UNIVERSIDADE CRUZEIRO DO SUL
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO
DOUTORADO EM ODONTOLOGIA
Estudo da Rugosidade Superficial do Esmalte e do Sistema
Antioxidante Pulpar em Dentes Humanos Submetidos ao
Clareamento Dental com uma Fita de Auto-aplicação
ADRIANA CASTRO VIEIRA ANDRADE
Orientadora: Profª. Drª. Mariana Ferreira Leite
Tese
apresentada
ao
Doutorado em
Odontologia, da Universidade Cruzeiro do
Sul, como parte dos requisitos para a
obtenção do título de Doutora em
Odontologia.
SÃO PAULO
2014
AUTORIZO A REPRODUÇÃO E DIVULGAÇÃO TOTAL OU PARCIAL DESTE
TRABALHO, POR QUALQUER MEIO CONVENCIONAL OU ELETRÔNICO, PARA
FINS DE ESTUDO E PESQUISA, DESDE QUE CITADA A FONTE.
FICHA CATALOGRÁFICA ELABORADA PELA
BIBLIOTECA CENTRAL DA
UNIVERSIDADE CRUZEIRO DO SUL
A565e
Andrade, Adriana Castro Vieira.
Estudo da rugosidade superficial do esmalte e do sistema
antioxidante pulpar em dentes humanos submetidos ao clareamento
dental com uma fita de auto-aplicação / Adriana Castro Vieira
Andrade. -- São Paulo; SP: [s.n], 2014.
73 p. : il. ; 30 cm.
Orientadora: Mariana Ferreira Leite.
Tese (doutorado) - Programa de Pós-Graduação em
Odontologia, Universidade Cruzeiro do Sul.
1. Polpa dentária - Patologia 2. Clareamento dental 3. Esmalte
dentário 4. Catalase 5. Peróxido de hidrogênio. I. Leite, Mariana
Ferreira. II. Universidade Cruzeiro do Sul. Programa de PósGraduação em Odontologia. III. Título.
CDU: 616.314.18(043.2)
UNIVERSIDADE CRUZEIRO DO SUL
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO
Estudo da Rugosidade Superficial do Esmalte e do Sistema
Antioxidante Pulpar em Dentes Humanos Submetidos ao
Clareamento Dental com uma Fita de Auto-aplicação
ADRIANA CASTRO VIEIRA ANDRADE
Tese de doutorado defendida e aprovada
pela Banca Examinadora em 21/08/2014.
BANCA EXAMINADORA:
Profª. Drª. Mariana Ferreira Leite
Universidade Cruzeiro do Sul
Presidente
Profª. Drª. Michele Baffi Diniz
Universidade Cruzeiro do Sul
Profª. Drª. Rosemari Otton
Universidade Cruzeiro do Sul
Prof. Dr. Nelson Gnoato
Universidade Federal da Bahia
Prof. Dr. AlexCorreia Vieira
Universidade Estadual do Sudoeste da Bahia
DEDICATÓRIA
Ao meu pai, Robson, grande incentivador do meu crescimento, que com o
seu zelo e exemplo de vida tornam sempre menores as dificuldades em meu
caminho.
Aos meus filhos, Maria Fernanda e Pedro, pelas tantas horas roubadas que
não puderam ser desfrutadas com vocês.
Dedico este trabalho
À Jefferson,
Meu marido, parceiro incondicional de todos os momentos, o maior responsável
para que tudo desse certo, que com sua generosidade permitiu que eu me lançasse
neste sonho.
O meu infinito amor.
AGRADECIMENTO ESPECIAL
À minha orientadora, Profa. Dra. Mariana Ferreira Leite, pela capacidade,
presteza, dedicação e entusiasmo dispensados durante todo o processo de
elaboração deste trabalho. Um grande exemplo de Mestre que me inspira a ser
sempre melhor.
Meu reconhecimento, minha gratidão.
AGRADECIMENTOS
Ao meu grande amigo, Mário César Oliveira, por sonhar esse sonho comigo e
me acompanhar nessa grande aventura.
Aos meus amigos Dr. Alex Vieira e Dra Caliandra Pinto pelos grandes
ensinamentos e apoio nesta jornada.
À minha querida mãe Fátima Castro, misto de força e fragilidade, reflexo de
competência, profissionalismo e perseverança, que me inspira a nunca desistir.
À Cláudia, pelas suas intermináveis horas de carinho com meus filhos as
quais, me permitiram seguir em frente com tranquilidade.
Ao meu querido Amâncio Valois, que com sua alegria e conselhos me
nortearam até o fim desta jornada.
Ao meu irmão Lucas, pesquisador nato, exemplo de amor à profissão.
À minha irmã Manuela, pela disponibilidade em me ajudar sempre que foi
preciso.
À minha irmã Anna Paula e meu irmão Marcos, por me mostrarem que a vida
pode ser mais leve e divertida.
Aos meus queridos alunos da UEFS, motivo maior da busca pelo
aperfeiçoamento.
A todos os colegas do Curso de Doutorado, imbuídos pelo mesmo objetivo,
pela amizade e pelos bons momentos compartilhados.
À todos os professores do Curso do Doutorado da UNICSUL, pela grande
contribuição.
Aos pacientes, que por sua confiança e colaboração permitiram a elaboração
deste trabalho.
Por fim, ao PAI, que me permite viver e ser feliz, que me ampara nos
momentos de exaustão, me impulsiona a não fraquejar e que me faz manter a fé
para que eu aceite as minhas limitações.
Meus sinceros agradecimentos.
“Você nunca estará muito velho para estabelecer
um novo alvo ou sonhar um novo sonho”
(C. S. Lewis)
Andrade ACV. Estudo da rugosidade superficial do esmalte e do sistema
antioxidante pulpar em dentes humanos submetidos ao clareamento dental
com uma fita de auto-aplicação [tese]. São Paulo: Universidade Cruzeiro do Sul;
2014.
RESUMO
A eficácia do clareamento dental está relacionada a capacidade do agente clareador
em difundir-se através dos tecidos mineralizados e promover a oxidação das
moléculas pigmentantes presentes na estrutura dental. Entretanto, ainda não está
claro como ocorre o mecanismo completo de reação antioxidante e regenerativa dos
tecidos dentais. Desta forma, os objetivos deste trabalho foram avaliar a resposta do
tecido pulpar e as alterações superficiais de dentes humanos submetidos ao
clareamento dentário, através da análise da atividade enzimática do sistema
antioxidante pulpar responsável pela degradação do peróxido de hidrogênio e da
rugosidade superficial do esmalte. Para isto, utilizou-se o modelo de boca dividida,
de 6 pacientes com doze pré-molares hígidos que foram selecionados e divididos em
2 grupos. O grupo experimental, composto por 6 dentes recebeu o tratamento com
fitas clareadoras de auto-aplicação contendo 10% de peróxido de hidrogênio (3D
White,crest Whitestrips,Oral-B/Crest™) e no grupo controle, também com 6 dentes,
utilizou-se um gel a base de água durante 7 dias, por uma hora diária. Em seguida,
os dentes foram extraídos após 01 hora de conclusão do procedimento. As polpas
foram removidas e as atividades da catalase e da glutationa peroxidase, a
concentração da proteína total e a rugosidade superficial das coroas foram
determinadas. Assim, foi possível perceber um aumento significativo na atividade
enzimática da catalase, no grupo experimental, em comparação ao controle,
enquanto que a atividade da glutationa peroxidase e a concentração de proteína
total reduziram (p≤0,05). A rugosidade superficial manteve-se inalterada em ambos
os grupos. Conclusão: o peróxido de hidrogênio à 10% utilizado na forma de fitas de
auto-aplicação não aumentou a rugosidade superficial das coroas e estimulou
enzimas do sistema antioxidante pulpar.
Palavras-chave: Clareamento dental, Peróxido de hidrogênio, Catalase, Glutationa
peroxidase.
Andrade ACV. Study the surface roughness of the enamel and pulp antioxidant
system in human teeth submitted to bleaching with a strip of self application
[tese]. São Paulo: Universidade Cruzeiro do Sul; 2014.
ABSTRACT
The efficacy of the tooth whitening is related the ability of the bleaching agent to
diffuse through the mineralized tissues and pigments promote the oxidation of the
molecules present in the tooth structure. However, it remains unclear how the full
reaction mechanism of antioxidant and regenerative dental tissues occurs. Thus, the
objectives of this study were to evaluate the response of the pulp tissue and surface
changes of human teeth submitted to dental bleaching, by analyzing the enzymatic
activity of pulp antioxidant system responsible for degradation of hydrogen peroxide
and the surface roughness of the enamel. For this, we used the split-mouth model of
6 patients with twelve healthy premolars were selected and divided into 2 groups.
The experimental group consisted of six teeth received treatment with whitening
strips of self-application containing 10% hydrogen peroxide (3D White Whitestrips
Crest, Oral-B / Crest ™) and the control group, also with 6 teeth, used If a gel-based
water for 7 days, on a daily time. Then the teeth were extracted after 01 hours of
completion of the procedure. The pulps were removed and the activities of catalase
and glutathione peroxidase, the concentration of total protein and the surface
roughness of crowns were determined. Thus, it was possible to realize a significant
increase in the enzymatic activity of catalase in the experimental group compared to
the control, while the activity of glutathione peroxidase and total protein concentration
decreased (P ≤ 0.05). Conclusion: hydrogen peroxide to 10% in the form of tapes
used for self-administration did not increase the surface roughness of crowns and
stimulated antioxidant enzymes in the pulp system.
Key-words: Dental bleaching, Hidrogen peroxide, Catalase, Glutatione peroxidase.
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1
Embalagem individualizada da fita clareadora de auto-aplicação
utilizada. ................................................................................................ 39
Figura 2
Fita clareadora de auto-aplicação utilizada em seu aspecto original
contendo uma parte para uso superior e outra para inferior. .......... 41
Figura 3
Imagem da fita clareadora de auto-aplicação individualizada para o
estudo. .................................................................................................. 42
Figura 4
Vista vestibular da fita clareadora individualizada e aplicada na
superfície dental do grupo experimental. .......................................... 42
Figura 5
Vista oclusal da fita clareadora individualizada e aplicada até o
terço médio da superfície palatina dental do grupo experimental. . 42
Figura 6
Unidades
extraídas
1
hora
após
o
último
procedimento
experimental. ........................................................................................ 43
Figura 7
Secção transversal Coroa/raiz na junção amelocementária. ........... 44
Figura 8
Remoção do tecido pulpar. ................................................................. 44
Figura 9
Tecido pulpar removido e pronto para ser congelado. ..................... 44
Figura 10 Concentração de proteína total (mg de proteína/mL de homogenado
‘a 5%) do tecido pulpar de dentes humanos dos grupos controle e
submetido ao clareamento com fita de auto-aplicação (*) Diferença
estatisticamente significante comparada ao grupo controle, p≤5%. ...
............................................................................................................... 47
Figura 11 Atividade enzimática da Catalase (µMol/mg de proteína) do tecido
pulpar de dentes humanos dos grupos controle e submetido ao
clareamento
com
fitas
de
autoaplicação
(*)
Diferença
estatisticamente significante comparada ao grupo controle, p≤5%. ...
............................................................................................................... 48
Figura 12 Atividade enzimática da Glutationa peroxidase (µMol/mg de
proteína) do tecido pulpar de dentes humanos dos grupos controle
e submetido ao clareamento com fitas de autoaplicação (*)
Diferença
estatisticamente
significante
comparada
ao
grupo
controle, p≤5%. ..................................................................................... 49
Figura 13 Rugosidade superficial (Ra) da superfície das coroas de dentes
humanos dos grupos controle e submetido ao clareamento com
fitas de auto-aplicação. ........................................................................ 50
Tabela1
Composição do gel clareador presente na fita 3D White, Crest
Whitestrips ™ e suas principais funções* ......................................... 39
Tabela 2
Concentração de proteína total total (mg de proteína/mL de
homogenado a 5%), atividade enzimática da catalase (µMol/mg de
proteína) e da glutationa peroxidase (mU/mg de proteína) do tecido
pulpar e rugosidade superficial (Ra) da superfície das coroas de
dentes humanos dos grupos controle e submetido ao clareamento
com fitas de autoaplicação. Valores de P de acordo com o teste T
de Student bi-caudal. ........................................................................... 51
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
H2O2
Peróxido de hidrogênio
CAT
Catalase
GSH-Px
Glutationa peroxidase
%
Porcentagem
NADPH
Fosfato dinucleótido de nicotinamida e adenina
1
Oxigênio singleto
O2,
O2
H2O
O2._
Oxigênio
Água
Superóxido
HO2.
Hidroperoxila
OH-
Hidroxila
ERN
Espécies reativas de nitrogênio
ERO
Espécies reativas de oxigênio
DNA
Ácido desoxirribonucléico
SOD
Superóxido dismutase
GSH-Rd
Glutationa reduzida
GSSG
Glutationa oxidada
SH-
Grupo tiol
-SS-
Dissulfeto
UNICSUL
Universidade Cruzeiro do Sul
n°
Número
GI
Grupo I – experimental
GII
Grupo II – controle
™
Trade Marque
C°
Graus Celcius
pH
Potencial hidrogeniônico
rpm
Rotações por minuto
ml
Mililitros
µm
Micrômetro
mg
Miligrama
mm
Milímetro
Mol
Unidade para quantidade de substância
Ra
Rugosidade superficial média
dp
Desvio padrão
SUMÁRIO
1
INTRODUÇÃO ............................................................................................... 18
2
REVISÃO DA LITERATURA.......................................................................... 21
2.1
Pigmentação Dentária e Seus Agentes Clareadores ................................. 21
2.1.2 Presença de Agentes Clareadores na Polpa Dental .................................. 23
2.1.3 Efeitos Adversos dos Agentes Clareadores no Tecido Pulpar ................ 24
2.2
Tecido Pulpar e Câmara Pulpar ................................................................... 27
2.4
Sistema Antioxidante Pulpar ....................................................................... 30
2.4.1 Catalase ......................................................................................................... 31
2.4.2 Superóxido Dismutase (SOD) ...................................................................... 32
2.4.3 Ciclo da Glutationa ....................................................................................... 36
2.5
Concentração de Proteína Total .................................................................. 34
2.6
Rugosidade de Esmalte Dental Pós Clareamento ..................................... 34
3
PROPOSIÇÃO ............................................................................................... 37
3.1
Objetivos Gerais ........................................................................................... 37
4
METODOLOGIA ............................................................................................. 38
4.1
Considerações Éticas................................................................................... 38
4.2
Critérios de Inclusão e Exclusão ................................................................. 38
4.3
Casuística ...................................................................................................... 38
4.4
Composição e Instruções de Uso do Agente Clareador ........................... 39
4.5
Procedimentos Clínicos ............................................................................... 40
4.6
Obtenção das Amostras............................................................................... 43
4.7
Análises Bioquímicas ................................................................................... 45
4.7.1 Determinação da Concentração de Proteína Total .................................... 45
4.7.2 Determinação da Atividade da Catalase ..................................................... 45
4.7.3 Determinação da Atividade da Glutationa Peroxidase (GPx) ................... 45
4.7.4 Análise da Rugosidade Superficial das Coroas ......................................... 46
4.8
Análise Estatística ........................................................................................ 46
5
RESULTADOS ............................................................................................... 47
5.1
Concentração de Proteína Total .................................................................. 47
5.2
Atividade Enzimática da Catalase ............................................................... 47
5.3
Atividade Enzimática da Glutationa Peroxidase ........................................ 48
5.4
Rugosidade superficial do esmalte ............................................................. 49
6
DISCUSSÃO .................................................................................................. 52
7
CONCLUSÕES .............................................................................................. 58
REFERÊNCIAS ......................................................................................................... 59
18
1 INTRODUÇÃO
Em tempos nos quais a beleza representa valores como bem estar, saúde,
sucesso e poder, os tratamentos estéticos tornam-se essenciais. No universo da
cosmética odontológica, o clareamento dental já é um dos procedimentos mais
desejados e executados (ZANTNER et al., 2007; TORRES et al., 2010). Isto se deve
especialmente por tratar-se de um método pouco invasivo, relativamente barato e
que apresenta resultados de forma quase que instantânea (ATTIN et al., 2003;
SULIEMAN et al., 2004; SOARES et al., 2012).
O processo de clareamento dental pode ser realizado em consultório, em
casa, sob supervisão do dentista ou por meio da auto-aplicação, método que cresce
a cada dia. O fácil acesso dos pacientes aos inúmeros produtos clareadores
disponíveis no mercado e a um custo acessível justifica a popularidade deste
procedimento (GERLACH; ZHOU, 2001; LIMA et al., 2013).
O agente clareador principal para qualquer tipo de método é o peróxido de
hidrogênio (H2O2) que a depender da técnica terá sua concentração e tempo de
atuação utilizados de forma diferenciada (DAHL; PALLESEN, 2003; SATO et al.,
2013). A efetividade deste produto ocorre pelo seu baixo peso molecular que
favorece a sua rápida difusão pelos tecidos dentários. Sua atuação se dá pela
liberação de radicais livres, como moléculas de oxigênio reativo e ânions de peróxido
de hidrogênio que quebram as moléculas cromogênicas da dentina em estruturas
menores. Assim, não havendo cromóforos de cadeias longas, a reflexão de luz é
acentuada dando ao dente um aspecto mais claro (KINA et al., 2010; TOLEDANO et
al., 2011; SEGHI; DENRY ,1992).
A utilização do peróxido de hidrogênio como agente clareador tem sido o
foco de várias pesquisas nas últimas três décadas. Alguns estudos sugerem que o
H2O2, quando aplicado ao esmalte, pode penetrar completamente na cavidade
pulpar, se deslocando através dos espaços interprismáticos do esmalte e por entre
os túbulos dentinários (KWON et al., 2002; BENETTI et al., 2004; COOPER et al.,
2010; SATO et al., 2013). Outros trabalhos ainda revelam uma correlação direta
19
entre a presença de agentes antioxidantes e a de infiltração do H2O2 na polpa
(SULIEMAN et al., 2004; GOKAY; MUJDECI; ALGIN, 2004).
Vários sistemas de clareamento auto-aplicáveis à base de peróxido foram
introduzidos no mercado, incluindo os enxaguatórios, goma de mascar, cremes
dentais, fitas e pincéis clareadores. As fitas clareadoras utilizam um filtro como
barreira e possuem a vantagem de dispensar o peróxido de hidrogênio lentamente
na superfície dentária, além de garantir uma maior facilidade na auto-aplicação
(GERLACH; GIBB; SAGEL, 2000).
Apesar dos tratamentos clareadores serem muito utilizados, seus efeitos
colaterais ainda não estão muito bem definidos. Na literatura é possível encontrar
como efeito adverso a sensibilidade dentinária, inflamações pulpares transitórias,
danos pulpares irreversíveis, formação de nódulos dentinários, bem como alterações
superficiais em esmalte. Ainda em relação aos efeitos adversos oriundos do
clareamento, alguns estudos observaram que o uso das fitas clareadoras garantem
um efeito branqueador satisfatório com baixos riscos e boa tolerância entre os
usuários. (MARTINDALE; HOLBROOK, 2002; DAHL; PALLESEN, 2003; LIMA et al.,
2013).
Sabe-se que tanto o peróxido de hidrogênio quanto o peróxido de carbamida
são capazes de penetrar na câmera pulpar. Entretanto, ainda não estão bem
definidos os efeitos que a penetração desses agentes com o uso dessas fitas pode
provocar (GERLACH; BAKER; SAGEL, 2001; GOKAY; MUJDECI; ALGIN, 2005).
Até o momento, as evidências científicas sobre essas alternativas
clareadoras ainda são limitadas. Nenhum estudo foi capaz de definir de forma
conclusiva qual a conseqüência do peróxido de hidrogênio, presente nas fitas
clareadoras, sobre o sistema antioxidante de polpas dentárias humanas.
(GERLACH; BARKER, 2003; GERLACH et al., 2005). O sistema antioxidante pulpar
é uma defesa natural do tecido e a presença de enzimas como a catalase (CAT) e a
glutationa peroxidase (GPx) representa um indicativo da reação pulpar frente a um
estímulo oxidativo, como o clareamento dentário.
20
Em face a uma melhor compreensão sobre esta problemática, este estudo
teve por objetivo avaliar a resposta do sistema antioxidante enzimático do tecido
pulpar e a rugosidade superficial dos esmaltes das coroas após a utilização de fitas
clareadoras auto-aplicáveis em dentes humanos hígidos.
21
2 REVISÃO DA LITERATURA
2.1 Pigmentação Dentária e Seus Agentes Clareadores
Os motivos para o escurecimento dos dentes humanos podem ter ordens e
características diversas. De acordo com a localização desses manchamentos,
costuma-se classificá-los em extrínseca, intrínseca ou associada, modalidade em
que há a presença dos dois tipos de manchas. Aquelas que aparecem confinadas ao
esmalte e a dentina durante ou após a erupção são chamadas de intrínsecas,
enquanto que as extrínsecas relacionam-se com produtos e alimentos corantes e
mantêm-se apenas na camada externa do esmalte (DAHL; PALLESEN, 2003;
GOKAY et al., 2004).
As técnicas operacionais, os agentes clareadores e suas concentrações
ainda devem distinguir-se em razão do estado pulpar das unidades dentárias em
tratamento. Dentes vitalizados, jovens e com grande volume pulpar não podem
receber a mesma terapêutica clareadora daqueles que passaram por procedimentos
endodônticos (DAHL; PALLESEN, 2003).
Os primeiros relatos acerca de clareamento dental foram apresentados por
Truman, em 1864, ocasião em que foram descritos alguns produtos que teriam
propriedades clareadoras como os cloretos, o hipoclorito de sódio, o perborato de
sódio e os peróxidos de hidrogênio, sendo que estes últimos passaram a ser
utilizados sozinhos ou em combinações com ou sem ativação pelo calor (KINA et al.,
2010). Hoje, a maioria dos protocolos de clareamento tem no peróxido de hidrogênio
o seu agente que pode vir na forma isolada ou presente em compostos químicos
como o perborato de sódio e o peróxido de carbamida (RIBEIRO et al., 2006;
GOLDBERG; GROOTVELD; LYNCH, 2010; LI, 2011).
O clareamento dental ocorre por meio de uma reação química complexa. O
processo de descoloração acontece pela oxidação das moléculas pigmentantes. A
efetividade do clareamento se dá quando existe uma alta permeabilidade dos
agentes clareadores proporcionada por seu baixo peso molecular o que favorece a
22
sua livre difusão entre as estruturas dentárias (BRISO et al., 2010; REIS et al., 2011;
BONAFÉ et al., 2013).
Para os clareamentos caseiros, as formulações de peróxido de carbamida
são muito bem aplicadas nas variações entre 10% e 16%. Produtos abaixo destas
concentrações costumam agir de forma muito lenta já que um clareador de peróxido
de carbamida a 10% só é capaz de liberar cerca de 3,5% de peróxido de hidrogênio.
Como produto final, este composto libera também oxigênio, água, amônia e dióxido
de carbono (DAHL; PALLESEN, 2003; FERREIRA et al., 2007; LI, 2011).
As aplicações de agentes clareadores de baixa concentração requerem um
tempo maior de contato do produto nas estruturas dentais. Portanto, deve-se evitar a
sua aplicação em dentinas expostas, recessões gengivais e cemento (LIMA et al.,
2013).
O polímero de carbopol pode vir associado às soluções clareadoras à base
de peróxido de carbamida com a função de melhorar a aderência do produto aos
tecidos e prolongar a liberação de oxigênio, aumentando o tempo de atuação do
produto na cavidade oral. Os agentes que contêm o carbopol são geralmente
indicados para o uso noturno, com a finalidade de potencializar os efeitos, uma vez
que a liberação total do oxigênio ocorrerá entre duas e três horas. Já as
composições sem este componente liberam todo o oxigênio em menos de uma hora,
diminuindo o poder clareador (FERREIRA, 2007).
Após a liberação do oxigênio nascente pelo material clareador, ocorre a sua
penetração nos túbulos dentinários, transformando os compostos com anéis de
carbono em grupos de hidroxilas, que normalmente são incolores. Assim, quando o
clareamento atinge o seu ponto de saturação as oxidações passam a acontecer nas
proteínas e nas substâncias nas quais o carbono esteja presente. Em consequência,
pode ocorrer perda de material, tornando o esmalte mais poroso e permeável
(KWON et al., 2002; TORRES et al., 2010).
Nos dias atuais, o procedimento de clareamento dental migrou em grande
parte dos consultórios odontológicos para a casa daqueles que pretendem se
beneficiar com a técnica. A conveniência da auto-aplicação, aliando ao seu baixo
23
custo, contribuíram para o aumento da sua popularidade. Hoje é possível comprar
clareadores auto-aplicáveis veiculados na forma de fitas, pincéis, canetas, sem a
necessidade da prescrição feita pelo dentista (GOKAY; MUJDECI; ALGIN, 2004;
LIMA et al., 2013).
O uso de fitas clareadoras para uso profissional surgiu em 2002 com o
produto Crest Whitestrip Professional que continham peróxido de hidrogênio a 6,5 %
em gel utilizado por um período de 21 dias. O aparecimento das fitas de aplicação
caseira aconteceu logo depois e contou com a facilidade de uso e a dispensa de
ajustes pelo profissional (HERNÁNDEZ et al., 2007).
As fitas clareadoras flexíveis, lançadas para dentes vitais, eliminaram a
necessidade da confecção das moldeiras individuais e podem ser encontradas em
diversas concentrações, que variam entre 5.3% e 14% de peróxido de hidrogênio,
conforme o fabricante. As concentrações que possuem 14% do agente clareador só
podem ser vendidas com receita, mas em concentrações mais baixas podem ser
compradas livremente. De acordo com a concentração do gel clareador, o órgão de
vigilância sanitária os classifica em produto cosmético, medicamentoso ou para
ambos os fins (GOKAY; MUJDECI; ALGIN, 2004).
Os ensaios clínicos randomizados que comparam as tiras de clareamento
em concentrações de até 6,5% mostraram que o seu uso tende a ser bem tolerado,
com menor sensibilidade dentária transitória e irritação oral quando comparadas aos
métodos convencionais (GERLACH; GIBB; SAGEL, 2000; GERLACH; BAKER;
SAGEL, 2001; DONLY; GERLACH, 2002; KARPINIA et al., 2002).
2.1.2 Presença de Agentes Clareadores na Polpa Dental
A difusão de produtos clareadores em tecido pulpar já foi amplamente
reportada na literatura. A sua capacidade de penetração dependerá do tempo de
exposição, concentração e número de aplicações do produto (HANKS et al.,1993;
GOKAY et al., 2000; BENETTI et al., 2004; GOKAY et al., 2004; GOKAY et al., 2005;
CAMARGO et al., 2007; DIAS RIBEIRO et al., 2009).
24
O baixo peso molecular e a capacidade de desnaturar proteínas são
determinantes no poder de difusão do agente clareador. Essa substância em contato
com a superfície do esmalte pode ser capaz de dissolver a sua matriz causando
microporosidades profundas que aumentam a permeabilidade e favorecem a
penetração do peróxido de hidrogênio e de seus subprodutos para o interior da
câmara pulpar (SCHIAVONI et al., 2006; CAMARGO et al., 2007).
Em estudos in vitro, a penetração do peróxido de hidrogênio em cavidades
pulpares apresentou-se maior em dentes restaurados com cimento de ionômero de
vidro modificado com resina e menor nos restaurados com resina composta (GOKAY
et al., 2000). Repetidas essas análises em dentes bovinos hígidos e restaurados
com resina composta verificou-se uma menor penetração do produto nos dentes
hígidos (BENETTI et al., 2004).
Ainda in vitro, ao avaliar o grau de penetração do peróxido de hidrogênio em
fitas clareadoras com concentrações de 5,3%, 6,5% e 14%, (GOKAY; ALGIM, 2004)
perceberam a presença do agente clareador na polpa e constataram que havia
relação direta entre a concentração e a penetração do produto.
Sabe-se, no entanto, que a presença de líquido no interior dos túbulos
dentinários responsáveis por exercer pressão osmótica regula a penetração de
produtos da cavidade oral para a câmara pulpar. Esta barreira justificaria um menor
índice entre os achados de difusão de produtos na cavidade pulpar nos estudos in
vivo (HANKS et al., 1993; GOKAY et al., 2004; SULIEMAN et al., 2004). Contudo,
ainda não é possível definir com clareza qual a dose e o protocolo de clareamento
totalmente seguro e bem tolerado aos tecidos pulpares.
2.1.3 Efeitos Adversos dos Agentes Clareadores no Tecido Pulpar
Determinar os efeitos adversos dos materiais clareadores por meio de
revisões da literatura não é uma tarefa simples, muito menos fácil. Isto se deve a
enorme controvérsia publicada acerca do assunto (GOLDBERG; GROOTVELD;
LYNCH, 2010).
25
Sensibilidade dentinária, danos pulpares, alterações físicas na estrutura do
esmalte, irritação de mucosas, mudanças estruturais nos materiais restauradores
além de efeitos genotóxicos e carcinogênicos já foram apontados como riscos
potenciais associados ao clareamento dental (MARTINDALE; HOLBROOK, 2002;
DAHL; PALLESEN, 2003; MARKOWITZ, 2010; BONAFÉ et al., 2013).
Em se tratando da penetração dos compostos clareadores nos tecidos
pulpares, os achados ainda são contraditórios (GOKAY et al., 2000; GOKAy et al.,
2004; BENETTI et al., 2004). Sabe-se que o baixo peso molecular do peróxido de
hidrogênio, bem como a sua capacidade na desnaturação das proteínas,
intensificam a movimentação iônica no interior da estrutura dental (MARTINDALE;
HOLBROOK, 2002).
Ao analisar a toxicidade do peróxido de carbamida a 10%, aplicado
diariamente através da análise das células odontoblásticas pulpares, Lima et al.
(2013), observaram que uma única aplicação não foi capaz de provocar redução no
metabolismo celular. Isto se justificaria pela baixa concentração do peróxido de
hidrogênio em cerca de 3,5%. Entretanto, mesmo com baixa concentração do
agente clareador, o efeito cumulativo permitiu uma grande redução de células
viáveis.
O processo de clareamento ocorre devido à liberação de radicais livres
derivados do oxigênio nascente que promovem a degradação das moléculas
pigmentadas que causam o escurecimento dental. Porém, esses radicais livres ao
atingir o tecido pulpar podem causar um estresse oxidativo com efeito citotóxico
permanente (HANKS et al.,1993; CAMARGO et al., 2007).
Embora alguns autores relatarem que pode haver a penetração de radicais
livres na câmara pulpar, poucos são os estudos capazes de demonstrar os seus
efeitos neste tecido. Há registros de pequenos ou insignificantes danos observados
na polpa dental, com manifestações histológicas pouco importantes (MINOUX;
SERFATY, 2008). Apesar disto, nestes achados reversíveis pôde-se verificar
inflamação, moderada vasodilatação e aprisionamento de núcleos odontoblásticos
dentro dos túbulos dentinários (COHEN; CHASE, 1979; ROBERTSON; MELFI,1980;
HANKS et al.,1993;CAMARGO et al., 2007).
26
Ainda assim, o peróxido de hidrogênio e os seus radicais decompostos,
como os íons hidroxila e espécies reativas de oxigênio, podem iniciar um processo
oxidativo nas cadeias fosfolipídeas presentes na membrana celular lisossômica e
citoplasmática e provocar uma reação autocatalítica conhecida como peroxidação
lipídica com danos e destruição às células pulpares que podem variar de um
estresse oxidativo à morte celular (WALSH, 2000; KANNO et al., 2003;
KAWAMOTTO; TSUJIMOTO, 2004; FUKUYAMA et al., 2008; KINA et al., 2010).
Mutagêneses
e
carcinogênese
são
também
manifestações
possíveis
(MARTINDALE; HoLBROOK, 2002; LIMA et al., 2013).
A hipersensibilidade dentinária é a sintomatologia mais frequente associada
ao processo de clareamento dental e resulta de uma reação histológica e
inflamatória reversível (SCHULTE et al., 1994; GOKAY et al., 2004). Está presente
em cerca de 70% dos pacientes submetidos ao clareamento dental, com maior
incidência nos casos de dentes anteriores (BUCHALLA et al., 2007; COSTA et al.,
2010). O grau de sensibilidade relaciona-se com o tempo de aplicação, a
concentração e tipo do agente clareador utilizado (AUSCHILL et al., 2005; ZIEBOLZ
et al., 2007).
Os estudos atuais sobre clareamento dentário ainda permanecem
contraditórios no que tange os efeitos deste tratamento aos tecidos pulpares
(COLDEBELLA et al., 2009; TRINDADE et al., 2009; KINA et al., 2010). Percebe-se
que a penetração do agente clareador tende a ser maior in vitro do que in vivo. Nos
dentes vitalizados a presença dos fluidos existentes no interior dos túbulos
dentinários dificulta a difusão de materiais da cavidade oral para a câmara pulpar.
Essa diferença estrutural, se negligenciada, pode provocar um viés durante a
pesquisa (GOKAY et al., 2004; SULIEMAN et al., 2005).
As análises utilizando difrações com raio X revelaram que as estruturas
inorgânicas do tecido dental não são afetadas com o uso do peróxido de hidrogênio.
Entretanto, esse mesmo estudo apontou que tanto o peróxido de hidrogênio quanto
a hidroxila são responsáveis por danificar a matéria orgânica dentária com
dissolução dos componentes da camada dentinária (KAWAMOTO; TSUJIMOTO,
2004).
27
2.2 Tecido Pulpar e Câmara Pulpar
O tecido pulpar apresenta-se altamente vascularizado e inervado. Quando
hígido contem populações heterogêneas de células responsáveis por sua
manutenção, defesa e reparo (YU; ABBOTT, 2007).
Os fibroblastos, os odontoblastos, as células inflamatórias e as do sistema
imune que incluem os neutrófilos, macrófagos, histiócitos, linfócitos T e B e células
dendríticas compõem os tipos celulares mais comuns de serem identificados na
polpa dental (IZUMI et al.,1995).
Os odontoblastos se dispõem em camadas na periferia do tecido pulpar e
são responsáveis pela produção dentinária e pela defesa pulpar (GOLDBERG;
SMITH, 2004). Estão intimamente relacionados com o controle do fluxo sanguíneo e
no processo inflamatório. São as primeiras células de defesa pulpar frente à
agressões e exercem função de barreira protegendo o tecido contra a invasão
bacteriana e outros agentes. De acordo com Costa & Huck (2006) os odontoblastos
localizados na polpa coronária podem atuar estimulando a síntese de enzimas
capazes de minimizar o estresse oxidativo (LAW et al., 1999; KEREZOUDIS et al.,
1993).
Por meio da sua composição bioquímica, o tecido pulpar desenvolve
diversas funções através das suas moléculas bioativas que formam a sua matriz
extracelular.
Essas moléculas
bioquímicas
também
são
conhecidas
como
substâncias intercelular amorfa e substância intercelular fibrosa e formam uma parte
da pré-dentina. A sua parte amorfa é formada por aminoácidos, lipídios,
carboidratos, polipeptídeos, glicoproteínas e glicolipídeos, enquanto que a porção
fibrosa é composta quase que exclusivamente por colágeno. Regulação da
diferenciação, maturação e proliferação celular, melhora na vascularização e assim
na oxigenação, nutrição e remoção de resíduos são as diversas funções reguladas
por esse sistema (GOLDERBERG et al., 2009).
Por apresentar baixo limiar a estímulos sensoriais independente da sua
natureza, a polpa dental, sempre o interpretará com dor. Inicialmente, sua reação à
agressão externa não irá diferir muito de qualquer outro tecido conjuntivo
28
vascularizado. Haverá um aumento da vascularização local com acúmulo de líquido
e presença de leucócitos no tecido extravascular (TORABINEJAD; WALTON, 2010).
Porém, em virtude das características anatômicas da câmara pulpar com paredes
fechadas e rígidas a resposta final deste processo pode ser expressivamente
diferente (NEVILLE et al., 2004).
As agressões pulpares quando ocorrem nesta câmara inflexível favorecem o
aumento da pressão intrapulpar com compressão do tecido circundante e irritação
do
tecido
nervoso
acompanhado
pela
liberação
de
neuropeptídeos
e
desencadeamento da neuroinflamação. O aumento das arteríolas promove uma
compressão do retorno venoso que leva ao estrangulamento do fluxo arterial (HAHN;
LIEWEHR, 2007).
Radical livre é o átomo ou molécula que por possuir número ímpar de
elétrons na última camada eletrônica torna-se altamente reativo. Quando há ganho
de elétrons ocorre uma reação de redução enquanto que, a perda implica em
oxidação. A maioria desses radicais derivam do metabolismo do oxigênio e podem
ser encontrados em todos os sistemas
biológicos. São gerados por reações
endógenas do corpo humano e também por substâncias e estímulos exógenos
(ROVER JÚNIOR et al., 2001; DEVASAGAYAM et al., 2004).
Em condições normais do metabolismo celular aeróbico, o oxigênio (O2)
sofre redução tetravalente que resulta na formação da molécula da água (H 2O).
Entretanto, durante esse processo outras espécies reativas são formadas como os
radicais superóxidos (O2-), Hidroperoxila (HO2), Hidroxila (OH) e o peróxido de
hidrogênio (H2O2). Os radicais do oxigênio e certos compostos oxidantes bem como
aqueles que são facilmente convertidos em radicais recebem a nomeclatura de
Espécies Reativas de Oxigênio (ERO) (ROVER JÚNIOR et al., 2001).
Estas espécies são produzidas pela ativação máxima das células de defesa
como neutrófilos, monócitos, macrófagos e eosinófilos. Apesar de poder estimular
doenças, a formação de radicais livres nem sempre é deletéria, a finalidade inicial
seria a de destruir os microrganismos patogênicos. Contudo, se houver um estímulo
exagerado na produção desses radicais associado a uma falha do sistema
29
antioxidante do organismo um quadro de estresse oxidativo será formado
(DEVASAGAYAM et al., 2004).
Nos organismos vivos, o oxigênio é a fonte mais comum de radicais livres e/
ou espécies reativas não radicais. A mitocôndria, organela citoplasmática
responsável pela respiração celular, por meio da cadeia transportadora de elétrons é
a principal formadora desses radicais. Outra importante indutora de radicais livres
são as enzimas NADPH oxidases (nicotinamida adenina dinucleotídeo fosfato
oxidase) (INOUE et al., 2003).
A enzima citocromo oxidase está envolvida no controle da formação de
radicais livres durante a redução do oxigênio que acontece no interior da
mitrocôndria. Entretanto, cerca de 2 a 5% desse oxigênio são desviados para outras
vias metabólicas e reduzidos de forma univalente dão origem a radicais livres
(FERREIRA et al.,1997).
Com o ganho de elétrons o oxigênio forma intermediários reativos como os
radicais superóxido, a hidroxila e o peróxido de hidrogênio. A reatividade dessas
moléculas só é completamente neutralizada com a redução completa do oxigênio.
Em condições normais apenas uma pequena parcela dessas moléculas reativas são
produzidas já que apenas uma taxa mínima do oxigênio sofre redução incompleta
(BAUMGARDNER; SULFARO, 2001).
O radical superóxido (O2-), é formado pela primeira redução do O 2 e ocorre
em quase todas as células aeróbicas. Apesar de pouco reativo em soluções
aquosas pode ser encontrado em lesão biológica secundária (BAUMGARDNER;
SULFARO, 2001). A hidroperoxila (HO2) apresenta-se ainda mais reativa e com
maior potencial para iniciar a destruição de membranas biológicas. Já o radical
hidroxila (OH) é considerado a mais potente e instável. É capaz de inativar ou causar
mutação no DNA (ROVER JÚNIOR et al., 2001).
Embora não seja um radical livre por não possuir elétrons desemparelhados
na última camada, o peróxido de hidrogênio (H2O2) atravessa facilmente as
membranas celulares e ao receber mais um elétron proveniente do ferro ou do
30
cobre, origina o radical hidroxila. Na presença do Ferro sua toxicidade é aumentada
em cerca de mil vezes (FERREIRA et al.,1997).
2.4 Sistema Antioxidante Pulpar
Uma das importantes funções do tecido pulpar é sintetizar biomoléculas
utilizando uma via aeróbica para a produção de energia. Neste mecanismo, espécies
reativas de oxigênio são produzidas e quando não neutralizadas podem causar
danos celulares (VALKO et al., 2007). Afim de conter danos, o próprio organismo
desenvolve mecanismos de defesa antioxidantes (HALLIWELL; GUTTERIDGE,
2007).
Cada célula possui diferentes níveis de defesa capazes de evitar a atuação
de radicais livres liberados pelo metabolismo aeróbico. Esses mecanismos atuam
desde o campo da prevenção, impedindo a formação de espécies reativas de
oxigênio (ERO) e espécies reativas de nitrogênio (ERN), quanto por interceptação,
neutralização ou reparo das estruturas biológicas lesadas (CLARKSON; THOPSON,
2000).
Antioxidante é qualquer composto que possa atrasar ou prevenir um dano
oxidativo em níveis significativos (HALLIWELL; GUTTERIDGE,1999). Existem o
sistema antioxidante não-enzimático e o enzimático. O sistema antioxidante nãoenzimático celular principal origina-se da dieta e possuem lugar de destaque as
vitaminas, os minerais e os compostos fenólicos (PRASSAD et al., 2007).
O sistema de defesa enzimático inclui as enzimas Superóxido Dismutase
(SOD), Catalase (CAT) e a Glutationa Peroxidase (GPx). Essas enzimas atuam de
forma preventiva impedindo os danos oxidativos (DEVASAGATAM et al., 2004).
Alguns estudos já foram capazes de isolar na polpa dentária o superóxido
dismutase, a catalase, a glutationa peroxidase e a redutase, enzimas antioxidantes
que poderiam inibir os efeitos oxidantes dos agentes clareadores. Desta forma, é
possível acreditar que durante os procedimentos clareadores a polpa reage a
prováveis estímulos nocivos, ativando as suas células de defesa e sintetizando
novas proteínas (ESPÓSITO et al., 2003; LEITE et al., 2008; LEITE et al., 2010;
LEITE et al., 2012; SOARES et al., 2012; ARAÚJO, 2012; VIEIRA, 2012; LEE et al.,
31
2013; SATO et al., 2013). No entanto, parece ainda não estar claro a extensão que
este tratamento pode causar à polpa.
Quando agentes oxidantes provenientes do tratamento clareador atingem a
cavidade pulpar, o sistema de defesa é ativado. A resposta inflamatória é
proporcional a duração, intensidade e tipo de estímulo. Um aumento de infiltrado
leucocitário pode ser observado frente a uma resposta pulpar às injúrias, sejam
estas bacteriana, mecânica, térmica e/ou química (EIMAR et al., 2012; VIEIRA,
2012).
Como resposta ao estresse oxidativo há uma liberação de vários agentes
antioxidantes, sintetizados pelo próprio organismo com a finalidade de proteger a
polpa dos possíveis efeitos citotóxicos do agente clareador (ESPÓSITO et al., 2003;
SOARES et al., 2012).
O sistema de defesa antioxidante tem a função de inibir e/ou reduzir os
danos causados pela ação deletéria dos radicais livres ou das espécies reativas não
radicais. Para proteger-se, a célula possui um sistema de defesa que pode atuar de
duas formas: a primeira funciona de forma a prevenir lesões, transformando o
agente antes do dano ser causado. Fazem parte deste sistema a Glutationa
Reduzida (GSH), a superóxido-dismutase (SOD), a catalase, a glutationa-peroxidase
(GSH-Px) e a vitamina E (α-tocoferol). A vitamia C (ácido ascórbico) e a glutationaredutase (GSH-Rd)l atuam na reparação da lesão já ocorrida (ROVER JÚNIOR et
al., 2001).
2.4.1 Catalase
Em atividade fisiológica ou durante um processo inflamatório agentes
oxidantes como o peróxido de hidrogênio podem ser liberados. Esses subprodutos
além de terem efeito antibacteriano são capazes de destruir os componentes
funcionais que envolvem as células e suas matrizes (VALKO et al., 2007). Afim de
evitar uma destruição excessiva dos tecidos, o próprio organismo é capaz de
produzir uma série de enzimas que degradam esses agentes oxidativos (LEITE et
al., 2008; LEITE et al., 2012).
32
A catalase é uma enzima que se encontra diretamente envolvida na
transformação do peróxido de Hidrogênio (H2O2). Apresenta-se como um poderoso
agente antioxidante que, pela dismutação, favorece a quebra do peróxido de
hidrogênio em água (H2O) e oxigênio (O2). Por essa razão, a catalase é considerada
uma enzima de defesa contra os efeitos deletérios do H 2O2 o significado fisiológico
dessa atividade peroxidativa ainda seja controverso (FERREIRA et al.,1997).
Ao comparar a atividade da catalase em polpas humanas Espósito et al.
(2003) confirmaram
um
aumento significativo desta atividade em polpas
sintomáticas. A atividade enzimática ainda mostrou-se maior em tecidos com
pulpites reversíveis quando comparadas às irreversíveis. A queda dos níveis da
catalase em pulpites irreversíveis pode ser atribuída a destruição dessa enzima à
medida que o processo inflamatório evolui. A catalase é uma enzima que promove
uma rápida decomposição do peróxido de hidrogênio com gasto mínimo de energia
(SINENSKY et al.,1995).
De acordo com Alaçam et al. (2000) o tecido pulpar possui uma baixa
atividade antioxidante que resulta em uma insuficiente resposta frente a agressões.
Desta forma, avaliaram a atuação da catalase tópica em polpas de cachorros e
observaram uma queda nos níveis de odontoblastos e uma aumento da formação de
pontes de dentina.
2.4.2 Superóxido Dismutase (SOD)
O Superóxido Dismutase (SOD) e a Catalase formam o principal
mecanismos de defesa enzimático contra as espécies oxidativas geradas tanto pelo
metabolismo fisiológico quanto pelos processos inflamatórios. São responsáveis pela
dismutação do radical superóxido em H2O2 e O2 (ALAÇAM et al., 2000).
Nos organismos eucariontes existem duas formas de SOD. A forma SODcobre-zinco presente em maior concentração no citosol enquanto que o SODmanganês localiza-se principalmente na mitocôndria (FERREIRA et al.,1997).
Os níveis do SOD variam de acordo com o nível da inflamação. Uma
pequena concentração em tecido pulpar num estágio inicial de inflamação é
33
consequência de uma rápida destruição enzimática que após a fase adaptativa
tecidual volta a aumentar consideravelmente. No entanto, o tecido pulpar apresenta
pouca atividade antioxidante o que resulta, muitas vezes, numa resposta insuficiente
frente as agressões (TULUNOGLU et al., 1998).
2.4.3 Ciclo da Glutationa
A Glutationa é um tripeptídeo que existe no organismo em suas formas
reduzida (GSH) e oxidada (GSSG) e atua de forma direta ou indireta em muitos
processos biológicos importantes, incluindo a síntese de proteínas, metabolismo e
proteção celular. Mudanças em sua concentração podem ser um bom indicativo em
certas desordens fisiológicas (ROVER JÚNIOR et al., 2001).
A Glutationa reduzida (GSH) está presente na maioria das células e é
composta pelo Tiol (-SH) mais abundante no meio intracelular. É um poderoso
agente do sistema de defesa antioxidante. A exposição da Glutationa Reduzida
(GSH) a um agente oxidante a transforma por meio de uma reação de oxidação em
Glutationa Oxidada (GSSG). A enzima Glutationa-redutase(GSH-Rd) é responsável
pela recuperação da GSH. Existe uma importante correlação entre os níveis de
glutationa em sua forma reduzida e os mecanismos enzimáticos de defesa.
(ROVER JÚNIOR et al., 2001)
A glutationa- peroxidase é a enzima responsável por catalisar a redução do
peróxido de hidrogênio (H2O2) e peróxidos orgânicos para seus correspondentes
alcoóis às custas da conversão da Glutationa Reduzida(GSH) em
Glutationa
Oxidada (GSSG). Na inativação de um agente oxidante ocorre a produção de GSSG
e depleção de GSH. Nas condições normais de óxido-redução a GSH será
recuperada. Mas se houver um desequilíbrio neste processo a proporção
GSSG/GSH será alterada caracterizando um estresse oxidativo (FERREIRA et
al.,1997)
O excesso de GSSG é um indicador da ocorrência de oxidações pela
formação de pontes dissulfetos (-SS-) nas proteínas de grupamento tiol (-SH), com
prejuízo de suas funções biológicas. Esta oxidação pode ser revertida às custas da
ação de compostos antioxidantes como a GSH ( LEITE et al., 2010).
34
Assim, diante da possível resposta do tecido pulpar ao estresse oxidativo
que acontece no nível molecular, induzida pelo clareamento, faz-se necessário o
aprofundamento dos estudos com a finalidade de se entender melhor o mecanismo
de defesa deste sistema, bem como poder indicar com segurança tratamentos
clareadores.
2.5 Concentração de Proteína Total
O estresse oxidativo é decorrente de uma grande produção de compostos
oxidantes e de uma ineficaz atuação dos compostos antioxidantes. Esse
desequilíbrio permite a oxidação de biomoléculas com consequente prejuízo das
suas funções biológicas. Em níveis elevados, os radicais livres podem modular
macromoléculas do DNA, lipídios e proteínas (KOHEN; NYSKA, 2002; SONG; SUH;
MOON, 2010).
A análise dos níveis de proteína total presentes na polpa é um parâmetro
bioquímico importante na detecção da injúria pulpar. Além de comporem grande
parte da matriz extracelular, as proteínas são responsáveis por regular as diversas
funções pulpares bem como manter a sua vitalidade (SONG; SUH; MOON, 2010).
A presença excessiva de radicais, provenientes do tratamento clareador, nos
tecidos pulpares é capaz de promover alterações oxidativas nos aminoácidos que
compõem essas proteínas. Estas reações podem prejudicar de forma permanente
funções cruciais como a produção de enzimas essenciais à hemostasia deste
sistema (CHOUCHANI et al., 2011).
2.6 Rugosidade de Esmalte Dental Pós Clareamento
O uso de peróxido de hidrogênio no clareamento dental é capaz de produzir
efeitos negativos tanto em tecidos moles quanto nos tecidos duros da cavidade oral.
Os efeitos adversos em esmalte podem surgir como aumento da porosidade,
presença de áreas de erosão, depressões e alterações morfológicas permanentes
na superfície do dente (PINTO et al., 2004; MONDELLI et al., 2009).
35
Mudar a cor dos dentes por meio do clareamento dental é resultado obtido
por uma complexa interação físico-química entre as estruturas dentárias e os
agentes clareadores. Entretanto, o mecanismo químico de ação ainda não está
completamente elucidado. Os radicais livres produzidos neste processo penetram
pelas regiões interprismáticas do esmalte e vão reagir, não apenas, com as
moléculas pigmentadas mas também com a matriz orgânica do esmalte. A matriz
orgânica é distribuída em camadas entre as zonas minerais. Ao se remover a matriz
orgânica desta estrutura haverá um aumento na irregularidade superficial do esmalte
(MENDONÇA et al., 2011).
A extrema instabilidade e reatividade dos radicais livres formados a partir do
peróxido de hidrogênio contribuem para a modificação do pH da cavidade oral o que
pode causar inúmeros efeitos a essas estruturas quando do uso prolongado de
materiais clareadores. Um importante efeito negativo advindo desse maior tempo em
meio ácido é a perda de estruturas minerais da superfície do esmalte. Um aumento
na sua rugosidade superficial irá propiciar um acúmulo maior de biofilme microbiano
aumentando o risco para doenças periodontais e lesões cariosas (BAUMGARDNER;
SULFARO, 2001; PINTO et al., 2004; TANIZAWA, 2005; GURSOY et al., 2008;
CHEN et al., 2008; OURIQUE et al., 2011).
Em alguns relatos sobre o tratamento clareador a base de peróxido de
hidrogênio é possível perceber com o uso de um rugosímetro, muitas mudanças
microscópicas na morfologia superficial do esmalte tratado. Com frequência
constatam-se aumento da rugosidade superficial e perda de substâncias minerais.
Esses achados são compartilhados quando se estuda os efeitos desses compostos
em
materiais
restauradores
que
demonstram
comprometimento
das
suas
propriedades físicas e falhas prematuras (OURIQUE et al., 2011).
Pinto et al. (2004) ao estudar o efeito de seis diferentes materiais de
clareamento com formulações, concentrações e protocolos distintos verificaram uma
redução significativa na microdureza bem como, um aumento na rugosidade
superficial do esmalte de forma independente ao material utilizado. Entretanto, o
protocolo de clareamento que utilizou 35% de peróxido de hidrogênio por 7 dias
demonstrou ser o mais agressivo à superfície do esmalte.
36
Nos estudos conduzidos por Mondelli et al. (2009), em dentes bovinos, os
autores perceberam que durante o teste de rugosidade nos grupos tratados com
concentrações e protocolos diferentes de agentes clareadores não foram detectados
alterações morfológicas significativas entre os grupos. Entretanto, após as amostras
sofrerem ciclos de escovações a rugosimetria mostrou-se bastante alterada no grupo
que recebeu o clareamento caseiro. A princípio esses dados contrariaria o senso
comum uma vez que, esse grupo representaria a concentração mais baixa do
agente clareador. A hipótese levantada pelos autores é que tratamentos clareadores
mais longos proporcionariam um maior contato do produto com o esmalte e
causariam alterações morfológicas mais expressivas neste tecido. Já em pesquisas
com superfícies cerâmicas e agentes clareadores desenvolvidas por Ourique et al.
(2011) ficou demonstrado a inércia das porcelanas quando em contato com diversas
concentrações e tempos destes materiais.
Estudos que tratam sobre os efeitos de agentes clareadores sobre a
superfície
do
esmalte
ainda
continuam
controversos.
Existem
inúmeras
metodologias, concentrações, pH, dosagem, protocolos de aplicações, marcas,
critérios de análise de resultados e diferentes tipos de superfícies a serem aplicadas
esses produtos. Desta forma, a universalização dos resultados e a padronização
deste tipo de tratamento diante dessas inúmeras possibilidades tornam-se
temerários (MENDONÇA et al., 2011). Assim, as pesquisas que tratam sobre a
influência dos agentes clareadores sobre a superfície do esmalte dental devem ser
bem conduzidas e delineadas para que possam elucidar de forma efetiva a
condução da prática clínica.
37
3 PROPOSIÇÃO
3.1 Objetivos Gerais
Este trabalho se propõe a avaliar indicativos bioquímicos da atividade
enzimática antioxidante em polpa de dentes humanos submetidos ao clareamento
dental com o uso de fitas clareadoras de auto-aplicação bem como, avaliar a
rugosidade superficial do esmalte.
-
Determinar a atividade enzimática da catalase.
-
Determinar a atividade enzimática da glutationa peroxidase.
-
Analisar os níveis de proteína total
-
Avaliar alterações na rugosidade superficial do esmalte dental.
38
4 METODOLOGIA
4.1 Considerações Éticas
O estudo foi conduzido atendendo às exigências fundamentais estabelecidas
na Resolução de 1996 pelo Conselho Nacional de Saúde das Diretrizes e Normas
Regulamentares de pesquisa envolvendo seres humanos (Resolução n°196/96).
Todos os voluntários receberam um Termo de Consentimento Livre e Esclarecido
(Apêndice), explicando a realização do estudo, os objetivos, riscos e benefícios aos
quais estariam expostos. O projeto foi aprovado pelo Comitê de Ética e Pesquisa da
Universidade Cruzeiro do Sul (UNICSUL-nº 744/112013)(Anexo). Todos os materiais
utilizados neste estudo foram arcados pelo pesquisador evitando-se conflitos de
interesses com a empresa Oral B.
4.2 Critérios de Inclusão e Exclusão
Foram selecionados 6 indivíduos entre 18-25 anos de idade que
apresentavam pelo menos um par de pré-molares
superiores ou inferiores com
indicação de exodontia por razões ortodônticas. Foi utilizado o modelo de boca
dividida. Esta faixa etária determinada tinha como intuito selecionar amostras com
características teciduais semelhantes como a maturação completa do esmalte
dental, fechamento completo do ápice radicular, e especialmente os mesmos
aspectos de organização e capacidade reparadora do complexo dentino-pulpar.
Foram feitos exames clínicos e radiográficos a fim de afastar a presença de lesões
cariosas, comprometimento periodontal e/ou lesões periapicais. As superfícies de
esmalte foram também avaliadas e as unidades que apresentaram qualquer defeito
em sua superfície como trincas e fraturas foram desconsideradas.
4.3 Casuística
Um total de 6 pacientes e 12 dentes foram selecionados, os quais
receberam tratamentos diferentes previamente à exodontia. Estes foram divididos
em 2 grupos , sendo um grupo experimental e outro controle, cada um contendo 6
39
dentes. No grupo experimental (GI-6) foram aplicadas fitas clareadoras (3D White,
crest Whitestrips,Oral-B/Crest ™), contendo peróxido de hidrogênio a 10% ( Figura
1) e o grupo controle (GII-6) recebeu a aplicação de gel a base de água. A exodontia
de ambos os grupos ocorreu após 07 dias de utilização dos produtos.
Figura 1- Embalagem individualizada da fita clareadora de auto-aplicação
utilizada.
4.4 Composição e Instruções de Uso do Agente Clareador
Visando atingir uma maior segurança, eficácia e reprodutibilidade desta
pesquisa, todo o procedimento clareador seguiu as orientações do fabricante das
fitas clareadoras utilizadas neste estudo (Tabela 1).
Tabela1- Composição do gel clareador presente na fita 3D White, Crest
Whitestrips ™ e suas principais funções*
*Dados fornecidos pelo fabricante e disponível no site: www.oralb.com.br
40
Água
Evita que o Carbômero desidrate os dentes
Glicerina
Umectante, aumenta a adesão do gel ao dente
Peróxido de Hidrogênio (10%)
Agente branqueador
Carbômero
Agente gel, proporciona aderência ao gel
Hidróxido de Sódio
Ajusta o pH para o estado neutro
Sacarina Sódica
Melhora o sabor
Instrução de Uso:
1- Não escovar os dentes imediatamente antes de usar o produto;
2- Com as mãos limpas, descolar o plástico da fita e aplicar sobre os dentes
de forma a manter o gel em contato;
3- Alinhar com a margem gengival e pressionar para um bom contato;
4- Usar por 30 minutos, 2 vezes ao dia, durante 7 dias;
5- Após o uso, remover as fitas dos dentes e descartá-las;
6- Retirar o resto do gel com um pano úmido;
7- Não comer ou beber durante o período de ação da fita.
Os pacientes foram instruídos durante o período de tratamento a utilizar pastas
pouco abrasivas e escovas extra-macias afim de não contribuir para o risco de
abrasão do esmalte.
4.5 Procedimentos Clínicos
Diante disto, antes da aplicação dos produtos os dentes não receberam
limpeza em nenhum dos grupos. As fitas foram cortadas e aplicadas de modo a
abranger apenas o dente do grupo experimental. O produto clareador partia da
borda gengival vestibular até o terço médio da face palatina ou lingual e
contemplava ainda toda a extensão mésio–distal da unidade. Foram utilizadas, por
41
unidade do grupo experimental, duas fitas clareadoras por dia, uma em seguida da
outra, que permaneciam por 30 minutos cada uma totalizando uma hora de uso.
Esse procedimento foi realizado sob a supervisão do pesquisador e foi repetido por
7 dias de forma ininterrupta. No mesmo momento o dente do grupo controle recebia
o gel a base de água que permanecia por uma hora, mesmo tempo de exposição do
grupo experimental.
Uma hora após a última aplicação dos produtos, os dentes do grupo
experimental e controle foram extraídos. Para as exodontias dos dentes foram
realizadas as anestesias infiltrativas e papilares locais com uso do agente anestésico
mepivacaína 2% contendo vasoconstrictor. Após as extrações, os dentes foram
lavados com soro fisiológico e secos com gaze, em seguida imersos em um
recipiente contendo solução salina e congelados a uma temperatura de -20ºC.
Etapas experimentais demonstradas nas figuras de 2 a 6.
Figura 2- Fita clareadora de auto-aplicação utilizada em seu aspecto original
contendo uma parte para uso superior e outra para inferior.
42
Figura 3- Imagem da fita clareadora de auto-aplicação individualizada para o
estudo.
Figura 4- Vista vestibular da fita clareadora individualizada e aplicada na
superfície dental do grupo experimental.
Figura 5- Vista oclusal da fita clareadora individualizada e aplicada até o
terço médio da superfície palatina dental do grupo experiment
43
Figura 6- Unidades extraídas 1 hora após o último procedimento
experimental.
4.6 Obtenção das Amostras
Cada dente foi descongelado individualmente em gelo a fim de conservar a
temperatura
do
tecido
multilaminadas em alta
pulpar.
Em
seguida,
utilizando
brocas
cilíndricas
rotação sob refrigeração abundante foram feitos cortes
transversais na junção amelocementária até ficar evidente a parede da câmara
pulpar. A coroa então era separada da raiz manualmente e a polpa removida usando
limas endodônticas tipo Kerr (Figuras 7,8 e 9). As amostras foram homogeneizadas
a 10% em tampão fosfato 0,1 mM de sódio, pH 7,0, rompidas por ultra-som em um
aparelho celular Vibracell (Connecticut, EUA) e centrifugadas rapidamente. A etapa
de centrifugação foi incluída (10000 rpm durante 10 minutos a 4ºC), a fim de eliminar
detritos do homogenato bruto, resultando o precipitado e sobrenadante, que foi
utilizado em análise posterior.
44
Figura 7- Secção transversal Coroa/raiz na junção amelocementária.
Figura 8- Remoção do tecido pulpar.
Figura 9- Tecido pulpar removido e pronto para ser congelado.
45
4.7 Análises Bioquímicas
4.7.1 Determinação da Concentração de Proteína Total
O método utilizado para determinação da concentração de proteína total foi
o colorimétrico de Bradford. Este método baseia-se na ligação de proteínas
presentes no sobrenadante ao reagente Comassie Blue (1 mL da solução: 0.01%
Comassie Blue R-250, 8.5% ácido fosfórico, 4.7% etanol). A absorbância foi
monitorada a 595nm, usando como padrão a solução de albumina bovina sérica.
4.7.2 Determinação da Atividade da Catalase
A decomposição do H2O2 pode ser seguida diretamente pelo decréscimo da
absorbância a 240 nm (= 0,0394 ε240 ± 0,0002 L.mM1cm1). Uma unidade de
catalase é definida como a concentração de enzima necessária para a
decomposição de 1 mol de H2O2 por min a 25 ◦ C. Todas as soluções de ensaio
foram preparados à temperatura ambiente, como descrito por Aebi (Aebi, 1984). O
meio de reação para catalase consistiu de tampão fosfato 0,1 mM, pH 7,4 e 10 mM
H2O2. A reação foi iniciada pela adição de 10 mM H2O2 e absorbância foi monitorada
por 2 min a 240 nm.
4.7.3 Determinação da Atividade da Glutationa Peroxidase (GPx)
A atividade da GPx foi avaliada de acordo com o método descrito por
Mannervik (Mannervik, 1985). A atividade enzimática foi determinada usando 2,5
U/mL de glutationa redutase (GR), 10 mM glutationa reduzida (GSH), 250 mM de
azida sódica (como um inibidor de catalase) e 1,2 mM NADPH na presença de 4,8
mM de tert-butil hidroperóxido usado como substrato. A oxidação do NADPH foi
monitorada a 340 nm por 2 min em 0,2 M de tampão fosfato (pH 7,4) em um 3000
Ultrospec espectrofotômetro (Pharmacia Biotech).
46
4.7.4 Análise da Rugosidade Superficial das Coroas
As coroas após serem separadas da raiz foram armazenadas em solução
salina para não sofrerem desidratação, até o momento da leitura da rugosidade
superficial. Em seguida, cada coroa foi seca com papel absorvente e fixada com
cera utilidade na bancada do aparelho, com a superfície vestibular voltada para
cima. Tanto o grupo experimental quanto o grupo controle passaram pelos mesmos
procedimentos. Assim, cada amostra foi submetida à leitura em aparelho
rugosímetro, modelo SJ-301 (MITUTOYO), para determinação da rugosidade
superficial. O valor considerado foi a média aritmética (Ra) entre os picos e vales
percorridos pela ponta ativa do aparelho, onde o percurso de medição foi de 0,8 mm.
4.8 Análise Estatística
Os dados foram apresentados como média ± erro padrão da média (SEM).
Foi aplicado o teste de Anderson-Darling para a avaliação da distribuição de
freqüência dos dados. Depois de verificada a normalidade da distribuição dos dados,
os parâmetros avaliados dos grupos estudados foram comparados pelo Teste T de
Student bicaudal (Two-tailed). O nível de significância adotado foi de 5% (p≤0,05).
47
5 RESULTADOS
5.1 Concentração de Proteína Total
A Figura 10 apresenta a concentração de proteína total (mg/mL) nos grupos
estudados. O grupo experimental submetido ao clareamento com fitas de auto
aplicação apresentou um decréscimo de 32% na concentração de proteínas totais
quando comparado ao grupo controle o que apresentou-se estatisticamente
significante (p=0,008) .
Figura 10 – Concentração de proteína total (mg de proteína/mL de
homogenado a 5%) do tecido pulpar de dentes humanos dos grupos controle e
submetido
ao
clareamento
com
fita
de
auto-aplicação
(*)
Diferença
estatisticamente significante comparada ao grupo controle, p≤5%.
5.2 Atividade Enzimática da Catalase
A Figura 11 representa a atividade da Catalase (µMol/mg de proteína) nos
grupos estudados. O grupo experimental submetido ao clareamento com fitas de
auto aplicação apresentou um aumento de 44,52% na atividade da catalase quando
48
comparado ao grupo controle o que apresentou-se estatisticamente significante
(p=0,008) .
Figura 11 – Atividade enzimática da Catalase (µMol/mg de proteína) do tecido
pulpar de dentes humanos dos grupos controle e submetido ao clareamento
com fitas de autoaplicação (*) Diferença estatisticamente significante
comparada ao grupo controle, p≤5%.
5.3 Atividade Enzimática da Glutationa Peroxidase
A
Figura
12
representa
a
atividade
da
glutationa
peroxidase
(µMol/H2O2/min/mg de proteína) nos grupos estudados. O grupo experimental
submetido ao clareamento com fitas de auto aplicação apresentou um decréscimo
de 55,1 % na atividade da glutationa peroxidase quando comparado ao grupo
controle o que apresentou-se estatisticamente significante (p=0,0034) .
49
Figura 12 – Atividade enzimática da Glutationa peroxidase (µMol/mg de
proteína) do tecido pulpar de dentes humanos dos grupos controle e
submetido
ao
clareamento
com
fitas
de
autoaplicação
(*)
Diferença
estatisticamente significante comparada ao grupo controle, p≤5%.
5.4 Rugosidade superficial do esmalte
O valor da rugosidade superficial do esmalte foi avaliado nos dois grupos da
pesquisa. De acordo com a Figura 13, não houve diferença estatisticamente
significante entre os grupos estudados. Os valores de rugosidade superficial (RA)
foram
0,84±0,03
e
0,82±0,02
respectivamente, (p=0,633).
para
os
grupos
controle
e
experimental,
50
Figura 13 – Rugosidade superficial (Ra) da superfície das coroas de dentes
humanos dos grupos controle e submetido ao clareamento com fitas de autoaplicação.
Na Tabela 2 é possível observar os valores de p de acordo com o teste T de
Student bi-caudal quanto aos parâmetros: concentração da proteína total (mg/mL),
atividade enzimática da catalase (µMol/mg de proteína) e da glutationa peroxidase
(mU/mg de proteína) do tecido pulpar e a rugosidade superficial (Ra) da superfície
das coroas de dentes humanos dos grupos controle e submetido ao clareamento
com fitas de auto-aplicação.
51
Tabela 2 – Concentração de proteína total total (mg de proteína/mL de
homogenado a 5%), atividade enzimática da catalase (µMol/mg de proteína) e
da glutationa peroxidase (mU/mg de proteína) do tecido pulpar e rugosidade
superficial (Ra) da superfície das coroas de dentes humanos dos grupos
controle e submetido ao clareamento com fitas de autoaplicação. Valores de P
de acordo com o teste T de Student bi-caudal.
Glutationa
Proteína
Catalase
Controle
0,65 ± 0,13
39,0 ± 16,9
261,2 ± 74,2
0,84 ± 0,03
Clareamento
0,44 ± 0,07
73,0 ± 15,1
117,2 ± 62,0
0,82 ± 0,02
p value
0,008*
0,008*
0,0034*
0,633
Peroxidase
Rugosidade
52
6 DISCUSSÃO
O clareamento eficaz é aquele em que o agente clareador é capaz de
difundir-se entre os tecidos e por meio da oxidação das moléculas pigmentantes
garantir dentes mais claros. Este processo ocorre graças ao baixo peso molecular
destes produtos. Entretanto, como conseqüência, é possível perceber, em alguns
estudos, a presença desses agentes na polpa dental (BRISO et al., 2010; REIS et
al., 2011; BONAFÉ et al., 2013).
O tecido pulpar é composto por moléculas bioativas responsáveis por
diversas funções dentre elas, a formação da sua matriz extracelular. Aminoácidos,
lipídios, carboidratos, polipeptídeos, glicoproteínas e glicolipídeos constituem a parte
amorfa da polpa. Alterações deste sistema podem comprometer funções reguladoras
cruciais como a diferenciação, maturação e proliferação celular, a vascularização e
nutrição bem como, a debelação de resíduos tóxicos (GOLDERBERG et al., 2009).
A polpa dental, assim como todo tecido conjuntivo possui mecanismos de
defesa contra agentes agressores porém, por encontrar-se em uma câmara fechada
e inflexível a sua resposta final pode ser expressivamente ampliada a depender do
tipo, grau e duração do estímulo (NEVILLE et al., 2004).
O principal agente utilizado em clareamentos dentais é o peróxido de
hidrogênio (H2O2). Este produto é indicado tanto para procedimentos efetuados em
consultório como para os caseiros, aqueles conduzidos pelos próprios pacientes
(DAHL; PALLESEN, 2003; FERREIRA et al., 2007; LI, 2011). A preocupação atual
no entanto, é com o livre comércio de produtos destinados ao clareamento de forma
auto-aplicável sem a orientação e o supervisionamento dos dentistas.
Na presente pesquisa, utilizou-se as fitas de auto-aplicação com gel de
peróxido de hidrogênio a 10% (3D White, crest Whitestrips, Oral-B/Crest ™), pelo
fato deste poder ser comprado livremente em farmácias sem a necessidade de
indicação profissional. Esta apresentação não apresenta agentes dessensibilizantes,
dispensa o uso de moldeiras e permite a livre aplicação.
53
Deste modo, esse trabalho avaliou alterações superficiais no esmalte e o
comportamento do sistema antioxidante pulpar em dentes humanos quando do uso
destas fitas clareadoras auto-aplicáveis. Os resultados mostraram que esse
procedimento provocou alterações oxidativas representadas pela queda na
concentração de proteínas totais do grupo experimental. Ainda assim, os dados
indicaram que o sistema antioxidante da polpa reagiu aumentando os níveis da
enzima catalase a fim de evitar uma destruição excessiva tecidual (VIEIRA, 2012).
As análises de rugosidade não apresentaram significância para as mudanças
superficiais dos esmaltes estudados.
O processo para o clareamento exige que o peróxido de hidrogênio
difundido seja decomposto e que libere radicais livres (HANKS et al.,1993;
CAMARGO et al., 2007). Desta forma, os íons hidroxilas e outras espécies reativas
do oxigênio podem dar início a um processo oxidativo das cadeias fosfolipídicas
presentes na membrana celular lisossômica e citoplasmática e causar uma reação
autocatalítica, podendo levar desde um estresse oxidativo até à morte celular
(KANNO et al., 2003; KAWAMOTTO; TSUJIMOTO, 2004; FUKUYAMA et. al., 2008;
KINA et al., 2010; WALSH, 2000).
Para que ocorra o estresse oxidativo é preciso que aconteça um
desequilíbrio entre a produção de radicais livres e a ativação de compostos
antioxidantes (KOHEN; NYSKA, 2002; SONG; SUH; MOON, 2010). Neste estudo foi
possível observar uma queda significativa na concentração de proteínas totais do
grupo experimental. Isto nos permite deduzir que houve penetração de subprodutos
do clareamento na polpa dental, mas não podemos afirmar que ocorreu um dano
oxidativo permanente.
As análises bioquímicas dos níveis de proteína total no tecido pulpar são um
indicador importante para a presença de injúria. A presença de espécies reativas de
oxigênio quando não neutralizadas promovem alterações nos aminoácidos que
compõem as proteínas (CHOUCHANI et al., 2011).
A queda na concentração das proteínas totais pode ser justificada também
pela redução dos grupamentos de tióis livres que reagem com esses substratos de
forma a conter os danos (ARAÚJO, 2012). Assim como, o aumento da concentração
54
da catalase estaria relacionado com a estimulação do sistema antioxidante
enzimático (ATMACA et al., 2004; KOBAYASHI; YAMAMOTO, 2006; GHIBU et al.,
2009; ARAÚJO, 2012).
A glutationa reduzida é o tripeptídeo do tipo cisteína mais abundante no
meio intracelular. Quando há um estresse oxidativo ocorre um excesso na produção
da Glutationa oxidada o que favorece a formação de dissulfetos que são
responsáveis por oxidar mais proteínas. Portanto, os resultados desta pesquisa
sugerem que a queda nos níveis de proteína pode estar associada a alterações no
ciclo da glutationa com redução na atuação da glutationa peroxidase (ROVER
JÚNIOR et al., 2001).
A comparação entre os resultados sobre a concentração de proteína total
deste trabalho com os achados de Araújo (2012) mostraram diferenças. No grupo
que utilizou o peróxido de hidrogênio a 10% observou-se um decréscimo
estatisticamente significante nesta concentração, enquanto o que usou o peróxido
de hidrogênio a 38% manteve-se inalterado. Estes dados podem ser explicados pela
diferença de tempo em que os dentes foram extraídos. O grupo que foi submetido a
aplicação com 10% do H2O2 sofreu exodontia após, apenas, uma hora de uso do
produto enquanto que, no grupo
que utilizou o H2O2 a 38% os dentes foram
extraídos somente após 24horas. Assim, pode-se sugerir que em uma hora a
velocidade de reação do sistema antioxidante celular não foi suficiente para evitar a
desnaturação de proteínas. Entretanto, em 24 horas o sistema antioxidante pulpar
mostrou-se eficaz e com grande poder regenerativo.
A catalase e a glutationa peroxidase desempenham papel crucial no controle
enzimático sobre a concentração do peróxido de hidrogênio no corpo humano
(TORRES et al., 2006). Por necessitar de pouca energia no processo de
decomposição do H2O2 a catalase reage de forma rápida e a sua atividade sempre
será proporcional a quantidade deste substrato (SINENSKY et al.,1995). Apesar de
também participar da redução do peróxido de hidrogênio transformando-o em água e
oxigênio o caminho utilizado pela Glutationa peroxidase é mais lento e complexo
(FERREIRA; MATSUBARA, 1997).
55
Os resultados deste trabalho mostraram que houve um aumento substancial
na concentração da catalase e queda significativa nos níveis da glutationa
peroxidase. A coerência desses dados pode ser entendida quando avaliamos o
tempo decorrido para a obtenção dessas amostras e também o conhecimento do
papel enzimático da catalase e da glutationa peroxidase.
Por tratar-se de um tempo curto, de apenas uma hora, e tendo o
conhecimento que a capacidade de reação da catalase é mais rápida que o da
glutationa peróxidase é esperado que a atividade da CAT, neste período, esteja
aumentada. Uma outra explicação sobre a redução da glutationa peroxidase pode
ser feita pelo fato dessas enzimas competirem pelo mesmo substrato que é o
peróxido de hidrogênio. Portanto, se existe uma quantidade de H2O2 no tecido pulpar
e a produção e ligação da catalase é mais imediata e aguda, provavelmente, por
falta de substrato livre a glutationa peroxidase não tenha sido estimulada neste curto
período (BOWLES; BURNS,1992; ESPÓSITO et al., 2003-a,b).
Apesar da função da glutationa peroxidase também ser a de reduzir o H 2O2
em oxigênio e água, o seu mecanismo de ação depende do ciclo redox da glutationa
que envolve a glutationa reduzida e a oxidada (FERREIRA; MATSUBARA, 1997).
Desta forma, diferentemente da reação quase que instantânea da catalase, a
glutationa necessita da mobilização de outros substratos para que ela possa
degradar o peróxido de hidrogênio e assim, embora seja considerada uma das
primeiras barreiras de proteção do organismo contra os efeitos oxidativos deste
produto ainda apresenta uma reação mais lenta que a da catalase (SINENSKY et
al.,1995).
Embora a catalase seja encontrada em maior concentração em tecidos
pulpares com processo inflamatório instalado quando comparada à polpa hígida,
alguns estudos afirmam que esta enzima concentra-se ainda mais em pulpites
reversíveis que nas irreversíveis (ESPÓSITO et al., 2003-b). Assim, pelos resultados
encontrados neste trabalho, pode-se imaginar que apesar dos sinais evidentes de
alterações nos tecidos estudados nesta primeira hora, evidências científicas
mostram que essas reações podem ter ocorrido de maneira transitória.
56
Sabe-se que a grande instabilidade e reatividade dos radicais livres
formados a partir do peróxido de hidrogênio podem produzir efeitos negativos tanto
nos tecidos moles quanto nos tecidos mineralizados (SCHIAVONI et al., 2006;
CAMARGO et al., 2007). As conseqüências no esmalte podem surgir como um
aumento da porosidade, como pequenas erosões e depressões até atingir
alterações morfológicas permanentes (KWON et al., 2002; MONDELLI et al., 2004;
PINTO et al., 2009).
Nesta pesquisa, todas as superfícies de esmalte pertencentes aos dois
grupos passaram pela análise com o rugosimetro e não apresentaram diferenças
representativas. Estes achados corroboram com os apresentados por Araújo (2012).
A baixa concentração do peróxido de hidrogênio apesar de conseguir
penetrar no tecido pulpar não foi capaz de provocar alterações superficiais nos
esmaltes estudados. Estes achados são diferentes dos encontrados por Vieira
(2012) que executaram as exodontias no mesmo período de tempo. A concentração
do peróxido de hidrogênio em 38% pode ter contribuído para os seus achados.
A presença de fluoreto de sódio no agente clareador a base de peróxido de
hidrogênio favorece a formação de cristais de fluoreto de cálcio e hidroxiapatita
fluoretada na superfície do esmalte o que aceleraria o processo de remineração. Os
materiais clareadores compostos por fluoretos produzem menor desmineralização e
menos interferências na microdureza do esmalte (TANIZAWA, 2005; CHEN et al.,
2008).
A indicação do Flúor neutro pós clareamento mostrou-se capaz de não só
proteger a superfície do esmalte contra desmineralizações, mas também, de
estimular a liberação de agentes antioxidantes não enzimáticos pela saliva. O ácido
úrico e a glutationa auxiliariam na redução dos radicais livres liberados pela oxidação
do peróxido de hidrogênio (LEITE et al., 2012a).
Assim, entendendo que para o processo clareador ser eficaz ele precisa
penetrar pelos tecidos dentais e que a polpa representa a parte crítica neste
mecanismo de ação, outros estudos científicos a esse respeito devem ser
conduzidos. As alterações encontradas neste estudo não são suficientes para se
57
afirmar com segurança que houve por parte dos tecidos estudados injúrias
permanentes. A dosagem de outros parâmetros como os de tióis, carbonilas e a
avaliação da presença de peroxidações lipídicas seriam interessantes para garantir
com segurança o grau de comprometimento tecidual. Além disso, a análise desse
efeito clareador por um tempo mais prolongado poderia facilitar a compreensão
completa sobre o mecanismo de reação antioxidante e regenerativa dos tecidos
estudados.
No entanto, este estudo deixa claro que o produto clareador de autoaplicação testado e de livre comercialização pode interferir na homeostase pulpar
dos dentes. Dessa forma, a utilização supervisionada desse produto por um dentista
capacitado é de extrema importância para inibir efeitos indesejáveis à saúde
daqueles que buscam dentes mais claros.
58
7 CONCLUSÕES
De acordo com os resultados obtidos, pode-se concluir que:
1. Houve um decréscimo significante nas concentrações de proteína total.
2. O sistema de defesa antioxidante pulpar reagiu a exposição ao peróxido de
hidrogênio com um aumento significativo na atividade da Catalase.
3. O uso de fitas clareadoras reduziu a atividade enzimática da glutationa
peroxidase.
4. As fitas de auto-aplicação contendo 10% de gel de peróxido de hidrogênio
não foram responsáveis por aumentar a rugosidade superficial das coroas do
grupo experimental.
59
REFERÊNCIAS
Alaçam A, Tulunoglu O, Oygur T, Bilici S. Effects of topical catalase application on
dental pulp tissue: a histopathological e evaluation. J Dent. 2000;28(5):333-9.
Al Shethri S, Matis BA, Cochran MA, Zekonis R, Stropes M. Aclinical evaluation of
two in-office-bleaching products. Oper Dent. 2003;28:488-95.
Allavena P, Sica A, Solinas G, Porta C, Mantovanii A. The inflammatory micro
environment in tumor progression: the role of tumor-associated macrophages. Crit
Rev Oncol Hematol. 2008;66(1):1-9.
Anderson DG, Chiego DJ Jr, Glickman GN, McCauley LK. A clinical assessment of
the effects of 10% carbamide peroxide gel on human pulp tissue. J Endod. 1999;
25:247-50.
Araújo CP. Avaliação de indicativos bioquímicos de dano pulpares em dentes
humanos submetidos ao clareamento dental com peróxido de hidrogênio a
38% [tese]. São Paulo: Unicsul; 2012.
Atmaca G. Antioxidant effects of sulfur-containing amino acids. Yonsei Med J. 2004;
45:776-88.
Auschill TM, Hellwig E, Schmidale S, Sculean A, Arweiler NB. Efficacy, side-effects
and patients’acceptance of different bleaching techniques (OTC, in-office, at-home).
Oper Dent. 2005;30(2):156-63.
Ballatori N, Krance SM, Notenboorn S, Shi S, Tieu K, Hammond CL. Glutathione
dysregulation and the etiology and progression of human diseases. Biol. Chem.
2009;390:191-214.
Baratieri LN e colaboradores. Odontologia restauradora: fundamentos e
possibilidades. São Paulo: Santos Livraria Editora; 2001.
Barbosa KBF, Costa NMB, Alfenas RCG, De Paula SO, Minim VPR, Bressan J.
Estresse oxidativo: conceito, implicações e fatores moduladores. Rev Nutr. 2010;23
(4):629-43.
Barkhordar RA, Ghani P, Russell TR, Hussain MZ. Interleukin-1ß activity and
collagen synthesis in human dental pulp fibroblasts. J Endod. 2002;28:157-9.
Basset C, Holton J, O'Mahony R, Roitt I. Innate immunity and pathogen-host
interaction. Vaccine. 2003;21(2):12-23.
Baumgardner KR, Sulfaro MA. The anti-inflammatory effects of human recombinant
copper–zinc superoxide dismutase on pulp inflammation. J of Endodontics.
2001;27:190-5.
60
Benetti AR, Valera MC, Mancini MN, Miranda CB, Balducci I. In vitro penetration of
bleaching agents into the pulp chamber. Int Endod J. 2004;37:120-4.
Bernard K, Krause KH. The NOX family of ROS-generating NADPH oxidases:
physiology and pathophysiology. Physiol Rev. 2007;87(1):245-313.
Biteau B, Labarre J, Toledano MB. A TP-dependent reduction of cysteine-sulphinic
acid by S. cerevisiae sulphiredoxin. Nature. 2003;425:980-4.
Bonafé E, Bacovis CL, Iensen S, Loguercio AD, Reis A, Kossatz S. Tooth sensitivity
and efficacy of in-office bleaching in restored teeth. J Dent. 2013 Apr;41(4):363-9.
Bowles AR, Burns Jr H. Catalase/peroxidase activity in dental pulp. J Endod. 1992;
18(11):527-9.
Bradford MM. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram
quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical
Biochemistry. 1976;72:248-54.
Briso ALF, Fonseca MSM, de Almeida LCAG, Mauro SJ, dos Santos PH. Color
alteration in teeth subjected to different bleaching techniques. Laser Physics.
2010;20:2066-9.
Bruzell EM, Johnsen B, Aalerud TN, Dahl JE, Christensen T. In vitro efficacy and risk
for adverse effects of light-assisted tooth bleaching. Photochem Photobiol Sci.
2009;8(3):377-85.
Buchalla W, Attin T. External bleaching therapy with activation by heat, light or laser
- a systematic review. Dent Mater. 2007;23:586-96.
Camargo SE, Valera MC, Camargo CH, Gasparoto Mancini MN, Menezes MM.
Penetration of 38% hydrogen peroxide into the pulp chamber in bovine and human
teeth submitted to office bleach technique. J Endod. 2007;33:1074-7.
Carrasco TG, Carrasco-Gueriso-Li LD, Fröner IC. In vitro study of the pulp chamber
temperature rise during light-activated bleaching. J. Appl. Oral Sci. 2008;16:355-9.
Chang YC, Yang SF, Hsieh YS. Regulation of matrix metalloproteinase-2 production
by cytokines and pharmacology agents in human pulp cell cultures. J Endod. 2001;
27:679-82.
Chen ZH, Yoshida Y, Saito Y, Niki E. Adaption to hydrogen peroxide enhances PC12
cell tolerance against oxidative damage. Neurosci Lett. 2005;383:256-9.
Chen HP, Chang CH, Liu JK, Chuang SF, Yang JY. Effect of fluoride containing
bleaching agents on enamel surface properties. J Dent. 2008;36(9):1074-7.
Chen J, Zhou X-q, Feng L, Liu Y, Jiang J. Effects of glutamine on hydrogen peroxideinduced oxidative damage in intestinal epithelial cells of Jian carp (Cyprinus
carpiovar.Jian). Aquaculture. 2009;288:285-9.
61
Chouchani ET, James AM, Fearnley IM, Lilley KS, Murphy MP. Proteomic
approaches to the characterization of protein thiol modification. Curr Opin in Chem
Biol. 2011;15:120-8.
Chung K, Lee SJ, Chung SM, Lee MY, Bae ON, Chung JH. Generation of free radical
by interaction of iron with thiols in human plasma and its possible significance.
Thromb Res. 2005;116:157-64.
Clarkson PM, Thompson HS. Antioxidants: what role do they play in physical activity
and health? Am J Clin Nutr. 2000;72(2):637-46.
Cohen SC, Chase C. Human pulpal response to bleaching procedures on vital teeth.
J Endod. 1979;5:134-8.
Coldebella CR, Ribeiro APD, Sacono NT, Trindade FZ, Hebling J, Costa CAS.
Indirect cytotoxicity of a 35% hydrogen peroxide bleaching gel on cultured
odontoblast-like cells. Braz Dent J. 2009;20:267-74.
Conceição EN e colaboradores. Restaurações estéticas: compositos, cerâmicas e
implantes. Porto Alegre: Artmed; 2005.
Cooper PR, Takahashi Y, Grahan LW, Simon S, Imazato S, Smith AJ. Inflammationregeneration interplay in the dentine-pulp complex. J Dentistry. 2010;38:687-97.
Costa C, Miyagi SPH, Santos M, Machado MEL, Marques MM. Dental pulp vascular
permeability changes induced by dental bleaching. Braz. Arch. Biol. Technol. 2012;
55(1):55-60.
Costa CAS, Riehl H, Kina JK, Sacono NT, Hebling J. Human pulp responses to inoffice tooth bleaching . Oral Surg Oral Med Pathol Oral Radiol Endod. 2010;
109(4):59-64.
Costa CM, Santos RCC, Lima ES. A simple automated procedure for thiol
measurement in human serum samples. J Bras Patol Med. 2006;42(5):345-50.
Costa CAS, Huck C. Efeitos citotóxicos e biocompatibilidade de agentes clareadores
usados na odontologia: uma revisão de literatura. Robrac. 2006;15(39):3-14.
Craig JP, Supeene L. Tooth Whitening: efficacy effects and biological safety. Probe
Scientific J.1999;33:169-74.
D’Autreaux B, Toledano MB. ROS as signalling molecules:mechanisms that generate
specificity in ROS homeostasis. Nat Rev Mol Cell Biol. 2007;8:813-24.
Dahl JE, Pallesen U. Tooth bleaching--a critical review of the biological aspects. Crit
Rev Oral Biol Med. 2003;14:292-304.
Dalle-Donne I, Aldini G, Carini M, et al. Protein carbonylation, cellular dysfunction,
and disease progression. J Cell Mol Med. 2006;10(2):389-406.
Dantas CM G, Vivan CL, Ferreira LS, de Freitas PM, Marques MM. In vitro effect of
62
low intensity laser on the cytotoxicity produced by substances released by bleaching
gel. Braz Oral Res. 2010;24(4):460-6.
Davidi MP, Hadad A, Weiss EI, Domb A, Mizrahi B, Sterer N. The effect of a mild
increase in temperature on tooth bleaching. Quint Int. 2008;39:771-5.
de Souza Costa CA, Riehl H, Kina JF, Sacono NT, Hebling J. Human pulp
responses to in-office tooth bleaching. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol
Endod. 2010;109:59-64.
Dederich DN, Bushick RD. Lasers in dentistry: separating science from hype. J Am
Dent Assoc. 2004;135(2):204-12.
Devasagayam TPA, Tilak JC, Boloor KK, Sane KS, Ghaskadbi SS, Lele RD. Free
radicals and antioxidants in human health: current status and future prospects. J
Assoc Physicians India. 2004;52:794-804.
Dias Ribeiro AP, Sacono NT, Lessa FC, Nogueira I, Coldebella CR, Hebling J, et al.
Cytotoxic effect of a 35% hydrogen peroxide bleaching gel on odontoblast-like
MDPC-23 cells. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod. 2009;108(3):
458-64.
Drent M, Cobben NAM, Henderson RF, Wouters EFM, Dieijen-Visser M. Usefulness
of lactate dehydrogenase and its isoenzymes as indicators of lung damage or
inflammation. Eur Respir J. 1996;9:1736-42.
Dryden Jr GW, Deauciuc I, Arteel G, McClain CJ. Clinical implications ofoxidative
stress and antioxidant therapy. Curr Gastroenterol Rep. 2005;7:308-16.
Donly KJ, Gerlach RW. Clinical trials on the use of whitening strips in children and
adolescents. Gen Dent. 2002;50:242-5.
Eimar H, Siciliano R, Abdallah MN, Nader SA, Amin WM, Martinez PP, et al.
Hydrogen peroxide whitens teeth by oxidizing the organic structure. J Dentistry.
2012 Dec;40(2 Suppl):25-33.
Eldeniz AU, Usumez A, Usumez S, Ozturk N. Pulpal temperature rise during lightactivated bleaching. J Biomed Mater Res B Appl BioMater. 2005;72(2):254-9.
Erel O. A novel automated method to measure total antioxidant response against
potent free radical reactions. Clin Biochem. 2004;37:112-9.
Esposito P, Varvara G, Murmura G, Terlizzi A, Caputi S. Ability of healthy and
inflamed human dental pulp to reduce hydrogen peroxide. Europ J Oral Sci. 2003a;
111(5):454-6.
Esposito P, Varvara G, Murmura G, Terlizzi A, Caputi S. Catalase activity in human
healthy and inflamed dental pulps. Int Endod J. 2003b;36(9):599-603.
Fang YZ, Yang S, Wu G. Free radicals, antioxidants, and nutrition. Nutrition. 2002;
18:872-9.
63
Ferrari CKB. Functional foods, herbs and nutraceuticals: towards biochemical
mechanisms of healthy aging. Biogerontology. 2004;5(5):275-9.
Ferrari M, Kugel G, Cagidiaco MC, Barker ML, Gerlach RW. Clinical trial evaluating
the peroxide concentration response of whitening strips over 28 days. American
Journal of Dentistry. 2004;17:291-4.
Ferreira ALA, Matsubara LS. Radicais livres: conceitos, doenças relacionadas,
sistema de defesa e estresse oxidativo. RAMB. 1997;43(1):61-8.
Ferreira LM. Clareamento de dentes vitais: técnica caseira [tese]. Piracicaba:
UNICAMP; 2007.
Forman HJ, Torres M. Redox signaling in macrophages. Mol Aspects Med. 2001;22:
189-216.
Fugaro JO, Nordahl I, Matis BA, Mjör IA. Pulp reaction to vital bleaching. Operative
Dentistry. 2004;29(4):363-8.
Fukuyama Y, Ohta K, Okoshi R, Kizaki H, Nakagawa K. Hydrogen peroxide induces
expression and activation of AMP-actived protein kinase in a dental pulp cell line. Int
End J. 2008;41:197-203.
Galli, F. Piroddi M, Annetti C, Aisa C, Floridi E. Oxidative stress and reactive oxygen
species. Contrib Nephrol. 2005;149:240-60.
Gerlach RW, Tucker HL, Anastasia MK, Barker ML. Clinical trial comparing two
hydrogen peroxide whitening systems: strips versus pre- rinse. Compend Contin
Educ Dent. 2005;26:874-8.
Gerlach RW, Barker ML, Tucker HL. Clinical response of three whitening products
having different peroxide delivery: comparison of tray, paint-on gel, and dentifrice. J
Clin Dent. 2004;15:112-7.
Gerlach RW, Barker ML. Clinical response of three direct-to-consumer whitening
products: strips, paint-on gel and dentifrice. Compend Contin Educ Dent.
2003;24:458-70.
Gerlach RW, Gibb RD, Sagel PA. A randomized clinical trial comparing a novel 5.3%
hydrogen peroxide whitening strip to 10%, 15%, and 20% carbamide peroxide traybased bleaching systems. Compend Contin Educ Dent. 2000;21:S22-S28.
Gerlach RW, Barker ML, Sagel PA. Comparative efficacy and tolerability of two
direct-to-consumer tooth whitening systems. Am J Dent. 2001;14:267-72.
Gerlach RW, Zhou X. Vital bleaching with whitening strips: summary of clinical
research on effectiveness and tolerability. J Contemp Dent Pract. 2001;2:1-16.
Ghibu S, Richard C, Vergely C, Zeller M, Cottin Y, Rochette L. Antioxidant properties
of an endogenous thiol: alpha-lipoic acid, useful in the prevention of cardiovascular
diseases. J Cardiovasc Pharmacol. 2009;54(5):391-8.
64
Gokay O, Mujdeci A, Algin E. In vitro peroxide penetration into the pulp chamber from
newer bleaching products. Int Endod J. 2005;38:516-20.
Gokay O, Mujdeci A, Algın E. Peroxide penetration into the pulp from whitening
strips. J Endod. 2004;30:887-9.
Gokay O, Yilmaz F, Akin S, Tunçbìlek M, Ertan R. Penetration of the pulp chamber
by bleaching agents in teeth restored with various restorative materials. J Endod.
2000;26:92-4.
Goldberg M, Grootveld M, Lynch E. Undesirable and adverse effects of toothwhitening products: a review. Clin Oral Investig. 2010;14(1):1-10.
Goldberg M, Six N, Chaussain C, DenBesten P, Veis A, Poliard A. Dentin
extracellular matrix molecules implanted into exposed pulps generate reparative
dentin: a novel strategy in regenerative dentistry. J Dent Res. 2009;88(5):396-9.
Goldberg M, Smith AJ. Cells and extracellular matrices of dentin and pulp: a
biological basis for repair and tissue engineering. Crit Rev in Oral Biol and Med.
2004;15:13-27.
Green K, Brand MD, Murphy MP. Prevention of mitochondrial oxidative damage as a
therapeutic strategy in diabetes. Diabetes. 2004;53(1):110-8.
Gurgan S, Carkir FY, Yazici E. Different light-activated in-office bleaching systems: a
clinical evaluation. Lasers in Med Sci. 2009;25(6):817-22.
Gursoy UK, Eren DI, Bektas OO, Hurmuzlu F, Bostanci V, Ozdemir H. Effect of
external tooth bleaching on dental plaque accumulation and tooth discoloration. Med
Oral Patol Oral Cir Bucal. 2008;13(4):E266-9.
Gusman H, Santana RB, Zehnder M. Matrix metalloproteinase levels and
gelatinolytic activity in clinically healthy and inflamed human dental pulps. Eur J Oral
Sci. 2002;110:353-7.
Hahn CL, Liewehr FR. Innate immune responses of the dental pulp to caries. J.
Endod. 2007;33:643-51.
Halliwell B, Gutteridge JMC. Free radicals in biology and medicine. J of Free
Radicals in Biol & Med. 2007;1(4);1985:331-2.
Halliwell B, Gutteridge JM. Free radicals in biology and medicine. J of Free Radicals
in Biol & Med.1999;2(5):221-5.
Halliwell B, Gutteridge JMC. Role of free radicals and catalytic metal ions in humans
disease: an overview. Methods Enzymol. 1990;186(1):1-85.
Halliwell B, Whiteman M. Measuring reactive species and oxidative damage in vivo
and in cell culture: how should you do it and what do the results mean? Br J
Pharmacol. 2004;(142):231-55.
65
Halliwell B. Oxidative stress, nutrition and health: exper-imental strategies for
optimization of nutritional antiox-idant intake in humans. Free Radic Res. 1996;
25:57-74.
Hanks CT, Fat JC, Wataha JC, Corcoran JF. Cytotoxicity and dentin permeability of
carbamide peroxide and hydrogen peroxide vital bleaching materials, in vitro. J of
Dental Research. 1993;72:931-8.
Haywood VB. Nightguard vital bleaching: current concepts and reserch. J Am Dent
Assoc.1997;128:19-25.
Haywood VB, Heymann HO. Nightguard vital bleaching. Quintessence Int.1989;20
(3):173-6.
Hein DK, Ploeger BJ, Hartup JK, Wagstaff RS, Palmer TM, Hansen LD. In-office vital
tooth bleaching - what do lights add? Compend Contin Educ Dent. 2003;24(4A):
340-52.
Hernández Guerreiro JC, Jiménez-Farfán MD, Lopez-Salgado A, Barker ML, Gerlach
RW. Professional whitening strips in a university population. AM J Dent.
2007;20:15A-18A.
Holland GR. Morphological features of dentine and pulp related to dentine sensitivity.
Arch.Oral Biol. 1994;39:3-11.
Hutchison KA, Matic G, Meshinchi S, Bresnick EH, Pratt WB. Redox manipulation of
DNA binding activity and BuGR epitope reactivity of the glucocorticoid receptor. J
Biol Chem. 2002;266:10505-9.
Inoue M, Sato EF, Nishikawa M, et al. Mitochondrial generation of reactive oxygen
species and its role in aerobic life. Curr Med Chem. 2003;10(23):2495-505.
Izumi T, Kobayashi I, Okamura K, Sakai H. Immunohistochemical study on the
immunocompetent cells of the pulp in human non-carious and carious teeth. Arch of
Oral Biol. 1995;40:609-14.
Johnson AT, Kaufmann Y, Luo S, Babb K, Hawk R, Klimberg VS. Gut glutathione
metabolism and changes with 7, 12-DMBA and glutamine. J. Surg. Res. 2003;115:
242-6.
Joiner A, Hopkinson I, Deng Y, Westland S. A review of tooth colour and whiteness.
J of Dentistry. 2008;36:2-7.
Joiner A. The bleaching of teeth: a review of the literature. Journal of Dentistry.
2006;34:412-9.
Kanno S, Shouji A, Asou K, Ishikawa M. Effects of naringin on hydrogen peroxideinduced cytotoxicity and apoptosis in P388 cells. J of Pharmacol Sci. 2003;92:16670.
Karpinia KA, Magnusson I, Sagel PA, Zhou X, Gerlach RW. Vital bleaching with two
66
at-home professional systems. Am J Dent. 2002;15:13A-18A.
Kashima-Tanaka M, Tsujimoto Y, Kawamoto K, et al. Generation of free radicals
and/or active oxygen by light or laser irradiation of hydrogen peroxide or sodium
hypochlorite. J Endod. 2003;29(2):141-3.
Kawamoto K, Tsujimoto Y. Effects of the hydroxyl radical and hydrogen peroxide on
tooth bleaching. J Endod. 2004;30(1):45-50.
Kerezoudis NP, Olgart L, Fried K. Localization of NADPH-diaphorase activity in the
dental pulp, periodontium and alveolar bone of the rat. Histochemistry. 1993;
100:319-22.
Khansari N, Shakiba Y, Mahmoudi M. Chronic Inflammation and oxidative stress as a
major cause of age-related diseases and cancer. Recent Patents on InflaM &
Allerg Drug DiscoV. 2009;3(1):73-80.
Kina JF, Huck C, Riehl H, Martinez TC, Sacono NT, Ribeiro APD, et al. Response of
human pulps after professionallyapplied vital tooth bleaching. Int Endod J. 2010;
43:572-80.
Kobayashi M, Yamamoto M. Nrf2-Keap1 regulation of cellular defense mechanisms
against electrophiles and reactive oxygen species. Adv Enzyme Regul. 2006;
46:113-40.
Kohen R, Nyska A. Oxidation of biological systems: oxidative stress phenomena,
antioxidants, redox reactions, and methods for their quantification. Toxicol Pathol.
2002;6:620-50.
Kokkas A, Goulas A, Stavrianos C, Anogianakis G. The role of cytokines in pulp
inflammation. J Biol Regul Homeost Agents. 2011;25:303-11.
Kowaltowski AJ, Castilho RF, Vercesi AE. Mitochondrial permeability transition and
oxidative stress. FEBS Letters. 2001;495(12):1-5.
Kurgel G, Ferreira S. The art and science of tooth whitening. J Mass Dent Soc.
2005;53(4):34-7.
Kwon YH, Huo MS, Kim KH, Kim SK, Kim YJ. Effects of hydro-gen peroxide on the
light reflectance and morphology of bovine enamel. J Oral Rehabil. 2002;29:473-77.
Law AS, Baumgardner KR, Meller ST, Gebhart GF. Localization and changes in
NADPH-diaphorase reactivity and nitric oxide synthase immunoreactivity in rat pulp
following tooth preparation. J Dent Res.1999;78:1585-95.
Lee DS, Li B, Kim KS, Jeong GS, Kim EC, Kim YC. Butein protects human dental
pulp cells from hydrogen peroxise-induced oxidative toxicity via Nrf2 pathway-depent
heme oxygenase-1 expressions. Toxicology in Vitro. 2013;27:874-81.
67
Leite MF, De Lima A, Massuyama MM, Otton R. In vivo astaxanthin treatment
partially prevents antioxidant alterations in dental pulp from alloxan-induced diabetic
rats. Int Endod J. 2010;43(11):959-67.
Leite MF, Ganzerla E, Marques MM, Nicolau J. Diabetes induces metabolic
alterations in dental pulp. J Endod. 2008;34(10):1211-4.
Leite MF, Lima AM, Otton R. Combination of astaxanthin and fish oil supplementation
alters antioxidant enzyme profile of dental pulp tissue. Int Endod J. 2012;
45(12):1109-15.
Leonard RH Jr, Smith LR, Garland GE, Tiwana KK, Zaidel LA, Pugh G Jr, et al.
Evaluation of side effects and patients’ perceptions during tooth bleaching. J of
Esthetic and Restorative Dentistry. 2007;19(6):355-64.
Li Y. Safety controversies in tooth bleaching. Dent Clin N Am. 2011;55(2):255-63.
Li L, Lau BHS. A simplified in vitro model of oxidant injury using vascular
endothelial cells. In Vitro Cell. Dev. Biol.1993;29:531-6.
Licastro F, Candore G, Lio D, et al. Innate immunity and inflammation in ageing: a
key for understanding age-related diseases. Immun. Ageing. 2005;2:8-12.
Lima AF, Ribeiro APD, Soares DGS, Sacono NT, Hebling J, Costa CAS. Toxic
effects of daily applications of 10 % carbamide peroxide on odontoblast-like MDPC23 cells. Acta Odontologica Scandinavica. 2013;1-7.
Lima DA, Aguiar FH, Liporoni PC, Munin E, Ambrosano GM, Lovadino JR. In vitro
evaluation of the effectiveness of bleaching agents activated by different light
sources. J Prosthodont. 2009;18(3):249-54.
Lott JA, Nemensanszky E. Lactate dehydrogenase. In: Lott JA, Wolf PL, eds.
Clinical enzymology, a case-oriented approach. New York: Year Book Medical;
1987. p.213-44.
Markowitz K. Pretty painful: why does tooth bleaching hurt. Med Hypotheses. 2010;
74:835-40.
Martindale JL, Holbrook NJ. Cellular response to oxidative stress: signaling for
suicide and survival. J Cell Physiol. 2002;192:1-15.
Michida SM, Passos SP, Marimoto AR, Garakis MC, de Araújo MA. Intrapulpal
temperature variation during bleaching with various activation mechanisms. J Appl
Oral Sci. 2009;17(5):436-9.
Minoux M, Serfaty R. Vital tooth bleaching: biologic adverse effects-a review.
Quintessence Int. 2008;39:645-59.
Mendonça LC, Naves LZ, Garcia LFR, Correr-sobrinho L, Soares CJ, Quagliatto PS.
Permeability, roughness and topography of enamel afther bleaching: tracking
channels of penetration with silver nitrate. Braz J Oral Sci. 2011;10(1):1-6.
68
Mondelli RFL, De Azevedo JFDEG, Francisconi PAS, Ishikiriama SK, Mondelli J.
Wear and surface roughness of bovine enamel submitted to bleaching. Eur J Esthet
Dent. 2009;4(4):396-403.
Nathoo S, Stewart B, Zhang YP, et al. Efficacy of a novel, nontray, paint-on 18%
carbamide peroxide whitening gel. Compen Continuing Educat in Dentistry. 2002;
23(1):26-31.
Neville BW, Damm DD. Patologia oral & maxillofacial. 2a. ed. Rio de Janeiro:
Guanabara Koogan; 2004.
Ourique SAM, Arrais CSAG, Cassoni A, Ota- Tsuzuki C, Rodrigues JA. Effects of
different concentrations of carbamide peroxide and bleaching periods on the
roughness of dental ceramics. Braz Oral Res. 2011;25(5):453-8.
Pinto CF, Oliveira R, Cavalli V, Giannini M. Perixide blesching agent effects on
enamel surface microhardness, roughness and morphology. Braz Oral Res.
2004;18(4):306-11.
Plotino G, Buono L, Grande NM, Pameijer CH, Somma F. Nonvital tooth bleaching: a
review of the literature and clinical procedures. J Endod. 2008;34:394-407.
Pogocki D, Schöneich C. Thiyl radicals abstract hydrogen atoms from carbohydrates:
reactivity and selectivity. Free Radic Biol Med. 2001;31:98-107.
Poli G, Leonarduzzi G, Biasi F, Chiarpotto E. Oxidative stress and cell signaling.
Curr. Med. Chem. 2004;11:1163-82.
Prasad AS, Beck FWJ, Bao B, Fitzgerald JT, Snell DC, Steinberg JD. Zinc
supplementation decreases incidence of infections in the elderly: effect of zinc on
generation of cytokines and oxidative stress. Am J Clin Nutr. 2007;85(3):837-44.
Ribeiro DA, Marques MEA, Salvadori DMF. Study of DNA damage induced by dental
bleaching agents in vitro. Braz Oral Res. 2006;20(1):47-51.
Rhee SG, Kang SW, Jeong W, Chang TS, Yang KS, Woo HA. Intracellular
messenger function of hydrogen peroxide and its regulation by peroxiredoxins. Curr
Opin Cell Biol. 2005;17:183-9.
Robertson WD, Melfi RC. Pulpal response to vital bleaching procedures. J Endod.
1980;6:645-9.
Rover Júnior L, Hoehr NF, Vellasco AP, Kubota LT. Sistema antioxidante envolvendo
o ciclo metabólico da glutationa associado a métodos eletroanalíticos na avaliação
do estresse oxidativo. Quim. Nova. 2001;(24):112-9.
Reis A, Dalanhol AP, Cunha T, Loguercio AD, Reis A. Effect of light activation on
tooth sensitivity after in-office bleaching. Oper Dent. 2011;36:251-7.
Sacono NT, Colbebella CR, Ribeiro APD, Soares DGS, Trindade FZ, Hebling J, et al.
Efeito citotóxico de agentes clareadores a base de peróxido de hidrogênio a 20% e
69
38% sobres células odontoblastóides. Rev Odontol Bras Central. 2010;18(48):1521.
Sato C, Rodrigues FA, Garcia DM, Vidal CMP, Pashley DH, Tjaderhane L, et al.
Tooth bleaching increases dentinal protease activity. J Dent Res. 2013;92(2):187-92.
Scherz-Shouval R, Elazar Z. ROS, mitochondria and the regulation of autophagy.
Trends Cell Biol. 2007;17:422-7.
Schiavoni RJ, Turssi CP, Rodrigues AL Jr, Serra MC, Pe´cora JD, et al. Effect of
bleaching agents on enamel permeability. American Journal of Dentistry. 2006;19:
313-6.
Schulte JR, Morrissette DB, Gasior EJ, Czajewski MV.The effects of bleaching
application time on the dental pulp. J Am Dent Assoc. 1994;125:1330-5.
Seale NS, McIntosh JE, Taylr AN. Pulpal reaction tobleachingof teeth in dogs. J Dent
Res.1981;60(5):948-53.
Seghi RR, Denry I. Effects of external bleaching on indentation and abrasion
characteristics of human enamel in vitro. J Dent Res. 1992;71(6):1340-4.
Sinesnsky MC, Leiser AL, Babich H. Oxidative stress aspects of the citotoxicity of
carbamide peroxide: in vitro studies. Toxicol Letters. 1995;75:101-9.
Soares DG, Ribeiro APD, Vargas FS, Hebling J, Costa CAS. Efficacy and cytotoxicity
of a bleaching gel after short application times on dental enamel. Clin Oral Invest.
2012;17:1901-9.
Song BJ, Suh SK, Moon KH. A simple method to systematically study oxidativelymodified proteins in biological samples and its applications. Methods Enzymol.
2010;473:251-64.
Spalding M, De Assis TLA, De Assis GF. Scanning electron microscopy study of
dental enamel surface exposed to 35% hydrogen peroxide: alone, with saliva, and
with 10% carbamide peroxide. J Esthet Restor Dent. 2003;15(3):154-65.
Stadtman ER. The status of oxidatively modified proteins as a marker of aging. In:
Esser K, Martin GM. Eds. Molecular Aspects of Aging.1995;129-44.
Stentz R, Bongaerts RJ, Gunning AP, Gasson M, Shearman C. Controlled protein
release from viable lactococcus lactis cells. Appl. Environ. Microbiol. 2010;76(9):
3026-31.
Sulieman M, Addy M, MacDonal E, Rees JS. The effect of hydrogen peroxide
concentration on the outcome of tooth whitening: an in vitro study. J Dent. 2004;
32(4):295-9.
Sulieman M, Addy M, Rees JS. Surface and intra-pulpal temperature rises during
tooth bleaching: an in vitro study. Br Dent J. 2005;199:37-40.
70
Svobodova´ A, Walterova´ D, Psotova J. Influence of silymarin and its flavonolignans
on H2O2-induced oxidative stress in human keratinocytes and mouse fibroblasts.
Burns. 2006;32:973-9.
Swift Jr EF, Heymann HO, Wilder Jr AD, Barker ML. Gerlach RW. Effects of duration
of whitening strip treatment on tooth color: a randomized, placebo-controlled clinical
trial. J Dentistry. 2009:e51-e56.
Tanizawa Y. Reaction characteristics of tooth-bleaching agent containing H2O2 and
NaF: in vitro study of crystal structure change in treated hydroxyapatite and chemical
states of incorporated fluorine. J Cosmet Sci. 2005;56(2):121-34.
Thitinanthapan W, Satamanont P, Vongsavan N. In vitro penetration of the pulp
chamber by three brands of carbamide peroxide. J Esthet Dent. 1999;11:259-64.
Torabinejad M, Walton RE. Endodontia princípios e prática. 4a. ed. Rio de Janeiro:
Elsevier; 2010.
Tredwin CJ, Naik S, Lewis NJ, Scully C. Hydrogen peroxide tooth-whitening
(bleaching) products: review of adverse effects and safety issues. Br Dent J. 2006;
200(7):371-6.
Trindade FZ, Ribeiro APD, Sacono NT, Oliveira CF, Lessa FCR, Hebling J, et
al.Trans-enamel and trans-dentinal cytotoxic effects of a 35% H2O2 bleaching agent
on an odontoblast cell line after consecutive applications. Int Endod J. 2009;42:51624.
Torres CRG, Wiegand A, Sener B, Attin T. Influence of chemical activation of 35%
hydrogen peroxide bleaching gel on its penetration and efficacy-in vito study. J Dent.
2010;38(10):838-46.
Torres CRG, Koga AF, Borges AB. The effects of anti-oxidant agents as neutralizers
of bleaching agents on enamel bond strength. Braz J Oral Sci. 2006;5(16):971-6.
Tulunoglu O, Alacam A, Bastug M, Yavuzer S. Superoxide dismutase activity in
healthy and inflamed pulp tissues of per-manent teeth in children. J Clin Pediatr
Dent.1998;22:341-9.
Valko M, Rhodes CJ, Moncol J, Izakovic M, Mazur M. Free radicals, metals and
antioxidants in oxidative stress-induced cancer. Chem-Biol Interact. 2006;160:1-40.
Valko M, Leibfritz D, Mocol J, Cronin MT, Manzur M, Telser J. Free radicals and
antioxidant in normal physiological functions and human disease. Int J Biochem Cell
Biol. 2007;39(1):44-84.
Vieira AC. Estudo do sistema antioxidante enzimático de polpas de dentes
humanos submetidos ao clareamento dental com peróxido de hidrogênio a
38% [tese]. São Paulo: Universidade Cruzeiro do Sul; 2012.
71
Varvara G, Traini T, Esposito P, Caputi S, Perinetti G. Copper-zinc superoxide
dismutase activity in healthy and inflamed human dental pulp. Int Endod J. 2005;
38(3):195-99.
Veerayutthwilai O, Byers MR, Pham TT, Darveau RP, Dale BA. Differential regulation
of immune responses by odontoblasts. Oral Microbiol and Immunol. 2007;22:5-13.
Vercesi AE, Kowaltowski AJ, Grijalba MT, Meinicke AR, Castilho RF. The role of
reactive oxygen species in mitochondrial permeability transition. Bioci. Rep. 1997;
17:43-7.
Voutilainen S, Morrow JD, Roberts LJ, Alfthan G, Alho H, Nyyssonen K, et al.
Enhanced in vivo lipid peroxidation at elevated plasma total homocysteine levels.
Arterioscler Thromb Vasc Biol.1999;19:1263-6.
Walsh LJ. Safety issues relating to the use of hydrogen peroxide in dentistry. Aust
Dent J. 2000;45:257-69.
Wasa M, Soh H, Shimizu Y, Fukuzawa M. Glutamine stimulates amino acid transport
during ischemia-reperfusion in human intestinal epithelial cells. J. Sur. Res. 2005;
123:75-81.
Welch KD, Davis TZ, Eden MEV, Aust SD. Deleterious iron-mediated oxidation of
biomolecules. Free Radic Biol Med. 2002;32(7):577-83.
Wickens AP. Ageing and the free radical theory. Respir Physiol. 2001;128(3):37991.
Wu G, Fang YZ, Yang S, Lupton JR, Turner ND. Glutathione metabolism and its
implications for health. J. Nutr. 2004;134:489-92.
Yeh ST, Su Y, Lu YC, Lu SY. Surface changes and acid dissolution of enamel after
carbamide peroxide bleach treatment. Oper Dent. 2005;30(4):507-15.
Yu C, Abbott PV. An overview of the dental pulp: its functions and responses to
injury. Aust. Dent. J. 2007;52:4-16.
Yu TW, Anderson D. Reactive oxygen species--induced DNA damage and its
modification: a chemical investigation. Mut Res. 1997;379(2):201-10.
Zantner C, Beheim-Schwarzbach N, Neumann K, Kielbassa AM. Surface
microhardness of enamel after different home bleaching procedures. Dent Mater.
2007;2:243-50.
Ziebolz D, Helms K, Hannig C, Attin T. Efficacy and oral side effects of two highly
concentrated tray-based bleaching systems. Clin Oral Invest. 2007;11(3):267-75.
72
TERMO DE CONSENTIMENTO LIVRE E ESCLARECIDO
Você está sendo convidado (a) a participar, como voluntário (a) da pesquisa: “Estudo da
rugosidade superficial do esmalte e do sistema antioxidante
pulpar em dentes
humanos submetidos ao clareamento dental com uma fita de autoaplicação”, por
possuir um dente indicado para extração por razões ortodônticas, tendo como
pesquisadoras responsáveis a doutoranda Adriana Castro Vieira Andrade (71 92401234)
e a Profa. Dra. Mariana Ferreira Leite (11 7872-7095), da Universidade Cruzeiro do Sul –
São Paulo.
1 – Objetivo e justificativa: Este trabalho tem como objetivo avaliar a resposta da polpa
(“nervo do dente”) após o clareamento dental. Serão avaliadas a capacidade de defesa e a
possível presença de inflamação pulpar. Este estudo é de grande importância, pois
avaliaremos se o clareamento pode gerar algum dano na polpa do dente clareado.
2 - Procedimentos: Você será submetido (a) ao exame radiográfico para avaliação do
elemento dental indicado para a extração por razões ortodônticas. Previamente a extração,
o dente será submetido ao procedimento de clareamento e depois extraído sob anestesia
local, após o período de uma hora. O dente será armazenado em solução salina e
congelado, para posterior remoção do tecido pulpar e análise bioquímica.
3 - Desconfortos e riscos e benefícios: Pode existir um desconforto mínimo causado
pelo procedimento cirúrgico ou uma pequena sensibilidade dentária após o clareamento,
entretanto você será devidamente medicado (a) e acompanhado (a).
73
5 - Forma de acompanhamento e assistência: A assistência será dada através do
acompanhamento prévio, durante e após os procedimentos realizados pelo profissional
especializado, no consultório odontológico particular devidamente equipado, proporcionado
conforto ao paciente. Caso o mesmo apresente algum problema, será avaliado e serão
tomadas as providências necessárias para a sua solução.
6 - Garantia de esclarecimento, liberdade de recusa e garantia de sigilo: Você será
esclarecido (a) sobre a pesquisa em qualquer aspecto que desejar, sendo livre para recusarse a participar, retirar seu consentimento ou interromper a sua participação a qualquer
momento sem qualquer penalidade ou perda de benefícios. Os pesquisadores irão tratar a
sua identidade e os resultados da pesquisa com padrões profissionais de sigilo. Seu nome
ou o material que indique a sua participação não será liberado sem a sua permissão.
7 - Custos da participação, ressarcimento e indenização por eventuais danos: A
sua participação no estudo não acarretará qualquer custo para você e não será
disponibilizada nenhuma compensação financeira adicional.
8. Em caso de dúvida consulte os pesquisadores acima citados ou o Comitê de
Ética da Universidade de São Paulo, sito à Av. Dr. Ussiel Cirilo 225, São Miguel
Paulista, 08060-070, São Paulo, SP.
Eu, ........................................................................, certifico que tendo lido as informações
contidas neste documento e tendo sido suficiente esclarecido pelos pesquisadores, autorizo
minha participação nesta pesquisa. Declaro que recebi uma cópia deste termo de
consentimento livre e esclarecido e me foi dada a oportunidade de ler e esclarecer as
minhas dúvidas. Também declaro que sei ler e escrever.
Data: (cidade) ....................., ...... de ..................de 2013.
Assinatura do colaborador:................................................
Assinatura do pesquisador:.......