INSTITUTO AGRONÔMICO
CURSO DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRICULTURA
TROPICAL E SUBTROPICAL
RESPOSTA DA FOTOSSÍNTESE À VARIAÇÃO DA
TEMPERATURA RADICULAR EM LARANJEIRA
‘VALÊNCIA’ ENXERTADA EM LIMOEIRO ‘CRAVO’
JOSÉ RODRIGUES MAGALHÃES FILHO
Orientador: Eduardo Caruso Machado
Dissertação submetida como requisito
parcial para obtenção do grau de Mestre
em Agricultura Tropical e Subtropical
Área de Concentração em Tecnologia de
Produção Agrícola
Campinas, SP
Fevereiro 2009
Ficha elaborada pela bibliotecária do Núcleo de Informação e Documentação
do Instituto Agronômico
M188r
Magalhães Filho, José Rodrigues
Resposta da fotossíntese à variação da temperatura radicular em
laranjeira ‘Valência` enxertada em limoeiro `Cravo`./ José
Rodrigues Magalhães Filho. Campinas, 2009. 50 fls
Orientador: Eduardo Caruso Machado
Dissertação (Mestrado) Tecnologia de Produção Agrícola
– Instituto Agronômico
1. Citrus sinensis L. 2. Citros – assimilação de CO2 3. Citros –
fluorescência da clorofila 4. Citros – condutividade hidráulica
I. Machado, Eduardo Caruso II. Título
CDD 634.3
A Deus,
Aos meus pais
Lídia Ferreira e José Rodrigues (in memoriam),
DEDICO
Às minhas irmãs Elizandra, Suziany,
Estelamaris e irmão Flaviano e cunhados
(a), cujo apoio, carinho, dedicação e
atenção foram indispensáveis,
OFEREÇO
iii
AGRADECIMENTOS
-
Ao pesquisador, amigo e orientador Dr. Eduardo Caruso Machado, pela confiança e
ensinamentos importantes no curso e na minha vida profissional;
-
Ao pesquisador Dr. Rafael Vasconcelos Ribeiro pelas sugestões, ensinamentos e
auxílios na pesquisa, desenvolvimento do trabalho e correções necessárias na
confecção da dissertação;
-
Ao professor Dr. Cristiano Alberto de Andrade pela ajuda nas análises estatísticas
realizadas neste trabalho;
-
Aos professores da área de concentração Tecnologia da Produção Agrícola da PGIAC, pelos ensinamentos e conselhos constantes transmitidos;
-
À professora Dra. Marlene Schiavinato pela disponibilidade e orientação ao estágio
docência na Unicamp.
-
Ao IAC e ao programa de Pós-Graduação.
-
Aos amigos que deram suporte na realização do experimento, Daniela Machado,
Rômulo Augusto, Severino Nogueira e Ricardo Machado;
-
Ás funcionárias da PG-IAC Célia, Adilza, Beth e Eliete e aos amigos do curso ciclo
2007/2009, em especial Cláudia, Valéria e Rebeca;
-
A Fábio Renato e Michele pela ajuda que me deram na minha chegada à Campinas;
-
Aos amigos que me ajudaram direta ou indiretamente na entrada do curso de Pósgraduação, em especial Ana Karina, Camilo Medina, Maria do Socorro, Chiquinho
e filhos;
-
À Coordenadoria de Aperfeiçoamento de Ensino Superior (Capes), pela concessão
inicial da bolsa de estudos;
-
À Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (Fapesp), pelo
financiamento do projeto e concessão da bolsa de estudo.
iv
SUMÁRIO
LISTA DE ABREVIATURAS E SÍMBOLOS .....................................................................
ÍNICE DE FIGURAS ............................................................................................................
RESUMO ..............................................................................................................................
ABSTRACT ..........................................................................................................................
1 INTRODUÇÃO .................................................................................................................
2 REVISÃO DE LITERATURA ..........................................................................................
3 MATERIAL E MÉTODOS ...............................................................................................
3.1 Material Vegetal e Cultivo de Plantas .............................................................................
3.2 Procedimento Experimental, Tratamentos e Variáveis Analisadas ................................
3.2.1 Trocas gasosas e fluorescência da clorofila a ..............................................................
3.2.2 Curva A x luz ................................................................................................................
3.2.3 Curva A x Ci .................................................................................................................
3.2.4 Potencial da água na folha ............................................................................................
3.2.5 Condutividade hidráulica .............................................................................................
3.3 Delineamento Estatístico .................................................................................................
4 RESULTADOS ..................................................................................................................
4.1 Trocas Gasosas, Potencial Hídrico e Condutividade Hidráulica .....................................
4.2 Ponto de Compensação de Luz, Rendimento Quântico Aparente e Fluorescência da
Clorofila a .............................................................................................................................
4.3 Taxas Máxima de Carboxilação e de Regeneração da RuBP, Assimilação Máxima de
CO2 Sob Saturação de CO2 e Limitação Estomática da Fotossíntese ...................................
5 DISCUSSÃO ......................................................................................................................
5.1 Trocas Gasosas, Potencial Hídrico e Condutividade Hidráulica .....................................
5.2 Ponto de Compensação de Luz, Rendimento Quântico Aparente e Fluorescência da
Clorofila a .............................................................................................................................
5.3 Taxas Máxima de Carboxilação e Regeneração da RuBP, Assimilação Máxima de
CO2 Sob Saturação de CO2 e Limitação Estomática da Fotossíntese ...................................
6 CONCLUSÕES ..................................................................................................................
7 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ...............................................................................
v
vi
viii
x
xi
1
3
8
8
8
9
11
12
15
15
15
16
16
19
20
23
23
32
35
40
41
LISTA DE ABREVIATURAS E SÍMBOLOS
A
Assimilação de CO2 (mol m-2 s-1)
ABA
Ácido abscísico
AmaxCO2
Assimilação máxima de CO2 sob saturação de CO2 (mol m-2 s-1)
A/Ci
Eficiência aparente de carboxilação (mol m-2 s-1 Pa-1)
ATP
Adenosina Trifosfato
Ca
Concentração de CO2 do ambiente (mol CO2 mol-1)
Cc
Concentração de CO2 no interior do cloroplasto (mol CO2 mol-1)
Ci
Concentração de CO2 intercelular (mol CO2 mol-1)
DFFFA
Densidade de fluxo de fótons fotossinteticamente ativos (mol m-2 s-1)
DPV
Déficit de pressão de vapor do ar (kPa)
DPVf-ar
Diferença de pressão de vapor entre o mesolifo foliar e o ar (kPa)
E
Transpiração foliar (mmol H20 m-2 s-1)
ETR
Transporte aparente de elétrons [mol (elétrons) m-2 s-1]
ETR/Ag
Relação entre a taxa de transporte de elétrons e a assimilação bruta de CO2
FBPase
Frutose-1,6-bisfosfatase
F
Fluorescência emitida por tecidos iluminados
F0
Fluorescência mínima em tecidos adaptados ao escuro
F0’
Fluorescência mínima em tecidos iluminados
Fm
Fluorescência máxima em tecidos adaptados ao escuro
Fm’
Fluorescência máxima em tecidos iluminados
Fv
Fluorescência variável em tecidos adaptados ao escuro
Fv/Fm
Eficiência quântica fotoquímica máxima do PSII
Fq’/Fv’
Fator de eficiência do PSII
Fq’/Fm’
Eficiência de operação do PSII
Fv’/Fm’
Eficiência quântica máxima do PSII na presença de luz
gi
Condutância do mesofilo (mol m-2 s-1)
gs
Condutância estomática (mol m-2 s-1)
Jmax
Taxa máxima de regeneração da RuBP (mol m-2 s-1)
Jmax/Vc,max Relação entre as taxas de regeneração e carboxilação da RuBP
KL
Condutividade hidráulica (mmol H2O m-2 s-1 MPa-1)
Li
Limitação mesofílica da fotossíntese (%)
vi
Ls
Limitação estomática da fotossíntese (%)
NADPH
Nicotinamida adenina dinucleotídeo de piridina fosfato reduzida
NPQ
Coeficiente de extinção não fotoquímica da fluorescência
PSII
Fotossistema II
QA
Quinona aceptora de elétrons
RuBP
Ribulose-1,5-bisfosfato
Rubisco
Ribulose-1,5-bisfosfatase carboxilase/oxigenase
SBPase
Sedoheptulose-1,7-bisfosfatase
Vc,max
Taxa máxima de carboxilação da RuBP (mol m-2 s-1)

Eficiência quântica aparente [mol CO2 mol (fótons)-1)
c
Ponto de compensação de luz (mol fótons m-2 s-1)
6h
Potencial da água na folha medido no pré-amanhecer – 6h (MPa)
13h
Potencial da água na folha medido às 13h (MPa)
TR
Temperatura do sistema radicular
vii
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1 -
Figura 2 -
Figura 3 -
Figura 4 -
Visão geral do experimento realizado na câmara de crescimento.
Nas fotos superiores as plantas com raízes imersas em água em
caixas de isopor de 80 L, com água e temperatura controlada, e
fechadas para isolamento do ambiente da parte aérea. Na foto
inferior, visão da câmara de crescimento (PGR14, Conviron,
Canadá) aberta, mostrando o conjunto caixa/planta
acondicionado em seu interior. A = analisador portátil de
fotossíntese (Li 6400 acoplado com fluorômetro 6400-40); B=
termômetro digital de máxima e mínima; C = bomba de ar..........
10
Efeito da temperatura radicular de laranjeira „Valência‟
enxertada em limoeiro „Cravo‟ na assimilação de CO2 (A, em
A), transpiração foliar (E, em B), condutância estomática (gs, em
C), condutância mesofílica (gi, em D), concentração intercelular
de CO2 (Ci, em E) e eficiência aparente de carboxilação (A/Ci,
em F). Medidas realizadas na DFFFA de 1300 mol m-2 s-1,
temperatura do ar dia/noite a 25/20 °C e concentração de CO2
ambiente (380 mol mol-1), com exceção de gi calculado a partir
da curva A x Ci. Dia 0 todas as plantas com temperatura de
raízes (TR) a 20 oC; dias 1 a 5 tratamento com TR a 10, 20 ou 30
o
C, dias 6 a 9 recuperação com TR a 20 oC. Cada ponto
representa a média de cinco repetições ± erro padrão. Setas
indicam primeiro dia de retorno das raízes de 10 e 30 °C para 20
°C (período de recuperação)..........................................................
17
Efeito da temperatura radicular de laranjeira „Valência‟
enxertada em limoeiro „Cravo‟ no potencial da água na folha às
6 horas (pré-amanhecer,6h, em A) e às 13 horas (13h, em B) e
na condutividade hidráulica (KL, em C). Dias 1 a 5 tratamento
com temperatura das raízes (TR) a 10, 20 ou 30 oC, dias 6 a 9
recuperação com TR de 20 oC. Cada barra representa a média de
cinco repetições ± erro padrão. Setas indicam primeiro dia de
retorno das raízes a 10 e 30 °C para 20 °C....................................
18
Efeito da temperatura radicular de laranjeira „Valência‟
enxertada em limoeiro „Cravo‟ no ponto de compensação de luz
(c, em A) e na eficiência quântica aparente (, em B). Dia 0
todas as plantas com temperatura de raízes (TR) a 20 oC; dias 1 a
5 tratamento com TR a 10, 20 ou 30 oC, dias 6 a 9 recuperação
com TR de 20 oC. Cada ponto representa a média de cinco
repetições ± erro padrão. Setas indicam primeiro dia de retorno
das raízes a 10 e 30 °C para 20 °C.................................................
20
viii
Figura 5 -
Figura 6 -
Figura 7 -
Figura 8 -
Efeito da temperatura radicular de laranjeira „Valência‟
enxertada em limoeiro „Cravo‟ na eficiência quântica
fotoquímica máxima do PSII (Fv/Fm, em A), no fator de
eficiência do PSII (Fq’/Fv’, em B), na eficiência quântica
operacional do PSII (Fq’/Fm’, em C), no coeficiente de extinção
não fotoquímica (NPQ, em D), na eficiência máxima do PSII
(Fv’/Fm’, em E) e no transporte aparente de elétrons (ETR, em
F). Medidas realizadas entre 9 e 14h na DFFFA de 1300 mol
m-2 s-1, temperatura do ar constante a 25 °C e concentração de
CO2 ambiente (380 mol mol-1). Dia 0 todas as plantas com
temperatura de raízes (TR) a 20 oC; dias 1 a 5 tratamento com TR
a 10, 20 ou 30 oC, dias 6 a 9 recuperação com TR de 20 oC. Cada
ponto representa a média de cinco repetições ± erro padrão.
Setas indicam primeiro dia de retorno das raízes a 10 e 30 °C
para 20 °C......................................................................................
21
Assimilação máxima de CO2 sob saturação de CO2 (AmaxCO2)em
laranjeira „Valência‟ sobre limoeiro „Cravo‟ em reposta à
variação da temperatura nas raízes. A e B, respectivamente, 1 e
3 dias após a aplicação do tratamento temperatura das raízes a
10 oC e C 3 dias após o retorno da temperatura de 10 para 20
o
C. D, E e F controle com temperatura de raízes a 20 oC. G e H,
respectivamente, 1 e 3 dias após a aplicação do tratamento
temperatura das raízes a 30 oC e I, 3 dias após o retorno da
temperatura de 30 para 20 oC. Cada ponto representa a média de
cinco repetições ± erro padrão.......................................................
24
Efeito da temperatura radicular de laranjeira „Valência‟
enxertada em limoeiro „Cravo‟ na eficiência máxima de
carboxilação (Vc,max, em A) e na taxa máxima de regeneração da
RuBP (Jmax, em B), na relação entre as taxas de regeneração e
carboxilação da RuBP (Jmax/Vc,max, em C) e na relação entre a
taxa de transporte de elétrons e assimilação bruta de CO2
(ETR/Ag, em D). Dia 0 todas as plantas com temperatura de
raízes (TR) a 20 oC; dias 1 a 5 tratamento com TR a 10, 20 ou 30
o
C, dias 6 a 9 recuperação com TR de 20 oC. Cada ponto
representa a média de cinco repetições ± erro padrão. Setas
indicam primeiro dia de retorno das raízes a 10 e 30 °C para 20
°C...................................................................................................
Efeito da temperatura radicular de laranjeira „Valência‟
enxertada em limoeiro „Cravo‟ na limitação estomática (Ls, em
A) e mesofílica (Li, em B) da fotossíntese. Dias 1 a 5 tratamento
com temperatura das raízes (TR) a 10, 20 ou 30 oC, dias 6 a 9
recuperação com TR de 20 oC. Cada barra representa a média de
cinco repetições ± erro padrão. Setas indicam primeiro dia de
retorno das raízes a 10 e 30 °C para 20 °C....................................
25
26
ix
MAGALHÃES FILHO, José Rodrigues. Resposta da fotossíntese à variação da
temperatura radicular em laranjeira ‘Valência’ enxertada em limoeiro Cravo.
2009. 50f. Dissertação (Mestrado em Agricultura Tropical e Subtropical) – Pósgraduação – IAC.
RESUMO
A variação da fotossíntese ao longo do ano ocorre em resposta aos fatores ambientais.
No Estado de São Paulo a queda da temperatura do ar e do solo que ocorrem no inverno
pode reduzir a assimilação de CO2 (A) em relação à primavera/verão. O objetivo deste
trabalho foi avaliar em laranjeira „Valência‟ enxertada em limoeiro „Cravo‟ a influência
da temperatura do sistema radicular nas trocas gasosas, relações hídricas e fluorescência
da clorofila a considerando a hipótese de que a temperatura das raízes afete a
fotossíntese. O experimento foi conduzido em câmara de crescimento com plantas de
seis meses. Os tratamentos foram temperatura do sistema radicular (TR) de 10, 20
(controle) ou 30 oC. Foram medidas as curvas de resposta de A em função da
concentração de CO2 no ar e da densidade de fluxo de fótons fotossinteticamente ativos
(DFFFA) simultaneamente com a fluorescência da clorofila a e potencial da água foliar
às 6 e às 13 h (6h e13h ). O resfriamento das raízes a 10 oC reduziu significativamente
as seguintes variáveis, em relação ao controle (20 oC): A, a condutância estomática (gs)
e interna (gi), o potencial da água foliar (13h), a condutância hidráulica (KL), a
eficiência aparente de carboxilação (Vc,max) e a capacidade máxima de regeneração
(Jmax) da RuBP. Não houve limitação na atividade fotoquímica, mas observou-se
aumento na razão ETR/Ag (transporte aparente de elétrons/assimilação bruta de CO2). O
aumento da temperatura radicular para 30 oC promoveu aumento significativo em A, gs,
gi, w, KL, Jmax em relação ao controle. A queda em A nas raízes a 10 oC ocorreu em
resposta à redução de gs, gi, e de Vc,max e Jmax. A condutância estomática decresceu em
função da queda de w e de KL. O incremento em A nas raízes a 30 oC ocorreu
principalmente em resposta ao aumento de Jmax e em menor grau a gs e gi e da eficiência
fotoquímica da fotossíntese. O aumento da temperatura do solo para 30 °C aumentou KL
e manteve os tecidos foliares mais hidratados e maior gs e gi, permitindo maior fluxo de
CO2 para o cloroplasto e aumento da regeneração da RuBP.
Palavras – Chave: Citrus sinensis L., assimilação de CO2, carboxilação e regeneração
da RuBP, fluorescência da clorofila a, condutividade hidráulica.
x
MAGALHÃES FILHO, José Rodrigues. Photosynthetic responses to changes in root
temperature of sweet orange ‘Valência’ plants grafted on Rangpur lime. 2009. 50f.
Dissertação (Mestrado em Tecnologia da Produção Agrícola) – Pós-graduação – IAC.
ABSTRACT
Photosynthesis changes throughout the year in response to environmental factors. In the
State of São Paulo, the occurrence of low air and soil temperatures can reduce the CO2
assimilation rate (A) during the winter season. The aim of this work was to evaluate the
influence of root temperature on leaf gas exchange, water relations and chlorophyll a
fluorescence of sweet orange „Valência‟ plants grafted on Rangpur lime, considering the
assumption that citrus photosynthesis is affected by root temperature. The experiment
was conducted in a growth chamber, evaluating the physiological responses of sixmonth old plants. Plants were subjected to three root temperatures (TR), not
simultaneously: 10, 20 (control) and 30 oC. Response curves of A and chlorophyll a
fluorescence to varying air CO2 concentration (A x Ci) and to varying photosynthetically
active photon flux density (A x DFFFA) were performed. In addition, leaf water
potential was measured at 6:00 h and 13:00 h (6h and 13h) for each treatment. Root
cooling (10 oC) caused significant reductions in A, stomatal (gs) and mesophyll (gi)
conductances, leaf water potential (13h), plant hydraulic conductivity (KL), RuBP
carboxylation (Vc,max) and regeneration (Jmax) rates, when comparing this treatment with
the control one (20 oC). There were no evidences of limitation to photosynthesis
regarding the photochemical activity; even with increases in the ratio ETR/Ag (electron
transport rate / gross CO2 assimilation rate). Significant increases occurred in A, gs, gi,
13h, KL, Jmax in plants subjected to root heating (30 oC). The reduction in A of rootcooled plants was caused by decreases in gs, gi, Vc,max and Jmax. Decreases in gs were
associated to reductions in 13h and KL. In the root heating treatment, the increase in A
was due to enhancements in Jmax, with only marginal effects of gs, gi and photochemical
efficiency on A. The increase of root temperature to 30 oC increased KL, gs and gi, which
caused improvements in both CO2 flux at chloroplast and RuBP regeneration rate.
Key – word: Citrus sinensis L., CO2 assimilation, RuBP carboxylation and
regeneration, chlorophyll a fluorescence, hidraulic conductivity.
xi
1 INTRODUÇÃO
O Brasil é responsável por 27,7% da produção mundial de citros e o Estado de
São Paulo representa 86% da produção nacional (FNP CONSULTORIA &
COMÉRCIO, 2006). A despeito da importância da citricultura para o agronegócio
brasileiro e das tecnologias disponíveis hoje, capazes de proporcionar alta produtividade
dos pomares, a produtividade média dos pomares paulistas é baixa, ao redor de 22 ton
ha-1 (MINISTÉRIO DA AGRICULTURA, PECUÁRIA E ABASTECIMENTO, 2009).
O elevado custo de produção tem inibido os investimentos em pomares de pequenas e
médias propriedades, prejudicando o bom desempenho das lavouras, refletindo
diretamente na produção e produtividade das plantas. Aliado à baixa disponibilidade de
capital nas lavouras, o aumento da incidência de doenças nos pomares cítricos tem
elevado ainda mais o custo de produção, o que tem promovido substituição dessa
cultura por lavouras de cana-de-açúcar.
A concentração da produção de citros no Estado de São Paulo se deu desde o
início do século XX devido à maior concentração populacional dessa região, que
impulsionou a produção junto aos centros consumidores das frutas (MOREIRA;
MOREIRA, 1991 apud RIBEIRO, 2006). Atualmente, o avanço da cana-de-açúcar pelo
Estado tem promovido mudança na distribuição geográfica dos pomares, mesmo nas
regiões predominantemente citrícolas (norte/noroeste de São Paulo). Hoje, novos
pomares estão surgindo em áreas localizadas mais ao sul do Estado de São Paulo, com
características climáticas diferentes da região tradicional (ROLIM et al., 2005).
Considerando essas observações, um maior conhecimento das interações dos processos
fisiológicos, bioquímicos e moleculares com os fatores ambientais possibilitaria um
planejamento mais bem elaborado do manejo da cultura, capaz de aumentar a produção
e produtividade dos pomares.
No planalto paulista o período entre julho e setembro corresponde à época de
baixos índices pluviométricos e temperaturas mais baixas em que a planta apresenta
baixa atividade de crescimento. Quando ocorrem precipitações acima de 20 mm e
aumento da temperatura após setembro, iniciam-se os processos de brotação e
florescimento. A partir de outubro, as temperaturas são mais elevadas e tem início a
estação chuvosa que se estende até março. Nesse período, a planta frutifica e os ramos e
frutos crescem vigorosamente. De abril a setembro a baixa atividade de crescimento, em
1
combinação com a queda da temperatura e da umidade do solo, estimula a maturação
dos frutos e a preparação das gemas para o próximo florescimento.
Nos meses de inverno, há queda na atividade fotossintética (MACHADO et al.,
2001; MACHADO, 2009; MEDINA, 2002; RIBEIRO, 2006; RIBEIRO &
MACHADO, 2007). Em qualquer fase do desenvolvimento, uma queda na fotossíntese
implica em prejuízo no crescimento e acúmulo de fitomassa na planta. A queda da
fotossíntese na planta de citros no inverno ocorre devido a queda na radiação solar,
menor disponibilidade de água no solo, temperaturas diurnas/noturnas mais baixas,
queda da demanda por fotoassimilados pela planta, devido a menor crescimento no
período de inverno. Além disso, RIBEIRO et al. (2009a,b) sugerem que o abaixamento
da temperatura no sistema radicular nos meses de inverno é um dos fatores que
contribuem para o declínio da fotossíntese.
Nossa hipótese de trabalho é que a variação na temperatura do sistema radicular
afeta a fotossíntese. Com o objetivo de avaliar esta hipótese mediu-se as trocas gasosas
(CO2 e H2O), fluorescência da clorofila a e as relações hídricas em função da variação
da temperatura do sistema radicular em laranjeira „Valência‟ sobre limoeiro „Cravo‟.
2
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
Uma complexa cadeia de eventos está relacionada à produtividade de um pomar
cítrico, como os efeitos das condições climáticas sobre a produção fotossintética, o
crescimento da copa, a indução e a intensidade de florescimento, a fixação dos frutos e a
massa e o número final de frutos maduros colhidos, além da eficiência do uso da água e
de nutrientes (GOLDSCHMIDT, 1999).
As laranjeiras caracterizam-se por apresentar folhas sempre verdes, mantendo
sua capacidade fotossintetizante durante todo o ano. Em decorrência dessa
característica, as folhas são submetidas a grande variação estacional da disponibilidade
de água, de radiação solar, de temperatura do ar e do solo. No decorrer de um ano, as
variações no ambiente causam alterações significativas nos diversos processos
fisiológicos e fenológicos das plantas. Assim, a variação sazonal da fotossíntese está
relacionada tanto às fases fenológicas da laranjeira (maior ou menor demanda) quanto
às condições do ambiente (MACHADO et al., 2001; 2002; RIBEIRO, 2006; RIBEIRO
& MACHADO, 2007).
A fotossíntese é a fonte primária de carboidratos para todos os processos de
crescimento. Em qualquer fase do desenvolvimento, quando a demanda por
carboidratos é menor que sua produção, o excesso é armazenado como reservas e
quando a demanda é maior que a produção fotossintética, as reservas podem ser
remobilizadas (GOLDSCHMIDT, 1999). Há uma relação entre a produção
fotossintética, o acúmulo de reservas e a remobilização das reservas durante o decorrer
de um ano (GOLDSCHIMIDT & GOLOMB, 1982). No verão, o crescimento e
brotação de ramos novos são intensos e a demanda por carboidratos aumenta
substancialmente. No inverno, o reduzido crescimento vegetativo altera a relação
fonte/dreno de carboidratos, sendo maior a relação produção/consumo dos
fotoassimilados. Nessa fase, há acúmulo de reservas e seu armazenamento ocorre
principalmente nas raízes e nas folhas (BEVINGTON & CASTLE, 1985; RIBEIRO,
2006; PRADO et al., 2007).
As fases fenológicas das laranjeiras estão condicionadas à variação climática
(TUBELIS, 1995). Em laranjeiras „Valência‟, ocorrem dois fluxos principais de
crescimento da parte aérea, na primavera/verão, em que ocorrem o florescimento e a
frutificação. No fluxo de primavera há crescimento de ramos e inflorescências com
3
folhas e sem folhas. Nos ramos do fluxo de verão, se houver uma carga grande de
frutos, o crescimento vegetativo é pequeno ou mesmo ausente, sugerindo a prioridade
do crescimento dos frutos. A presença de frutos afeta o florescimento devido ao efeito
aditivo da competição por fotoassimilados e o efeito inibitório dos frutos ao
florescimento. O crescimento das raízes, por outro lado, ocorre geralmente nos períodos
intercalares ao da parte aérea e, no período de crescimento ativo dos ramos, as reservas
de amido acumuladas nelas podem ser remobilizadas para o crescimento vegetativo ou
dos frutos (BEVINGTON & CASTLE, 1985; GOLDSCHIMIDT, 1999).
A fotossíntese máxima em laranjeiras nas condições do Estado de São Paulo
ocorre na primavera e verão, estações mais quentes e úmidas, decaindo
progressivamente até alcançar valores mínimos nos meses de inverno, frios e secos. A
produção fotossintética diária, em um dia claro de verão, chega ser 80% maior que no
inverno e 30% superior a do outono. Esses valores foram observados em folhas da
superfície da copa em plantas sob irrigação, estando possivelmente relacionados às
variações na temperatura do ar e do solo, ao comprimento do dia e à fase de
desenvolvimento da planta (MACHADO et al., 2001; 2002; 2005; RIBEIRO, 2006;
RIBEIRO & MACHADO, 2007; RIBEIRO et al., 2009a, b). De acordo com LI et al.
(2003), a fotossíntese também é regulada por mecanismos genéticos. A maior expressão
dos genes relacionados à produção de açúcares ocorreu no período de maior demanda
de carboidratos, ou seja, no período de maior crescimento. Possivelmente a maior
demanda de carboidratos durante o crescimento ativo das plantas no verão, favorece a
expressão dos genes relacionados à produção de carboidratos, incluindo as enzimas
relacionadas ao aumento da capacidade fotossintética da planta. SYVERTSEN &
LHOYD (1994) observaram, em plântulas de citros, que o crescimento mais ativo
causou aumento na taxa de fotossíntese e na condutância estomática.
A redução da fotossíntese pode ser devida a limitações no suprimento e
utilização de CO2, de energia luminosa e de fosfato (FARQUHAR & SHARKEY,
1982). Sob condições naturais, diversas variáveis ambientais que são potencialmente
relacionadas à fotossíntese, modificam-se concomitante e freqüentemente, sendo difícil
identificar o efeito individual de cada uma delas em experimentos de campo. Para o
conhecimento do efeito de cada variável isoladamente são necessários estudos
específicos. Nos meses de inverno, em plantas sob irrigação, a queda da atividade
fotossintética pode estar relacionada à menor demanda por fotoassimilados, devido à
menor taxa de crescimento nesse período, bem como à redução da temperatura do ar e
4
do solo (MACHADO et al., 2001, 2002; MACHADO, 2009; RIBEIRO, 2006;
RIBEIRO et al., 2009a, b). As baixas temperaturas do ar no inverno provocam a redução
da assimilação de CO2 pelos efeitos na fase metabólica da fotossíntese, por meio da
inibição da atividade das enzimas dependentes da temperatura, relacionadas à fixação
de CO2 (NADA et al., 2003; ONODA et al., 2005; PIMENTEL et al., 2007; VAN
HEERDEN et al., 2003), pela redução da atividade fotoquímica (ALLEN et al., 2001) e
alteração do status hídrico da planta, que está relacionado diretamente com a regulação
estomática (MACHADO et al., 2002, 2005; MEDINA et al., 1999).
No solo, há também variação da temperatura ao longo do ano (PEREIRA et al.,
2002; RIBEIRO, 2006). Essa variação espacial e temporal da temperatura do solo
influencia o desenvolvimento radicular no decorrer do ano. BEVINGTON & CASTLE
(1985) observaram que a variação do crescimento anual da parte aérea e das raízes em
citros está relacionada com a variação da temperatura do ar e do solo. KHAIRI &
HALL (1976) já haviam demonstrado que as temperaturas do solo e do ar iguais
variando em torno de 24 e 31 °C induziram as laranjeiras (doce e azeda) à maior
brotação e crescimento do sistema radicular, quando comparadas a temperaturas de 15 e
20 °C. Temperaturas acima de 36 C inibiram o crescimento radicular (CASTLE, 1980).
Temperaturas elevadas na parte aérea correspondem ao período do verão quando a
fotossíntese é máxima. Nessa fase as plantas estão em pleno crescimento vegetativo e
florescimento, necessitando de grandes quantidades de carboidratos, reduzindo o
crescimento das raízes, privilegiando o crescimento da parte aérea. No inverno as baixas
temperaturas do ar inibem a fotossíntese, o crescimento vegetativo torna-se
praticamente nulo e a produção de fotoassimilados é direcionada principalmente para as
raízes, onde são utilizados para seu crescimento e/ou armazenados (BEVINGTON &
CASTLE, 1985).
A temperatura do solo adequada incrementa a divisão celular, resultando em
maior crescimento das raízes, e intensificação da síntese de hormônios de crescimento,
principalmente citocininas, giberelina e ácido abscísico (BOWEN, 1991; LYR &
CARBE, 1995; SPOLENN et al., 2000). A variação da temperatura do solo também
afeta a absorção de água pelas raízes em função do aumento (baixa temperatura) e do
abaixamento (maiores temperaturas) da viscosidade da água, que afetam a
condutividade hidráulica e permeabilidade de membranas (DODD et al. 2000). Esses
tipos de respostas das raízes à temperatura do solo afetam as relações hídricas e
conseqüentemente a fotossíntese. A temperatura mínima para o desenvolvimento da raiz
5
de mudas de citros é de 12 C, a ótima de 26 C e a máxima de 37 C (KRIEDEMANN
& BARRS, 1981). Em climas temperados, a retomada do crescimento das raízes tem
início na primavera, quando a temperatura supera os 13 C (SPIEGEL-ROY &
GOLDSCHMIDT, 1996). Até 19 C, a taxa de crescimento radicular é pequena,
acelerando-se daí até 30 C, tanto para as raízes pioneiras como para as fibrosas
(BEVINGTON & CASTLE, 1985; DAVIES & ALBRIGO, 1994; KRIEDEMANN &
BARRS, 1981; SPIEGEL-ROY & GOLDSCHMIDT, 1996). Nas condições de São
Paulo, a temperatura do solo no inverno pode atingir valores mínimos entre 8 e 13 °C na
faixa de maior concentração do sistema radicular (5-50 cm de profundidade) em solo de
textura médio-argilosa (RIBEIRO, 2006). Assim, o crescimento das raízes no inverno
pode diminuir. Por outro lado, o crescimento radicular é altamente sensível ao déficit
hídrico do solo, paralisando-se a um potencial mátrico de -0,05 MPa (BEVINGTON &
CASTLE, 1985). Portanto, a restrição do crescimento radicular nos períodos de inverno
deve ocorrer em resposta ao déficit hídrico somado à queda de temperatura do solo.
A variação da temperatura do solo também induz respostas específicas sobre a
parte aérea da planta, incluindo mudanças morfológicas (STONEMAN & DELL, 1993);
alterações na condutância estomática e na fotossíntese (BOUCHER et al., 2001; DAY et
al.,1991; DELUCIA et al., 1991; OJEDA et al., 2004; STRAND et al., 2002; XU &
HUANG, 2000). O aumento da temperatura do solo pode favorecer a fotossíntese por
manter o metabolismo das raízes sob alta atividade de absorção de água e nutrientes,
favorecendo o fluxo de seiva para parte aérea. O maior fluxo de água para parte aérea
ocorre em resposta ao aumento da condutividade hidráulica das raízes e mantém as
folhas túrgidas e os estômatos mais abertos mesmo sob transpiração mais elevada,
permitindo alto fluxo de CO2 aos espaços intercelulares. Entretanto, HE & LEE (2001)
relataram que o aumento da temperatura do solo acima de 25 °C reduziu a fixação de
CO2 pela diminuição da condutância estomática, do potencial da água na folha e da
atividade inicial da Rubisco. HUREWITZ & JANES (1987) mostraram que a atividade
da Rubisco decresceu quando a temperatura da zona radicular aumentou. ZHANG et al.
(2008) verificaram em cucurbitáceas que o aumento da temperatura radicular de 24 °C
para 34 °C também afetou as taxas de carboxilação, reduzindo a fotossíntese.
A baixa temperatura do solo pode afetar a fotossíntese de várias formas. Sob alta
irradiância pode ocorrer fotoinibição (BOUCHER et al., 2001; DELUCIA et al., 1991),
talvez devido à queda da absorção de água e favorecimento ao fechamento parcial dos
6
estômatos. KANECHI et al. (1996) observaram que a queda do potencial da água foliar
devido à falta de água do solo aumentou a limitação não estomática da fotossíntese em
folhas de cafeeiro. DAY et al. (1991) observaram em Pinus sp. que sob temperatura
baixa no sistema radicular há fechamento parcial dos estômatos causando queda da
fotossíntese. Outros autores observaram também em plantas sempre verdes que sob
baixa temperatura do ar e do solo, a queda da fotossíntese estava relacionada em parte a
fatores estomáticos e em parte a fatores bioquímicos (MACHADO et al., 2002;
STRAND et al., 2002) e, ainda, a fatores fotoquímicos, como observado por
MACHADO et al. (2002). ZHOU et al. (2007) observaram que a queda da temperatura
do solo reduziu a fotossíntese pela diminuição da atividade da rubisco na carboxilação.
RIBEIRO (2006) observou que no inverno a temperatura do solo diminui, sugerindo
que a redução da capacidade de assimilação de CO2 pelas plantas nesse período está
relacionada tanto com a queda da temperatura do ar quanto à do solo.
No Brasil, estudou-se o efeito do ambiente na fotossíntese das mais diversas
cultivares de laranjeiras. Avaliaram-se a variação sazonal da fotossíntese em laranjeira
(MACHADO et al., 2001; 2002; 2005; RIBEIRO, 2006; RIBEIRO et al., 2009a, b), os
efeitos da deficiência hídrica do solo (MACHADO et al., 1999; MEDINA et al., 1999),
os efeitos da variação do déficit de pressão de vapor do ar (HABERMANN et al.,
2003), da concentração de CO2 no ar e da densidade de fluxo de fótons
fotossinteticamente ativos e da temperatura do ar (MACHADO et al., 2005) e do
sombreamento (MEDINA et al., 2002). RIBEIRO et al. (2009a, b) observaram em
mudas de laranjeira cultivadas em vasos que a redução da fotossíntese no inverno em
Piracicaba-SP, foi relacionada ao decréscimo da regeneração de RuBP e da condutância
estomática, devido a baixa temperatura noturna em relação ao verão. No entanto, esses
autores não isolaram o efeito da temperatura na parte aérea da parte radicular, não sendo
possível separar o efeito individual da temperatura em cada parte da planta. Não se
encontraram pesquisas que tivessem investigado o efeito isolado da temperatura do solo
nas trocas gasosas, nas relações hídricas e na fotoquímica em laranjeiras.
7
3 MATERIAL E MÉTODOS
3.1 Material Vegetal e Cultivo das Plantas
Foram utilizadas mudas de laranjeira „Valência‟ enxertadas em limoeiro „Cravo‟
com seis meses de idade, plantadas em sacos plásticos de 5,0 L perfurados, preenchidos
com substrato contendo 95% de casca de Pinus e 5% de vermiculita. As mudas foram
obtidas pelo sistema de formação de mudas certificadas e permaneceram em casa de
vegetação, sendo irrigadas a cada dois dias. A cada 7 dias receberam 400 mL de solução
nutritiva diluída (10 mL de solução estoque por litro de água). A solução estoque era
composta por: 80 g/L de Ca(NO3)2, 33,2 g/L Mg(NO3)2, 0,18 g/L de MnSO4, 0,106 g/L de
ZnSO4, 1,54 g/L de Fe EDTA, 5,58 mL/L de Cu EDTA, 36 g/L de KNO3, 8g/L de
NH4H2PO4, 12 g/L de K2SO4, 1 mL/L de solução de NaMoO4.
3.2 Procedimento Experimental, Tratamentos e Variáveis Analisadas
O experimento foi conduzido em câmara de crescimento (PGR14, Conviron,
Canadá) (Figura 1) e as condições ambientais internas da câmara durante todo período
experimental
foram:
respectivamente;
temperatura
fotoperíodo
de
do
12
ar
diurna/noturna
horas;
densidade
de
de
25±1/20±1
fluxo
de
°C,
fótons
fotossinteticamente ativos (DFFFA) de 800 mol m-2 s-1; umidade relativa
diurna/noturna 60/65%, respectivamente, e déficit de pressão de vapor do ar (DPV)
entre 1 e 1,5 kPa.
As plantas foram transferidas da casa de vegetação para a câmara de
crescimento, onde permaneceram durante todo período experimental (10 dias). As
raízes foram imersas em caixas de isopor de 80 L contendo água à temperatura de 20 °C
(controle) por um período de 24 horas para aclimatação (Dia 0) (Figura 1). Após esse
período as raízes foram submetidas aos tratamentos, que constaram de três
temperaturas: (TR) 10, 20 (controle) e 30 °C. Cada caixa, contendo quatro plantas foi
fechada no topo, garantindo o isolamento térmico das raízes. O controle da temperatura
das raízes foi feito indiretamente por meio do controle da temperatura da água dentro
dos recipientes de isopor. As raízes não tiveram contato direto com a água do recipiente
de isopor, pois os sacos plásticos perfurados foram envolvidos com sacos plásticos
impermeáveis, sem furos. A temperatura de 20 °C foi mantida naturalmente, sem a
8
necessidade de controle. No tratamento a 10 °C a temperatura da água foi mantida
adicionando-se cubos de gelo diariamente, e no tratamento a 30 °C foi utilizado um
aquecedor com termostato. Em todos os tratamentos houve o monitoramento da
temperatura da água e das raízes das plantas com termômetros digitais de máxima e
mínima. A variação máxima da temperatura radicular ocorrida em todo período
experimental foi de ± 1 °C nos três tratamentos. As raízes permaneceram nas três
temperaturas por cinco dias. No sexto dia após o início dos tratamentos, as caixas foram
esvaziadas e preenchidas novamente com água na temperatura de 20 °C, retornando
então às condições iniciais do período de aclimatação a fim de se observar as respostas
das variáveis estudadas no retorno ao tratamento controle e permaneceram assim até o
final do experimento, isto é, entre o 6º e 9º dia. A oxigenação e circulação da água no
interior das caixas foi mantida por meio de bomba de ar.
No dia de aclimatação (TR = 20 oC), nos 1°, 3° e 5° de tratamento [TR = 10, 20
(controle) ou 30 oC] e nos 7° e 9°, de recuperação (TR = 20 oC) foram avaliadas as
variáveis fisiológicas descritas a seguir.
3.2.1 Trocas gasosas e fluorescência da clorofila a
As medidas das trocas gasosas e de fluorescência da clorofila a foram realizadas
simultaneamente utilizando-se um analisador portátil de fotossíntese por infra-vermelho
com fluorômetro acoplado (Li6400 acoplado com câmara de fluorescência 6400-40, da
Licor, Inc. Lincoln-USA, IRGA-6400) em folhas totalmente expandidas de
aproximadamente 2 meses. O analisador foi previamente calibrado em relação à
concentração de CO2 e vapor de água e zerado utilizando-se ar sem CO2 e H2O. O
fluxímetro também foi zerado diariamente. As variáveis das trocas gasosas, medidas
entre 9 e 16 horas, foram: assimilação de CO2 (A, em mol m-2 s-1), transpiração foliar
(E, em mmol m-2 s-1), condutância estomática (gs, em mol m-2 s-1) e concentração
intercelular de CO2 (Ci, em mol mol-1).
As medidas de fluorescência da clorofila a foram realizadas pelo método do
pulso saturado (MAXWELL & JOHNSON, 2000), utilizando a nomenclatura
recomendada por BAKER & ROSENQVIST (2004). Na presença de luz artificial foi
medida a fluorescência máxima (Fm’), a fluorescência no estado de equilíbrio dinâmico
(F’) e a fluorescência mínima (F0’), permitindo-se calcular os seguintes parâmetros
(BAKER, 2008): eficiência máxima do fotossistema II (PSII) na presença de luz
9
B
C
A
Figura 1 - Visão geral do experimento realizado na câmara de crescimento. Nas fotos
superiores as plantas com raízes imersas em água em caixas de isopor de 80 L, com
água e temperatura controlada, e fechadas para isolamento do ambiente da parte aérea.
Na foto inferior, visão da câmara de crescimento (PGR14, Conviron, Canadá) aberta,
mostrando o conjunto caixa/planta acondicionado em seu interior. A = analisador
portátil de fotossíntese (Li 6400 acoplado com fluorômetro 6400-40); B= termômetro
digital de máxima e mínima; C = bomba de ar.
10
(Fv’/Fm’, onde Fv’ = Fm’ – F0’); eficiência operacional do fotossistema II (PSII)
(Fq’/Fm’, onde Fq’ = Fm’ – F’); fator de eficiência do PSII (Fq’/Fv’); coeficiente de
extinção não fotoquímica [NPQ, onde NPQ = (Fm – Fm’)/Fm’] e taxa de transporte
aparente de elétrons [ETR = (DFFFA . Fq’/Fm’ . 0,5 . 0,84)] de acordo com
SCHREIBER et al. (1998). Para o cálculo de ETR, a fração de excitação de energia
distribuída para o PSII foi considerada 0,5 e a fração de DFFFA absorvida pela folha
0,84 (DEMMIG & BJÖRKMAN, 1987). Na ausência de luz, com as lâmpadas da
câmara de crescimento apagadas, foi medida a eficiência quântica fotoquímica máxima
do PSII (Fv/Fm, onde Fv = Fm – F0), a partir de medidas de fluorescência máxima (Fm) e
mínima (F0), em folhas adaptadas ao escuro (por uma noite), à concentração
atmosférica de CO2.
3.2.2 Curva A x luz
A curva de resposta de A a DFFFA foi realizada entre 9h e 16h e obtida com a
diminuição gradativa da radiação dentro da câmara de fotossíntese nas seguintes
densidades de fluxo de fótons (mol m-2 s-1): 1600, 1300, 1000, 800, 700, 600, 500,
400, 300, 200, 100, 50 e 0. O tempo mínimo de equilíbrio em cada ponto da curva foi de
180 s até no máximo 300 s e/ou quando o coeficiente de variação atingia valor ≤ 0,5%.
A concentração de CO2 e a diferença de pressão de vapor entre a folha e o ar (DPVf-ar)
durante as mensurações foi de 380 mol mol-1 e 1,6 kPa, respectivamente. As
temperaturas das folhas e do bloco foram mantidas a 25 °C. Os valores obtidos de A em
função de DFFFA foram ajustados à equação:
A = Amax [1-e-k(Q - Γ)],
(1)
onde Amax é a assimilação máxima de CO2, Γ é o ponto de compensação de luz, Q a
DFFFA e k um coeficiente de ajuste (IQBAL et al., 1997). A eficiência quântica
aparente foi estimada pela equação Φ = (kAmax) e(kΓ) (IQBAL et al., 1997). A respiração
(R) foi obtida com o sistema de iluminação da câmara de crescimento apagado.
11
3.2.3 Curva A x Ci
As curvas A x Ci e as medidas correspondentes da fluorescência da clorofila a
foram feitas em folhas totalmente expandidas, de aproximadamente dois meses de
idade, expostas a DFFFA saturante (MACHADO et al., 2005) e constante de 1200 mol
m-2 s-1 na câmara de fotossíntese entre as 9h e 14h. A variação de Ci foi obtida pelo
controle da concentração de CO2 (50, 100, 200, 300, 400, 600, 800, 1000, 1200, 1400, e
1600 mol CO2 mol-1) do ar de entrada (referência) da câmara de medida do IRGA6400, de acordo com procedimento proposto por LONG & BERNACCHI (2003). A
primeira medida foi feita em 400 mol de CO2, diminuindo-se gradativamente a
concentração de CO2 até atingir a concentração mínima de 50 mol CO2 mol-1. A partir
desse ponto retornou-se para a concentração inicial de CO2 (400 mol CO2 mol-1) e, em
seguida, aumentou-se gradativamente até atingir a concentração final de 1600 mol
CO2 mol-1.
Simultaneamente às mensurações de A em função de Ci foram feitas medidas da
fluorescência da clorofila a em cada ponto da curva, permitindo dessa forma separar as
limitações difusivas das metabólicas que ocorrem na fotossíntese, de acordo com
modelo proposto por FARQUHAR et al. (1980) e LONG & BERNACCHI (2003). As
limitações bioquímicas foram expressas pela taxa máxima de carboxilação da ribulose1,5-bisfosfato RuBP (Vc,max) e pela taxa máxima de regeneração da RuBP dependente da
cadeia de transporte de elétrons (Jmax). Porém, tem-se utilizado esse modelo
considerando que Ci é igual à concentração de CO2 no sítio catalítico (Cc) da ribulose1,5-bisfosfato carboxilase/oxigenase (Rubisco), ou seja, considerando-se que a
condutância interna ou do mesofilo (gi) é infinita. Atualmente sabe-se que gi é finito e
baixo, principalmente para espécies arbóreas, e da mesma ordem de grandeza de gs
(LORETO et al., 1992; EPRON et al., 1995; WARREN, 2008a; WARREN & ADAMS,
2006). O uso de Ci subestima os valores de Vc,max e Jmax, levando a interpretações
errôneas, de forma que é recomendável o uso de Cc para estimar aqueles valores. Sendo
assim, a regressão da curva de A em resposta a Ci foi reajustada para A x Cc, onde Cc é a
concentração de CO2 presente no sítio de carboxilação da RuBP (cloroplasto), de acordo
com modelo de EPRON et al. (1995):
Cc = Ci (S*/S),
(2)
12
onde S* é o fator de especificidade da Rubisco calculado a partir da regressão linear
extraída da relação entre Jc/Jo e Ci/O e S a especificidade da Rubisco determinada in
vitro cujos valores encontrados estão entre 2100 à 2950 mol mol-1 (EVANS et al., 1986;
HARLEY et al., 1992). No presente trabalho o valor utilizado foi 2950 mol mol-1.
Os parâmetros Jc e Jo referem-se ao fluxo de elétrons direcionados para a
carboxilação e oxigenação da RuBP, respectivamente, e foram calculados pelas
seguintes expressões:
Jc = 1/3 [JT + 8 (A + R)],
(3)
Jo = 2/3 [JT – 4 (A + R)],
(4)
onde JT = Jc + Jo refere-se ao fluxo total de elétrons utilizados na atividade da Rubisco e
é calculado através do parâmetro fotoquímico (Fq’/Fm’) (GENTY et al., 1989), A a
assimilação de CO2 e R a respiração. A relação Ci/O refere-se à fração molar de CO2 e
O2 (210 mmol mol-1) presentes nos espaços intercelulares.
Após o ajuste da curva A em função de Cc, utilizou-se a equação da assimilação
de CO2 como uma função linear de Cc de acordo com modelo de FARQUHAR et al.
(1980) e LONG & BERNACCHI (2003), sendo Vc,max e Jmax os coeficientes angulares
da reta e R, a respiração mitocondrial, o ponto da reta que intercepta o eixo Y (A). A Cc
máxima utilizada para o cálculo de Vc,max foi de 200 mol mol-1 e os cálculos foram
feitos conforme as equações descritas a seguir:
AC = f’ Vc,max – R,
(5)
AJ = g’ J – R,
(6)
onde,
f’ = (Cc – *)/[Cc + Kc (1 + O/K0)]
(7)
e
g’ = (Cc – *)/(4,5Cc + 10,5*),
(8)
13
onde: Ac e AJ representam a fotossíntese limitada pela eficiência de carboxilação e
regeneração da RuBP, respectivamente, Kc e Ko são constantes de Michaelis–Menten da
Rubisco, respectivamente, para carboxilação e oxigenação, Rd é respiração mitocondrial
à luz; Oi é a concentração de oxigênio interna da folha (considerada igual à externa à
folha), * é o ponto de compensação de CO2 na ausência de respiração no escuro. Os
valores de * e de Kc e Ko para a mesma temperatura da folha no momento das medidas
de trocas gasosas foram calculadas de acordo com as equações temperatura-dependentes
desenvolvidas por BERNACCHI et al. (2001). J é fluxo potencial de elétrons para uma
dada DFFFA e é dado por:
J = Q2 + Jmax - [(Q2 + Jmax)2 - 4.Q2.Jmax)] 0,5 / 2*)
(9)
onde Jmax é a taxa máxima de transporte de elétrons em mol m-2 s-1 quando a Rubisco
está saturada por CO2, é a convexidade da curva de luz, considerado 0,9 e Q2 é a
radiação incidente utilizada no transporte de elétrons por meio do fotossistema 2 (PSII)
e é dado por:
Q2 = Q * abs (1 - f) / 2,
(10)
sendo Q = DFFFA, abs o coeficiente de absorção da folha considerado 0,84, f é um
fator de qualidade da radiação (0,15) e o divisor 2 é usado pois somente é considerado
o PSII (VON CAEMMERER, 2000).
A condutância mesofílica (gi), a limitação estomática (LS) e a limitação do
mesofilo (Li) são as limitações difusivas da fotossíntese e foram calculadas segundo
EPRON et al. (1995) (gi), LONG & BERNACCHI (2003) (LS) e WARREN (2008b)
(Li), respectivamente, pelas expressões abaixo:
A = gi (Ci – Cc),
(11)
Li = (A’’’ - A‘)/A’’’
(12)
e
14
LS = (A”– A’)/A”,
(13)
onde A’ é a fotossíntese medida à concentração ambiente de CO2 (Ca = 400 mol mol-1)
e A” a fotossíntese no momento em que Ci = Ca, ou seja, quando a resistência
estomática tendeu a zero, A’’’ no momento em que Cc = Ci.
As variáveis fotoquímicas, medidas a cada concentração de CO2 do ar de
referência, foram as mesmas descritas no item 3.2.1.
3.2.4 Potencial da água na folha
O potencial da água na folha foi medido às 6 h (6h, pré-amanhecer, em MPa) e
às 13 h (13h, em MPa) com câmara de pressão (modelo 3005, Soil Moisture Equipment
Corp., EUA), segundo método proposto por KAUFMANN (1968).
3.2.5 Condutividade hidráulica
A condutividade hidráulica (KL, em mmol m-2 s-1 MPa-1) foi estimada pela
seguinte expressão HUBBARD et al. (2001):
KL = E13h/(6h-13h),
(14)
onde E é a transpiração ocorrida às 13 h e 6h e 13h o potencial da água na folha
medido às 6 h (pré-amanhecer) e às 13 h, respectivamente.
3.3 Delineamento Estatístico
O delineamento estatístico foi em parcelas subdivididas (split-plot) no tempo
com cinco repetições, tendo os tratamentos (3 temperaturas) como parcelas e o tempo (5
dias de avaliação) como subparcelas. As variáveis medidas foram submetidas à análise
de variância (ANOVA) e as médias comparadas pelo teste de Tukey a 5% de
probabilidade.
15
4 RESULTADOS
4.1 Trocas Gasosas, Potencial Hídrico e Condutividade Hidráulica
No período de aclimatação (dia 0, TR = 20 oC) as variáveis medidas não
diferiram significativamente (P<0,05) entre as plantas que tiveram suas raízes
submetidas a diferentes regimes térmicos (Figura 2). Após 24 horas (dia 1) do início dos
tratamentos a assimilação de CO2 (A) foi significativamente diferente entre os
tratamentos (P<0,05). As plantas cujas raízes tiveram a temperatura aumentada de 20
para 30 ºC apresentaram um acréscimo aproximado de até 67% em A no quinto dia,
enquanto naquelas resfriadas de 20 para 10 °C A decresceu até 33% (Figura 2A). O
acréscimo em A a 30 °C ocorreu paralelamente ao acréscimo em gs e gi, que foram 42%
superiores ao de 20 °C (Figuras 2C e D). Esse aumento em A em resposta a maior gs e gi
promoveu maior eficiência aparente de carboxilação, dada pela relação A/Ci (Figura
2F). Por outro lado, no tratamento a 10 °C, o menor valor de A ocorreu simultaneamente
com menores gs e gi, reduzindo dessa forma A/Ci (Figuras 2A, C, D e F). Embora fluxo
de CO2 tenha sido elevado em resposta a gs e gi elevadas, observado até o quinto dia no
tratamento a 30 °C, a concentração intercelular de CO2 (Ci) foi sempre menor (P<0,05)
ao de 20 °C (Figura 2E), em função da maior fixação fotossintética.
A maior transpiração foliar (E) ocorreu a 30 °C atingindo valores 64% e 18%
superiores aos tratamentos 10 e 20 °C, respectivamente (Figura 2B) e está diretamente
relacionada ao maior gs observado no mesmo período. Contudo, os maiores valores de E
ocorridos a 30 °C não tiveram grande influência no 13h já que valores elevados de
potencial da água na folha foram encontrados (Figura 3B), indicando que os tecidos
estavam bem hidratados mesmo com elevada transpiração. No tratamento a 10 °C,
embora a transpiração tenha se mantido praticamente a metade da ocorrida a 30 °C até o
quinto dia do experimento em resposta a menor gs, os valores de 13h foram sempre
duas vezes menores em relação a 30 °C (Figura 3B). Valores intermediários de E e 13h
foram observados para o tratamento controle (20 oC).
16
12
A
1,8
-2
-1
1,6
1,4
8
1,2
6
1,0
4
0,8
0,6
0
0,4
C
0,27
D
0,24
0,21
-1
0,08
-2
0,18
0,15
0,09
0,02
260
0,06
F
E
0,50
240
0,40
0,35
220
0,30
-2
A/Ci (mol m s Pa )
0,45
-1
-1
0,12
0,04
-2
0,06
gi (mol m s )
gs (mol m s )
0,10
0,25
200
0,20
-1
0,15
180
-1
Ci (mol CO2 mol )
-1
2
-2
A (mol CO2 m s )
10
B
E (mmol H20 m s )
10 °C
20 °C
30 °C
0,10
1
3
5
7
9
1
3
5
7
9
Dias
Figura 2 - Efeito da temperatura radicular de laranjeira „Valência‟ enxertada em
limoeiro „Cravo‟ na assimilação de CO2 (A, em A), transpiração foliar (E, em B),
condutância estomática (gs, em C), condutância mesofílica (gi, em D), concentração
intercelular de CO2 (Ci, em E) e eficiência aparente de carboxilação (A/Ci, em F).
Medidas realizadas na DFFFA de 1300 mol m-2 s-1, temperatura do ar dia/noite 25/20
°C e concentração de CO2 ambiente (380 mol mol-1), com exceção de gi calculado a
partir da curva A x Ci. Dia 0 todas as plantas com temperatura de raízes (TR) a 20 oC;
dias 1 a 5 tratamento com TR a 10, 20 ou 30 oC, dias 6 a 9 recuperação com TR a 20 oC .
Cada ponto representa a média de cinco repetições ± erro padrão. Setas indicam
primeiro dia de retorno das raízes de 10 e 30 °C para 20 °C (período de recuperação).
17
Dias
0,0
1
3
5
7
9
1
3
5
9
0,0
-0,2
-0,4
-0,4
-0,6
-0,6
-0,8
10 °C
20 °C
30 °C
A
-0,8
B
C
9
7
-2
-1
-1
KL (mmol H2O m s MPa )
11
13h (MPa)
6h (MPa)
-0,2
7
5
3
1
1
3
5
7
9
Dias
Figura 3 - Efeito da temperatura radicular de laranjeira „Valência‟ enxertada em
limoeiro „Cravo‟ no potencial da água na folha às 6 horas (pré-amanhecer,6h, em A) e
às 13 horas (13h, em B) e na condutividade hidráulica (KL, em C). Dias 1 a 5
tratamento com temperatura das raízes (TR) a 10, 20 ou 30 oC, dias 6 a 9 recuperação
com TR de 20 oC. Cada barra representa a média de cinco repetições ± erro padrão. Setas
indicam primeiro dia de retorno das raízes a 10 e 30 °C para 20 °C.
Quanto ao potencial da água na folha medido no pré-amanhecer (6h), não
houve diferença entre os tratamentos e os valores encontrados indicaram que os
substratos estavam com boa disponibilidade hídrica (Figura 3A).
A maior (P<0,05) condutividade hidráulica estimada (KL) ocorreu no tratamento
radicular a 30 °C (Figura 3C) e o elevado valor garantiu o bom estado de hidratação dos
tecidos foliares (alto 13h, figura 3B) mesmo no momento de alta E. Nas plantas com
sistema radicular a 10°C o valor de KL no mesmo período foi, em média, quatro vezes
menor que o observado a 30 oC (Figura 3C), quando o 13h (figura 3B) e E foram
18
também menores (Figura 2B). Valores intermediários de KL foram observados no
tratamento controle (20 °C).
A partir do sexto dia as plantas com temperaturas radiculares a 10 e 30 °C
voltaram a 20 °C. As plantas que tiveram as raízes acondicionadas a 30 °C apresentaram
resposta imediata à nova temperatura, pois os valores de A, gs, gi, Ci, E, w e KL
igualaram-se aos observados a 20 °C. Nas plantas do tratamento radicular a 10 °C A, gs,
gi, E e KL se equivaleram aos valores observados a 20 °C apenas no nono dia, ou seja,
necessitaram de dois dias para recuperar os valores originalmente observados antes da
aplicação dos tratamentos, isto é com todas as raízes a 20 °C, no período de
aclimatação.
4.2 Ponto de Compensação de Luz, Rendimento Quântico Aparente e
Fluorescência da Clorofila a
Os pontos de compensação lumínica (c) não diferiram significativamente entre
os tratamentos, apresentando valores médios de 32 mol m-2 s-1 nos tratamentos 10 e 30
°C e 35 mol m-2 s-1 no tratamento 20 °C (Figura 4A). O c é também influenciado pela
respiração (R) foliar ocorrida no escuro (mitocondrial) e a pequena diferença existente
no tratamento a 20 °C pode ter sido reflexo da maior respiração ocorrida no período
analisado (P<0,05), cujos valores médios foram 1,60; 2,0 e 1,63 mol m-2 s-1 nos
tratamentos a 10, 20 e 30 °C, respectivamente.
O rendimento quântico aparente () das plantas com raízes a 30 °C foi superior
(P<0,05) em relação ao verificado nas plantas com raízes mantidas a temperaturas mais
baixas e essa diferença foi ainda maior no nono dia, mesmo quando a temperatura já se
encontrava nas condições iniciais (20 °C) (Figura 4B).
Quanto às variáveis de fluorescência da clorofila não houve diferença na
eficiência quântica máxima fotoquímica (Fv/Fm) entre os tratamentos, com valores
médios variando entre 0,78 a 0,81 (Figura 5A). Entretanto, o fator de eficiência do PSII
(Fq’/Fv’) foi sempre maior (P<0,05) no tratamento a 30 °C em todo período
experimental (Figura 5B), em relação aos tratamentos de menores temperaturas, o que
lhe garantiu a maior eficiência operacional do PSII (Fq’/Fm’) (Figura 5C). O aumento
da eficiência de operação nesse tratamento contribuiu para o incremento de 64% em A
(Figura 2A) em relação ao de temperatura 20 °C. Embora A no tratamento de
temperatura radicular mais baixa (10 °C) tenha sido 33% (P<0,05) menor em relação a
20 °C, Fq’/Fv’ e Fq’/Fm’ nesses dois tratamentos foram iguais. Até o quinto dia o
19
coeficiente de extinção não fotoquímica (NPQ) a 30 °C foi menor (P<0,05), em resposta
a maior Fq’/Fm’. No entanto, a partir do sétimo dia, quando a raiz desse tratamento
encontrava-se a 20 °C, o NPQ aumentou, igualando-se aos outros dois tratamentos,
indicando que parte da energia luminosa captada pelo complexo antena foi dissipada em
forma de calor (Figura 5D). Ainda assim, a Fq’/Fv’ e Fq’/Fm’ desse tratamento
mantiveram-se maiores até o nono dia, quando a A já se igualava ao tratamento 20 °C.
Essa maior eficiência de operação do PSII no nono dia observado no tratamento a 30°C
contribuiu para o maior  encontrado nesse dia nesse tratamento (Figura 4B).
50
0,08
-1
c (mol fótons m s )
0,07
-2
40
B
30
0,06
20
0,05
-1
 [mol CO2 mol(fótons) ]
10 °C
20 °C
30 °C
A
10
0,04
1
3
5
7
9
1
3
5
7
9
Dias
Figura 4 - Efeito da temperatura radicular de laranjeira „Valência‟ enxertada em
limoeiro „Cravo‟ no ponto de compensação de luz (c, em A) e na eficiência quântica
aparente (, em B). Dia 0 todas as plantas com temperatura de raízes (TR) a 20 oC; dias
1 a 5 tratamento com TR a 10, 20 ou 30 oC, dias 6 a 9 recuperação com TR de 20 oC.
Cada ponto representa a média de cinco repetições ± erro padrão. Setas indicam
primeiro dia de retorno das raízes a 10 e 30 °C para 20 °C.
4.3 Taxas Máxima de Carboxilação (Vc,max) e de Regeneração da RuBP (Jmax),
Assimilação Máxima de CO2 Sob Saturação de CO2 (AmaxCO2) e Limitação
Estomática da Fotossíntese
A curva de resposta A x Ci foi realizada na DFFFA de 1200 mol m-2 s-1,
portanto acima do ponto de saturação de luz para a espécie. As taxas máximas de
carboxilação (Vc,max) e de regeneração da RuBP (Jmax) foram calculadas a partir das
curvas A x Cc (Figura 6).
20
0,84
A
10ºC
20ºC
30ºC
0,8
B
0,7
0,6
0,82
0,4
0,3
Fq'/Fv'
Fv/Fm
0,5
0,80
0,78
0,2
0,1
0,76
0,0
D
C
4,0
0,20
3,5
3,0
2,5
0,10
NPQ
Fq'/Fm'
0,15
2,0
1,5
0,05
1,0
100
F
0,34
Fv'/Fm'
90
0,32
80
0,30
70
0,28
60
-2
ETR [mol (elétrons) m s ]
E
3
5
7
9
1
3
5
7
9
-1
50
1
Dias
Figura 5 - Efeito da temperatura radicular de laranjeira „Valência‟ enxertada em
limoeiro „Cravo‟ na eficiência quântica fotoquímica máxima do PSII (Fv/Fm, em A), no
fator de eficiência do PSII (Fq’/Fv’, em B), na eficiência quântica operacional do PSII
(Fq‟/Fm‟, em C), no coeficiente de extinção não fotoquímica (NPQ, em D), na eficiência
máxima do PSII (Fv’/Fm’, em E) e no transporte aparente de elétrons (ETR, em F).
Medidas realizadas entre 9 e 14h na DFFFA de 1300 mol m-2 s-1, temperatura do ar
constante a 25 °C e concentração de CO2 ambiente (380 mol mol-1). Dia 0 todas as
plantas com temperatura de raízes (TR) a 20 oC; dias 1 a 5 tratamento com TR a 10, 20 ou
30 oC, dias 6 a 9 recuperação com TR de 20 oC. Cada ponto representa a média de cinco
repetições ± erro padrão. Setas indicam primeiro dia de retorno das raízes a 10 e 30 °C
para 20 °C.
21
Na figura 6 verifica-se a variação da assimilação máxima sob saturação de CO2
(AmaxCO2). AmaxCO2 para temperatura de raízes de 10 oC foi ao redor de 13,0mol m-2 s-1
no 1º e 3º dias de tratamento (Figura 6 A, B). Houve recuperação de AmaxCO2 no 3º dia
com a temperatura novamente a 20 oC (Figura 6C), atingindo valores ao redor de
18mol m-2 s-1 próximo aos 20mol m-2 s-1, observados no tratamento 20 oC (Figura
6D, E e F). AmaxCO2 para temperatura de raízes 30 oC variou entre 28 e 30 mol m-2 s-1
entre o 1º e 3º dia de tratamento. Após retorno da temperatura das raízes a 20 oC AmaxCO2
diminuiu para cerca de 26 mol m-2 s-1, ou seja ainda maior que o controle a 20 oC.
No tratamento radicular a 10 °C houve decréscimo significativo (P<0,05) de até
23% em Vc,max, ocorrido no sétimo dia, em relação aos de maiores temperaturas (20 e 30
°C) que não diferiram entre si durante todo o período experimental (Figura 7A). Já a
taxa máxima de regeneração da RuBP (Jmax), dependente do transporte de elétrons, foi
fortemente influenciada pela temperatura radicular, mostrando diferenças significativas
(P<0,05) entre os três tratamentos. Os maiores valores de Jmax ocorreram nas plantas
com raízes a 30 °C, até o quinto dia, enquanto os menores ocorreram no tratamento a 10
°C (Figura 7B). A maior Jmax ocorrida no tratamento de maior temperatura radicular
(P<0,05) foi a responsável pela maior relação Jmax:Vc,max indicando que houve
incremento no substrato disponível para assimilação de CO2 e, conseqüentemente,
consumo maior de ATP e NADPH na regeneração da RuBP (Figura 7C). Embora a
Vc,max ocorrida no tratamento a 10 °C tenha sido menor, a relação Jmax:Vc,max não diferiu
da encontrada a 20 °C, sugerindo um equilíbrio no balanço entre as taxas de
carboxilação e regeneração da RuBP (Figura 7C), mesmo com baixa assimilação de
CO2 (Figura 2A). Ainda que tenha ocorrido equilíbrio metabólico no tratamento
radicular a 10 °C, verificado pela Jmax:Vc,max, a taxa de transporte de elétrons utilizados
para fixação de CO2 (ETR/Ag) foi significativamente maior (P<0,05) que as encontradas
nos tratamentos de temperaturas mais altas, mostrando que grande parte dos elétrons
oriundos da fotoquímica não foram utilizados diretamente na assimilação de CO2
(Figura 7D), ocorrendo drenos alternativos desses elétrons já que a assimilação de CO 2
foi menor (Figura 2A).
Quanto às limitações difusivas da fotossíntese (estomática, Ls e mesofílica, Li),
não houve diferença significativa entre os tratamentos. O padrão de resposta da Ls e Li
foi semelhante durante todo período experimental. No tratamento a 20 °C, Ls foi
aproximadamente 35%, enquanto nos tratamentos a 10 e 30 °C, 40%. A limitação
22
mesofílica da fotossíntese (Li) foi menor que a estomática (Ls) e semelhante em todos os
tratamentos, cerca de 23% (Figuras 8A e B). Observa-se que apenas no primeiro dia de
avaliação Ls no tratamento a 10 °C atingiu o maior valor (50%). Entretanto, a partir do
terceiro dia Ls desse tratamento diminuiu, sugerindo que houve retro-regulação da
fotossíntese relacionada aos fatores difusivos, como observado em Vc,max e Jmax (Figuras
7A e B). Ls está relacionada com a correspondente gs e tem influência direta nas trocas
gasosas. Embora gs ocorrida a 30 °C tenha sido a maior dentre os tratamentos, Ls parece
ter sido relativamente alta, já que houve tendência de abaixamento de Ci (não
significativo) enquanto a fixação de carbono esteve elevada (Figuras 2A, C e E).
5 DISCUSSÃO
5.1 Trocas Gasosas, Potencial Hídrico e Condutividade Hidráulica
As condições ambientais da parte aérea às quais as plantas foram submetidas na
câmara de crescimento são consideradas ideais para laranjeiras (MACHADO et al.,
2002, 2005; RIBEIRO et al., 2004). Os valores observados das variáveis relacionadas
às trocas gasosas nos três tratamentos estão dentro do esperado para mudas de laranjeira
„Valência‟ mantidas tanto em ambiente controlado (MACHADO et al., 2005; RIBEIRO
et al., 2004) quanto em casa de vegetação (MEDINA et al., 1998, 1999). Durante todo
período experimental a única condição que sofreu modificações foi a temperatura das
raízes, portanto qualquer mudança na resposta das mudas esteve relacionada a esse fato.
Tanto o aumento (de 20 para 30 oC) como o abaixamento (de 20 para 10 oC) da
temperatura das raízes afetaram as variáveis relativas às trocas gasosas (A, E, gs, gi, Ci e
A/Ci) em relação ao controle a 20 oC (Figuras 2). O incremento de A já no primeiro dia
após o aumento da temperatura radicular de 20 para 30 °C foi relacionado a fatores
difusivos e metabólicos, pois houve incremento em gs e gi, bem como na eficiência
aparente de carboxilação (A/Ci) (Figuras 2A, C, e F). Por outro lado, o abaixamento da
temperatura radicular de 20 para 10 °C causou queda em A (P<0,05), também
relacionada a gs, gi e, em menor grau, à queda de A/Ci (Figuras 2A, C, D e F).
Considerando-se os 3 tratamentos, houve correlação positiva significativa entre A x gs (r
= 0,86, P<0,001), entre A x gi (r = 0,86, P<0,001) e entre A x A/Ci (r = 0,99, P<0,001).
23
Tratamento
o
Tratamento
o
o
10 C, 1 dia
Recuperação
o
o
10 C, 3 dia
o
20 C, 3 dia
30
30
A
25
A = 13,5*[1-EXP(-0,00521(Cc-74,9]
2
R =0,95
20
C
B
A = 12,9*[1-EXP(-0,00597(Cc-67,4]
2
R =0,99
A = 18,0*[1-EXP(-0,00456(Cc-61,9]
2
R =0,99
25
20
15
15
10
10
5
5
0
0
0
200
400
600
0
200
400
600
0
200
400
600
-1
Cc (mol CO2 mol )
o
o
o
20 C, 1 dia
-1

30
A = 21,1*[1-EXP(-0,00427(Cc-59,1]
2
R =0,99
25
20
2
2
o
AmaxCO (mol m s )
15
10
10
5
5
0
0
0
200
400
600
0
200
400
600
0
200
400
-1
15

AmaxCO (mol m s )
F
A = 21,8*[1-EXP(-0,00394(Cc-63,4]
2
R =0,98
A = 19,1*[1-EXP(-0,00565(Cc-56,0]
2
R =0,99
20
o
20 C, 3 dia
E
D
25
o
20 C, 3 dia
30
600
-1
Cc (mol CO2 mol )
o
o
o
30
o
o
20 C, 3 dia
H
G
25
o
30 C, 3 dia
30 C, 1 dia
30
I
25
20
20
15
15
10
10
5
A = 28,0*[1-EXP(-0,00318(Cc-41,7]
2
R =0,99
0
0
200
400
600
0
5
A = 30,1*[1-EXP(-0,00308(Cc-29,4]
2
R =0,99
200
400
600
A = 26,1*[1-EXP(-0,00340(Cc-52,3]
2
R =0,99
0
200
400
0
600
-1
Cc (mol CO2 mol )
Figura 6 - Assimilação máxima de CO2 sob saturação de CO2 (AmaxCO2) em laranjeira
„Valência‟ enxertada em limoeiro „Cravo‟ em reposta à variação da temperatura nas
raízes. A e B, respectivamente, 1 e 3 dias após a aplicação do tratamento temperatura
das raízes a 10 oC e C 3 dias após o retorno da temperatura de 10 para 20 oC. D, E e F
controle com temperatura de raízes a 20 oC. G e H, respectivamente, 1 e 3 dias após a
aplicação do tratamento temperatura das raízes a 30 oC e I, 3 dias após o retorno da
temperatura de 30 para 20 oC. Cada ponto representa a média de cinco repetições ± erro
padrão.
24
B
180
70
150
-2
-1
10 °C
20 °C
30 °C
A
60
120
-2
90
40
60
-1
50
18
C
D
16
2,5
14
12
2,0
-
ETR/Ag (mol e /mol CO2)
3,0
Jmax / Vc,max
Jmax (mol m s )
Vc,max (mol m s )
80
10
1,5
8
1,0
6
1
3
5
7
9
1
3
5
7
9
Dias
Figura 7 - Efeito da temperatura radicular de laranjeira „Valência‟ enxertada em
limoeiro „Cravo‟ nas taxas máximas de carboxilação (Vc,max, em A) e de regeneração da
RuBP (Jmax, em B), na relação entre as taxas de regeneração e carboxilação da RuBP
(Jmax/Vc,max, em C) e na relação entre a taxa de transporte de elétrons e assimilação bruta
de CO2 (ETR/Ag, em D). Dia 0 todas as plantas com temperatura de raízes (TR) a 20 oC;
dias 1 a 5 tratamento com TR a 10, 20 ou 30 oC, dias 6 a 9 recuperação com TR de 20 oC.
Cada ponto representa a média de cinco repetições ± erro padrão. Setas indicam
primeiro dia de retorno das raízes a 10 e 30 °C para 20 °C.
As correlações positivas entre A e gs e A e gi indicam que a difusão do CO2 do ar
externo até o sítio de carboxilação, no estroma, através dos estômatos e do mesofilo,
afetou a fotossíntese. Esse movimento pode ser descrito pela 1ª lei de Fick, como: A =
gs(Ca-Ci) = gi(Ci – Cc), onde Ca, Ci e Cc indicam a concentração de CO2,
respectivamente no ar, na cavidade subestomática e no estroma do cloroplasto (LONG
& BERNARCCHI, 2003).
25
A
10
20
B
30
50
40
40
30
30
20
20
10
10
Li(%)
Ls (%)
50
0
0
1
3
5
7
9
1
3
5
7
9
Dias
Figura 8 - Efeito da temperatura radicular de laranjeira „Valência‟ enxertada em
limoeiro „Cravo‟ na limitação estomática (Ls, em A) e mesofílica (Li, em B) da
fotossíntese. Dias 1 a 5 tratamento com temperatura das raízes (TR) a 10, 20 ou 30 oC,
dias 6 a 9 recuperação com TR de 20 oC. Cada barra representa a média de cinco
repetições ± erro padrão. Setas indicam primeiro dia de retorno das raízes a 10 e 30 °C
para 20 °C.
A influência de gs em A já é bem conhecida em laranjeiras cultivadas em campo
ou em condições protegidas (MEDINA et al., 1998, 1999; RIBEIRO, 2006; RIBEIRO
& MACHADO, 2007) ou em ambientes controlados (MACHADO et al., 2005;
RIBEIRO et al., 2004). A condutância estomática varia em função de fatores ambientais
como temperatura do ar e do solo, temperatura noturna, umidade do solo, turgescência e
potencial da água da folha, diferença de pressão de vapor entre a folha e o ar (DPVf-ar),
DFFFA e de fatores inerentes à própria planta (ALLEN & ORT, 2001; ALLEN et al.,
2000; BAUER et al., 1985; ERISMANN et al., 2008; FENELL & MARKHART, 1998;
HABERMANN et al., 2003; MACHADO et al., 2002, 2005; RIBEIRO & MACHADO,
2007; RIBEIRO et al., 2009b).
No caso presente gs variou em conseqüência da variação da temperatura do
sistema radicular, à semelhança do que já foi observado por outros autores em diversas
espécies (ALLEN & ORT, 2001; ALLEN et al., 2000; BAUER et al., 1985; NADA et
al., 2003; ZHANG et al., 2008).
Em citros um dos fatores que afeta gs é o potencial da água na folha (GOMES et
al., 2004; MACHADO et al., 1999; RIBEIRO, 2006). O 6h, medido com as luzes
apagadas, foi igual em todos os tratamentos (Figura 3A). Durante o período noturno a
26
planta hidrata-se e entra em equilíbrio com a umidade do solo. O valor de 6h foi cerca
de -0,15 MPa em todos tratamentos e, portanto, independente da temperatura das raízes.
Esse potencial indica que as plantas estavam hidratadas e sem estresse hídrico
(MEDINA et al., 1998; MACHADO et al., 1999). O h depende do balanço entre a
água absorvida pelo sistema radicular e a transpirada pelas folhas. Observou-se (Figura
3B) que o h foi significativamente (P<0,05) maior nos tratamentos com as
temperaturas mais altas, mesmo com maiores taxas de transpiração. As variações dos
valores de gs foram diretamente relacionadas com h (Figuras 2B e C e 3B).
O maior 13h, observado nas plantas com raízes a 30 °C correspondeu a tecidos
foliares mais hidratados e garantiu a manutenção da turgidez das células estomáticas e
alto gs facilitando a difusão de CO2 do ambiente para os espaços intercelulares. O
incremento significativo (P<0,05) em A foi parcialmente relacionado à maior difusão de
CO2, pois também se verificou (Figura 2F) um aumento expressivo de A/Ci a 30 oC
(P<0,05) em relação aos outros tratamentos, sugerindo um efeito metabólico sobre o
incremento em A. O aumento em gs também contribuiu para o incremento na
transpiração foliar (E) (Figuras 2B e C).
O maior valor de 13h no tratamento radicular a 30 °C ocorreu em resposta ao
aumento da capacidade de absorção de água pelas raízes, devido possivelmente ao
elevado valor de condutividade hidráulica (KL) em relação aos outros tratamentos. O
aumento na capacidade de absorção de água está relacionado a mudanças na
permeabilidade das membranas das células radiculares (FENNELL & MARKHART,
1998). Como é de conhecimento geral, temperaturas mais elevadas, dentro da faixa
fisiológica, favorecem o metabolismo celular aumentando a velocidade das reações
químicas. Metabolismo mais acelerado requer reposição mais rápida de substratos para
a continuidade das reações e, por isso, alterações fisiológicas nas plantas devem ocorrer
para atender a demanda por esses substratos. Em citros o crescimento das raízes
aumenta com a temperatura na faixa entre 13 e 27 °C (BEVINGTON & CASTLE,
1985). Maior crescimento requer maior fornecimento de carboidratos estimulando a
produção fotossintética.
A absorção de água pelas raízes é mediada por canais de proteínas intrínsecas
presentes na membrana plasmática denominadas aquaporinas. As aquaporinas permitem
a absorção de água do solo e mediam a regulação da condutividade hidráulica.
Aquaporinas são encontradas nas células da epiderme e ponta de raiz, e tecidos
27
próximos do xilema da raiz (BOHNERT et al., 1995). A atividade dessas proteínas,
responsáveis pelo aumento/redução da resistência ao fluxo da água na planta, parece
comandar a captação de água do solo (TOURNAIRE-ROUX et al., 2003). De acordo
com esses autores, a redução do pH da seiva pode bloquear a atividade dessas vesículas
reduzindo a capacidade de absorção de água e conseqüentemente o KL. Em estudo
realizado por eles a redução do pH do citosol, promovido pela baixa disponibilidade de
O2 nas raízes, reduziu drasticamente o KL reduzindo a absorção de água devido à
mudança da permeabilidade das membranas, relacionada às aquaporinas. Possivelmente
essa é a primeira resposta ao estresse nas raízes (TOURNAIRE-ROUX et al., 2003).
O abaixamento da temperatura radicular de 20 para 10 °C reduziu
significativamente o 13h (P<0,05) mesmo com o abaixamento significativo em E
(P<0,05) (Figuras 2B e 3B). O menor potencial da água na folha pode ter sido causado
pela mudança na capacidade de absorção de água pelas raízes (FENNELL &
MARKHART, 1998; TOURNAIRE-ROUX et al., 2003), verificada pela redução
significativa de KL (P<0,05) em combinação com aumento da viscosidade da água
devido ao aumento da força de ligação de hidrogênio (KRAMER, 1983). Esse status
hídrico mais negativo ocorrido às 13 horas foi uma resposta fisiológica da planta ao
abaixamento da temperatura radicular, pois as plantas foram mantidas em boas
condições hídricas durante todo o período experimental, como foi evidenciado pelo
potencial hídrico no pré-amanhecer (6h) (Figura 3A). A redução do 13h ocorrido
nesse tratamento radicular (10 °C) deve, em parte, ter induzido o abaixamento do gs e gi
aumentando a resistência da difusão de CO2 até os sítios de carboxilação e abaixado A.
A queda do potencial hídrico da folha em raízes submetidas à baixa temperatura foi
relatada por outros autores, e para outras espécies (BAUER et al., 1985; DAY et al.,
1991; FLEXAS et al., 2002; RIBEIRO & MACHADO, 2007; RIBEIRO et al., 2009b).
DAY et al. (1991) também observaram correlação positiva entre potencial hídrico e gs
enquanto FLEXAS et al. (2008) e WARREN (2008b) relataram queda de gi com o
abaixamento da temperatura.
A capacidade de reposição de água transpirada nos tecidos foliares diminui com
a redução de KL, podendo ocorrer um déficit na reposição da água. Em condições de
alto E e baixo KL o potencial da água na folha diminui, desidratando os tecidos foliares.
Para evitar a excessiva perda de água, a resistência estomática aumenta (diminuição de
gs) restringindo as trocas gasosas, ou seja, os fluxos de H2O e CO2. Essa diminuição de
28
gs ocorre naturalmente em condições de campo ao longo do dia em resposta a fatores
ambientais ou a estímulos internos da planta (MEDINA et al., 1998; RIBEIRO, 2006).
O complexo mecanismo de abertura e fechamento de estômatos também está
relacionado com hormônios e com a mudança da composição química da seiva do
xilema (NADA et al., 2003; VELESOVA et al., 2005; WAN et al., 2004; ZHANG et
al., 2008). Sob baixa temperatura, a composição e o pH da seiva no xilema mudam e
ocorre aumento do teor de ácido abscísico (ABA) e decréscimo do teor de citocinina nas
folhas causando queda em gs (NADA et al., 2003; VELESOVA et al., 2005; WAN et
al., 2004; ZHANG et al., 2008 ZHOU et al., 2007). O decréscimo do teor de citocinina
na folha é devido à queda do seu fluxo a partir da raiz e ao aumento da atividade de
oxidase de citocinina na folha (VELESOVA et al., 2005). ZHOU et al. (2007) também
relataram aumento do teor de ABA e queda de citocinina em raízes submetidas ao frio.
A queda de gs ocorreu concomitantemente à diminuição do 13h e do KL,
mostrando comportamento anisoídrico (WAN et al., 2004). No caso presente é possível
que o resfriamento das raízes de 20 para 10 °C tenha reduzido a abertura estomática
(queda de gs) em resposta às mudanças na permeabilidade da membrana plasmática das
células radiculares relacionadas à atividade das aquaporinas nas raízes, que reduziram a
capacidade de absorção de água provocando a queda de KL. O abaixamento de KL
dificultou a reposição de água nos tecidos foliares reduzindo o potencial hídrico (13h)
e, conseqüentemente, o gs (Figuras 2C, 3B e C). É possível ainda que tenha ocorrido a
ação de fatores químicos relacionados ao controle estomático, como redução no teor de
citocinina e aumento da concentração de ABA proveniente das raízes (VELESOVA et
al., 2005; WAN et al., 2004; ZHANG et al., 2008), como fatores potencializadores do
fechamento estomático.
A recuperação da abertura estomática para o nível do observado no período de
aclimatação (20 °C) ocorreu apenas no nono dia, ou seja, após três dias do retorno das
raízes de 10 para 20 °C, enquanto a resposta do 13h ao aumento da temperatura foi
imediata, no sétimo dia (Figuras 2C e 3B). A demora em relação à recuperação de gs
pode estar relacionada ao efeito residual do ABA sobre os estômatos (GOMES et al.,
2003). Por outro lado, a temperatura das raízes a 30 °C favoreceu a absorção de água,
maior gs e gi causando aumento de A (Figura 2A, C e D). O maior valor de KL estimado
sugere maior absorção de água. Além disso, em raízes sob condição adequada de
29
temperatura, os teores de ABA são baixos e o de citocinina altos, favorecendo a abertura
estomática (WAN et al., 2004; ZHOU et al., 2007).
Sabe-se que as resistências estomáticas e mesofílicas ao fluxo de CO2 são
responsáveis por aproximadamente 40% da limitação da fotossíntese em plantas bem
hidratadas (EPRON et al., 1995; WARREN et al., 2003; YAMORI et al., 2006). Do
mesmo modo que gs, gi também foi influenciado pela temperatura radicular e seu padrão
de resposta foi semelhante ao de gs (Figuras 2C e D). A redução significativa (P<0,05)
do gi ocorrida no primeiro dia após o abaixamento da temperatura radicular a 10 °C
reforça a idéia de que a resistência do mesofilo não é constante e pode variar
rapidamente em resposta a estímulos do ambiente e/ou internos da planta assim como gs
(FLEXAS et al., 2008). A influência da temperatura radicular em gi foi mais
pronunciada no abaixamento da temperatura radicular, enquanto o aumento da
temperatura das raízes para 30 °C não teve influência direta e imediata em relação ao
tratamento controle (20 °C). Somente após o 3° dia a 30 °C gi foi maior (P<0,05).
Embora tenham sido observadas diferenças significativas em gi e gs entre os
tratamentos, as limitações estomáticas (Ls) e mesofílica (Li) foram iguais entre eles. Nos
tratamentos 10 e 30 °C o Ls foi de aproximadamente 40%, enquanto no controle (20 °C)
de 35%. Já a limitação mesofílica da fotossíntese (Li) foi mais baixa, não diferindo
significativamente entre os tratamentos, limitando em 23% a A (Figuras 7A e B). A
redução de gi e gs limitam a fotossíntese por fatores difusivos. Entretanto, quando a
fotossíntese é limitada apenas por esses fatores o aumento da concentração externa de
CO2 tende a superar essas limitações elevando a assimilação de CO2 aos níveis das
condições normais. Esse fato não ocorreu. Observa-se na Figura 6 que AmaxCO2 foi
menor nos tratamentos 10 e 20 °C em relação a 30 °C. Isso indica que além do fator
difusivo, fatores metabólicos afetaram a fotossíntese. Esse aspecto será mais bem
discutido à frente.
A condutância mesofílica está relacionada à difusão de CO2 dos espaços
intercelulares até os sítios de carboxilação. Para que o CO2 intercelular atinja o interior
do cloroplasto é necessária sua passagem através da parede celular, da membrana
plasmática, do citosol (fase líquida) e da membrana do cloroplasto. Segundo FLEXAS
et al. (2008), a capacidade difusiva de CO2 no mesofilo foliar pode ser alterada em
plantas da mesma espécie ocorrendo em diferentes habitats, com regimes térmicos e
hídricos diferentes.
30
A maior resistência à difusão interna do CO2 parece estar relacionada às
membranas plasmáticas e às do cloroplasto (WARREN, 2008a). De acordo com
BERNACCHI et al. (2002), fatores enzimáticos ou proteínas ligadas ao transporte de
CO2 presentes nas membranas das células e do cloroplasto estariam relacionados à gi.
Possivelmente a difusão do CO2 através dessas membranas esteja relacionada às
aquaporinas e anidrase carbônica (BERNACCHI et al., 2002; FLEXAS et al., 2008;
WARREN, 2008b). Entretanto, algumas espécies parecem não mostrar relação direta
entre gi e a anidrase carbônica, apresentando um comportamento dependente da espécie
(FLEXAS et al., 2008). GILLON & YAKIR (2000) sugeriram que a importância da
anidrase carbônica na difusão de CO2 é maior em espécies lenhosas, em que gi é baixo
devido às propriedades estruturais das folhas.
As aquaporinas parecem ter maior importância na difusão do CO2 pelas
membranas das células do mesofilo. FLEXAS et al. (2006) demonstraram a influência
das aquaporinas em gi em plantas de tabaco com genes modificados capazes de
superexpressar e/ou bloquear sua atividade e observaram diferenças significativas na
concentração de CO2 do cloroplasto e em A. Se a função das aquaporinas também é de
transportar o CO2 através das membranas celulares do mesofilo, do mesmo modo que a
atividade delas controla o fluxo de água nas células radiculares, também a difusão do
CO2 pode ser controlada por elas. Ainda, como o resfriamento das raízes a 10 °C
promoveu alterações na atividade das aquaporinas reduzindo a absorção de água
(redução de KL e 13h), o mesmo deve ter ocorrido nas células do mesofilo foliar
reduzindo assim o transporte de CO2 para os cloroplastos, como verificado de fato pela
redução de gi (Figura 2D). O contrário pode ser afirmado nas plantas que tiveram a
temperatura das raízes aumentadas para 30 °C, quando a temperatura mais elevada
contribuiu para o aumento da atividade das aquaporinas tanto para o transporte de água
nas células radiculares, quanto para a difusão do CO2 nas células do mesofilo,
verificado pelos maiores valores de KL, 13h e gi (Figuras 2D, 3B e C).
O retorno das raízes de 30 para 20 oC e de 10 para 20 oC causou, praticamente
em todas variáveis relativas às trocas gasosas (A, gs, gi e A/Ci), o retorno aos valores
originais, observados antes da aplicação dos tratamentos (Figura 2A, B, C, D, F),
mostrando assim grande capacidade de aclimatação. Verificou-se também recuperação
do 13h e de Vc,max e Jmax, como será discutido mais adiante.
31
5.2 Ponto de Compensação de Luz, Rendimento Quântico Aparente e
Fluorescência da Clorofila a
Os valores de ponto de compensação lumínica (c), que variaram entre 32 e 35
mol m-2 s-1, estão acima dos encontrados em laranjeiras cultivadas em casa de
vegetação, irrigadas e sadias (~14,0 mol m-2 s-1) (HABERMANN et al., 2003;
MACHADO et al., 2005). Os valores mais baixos do c foram encontrados por esses
autores a baixas taxas de respiração (R) mitocondrial (1,17 mol m-2 s-1), enquanto
valores mais altos de c foram observados neste trabalho a taxas de R mais altas (entre
1,60 e 2,0 mol m-2 s-1). O aumento da irradiância acima do ponto de compensação de
luz resulta em aumento proporcional de assimilação de CO2 (A), indicando que A é
limitada pela quantidade de luz até atingir o ponto de saturação, em que A torna-se
máxima e começa a ser limitada por fatores bioquímicos. A parte linear da curva de luz
permite estimar a eficiência quântica aparente (). A eficiência de utilização da luz está
relacionada a fatores metabólicos. O maior valor de  ocorrido (P<0,05) no tratamento
radicular a 30 °C (~0,067 mol CO2 mol fótons-1) indicou um consumo médio de 15
elétrons para cada CO2 fixado através da utilização de ATP e NADPH, contra 18
elétrons em média para os tratamentos radiculares a 10 e 20 °C (Figura 4B). O maior 
encontrado a 30 °C indica maior eficiência na utilização de NADPH e ATP no ciclo de
Calvin. A perda da eficiência pode estar associada ao aumento do consumo de elétrons
por drenos alternativos que ocorre quando a planta está sob algum tipo de estresse.
Esses drenos alternativos garantem que os centros de reação luminosa não sejam
danificados pelo excesso de radiação. De fato, nas plantas com sistemas radiculares a 10
°C a maior relação (P<0,05) entre a taxa de transporte de elétrons e a assimilação bruta
de CO2 (ETR/Ag) sugere a ocorrência de maiores drenos alternativos de elétrons em
resposta a menor A (Figuras 2A e 7D). Essa menor eficiência nesse tratamento será
examinada também em relação aos processos fotoquímicos e bioquímicos da
fotossíntese.
A eficiência quântica fotoquímica máxima do PSII (Fv/Fm) não foi afetada pela
temperatura radicular e os valores encontrados estão dentro do esperado para folhas
sadias, entre 0,75 e 0,85, segundo (CRITCHLEY, 1998; LONG et al., 1994). O Fv/Fm
expressa a capacidade máxima do PSII em transportar os elétrons oriundos da fotólise
da água através da cadeia de transporte de elétrons. Valores de Fv/Fm abaixo dos
esperados podem indicar a ocorrência de fotoinibição, que é a diminuição da capacidade
32
fotoquímica do PSII. Qualquer fator ambiental ou mesmo endógeno à planta capaz de
reduzir o Fv/Fm pode comprometer a assimilação de CO2. Em condições de campo é
comum ocorrer fotoinibição dinâmica da fotossíntese, quando a radiação absorvida é
maior do que a utilizada nos processos fotoquímicos e geralmente coincide com o
período do dia em que as trocas gasosas são menores devido à redução de gs em
resposta ao aumento do DPV (CRITCHLEY, 1998; RIBEIRO, 2006). Essa fotoinibição
é reversível e não causa danos no PSII. Por outro lado, plantas sob estresse hídrico
severo com assimilação de CO2 nula ou próxima a zero sob radiação elevada podem
sofrer fotoinibição crônica, em que a perda de função do PSII torna-se irreversível.
Neste trabalho, as condições do ambiente da parte aérea das plantas foram ideais para
laranjeiras „Valência‟ (MACHADO et al., 2005), o que garantiu a manutenção da
capacidade máxima fotoquímica do PSII, como verificado pelos valores do Fv/Fm
(Figura 5A). A variação da temperatura radicular entre 10 e 30 ºC parece não ter afetado
diretamente o PSII, sugerindo que as diferenças encontradas nos outros parâmetros de
fluorescência estão relacionadas ao consumo e síntese diferenciada de ATP, NADPH e
drenos alternativos de elétrons.
A eficiência operacional do PSII (Fq‟/Fm‟) variou entre 0,1 e 0,2, ou seja, dentro
da mesma faixa de variação observada em laranjeiras no campo sob DFFFA semelhante
(MACHADO et al., 2006; RIBEIRO, 2006). O Fq‟/Fm‟ indica a proporção da energia
absorvida que está sendo utilizada nas reações fotoquímicas (MAXWELL &
JOHNSON, 2000). Em determinada DFFFA, o Fq‟/Fm‟ representa a eficiência quântica
do transporte de elétrons através do PSII (BAKER & ROSENQVIST, 2004). À medida
que DFFFA aumenta o Fq‟/Fm‟ diminui proporcionalmente, mantendo o transporte de
elétrons mais ou menos constante. Sob condições ambientais favoráveis, a fotossíntese
tende a ser máxima e o fluxo de elétrons elevado. O maior consumo de ATP e NADPH
pelo Ciclo de Calvin e/ou por drenos alternativos de elétrons mantém o Fq‟/Fm‟ mais
elevado. Assim, qualquer fator que reduza as reações de carboxilação e regeneração da
RuBP, poderá diminuir o consumo de ATP e NADPH podendo afetar a eficiência de
operação do PSII (Fq‟/Fm‟).
Fq‟/Fm‟ é dependente da variação de dois componentes, da eficiência máxima do
PSII (Fv‟/Fm‟) e do fator de eficiência do PSII (Fq‟/Fv‟). Fv‟/Fm‟ indica a capacidade
máxima do PSII em transportar elétrons se todos os centros de reação estivessem
abertos (QA oxidadas) enquanto Fq‟/Fv‟, a proporção de QA oxidada (BAKER, 2008). Se
a demanda de energia no PSI para a síntese de ATP e NADPH for elevada, tanto os
33
centros de reações do PSII quanto as QA estarão mais oxidadas, promovendo valores
elevados de Fv‟/Fm‟ e Fq‟/Fv‟. Dessa forma, o aumento em Fv‟/Fm‟ em resposta a
elevada demanda energética pelo Ciclo de Calvin, refletida pelo maior A (Figura 2A),
contribuíram para o maior Fq‟/Fm‟ ocorrido no tratamento radicular a 30 ºC (Figuras 2C
e E). Respostas semelhantes de Fq‟/Fm‟ foram encontradas em algumas espécies de
cucurbitáceas submetidas a três temperaturas radiculares (14, 24 e 34 ºC) com as
condições ambientais da parte aérea mantidas constantes. As maiores eficiências
quânticas do PSII ocorreram nas plantas com maior assimilação de CO2 (ZHANG et al.,
2008), indicando a ocorrência da regulação dinâmica da fotoquímica com o
metabolismo em nível de cloroplasto.
Outro fator que está relacionado com Fq‟/Fm‟ é o Fq‟/Fv‟, que é determinado pela
habilidade do aparato fotossintético manter QA oxidada, ou seja, é função da capacidade
relativa da taxa de redução e oxidação (MAXWELL & JOHNSON, 2000). Os valores
de Fq‟/Fv‟ encontrados nos três tratamentos deste trabalho estão abaixo de 0,6,
indicando que os processos fotoquímicos ocorreram sob excesso de radiação (HORTON
et al., 1996). A capacidade em manter os centros de reação do PSII abertos (oxidados)
está diretamente relacionada aos drenos de elétrons (síntese de ATP e NADPH)
envolvidos nas reações metabólicas. Dessa forma, a maior A ocorrida no tratamento a
30 ºC até o quinto dia manteve a síntese de ATP e NADPH mais intensa refletindo
diretamente nos maiores valores de Fq‟/Fv‟ e consequentemente de Fq‟/Fm‟.
O decréscimo em A ocorrido a partir do sétimo dia, com o retorno da
temperatura de 30 para 20 ºC, não alterou os valores de Fq‟/Fv‟ e Fq‟/Fm‟, ou seja, as
plantas desse tratamento mantiveram a mesma eficiência fotoquímica. Entretanto, houve
redução do Fv‟/Fm‟ refletindo diretamente no aumento do coeficiente de extinção não
fotoquímica (NPQ) (Figuras 5B, C, D e E). A dissipação do excesso de energia de
forma radiativa, expressa pelo índice NPQ, ocorre em consequência da formação de
gradiente de pH transmembranar nos tilacóides dos cloroplastos que estimula o ciclo
das xantofilas (DEMMIG-ADAMS & ADAMS III, 1992). O bombeamento de H+ para
o lúmen do tilacóide através da plastoquinona e complexo citocromo b6f reduz o pH,
induzindo o ciclo da xantofila e aumenta a produção de ATP (DEMMIG-ADAMS &
ADAMS III, 1992). Portanto, os maiores valores de NPQ ocorridos nos tratamentos de
temperaturas radiculares mais baixas estão associados à dissipação de energia radiativa
pelo aumento do ciclo das xantofilas e síntese de ATP (Figura 5D). Ainda, a
manutenção dos valores mais altos de Fq‟/Fv‟ e Fq‟/Fm‟, mesmo com aumento do NPQ e
34
redução em A, no período de recuperação (abaixamento de TR de 30 para 20 ºC) das
plantas que tiveram suas raízes mantidas a 30 ºC por cinco dias, deve estar associado ao
aumento da fotorrespiração e da atividade do ciclo das xantofilas e reação de Mehler,
como sugerido pelo aumento significativo (P<0,05) de ETR/Ag no sétimo dia (Figura
7D). Essas reações são capazes de manter a re-oxidação parcial das quinonas aceptoras
de elétrons pelo consumo de ATP e NADPH, mantendo o transporte de elétrons em
nível elevado (KRAUSE & WEIS, 1991; ORT & BAKER, 2002). Apesar das menores
eficiências operacionais do PSII (Fq’/Fm’) ocorridas nos tratamentos radiculares a 10 e
20 °C, o transporte aparente de elétrons (ETR), variando entre 60 e 80 mol m-2 s-1,
indicou que a quantidade de energia disponível para utilização nas reações fotoquímicas
era suficiente para uma assimilação de CO2 em torno de 7 mol m-2 s-1 (RIBEIRO et
al., 2009b). A assimilação de CO2 ocorrida nos tratamentos de temperaturas radiculares
mais baixas não foi limitada pela disponibilidade energética (Figuras 2A e 5F),
sugerindo a influência de fatores bioquímicos, além dos difusivos já discutidos no ítem
5.1.
5.3 Taxas Máxima de Carboxilação (Vc,max) e Regeneração da RuBP (Jmax),
Assimilação Máxima de CO2 Sob Saturação de CO2 (AmaxCO2) e Limitação
Estomática da Fotossíntese
AmaxCO2 foi gradativamente menor no sentido dos tratamentos 30, 20 e 10 °C nas
raízes (Figura 6). A queda de AmaxCO2 no tratamento a 10 oC está relacionada tanto com
os baixos valores de gs e de gi, como com aspectos bioquímicos, desde que Vc,max e Jmax
foram menores (P<0,05) em relação aos outros tratamentos (Figura 7). Observe-se que a
10 oC o Cc máximo foi menor (ao redor de 450 mol CO2 mol-1) que nos tratamentos a
20 e 30 °C [entre 600 e 700 mol CO2 mol-1] (Figura 6A, B e D, E e G, H),
evidenciando o efeito de gs e gi no fluxo de CO2 até o cloroplasto. Posteriormente, no
período de recuperação (retorno de 10 para 20 oC), gs e gi recuperaram-se (Figuras 2C e
D) e tanto Cc (Figura 6 C) como as demais variáveis (AmaxCO2, Vc,max, Jmax, Figuras 6C,
7A e B) tenderam a ficar iguais ao controle. AmaxCO2 a 30 oC foi maior que a 20 oC
(P<0,05), porém Cc foi semelhante nesses dois tratamentos (Figura 6D, F, H e I). Assim,
parece que gs e gi nesse caso não afetaram Cc. Portanto, os processos difusivos têm
importância parcial na variação de A entre esses dois tratamentos (20 e 30 °C). No
entanto, A foi sempre maior a 30 oC (Figura 2A), mostrando que a causa provável dessa
resposta esteja relacionada aos maiores valores de Vc,max e principalmente, de Jmax
35
(Figura 7 D). PIMENTEL et al. (2007) observaram que Vc,max e Jmax aumentaram com a
temperatura entre 10 e 35 oC, da mesma forma que observamos aqui (Figuras 7A e B).
A fotossíntese pode ser limitada pelo Vc,max ou Jmax em faixa de variação da
temperatura entre 10 e 35 oC (ONODA et al., 2005; PIMENTEL et al., 2007). Vc,max e
Jmax não demonstraram a mesma dependência da temperatura (FARQUHAR et al.,
1980) e a relação entre esses dois processos mudou com a temperatura à semelhança do
que ocorreu em outras espécies (ONODA et al., 2005; RIBEIRO et al., 2009b).
HIKOSAKA et al. (1999) observaram em Q. myrsinaefolia que a fotossíntese era
limitada mais pela regeneração de RuBP do que a carboxilação quando exposta a baixa
temperatura, mas que a limitação em Jmax era aliviada com o incremento da razão
Jmax/Vc,max, com a aclimatação à baixa temperatura. A variação em Jmax/Vc,max pode ser,
em parte, responsável pela variação da fotossíntese com a temperatura. No caso
presente, a relação Jmax/Vc,max aumentou com a temperatura.
O abaixamento da temperatura radicular a 10 °C reduziu significativamente
(P<0,05) Vc,max e Jmax (Figura 7A e B), o que por sua vez diminuiu a eficiência aparente
de carboxilação (A/Ci, Figura 2F). Vc,max expressa a atividade da enzima Rubisco em
catalisar a reação de carboxilação e é fortemente influenciado em citros pela
temperatura do ar (PIMENTEL et al., 2007; RIBEIRO & MACHADO, 2007; RIBEIRO
et al., 2009b). Segundo RIBEIRO et al. (2009b), em laranjeiras, no inverno, a redução
da atividade de carboxilação (Vc,max) e da regeneração de RuBP está relacionada à
queda de temperatura do ar e do solo, que diminui a afinidade da enzima Rubisco com
CO2 e conseqüentemente a carboxilação (ONODA et al., 2005). RIBEIRO et al.
(2009b) também verificaram que no verão a atividade da Rubisco, a capacidade de
fixação de CO2, Vc,max e Jmax aumentaram.
A redução proporcional entre Vc,max e Jmax ocorrida no tratamento radicular a 10
°C manteve a relação Jmax/Vc,max constante, semelhantemente ao ocorrido no tratamento
controle (20 °C). Assim, a redução da temperatura radicular a 10 °C reduziu a
capacidade metabólica de assimilação de CO2, mas manteve o equilíbrio entre a
utilização e a regeneração da RuBP. A queda em Vc,max com o abaixamento da
temperatura do ar e das raízes já foi observada (ALLEN & ORT, 2001; MACHADO et
al., 2009b; ZHANG et al., 2008; ZHOU et al., 2007). Em cucurbitáceas ZHANG et al.
(2008) relataram que tanto a redução da temperatura radicular a 14 °C quanto o
aumento a 34 °C, mantendo sempre as condições da parte aérea constantes, reduziram
significativamente o crescimento das plantas em resposta ao abaixamento da
36
assimilação de CO2, porém esses autores não avaliaram Vc,max nem Jmax. A redução em A
foi relacionada à queda de gs, que ocorreu em resposta ao aumento expressivo da
concentração de ABA foliar (ZHANG et al., 2008). Conseqüentemente, ocorreu
retrorregulação metabólica e fotoquímica da fotossíntese visualizadas pela queda da
atividade da Rubisco e aumento expressivo de drenos alternativos de elétrons. O mesmo
ocorreu neste trabalho, em que a redução em A no tratamento radicular a 10 °C reduziu
Vc,max, possivelmente devido à inativação da Rubisco (ZHOU et al., 2007), Jmax e
aumentou os drenos alternativos de elétrons (ETR/Ag) (Figura 7D).
O aumento da temperatura radicular a 30 °C provocou resposta metabólica
diferente do tratamento controle. Vc,max nos tratamentos 20 e 30 °C foi igual mostrando
que a temperatura radicular mais elevada não alterou a atividade da Rubisco em
laranjeira „Valência‟ sobre limoeiro „Cravo‟. Entretanto, a maior influência ocorreu em
Jmax que foi expressivamente maior (P<0,05) e alterou a relação Jmax/Vc,max (Figuras 7A,
B e C). Esse aumento em Jmax induziu o aumento de A, da eficiência aparente de
carboxilação (A/Ci, Figura 2F) e das relações fotoquímicas indicado por Fv’/Fm’, Fq’/Fv’
e Fq’/Fm’ e, conseqüentemente, aumento do transporte aparente de elétrons (ETR)
(Figuras 5B, C, E e F). A variação de Jmax deve estar relacionada com a maior atividade
de enzimas do ciclo de Calvin, como a Frutose-1,6-bisfosfatase (FBPase) e
Sedoheptulose-1,7-bisfosfatase (SBPase) (BASSHAM & KRAUSE, 1969; VAN
HEERDEN et al., 2003; ZHOU et al., 2007).
Segundo ONODA et al. (2005), plantas que apresentam valores elevados de
Jmax/Vc,max tem a fotossíntese limitada pela taxa de carboxilação em temperaturas
elevadas e são mais suscetíveis a mudanças na concentração de CO2 intercelular.
Quando essa relação é baixa, a fotossíntese passa a ser limitada por Jmax em condições
de baixas temperaturas do ar. A temperatura do ar de 25 °C na parte aérea usada no
presente trabalho manteve a atividade da Rubisco semelhante no controle e a 30 °C. O
aumento em Jmax ocorreu devido ao aumento da temperatura das raízes. Assim, a
ocorrência de temperaturas do ar ≤ 25 °C quando a temperatura das raízes está elevada
provavelmente limita a fotossíntese por Vc,max, já que a atividade da Rubisco é
dependente da temperatura. RIBEIRO et al. (2009b) observaram em laranjeiras no
campo valores elevados de Vc,max no verão, com temperatura do ar acima de 27 °C.
No entanto, é interessante destacar que grande número dos dados citados na
literatura em relação a Vc,max e Jmax foram obtidos com experimentos em que se variava a
temperatura da parte aérea somente (ONODA et al., 2005) ou da parte aérea e radicular
37
conjuntamente (RIBEIRO et al., 2009a,b). No caso do presente experimento a parte
aérea permaneceu sempre à mesma temperatura de 25 °C e as variações da fotossíntese
observadas neste trabalho estão relacionadas à temperatura das raízes. Assim, os efeitos
da temperatura radicular sobre a fotossíntese estão relacionados com algum tipo de
reação das raízes que é transmitido para parte aérea. Ficou evidente os efeitos da
temperatura radicular sobre as variáveis gs, gi, KL e 13h, relacionados possivelmente
com a absorção diferencial de água em diferentes temperaturas do sistema radicular,
bem como o efeito sobre AmaxCO2, Vc,max e Jmax. ZHOU et al. (2007), observaram em
curcubitáceas que o resfriamento das raízes de 14 para 7°C, causou queda de A e de
Vc,max. Também observaram aumento expressivo de ABA e decréscimo de citocinina e
sugeriram que a redução de citocinina pode ser um dos fatores fisiológicos que
explicariam parcialmente os decréscimos de Vc,max, do conteúdo e da atividade da
Rubisco, uma vez que esse hormônio pode aumentar o teor de mRNA relacionado à
síntese e à atividade da Rubisco e FBPase (DAVIES & ZHANG, 1991). Por outro lado,
WAN et al. (2004) sugeriram que o frio afetaria a composição e pH da seiva, com
aumento de ABA e queda no teor de citocinina (VELESOVA et a., 2005). Nesse caso,
ABA e citocinina estariam relacionados ao mecanismo de abertura e fechamento dos
estômatos.
Um aspecto importante está relacionado ao crescimento de citros em função da
temperatura. BEVINGTON & CASTLE (1985) mostraram relação direta entre o
aumento da taxa de crescimento das raízes e a temperatura do solo entre 20 e 27 °C.
Abaixo de 13 °C o crescimento das raízes cessa (REUTHER, 1977). Sob baixa
temperatura e/ou baixa demanda por carboidratos há inibição da mobilização de amido
durante a noite e redução do metabolismo de sacarose e nitrogênio nas folhas (ALLEN
et al., 2000; ALLEN & ORT, 2001; MACHADO et al., 2009). Em contrapartida o
maior teor de carboidratos nas folhas pode exercer efeito inibitório sobre a fotossíntese
(IGLESIAS et al., 2002; SYVERTSEN, 1994; SYVERTSEN et al., 2003). Crescimento
ativo demanda carboidratos exportados das folhas, e quanto maior o crescimento maior
a demanda. A redução do crescimento, ao contrário, diminui a demanda de carboidratos,
e pode fazer com que a fotossíntese decresça (GOLDSCHIMIDT & HUBER, 1992). O
fluxo de carboidratos para atender uma demanda exerce efeito sobre a fotossíntese.
RIBEIRO et al. (2005), observaram que quanto maior o fluxo de carboidratos
exportados da folha maior a assimilação de CO2, sendo o contrário também observado.
Assim, o tratamento em que as raízes foram submetidas à baixa temperatura pode ter
38
causado queda expressiva do crescimento e da demanda por carboidratos, podendo ter
exercido retrorregulação da fotossíntese sendo possivelmente uma das causas que
contribuíram para queda de A, Vc.max e Jmax. Ao contrário, o tratamento 30 °C deve ter
demandado grande quantidade de carboidrato e estimulado a fotossíntese, o que
conseqüentemente refletiu sobre os valores de Vc,max e Jmax.
39
6 CONCLUSÕES
a) A redução da temperatura radicular a 10 oC diminui a fotossíntese por fatores
metabólicos e difusivos, mas não por fatores fotoquímicos.
b) A baixa temperatura das raízes (10 oC) aparentemente reduz a condutividade
hidráulica (KL) promovendo a diminuição da condutância estomática (gs) e do
potencial da água na folha às 13:00 h (13h). Além disso, a baixa temperatura das
raízes afeta o metabolismo bioquímico da fotossíntese, por meio da queda na taxa de
carboxilação (Vc,max) e de regeneração da ribulose-1,5-bisfosfato (Jmax).
c) O aumento da temperatura radicular a 30 oC reduz a resistência ao fluxo da água
através das raízes devido o aumento de KL e conseqüentemente em 13h e em gs, em
relação ao controle (20oC) e ao tratamento 10 oC.
d) A temperatura radicular mais elevada (30oC) favorece a fotossíntese por fatores
metabólicos e difusivos e aumenta a eficiência fotoquímica. Ocorreu aumento de gs
e da condutância interna (gi), proporcionando aumento em A. Também contribuiu ao
aumento de A a maior eficiência metabólica, ou seja, o aumento de Vc,max e Jmax.
40
7 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ALLEN, D.J.; ORT, D.R. Impacts of chilling temperatures on photosynthesis in warmclimate plants. Trends in Plant Science, London, v.6, p.36-41, 2001.
ALLEN, D.J.; RATNER, K.; GILLER, Y.E.; GUSSAKOVSKY, E.E.; SHAHAK, Y.;
ORT, D.R. An overnight chill induces a delayed inhibition of photosynthesis at midday
in mango (Manguifera indica L.). Journal of Experimental Botany, Oxford, v.51, p.
1893-1902, 2000.
BAKER, N.R. Chlorophyll Fluorescence: A probe of photosynthesis in vivo. Annual
Review of Plant Biology, Boca Raton, v.59, p. 89-113, 2008.
BAKER, N.R.; ROSENQVIST, E. Applications of chlorophyll fluorescence can
improve crop production strategies: an examination of future possibilities. Journal of
Experimental Botany, Oxford, v.55, p. 1607-1621, 2004.
BASSHAM, J.A.; KRAUSE, G.H. Free energy changes and metabolic regulation in
steady state photosynthesis carbon reduction. Biochimica et Biophysica Acta,
Amsterdam, v.189, p. 207–221, 1969.
BAUER, H.; WIERER, W.H.; HATHEWAY, H.; LARCHER, W. Photosynthesis of
Coffea arabica after chilling. Physiologia Plantarum, Copenhagen, v. 64, p. 449-454,
1985.
BERNACCHI, C.J.; SINGSAAS, E.L.; PIMENTEL, C.; PORTIS, A.R.; LONG, S.P.
Improved temperature response functions for models of Rubisco-limited photosynthesis.
Plant, Cell and Environment, Oxford, v.24, p. 253-259, 2001.
BEVINGTON, B.K.; CASTLE, W.S. Annual root growth pattern of young citrus trees
in relation to shoot growth, soil temperature, and soil water content. Journal of
American Society of Horticultural Science, Alexandria, v.110, p. 840-845, 1985.
BERNACCHI, C.J.; PORTIS, A.R.; NAKANO, H.; VON CAEMMERER, S.; LONG,
S.P. Temperature response of mesophyll conductance. Implications for the
determination of rubisco enzyme kinetics and for limitations to photosynthesis in vivo.
Plant Physiology, Rockville, v.130, p. 1992-1998, 2002.
BOHNERT, H.J; NELSON, D.E.; JENSEN, R.G. Adaptations to environmental
stresses. Plant, Cell and Environment, Oxford, v.7, p. 1099-1111, 1995.
41
BOUCHER, J.F.; BERNIER, P.Y.; MUNSON, A.D. Radiation and soil temperature
interactions on the growth and physiology of eastern white pine (Pinus strobus L.)
seedlings. Plant and Soil, Dordrecht, v.236, p. 165-174, 2001.
BOWEN, G.D. Soil temperature, root growth, and plant function. In: WAISEL, Y.;
ESHEL, A.; KAFKAFI, U.; DEKKER, M. Plant Roots: The Hidden Half. New York,
p. 309-330, 1991.
CASTLE, W.S. Citrus root systems: their structure, function, growth and relationship to
tree performance. Proceeding of International Society of Citriculture, Griffith, p. 6269, 1980.
CRITCHLEY, C. Photoinhibition. In: RAGHAVENDRA, A.S. Photosynthesis: a
comprehensive treatise. Cambridge: Cambridge University Press. 1998. chap. 20, p.
264-272.
DAVIES, F.S.; ALBRIGO, L.G. Citrus. Wallingford: CAB International, 1994. 254 p.
DAVIS, W.J.; ZHANG, J. Root signals and the regulation of growth and development
of plants in drying soil. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular
Biology, Palo Alto, v.42, p. 55–76, 1991.
DAY, T.A.; HECKATHORN, S.A.; DELUCIA, E.H. Limitations of photosynthesis in
Pinus taeda L. (loblolly-pine) at low soil temperatures. Plant Physiology, Rockville,
v.96, p. 1246-1254, 1991.
DELUCIA, E.H.; DAY, T.A.; OQUIST, G. The potential for photoinhibition of pinussylvestris. Seedlings exposed to high light and low soil-temperature. Journal of
Experimental Botany, Oxford, v.42, p. 611-617, 1991.
DEMMIG, B.; BJÖRKMAN, O. Comparison of the effect of excessive light on
chlorophyll fluorescence (77 K) and photon yield of O2 evolution in leaves of higher
plants. Planta, New York, v.171, p. 171-184, 1987.
DEMMIG-ADAMS, B.; ADAMS III, W.W. Photoprotection and other responses of
plants to high light stress. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular
Biology, Palo Alto, v. 43, p. 599-626, 1992.
DODD, I.C.; HE, J.; TURNBULL, C.G.N.; LEE, S.K.; CRITCHLEY, C. The influence
of supra-optimal root-zone temperatures on growth and stomatal conductance in
Capsicum annuum L. Journal of Experimental Botany, Oxford, v.51, p. 239–248,
2000.
42
EPRON, D.; GODARD, D.; CORNIC, G.; GENTY, B. Limitation of net CO2
assimilation rate by internal resistances to CO2 transfer in the leaves of two tree species
(Fagus sylvatica L. and Castanea sativa Mill.). Plant, Cell and Environment, Oxford,
v.18, p. 43-51, 1995.
ERISMANN, N.M.; MACHADO, E.C.; TUCCI, M.L.S. Photosynthetic limitation by
CO2 diffusion in drought stressed orange leaves on three rootstocks. Photosynthesis
Research, Dordrecht, v.96, p. 163-172, 2008.
EVANS, J.R.; SHARKEY, T.D.; BERRY, J.A.; FARQUHAR, G.D. Carbon isotope
discrimination measured concurrently with gas exchange to investigate CO2 diffusion in
leaves of higher plants. Australian Journal Plant Physiology, Victoria, v.13, p. 281292, 1986.
FARQUHAR, G.D.; SHARKEY, T.D. Stomatal conductance and photosynthesis.
Annual Review of Plant Physiology, Palo Alto, v.33, p. 317-345, 1982.
FARQUHAR, G.D.; von CAEMMERER, S.; BERRY, J.A. A biochemical model of
photosynthetic CO2 assimilation in leaves of C3 species. Planta, New York, v.149, p.
78-90, 1980.
FENNELL, A.; MARKHART, A.H. Rapid acclimation of root hydraulic conductivity to
low temperature. Journal of Experimental Botany, Oxford, v.49, p. 879-884, 1998.
FLEXAS, J.; BOTA, J.; ESCALONA, J.M.; SAMPOL, B.; MEDRANO, H. Effects of
drought on photosynthesis in grapevines under field conditions: an evaluation of
stomatal and mesophyll limitations. Functional Plant Biology (CSIRO
PUBLISHING), Victoria, v.29, p. 461-471, 2002.
FLEXAS, J.; RIBAS-CARBO, M.; DIAZ-ESPEJO, A.; GALMÉS, J.; MEDRANO, H.
Mesophyll conductance to CO2: current knowledge and future prospects. Plant, Cell
and Environment, Oxford, v.31, p. 602-621, 2008.
FLEXAS, J.; RIBAS-CARBO, M.; HANSON, D.T.; BOTA, J.; OTTO, B.; CIFRE, J.;
MCDOWELL, N.; MEDRANO, H.; KALDENHOFF, R. Tobacco aquaporin NtAQP1
in involved in mesophyll conductance to CO2 in vivo. Plant Journal, Malden, v.48, p.
427-439, 2006.
FNP CONSULTORIA & COMÉRCIO. Agrianual 2006: anuário da agricultura
brasileira. 11. ed. São Paulo, 2006, 536p.
GENTY, B.; BRIANTAIS, J.M.; BAKER, N.R. The relationship between the quantum
yield of photosynthetic electron transport and quenching of chlorophyll fluorescence.
Biochimica et Biophysica Acta, Amsterdam v.990, p. 87-92, 1989.
43
GILLON, J.S.; YAKIR, D. Internal conductance to CO2 diffusion and C18OO
discrimination in C3 leaves. Plant Physiology, Rockville, v.123, p. 201-213, 2000.
GOLDSCHMIDT, E.E. Carbohydrate supply as a critical factor for citrus fruit
development and productivity. HortScience, Alexandria, v. 34, p. 1020-1024, 1999.
GOLDSCHIMIDT, E.E.; GOLOMB, A. The carbohydrate balance of alternate-bearing
citrus trees and the significance of reserves for flowering and fruiting. Journal of the
American Society for Horticultural Science, Alexandria, v.107, p. 206-208, 1982.
GOLDSCHMIDT, E.E.; HUBER, S.C. Regulation of photosynthesis by end-product
accumulation in leaves of plants storing starch, sucrose, and hexose sugars. Plant
Physiology, Rockville, v.99, p. 1443-1448, 1992.
GOMES, M.M.A. ; LAGÔA, A.M.M.A.; MACHADO, E. C.; MEDINA, C L . Abscisic
acid and indole-3-acetic acid contents in orange tree infected by Xylella fastidiosa and
submitted to cycles of water stress. Plant Growth Regulation, Holanda, v. 39, p. 263270, 2003.
GOMES, M.M.A.; LAGÔA, A.M.M.A.; MEDINA, C.L.; MACHADO, E.C.;
MACHADO, M.A. Interactions between leaf water potential, stomatal conductance and
abscisic acid content of orange trees submitted to drought stress. Brazilian Journal of
Plant Physiology, Londrina, v. 16, p. 155-161, 2004.
HABERMANN, G.; MACHADO, E.C.; RODRIGUES, J.D.; MEDINA, C.L. Gas
exchange rates at different vapor pressure deficits and water relations of „Pera‟ sweet
orange plants with citrus variegated chlorosis. Scientia Horticulturae, Amsterdam,
v.98, p. 233-245, 2003.
HARLEY, P.C.; LORETO, F.; Di MARCO, G.; SHARKEY, T.D. Theoretical
considerations when estimating the mesophyll conductance do CO2 flux by analysis of
the response of photosynthesis to CO2. Plant Physiology, Rockville, v.98, p. 14291436, 1992.
HE, J.; LEE, S.K. Relationship among photosynthesis, ribulose-1,5-bisphosphate
carboxylase (Rubisco) and water relations of the subtropical vegetable Chinese broccoli
grown in the tropics by manipulation of root-zone temperature. Environmental and
Experimental Botany, Oxford, v.46, p. 119-128, 2001.
HIKOSAKA, K.; MURAKAMI, A.; HIROSE, T. Balancing carboxylation and
regeneration of ribulose-1,5-bisphosphate in leaf photosynthesis: temperature
acclimation of an evergreen tree, Quercus myrsinaefolia. Plant, Cell and
Environment, Oxford, v.22, p. 841-849, 1999.
44
HORTON, P.; RUBAN, A.V.; WALTERS, R.G. Regulation of light harvesting in green
plants. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology, Palo Alto,
v. 47, p. 655-684, 1996.
HUBBARD, R.M.; RYAN, M.G.; STILLER, V.; SPERRY, J.S. Stomatal conductance
and photosynthesis vary linearly with plant hydraulic conductance in ponderosa pine.
Plant, Cell and Environment, Oxford, v.24, p. 113-121, 2001.
HUREWITZ, J.; JANES, H.W. The relationship between the activity and the activation
state of the RuBP carboxylase and carbon exchange rate as affected by sink and
developmental changes. Photosynthesis Research, Dordrecht, v.12, p. 105-117, 1987.
IGLESIAS, D.J.; LLISO, I.; TADEO, F.R.; TALON, M. Regulation of photosynthesis
through source-sink imbalance in citrus is mediated by carbohydrate content in leaves.
Physiologia Plantarum, Copenhagen, v.116, p. 563-572, 2002.
IQBAL, R.M.; RAO, AUR-R.; RASUL, E.; WAHID, A. Mathematical models and
response functions in photosynthesis: an exponencial model. In: PESSARAKI, M.
(Ed.), Handbook of photosynthesis. Marcel Dekker Inc., New York, USA, p. 803-810,
1997.
KANECHI, M.; UCHIDA, N.; YASUDA, T.; YAMAGUCHI, T. Non-stomatal
inhibition associated with inactivation of rubisco in dehydrated coffee leaves under
unshaded and shaded conditions. Plant and Cell Physiology, Kyoto, v.37, p. 455-460,
1996.
KAUFMANN, M.R. Evaluation of the pressure chamber method for measurement of
water stress in citrus. Proceedings of the American Society for Horticultural
Science, Geneva, v.93, p. 186-190, 1968.
KHAIRI, M.M.A.; HALL, A.E. Effects of air and soil temperature on vegetative growth
of citrus. Journal of the American Society for Horticultural Science, Alexandria,
v.101, p. 337-341, 1976.
KRAMER, P.J. Water relations of plants. New York: Academic Press, 1983. 489p.
KRAUSE, G.H.; WEIS, E. Chlorophyll fluorescence and photosynthesis: the basics.
Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology, Palo Alto, v. 42,
p. 313-349, 1991.
KRIEDEMANN, P.E.; BARRS, H.D. Citrus orchards. In: KOZLOWSKI, T.T. Water
deficits and plant growth. New York: Academic Press, 1981. p. 325-418.
LI, C.Y.; WEISS, D.; GOLDSCHMIDT, E.E. Effects of carbohydrate starvation on
gene expression in citrus root. Planta, New York, v.217, p. 11-20, 2003.
45
LONG, S.P.; BERNACCHI, C.J. Gas exchange measurements, what can they tell us
about the underlying limitations to photosynthesis? Procedures and sources of error.
Journal of Experimental Botany, Oxford, v.54, p. 2393-2401, 2003.
LONG, S.P.; HUMPHRIES, S.; FALKOWSKI, P.G. Photoinhibition of photosynthesis
in nature. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology, Palo
Alto, v. 45, p. 633-662, 1994.
LORETO, F.; HARLEY, P.C.; MARCO, G.D.; SHARKEY, G.D. Estimation of
mesophyll conductance to CO2 flux by three different methods. Plant Physiology,
Rockville, v.98, p. 1437-1443, 1992.
LYR, H.; GARBE, V. Influence of root temperature on growth of Pinus sylvestris,
Fagus sylvatica, Tilia cordata and Quercus robur. Trees Structure and Function,
Dordrecht, v.9, p. 220–223, 1995.
MACHADO, F.F.S.P. Resposta da fotossíntese à baixa temperatura noturna em
laranjeira `Valência’. 2009. 58f. Dissertação (Mestrado) – Instituto Agronômico,
Campinas.
MACHADO, E.C.; MEDINA, C.L.; GOMES, M.M.A. Teor de água no substrato de
crescimento e fotossíntese em laranjeira „Valência‟. Bragantia, Campinas, v.58, p. 217226, 1999.
MACHADO, E.C.; MEDINA, C.L.; GOMES, M.M.A.; HABERMANN, G. Variação
sazonal da fotossíntese, condutância estomática e potencial água na folha de laranjeira
„Valência‟. Scientia Agricola, Piracicaba, v.59, p. 53-58, 2002.
MACHADO, E.C.; SCHMIDT, P.T.; MEDINA, C.L.; RIBEIRO, R.V. Respostas da
fotossíntese a fatores ambientais em três espécies de citros. Pesquisa Agropecuária
Brasileira, Brasília, v.40, p. 1161-1170, 2005.
MACHADO, E.C.; OLIVEIRA, R.F.; RIBEIRO, R.V.; MEDINA, C.L.; STUCHI, E.S.;
MARIN, F.R.; SILVA, J.A.B.; SILVA, S.R. Fluxo de seiva e fotossíntese em laranjeira
„Natal‟ com clorose variegada dos citros. Pesquisa Agropecuária Brasileira, Brasília, v.
41, p. 911-918, 2006.
MACHADO, E.C.; OLIVEIRA, R.F.; MEDINA, C.L.; SOUZA, R.P.; RIBEIRO, R.V.;
SILVA, J.A.B.; STUCHI, E.S.; PAVANI, L.C. Respostas fisiológicas de laranjeira
„Natal‟ com clorose variegada dos citros (CVC) sob irrigação em condições de campo,
em diferentes meses do ano. In: CONGRESSO BRASILEIRO DE FISIOLOGIA
VEGETAL, 8., 2001, Ilhéus, 2001. Resumos expandidos... Ilhéus: SBFV, 2001. 1 CDROM.
46
MAXWELL, K.; JOHNSON, G.N. Chlorophyll fluorescence – a practical guide.
Journal of Experimental Botany, Oxford, v.51, p. 659-668, 2000.
MEDINA, C.L.; MACHADO, E.C. Trocas gasosas e relações hídricas em laranjeira
'Valência' enxertada sobre limoeiro 'Cravo' e Trifoliata e submetida à deficiência
hídrica. Bragantia, Campinas, v.57, p. 15-22, 1998.
MEDINA, C.L.; MACHADO, E.C.; GOMES, M.M.A. Condutância estomática,
transpiração e fotossíntese em laranjeira „Valência‟ sob deficiência hídrica. Brazilian
Journal of Plant Physiology, Londrina, v.11, p. 29-34, 1999.
MEDINA, C.L.; SOUZA, R.P.; MACHADO, E.C.; RIBEIRO, R.V.; SILVA, J.A.B.
Photosynthetic response of citrus grown under reflective aluminized polypropylene
shading nets. Scientia Horticulturae, Amsterdam, v.96, p. 115-125, 2002.
MINISTÉRIO DA AGRICULTURA, PECUÁRIA E ABASTECIMENTO. Culturas.
Brasil: Produtividade média de lavouras temporárias e permanentes. Disponível em:
<http://www.agricultura.gov.br/>. Acesso em: 28 jan. 2009.
NADA, K.; HE, L.-XIONG; TACHIBANA, S. Impaired photosynthesis in Cucumber
(Cucumis sativus L.) by hight root-zone temperature involves ABA – induced stomatal
closure and reduction in ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase activity.
Journal of the Japanese Society for Horticultural Science, Tokyo, v.72, p. 504-510,
2003.
OJEDA, M.; SCHAFFER, B.; DAVIES, F.S. Soil temperature, physiology, and growth
of containerized Annona species. Scientia Horticulturae, Amsterdam, v.102, p. 243255, 2004.
ONODA, Y.; HIKOSAKA, K.; HIROSE, T. The balance between RuBP carboxylation
and RuBP regeneration: a mechanism underlying the interspecific variation in
acclimation of photosynthesis to seasonal change in temperature. Functional Plant
Biology, Victoria, v. 32, p. 903-910, 2005.
ORT, D.R.; BAKER, N.R. A photoprotective role for O2 as an alternative electron sink
in photosynthesis? Current Opinion in Plant Biology, London, v.5, p. 193-198, 2002.
PEREIRA, A.R.; ANGELOCCI, L.R.; SENTELHAS, P.C. Agrometeorologia.
Fundamentos e Aplicações Práticas. Livraria e Editora Agropecuária, 2002. 478 p.
PIMENTEL, C.; BERNACCHI, C.; LONG, S. Limitations to photosynthesis at
different temperatures in the leaves of Citrus limon. Brazilian Journal of Plant
Physiology, Londrina, v.19, p. 141-147, 2007.
47
PRADO, A.K.S.; MACHADO, E.C.; MEDINA, C.L.; MACHADO, D.F.S.P.;
MAZZAFERA, P. Florescimento e frutificação em laranjeiras „Valência‟ com
diferentes cargas de frutos e submetidas ou não à irrigação. Bragantia, Campinas, v.66,
p.173-182, 2007.
REUTHER, W. Citrus. In: ALVIM, P.T.; KOZLOWSKI, T.T. Ecophysiology of
tropical crops. London: Academic Press, 1977. chap. 15, p. 409-439.
RIBEIRO, R.V. Variação sazonal da fotossíntese e relações hídricas de laranjeira
‘Valência’. 2006. 157p. Tese (Doutorado). Escola Superior de Agricultura “Luiz de
Queiroz”, Universidade de São Paulo, Piracicaba.
RIBEIRO, R.V.; MACHADO, E.C. Some aspects of citrus ecophysiology in
subtropical. Brazilian Journal of Plant Physiology, Londrina, v. 19, p. 393-411, 2007.
RIBEIRO, R.V.; MACHADO, E.C.; OLIVEIRA, R.F. Growth and leaf temperature
effects on photosynthesis of sweet orange seedlings infected with Xylella fastidiosa.
Plant Pathology, Oxford, v.53, p. 334-340, 2004.
RIBEIRO, R.V.; MACHADO, E.C.; SANTOS, M.G.; OLIVEIRA, R.F. Variação
sazonal e diária do conteúdo de carboidratos em folhas de laranjeira „Valência‟. In:
Anais do X Congresso Brasileiro de Fisiologia Vegetal e do XII Congresso Latino
Americano de Fisiologia Vegetal, Recife, Brasil (Abstract em CD-ROM), 2005.
RIBEIRO, R.V.; MACHADO, E.C.; SANTOS, M.G.; OLIVEIRA, R.F. Photosynthesis
and water relations of well-watered orange plants as affected by winter and summer
conditions. Photosynthetica, Praga, 2009. (in press)
RIBEIRO, R.V.; MACHADO, E.C.; SANTOS, M.G.; OLIVEIRA, R.F. Seasonal and
diurnal changes in photosynthetic limitation of young sweet orange trees.
Environmental and Experimental Botany, Oxford, 2009. (in press).
ROLIM, G.S.; CAMARGO, M.B.P.; LANIA, D.G.; MORAES, J.F.L. Atualização da
classificação climática de Köppen e de Thornthwaite para o Estado de São Paulo com o
uso de sistema de informação geográfica. In: CONGRESSO BRASILEIRO DE
AGROMETEOROLOGIA, 14., 2005, Campinas. Resumos expandidos... Campinas:
SBAgro, 2005. 1 CD-ROM.
SCHREIBER, U.; BILGER, W.; HORMANN, H.; NEUBAUER, C. Chlorophyll
fluorescence as a diagnostic tool: basics and some aspects of practical relevance. In:
RAGHAVENDRA, A.S. Photosynthesis: a comprehensive treatise. Cambridge:
Cambridge University Press. chap. 24, p. 320-336, 1998.
SPIEGEL-ROY, P.; GOLDSCHMIDT, E.E. Biology of citrus. Cambridge: Cambridge
University Press, 1996, 230 p.
48
SPOLLEN, W.G.; LENOBLE, M.E.; SAMUELS, T.D.; BERNSTEIN, N.; SHARP,
R.E. Abscisic acid accumulation maintains maize primary root elongation at low water
potentials by restricting ethylene production. Plant Physiology, Rockville, v.122, p.
967–976, 2000.
STONEMAN, G.L.; DELL, B. Growth of Eucalyptus marginata (Jarrah) seedlings in a
greenhouse in response to shade an soil temperature. Tree Physiology, Victoria, v.13,
p. 239–252, 1993.
STRAND, M.; LUNDMARK, T.; SODERBERGH, I.; MELLANDER, P.E. Impacts of
seasonal air and soil temperatures on photosynthesis in Scots pine trees. Tree
Physiology, Victoria, v.22, p. 839-847, 2002.
SYVERTSEN, J.P. Partial shoot removal increases net CO2 assimilation and alters
water relations of Citrus seedlings. Tree Physiology, Victoria, v.14, p. 497-508, 1994.
SYVERTSEN, J.P.; LHOYD, J. Citrus. In: SCHAFFER, B.; ANDERSEN, P.C.
Handbook of environmental physiology of fruit crops: subtropical and tropical crops.
Boca Raton: CRC Press, 1994, v.2, p. 65-100.
SYVERTSEN, J.P.; GOÑI, C.; OTERO, A. Fruit load and canopy shading affect leaf
characteristics and net gas exchange of „Spring‟ navel orange trees. Tree Physiology,
Victoria, v. 23, p. 899-906, 2003.
TOURNAIRE-ROUX, C.; SUTKA, M.; JAVOT, H.; GOUT, E.; GERBEAU, P.; LUU,
D-T.; BLIGNY, R.; MAUREL, C. Cytosolic pH regulates root water transport during
anoxic stress through gating of aquaporins. Nature, London, v.425, p. 393-397, 2003.
TUBELIS, A. Clima: fator que afeta a produção e qualidade da laranja. Laranja,
Cordeirópolis, v.16, p. 179-211, 1995.
VAN HEERDEN, P.D.R.; KRÜGER, G.H.J.; LOVELAND, J.E.; PARRY, M.A.J.;
FOYER, C.H. Dark chilling imposes metabolic restrictions on photosynthesis in
soybean. Plant, Cell and Environment, Oxford, v.26, p.323-337, 2003.
VESELOVA, S.V.; FARHUTDINOV, R.G.; VESELOV, S.Y.; KUDOYAROVA, G.R.;
VESELOV, D.S.; HARTUNG, W. The effect of root cooling on hormone content, leaf
conductance and root hydraulic conductivity of durum wheat seedlings (Triticum durum
L.). Journal of Plant Physiology, Stuttgart, v.162, p. 21-16, 2005.
VON CAEMMERER, S. Biochemical Models of Leaf Photosynthesis. In: Techniques
in Plant Science. CSIRO Publishing, Victoria. 165p., 2000.
49
WAN, X.; LANDHÄUSSER, S.M.; ZWIAZEK, J.J.; LIEFFERS, V.J. Stomatal
conductance and xylem sap properties of aspen (Populus tremuloides) in response to
low soil temperature. Physiologia Plantarum, Copenhagen, v.122, p. 79-85, 2004.
WARREN, C.R. Does growth temperature effect the temperature responses of
photosynthesis and internal conductance to CO2? A test with Eucalyptus regnans. Tree
Physiology, Victoria. v.28, p. 11-28, 2008a.
WARREN, C.R. Stand aside stomata, another actor deserves centre stage: the forgotten
role of the internal conductance to CO2 transfer. Journal of Experimental Botany,
Oxford, v.59, p. 1475-1487, 2008b.
WARREN, C.R.; ADAMS, M.A. Internal conductance does not scale with
photosynthetic capacity: implications for carbon isotope discrimination and the
economics of water and nitrogen use in photosynthesis. Plant, Cell and Environment,
Oxford, v.29, p. 192-201, 2006.
WARREN, C.R.; ETHIER, G.J.; LIVINGSTON, N.J.; GRANT, N.J.; TURPIN, D.H.;
HARRISON, D.L.; BLACK, T.A. Transfer conductance in second growth Douglas-fir
(Pseudotsuga menziesii (Mirb.) Franco) canopies. Plant, Cell and Environment,
Oxford, v.26, p. 1215-1227, 2003.
XU, Q.; HUANG, B. Effects of differential air and soil temperature on carbohydrate
metabolism in creeping bentgrass. Crop Science, Columbia, v.40, p. 368-374, 2000.
YAMORI, W.; NOGUCHI, K.; HANBA, Y.T.; TERASHIMA, I. Effects of internal
conductance on the temperature dependence of the photosynthetic rate in spinach leaves
from contrasting growth temperatures. Plant and Cell Physiology, Kyoto, v.47, p.
1069-180, 2006.
ZHANG, Y.P.; QIAO, Y.X.; ZHANG, Y.L.; ZHOU, Y.H.; YU, J.Q. Effects of root
temperature on leaf gas exchange and xylem sap abscísic acid concentrations in six
Cucurbitaceae species. Photosynthetica, Praga, v. 46, p. 356-362, 2008.
ZHOU, Y.; HUANG, L.; ZHANG, Y.; SHI, K.; YU, J.; NOGUE, S. Chill-induced
decrease in capacity of RuBP carboxylation and associated H2O2 accumulation in
Cucumber leaves are alleviated by grafting onto Figleaf Gourd. Annals of Botany,
Oxford, v.100, p. 839-848, 2007.
50