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo), quando a mesma penetra a rolha do tubo.
Ilustração sobre
contaminação da agulha
de coleta múltipla no
momento da coleta
19
•
Na coleta com seringa e agulha, pelo contato da ponta da seringa com o anticoagulante ou
ativador de coágulo na parede do tubo, quando da dispensação do sangue dentro do tubo.
Foto sobre contaminação do bico da
seringa no momento da transferência
do sangue para o tubo
20
Em dezembro de 2003, a ordem de coleta da NCCLS foi reformulada contemplando também a coleta
em tubos plásticos.
Isto ocorreu porque os tubos plásticos para soro (tampa vermelha ou amarela com gel separador)
contêm ativador de coágulo em seu interior, o que pode alterar os resultados dos testes de coagulação. Devido a este componente estes tubos devem ser colhidos depois do tubo para coagulação
(tampa azul), como veremos abaixo.
No caso de coleta com tubos de vidro, tubos para soro (tampa vermelha) podem ser colhidos normalmente, antes dos tubos para coagulação (tampa azul), pois não possuem ativador de coágulo.
Em casos de usar somente tubos plásticos, e o paciente necessitar testes específicos de coagulação,
coletar primeiro um tubo de vidro para soro (tampa vermelha) ou um tubo de descarte sem nenhum
aditivo (que não serão utilizados para análise), para evitar a contaminação destes testes específicos
pela tromboplastina tecidual.
O tubo de descarte deve ser um tubo sem nenhum aditivo, ou seja, este tubo será usado para
descartar o primeiro volume de sangue da coleta, onde está presente o fator de coagulação
tromboplastina tecidual, que interfere em testes específicos de coagulação.
Nota:
Nos casos em que a coleta for feita com escalpe, e o primeiro tubo a ser colhido for o tubo de citrato ou um
tubo de menor volume de aspiração, deve-se primeiro colher um tubo de descarte. O tubo de descarte deve
ser usado para preencher o espaço morto do tubo vinílico do escalpe com sangue, assegurando a manutenção da proporção sangue/anticoagulante no tubo e também o volume exato de sangue que foi colhido
dentro do tubo.
- 29 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
4.8.1 Seqüência de coleta para tubos plásticos de coleta de sangue
1 Frascos para hemocultura.
2 Tubos com citrato (tampa azul claro).
3 Tubos para soro com Ativador de Coágulo, com ou sem Gel Separador (tampa
vermelha ou amarela).
4 Tubos com Heparina com ou sem Gel Separador de plasma (tampa verde).
5 Tubos com EDTA (tampa roxa).
6 Tubos com fluoreto (tampa cinza).
4.8.2 Seqüência de coleta para tubos de vidro de coleta de sangue
1
Frascos para hemocultura.
2 Tubos para soro vidro siliconizados (tampa vermelha).
3 Tubos com citrato (tampa azul claro).
4 Tubos para soro com Ativador de Coágulo com Gel Separador (tampa amarela).
5 Tubos com Heparina com ou sem Gel Separador de plasma (tampa verde).
6 Tubos com EDTA (tampa roxa).
7 Tubos com fluoreto (tampa cinza).
Para coletas de tubos especiais, como Elementos de Traço, EDTA com gel separador para exames de biologia molecular, tubo para VHS etc., (ver Seqüência de Coleta dos Tubos para Coleta
de Sangue a Vácuo no final destas Recomendações, pág. 63).
4.8.3 Homogeneização para tubos de coleta de sangue
A homogeneização deve ser feita por inversão conforme ilustrado a seguir:
Uma inversão é contada após virar o tubo
para baixo e retorná-lo à posição inicial,
conforme exemplificado nesta imagem
QUADRO 6:
21
O número de inversões pode variar de um fabricante
para outro, consulte o fornecedor de tubos sobre
recomendações para homogeneização
QUADRO REPRESENTATIVO DO NÚMERO DE
INVERSÕES DOS TUBOS APÓS A COLETA
GRUPO DE ANTICOAGULANTES/ADITIVOS
NÚMERO DE INVERSÕES
Tubos com Gel Separador
Tubos com gel e ativador de coágulo
Tubos com gel e heparina
5 a 8 vezes
8 a 10 vezes
Tubos sem Aditivos
Tubos siliconizados
não é necessário homogeneizar
Tubos com Aditivos para Obtenção de Soro
Partículas ativadoras de coágulo
tampa vermelha ou amarela
5 a 8 vezes
Tubos Sangue Total/Plasma
EDTA K2 ou EDTA K3
Citrato (coagulação)
Citrato (VHS)
Fluoreto de sódio/EDTA Na2 (glicose)
Heparina
Ácido cítrico, Citrato, Dextrose (ACD)
8 a 10 vezes
5 a 8 vezes
5 a 8 vezes
8 a 10 vezes
8 a 10 vezes
8 a 10 vezes
Tubos Elemento de Traço
EDTA ou heparina
Com ativador de coágulo para obtenção de soro
8 a 10 vezes
5 a 8 vezes
- 30 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
•
Não se deve homogeneizar tubos de citrato vigorosamente, sob o risco de ativação plaquetária
e interferência nos testes de coagulação. Quando utilizar tubos de citrato para coleta de sangue
a vácuo com aspiração parcial, uma falsa trombocitopenia pode ser observada. Este fenômeno
pode ocorrer pela ativação plaquetária causada pelo “espaço morto” entre o sangue coletado e
a rolha destes tubos.
•
A falha na homogeneização adequada do sangue em tubo com anticoagulante precipita a formação de microcoágulos.
4.9
Procedimento de Coleta de Sangue a Vácuo
- Sistema para coleta de
sangue a vácuo
22
1
Verificar se a cabine da coleta está limpa e guarnecida para iniciar as coletas.
- Local de coleta
de sangue
guarnecido
adequadamente
1a
- Material de
coleta separado
adequadamente
1b
2
Solicitar ao paciente que diga seu nome completo para confirmação do pedido médico e
etiquetas.
3
Conferir e ordenar todo material a ser usado no paciente, de acordo com o pedido médico
(tubos, gaze, torniquete, etc). Esta identificação dos tubos deve ser feita na frente do paciente.
4
Informá-lo sobre o procedimento.
5
Abrir o lacre da agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo em frente ao paciente.
Rosquear a agulha no
adaptador do sistema
a vácuo.
6
7
Higienizar as mãos (ver item 4.3).
8
Calçar as luvas (ver item 4.3).
Posicionar o braço do
paciente, inclinado-o para
baixo na altura do ombro.
9
- 31 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
10
Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra e
feche a mão, afrouxá-lo e esperar 2 minutos para usá-lo novamente.
11
Fazer a antissepsia (ver item 4.3).
12
Garrotear o braço do paciente (ver item 4.1).
Retirar a proteção que
recobre a agulha de
coleta múltipla de
sangue a vácuo.
13
Fazer a punção numa
angulação oblíqua de
30o, com o bisel da
agulha voltado para
cima. Se necessário,
para melhor visualizar
a veia, esticar a pele
com a outra mão
(longe do local onde
foi feita a antissepsia).
14
Quando o sangue
começar a fluir para
dentro do tubo,
desgarrotear o braço
do paciente e pedir
para que abra a mão
Inserir o primeiro
tubo a vácuo (ver
item 4.8).
16
15
17
Realizar a troca dos tubos sucessivamente (ver item 4.8).
Homogeneizar
imediatamente após a
retirada de cada tubo,
invertendo-o
suavemente de 5 a 10
vezes (ver item 4.8.3).
18
20
Após a retirada do
último tubo,
remover a agulha e
fazer a compressão
no local da punção,
com algodão ou
gaze secos.
19
Exercer pressão no
local, em geral de 1 a
2 minutos, evitando
assim a formação de
hematomas e
sangramentos. Se o
paciente estiver em
condições de fazê-lo,
orientá-lo
adequadamente para
que faça a pressão até
que o orifício da
punção pare de
sangrar.
Descartar a
agulha
imediatamente
após sua
remoção do
braço do
paciente, em
recipiente para
materiais
perfurocortantes
21
Fazer curativo
oclusivo no local
da punção.
22
- 32 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
23
Orientar o paciente para que não dobre o braço, não carregue peso ou bolsa a tiracolo no
mesmo lado da punção por, no mínimo 1 hora, e não mantenha manga dobrada, que pode
funcionar como torniquete.
24
Verificar se há alguma pendência, fornecendo orientações adicionais ao paciente, se
for necessário.
25
Certificar-se das condições gerais do paciente, perguntando se está em condições de se
locomover sozinho, entregar o comprovante para retirada do resultado, e liberá-lo.
26
Colocar as amostras em local adequado ou encaminhá-las imediatamente para processamento em casos indicados (como materias que necessitem ser mantidos em gelo, por ex.) de
acordo com o procedimento operacional do laboratório.
O que é um tubo de descarte?
O tubo de descarte deve ser um tubo sem nenhum aditivo, ou seja, este tubo será usado para
descartar o primeiro volume de sangue da coleta, onde está presente o fator de coagulação
tromboplastina tecidual que interfere em testes de coagulação específicos.
4.10 Procedimento de Coleta de Sangue com Seringa e Agulha:
Seringa e
Agulha estéreis
23
1
Verificar se a cabine da coleta está limpa e guarnecida para iniciar as coletas.
- Local de coleta
de sangue
guarnecido
adequadamente
1a
2
3
- Material de
coleta separado
adequadamente
1b
Solicitar ao paciente que diga seu nome completo para confirmação de pedido médico e
etiquetas.
Conferir e ordenar todo material a ser usado no paciente, de acordo com o pedido médico
(tubos, gaze, torniquete, etc) esta identificação dos tubos deve ser feita na frente do paciente.
- 33 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
4
Informá-lo sobre o procedimento.
Abrir a seringa na
frente do paciente.
5
6
Higienizar as mãos (ver item 4.3).
7
Calçar as luvas (ver item 4.3).
Posicionar o braço do paciente,
inclinado-o para baixo na altura do
ombro.
8
9
Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra e
feche a mão, afrouxá-lo e esperar 2 minutos para usá-lo novamente.
10
Fazer a antissepsia (ver item 4.3).
11
Garrotear o braço do paciente (ver item 4.1).
Fazer a punção numa
angulação oblíqua de 30o,
com o bisel da agulha
voltado para cima, se
necessário, para melhor
visualizar a veia, esticar a
pele com a outra mão
(longe do local onde foi
feita a antissepsia).
Retirar a proteção
da agulha
hipodérmica.
12
13
- Desgarrotear o braço do
paciente assim que o sangue
começar a fluir dentro da
seringa.
14
15
Aspirar devagar o volume necessário de acordo com a quantidade de sangue requerida na
etiqueta dos tubos a serem utilizados (respeitar ao máximo a exigência da proporção sangue/aditivo). Aspirar o sangue evitando bolhas e espuma, e com agilidade, pois o processo
de coagulação do organismo do paciente já foi ativado no momento da punção.
Exercer pressão no local,
em geral de 1 a 2
minutos, evitando assim a
formação de hematomas
e sangramentos. Se o
paciente estiver em
condições de fazê-lo,
oriente-o para que faça a
pressão até que o orifício
da punção pare de
sangrar.
Retirar a agulha
da veia do
paciente.
16
17
- 34 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
18
Tenha cuidado com a agulha para evitar acidentes perfurocortantes.
Descartar a agulha
imediatamente após
sua remoção do braço
do paciente, em
recipiente adequado,
sem a utilização das
mãos (de acordo com
a normatização
nacional – não
desconectar a agulha não reencapar).
19
21
20
Abrir a tampa do 1°
tubo, deixar que o
sangue escorra
pela sua parede
devagar para evitar
hemólise (ver item
4.5.1).
Fechar o tubo e homogeneizar, invertendo-o suavemente de 5 a 10 vezes de acordo com o
tubo utilizado.
Boas práticas - lembrete
Recomenda-se que o processo de homogenização do sangue ao anticoagulante citrato
ocorra num intervalo inferior a 1 minuto, após a finalização da coleta (NCCLS).
Abrir a tampa do 2º tubo, e assim
sucessivamente até o último tubo, de acordo
com o pedido médico do paciente. Não
esquecer de fazer o processo tubo a tubo, para
evitar a troca de tampa dos tubos (causando
erro de diagnóstico).
22
Boas práticas - lembrete
A seqüência a ser preconizada na transferência do sangue para os tubos, ao utilizar seringa e
agulha, deve ser aquela recomendada pela NCCLS. Este procedimento visa prevenir riscos de
contaminação das amostras.
Ao final, descartar
a seringa em
descartador
apropriado para
materiais
contaminantes.
23
Fazer curativo
oclusivo no
local da punção.
24
25
Orientar o paciente para que não dobre o braço, não carregue peso ou bolsa a tiracolo no
mesmo lado da punção por, no mínimo, 1 hora e não mantenha manga dobrada, que pode
funcionar como torniquete.
26
Verificar se há alguma pendência, dando orientações adicionais ao paciente, se for necessário.
27
Certificar-se das condições gerais do paciente perguntando se está em condições de se
locomover sozinho, entregar o comprovante para retirada do resultado, e liberá-lo.
28
Colocar as amostras em local adequado ou encaminhá-las imediatamente para processamento em casos indicados (como materias que necessitem ser mantidos em gelo por ex.) de
acordo com o procedimento do laboratório.
- 35 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
4.11 Cuidados para uma Punção Bem Sucedida
O ideal é que o paciente seja puncionado uma única vez, proporcionando assim conforto e
segurança ao paciente.
Para se obter uma punção de sucesso, vários fatores devem ser observados, antes de iniciar o
procedimento.
Ao observar o acesso venoso do paciente, escolher materiais compatíveis, por exemplo, paciente com acesso venoso difícil, valer-se do uso de agulhas de menor calibre ou escalpes e tubos
de menor volume.
• Sempre puncionar a veia do paciente com o bisel voltado para cima.
• Respeitar a proporção sangue/aditivo no tubo.
• Introduzir a agulha mais ou menos 1 cm no braço.
• Respeitar a angulação de 30o (ângulo oblíquo), em relação ao braço do paciente.
Incorreta
angulação
na coleta
Correta
angulação na
coleta / 30o
24
25
Figura A. Punção venosa adequada
•
O ângulo oblíquo de 30° da agulha em relação
ao braço do paciente foi respeitado, agulha
penetrou centralmente na veia e o bisel da agulha foi inserido voltado para cima.
•
Deve-se tomar cuidado quando o sangue não
for obtido logo na primeira punção, para evitar
complicações.
Fluxo
Sangüíneo
A
As figuras a seguir exemplificam alguns problemas que podem ocorrer nas situações em que a punção venosa não foi feita adequadamente e como resolvê-los.
Figura B. Interrupção do fluxo sangüíneo
Fluxo
Sangüíneo
•
O bisel está encostado na parede superior da veia.
•
O ideal é inclinar um pouco para cima e avançar
um pouco com a agulha, permitindo a passagem do fluxo sangüíneo para dentro da agulha.
B
- 36 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
Figura C. Interrupção do fluxo sangüíneo
•
Neste caso a parte posterior da agulha está
encostada na parede da veia.
•
Deve-se então retroceder um pouco com a
agulha e girar sutilmente o adaptador ou seringa para permitir a retomada do fluxo
sangüíneo.
•
Neste caso deve-se retroceder um pouco a agulha, observando a retomada do
fluxo.
•
É eminente a formação de hematoma
neste caso. Vemos o extravasamento
de sangue abaixo da pele.
•
Para evitar que seja feita uma segunda
punção, deve-se introduzir um pouco
mais a agulha no braço do paciente,
tranqüilizá-lo e, após o término da coleta, fazer compressa com gelo.
•
Retirar ou afrouxar o torniquete para permitir
o restabelecimento da circulação.
•
Retroceder um pouco a agulha para permitir
que o fluxo sangüíneo desobstrua.
•
Utilizar a marca guia do adaptador de coleta de
sangue a vácuo. Ela serve como orientação,
quando no meio de uma punção sem fluxo,
como demonstrado acima, e o tubo já inserido
no sistema de coleta a vácuo, o flebotomista necessite desobstruir a veia colabada, retrocedendo um pouco o tubo. O tubo perderá o vácuo,
caso este retrocesso seja após a marca guia.
Fluxo
Sangüíneo
C
Figura D. A agulha transfixou a veia
Fluxo
Sangüíneo
D
Figura E. O bisel da agulha penetrou
parcialmente a veia do paciente.
Fluxo
Sangüíneo
E
Figura F. Processo de estenose
venosa.
Fluxo
Sangüíneo
F
• Se durante o ato da coleta, for percebido uma suspeita de colabamento da veia puncionada, recomenda-se virar lenta e
cuidadosamente o adaptador de coleta de sangue a vácuo para que o bisel seja desobstruído, permitindo a recomposição
da luz da veia e liberação do fluxo sangüíneo.
• Caso ocorra a perda do vácuo, substituir o tubo.
• Evitar movimentos de busca aleatória da veia. Este procedimento induz hemólise da amostra e resulta na formação de hematoma.
Em muitos casos é aconselhável realizar nova punção em outro sítio.
• Punção acidental de artéria: O fluxo arterial é muito mais rápido que o venoso. O sangue arterial tende a uma cor avermelhada, mais
“viva”, devido a maior oxigenação da hemoglobina. Ao puncionar acidentalmente uma artéria, recomenda-se retirar rapidamente a
agulha, seguida de compressão vigorosa no local da punção, até a parada do sangramento. O supervisor necessita ser notificado.
- 37 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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PATOLOGIA
4.12 Coletas em Condições Particulares
4.12.1 Coleta de sangue via cateter de infusão
A coleta de sangue em cateteres de infusão não é recomendada. Na situações em que
este tipo de coleta for imprescindível, há necessidade de cuidados expeciais e o procedimento deve ser realizado por profissional experiente e habilitado.
Além disto, a composição da amostra pode ser profundamente afetada pelos fluidos
infundidos e, portanto, podem ser obtidos resultados incorretos dos exames laboratoriais
realizados.
Ilustração de coleta de
sangue a vácuo
em acesso de cateter
26
O quadro abaixo demonstra algumas substâncias afetadas por coletas em cateter de infusão:
QUADRO 7:
INFUSÕES/TRANSFUSÕES COMO FATOR DE INTERFERÊNCIA E/OU
CONTAMINAÇÃO DOS EXAMES LABORATORIAIS PARA DIAGNÓSTICOS
INFUSÃO/TRANSFUSÃO
SUBSTÂNCIAS AFETADAS
Tempo de coagulação
resposta do fator von
Willebrand
Dextran
Proteína sérica total,
plasma
TENDÊNCIA
↓
COMENTÁRIO, MECANISMO
5 - 10 seg. retardo
↓
↑
Biureto, método
dependente (turvação,
floculação, coloração
esverdeada)
↓
Uréia, soro
Grupo sangüineo
pseudoaglutinação
Gamaglobulina
Sorologia
Falso-positivo
Eletrólitos
Potássio, Sódio, Magnésio
↑
Contaminação
Glicose
Glicose
↑
Contaminação
Glicose
Fosfato inorgânico,
Potássio,
↓
Insulina
Amilase, Bilirrubina
↑
Ácido úrico
↑
Efeito metabólico
Citrato
(transfusão sangüínea)
pH do sangue teste de
coagulação
↓
Inibição
↑↓
Soro fisiológico 0,9%
Íons
↑
Hemodiluição
↓
Frutose
Acima de 15%,
especialmente em
recém-nascidos
Contaminação
Guder, W. G.; Narayanan, S.; Wisser, H. et al – Samples: from the patient to the laboratory.
2nd edition, Darmstadt, Git Verlag, 2001, pág 16.
- 38 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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PATOLOGIA
Nos casos em que for imprescindível esta forma de coleta, deve-se tomar alguns cuidados, tais
como:
•
Obter o consentimento do médico assistente.
•
O flebotomista deve ser minuciosamente treinado e deve respeitar rigorosamente as normas
padronizadas pela instituição.
•
Comunicar ao laboratório que foi feita uma coleta através de um cateter de infusão e anotar no
pedido a substância que está sendo infundida (soro fisiológico, glicose, dextran, medicamentos,
etc.). Tudo isto porque, é possível haver influência do local da coleta sobre a composição do
plasma/soro e, conseqüentemente, no resultado obtido.
Planejar a hora da coleta de acordo com cada tipo de infusão conforme o quadro 8:
QUADRO 8:
RECOMENDAÇÕES PARA PLANEJAR AS INFUSÕES E AS
AMOSTRAGENS DE SANGUE
INÍCIO DA COLETA DE SANGUE
EM HORAS, DEPOIS DA
SESSÃO DE INFUSÃO
INFUSÃO
Emulsão de gordura
8
Solução rica em carboidrato
1
Aminoácidos e proteínas hidrolisadas
1
Eletrólitos
1
Guder, W. G.; Narayanan, S.; Wisser, H. et al – Samples: from the patient to the
laboratory. 2nd edition, Darmstadt, Git Verlag, 2001, pág 17.
4.12.2 Coleta de sangue via cateter de infusão com heparina
Uma consideração importante deve ser feita quanto à coleta de sangue para testes de
coagulação, onde um cateter preservado com heparina é utilizado, devido à importante
interferência nos resultados dos exames que este tipo de coleta pode reproduzir. Devido
a estes problemas, sempre que possível, este tipo de coleta deve ser evitado.
Caso contrário, é recomendado descartar 5,0 mL de sangue, ou seis vezes o volume do
cateter, antes da coleta. O primeiro sangue coletado após este procedimento deve ser
usado para pesquisa não hemostasiológica (em tubo para soro), e o sangue subseqüente obtido (em tubo de citrato), usado apenas para determinar substâncias insensíveis à heparina: Tempo de Protrombina, fibrinogênio segundo Clauss, Anti Trombina III,
monômero de fibrina. Para métodos heparino-dependentes, (tempo de trombina, Tempo de Tromboplastina Parcial Ativado), deve ser colhido um segundo tubo de citrato. É
importante rapidez na coleta do cateter para evitar coagulação.
Em qualquer situação, sempre é bom lembrar que:
•
Uma possível contaminação com heparina deve ser sempre considerada nos casos de exames
da coagulação, como o tempo de trombocitoplastina parcial ativada, e tempo de coagulação,
que são extremamente sensíveis à sua interferência.
•
As hemoculturas não devem ser colhidas via cateter, pois os organismos que colonizam as
paredes do cateter podem contaminar a amostra.
- 39 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
Passo a passo para coleta de sangue por cateter de infusão:
Ao iniciar o procedimento de coleta de cateter com infusão intravenoso:
1
Deve-se tomar todo cuidado para assegurar que o fluxo de infusão foi completamente
descontinuado.
2
Fazer antissepsia rigorosa (fig. 1).
3
Enxaguar a cânula com solução salina isotônica com volume proporcional ao tamanho do cateter (fig. 2). Os primeiros 5,0 mL de sangue devem ser descartados antes que a amostra de
sangue seja coletada (ver coleta com infusão de heparina para testes de coagulação pag. 41).
(fig. 3)
4
Este procedimento deve ser feito somente por pessoal capacitado e, de preferência, em ambiente hospitalar com prévio consentimento do médico assistente.
5
Conectar o adaptador de coleta a vácuo ou a seringa ao cateter e proceder a coleta (fig. 4).
6
Coletar o sangue (fig. 5, 6).
7
Retirar o adaptador ou a seringa (fig. 7).
8
Fazer a antissepsia rigorosa do cateter onde foi conectado o adaptador ou seringa (fig. 8).
9
Procedimentos para reinício de infusão no paciente devem ser realizados por profissional
habilitado (fig. 9).
10
Deve ser documentado qual braço, e onde foi feita a coleta, proximal ou distal do local de infusão.
Boas práticas - lembrete
A coleta de sangue via cateter de infusão não é recomendada, podendo ser realizada em situações de difícil acesso venoso.
PASSO A PASSO PARA COLETA DE SANGUE POR CATETER DE INFUSÃO
1
2
3
4
5
6
7
8
9
- 40 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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PATOLOGIA
Coleta de Sangue em Outros Tipos de Acessos:
4.12.3 Fístula artério-venosa
Fístula é uma conexão de desvio artificial feita por um procedimento cirúrgico para comunicar uma veia com uma artéria. É usada para hemodiálise de pacientes com insuficiência
renal.
Não se recomenda coletar sangue de um braço com fístula. Quando possível, amostras
devem ser coletadas do braço oposto. Deve ser tomado todo cuidado ao manipular uma
fístula, pois é um acesso permanente.
4.12.4 Fluidos intravenosos
Uma coleta capilar é recomendada quando o acesso venoso não está prontamente
disponível.
Quando um fluido intravenoso (incluindo transfusão de sangue) é administrado ao paciente, não se recomenda colher sangue desta veia, pois os resultados dos testes
laboratoriais poderão ser errôneos.
O hospital deve estabelecer uma política institucional para estes tipos de coleta.
4.13 Hemocultura
Para a realização de hemocultura faz-se a coleta e a transferência de sangue para frascos
específicos, contendo meios de cultura próprios para o crescimento de microrganismos aeróbios
e/ou anaeróbios. A qualidade da coleta de sangue é fator limitante, tanto para a positividade dos
frascos, quanto para a agilidade dos resultados.
Ao se coletar na ascensão da temperatura, há chance de se obter maior número de bactérias ou
fungos, do que no pico febril. A coleta não deve ser realizada no descendente da curva térmica.
Quantidade de frascos, volume de sangue e intervalo entre as coletas:
O número de frascos e o intervalo entre as coletas são fundamentalmente determinados pela clínica
do paciente e não pelo laboratório (Consenso Brasileiro de Sepse). Em pacientes adultos, 2 ou 3
amostras de hemocultura, e em crianças, 2 amostras de hemocultura, seria o número ideal, sendo a
partir de punções de locais diferentes.
De uma maneira geral deve-se colher 20,0 mL de sangue por hemocultura, ou seja, uma hemocultura de adulto requer 8 a 10 mL/frasco aeróbio e 8 a 10 mL/frasco anaeróbio e, hemocultura de
criança (1 até 6 anos) requer 1 a 3 mL/frasco. Em recém-nascidos recomenda-se coletar 0,5 a 1 mL
de sangue por punção venosa e inocular em frasco pediátrico, de acordo com recomendações dos
fabricantes, pois o volume de sangue requerido pode variar consideravelmente.
O volume coletado é diretamente proporcional à probabilidade de o laboratório isolar a bactéria ou o
fungo. Cada mililitro de sangue a mais coletado aumenta a positividade em média 3%. Portanto, salvo
casos específicos, é importante que se colha o maior volume permitido pelo frasco.
Nota:
Quando forem solicitadas pelo médico mais de uma amostra de hemocultura (ex: hemocultura 3 amostras)
estas não devem ser colhidas simultaneamente da mesma punção (a não ser que se trate de um frasco
aeróbico e outro anaeróbico, que tem indicações restritas). Não respeitar esta recomendação pode comprometer seriamente a especificidade do exame.
Importante: Não utilize o mesmo acesso venoso para mais de um frasco (a não ser que se colha 1 frasco anaeróbio
e outro aeróbio), pois se aquele acesso estiver contaminado a probabilidade do médico tratar
indevidamente o paciente aumenta muito.
- 41 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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PATOLOGIA
Antissepsia:
Não existe antisséptico instantâneo, portanto devemos cumprir alguns passos para obter a amostra de
sangue sem contaminar a amostra. Pode-se trabalhar com a seguinte metodologia:
• iniciar com álcool iodado 1%
• deixar secar
• retirar o excesso de iodo com álcool 70%
• deixar secar
• executar a punção como veremos a seguir.
Pode-se, também usar PVPi (Solução Tópica de Iodopovidona a 10 %) como antisséptico, em substituição ao álcool iodado. Em pacientes alérgicos ao iodo, pode ser utilizado somente o álcool 70% ou
clorexidina.
A necessidade de esperar secar o local da punção baseia-se no fato de que as bactérias são mortas
por desidratação. Nunca assoprar ou abanar o local da punção para agilizar o processo. A mesma
rotina deve ser realizada na tampa do frasco contendo meio de cultura.
Atualmente, está contra-indicada a troca de agulha após a punção do paciente, pois se a antissepsia
for correta, não há aumento da contaminação dos frascos.
A coleta de hemocultura, usando escalpe e adaptador para coleta de sangue a vácuo, torna este
procedimento seguro e contribui para a redução da contaminação da amostra. A coleta deve também
ser realizada em ambiente fechado, sem corrente de ar.
Ilustração de coleta de
hemocultura
com escalpe para coleta de
sangue a vácuo
27
Passo a passo para a coleta de hemocultura:
1
Lavar e secar as mãos cuidadosamente.
2
Colocar o torniquete e selecionar o local da punção.
3
Retirar o torniquete.
4
Remover os selos da tampa dos frascos de hemocultura já identificados com nome do paciente,
data e hora da coleta e número da amostra. Fazer uma antissepsia prévia nas tampas, com
álcool 70%.
5
Limpar centralmente o local de punção com gaze ou algodão e álcool 70% (etílico ou isopropílico).
6
Depois limpar, com gaze ou algodão (estéreis) em movimento circular, do centro para a periferia,
com uma solução 1 a 10% de iodo-povidine, (0,1 a 1% de iodo) ou clorexidina alcoólica (0,5%).
7
Permitir a secagem da área, para que o antisséptico tenha efeito local.
8
Remover o iodo ou clorexidina da pele com gaze ou algodão (estéreis) com álcool 70%.
9
Esperar o local secar. Não assoprar, não abanar e não colocar nada no local. Aguardar de 30
segundos a 2 minutos.
10
Depois de limpar, não mais tocar o local.
- 42 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
11
Calçar luvas estéreis.
12
Puncionar a veia do braço do paciente.
13
Em caso de coleta com escalpe para coleta de sangue a vácuo, observar a quantidade de sangue que está fluindo para dentro do frasco de hemocultura, deixando sempre o frasco na posição vertical e abaixo do local da punção, permitindo assim uma coleta fechada, sem necessidade de manuseio e minimizando os riscos de contaminação da amostra (ver item 4.4.1).
14
Em caso de coleta com seringa e agulha, transferir o sangue imediatamente para o frasco de
hemocultura.
15
Exercer pressão no local até cessar o sangramento.
16
Após a coleta, o frasco deve ser encaminhado imediatamente para o laboratório, ou mantido a 37°C.
Em caso de punção difícil, em que o flebotomista perca a veia, e tenha que fazer nova punção, recomenda-se que todo o procedimento de antissepsia seja refeito.
4.14 Coleta de Sangue para Provas Funcionais
Provas funcionais são aquelas em que o organismo do paciente é estimulado ou suprimido, de
alguma forma, antes da coleta do exame, por administração endovenosa ou ingestão de medicamento ou substância, por meio de exercícios ou, até mesmo, permanecendo por um período em
repouso.
Recomenda-se que estes testes tenham acompanhamento médico e que o laboratório disponha
de um local separado para sua realização. Devido à particularidade de se fazer coleta seriada de
sangue para as provas funcionais, o uso de escalpe é o mais indicado e, em geral, o ideal é
puncionar uma só vez este paciente.
Técnica de utilização do escalpe para provas funcionais:
Escalpe para coleta
de sangue a vácuo
com tubo fluoreto –
sistema para coleta
múltipla de glicose.
28
29
Escalpe para coleta
de sangue a vácuo
com tubo gel
separador – sistema
para coleta
múltipla de provas
funcionais.
Materiais Utilizados:
•
Seringa descartável de 10,0 mL.
•
Heparina (conforme protocolo do laboratório ou hospital).
•
Solução Fisiológica (ampola de 10,0 mL).
•
Tubo para coleta de sangue a vácuo, tampa vermelha, siliconizado de 10.0 mL, ou um tubo de
descarte (ver item 4.8).
•
Tubos específicos para as provas a serem testadas.
•
Escalpe para coleta múltipla de sangue a vácuo, ou cateter.
•
Bandagem oclusiva.
Em coletas de provas funcionais, na maioria das vezes, é necessário manter o acesso venoso do
paciente viável para as coletas seriadas. Isto pode ser feito por meio da injeção de uma solução de
heparina ou salina no escalpe, conforme protocolo do hospital ou laboratório, para evitar a formação
de coágulos no tubo vinílico do escalpe.
- 43 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
Passo a passo da coleta :
1
Conferir o material a ser usado no paciente.
2
Informá-lo sobre o procedimento.
3
Higienizar as mãos (ver item 4.3).
4
Calçar as luvas (ver item 4.3).
5
Posicionar o braço do paciente, inclinado-o para baixo, na altura do ombro.
6
Se o torniquete for usado para seleção preliminar da veia, pedir para que o paciente abra e feche
a mão, afrouxá-lo e esperar 2 minutos para usá-lo novamente.
7
Fazer a antissepsia (ver item 4.3).
8
Garrotear o braço do paciente (ver item 4.1).
9
Retirar o escalpe para coleta múltipla de sangue a vácuo da embalagem e rosqueá-lo no adaptador.
10
Fazer a punção com o bisel da agulha voltado para cima, se necessário, para melhor visualizar a
veia, esticar a pele com a outra mão (longe do local onde foi feita a antissepsia). Colocar um
esparadrapo ou similar para prender o “butterfly” no braço do paciente.
11
Em geral, repouso de 30 minutos antes da coleta basal e da administração de medicamento de
esímulo ou supressão (início do teste funcional).
12
Inserir o tubo para a 1ª amostra da prova e colher os exames basais.
13
Desgarrotear o braço do paciente.
14
Conectar a seringa de 10,0 mL no adaptador, de forma que o bico da seringa empurre a borracha
da agulha, injetar cuidadosamente a solução preparada até que a extensão do escalpe se apresente limpa (1 a 2,0 mL), tomar cuidado para não injetar a solução na veia do paciente.
15
Desconectar e reservar a seringa.
16
Administrar a medicação ou substância específica à prova do paciente e marcar o tempo.
17
Na próxima coleta, introduzir o tubo siliconizado (ou tubo de descarte, ver item 4.8) e aspirar de
1,0 mL a 2,0 mL de sangue, com a finalidade de limpar a extensão do escalpe.
18
Inserir o tubo para a 2ª amostra da prova.
19
Novamente, injetar cuidadosamente a solução preparada para manutenção da veia (quando for
o caso) até que a extensão do escalpe se apresente limpa (1 a 2,0 mL), tomar cuidado para não
injetar a solução na veia do paciente, proceder assim até o final da prova.
20
Tanto a seringa quanto o tubo siliconizado (ou de descarte), devem ser identificados e colocados
numa cuba ou similar. Estes materiais serão descartados ao final da prova.
4.15 Coleta de Sangue em Pediatria e Geriatria
Como o acesso venoso em pacientes pediátricos e geriátricos pode ser difícil, pois os mesmos
possuem veias menos calibrosas, o êxito de uma coleta nestes pacientes requer agulhas de
menor calibre, escalpes e tubos de menor volume.
Escalpe para coleta de sangue
a vácuo com
dispositivo de segurança
30
- 44 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
4.16 Coleta de Sangue em Queimados
Dependendo das condições do paciente queimado, deve-se manter uma via de acesso preservada para infusão. No caso de coleta de sangue, recomenda-se procurar uma veia cujo acesso
esteja íntegro e facilitado. Esta coleta também requer agulhas de menor calibre, escalpes e
tubos de menor volume.
Em alguns casos, pode-se colher sangue por punção capilar, com lancetas e microtubos.
4.17 Gasometria
A coleta de sangue arterial ou venoso para análise dos gases sangüíneos requer cuidados na
escolha do material adequado a ser utilizado na coleta, na conservação da amostra e transporte
imediato ao laboratório.
A melhor opção está na utilização de seringa previamente preparada com heparina de lítio jateada
na parede, com “balanceamento” de cálcio. Este tipo de material é facilmente obtido no mercado e apresenta uma relação custo/eficiência satisfatória. O uso de seringa, de preparação “caseira”, utilizando heparina de sódio líquida também é aceitável, porém aumenta a possibilidade de
interferência na dosagem de cálcio iônico, pois existe a possibilidade da heparina ligar-se quimicamente ao cálcio, resultando em valores falsamente mais baixos do que o real. A introdução do
cálcio em concentração “balanceada”, nas seringas destinadas especificamente para coleta de
gasometria e eletrólitos, tem por finalidade minimizar os efeitos da queda deste íon na amostra.
A heparina líquida, em excesso, pode ainda causar diluição da amostra, resultando valores incompatíveis com a situação clínica do paciente.
As seringas específicas para a análise de gases sangüíneos, além de eliminarem o risco de
diluição da amostra, asseguram a proporção exata entre volume de sangue e anticoagulante,
evitando assim a formação de micro-coágulos que podem produzir resultados errôneos, bem
como obstruir os equipamentos analisadores de gases sangüíneos.
Coleta de gasometria:
A análise dos gases no sangue arterial é fundamental no tratamento de pacientes críticos, sendo em
geral necessária quando a amostra venosa não permite a medição adequada dos parâmetros desejados pelo médico.
Os locais usuais para a realização da punção arterial são as artérias radial, braquial ou femural. Em
situações especiais, como por exemplo nos recém-natos, pode-se optar pelas artérias do couro cabeludo ou as artérias umbilicais durante as primeiras 24 a 48 horas de vida.
Após a obtenção da amostra arterial ou venosa despreza-se a agulha, esgota-se o ar residual, veda-se
a ponta da seringa com o dispositivo oclusor, e homogeneiza-se suavemente, rolando-a entre as mãos.
O material necessita ser encaminhado de imediato ao laboratório, idealmente não excedendo o prazo
de 15 minutos. O resfriamento do material em gelo auxilia sobremaneira na diminuição da atividade
metabólica dos leucócitos, porém não assegura uma inibição completa. Deve-se evitar o contato direto da seringa com o gelo, isolando-a com papel, compressa ou similar, visando prevenir o congelamento da amostra, fato que inviabilizaria sua análise.
Seringa de gasometria
vedada e pronta
para ser enviada ao
laboratório
31
- 45 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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PATOLOGIA
5. Garantia da Qualidade
Laudos de testes laboratoriais acurados (exatos e precisos) dependem, em grande parte, de uma
flebotomia adequada, com a qual se obtêm amostras de qualidade. As diversas variáveis pré-analíticas
devem ser controladas de forma a preservar a representatividade e a integridade das amostras.
Estas recomendações para garantia da qualidade na fase pré-analítica fundamentam-se nos programas de acreditação de laboratórios clínicos da SBPC/ML (Sociedade Brasileira de Patologia
Clínica/Medicina Laboratorial) e CAP (Colégio Americano de Patologistas).
5.1
Qualificação dos Fornecedores e Materiais
Uma das características básicas de todos os sistemas de gestão da qualidade é a recomendação de que a organização:
1
especifique para aquisição os insumos e materiais, em função de suas características de
impacto sobre a qualidade pretendida.
2
qualifique os fornecedores de material em função dos produtos especificados e de outras
características importantes para a organização.
3
monitore continuamente a qualidade dos insumos e materiais e dos respectivos fornecedores.
Ao laboratório recomenda-se avaliar criticamente, de preferência antes da sua aquisição, os
materiais de coleta, principalmente os recipientes, de forma a padronizar o uso de materiais
que não venham a contribuir com interferentes para as análises a serem realizadas. Isso pode
ser feito mediante uma combinação de estratégias, tais como: testagem direta, revisão da
literatura e avaliação das informações obtidas dos fabricantes (trabalhos científicos desenvolvidos pelo fabricante em instituições médicas de referência nacional e mundial, comprovando
a funcionalidade de seus produtos) e fornecedores. Não há necessidade de testes locais exaustivos, contudo é bom que se saiba que não há como garantir que os recipientes de coleta e de
transferência dos mais variados fabricantes se comportarão de forma absolutamente inerte,
uma vez que materiais usados na sua fabricação podem levar a resultados errôneos, inclusive
com conseqüências médicas. Igualmente, o preenchimento excessivo ou insuficiente de tubos
de coleta a vácuo pode levar a erros.
5.2
Especificação dos Materiais para Coleta de Sangue a Vácuo
Agulhas de coleta múltipla de sangue a vácuo
As agulhas para coleta de sangue a vácuo têm duas pontas: uma maior (proximal) que será
inserida no braço do paciente e outra menor (distal), recoberta por um manguito de borracha,
que perfura o tubo a vácuo no momento da coleta. No meio da agulha há uma parte plástica com
rosca, onde será rosqueado o adaptador para coleta de sangue a vácuo.
Algumas agulhas são siliconizadas e têm o bisel em corte trifacetado a laser com o intuito de
facilitar e tornar menos dolorosa a punção. Algumas também possuem dispositivos de segurança, que permitem uma coleta segura ao flebotomista.
5.2.1 Agulhas para coleta múltipla
• 25 x 7 mm (22 G1), em geral, preta: Usualmente indicada para pacientes geriátricos,
pediátricos e com acesso venoso difícil.
• 25 x 8 mm (21 G1), em geral, verde: Usualmente indicada para pacientes com bom
acesso venoso, é a agulha de coleta múltipla de sangue a vácuo mais utilizada.
- 46 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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PATOLOGIA
Figura ilustrando os diversos tipos de agulhas
de coleta múltipla de sangue a vácuo:
verde – 21 G1, amarela – 20 G1 ½,
preta – 22 G1 e, na parte inferior,
agulhas com dispositivo de segurança
32
5.2.2 Adaptadores para coleta de sangue a vácuo
Adaptadores para
coleta de sangue a
vácuo
33
O adaptador é uma peça plástica que, uma vez rosqueada à agulha de coleta múltipla de sangue a
vácuo, possibilita ao flebotomista uma melhor empunhadura e segurança na hora da coleta venosa.
Cada fabricante produz o adaptador adequado ao seu sistema de coleta de sangue a vácuo (adaptador,
agulha, tubo a vácuo). Cabe ao laboratório especificar em sua compra o adaptador compatível com os
tubos a vácuo e agulhas para coleta múltipla que utiliza, para obter as facilidades do sistema a vácuo
e evitar perda de materiais por incompatibilidade entre eles.
5.2.3 Escalpes para coleta múltipla de sangue a vácuo
Escalpe para coleta de sangue a
vácuo
34
Os escalpes para coleta de sangue a vácuo são similares aos escalpes de infusão, a diferença é que no luer, porção final do tubo vinílico, existe uma peça acoplada, onde o adaptador
é rosqueado, com uma agulha recoberta por uma manga de borracha. Alguns escalpes
possuem dispositivos de segurança que, ao término da punção, recobrem a agulha protegendo o flebotomista de uma contaminação por acidente com perfurocortante.
Escalpes para coleta de sangue a vácuo; com os seguintes calibres:
•
21G (calibre 8), em geral, verde: Usualmente utilizado para pacientes com bom acesso venoso.
•
23G (calibre 6), em geral, azul claro: Usualmente é o mais utilizado em pacientes geriátricos,
pediátricos, neonatos e pacientes em tratamentos com quimioterápicos, isto é, em geral pacientes com acesso venoso difícil.
•
25G (calibre 5), em geral, azul escuro: Usualmente utilizado para o mesmo perfil de pacientes
acima descritos, porém com acessos venosos ainda mais difíceis.
O flebotomisma deve escolher o produto que melhor se adeqüe ao acesso venoso de seu paciente.
- 47 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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PATOLOGIA
5.2.4 Tubos para coleta de sangue a vácuo
Tubos para coleta de
sangue a vácuo
35
Os tubos para coleta de sangue a vácuo são de uso único e devem ter seu interior estéril, possuem
vácuo calibrado e volume/quantidade de anticoagulante proporcional ao volume de sangue a ser aspirado especificado em sua estiqueta. Temos no mercado tubos de diversos volumes de aspiração e características físicas. O que deve ser verificado é se o produto está devidamente registrado na ANVISA (Agência Nacional de Vigilância Sanitária) e é fabricado de acordo com as Boas Práticas de Fabricação
estabelecidas pela ANVISA e ou por outros padrões internacionais ISO 6710.2, NCCLS, FDA (Food and
Drug Administration), CE (Comunidade Européia). Importante também é verificar se o fabricante comprova a funcionalidade dos tubos, preferencialmente através de documentação científica. Outro ponto
relevante é a compatibilidade destes tubos com os equipamentos usados no laboratório. Quando da
mudança de fornecedor, é importante solicitar estas informações ao fabricante.
5.3
Comentários sobre a ISO 6710.2 - Single-use Containers for Human Venous Blood Specimen
Collection (ISO – Internacional Organization for Standardization.
A Norma ISO 6710.2 é uma padronização internacional que especifica requisitos e metodologias
para testes de tubos de uso único para coleta de sangue, a vácuo e não-vácuo, para uso principalmente pelos fabricantes. Ela não especifica, contudo, requisitos para agulhas e adaptadores
para coleta de sangue.
Os fabricantes devem basear-se nestas especificações para a fabricação de seus tubos para
coleta de sangue a vácuo e não-vácuo.
A norma especifica que o tubo deve ser fabricado com um material que permita uma clara visão
do conteúdo quando submetido a uma inspeção visual. Recomenda também que a superfície
interna dos tubos de vidro para testes de coagulação evite a ativação do coágulo.
Se o tubo for recomendado para análises específicas de certas substâncias, o nível máximo de
contaminação interior deste tubo com esta substância, e seu método analítico aplicado, devem
estar contidos na literatura que o acompanha, na sua etiqueta ou embalagem. Para determinações de metais e outras substâncias específicas, a formulação do material da rolha deve ser tal
que não interfira nos resultados destas análises.
É importante atentar ao fato de que, para determinações de alta sensibilidade analítica (ex:
fluorimetria), os limites de interferência usualmente testados podem não estar adequados,
recomendando-se consultas ao fabricante a respeito de potenciais interferentes.
Tubos que contenham anticoagulantes, que sabidamente podem atuar como potenciais meios
de cultura (ex. citrato e ACD - Ácido Cítrico, Citrato e Dextrose), devem ser estéreis. A esterilidade
é obrigatória também quando, durante a coleta de sangue, existir a possibilidade do contato
direto entre o interior do tubo e o fluxo sangüíneo do paciente; portanto o fabricante deve assegurar que o interior de seus tubos seja estéril.
A norma especifica também os aspectos relativos à capacidade dos tubos e os testes previstos para a avaliação da variação de capacidade permitida. Para tubos com aditivos, há
especificação de espaço suficiente para que possa ser efetivada uma homogeneização mecânica ou manual. Os tubos também devem ser projetados para que apresentem apenas uma
variação de aspiração do volume nominal de ± 10%.
- 48 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
Além disso, a norma especifica a tampa do tubo, de forma que não seja desprendida durante a
homogeneização, havendo um teste de vazamento recomendado para garantir a vedação. A tampa do tubo também deve possuir um desenho que permita sua remoção manual ou por métodos
mecânicos, e que evite contaminação do usuário pela amostra (protegendo-o do efeito aerosol).
Há métodos especificados para testar a resistência do tubo que contém amostra, que deve
resistir a uma aceleração de 3.000 g num eixo longitudinal.
Boas práticas - lembrete
Tubos que contenham anticoagulantes considerados potenciais meios de cultura, como
citrato e ACD, devem ser projetados e validados pelo fabricante , de forma a assegurar um
interior estéril.
QUADRO 9:
CÓDIGOS ALFA E CÓDIGOS DE CORES RECOMENDADOS
PARA IDENTIFICAÇÃO DOS ADITIVOS *
CÓDIGO
ALFA
CÓDIGO DE
CORES
EXAMES MAIS
COMUNS
K2 E
K3 E
N2 E
Lilás
Lilás
Lilás
Hemograma
Plaquetas
K2 E
Branca
translúcida
Biologia molecular
Citrato Trissódico 9:12
9NC
Azul claro
Testes de Coagulação
Citrato Trissódico 4:12
4NC
Preta
Velocidade de
Hemossedimentação
Fluoreto/Oxalato
FX
Cinza
Glicose
Fluoreto/ EDTA
FE
Cinza
Glicose
Fluoreto/Heparina
FH
Verde
Glicose
Heparina de Lítio
LH
Verde
Exames bioquímicos em
geral; gasometria (somente em seringa préheparinizada)
Heparina de Sódio
NH
Verde
Exames bioquímicos
em geral
CPDA
Amarela
Z
Vermelha
Exames sorológicos e
bioquímicos em geral
Ativador
de
coágulo
Amarela
Exames sorológicos,
bioquímicos em geral,
drogas terapêuticas e
hormônios.
ADITIVOS
EDTA 1 sal dipotássico
sal tripotássico
sal dissódico
EDTA
sal dipotássico
com gel
separador
Citrato Fosfato Dextrose
Adenina
Siliconizado3
Ativador de coágulo e
gel separador
Preservação de células
* Quadro adaptado relacionando as áreas onde serão utilizados os tubos.
1 EDTA é a abreviação para ácido etilenodiaminotetracético
2 Demonstra o raio entre o volume de sangue pretendido e o volume de anticoagulante (ex. 9
partes de sangue para 1 parte de anticoagulante citrato de sódio).
3 É recomendado que tubos que não contenham ativador de coágulo sejam codificados com a
letra Z e tenham a cor vermelha, assim como a descrição do reagente.
- 49 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
As normas NCCLS recomendam o uso de alguns tipos anticoagulantes que preservam melhor a qualidade das amostras, por exemplo:
•
EDTA K2 é o anticoagulante recomendado para hematologia por preservar melhor a integridade
das células sangüíneas. Este anticoagulante também é recomendado pelo ICSH - International
Council for Standardization in Haematology.
•
Citrato de Sódio tamponado a 0,109 mol/ L (3,2%) numa proporção de 9:1, ou seja, 9 partes de
sangue para 1 parte de citrato, é o anticoagulante recomendado para os testes de coagulação.
A norma ISO 6710.2 recomenda que as etiquetas não devem circundar completamente os tubos e a
cola usada deve fornecer uma aderência adequada às condições de temperatura e umidade de uso
do tubo, durante um tempo adequado. O fabricante é responsável por informar as condições de resistência da etiqueta.
5.3.1 Informações que o tubo a vácuo deve conter descritas no rótulo ou mesmo no tubo:
• marca do fabricante ou fornecedor ou marca registrada.
• número do lote.
• código do aditivo ou descrição do conteúdo.
• data de validade.
• volume nominal.
• linha de preenchimento, quando necessário (para tubos sem vácuo).
• a palavra “estéril” se o fabricante garantir que o interior do tubo, antes de ser aberto, é estéril.
• As palavras “produto de uso-único” ou um símbolo gráfico de acordo com a ISO
7000-1051.
• Se for usado glicerol na fabricação do produto, isto deve estar descrito no rótulo e na
embalagem.
Até o presente momento não existe um acordo internacional de codificação por cores, mas a maioria
dos fabricantes segue uma padronização de cores de tampas, ajudando a evitar a possibilidade de
erros pré-analíticos na coleta laboratorial.
5.3.2 Concentração e volume dos anticoagulantes
A norma ISO 6710.2 especifica as concentrações dos anticoagulantes, molaridade e proporção em relação à quantidade de sangue aspirada pelos tubos.
•
Sais ácidos etilenodiaminotetracéticos (EDTA) [CH2N(CH2COOH2)]2
As concentrações dos sais dipotássico, tripotássico e dissódico devem estar dentro do intervalo de
1,2 mg a 2,0 mg de EDTA anidro por 1,0 mL de sangue.
•
Citrato trissódico (Na3C6H5 O 7.2H2O)
As concentrações de solução de citrato trissódico devem estar dentro do intervalo de 0,1 mol/L a 0,136
mol/L, com uma tolerância permitida de ± 10%. Alguns estudos revelam que o tubo de citrato não deve
ter volume de aspiração parcial, para evitar a agregação plaquetária ativada pelo espaço livre no tubo.
O tubo de citrato deve ser produzido para que aspire uma solução de 9:1, ou seja, 9 partes de sangue
adicionadas a 1 parte de solução de citrato.
O tubo para VHS (Velocidade de Hemossedimentação), pelo método Westergreen, deve aspirar 4
partes de sangue adicionadas a 1 parte de citrato trissódico.
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
• Fluoreto/Oxalato
As concentrações de oxalato de potássio mono-hidratado devem estar dentro do intervalo de 1,0 mg a
3,0 mg, e de 2,0 mg a 4,0 mg de fluoreto de sódio por mL de sangue.
• Fluoreto/EDTA
As concentrações de EDTA devem estar dentro do intervalo de 1,2 a 2,0 mg de EDTA, e de 2,0 a 4,0 mg
de fluoreto de sódio por mL de sangue.
• Fluoreto/Heparina
As concentrações de heparina devem estar dentro do intervalo de 12 a 30 UI (Unidade Internacional)
de heparina, e de 2,0 a 4,0 mg de fluoreto de sódio por mL de sangue.
• Heparina de Sódio e Heparina de Lítio
As concentrações dos anticoagulantes acima devem estar dentro de um intervalo de 12 a 30 UI (Unidade Internacional) por mL de sangue.
• Citrato (C)/ Fosfatase (P)/Dextrose (D) /Adenosina (A) - (CPDA)
A formulação deste aditivo deve ser:
Ácido cítrico anidro ............................................................................................ 2,99 g
Citrato trissódico (dehidratado) ......................................................................... 26,3 g
Fosfato de sódio monobásico (mono-hidratado) [NaH2PO4H2O] .................... 2,22 g
Dextrose (mono-hidratada) ................................................................................ 31,9 g
Adenina [C5H5N5] ............................................................................................... 0,275 g
Água em quantidade suficiente para formar .................................................... 1.000 mL
Devem ser adicionadas 6 partes de sangue para 1 parte de CPDA, com uma tolerância de ± 10%.
Nota:
Os aditivos podem apresentar-se fisicamente em várias formas como: solução, solução de spray
seco, liofilizado ou pó. Os intervalos de concentração permitem diferentes raios de solubilidade e
difusão destas várias formas, especificamente para o EDTA.
Boas práticas - lembrete
A esterilidade é obrigatória quando, durante a coleta de sangue, existir a possibilidade do contato direto entre o interior do tubo e o fluxo sangüíneo do paciente, portanto o fabricante deve
garantir que o interior de seus tubos é estéril.
5.4
Requisição de Exames
Todas as amostras devem ser acompanhadas de requisição formal adequada, em consonância
com uma política de identificação e registro consistentemente aplicável.
Cada paciente deve ser cadastrado de forma a ser identificado de maneira única.
5.5
Identificação e Rastreabilidade
A identificação da amostra começa na identificação do paciente hospitalar ou ambulatorial. Esta
etapa é, portanto, crucial. A partir deste momento, deve-se buscar uma forma de estabelecer um
vínculo seguro e indissociável entre o paciente, amostra colhida, flebotomista e materiais para
que, no final do processo, seja garantida a rastreabilidade.
Cada laboratório tem autonomia para estabelecer sua própria sistemática, consistente para a
correta identificação das amostras dos pacientes, desde o local de coleta até o seu descarte,
passando por todas as fases e etapas dos processos analíticos.
- 51 -
RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
5.6
Documentação
Recomendam-se a disponibilização de instruções escritas para coleta de sangue venoso e
que as mesmas estejam disponíveis para os flebotomistas em todos os locais necessários,
permanentemente.
O manual de coleta/processamento de amostras precisa ser revisto quando necessário ou periodicamente, de forma a garantir a atualidade de seu conteúdo. Todas as alterações devem ser analisadas criticamente antes de sua implementação, de forma a garantir que o conteúdo corresponda
às práticas reais e atuais. Todas as emissões, alterações e revisões do manual de coleta/processamento das amostras devem ser aprovadas, e é preciso haver registros correspondentes a essas
atividades. O responsável técnico pelo laboratório é quem responde pela documentação e por sua
revisão, mas essas funções podem ser formalmente delegadas a uma pessoa habilitada.
Para amostras que serão enviadas para laboratórios de apoio ou de referência, devem estar disponíveis as instruções pré-analíticas provenientes dos respectivos laboratórios, atualizadas e fiéis.
Recomenda-se, como conteúdo mínimo do manual de coleta, os seguintes ítens:
•
informações clínicas, quando necessárias (ex: triagem materno-fetal de defeito de tubo neural,
monitorização de drogas terapêuticas).
•
instruções para o preparo do paciente.
•
necessidade de cronometragem especial para a coleta (ex: clearance de creatinina).
•
tipo de recipiente de coleta e quantidade de amostra a ser coletada (mínima e ideal).
•
tipos e quantidades de anticoagulantes e/ou conservantes.
•
condições especiais para o manuseio da amostra, desde a coleta até o seu recebimento na área
técnica respectiva (ex: refrigeração, entrega imediata, etc.).
•
identificação e rotulagem adequadas da amostra.
Boas práticas - lembrete
O manual de coleta/processamento de amostras precisa ser revisto quando necessário ou
periodicamente, de forma a garantir a atualidade do seu conteúdo.
5. 7 Capacitação e Treinamento do Pessoal
Todo o pessoal que realiza coleta de sangue, inclusive aquele que atua à distância do laboratório
central, deve ser treinado nas técnicas de coleta e na seleção e uso dos equipamentos e materiais adequados, registrando-se essa atividade.
Recomenda-se uma sistemática que permita que os coletadores recebam informações sobre a
qualidade das amostras coletadas por eles.
Boas práticas - lembrete
Os procedimentos de coleta necessitam de revisão periódica para garantir a atualização
do seu conteúdo. Os novos conhecimentos devem ser informados aos colaboradores e
praticados durante os programas de treinamentos, antes da sua efetiva implantação.
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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6. Aspectos de Segurança na Fase de Coleta
6.1
Segurança do Paciente
Cabe ao funcionário tranqüilizar o paciente antes da coleta, para que esta seja realizada com
sucesso. Se o paciente estiver preocupado com a intensidade da dor decorrente do procedimento, deve-se agir com honestidade, explicando-se que a sensação dolorosa produzirá um
leve desconforto, porém de curta duração.
Recomenda-se que a coleta seja realizada com o paciente acomodado confortavelmente, sentado
ou deitado, orientando-se o paciente sobre a importância da manutenção do membro superior
imóvel durante todo o ato da coleta. Nas coletas infantis e em casos de portadores de condições
especiais, recomenda-se que esta orientação seja ministrada também para os acompanhantes.
Não existe um procedimento eficiente que facilite uma coleta infantil. Porém, artifícios relativamente
simples podem auxiliar, sobremaneira, neste tipo de coleta. Ao lidar com crianças pode-se solicitar
sua colaboração, convidando-as a participar ativamente do processo da coleta, por exemplo, segurando o algodão, gaze ou o curativo adesivo. O uso de curativos estampados com figuras e
temas infantis auxilia a fixar uma impressão positiva da coleta de sangue.
6.2
Riscos e Complicações da Coleta
Recomenda-se que a equipe de coleta do laboratório institua medidas de segurança para que os
riscos e as complicações decorrentes desta atividade sejam mínimos para os pacientes. Certamente, a padronização de condutas e os treinamentos freqüentes dos funcionários envolvidos
contribuem para que a meta de redução de riscos e complicações seja alcançada e, deste modo,
o serviço seja reconhecido como seguro e confiável.
6.3 Formação de Hematoma
A formação de hematoma é a complicação mais comum da venopunção. O hematoma origina-se
do extravasamento do sangue para o tecido, durante ou após a punção, sendo visualizado na
forma de uma protuberância. A dor é o sintoma de maior desconforto ao paciente, e eventualmente, pode ocorrer a compressão de algum ramo nervoso. Caso a formação do hematoma seja
identificada durante a punção, deve-se retirar imediatamente o torniquete e a agulha. É necessária
uma compressão local durante pelo menos dois minutos. O uso de compressas frias pode auxiliar
na atenuação da dor local.
As situações que podem precipitar a formação de um hematoma são:
•
Veia frágil ou muito pequena, em relação ao calibre da agulha.
•
A agulha ultrapassa a parede posterior da veia puncionada.
•
A agulha perfura parcialmente a veia, não penetrando por completo.
•
Diversas tentativas de punção sem sucesso.
•
A agulha é removida sem antes remover o torniquete.
•
Pressão inadequada aplicada no local da punção.
Qual o fator que precipita a formação de hematoma mesmo após uma coleta de sangue
bem sucedida?
O procedimento de dobrar o braço após a retirada da agulha e/ou carregar objetos relativamente pesados logo após a coleta, contribuem sobremaneira para a formação do hematoma.
6.4
Punção Acidental de uma Artéria
A probabilidade de puncionar acidentalmente uma artéria é um fato relativamente raro. A escolha
adequada do local da punção é primordial para evitar este tipo de acidente. Este tipo de ocorrência está associado à tentativa de uma punção venosa profunda e mais freqüentemente quando
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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se tenta puncionar a veia basílica, que se localiza muito próxima à artéria braquial. A punção
acidental de uma artéria pode ser identificada pelo vermelho vivo do sangue e pela drenagem do
sangue em jato, ou pelo ritmo pulsátil do sangue para o interior do tubo. Caso ocorra a punção
inadvertida de uma artéria, é importante realizar uma pressão local por, pelo menos, 5 minutos,
além de uma oclusão mais eficiente do local da punção.
6.5
Anemia Iatrogênica
O volume de sangue normalmente coletado de pacientes hígidos, para a realização das análises
laboratoriais, não produz qualquer tipo de prejuízo ao organismo.
Nos laboratórios hospitalares há necessidade de adequar-se o volume de sangue, evitando-se
redundâncias de exames e recoletas indevidas, principalmente nos pacientes com algum grau de
anemia. Neste requisito, especial atenção deve ser dispensada às coletas pediátricas, recomendando-se a utilização de dispositivos específicos para coletas infantis disponíveis no mercado.
Uma boa prática no laboratório clínico é o estabelecimento do volume mínimo necessário para a
realização dos parâmetros laboratoriais. A integração entre corpo clínico (médicos e a equipe de
enfermagem) com o laboratório é fundamental para que haja a prevenção da perda de sangue
iatrogênica.
6.6
Infecção
A possibilidade do desenvolvimento de um processo infeccioso no local da venopunção, embora rara, não deve ser desprezada. A antissepsia do ponto de punção deve ser bem executada e
a área preparada para a punção não deve ser tocada após este processo. Medidas de antissepsia
também devem ser objeto de discussão, padronização e otimização nas atividades de boas
práticas. Dentre as medidas preconizadas e recomendadas estão: o uso de algodão hidrófilo
embebido em álcool etílico comercial, álcool iodado ou antissépticos à base de iodo, disponíveis
comercialmente. O intervalo entre a remoção do protetor da agulha e o ato da venopunção deve
ser o mínimo possível. O curativo adesivo deve ser aberto somente no momento da aplicação na
pele do paciente e mantido por pelo menos 15 minutos após a coleta.
6.7
Lesão Nervosa
Para evitar eventual risco de lesão de algum ramo nervoso, recomenda-se evitar a inserção muito
rápida ou profunda da agulha. A punção de uma veia por meio de múltiplas tentativas de
redirecionamento da agulha, já inserida, de forma aleatória, não deve ser realizada. Caso não se
obtenha sucesso na primeira tentativa de punção, a agulha deve ser retirada e uma segunda
punção deve ser realizada, preferencialmente noutro local. O paciente deve ser orientado a não
realizar movimentos bruscos durante o ato da coleta.
6.8
Dor
A dor no ato e após a punção é de baixa intensidade e suportável. Tranqüilizar o paciente antes
da coleta auxilia sobremaneira no seu relaxamento, tornando o ato da punção menos doloroso.
O local da punção deve estar seco, caso tenha sido utilizado o álcool na antissepsia, fato que
diminui a sensação dolorosa.
A dor intensa, parestesias, irradiação da dor pelo braço, apresentadas durante ou após a
venopunção, indicam comprometimento nervoso e requerem medidas específicas já citadas.
6.9
Segurança do Flebotomista
A principal forma de transmissão de agentes infecciosos na coleta se dá por contato. O contato
pode ser direto (respingos de materiais biológicos que atingem pele e mucosa, acidentes
perfurocortantes, etc.) ou indireto (contato da pele com superfícies contaminadas, contato da mão
contaminada com mucosas ou pele que não esteja intacta). A outra forma de transmissão possível
é a inalação de aerossóis. A formação de aerossóis também pode ocorrer durante a preparação
das amostras.
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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Recomenda-se que os funcionários da coleta sejam imunizados com vacinação contra hepatite B além do esquema regular de vacinações definido pela Secretaria de Saúde dos Estados.
6.10 Boas Práticas Individuais
• É proibido comer, beber, fumar ou mastigar gomas de mascar (chicletes) no laboratório.
• Nunca armazenar alimentos ou bebidas nos armários, gavetas, refrigeradores e freezers utilizados para o armazenamento de reagentes, amostras biológicas, materiais e insumos para coleta.
• Não levar à boca canetas e lápis e demais objetos empregados no ambiente de trabalho.
• Não fazer a aplicação de cosméticos e maquiagens na área de coleta.
• Evitar o manuseio de lentes de contato na área de coleta do laboratório.
• Visando-se evitar acidentes, sobretudo nas áreas de coletas infantis, os cabelos compridos
devem permanecer presos durante o período de trabalho.
• As unhas precisam ser limpas, aparadas e recomenda-se que, ao utilizar-se de esmaltes,
estes sejam de cor clara.
• Deve ser evitado o uso de correntes compridas no pescoço, grandes brincos pendentes na
orelha ou braceletes soltos.
• Lavar as mãos freqüentemente.
6.11 Equipamentos de Proteção Individual (EPI)
• Utilizar o uniforme recomendado pelo empregador, na área de coleta, cobrindo adequadamente todas as partes do corpo. Na ausência de um uniforme padrão seria recomendável
sobrepor à vestimenta um avental de tecido lavável ou descartável, longo e de mangas compridas, que alcance o nível do joelho. As boas práticas de segurança recomendam que este
avental deve sempre ser retirado ao sair da área de coleta do laboratório, não sendo correto
seu uso nas áreas de alimentação e descanso.
• Não se recomenda o uso dos equipamentos de proteção individual fora do perímetro onde
seu uso está indicado.
• Recomenda-se sempre a utilização de luvas pelo flebotomista durante o ato da coleta. As
trocas necessitam ser efetuadas quando houver qualquer contaminação com material biológico. Lavar as mãos sempre que for necessário trocar de luvas.
• Não manusear objetos de uso comum (telefone, maçanetas, copos, xícaras, etc.) usando luvas.
• Não descartar as luvas nas lixeiras de uso administrativo.
• A utilização de máscaras é recomendada quando o ato da coleta do material biológico sugerir
risco de contaminação pela formação de gotículas ou aerossóis.
• Utilizar sapatos confortáveis com solado antiderrapante e de saltos não muito altos, para que
se minimizem os riscos de acidentes. Na área de coleta não se recomenda o uso de sandálias,
chinelos, outros calçados abertos.
6.12 Cuidados na Sala de Coleta
• Desinfetar imediatamente as áreas contaminadas.
• Comunicar ao superior imediato os acidentes com material infectante.
• A sala de coleta é exclusiva para este fim, sendo que o paciente e o flebotomista são as únicas
pessoas que deverão permanecer no local. Exceções a esta regra são as situações onde
houver necessidade de um acompanhante para auxiliar na execução do procedimento.
6.13 Descarte Seguro de Resíduos
O gerenciamento dos Resíduos de Serviços de Saúde (RSS), onde se inserem os gerados nos
laboratórios, se constitui num conjunto de procedimentos de gestão, planejados e implementados
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a partir de bases científicas e técnicas, normativas e legais, com o objetivo de minimizar a produção de resíduos e proporcionar o descarte seguro e eficiente, visando a proteção dos trabalhadores, a preservação da saúde pública, dos recursos naturais e do meio ambiente. A gestão
deve abranger todas as etapas de planejamento dos recursos físicos, materiais e da capacitação
dos recursos humanos envolvidos no manejo dos RSS (Resíduos de Serviço de Saúde).
É recomendável que o laboratório atenda às orientações e regulamentações estaduais, municipais ou federais, no que diz respeito ao gerenciamento de resíduos de serviços de saúde.
6.13.1 Classificação dos resíduos de saúde
A RDC (Resolução de Diretoria Colegiada) ANVISA nº 306 de 07/12/2004 em seu apêndice I, classifica os resíduos de saúde conforme segue:
GRUPO A:
Resíduos com possível presença de agentes biológicos que, por suas características, podem apresentar risco de infecção.
GRUPO B:
Resíduos contendo substâncias químicas que podem apresentar risco à
saúde pública ou ao meio ambiente, dependendo de suas características
de inflamabilidade, corrosividade, reatividade e toxicidade.
GRUPO C: Quaisquer materiais resultantes de atividades humanas que contenham
radionuclídeos em quantidades superiores aos limites de isenção especificados nas normas do CNEN (Conselho Nacional de Energia Nuclear) e
para os quais a reutilização é imprópria ou não prevista.
GRUPO D: Resíduos que não apresentem riscos biológico, químico ou radiológico à
saúde ou ao meio ambiente, podendo ser equiparados aos resíduos
domiciliares.
GRUPO E: Materiais perfurocortantes ou escarificantes, tais como: lâminas de barbear, agulhas, escalpes, ampolas de vidro, brocas, limas endodônticas, pontas diamantadas, lâminas de bisturi, lancetas; tubos capilares;
micropipetas; lâminas e lamínulas; espátulas; e todos os utensílios de
vidro quebrados no laboratório (pipetas, tubos de coleta sanguínea e placas de Petri) e outros similares.
O percentual médio da composição dos resíduos gerados nos estabelecimentos de saúde para os grupos A, B e C varia de 10% a 25% e, de 75% a
90% para o grupo D. O setor de coleta do laboratório pode gerar resíduos
classificados nos 4 grupos descritos.
Os laboratórios clínicos necessitam elaborar um PGRSS (Plano de
Gerenciamento de Resíduos de Serviços de Saúde) - baseado nas características dos resíduos gerados e na sua classificação, estabelecendo as diretrizes de manejo dos RSS. O PGRSS obedece a critérios técnicos, legislação
ambiental, devendo ser compatível com as normas locais relativas à coleta,
transporte e disposição final dos resíduos gerados nos serviços de saúde,
estabelecidas pelos órgãos locais responsáveis por estas etapas. O responsável técnico pelo laboratório pode ser o coordenador de sua elaboração e
implantação, mas quando a sua formação profissional não abranger os conhecimentos necessários, este poderá ser assessorado por equipe de trabalho que detenha estas qualificações correspondentes.
É importante divulgar e capacitar a equipe de coleta neste documento que
é exigido por lei, assim como os prestadores de serviço, tais como firmas
de conservação e limpeza, pois o documento também contempla as ações
a serem adotadas em situações de emergência (incêndio, falta de energia)
e em casos de acidentes (por exemplo: por perfurocortantes).
A RDC ANVISA nº 306/2004 indica que os serviços com sistema próprio de
tratamento de RSS necessitam registrar as informações relativas ao
monitoramento do RSS, em documento próprio, arquivado em local seguro
durante cinco anos.
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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6.13.2 Identificação dos resíduos
Recomenda-se identificar os sacos de acondicionamento, os recipientes de coleta interna
e externa, os recipientes de transporte interno e externo, e os locais de armazenamento.
A identificação deve ser clara e de fácil visualização conforme NBR 7.500 - ABNT, 2000,
além de atender às exigências relacionadas à identificação de conteúdo e ao risco específico de cada grupo de resíduos. O uso de adesivos é permitido, desde que seja garantida a resistência destes aos processos normais de manuseio dos sacos e recipientes.
6.13.3 Manejo dos RSS (resíduos de seringa de saúde)
O manejo dos RSS é entendido como a ação de gerenciar os resíduos em seus aspectos internos e externos do laboratório, desde a geração até a disposição final.
Após o procedimento de coleta, os resíduos perfurocortantes (agulhas, lancetas, lâminas de vidro, etc.) devem ser imediatamente desprezados em recipientes conhecidos
como caixas ou recipientes plásticos para descarte de perfurocortantes. Estes materiais
estão disponíveis comercialmente e são produzidos segundo as especificações técnicas da ANVISA, quanto ao material e à identificação.
O tratamento do resíduo pelo próprio laboratório pode ser realizado empregando-se os
seguintes processos de esterilização:
•
Meios físicos: calor e radiações ionizantes.
•
Meios químicos: gases (óxido de etileno e formaldeído) ou líquidos microbicidas
(tais como; glutaraldeído).
A categoria A (resíduos com risco biológico) com resquícios de amostras de laboratório
contendo sangue ou líquidos corpóreos, recipientes e materiais resultantes do processo
de assistência à saúde, contendo sangue ou líquidos corpóreos na forma livre. Devem ser
submetidos a tratamento antes da disposição final. Utilizando-se processo físico ou outros processos que sejam validados para a obtenção de redução ou eliminação da carga
microbiana, em equipamento compatível.
Ao final, se não houver descaracterização física, ou seja, manutenção das estruturas dos
resíduos tratados, eles devem ser acondicionados em saco branco leitoso, que devem
ser substituídos quando atingirem 2/3 de sua capacidade ou, pelo menos, 1 vez a cada 24
horas, e identificados.
Havendo descaracterização física das estruturas, podem ser acondicionados como resíduos do Grupo D (resíduo comum) de acordo com as orientações dos serviços locais de
limpeza urbana, utilizando-se sacos impermeáveis, devidamente identificados, contidos
em recipientes.
O acondicionamento para transporte deve ser em recipiente rígido, resistente a perfuração, ruptura e vazamento, com tampa provida de controle de fechamento e devidamente
identificado, de forma a garantir o transporte seguro até a unidade de tratamento.
Para os resíduos do Grupo D, destinados à reciclagem ou reutilização, a identificação
deve ser feita nos recipientes e nos abrigos de guarda de recipientes, usando código de
cores e suas correspondentes nomeações, baseadas na Resolução CONAMA ( Conselho Nacional do Meio Ambiente) nº. 275/2001, e símbolos de tipo de material reciclável: I
- azul - PAPÉIS , II - amarelo – METAIS, III - verde – VIDROS, IV - vermelho - PLÁSTICOS,V
- marrom - RESÍDUOS ORGÂNICOS, para os demais resíduos do Grupo D deve ser utilizada a cor cinza nos recipientes. Caso não exista processo de segregação para reciclagem,
não existe exigência para a padronização de cor destes recipientes.
Segundo a RDC ANVISA nº 306/2004 para o grupo E, que envolve os materiais
perfurocortantes, estes devem ser descartados separadamente, imediatamente após o
uso em recipientes rígidos, resistentes à perfuração, ruptura e vazamento, com tampa e
devidamente identificados (norma NBR 13853/97 da ABNT), sendo expressamente proibido o seu reaproveitamento. As agulhas descartáveis não devem ser novamente
encapadas.
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O volume dos recipientes de acondicionamento deve ser compatível com a geração diária deste tipo de resíduo, sendo descartados quando o preenchimento atingir dois terços
de sua capacidade ou o nível de preenchimento ficar a 5 cm de distância da boca do
recipiente. Devem estar identificados com símbolo internacional de risco biológico, acrescido da inscrição “PERFUROCORTANTE”.
6.13.4 Transporte interno de RSS
Consiste no traslado dos resíduos dos pontos de geração até local destinado ao armazenamento temporário ou armazenamento externo com a finalidade de apresentação para a
coleta externa. O transporte interno de resíduos deve ser realizado atendendo roteiro
previamente definido e em horários não coincidentes com o maior fluxo de pessoas ou de
atividades.
Os recipientes para transporte interno devem ser constituídos de material rígido, lavável,
impermeável, provido de tampa articulada ao próprio corpo do equipamento, cantos e bordas arredondados, e identificados com o símbolo correspondente ao risco do resíduo neles
contidos.
6.13.5 Armazenamento dos resíduos sólidos de saúde
De acordo com a Resolução da Diretoria Colegiada - RDC ANVISA nº306/2004 o armazenamento externo dos resíduos sólidos de saúde, denominado de abrigo de resíduos,
necessita ser construído em ambiente exclusivo e segregado, possuindo, no mínimo, um
ambiente separado para armazenamento de recipientes contendo resíduos do Grupo A
(resíduo com risco biológico) juntamente com o Grupo E (material perfurocortante), além
de um ambiente para o Grupo D (resíduos comuns). O abrigo deve ser identificado e de
acesso restrito aos funcionários responsáveis pela manipulação de resíduos, ter fácil acesso
para os recipientes de transporte e para os veículos coletores. Os recipientes de transporte interno não podem transitar pela via pública externa à edificação.
Ainda de acordo com esta norma, o abrigo de resíduos deve ser dimensionado de
acordo com o volume de resíduos gerados, com capacidade de armazenamento compatível com a periodicidade de coleta do sistema de coleta local. O piso deve ser
revestido de material liso, impermeável, lavável e de fácil higienização. Há necessidade de aberturas para ventilação, de dimensão equivalente a, no mínimo, um vigésimo
da área do piso, e tela de proteção contra insetos. A porta ou a tampa do abrigo
necessita apresentar largura compatível com as dimensões dos recipientes de coleta.
Pontos de iluminação, água e energia elétrica podem ser instalados de acordo com
as conveniências e necessidades do abrigo. O escoamento da água deve ser
direcionado para a rede de esgoto do estabelecimento. O ralo sifonado deve possuir
uma tampa que permita vedação.
É recomendável que a localização seja tal que não abra diretamente para a área de permanência de pessoas e circulação de público, dando-se preferência a locais de fácil acesso
à coleta externa e próxima às áreas de guarda de material de limpeza ou expurgo.
O trajeto para o transporte de resíduos, desde sua geração até o armazenamento externo, deve permitir livre passagem dos recipientes coletores de resíduos, possuir piso com
revestimento resistente à abrasão, com superfície plana e regular, antiderrapante e uma
rampa, quando necessária. As informações acerca da inclinação e as características desta rampa podem ser obtidas na RDC ANVISA nº. 50/2002
Boas práticas - lembrete
Os laboratórios clínicos necessitam elaborar um Plano de Gerenciamento de Resíduos de Serviços de Saúde (PGRSS). O plano necessita definir as características dos resíduos gerados e as
diretrizes para o manuseio correto conforme a classificação destes RSS.
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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REFERÊNCIAS
NORMATIVAS CONSULTADAS
• ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR - 10004 - Resíduos Sólidos - Classificação, segunda edição, de 31 de maio de 2004.
• ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR - 7.500 - Símbolos de Risco e Manuseio para o
Transporte e Armazenamento de Material, de março de 2000.
• ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR - 9191 - Sacos plásticos para acondicionamento
de lixo - Requisitos e métodos de ensaio, de julho de 2000.
• ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR 14652 - Coletor-transportador rodoviário de resíduos
de serviços de saúde, de abril de 2001.
• ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR 14725 - Ficha de informações de segurança de
produtos químicos – FISPQ, de julho de 2001.
• BRASIL. Lei nº 6.019, de 3 de janeiro de 1974. Dispõe sobre o Trabalho Temporário nas Empresas Urbanas, e
dá outras Providências. Diário Oficial da União, Brasília, DF, 4 jan 1974.
• BRASIL. Lei nº 7.102, de 20 de junho de 1983. Dispõe sobre Segurança para Estabelecimentos Financeiros, Estabelece Normas para Constituição e Funcionamento das Empresas Particulares que Exploram
Serviços de Vigilância e de Transporte de Valores, e dá outras Providências. Diário Oficial da União, Brasília,
DF, 21 jun 1983.
• BRASIL. MINISTÉRIO DA CIÊNCIA E TECNOLOGIA. Instrução Normativa CTNBio nº 7 de 06 de junho de 1997.
• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. AGÊNCIA NACIONAL DE VIGILÂNCIA SANITÁRIA. RDC ANVISA nº. 50/
2002. Disponível em: http://www.anvisa.gov.br/legis/resol/2002/50_02rdc.pdf [23 maio 2005].
• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. AGÊNCIA NACIONAL DE VIGILÂNCIA SANITÁRIA, RDC ANVISA nº. 306 07/
12/2004. Disponível em: http://e-egis.bvs.br/leisref/public/showAct.php?id=13554 [23 maio 2005].
• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Diretrizes gerais para o trabalho em contenção com material
biológico – 2004.
• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Manual de Apoio aos Gestores do SUS: organização da rede de laboratórios
clínicos. Brasília, 2001.
• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Portaria SVS/MS 344 de 12 de maio de 1998 - Aprova o Regulamento
Técnico sobre substâncias e medicamentos sujeitos a controle especial.
• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução nº 237 de 22 de dezembro de 1997 - Regulamenta os aspectos
de licenciamento ambiental estabelecidos na Política Nacional do Meio Ambiente.
• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução nº 257 de 30 de junho de 1999 - Estabelece que pilhas e baterias
que contenham em suas composições chumbo, cádmio, mercúrio e seus compostos, tenham os procedimentos de reutilização, reciclagem, tratamento ou disposição final ambientalmente adequados.
• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução nº 275, de 25 de abril de 2001- Estabelece código de cores para
diferentes tipos de resíduos na coleta seletiva.
• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução nº 283 de 12 de julho de 2001- Dispõe sobre o tratamento e a
destinação final dos resíduos dos serviços de saúde.
• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução nº 5 de 05 de agosto de 1993 - Estabelece definições, classificação e procedimentos mínimos para o gerenciamento de resíduos sólidos oriundos de serviços de saúde,
portos e aeroportos, terminais ferroviários e rodoviários.
• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução nº 6 de 19 de setembro de 1991 - Dispõe sobre a incineração de
resíduos sólidos provenientes de estabelecimentos de saúde, portos e aeroportos.
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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PATOLOGIA
• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução RDC nº 305 de 14 de novembro de 2002 - Ficam proibidos, em
todo o território nacional, enquanto persistirem as condições que configurem risco à saúde, o ingresso e a
comercialização de matéria-prima e produtos acabados, semi-elaborados ou a granel para uso em seres
humanos, cujo material de partida seja obtido a partir de tecidos/fluidos de animais ruminantes, relacionados
às classes de medicamentos, cosméticos e produtos para a saúde, conforme discriminado.
• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução RDC nº 306, de 07 de dezembro de 2004. Disponível em: http://
e-legis.bvs.br/leisref/public/showAct.php?id=13554 [23 maio 2005].
• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução RDC nº 33, de 25 de fevereiro de 2003. Disponível em http://
www.anvisa.gov.br/legis/resol/2003/rdc/33_03rdc.htm [23 maio 2005].
• BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Resolução RDC nº 50, de 21 de fevereiro de 2002 - Dispõe sobre o Regulamento Técnico para planejamento, programação, elaboração e avaliação de projetos físicos de estabelecimentos assistenciais de saúde.
• BRASIL. MINISTÉRIO DOS TRANSPORTES. Portaria nº 204 de 20 de maio de 1997 - Aprova as Instruções
Complementares aos Regulamentos dos Transportes Rodoviários e Ferroviários de Produtos Perigosos.
• CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE. NCCLS - C38-A – Control of Preanalytical Variation in
Trace Element Determinations; Approved Guideline.
• CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE. NCCLS - H01-A5 – Tubes and Additives for Venous
Blood Specimen Collection; Approved Standard, Fifth Edition.
• CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE. NCCLS - H03-A5 – Procedures for the Collection of
Diagnostic Blood Specimens by Venipuncture; Approved Standard Fifth Edition.
• CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE. NCCLS - H18-A2 – Procedures for the Handling and
Processing of Blood specimens; Approved Guideline-Second Edition.
• CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE. NCCLS - H21-A4 – Collection, Transport, and
Processing of Blood Specimens for Testing Plasma-Based Coagulation Assays; Approved Guideline
Fourth Edition.
• ESTADO DE SÃO PAULO. CENTRO DE VIGILÂNCIA SANITÁRIA, Coordenação dos Institutos de Pesquisa da
Secretaria de Estado da Saúde. PORTARIA CVS-01, de 18 de Janeiro de 2000. Diário oficial do Estado de São
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www.cvs.saude.sp.gov.br [01 abril 2005].
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PATOLOGIA
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
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PATOLOGIA
ANEXO 1:
SEQÜÊNCIA DE COLETA DOS TUBOS PARA COLETA DE SANGUE A VÁCUO
NCCLS H3-A5, VOL.23, N°32, 8.10.
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II.
ASPECTOS HUMANÍSTICOS DA COLETA DE SANGUE
Dra.Áurea Lacerda Cançado
Dra. Luisane Maria Falci Vieira
“- Minguilim este feixinho está muito pesado para você ? Tio Terêz está não. Se a gente puder ir devagarinho como
precisa, e ninguém não gritar com a gente para ir depressa
demais, então eu acho que nunca que é pesado!”
Guimarães Rosa
Estas recomendações surgem a partir da constatação inequívoca de que, para solucionarmos apropriadamente os desafios da fase pré-analítica, precisamos de uma nova perspectiva capaz de ampliar
nossa percepção e de nos levar a um novo domínio.
A forma como viemos trabalhando na fase pré-analítica serviu-nos no passado, quando nosso conhecimento era mais limitado e o avanço tecnológico não trazia misturado, indissoluvelmente às suas
benesses, o aumento da iatrogenia.
Atualmente temos à nossa disposição uma tecnologia capaz de fornecer resultados exatos e precisos,
mas esta tecnologia não pode nos garantir que a amostra analisada seja representativa do processo
que atua no paciente.
Quem se encontra com o paciente no laboratório deve ter uma atuação fundamental para uma verdadeira integração dos resultados com a realidade do paciente. Para tanto, deverá desenvolver um
conhecimento mais global e crítico. Capaz de ser adaptativo em tempo real.
Como bem nos lembra Nilton Bonder: “A empregabilidade humana se fará em áreas nas quais temos
excelência e competimos em desigualdade com as máquinas: as áreas da dúvida e da incerteza.” (1).
Portanto, serão desafios como este que justificarão, no futuro, a existência de profissionais capacitados em todas as fases de um sistema que se tornará cada vez mais complexo e incerto.
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CARACTERÍSTICAS FUNDAMENTAIS DA FASE PRÉ-ANALÍTICA
A fase pré-analítica responsável por 70% do total de erros cometidos pelos laboratórios com um sistema de qualidade bem estabelecido, é a etapa do exame que inclui a sua solicitação, o preparo do
paciente, a coleta, a preservação, o transporte e o preparo da amostra até o momento em que o exame
é realizado.
Sua missão essencial é garantir a representatividade da amostra analisada.
Segundo Deming, 85% dos problemas que ocorrem num sistema devem-se ao próprio sistema e,
somente, 15% às pessoas. A partir desta premissa, propomos uma reflexão sobre as características
básicas desta fase para melhorarmos nosso desempenho.
Assim, a fase pré-analítica apresenta, essencialmente, as seguintes características:
FIGURA 1:
FASE DA
COMPLEXIBILIDADE
FASE DO
ENCONTRO
FASE DA
INCERTEZA
Segundo Morin: “O estudo de sistemas dinâmicos complexos não pode ser feito de forma reducionista,
pois o sistema perde suas características, que só podem ser observadas de forma holística” (2).
Por isto, optamos por pensar nestas características como vértices de um triângulo. Desta forma, pretendemos ressaltar a profunda inter-relação existente entre cada elemento: Não se pode falar de um
triângulo referindo-se somente a um de seus vértices. Quando falamos da complexidade da fase préanalítica estamos falando também da incerteza e do encontro e, assim, sucessivamente.
FASE DA COMPLEXIDADE:
A fase pré-analítica não é considerada complexa porque exige um conhecimento sofisticado ou de
difícil assimilação. Mas antes, por que nela, vários agentes independentes (paciente, médico assistente, flebotomista, executor do exame, etc.) interagem ativamente.
Utilizando conceitos da física moderna, podemos afirmar que esta fase se comporta como um sistema
complexo, dinâmico, não-linear.
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Em outras palavras: Subtraímos a amostra de uma totalidade muito ampla, a do conjunto das características biopsicossociais do paciente. Totalidade que já sofreu a interferência de quem solicitou o exame e sofrerá a nossa própria interferência que, por si só, pode determinar valores muito diferentes dos
que atuam no paciente.
Além disto, a validação do resultado também dependerá do preparo, da coleta, conservação, armazenamento e transporte da amostra que, por seu turno, dependerão de o paciente estar bem informado
e aderir aos procedimentos apropriados, das habilidades técnicas do flebotomista e das condições
em que a coleta se realizou.
Na prática, a existência de tantas interações dinâmicas se traduz pela impossibilidade de falarmos em
controle. Pois, a rigor, só poderemos falar em controle, quando este universo de alta complexidade se
restringir à passividade da amostra coletada.
Sabemos que o paciente pode ser o responsável por um “erro” de forma voluntária ou não, por intermédio
de vários mecanismos:
•
Liberação de hormônios devido ao estresse na hora da punção.
•
Incompreensão das recomendações prescritas pelo laboratório.
•
Incapacidade de aderir às recomendações prescritas pelo laboratório.
•
Desconhecimento de fatores interferentes.
•
Ocultação voluntária de dados relevantes.
•
Ocultação de dados relevantes por julgá-los dispensáveis; etc.
Não nos cabe, propriamente, controlar o paciente. Devemos estabelecer normas de segurança
para nossa proteção e podemos aprimorar nossa percepção, por exemplo, pela atenção à comunicação não-verbal.
Na verdade, num ambiente ativo, só podemos almejar o controle de nós mesmos, pelo investimento
em nosso amadurecimento emocional, pelas freqüentes reflexões sobre os conflitos éticos que ocorrem durante o encontro com o paciente e por treinamentos constantes.
Portanto, em última instância, devemos controlar, rigorosamente, o que é passível de ser controlado
(alguns aspectos da coleta, o material utilizado, a conservação, o armazenamento, o transporte e o
preparo das amostras) e, nos mantermos aptos para intervir quando observarmos a existência de uma
interferência que possa, potencialmente, comprometer a qualidade de nosso desempenho.
Além da impossibilidade de controle, o aumento crescente da complexidade gerou várias
subespecializações dentro da Medicina Laboratorial. Neste cenário, conseguimos absorver melhor as
informações, aprofundando nossos conhecimentos, mas corremos o risco de perder a visão do todo.
O indivíduo superespecializado pode, facilmente, imaginar que a ciência/tecnologia solucionará o problema do paciente. No entanto, como nos alerta o estudioso francês Matthieu Ricard: “Contentar-se
com conhecimentos teóricos corre o risco de nos tornar um desses seres que não se enganam sobre
nada, salvo sobre o essencial.”
Precisamos contatar o essencial para estabelecermos parâmetros éticos compatíveis com a atual realidade, já que a ciência não pode nos oferecer o senso ético, pois este não é o escopo de sua atuação.
Nosso foco deve ser servir ao cliente (seja ele o médico assistente ou o paciente) através do apoio a
um diagnóstico compatível, alcançável com o mínimo de prejuízo para as partes envolvidas. Não
devemos nos iludir imaginando que nos distinguiremos focando um “resultado perfeito.”
Realizar exames com qualidade e correção não deve ser a finalidade de nosso trabalho, mas antes, o
meio de nos inserirmos, solidariamente, no tumultuado universo médico.
Sob este aspecto, uma verdadeira integração entre o especialista que executa o exame e o responsável pela obtenção da amostra poderá evitar muitos desvios.
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FASE DA INCERTEZA:
Antes de qualquer análise, precisamos considerar que a incerteza permeia todas as fases do processo.
Porém, na atual etapa de evolução de nossa especialidade, ela é elegantemente equacionada na fase
analítica tendo, inclusive, um tratamento matemático bastante satisfatório.
Na fase pós-analítica, muitas vezes, a incerteza nos distingüe: Nada como um profissional competente
frente a um resultado discrepante, de difícil interpretação.
Na fase pré-analítica, entretanto, a incerteza tende a ser negada. É freqüente o pensamento de
que o trabalho, nesta fase, se restringe a uma simples aplicação do que foi solicitado no pedido
médico. Os que assim pensam esquecem-se de que a ciência não dispõe de recursos para cuidar
das variações individuais.
A necessidade de simplificar o complexo exige a projeção dos achados universalmente estabelecidos
pelas pesquisas científicas para aquele paciente singular.
Hoje está bem estabelecido que a conectividade é uma condição básica para construção, não apenas
do conhecimento, mas também do sujeito. Assim, frente às condições de trabalho de grande parte
dos Laboratórios Clínicos, podemos considerar, que existe um grave impedimento na consolidação do
conhecimento e do ser na fase pré-analítica.
Desta forma, quando o paciente tem uma necessidade diferenciada, o laboratório pode não estar preparado para extrapolar as informações padronizadas no manual de coleta e atendê-lo convenientemente.
Neste cenário, é freqüente que os que atuam na coleta se sintam inseguros e com baixa auto-estima.
Para Humberto Maturana, o ser e o fazer estão profundamente imbricados. “Potencializando o fazer,
estaremos, simultaneamente, potencializando o ser”. (6)
Sendo solidários, ajudando aos que trabalham na fase pré-analítica a refletir, maduramente, sobre
suas ações, e nunca criticando diretamente o ser, dizendo-lhe que é incapaz de compreender, que não
tem competência, estaremos contribuindo para o desenvolvimento da auto-estima e autoconfiança
destes profissionais.
Em espaços acolhedores, onde as pessoas conseguem se desenvolver harmoniosamente, a incerteza não se associa à insegurança, já que insegurança é uma característica de quem decide e não do
fato a ser decidido.
A incerteza é, inegavelmente, um fator complicador na tomada de decisão, mas ao ser compreendida
em um nível mais profundo, percebemos que aprender a administrá-la não precisa ser considerada
uma tarefa angustiante. Nas palavras de Nilton Bonder: “Ter dúvidas é muito mais eficiente do que ter
certezas, porque a dúvida é um retrato mais fiel da realidade”. (1)
FASE DO ENCONTRO:
Dentre as atividades técnicas exercidas no laboratório, as que mais requerem habilidades interpessoais
são as da fase pré-analítica. A obtenção de uma amostra representativa do que atua no paciente exige
do profissional não apenas preparo técnico, mas, também, preparo para o encontro com o paciente.
Quando buscamos uma forma adequada para nos encontrarmos com o paciente, devemos estar
atentos para não robotizarmos os funcionários que atuam na coleta. Pois, muitas vezes, ao exigirmos
das pessoas que colaborem com o marketing do laboratório, mantendo uma postura impecável, paradoxalmente, tiramos de nós mesmos o nosso maior diferencial para competir.
Segundo Nilton Bonder: “Aqueles que estão não apenas intelectualmente presentes, mas emocional e
espiritualmente presentes, se tornam mais aptos e capazes de atuar na realidade”. (1)
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Bonder nos alerta: “Quanto maior o controle, menor a presença...Quanto mais nos preparamos, quanto menos espontâneos pela elaboração de estratégias e expectativas, menor será a nossa capacidade
de nos relacionarmos com dado momento”. (1)
Portanto, conforme já assinalado, o investimento no amadurecimento emocional e ético, assim como
a busca permanente de uma forma de comunicação eficiente são os meios mais seguros de nos
posicionarmos convenientemente nos nossos encontros.
Roberto Crema, grande entendedor dos encontros humanos, afirma: “Há sempre beleza e encantamento quando abrimos espaço para o universo amplo do encontro humano... Há risos, angústias, atropelos,
confrontos, afeto, hostilidade, luz e sombra, e, no entanto, se a escuta é competente e se o coração
estiver presente, será sempre melodia vibrante a oferecer a cada um o dom de ser o que é”. (5)
Sob este aspecto, é na fase pré-analítica que podemos desfrutar do privilégio de encontros desafiadores, múltiplos, inusitados que, mesmo sendo fugazes, trazem em seu bojo a possibilidade de transformação e enriquecimento pessoal para aqueles que se dispuserem a dar um passo além do automatismo
de nossas engrenagens.
Para estes, oferecemos as sábias recomendações de Crema: “A arte-ciência do encontro, entretanto, é
uma conquista que exige confiança, dedicação e entrega. Exige uma escuta inclusiva, uma visão aberta
e um estar na mesma freqüência do outro, o que só é possível com a graça do silêncio interior”. (5).
FERRAMENTAS IMPORTANTES:
Para lidarmos satisfatoriamente com os aspectos fundamentais da fase pré-analítica precisamos utilizar as ferramentas sumarizadas abaixo:
1
Qualidade:
A qualidade na fase pré-analítica se baseia nos seguintes pilares:
a
Padronização dos procedimentos (Manual de Coleta).
b
Treinamento dos funcionários.
c
Indicadores de desempenho.
c.1. Indicadores de qualidade.
c.2. Indicadores de custo.
c.3. Indicadores de tempo.
Possuímos normas de qualidade bem estabelecidas, que solucionam, adequadamente, os problemas
da fase analítica. Mas, apenas parcialmente, os da fase pré-analítica. Isto ocorre, principalmente, porque
a dinâmica da fase analítica pode ser comparada à dinâmica de um sistema complicado (como é a
construção de um avião), enquanto que a dinâmica da fase pré-analítica é a de um sistema complexo.
Roberto Crema conta uma estória ilustrativa do perigo que se corre quando se trabalha enfatizando
excessivamente uma única ferramenta: “Um caminhante depara-se com um caudaloso rio que cruza o
seu trajeto. Para prosseguir, lança mão, satisfeito, de uma balsa que se encontra no local. Atravessa o
rio e, chegando na outra margem, grato e apegado ao instrumento de travessia, coloca a balsa na
cabeça e segue, pesada e arduamente, o seu caminho. O que antes foi precioso veículo, torna-se,
agora, extenuante carga, dificultando os passos e impossibilitando a dança do seguir adiante”. (5)
Estabelecer um sistema de qualidade sólido é imprescindível para atravessarmos o caudaloso rio que
nos levará ao futuro.
Porém, precisamos entender que estudamos, refletimos, compilamos as informações que a ciência
estabeleceu, e escrevemos nossos manuais de coleta. Entretanto, ao abrir a porta do laboratório,
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recebemos uma realidade que se compõe de arranjos e possibilidades infinitas. Algo muito maior do
que qualquer manual de coleta pode abarcar.
É vital que padronizemos nossos procedimentos. Mas, jamais conseguiremos padronizar soluções
apropriadas para os problemas. Portanto, todos devem saber que o máximo que poderemos alcançar
é uma padronização satisfatória. “O grande perigo das padronizações é simplificar equivocadamente
situações complexas”. (3)
Do mesmo modo, é importante que mantenhamos treinamentos regulares. Porém, cientes de que o
conhecimento só é realmente adquirido quando podemos pensar usando o que foi transmitido.
Finalmente, é primordial que invistamos no estabelecimento de indicadores da qualidade. Mas, conscientes de que ainda precisamos entender com maior clareza e definir mais objetivamente o que
chamamos de erros pré-analíticos.
A partir de uma visão não-linear, complexa, podemos pensar no erro como uma etapa da construção
do conhecimento. Assim, o próprio erro nos revelará, em várias situações, uma realidade até então
desapercebida, permitindo um aprendizado mais pertinente e, portanto, a evolução. (6)
Obviamente, como lidamos com vida, esta forma de abordagem não contrapõe a necessidade de
criarmos mecanismos de proteção contra os erros pré-analíticos, principalmente contra os considerados críticos.
2 Fundamentos:
“Estudos demonstram que os conhecimentos teóricos e a experiência prática do observador exercem
influência marcante na percepção de anormalidades, sobretudo quando são discretas”. (3)
Assim, teoricamente, é esperado que o profissional que atua na coleta esteja mais apto a reconhecer
possíveis interferentes que possam comprometer a qualidade do resultado. Todavia, é freqüente que
dados relevantes sejam negligenciados devido ao seu despreparo.
Trabalhar limitando-se a aplicar automaticamente os procedimentos descritos no manual de coleta é, em
última instância, tornar-se um mero repetidor de fórmulas, incapaz de responder a novas situações.
É claro que esta forma de atuar é insatisfatória. Porém, as conseqüências negativas que poderão advir
tendem a ser mascaradas pela ocorrência de fatores como:
•
Na grande maioria das vezes, o paciente está adequadamente preparado para a coleta.
•
Vários analitos são estáveis e, normalmente, não sofrem muitas interferências.
•
O analito a ser dosado tem características que recomendam a validação do resultado obtido
(como no caso do perfil lipídico).
•
Nossos sistemas de qualidade não enxergam vários erros no preparo do paciente (inobservância
do jejum, por exemplo) ou na técnica de punção (garroteamento prolongado, por exemplo).
•
A variação biológica intra-individual pode ser muito ampla, determinando em algumas situações,
mudanças consideráveis e rápidas nos valores de determinado paciente.
•
A variação biológica intragrupo pode ser muito ampla, determinando um largo intervalo de
referência.
Entretanto, se este comportamento persistir, é provável que ocorra uma redução da respeitabilidade do
laboratório, já que muitos destes erros que passam despercebidos pelo sistema de qualidade podem
ser prontamente detectados pelo médico assistente e, algumas vezes, pelo próprio paciente.
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Portanto, quem recebe o paciente no laboratório precisa reconhecer seus atos como parte de uma
grande rede (pensar globalmente e agir localmente). Para tal, precisamos mostrar-lhes o que fundamenta todas as regras.
Claude Bastien nota que “a evolução cognitiva não caminha para o estabelecimento de conhecimentos cada vez mais abstratos, mas, ao contrário, para sua contextualização”- a qual determina as condições de sua inserção e os limites de sua validade. Bastien acrescenta que “a contextualização é condição essencial da eficácia (do funcionamento cognitivo)”. (4)
Assim, nosso trabalho é, essencialmente, buscar os conceitos médicos, anatômicos, fisiológicos e
laboratoriais que fundamentam os atos e decisões, contextualizando, as tarefas da coleta.
Trabalho que, quando empreendido com seriedade, se mostra extremamente gratificante, já que propicia a todos não apenas uma compreensão mais abrangente, mas, também, um aumento da consciência crítica em relação aos problemas desta fase.
Além disto, para um desempenho eficaz na fase pré-analítica, o conhecimento necessário não é sofisticado e está ao alcance de todos. O que ocorre é que este conhecimento dificilmente é estruturado
sob a ótica de quem precisa utilizá-lo.
Algumas vezes, cuidados simples como o agrupamento dos exames, tendo como parâmetros as
características que a coleta deverá estar atenta, podem ser valiosos para contextualizar e fundamentar
várias condutas.
3 Evidência:
Os que vivem o dia-a-dia de uma coleta são, constantemente, solicitados a integrar o que não é
quantificável, o que não é mensurável, o que é nebuloso.
Desta maneira, é comum que estes profissionais façam uma série de inferências ao decidir se determinada amostra está adequada para a análise ou se o paciente está apto para a coleta.
Algumas destas inferências são consagradas pelo uso sendo, geralmente, aceitas sem questionamentos, como por exemplo: O uso de garrafas plásticas de água mineral para coleta de urina de 24
horas; A permissão de se colher a amostra de urina ou de sangue dentro de um prazo máximo de 3
dias um do outro, quando se vai realizar o clearence de creatinina; A permissão de se colher o sangue
sem o jejum preconizado em uma série de circunstâncias; etc.
Potencialmente, porém, estas decisões podem se dar a partir de premissas erradas, seja porque é
ignorado algum aspecto importante da questão ou porque existem dados relevantes que ainda não
foram esclarecidos.
A Medicina Laboratorial Baseada em Evidências prestaria uma contribuição relevante para a fase préanalítica se gerasse informações consistentes referentes a situações como estas.
Por enquanto, ao reconhecer os componentes que impedem que se colha uma amostra da forma
recomendada é importante que se defina como a qualidade do resultado poderá ser comprometida e
que se registrem os fatos para a avaliação de quem executará o exame e do médico assistente.
4 Ética:
Associados aos avanços tecnológicos, defrontamos, hoje, com graves dilemas éticos. No entanto, no
dia-a-dia, é comum ocorrerem conflitos que não derivam de novas tecnologias, mas de formas inadequadas de atuação humana.
Constantes reflexões sobre ética ampliam a visão e possibilitam uma atuação mais adequada nestes momentos.
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5. Emoção:
As emoções oferecem informações importantíssimas sobre nós mesmos ou sobre o paciente. Portanto, não deveriam ser ignoradas. Sabemos que elas podem ser fundamentais para a resolução de
conflitos quando, através delas, conseguimos criar uma empatia verdadeira entendendo a perspectiva do paciente.
Em seu fascinante livro “Em busca de Espinosa: prazer e dor na ciência dos sentimentos.” (7) o
grande neurologista e neurocientista António Damásio, professor e chefe do Departamento de
Neurologia da Universidade de Iowa, propõe: “Os novos conhecimentos sobre a emoção e o
sentimento são pertinentes para a sociedade. A relação entre a homeostasia e o governo da vida
social é a chave dessa pertinência. Como disse, alguns dos dispositivos da regulação da
homeostasia do nosso organismo vêm sendo aperfeiçoados ao longo de milhões de anos de
evolução biológica, como é o caso dos apetites e das emoções. Mas outros dispositivos, sobretudo os sistemas de justiça e de organização sociopolítica, existem há uns escassos milhares de
anos. Os dispositivos mais antigos não necessitam de nenhum aperfeiçoamento: não são propriamente imutáveis, mas estão gravados na pedra genômica e são tão firmes quanto é firme a
biologia. Mas os mais recentes nada mais são do que um trabalho incompleto, uma série de
tentativas apostadas no melhoramento da condição humana, que nem sempre obtêm o resultado
desejável. E é essa mesma circunstância que nos oferece uma oportunidade de intervenção, a
oportunidade de contribuir para a melhoria do destino humano”.
Conforme assinalado por Damásio: “Os dispositivos mais antigos não necessitam de nenhum aperfeiçoamento.” Isto significa que nossas emoções são sempre adequadas. O que pode não ser apropriado é o nosso comportamento.
O que ocorre é que as emoções condicionam a mente a enxergar as ocorrências de determinada
maneira. Assim, o medo, a insegurança, a raiva, a ansiedade podem induzir uma conduta insatisfatória.
Enquanto o amor, ao ampliar a aceitação de si mesmo e do outro, potencializa a possibilidade de um
comportamento inteligente.
Desta forma, se estivermos atentos às nossas emoções, podemos, por exemplo, nos acalmar nos
momentos difíceis, para aumentarmos nossa chance de sermos bem sucedidos ou aliviarmos o sofrimento do paciente.
6. Comunicação:
Por maior que seja o conhecimento de quem atende na coleta, ele jamais conhecerá o paciente e suas
circunstâncias como o próprio paciente. Portanto comunicar é vital!
Estudos mostram que a comunicação ineficiente é o principal fator que leva o paciente ao litígio.(8)
A arrogância, o excesso de trabalho, a negligência são alguns dos fatores que podem comprometer a
comunicação. Também é comum o profissional se manter na defensiva quando se sente ameaçado,
não conseguindo ver o ponto de vista do paciente, o que impossibilita qualquer troca real.
Outra situação freqüente é nos surpreendermos com o paciente que afirma ter sido orientado pelo laboratório de forma, às vezes, até bizarra. Como bem nos lembra Maturana: “ O fenômeno da comunicação
não depende do transmitido, mas daquilo que ocorre com a pessoa que recebe o transmitido”. (6)
Desta forma, pelo menos quando as recomendações dadas ao paciente forem muito extensas, é
interessante solicitar-lhe que as repita para ser checado o entendimento.
“A comunicação”, resume Birdwhistell, “não é como um aparelho emissor e um receptor. É uma
negociação entre duas pessoas, um ato criativo. Não se pode medi-la só pelo entendimento preciso daquilo que digo, mas também pela contribuição do próximo, pela mudança em nós dois. E
quando nós nos comunicamos de verdade, formamos um sistema de interação e reação, integrado com harmonia”. (9)
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
CONCLUSÃO:
Concluímos, redesenhando o triângulo original, inserindo nele não apenas as ferramentas propostas,
como também, as recomendações de Jacques Dellor, educador da UNESCO (Organização das Nações Unidas para a Educação, a Ciência e a Cultura): “ Neste mundo de crescente complexidade além
de aprender a conhecer e fazer, devemos aprender a conviver e a ser”.
FIGURA 2:
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RECOMENDAÇÕES DA SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOL
OGIA CLÍNICA / MEDICINA LABORATORIAL PARA COLETA DE SANGUE VENOSO
PATOLOGIA
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS:
(1)
BONDER, Nilton. Fronteiras da inteligência. Campus, Rio de Janeiro, 2001.
(2)
MORIN, Edgar. Ciência com consciência. Bertrand, Rio de Janeiro, 1996.
(3)
LÓPEZ, Mario. O processo diagnóstico nas decisões clínicas. Revinter, Rio de Janeiro, 2001.
(4)
MORIN, Edgar. Os sete saberes necessários à educação do futuro. Cortez-UNESCO, São Paulo, 2003.
(5)
CREMA, Roberto. Saúde e plenitude: um caminho para o ser. Summus, São Paulo, 1995.
(6)
MATURANA, Humberto. A ontologia da realidade. UFMG, Belo Horizonte, 1999.
(7)
DAMÁSIO, António. Em busca de Espinosa: prazer e dor na ciência dos sentimentos. Companhia
das Letras, São Paulo, 2004.
(8) BECKMAN HB et al. The doctor patient relationship and malpractice. Arch Inter Med. 1994;
154:1365-1370
(9)
DAVIS, Flora. Comunicação não-verbal. Summus, São Paulo, 1979.
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