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UNIVERSIDADE ESTADUAL DE GOIÁS
UNIDADE UNIVERSITÁRIA DE CIÊNCIAS EXATAS E TECNOLÓGICAS
CURSO DE FARMÁCIA
AVALIAÇÃO DAS CONDIÇÕES PRÁTICAS PARA O CUMPRIMENTO DE
NORMAS APLICADAS A VALIDAÇÃO DE PROCESSAMENTO
ASSÉPTICO
ANDRYELLE PRADO DE LIMA
Anápolis/GO
2014/1
2
UNIVERSIDADE ESTADUAL DE GOIÁS
UNIDADE UNIVERSITÁRIA DE CIÊNCIAS EXATAS E TECNOLÓGICAS
CURSO DE FARMÁCIA
AVALIAÇÃO DAS CONDIÇÕES PRÁTICAS PARA O CUMPRIMENTO DE
NORMAS APLICADAS A VALIDAÇÃO DE PROCESSAMENTO
ASSÉPTICO
Andryelle Prado de Lima
Trabalho de Conclusão de Curso apresentado ao
Curso de Farmácia como requisito parcial para
obtenção da Graduação em Farmácia.
Orientador: Prof. Esp. Lucas Guedes de Oliveira
Anápolis/GO
2014/1
3
Universidade Estadual de Goiás
Pró-Reitoria de Graduação
Coordenação Geral
Coordenação Técnica
Sistema Integrado de Bibliotecas Regionais (SIBRE)
Modelos de Fichas Catalográficas (Catalogação na Fonte)
Modelo de Ficha Catalográfica para TCC (Trabalho de Conclusão de Curso)
Lima, Andryelle Prado.
Avaliação das Condições Práticas para Cumprimento de
Normas Aplicadas a Validação de Processamento Asséptico/
Andryelle Prado de Lima; Lucas Guedes de Oliveira. –
2014.
75 f.
Orientador: Prof. Esp. Lucas Guedes de Oliveira
TCC (Graduação), Universidade Estadual de Goiás, Unidade
Universitária de Ciências Exatas e Tecnológicas, 2014.
1. Media Fill. 2. Indústria Farmacêutica. 3. Área Limpa.
4. Esterilização. 5. Boas Práticas de Fabricação – Goiás
(Estado). I. Oliveira, Lucas Guedes. II. Título.
4
5
Aos familiares e amigos próximos que me apoiaram
em todo o período de graduação e contribuíram de
forma positiva para que o curso de farmácia fosse
realizado e concretizado com sucesso.
6
AGRADECIMENTOS
Primeiramente agradeço a Deus, por todas as oportunidades que me
foram concedidas ao longo da minha trajetória acadêmica. Agradeço ao Pai criador
do Universo pela oportunidade de vida e por todas suas dádivas. Obrigada Senhor
por ter estado comigo em todos os momentos me amparando e iluminando meu
caminho.
Agradeço aos meus pais, Jaine e Weiner pela oportunidade que me
deram de ingressar na universidade sem medir esforços. Obrigada por estarem
presentes em todos os momentos. Devo a vocês todos os recursos financeiros que
foram gastos para minha formação acadêmica. Obrigada pelo apoio, carinho, amor e
dedicação. Devo tudo a vocês.
Obrigada a minha querida avó Rosa pela dedicação e amor. Agradeço-te
imensamente por ser essa pessoa tão maravilhosa que me enche de orgulho.
Mesmo distante sempre esteve muito presente me dando força e me encorajando.
Obrigada pelas palavras de conforto sempre que foi necessário.
Obrigada aos meus irmãos, Douglas e Caroline por serem seres tão
especiais e amáveis. Vocês são pessoas essências que fizeram toda diferença ao
longo da minha trajetória acadêmica.
Agradeço imensamente ao meu namorado João por ter estado comigo
nessa jornada. Obrigada querido pela paciência, compreensão, dedicação e apoio.
Devo a você parte deste trabalho. Obrigada por toda ajuda ao longo desses últimos
três anos de universidade. Valeu todas as noites mal dormidas dedicadas aos
estudos. Obrigada por estar comigo em todos os momentos que precisei.
Agradeço também a toda equipe do Laboratório Farmacêutico que tive a
oportunidade de estagiar. Obrigada a todos pela construção do meu conhecimento
dentro da Indústria Farmacêutica. Agradeço em especial ao Vitor Barreto, Pedro
Henrique, Wilma Nayara, William Caixeta, Josiane Touta e Juliane Melo. Vocês
foram muito importantes e tiveram grande participação para a conclusão deste
trabalho. Obrigada Vitor pela oportunidade de ingresso no mercado de trabalho, pela
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compreensão que teve comigo ao longo do período de estágio. Sou muito grata a
todos vocês.
Obrigada a todos os meus familiares que sempre me apoiaram me deram
força e carinho. Obrigada a vocês pela compreensão da minha ausência nestes
últimos anos. Obrigada pelos churrascos, confraternizações e surpresas. A família é
a base de tudo, e vocês fazem essa frase fazer todo o sentido. Muito obrigada por
fazerem parte de todas as etapas da minha vida até agora. Que as próximas sejam
ainda mais emocionantes e que todos possamos desfrutar juntos de todas as
recompensas que virão.
Agradeço a Universidade Estadual de Goiás, pela oportunidade da
formação acadêmica. Obrigada a todos os professores que contribuíram para minha
formação. Agradeço também ao meu professor orientador Lucas Guedes pela
orientação, dedicação e esforço para conclusão deste trabalho.
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RESUMO
A preocupação pela busca da qualidade total de medicamentos dentro de uma
Indústria Farmacêutica vem crescendo e foi observado nos últimos anos avanços
importantes, sendo indispensável conhecer todas as fases do processo produtivo.
No âmbito farmacêutico, qualquer falha ou erro na produção de medicamentos pode
ocasionar sérios prejuízos não só a indústria, mas principalmente a saúde do
paciente. Contudo, para considerar o uso de medicamentos uma alternativa efetiva e
segura é necessário que eles cumpram os critérios mínimos exigidos de qualidade.
Assim, as Boas Práticas de Fabricação de Medicamentos (BPFM) objetiva garantir a
qualidade, eficácia e segurança do medicamento. O Processamento Asséptico tem a
finalidade de prevenir a contaminação microbiana dos componentes estéreis ou em
qualquer fase intermediária da produção do medicamento. Um produto que é
fabricado por Processamento Asséptico é aquele em que seus componentes podem
sofrer filtração esterilizante, esterilização por calor úmido ou seco, esterilização por
autoclavação ou utilizando óxido de etileno e radiação ionizante. Assim, o Media Fill
é a Simulação das Operações Assépticas substituindo o produto por meio de cultura.
O Media Fill deve ser capaz de demonstrar a capacidade do processo em manusear
produtos de forma estéril, qualificar e certificar os operadores e sua técnica no
manuseio de produtos assépticos, e por fim, demonstrar que os controles ambientais
são adequados para atender os requisitos básicos necessários para atender a
produção de um medicamento estéril por Processamento Asséptico, além de cumprir
com os requisitos de Boas Práticas de Fabricação. Dessa maneira, o presente
trabalho aponta a Validação de Processamento Asséptico com o objetivo de avaliar
experimentalmente as condições práticas para o cumprimento das normas aplicadas
para a realização do Media Fill. A metodologia utilizada foi baseada no Guia da
ANVISA/2006, na RDC17/2010 e nas literaturas de referência internacional como a
ISO/2003; 2008; 2009, PIC/S/2011 e PDA/2011. Foram realizados
acompanhamentos de três simulações consecutivas de Media Fill na linha de
produção de Colírios Oftálmicos em uma Indústria Farmacêutica parceira na análise
localizada no Distrito Agroindustrial de Anápolis Goiás, com a finalidade de avaliação
para liberação de linha, Validação Inicial. Os resultados apresentaram-se dentro dos
critérios de aceitação estabelecidos e a linha de produção encontra-se validada.
PALAVRAS-CHAVE: Media Fill, Indústria Farmacêutica, Área Limpa, Esterilização,
Boas Práticas de Fabricação.
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ABSTRACT
The concern for pursuit of total quality of medicine inside of a Pharmaceutical
Industry is growing up and it was observed important advances in the last years,
being essential to know all the steps of the productive process. In a pharmaceutical
context, a mistake or failure in medicine production could create serious damage, not
only to the industry, but mainly to patient health. Nevertheless, to consider the use of
drugs as an effective and security alternative, it is necessary to comply the minimum
criteria of quality required. Therefore, Good Manufacturing Practice for Medicinal
(GMPM) aims to ensure the quality, efficacy and safety of the drug. The aseptic
process has the purpose to prevent the microbial contamination of sterile
components, or any intermediate stage of medicine production. A product fabricated
by aseptic process is the one that components could submit to sterilizing filtration,
sterilization by moist or dry heat, sterilization by autoclaving or by using ethylene
oxide and ionizing radiation. Thus, Media Fill is the simulation of aseptic operations
substituting product by culture media. Media Fill could be able to demonstrate
process capability handling products in a sterile way, qualifying and certifying the
operators and its technique of handling aseptic products, and finally, demonstrating
that environmental controls are adequate to attend the basic requirements necessary
to fabricate a sterile medicine by aseptic processing, in addition complying with
requisites of Good Manufacturing Practice. Thus, this paper points to the Aseptic
Processing Validation aiming to experimentally evaluate the practical conditions for
compliance with the standards applied to the realization of Media Fill. The
methodology used was based on the Guide ANVISA / 2006 in RDC17 / 2010 and
international reference in the literature as the ISO / 2003, 2008, 2009, PIC / S / 2011
and PDA / 2011. Accompaniments of three consecutive simulations were performed
in Media Fill producing a partner in Ophthalmic Eyedrops Pharmaceutical Industry
analysis Agroindustrial District located in Anapolis Goias, for the purpose of
assessment for online release, Initial Validation line. The results were within the
acceptance criteria established and the production line is validated.
KEY WORDS: Media Fill, Pharmaceutical Industry, Clean Area, Sterilization, Good
Manufacturing Practices.
10
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 – Comparação entre diferentes sistemas de classificação para áreas limpas
em repouso ............................................................................................................... 26
Tabela 2 – Requisitos quanto ao número de partículas em suspensão no ar
conforme EU GMP .................................................................................................... 27
Tabela 3 – Requisitos quanto ao número de partículas em suspensão no ar
conforme WHO GMP................................................................................................. 28
Tabela 4 – Requisitos quanto ao número de partículas em suspensão no ar
conforme RDC 17 ...................................................................................................... 28
Tabela 5 – Condições de vestuário exigidos para cada classe de sala limpa ........... 33
Tabela 6 – Limites para contaminação microbiológica de áreas limpas .................... 36
Tabela 7 – Relação entre número observado de falhas e o limite superior de
confiança 95% ........................................................................................................... 49
Tabela 8 – Intervenções de manutenção e intervenções operacionais realizadas
durante a simulação do Media Fill ............................................................................. 53
Tabela 9 – Amostras retiradas durante todas etapas do Media Fill ........................... 55
Tabela 10 – Materiais e formatos utilizados durante o Media Fill .............................. 57
Tabela 11 – Limites de amostragem realizada por exposição de placas de
sedimentação, análises de superfícies por placas de contato e análise de pessoal
luvas/uniformes ......................................................................................................... 58
Tabela 12 – Unidades envasadas X rejeitas ............................................................. 58
Tabela 13 – Laudos de análise – Simulação 1/3 ....................................................... 60
Tabela 14 – Laudos de análise – Simulação 2/3 ....................................................... 61
Tabela 15 – Laudos de análise – Simulação 3/3 ....................................................... 62
11
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO ...................................................................................................... 13
2. FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA ............................................................................ 18
2.1. Formas Farmacêuticas Estéreis .................................................................. 18
2.1.1 Esterilização ............................................................................................. 19
2.1.2 Esterilização Terminal ............................................................................. 20
2.1.3 Esterilização pelo Calor .......................................................................... 20
2.1.4 Esterilização por Radiação ..................................................................... 22
2.1.5 Esterilização por Gases e Fumigantes .................................................. 22
2.1.6 Esterilização por Filtração ...................................................................... 23
2.2 Área de Processamento Asséptico – Área Limpa ....................................... 24
2.2.1 Classificação de Áreas Limpas .............................................................. 26
2.2.2 Instalações e Equipamentos na Área Limpa ......................................... 29
2.2.3 Vestimenta Adequada Para Área Limpa ................................................ 32
2.2.4 Sanitização em Áreas Limpas................................................................. 34
2.2.5 Monitoramento Microbiológico em Áreas Limpas ................................ 35
2.3 Processamento Asséptico ............................................................................ 36
2.4 Validação de Processamento Asséptico ..................................................... 39
2.4.1 Conceitos e Princípios de Simulação do Processamento Asséptico . 41
2.4.2 Produtos Líquidos ................................................................................... 42
2.4.3 Produtos Injetáveis em Pó ...................................................................... 43
2.4.4 Produtos em Suspensão ......................................................................... 43
2.4.5 Produtos Liofilizados .............................................................................. 44
2.4.6 Produtos Semi-sólidos ............................................................................ 44
2.4.7 Condições do Teste de Simulação ......................................................... 44
2.4.8 Pior Caso .................................................................................................. 45
2.4.9 Seleção do Meio de Cultura .................................................................... 45
2.4.10 Condições para Incubação ................................................................... 46
2.4.11 Frequência do Teste .............................................................................. 46
2.4.12 Interpretação dos Resultados............................................................... 47
2.4.13 Ações Corretivas ................................................................................... 50
3. METODOLOGIA ................................................................................................... 51
12
4. RESULTADOS E DISCUSSÕES .......................................................................... 58
5. CONCLUSÃO ....................................................................................................... 63
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ..................................................................... 64
APÊNDICE ................................................................................................................ 67
13
1. INTRODUÇÃO
A preocupação pela busca da qualidade total de medicamentos dentro de
uma Indústria Farmacêutica vem crescendo e foi observado nos últimos anos
avanços importantes, sendo indispensável conhecer todas as fases do processo
produtivo (PEREIRA, 2009). No âmbito farmacêutico, qualquer falha ou erro na
produção de medicamentos pode ocasionar sérios prejuízos não só a indústria, mas
principalmente a saúde do consumidor (PEREIRA, 2009). Contudo, para considerar
o uso de fármacos uma alternativa efetiva e segura é necessário que eles cumpram
os critérios mínimos exigidos de qualidade (CAPPELI, 2012). Assim, as Boas
Práticas de Fabricação (BPF) objetiva garantir a qualidade, eficácia e segurança do
medicamento (BRASIL, 2010b).
Através das BPF é possível diminuir os riscos que talvez não sejam
detectados com a realização de ensaios nos produtos acabados, tais como
contaminação-cruzada, contaminação por partículas ou mistura de produtos
(BRASIL, 2010b). Além disso, as BPF são referência na inspeção de instalações da
fábrica, nos processos de produção e controle de qualidade e como material de
treinamento dos inspetores na área de medicamentos, e também, no treinamento de
todos os profissionais envolvidos na produção e controle de qualidade dentro de
uma indústria (DUTRA, 2011).
A esterilização terminal de um produto é o procedimento que garante
menor risco de contaminação microbiana na produção de medicamentos estéreis
(BRASIL, 2010b). Porém, alguns produtos não podem sofrer esterilização terminal,
pois o calor pode afetar a estabilidade da formulação ou pode danificar a
embalagem primária do produto (WHO, 2011). Assim, esses demais produtos
estéreis devem ser preparados utilizando o Processamento Asséptico (BRASIL,
2010b).
O Processamento Asséptico tem a finalidade de prevenir a contaminação
microbiana dos componentes estéreis ou em qualquer fase intermediária da
produção do medicamento (BRASIL, 2010 b). Um produto que é fabricado por
Processamento Asséptico é aquele em que seus componentes podem sofrer
14
filtração esterilizante, esterilização por calor úmido ou seco, esterilização por
autoclavação ou utilizando óxido de etileno e irradiação com radiação ionizante
(WHO, 2011; BRASIL, 2010b).
Para garantir a eficiência e qualidade do Processo Asséptico, os produtos
devem ser preparados em ambientes totalmente estéreis livre de microrganismos
viáveis e a qualidade do ar seja garantida por equipamento validado além de, os
procedimentos de limpeza e sanitização estarem dentro dos padrões apropriados
(BRASIL, 2010b).
Todo o pessoal envolvido na etapa de produção asséptica deve ser
devidamente treinado e, ao entrar nas áreas assépticas deve se paramentar
adequadamente de acordo com as exigências do ambiente. Para que todos os
envolvidos mantenham um padrão de qualidade em suas operações, é necessário
que a indústria forneça frequentemente treinamentos contínuos de Boas Práticas de
Fabricação (BRASIL, 2010b).
A fabricação de produtos estéreis deve ser realizada em áreas limpas, e
estas são classificadas de acordo com as suas condições ambientais. Durante cada
etapa da fabricação uma condição ambiental apropriada será requerida para que
seja possível minimizar os riscos de contaminação microbiológica e por partículas
tanto do produto quanto dos materiais utilizadas na fabricação. A Resolução da
Diretoria Colegiada (RDC) 17 de 16 de Abril de 2010 classifica as áreas limpas
utilizadas na fabricação de produtos estéreis em quatro diferentes graus, sendo eles:
Grau A: zona de alto risco operacional (envase e conexões assépticas), em que
normalmente as operações devem ser realizadas sob Fluxo Unidirecional; Grau B:
são áreas circundantes às de Grau A utilizadas para preparações e envase
assépticos; Grau C e D: são áreas limpas onde são realizadas etapas menos críticas
na fabricação de produtos estéreis (BRASIL, 2010 b).
Assim, as salas limpas podem ser consideradas um dos sistemas mais
críticos na fabricação de produtos estéreis em uma Indústria Farmacêutica. É
extremamente importante a rotina de manutenção destas áreas para que se possa
assegurar a qualidade do produto final. Um dos principais suportes responsável por
manter parâmetros importantes como temperatura, umidade relativa, quantidade de
partículas em suspensão, diferencial de pressão, direção do fluxo de ar e renovação
15
do ar são os sistemas HVAC (Heating, Ventilation and Air Conditioning) (ALMEIDA,
2006).
De acordo com a UNITED STATES OF AMERICA (2012), Media Fill é a
Simulação das Operações Assépticas substituindo o produto por meio de cultura. O
Media Fill deve ser capaz de demonstrar a capacidade do processo em manusear
produtos de forma estéril, qualificar e certificar os operadores e sua técnica no
manuseio de produtos assépticos, e por fim, demonstrar que os controles ambientais
são adequados para atender os requisitos básicos necessários para produção de um
medicamento estéril por Processamento Asséptico, além de cumprir com os
requisitos de Boas Práticas de Fabricação.
O Media Fill é um teste desafiador, pois, no lugar do produto é envasado
meio de cultura, o que favorece o crescimento de microrganismos, ao contrário dos
produtos, que não favorecem o crescimento microbiano. Assim, ao envasar meio de
cultura, o Media Fill está desafiando a técnica dos operadores e ao mesmo tempo
está desafiando também as máquinas, o fluxo de materiais, o processo de
esterilização, o sistema de ar condicionado filtrado, ou seja, todo o complexo
conjunto que forma uma área de produção asséptica (GAYARD, 2008).
Uma vez que o objetivo do Media Fill é simular as operação assépticas,
deve-se simular então toda a rotina de produção, como por exemplo, as
intervenções, os tempos de espera, bem como simular todos os turnos em que
ocorre Processamento Asséptico na área (GAYARD, 2008).
A Simulação de Processo Asséptico é capaz de fornecer dados para a
avaliação de mudanças que podem ocorrer no Processamento Asséptico e que
podem impactar na esterilidade do produto final. Dentre os propósitos do Media Fill,
pode-se destacar que ele é capaz de demonstrar que mudanças no processo
adequadamente implementadas são aceitáveis; é capaz de avaliar a capacidade do
Processo Asséptico em um determinado ambiente de produção; avalia a proficiência
do pessoal envolvido no processamento; é capaz de demonstrar a adequação da
indústria as Boas Práticas de Fabricação e, por fim, é capaz de desafiar todo o
Processo Asséptico perante as vulnerabilidades a contaminação microbiana (PDA,
2011).
16
Para que seja possível a Simulação do Processo Asséptico é necessário
que todos os equipamentos envolvidos no processo estejam qualificados. Toda a
equipe deve ser treinada e qualificada para ser capaz de exercer as atividades
envolvendo todo o processamento, pois, para garantir a qualidade na produção de
estéreis é indispensável cumprir todas as boas práticas recomendadas. Assim, a
execução do Media Fill não pode ser simulada em um melhor caso, pelo contrário, é
sempre recomendado que durante a simulação seja empregado senários de “pior
caso” para demonstrar que se em piores situações os resultados aceitáveis são
alcançados, consequentemente, há uma maior confiança durante as condições de
rotina (PDA, 2011).
A Indústria Farmacêutica deve realizar o Media Fill em duas diferentes
circunstâncias. Primeiro, para situações de simulação de “liberação” e, para
situações de simulação de “rotina”. Os testes realizados para simulação de
“liberação” devem ser realizados quando: novos processos forem iniciados, novos
equipamentos forem instalados e, mudanças críticas no processo (equipamentos ou
ambiente)
ocorrerem.
Devem ser
realizadas três simulações consecutivas
envolvendo todos os turnos e toda a rotina de produção. Já os testes de simulação
de “rotina” são realizados para o monitoramento periódico de todas as condições
assépticas que ocorrem durante a fabricação de rotina. Essa simulação também
pode ser realizada quando ocorrer mudanças menos críticas do processo ou se as
linhas do processo permanecerem por mais de seis meses ociosas. Quando um
limite de ação for excedido é necessária uma revalidação (BRASIL, 2006).
Para o teste de “liberação” são realizadas três simulações consecutivas,
devendo obter resultados satisfatórios para as três. Realizado o teste de “liberação”,
a fabricação de rotina será iniciada e, assim, quando necessário, deve ser realizado
o teste de “rotina”. Este teste deve ser aplicado semestralmente, no mínimo
(BRASIL, 2006).
As ações aplicadas na revalidação irão depender dos resultados da
investigação, o que pode gerar a inclusão de um a três testes de simulação. Esses
testes devem então apresentar resultados satisfatórios para que a revalidação seja
concluída (BRASIL, 2006).
17
O objetivo deste trabalho é verificar na literatura as normas aplicadas a
Validação de Processamento Asséptico e os critérios exigidos para tal avaliando as
condições práticas e reproduzir experimentalmente o cumprimento destas normas
aplicadas aos produtos estéreis na forma líquida, colírios, de maneira a assegurar
que o processo é capaz de manter as condições assépticas requeridas conforme é
exigido na legislação.
18
2. FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA
2.1. Formas Farmacêuticas Estéreis
A Farmacopeia Brasileira 5ª edição (2010) define esterilidade como a
ausência de microrganismos viáveis. Assim, uma forma farmacêutica estéril é aquela
preparação isenta de microrganismos. As formulações estéreis requerem um maior
cuidado, pois são administradas por vias através das quais as barreiras de defesas
são menores (Via Parenteral e Via Ocular). Sendo assim, essas formulações exigem
isenção total de presença de contaminantes viáveis (MOURATO, 2013).
Sendo assim, a esterilidade, ausência total de microrganismos viáveis,
pode ser considerada a característica mais importante no que diz respeito a produtos
farmacêuticos estéreis (FONSECA, 2012).
O processo de esterilização de qualquer item isolado de uma população
não pode ser demonstrado nem garantido. Dessa forma, é necessário validar o
processo de produção, pois só assim a esterilidade de um lote pode ser definida em
termos probabilísticos (BRASIL, 2010a).
O processo de esterilização, não garante a inativação de microrganismos,
pois, a inativação que pode ser realizada por meios químicos e físicos, segue uma
lei exponencial e, sendo assim, há uma probabilidade estatística de que
microrganismos sobrevivam ao processo de esterilização. O nível de garantia de
esterilidade, segundo a Farmacopeia Brasileira 5ª edição, pode ser dado por 10-6,
em que em um processo de esterilização a esse nível traduz a segurança com que o
processo é capaz de esterilizar um conjunto de itens (BRASIL, 2010 a).
Assim, fica claro que a esterilização é um processo cuja eficácia não pode
ser verificada retrospectivamente por inspeção ou teste do produto (NHS, 2010).
Dessa forma, a esterilidade de um lote é definida através de probabilidades por meio
de processo de produção devidamente validado (BRASIL, 2010 a).
19
2.1.1 Esterilização
A esterilização pode ser definida como a completa remoção ou destruição
de organismos viáveis ou também pode ser definida como processo especializado
que implica na inativação completa de todas as formas viáveis de vida e reprodução.
Por isso, fica fácil pensar que a esterilização é aplicável a tudo, incluindo os
patógenos mais inimagináveis. Porém, não há nenhum método de esterilização
singular que seja compatível como todos os produtos farmacêuticos, incluindo
medicamentos, dispositivos, polímeros e materiais (ISO, 2009. ROGERS, 2005).
O método de esterilização tem por finalidade remover ou destruir todas as
formas de vida, animal ou vegetal, macroscópica ou microscópica, saprófitas ou não,
do produto farmacêutico. O procedimento selecionado para atingir o nível de
garantia vai depender da natureza do material a ser esterilizado, do processo de
esterilização empregado e das alterações que podem ocorrer decorrentes da
esterilização. Para assegurar o êxito da esterilização, é aplicável que se conheça o
tipo e a quantidade possível da fonte de contaminantes antes de se iniciar a
esterilização. Também é interessante que se realize a aplicação de métodos para
minimizar e prevenir tal contaminação (BRASIL, 2010 a).
A esterilização deve ser capaz de esterilizar pequenos produtos ou
unidades, bem como grandes números e volumes (ROGERS, 2005). Existem vários
métodos de esterilização, porém, cada medicamento tem sua peculiaridade e não
são todos que conseguem manter a sua estabilidade após serem submetidos a
certas técnicas de esterilização (MOURATO, 2013).
Os métodos de esterilização podem ser de dois tipos, os de natureza
química e os de natureza física (MOURATO, 2013). Dentre os métodos físicos podese destacar esterilização por calor úmido, esterilização por calor seco, esterilização
por radiação ionizante, esterilização por filtração. Como métodos de esterilização
químicos tem-se a esterilização por gases e fumigantes (BRASIL, 2010a. FONSECA,
2012. WHO, 2011).
Sempre que possível, é preferível que as formulações farmacêuticas
estéreis sejam esterilizadas por esterilização terminal. Porém, não é possível realizar
esse método de esterilização com todos os produtos devido à instabilidade que o
20
calor pode provocar a formulação e também devido à incompatibilidade do recipiente
que abriga a formulação. Então, deve se utilizar nestes casos, processos de
esterilização alternativos como, por exemplo, filtração esterilizante e Processamento
Asséptico. Em todo caso, os processos de esterilização devem estar de acordo com
as exigências da legislação e das autoridades de fabricação (ISO, 2008. WHO,
2011).
2.1.2 Esterilização Terminal
É preferível que os produtos farmacêuticos sejam esterilizados em seu
recipiente final (Esterilização Terminal). Quando não for possível a aplicação deste
método de esterilização devido a instabilidade que o calor pode causar a
formulação, devem ser utilizados métodos alternativos tais como filtração ou
Processamento Asséptico (BRASIL, 2010b. ISO, 2008).
Durante os processos de esterilização, podem ser utilizados indicadores
biológicos a fim de garantir a eficácia do método de esterilização. O indicador
biológico pode ser definido como uma preparação caracterizada de microrganismo
específico que fornece resistência definida e estável a um determinado método de
esterilização. Assim, os indicadores biológicos são normalmente empregados para
se estabelecer a probabilidade final de sobrevivência microbiana. Eles podem ser
utilizados em processos de obtenção de produto estéril em seu recipiente final e
também na esterilização de equipamentos, materiais e componentes de embalagem
que são empregadas no Processamento Asséptico. Podendo ainda, ser utilizados no
monitoramento dos ciclos de esterilização em validações e revalidações periódicas
(BRASIL, 2010b).
2.1.3 Esterilização pelo Calor
A esterilização por calor é o método mais simples, econômico e seguro
que uma Indústria Farmacêutica se dispõe. Porém, cada microrganismo tem uma
sensibilidade diferente à ação do calor, sem contar que algumas formulações
21
perdem sua estabilidade quando submetidas a altas temperaturas (BRASIL, 2010 a.
WHO, 2011). Para o êxito da técnica, três fatores são importantes e responsáveis
pela inativação dos microrganismos sendo eles: a temperatura, o tempo de
exposição e a presença de água. Pois assim são exigidos menores tempos de
exposição e menores temperaturas. Sabe-se que alguns microrganismos são
resistentes a altas temperaturas então é interessante à utilização de água na técnica
para se evitar que formas esporuladas resistam ao processo de esterilização
(BRASIL, 2010a).
Durante o processo de esterilização por calor, cada ciclo deve ser
registrado com equipamento apropriado e este deve ser exato e preciso. A
temperatura deve ser registrada e conferida e os registros dos ciclos de esterilização
devem fazer parte da documentação do lote de cada produto. O tempo utilizado no
processo deve ser suficiente para que se atinja a temperatura necessária antes que
se inicie a verificação do tempo de esterilização. É extremamente importante tomar
as devidas precauções para que a carga esterilizada não seja contaminada durante
a fase de resfriamento (BRASIL, 2010a. ROGERS, 2005).
A esterilização por calor pode ser dividida em esterilização por calor
úmido e esterilização por calor seco. Sendo que a primeira é indicada para casos de
materiais permeáveis e soluções aquosas e a segunda para líquidos não aquosos e
produtos em pó (BRASIL, 2010b).
Para a realização do método de esterilização por calor úmido, a
Farmacopeia Brasileira preconiza que as condições para esterilização de
preparações aquosas é de aquecimento de no mínimo 121,1 ºC por pelo menos 15
minutos sendo que, combinações distintas de tempo e temperatura podem ser
utilizadas desde que sejam validadas, demonstrando eficácia e garantindo letalidade
quando operada dentro das tolerâncias estabelecidas na rotina (BRASIL, 2010 a).
Já para a realização da técnica de esterilização por calor seco, a
Farmacopeia Brasileira restringe a realização do processo a artigos como vidros,
metais, pós, vaselinas, gorduras, ceras, soluções e suspensões oleosas e tecidos
especiais, ou seja, a técnica é aplicada a materiais sensíveis a esterilização por calor
úmido. Esse método de esterilização deve ser realizado em estufa cuja distribuição
de calor seja homogênea. Assim, para realização do método, a temperatura mínima
22
deve ser de 160 ºC por pelo menos 2 horas. Métodos validados são permitidos
desde que demostrem eficácia e proporcionem um nível adequado e reprodutível de
letalidade quando operado na rotina dentro das tolerâncias estabelecidas (BRASIL,
2010a).
2.1.4 Esterilização por Radiação
A esterilização por radiação é usada para materiais e produtos
farmacêuticos que são sensíveis ao calor. No entanto, existem muitos medicamentos
e materiais que são sensíveis à radiação, sendo esta técnica inviável. A radiação só
pode ser aplicada quando não apresentar efeitos nocivos ao produto, o que deve ser
comprovado experimentalmente (BRASIL, 2010b. ROGERS, 2005).
A radiação ionizante é definida pela Farmacopeia Brasileira como
emissões de alta energia, sob a forma de ondas eletromagnéticas ou partículas que
ao se chocarem com os átomos do material irradiado alteram sua carga elétrica por
deslocamento de elétrons, o que transforma os átomos irradiados em íons que
podem ser positivos ou negativos (BRASIL, 2010 a).
A esterilização por radiação é ideal para produtos termossenssíveis
devido seu processamento em baixas temperaturas. Outra vantagem é a baixa
reatividade química e os poucos parâmetros que existem para serem controlados,
sendo que um desses parâmetros que deve ser observado é a dose de radiação
estabelecida que deve garantir o não comprometimento dos materiais a serem
esterilizados (BRASIL, 2010a).
2.1.5 Esterilização por Gases e Fumigantes
O método de esterilização por gases e fumigantes somente deve ser
aplicado quando não houver nenhum outro método disponível. Os gases e
fumigantes utilizados para este processo podem ser óxido de etileno e vapores de
peróxido de hidrogênio. A RDC 17 de 2010 preconiza que o óxido de etileno só pode
ser utilizado quando nenhum outro método for aplicável (BRASIL, 2010 b).
23
O processo de validação de esterilização por gases e fumigantes deve ser
validado. Deve ser comprovado durante a validação que durante o uso da técnica
não exista efeitos nocivos ao produto. O tempo de ventilação deve ser suficiente
para que os resíduos do gás estejam abaixo do limite definido como aceitável para o
produto. Para a eficácia do método, deve ser assegurado que haja o contato direto
do gás com os microrganismos (BRASIL, 2010b. ROGERS, 2005).
Ao final da técnica, cada carga deve ser armazenada de forma controlada
ficando sob condições de ventilação para que o gás residual e os produtos reativos
ainda presentes na carga decaiam a níveis aceitáveis, não representando risco a
saúde dos pacientes (BRASIL, 2010b. ROGERS, 2005).
Existem
algumas
desvantagens
quanto
ao
uso
desse
tipo
de
esterilização, por isso ela só é recomendada em último caso. Entre as desvantagens
estão, suas propriedades mutagênicas; a possibilidade de resíduos tóxicos nos
materiais e produtos tratados e ainda sua natureza altamente inflamável (BRASIL,
2010a).
2.1.6 Esterilização por Filtração
A técnica de esterilização por filtração é empregada para soluções
termossenssíveis em que ocorre a remoção física dos microrganismos e não é
permitida sob qualquer hipótese a liberação de fibras e materiais extraíveis
indesejáveis pela membrana do filtro para a solução filtrada (BRASIL, 2010 a.
ROGERS, 2005).
A Farmacopeia Brasileira preconiza que para a filtração com a finalidade
de esterilização é utilizada membranas de graduação de tamanho de poro nominal
de 0,2 µm, ou menor. Essas membranas de filtração esterilizante são capazes de
reter 100% de uma cultura contendo 107 microrganismos de Brevundimonas
diminuta por cm2 de superfície de membrana filtrante, sob uma pressão mínima de
2,0 Bar. Essa bactéria é a menor encontrada até hoje, por isso é usada como
referência para determinar o tamanho dos poros da membrana do filtro (BRASIL,
2010a).
24
É recomendável a utilização de dois filtros em série ou um filtro adicional
imediatamente antes do envase, pois, há potenciais riscos adicionais ao método de
filtração esterilizante quando comparado aos demais processos de esterilização.
Todo o sistema de filtração deve ser testado antes e após o processo de filtração
para garantir a eficácia do processo e a integridade do filtro durante a filtração.
Devem ser realizados testes que correlacionem a retenção de microrganismos de
forma a avaliar se o filtro é capaz de reter microrganismos ou se são as
características bacteriostáticas do próprio produto que eliminam os microrganismos
(BRASIL, 2010a).
Todas as condições operacionais tais como tempo de filtração,
temperatura, diferenciais de pressão, volume do lote de produto a ser filtrado e
características físico químicas do produto devem ser consideradas na validação da
filtração esterilizante (BRASIL, 2010b. ROGERS, 2005).
2.2 Área de Processamento Asséptico – Área Limpa
Muitos produtos são fabricados por Processamento Asséptico. Tal
processamento depende da exclusão de microrganismos da linha de processamento
e, portanto, a prevenção da entrada de qualquer fonte de microrganismos nos
recipientes durante o envase asséptico. Assim, a carga microbiana do produto e do
ambiente de fabricação são importantes fatores relacionados ao nível da garantia da
esterilidade dos produtos (BRASIL, 2010a).
A Farmacopeia Brasileira 5ª edição define Sala Limpa como uma área a
qual é construída criteriosamente com o intuito de minimizar a entrada, geração e
retenção de partículas dentro da sala, ou seja, a concentração de partículas
suspensas no ar é e deve ser mínima e controlada (BRASIL, 2010a).
Tratando-se de produtos estéreis, é de grande preocupação da Indústria
Farmacêutica a contagem de partículas viáveis, principalmente quando se refere a
produtos injetáveis. Assim, é aceitável afirmar que quanto menor for o número de
partículas presentes na sala limpa, é menos provável que microrganismos estejam
presentes e sejam carreados pelo ar. Essa justificativa é plausível e pode orientar no
25
projeto de construção de salas e zonas limpas. Além disso, outros parâmetros são
importantes na construção das áreas limpas, como a temperatura, a umidade e a
pressão, que devem também ser controladas (BRASIL, 2010 b).
Para a construção de áreas limpas é necessário a realização de um
projeto qualificado e operado no qual inclua também os desenhos, o fluxo de
pessoal e materiais, todo o sistema de tratamento de ar, utilidades e a qualificação
de operadores conforme é exigido pelas BPF além de, realizar toda a qualificação de
equipamentos e validação (BRASIL, 2013).
Pode-se então considerar as salas limpas como um dos sistemas mais
críticos na fabricação de produtos dentro de uma Indústria Farmacêutica. Para se
garantir e assegurar a qualidade do produto final podem ser considerados três
fatores importantes que são: validação, rotina de manutenção e monitoramento de
todos os sistemas que compõem as salas limpas. Dentre estes sistemas, pode-se
considerar os sistemas de HVAC (Heating, Ventilation and Air Conditioning) como o
mais importante suporte.
Estes são projetados para manter parâmetros como
quantidade de partículas em suspensão, a temperatura, umidade relativa, direção do
fluxo de ar, renovação de ar e diferencial de pressão. Contudo, para não se
questionar a qualidade dos produtos, deve ser realizada uma validação adequada
dos ambientes de salas limpas (ALMEIDA, 2006).
As salas limpas ou áreas de Processamento Asséptico são classificadas
de acordo com as técnicas que serão nelas realizadas, havendo então áreas de
classe A, B, C e D (MOURATO, 2013). Essa classificação ainda leva em conta a
quantidade de partículas viáveis e não viáveis nas condições “em repouso” e “em
operação” (ALMEIDA, 2006). A condição “em repouso” é definida pela RDC 17 de
2010 como a condição em que a instalação está finalizada, os equipamentos de
produção instalados e em funcionamento, mas não existem pessoas dentro da área.
Já a condição “em operação” é definida como aquela em que a área está em
funcionamento para uma operação definida e com um determinado número de
pessoas presentes dentro da área.
A ANVISA (Agência Nacional de Vigilância Sanitária) utiliza como critério
de classificação de áreas limpa a denominação “Graus” A, B, C e D. Porém, existem
outros tipos de classificação. A U.S. Federal Standard 209 estabeleceu a
26
classificação de áreas limpas em classe 100, classe 10.000 e classe 100.000 que
está diretamente relacionada com o número máximo de partículas de 0,5 µm que é
permitido em suspensão no ar por m3. A norma ISO 14644 foi criada posteriormente
e substituiu a FS-209 em 2004, mas mesmo com a substituição, a Agência NorteAmericana responsável pela regulamentação do mercado farmacêutico (FDA – Food
and Drug Administration) publicou no mesmo ano, 2004, em seu guia Guia Guidance
for Industry – Sterile Drug Products Produced by Aseptic Processing – Current Good
Manufacturing Practice que continuaria a usar a terminologia estabeleciada pela FS209, porém, apresentou uma correlação com a ISO em uma tabela descrita em seu
guia (BRASIL, 2013. UNITED STATES OF AMERICA, 2004. FS-209, 1992).
A Tabela 1 compara as diferentes classificações para áreas limpas em
repouso.
Tabela 1 – Comparação entre diferentes sistemas de classificação para áreas
limpas em repouso
OMS – GMP
Estados Unidos
(habitual)
ABNT NBR ISO
14644-1
EC – GMP
Grau A
Classe 100
ISO 4.8
Classe A
Grau B
Classe 100
ISO 5
Classe B
Grau C
Classe 10000
ISO 7
Classe C
Grau D
Classe 100000
ISO 8
Classe D
Fonte: EUDRALEX, 2008.
2.2.1 Classificação de Áreas Limpas
Conforme foi falado anteriormente, as áreas limpas são classificadas de
acordo com o número de partículas viáveis e não viáveis carreadas pelo ar, ou seja,
de acordo com suas condições ambientais. Cada etapa do Processamento
Asséptico vai exigir uma condição ambiental apropriada para minimizar o risco de
contaminação tanto microbiológico como por partículas (BRASIL, 2010 b. ISO, 2003).
27
As áreas de Grau A são aquelas salas em que são realizadas operações
de maior risco para a preparação asséptica, e por isso, nestas áreas é necessário à
existência de Câmaras de Fluxo Laminar ou Fluxo Unidirecional, que vão promover
que o ar siga sentido unidirecional sem provocar turbulência de ar na sala, evitando
a suspensão de partículas (MOURATO, 2013). Na RDC 17 as áreas limpas de Grau
A são definidas como zona de alto risco operacional em que são realizadas
operações assépticas, como por exemplo, manipulação e envase asséptico, ou
áreas onde possuem conexões assépticas, sendo que essas operações assépticas
devem ser realizadas sob Fluxo Unidirecional e esse sistema de fluxo deve ser
capaz de fornecer uma velocidade de ar homogênea de aproximadamente 0,45 m/s
(+ ou – 20%) na posição de trabalho (BRASIL, 2010 b).
As áreas de Grau B devem circundar as áreas de Grau A, ou seja, o Grau
B deve ser circundante ao Grau A para preparações e envase asséptico. Já as áreas
de Grau C e D são áreas limpas em que são realizadas etapas menos críticas do
processo de fabricação de produtos estéreis (BRASIL, 2010 b. MOURATO, 2013).
O Apêndice A representa o esquema de uma planta baixa de como deve
ser a disposição de uma área limpa.
Para que seja possível garantir a qualidade do ar dentro de áreas limpas,
a ANVISA exige que deva ser realizado no mínimo 20 trocas de ar por hora, sendo
que a sala deve ter um padrão de fluxo de ar adequado e com filtros de alta
eficiência de retenção de partículas apropriados, filtros HEPA – High Efficiency
Particule Air (BRASIL, 2010b).
As Tabelas 2, 3 e 4 descrevem as várias classificações do ar dentro de
uma área limpa de acordo coma EU GMP, a WHO GMP e de acordo com a RDC 17.
Tabela 2 - Requisitos quanto ao número de partículas em suspensão no ar
conforme a EU GMP
Em Repouso
Em Operação
Número Máximo Permitido de Partículas/m3 igual ou superior a
Classe
A
0,5 µm
5 µm
0,5 µm
5 µm
3 500
20
3 520
20
28
B
3 520
29
352 000
2 900
C
352 000
2 900
3 520 000
29 000
D
3 520 000
29 000
Não definido
Não definido
Fonte: EUDRALEX, 2008.
Tabela 3 - Requisitos quanto ao número de partículas em suspensão no ar
conforme a WHO GMP
Em repouso
Em operação
Número máximo permitido de partículas/m3 igual ou superior a
Classe
0,5 µm
5 µm
0,5 µm
5 µm
A
3 500
1
3 500
1
B
3 520
1
350 000
2 000
C
350 000
2 000
3 500 000
20 000
D
3 500 000
20 000
Não definido
Não definido
Fonte: WHO, 2011.
Tabela 4 - Requisitos quanto ao número de partículas em suspensão no ar
conforme a RDC 17
Em Repouso
Em Operação
Número Máximo Permitido de Partículas/m3 igual ou superior a
Classe
0,5 µm
5 µm
0,5 µm
5 µm
A
3 520
20
3 520
20
B
3 520
29
352 000
2 900
C
352 000
2 900
3 520 000
29 000
D
3 520 000
29 000
Não definido
Não definido
Fonte:BRASIL, 2010b.
29
Para garantir a qualidade da área limpa, devem ser estabelecidos limites
de alerta e de ação para o monitoramento de partículas e microbiológico. Caso os
limites excedam, devem ser tomadas ações corretivas (BRASIL, 2010 b).
2.2.2 Instalações e Equipamentos na Área Limpa
Uma forma de minimizar o acúmulo ou a liberação de partículas e
microrganismos é a instalação de superfícies lisas e impermeáveis dentro das áreas
limpas. Assim como a instalação de forros bem selados que evitem a contaminação
proveniente do espaço acima deles, a instalação de tubulações e outras utilidades
de forma que não criem espaço de difícil limpeza. Pias e ralos devem ser evitados e
não devem existir nas áreas de Grau A e Grau B onde estiverem sendo realizadas
operações assépticas (BRASIL, 2010b. MOURATO, 2013).
Devem ser projetados vestiários de entrada e de saída e estes devem ser
projetados sob a forma de antecâmaras fechadas, de modo a facilitar os diferentes
estágios de vestimenta e evitar a contaminação oriunda das roupas protetoras. As
instalações destinadas à higienização das mãos jamais devem ser projetados dentro
das áreas de Processamento Asséptico, e sim nos vestiários. Deve haver um
sistema de intertravamento que impeça a abertura das duas portas da antecâmara
simultaneamente e consequentemente um alarme sonoro/visual que indique quando
o intertravamento falhar (BRASIL, 2010b. MOURATO, 2013).
As antecâmaras são importantes componentes usados para limitar a
contaminação e também para auxiliar na manutenção dos sistemas de diferenciais
de pressão. Elas são projetadas com a finalidade de separar áreas de diferentes
graus de limpeza e também são utilizadas para o trânsito de materiais e também
operadores. As antecâmaras devem possuir uma pressão menor do que as áreas de
produção, Grau A e B, por exemplo, de forma que as portas das antecâmaras devam
abrir na direção de uma área com maior pressão. Assim, quando fechada a pressão
irá auxiliar a manter a porta fechada (BRASIL, 2013. MOURATO, 2013).
Dentro das áreas limpas deve haver um sistema de ventilação adequado.
Este sistema deve ser capaz de insuflar o ar filtrado e manter uma pressão positiva
30
das áreas de Grau A e B em relação às áreas circundantes de forma que essa
pressão positiva impeça a entrada de partículas de uma área adjacente a ela,
evitando a entrada de contaminantes. Segundo a RDC 17, essas áreas adjacentes
ao Grau A e B devem possuir um diferencial de pressão de aproximadamente 10 –
15 pascais. Deve haver uma atenção especial em relação às zonas de maior risco,
que são as áreas em que o ar filtrado entra em contato direto com o produto e os
componentes limpos. O sistema de ar, em nenhuma hipótese, deve disseminar
partículas para as zonas de produção de maior risco (BRASIL, 2010 b. BRASIL,
2013).
Os sistemas de tratamento de ar são importantíssimos dentro de uma
indústria farmacêutica e principalmente dentro das áreas limpas. São conhecidos
pela sigla AVAC que significa sistemas de aquecimento, ventilação e ar
condicionado. Muitas vezes, estes sistemas são referenciados pela sigla HVAC que
vem do inglês Heating, Ventilation and Air-Conditioning. Estes sistemas possuem um
importante papel na qualidade dos produtos farmacêuticos. Eles oferecem proteção
tanto ao produto nas etapas de produção, como também aos operadores e ao meio
ambiente. Existem parâmetros importantes dos sistemas de tratamento de ar que
devem ser adequadamente projetados, controlados e monitorados. São eles, a
temperatura, a umidade, os diferenciais de pressão e a renovação e limpeza do ar
(BRASIL, 2013).
Juntamente ao sistema AVAC, deve existir uma Unidade de Tratamento
do Ar (UTA), que é um dispositivo responsável pelo condicionamento e circulação do
ar. A unidade de tratamento de ar também é conhecida pela sigla AHU (Air Handling
Units). Assim, para se obter um alto grau de pureza do ar, deve-se realizar a correta
utilização dos filtros nas UTA, nos ductos de abastecimento e retorno e também na
tomada de ar exterior (BRASIL, 2013).
Para os sistemas de abastecimento de ar das áreas produtivas, deve
existir normalmente um pré-filtro e um filtro final. O pré-filtro tem a função de
proteger o filtro de maior eficiência (filtro final) contra sua rápida saturação. A RDC
17 exige que sejam utilizados filtros de alta eficiência de retenção de partículas,
filtros, sendo que estes filtros tem a capacidade de reter pelo menos 99,7% de
partículas (BRASIL, 2010b. BRASIL, 2013).
31
Em uma sala limpa com padrão de fluxo de ar adequado e com filtros de
alta eficiência, devem ser realizadas no mínimo 20 trocas de ar por hora. Porém,
quanto maior for o grau de limpeza da área mais rigoroso são os critérios de limpeza
e consequentemente maior deve ser o número de trocas de ar (BRASIL, 2010 b.
BRASIL, 2013).
Outro equipamento importante dentro de uma área limpa para o
Processamento Asséptico é a câmara de Fluxo Unidirecional. O Fluxo Unidirecional
é um sistema capaz de criar um fluxo de ar constante, unidirecional e com
velocidade homogênea. Assim, este sistema é responsável por evitar a deposição de
qualquer partícula. Mas, para que o sistema funcione adequadamente, deve conter
um filtro HEPA no Fluxo Unidirecional e, de acordo com a RDC 17, a velocidade do
fluxo deve ser de aproximadamente 0,45 m/s (BRASIL., 2010 b. REI, 2012). A
velocidade de Fluxo de Ar Unidirecional não pode gerar perturbações no ambiente.
Ela deve ser tal que não gere imprecisões em equipamentos sensíveis como
balanças por exemplo. A posição que o operador fica dentro da área também é
importante, pois ele não pode ficar no caminho do fluxo de ar em relação ao produto,
caso contrário o operador torna-se uma fonte de contaminação ao produto (BRASIL,
2013. MOURATO, 2013).
De acordo com a definição da Associação Brasileira de Normas Técnicas
(ABNT) (2009), o Equipamento de Fluxo Unidirecional (EFU), são equipamentos
projetados com a finalidade de promover um ambiente limpo, protegendo o produto
ou a própria operação de produção. Assim como os demais equipamentos que
compõem a área limpa, os EFU também devem ser qualificados após sua instalação
e inspecionados periodicamente.
Visto a importância dos Sistemas de Tratamento de Ar dentro de uma
área limpa, podendo ser considerada a principal ferramenta, não se pode considerala a única ferramenta de proteção de produtos e operadores. Para alcançar um
elevado nível de garantia de qualidade em áreas produtivas, são necessárias
medidas adicionais a fim de se obter um elevado nível de limpeza dentro de uma
área de Processamento Asséptico. Dentre estas medidas tem-se a realização de
adequada sanitização e higiene, treinamento de todo o pessoal envolvido e
paramentação adequada. Instalações de equipamentos adequados, procedimentos
32
adequados para a movimentação do pessoal e do material em áreas de Grau A
circundadas de Grau B, validação de procedimento de limpeza/sanitização e
validação/qualificação de todos os equipamentos. Com a realização e cumprimento
de todas essas etapas, é possível produzir com qualidade e segurança, levando
produtos de qualidade aos pacientes e garantindo a segurança dos envolvidos na
produção desses medicamentos (ABNT, 2009).
2.2.3 Vestimenta Adequada Para Área Limpa
Embora o processo industrial esteja cada vez mais automatizado, o papel
das pessoas ainda é fundamental e de extrema importância. Então, é importante a
capacitação de cada envolvido no Processamento Asséptico. Todos devem receber
treinamentos não apenas sobre as atividades que deverão ser desenvolvidas, mas
também sobre o ambiente do seu local de trabalho, sobre as técnicas assépticas, a
importância do comportamento adequado dentro de uma área limpa, elementos
básicos sobre microbiologia, higiene pessoal. Outro fator importante e que todos
envolvidos nas operações de Processamento Asséptico devem receber o
treinamento da vestimenta adequada para entrada em áreas limpas (MOURATO,
2013).
Jamais se deve entrar em uma área limpa com roupas de uso pessoal,
objetos pessoais, ou demais objetos que não faça parte da paramentação
adequada. Também é proibido o uso de perfumes, maquiagem e qualquer tipo de
cosmético, pois esses produtos podem desprender partículas para o ambiente
(BRASIL, 2010b).
As roupas utilizadas para áreas limpas devem ser apropriadas ao
processo e a classificação da área limpa. De acordo com a RDC 17, o vestuário
exigido para cada classificação de área está descrito na Tabela 5 (BRASIL, 2010b).
33
Tabela 5 - Condições de vestuário exigidas para cada classe de sala limpa
Classe da
Área
Vestuário e Condições de Vestimenta
Deve ser utilizado capuz que cubra totalmente o cabelo, sua
borda inferior deve ser colocada para dentro da vestimenta.
Deve ser utilizada máscara de rosto, a fim de se evitar que
sejam espalhadas gotas de suor. Devem ser usadas luvas de
borracha esterilizadas, sem pó, além de botas desinfetadas ou
esterilizadas. As barras da calça devem ser colocadas para
A/B
dentro das botas, assim como as mangas devem ser colocadas
para dentro das luvas. A roupa protetora não deve soltar
nenhuma fibra ou partícula e deve reter as partículas liberadas
pelo corpo de quem esteja utilizando. Homens devem estar de
barba sempre feita. Mulheres sem nenhum tipo de maquiagem
ou cosmético.
Devem ser usadas vestimentas apropriadas, amarradas no pulso
e com gola alta. A roupa não pode soltar fibra ou partículas.
Além disso, devem ser utilizados sapatos fechados próprios para
C
a área ou protetores de calçados. Homens devem estar com
barba sempre feita. Mulheres sem nenhum tipo de maquiagem
e/ou cosmético.
Devem ser usadas vestimentas protetoras e sapatos fechados
próprios para a área ou protetores de calçados. Homens devem
sempre estar com a barba feita. Mulheres sem nenhum tipo de
D
maquiagem e/ou cosméticos. Todas as medidas apropriadas
devem ser tomadas com o objetivo de evitar qualquer tipo de
contaminação proveniente das áreas externas.
b
Fonte: BRASIL, 2010 .
Todos os colaboradores devem receber roupas limpas e esterilizadas a
cada sessão de trabalho em salas de Grau A e B. As luvas devem ser desinfetadas
em períodos regulares durante as operações e devem ser trocadas em caso de
34
avarias ou a cada três horas de operação. As máscaras e luvas descartáveis devem
ser trocadas a cada sessão de trabalho (BRASIL, 2010 b).
As roupas utilizadas nas áreas limpas devem ser lavadas evitando
liberação de contaminantes posteriormente nas áreas onde serão usadas. Assim, é
recomendável que se tenha uma lavandeira exclusiva para este tipo de roupa
(BRASIL, 2010b. MOURATO, 2013).
O Apêndice B ilustra o passo a passo para uma adequada entrada em
Área Limpa.
2.2.4 Sanitização em Áreas Limpas
A sanitização das áreas limpas é um aspecto muito importante quando se
diz respeito a produção de estéreis. Estas áreas devem ser devidamente limpas e
sanitizadas frequentemente, de acordo com um programa específico de limpeza
validado e aprovado pela garantia de qualidade. Para se manter um controle
microbiológico adequado, é necessário realizar o monitoramento da área
regularmente para a detecção do surgimento de microrganismos resistentes
(BRASIL, 2010b).
Os desinfetantes e detergentes utilizados na limpeza das áreas limpas
devem ter sua eficácia comprovada e, também devem ser monitorados para
detecção de possível contaminação microbiana.
Os detergentes e desinfetantes
utilizados nas áreas de Grau A e B devem ser esterilizados antes do uso, tendo sua
esterilidade devidamente comprovada (BRASIL, 2010b).
Durante as operações, deve ser realizado o controle microbiológico das
diferentes classes de áreas limpas. Quando realizadas as operações assépticas,
deve ser frequente o monitoramento da área. Para isto, placas de sedimentação,
amostragem volumétrica de ar e de superfícies devem ser realizadas. Os métodos
de amostragem não devem ser fonte de contaminação na área. Todos os resultados
dos monitoramentos devem ser avaliados com a finalidade de liberação do produto
final. Todo o pessoal que estiver operando dentro da área asséptica durante as
operações devem também ser monitorados (BRASIL, 2010 b).
35
Procedimentos
de
limpeza
para
superfícies
críticas
devem
ser
estabelecidos, validados e documentados e devem assegurar a remoção de
resíduos aos níveis definidos. Os procedimentos de limpeza devem apresentar: local
onde a limpeza deve ser realizada; procedimentos para a desmontagem, limpeza e
remontagem; agente de limpeza usado, incluindo a sua concentração, o volume
aplicado, o grau de limpeza ou especificação, o pré-tratamento (por exemplo, a
esterilização) e aprovado o tempo e as condições de armazenagem; ferramentas a
serem utilizadas (por exemplo, lenços); medidas para proteger os equipamentos e as
peças limpas e especificação de limpeza (por exemplo, limites máximos de resíduos
permitidos) (ISO, 2008).
A eficácia dos processos de desinfecção é determinada quando:
procedimentos de desinfecção, aplicação de desinfetante, tempo de contato
necessário, limpeza pós-desinfecção (se necessário) e as precauções de segurança
são empregados; agentes para desinfecção, concentração (diluição de trabalho
aprovado), os métodos de esterilização dos agentes, quando aplicável, o tempo de
armazenamento aprovado e as condições de conservação aplicáveis; é estabelecido
o horário e responsabilidade para a desinfecção (ISO, 2008).
2.2.5 Monitoramento Microbiológico em Áreas Limpas
A qualidade microbiológica de um produto é construída quando todos os
processos que envolvem sua fabricação são planejados de forma a minimizar ou
eliminar todos os potenciais riscos de contaminação. Assim, todas as instalações e
equipamentos devem ser desenhados com o intuito de eliminar qualquer risco de
contaminação (BRASIL, 2013).
O monitoramento ambiental é uma importante ferramenta utilizada para
garantir a eficácia das medidas de controle de contaminação. Porém, a avaliação
dos dados que o controle ambiental pode fornecer é apenas uma de uma série de
medidas que podem ser utilizadas para indicar o estado do controle de um
Processamento Asséptico (BRASIL, 2013).
36
O monitoramento ambiental disponibiliza dados que podem ser úteis para
identificação de novas tendências de contagens microbianas e identificação de
crescimento de novos microrganismos dentro das salas limpas. Também é possível
através dos dados que são fornecidos pelos monitoramentos, informações sobre o
desempenho dos sistemas AVAC, a construção física da sala, os procedimentos de
paramentação e limpeza dos operadores bem como os equipamentos e as
operações de limpeza (BRASIL, 2013).
Assim, os programas de monitoramento microbiológico de ambientes
controlados devem ser capazes de avaliar a eficácia de todos os procedimentos de
limpeza, sanitização e do pessoal que executa as operações. O monitoramento
microbiológico sozinho não é capaz de identificar e quantificar todos os
contaminantes microbianos presentes nas áreas limpas, porém, ele é capaz de
fornecer informações importantes e consideradas suficientes para a determinação de
que o ambiente controlado, áreas limpas, está operando dentro dos critérios de
aceitação (BRASIL, 2013).
A Tabela 6 descreve os limites para contaminação microbiológica de
acordo com o limite de Unidade Formadora de Colônia por metro cúbico segundo a
RDC 17 permitidos nos diferentes graus de área limpa (BRASIL, 2010b).
Tabela 6 – Limites para contaminação microbiológica de áreas limpas
Graus
Amostra do
ar (UFC/m3)
A
B
C
D
<1
10
100
200
Fonte: BRASIL, 2010b.
Placas de
sedimentação
(diâmetro de
90mm) (UFC/4
horas)
<1
5
50
100
Pacas de
contato
(diâmetro de
55mm)
(UFC/placa)
<1
5
25
50
Teste de
contato das
luvas (5
dedos)
(UFC/luva)
<1
5
-
2.3 Processamento Asséptico
Produtos para saúde considerados estéreis são preparados usando
métodos apropriados e validados sob rigoroso controle do sistema de gestão de
37
qualidade. Quando possível, os produtos farmacêuticos devem ser esterilizados por
esterilização terminal, ou seja, devem ser esterilizados dentro dos seus recipientes
finais. Quando não é possível realizar esterilização terminal em um produto, o
Processamento Asséptico fornece uma alternativa. Através do Processamento
Asséptico, pretende-se manter a esterilidade dos componentes pré-esterilizados e
do produto durante todo o processamento. É necessário que produto final mantenhase estéril em seu recipiente final (BRASIL, 2010a. ISO, 2008. USP, 2014).
É importante controlar todas as possibilidades de fontes de contaminação
a fim de se manter a esterilidade de cada um dos componentes. Para conseguir isso,
uma definição de Processo Asséptico baseada no risco é estabelecida abrangendo
cada produto e considerando o produto, o design da embalagem, o meio ambiente e
os projetos de fabricação. O produto é fabricado em um ambiente controlado onde
níveis de partículas e de microrganismos são mantidos a níveis mínimos e a
intervenção humana é reduzida ao mínimo. Sistemas validados, pessoal com
formação adequada, ambientes controlados e processos sistemáticos bem
documentados são aplicados para garantir um produto final estéril (BRASIL, 2010 a.
ISO, 2008. USP, 2014).
O Processo Asséptico é dividido em operações unitárias (por exemplo,
esterilização do produto ou componentes, incluindo filtração estéril, montagem de
componentes, manuseio e armazenamento de produtos esterilizados) e é necessário
que as potenciais fontes de contaminação a partir de materiais, componentes,
produtos, pessoal, instalações, equipamentos e utilidades, tais como sistemas de
água devem ser considerados e minimizados. Somente se todos os riscos de
contaminação forem reconhecidos, quando possível minimizados, eliminados ou
controlados e finalmente tiverem sido avaliados como aceitáveis, pode o controle do
Processo Asséptico ser considerado aceitável. É necessária a validação adequada
dos elementos específicos do Processo Asséptico. Assim, os estudos de simulação
de processo são elementos essenciais (ISO, 2008).
Um sistema de gestão da qualidade, adequado à natureza das
operações, deve ser implementado para assegurar o controle sobre todas as
atividades que afetam o Processamento Asséptico (ISO, 2008).
38
De acordo com a RDC 17, o Processamento Asséptico deve ser realizado
em áreas limpas e a entrada de pessoal para essas áreas deve ser realizada através
de antecâmaras onde deve ser realizada a vestimenta adequada para entrada
nessas áreas. As áreas devem ser mantidas dentro de padrões de limpeza
adequados e devem conter sistemas de ventilação que utilizem filtros de eficiência e
eficácia comprovada (BRASIL, 2010b).
O Processamento Asséptico é uma atividade composta de várias
operações unitárias que precisam ser combinadas de forma eficaz para manter a
esterilidade. O propósito da definição do Processo Asséptico é obter uma
compreensão abrangente da integração dos diferentes elementos necessários. A
justificativa do uso do Processamento Asséptico deve ser documentada, pois a
preferência é que seja realizada a esterilização terminal (ISO, 2010).
Segundo a Farmacopeia Brasileira 5ª edição, é necessária a certificação e
a validação de todo o Processo Asséptico e das instalações assépticas. Assim, é
possível realizar a qualificação e validação através da confirmação da eficiência dos
sistemas de filtração, pelos procedimentos de monitoramento ambiental e
microbiológico e através da Simulação de Enchimento Asséptico do produto,
também conhecido como Media fill. Além disso, deve ser realizado o monitoramento
da instalação asséptica que deve incluir o exame periódico de filtro ambiental, o
monitoramento de rotina de material particulado e viável e o enchimento simulado
com meio de cultura estéril (BRASIL, 2010a. USP, 2014).
Os riscos associados com o Processo Asséptico devem ser identificados,
avaliados e controlados, a fim de estabelecer critério de aceitação de todos os
elementos de definição do Processo Asséptico (ISO, 2008).
A estratégia de gestão de riscos deve ter em conta a natureza do produto
e seu uso clínico pretendido. A gestão de risco microbiológico deve seguir as quatro
etapas seguintes: a identificação dos riscos de contaminação, avaliação dos riscos
de contaminação, acompanhamento e detecção de contaminação, prevenção da
contaminação (ISO, 2008).
Deve
ser
realizada
a
identificação
de
riscos
de
contaminação
microbiológica. Cada operação deve ser avaliada para os riscos que possam
39
comprometer a qualidade do produto. Fatores a serem considerados incluem:
origens de contaminação, via de contaminação, proliferação de contaminação,
detecção de contaminação e remoção (ISO, 2008)
Na avaliação dos riscos de contaminação qualquer contaminação
identificada deve ser avaliada quanto ao efeito potencial sobre a qualidade do
produto. Esta avaliação deve incluir a avaliação do processo em causa ou dados de
monitoramento. Medidas para minimizar os riscos devem ser priorizadas com base
na avaliação dos riscos (ISO, 2008).
O Processo Asséptico deve ser controlado a fim de permitir o
gerenciamento abrangente de qualidade microbiológica. O monitoramento deve
abordar qualidade microbiológica do produto em estágios definidos durante o
processo de fabricação, qualidade microbiológica do ambiente de fabricação,
incluindo ar e superfícies de salas e as condições da vestimenta e luvas do pessoal
em intervalos de tempo definidos (ISO, 2008).
Quando o produto é fabricado usando uma técnica asséptica, os materiais
utilizados na sua fabricação (incluindo matérias-primas incorporadas diretamente no
produto, as suspensões em massa preparado com antecedência e contêineres)
devem ser esterilizados, utilizando métodos validados de esterilização adequada ao
material específico. O método de esterilização escolhido deve ser justificado (ISO,
2008).
2.4 Validação de Processamento Asséptico
A Simulação do Processo Asséptico é uma ferramenta útil para avaliar a
capacidade de atividades de Processamento Asséptico. Para que os resultados
sejam significativos, controles, engenharia e fabricação, as atividades de
manutenção, sistemas de qualidade, treinamento de funcionários, procedimentos
escritos, controle ambiental, monitoramento ambiental, a estrita observância da
Técnica Asséptica, e os controles de intervenção devem ser colocados em prática. A
Simulação do Processo Asséptico, do inglês Aseptic Processing Simulation – APS,
simula o Processo Asséptico do ponto de partida do produto e esterilização dos
40
componentes até o fecho do recipiente, substituindo o produto por meio de cultura
(PDA, 2011).
O Processo de Simulação Asséptica pode ser útil para identificar
potenciais fraquezas durante o processamento asséptico que podem contribuir para
a contaminação microbiológica durante o processo (PDA, 2011).
São vários os propósitos para Simulação do Processamento Asséptico,
entre eles podemos destacar: avaliar a capacidade do Processo Asséptico em um
determinado ambiente de produção e controles de processo, demonstrar que
mudanças no processo adequadamente concebidas e implementadas são
aceitáveis, avaliar a proficiência de todo o pessoal envolvido no Processamento
Asséptico, demonstrar a conformidade com as Boas Práticas de Fabricação,
demonstrar a adequação das práticas operacionais usadas no Processamento
Asséptico e, por fim, desafiar o Processo Asséptico para vulnerabilidade a
contaminação microbiana (PDA, 2011).
O Processamento Asséptico depende fortemente de práticas de
intervenção de pessoal, recursos de equipamentos, controle e procedimentos que,
em combinação servem para excluir os microrganismos a partir de componentes e
produtos estéreis. A Simulação do Processo Asséptico é apenas uma demonstração
da capacidade do processo para a produção de produtos estéreis como o tempo de
sua execução utilizando o processo definido, materiais, instalações, pessoal e
equipamentos (PDA, 2011).
O desempenho bem-sucedido de uma intervenção asséptica de alto risco,
técnica ou prática em uma simulação, não justifica por si só o seu uso ou aceitação
durante a produção. A Simulação do Processo Asséptico é uma ferramenta para
avaliar as etapas de processamento utilizadas para a fabricação de um produto
estéril. A Simulação do Processamento Asséptico (APS) fornece dados de apoio
demonstrando a capacidade em curso para a produção de produto estéril por
Processamento Asséptico (PDA, 2011).
41
2.4.1 Conceitos e Princípios de Simulação do Processamento Asséptico
O Media Fill deve incluir a Simulação dos Processamentos Assépticos
rotineiros substituindo o produto por meio de cultura. A forma do meio de cultura a
ser utilizado deve ser equivalente à forma farmacêutica do produto. Assim, o Media
Fill deve imitar a forma mais fiel possível das operações de rotina, e estas devem
incluir todas as etapas críticas subsequentes. Devem ser simuladas todas as
situações de piores casos e intervenções mecânicas e operacionais que ocorrem na
rotina. O número de recipientes utilizados nas simulações deve ser suficiente para
garantir e assegurar a confiabilidade da avaliação. Quando houver fabricação de
lotes muito pequenos, a Simulação do Processamento Asséptico deve ser no
mínimo igual ao tamanho de lote produzido (BRASIL, 2010 b).
A validação de uma operação de Processamento Asséptico deve incluir a
Simulação
de
Processo
Asséptico
através de
um meio
de
crescimento
microbiológico no lugar do produto. Nesta Simulação do Processo Asséptico, ou
Media Fill, normalmente inclui a exposição do meio de cultura a superfícies do
equipamento em que o produto entra em contato, os sistemas de fecho do
recipiente, ambientes críticos e intervenções de processo para simular a mesma
exposição que o próprio produto será submetido. Os resultados são então
interpretados para demonstrar o potencial de uma unidade de medicamento a ficar
contaminadas durante operações reais (PDA, 2011).
Para a Simulação do Processamento Asséptico, todas as situações
normais de enchimento de produto devem ser simuladas em termos de
equipamentos, processos, pessoal envolvido, tempo transcorrido durante o
enchimento e tempos de espera. Para as situações em que o processo de
enchimento de produto acontece durante um período muito extenso, o Media Fill
deve simular todo o período padrão de enchimento (BRASIL, 2006. PIC/S, 2011).
Devem ser
tomados alguns cuidados durante a
Simulação
do
Processamento Asséptico para não se favorecer um ambiente propício para o
crescimento de algumas bactérias. Por exemplo, gases inertes previnem o
crescimento de microrganismos aeróbicos. Assim, ao simular o Processamento
42
Asséptico, deve-se substituir o ar filtrado no lugar do gás inerte (BRASIL, 2006.
PIC/S, 2011).
Para simulações de processo utilizando meio de cultura líquido, este deve
ser preparado simulando a manipulação de um produto. O meio deve ser preparado
usando os mesmos passos para a manipulação do produto. O meio deve ser então
dissolvido em Água para Injetáveis (WFI) nos mesmo tanque usual de manipulação
padrão. Se for necessário calor para dissolvê-lo, apenas o mínimo necessário deve
ser utilizado. O pH deve ser medido e se necessário ajustado. O meio deve ser
filtrado assepticamente para um tanque de estocagem asséptico usando o filtro que
é utilizado na rotina e os procedimentos normais devem ser simulados. Assim, todos
os tanques e equipamentos que são utilizados na manipulação de produtos, devem
ser utilizados durante a validação do Processamento Asséptico (BRASIL, 2006.
PIC/S, 2011).
Devem ser estabelecidos os limites de alerta e de ação. O limite de alerta
é definido como nível estabelecido de unidades contaminadas cuja causa deve ser
investigada, mas que não são necessariamente é motivo para ação corretiva
definitiva. Já o limite de ação é definido como critérios estabelecidos, por exemplo,
níveis microbianos ou de partículas, que exigem acompanhamento imediato e ação
corretiva se excedido (PIC/S, 2011).
2.4.2 Produtos Líquidos
Para a Simulação do Processamento Asséptico para produtos líquidos, o
meio de cultura deve ser preparado conforme são manipulados os produtos líquidos
na rotina. Devem ser utilizados os tanques de manipulação, bem como os de
estocagem. O meio de cultura deve ser mantido no tanque de estocagem estéril pelo
máximo de tempo permitido antes do início do teste de simulação (BRASIL, 2006;
PIC/S, 2011).
Os recipientes utilizados, frascos, ampolas, tampas, selos, batoques,
recipientes plásticos, devem ser lavados e esterilizados conforme é feito na
produção normal. Recipientes plásticos devem ser esterilizados utilizando irradiação
43
ou óxido de etileno. Ampolas e recipientes de vidro devem ser esterilizados por calor
seco (BRASIL, 2006).
2.4.3 Produtos Injetáveis em Pó
A produção de pós-estéreis requer processos e equipamentos muito
diferentes do que é utilizado para a produção de outras formas de dosagem estéreis
produzidas assepticamente (PDA, 2011).
Há duas possibilidades para Simulação do Processamento Asséptico para
produtos em pó. Sendo elas por enchimento de meio de cultura líquido em um
recipiente ou também pode ser realizado através da adição de um pó inerte ou meio
de crescimento. Os materiais inertes normalmente utilizados são Polietilenoglicol
8000 e Carboximetilcelulose. Estes são normalmente esterilizados por irradiação
(BRASIL, 2006).
2.4.4 Produtos em Suspensão
Os Procedimentos de Simulação deve incluir os aspectos particulares da
fabricação de suspensão, incluindo a esterilização do veículo, além do pó estéril e
homogeneização da suspensão. A adaptação mais básica do Processo de
Simulação líquido de referência é a adição de um pó estéril placebo para um tanque.
Isto simula a diferença fundamental na produção de suspensões: a adição de um
sólido estéril sob condições assépticas (PDA, 2011).
O Procedimento de Simulação para suspensão é de certa forma
comparável ao enchimento de produtos líquidos. Porém, para suspensões há a
etapa de manutenção da suspensão dos ingredientes. Como parte da simulação,
deve se manter a agitação ou recirculação. Se adições assépticas forem realizadas
à solução granel, então devem ser simuladas por meio do uso de líquidos/pós
inertes e estéreis (BRASIL, 2006. PIC/S, 2011).
44
2.4.5 Produtos Liofilizados
Há dois possíveis métodos para Simulação do Processamento Asséptico
para produtos liofilizados. O primeiro utiliza-se um meio diluído que é submetido a
um ciclo que remova a água até que uma determinada concentração seja obtida,
mas sem congelamento. No segundo método é utilizada a concentração máxima do
meio e, é requerido apenas vácuo parcial, enquanto a câmara é mantida a
temperatura ambiente. Deve ser confirmada a ausência de fervura sob as condições
definidas no ciclo (BRASIL, 2006. PIC/S, 2011).
2.4.6 Produtos Semi-sólidos
Os produtos semi-sólidos geralmente são viscosos e espessos. Para a
Simulação do Processamento Asséptico destes produtos, o meio de cultura líquido
utilizado deve ser espessado até a viscosidade adequada, usado no procedimento
de produção. Geralmente são utilizados ágar e carboximetilcelulose como agentes
espessantes (BRASIL, 2006. PIC/S, 2011).
2.4.7 Condições do Teste de Simulação
Para a Simulação do Processamento Asséptico, deve-se seguir o máximo
possível o processo de fabricação asséptica incluindo todas as etapas subsequentes
de fabricação. Todos os equipamentos utilizados na rotina devem ser utilizados
também durante a simulação (BRASIL, 2006. PIC/S, 2011).
Para a Validação do Processamento Asséptico, devem ser avaliadas as
situações de “pior caso”, incluindo todas as manipulações e intervenções de forma a
representar a realidade dos turnos trabalhados. Tais condições de “pior caso” são
geralmente supostas quando se utiliza um recipiente com a boca mais larga, estando
mais tempo exposto ao ambiente. Outro exemplo é a realização do envase com a
menor velocidade da máquina, pois assim o recipiente com o meio de cultura irá ficar
por mais tempo exposto ao ambiente. O volume de enchimento dos recipientes deve
ser suficiente para que o meio de cultura entre em contato com toda a superfície do
45
frasco quando for invertido e também deve ser suficiente para que seja possível
realizar a detecção do crescimento microbiológico (BRASIL, 2006. PIC/S, 2011).
A Simulação do Media Fill deve ser realizada em dias e horários
diferentes para se avaliar todos os turnos de trabalho, incluindo os diferentes
operadores que operam em turnos diferentes (BRASIL, 2006. PIC/S, 2011).
2.4.8 Pior Caso
Uma técnica útil na Validação de Processos Assépticos é o emprego de
piores casos. O uso de piores situações tem a intenção de desafiar o processo, em
condições que podem estar à beira de condições normais de operação. Se, nas
circunstâncias de pior caso os resultados são aceitáveis , então há confiança do
sistema em condições mais rotineiras. Pior caso não significa a criação de condições
artificiais ou ambientes que excedam as condições de funcionamento permitidas e
que pode forçar uma falha do sistema. Por exemplo, a execução da Simulação de
Processamento Asséptico usando um número máximo de pessoal pode ser
considerado um pior caso. Outras situações de pior caso podem incluir a execução
do processo com menos pessoas se isso resulta em mais movimento por parte dos
operadores de processo (PDA, 2011).
2.4.9 Seleção do Meio de Cultura
A seleção do meio de cultura é um critério muito importante para a
Validação de Processamento Asséptico. O meio de cultura deve ter a habilidade de
permitir o crescimento de um amplo número de microrganismos, ou seja, deve ser
de baixa seletividade e ser capaz de permitir o crescimento de amplo número de
microrganismos como, por exemplo, Bacillus subtilis, Staphylococcus aureus,
Candida albicans, Aspergillus niger e Clostridium sporogenes. Para escolha do meio
de cultura, também se deve basear na microbiota local, caso tenha sido isolado
algum microrganismo durante monitoramentos ambientais, por exemplo, (BRASIL,
2006. PIC/S, 2011).
46
Deve ser comprovado através de testes de promoção de crescimento que
o meio de cultura suporta a recuperação de um pequeno número de
microrganismos. Estes testes devem ser realizados após o período de incubação,
para demonstrar a habilidade do meio de cultura de sustentar o crescimento
microbiológico caso exista contaminação. O crescimento deve ser demonstrado
dentro de cinco dias, na mesma temperatura de incubação usada durante o teste de
Simulação (PIC/S, 2011).
É preferível que o meio de cultura seja de boa transparência para se
observar turbidez, caso haja contaminação. O meio de cultura também deve ser
capaz de ser filtrado, pois se durante a rotina utiliza-se filtro, deve ser simulada a
mesma realidade com o meio de cultura (BRASIL, 2006. PIC/S, 2011).
2.4.10 Condições para Incubação
Depois de realizado todas as etapas do Processamento Asséptico, as
unidades envasadas devem ser incubadas para posteriormente se verificar a
presença ou não de contaminação. É aceitável um esquema de incubação em duas
temperaturas diferentes. Primeiramente a incubação nas temperaturas de 20-25ºC
durante um período mínimo de sete dias seguido imediatamente por outra incubação
de 30-35ºC por mais sete dias, totalizando quatorze dias de incubação (BRASIL,
2006. PDA, 2011. PIC/S, 2011).
Antes da incubação, todos os recipientes devem ser invertidos de forma
que o meio de cultura entre em contato com toda a superfície interna do recipiente.
Caso seja identificada a presença de algum microrganismo no final do período de
incubação, este deve ser identificado até o gênero e espécie para ajudar na
determinação da possível fonte de contaminação (BRASIL, 2006. PIC/S, 2011).
2.4.11 Frequência do Teste
A Validação de Processamento Asséptico é realizada em duas situações
diferentes. Primeiramente, nos casos de “Liberação”, ou seja, quando é realizada
47
uma validação inicial. E, em casos de “Rotina”, ou seja, nas situações de validação
periódica (BRASIL, 2006. PIC/S, 2011).
Os testes de simulação de liberação são realizados quando novos
processos,
novos equipamentos,
mudanças críticas no
processo
ou
nos
equipamentos ou ambiente, mudanças significativas de pessoal (novos turnos de
operação), modificações nos equipamentos que entram em contato direto com o
produto ou modificações no sistema de ar ocorrem. Para este teste, dever ser
realizada então três Simulações consecutivas satisfatórias por turno e deve ser
realizada antes que a fabricação de rotina seja iniciada (BRASIL, 2006. PIC/S,
2011).
Já o teste de simulação de rotina consiste no monitoramento periódico
das condições assépticas durante a fabricação de rotina. Também é realizado
quando mudanças menos críticas do processo, equipamentos ou ambiente são
feitas. Ou ainda, quando a área ou equipamento permanecem ociosos por mais de 6
meses. O monitoramento periódico deve ser realizado durante todos os turnos de
produção avaliando todos os operadores e operações de produção. Deve ser
realizado pelo menos duas vezes ao ano em cada linha de produção (BRASIL, 2006.
PIC/S, 2011).
Caso o limite de ação exceda, deve ser realizada uma revalidação. Deve
ser feita investigação para se detectar as possíveis fontes e causas de
contaminação. Dependendo do resultado da investigação, a revalidação pode
requerer de um a três testes de Simulação de Processo satisfatórios (BRASIL, 2006.
PIC/S, 2011).
2.4.12 Interpretação dos Resultados
Após o período de incubação dos recipientes contendo meio de cultura,
estes devem examinados quanto ao crescimento microbiano. Caso algum recipiente
esteja contaminado, deve se verificar a evidência de defeitos no recipiente, os quais
poderiam vir a comprometer a integridade da embalagem e, possivelmente ser o
48
motivo da contaminação. Assim, recipientes danificados não devem ser incluídos
como falhas durante a avaliação dos resultados (PIC/S, 2011).
O número de recipientes utilizados para o Media Fill deve ser suficiente
para permitir uma avaliação válida. Para pequenos lotes, o número de recipientes
para a simulação deve, pelo menos, ser igual ao tamanho do lote do produto. A
meta deve ser zero unidade contaminada (PIC/S, 2011. PDA, 2011).
Qualquer unidade contaminada deve ser considerada censurável e
investigada. O microrganismo deve ser identificado ao nível de espécie. A
investigação deve examinar as possíveis causas de contaminação. Além disso,
qualquer investigação de contaminação deve avaliar o impacto em drogas
comerciais produzidos na linha desde o último Media Fill (USA, 2004).
Sempre que a contaminação existe, ela deve ser considerada como um
indicativo de um potencial problema de garantia de esterilidade, independentemente
do tamanho do lote.
Operações de Processamento Asséptico em adequadas
instalações projetadas têm demonstrado uma capacidade de atender os níveis de
contaminação que se aproximam se de zero (USA, 2004).
Alguns critérios são recomendados em relação ao número de unidades
contaminadas aceitáveis. Para o preenchimento de um número inferior a 5.000
unidades, não deve possuir nenhuma unidade contaminada após o período de
incubação. Para o preenchimento de 5.000 a 10.000 unidades, caso seja encontrado
uma unidade contaminada, deve ser feita uma investigação e considerada a
possibilidade de uma nova Simulação de Media Fill. Caso sejam encontradas duas
unidades contaminadas, é motivo de revalidação e investigação. O mesmo se aplica
para lotes maiores que 10.000 unidades (PIC/S, 2011. USA, 2004).
A ANVISA disponibiliza um guia como auxílio para as Indústrias
Farmacêuticas realizarem as simulações de Processamento Asséptico dentro dos
critérios exigidos. Assim como as demais literaturas, o guia também deixa claro que
o ideal é ter uma taxa de contaminação igual a zero, porém, é aceitável um limite
taxa de contaminação menor que 0,1% com um limite superior de confiança de 95%.
Para se calcular o pior caso da taxa de contaminação para uma frequência de falhas
observadas, pode-se utilizar a Tabela 7. O número indicado como limite superior de
49
confiança 95% descreve o número máximo de falhas que pode ser esperado, em
uma população real, para um número de falhas observado, com uma certeza de
95% (BRASIL, 2006).
Tabela 7: Relação entre o número observado de falhas e o limite superior de
confiança 95%
Nº de
Falhas
Observadas
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
LSC 95%
3
4,74
6,3
7,75
9,15
10,5
11,8
13,1
13,4
15,7
16,9
Fonte: BRASIL, 2006.
A taxa de contaminação que pode ser esperada com uma certeza de 95%
para uma sequência de falhas observadas pode ser calculada pela seguinte fórmula:
Limite Superior de Confiança 95%
Taxa de Contaminação =
X 100%
Número de Unidades Cheias
Como exemplo para ilustrar a aplicação da fórmula acima se tem:
Exemplo 1: Se 3.000 unidades foram cheias e foram observadas duas unidades
contaminadas, o limite de confiança superior de 95% para a taxa de contaminação
seria não mais que 6,3 / 3.000 X 100% = 0,21%. Essa taxa seria maior que o valor
requerido (menor que 0,1%) e, portanto, seria inaceitável (BRASIL, 2006).
Exemplo 2: Se 3.000 unidades foram cheias e nenhuma unidade contaminada foi
observada, o limite de confiança superior de 95% para a taxa de contaminação seria
não mais que 3 / 3.000 X 100% = 0,1%. Sendo 3 um número inteiro e considerandose que o valor real é levemente menor que 3, essa taxa seria menor que o valor
requerido (menos que 0,1%) e, portanto, seria aceitável (BRASIL, 2006).
Assim, é observado que por um lado o número mínimo de recipientes a
serem envasados durante um teste de simulação realizado segundo o método
exemplificado acima é de 3.000 unidades e, por outro lado, não deve haver
50
recipiente contaminado no caso de envasar-se o número mínimo de 3.000 unidades
(BRASIL, 2006).
Para cada indústria conseguir atingir o limite de confiança adequada de
condições de processamento confiáveis, é preciso a simulação e realização de
repetidos testes. O limite de alerta e de ação deve ser estabelecido de acordo com o
tamanho de lote produzido em cada Simulação do Processamento Asséptico. Sendo
assim, a ANVISA estabelece que é de responsabilidade de cada fabricante
assegurar que o número de unidades de recipientes envasadas nas simulações de
Media Fill seja estatisticamente válidos assegurando um número representativo do
tamanho de lote produzido (BRASIL, 2006).
2.4.13 Ações Corretivas
Cuidados devem ser tomados no desempenho do teste de esterilidade
para impedir qualquer atividade que permita uma possível contaminação da amostra.
Quando o crescimento microbiano é observado, o lote deve ser considerado não
estéril e uma investigação conduzida. Um teste positivo inicial seria inválido apenas
em caso em que o crescimento microbiano pode ser inequivocamente atribuído a um
erro laboratorial. Apenas quando estudos conclusivos e documentados demostrarem
a ocorrência de contaminação, um novo teste deve ser realizado (UNITED STATES
OF AMERICA, 2004).
Todos os microrganismos encontrados devem ser identificados até o
gênero e, preferencialmente, espécie. Deve ser realizada uma investigação para a
determinação da possível fonte de contaminação (PIC/S, 2011).
Se a Validação de Processamento Asséptico falha, deve ser levado em
consideração todos os produtos que foram fabricados durante o último teste de
Media Fill satisfatório e o teste que falhou. Qualquer registro de desvio durante o
teste de Simulação do Processo é importante para se permitir uma possível
rastreabilidade da causa da contaminação e avaliação das consequências. A
investigação deve apontar os lotes que poderiam ter sido afetados durante esse
período, sendo necessário avaliar a disposição destes (PIC/S, 2011).
51
3. METODOLOGIA
A metodologia empregada no trabalho é do tipo experimental aplicada,
que objetiva gerar conhecimentos para aplicações práticas.
Para a Validação de Processamento Asséptico foram realizadas três
simulações de Media Fill na linha de processo dos colírios do Laboratório
Farmacêutico parceiro na análise localizado no Distrito Agroindustrial de Anápolis
(DAIA). Foram utilizados todos os equipamentos do Laboratório que são usados na
rotina de produção para a fabricação de Colírios Oftálmicos.
O meio de cultura utilizado na simulação asséptica foi o Caldo Caseínasoja Irradiado 3P Peptona Animal, pois este possui uma baixa seletividade, sendo
capaz de permitir o crescimento de um amplo número de microrganismos.
Juntamente ao meio de cultura foi adicionado corante 2,3,5 – Trifenil Tetrazólio
Cloreto (TTC), para facilitar na visualização de contaminação.
Todos os utensílios, mangueiras e tanques foram lavados e esterilizados
antes do início da manipulação do meio de cultura, conforme ocorre na rotina de
produção. Foram verificadas todas as condições de funcionamento de todos os
equipamentos presentes na área de manipulação. Também foi verificada a
esterilidade do filtro bem como a identificação correta de todos os materiais,
recipientes, equipamentos e salas.
Para simular a manipulação dos produtos da linha dos colírios, foram
realizadas todas as etapas que ocorrem na rotina de produção. Inicialmente foi
dosado no tanque de manipulação principal de 1.000 litros o correspondente a 165
litros de Água para Injetáveis a uma temperatura de 40 ºC. Em seguida, água foi
resfriada até alcançar uma temperatura de 20 ºC. Com o auxílio de uma bomba
peristáltica, foi transferido 148 litros de Água para Injetáveis para um tanque auxiliar
com a capacidade de 250 litros. Ainda com o auxílio da bomba peristáltica, foram
transferidos 2 litros de Água para Injetáveis do tanque de manipulação principal para
um recipiente com a capacidade de 2 litros, 10 litros para outro recipiente com a
capacidade de 10 litros e, por fim, os 5 litros de água restante para um recipiente
com capacidade de 5 litros.
52
Depois de transferida toda a água presente no tanque de manipulação
principal de 1.000 litros, o tanque foi submetido a um processo de limpeza
denominado Clean In Place (CIP). Foi ligada a agitação do tanque auxiliar de 250
litros contendo a água que havia sido reservada por 60 minutos. Com o auxílio de
uma espátula estéril, foi agitada a água do recipiente de 2 litros por 5 minutos. Em
seguida, os 2 litros de água foram vertidos no tanque auxiliar de 250 litros e a água
presente no tanque foi agitada por 15 minutos.
Depois de realizada todas as agitações, foi montado o filtro esterilizante
de 0,22 micras. Todo o conteúdo de água presente no tanque auxiliar de 250 litros
foi filtrado sob pressão de nitrogênio para o tanque de manipulação principal de
1.000 litros. Á água que havia sido reservada no recipiente de 10 litros também foi
filtrada para o tanque de manipulação.
Foi ligada a agitação do tanque de manipulação principal e em seguida foi
adicionado 5 quilos de meio de cultura em pó. A agitação foi mantida por 160
minutos. Após o término da agitação, foi incorporado 800 mL de TTC e agitado por
15 minutos.
Todo o processo de manipulação foi realizado sob Fluxo Unidirecional em
área de Grau A circundada por Grau B.
Finalizada a manipulação, foram retiradas duas amostras de 100 mL cada
em frascos estéreis utilizando um amostrador estéril. Essas amostras foram
encaminhadas ao Setor de Controle De Qualidade Microbiológico do Laboratório
Farmacêutico parceiro nas análises.
Foi transferido todo o meio de cultura do tanque de manipulação principal
para o tanque de estocagem de 1.000 litros que já havia passado pelo CIP seguido
de esterilização.
Para a simulação do envase, foram verificadas todas as condições da
área de envase e todos os equipamentos. Para simular um pior caso, foi utilizado o
maior formato de frasco praticado na linha de envase dos colírios na rotina e
envasado na menor velocidade, uma vez que os formatos de maior volume possuem
o diâmetro de abertura maior tendo uma maior área exposta.
53
O meio de cultura armazenado no tanque de estocagem de 1.000 litros foi
transferido para o tanque de estocagem auxiliar de 150 litros. No momento da
transferência foi retirada uma amostra de 100 mL e encaminhada ao Setor de
Controle de Qualidade Microbiológico para realização do teste de esterilidade. Parte
do meio de cultura foi transferido do tanque de estocagem de 250 litros para o
tanque de estocagem de 50 litros. Durante a transferência foi retirada outra amostra
para a mesma finalidade.
Realizada toda a transferência do meio de cultura, foi iniciado o processo
de envase. O envase ocorreu nas mesmas condições que ocorre na rotina de
produção de colírios oftálmicos. O processo de envase foi realizado contemplando
os três turnos de trabalho de rotina da Indústria Farmacêutica. Foram realizadas
todas as intervenções descritas na Tabela 8 com a finalidade de avaliar o impacto
das intervenções operacionais e mecânicas que ocorrem na rotina de produção.
Tabela 8 - Intervenções de manutenção e intervenções operacionais realizadas
durante a simulação do Media Fill
Intervenção
Etapa
Descrição
Manutenção na Bomba de Transferência
Manutenção Elétrica na Balança do Tanque.
Parada por manutenção do sistema.
Queda de energia
Intervenção de
Manutenção
Manipulação
Manutenção do Colocador de Tampa Plástica
Manutenção no Pegador de Batoque
Manutenção do Sensor de Presença de Frasco
Plástico
Manutenção na Rosqueadora
54
Manutenção no Sensor de Presença de
Batoque
Queda de energia
Retirada de amostras
Abertura da Boca de Visita
Manipulação
Troca de luvas
Troca de vestimenta asséptica
Troca do Filtro
Abastecimentos da Máquina
Intervenções
Operacionais
Regulagem das Bombas
Tampas presas no Vibrador
Batoques presos na Calha
Envase
Troca de luvas
Troca de vestimenta asséptica
Frascos presos no Classificador de Frascos
Frasco caído na Esteira de Transporte
Fonte: O Pesquisador
Durante todo o processo de envase, foi realizado o controle em processo
conforme ocorre na rotina de produção. Todos os frascos foram inspecionados
55
quanto ao volume, ao vazamento e defeitos graves de fechamento durante toda a
etapa de envase.
Após realizada a inspeção visual dos frascos envasados, foram retiradas
12 amostras e encaminhadas ao Setor de Controle de Qualidade Microbiológico
para realização do teste de fertilidade com objetivo de comprovar que o meio de
cultura manipulado é fértil. O restante dos frascos envasados inspecionados foram
encaminhados ao Setor Microbiológico para uma Sala Climatizada à temperatura de
20 a 25 ºC por sete dias. Ao término desse período de incubação, todos os frascos
foram encaminhados para outra Sala Climatizada e incubados à temperatura de 30 a
35 ºC por mais sete dias. Depois de finalizado o período de incubação, todos os
frascos sofreram inspeção visual para a detecção de contaminação.
A três simulações realizadas para Validação de Processamento Asséptico
ocorreram entre os dias 13/11/2013 e 01/12/2013, sendo que a primeira simulação
ocorreu entre os dias 13/11/2013 e 17/11/2013; a segunda simulação entre os dias
20/11/2013 e 24/11/2013; e a terceira simulação entre os dias 27/11/2013 e
01/12/2013.
Todas as amostras retiradas para realização dos testes Endotoxinas
Bacterianas, Esterilidade e Fertilidade foram retiradas de acordo com a Tabela 9.
Tabela 9 – Amostras retiradas durante todas as etapas do Media Fill
Etapa
Dosagem de
água WFI
Fase
Antes do início
da
manipulação
Após término
da
Manipulação
Testes
Endotoxinas
Bacterianas
Esterilidade
Quantidade
Ponto de
de Amostra
Amostragem
Boca de visita
200 mL
do tanque de
manipulação
100 mL
manipulação
Boca de visita
do tanque de
manipulação
Antes do início
da
Esterilidade
100 mL
56
transferência
para o tanque
de estocagem
Ponto de
Durante a
Estocagem
transferência
para o tanque
coleta de
Esterilidade
100 mL
tanque de
de 150 L
estocagem
Ponto de
Durante a
transferência
para o tanque
amostra no
coleta de
Esterilidade
100 mL
amostra o
tanque de
de 50 L
estocagem
Coletar no
último dia de
Envase
envase no
Esterilidade
100 mL
tanque de
Boca de visita
do tanque
50L
Todas as
Esterilidade
unidades boas
envasadas
Após envase
Fertilidade
Equipamento
de Envase
12 unidades
Fonte: O Pesquisador.
Os materiais utilizados para Validação de Processamento Asséptico
durante as etapas de manipulação e envase encontram-se na Tabela 10.
57
Tabela 10 – Materiais e formatos utilizados durante o Media Fill
Setor
Linha
Manipulação
Colírios
Envase
Fonte: O Pesquisador.
Formato
Materiais
1- Meio de Cultura Estéril (Pó) – TSB
(Caldo Caseína-Soja) irradiado 3P
Peptona Animal
2- Água para Injetáveis
3- TTC estéril (Cloreto de Trifenil
Tetrazólio)
4- Filtro esterilizante 0,22 µm
1- Frascos plásticos estéreis no formato
Frasco
de 20 mL, translúcidos ou transparentes
Plástico
2- Tampas PVC estéreis
20 mL Oval
3- Batoques PVC estéreis
58
4. RESULTADOS E DISCUSSÕES
Foi realizado o monitoramento ambiental em todas as etapas da
Validação do Processamento Asséptico e todos os resultados encontram-se dentro
dos critérios de aceitação estabelecidos conforme as especificações da Tabela 11.
Tabela 11 – Limites de amostragem realizada por exposição de placas de
sedimentação, análises de superfície por placas de contato e análises de
pessoal – luvas/uniformes
Classificação
Nº máximo de
microrganismos
viáveis por 4
horas
Nº máximo de
microrganismos
viáveis por placa
Nº máximo de
microrganismos
viáveis por 25 cm2
Grau A
<1
<1
<1
Grau B
5
5
5
Grau C
50
25
10
Grau D
100
50
50
Fonte: BRASIL, 2010.
O número de unidades envasadas em cada Simulação Asséptica
encontra-se na Tabela 12.
Tabela 12 – Unidades envasadas X rejeitas
1ª Simulação
2ª Simulação
3ª Simulação
Unidades envasadas
35.297
33.994
36.477
Controles de processo
96
74
106
Frascos vazios
64
34
72
59
Frascos com volume baixo
39
19
69
Ausência de tampa
147
87
118
Ausência de batoque
20
33
40
Unidades incubadas
34.911
33.747
36.072
Fonte: O Pesquisador.
Como não se obteve nenhuma unidade contaminada, os resultados
encontram-se dentro do critério de aceitação, conforme exemplificado nas Tabelas
13, 14 e 15.
Assim, os resultados encontrados estão dentro dos critérios de aceitação
tanto da legislação nacional, ANVISA, como também dentro dos critérios de
aceitação propostos pelas literaturas internacionais que foram citadas neste
trabalho.
A fabricação de medicamentos designados estéreis é altamente e
rigorosamente regulamentada, sempre em constante avaliação e adaptação. Com a
evolução das tecnologias tem sido cada vez mais fácil proporcionar as melhores
condições para a realização dos vários passos no processo de fabricação.
É necessária a existência de instalações físicas que facilitem a
manutenção e controle do ambiente, tendo especial atenção às várias zonas de
salas limpas que, conforme as tarefas ali realizadas devem cumprir requisitos
específicos de qualidade de ar e procedimentos de instalação de equipamentos.
60
Tabela 13 - Laudo de análise – Simulação 1/3
DEPARTAMENTO DE CONTROLO DE QUALIDADE – SETOR MICROBIOLÓGICO
LAUDO DE ANÁLISE – VALIDAÇÃO DE PROCESSOS ASSÉPTICOS (MEDIA FILL)
Data de realização: 17/11/2013
Identificação da linha: Linha V – Colírios
Meio de cultura: Caldo Caseína-soja
Número de unidades envasadas: 35.297
Número de unidades incubadas: 34.911
Lote(s) do meio de cultura: 120A – 027 e 120A - 028
Número de unidades rejeitadas: 386 unidades
Responsável pela incubação inicial: Analista 1 Data: 17/11/2013
Sala climatizada: Sala 01
Temperatura: 20 °C a 25 °C
Termômetro: 22 °C
Período de incubação: 17/11/2013 a 24/11/2013
Sala climatizada: Sala 02
Temperatura: 30 °C a 35 °C
Termômetro: 31 °C
Período de incubação: 24/11/2013 a 01/12/2013
Incubação inicial
Leitura 7°dia (data): 24/11/2013
Responsável (s): Analista 1
Responsável (s): Analista 2
Incubação inicial
Leitura 14°dia (data): 01/12/2013
Responsável (s): Analista 1
Responsável (s): Analista 2
Resultados
Total de unidades inspecionadas: 34.911 unidades.
Total de unidades contaminadas: 0 unidade.
Fonte: O Pesquisador.
61
Tabela 14 - Laudo de análise – Simulação 2/3
DEPARTAMENTO DE CONTROLO DE QUALIDADE – SETOR MICROBIOLÓGICO
LAUDO DE ANÁLISE – VALIDAÇÃO DE PROCESSOS ASSÉPTICOS (MEDIA FILL)
Data de realização: 24/11/2013
Identificação da linha: Linha V – Colírios
Meio de cultura: Caldo Caseína-soja
Número de unidades envasadas: 33.994
Número de unidades incubadas: 33.747
Lote(s) do meio de cultura: 120A – 029 e 120A - 030
Número de unidades rejeitadas: 247 unidades
Responsável pela incubação inicial: Analista 1 Data: 24/11/2013
Sala climatizada: Sala 01
Temperatura: 20 °C a 25 °C
Termômetro: 20 °C
Período de incubação: 24/11/2013 a 01/12/2013
Sala climatizada: Sala 02
Temperatura: 30 °C a 35 °C
Termômetro: 33 °C
Período de incubação:01/12/2013 a 08/12/2013
Incubação inicial
Leitura 7°dia (data): 01/12/2013
Responsável (s): Analista 1
Responsável (s): Analista 2
Incubação inicial
Leitura 14°dia (data): 08/12/2013
Responsável (s): Analista 1
Responsável (s): Analista 2
Resultados
Total de unidades inspecionadas: 33.747 unidades.
Total de unidades contaminadas: 0 unidade.
Fonte: O Pesquisador.
62
Tabela 15: Laudo de análise – Simulação 3/3
DEPARTAMENTO DE CONTROLO DE QUALIDADE – SETOR MICROBIOLÓGICO
LAUDO DE ANÁLISE – VALIDAÇÃO DE PROCESSOS ASSÉPTICOS (MEDIA FILL)
Data de realização: 01/12/2013
Identificação da linha: Linha V – Colírios
Meio de cultura: Caldo Caseína-soja
Número de unidades envasadas: 36.477
Número de unidades incubadas: 36.072
Lote(s) do meio de cultura: 120A – 030 e 120A - 031
Número de unidades rejeitadas: 405
Responsável pela incubação inicial: Analista 1 Data:01/12/2013
Sala climatizada: Sala 01
Temperatura: 20 °C a 25 °C
Termômetro: 25 °C
Período de incubação: 01/12/2013 a 08/12/2013
Sala climatizada: Sala 02
Temperatura: 30 °C a 35 °C
Termômetro: 30 °C
Período de incubação: 08/12/2013 a 15/12/2013
Incubação inicial
Leitura 7°dia (data): 08/12/2013
Responsável (s): Analista 1
Responsável (s): Analista 2
Incubação inicial
Leitura 14°dia (data): 15/12/2013
Responsável (s): Analista 1
Responsável (s): Analista 2
Resultados
Total de unidades inspecionadas: 36.072 unidades.
Total de unidades contaminadas: 0 unidade.
Fonte: O Pesquisador.
63
5. CONCLUSÃO
Os resultados obtidos no estudo deste trabalho que visou avaliar as
condições práticas para o cumprimento das normas aplicadas a Validação de
Processos Assépticos demonstraram que o processo foi consistente e reprodutível e
está de acordo com as especificações pré-determinadas, estando dentro dos
padrões de qualidade estabelecidos. Assim, garantindo a produção asséptica de
soluções oftálmicas com qualidade, eficácia e segurança.
Todos os resultados encontram-se de acordo com a literatura pesquisada
e de acordo com os critérios exigidos pela legislação nacional, mostrando que é
possível atendê-los.
Através deste trabalho, constatou-se a importância da Validação do
Processamento Asséptico, Media Fill, dentro de uma Indústria Farmacêutica, assim
como foi possível comprovar que todo o processo de fabricação permanece
asséptico; que é possível identificar os principais riscos e erros de fabricação; que a
validação dos equipamentos responsáveis por manter a área limpa e asséptica tais
como Filtros HVAC, Fluxo Unidirecional são determinantes e que os operadores
envolvidos na fabricação de medicamentos devem ser adequadamente treinados de
acordo com as normas de Boas Práticas de Fabricação.
Com a realização deste trabalho, foi possível verificar também a
importância da validação/qualificação de equipamentos, áreas limpas e pessoal, pois
estão diretamente relacionados com a garantia da qualidade da produção de
estéreis. Também foi possível observar a importância dos treinamentos contínuos de
BPF para conscientizar e qualificar todo o pessoal envolvido na produção de
medicamentos estéreis.
64
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
1. ABNT - Associação Brasileira de Normas Técnicas. Equipamentos de Fluxos
Unidirecional (EFU) – Requisitos e Métodos de Ensaio. Rio de Janeiro,2009.
(ABNT NBR 15767).
2. ALMEIDA, Rinaldo L. Cuidados que a Indústria Farmacêutica Deve ter ao Fazer a
Qualificação em Sistemas HVAC para Salas Limpas. Revista da Sociedade
Brasileira de Controle de Contaminação. N° 24, p. 35-41, mai./jun., 2006.
3. BRASIL. ANVISA – Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Gerência Geral de
Inspeção e Controle de Medicamentos e Produtos – GGIMP. Guias Relacionados à
Garantia de Qualidade. Diário Oficial da União – Ministério da Saúde, Brasília – DF,
31 de outubro de 2006.
4. BRASIL. ANVISA. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Guia da Qualidade
para Sistemas de Tratamento de Ar e Monitoramento Ambiental na Indústria
Farmacêutica.
2013.
Disponível
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<
http://portal.anvisa.gov.br/wps/wcm/connect/d5d225804f8ca88b81baf59a71dcc661/q
ualidade_do_ar_final.pdf> acesso dia 07 de Maio de 2014.
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Sanitária. 2010a.
6. BRASIL. ANVISA. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Resolução RDC N°.
17, de 16 de abril de 2010 b – Dispõe sobre as Boas Práticas de Fabricação de
Medicamentos.
Disponível
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http://bvsms.saude.gov.br/bvs/saudelegis/anvisa/2010/res0017_16_04_2010.html.
7. BRASIL. ANVISA. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Guia de Auxílio na
Implantação de Boas Práticas em Produtos Para Saúde. 2012. Disponível em:
http://portal.anvisa.gov.br/wps/wcm/connect/aa5ea700401c9781972ad7dc5a12ff52/
Guia+de+aux%C3%ADlio+%C3%A0s+BPF.pdf?MOD=AJPERES.
8. BRITTO, J. F. B. Projeto Básico de Salas Limpas – Parte 1. Revista da
Sociedade Brasileira de Controle de Contaminação. N° 54, p. 46-61, set./out.,
2011.
9. CAPELLI, Thaís do Valle. Gerenciamento de Riscos na Indústria
Farmacêutica. 2012. 39 p. Monografia para a obtenção do Grau de Tecnólogo em
Processamento de Dados – Faculdade de Tecnologia de São Paulo, São Paulo.
10. DUTRA, Verano Costa. Boas Práticas de Fabricação de Medicamentos. Rede
de Tecnologia e Inovação do Rio de Janeiro - REDETEC. Rio de Janeiro, 2011. 31
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11. EUDRALEX – The Rules Governing Medicinal Products in the European Union.
Good Manufacturing Pratice for Medicinal Products for Human and Veterinary
Use: Annex 1 – Manufacture of Sterile Medicinal Products. Bruxelles, 2008.
65
12. Federal Standard 209E: Airborne Particulate Cleanliness Classes In
Cleanrooms and Clean Zones. September 11, 1992.
13. FONSECA, M. I. T. Controle de Qualidade Microbiológica na Indústria
Farmacêutica. 2012. 99 p. Dissertação (Mestrado em Tecnologia Bioquímica em
Saúde) - Escola Superior de Tecnologia da Saúde do Porto, Instituto Politécnico do
Porto, Porto.
14. GAYARD, Yves L. M. Media – Fill para Áreas de Envase Asséptico – Parte I.
Revista da Sociedade Brasileira de Controle de Contaminação. N° 08, p. 18-26,
mai./jun., 2008.
15. GOUVEIA, B. G. Boas Práticas de Fabrico de Medicamentos Para Uso
Humano. 2013. 63 p. Dissertação (Mestrado Integrado de Ciências Farmacêuticas)
– Escola de Ciências e Tecnologias da Saúde, Universidade Lusófona de
Humanidades e Tecnologias, Lisboa.
16. ISO – International Organization for Standard. Aseptic Processing of Health
Care Products – Part 1: General Requirements. Geneva, 2008. (ISO 134081:2008).
17. ISO – International Organization for Standard. Cleanrooms and Associated
Controlled Environments – Biocontamination Control – Part 1: General
Principles and Methods. Geneva, 2003. (ISO 14698-1:2003).
18. ISO – International Organization for Standard. Sterilization of Medical Devices
– Microbiological Methods – Part 2: Tests of sterility performed in the
definition, validation and maintenance of a sterilization process. Geneva, 2009.
(ISO 11737-2:2009).
19. KRIPPNER, Elisa. Classificação de Áreas Limpas. Revista da Sociedade
Brasileira de Controle de Contaminação. N° 44, p. 32-33, jan./fev., 2010.
20. MOURATO, B. V. M. E. Controlo de Qualidade de Formas Farmacêuticas
Estéreis. 2013. 60 p. Dissertação (Mestrado Integrado de Ciências Farmacêuticas)
– Faculdade de Ciências e Tecnologias da Saúde, Universidade Lusófona de
Humanidades e Tecnologias, Lisboa.
21. NHS Estates an Executive Agency of the Department of Health. Health
Technical Memorandum 2010: Part 3 – Validation and verification. Norwich, UK,
2010.
22. PDA – Parenteral Drug Association, Inc. Process Simulation for Aseptically
Filled Products. Bethesda; 2011. (PDA - Techinical Report Nº 22, Revised 2011).
23. PIC/S – Pharmaceutical Inspection Convention. Pharmaceutical Inspection CoOperation Scheme. Recommendation on the Validation of Aseptic Processes.
Geneva, 2011. (PIC/S - PI 007-6).
24. PEREIRA, Christiane Costa. Identificação da Microbiota Presente em Áreas
Classificadas de Produção de uma Indústria Farmacêutica. 2009. 60 p.
Monografia (Especialização em Microbiologia) – Departamento de Microbiologia do
Instituto de Ciência Biológicas, Universidade Federal de Minas Gerais, Belo
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66
25. REI, A. P. F. O Papel da Microbiologia no Desenvolvimento Farmacêutico.
2012. 91 p. Dissertação (Mestrado em Biotecnologia) – Departamento de Química,
Universidade de Aveiro, Aveiro.
26. ROGERS, W. Sterilisation of Polymer Healthcare Products. Shrewsbury:
Rapra Technology Limited, 2005.
27. UNITED STATES OF AMERICA. FDA. Food and Drug Administration. Guidance
Media Fills for Validation of Aseptic Preparations for Positron Emission
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2012.
Disponível
em:
http://www.fda.gov/Drugs/GuidanceComplianceRegulatoryInformation/Guidances/def
ault.htm.
28. UNITED STATES OF AMERICA. FDA. Food and Drug Administration. Guidance
for Industry – Sterile Drug Products Produced by Aseptic Processing – Current
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2004.
Disponível
em:
<http://www.fda.gov/cber/guidelines.htm> acesso dia 26 de Abril de 2014.
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Rockville, MD, USA, 2014.
30. WHO – World Health Organization. WHO Good Manufacturing Practices for
Sterile Pharmaceutical Products. Geneva, 2011. (WHO Technical Report Series,
N°961).
67
APÊNDICE
APÊNDICE A – Esquema da disposição da área limpa
Legenda: 1 – Vestiário de Entrada Sujo, 2 – Armário para guardar roupa (Túnel de
Passagem), 3 – Vestiário de Entrada Limpo, 4 – Vestiário de Saída Limpo, 5 –
Vestiário de Saída Sujo, 6 – Saída do Ar, 7 – Fluxo Unidirecional (Área Grau A), 8 –
Autoclave, 9 – Pulmão, 10 – Esteira, 11 – Equipamento de Envase, 12 – Área Grau
B.
68
APÊNDICE B –Passo a passo para uma adequada entrada em Área Limpa de Grau
A e Grau B
Pegar dois pares de pro-pés (adquirido próximo à porta do vestiário de entrada sujo),
colocar um dos pares de pró-pé de maneira que cada pé calçado só toque o chão do
vestiário entrada sujo.
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.
Em seguida, entrar no vestiário de entrada sujo. Com auxílio de um borrifador
contendo Álcool 70% + 6% Biguanida Estéril (exemplo de sanitizante podendo
também ser usadas outras combinações) pulverizar esta solução em um pano de
baixo desprendimento de partícula e desinfetar os Equipamentos de Proteção
Individual (EPI’s), quando aplicável (máscara facial completa e protetor auricular de
inserção), colocá-los dentro do túnel de passagem e aguardar o tempo de ação do
sanitizante.
Fonte: O Pesquisador.
69
Retirar os sapatos e meias e calcçar o segundo par de pró-pés (adquirido próximo a
porta de vestiário de entrada sujo) para evitar o contato direto dos pés com o chão.
Coloqcar os sapatos e meias dentro de um saco plástico, disponível no túnel de
passagem e guardá-los no túnel de passagem que tem acesso ao vestiário de saída
sujo.
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.
Retirar todo o uniforme (sem agitá-lo), exceto a touca e pro-pés, ficando com o
uniforme segunda pele, colocar o uniforme dentro de um saco plástico e colocar
dentro do túnel de passagem que tem acesso ao vestiário de saída sujo.
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.
Colocar o protetor auricular de inserção, quando aplicável. Calçar dois pares de
luvas (Calçar o primeiro par de luvas em seguida outro por cima da anterior).
70
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.
Com auxílio de um borrifador contendo Álcool 70% + 6% Biguanida Estéril pulverizar
esta solução em um pano de baixo desprendimento de partículas e desinfetar os
pacotes de uniforme, óculos de segurança estéreis, kit estéril (máscara descartável,
touca e pró-pés estéreis) e luvas. Verificar o indicador físico de esterilização (a fita
com tarjas enegrecidas indica que o produto/material passou por processo de
esterilização a vapor e a fita marrom indica autoclavação por calor úmido em
“sterilebag”). Se não tiver fita ou se a fita não indicar as características de estéril,
pegar outra vestimenta. Além disso, desinfetar novamente a máscara facial
completa, quando aplicável.
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador. Fonte: O Pesquisador.
Pegar os pacotes contendo o uniforme estéril, kit estéril (máscara descartável, touca
e pró-pés estéreis), luvas e EPI’s que foram previamente desinfetados.
71
Fonte: O Pesquisador.
Para adentrar ao vestiário de entrada limpo, pressionar o botão do sistema de
intertravamento localizado na lateral da porta. Observar que a luz indicadora do
sistema de intertravamento mudará de cor. Em seguida abrir a porta. Adentrar para
o interior do vestiário de entrada limpo com os pacotes contendo o uniforme estéril,
kit estéril (máscara descartável, touca e pró-pés estéreis), luvas e EPI’s. Em seguida
fechar a porta. Com auxílio de um borrifador contendo Álcool 70% + 6% Biguanida
Estéril pulverizar esta solução em um pano de baixo desprendimento de partícula e
desinfetar toda a superfície do banco de passagem e aguardar o tempo de ação do
desinfetante com o objetivo de garantir a efetividade do agente desinfetante.
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.
Colocar sobre o banco de passagem os pacotes contendo o uniforme estéril, kit
estéril (máscara descartável, touca e pró-pés estéreis), luvas e EPI’s e com auxílio
de um borrifador contendo Álcool 70% + 6% Biguanida Estéril desinfetar todos os
pacotes e aguardar o tempo de efeito do desinfetante.
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Fonte: O Pesquisador.
Abrir o pacote contendo o kit estéril (máscara descartável, touca e pró-pés estéreis)
desinfetar as luvas com Álcool 70% + 6% De Biguanida Estéril, colocar a máscara
descartável estéril, a touca estéril por cima da touca que está em uso, e calçar os
pró-pés estéreis de maneira que cada pé calçado só toque o lado limpo (após o
banco). Descartar os pacotes vazios na lixeira, tomando o cuidado de pegá-los pelo
lado interno e evitar o contato das mãos com a lixeira. Se for usar a máscara facial
completa não é necessário colocar a máscara descartável.
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.
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Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.
Abrir o pacote contendo o uniforme estéril com os devidos cuidados para não tocá-lo
externamente. Desinfetar as luvas com auxílio de um borrifador contendo Álcool
70% + 6% Biguanida Estéril.
Fonte: O Pesquisador.
Vestir o uniforme esterilizado sem tocá-lo pelo lado externo e sem sentar ou subir no
banco de passagem, obedecendo a seguinte ordem. Vestir o capuz estéril e em
seguida colocar os óculos e/ou máscara facial completa (quando aplicável) e
desinfetar as luvas.
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.
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Vestir o macacão de maneira a não deixar que nenhuma parte encoste no chão,
colocando a borda inferior do capuz para dentro do macacão, fechar o zíper e os
botões da gola.
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.
Calçar as botas, (uma de cada vez, sem sentar no banco de passagem), colocar as
botas sobre as pernas do macacão, ou seja, as barras das pernas do macacão
devem ser colocadas para dentro da bota, prendendo-as adequadamente.
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.
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Após o término da paramentação, descartar o primeiro par de luvas na lixeira e
calçar um novo par de luvas estéreis sobre o outro anteriormente já colocado,
tomando o cuidado de pegar na parte interna da luva. Colocar o cano da luva sobre
a manga do macacão.
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.
Visualizar toda a sua paramentação através do espelho disponível, caso visualizar
que haja pele exposta adequar-se cautelosamente e desinfetar as luvas novamente.
Com auxílio de um pano de baixo desprendimento de partículas e Álcool 70% +
Biguanida 6% Estéril desinfetar as luvas e abrir a porta de acesso à área limpa,
(utilizar o pano de baixo desprendimento de partículas embebido na solução
desinfetante para pressionar o botão de liberação da porta, e em seguida abrir a
porta com o pano, para evitar o contato direto entre as luvas e a maçaneta).
Fonte: O Pesquisador.
Fonte: O Pesquisador.